DERMATOFITOSIS EN PERROS Y GATOS

José Recto Cevallos MVZ

Universidad Central del Ecuador

Posgrado de Dermatología en Línea Universidad Católica de Salta Argentina

Quito-Ecuador 2020 Correo: josealbestvet@hotmail.com

Resumen

El estudio de las enfermedades dermatológicas en perros y gatos es cada vez más relevante debido a que bajo estadísticas en clínicas se conoce que alrededor del 33 % de las visitas a una consulta están relacionadas con esta especialidad. La dermatofitosis relacionada con el riesgo de zoonosis, obliga a entender y conocer más sobre el tema, para poder minimizar la probabilidad de contagio, tanto para el personal de la veterinaria como para los propietarios de mascotas que padecen este tipo de enfermedad. El presente trabajo de investigación tiene como objetivo cubrir con los requerimientos de información que los médicos veterinarios necesitan y que, al tratar un caso dermatológico, se ven en la obligación de transmitir su conocimiento para dar una resolución rápida, eficiente y práctica del caso.

Palabras clave: Zoonosis, dermatofitosis, tiña, artrosporas, conidias, hifas, zoofílicas, antropofílicas

Summary

The study of dermatological diseases in dogs and cats is increasingly relevant because under statistics in clinics it is known that about 33 % of visits to a consultation are related to this specialty. Dermatophytosis related to the risk of zoonosis, requires us to understand and know more about the subject, in order to minimize the probability of infection, both for veterinary staff and for pet owners who suffer from this type of disease. The purpose of this research work is to cover the information requirements that veterinary doctors need and that, when dealing with a dermatological case, are obliged to transmit their knowledge to give a quick, efficient and practical resolution of the case.

Keywords:

Zoonosis, dermatophytosis, ringworm, arthrospores, conidia, hyphae, zoophilic, anthropophilic

Al hablar de dermatofitos es importante dar a conocer que la probabilidad de tener este tipo de enfermedad es relativamente baja y que en nuestro medio estamos acostumbrados a escuchar por parte de los clientes que van a consulta decir que cualquier lesión dermatológica es “SARNA u HONGOS” y casi siempre me pregunto si ya vienen con el diagnóstico a la veterinaria pues tengo el camino fácil y solamente toca escuchar que tratamiento han dado con ayuda del Doctor google, opinar y listo!!! Paciente tratado.

Un estudio en EEUU que detalla las causas de enfermedades de piel en 1407 casos de gatos, reveló que la dermatofitosis era de 45 (2.4 %) del total. En un estudio canadiense se diagnosticó dermatofitosis en solo tres de 419 perros (0.71%) y en cuatro de 111 gatos (3,6%) presentados por enfermedad de la piel. En un estudio del Reino Unido, se diagnosticó dermatofitosis en tres de 559 perros (0,53%) y en dos de 154 gatos (1,3%). (Coyner, Moriello, Paterson, & Mignon, 2017)

Este tipo de situaciones que vivimos a diario en nuestras veterinarias nos hace pensar que estamos en la obligación de dar un giro al pensamiento de nuestros clientes y educarlos para que cada vez que acudan a nuestro centro ellos nos mencionen que vienen por la lesión de piel de tal manera que nosotros demos las pautas y el camino a seguir para poder llegar a un diagnóstico definitivo. Con el último preámbulo donde trato de desmitificar a lo que nos tenían acostumbrados hace unos 9 o 10 años en la universidad, donde nos decían que las lesiones por hongos tenían que ser o eran lesiones alopécicas redondas o en “monedas”, cosa que ya entrando en el campo de la dermatología nos damos cuenta que hay otro tipo de enfermedades que pueden tener esta característica.

En Colombia se determinó la frecuencia de dermatofitos evaluando 251 perros, encontrando 33 positivos a dermatofitos (13.14 %). (Álvarez y Caicedo 2001). La prevalencia de dermatofitos en perros clínicamente sanos fue estudiada en la UNAM, se muestrearon 200 perros que asistieron a cinco clínicas veterinarias. Encontrando dermatofitos en 3.5% (siete) de los casos. (Granjeno 2000).

Fig. 1 Lesiones alopécicas por Microsporum canis. MVZ José Recto. Fig. 2Foliculitis secundaria a Demodex canis. Mvz. José Recto

Entrando en el tema, la dermatofitosis es una infección superficial del tejido queratinizado donde está involucrado las uñas, el pelo y el estrato corneo de la piel. Se conoce tres géneros: Microsporum, Trichophyton y Epidermophyton. Existen más de 30 especies de hongos dermatofitos. Se debe considerar que los dermatofitos en animales de compañía tienen especies zoofílicas y geofílicas. Los hongos zoofílicos, que afectan a animales de compañía y que están adaptados a vivir en animales como hospedadores son: el Microsporum canis (perros y gatos) y Trichophyton interdigitalis anteriormente llamado “mentagrophytes” (roedores, conejos y erizos). Las especies de dermatofitos geofílicos están asociadas principalmente a la descomposición de queratina del pelo, plumas y cuernos, están presentes en el suelo después que los desechos queratinizados han sido esparcidos por los hospedadores vivos. La mayoría de ellos no son patógenos, pero algunos de estos organismos pueden esporádicamente infectar animales y humanos después del contacto con suelo contaminado. Especies del complejo M. gypseum, son los más involucrados.

Se reportó un caso de Dermatofitosis causado por la especie Chrysosporium, en dos gatos que fueron llevados al departamento de medicina interna de la facultad de medicina veterinaria en Estambul. (Dokuzeylul, Sigirci, Gulluoglu, & Metiner, 2013)

Especie de dermatofito Fuente principal Otros

Microsporum canis Gato, perro, caballo Todos los mamíferos

Microsporum gallinae Microsporum gypseum Aves de corral Tierra Perro, gato Todos los mamíferos

Microsporumn nanum Tierra Cerdo

Microsporum persicolor Trichophyton equinum Roedores micrótidos Caballo Perro, gato Gato, perro (raro)

Trichophyton erinacei Erizo Perro

Trichophyton mentagrophytes Trichophyton simii Roedores Primates Todos los mamíferos Aves, perro y gato

Trichophyton verrucosum

Bovinos y otros rumiantes Todos los mamíferos Otras especies geofílicas se aíslan frecuentemente de la capa de pelo de los ma míferos, pero, por lo general, no tienen un significado patógeno en los animales: M. cookei, M. praecox (frecuente en el ambiente equino y algunas veces patógeno para el hombre), T. ajelloi, T. terrestre. Se han notificado algunos casos raros de tiña animal debida a dermatofitos antropofílicos (E. floccosum, T. rubrum y T. tonsurans en perros; T. violaceum en cerdos). Fuente: (Antonella, Márcia, & Isabel, 2014)

TRANSMISIÓN: La infección ocurre por contacto con artroesporas (esporas asexuadas que se forman en las hifas de la fase parasitaria) o conidias (esporas sexuadas o asexuadas que se forman en la etapa ambiental en “estado libre”). La infección usualmente comienza en un pelo incipiente o en el estrato córneo de la piel. En general, los dermatofitos no invaden el resto del pelo, puesto que los nutrientes esenciales que necesitan para el crecimiento están ausentes o son limitados. Las hifas se propagan por el pelo y la piel queratinizada para culminar en el desarrollo de artroesporas infecciosas. La transmisión entre huéspedes, en general, ocurre por contacto directo con un huésped sintomático o asintomático, o por contacto directo o aéreo con sus pelos o escamas de la piel. Las esporas infecciosas del pelo o las escamas dérmicas pueden permanecer viables durante varios meses a años en el medio ambiente. Los fómites, como cepillos y máquinas de cortar el pelo, collares isabelinos, pueden jugar un papel importante en la transmisión.

En una investigación realizada en Brasil para determinar en mascotas la presencia de dermatofitos en su entorno familiar, se observó lo siguiente: Se encontraron dermatofitos en el 69.2% de los hogares encuestados, el 29.5% de los lugares / objetos utilizados predominantemente por los tutores (sofá, sillas), el 42.4% utilizado principalmente por los animales (juguetes, cobijas), el 31.8% de los pisos y el 50% de los contactados. (Neves, Paulino, Vieira, Nishida, & Coutinho, 2018).

Las infecciones por Microsporum canis son típicamente debido al contacto con un animal infectado, principalmente gatos. La transmisión desde ambientes contaminados no es una vía eficiente de transmisión. (Coyner, Moriello, Paterson, & Mignon, 2017)

En una investigación realizada en la ciudad de

Cuenca donde se determinó la prevalencia en 252 niños, la incidencia de dermatofitos fue del 65,1%, asociado fundamentalmente al uso de calzado sintético, la vivienda con piso de tierra y la tenencia de animales domésticos. Los resultados en su conjunto indican un elevado grado de infección asociada estrechamente al nivel socioeconómico de los niños y la interacción entre ellos. (Campozano & Heras, 2014)

La mayoría de las infecciones por Trichophyton se sospecha que se deben al contacto con roedores infectados o sus nidos. Los dermatofitos geofílicos, como M. nanum y M. gypseum se adquieren directamente de la tierra y no a través de otro huésped. (health, 2005). PATOGÉNESIS Y RESPUESTA INMUNE: La forma infecciosa de los dermatofitos es la artrospora que se forma por fragmentación de hifas fúngicas en esporas infecciosas muy pequeñas. La adherencia de artroconidios a corneocitos, se cree que ocurre dentro de 2 a 6 h de exposición. En el 2007 Tabart et al. realizaron un modelo de adherencia altamente eficiente de Microsporumcanis, para ello utilizaron una reconstrucción de epidermis inter folicular felina. La adherencia bajo estas condiciones también fue tiempo-dependiente iniciando a las dos horas y con un incremento a las seis horas post inoculación. Recientemente se ha demostrado que, durante la adherencia de la arthroconidia de T. mentagrophytes a la superficie del estrato córneo, se produce la formación de estructuras fibrilares alargadas que parecen anclarse y conectar el artroconidio a la superficie del tejido. Esto también puede prevenir su eliminación del tejido huésped. Sin embargo, durante la infección de las capas más profundas de la epidermis, las estructuras fibrilares se vuelven más finas y más cortas, cubriendo toda la superficie del artroconidio, que luego muestra una morfología plana. Esto aumentaría la superficie de contacto con el tejido haciendo posible una mayor adhesión y adquisición de nutrientes. Después de la adhesión, los conidios se endocitaron, lo que sugiere que los dermatofitos tienen la capacidad de invadir las células, ya que las células CHO no son fagocitos profesionales. Se observó un

patrón similar en la interacción con fagocitos profesionales (macrófagos) que median las respuestas inmunitarias, incluso cuando se trataron previamente con citocalasina D para prevenir la fagocitosis. Después de la adhesión, los dermatofitos deben obtener nutrientes para desarrollarse y sobrevivir, utilizando las macromoléculas presentes en el tejido huésped como fuente de carbono, nitrógeno, fósforo y azufre. No obstante, la selectividad de la membrana citoplasmática impide que las proteínas, el almidón, la celulosa y los lípidos se transportan al interior de la célula. Para que estas moléculas sean utilizadas, es necesario degradarlos en compuestos más pequeños que puedan penetrar las membranas. Las enzimas hidrolíticas secretadas con diferentes especificidades de sustrato rompen estas moléculas. Por esta razón, la secreción de una gran variedad de enzimas por dermatofitos como proteasas, lipasas, elastasas, colagenasas, fosfatasas y esterasas, son algunos de los factores más importantes durante el proceso infeccioso. Esta maquinaria enzimática es uno de los factores de virulencia mejor caracterizados de los dermatofitos, permitiendo la hidrólisis de los componentes estructurales del tejido epidérmico y el carácter invasivo de estos patógenos. Entre la gran variedad de enzimas secretadas por los dermatofitos, las enzimas proteolíticas son las más estudiadas, y la importancia de las proteasas queratinolíticas para la patogenicidad está bien establecida. Fue demostrado que las muestras de M. canis aisladas de gatos y perros mostraron una mayor actividad queratinolítica en comparación con muestras de animales asintomáticos e infección crónica inducida en cobayas, lo que sugiere una relación directa entre la actividad queratinolítica y la patogenicidad de este dermatofito. La queratina es una molécula de proteína fibrosa de alto peso molecular, rica en cisteína, cuyos puentes disulfuro y enlaces de acetamida garantizan su estabilidad. Esta proteína es producida por humanos y otros animales y es el componente principal de la piel, las uñas y las conchas, y tiene la función de proteger y cubrir. Las queratinasas secretadas por los dermatofitos catalizan la degradación de la queratina presente en el tejido del huésped en oligopéptidos o aminoácidos que luego pueden ser asimilados por el hongo. Sin embargo, estas enzimas no pueden actuar antes de la reducción de puentes disulfuro dentro de la red compacta de queratina que constituye los tejidos queratinizados. Recientemente se ha sugerido que en T. rubrum esta reducción depende de una bomba de eflujo de sulfito, codificada por el gen TruSsu1, que pertenece a la familia del transportador de resistencia / dicarboxilato de telurito (TDT). La secreción de sulfito por este transportador permite la escisión de la cistina presente en la queratina en cisteína y S-sulfocisteína, haciéndola accesible a la acción de endo y exoproteasas y trabajando, al mismo tiempo, como una ruta para la desintoxicación. Se piensa que las enzimas proteolíticas degradan los componentes proteicos de la piel, ayudando en el proceso de penetración en el estrato córneo. Por lo tanto, los dermatofitos deben producir y secretar proteasas en respuesta a la presencia de los componentes de la matriz extracelular epidérmica durante la invasión tisular. La inducción de estas proteasas puede contribuir al potencial de estos hongos para degradar los componentes de capas más profundas de la piel, como la elastina dérmica, individuos inmunocomprometidos. Algunos autores sugieren que las proteasas secretadas por los dermatofitos facilitan e incluso son necesarias para una adhesión eficiente de estos patógenos al tejido del huésped. El patrón de proteasas secretadas por dermatofitos posiblemente determina la supervivencia del hongo en el tejido del hospedador y la evolución de la infección, no solo proporcionando nutrientes a pesar de la barrera de la queratina, sino que también desencadena y modula la respuesta inmunitaria. Se sabe que cuanto más graves son las lesiones (infección aguda), más rápida es la resolución de la infección; por lo tanto, las queratinasas y el daño tisular que provocan pueden desencadenar la respuesta inflamatoria y, en consecuencia, activar la respuesta inmune. Se ha informado que la actividad proteolítica se suprime en T. rubrum, entre otros factores, por la disponibilidad de aminoácidos libres, y que las proteasas con actividad óptima en pH ácido son factores importantes de virulencia de los dermatofitos. En 2004

se propuso un modelo de regulación de enzimas proteolíticas por pH neutro durante el proceso infeccioso de las dermatofitosis. En las primeras etapas de la infección y en respuesta al pH ácido de la piel humana, el patógeno elimina la síntesis de queratinasas y proteasas no específicas que tienen una actividad óptima en el pH ácido. Actúan en sustratos, queratínicos o no, produciendo péptidos que se hidrolizan a aminoácidos, que son utilizados por el hongo como fuente de carbono, nitrógeno y azufre. La metabolización de algunos aminoácidos promueve la alcalinización del microambiente del huésped, lo que lo hace adecuado para la acción de las queratinasas con una actividad óptima en pH alcalino, lo que permite el mantenimiento de la infección. Se demostró que T. rubrum responde rápidamente a los cambios en el pH neutro mediante la modulación de su perfil de expresión génica. Esta maquinaria metabólica permite a los dermatofitos utilizar proteínas como fuente de nutrientes en un amplio espectro de pH. Esto hace posible la completa instalación, desarrollo y permanencia del dermatofito en el tejido del huésped. También se demostró que T. rubrum codifica una proteína homóloga al regulador transcripcional pacC (Aspergillus nidulans) / Rim101p (Candida albicans), que forma parte de la vía de señalización del pH neutro, cuya transcripción es autoinducida. El linaje pacC de T.rubrum, que tiene este gen inactivo, se redujo su capacidad infecciosa cuando se cultivó en fragmentos de uña humana, lo que se correlaciona con una fuerte reducción de la actividad queratinolítica. Estos trabajos sugieren que el desarrollo de la queratina y la consiguiente degradación de esta proteína están regulados de alguna manera por el gen pacC, que interfiere con la secreción de proteasas con una actividad óptima en pH alcalino. Además, las vías de señalización y monitorización del pH podrían considerarse factores de virulencia de los dermatofitos, permitiendo el desarrollo y mantenimiento de la infección. Otros componentes importantes que se encuentran en el tejido del huésped son los lípidos, que también son el objetivo de las enzimas extracelulares de hongos en la patogénesis de las dermatofitosis. Los estudios han demostrado que los dermatofitos Epidermophyton floccosum, M. canis, T. Mentagrophytes y T. rubrum muestran actividad lipolítica cuando se cultivan en diferentes fuentes de agar lipídico, lo que confirma la secreción de lipasas y fosfolipasas por estos dermatofitos. Una vez en el tejido del huésped, los dermatofitos o sus metabolitos inducen una respuesta inmune innata por los queratinocitos, activando así los mecanismos de respuesta inmune o mediadores. Sin embargo, la respuesta inmune en las dermatofitosis es poco conocida, involucrando mecanismos inespecíficos, así como el desarrollo de una respuesta humoral y celular. Los estudios informan que los individuos infectados con Trichophyton pueden mostrar una reacción de hipersensibilidad inmediata o tardía en pruebas de sensibilidad, lo que demuestra la existencia de una dicotomía de respuesta inmune en el caso de las dermatofitosis. Actualmente se acepta que la respuesta inmune mediada por células es responsable del control de la infección, ya que algunos pacientes desarrollan una infección recurrente y crónica cuando se suprime esta respuesta celular. Los queratinocitos son las células más numerosas en la epidermis, que forman una barrera física contra los microorganismos y median la respuesta inmunitaria. Estas células secretan varios factores solubles capaces de regular la respuesta inmunitaria, como los factores de crecimiento (bFGF - Factor de crecimiento de fibroblastos básico, TGF-a - Factor de crecimiento transformante; TGF-β; TNF-α - Factor de necrosis tumoral), interleucinas (IL-1, IL-3, IL-6, IL-7, IL-8) y factores estimulantes de colonias - CSF. Queratinocitos estimulados in vitro durante 24 horas con tricofitina, un antígeno de Trichophyton, secretan altos niveles de IL-8, un factor quimiotáctico para los neutrófilos, que posiblemente facilite la acumulación de estas células en el estrato córneo. Por lo tanto, los queratinocitos pueden producir factores quimiotácticos como la IL-8 y el leucotrieno B4 en respuesta a estímulos apropiados y conducir a una respuesta inflamatoria en las lesiones dermatofíticas. La adición de una solución de filtrado de T. mentagrophytes o cultivo de T. rubrum al cultivo de queratinocitos también aumenta la secreción de bFGF e IL-1a por las células epidérmicas. 32 Además, los niveles de IL-1a inducidos por T. men

tagrophytes fueron más altos que los inducidos por T. rubrum. Esto corrobora las observaciones clínicas de los casos de dermatofitosis, en los que las infecciones agudas, como las provocadas por T. mentagrophytes, se caracterizan por la acumulación de neutrófilos en la epidermis, mientras que las infecciones causadas por T. rubrum son crónicas y se caracterizan por un infiltrado mononuclear. Estudios recientes han demostrado que los queratinocitos tienen un perfil de expresión de citoquinas diferente cuando son estimulados por distintas especies de dermatofitos. Se demostró que Arthroderma benhamiae, un dermatofito zoofílico y teleomorfo de T. mentagrophytes, induce la expresión de diversas citoquinas por queratinocitos, que pueden participar en el desarrollo de una respuesta inflamatoria, típica de estas infecciones. Sin embargo, los autores afirman que estas células, cuando entraron en contacto con T. tonsurans, un dermatofito antropofílico, mostraron una expresión limitada de citoquinas, lo que probablemente explica la baja respuesta inflamatoria provocada en las lesiones causadas por esta especie. Otros autores también describieron una diferencia en el perfil de la expresión de citoquinas por queratinocitos infectados in vitro por T. mentagrophytes, T. rubrum y T. tonsurans, lo que también explicaría la diferencia en la intensidad de las respuestas inflamatorias inducidas durante la infección por estas especies. Por lo tanto, estos estudios refuerzan la hipótesis de que los queratinocitos participan en el desarrollo de la respuesta inmune del huésped contra los patógenos que afectan la piel, reconociendo distintos factores de virulencia y regulando dichas respuestas de acuerdo con el estímulo que reciben. Sin embargo, los dermatofitos producen sustancias que reducen la respuesta inflamatoria y la proliferación celular en respuesta a las defensas del huésped. El manano, un componente glicoproteico de la pared celular del hongo, parece estar involucrado en la supresión de la respuesta inflamatoria. La incubación de manano de T. rubrum, previamente purificada, con células mononucleares, conduce a la supresión de la formación de linfoblastos y la inhibición de la respuesta inflamatoria a los mitógenos y una variedad de estímulos diferentes. Este componente también inhibe la proliferación de queratinocitos, permitiendo el establecimiento de una infección crónica persistente. Además, los mananos de diferentes especies de dermatofitos tienen un efecto distinto en la inhibición de la respuesta inmune mediada por células. En T. rubrum, el manano se produce en mayores cantidades y la inhibición de la linfoproliferación es más intensa, en comparación con el manano producido por M. canis. Esto sugiere que la mayor producción y potencia para inhibir la proliferación celular del manano de T. rubrum sería otro factor que contribuye al desarrollo de una inflamación crónica y menos exacerbada en las infecciones causadas por esta especie, y también explicaría la reacción inflamatoria severa causada por M. canis. Los estudios sobre la interacción huésped-dermatofito muestran que varios factores contribuyen a la intensidad y la gravedad de las infecciones, y que la inducción de la respuesta inmune por parte de los queratinocitos también influye en la respuesta inmune que controla específicamente la infección. Sin embargo, los mecanismos moleculares implicados en la adaptación del dermatofito al huésped y la naturaleza de las respuestas inmunitarias que controlan las infecciones por dermatofitos no se comprenden con claridad. Los modelos de infección utilizados en estudios moleculares sobre interacciones huésped-dermatofito son limitados, y la evaluación de la infección in vivo está restringida a especies zoofílicas, ya que se sabe que ocurre una curación espontánea o incluso la ausencia de colonización por especies antropofílicas. Una alternativa ha sido el uso de medios de cultivo que contienen moléculas del microambiente del huésped, como la queratina y otras proteínas, que delinean el perfil de la expresión de genes y proteínas de T. rubrum en el uso de estas moléculas como fuente de nutrientes. Estos estudios de investigación han contribuido a una mayor comprensión de las estrategias moleculares de los dermatofitos, ya que utilizan las moléculas del huésped para sobrevivir. Estos estudios también revelan genes interesantes que deben evaluarse como nuevos objetivos para el desarrollo de fármacos antifúngicos. (Texeira, Rossi, Albuquerque, & Martinez, 2010).

SIGNOS CLÍNICOS: La presentación general de la dermatofitosis en animales es una alopecia regular y circular, con margen eritematoso y descamación delgada. El prurito generalmente está ausente, aunque se describe en una proporción notable de animales en algunas encuestas. Las lesiones pueden ser únicas o múltiples y se localizan en cualquier parte del animal, aunque la parte anterior del cuerpo y la cabeza parecen estar más involucradas. Por lo general, hay una propagación centrífuga de las lesiones. Las lesiones múltiples pueden fusionarse, mientras que generalmente se observa una curación espontánea en el centro con recrecimiento de los pelos. Fig.3: Alopecia en la base de la oreja en un gato. MVZ. José Recto. Fig. 4 Lesiones alopécicas, circulares y eritematosas en área cervical dorsal. MVZ José Recto Kerion (dermatofitosis nodular) es una reacción edematosa nodular y redonda a la infección por dermatofitos, con un parche de alopecia en escamas eritematosas, caracterizada por una dermatitis granulomatosa a una inflamación pirogranulomatosa profunda. En animales es causada principalmente por las especies de dermatofitos M. gypseum, M. canis y T. mentagrophytes. Ferreira et al. Describió un kerion de M. gypseum que causó una lesión circular en la fosa nasal en un Dachshund, el primer informe de caso en Brasil. (Antonella, Márcia, & Isabel, 2014).

Fig.5: Kerion dermatofito en el perro. Wisal, G.(2018) An Over View of Canine Dermatophytosis.

Se han reportado lesiones similares al micetoma, principalmente en Gatos persas, en los que se desarrolla el dermatofito en la dermis y en el subcutis. En el examen, son visibles nódulos cutáneos simples o múltiples, firmes y no dolorosos a la palpación, que suelen estar situados en la parte posterior, cuello y cola. La piel del nódulo se oscurece con un color azul o violáceo, sin alopecia ni eritema. La fistulización del nódulo es posible. (Antonella,

Márcia, & Isabel, 2014). Fig. 6 Pseudomicetoma felino (ulcerado) causado por Microsporum canis. Rev vet 2016.

Los nódulos se observan más comúnmente en la zona dorsal del tronco y en la base de la cola. A veces los gatos afectados pueden exhibir simultáneamente lesiones dermatofíticas superficiales en otras partes del cuerpo. Se especula que la aparición del pseudomicetoma estaría asociada a una alteración del sistema inmune, que se produciría cuando una porción de epidermis -incluyendo pelos- se desprende tras la generación de una respuesta a cuerpo extraño generada en la dermis profunda. El pelo será reabsorbido pero los elementos micóticos permanecen por largos periodos. El hongo no prolifera en la dermis pero es secuestrado en forma pasiva y persiste durante un periodo prolongado de tiempo (granuloma de Majocchi). (Tonelli, Duchene, Loiza, Scarpa, & Reynes, 2016)

PRUEBAS PARA EL DIAGNÓSTICO DE LA DERMATOFITOSIS

LÁMPARA DE WOOD: La lámpara de Wood es una herramienta que se la puede tener en el consultorio y que nos permite tener una aproximación diagnóstica muy importante. Es una lámpara ultravioleta que fue inventada en 1903 por Robert W. Wood como un filtro de luz utilizado en las comunicaciones durante la Primera Guerra Mundial.

Fig. 7 Florescencia de pelos con lámpara de Wood. MVZ José Recto El vidrio de la lámpara de Wood es de color azul violeta intenso y es opaco a todos los rayos de luz visibles, excepto las longitudes de onda rojas más largas y violetas más cortas. Es transparente en la banda violeta / ultravioleta entre 320 y 400 nm, con un pico a 365 nm y una amplia gama de infrarrojos y las longitudes de onda rojas más largas y menos visibles. La fluorescencia se produce cuando se absorbe luz de longitudes de onda más cortas emitidas inicialmente por la lámpara y se emite radiación de longitudes de onda más largas. Por lo tanto, excluye la mayoría de los rayos más cortos de quemado y bronceado (<320 nm) y los rayos visibles de más de 400 nm).

Otra afirmación anecdótica es que el baño o la terapia tópica "cambiarán o destruirán la fluorescencia". Opiniones de los estudios experimentales o de campo que utilizaron los exámenes con lámpara de

Wood para monitorear la respuesta al tratamiento no informaron pérdida de fluorescencia debido al tratamiento con champú tópico o con el uso de enjuagues de azufre o enilconazol. (Coyner, Moriello, Paterson, & Mignon, 2017)

La lámpara de Wood consiste en una fuente de luz ultravioleta de onda larga, la cual es filtrada por vidrio de silicato de bario, que contiene un 9% de óxido de níquel. Esta luz es aplicada directamente sobre la piel y pelo que permite la identificación de lesiones dermatológicas que fluorescen (Palomino 2002).

La fluorescencia verde característica observada en

los tallos de pelos infectados por M. canis se debe

a un metabolito químico soluble en agua (pteridina) ubicado dentro de la corteza o médula del pelo. La fluorescencia se debe a una interacción química que se produce como resultado de la infección y no está asociada con esporas o material infeccioso.

El principal dermatofito de importancia veterinaria que produce fluorescencia es M. canis. Los informes clínicos de M. gypseum o M. persicolor en perros y gatos notan una falta de fluorescencia en los pelos infectados. Sin embargo, esta técnica permite detectar solamente al 50% de los casos de infecciones por Microsporumcanis. Las costras, escamas, medicamentos, fibras de algodón dan resultados falsos positivos. Por lo tanto, la lámpara de Wood no constituye una técnica concluyente para el diagnóstico de dermatofitosis. (Balazs, 2006). La lámpara es usada en su mayoría para elegir de donde se tomarán muestras para cultivo micológico, e ir realizando el tratamiento mientras llegan resultados del mismo. (Carlotti & Pin, 2004). DERMATOSCOPIA: La dermatoscopia es una herramienta de diagnóstico no invasiva que se puede utilizar en la clínica y que permite un aumento iluminado de la piel. Es ampliamente utilizado en medicina humana en el diagnóstico clínico de una serie de enfermedades de la piel, pero en particular anormalidades foliculares y del cabello. Se ha publicado la descripción de la dermatoscopia de la piel de gato normal y los autores concluyeron que es útil para el examen del folículo piloso. En un estudio de seguimiento, los mismos autores describieron hallazgos dermatoscópicos en 12 gatos con dermatofitosis y 12 gatos con causas no infecciosas de pérdida de cabello. Los gatos con dermatofitosis eran pelos opacos, ligeramente curvados o rotos con un grosor homogéneo (“pelos en comas”) en nueve

de 12 gatos. Fig. 8 Pelo en forma de coma señalado por la flecha roja . Dermatol Rev Mex 2012.

Pelos en “coma” Fuente: (Crocker, Quiñones, Mayorga, & García, 2012) Las áreas afectadas también tenían cantidades variables de costras marrones a amarillas (12 de 12 gatos). Ocho de los 12 gatos tuvieron exámenes positivos de la lámpara de Wood. El examen microscópico de los pelos de la coma identificados mediante dermatoscopia mostró hifas y esporas en los ejes en tres de los cuatro gatos con un examen de lámpara de Wood negativo. Los hallazgos de la dermatoscopia en gatos con dermatofitosis fueron claramente diferentes a los de gatos con otras causas de alopecia. Estos estudios preliminares parecen mostrar que los pelos en coma y los cabellos con aspecto de sacacorchos o en espiral típicos de la invasión de hongos en las personas, probablemente sean hallazgos similares en los gatos. (Coyner, Moriello, Paterson, & Mignon, 2017). EXAMEN DIRECTO DE PELOS Y ESCAMAS: Es una técnica que nos da una aproximación diagnóstica y en la mayoría de los casos un diagnóstico eficiente y rápido en la clínica o el consultorio. Es una prueba que no requiere muchos recursos y que solo depende de la experticia del médico tratante y el buen manejo del microscopio a la hora de buscar en la placa los pelos esporulados.

Fig. 9 Pelo esporulado teñido. MVZ. Renato Ordoñez

Los pelos y las escamas se pueden montar en aceite mineral, clorfenolaco compuesto o hidróxido de potasio (KOH) en concentraciones variables. También se puede usar hidróxido de potasio o aceite mineral con o sin la adición de colorantes (lactofenol algodón azul, tinta china) para ayudar en la visualización de elementos fúngicos. Sparkes et al., describió el uso de calcofluor white (un abrillantador textil) como una alternativa al KOH porque se une específicamente a la pared celular fúngica y presenta una fluorescencia intensa cuando se observa con un microscopio de fluorescencia, y encontró que es significativamente superior a la microscopía de rutina (76% versus 39 %), aunque un estudio en humanos no encontró diferencias en el valor predictivo positivo en comparación con KOH. (Coyner, Moriello, Paterson, & Mignon, 2017). En cuanto a la uso del hidróxido de potasio o la observación directa les puedo contar mi experiencia ya que cuando empezaba con este tipo de técnica lo hacía con el químico, pero como describen muchos autores había que esperar de 10-20 min para considerarlo como “agente aclarante” de esporas y debido al tiempo que toma y la experiencia que nos da con las horas a la observación de muestras prefiero hacerlo de manera directa. Importante dar a considerar que para la toma de pelos que se van a observar es de mucha ayuda el uso de la lámpara de Wood para tener una selección de pelos infectados que nos aumentara la probabilidad de encontrar lo que buscamos. Fig. 10 Pelo esporulado sin teñir. MVZ Renato Ordoñez. CULTIVO: Este tipo de herramienta diagnóstica termina siendo el método “Gold estándar” a nivel de nuestro medio. Es importante considerar que hay muchos centros veterinarios donde por el fácil acceso que tenemos para comprar el medio de cultivo ya preparado y listo para usar están haciendo sus propios exámenes y diagnosticando en el centro mismo. Con todo en el caso de que no se lo haga, las muestras son enviadas a laboratorios de referencia y dependiendo del tipo de dermatofito su resultado termina siendo entregado en un lapso de 10-14 días.

Existen dos técnicas bien estudiadas para la extracción de la muestra:

1. La técnica de recolección por cepillado donde se utiliza un cepillo estéril (cepillo de dientes) o de “Mackenzie”. 2. La segunda técnica consiste en el “arrancado de pelos”, los que se los toma de manera preferencial de las periferias de la lesión o con la guía de la lámpara de Wood. Adicional en el momento de la extracción por este tipo podemos raspar ligeramente la lesión con un portaobjetos y obtener escamas que en conjunto con los pelos pueden ser examinados.

MEDIOS DE CULTIVO. 1. Agar sabourad-dextrosa

Este medio de cultivo es utilizado para cultivo de mohos y levaduras patógenas y no patógenas. El Agar de Dextrosa Sabouraud es una modificación a la fórmula original del Agar de Dextrosa desarrollado por Raymand Sabouraud. Este medio es utilizado para el cultivo de hongos patógenos, particularmente de aquellos asociados con infecciones de piel. La alta concentración de dextrosa y la acidez del pH hacen a éste un medio selectivo para

hongos. Con la adición de cicloheximida, estreptomicina y penicilina, se obtiene un excelente medio para el aislamiento primario de dermatofitos. Este medio es también utilizado para la determinación microbiológica en cosméticos y para evaluar la presencia de hongos en alimentos. En este medio las peptonas proveen la fuente de carbono y nitrógeno para el crecimiento de los microorganismos, la dextrosa actúa como fuente de energía y el agar es agregado como agente solidificante.

2. DTM (Dermatophyte Test Medium)

En el Dermatophyte Test Medium Agar, las peptonas suministran nitrógeno y son la fuente de productos alcalinos, producidos por los dermatofitos. Cuando las peptonas se metabolizan en productos alcalinos, se observa un cambio del indicador rojo fenol de amarillo a rojo. Se añade glucosa como nutriente y para permitir la acidificación por parte de los hongos capaces de utilizar la glucosa de manera primaria. La mayoría de los hongos diferentes de los dermatofitos, incluidos hongos filamentosos y levaduras (si pueden crecer en el medio) utilizan la glucosa, que causa la formación de ácido, y no se observa cambio de color en el rojo fenol, que representa el indicador de pH. La cicloheximida inhibe los mohos y las levaduras no patógenas. La gentamicina y la tetraciclina son inhibidores antibacterianos. Algunos organismos, incluidos los saprofitos, las levaduras y las bacterias, pueden crecer en el medio y cambiar el color de rojo a amarillo, pero se reconocen fácilmente por su morfología de colonias característica. (BD Diagnostic Systems., 2003) CITOLOGÍA: Este tipo de técnica está siendo utilizada frecuentemente para el diagnóstico de dermatofitosis, donde la impronta directa, raspado superficial o impresión con cinta de acetato nos pueden mostrar esporas o hifas fúngicas que generalmente están en un infiltrado de células inflamatorias o queratinocitos. La tinción generalmente usada es el diff-quick. Se menciona que al hacer raspados donde se obtenga leve puntillado hemorrágico sirve para tener un contraste en la placa y que el clínico es quién decide si hacer este

tipo de procedimiento o no. Fig. 11 Citología de hifas septadas. MVZ. Jesús Dueñas

Las esporas son estructuras muy pequeñas, de forma redondeada u ovalada y caracterizadas por un halo transparente pericelular; las hifas son filamentos lineales, a veces se ramifican y se subdividen en pequeños tabiques que les dan una apariencia de bambú. Las esporas varían en tamaño de 2 a 5 μm: las más pequeñas son las de Microsporum canis, y las más grandes de Microsporum gypseum, y se vuelven azules con los colorantes rápidos y rojo-violeta con la tinción de P.A.S. (ácido periódico de Schiff). La detección citológica de macroconidias a partir de lesiones superficiales no debe hacernos caer en el error de diagnosticar una dermatofitosis, ya que los macroconidias de los hongos patógenos solo crecen en un medio de cultivo y no en la piel del animal. En estos casos, estas estructuras fúngicas deben interpretarse como contaminantes ambientales no patógenos. (Albanese, 2010)

Fig. 12 Citología de esporas. MVZ Jesús Dueñas

Fig. 13 Citología de esporas. MVZ Jesús Dueñas

PCR (Reacción en cadena de la polimerasa)

Este tipo de método diagnóstico no lo tenemos en nuestro medio en los laboratorios de referencia veterinaria, pero aun así la literatura los menciona como alternativas rápidas, específicas y muy sensibles. El objetivo de la prueba va orientado a detectar el gen de la quitina sintetasa 1(CHS1) de los dermatofitos. Bajo consulta se da a entender que hay una variante del método de PCR llamada PCR anidada conocida como Nested PCR, la cual ayuda a diferenciar a los dermatofitos de levaduras u otros hongos filamentosos.

En un estudio donde se comparó las técnicas de diagnóstico de microscopia directa con KOH y cultivo con la técnica de nested PCR en un total de 140 muestras, se encontró que la nested PCR fue positiva en el 90% de las muestras, seguida de microscopía directa (85,7%) y cultivo (75%). (Fahimeh, y otros, 2018)

La detección mediante PCR de ADN de dermatofitos puede ser una prueba de diagnóstico útil, pero una PCR positiva sólo indica la presencia de ADN de dermatofitos y no da ninguna información sobre la viabilidad del hongo y, por tanto, si forma parte de una infección activa. Por lo tanto no debería utilizarse como una prueba única para identificar la presencia de infección, pero puede ser útil cuando se utiliza junto con otras pruebas. (Paterson, 2018) BIOPSIA: Debido a que existen técnicas de aproximación y diagnóstico más rápidas, este tipo de técnica se la lleva a cabo en caso de lesiones donde la sospecha clínica no relevante o donde las técnicas anteriormente descritas no logran ser concluyentes, con esto no quiero decir que la histopatología es de menor importancia al contrario considero que es una prueba muy eficiente en el diagnóstico de dermatofitosis, pero no es la que se recomienda como prueba de primera intención.

Infecciones, como las provocadas por T. interdigitale (ex-mentagrophytes), se caracterizan por la acumulación de neutrófilos en la epidermis. Infecciones

causadas por T. rubrum son crónicas y se caracterizan

por un infiltrado mononuclear. (Tártara, 2019)

La biopsia de piel para el diagnóstico de dermatofitosis canina se informó solo para reacciones de kerión e infecciones granulomatosas porque los cultivos a menudo son negativos, en este caso, la especie causada por la infección no se puede conocer. La hematoxilina y la tinción de eosina (H&E) pueden no identificar dermatofitos y se necesitan tinciones especiales como el ácido periódico de Schiff (PAS) y Grocott methenamine silver (GMS). Histológicamente, la lesión se caracteriza como un nido de folículos pilosos rotos reemplazados por una inflamación supurativa a pirogranulomatosa, a veces con eosinófilos orientados alrededor de fragmentos de pelo que contienen hifas y están rodeados por esporas de hongos. (Abdalla, 2018) TRATAMIENTO: Es importante que puntualicemos que el uso de medicinas, sistémicas o tópicas, para el tratamiento de las dermatofitosis es integral y va de la mano con el manejo del paciente, el área donde vive, el correcto diagnóstico del agente etiológico, colaboración del paciente, la correcta administración del tratamiento por parte del propietario, desinfección ambiental y la experticia del médico tratante en el ámbito dermatológico para poder elegir el mejor tratamiento. La investigación sobre diferentes aspectos de los dermatofitos, como la fisiología, genética y bioquímica, así como la patogénesis de las dermatofitosis y la respuesta inmune desencadenada por estas infecciones, es esencial para el desarrollo de nuevas medidas terapéuticas y profilácticas. El desarrollo de herramientas moleculares, como la transformación eficiente de genes, los métodos y los modelos de infección in vivo y ex vivo han hecho posible la identificación y caracterización de varios genes expresados durante la infección. Esta investigación también puede ayudar al desarrollo de nuevas estrategias de diagnóstico, terapia y prevención de la dermatofitosis. (Texeira, Rossi, Albuquerque, & Martinez, 2010).

El rasurar el pelo es un punto controversial ya que muchos investigadores aseguran que ante un posible traumatismo por parte de la cuchilla las esporas podrían penetrar más fácilmente.

Tratamiento tópico: El manejo del tratamiento tópico es un verdadero arte en el cual la tríada veterinario, propietario y paciente se ponen en un verdadero reto ya que dependiendo de la especie (Felinos) la situación se puede complicar. El manejo de las medicinas tópicas lociones, cremas o shampoos va a depender de la extensión ya que están orientadas a pequeñas lesiones y busca como objetivo la curación y disminuir los riesgos de zoonosis asociado a la contaminación del pelo y el entorno donde la mascota se desarrolla. En el caso de que las lesiones sean extensas o recurrentes es recomendable la adición de medicina sistémica recordando que el tratamiento tópico no se lo puede dejar por lo anteriormente mencionado respecto a la contaminación y considerando que está demostrado que la medicina tópica acelera la resolución de la dermatofitosis. A continuación pondré en detalle la medicina que la encontramos en nuestro medio y algunas terapias que están en investigación y que parecen resultar prometedoras: MICONAZOL/CLORHEXIDINA: El miconazol modifica la permeabilidad de la membrana fúngica, al inhibir la biosíntesis del ergosterol o de otros esteroles. La clorhexidina es un compuesto de biguanida, las concentraciones bajas afectan la integridad de la membrana celular y las concentraciones más altas producen la congelación del citoplasma. La concentración para el miconazol puede ir desde el 2 % hasta 5.2 % y para la clorhexidina de 2 hasta 5.9 %. En un estudio donde la concentración del shampoo fue del 5.2 y 5.9 % respectivamente resulto 100% esporicida en diluciones de esporas de 1:2 a 1:28 con dilución de 1: 128 después de 5 minutos de incubación y 100% de esporicida cuando se incuba con esporas durante 4 horas. En otro estudio realizado en gatos donde se utilizó la concentración de 2 % de cada uno de los componentes adicionado griseofulvina oral; se realizó 2 baños por semana y se encontró cultivos negativos después de 2 semanas de tratamiento. KETOCONAZOL: No hay informes in vivo del uso de champú con ketoconazol solo o en combinación como terapia tópica para la dermatofitosis. En un estudio, los pelos enteros infectados aislados tuvieron un cultivo negativo después de ocho tratamientos con un champú con ketoconazol. En un segundo estudio in vitro con 1% de ketoconazol / 2 2.3% de champú de gluconato de clorhexidina fue 100% esporocida contra suspensiones de esporas infectadas naturalmente de M. canis y Trichophyton sp., con un tiempo de contacto de 10 minutos para aumentar los desafíos de 1:10, 1: 5 y 1: 1 de champú para suspender la espora. En el mismo estudio, cuando los cepillos de dientes llenos de pelos infectados se sumergieron en una dilución de champú de 1:10, 12 de 30 muestras fueron positivas para el cultivo después de un tiempo de contacto de 3 minutos y 4 de las 36 fueron positivas después de un tiempo de contacto de 10 minutos (Coyner, Moriello, Paterson, & Mignon, 2017),

La clorhexidina como monoterapia es poco efectiva y no se recomienda. Para el tratamiento localizado, el clotrimazol, el miconazol y el enilconazol tienen algunos estudios para documentar su efectividad. Estos se recomiendan como tratamientos concurrentes, pero no como terapia exclusiva. (Coyner, Moriello, Paterson, & Mignon, 2017)

Terbinafina: La eficacia antifúngica de la terbinafina sistémica no está bien establecida. Solo hay un estudio publicado sobre el uso de este compuesto para la terapia tópica. En un estudio pequeño, cuatro de ocho perros con dermatofitosis de M. canis que se produjo de forma natural se lavaron dos veces por semana en un champú que contenía 1% de terbinafina y 2% de clorhexidina y los otros cuatro perros se lavaron con un champú de control. Después de tres baños, dos de los cuatro perros tuvieron un cultivo negativo y ninguno de los perros control tuvo un cultivo negativo. (Coyner, Moriello, Paterson, & Mignon, 2017) Lime sulfur (sulfuro de calcio): Lime sulfur (sulfuro de calcio) en solución (1:32/1:16) 2 veces en semana. Tiene el inconveniente de su olor desagradable y que puede teñir el pelo del animal tratado. Puede producir úlceras orales si los gatos se lamen, por lo que se les debe colocar collar isabelino. (Fraile, Zurutuza, & Valdivielso) Productos tópicos: Existen presentaciones con cremas, lociones, ungüentos, etc., para aplicar en las lesiones 2-3 veces al día. Los más utilizados son los agentes imidazoles que incluyen al clotrimazol 1%, econazol 1%, enilconazol 0.2%, ketoconazol 1-2% y miconazol 1-2%, también son eficaces las alilaminas: terbinafina 1% y naftifina 1%, esta última con actividad antiinflamatoria y útil para lesiones altamente inflamatorias. Se recomienda extender el producto hasta 6cm desde el margen de la lesión. En las lesiones muy inflamatorias (ej. querion) o con severo autotraumatismo por la inflamación pueden utilizarse productos antifúngicos combinados con glucocorticoides solo los primeros días para mitigar la inflamación y el prurito, pero no por largo tiempo. En los gatos es recomendable acompañarlos con enjuagues (inmersiones) o aspersiones porque tienden a diseminarse y presentar esporas en regiones alejadas a la lesión primaria. (Duarte, 2017)

La falta de estudios o escasa y antigua investigación de los tratamientos en cremas, lociones o ungüentos, no nos brinda un panorama real sobre el uso de este tipo de terapia.

El clotrimazol ha sido utilizado en forma de unguentos o soluciones en dermatofitósis canina y, de acuerdo a su actividad in vitro, puede ser útil en dermatomicosis recientes con lesiones de pequeña extensión y, generalmente, formando parte de un esquema mixto. Es frecuente, en medicina humana, su uso asociado en ungüentos que contienen corticoides en caso de lesiones con un marcado componente antiinflamatorio. Parece, en nuestro medio, de uso ocasional. No se han comunicado resultados cuantitativos de sensibilidad o de eficacia comparativa. (Zurich, 2000).

TRATAMIENTO SISTÉMICO IMIDAZOLES

Ketoconazol: Fue el primer azol utilizado y salió a la venta en la década de los 80s, es un medicamento fungistático que inhibe la síntesis de ergosterol en las membranas celulares del hongo. El fármaco es altamente lipófilo y esto conduce a altas concentraciones en los tejidos grasos. Su absorción puede potenciarse mediante la administración de una pequeña cantidad de alimento, está contraindicado tanto en la preñez como en la lactancia y en gatos menores de 6 semanas. El ketoconazol parece ser eficaz contra la mayoría de las cepas de Microsporum y Trichophyton, aunque en algunos estudios se ha demostrado resistencia in vitro. Se han observado anorexia, vómitos y hepatopatías, los gatos son más sensibles que los perros. La dosis para el perro es de 10 a 20 mg / kg / día dividida si es necesario. (Garfield, 2007) El ketoconazol no debe utilizarse en gatos. Se ha observado una incidencia notificada de hepatotoxicidad del 25% en gatos tratados con ketoconazol y, por lo tanto, no debería ser utilizado, en caso de que por alguna razón tiene que ser utilizado la dosis no convendría ser más de 10 mg/kg/día. (MacDonald, 2006) El ketoconazol aún tiene una buena actividad de espectro contra los dermatofitos, pero hay relativamente pocos informes revisados que describan su uso en el tratamiento de la dermatofitosis de pequeños especies. Existen dos explicaciones probables: primero, en el momento de su lanzamiento, la griseofulvina todavía estaba disponible y era relativamente barata en comparación con el ketoconazol; en segundo lugar, la literatura busca descripciones de su uso en animales y revela que el interés principal en ketoconazol fue para el tratamiento de micosis intermedias y profundas. (Coyner, Moriello, Paterson, & Mignon, 2017) Miconazol: Produce reacciones anafilácticas, toxicidad renal y genera resistencias con facilidad, por lo que solo se utiliza tópico. (Tártara, 2019)

TRIAZOLES

Itraconazol: Es un potente inhibidor de la síntesis de ergosterol (un lípido principal de la membrana de los hongos) a través de la inhibición de una enzima microsomal citocromo P450 (14-α-esterol desmetilasa). Es muy eficaz y alcanza altos niveles en la piel, folículos pilosos y glándulas sebáceas. Es bien tolerado aunque se ha observado hepatotoxicidad. La dosis para pacientes caninos y felinos es de 5 a 10 mg / kg / día y, debido al aumento de la concentración en la piel, los programas de dosificación de una semana y una semana de descanso han demostrado ser efectivos. (Garfield, 2007)

El itraconazol y la terbinafina son los tratamientos más efectivos y seguros para dermatofitosis. La griseofulvina es efectiva, pero también tiene más efectos adversos potenciales en comparación con itraconazol y terbinafina. El ketoconazol y el fluconazol son opciones de tratamiento menos efectivas y el ketoconazol tiene más potencial de efectos adversos. (Coyner, Moriello, Paterson, & Mignon, 2017)

Puede ser utilizado en dosis de pulso aplicadas 2 o 3 días a la semana y pausas durante los días restantes, hasta la recuperación considerando la presencia de 2 cultivos negativos. Debido a que es altamente queratinofílico, el fármaco obtiene altas concentraciones en la epidermis, esto hace que los niveles de fármaco se mantengan en la epidermis durante 3 a 4 semanas después de interrumpir el tratamiento. Los efectos secundarios de itraconazol en perros o gatos incluyen anorexia, trastornos GI, hepatopatías y en perros (cuando se usan dosis más altas (10 mg / kg) vasculitis. Es teratogénico por lo que no debe utilizarse en animales gestantes. (Bloom, 2007) Fluconazol: Su mecanismo de acción es similar al de otros azoles. Es soluble en agua y mínimamente unido a proteínas. La absorción no se ve afectada por el uso simultáneo de antiácidos y no requiere alimentos para una absorción óptima. Los vómitos, la diarrea y la ALT sérica elevada dependiente de la dosis fueron los efectos adversos más frecuentes. El medicamento se utiliza principalmente para el tratamiento de Micosis sistémicas. El fluconazol tiene poca eficacia antifúngica contra los dermatofitos; tiene el MIC más alto en comparación con itraconazol, terbinafina, ketoconazol y Griseofulvina para ambos Microsporum spp. y Trichophyton spp. (Coyner, Moriello, Paterson, & Mignon, 2017)

En un estudio, donde se evaluó la actividad in vitro de antifúngicos contra dermatofitos aislados en animales de compañía, las cuales se les realizó pruebas de susceptibilidad mediante el método de difusión en disco: Los resultados mostraron que los antifúngicos con mayor número de cepas resistentes fueron el fluconazol (10/12) y el itraconazol (7/12) y con el mayor número de cepas sensibles fueron la terbinafina (10/12) y el ketoconazol (9/12). (Espinoza Paula, 2010)

La dosis es similar al ketoconazol 5-10 mg / kg una vez al día.

ALILAMINAS

Terbinafina: La terbinafina es muy lipófilíca y queratofílica, logra una alta concentración en el estrato córneo, el cabello y el sebo. Parece ser bien tolerado y no muestra efectos teratogénicos. La terbinafina ejerce efectos antifúngicos al inhibir la biosíntesis del esterol fúngico en mayor medida que la biosíntesis de esteroles de mamíferos. Inhibe reversiblemente la enzima unida a la membrana escualeno epoxidasa de una manera dependiente de la concentración que evita la conversión de lanosterol a colesterol y / o ergosterol. Su modo de acción no afecta al citocromo P450 de mamíferos.

El itraconazol es adecuado para el tratamiento de día alterno o de semana alterna, mejor después de 2-4 semanas de tratamiento diario. El aumento de ALT se correlaciona con la toxicidad: si > 200 UI/l disminuir de la dosis de itraconazol. (Tártara, 2019)

La dosis va de 20 mg/kg/BID o 40 mg/Sid, Los estudios informaron que el medicamento fue bien tolerado, los efectos adversos fueron poco frecuentes y leves, y ningún estudio informó muertes relacionadas con la administración del medicamento. Vómitos después de la administración de la droga generalmente se mejoró al alimentar al animal inmediatamente después de la medicación y la disminución del apetito fue transitoria.

POLICÉTIDOS

Griseofulvina: La griseofulvina es un medicamento que todavía se usa con buena eficacia en el tratamiento de la dermatofitosis, aunque los antifúngicos más nuevos son más comunes. Animales menores de 6 semanas de edad no debe tratarse con griseofulvina y definitivamente no en animales gestantes debido a su potente efecto teratogénico. Los gatos pueden desarrollar supresión de la médula ósea, que puede ser grave, irreversible y mortal. Parece no ser dependiente de la dosis o relacionado con la duración del tratamiento. Los gatos infectados con FeLV o FIV tienen más riesgo y el estado de la infección debe evaluarse antes del tratamiento. La absorción de griseofulvina se mejora mediante la administración de un ácido graso debido a su escasa solubilidad acuosa. La dosificación es variable con las especies y la formulación del medicamento. Disminuyendo el el tamaño de las partículas mejorará la absorción, por lo tanto, el Ultramicronizado requiere una dosis menor que el Micronizado. La inclusión de polietilenglicol (PEG) también mejora la absorción. (MacDonald, 2006)

En un estudio realizado en gatos donde se aplicó una vacuna antifúngica inactivada los autores concluyeron: La vacuna inactivada investigada puede considerarse como parte de un protocolo de tratamiento para acelerar la curación de los signos clínicos de dermatofitosis en gatos gravemente afectados, en gatos jóvenes y en aquellos con una primera infección. (Westhoff, 2010)

La dosis de la griseofulvina microinizada es de 25-50 mg/kg BID y la de la griseofulvina ultramicronizada 5 mg/kg/SID. TRATAMIENTO AMBIENTAL: La infección proveniente únicamente del ambiente es rara y, por lo tanto, la desinfección ambiental es más importante para minimizar el riesgo de transmisión de la enfermedad a personas y otros animales. Desde una perspectiva clínica, su objetivo principal es acortar el curso del tratamiento mediante la prevención/minimización de falsos positivos del cultivo fúngico o de los resultados de la PCR debido al transporte en fómite de esporas en el pelaje a partir del entorno. Cuando se produce la contaminación del pelaje de un animal a partir de su entorno y se obtiene un cultivo falso positivo, puede incurrirse en un tratamiento sistémico y/o tópico prolongado y el aumento de los periodos de confinamiento de los animales. Aunque esto no es deseable para ningún animal, puede ser particularmente perjudicial en los animales jóvenes en los que podría perderse el período de tiempo crítico para la socialización. La desinfección de las superficies no porosas consiste en tres pasos: El primero es la eliminación mecánica de toda la suciedad aspirando o barriendo. Los desinfectantes no funcionan en presencia de residuos orgánicos.

BIBLIOGRAFÍA

Abdalla, W. G. (25 de 10 de 2018). An Over View of Canine Dermatophytosis. Sudan. Albanese, F. (Marzo de 2010). Atlas of Dermatological Cytology. Milan, Italia. Antonella, M., Márcia, B., & Isabel, M. (04 de Noviembre de 2014). Dermatophytosis in Small Animals. Brasil. BD Diagnostic Systems. (2003). BD Dermatophyte Test Medium Agar. Alemania. Bloom, P. (Enero de 2007). NEW DRUGS IN VETERINARY DERMATOLOGY . Orlando, EEUU. Campozano, N., & Heras, V. (2014). Determinaciónde la prevalencia de dermatofitosis en los niños de la Escuela deEducación General Básica“Padre Juan Bautista Aguirre” de la parroquia Miraflores de la ciudad de Cuenca. Cuenca, Ecuador. Chiara, N., & Ghibaudo, G. (2010). Dermatología clínica y microscópica del perro y el gato. España. Coyner, K., Moriello, K., Paterson, S., & Mignon, B. (2017). Diagnosis and treatment of dermatophytosis in dogs. Crocker, A., Quiñones, R., Mayorga, J., & García, A. (2012). Dermatoscopia de tiña de la cabeza. Mexico. De buen, N., Guzman, M., Ordoñez, C., & Chávez, G. (2008). Atlas de dermatología diagnóstica en perros y gatos. Buenos aires , Argentina. Dokuzeylul, B., Sigirci, Gulluoglu, & Metiner. (2013). Dermatophytosis caused by a Chrysosporium species. Estambul, Turquia. Duarte, M. (Diciembre de 2017). Revista veterinaria Argentina. Obtenido de https://www.veterinariargentina.com/revista/2017/12/actualizacion-en-dermatofitosis/ Espinoza Paula, C. C. (2010). EVALUACION DE LA ACTIVIDAD in vitro DE ANTIFUNGICOS CONTRA DERMATOFITOS. Puebla, Mexico. Fahimeh, P., Mahmoudabadi, A., Ronagh, A., Ahmadi, B., Makimura, K., & Matehkolaei, A. (Junio de 2018). Assessment of a pan-dermatophyte nested-PCR compared with conventional methods for direct detection and identification of dermatophytosis agents in animals. Irán. Fraile, Zurutuza, & Valdivielso. (s.f.). Dermatofitosis en animales de compañía: riesgo zoonótico. El segundo es el lavado de la superficie objetivo con un detergente hasta que el área esté visiblemente limpia. El uso de detergente es importante porque va a levantar residuos de las superficies, pero debe enjuagarse a fondo de la superficie para evitar la inactivación de la posterior aplicación de desinfectantes. Estos dos pasos son los más importantes, y en muchos casos permiten descontaminar una superficie sin el uso de desinfectantes. El tercero es la aplicación de un desinfectante como paso final actuará eliminando cualquier espora residual. Los desinfectantes antifúngicos ideales deben tener una buena eficacia antifúngica y no ser tóxicos, causando la mínima irritación a los animales y los usuarios. Además, debe ser asequible, fácil de aplicar y compatible con las superficies sobre las que se va a utilizar. Los desinfectantes que han demostrado ser útiles incluyen hipoclorito de sodio (1:100), enilconazol (20 uL/L) y peróxido de hidrógeno acelerado. (Paterson, 2018) CONCLUSIONES FINALES: Es imperioso el decir que el manejo de este tipo de enfermedad en las mascotas cualquiera que sea la especie hay que hacerlo de manera inmediata sabiendo el alto riesgo que se corre frente a una posible zoonosis y donde siempre terminan afectados el o las personas inmunodeprimidas que bajo mi experiencia casi siempre son niños o adultos mayores. El llegar a un diagnóstico definitivo por cualquiera de las técnicas de diagnóstico que contamos es de vital importancia para no caer en el típico “escopetazo medicamentoso” donde empezamos a dar un manejo farmacológico para cada microorganismo, sea este bacteria, hongo o parásito. En la actualidad existe un nuevo método para dar como negativo al paciente con dermatofitosis, el cual se basa en el monitoreo del número de UFC (Unidades formadoras de colonia) en placa donde la recuperación se basa en tener menor número de colonias por muestra, tomando la consideración que este tipo de monitoreo va de la mano con la presencia de los cultivos negativos. Una vez obtenido el diagnóstico el manejo del paciente va de acuerdo a cada situación ya sea por especie, factores económicos del propietario, cuadro clínico del paciente, etc., de tal manera que sea el médico tratante quién elija que terapia medicamentosa y que el manejo será dirigido hacia el enfermo en particular y no enfocado a la enfermedad para no ser lineal y así no caer en el error de emplear el mismo tratamiento para todos los pacientes. Y para cerrar este capítulo no hay que olvidarnos de nuestra lucha contra los antimicrobianos, y topando el tema tratado recordar que la droga de “moda” en nuestro medio es el itraconazol y que el uso indiscriminado y sin tener diagnóstico ha hecho que en algunos países ya tengan resistencia.

Fig. 14 Placa de antibiograma orientada a resistencia de itraconazol. Dr. Gustavo Tártara

Garfield, R. (06 de 2007). DERMATOPHYTOSIS: OVER AND UNDER . EEUU. health, T. c. (01 de 05 de 2005). Dermatofitosis, Tiña, Tinea, Dermatomicosis. Obtenido de http://www.cfsph.iastate.edu/Factsheets/es/ dermatofitosis.pdf MacDonald, J. (Enero de 2006). ANTIFUNGAL DRUG THERAPY. Orlando, EEUU. Machicote, G. (2014). Dermatología canina y felina. España. Neves, J., Paulino, A., Vieira, R., Nishida, E., & Coutinho, S. (2018). The presence of dermatophytes in infected pets and their household environment. Sao Paulo, Brasil. Paterson, S. (2018). DERMATOFITOSIS. ACTUALIZACIÓN SOBRE: DIAGNÓSTICO Y TRATAMIENTO. Reino Unido. Raskin, R., & Meyer, D. (2010). Citologìa canina y felina. Barcelona, España. Tártara, G. (06 de 2019). Sorpresas con los antibiogramas en micología. Texeira, N., Rossi, A., Albuquerque, F., & Martinez, N. (2010). Dermatophytes: host-pathogen interaction and antifungal resistance. Sao Paulo, Brasil. Tonelli, E., Duchene, A., Loiza, M., Scarpa, M., & Reynes, L. (2016). Pseudomicetoma felino causado por Microsporum canis. Descripción de un caso clínico y su tratamiento. Corrientes, Buenos Aires, Argentina. Vich, C. (2012). Dermatología felina (a propósito de 50 casos clínicos). Navarra, España. Vich, C. (2014). Dermatología canina (a propósito de 50 casos clínicos). Zaragoza , España. Westhoff, K. O. (Enero de 2010). Treatment of Feline Dermatophytosis with an Inactivated Fungal Vaccine. Zurich, L. (Julio de 2000). Dermatomicosis: aspectos farmacológicos y terapéuticos . Obtenido de https://web.uchile.cl/vignette/monografiasveterinaria/monografiasveterinaria.uchile.cl/CDA/mon_vet_completa/0,1421,SCID%253D8965%2526ISID%253D442,00.html