AGRADECIMIENTOS Primeramente agradezco a Dios, por haberme dado sabiduría, fortaleza, salud, coraje, y no dejarme sola en los momentos difíciles, y haberme permitido llegar a la meta en este gran proyecto. A mi alma mater por haberme otorgado una sólida formación.
Agradezco profundamente a la casualidad que la vida me otorgó al haberme puesto en un hogar maravilloso. Sin el apoyo en todo sentido de mis padres y hermano, el placer cotidiano de vivir sería simple monotonía. Es difícil imaginar cómo sería el andar cotidiano sin recordar su comprensión, su apoyo inmenso y su amor. Gracias a mis padres y hermano por compartir y dedicar gran parte de sus vidas conmigo y por darme aliento para la ardua tarea de caminar hacia la perspectiva de un nuevo día.
Mi gratitud y reconocimiento especial a la Dr. María Teresa Martínez Damián por su atinada dirección, por brindarme su ayuda, comprensión y motivación durante esta investigación. Al Dr. Salvador Valle Guadarrama, por alentarme a realizar este trabajo. Al Dr. Juan Enrique Rodríguez Pérez por su amabilidad, buena disposición, paciencia, por el tiempo que me dedico para que este trabajo culminara exitosamente, mi agradecimiento sincero.
Así mismo agradezco al M.C. Carlos Suárez Espinosa e Ing. José Alfredo Espejel Zaragoza por sus valiosos y acertados comentarios y sugerencias que ayudaron a concluir satisfactoriamente este trabajo.
Gracias a mis compañeros y amigos del laboratorio con los que compartí técnicas, pláticas, consejos, la emoción de los resultados y la frustración de no obtenerlos, en especial a Inés Figueroa.
Agradezco enormemente a las muchas otras personas que van conmigo en el rio de la vida y que sin darse cuenta me han brindado su AMISTAD y AMOR.
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DEDICATORIAS Dedico la presente tesis a los seres que más AMO en este mundo:
Mis padres María de Lourdes Alvarez Martínez Carlos Arellano Acosta Mi hermanito Carlos Arellano Alvarez
Por su comprensión y ayuda en momentos malos y menos malos, por ser la fuente de mi inspiración y motivación para superarme cada día más. Me han enseñado a encarar las adversidades sin perder nunca la dignidad ni desfallecer en el intento. Me han dado todo lo que soy como persona, mis valores, mis principios, mi perseverancia y mi empeño, y todo ello con una gran dosis de amor y sin pedir nunca nada a cambio.
Por último:
Dedico este momento tan importante e inolvidable; a mí, por no dejarme vencer, ya que en ocasiones el principal obstáculo se encuentra dentro de uno….
“Es la hora de partir, la dura y fría hora de que la noche sujeta a todo horario…” Pablo Neruda
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INDICE I.
INTRODUCCIÓN ............................................................................................... 14
II.
OBJETIVOS ....................................................................................................... 15
III.
JUSTIFICACIÓN ............................................................................................ 16
IV.
REVISIÓN DE LITERATURA ......................................................................... 17
4.1. Generalidades sobre el fruto de tuna .............................................................. 17 4.1.1. Fisiología de la tuna ................................................................................. 17 4.1.2. Composición química ............................................................................... 17 4.1.3. Patrón de respiración ............................................................................... 18 4.2. Producción de la tuna ..................................................................................... 19 4.2.1. Producción mundial de la tuna ................................................................. 19 4.2.1.1. Países consumidores ........................................................................ 20 4.2.2. Producción nacional ................................................................................. 20 4.3. Maduración y cosecha .................................................................................... 21 4.3.1. Maduración .............................................................................................. 21 4.3.2. Índices de cosecha................................................................................... 21 4.3.3. Método de corte ....................................................................................... 23 4.4. Manejo postcosecha del fruto de tuna ........................................................... 23 4.4.1. Transporte y recepción............................................................................. 24 4.4.2. Desespinado ............................................................................................ 24 4.4.3. Selección .................................................................................................. 25 4.4.4. Empacado ................................................................................................ 25 4.4.5. Comercialización ...................................................................................... 26 4.5. Productos mínimamente procesados ............................................................. 26 4.5.1. Fisiología vegetal ..................................................................................... 27 4.5.2. Daño del tejido ......................................................................................... 27 4.5.3. Respiración .............................................................................................. 27 4.6. Generalidades de atmósfera modificada (AM) y atmósfera controlada (AC) .. 28 4.7. Atmosferas modificadas (AM) ......................................................................... 29 4.7.1. Efectos fisiológicos de una atmósfera modificada .................................... 30
v
4.7.2. Situaciones de riesgo en el desarrollo de una atmósfera modificada....... 30 4.8. Recubrimiento comestible............................................................................... 31 4.8.1. Propiedades funcionales .......................................................................... 32 4.8.2. Componentes de las películas ................................................................. 34 4.8.2.1. Hidrocoloides ..................................................................................... 34 4.8.2.1.1. Polisacáridos ............................................................................... 34 4.8.2.1.2. Proteínas ..................................................................................... 35 4.8.2.2. Lípidos ............................................................................................... 35 4.8.2.3. Componentes compuestos ................................................................ 35 4.8.3. Aditivos ..................................................................................................... 36 4.8.4. Formación de la película .......................................................................... 36 4.9. Quitina y quitosano ......................................................................................... 37 4.9.1. Usos ......................................................................................................... 38 4.9.2. Películas de quitosano ............................................................................. 39 V.
MATERIALES Y MÉTODOS .............................................................................. 42 5.1. Localización ................................................................................................... 42 5.2. Material vegetal .............................................................................................. 42 5.3. Factores de estudio ........................................................................................ 43 5.4. Unidad y Diseño experimental ........................................................................ 43 5.5. Caracteres evaluados ..................................................................................... 44 5.5.1. Variables físicas y fisicoquímicas ............................................................. 44 5.5.1.1. Pérdida de peso................................................................................. 44 5.5.1.2. Firmeza .............................................................................................. 45 5.5.1.3. Sólidos solubles totales (SST) ........................................................... 45 5.5.1.4. Acidez titulable................................................................................... 45 5.5.1.5. Vitamina C ......................................................................................... 46 5.5.1.6. Clorofila y Carotenoides .................................................................... 47 5.5.1.7. Compuestos fenólicos ....................................................................... 47 5.5.1.8. Apariencia .......................................................................................... 48 5.5.2. Variables fisiológicas ................................................................................ 48 5.5.2.1. Concentración de CO2 ....................................................................... 48
vi
5.5.2.1.1. Curva estándar de CO2 ............................................................... 49 5.6. Análisis estadístico ......................................................................................... 50 VI.
RESULTADOS Y DISCUSIÓN ....................................................................... 51
6.1. Análisis de Varianza ....................................................................................... 51 6.2. Variables físicas .............................................................................................. 55 6.2.1. Pérdida de peso ...................................................................................... 55 6.2.2. Firmeza .................................................................................................... 57 6.2.3. Apariencia ................................................................................................ 59 6.3. Variables químicas.......................................................................................... 61 6.3.1. Sólidos solubles totales ............................................................................ 61 6.3.2. Acidez ...................................................................................................... 63 6.3.3. Vitamina C ................................................................................................ 65 6.3.4. Clorofila total ............................................................................................ 67 6.3.5. Carotenoides ............................................................................................ 68 6.3.6. Compuestos fenólicos .............................................................................. 70 6.4. Concentración de CO2 .................................................................................... 72 VII.
CONCLUSIONES ........................................................................................... 74
VIII.
BIBLIOGRAFIA .............................................................................................. 75
vii
ÍNDICE DE CUADROS Cuadro 1. Composición química de la pulpa de tuna ..................................................... 18 Cuadro 2. Disoluciones para obtener solución estándar de ácido ascórbico. ................ 46 Cuadro 3. Concentración teórica de CO2 (ppm) y área bajo la curva correspondiente, determinada en el cromatógrafo de gases ..................................................................... 50 Cuadro 4. Análisis de Varianza de las variables estudiadas, en el día 1. ..................... 51 Cuadro 4. Continuación. ................................................................................................. 51 Cuadro 5. Análisis de Varianza de las variables estudiadas, en el día 4. ...................... 52 Cuadro 5. Continuación. ................................................................................................. 52 Cuadro 6. Análisis de Varianza de las variables estudiadas, en el día 8. ...................... 52 Cuadro 6. Continuación. ................................................................................................. 53 Cuadro 7. Análisis de Varianza para las variables estudiadas, en el día 12. ................. 53 Cuadro 7. Continuación. ................................................................................................. 53 Cuadro 8. Análisis de Varianza de las variables estudiadas, para el día 16. ................. 54 Cuadro 8. Continuación. ................................................................................................. 54 Cuadro 9. Efecto de la temperatura de almacenamiento, en la pérdida de peso (%) de tuna blanca mínimamente procesada. ...................................................................... 55 Cuadro 10. Efecto de la temperatura de almacenamiento, en la firmeza (N) de tuna blanca mínimamente procesada. ................................................................................... 57 Cuadro 11. Efecto de la temperatura de almacenamiento, en la apariencia (escala hedónica) de tuna blanca mínimamente procesada. ...................................................... 59 Cuadro 12. Efecto de la temperatura de almacenamiento, en el contenido de sólidos solubles (ºBrix) de tuna blanca mínimamente procesada............................................... 62 Cuadro 13. Efecto de la temperatura de almacenamiento, en la acidez (% ácido citríco) de tuna blanca mínimamente procesada. ........................................................... 64 Cuadro 14. Efecto de la temperatura de almacenamiento, en el contenido de vitamina C (mg.100-1) de tuna blanca mínimamente procesada. .................................................. 65 Cuadro 15. Efecto de la temperatura de almacenamiento, en el contenido de clorofila total (mg.100g-1) de tuna blanca mínimamente procesada. ............................................ 67
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Cuadro 16. Efecto de la temperatura de almacenamiento, en el contenido de carotenoides (mg.100g-1) de tuna blanca mínimamente procesada. .............................. 69 Cuadro 17. Efecto de la temperatura de almacenamiento, en la presencia de compuestos fenólicos (escala hedónica) de tuna blanca mínimamente procesada. ...... 70 Cuadro 18. Efecto de la temperatura de almacenamiento, en la concentración de CO 2 (ppm) de tuna blanca mínimamente procesada. ............................................................ 72
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ÍNDICE DE FIGURAS Figura 1. Estados productores de tuna en el año 2008. ................................................. 20 Figura 2. Sistema de envasado en atmósfera modificada (AM). .................................... 30 Figura 3. Principales funciones de los recubrimientos comestibles aplicados a frutas mínimamente procesadas. ............................................................................................. 33 Figura 4. Comparación entre la estructura de la quitina y celulosa ................................ 37 Figura 5. Estructura química del quitosano (Rodríguez et al., 2005) .............................. 37 Figura 6. Soluciones de quitosano al 0.5 %, 1 % y 2 %. ................................................ 43 Figura 7. Unidad experimental ....................................................................................... 44 Figura 8. Patrón del grado de intensidad del color desarrollado para cuantificar compuestos fenólicos. .................................................................................................... 48 Figura 9. Efecto de los factores estudiados, en la pérdida de peso de tunas mínimamente procesadas. ............................................................................................. 56 Figura 10. Efecto de los factores estudiados, en la firmeza de tunas mínimamente procesadas. .................................................................................................................... 58 Figura 12. Apariencia de la pulpa de frutos de tuna almacenados por 4 días a 20 ºC ... 59 Figura 11. Efecto de los factores estudiados, en la apariencia de tunas mínimamente procesadas. .................................................................................................................... 60 Figura 13. Efecto de los factores estudiados, en el contenido de sólidos solubles totales de las tunas mínimamente procesadas. ............................................................. 62 Figura 14. Efecto de los factores estudiados, en la acidez de tunas mínimamente procesadas. .................................................................................................................... 64 Figura 15. Efecto de los factores estudiados, en el contenido de vitamina C de tunas mínimamente procesadas. ............................................................................................. 66 Figura 16. Efecto de los factores estudiados, en el contenido de clorofila total de tunas mínimamente procesadas. ................................................................................... 68 Figura 17. Efecto de los factores estudiados, en el contenido de carotenoides de tunas mínimamente procesadas. ................................................................................... 69 Figura 18. Efecto de los factores estudiados, en la presencia de compuestos fenólicos de tunas mínimamente procesadas. ............................................................... 71
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Figura 19. Efecto de los factores estudiados, en la concentraci贸n de CO2 en las unidades experimentales................................................................................................ 73
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RESUMEN La tuna es un fruto de consumo importante en fresco, razón por lo cual su conservación como producto mínimente procesado puede ser logrado mediante recubrimientos de polímeros entre los cuales el quitosano ha mostrado ventajas como preservador de la vida de anaquel; por ello se evaluó en cuatro concentraciones (0, 0.5, 1 y 2 %) en frutos de la variedad Alfajayucan de tuna blanca (Opuntia amyclaea). Los frutos fueron almacenadas en dos temperaturas (4 ºC y 20 ºC) y durante un lapso de 16 días. El recubrimiento de quitosano en concentraciones de 1 y 2 % redujo la pérdida de peso y mantuvo la firmeza durante mayor tiempo en 4 ºC; en tanto que en 20 ºC la pérdida de peso fue de 6 % y la vida útil disminuyó por el ataque de microorganismos. Los frutos recubiertos con quitosano tuvieron menor degradación de vitamina C, al igual que la clorofila. La concentración de CO2 en envases no presentó modificaciones significativas, debido a las concentraciones de quitosano en 4 ºC. Tampoco la apariencia, contenido de carotenoides y compuestos fenólicos tuvieron cambios significativos. La fruta tratada con quitosano incrementó su acidez en el día 16. La ausencia de recubrimiento mostró el mayor deterioro al lograr sólo cuatro días de vida de anaquel.
Palabras clave: recubrimiento de quitosano, vida de anaquel y variables de respuesta.
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SUMMARY The prickly pear fruit is a major consumption of fresh, which is why its conservation as minimally processed product can be achieved by polymer coatings including chitosan has shown advantages such as preserving the shelf life, hence be evaluated in four concentrations (0, 0.5, 1 and 2%) in fruits of the variety Alfajayucan of white tuna (Opuntia amyclaea). The fruits were stored at two temperatures (4 º C and 20 º C) and during a period of 16 days. The coating of chitosan at concentrations of 1 and 2% reduced weight loss and maintained the firm for a longer time at 4 º C while at 20 ° C weight loss was 6% and the lifetime decreased by the attack microorganisms. The fruit coated with chitosan had lower degradation of vitamin C, like chlorophyll. The concentration of CO2 in packaging does not show significant changes due to the concentration of chitosan at 4 º C. Nor does the appearance, content of carotenoids and phenolic compounds had significant changes. Chitosan-treated fruit increased acidity on day 16. The coating showed no further deterioration in getting only four days of shelf life.
Keywords: chitosan coating, shelf life and response variables.
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I. INTRODUCCIÓN La popularidad de la tuna en el extranjero se ha incrementado ampliamente, tanto por las exportaciones mexicanas, como por las de otros países productores. De hecho la tuna se encuentra en el mercado mundial todo el año, pues en el hemisferio norte maduran de julio a octubre, en el hemisferio sur de enero a abril. En nuestro país, la comercialización se lleva a cabo en temporadas bien definidas (julio a septiembre) (Pimienta, 1991).
Las formas de manejo de las tunas son muy diversas. De éstas probablemente la de la fruta cortada fresca o mínimamente procesada sea la de mayor potencial, porque permite mantener el principal atributo de este fruto, que es su condición de frescura, suculencia y jugosidad. El deterioro que normalmente ocurre durante la senescencia son acentuados o acelerados por daños físicos causados a los tejidos vegetales durante las operaciones de preparación, tales como pelado y rebanado, entre otras. Por tal motivo es importante considerar alternativas de manejo postcosecha para aumentar la vida de anaquel de los productos mínimamente procesados, entre los cuales se encuentra el quitosano, empleado como películas protectora semipermeable que extiende la vida de anaquel de los mismos y posee propiedades antimicrobianas, logrando prolongar la calidad postcosecha. Por otra parte es un excelente medio para el control de los cambios fisiológicos, morfológicos y fisicoquímicos de los alimentos. A estas características se suma la de ser inocuo, biodegradable y de ser un recurso renovable.
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II. OBJETIVOS
Evaluar el comportamiento postcosecha y vida útil de frutos de tuna blanca (Opuntia amyclaea) mínimamente procesada recubiertos con quitosano en diferentes concentraciones y conservadas en 4 y 20 ºC
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III. JUSTIFICACIÓN Considerando que la tuna es un fruto que se comercializa y se consume en fresco y una parte reducida de la comercialización se efectúa en forma semiprocesada, hay obligación de mantener al máximo su calidad.
El conocimiento de las concentraciones adecuadas de CO2 y O2 en el almacenamiento de tuna en atmósfera modificada resulta de gran interés, ya que el hecho de emplear este tipo de tecnologías en el manejo postcosecha resulta factible comparándola con la frigoconservación que a pesar de ser la mejor técnica de conservación de productos hortofrutícolas en
muchas regiones productoras en México no pueden aún
implementarla debido a que carecen de infraestructura, por lo cual las atmósferas controladas o modificadas pueden ser una alternativa importante para contribuir a reducir la acelerada pérdida de calidad.
Una modalidad de las atmósferas modificadas es la que se consigue a través de recubrimientos poliméricos que se aplican sobre la superficie de los frutos, que reducirían potencialmente la necesidad de las películas de envasado sintéticas (Shafiur, 2003).
Se han elegido temperaturas de 4 y 20 °C porque al ser ésta una condición deteriorativa y una condición de conservación, permitirá observar en forma más clara el efecto del recubrimiento sobre el alargamiento de la vida de anaquel de los frutos de tuna blanca mínimamente procesada.
El proyecto contribuirá a mejorar las alternativas de manejo del fruto de tuna mínimamente procesada, lo cual se traducirá en la mejora de los márgenes de comercialización de los productores.
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IV. REVISIÓN DE LITERATURA 4.1. Generalidades sobre el fruto de tuna 4.1.1. Fisiología de la tuna Fruto de las especies del género Opuntia; es una baya polispérmica (con presencia de semillas en la parte comestible), generalmente carnosa, provista en su superficie de gloquidios ó aguates. Son frutos muy variados en forma y tamaño, con cáscara y pulpa cuyo color según el tipo o variedad va del verde, amarillo, anaranjado, rojo hasta púrpura, que además se caracteriza por su jugosidad y sabor dulce (NOM-FF-030SCFI-2006).
Alvarado (1978) estableció que la tuna muestra un patrón de crecimiento atípico, o sigmoide si se considera el crecimiento de la yema floral, desde su emergencia hasta el completo desarrollo del fruto.
Otros autores mencionan que el patrón de crecimiento del fruto de tuna es tipo doble sigmoide, con tres diferentes fases consecutivas: la primera está caracterizada por un crecimiento acelerado, que tiene inicio después de la antesis; la segunda por una detención del crecimiento, y la tercera, por una repentina reanudación del mismo. En la primera fase se presenta una marcada ganancia en los pesos fresco y seco de la cáscara, luego se registra un desarrollo importante de la semilla en la parte inicial de la segunda fase, y de la pulpa en la parte final de ésta y durante la tercera fase (Barbera et al., 1992).
4.1.2. Composición química La tuna se ha caracterizado como un fruto altamente perecedero debido a su composición química, siendo el componente en mayor proporción el agua (85-90%) (Cuadro 2).
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Cuadro 1. Composición química de la pulpa de tuna Contenido Cantidad Unidad Agua 87.55 g Energía 41.00 kcal Proteínas totales 0.73 g Lípidos totales 0.51 g Carbohidratos 9.57 g Fibra dietética total 3.60 g Ceniza 1.64 g Minerales Calcio, Ca 56.00 mg Fierro, Fe 0.30 mg Magnesio, Mg 85.00 mg Fósforo, P 24.00 mg Potasio, K 220.00 mg Sodio, Na 5.00 mg Zinc, Zn 0.12 mg Cobre, Cu 0.08 mg Selenio, Se 0.60 mcg Vitaminas Vitamina C 14.00 mg Tiamina 0.014 mg Riboflavina 0.06 mg Niacina 0.46 mg Vitamina B6 0.06 mg Folato total 6.00 mg Vitamina A IU 51.00 IU Vitamina A RE 5.00 mcg_RE Vitamina E 0.01 mg_ATE Lípidos Grasas saturadas 0.067 g Grasas monoinsaturadas 0.075 g Grasas poliinsaturadas 0.210 g Fuente: Claridades Agropecuarias, 1999.
4.1.3. Patrón de respiración La tuna está clasificada como un fruto “no climatérico”; esto significa que este comportamiento disminuye después de la cosecha. Dado que las tunas no contienen
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una reserva de carbohidratos para la síntesis postcosecha de azúcares, el contenido de éstos es determinado principalmente por el estado de madurez al ser cortados (Cantwell, 1995). Debido a esto la tasa de respiración es relativamente baja, en comparación con la que presentan otros frutos y tienden a declinar (Alvarado, 1978).
El etileno es considerado como la fitohormona más importante en el proceso de maduración de los frutos, la cual se sintetiza a partir de la metionina y puede tener efectos tanto negativos como positivos. La producción de etileno en las tunas es muy bajo (varían desde 0.2-0.3 μL*g-1*h-1 a 20 ºC) no cambia significativamente durante el proceso de postcosecha (Cantwell, 1995).
4.2. Producción de la tuna 4.2.1. Producción mundial de la tuna La producción de tuna es una actividad que se practica en Chile, Argentina, Bolivia, Perú, Ecuador, Colombia, México, Argelia, Libia, Túnez, Egipto, Jordania, Pakistán, Israel, Grecia, Italia, España y Portugal. En la mayoría de estos países, la tuna se considera un producto secundario de nopaleras dedicadas a la producción de forraje o a la conservación de suelo, o constituyen plantaciones especializadas en la producción de tuna en pequeñas superficies y solo concurren a los mercados nacionales o internacionales con limitada participación.
Sin embargo, los países que producen tuna y concurren en forma más amplia al mercado internacional son: México, Italia, Sudáfrica, Chile, Colombia, Israel y Estados Unidos (Corrales, 2003).
México a pesar de ser el país que cuenta con mayor superficie de nopal tunero, la mayor producción y la mayor diversidad de tunas (blancas, rojas, amarillas y anaranjadas) no es el principal exportador. Aunque la demanda internacional de tuna se reduce a unas 30,000 toneladas anuales (menos del 10% de la producción mexicana) (Mercado, 2004).
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4.2.1.1. Países consumidores El 70% del mercado de exportación se dirige a Europa occidental (36%), Estados Unidos (25%) y Canadá (10%) mientras que Europa oriental (11.5%), los países Árabes (10%) y Japón (5%) consumen el resto de la demanda mundial. Esta distribución de la demanda internacional, explica el porqué Italia es el principal país exportador pues se encuentra ubicado cerca de las regiones que consumen el 60% del mercado mundial.
El mercado de Estados Unidos constituye el destino principal de las exportaciones de tuna mexicana el cual está creciendo significativamente aunque todavía no se puede decir que el mercado es grande (Mercado, 2004).
4.2.2. Producción nacional En nuestro país, la comercialización se lleva a cabo en temporadas bien definidas (julio a septiembre) (Pimienta, 1991). En México existen tres principales zonas productoras de tuna. Que comprenden ocho estados. La zona Sur incluye el estado de Puebla, la zona Centro Hidalgo y el Estado de México y dentro de la zona Centro-Norte se encuentran los estados de Aguascalientes, Guanajuato, Jalisco, San Luis Potosí y Zacatecas.
Figura 1. Estados productores de tuna en el año 2008. Fuente: SIAP 2010
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De acuerdo a las cifras del Sistema de Información Estadística Agroalimentaria y Pesquera (SIAP), en el año 2008, se tuvo una superficie sembrada de 54,294.61 de hectáreas, con una producción de 393,506.49 toneladas, el Estado de México aportó el 42 % del total de la producción, seguido del estado de Zacatecas (25 %), Puebla (13 %) e Hidalgo (9 %).
4.3. Maduración y cosecha 4.3.1. Maduración La maduración es un proceso fisiológico que se inicia en la última etapa de crecimiento y termina en la primera etapa de senescencia: involucra una serie de cambios que conduce a los frutos a obtener su máxima calidad. La calidad final del fruto, el tiempo de almacenamiento y/o transporte, los requerimientos de tratamientos especiales y las necesidades industrialización dependen del grado de madurez al momento de la cosecha.
Cada variedad de tuna tiene características de madurar sus frutos después de un número más o menos fijo de días después de la floración, pero esto no siempre es exacto, debido a que las condiciones de humedad y temperatura que prevalezcan durante el desarrollo y madurez del fruto determinan el estado oportuno de madurez.
4.3.2. Índices de cosecha Para definir el estado de cosecha se utilizan los índices de cosecha, los cuales deben reunir los siguientes requisitos: a) Relacionar la calidad y la vida postcosecha del producto, independientemente de la zona de producción, época y año de cosecha. b) Ser perceptible y variable en función del estado de madurez, así como práctico y rápido.
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c) Preferiblemente objetivo. d) Aceptado tanto por productores, empacadores, comercializadores e inspectores. e) De preferencia no destructivos. El estado de madurez de la tuna al momento de la cosecha es determinante para el manejo comercial y la calidad de fruta que se desee obtener. Dependiendo de la variedad de que se trate, para determinar el momento de corte se puede emplear los siguientes indicadores: a) Tamaño y llenado del fruto. b) Cambios externos del color c) Caída de aguates. d) Firmeza del fruto. e) Aplanamiento de la cavidad floral f) Peso especifico del fruto. g) Contenido de sólidos solubles totales del jugo (Flores, 2002). La tuna por ser un fruto no climatérico, no presenta cambios importantes en su contenido de azúcares en postcosecha, por lo que si se realiza antes de la madurez, el dulzor final del producto no es el esperado de acuerdo con su potencial, por lo que de preferencia se debe cosechar cuando haya llenado completamente, o sea, que la hendidura en la parte superior no sea pronunciada (Claridades Agropecuarias, 1999). Las características de madurez del fruto van de acuerdo con la variedad. Generalmente se toma como indicador el color de la cáscara, el que se manifiesta por el cambio de color de la cáscara verde a rojo-púrpura (tunas rojas), amarillo-cafe (tunas amarillas) o verde claro (tunas blancas). Sin embargo, en algunas variedades de tunas se ha observado que cuando la cáscara empieza a mostrar cambios iniciales de color verde, la pulpa presenta un grado avanzado de maduración (Pimienta, 1990). Los criterios dominantes para su cosecha son: tamaño de fruto y apariencia externa de la fruta, de manera complementaria se señala para todas las clases un contenido mínimo de 11° Brix (Barrios et al., 2004).
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4.3.3. Método de corte Para cosechar se usan tres métodos: a. Consiste en tomar la tuna con la mano, generalmente enguantada y rotarla para desprenderla de la penca. Con este método la tuna se maguya y se desgarra de pedúnculo, por lo que la vida postcosecha disminuye drásticamente y las frutas cosechadas de esta manera se deben comercializar en el mercado nacional en un periodo corto. b. El segundo método consiste en tomar la tuna con una mano, de preferencia enguantada, y con la otra, utilizando un cuchillo, cortar en la base de la misma para desprenderla. Si este procedimiento se realiza bien, sin cortar parte de la tuna, la vida postcosecha se incrementa. c. El tercer método consiste en cosechar cada tuna cortando con todo y un pequeño pedazo de penca el cual se desprende a los 10 o 15 días dejando bien cicatrizado la base de la tuna, por lo que la vida postcosecha es muy superior. Este método se aplica a variedades sin espinas, de lo contrario en variedades espinosas, las fracciones de penca unidos a la base de las tunas llevarán un buen número de espinas que causaría múltiples heridas a los frutos en el recipiente que se trasladan al desespinado (Flores, 2002).
4.4. Manejo postcosecha del fruto de tuna El manejo postcosecha que se le da a la tuna es sencillo y poco tecnificado, sin embargo, el esquema productivo a crecido y los sistemas de distribución y comercialización se han complicado; solamente algunas explotaciones comerciales de México (especialmente las que exportan) y las de otros países productores (Italia, E.U. y Chile) han desarrollado tecnológicamente este proceso.
Entre los factores más importantes del manejo postcosecha se tienen: recolección, transporte, remoción de espinas, selección, empaque y comercialización. El manejo de los frutos es delicado para evitar golpearlos y así no exista la posibilidad de lesiones y
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con éstas se provoquen infecciones patológicas; en el caso de la frigoconservación, evitar sobrepasar los límites inferiores de la temperatura aceptada por cada variedad o especie; no empacar fruta húmeda, no empacar la caja con fruta de más para evitar la compresión, entre otros (Ávila, 2007).
Al ser un fruto no climatérico con bajas tasas de respiración. La producción de etileno es muy baja y aumenta ligeramente durante el almacenamiento. Los daños mecánicos y las pudriciones causan un aumento de respiración y de la tasa de producción de etileno. La firmeza de las tunas (medida en la cáscara carnosa después de quitarle la cutícula) se reduce lentamente durante su almacenamiento a 20 ºC por un mes, estos cambios postcosecha son pequeños en comparación con lo que ocurre con otros frutos. En la medida en que el fruto se desarrolla y madura, el grosor de la cáscara se reduce y es más fácil quitarla o despegarla. El adelgazamiento y el ablandamiento de la cáscara contribuyen a una mayor susceptibilidad del fruto a daños físicos durante el manejo (Pimienta, 1999).
4.4.1. Transporte y recepción Una vez realizada la cosecha, los frutos son depositados en recipientes para ser transportados hasta la empacadora en donde continuará el acondicionamiento de los frutos.
4.4.2. Desespinado El desespinado consiste en remover los aguates del fruto, ya que es el principal factor para comercializar. Para lo cual se utilizan dos métodos: el manual y el mecánico. a. Desespinado manual, generalmente es el que se realiza en el campo. Consiste en colocar la fruta cosechada sobre una cama de paja y cuando los frutos se han secado se procede a desespinar mediante un barrido con escobas (de panojas desnudas de sorgo o de filamentos de plásticos).
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b. Desespinado mecánico, consiste en la utilización de maquinas empacadas con cepillos (rodillos cubiertos con cerdas o con tela de alfombra), sobre los que se hacen pasar las tunas para eliminar los aguates (Corrales, 2003).
4.4.3. Selección En las maquinas desespinadoras, después de la sección de barrido, las tunas pasan a una sección de de selección, que en México en la mayoría de los casos consiste en una banda de selecciones donde manualmente las tunas son seleccionadas por tamaño y se eliminan las que presentan algún daño que desfavorezca su comercialización. Existen maquinas en que la selección es por medio de tubos colocados con diferentes separaciones entre ellos, por las cuales pasan las tunas y caen por gravedad, según su tamaño, en las mesas de empacado (Corrales, 2003).
4.4.4. Empacado La finalidad de empacar la tuna es proporcionar al producto las condiciones adecuadas para que durante el transporte al mercado no se dañe, facilitar su manipulación y darle una presentación atractiva que motive su compra y consumo.
Para el acomodo de la fruta en la caja es conveniente seguir patrones geométricos vistosos que mejoren su presentación. Se debe buscar el acomodo más conveniente, según el tamaño de la fruta y las dimensiones de la caja, una de las formas más recomendada es el acomodo por capas, ya que en esta forma se cuida la calidad de la fruta y se logra dar una buena presentación.
La tuna se empaca en cajas de madera para el mercado nacional y en cajas de cartón para el mercado de exportación. El envase de cartón tiene ciertas ventajas sobre el de madera, ya que sus paredes internas son más lisas y blandas y su peso y tamaño por cantidad de producto manejado es menor, además, que sobre el envase de cartón su
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puede imprimir la marca comercial del producto, leyendas de sus características, origen y logotipo que aumenta su atractivo visual (Corrales, 2003).
4.4.5. Comercialización Con frecuencia la tuna es catalogada como fruta de segunda categoría, debido a la presencia de aguates, debido al no recibir un manejo postcosecha, es decir no se le proporciona valor agregado, para mantener la calidad y así alcanzar mercados más sofisticados en la cadena de distribución en los grandes centros de consumo. Con frecuencia, para resolver este problema se le elimina la cáscara y se comercializa localmente en modalidad de procesamiento mínimo; sin embargo, se genera otro problema, debido a la rápida pérdida de humedad y el desarrollo de condiciones para un deterioro de contaminación.
El mercado de la tuna fresca es fragmentado con características de nicho, es decir está dirigido a grupos específicos de población quien lo demanda por ser un producto exótico o porque conoce su calidad sensorial como es el caso de la comunidad italiana y mexicana (Mercado, 2004).
4.5. Productos mínimamente procesados Recientemente la demanda de frutas y hortalizas mínimamente procesadas ha crecido debido a los ocupados estilos de vida, aumento del poder adquisitivo y la preocupación acerca de la salud de los consumidores. El procesamiento mínimo o ligero, se refiere al cortado, pelado, seccionado, rebanado, y/o escaldado de las frutas y hortalizas. De acuerdo algunos reportes se estima que del 25 al 80% de las frutas y hortalizas frescas se pierde debido a daños (Wills et al., 1981). Dicha perdida en el caso de productos mínimamente procesados se debe al deterioro por cambios fisiológicos que ocurren en el tejido recién herido. En general, estos productos tienen una muy reducida vida de anaquel (Baldwin et al., 1995b).
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4.5.1. Fisiología vegetal Los cambios en la composición de frutas y hortalizas pueden disminuir su valor nutritivo y calidad en general. Estos productos siguen fisiológicamente activos después de la cosecha por lo que es necesario el control de los procesos respiratorios y enzimáticos para prevenir el desarrollo de cambios indeseables (Salunke et al., 1974).
4.5.2. Daño del tejido El daño del tejido vegetal debido al manejo y procesamiento conduce a algunos mecanismos de defensa de las plantas tales como el aumento en la producción de etileno (Hoffman and Yang, 1982; MacLeod et al., 1976) y la producción de metabolitos secundarios (Bell, 1981).
Los daños mecánicos pueden inducir un cambio marcado en la expresión de genes. Algunos de los cambios producidos por las heridas están regulados por el etileno, mientras que otros no. La herida del tejido también resulta en el rompimiento de las paredes celulares lo que permite la mezcla de enzimas y sustratos produciendo reacciones enzimáticas indeseables (como ejemplos: con la polifenol oxidasa y compuestos fenólicos producen melaninas, lipoxigenasas y lipasas, con los lípidos de la membrana producen hidroperóxidos y radicales de ácidos grasos), salida de iones y otros componentes celulares y pérdida de humedad, por lo tanto, turgor. Lo anterior también provee un medio para el crecimiento de microorganismos (Brackett, 1987).
4.5.3. Respiración La velocidad de respiración de frutas y hortalizas se mide ya sea como oxígeno consumido, dióxido de carbono producido o ambos. La mayor parte de la energía requerida por las frutas y hortalizas se obtiene mediante respiración aeróbica (Baldwin et al., 1995a).
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Durante la respiración, la glucosa se convierte en piruvato el cual eventualmente se metaboliza a dióxido de carbono, vía el ciclo del ácido tricarboxílico. Si el oxígeno es limitante, lo que algunas veces ocurre en algunos empaques, cubiertas y condiciones de almacenamiento, este tejido puede experimentar respiración anaeróbica. En este caso la glucosa se convierte a piruvato, el cual se metaboliza ya sea a ácido láctico o acetaldehído y etanol (fermentación) (Wills et al., 1981). La prolongación de la respiración anaeróbica puede conducir al deterioro del producto debido al desarrollo de malos olores y envejecimiento acelerado (Baldwin et al., 1995a).
El uso de películas comestibles, especialmente en combinación con empaques de plásticos impermeables o semipermeables, puede reducir la respiración y por lo tanto prolongar la vida de anaquel del producto. Cuando los tejidos de frutas u hortalizas experimentan niveles ambientales de oxígeno menores a 8%, disminuirán la producción de etileno y los niveles de dióxido de carbono mayores al 5% prevendrán o retrasarán muchas respuestas del tejido vegetal al etileno, como es la maduración. Se requiere un mínimo de 1% a 3% de oxígeno para prevenir la respiración anaeróbica (Kader, 1986). Un aumento en la velocidad de respiración ocurre a temperaturas de almacenamiento; bajas temperaturas (por encima del punto de congelación), regularmente disminuye la respiración. En otras palabras, una cubierta y/o empaque de plástico que produzca una atmósfera modificada apropiada para un producto almacenado a baja temperatura, puede causar condiciones anaeróbicas si el producto experimenta una temperatura elevada por un período de tiempo prolongado (Baldwin et al., 1995b).
4.6. Generalidades de atmósfera modificada (AM) y atmósfera controlada (AC) Los ambientes con atmósferas controladas pueden ser regulados en cuartos especiales para almacenamiento de productos y las atmosferas modificadas pueden ser creadas mediante el uso selectivo de empaques de plástico semipermeables, o atmósfera interna de tejidos vegetales recubiertos con películas comestibles.
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Durante el almacenamiento con atmósferas modificadas mediante una barrera semipermeable, la respiración vegetal causa una disminución de oxígeno y aumento de dióxido de carbono. En almacenamiento con atmósferas controladas, niveles específicos de gases son monitoreados y regulados, sin importar la respiración vegetal. (Kader, 1986).
En la conservación en atmósferas modificadas (AM) o controladas (AC) los alimentos se deterioran, al menos en parte, por la ocurrencia de reacciones oxidativas. Estas reacciones pueden ser resultado del propio metabolismo celular del producto; del desarrollo de microorganismos patógenos o deteriorativos e insectos aeróbicos; o como resultado de la actividad enzimática que usan como sustrato el oxígeno gaseoso. Cambiar la composición de la atmósfera alrededor del alimento inhibe o retarda estas reacciones extendiendo así su vida útil (Del Valle y Palma, 2002).
4.7. Atmosferas modificadas (AM) La atmósfera modificada (AM) consiste en la sustitución del aire del interior del envase por una determinada mezcla de gases antes de su cierre con la finalidad de preservación de frutas y hortalizas, ya sean enteras o cortadas. La atmósfera depende de un equilibrio dinámico entre el metabolismo del fruto y la permeabilidad del film utilizado (Romojaro et al., 1996).
En el empaque con atmósferas modificadas se emplean tres gases principalmente: el Bióxido de carbono (CO2), Nitrógeno (N2) y el Oxígeno (O2), cada uno de ellos tiene ventajas y desventajas cuando entran en contacto directo con los alimentos, por ello se emplean como mezcla y sus concentraciones de aplicación son muy variadas. Cada alimento tiene ciertas propiedades que deseamos preservar y de su conocimiento dependerá la mezcla de gases utilizados para generar la atmósfera modificada adecuada para el alimento en cuestión.
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Figura 2. Sistema de envasado en atmósfera modificada (AM). Fuente. Elaboración propia
La aplicación de esta técnica permite controlar las reacciones químicas, enzimáticas o microbianas con el fin de reducir o eliminar las principales degradaciones.
4.7.1. Efectos fisiológicos de una atmósfera modificada En frutas y verduras los fenómenos respiratorios permiten, aumentar la cantidad de CO2 y reducir el contenido de O2. Este aumento de CO2 puede reducir la tasa respiratoria, (Brennan, 2008) , retrasar la maduración, disminuir la producción y la sensibilidad de etileno, retrasar la pérdida de textura, reducción de la pérdida de agua, reducir los cambios de composición asociados con la maduración, reducir la degradación de clorofila y el pardeamiento enzimático paliando las alteraciones fisiológicas y los daños por frío, manteniendo el color, y protegiendo las vitaminas de los productos frescos, de ese modo se consigue la calidad durante una vida útil más amplia (Day, 1995).
4.7.2. Situaciones de riesgo en el desarrollo de una atmósfera modificada El uso de atmósferas modificadas también produce riesgos, pues al pasar ligeramente los límites de tolerancia, se puede provocar un aumento de ciertas fisiopatias,
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dependiendo del tipo de producto y de las temperaturas y de las condiciones de almacén. Activación de la respiración anaeróbica con la consecuente acumulación de acetaldehídos y etanol (metabolitos tóxicos) Sin embargo si el nivel de O 2 se reduce por debajo del 2% se puede instaurar un fenómeno de respiración anaeróbica y el producto acaba por alterarse (Brennan, 2008). Manchado de tejidos tanto a nivel externo como interno. Maduración anormal (ablandamiento irregular, pobre desarrollo del color característico). Incremento en la sensibilidad al ataque de microorganismos. Desarrollo de aromas y sabores desagradables (Gorris y Peppelenbos, 2003).
4.8. Recubrimiento comestible Un recubrimiento comestible es definido como una capa delgada de material comestible formado como un revestimiento sobre el alimento, mientras una Película comestible es una capa preformada y delgada elaborada con material comestible y la cual una vez elaborada puede ser colocada sobre el alimento ó entre los componentes del mismo. La principal diferencia entre ambos sistemas comestibles es que los Recubrimientos comestibles son aplicados en forma líquida sobre el alimento, generalmente por inmersión del producto en una solución, y las Películas Comestibles son en primer lugar preformadas como láminas sólidas las cuales son posteriormente aplicadas en forma de recubrimiento sobre el alimento (McHugh y Senesi 2000).
Los recubrimientos comestibles tienen como objetivo principal proteger productos alimenticios perecederos, prolongando la vida de anaquel. Creando una atmósfera modificada dentro de las frutas y hortalizas, debido al control de intercambio de los gases respiratorios. Los recubrimientos comestibles pueden utilizarse para mejorar el aspecto o la textura, o reducir los fenómenos de transporte superficial, principalmente
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las pérdidas o ganancia del agua en el alimento. Pueden utilizarse también como medio portador de aditivos con el fin de contribuir a la estabilidad del producto, facilitando la acción de estas sustancias sobre la superficie (González et al., 2005).
4.8.1. Propiedades funcionales Las propiedades funcionales que debe reunir una sustancia susceptible de ser empleada como recubrimiento, se resume en selectividad frente a la transferencia de materia y estabilidad estructural. La permeabilidad al vapor de agua, a los gases y a otros solutos como lípidos, sales, aditivos, aromas, pigmentos y cualquier solvente que pueda pasar a través de su matriz, define las propiedades y posibles aplicaciones de un recubrimiento comestible. Así una baja permeabilidad al vapor de agua es importante en productos con humedad baja en los cuales conviene mantener una textura determinada.
El control de los fenómenos de transporte de ciertos gases como el oxígeno puede permitir la atenuación de procesos de oxidación como el enranciamiento de grasas poliinsaturadas o incluso ralentizar algunos procesos de degradación fisiológica que se dan durante la maduración de las frutas.
De igual manera, el empleo de recubrimientos comestibles puede contribuir a reducir la transferencia de compuestos volátiles de los alimentos, con el fin de evitar la pérdida total o parcial de aromas. La penetración de distintas sustancias hacia el interior del alimento durante distintos procesos como los de deshidratación osmótica, también pueden reducirse mediante un recubrimiento comestible (González et al., 2005).
Según Kester y Fennema (1986) los recubrimientos comestibles tienen la finalidad de retardar la migración de humedad, controlar el transporte de gases (O 2, CO2 y etileno) retener componentes volátiles, servir de vehículos de aditivos, mejorar las propiedades mecánicas y de manejo del alimento, además de impartir una mayor integridad a la estructura del mismo.
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Figura 3. Principales funciones de los recubrimientos comestibles aplicados a frutas mínimamente procesadas. Fuente. Elaboración propia.
Los recubrimientos comestibles aplicados en frutas cortadas producen una atmósfera modificada en la fruta, reducen el deterioro, retrasan la maduración de frutas climatéricas, reducen la pérdida de agua, retardan los cambios de color, mejoran la apariencia, disminuyen la pérdida de aromas, reducen el intercambio de humedad entre trozos de frutas, transportan compuestos antioxidantes y estabilizantes de la textura, imparten color y sabor, y pudieran servir como transporte de otras sustancias (Olivas y Barbosa-Cánovas, 2005), reducción en el uso de envases sintéticos y un mantenimiento de la calidad durante el almacenamiento (Nísperos-Carriedo et al., 1992; Park et al., 1994; Sothornvit y Krochta, 2000).
Sin embargo, su utilización también presenta inconvenientes. Una de las principales desventajas es su grosor, ya que este puede restringir el intercambio gaseoso durante la respiración de los tejidos, pudiendo causar acumulación de altos niveles de etanol y por ende el desarrollo de malos sabores (El Ghaouth et al., 1992; Howard y Dewi, 1995). Por otro lado, recubrimientos con escasas propiedades de barrera al vapor de agua pueden causar pérdida de peso y de humedad del alimento sobre el que están aplicados, aunque puede prevenirse la condensación de vapor de agua, que puede dar origen al crecimiento microbiano en frutas y hortalizas envasadas (Ben-Yehoshua, 1985). Los recubrimientos comestibles con buenas propiedades de barrera a los gases
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pueden dar origen a la respiración anaeróbica e interferir con el proceso normal de maduración (Meheriuk y Lau, 1998). Las coberturas deben permitir el paso de cierta cantidad de oxígeno a través del recubrimiento con el fin de evitar condiciones anaeróbicas y sus negativas consecuencias.
4.8.2. Componentes de las películas Las propiedades que ofrecen las películas comestibles dependen de los compuestos de los que estén elaborados. Krochta et al. (1994) clasifica a los componentes en: hidrocoloides, lípidos y compuestos. Los hidrocoloides incluyen proteínas, alginatos, pectinas, derivados de celulosa, almidones y otros polisacáridos. Los lípidos incluyen ceras, ácidos grasos y acilgliceroles. Los compuestos contienen lípidos e hidrocoloides: la película compuesta puede existir como bicapa (una capa hidrocoloide y otra de lípido) o como aglomerado.
4.8.2.1. Hidrocoloides Estas películas son usadas donde el control de migración de vapor de agua no es el objetivo. Poseen buenas propiedades de barrera para el oxígeno, dióxido de carbono y lípidos. La mayoría de estas películas tienen propiedades mecánicas deseables para trabajar con productos frágiles, son sensibles al calentamiento y aportan sabor (Donhowe y Fennema, 1994).
Los hidrocoloides usados para películas o cubiertas pueden ser clasificados de acuerdo a su carga molecular y solubilidad en agua. De acuerdo a su composición éstas pueden ser: polisacáridos y proteínas (Guilbert, 1986).
4.8.2.1.1. Polisacáridos Las películas de polisacáridos tienen buenas propiedades de barrera a los gases y pueden adherirse
a superficies de frutas y vegetales seccionados. No son buena
barrera para la humedad, debido a su naturaleza hidrofílica (Guilbert, 1986). Se han
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elaborado películas a partir de celulosa, pectina, almidón, alginatos, quitosano, carragenina, gomas y mezclas.
4.8.2.1.2. Proteínas Las películas de proteínas poseen mayor resistencia al vapor de agua que el resto de hidrocoloides solubles en agua. Son susceptibles al cambio de pH, pueden proporcionar un valor nutricional agregado al producto, son buenas formadoras de películas y se adhieren a superficies hidrofilias. Las fuentes más comunes son caseína, zeína, soya, albúmina de huevo, lacto albúmina, suero de leche, gluten de trigo y colágeno (Baldwin et al., 1995a). Las películas hidrocoloides tienen una pobre resistencia al agua debido a su naturaleza hidrofílica. Los componente que presentan solubilidad moderada en agua son etilcelulosa, gluten te trigo y zeína, los cuales presentan una mejor resistencia al vapor de agua (Krochta et al., 1994).
4.8.2.2. Lípidos Los lípidos son usados como barrera para el vapor de agua o para dar brillo a las cubiertas de confitería. Las ceras han sido utilizadas para cubrir frutas y vegetales ya que retardan respiración y disminuyen la perdida de humedad. Las películas de cera son, la mayoría de las veces, más resistentes al paso de la humedad que otros componentes. Los ácidos grasos y alcoholes grasos son barreras efectivas al vapor de agua. Las propiedades de barrera de estas películas son altamente dependientes del arreglo cristalino que presentan los lípidos (Donhowe y Fennema, 1994).
4.8.2.3. Componentes compuestos Las películas comestibles deben ser heterogéneas por naturaleza. Se pueden hacer mezclas de polisacáridos, proteínas y/o lípidos. Al mezclar los componentes se tiene la habilidad de utilizar las distintas características funcionales para cada clase de formación de película (Kester y Fennema, 1986).
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Guilbert (1986) define los sistemas multicomponentes como: dos o más componentes que se mezclan con el propósito de complementarse y aumentar su capacidad. Las primeras combinaciones que se hicieron fueron de materiales altamente poliméricos, ejemplos: almidón con alginatos, gomas con almidón y pectinas con gelatinas.
4.8.3. Aditivos Para impartir propiedades mecánicas, nutricionales y organolépticas a las películas, se utilizan
diversos
aditivos,
como
agentes
antimicrobianos,
ácidos
orgánicos,
antioxidantes, colorantes, saborizantes y otros componentes nutritivos (Guilbert, 1986). Los aditivos pueden ser: a. Plastificantes. Como alcoholes polhídricos, ceras, aceites, ácidos grasos. b. Surfactantes
y
emulsificantes.
Como
grasas,
aceites,
emulsificantes
y
polietilenglicol. c. Conservadores químicos. Como acido benzoico, benzoato de sodio, ácido sórbico, sorbato de potasio y ácido propiónico.
4.8.4. Formación de la película En la mayoría se las aplicaciones, las películas son formadas a partir de una solución que contiene el agente formador de la película la cual se solidifica en la superficie del material que se recubre (Kester y Fennema, 1986). Cuando un polímero está siendo aplicado a una superficie o matriz, existen dos fuerzas operando: cohesión y adhesión. El grado de cohesión afecta las propiedades de la película así como la densidad, la porosidad, permeabilidad, flexibilidad y fragilidad de la película (Guilbert, 1986). La fuerza de cohesión aumenta cuando se tiene una distribución uniforme de grupos polares en la estructura de una película y a medida que esta incrementa se reduce la fuerza de la película, la permeabilidad a gases y solutos y la porosidad (Banker, 1996). Cuando las películas proteicas se exponen a un calor excesivo se afecta la cohesión: ya que las moléculas son inmovilizadas prematuramente provocando defectos como perforaciones y fractura prematura de la película (Guzmán, 2003).
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4.9. Quitina y quitosano La quitina es el segundo polisacárido más abundante en la naturaleza después de la celulosa. Su formula química es similar, solo que la quitina se encuentra una acetamida en lugar del grupo hidroxilo del C2 (Figura 4) (Rodríguez et al., 2005). Es un polímero formado principalmente por unidades repetidas de beta (1-4) 2-acetoamido-2-deoxi-Dglucosa (N-etilglucosamina) (Sánchez, 1998).
Figura 4. Comparación entre la estructura de la quitina y celulosa (Rodríguez et al., 2005)
Es el componente más importante del exoesqueleto de los invertebrados, como por ejemplo, anélidos, artrópodos, moluscos y también, formas inferiores de la vida vegetal (hongos y mohos) (Rodríguez et al., 2005).
El principal derivado de la quitina es el quitosano, que se produce por desacetilación alcalina o enzimática de la misma. Este biopolímero contiene una mayor proporción de grupos de D-glucosamina con respecto a los N-acil-D-glucosamina, por lo que se disuelve a bajas concentraciones de ácidos orgánicos acuosos, por ejemplo, ácido acético, fórmico y también en ácidos inorgánicos, dando en todos los casos soluciones viscosas (Figura 5) (Rodríguez et al., 2005).
Figura 5. Estructura química del quitosano (Rodríguez et al., 2005)
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4.9.1. Usos Las aplicaciones de la quitina y el quitosano son muy amplias, existiendo en sectores en los que su utilización es habitual y conocida y otros en los que constituye una vía de investigación (Peral y Gartzia, 2002). Tratamientos de agua. Actúan como quelantes de metales de transición y contaminantes ambientales, como removedores de iones metálicos, floculantes coagulantes y precipitantes de proteína, aminoácidos, tintes, colorantes, algas, aceites, metales radioactivos, partículas en suspensión y pesticidas. Industria alimentaria. o Aditivos en alimentos. Tienen propiedades espesantes, gelificantes y emulsificantes, se utilizan como mejoradores de la textura ya que se fijan agua y grasa, también como estabilizantes del color, como agente que previene la precipitación del vinagre, aditivos con características nutricionales, aditivo para la alimentación animal. o Envoltura y recubrimiento protector de alimentos. Las películas de quitosano son resistentes, duraderos y flexibles, con propiedades mecánicas similares a polímeros comerciales de fuerzas medias. Estas películas se emplean, junto con otros elementos, en recubrimientos para frutas, retrasando el envejecimiento, disminuyendo la oxidación, las pérdidas de transpiración y protegiendo frente al ataque de hongos. Las películas de quitosano presentan acción antimicrobiana mediante la privación de iones vitales a los microorganismos, destrucción de membrana, filtración de constituyentes intracelulares y formación de complejos polielectrolíticos como polímeros ácidos y células de superficie. o Procesos industriales. Como agente purificador de azúcar, clarificador en industrias de bebidas, finalizador de zumos, coagulación de queso, retardador del oscurecimiento enzimático de jugos de manzana y pera. Medicina. Por sus propiedades antimicrobianas, capacidad de retención de humedad y liberación controlada de sustancias.
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Biotecnología. Actuando en la inmovilización de enzimas, separación de proteínas, inmovilización celular, reacción con aldehídos, captación de células y enzimas. Agricultura. Recubrimientos de semillas, conservación de frutas, protección frente a plagas y hongos, virucida y estimulante del crecimiento. Cosméticos. Por sus propiedades humectantes, abrasivas y no alergenicidad. Industria papelera. En la elaboración de papel, aumenta el rendimiento de la pulpa, la capacidad de retención de agua. Tecnologías de membrana. Se utiliza para la separación de componentes, absorbentes de encapsulación, control de permeabilidad, ósmosis inversa. Alimentos nutraceúticos. En alimentos funcionales debido a sus características de solubilidad. Industria textil. Evita el encogimiento de los tejidos y fija el color.
4.9.2. Películas de quitosano Las películas de quitosano tienen excelentes propiedades mecánicas que dependen, en gran medida, del peso molecular, de su grado de cristalinidad y del contenido de humedad de las mismas. Son delgadas, elásticas, resistentes y tienen una excelente adhesión en diferentes tipos de superficie. Poseen valores medios o moderados de permeabilidad del agua y actúan como barrera al oxígeno; por lo tanto disminuyen la velocidad de respiración y retardan el proceso de maduración por reducción en la evolución del etileno y dióxido de carbono.
Salvador et al. (1999) señalaron que las películas de quitosano aumentan la vida de anaquel del aguacate (Persea americana Mill c.v. Hass) por sus propiedades antifúngicas sobre Colletrotrichum sp. y Diplodia sp. causante de la antracnosis y pudrición en este fruto climatérico.
Li - Yu (2000) lograron inhibir la maduración y el envejecimiento de durazno mediante la aplicación de películas de quitosano de concentración 0.5 – 1 %. Confirmaron la
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existencia de la disminución de la velocidad de respiración y producción de etileno, reducción de formación de malonaldehido, estimulación de la superóxido dismutasa y mantenimiento de la integridad de la membrana celular. Además tiene una acción de protección del fruto contra el ataque causada por Monilinia fructicola y Rhizopus stolonifer.
Kume, et al. (2002) estudiaron la preservación de mango con películas constituidas por quitosano irradiado, demostraron que pudo prolongarse la vida de anaquel de 7 a 15 días, manteniendo su color y maduración natural. Consideraron que ello se debió a las propiedades antifúngicas y a cambios en las propiedades fisicoquímicas del quitosano irradiado.
Flores y Rodríguez (2008) evaluaron dos cubiertas comestibles a base de quitosano en un ambiente de refrigeración en frutos de zapote mamey (Pouteria sopota (Jacq)), Obtuvieron el mejor efecto en la cubierta comestible elaborada a base de quitosano y almidón nativo de plátano incrementando la vida postcosecha de los frutos zapote mamey en 3 días mejorando la apariencia. Por su parte la cubierta a base de quitosano y almidón modificado de plátano incremento la vida útil de los frutos de zapote mamey en 1 ó 2 días.
Este tipo de recubrimiento es efectivo en prolongar la vida útil y mejorar la calidad de frutas cortadas ya que presenta una alta permeabilidad selectiva frente a los gases, una ligera resistencia al vapor de agua, además de poseer propiedades antifúngicas (Krochta y De Mulder-Johnston, 1997).
La aplicación de coberturas de quitosano retarda los cambios en el contenido de antocianinas, flavonoides y fenoles totales, además de disminuir la pérdida de peso y el pardeamiento en frutas como “Litchi” (Zhang and Quantick, 1997).
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La efectividad del quitosano también ha sido probada en rodajas de mango por Chien et al. (2007) quienes observaron una menor deshidratación de los trozos de fruta recubiertos además del mantenimiento del color y sabor original del mango.
Del mismo modo, Assis y Pessoa (2004) evaluaron las propiedades de recubrimientos de quitosano aplicados en rodajas de manzana, observando que dicho recubrimiento era efectivo previniendo la pérdida de peso, además de ser un excelente recubrimiento antifúngico.
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V. MATERIALES Y MÉTODOS 5.1. Localización Los frutos se obtuvieron en la región de San Felipe Teotitlán, Nopaltepec, Estado de México, en huertos de 10 años.
5.2. Material vegetal Las tunas fueron cosechadas manualmente, con la mejor calidad posible (buen color, sin pudriciones, sin daños físicos, buen grado de madurez), frutos homogéneos en cuanto a calidad, tamaño y grado de madurez fisiológico.
Los aguates se eliminaron por medio de cepillos de cerdas delgadas para evitar daños mecánicos, en maquinaria de un productor de la localidad. Posteriormente se colocaron en cajas de plástico y se trasladaron a la Universidad Autónoma Chapingo. - Preenfriamiento A su llegada al Laboratorio, las tunas fueron preenfriadas en una cámara a 4 ºC aproximadamente 12 horas, con el fin de eliminar el calor de campo, los frutos que presentaran daños mecánicos se desecharon, para conformar las unidades experimentales homogéneas. - Desinfección Los frutos se sumergieron en una solución clorada al 0.18 %, con la finalidad de desinfectar la parte externa de la epidermis y evitar una posible proliferación microbiana durante su manipulación. - Procesamiento mínimo Consistió en la remoción de la cáscara manualmente. Se realizó cuidadosamente dos cortes en los extremos de la fruta y una incisión con un cuchillo afilado, eliminando la cáscara con las manos protegidas con guantes estériles.
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Además, se realizó la sanitización previa de las instalaciones y todo el equipo que estaría en contacto con el fruto.
5.3. Factores de estudio - Recubrimiento de quitosano En la presente investigación se emplearon frutos como testigo (sin recubrimiento de quitosano) y frutos recubiertos con quitosano de medio peso molecular (Sigma-Aldrich) en concentraciones de 0.5 %, 1 % y 2 %, disuelto en ácido acético al 1 %.
Figura 6. Soluciones de quitosano al 0.5 %, 1 % y 2 %.
- Temperatura de almacenamiento Las temperaturas de almacenamiento a las que se sometieron los tratamientos fueron a 4 y 20 ºC. La toma de lecturas se realizó al inicio del almacenamiento en los días 1, 4, 8, 12 y 16.
5.4. Unidad y Diseño experimental La unidad experimental estuvo conformada por tres tunas mínimamente procesadas, esto es, sin cáscara, recubiertas con quitosano 2 %, 1 %, 0.5 %, y sin recubrimiento, las cuales fueron colocadas en charolas de unicel y cubiertos con Omnifilm polietileno de baja densidad.
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Figura 7. Unidad experimental
Dichas charolas de unicel fueron previamente preparadas mediante la adaptación de un tapón de hule con el objetivo de servir como puerto de monitoreo en el momento de obtener la muestra gaseosa de la atmósfera interna en subsecuentes tomas de datos.
Los tratamientos se distribuyeron con un diseño experimental completamente al azar en arreglo factorial 4x2. Por lo tanto, se tuvo un diseño experimental de 8 tratamientos y se consideraron tres repeticiones.
5.5. Caracteres evaluados 5.5.1. Variables físicas y fisicoquímicas 5.5.1.1. Pérdida de peso Para esta determinación se ocuparon frutos destinados a la evaluación de pruebas no destructivas. Esta variable se determinó por diferencia de peso, registrando éste antes de que las tunas se expusieran a condiciones de refrigeración y fueron monitoreadas al momento de evaluar en cada período de conservación (4 días). Se ocupó una balanza granataria marca Shimadzu BX 4200D y se estimó el porcentaje de pérdida de peso (% PP) mediante la ecuación:
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P Pf % PP i Pi
100
Donde: Pi es peso inicial del fruto . Pf es peso final al término de cada evaluación.
5.5.1.2. Firmeza La firmeza de la pulpa se realizó al término de cada evaluación, dichas mediciones se realizaron en tres puntos de la zona ecuatorial del fruto y se expresó como el promedio de las tres determinaciones. Se determinó en Newtons (N) por medio de un penetrómetro digital de la marca Mecmesin CE con accesorio cónico de 8 mm.
5.5.1.3. Sólidos solubles totales (SST) Se cuantificaron sólidos solubles totales (SST), mediante el uso de un refractómetro digital marca Atago Pocket PAL-1 (0 a 53 %), según la metodología de AOAC (1990). Los resultados se expresan en ºBrix. El jugo se extrajo manualmente de la pulpa de tuna.
5.5.1.4. Acidez titulable La acidez titulable se determinó por el método de titulación de hidróxido de sodio (NaOH), propuesto por la AOAC (1990). Se tomaron muestras de 10 g de tuna, las cuales fueron molidas en la licuadora Osterizer Blender con 50 ml de agua destilada, se filtró, se tomó una alícuota de 10 ml y se procedió a titular con NaOH 0.01 N
La acidez se expresó en porcentaje de ácido cítrico y se calculó mediante la ecuación:
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ml NaOH N Meq V 100 % Ácido cítrico Peso muestra Alícuota
Donde: N es la normalidad del NaOH. Meq son los miliequivalentes de ácido cítrico (0.064). V es volumen total.
5.5.1.5. Vitamina C Se cuantificó con base en el método del 2,6 diclorofenol indofenol (AOAC, 1990). Para ello se tomaron 5 g de pulpa, que se homogenizaron con 50 ml de ácido oxálico (0.5 %), de la cual se tomó una alícuota de 5 ml y se tituló con la solución Tillman hasta que el color rosa se hizo visible. La cantidad de ácido ascórbico expresa en mg.100-1. Solución estándar: Se realizó una solución de 0.005 g de ácido ascórbico disuelto en 50 ml de ácido oxálico con una concentración de 0.1 mg/ml y se realizó las siguientes disoluciones.
Cuadro 2. Disoluciones para obtener solución estándar de ácido ascórbico. Muestra 1 2 3 4 5 6 7
Solución Concentración (ml) (mg/ml) 25.000 12.500 6.250 3.175 1.500 0.700 0.350
0.1 0.1 0.1 0.1 0.1 0.1 0.1
Aforo (ml)
Nueva concentración
Alícuota (ml)
mg/5 ml
Gasto de Tillman (ml)
25 25 25 25 25 25 25
0.1000 0.0500 0.0250 0.0127 0.0060 0.0028 0.0014
5 5 5 5 5 5 5
0.5000 0.2500 0.1250 0.0635 0.0300 0.0140 0.0070
6.0 3.2 1.6 0.9 0.5 0.3 0.1
46
Por regresión lineal se obtuvo la siguiente ecuación para la cuantificación de acido ascórbico.
Ácido ascórbico (mg / 5ml)
Gasto de Tillman (ml) 0.1221 11.87
r 2 0.999
5.5.1.6. Clorofila y Carotenoides Esta variable se determinó mediante el método colorimétrico a partir de acetona al 80 %. Se colocaron 20 g del material vegetativo en 25 ml de acetona al 80 % dejando reposar 24 h en obscuridad; se filtró y se realizó
lecturas de absorbancia
espectofotométrica a 663.2, 646.8 y 476 nm, calibrando con un blanco de acetona.
El contenido de clorofila y carotenoides se obtuvo con las siguientes ecuaciones:
C a 12.25 A663.2 2.79 A646.8 C b 21.50 A646.8 5.10 A663.2 C a b 7.15 A663.2 18.71 A646.8 C xc
1000 A476 1.82C a 85.02C b 198
Donde: Ca Concentración de Clorofila a Cb Concentración de Clorofila b Ca+b Concentración de clorofila total. Cx+c Concentración de carotenoides totales.
5.5.1.7. Compuestos fenólicos La cuantificación de esta variable se determinó de acuerdo a la prueba recomendada por Kader y Chordas (1984). Se realizaron 2 cortes de 2 x 2 x .2 cm del fruto, un corte se consideró como testigo y al otro se le aplicaron una gota de los siguientes reactivos con la secuencia indicada:
1. Nitrito de sodio al 10 % (Na NO2)
47
2. Solución de Urea al 20 % 3. Ácido acético glacial al 10 %. Se esperó un lapso de 4 minutos. 4. 2 gotas de hidróxido de sodio al 8 % (Na OH)
Se evaluó el grado de intensidad del color desarrollado con la escala subjetiva de 1 a 5 basándose en el siguiente patrón.
Figura 8. Patrón del grado de intensidad del color desarrollado para cuantificar compuestos fenólicos.
5.5.1.8. Apariencia Se realizó una valoración de la apariencia mediante una escala hedónica de cinco niveles: 1 Pésima, 2 Mala, 3 Regular, 4 Buena y 5 Excelente
5.5.2. Variables fisiológicas 5.5.2.1. Concentración de CO2 La concentración de CO2 se determinó tomando muestras gaseosas de la atmósfera formada en las cámaras estáticas, donde la concentración de CO2 se cuantificó por cromatografía de gases utilizando el detector de conductividad térmica (TDC).
La concentración se obtuvo aplicando la ecuación de la curva patrón obtenida por regresión lineal que previamente se elaboró la cual se describe a continuación.
48
Las muestras de cada una de las unidades experimentales se obtuvieron con una jeringa de 5 mL marca Plastinak® haciendo uso del puerto de monitoreo acondicionado a cada charola. La muestra gaseosa se depositó en tubos de vidrio (Vacutainer®) y de las cuales se obtuvieron las muestras gaseosas con una jeringa de 100 μL marca Hamilton, las cuales se inyectaron en el cromatógrafo de gases.
Las condiciones del cromatógrafo de gases fueron las siguientes: se utilizó un cromatógrafo de gases marca Varian Star 3400 CX, con una columna capilar Chompack con capa porosa de sílica fundida (PLOT) y fase estacionaria Paraplot Q, columna de 27.5 m de largo, 0.32 mm de diámetro interno y 0.45 mm de diámetro externo. Se utilizó N2 como gas de arrastre e H2 y aire para el encendido del detector de ionización de flama (FID). Las zonas del cromatógrafo se calentaron de la siguiente manera: 80 ºC en la columna, 200 ºC en el inyector, 150 ºC en el auxiliar (FID) y 150 ºC en el detector (TCD). El tiempo de corrida fue de 5 minutos. Bajo las condiciones cromatográficas establecidas el tiempo de retención para el CO2 fue de 2.70 minutos.
5.5.2.1.1. Curva estándar de CO2 Para elaborar esta curva, se utilizaron tableros mezcladores de gases alimentados con una fuente de CO2 (estándar certificado, con 4000 ppm de concentración de CO2, balance N2) y N2 en tanque presurizado (estándar certificado de alta pureza de N2 al 100%), dichos gases se mezclaron en diferentes proporciones, regulando la velocidad de flujo, obteniéndose diferentes disoluciones de la mezcla, cada mezcla fue inyectada en el cromatógrafo.
Posteriormente se graficaron los datos de las concentraciones resultantes en cada dilución contra el área bajo la curva correspondiente a cada mezcla (Cuadro 3).
49
Cuadro 3. Concentración teórica de CO2 (ppm) y área bajo la curva correspondiente, determinada en el cromatógrafo de gases Área bajo la curva
CO2 (ppm)
99256 85135 55780 29300 20516 0
4000 2912 2044 1180 776 0
Obteniéndose la siguiente ecuación:
y 0.0377 x 4.9977 r 2 0.985
Donde: y = Concentración de CO2 en partes por millón (ppm) x = área bajo la curva para cada muestra inyectada
5.6. Análisis estadístico Para el análisis de las variables estudiadas se realizó mediante el paquete estadístico Statistical Analysis System (SAS) for Windows 9.0. Se realizó un análisis de varianza considerando un diseño completamente al azar con arreglo factorial 4x2. Cuando se detectaron diferencias significativas se llevó a cabo una comparación de medias con la prueba Tukey (P< 0.5).
50
VI. RESULTADOS Y DISCUSIÓN 6.1. Análisis de Varianza El anova mostró con P 0.05 el factor temperatura afecto prácticamente todas las variables de respuesta a excepción de carotenoides (Cuadro 4-8).
Cuadro 4. Análisis de Varianza de las variables estudiadas, en el día 1. FV
GL
Temperatura 1 Quitosano 3 T*Q 3 Error 16 Total 23 CV
x
Pérdida de peso
Firmeza
Apariencia
0 0 0 0
2.23 ** 3.50 ** 1.57 ** 0.03
0 0
4.65 3.97
0.375 0.264 0.153 0.208
SST 0.454 ** 0.055 0.013 0.025
9.69 4.71
1.03 15.2
Clorofila
Carotenoides
Acidez titulable 1.71E-04 ** 8.70E-05 ** 4.50E-05 ** 8.79E-06 8.39 0.035
** (P 0.05)
Cuadro 4. Continuación. FV
GL Vitamina C
Temperatura 1 Quitosano 3 T*Q 3 Error 16 Total 23 CV
x
860 ** 25 ** 7 3 7.65 22.2
Compuestos fenólicos 0 0 0 0
0.240 0.027 0.023 0.272
4.17E-06 7.38E-04 8.82E-04 1.17E-03
0 1.00
4.02 13.0
6.68 0.512
Concentración de CO2 21660 ** 0.486 10.8 112 12.5 84.5
** (P 0.05)
Con respecto a la concentración de quitosano. Modificó en los diferentes muestreos a pérdida de peso, firmeza y acidez; a sólidos solubles totales a partir del día 4 hasta al final del experimento, vitamina C al inicio del día 1 al 8, clorofila del 4 al 12 y CO 2 solo en el día 4. La apariencia, compuestos fenólicos y carotenoides no fueron afectados.
51
Cuadro 5. Análisis de Varianza de las variables estudiadas, en el día 4. FV
GL
Temperatura 1 Quitosano 3 T*Q 3 Error 16 Total 23 CV
x
Pérdida de peso 104 ** 0.860 ** 0.439 0.163 10.7 3.77
Firmeza 9.19 ** 0.52 ** 0.05 0.14 10.97 3.44
Apariencia 70.0 ** 0.042 0.042 0.167 15.1 2.71
SST 1.40 ** 0.101 ** 0.034 0.015 0.807 15.0
Acidez titulable 3.75E-05 1.70E-04 ** 5.39E-05 1.98E-05 11.3 0.039
** (P 0.05)
Cuadro 5. Continuación. FV
GL
Vitamina C
Temperatura 1 Quitosano 3 T*Q 3 Error 16 Total 23 CV
872 ** 42 ** 11 * 3
x
9.93 18.2
Compuestos fenólicos 4.17 ** 0.056 0.278 0.167 25.8 1.58
Clorofila
Carotenoides
9.59 ** 3.60 ** 0.196 ** 0.054
1.67E-05 1.44E-04 2.94E-04 1.32E-03
1.99 11.7
7.05 0.515
Concentración de CO2 24349262 ** 70216 ** 58700 ** 10705 9.29 1114
** (P 0.05)
Los coeficientes de variación fueron menores que el 30 % a excepción de compuestos fenólicos con coeficientes de variación menores al 45 %.
Cuadro 6. Análisis de Varianza de las variables estudiadas, en el día 8. FV
GL
Quitosano 3 Error 8 Total 11 CV
x
Pérdida de peso 0.084 ** 0.005 4.16 1.78
Firmeza 0.514 ** 0.004 1.68 3.81
Apariencia
SST
0.083 0.250
0.136 ** 0.004
11.76 4.25
0.428 15.1
Acidez titulable 6.34E-05 4.87E-05 15.92 0.044
** (P 0.05)
52
Cuadro 6. Continuación. FV
GL Vitamina C
Quitosano 3 Error 8 Total 11 CV
x
17.4 ** 2.4
Compuestos fenólicos 0.083 0.333
7.08 21.7
40.8 1.42
Clorofila 0.805 ** 0.085 2.50 11.7
Carotenoides
Concentración de CO2
0.001 0.005
92994 45752
14.62 0.503
11.6 1844
** (P 0.05)
La interacción Temperatura * Quitosano mostró diferencia significativa el día 1 en las variables de respuesta firmeza y acidez, mientras en el día 4 se presento en vitamina C, clorofila y concentración de CO2. Cuadro 7. Análisis de Varianza para las variables estudiadas, en el día 12. FV
GL
Quitosano Error Total CV
3 16 23
Pérdida de peso 0.206 ** 0.012 5.91 1.87
x
Firmeza
Apariencia
SST
0.23 ** 0.00
0.222 0.750
0.054 ** 0.005
1.76 3.52
23.62 3.67
0.474 14.9
Acidez titulable 1.93E-04 ** 9.42E-06 6.31 0.049
** (P 0.05)
Cuadro 7. Continuación. FV
GL Vitamina C
Quitosano 3 Error 16 Total 23 CV
x
Compuestos fenólicos
11.8 7.8
0.083 0.333
13.7 20.4
36.5 1.58
Clorofila 1.32 ** 0.136 3.28 11.2
Carotenoides
Concentración de CO2
1.69E-03 4.37E-03
17606 124739
13.0 0.510
17.6 2012
** (P 0.05)
53
Cuadro 8. Análisis de Varianza de las variables estudiadas, para el día 16. FV
GL
Quitosano 3 Error 16 Total 23 CV
x
Pérdida de peso 0.376 ** 0.005 3.33 2.18
Firmeza 0.57 ** 0.02 4.30 3.23
Apariencia 1.64 0.500 22.9 3.1
SST 0.042 ** 0.005 0.480 14.7
Acidez titulable 9.41E-04 ** 1.15E-04 15.4 0.070
** (P 0.05)
Cuadro 8. Continuación. FV
GL Vitamina C
Quitosano 3 Error 16 Total 23 CV
x
Compuestos fenólicos
Clorofila
Carotenoides
Concentración de CO2
335 973
0.083 0.250
0.667 0.275
8.97E-04 1.97E-03
13454 25878
20.0 156
28.6 1.75
4.84 10.8
8.57 0.518
8.08 1990
** (P 0.05)
54
6.2. Variables físicas 6.2.1. Pérdida de peso En el análisis de varianza realizado a los resultados obtenidos, se encontraron diferencias significativas en el porcentaje de pérdida de peso entre los dos factores evaluados en el día 4. De igual manera se encontró que las temperaturas a las que se sometieron los tratamientos fueron estadísticamente diferentes en el día 4 (Cuadro 9). Esta variable reportó mayor pérdida de peso a 20 ºC, esto se debe a que las pérdidas de peso en postcosecha son causadas principalmente por pérdidas de agua por transpiración, se observa la presencia de dicho efecto ya que a mayor temperatura la actividad metabólica es mayor (Figura 9). Las pérdidas fisiológicas de peso que presenta la tuna en postcosecha depende de varios factores, dentro de los cuales los más importantes son las condiciones de temperatura, humedad relativa, ventilación y las barreras naturales o artificiales que disponga este para impedir esa pérdida de agua durante el almacenamiento, así como el estado de desarrollo del fruto al momento de la cosecha y la variedad (Guarinoni, 2000; Corrales, 2003).
Cuadro 9. Efecto de la temperatura de almacenamiento, en la pérdida de peso (%) de tuna blanca mínimamente procesada. FACTOR Temperatura (ºC) 4 20 DMSH
Tiempo de almacenamiento (días) 1 4 0.00 a 0.00 a 0.00
1.69 b 5.85 a 0.35
Letras iguales en el sentido de las columnas por factor indican similitud estadística (α<0.05)
Ávila (2007) evaluó las repuestas a diferentes condiciones de frigoconservación y películas plásticas de tuna mínimamente procesada, los frutos almacenados a 1.5 ºC empacados en polipropileno perdieron hasta 0.6% en peso en un período de 20 días, que las tunas almacenadas a 5.5 ºC empacadas en polietileno presentaron pérdida de peso de 1.5 % en un período de 15 días de almacenamiento.
55
La conservación a bajas temperaturas (5 ºC) reduce la pérdida de agua mediante la reducción del déficit de presión de vapor (Chessa and Barbera, 1984; citado por Cantwell, 1995). Se ha encontrado que el uso de atmósfera modificada basadas en envase de materiales plásticos
(cloruro polivinilo, polietileno de baja densidad,
polipropileno, entre otros) han permitido reducir la pérdida de peso en algunas frutas y hortalizas.
3.0
8 a
4 ºC 2.5 a a b
a ab ab
1.5
a ab
6
c
bc c
b
b
a
ab
Pérdida de peso (%)
Pérdida de peso (%)
2.0
20 ºC b
a
1.0
SR 0.5 % Q 1.0 % Q 2.0 % Q
0.5
b 4 SR 0.5 % Q 1.0 % Q 2.0 % Q
2
0
a
a
0.0
0
2
4
6
8
10
12
Período de conservación (días)
14
16
18
0
1
2
3
4
5
Período de conservación (días)
Cada punto indica la media de 3 observaciones ± error estándar. Letras iguales entre los tratamientos por día indican similitud estadística (Tukey α<0.05).
Figura 9. Efecto de los factores estudiados, en la pérdida de peso de tunas mínimamente procesadas.
Se encontró que el uso del recubrimiento a base de quitosano tuvo efecto significativo (P<0.05) a partir del día 4, 8, 12 y 16. El recubrimiento a una concentración de 2 % presentó menor pérdida de peso, respecto al testigo (sin recubrimiento), pero estadísticamente la concentración de quitosano al 1 % y 2 % son iguales (Figura 9). Salvador et al. (2003) evaluaron el efecto de quitosano en mandarinas „Fortune‟, encontraron que el recubrimiento redujo la pérdida de peso tras una semana de almacenamiento, siendo mayor este efecto con la mayor concentración. Tras dos semanas de almacenamiento no se observaron estas diferencias y ambas concentraciones mostraron pérdidas de peso similares al control.
56
Según Paul y Chen (1989) las pérdidas de peso se acentúan de acuerdo con la época de máximos valores de intensidad respiratoria; debido a los cambios estructurales en la pared y membrana celular durante la maduración, la epidermis presenta una menor resistencia a las pérdidas de agua.
6.2.2. Firmeza El análisis de varianza indica una diferencia significativa (P<0.05), entre las temperaturas a las que se sometieron los tratamientos en los días 1 y 4, de igual forma en la comparación de medias de Tukey se observa que los frutos que se encantaron almacenados a 20 ºC presentaron mayor pérdida de firmeza, respecto a los sometidos a refrigeración (4 ºC), debido a la activación de enzimas, ya que la velocidad de las reacciones enzimáticas se incrementa con la temperatura (Badui, 2006). La reducción de firmeza con el transcurso del tiempo, está relacionada con la pérdida de peso en los frutos, la cual es debida en su mayoría por la pérdida de agua. (Cuadro 10).
Cuadro 10. Efecto de la temperatura de almacenamiento, en la firmeza (N) de tuna blanca mínimamente procesada. Tiempo de almacenamiento (días) FACTOR 1 4 Temperatura (ºC) 4 4.28 a 4.06 a 20 3.67 b 2.82 b DMSH 0.160 0.327 Letras iguales en el sentido de las columnas por factor indican similitud estadística (α<0.05)
El ablandamiento de los frutos es atribuido a la degradación de los componentes de la pared celular, principalmente pectinas, debido a la acción de enzimas específicas como la pectinmetilesterasa, la poligalacturonasa, la celulosa, entre otras (Manning, 1993). La pérdida de firmeza se ve frenada al ralentizar los fenómenos degradativos de la pared celular, se limita la rotura de las cadenas de pectina al reducirse la actividad de las enzimas pécticas (Romojaro, 1996), una alternativa es el uso de bajas temperaturas la cual reduce la degradación de la pared celular y el desprendimiento de monosacáridos
57
del complejo péctico (Matto et al., 1975). Para mantener la calidad de frutas y hortalizas cortadas es necesario mantener la integridad de la membrana y retrasar la senescencia, una forma de lograrlo es reducir los niveles de O 2, ya que puede disminuir el ablandamiento de muchas frutras (King y Bolin, 1989)
6
6
4 ºC
SR 0.5 % Q 1.0 % Q 2.0 % Q
5
20 ºC
SR 0.5 % Q 1.0 % Q 2.0 % Q
5
a
ab
ab
b 4
a
Firmeza (N)
Firmeza (N)
a
bc
b
c
b
a
c
b c
a a
d
b
d
3
a b
4
3
a
b
2
2 0
2
4
6
8
10
12
14
16
18
0
1
Período de conservación (días)
2
3
4
5
Período de conservación (días)
Cada punto indica la media de 3 observaciones ± error estándar. Letras iguales entre los tratamientos por día indican similitud estadística (Tukey α<0.05).
Figura 10. Efecto de los factores estudiados, en la firmeza de tunas mínimamente procesadas.
Gónzalez et al. (2004) reportó que el uso de atmósfera modificada (1 % O2 + 5-10.5 %) CO2) disminuyó la pérdida de firmeza de tiras de chile de pimiento durante el almacenamiento por 21 días a 5 ºC, así mismo mantuvo su calidad y el contenido de ácido ascórbico.
El uso de quitosano en los recubrimientos presentó diferencia significativa (P<0.05), en todos los días de evaluación, se observa que los frutos recubiertos con quitosano al 2 % a 4 ºC permitió un retraso en la pérdida de firmeza. Baldwin et al. (1995b) indica que el uso de recubrimientos comestibles, como el quitosano ofrecen un posible método para alargar vida de anaquel (Figura 10). Mientras a 20 º C no se observa algún beneficio al utilizar recubrimientos de quitosano. Existió interacción significativa (P<0.05) entre los factores de temperatura y concentración de quitosano.
58
6.2.3. Apariencia
El análisis estadístico reveló diferencia significativa para esta variable en el factor temperatura (P<0.05), únicamente en el día 4, al igual que la comparación de medias de Tukey (Cuadro 11), los valores mayores de esta variable se presentan a 4 ºC, mientras que a 20 ºC sus valores son inferiores, ya que los frutos
presentaron
presencia de microorganismos, debido a que la temperatura no contribuye a incrementar la vida de anaquel.
Cuadro 11. Efecto de la temperatura de almacenamiento, en la apariencia (escala hedónica) de tuna blanca mínimamente procesada. Tiempo de almacenamiento (días) FACTOR 1 4 Temperatura (ºC) 4 4.83 a 4.42 a 20 4.58 a 1.00 b DMSH 0.395 0.353 Letras iguales en el sentido de las columnas por factor indican similitud estadística (α<0.05)
Dichos frutos reportaron valores de 1.00 en el 4 día de evaluación, lo cual en la escala hedónica manejada representa una apariencia pésima. Al ser evaluados se observó la presencia de microorganismos, teniendo mayor presencia en los testigos y menor
en
aquellos con recubrimiento al 2 % de quitosano (Figura 12).
Figura 12. Apariencia de la pulpa de frutos de tuna almacenados por 4 días a 20 ºC
La fruta mínimamente procesada tiene atributos de comodidad y de calidad. Sin embargo, el deterioro microbiano es a menudo un factor limitante para obtener dichos
59
atributos. La carga microbiana inicial de estos productos depende de la materia prima, las prácticas agrícolas y las condiciones de cosecha y el procesamiento al que se sometan (Gras et al., 1994)
Se ha reportado que el quitosano, debido a sus propiedades microbiológicas se le emplea como protector de alimentos extendiendo la vida de anaquel de los mismos, pudiendo actuar sobre ciertas bacterias, hongos y levaduras, con excepción de Zigomycetes (Rodríguez et al., 2005).
6
6
4 ºC Apariencia (escala hedónica)
5
20 ºC
a a a
a a
4 a
a a
a 3
a
2
1
SR 0.5 % Q 1.0 % Q 2.0 % Q
a a
5
Apariencia (escala hedónica)
a a
SR 0.5 % Q 1.0 % Q 2.0 % Q
a 4
3
2
1
0
a
0 0
2
4
6
8
10
12
Período de conservación (días)
14
16
18
0
1
2
3
4
5
Período de conservación (días)
Cada punto indica la media de 3 observaciones ± error estándar. Letras iguales entre los tratamientos por día indican similitud estadística (Tukey α<0.05).
Figura 11. Efecto de los factores estudiados, en la apariencia de tunas mínimamente procesadas.
El alto valor de pH, la baja acidez y el alto contenido de sólidos solubles hacen de la pulpa de tuna sea un medio muy atractivo para el desarrollo de microorganismos (Sepúlveda y Sáenz, 1990). Almacenar la fruta a baja temperatura es un método muy efectivo para reducir la pérdida de agua, mientras que sin refrigeración, los frutos de tuna senescen rápidamente y comienzan a ser susceptibles a infecciones de microorganismos, especialmente Penicillum spp. y Alternaria spp. (Cantwell, 1991).
El envasado en atmósfera modificada es un método de conservación que puede minimizar los fenómenos fisiológicos y microbianos adversos a los productos
60
perecederos. En general se ha observado que la utilización de bajos niveles de O 2 y altos de CO2, reduce la actividad de los hongos y levaduras y en consecuencia, el deterioro del producto mínimamente procesado (Gonzalez et al., 2004; Shafiur, 2003 )
Una investigación reciente estudió el comportamiento de tunas mínimamente procesadas envasada en atmósfera modificada a 4-8 ºC durante 7 días, redujo el deterioro microbiano de las bacterias mesófilas tales como Staphylococcus spp., Enterobacter spp. o Leuconostoc mesenteroides y levaduras (Corbo et al., 2004).
El efecto de las concentraciones de quitosano no presentó diferencia significativa en los días de evaluación en ninguna temperatura de almacenamiento (Figura 11), aunque visualmente se observa el efecto de utilizar recubrimientos a base de quitosano (Figura 12), ya que este polímero figura dentro de las alternativas naturales más importantes para controlar las pudriciones postcosecha de los productos hortofrutícolas causada por diferentes hongos fitopatógenos. Se ha observado que el efecto del quitosano depende de varios factores: grado de acetilación, polimerización, concentración y su forma de aplicación (Bautista et al. 2004; El Ghaouth et al., 1992; Savard et al., 2002).
Los cambios de textura están relacionados con el deterioro de tejido, mientras que los cambios en la apariencia están asociados con procesos de degradación o síntesis de pigmentos (Toivonen y Brummell, 2008)
6.3. Variables químicas 6.3.1. Sólidos solubles totales El contenido de SST es una variable importante para determinar el grado de madurez de algunos frutos. Los sólidos solubles totales en la pulpa oscilan entre 12 y 17 ºBrix (Sáenz, 1995), compuesta en un 53 % de glucosa y fructosa (Sawaya et al., 1983; Kuti y Galloway, 1994).
61
Cuadro 12. Efecto de la temperatura de almacenamiento, en el contenido de sólidos solubles (ºBrix) de tuna blanca mínimamente procesada. Tiempo de almacenamiento (días) 1 4
FACTOR Temperatura (ºC) 4 20 DMSH
15.3 a 15.1 b 0.136
15.2 a 14.7 b 0.105
Letras iguales en el sentido de las columnas por factor indican similitud estadística (α<0.05)
El factor temperatura arrojó diferencia significativa (P<0.05) en el análisis estadístico en los días 1 y 4, de acuerdo a la comparación de medias, las temperaturas utilizadas en el experimento son estadísticamente diferentes, se observa que a 4 ºC presentan mayor contenido de SST (Cuadro 12). Cantwell et al., (1985) reportó que los SST en los frutos de tuna cambian poco y ellos en un almacenamiento a 20 °C por un mes encontraron un aumento del orden 1 % y explicaron que dicha variación podía deberse a la hidrólisis de algún tipo de derivado de carbohidratos distinto al almidón. Mientras que Chávez y Saucedo (1985) reportaron un decremento ligero en los SST en tunas almacenadas 15 días a 20 °C y 60 – 70 % HR, lo cual indica que no hay un patrón claramente identificado en el comportamiento de SST.
16.0
16.0
15.5
a
a
a a
a
SR 0.5 % Q 1.0 % Q 2.0 % Q a
a
a
a ab
15.0
bc
b
a
b
ab
c
b
14.5
20 ºC Sólidos solubles totales (ºBrix)
Sólidos solubles totales (ºBrix)
4 ºC
14.0
SR 0.5 % Q 1.0 % Q 2.0 % Q
15.5
a a
15.0
a a 14.5
14.0 0
2
4
6
8
10
12
Período de conservación (días)
14
16
18
0
1
2
3
4
5
Período de conservación (días)
Cada punto indica la media de 3 observaciones ± error estándar. Letras iguales entre los tratamientos por día indican similitud estadística (Tukey α<0.05).
Figura 13. Efecto de los factores estudiados, en el contenido de sólidos solubles totales de las tunas mínimamente procesadas.
62
La concentración de quitosano reportó diferencia significativa (P<0.05) en los días 4, 8, 12 y 16. Los frutos que presentaron niveles altos de SST son aquéllos que se encontraban recubiertos, mostrando que las concentraciones de quitosano al 1 % y 2 % son estadísticamente iguales al final del experimento, en cambio los testigos son estadísticamente diferentes (Figura 13). Los frutos a 20 ºC no presentaron diferencias significativas. El quitosano comúnmente aumenta el contenido de SST en los frutos (Bautista et al., 2005), caso contrario con los datos obtenidos en el experimento.
El uso de atmósferas modificadas no tiene efecto significativo en el contenido de SST. Aguayo et al., (2004) concluyeron que el empleo de atmósfera modificada pasivo y activo (3 % O2 + 0 % CO2 y 3 % O2 + 4 % CO2) no tuvieron efecto en el contenido de sólidos solubles totales de rebanadas de tomate (Lycopersicum esculentum Mill.) almacenado por 14 días a 0 ºC. Resultados similares fueron obtenidos por Del Carol et al., (2004) obtuvieron que el envasado en atmósfera modificada pasivo de los cítricos tangelo Minneola, mandarina Palazelli y naranja Shamouti, mantuvieron el contenido de SST y acidez titulable, retrasando su pérdida durante el almacenamiento por 12 días a 4 ºC.
6.3.2. Acidez Diversos ácidos contribuyen a la acidez, aun cuando ésta es baja. Barbagallo et al. (1998) estudiaron los ácidos orgánicos presentes en jugo de tuna de tres variedades de Italia: Gialla, Rossa y Blanca, encontraron que el ácido cítrico es mayoritario (cerca de 17 mg/100 g) seguido de los ácidos oxálico, málico y succínico que se encuentran en diferentes proporciones en las citadas variedades.
Para esta variable el análisis estadístico arrojó en el factor de temperatura
efecto
significativo (P<0.05) exclusivamente en el día 1, en la comparación de medias nos muestra diferencia entre las dos temperaturas, donde a 20 ºC presentó mayor porcentaje de ácido cítrico (Cuadro 13).
63
Cuadro 13. Efecto de la temperatura de almacenamiento, en la acidez (% ácido citríco) de tuna blanca mínimamente procesada. Tiempo de almacenamiento (días) FACTOR 1 4 Temperatura (ºC) 4 0.033 b 0.041 a 20 0.038 a 0.038 a DMSH 0.003 0.004 Letras iguales en el sentido de las columnas por factor indican similitud estadística (α<0.05)
El factor de concentración de quitosano tuvo diferencia significativa (P<0.05) en todos los días de evaluación, con excepción del día 8. En la Figura 14 se percibe que los frutos recubrimientos con quitosano a 4 ºC, presentaron mayor acidez a partir del día 12, al igual que los frutos a 20 ºC, la diferencia existe en que estos frutos presentaron mayor acidez en el primer día de evaluación y que son estadísticamente diferentes entre concentraciones. Existió interacción entre los factores evaluados en el día 1.
0.10
4 ºC
SR 0.5 % Q 1.0 % Q 2.0 % Q
0.08
b ab
0.06
a
a
a b
a b
a
0.04
a a
20 ºC
b
a
0.02
Acidez titulable (% ácido cítrico)
Acidez titulable (% ácido cítrico)
0.10
0.00
SR 0.5 % Q 1.0 % Q 2.0 % Q
0.08
0.06 a b
a b
0.04
c
c d
d 0.02
0.00 0
2
4
6
8
10
12
Período de conservación (días)
14
16
18
0
1
2
3
4
5
Período de conservación (días)
Cada punto indica la media de 3 observaciones ± error estándar. Letras iguales entre los tratamientos por día indican similitud estadística (Tukey α<0.05).
Figura 14. Efecto de los factores estudiados, en la acidez de tunas mínimamente procesadas.
El aumento de la acidez en los frutos almacenados en atmosferas modificadas es producto de la actividad fermentativa de los frutos que han presentado anaerobiosis.
64
El comportamiento de acidez
puede explicarse por la presencia de altas
concentraciones de CO2. La acumulación de CO2 durante la respiración es la responsable del incremento de la acidez (Bown, 1985).
6.3.3. Vitamina C Las tunas tienen un alto nivel de ácido ascórbico, que puede alcanzar niveles cercanos a 40 mg.100g-1 (Pimienta, 1990; Sepúlveda y Sáenz, 1990; Rodríguez et al., 1996). Figueroa et al., (2010) reportó contenido de ácido ascórbico de 5-26 mg.100g-1 en 12 cultivares de Opuntia ssp., en tuna blanca el contenido de ácido ascórbico fue de 8-18 mg.100g-1.
Cuadro 14. Efecto de la temperatura de almacenamiento, en el contenido de vitamina C (mg.100-1) de tuna blanca mínimamente procesada. Tiempo de almacenamiento (días) FACTOR 1 4 Temperatura (ºC) 4 28 a 24 a 20 16 b 12 b DMSH 1.5 1.6 Letras iguales en el sentido de las columnas por factor indican similitud estadística (α<0.05)
Por su parte, Piga (2004) reportó que en los frutos de Opuntia spp. se encuentran cantidades significativas de ácido ascórbico que van desde 10 a 41 mg.100g-1. Opuntia ficus indica (L.) Mill. muestran contenido de ácido ascórbico 18 a 30 mg.100g-1. Así, la tuna reporta contenidos de ácido ascórbico más elevados que otras frutas comunes, tales como manzana, pera, uva y el plátano, pero otras vitaminas, como la tiamina, riboflavina y niacina sólo se encuentran en pequeñas cantidades (Sawaya et al., 1983; Sepúlveda y Sáenz, 1990).
65
En el presente trabajo se reportaron valores cercanos a 30 mg.100g-1, los cuales decrecieron a valores de mg.100g-1 debido a la degradación de dicha variable en el período de conservación.
40
40
a a a
30
SR 0.5 % Q 1.0 % Q 2.0 % Q
a a
b
ab ab
b
20
a a
b
a a a
a
10
SR 0.5 % Q 1.0 % Q 2.0 % Q
20 ºC Vitamina C (mg .100g-1)
Vitamina C (mg .100g-1)
4 ºC
30
a
20
ab bc c
a
10 b
0
0 0
2
4
6
8
10
12
14
Período de conservación (días)
16
18
0
1
2
3
4
5
Período de conservación (días)
Cada punto indica la media de 3 observaciones ± error estándar. Letras iguales entre los tratamientos por día indican similitud estadística (Tukey α<0.05).
Figura 15. Efecto de los factores estudiados, en el contenido de vitamina C de tunas mínimamente procesadas.
De acuerdo al análisis de varianza, hubo diferencia significativa (P<0.05) en el factor temperatura en los días 1 y 4, de igual manera existió diferencia en la comparación de medias (Cuadro 14). A 4 ºC se reportó mayor contenido de vitamina C, esto debido a que al reducir la temperatura se frena el ritmo de desarrollo de diferentes procesos químicos y fisiológicos (Duran, 1983).
La concentración de quitosano tuvo efecto significativo (P<0.05) en los días 1, 4 8, en la Figura 15 se observa que en el día 1 no hubo diferencia estadística, en cambio en el día 4 y 8 los frutos recubiertos con quitosano al 2 % mostró menor degradación de vitamina C, en los próximos días esta variable no presentó deferencia.
66
6.3.4. Clorofila total Los pigmentos son otro componente importante a considerar durante el procesamiento de la tuna. La tuna verde contiene clorofila, la tuna púrpura contiene betalaínas. Todos estos pigmentos deben ser preservados durante el procesamiento de la tuna, ya que son responsables del color final del producto (Merin, et al., 1987; Sáenz et al., 1993; Sáenz et al., 1997)
Figueroa et al., (2010) obtuvo valores de clorofila total en tuna blanca de 91-170 mg.100g-1. Mientras Guevara et al., (2003) reportó clorofila total en tunas (Opuntia ssp.) almacenadas en atmósfera modificada en rangos de 14-16 mg.100g-1. Sin embargo en el presente trabajo se presenta valores debajo de los reportados (10-14 mg.100g-1).
Cuadro 15. Efecto de la temperatura de almacenamiento, en el contenido de clorofila total (mg.100g-1) de tuna blanca mínimamente procesada. Tiempo de almacenamiento (días) FACTOR 1 4 Temperatura (ºC) 4 13.1 a 12.3 a 20 12.9 a 11.0 b DMSH 0.452 0.201 Letras iguales en el sentido de las columnas por factor indican similitud estadística (α<0.05)
La degradación de la clorofila es el cambio más común que ocurre durante el procesamiento o senescencia de los vegetales. La degradación de este pigmento involucra cinco etapas y se inicia con la remoción de la cadena de fitol de la clorofila por la enzima clorofilasa, resultando la formación de clorofilida. La pérdida de clorofila causa un cambio en el color de verde brillante
a verde olivo en los alimentos
procesados y a una amplia variedad de colores (amarillo, café, naranja) en tejidos senescentes (Heaton y Marangoni, 1996).
El análisis estadístico arrojó diferencias significativas en cuanto a la temperatura (P<0.05) en la que se sometieron los tratamientos, solamente en el día 4. En el Cuadro 15 se muestra que las temperaturas empleadas para el experimento existió igual degradación de clorofila de acuerdo a la comparación de medias de Tukey.
67
15
15 SR 0.5 % Q 1.0 % Q 2.0 % Q
Clorofila total (mg . 100g-1)
a
a
13
b
a
bc 12
a
ab ab c
11
ab
a
bc
a
b
a c
SR 0.5 % Q 1.0 % Q 2.0 % Q
20 ºC 14
Clorofila total (mg . 100g-1)
4 ºC 14
13
a
a
12
ab b
11
a 10
10
c
9
9 0
2
4
6
8
10
12
14
16
18
Período de conservación (días)
0
1
2
3
4
5
Período de conservación (días)
Cada punto indica la media de 3 observaciones ± error estándar. Letras iguales entre los tratamientos por día indican similitud estadística (Tukey α<0.05)
Figura 16. Efecto de los factores estudiados, en el contenido de clorofila total de tunas mínimamente procesadas.
La concentración de quitosano mostró diferencia significativa (P<0.05) para los días 4, 8 y 12, el recubrimiento al 2 % de quitosano presentó menor degradación de clorofila (Figura 16) en las dos temperaturas de almacenamiento. En la utilización de atmósfera modificada (AM) al aumentar los niveles de CO2 reducen la tasa de respiración, producción de etileno, degradación de clorofila, disminuye la pérdida de textura, retrasando la maduración y senescencia de varios productos hortícolas (Yahia, 1998). La interacción entre temperatura y concentración de quitosano tuvo diferencia significativa (P<0.05) solamente en el día 4.
6.3.5. Carotenoides Los carotenoides son pigmentos naturales que proporcionan el color naranja, amarillo, rojo y púrpura a los vegetales (Burns et al., 2003). Algunos autores han descrito que los frutos de especies pertenecientes al género de Opuntia
son fuente importante de
colorantes naturales (Sáenz, 1997; Sáenz et al., 1998; Sepúlveda et al., 2000)
68
Cuadro 16. Efecto de la temperatura de almacenamiento, en el contenido de carotenoides (mg.100g-1) de tuna blanca mínimamente procesada. Tiempo de almacenamiento (días) FACTOR 1 4 Temperatura (ºC) 4 0.513 a 0.514 a 20 0.512 a 0.516 a DMSH 0.030 0.031 Letras iguales en el sentido de las columnas por factor indican similitud estadística (α<0.05)
Al inicio del experimento se tuvieron valores de 0.51 mg.100g-1, durante el transcurso del tiempo se presentaron variaciones en los frutos recubiertos y el testigo, al final del período de conservación se registraron contenidos de carotenoides entre 0.50-0.53 mg.100g-1. Los resultados descritos en esta investigación, permiten destacar que estos fueron similares a los valores señalados por Sepúlveda y Sáenz (1990), quienes describen valores de 0.53 mg.100g-1 para tuna verde (Opuntia ficus-indica), respectivamente. Moreno y Betancourt (2007) llevaron a cabo la caracterización física y química de la materia prima para elaboración de bebidas cítricas; una de sus fuentes naturales para la obtención de pigmentos fue la tuna, la cual reportó un contenido de 0.25 mg.100g-1 de carotenoides.
0.70
0.70
0.60
a
0.55 a
a
a
a
a
a a a
0.50
a a
a
a
a a
SR 0.5 % Q 1.0 % Q 2.0 % Q
20 ºC 0.65
Carotenoides (mg . 100g-1)
Carotenoides (mg . 100g-1)
SR 0.5 % Q 1.0 % Q 2.0 % Q
4 ºC
0.65
0.45
0.60
0.55 a
a 0.50
0.45
0.40
0.40 0
2
4
6
8
10
12
Período de conservación (días)
14
16
18
0
1
2
3
4
5
Período de conservación (días)
Cada punto indica la media de 3 observaciones ± error estándar. Letras iguales entre los tratamientos por día indican similitud estadística (Tukey α<0.05)
Figura 17. Efecto de los factores estudiados, en el contenido de carotenoides de tunas mínimamente procesadas.
69
Al aplicar el análisis de varianza a los resultados obtenidos, no se halló diferencias significativas en el contenido de carotenoides entre los factores evaluados (temperatura y concentración de quitosano). En la Figura 17 se muestra que la variable se mantuvo constante y de acuerdo a la comparación de medias (Tukey) son estadísticamente iguales con respecto a cada factor (Cuadro 16).
En algunos casos la AM retrasa la pérdida de pigmentos como los carotenoides presentes en diferentes frutas y hortalizas. Estudios efectuados en cubos de melón cantaloupe variedad „Atena‟ cosechado en estado de madurez mostró que el empleo de AM activo (4 % O2 + 10 % CO2) durante el almacenamiento a 5 ºC fue más efectivo AM pasivo, ya que prolongó la vida de anaquel y presentó mayor retención de color (Bai et al., 2001)
6.3.6. Compuestos fenólicos La degradación de frutas mínimamente procesadas es un proceso complejo, tanto microbiano,
físico-química,
y
bioquímico,
ya
que
inducen
principalmente
el
pardeamiento enzimático, la reducción de firmeza, el desarrollo de mal sabor y la descomposición patológica (Marchatti et al., 1992; Nguyen-the y Carli, 1994).
Cuadro 17. Efecto de la temperatura de almacenamiento, en la presencia de compuestos fenólicos (escala hedónica) de tuna blanca mínimamente procesada. Tiempo de almacenamiento (días) FACTOR 1 4 Temperatura (ºC) 4 1.00 a 1.17 b 20 1.00 a 2.00 a DMSH 0.00 0.353 Letras iguales en el sentido de las columnas por factor indican similitud estadística (α<0.05)
Existen diferencias en el grado de oscurecimiento entre variedades de frutas y hortalizas debido a variaciones en el contenido y tipo de compuestos fenólicos, al igual del nivel de actividad de la enzima polifenoloxidasa (PPO) la cual cataliza la oxidación
70
enzimática en frutos frescos (Vamos, 1981; Whitaker y Lee, 1995), es una de las causas más importantes de pérdida de calidad, ya que afecta su apariencia, ocasionan malos olores y disminuye su valor nutrimental.
En el análisis de varianza existió diferencia significativa en la temperatura (P<0.05), únicamente en el día 4, ya que a 20 ºC se reportó mayor presencia de compuestos fenólicos, este comportamiento puede explicarse debido a que uno de los factores que afectan la velocidad de las reacciones enzimáticas es la temperatura (Badui, 2006), aunque cabe mencionar que de acuerdo a la comparación de medias, las dos temperaturas son estadísticamente iguales en el día 1 (Cuadro 17).
No se presentó diferencia significativa la concentración de quitosano en el análisis de varianza, respecto a la comparación de medias de Tukey no hubo diferencias entre los frutos recubiertos con quitosano y el testigo en las dos temperaturas de almacenamiento (Figura 18).
3.0
4 ºC
SR 0.5 % Q 1.0 % Q 2.0 % Q
2.5
a
2.0 a
a 1.5
a
a a
a a
1.0
a
0.5
Compuestos fenólicos (escala hedónica)
Compuestos fenólicos (escala hedónica)
3.0
0.0
20 ºC
SR 0.5 % Q 1.0 % Q 2.0 % Q
2.5
a a
2.0
a 1.5
a
1.0
0.5
0.0 0
2
4
6
8
10
12
Período de conservación (días)
14
16
18
0
1
2
3
4
5
Período de conservación (días)
Cada punto indica la media de 3 observaciones ± error estándar. Letras iguales entre los tratamientos por día indican similitud estadística (Tukey α<0.05)
Figura 18. Efecto de los factores estudiados, en la presencia de compuestos fenólicos de tunas mínimamente procesadas.
El procesamiento mínimo, que incluye las operaciones de pelado, cortado y rebanado, causa el rompimiento de celular e incrementa la velocidad de respiración, así como la
71
síntesis de metabolitos secundarios (Brecht, 1995). Estas reacciones acortan la vida de anaquel del producto al inducir oscurecimiento enzimático del producto, pérdida de firmeza y desarrollo de microorganismos (Ahvenainen, 1996)
Las AM inhiben el oscurecimiento al disminuir la concentración de O 2 de la atmósfera, dando como consecuencia una reducción de la actividad de PPO (Kader, 1986). El aumento en la concentración de CO2 inhibe la síntesis de los compuestos fenólicos que han sido inducidos como consecuencia del daño producido por el corte del producto, retardando de esta manera el oscurecimiento (Artes et al., 1998).
6.4. Concentración de CO2 Las técnicas usadas para extender la vida de anaquel de los productos mínimamente procesados incluyen refrigeración, envasado de atmósferas modificadas, uso de aditivos químicos y de películas comestibles (King y Bolin, 1989: García y Barrett, 2002).
Cuadro 18. Efecto de la temperatura de almacenamiento, en la concentración de CO2 (ppm) de tuna blanca mínimamente procesada. Tiempo de almacenamiento (días) FACTOR 1 4 Temperatura (ºC) 4 54.4 b 106.9 b 20 115 a 2121 a DMSH 9.1 89.5 Letras iguales en el sentido de las columnas por factor indican similitud estadística (α<0.05)
La concentración de CO2 de acuerdo al análisis de varianza presentó diferencia significativa por efecto de los factores estudiados. El factor temperatura tuvo efecto significativo sobre esta variable (P<0.05) en los días 1 y 4, reportando mayor concentración de CO2 en los frutos almacenados a 20 ºC. (Figura 19).
72
Por otra parte, la concentración de quitosano presentó efectos con diferencia significativa (P<0.05) exclusivamente en el día 4.
En la Figura 19 se observa el comportamiento de ésta variable, a 4 ºC se reportó un incremento gradual de la concentración de CO2 durante el día 4, los tratamientos se comportaron de igual manera. Caso contrario en los frutos almacenados a 20 ºC, en el día 4 los frutos recubiertos con quitosano al 2 % se halló menor concentración de CO2, esto indica menor actividad respiratoria. Existió interacción en el día 4 entre la temperatura y concentración de quitosano.
2500
2500
4 ºC
a a ab
20 ºC
a a
2000
1500
1000 SR 0.5 % Q 1.0 % Q 2.0 % Q
500
Concentración de CO2 (ppm)
Concentración de CO2 (ppm)
a 2000
b
1500
1000 SR 0.5 % Q 1.0 % Q 2.0 % Q
500
a
a
a 0
0 0
2
4
6
8
10
12
14
16
18
0
1
Período de conservación (días)
2
3
4
5
Período de conservación (días)
Cada punto indica la media de 3 observaciones ± error estándar. Letras iguales entre los tratamientos por día indican similitud estadística (Tukey α<0.05)
Figura 19. Efecto de los factores estudiados, en la concentración de CO 2 en las unidades experimentales.
El envasado en atmósferas modificadas de frutas y hortalizas enteras y mínimamente procesadas disminuye la actividad respiratoria, reduce la pérdida de peso, retrasa la maduración y el ablandamiento, y puede minimizar la incidencia de oscurecimiento y daño por frío del producto (Kader, 1986). No obstante la exposición de los frutos a concentraciones elevadas por períodos de almacenamiento prolongados favorecen el cambio de respiración aerobia a respiración anaerobia, y por consiguiente, se promueve la síntesis de metabolitos característicos de fermentación.
73
VII. CONCLUSIONES El recubrimiento de quitosano disminuyó pérdida de peso, conservo firmeza en los frutos refrigerados, mejoró la apariencia, obtuvo mayor contenido de SST, sin embargo presentaron mayor incrementó de acidez al final del período de almacenamiento. Caso contrario en los frutos almacenados a 20 ºC debido a que la vida útil de los frutos disminuyó por el ataque de microorganismos, teniendo mayor presencia los testigos, que los recubiertos con quitosano al 2 %.
La degradación de vitamina C fue menor en los frutos recubiertos con quitosano a las dos temperaturas de almacenamiento, mientras que la de clorofila fue mayor en los frutos testigo.
La menor concentración de CO2 hallada fue en los frutos recubiertos al 2 % de quitosano, esto indica menor actividad respiratoria a 20 ºC, mientras que en los frutos refrigerados no se observa dicho efecto, por lo cual los frutos a 4 ºC no presentaron respiración anaerobia.
74
VIII.
BIBLIOGRAFIA
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