Herpetologia Brasileria - 2014 - 02 by Herpetologia Brasileira SBH

Volume 3 - NĂşmero 2 - Julho de 2014

ISSN: 2316-4670

INFORMAÇÕES GERAIS A revista eletrônica Herpetologia Brasileira é quadrimestral (com números em março, julho e novembro) e publica textos sobre assuntos de interesse para a comunidade herpetológica brasileira. Ela é disponibilizada apenas online, na página da Sociedade Brasileira de Herpetologia; ou seja, não há versão impressa em gráfica. Entretanto, qualquer associado pode imprimir este arquivo. SEÇÕES Notícias da Sociedade Brasileira de Herpetologia: Esta seção apresenta informações diversas sobre a SBH e é de responsabilidade da diretoria da Sociedade. Notícias Herpetológicas Gerais: Esta seção apresenta informações e avisos sobre os eventos, cursos, concursos, fontes de financiamento, bolsas, projetos, etc., de interesse para nossa comunidade. Notícias de Conservação: Esta seção apresenta informações e avisos sobre a conservação da herpetofauna brasileira ou de fatos de interesse para nossa comunidade. Dissertações & Teses: Esta seção apresenta as informações sobre as dissertações e teses sobre qualquer aspecto da herpetologia brasileira defendidas no período. Resenhas: Esta seção apresenta textos que resumem e avaliam o conteúdo de livros de interesse para nossa comunidade. Trabalhos Recentes: Esta seção apresenta resumos breves de trabalhos publicados recentemente sobre espécies brasileiras, ou sobre outros assuntos de interesse para a nossa comunidade, preferencialmente em revistas de outras áreas. Mudanças Taxonômicas: Esta seção apresenta uma lista descritiva das mudanças na taxonomia da herpetofauna brasileira, incluindo novas espécies e táxons maiores, novos sinônimos, novas combinações e rearranjos maiores. Métodos em Herpetologia: Esta seção apresenta descrições e estudos empíricos relacionados aos diversos métodos de coleta e análise de dados, representando a multidisciplinaridade da herpetologia moderna. Ensaios & Opiniões: Esta seção apresenta ensaios históricos e biográficos, opiniões sobre assuntos de interesse em herpetologia, descrições de instituições, grupos de pesquisa, programas de pós-graduação, etc. Notas de História Natural: Esta seção apresenta artigos curtos que, preferencialmente, resultam de observações de campo, de natureza fortuita, realizadas no Brasil ou sobre espécies que ocorrem no país. Os artigos não devem versar sobre (1) novos registros ou extensões de área de distribuição, (2) observações realizadas em cativeiro ou (3) aberrações morfológicas. Obituários: Esta seção apresenta artigos avisando sobre o falecimento recente de um membro da comunidade herpetológica brasileira ou internacional, contendo uma descrição de sua contribuição para a herpetologia.

Editores Gerais: Taran Grant Marcio Martins Notícias da SBH: Fausto Barbo Giovanna G. Montingelli Notícias Herpetológicas Gerais: Cinthia Aguirre Brasileiro Paulo Bernarde Notícias de Conservação: Ariadne Ângulo Débora Silvano Yeda Bataus Dissertações & Teses: Giovanna G. Montingelli Resenhas: José P. Pombal Jr. (anfíbios) Renato Bérnils (répteis) Trabalhos Recentes: Carlos Jared Ermelinda Oliveira Fernando Gomes João Alexandrino Reuber Brandão Mudanças Taxonômicas: José A. Langone (anfíbios) Paulo C. A. Garcia (anfíbios) Paulo Passos (répteis) Métodos em Herpetologia: Camila Both Denis Andrade Felipe Grazziotin Felipe Toledo Ensaios & Opiniões: Julio C. Moura-Leite Luciana Nascimento Teresa Cristina Ávila-Pires Notas de História Natural: Cynthia Prado Marcelo Menin Marcio Borges-Martins Mirco Solé Paula Valdujo Ricardo Sawaya Obituários: Francisco L. Franco Marinus Hoogmoed Contato para Publicidade: Magno Segalla Sociedade Brasileira de Herpetologia www.sbherpetologia.org.br Presidente: Marcio Martins 1º Secretário: Fausto Erritto Barbo 2º Secretário: Thais Barreto Guedes 1º Tesoureiro: Vivian Carlos Trevine 2º Tesoureiro: Rachel Montesinos Conselho: Taran Grant, José Perez Pombal Júnior, Magno Vicente Segalla, Ulisses Caramaschi, Teresa Cristina Ávila-Pires. © Sociedade Brasileira de Herpetologia Diagramação: Airton de Almeida Cruz Foto da Capa: Oxybelis fulgidus, Porto Velho, RO. Foto: Diego Meneghelli.

ÍNDICE Notícias da Sociedade Brasileira de Herpetologia...................................

Notícias Herpetológicas Gerais.............................................................................

Notícias de Conservação.............................................................................................

Dissertações & Teses.....................................................................................................

Resenhas................................................................................................................................

Trabalhos Recentes........................................................................................................

Mudanças Taxonômicas..............................................................................................

Ensaios & Opiniões.........................................................................................................

Notas de História Natural.........................................................................................

Corallus batesii, Porto Velho, RO. Foto: Diego Meneghelli.

Notícias da Sociedade Brasileira de Herpetologia

SAJH ENTRA NA SCOPUS Em 2013, a revista científica da SBH, a South American Journal of Herpetology (SAJH), foi aceita para indexação no Science Citation index Expanded e no Journal of Citation Reports, o banco de dados usado para calcular o Fator de Impacto do ISI, o principal índice usado pela CAPES para classificar os periódicos científicos pelo sistema Qualis. Em maio de 2014, a Scopus nos avisou que também vai incluir a SAJH em seu banco de dados. A CAPES utiliza como um segundo indicador de estratificação de periódicos o índice H que o Scimago calcula a partir do banco de dados da Scopus. MUDANÇAS NOS CORPOS EDITORIAIS A produção das revistas da SBH só é possível graças à dedicação dos membros dos corpos editorias que dedicam

inúmeras horas à editoração de manuscritos. Devido a outras exigências profissionais e pessoais, às vezes os editores são obrigados a renunciar aos cargos para poder atender a outras demandas e permitir que outros pesquisadores passem a fazer parte dos corpos editoriais. A SBH agradece imensamente os seguintes editores, que tiveram que renunciar aos seus cargos, por todos os esforços para construir e melhorar as nossas revistas: SAJH–Associate Editors: Adrian Garda, Carlos A. G. Cruz, Cynthia P. A. Prado e Gustavo Scrocchi SAJH–Receiving Editor: Laura Rodrigues Vieira de Alencar HB–Editores de Seção: Ariadne Angulo (Notícias de Conservação) e Paulo Passos (Mudanças Taxonômicas–Répteis) Também damos as boas-vindas à nova Recieving Editor da SAJH, Danielle Angelini Fabri, e ao novo Editor de Notícias de Conservação da HB, Luis Fernando Marin.

MUDANÇA NAS MUDANÇAS TAXONÔMICAS Começando com o número atual, a seção de Mudanças Taxonômicas deixa de ser escrita apenas pelos Editores da Seção (como nas Seções de Notícias) e passa a receber contribuições de diversos autores (como nas Seções de Métodos e Ensaios & Opiniões, por exemplo). Esta mudança reduz as exigências dos Editores da Seção e, ao mesmo tempo, permite maior flexibilidade no tipo de contribuição publicada. Por exemplo, no número atual sai a lista atualizada de anfíbios do Brasil. No caso das listas de anfíbios e répteis, a vantagem desse formato é que ele passa a ser facilmente citável, já que se trata de um artigo publicado em uma revista. Dada a importância das listas para a comunidade geral, e não apenas para os membros da SBH, o arquivo em formato PDF desse artigo será disponibilizado para acesso aberto na página principal da SBH.

Sphaernohynchus lacteus, Porto Velho, RO. Foto: Diego Meneghelli.

Herpetologia Brasileira - Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014

Notícias Herpetológicas Gerais

PRIMER CONGRESO PARAGUAYO DE HERPETOLOGIA

III WORKSHOP ECOLOGIA E EVOLUÇÃO

O evento ocorrerá entre os dias 19 e 22 de novembro de 2014 em San Lorenzo, Paraguai, e é promovido pela Asociación Paraguaya de Herpetología. Mais informações podem ser encontradas na página do evento. https://www.facebook.com/ apaherpetologia

Este evento será realizado nos dias 6 e 7 de novembro de 2015 em São Paulo, SP. O objetivo do evento é promover a integração entre alunos de graduação e pós-graduação e pesquisadores interessados em Ecologia e Evolução. Haverá palestras ministradas por pesquisadores brasileiros e estrangeiros sobre temas atuais em Ecologia e Evolução. Alunos de pós-graduação poderão apresentar trabalhos por comunicação oral ou pôster. O evento será promovido pelo Programa de Pós-Graduação em Ecologia e Evolução da UNIFESP, Campus Diadema. Maiores informações na página do evento: https://www.facebook. com/ecoevoworkshop

SIMPÓSIO INTERNACIONAL DE ECOLOGIA E CONSERVAÇÃO O evento ocorrerá nos dias 25 a 27 de agosto de 2014, em Belo Horizonte, MG, e comemorará os 25 anos do programa de Pós-Graduação em Ecologia, Conservação e Manejo da Vida Silvestre da UFMG. Haverá palestras de pesquisadores brasileiros e estrangeiros, além da apresentação de trabalhos em sessões de comunicação oral e pôster. Mais informações podem ser obtidas no site do evento. http://simposioecmvs2014.wordpress.com/programacao

IV BIOLOGY OF VIPERS CONFERENCE

Grécia. O prazo para envio de resumos termina no dia 5 de agosto. Göran Nilson e Luca Luiselli serão os palestrantes convidados. Informações detalhadas sobre o evento podem ser obtidas na página do evento: www.elerpe.org/viperconf.html THE SOCIETY FOR INTEGRATIVE AND COMPARATIVE BIOLOGY (SICB) – ANNUAL MEETING 2015 O próximo congresso da SICB será realizado entre 3 e 7 de janeiro de 2015 no hotel Marriott West Palm Beach em West Palm Beach, Flórida, Estados Unidos. A chamada para resumos está aberta e se encerra em 3 de setembro de 2014. Mais informações sobre o evento podem ser encontradas na página do congresso: www. sicb.org/meetings/2015

O evento será será realizado entre 10 e 13 de outubro de 2014 em Atenas, na

Adelphobates quinquevittatus, Porto Velho, RO. Foto: Diego Meneghelli.

Herpetologia Brasileira - Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014

Notícias de Conservação

TERCEIRA MONITORIA ANUAL DO PLANO DE AÇÃO NACIONAL HERPETOFAUNA INSULAR A 3ª Monitoria anual do Plano de Ação Nacional para Conservação da Herpetofauna Insular Ameaçada de Extinção (PAN Herpetofauna insular) foi realizada no período de 2 a 4 de junho, na ACADEBio/ ICMBio, no município de Iperó, SP. A reunião contou com a participação de 20 pessoas, representando as instituições parceiras de ensino e pesquisa e instituições governamentais e não governamentais, como: Marinha do Brasil (MB), Instituto Butantan (IB), Instituto Vital Brazil (IVB), Centro de Estudos de Venenos e Animais Peçonhentos (CEVAP/UNESP), Universidade do Cruzeiro do Sul (UNICSUL), Instituto Nacional de Pesquisa da Amazônia (INPA), Fundação Parque Zoológico de São Paulo (Zoo SP), CEAM Galápagos, Projeto Dacnis, Grupo Assessor do PAN (GAP), Centro Nacional de Pesquisa e Conservação de Répteis e Anfíbios (RAN/ICMBio), Estação Ecológica Tupinambás e Área de Relevante Interesse Ecológico Ilhas da Queimada Pequena e Queimada Grande. O PAN possui um recorte geográfico englobando as ilhas do Arquipélago dos Alcatrazes e a Ilha da Queimada Grande, localizadas no litoral do estado de São Paulo.

0% 13%

Foi elaborado em 2010 e seu prazo final é em 2015. O objetivo do plano é reduzir o grau de ameaça de seis espécies endêmicas, sendo três serpentes (Bothrops insularis, Bothrops alcatraz e Dipsas albifrons cavalheiroi) e três anfíbios (Scinax alcatraz, Scinax peixotoi e Cycloramphus faustoi). A implementação das 54 ações do PAN foi avaliada em plenária, as ações foram revisadas, qualificadas quanto ao andamento, ajustadas, ou mesmo excluídas, quando necessário, visando estratégias mais efetivas para o alcance dos objetivos específicos do plano. Considerando-se que o período da monitoria foi de junho de 2013 a junho de 2014, observou-se (ver figuras) que não houve avanço no percentual de ações concluídas (13%). No entanto, houve aumento para ações em andamento conforme o prazo previsto (33% para 35%), assim como, para ações em andamento com problemas (normalmente falta de recursos financeiros e de vontade política) de 28% para 29%. Todavia, houve uma redução de ações não concluídas no prazo ou não iniciadas (26% para 23%), que dificilmente serão concluídas até o final do PAN. Entre as principais ameaças às espécies alvo estão: o fato de terem distribuição restrita às pequenas ilhas, a retirada de espécimes para biopirataria, a introdução de espécies exóticas invasoras e,

0% 13%

26%

33%

23%

35% 28%

29%

Início planejado posterior

Ações novas

Não concluída ou não iniciada

Em andamento com problemas

Em andamento conforme previsto

Concluída

Figura 1: Situação do PAN Herpetofauna insular no momento da 3ª monitoria anual.

Figura 2: Situação do PAN Herpetofauna insular após a 3ª monitoria anual.

Figura 3: Participantes da terceira Monitoria Anual do PAN Herpetofauna Insular, no período de 2 a 4 de junho de 2014, ACADEBio/ICMBio, Iperó, SP.

até recentemente, a utilização de parte da Ilha dos Alcatrazes pela Marinha do Brasil para exercícios de tiro, que afugentava os animais, destruía ninhos de aves marinhas e provocava incêndios na vegetação. A boa notícia é que, desde 2013, a calibragem dos canhões e os exercícios de tiro passaram para a ilha da Sapata, outra ilha do Arquipélago dos Alcatrazes, mas que fica fora dos limites da ESEC e do PAN. Essa mudança ocorreu após elaboração e implementação do Termo de Compromisso entre a MB, IBAMA e ICMBIO, do PAN Herpetofauna Insular, de muito esforço da equipe da ESEC Tupinambás e de parceiros incansáveis. Durante a oficina também houve apresentação de estudos realizados na ilha da Queimada Grande envolvendo espécie alvo do plano e sobre a gestão da ESEC Tupinambás no contexto do gerenciamento costeiro. O IVB e CEVAP também fizeram apresentação de suas experiências com estudos com serpentes em cativeiro. Essas instituições, assim como o Instituto Butantan e o Zoo SP, estão aguardando a revisão da IN/ICMBio 22/2012, que trata dos Programas em Cativeiro para espécies ameaçadas de extinção, pois têm interesse em formar um programa com essa finalidade para espécies alvo do PAN. O representante da Marinha do Brasil também apresentou uma palestra sobre a atuação da marinha na região do Arquipélago dos Alcatrazes.

Herpetologia Brasileira - Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014

Notícias de Conservação

PRIMEIRA MONITORIA ANUAL DO PLANO DE AÇÃO NACIONAL HERPETOFAUNA DA MATA ATLÂNTICA NORDESTINA

NOVA LISTA DAS ESPÉCIES DA FAUNA AMEAÇADA NO RIO GRANDE DO SUL AGUARDA SER PUBLICADA HÁ MAIS DE UM ANO

O PAN Herpetofauna da Mata Atlântica Nordestina foi aprovado pela Portaria ICMBio nº 200 de 01/07/2013, cujo prazo de execução é de 5 anos. O objetivo geral do plano é aumentar o conhecimento sobre as espécies foco e minimizar o efeito das ações antrópicas de forma a contribuir para a conservação das 58 espécies de anfíbios e répteis beneficiadas direta ou indiretamente pelo plano. A 1ª Monitoria anual do PAN Herpetofauna da Mata Atlântica Nordestina foi coordenada pelo Centro Nacional de Pesquisa e Conservação de Répteis e Anfíbios (RAN/ICMBio) e ocorreu no período de 24 a 29 de março na Academia Nacional de Biodiversidade (ACADEBIO/ICMBio), em Iperó, SP. Participaram da reunião 18 representantes de instituições governamentais, de ensino e pesquisa e do terceiro setor, tais como: UESC, UFP, UFC, UFRPE, UCS, UFRN, Secretarias de Meio Ambiente dos estados do Ceará, Paraíba e Sergipe, PARNA Serra do Catimbaus, IBAMA/RN, RAN/ICMBio, COPAN/ ICMBio, Associação Guardião da ARA do Pratigi e Conselho Gestor da APA do Catolé. Entre os principais produtos da reunião destacam-se o ajuste do recorte geográfico do Plano, a revisão das espécies beneficiadas e a delimitação das áreas estratégicas. A monitoria possibilitou, também, o redirecionamento das ações do plano para a atual realidade e maturidade dos articuladores das ações e do próprio RAN.

Morosidade institucional, pressão política e lobby do setor hidrelétrico têm trancado a publicação da nova Lista Oficial das Espécies da Fauna Silvestre Ameaçada de Extinção no Rio Grande do Sul, cuja preparação foi finalizada em julho de 2013, sob coordenação da Fundação Zoobotânica (FZB‑RS) e com a participação de 275 pesquisadores. Apesar de o governo estadual ter assumido o compromisso, por decreto, de publicar a lista ainda em 2013, um ano depois o processo encontra-se parado e nenhuma explicação oficial foi fornecida. A lista atualmente em vigor, publicada em 2002, encontra-se defasada, uma vez que, à época, nem todas as espécies foram avaliadas. Além disso, nesses mais de dez anos decorridos entre as duas avaliações, a descrição de novas espécies, a ampliação de registros de ocorrência, o acúmulo de informações produzidas, bem como o envolvimento de um maior número de especialistas no processo de avaliação (com a realização de oficinas de treinamento e consulta pública online) permitiram que em 2013 todas as espécies conhecidas para o estado fossem avaliadas. Nesta ocasião, espécies como o sapinho-verde-de-barriga-vermelha (Melanophryniscus admirabilis) e a lagartixa-da-areia (Liolaemus arambarensis), ambos descritos em 2003, foram pela primeira vez avaliados, tendo sido considerados, respectivamente, Criticamente Em Perigo (CR) e Em Perigo (EN) no Rio Grande do Sul. Além destas, outras 126 espécies consideradas ameaçadas não aparecem na lista anterior. Com o objetivo de pressionar o governo do Estado a publicar a lista imediatamente, sem censuras nem alterações em seu conteúdo, o Instituto Curicaca criou um abaixo-assinado virtual, que pode ser acessado aqui.

Participantes da primeira Monitoria Anual do PAN Herpetofauna da Mata Atlântica Nordestina (Foto: Acervo RAN).

Melanophryniscus admirabilis, Arvorezinha, RS. Foto: Luis Fernando Marin da Fonte.

II SIMPÓSIO GAÚCHO DE HERPETOLOGIA Entre 24 e 26 de setembro de 2014 será realizado em Porto Alegre, no Campus do Vale da Universidade Federal do Rio Grando de Sul (UFRGS), o II Simpósio Gaúcho de Herpetologia. Inscrições e demais informações podem ser encontradas na página do evento.

50 ANOS DA LISTA VERMELHA DE ESPÉCIES AMEAÇADAS DA UICN Em 2014, a União Internacional para Conservação da Natureza (UICN) comemora os 50 anos da publicação da Lista Vermelha de Espécies Ameaçadas. Atualmente, a lista (que contém tanto espécies ameaçadas como não ameaçadas) conta com cerca de 73.000 espécies, avaliadas por mais de 8.000 colaboradores. A compilação de informações começou ainda na década de 50, através de um sistema de catálogo de fichas contendo dados de mamíferos e aves ameaçados. Na década de 60, as fichas foram transformadas em conjuntos de folhas soltas, organizadas dentro de pastas vermelhas, em dois volumes. No entanto, esses dados ainda não se encontravam disponíveis para circulação geral. Finalmente, em 1964, a primeira lista abrangente de mamíferos e aves ameaçados foi compilada e publicada, permitindo o acesso público aos dados. Desde então, com o incremento de recursos e de especialistas envolvidos, a lista foi crescendo e as informações foram se tornando cada

Herpetologia Brasileira - Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014

Notícias de Conservação

vez mais acessíveis. Em 2000, por exemplo, a Lista Vermelha foi disponibilizada na internet, democratizando o acesso aos dados e permitindo atualizações mais frequentes. Neste contexto, em 2004 foi terminada a avaliação global de quase todas as espécies de anfíbios conhecidas na época. Mas como as avaliações têm uma validade de dez anos, a maioria das espécies deveria ter sido reavaliada em 2014. Atualmente, fazem parte da lista da IUCN 835 espécies de anfíbios que ocorrem no Brasil. Por outro lado, as avaliações globais de espécies de répteis com ocorrência no País ainda encontram-se defasadas, com apenas 144 espécies avaliadas. Entretanto, dentro do contexto Termo de reciprocidade entre o Instituto Chico Mendes de Conservação da Biodiversidade (ICMBio) e a UICN, as avaliações nacionais de répteis endêmicos do Brasil subsidiarão diretamente as avaliações globais da UICN. O mesmo se dará com os anfíbios endêmicos do Brasil. Para uma breve introdução à Lista Vermelha da UICN, confira este vídeo. LISTA VERMELHA DE ECOSSISTEMAS DA UICN Alguns resultados parciais da avaliação da Mata Atlântica na Lista Vermelha de Ecossistemas da UICN foram recentemente divulgados. Apesar da metodologia de avaliação ainda se encontrar em fase de aprimoramento no Brasil, dados parciais relativos aos critérios A e B indicam que aproximadamente 55% dos remanescentes no Domínio Mata Atlântica encontram-se Criticamente Em Perigo (CR), 36% Em Perigo (EN) e 9% em situação Vulnerável (VU). A avaliação do grau de ameaça de ecossistemas (aplicável em níveis local, nacional, regional e global) é uma nova iniciativa da UICN e objetiva, entre outros, fornecer informações que subsidiem ações de conservação, planejamento do uso da terra e estabelecimento de políticas de gestão ambiental. Iniciado em 2008, o projeto pretende publicar em meados de 2015 o estudo From Alaska to Patagonia: Red List of the Continental Ecosystems of the Americas, a primeira avaliação de ecossistemas em nível continental. No contexto das avaliações de ecossistemas, sobretudo com relação aos critérios C e D, informações relativas à riqueza e distribuição de

CONGRESSO MUNDIAL DE PARQUES DA UICN

espécies, incluindo anfíbios e répteis, são de fundamental importância. SIMPÓSIO DE PESQUISAS EM CONSERVAÇÃO DE ANFÍBIOS EM LONDRES, INGLATERRA Nos dias 10 e 11 de Maio de 2014 foi realizado o Amphibian Conservation Research Symposium (ACRS), organizado pelo Manchester Amphibian Research Group e pela Sociedade Zoológica de Londres. Ações voltadas à conservação de anfíbios, com ênfase em pesquisas realizadas in e ex situ, foram o tema central do simpósio. O evento foi estruturado na apresentação de palestras e painéis, abrangendo temas como panorama geral da conservação global de anfíbios (por Jaime Garcia Moreno, Amphibian Survival Alliance) e exposição de programas de conservação bem sucedidos (como o da Salamandra-Gigante na China; Helen Meredith, University of Kent), bem como de programas de reintrodução de espécies em ambientes naturais na Europa (John Buckley, Amphibian and Reptile Conservation). Também foi apresentada uma sessão sobre estudos envolvendo doenças em anfíbios, incluindo um potencial tratamento in situ para quitridiomicose (Mike Hudson, University of Kent) e a apresentação de novos registros de ocorrência do recém descoberto fungo quitrídeo Batrachochytrium salamandrivorans, altamente virulento para salamandras (An Martel e Frank Pasmans, University of Ghent). Até então, a doença tinha sido descrita apenas para os Países Baixos, mas os novos registros em populações de Salamandra salamandra de duas localidades na Bélgica indicam que o fungo pode estar expandindo sua área de ocorrência. 2014: ANO DA SALAMANDRA Com o objetivo de aumentar o conhecimento sobre anfíbios da ordem Caudata, bem como estimular ações de conservação, educação e de pesquisa para o grupo, as organizações Partners in Amphibian and Reptile Conservation e Amphibian Survival Alliance definiram 2014 como o “Ano da Salamandra”. Diversas atividades relacionadas ao tema vêm sendo realizadas e podem ser conferidas na página oficial da iniciativa.

O evento, que ocorre apenas a cada dez anos, será realizado entre os dias 12 e 19 de Novembro de 2014, em Sidney, Austrália. Trata-se de um fórum global, organizado pela UICN, para discussões envolvendo áreas protegidas. Além de definir a agenda para a conservação de áreas protegidas para a próxima década, o Congresso pretende ser um canal para apresentação, discussão e criação de abordagens originais para conservação e desenvolvimento. Mais informações podem ser encontradas na página do evento. OPORTUNIDADES DE FINANCIAMENTO PARA PESQUISAS EM CONSERVAÇÃO O diretório Terra Viva Grants compila diversas oportunidades de financiamento para pesquisas e projetos comunitários em países em desenvolvimento. A base de dados pode ser pesquisada, entre outros, por subárea (e.g. Biodiversity Conservation Wildlife) e região do globo (e.g. Latin America and Caribbean). COMISSÃO DE SOBREVIVÊNCIA DAS ESPÉCIES DA UICN LANÇA RELATÓRIO DE 2013 A SSC (Species Survival Commission) da UICN tornou público o Relatório Anual de atividades relativo ao ano de 2013. A publicação apresenta as principais atividades realizadas no período, além de atualizações dos grupos de especialistas da comissão, incluindo anfíbios e répteis.

Phyllomedusa tarsius, Guyana. Foto: Daniel Velho

Herpetologia Brasileira - Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014

Dissertações & Teses

UNIVERSIDADE DE SÃO PAULO – USP Instituto de Biociências Doutorado – 2014 Data da Defesa/Aprovação: 26 de maio de 2014 Programa de Pós-graduação: Zoologia Nome: Paulo Miranda Nascimento Título: Revisão da família Baurusuchidae e seu posicionamento filogenético dentro do clado Mesoeucrocodylia Orientador/Co-orientador: Hussam Zaher UNIVERSIDADE ESTADUAL DE CAMPINAS – UNICAMP Instituto de Biologia Mestrado – 2014 Data da Defesa/Aprovação: 04 de junho de 2014 Programa de Pós-graduação: Ecologia Nome: Thiago A. Pires Título: Diversidade filogenética, taxonômica e funcional e a estrutura de comunidades de anuros nas planícies costeiras do estado de São Paulo, sudeste do Brasil Orientador/Co-orientador: Ricardo J. Sawaya UNIVERSIDADE FEDERAL DO PARÁ – UFPA / MUSEU PARAENSE EMÍLIO GOELDI – MPEG Mestrado – 2014 Data da Defesa/Aprovação: 14 de maio de 2014 Programa de Pós-graduação: Zoologia Nome: Geraldo Rodrigues de Lima Filho Título: Filogeografia de Gonatodes humeralis (Reptilia: Sphaerodactylidae) no baixo curso dos rios Amazonas e Tocantins Orientador/Co-orientador: Teresa Cristina Sauer de Avila Pires

Leptophis ahaetulla, Porto Velho, RO. Foto: Diego Meneghelli.

Phasmahyla exilis, Cariacica, ES. Foto: J. L. Gasparini.

Herpetologia Brasileira - Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014

Resenhas

Bernie Krause. 2013. A grande orquestra da natureza – Descobrindo as origens da música no mundo selvagem. Editora Zahar. 247 pp. A Bioacústica é uma ciência que se propõe a estudar os sons de origem biológica. Neste livro, Bernie Krause deixa claro aos seus leitores que essa ciência vai muito além dessa simples definição. Nascido na cidade de Detroit, Michigan, em 1938, Bernard Krause formou-se em Música pela Michigan University e trabalhou com artistas como Bob Dylan e Rolling Stones e em filmes como “O bebê de Rosemary” e “Apocalipse Now”. A partir de 1968, data em que começaram as gravações para seu álbum “In a Wild Sanctuary”, Krause passou a ter grande interesse pelos sons da natureza, obtendo posteriormente seu Ph.D. em Bioacústica pela Union Institute & University, Estados Unidos. Fundador da Wild Sanctuary, organização dedicada a gravação dos sons da natureza, possui atualmente mais de quatro mil horas de gravação e cerca de 15 mil espécies registradas. Escreveu diversos livros sobre o assunto, como: Notes From the Wild – The Nature Recording Expeditions of Bernie Krause (1996); Into A Wild Sanctuary – A Life in Music & Natural Sound (1998); Wild Soundscapes – Discovering the Voice of the Natural World (2002). Seu mais recente livro “A Grande Orquestra da Natureza” é divido em nove capítulos: “O som é meu mestre” (1); “Vozes da terra” (2); “O som organizado da vida em sim mesma” (3); “Biofonia: a proto-orquestra” (4); “Primeiras notas” (5); “A cada um seu lugar no coro” (6); “Nas brumas do ruído” (7); “Ruído e biofonia/Óleo e água” (8); e “A coda da esperança” (9). Neles são apresentados e discutidos assuntos como a origem dos sons naturais, a complexidade desses sons, sua organização, poluição sonora e como reduzi-la, entre outros temas. Sem deixar-se mergulhar em termos técnicos e demasiadamente frios, Krause mescla conceitos e gráficos com experiências pessoais das suas empreitadas como músico, gravador dos sons da natureza e cientista, tornando a leitura fluida e instigando a imaginação e a curiosidade do leitor. A paixão do autor pelos sons da natureza é contagiante. Suas descrições das belezas das sonoridades são incrivelmente estimulantes, principalmente para os entusiastas da bioacústica (surge a vontade de pegar o equipamento e sair para o campo gravando tudo pela frente). Esse processo de humanização atribui a essa ciência, tão ligada às ciências exatas, um valor artístico interessante, assim como já observado na música – caso haja, de fato, distinção entre a música humana e os sons da natureza (assunto também abordado no livro). Ao longo do texto fica clara nossa negligência com um importante sentido para a comunicação: a audição. Não é inesperado para nós, primatas primordialmente visuais, que o universo acústico passe despercebido. Expressões comuns como “vejo o que você quer dizer”, “essa música é meio sombria” ou “esse som está bem claro para mim” exemplificam bem a questão. Consequentemente, “o som” já foi definido como um “sentido fantasma” (p. 24), ou mesmo não definido: “como eu poderia fazer isso? Nunca vi um som” (pp. 23‑24). Essa incapacidade natural dificulta nossa compreensão da paisagem acústica, como, por exemplo, ao avaliar o estado de conservação sonora

do ambiente, ou mesmo na aceitação de novas ideias ligadas a evolução e ecologia das características acústicas. Krause expõe com elegância e simplicidade que, com auxílio dos métodos e equipamentos atuais de gravação e análise acústica, somos capazes de comparar e avaliar ambientes “saudáveis” e “doentes”, além de percebermos a organização sonora presente na natureza. Para o autor, um dos principais empecilhos da compreensão da natureza acústica é o tradicional método de gravação e análise, no qual as gravações são feitas isoladamente, por exemplo, com apenas uma espécie registrada por gravação. De acordo com Krause, devido à natureza não funcionar de forma isolada, pelo contrário, de existir uma complexa trama de relações entre as partes, nosso tratamento não deveria ser diferente com os sons. A sugestão alternativa vem através da redução da importância dada a gravações “fatiadas”, exclusivas para determinados fenômenos naturais (de origem biológica ou não), e da valorização de gravações do conjunto ambiental como um todo, às quais se atribui o termo “paisagem sonora” (soundscape). Sua visão, decerto, incentiva o registro e a compreensão da interação entre os sons, aspecto historicamente pouco abordado, mas, por outro lado, negligencia parcialmente o valor intrínseco do registro das partes – processo igualmente importante, já que, para descrição da composição do todo, suas partes precisam estar previamente registradas e identificadas.

Herpetologia Brasileira - Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014

Resenhas

Ao entrar no campo da música, o autor nos lembra que por grande parte da história humana, nossa música foi fortemente influenciada pelos sons da natureza, mas que, em algum momento, essa conexão com o mundo natural foi perdida até o Renascimento. A partir deste ponto, passou-se a buscar uma maior conexão com a natureza, tanto nas ciências como nas artes. Um nítido exemplo trata-se da música “Uiapuru” de Villa-Lobos, que se inspira, como o nome indica, no melodioso e intrigante canto da ave brasileira homônima. Por fim, Krause expõe o alarmante quadro da conservação acústica mundial, indicando que há, atualmente, poucas áreas que possuem de fato suas características acústicas não alteradas pelo homem. Ressalta a importância dessas paisagens acústicas para a saúde humana, embora reconheça a estranha existência da preferência pelo ruído humano (antropofonia) por algumas pessoas. No caminho de uma solução, o livro destaca a necessidade de darmos mais atenção a esses claros indicadores não visuais da “saúde” dos ambientes naturais e dos ambientes em que vivemos. Um ponto alto da publicação foi a disponibilização na internet das várias gravações citadas ao longo do livro (bit.ly/orquestranatureza). Todas as gravações possuem ótima qualidade e contribuem para um maior entendimento de suas descrições

e maior profundidade da leitura. É absolutamente incrível (e amedrontador) ouvir o grave som do esturro de uma onça no meio de um tipicamente rico coro de anfíbios e insetos da floresta amazônica, ou a inesperada sonoridade melodiosa de baleias orcas ao atacarem uma jubarte. Certamente é um livro que interessa aos pesquisadores ligados a comunicação animal, assim como ao público geral. Embora levemente repetitivo em certos momentos, ao comentar pontos já previamente bem explorados, trata-se de uma obra ousada por expor a importância e a beleza de um mundo sensorial recorrentemente ignorado. “A Grande Orquestra da Natureza” faz parte de uma recente exploração de um novo mundo do qual paradoxalmente já fazemos parte, aumentando a “visibilidade” de algo intrinsicamente invisível. Fabio Hepp Universidade Federal do Rio de Janeiro, Museu Nacional Departamento de Vertebrados, Setor de Herpetologia Quinta da Boa Vista, São Cristóvão CEP 20940‑040, Rio de Janeiro, RJ, Brasil E‑mail: fabiohepp@gmail.com (Fonte da imagem: www.zahar.com.br)

Corallus hortulanus, Porto Velho, RO. Foto: Diego Meneghelli.

Herpetologia Brasileira - Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014

Trabalhos Recentes

Kleinteich, T., Gorb, S. N. Tongue adhesion in the horned frog Ceratophrys sp. Scientific Reports 4: 5225. DOI: 10.1038/srep05225 A evolução de uma língua para a captura da presa no ambiente terrestre é considerada uma importante inovação entre os vertebrados. Diversas linhagens desenvolveram línguas que utilizam adesão para capturar e puxar presas para a boca. Várias espécies de sapos são bem conhecidas por predar presas com suas línguas protrusivas e adesivas e, algumas, por consumir presas grandes, comparadas às suas próprias dimensões corporais. No entanto, os mecanismos envolvidos na força aplicada e aderência na superfície de contato e as funções do muco que recobre a superfície da língua (sistema adesivo úmido), permanecem obscuros. Pela primeira vez o desempenho da força adesiva foi medido experimentalmente in vivo com o sapo-de chifre do gênero Ceratophrys. Os animais foram induzidos, por estímulos alimentares visuais, a “disparar” suas línguas para laminas de vidro conectadas a um transdutor de força. Com esta configuração experimental, os autores foram capazes de medir a duração do evento, a área e as forças adesivas do muco e a impressão da língua na superfície lisa durante o impacto. Apesar da presença do muco deixado nas áreas de contato, outras características da língua (perfil de superfície, propriedades dos materiais), são importantes para gerar força adesiva. Em geral, os dados experimentais mostram que as línguas destes anuros podem ser melhor comparadas com substancias adesivas sensíveis à pressão como as utilizadas em fitas ou rótulos adesivos. A combinação da projeção lingual altamente dinâmica, a força adesiva elevada e a versatilidade potencial para fixação em superfícies estruturalmente e quimicamente variáveis (por exemplo, pele, penas, cutícula), faz da língua deste sapo um exemplo único de aderência biológica úmida. Costa, H. C., Lopes, L. E., Marçal, B. F., Zornin, G. The reptile hunter’s menu: A review of the prey species of Laughing Falcons, Herpetotheres cachinnans (Aves: Falconiformes). North-western Journal of Zoology. 10(2): art. 143601. 2014. Entre os predadores de serpentes destacam-se as aves de rapina que posuem dieta generalista. O falcão Herpetotheres cachinnans é conhecido há décadas por predar répteis, principalmente serpentes. As informações disponíveis na literatura são provenientes, em sua maioria, de relatos e registros anedóticos. Contudo, existem poucos estudos específicos sobre a sua dieta. Neste estudo, os autores realizaram uma revisão utilizando vários sites de busca, periódicos impressos e dados originais. O acervo de 73 referências em artigos, livros, anotações de campo e fotos, resultou ao equivalente a 122 registros de presas em diversos grupos taxonomicos (artrópodos, peixes Symbranchidae, anfíbios, lagartos e pequenos mamíferos), sendo que as serpentes foram as presas mais comuns, com 94 indivíduos registrados (77%). Os autores observaram também que, dos 24 estômagos analisados, 71%

dos conteúdos estomacais continham restos de serpente, e que 62,5% eram exclusivamente de serpentes. Entre as famílias registradas (Boidae, Colubridae, Dipsadinae), destacam-se espécies venenosas Elapidae e Viperidae. Os autores também relacionam a frequência das espécies ao tipo de hábitat; serpentes terrestres apresentaram maior frequência (33), seguidas por arborícolas (14), fossoriais (9) e semiarborícolas (5). Uma dieta com mais de 50% em composição ofiófaga não é comum em aves de rapina e H. cachinnans parece apresentar um alto grau de especialização entre as espécies Neotropicais. Embora a revisão reforce esta informação, os autores indicam a necessidade de estudos a longo prazo em diferentes hábitats de ocorrência da espécie. Steinberga, D. S., J. B. Losos, T. W. Schoener, D. A. Spillerc, J. J. Kolbed, e M. Leal. 2014. Predationassociated modulation of movement-based signals by a Bahamian lizard. PNAS June 24, 2014 vol. 111 no. 25: 9187‑9192. A comunicação é frequentemente um componente importante das interações sociais. Indivíduos que emitem sinais encaram o desafio de capturar a atenção dos receptores desejados e, ao mesmo tempo, evitar sua detecção por predadores potenciais. Os autores realizaram experimentos na natureza para avaliar a hipótese de que espécies de presa podem modular as propriedades físicas de exibições que envolvem movimento em resposta à presença de predadores. Eles observaram que machos de Anolis sagrei diminuem dramaticamente a amplitude das exibições que envolvem movimentos com a cabeça (headbob displays) na presença de um lagarto predador (Leiocephalus carinatus), o que resultava em sinais menos conspícuos. Embora sinais menos conspícuos possam ser mais seguros para os emissores, eles também reduzem a distância da qual parceiras potenciais e machos rivais podem detecta-lo, o que pode afetar o tamanho do território e o sucesso reprodutivo dos machos emissores. Os autores sugerem que estudos futuros sobre interações predador-presa devem considerar os riscos gerados por mudanças nos sinais para que se possa entender melhor a influência da pressão de predação sobre a dinâmica das populações de presas. Oliveira, D. P., B. Marioni, I. P. Farias e T. Hrbek. 2014. Genetic Evidence for Polygamy as a Mating Strategy in Caiman crocodilos. Journal of Heredity doi:10.1093/jhered/esu020 Os autores estudaram o sistema de acasalamento do jacaré da Amazônia (Caiman crocodilus) na Reserva de Desenvolvimento Sustentável do Piagaçu-Purus, Amazonas, Brasil. Eles usaram seis locos polimórficos de microsatélites para genotipar 13 fêmeas e 174 recém-eclodidos, representando 20 ninhos amostrados ao longo de quatro estações reprodutivas consecutivas (2007‑2010). A hipótese nula de paternidade única foi rejeitada para 19 dos 20 ninhos analisados, demonstrando

Herpetologia Brasileira - Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014

Trabalhos Recentes

que fêmeas de C. crocodilus são poliândricas e que o sistema reprodutivo pode ser caracterizado como poligamia. Os dados indicam que um a quatro pais foram responsáveis pela paternidade das crias e que os machos contribuíram de forma diferente (9‑100%) para cada um dos 20 ninhos. Um total

de 53 machos copularam com as 20 fêmeas que possuíam os ninhos estudados. Esse foi o primeiro estudo sobre sistema de acasalamento em C. crocodilus e a frequência de paternidade múltipla encontrada (95%) está entre as mais altas registradas até agora para crocodilianos.

Phyllomedusa bicolor, Porto Velho, RO. Foto: Diego Meneghelli.

Herpetologia Brasileira - Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014

Mudanças Taxonômicas

Brazilian Amphibians: List of Species Magno V. Segalla1,*, Ulisses Caramaschi2, Carlos Alberto Gonçalves Cruz2, Taran Grant3, Célio F. B. Haddad4, José A. Langone5, Paulo Christiano de Anchietta Garcia6 3 4 5 6

Laboratório de Herpetologia. Museu de História Natural Capão da Imbuia, CEP 82810‑080, Curitiba, PR, Brazil. Universidade Federal do Rio de Janeiro, Museu Nacional, Departamento de Vertebrados, Quinta da Boa Vista, São Cristóvão, CEP 20940‑040, Rio de Janeiro, RJ, Brazil. Departamento de Zoologia, Instituto de Biociências, Universidade de São Paulo, CEP 05508‑090, São Paulo, SP, Brazil. Departamento de Zoologia, Instituto de Biociências, Universidade Estadual Paulista, Caixa Postal 199, CEP 13506‑906, Rio Claro, SP, Brazil. Departamento de Herpetología, Museo Nacional de Historia Natural, Casilla de Correo 399, 11.000, Montevideo, Uruguay. Departamento de Zoologia, Instituto de Ciências Biológicas; Universidade Federal de Minas Gerais, Avenida Antônio Carlos, 6627, Pampulha, CEP 31270‑901, Belo Horizonte, MG, Brazil. * Corresponding author. Email: magnosegalla@yahoo.com.br 1 2

The following list includes all recognized species of amphibians known to occur within the political borders of Brazil. The taxonomy follows Frost (2014). The present list differs from previous ones by incuding subfamilies (in parentheses following familes). The known amphibian fauna of Brazil comprises 1026 species. The vast majority of species are anurans, including 988 species representing 19 families and 87 genera, followed by caecilians, with 33 species in four families and 12 genera, and salamanders, with five species in a single family and genus.

16. 17. 18. 19.

ORDER ANURA

23.

Family Allophrynidae

24. 25. 26.

1. 2.

Allophryne ruthveni Gaige, 1926 Allophryne relicta Caramaschi, Orrico, Faivovich, Dias & Solé, 2013 Family Alsodidae

Limnomedusa macroglossa (Duméril & Bibron, 1841) Family Aromobatidae (Allobatinae)

4. 5. 6. 7. 8. 9. 10. 11. 12. 13. 14. 15.

Allobates brunneus (Cope, 1887) Allobates caeruleodactylus (Lima & Caldwell, 2001) Allobates conspicuus (Morales, 2002 “2000”) Allobates crombiei (Morales, 2002 “2000”) Allobates femoralis (Boulenger, 1884 “1883”) Allobates flaviventris Melo-Sampaio, Souza & Peloso, 2013 Allobates fuscellus (Morales, 2002 “2000”) Allobates gasconi (Morales, 2002 “2000”) Allobates grillisimilis Simões, Sturaro, Peloso & Lima, 2013 Allobates goianus (Bokermann, 1975) Allobates hodli Simões, Lima & Farias, 2010 Allobates marchesianus (Melin, 1941)

20. 21. 22.

Allobates masniger (Morales, 2002 “2000”) Allobates nidicola (Caldwell & Lima, 2003) Allobates olfersioides (A. Lutz, 1925) Allobates paleovarzensis Lima, Caldwell, Biavati & Montanarin, 2010 Allobates subfolionidificans (Lima, Sanchez & Souza, 2007) Allobates sumtuosus (Morales, 2002 “2000”) Allobates vanzolinius (Morales, 2002 “2000”) Family Aromobatidae (Allobatinae) Anomaloglossus baeobatrachus (Boistel & de Massari, 1999) Anomaloglossus roraima (La Marca, 1998) Anomaloglossus stepheni (Martins, 1989) Anomaloglossus tamacuarensis (Myers & Donelly, 1997) Family Brachycephalidae

27. 28. 29. 30. 31. 32. 33. 34. 35. 36. 37. 38. 39. 40. 41.

Brachycephalus alipioi Pombal & Gasparini, 2006 Brachycephalus atelopoide Miranda-Ribeiro, 1920 Brachycephalus brunneus Ribeiro, Alves, Haddad & dos Reis, 2005 Brachycephalus bufonoides Miranda-Ribeiro, 1920 Brachycephalus crispus Condez, Clemente-Carvalho & Haddad, 2014 Brachycephalus didactylus (Izecksohn, 1971) Brachycephalus ephippium (Spix, 1824) Brachycephalus ferruginus Alves, Ribeiro, Haddad & dos Reis, 2006 Brachycephalus garbeanus Miranda-Ribeiro, 1920 Brachycephalus guarani Clemente-Carvalho, Giaretta, Condez, Haddad & dos Reis, 2012 Brachycephalus hermogenesi (Giaretta & Sawaya, 1998) Brachycephalus izecksohni Ribeiro, Alves, Haddad & dos Reis, 2005 Brachycephalus margaritatus Pombal & Izecksohn, 2011 Brachycephalus nodoterga Miranda-Ribeiro, 1920 Brachycephalus pernix Pombal, Wistuba & Bornschein, 1998

Herpetologia Brasileira - Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014

42. 43. 44. 45. 46. 47. 48. 49. 50. 51. 52. 53. 54. 55. 56. 57. 58. 59. 60. 61. 62. 63. 64. 65. 66. 67. 68. 69. 70. 71. 72. 73. 74. 75. 76. 77. 78. 79. 80.

Mudanças Taxonômicas

Brachycephalus pitanga Alves, Sawaya, dos Reis & Haddad, 2009 Brachycephalus pombali Alves, Ribeiro, Haddad & dos Reis, 2006 Brachycephalus pulex Napoli, Caramaschi, Cruz & Dias, 2011 Brachycephalus toby Haddad, Alves, Clemente-Carvalho & Reis, 2010 Brachycephalus tridactylus Garey, Lima, Hartmann & Haddad, 2012 Brachycephalus vertebralis Pombal, 2001 Ischnocnema ábdita Canedo & Pimenta, 2010 Ischnocnema bolbodactyla (A. Lutz, 1925) Ischnocnema concolor Targino, Costa & Carvalho e Silva, 2009 Ischnocnema epipeda (Heyer, 1984) Ischnocnema erythromera (Heyer, 1984) Ischnocnema gehrti (Miranda-Ribeiro, 1926) Ischnocnema gualteri (B. Lutz, 1974) Ischnocnema guentheri (Steindachner, 1864) Ischnocnema henselii (Peters, 1872) Ischnocnema hoehnei (B. Lutz, 1959 “1958”) Ischnocnema holti (Cochran, 1948) Ischnocnema izecksohni (Caramaschi & Kisteumacher, 1989 “1988”) Ischnocnema juipoca (Sazima & Cardoso, 1978) Ischnocnema karst Canedo, Targino, Leite & Haddad, 2012 Ischnocnema lactea (Miranda-Ribeiro, 1923) Ischnocnema manezinho (Garcia, 1996) Ischnocnema melanopygia Targino, Costa & Carvalho e Silva, 2009 Ischnocnema nanahallux Brusquetti, Thomé, Canedo, Condez, Haddad, 2013 Ischnocnema nasuta (A. Lutz, 1925) Ischnocnema nigriventris (A. Lutz, 1925) Ischnocnema octavioi (Bokermann, 1965) Ischnocnema oea (Heyer, 1984) Ischnocnema paranaensis (Langone & Segalla, 1996) Ischnocnema parva (Girard, 1853) Ischnocnema penaxavantinho Giaretta, Toffoli & Oliveira, 2007 Ischnocnema pusilla (Bokermann, 1967) Ischnocnema randorum (Heyer, 1985) Ischnocnema sambaqui (Castanho & Haddad, 2000) Ischnocnema spanios (Heyer, 1985) Ischnocnema surda Canedo, Pimenta, Leite & Caramaschi, 2010 Ischnocnema venancioi (B. Lutz, 1959 “1958”) Ischnocnema verrucosa (Reinhardt & Lütken, 1862) Ischnocnema vizottoi Martins & Haddad, 2010 Family Bufonidae

81. 82.

Amazophrynella bokermanni (Izecksohn, 1994 “1993”) Amazophrynella manaos Rojas, Carvalho, Gordo, Ávila, Farias & Hrbek, 2014

83. 84. 85. 86. 87. 88. 89. 90. 91. 92. 93. 94. 95. 96. 97. 98. 99. 100. 101. 102. 103. 104. 105. 106. 107. 108. 109. 110. 111. 112. 113. 114. 115. 116. 117. 118. 119. 120. 121. 122. 123. 124. 125. 126. 127. 128.

Amazophrynella minuta (Melin, 1941) Amazophrynella vote Avila, Carvalho, Gordo, Kawashita-Ribeiro & Morais, 2012 Atelopus flavescens Duméril & Bibron, 1841 Atelopus hoogmoedi Lescure, 1974 Atelopus spumarius Cope, 1871 Dendrophryniscus berthalutzae Izecksohn, 1994 “1993” Dendrophryniscus brevipollicatus Jiménez de la Espada, 1871 “1870” Dendrophryniscus carvalhoi Izecksohn, 1994 “1993” Dendrophryniscus krausae Cruz & Fusinatto, 2008 Dendrophryniscus leucomystax Izecksohn, 1968 Dendrophryniscus oreites Recoder, Teixeira, Cassimiro, Camacho & Rodrigues, 2010 Dendrophryniscus organensis Carvalho-e-Silva, Mongin, Izecksohn & Carvalho-e-Silva, 2010 Dendrophryniscus proboscideus (Boulenger, 1882) Dendrophryniscus skuki (Caramaschi, 2012) Dendrophryniscus stawiarskyi Izecksohn, 1994 “1993” Frostius erythrophthalmus Pimenta & Caramaschi, 2007 Frostius pernambucensis (Bokermann, 1962) Melanophryniscus admirabilis Di Bernardo, Maneyro & Grillo, 2006 Melanophryniscus alipioi Langone, Segalla, Bornschein & de Sá, 2008 Melanophryniscus atroluteus (Miranda-Ribeiro, 1920) Melanophryniscus cambaraensis Braun & Braun, 1979 Melanophryniscus devincenzii Klappenbach, 1968 Melanophryniscus dorsalis (Mertens, 1933) Melanophryniscus fulvoguttatus (Mertens, 1937) Melanophryniscus klappenbachi Prigioni & Langone, 2000 Melanophryniscus macrogranulosus Braun, 1973 Melanophryniscus montevidensis (Philippi, 1902) Melanophryniscus moreirae (Miranda-Ribeiro, 1920) Melanophryniscus pachyrhynus (Miranda-Ribeiro, 1920) Melanophryniscus peritus Carmaschi & Cruz, 2011 Melanophryniscus sanmartini Klappenbach, 1968 Melanophryniscus setiba Peloso, Faivovich, Grant, Gasparini & Haddad, 2012 Melanophryniscus simplex Caramaschi & Cruz, 2002 Melanophryniscus spectabilis Caramaschi & Cruz, 2002 Melanophryniscus tumifrons (Boulenger, 1905) Melanophryniscus vilavelhensis Steinback-Padilha, 2009 Oreophrynella quelchii Boulenger, 1895 Oreophrynella weiassipuensis Señaris, Nascimento & Villarreal, 2005 Rhaebo ecuadorensis Mueses-Cisneros, Cisneros-Heredia & Mcdiarmid, 2012 Rhaebo guttatus (Schneider, 1799) Rhinella abei (Baldissera-Jr,Caramaschi & Haddad, 2004) Rhinella achavali (Maneyro, Arrieta & de Sá, 2004) Rhinella acutirostris (Spix, 1824) Rhinella arenarum (Hensel, 1867) Rhinella azarai (Gallardo, 1965) Rhinella bergi (Céspedez, 2000 “1999”)

Herpetologia Brasileira - Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014

Mudanças Taxonômicas

129. Rhinella castaneotica (Caldwell, 1991) 130. Rhinella ceratophrys (Boulenger, 1882) 131. Rhinella cerradensis Maciel, Brandão, Campos & Sebben, 2007 132. Rhinella crucifer (Wied-Neuwied, 1821) 133. Rhinella dapsilis (Myers & Carvalho, 1945) 134. Rhinella dorbignyi (Duméril & Bibron, 1841) 135. Rhinella fernandezae (Gallardo, 1957) 136. Rhinella granulosa (Spix, 1824) 137. Rhinella henseli (A. Lutz, 1934) 138. Rhinella hoogmoedi Caramaschi & Pombal, 2006 139. Rhinella icterica (Spix, 1824) 140. Rhinella inopina Vaz-Silva, Valdujo & Pombal, 2012 141. Rhinella jimi (Stevaux, 2002) 142. Rhinella magnussoni Lima, Menin & Araújo, 2007 143. Rhinella major (Muller & Helmich, 1936) 144. Rhinella margaritifera (Laurenti, 1768 ) 145. Rhinella marina (Linnaeus, 1758) 146. Rhinella martyi Fouquet, Gaucher, Blanc & Vélez-Rodriguez, 2007 147. Rhinella merianae Gallardo, 1965 148. Rhinella mirandaribeiroi (Gallardo, 1965) 149. Rhinella nattereri Bokermann, 1967 150. Rhinella ocellata (Günther, 1859 “1858”) 151. Rhinella ornata (Spix, 1824) 152. Rhinella paraguayensis Ávila, Pansonato & Strüssmann, 2010 153. Rhinella proboscidea (Spix, 1824) 154. Rhinella pygmaea (Myers & Carvalho, 1952) 155. Rhinella roqueana (Melin, 1941) 156. Rhinella rubescens (A. Lutz, 1925) 157. Rhinella schneideri (Werner, 1894) 158. Rhinella scitula (Caramaschi & Niemeyer, 2003) 159. Rhinella veredas (Brandão,Maciel & Sebben, 2007)

Family Ceratophryidae 171. 172. 173. 174. 175. 176.

Family Craugastoridae (Craugastorinae) 177. Haddadus aramunha (Cassimiro, Verdade & Rodrigues, 2008) 178. Haddadus binotatus (Spix, 1824) 179. Haddadus plicifer (Boulenger, 1888) 180. Strabomantis sulcatus (Cope, 1874) Family Craugastoridae (Holoadeninae) 181. “Eleutherodactylus” bilineatus (Bokermann, 1975) Incertae sedis 182. Barycholos ternetzi (Miranda Ribeiro, 1937) 183. Euparkerella brasiliensis (Parker, 1926) 184. Euparkerella cochranae Izecksohn, 1988 185. Euparkerella robusta Izecksohn, 1988 186. Euparkerella tridactyla Izecksohn, 1988 187. Holoaden bradei B. Lutz, 1959 “1958” 188. Holoaden luederwaldti Miranda-Ribeiro, 1920 189. Holoaden pholeter Pombal, Siqueira, Dorigo, Vrcibradic & Rocha, 2008 190. Holoaden suarezi Martins & Zaher, 2013 191. Noblella myrmecoides (Lynch, 1976)

Family Centrolenidae (Centroleninae) 160. “Cochranella” adenocheira Harvey & Noonan, 2005 Incertae sedis 161. Teratohyla midas (Lynch & Duellman, 1973) 162. Vitreorana eurygnatha (A. Lutz, 1925) 163. Vitreorana parvula (Boulenger, 1895 “1894”) 164. Vitreorana ritae (B. Lutz in B. Lutz & Kloss, 1952) 165. Vitreorana uranoscopa (Müller, 1924) Family Centrolenidae (Hyalinobatrachinae) 166. Hyalinobatrachium cappellei (van Lidth de Jeude, 1904) 167. Hyalinobatrachium carlesvilai Castroviejo-Fisher, Padial, Chaparro, Aguayo & De la Riva, 2009 168. Hyalinobatrachium iaspidiense (Ayarzaqüena, 1992) 169. Hyalinobatrachium mondolfii Señaris & Ayarzaguena, 2001 170. Hyalinonatrachium munozorum (Lynch & Duellman, 1973)

Ceratophrys aurita (Raddi, 1823) Ceratophrys cornuta (Linnaeus, 1758) Ceratophrys cranwelli Barrio, 1980 Ceratophrys joazeirensis Mercadal de Barrio, 1986 Ceratophrys ornata (Bell, 1843) Lepidobatrachus asper (Budgett, 1899)

Family Craugastoridae (Ceuthomantinae) 192. 193. 194. 195. 196. 197. 198. 199. 200. 201. 202. 203. 204. 205. 206. 207. 208.

Ceuthomantis cavernibardus (Myers & Donnelly, 1997) Oreobates crepitans (Bokermann, 1965) Oreobates heterodactylus (Miranda-Ribeiro, 1937) Oreobates quixensis Jiménez de la Espada, 1872 Oreobates remotus Teixeira, Amaro, Recoder, Sena & Rodrigues, 2012 Pristimantis academicus Lehr, Moravec & Urrutia, 2010 Pristimantis achuar Elmer & Cannatella, 2008 Pristimantis acuminatus (Schreve, 1935) Pristimantis altamazonicus (Barbour & Dunn, 1921) Pristimantis aureolineatus Guayasamin, Ron, Cisneros-Heredia, Lamar & McCracken, 2006 Pristimantis aureoventris Kok, Means & Bossuyt, 2011 Pristimantis buccinator (Rodriguez, 1994) Pristimantis carvalhoi (B. Lutz in B. Lutz & Kloss, 1952) Pristimantis chiastonotus (Lynch & Hoogmoed, 1977) Pristimantis conspicillatus (Günther, 1858) Pristimantis delius (Duellman & Mendelson, 1995) Pristimantis diadematus (Jiménez de la Espada, 1875)

Herpetologia Brasileira - Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014

209. 210. 211. 212. 213. 214. 215. 216. 217. 218. 219. 220. 221. 222. 223. 224. 225. 226. 227. 228. 229. 230. 231. 232. 233. 234.

Mudanças Taxonômicas

Pristimantis dundeei (Heyer & Muñoz, 1999) Pristimantis eurydactylus (Hedges & Schlüter, 1992) Pristimantis fenestratus (Steindachner, 1864) Pristimantis gutturalis (Hoogmoed, Lynch & Lescure, 1977) Pristimantis inguinalis (Parker, 1940) Pristimantis lacrimosus (Jiménez de la Espada, 1875) Pristimantis lanthanites (Lynch, 1975) Pristimantis malkini (Lynch, 1980) Pristimantis marmoratus (Boulenger, 1900) Pristimantis martiae (Lynch, 1974) Pristimantis memorans (Myers & Donelly, 1997) Pristimantis ockendeni (Boulenger, 1912) Pristimantis orcus Lehr, Catenazzi & Rodriguez, 2009 Pristimantis paulodutrai (Bokermann, 1975 “1974”) Pristimantis peruvianus (Melin, 1941) Pristimantis ramagii (Boulenger, 1888) Pristimantis reichlei Padial & de La Riva, 2009 Pristimantis skydmainos (Flores & Rodriguez, 1997) Pristimantis toftae (Duellman, 1978) Pristimantis variabilis (Lynch, 1968) Pristimantis ventrigranulosus Maciel, Vaz-Silva, de Oliveira & Padial, 2012 Pristimantis ventrimarmoratus (Boulenger, 1912) Pristimantis vilarsi (Melin, 1941) Pristimantis vinhai (Bokermann, 1975) Pristimantis zeuctotylus (Lynch & Hoogmoed, 1977) Pristimantis zimmermanae (Heyer & Hardy, 1991)

258. Cycloramphus organensis Weber, Verdade, Salles, Fouquet & Carvalho-e-Silva, 2011 259. Cycloramphus rhyakonastes Heyer, 1983 260. Cycloramphus semipalmatus (Miranda-Ribeiro, 1920) 261. Cycloramphus stejnegeri (Noble, 1924) 262. Cycloramphus valae Heyer, 1983 263. Thoropa lutzi Cochran, 1938 264. Thoropa megatympanum Caramaschi & Sazima, 1984 265. Thoropa miliaris (Spix, 1824) 266. Thoropa petropolitana (Wandolleck, 1907) 267. Thoropa saxatilis Crocoft & Heyer, 1988 268. Thoropa taophora (Miranda-Ribeiro, 1923) 269. Zachaenus carvalhoi Izecksohn, 1983”1982” 270. Zachaenus parvulus (Girard, 1853) Family Dendrobatidae (Colostethinae) 271. 272. 273. 274. 275. 276. 277. 278. 279.

Family Cycloramphidae 235. 236. 237. 238. 239. 240. 241. 242. 243. 244. 245. 246. 247. 248. 249. 250. 251. 252. 253. 254. 255. 256. 257.

Cycloramphus acangatan Verdade & Rodrigues, 2003 Cycloramphus asper Werner, 1899 Cycloramphus bandeirensis Heyer, 1983 Cycloramphus bolitoglossus (Werner, 1897) Cycloramphus boraceiensis Heyer, 1983 Cycloramphus brasiliensis (Steindachner, 1864) Cycloramphus carvalhoi Heyer, 1983 Cycloramphus catarinensis Heyer, 1983 Cycloramphus cedrensis Heyer, 1983 Cycloramphus diringshofeni Bokermann, 1957 Cycloramphus dubius (Miranda-Ribeiro, 1920) Cycloramphus duseni (Andersson, 1914) Cycloramphus eleutherodactylus (Miranda-Ribeiro, 1920) Cycloramphus faustoi Brasileiro, Haddad, Sawaya & Sazima, 2007 Cycloramphus fuliginosus Tschudi, 1838 Cycloramphus granulosus A. Lutz, 1929 Cycloramphus izecksohni Heyer, 1983 Cycloramphus juimirim Haddad & Sazima, 1989 Cycloramphus lithomimeticus DaSilva & Ouvernay 2012 Cycloramphus lutzorum Heyer, 1983 Cycloramphus migueli Heyer, 1988 Cycloramphus mirandaribeiroi Heyer, 1983 Cycloramphus ohausi (Wandolleck, 1907)

Ameerega berohoka Vaz-Silva & Maciel, 2011 Ameerega braccata (Steindachner, 1864) Ameerega flavopicta (A. Lutz, 1925) Ameerega hahneli (Boulenger, 1884 “1883”) Ameerega macero (Rodriguez & Myers, 1993) Ameerega petersi (Silverstone, 1976) Ameerega picta (Bibron in Tschudi, 1838) Ameerega pulchripecta (Silverstone, 1976) Ameerega trivittata (Spix, 1824) Family Dendrobatidae (Dendrobatinae)

280. 281. 282. 283. 284. 285. 286. 287. 288. 289. 290. 291. 292. 293. 294.

Adelphobates castaneoticus (Caldwell & Myers, 1990) Adelphobates galactonotus (Steindachner, 1864) Adelphobates quinquevittatus (Steindachner, 1864) Dendrobates leucomelas Steindachner, 1864 Dendrobates tinctorius (Cuvier, 1797) Ranitomeya amazonica (Schulte, 1999) Ranitomeya cyanovittata Perez-Peña, Chavez, Twomey & Brown, 2010 Ranitomeya defleri Twomey & Brown, 2009 Ranitomeya flavovittata (Schulte, 1999) Ranitomeya sirensis (Aichinger, 1991) Ranitomeya toraro Brown, Caldwell, Twomey, Melo-Sampaio & Souza, 2011 Ranitomeya uakarii Brown, Schulte & Summers, 2006 Ranitomeya vanzolinii (Myers, 1982) Ranitomeya variabilis (Zimmermann & Zimmermann, 1988) Ranitomeya yavaricola Perez-Peña, Chavez, Twomey & Brown, 2010 Family Dendrobatidae (Hyloxalinae)

295. Hyloxalus chlorocraspedus (Caldwell, 2005)

Herpetologia Brasileira - Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014

Mudanças Taxonômicas

Family Eleutherodactylidae (Phyzelaphryninae) 296. Adelophryne adiastola Hoogmoed & Lescure, 1984 297. Adelophryne baturitensis Hoogmoed, Borges & Cascon, 1994 298. Adelophryne gutturosa Hoogmoed & Lescure, 1984 299. Adelophryne maranguapensis Hoogmoed, Borges & Cascon, 1994 300. Adelophryne meridionalis Santana, Fonseca, Neves & Carvalho 2013 “2012” 301. Adelophryne mucronatus Lourenço-de-Moraes, Solé & Toledo, 2012 302. Adelophryne pachydactyla Hoogmoed, Borges & Cascon, 1994 303. Phyzelaphryne miriamae Heyer, 1977 Family Hemiphractidae 304. 305. 306. 307. 308. 309. 310. 311. 312. 313. 314. 315. 316. 317. 318. 319. 320.

Fritziana fissilis (Miranda Ribeiro, 1920) Fritiziana goeldii (Boulenger, 1895 “1894”) Fritziana ohausi (Wandolleck, 1907) Gastrotheca albolineata (Lutz & Lutz, 1939) Gastrotheca ernestoi Miranda Ribeiro, 1920 Gastrotheca fissipes (Boulenger, 1888) Gastrotheca flamma Juncá & Nunes, 2008 Gastrotheca fulvorufa (Andersson, 1911) Gastrotheca megacephala Izecksohn, Carvalho-e-Silva & Peixoto, 2009 Gastrotheca microdiscus (Andersson in Lönnberg & Andersson, 1910) Gastrotheca prasina Teixeira, Dal Vechio, Recoder, Carnaval, Strangas, Damasceno, de Sena & Rodrigues, 2012 Gastrotheca pulchra Caramaschi & Rodrigues, 2007 Gastrotheca recava Teixeira, Dal Vechio, Recoder, Carnaval, Strangas, Damasceno, de Sena & Rodrigues, 2012 Hemiphractus helioi Sheil & Mendelson, 2001 Hemiphractus scutatus (Spix, 1824) Stefania neblinae Carvalho, MacCulloch, Bonora & Vogt, 2010 Stefania tamacuarina Myers & Donnelly, 1997 Family Hylidae (Hylinae)

321. “Hyla” imitator (Barbour & Dunn, 1921) Incertae sedis 322. Calamita melanorabdotus sensu Frost, 2006 “Hyla” melanorabdota (Schneider, 1799) Incertae sedis 323. Aparasphenodon arapapá Pimenta, Napoli & Haddad, 2009 324. Aparasphenodon bokermanni Pombal, 1993 325. Aparasphenodon brunoi Miranda-Ribeiro, 1920 326. Aparasphenodon venezolanus (Mertens, 1950) 327. Aparasphenodon pomba Assis, Santana, Da Silva, Quintela & Feio, 2013 328. Aplastodiscus albofrenatus (A. Lutz, 1924) 329. Aplastodiscus albosignatus (A. Lutz & B. Lutz, 1938)

330. 331. 332. 333. 334. 335. 336. 337. 338. 339. 340. 341. 342. 343. 344. 345. 346. 347. 348. 349. 350. 351. 352. 353. 354. 355. 356. 357. 358. 359. 360. 361. 362. 363. 364. 365. 366. 367. 368. 369. 370. 371. 372. 373. 374. 375. 376.

Aplastodiscus arildae (Cruz & Peixoto, 1987 “1985”) Aplastodiscus callipygius (Cruz & Peixoto, 1985 “1984”) Aplastodiscus cavicola (Cruz & Peixoto, 1985 “1984”) Aplastodiscus cochranae (Mertens, 1952) Aplastodiscus ehrhardti (Müller, 1924) Aplastodiscus eugenioi (Carvalho e Silva & Carvalho e Silva, 2005) Aplastodiscus flumineus (Cruz & Peixoto, 1985 “1984”) Aplastodiscus ibirapitanga (Cruz, Pimenta & Silvano, 2003) Aplastodiscus leucopygius (Cruz & Peixoto, 1985 “1984”) Aplastodiscus musicus (B. Lutz, 1948) Aplastodiscus perviridis A. Lutz in B. Lutz, 1950 Aplastodiscus sibilatus (Cruz, Pimenta & Silvano, 2003) Aplastodiscus weygoldti (Cruz & Peixoto, 1987 “1985”) Bokermannohyla ahenea (Napoli & Caramaschi, 2004) Bokermannohyla alvarengai (Bokermann, 1956) Bokermannohyla astartea (Bokermann, 1977) Bokermannohyla caramaschii (Napoli, 2005) Bokermannohyla carvalhoi (Peixoto, 1981) Bokermannohyla capra Napoli & Pimenta, 2009 Bokermannohyla caramaschii (Napoli, 2005) Bokermannohyla circumdata (Cope, 1871) Bokermannohyla claresignata (A. Lutz & B. Lutz, 1939) Bokermannohyla clepsydra (A. Lutz, 1925) Bokermannohyla diamantina Napoli & Juncá, 2006 Bokermannohyla feioi (Napoli & Caramaschi, 2004) Bokermannohyla flavopicta Leite, Pezzuti & Garcia, 2012 Bokermannohyla gouveai (Peixoto & Cruz, 1992) Bokermannohyla hylax (Heyer, 1985) Bokermannohyla ibitiguara (Cardoso, 1983) Bokermannohyla ibitipoca (Caramaschi & Feio, 1990) Bokermannohyla itapoty Lugli & Haddad, 2006 Bokermannohyla izecksohni (Jim & Caramaschi, 1979) Bokermannohyla juiju Faivovich, Luigli, Lourenço & Haddad, 2009 Bokermannohyla langei (Bokermann, 1965) Bokermannohyla lucianae (Napoli & Pimenta, 2003) Bokermannohyla luctuosa (Pombal & Haddad, 1993) Bokermannohyla martinsi (Bokermann, 1964) Bokermannohyla nanuzae (Bokermann & Sazima, 1973) Bokermannohyla napolii Carvalho, Giaretta & Magrini, 2012 Bokermannohyla oxente Lugli & Haddad, 2006 Bokermannohyla pseudopseudis (Miranda-Ribeiro, 1937) Bokermannohyla ravida (Caramaschi, Napoli & Bernardes, 2001) Bokermannohyla sagarana Leite, Pezzuti & Drummond, 2011 Bokermannohyla Sapiranga Brandão, Magalhães, Garda, Campos, Sebben & Maciel, 2012 Bokermannohyla saxicola (Bokermann, 1964) Bokermannohyla sazimai (Cardoso & Andrade, 1983”1982”) Bokermannohyla vulcaniae (Vasconcelos & Giaretta, 2004 “2003”)

Herpetologia Brasileira - Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014

Mudanças Taxonômicas

377. Corythomantis galeata Pombal, Menezes, Fontes, Nunes, Rocha & Van Sluys, 2012 378. Corythomantis greeningi Boulenger, 1896 379. Dendropsophus acreanus (Bokermann, 1964) 380. Dendropsophus anataliasiasi (Bokermann, 1972) 381. Dendropsophus anceps (A. Lutz, 1929) 382. Dendropsophus araguaya (Napoli & Caramaschi, 1998) 383. Dendropsophus berthalutzae (Bokermann, 1962) 384. Dendropsophus bifurcus (Andersson, 1945) 385. Dendropsophus bipunctatus (Spix, 1824) 386. Dendropsophus bokermanni (Goin, 1960) 387. Dendropsophus branneri (Cochran, 1948) 388. Dendropsophus brevifrons (Duellman & Crump, 1974) 389. Dendropsophus cachimbo (Napoli & Caramaschi, 1999) 390. Dendropsophus cerradensis (Napoli & Caramaschi, 1998) 391. Dendropsophus cruzi (Pombal & Bastos, 1998) 392. Dendropsophus decipiens (A. Lutz, 1925) 393. Dendropsophus dutrai (Gomes & Peixoto, 1996) 394. Dendropsophus elegans (Wied-Neuwied, 1824) 395. Dendropsophus elianeae (Napoli & Caramaschi, 2000) 396. Dendropsophus gaucheri (Lescure & Marty, 2000) 397. Dendropsophus giesleri (Mertens, 1950) 398. Dendropsophus haddadi (Bastos & Pombal, 1996) 399. Dendropsophus haraldschultzi (Bokermann, 1962) 400. Dendropsophus jimi (Napoli & Caramaschi, 1999) 401. Dendropsophus koechlini (Duellman & Trueb, 1989) 402. Dendropsophus leali (Bokermann, 1964) 403. Dendropsophus leucophyllatus (Beireis, 1783) 404. Dendropsophus limai (Bokermann, 1962) 405. Dendropsophus marmoratus (Laurenti, 1768 406. Dendropsophus melanargyreus (Cope, 1887) 407. Dendropsophus meridianus (B. Lutz, 1954) 408. Dendropsophus microcephalus (Cope, 1886) 409. Dendropsophus microps (Peter, 1872) 410. Dendropsophus minimus (Ahl, 1933) 411. Dendropsophus minusculus (Rivero, 1971) 412. Dendropsophus minutus (Peters, 1872) 413. Dendropsophus miyatai (Vigle & Goberdhan-Vigle, 1990) 414. Dendropsophus nahdereri (B. Lutz & Bokermann, 1963) 415. Dendropsophus nanus (Boulenger, 1889) 416. Dendropsophus novaisi (Bokermann, 1968) 417. Dendropsophus oliveirai (Bokermann, 1963) 418. Dendropsophus parviceps (Boulenger, 1882) 419. Dendropsophus pauiniensis (Heyer, 1977) 420. Dendropsophus pseudomeridianus (Cruz, Caramaschi & Dias, 2000) 421. Dendropsophus rhea (Napoli & Caramaschi, 1999) 422. Dendropsophus rhodopeplus (Günther, 1859 “1858”) 423. Dendropsophus riveroi (Cochran & Goin, 1970) 424. Dendropsophus rossalleni (Goin, 1959) 425. Dendropsophus rubicundulus (Reinhardt & Lütken, 1862”1861”) 426. Dendropsophus ruschii (Weygoldt & Peixoto, 1987) 427. Dendropsophus sanborni (Schmidt, 1944) 428. Dendropsophus sarayacuensis (Shreve, 1935) 429. Dendropsophus schubarti (Bokermann, 1963) 430. Dendropsophus seniculus (Cope, 1868)

431. Dendropsophus soaresi (Caramaschi & Jim, 1983) 432. Dendropsophus studerae (Carvalho e Silva, Carvalho e Silva & Izecksohn, 2003) 433. Dendropsophus timbeba (Martins & Cardoso, 1987) 434. Dendropsophus tintinnabulum (Melin, 1941) 435. Dendropsophus triangulum (Günther, 1869 “1868”) 436. Dendropsophus tritaeniatus (Bokermann, 1965) 437. Dendropsophus walfordi (Bokermann, 1962) 438. Dendropsophus werneri (Cochran, 1952) 439. Dendropsophus xapuriensis (Martins & Cardoso, 1987) 440. Dryaderces inframaculatus (Boulenger, 1882) 441. Dryaderces pearsoni (Gaige, 1929) 442. Ecnomiohyla tuberculosa (Boulenger, 1882) 443. Hypsiboas albomarginatus (Spix, 1824) 444. Hypsiboas albopunctatus (Spix, 1824) 445. Hypsiboas atlanticus (Caramaschi & Velosa, 1996) 446. Hypsiboas bandeirantes Caramaschi & Cruz, 2013 447. Hypsiboas beckeri (Caramaschi & Cruz, 2004) 448. Hypsiboas benitezi (Rivero, 1961) 449. Hypsiboas bischoffi (Boulenger, 1887) 450. Hypsiboas boans (Linnaeus, 1758) 451. Hypsiboas botumirim Caramaschi, Cruz & Nascimento, 2009 452. Hypsiboas buriti (Caramaschi & Cruz, 1999) 453. Hypsiboas caingua (Carrizo, 1991 “1990”) 454. Hypsiboas caipora Antunes, Faivovich & Haddad, 2008 455. Hypsiboas calcaratus (Troschel in Schomburgk, 1848) 456. Hypsiboas cinerascens (Spix, 1824) 457. Hypsiboas cipoensis (B. Lutz, 1968) 458. Hypsiboas crepitans (Wied-Neuwied, 1824) 459. Hypsiboas curupi Garcia, Faivovichi & Haddad, 2007 460. Hypsiboas cymbalum (Bokerman, 1963) 461. Hypsiboas dentei (Bokermann, 1967) 462. Hypsiboas ericae (Caramaschi & Cruz, 2000) 463. Hypsiboas exastis (Caramaschi & Rodriguez, 2003) 464. Hypsiboas faber (Wied-Neuwied, 1821) 465. Hypsiboas fasciatus (Günther, 1859 “1858”) 466. Hypsiboas freicanecae (Carnaval & Peixoto, 2004) 467. Hypsiboas geographicus (Spix, 1824) 468. Hypsiboas goianus (B. Lutz, 1968) 469. Hypsiboas guentheri (Boulenger, 1886) 470. Hypsiboas jaguariaivensis Caramaschi, Cruz & Segalla, 2010 471. Hypsiboas joaquini (Lutz, 1968) 472. Hypsiboas lanciformis (Cope, 1871) 473. Hypsiboas latistriatus (Caramaschi & Cruz, 2004) 474. Hypsiboas leptolineatus (P. Braun & C. Braun, 1977) 475. Hypsiboas leucocheilus (Carmaschi & Niemeyer, 2003) 476. Hypsiboas lundii (Burmeister, 1856) 477. Hypsiboas marginatus (Boulenger, 1887) 478. Hypsiboas microderma (Pyburn, 1977) 479. Hypsiboas multifasciatus (Günther, 1859”1858”) 480. Hypsiboas nympha Faivovich, Moravec, Cisneros-heredia & Köhler, 2006 481. Hypsiboas ornatissimus (Noble, 1923) 482. Hypsiboas pardalis (Spix, 1824) 483. Hypsiboas paranaiba Carvalho, Giaretta & Facure, 2010

Herpetologia Brasileira - Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014

Mudanças Taxonômicas

484. 485. 486. 487. 488. 489. 490. 491. 492. 493. 494. 495. 496. 497. 498. 499. 500. 501. 502. 503. 504. 505. 506. 507. 508. 509. 510. 511. 512. 513. 514. 515. 516. 517. 518. 519. 520. 521. 522. 523. 524. 525. 526. 527. 528. 529. 530. 531. 532. 533. 534. 535. 536.

Hypsiboas phaeopleura (Caramaschi & Cruz, 2000) Hypsiboas poaju Garcia, Peixoto & Haddad, 2008 Hypsiboas polytaenius (Cope, 1870 “1869”) Hypsiboas pombali (Caramaschi, Pimenta & Feio, 2004) Hypsiboas prasinus (Burmeister, 1856) Hypsiboas pulchellus (Duméril & Bibron, 1841) Hypsiboas punctatus (Schneider, 1799) Hypsiboas raniceps Cope, 1862 Hypsiboas secedens (B. Lutz, 1963) Hypsiboas semiguttatus (A. Lutz, 1925) Hypsiboas semilineatus (Spix, 1824) Hypsiboas stellae Kwet, 2008 Hypsiboas stenocephalus (Caramaschi & Cruz, 1999) Hypsiboas tepunianus Barrio-Amoros & Brewer-Carias, 2008 Hypsiboas wavrini (Parker, 1936) Itapotihyla langsdorffii (Duméril & Bibron, 1841) Lysapsus boliviana Gallardo, 1961 Lysapsus caraya Gallardo, 1964 Lysapsus laevis (Parker, 1935) Lysapsus limellum Cope, 1862 Osteocephalus buckleyi (Boulenger, 1882) Osteocephalus cabrerai (Cochran & Goin, 1970) Osteocephalus helenae (Ruthven, 1919) Osteocephalus leprieurii (Duméril & Bibron, 1841) Osteocephalus oophagus Jungfer & Schiesari, 1995 Osteocephalus planiceps Cope, 1874 Osteocephalus subtilis Martins & Cardoso, 1987 Osteocephalus taurinus Steindachner, 1862 Osteocephalus vilarsi (Melin, 1941) Phyllodytes acuminatus Bokermann, 1966 Phyllodytes brevirostris Peixoto & Cruz, 1988 Phyllodytes edelmoi Peixoto, Caramaschi & Freire, 2003 Phyllodytes gyrinaethes Peixoto, Caramaschi & Freire, 2003 Phyllodytes kautskyi Peixoto & Cruz, 1988 Phyllodytes luteolus Wied-Neuwied, 1824 Phyllodytes maculosus Cruz, Feio & Cardoso, “2006” 2007 Phyllodytes melanomystax Caramaschi, Da Silva & Britto-Pereira, 1992 Phyllodytes punctatus Caramaschi & Peixoto, 2004 Phyllodytes tuberculosus Bokermann, 1966 Phyllodytes wuchereri (Peters, 1873 “1872”) Pseudis bolbodactyla A. Lutz, 1925 Pseudis cardosoi Kwet, 2000 Pseudis fusca Garman, 1883 Pseudis minuta Günther, 1858 Pseudis paradoxa (Linnaeus, 1758) Pseudis platensis Gallardo, 1961 Pseudis tocantins Caramaschi & Cruz, 1998 Scarthyla goinorum (Bokermann, 1962) Scinax acuminatus (Cope, 1862) Scinax agilis (Cruz & Peixoto, 1983) Scinax albicans (Bokermann, 1967) Scinax alcatraz (B. Lutz, 1973) Scinax alter (B. Lutz, 1973)

537. 538. 539. 540. 541. 542. 543. 544. 545. 546. 547. 548. 549. 550. 551. 552. 553. 554. 555. 556. 557. 558. 559. 560. 561. 562. 563. 564. 565. 566. 567. 568. 569. 570. 571. 572. 573. 574. 575. 576. 577. 578. 579. 580. 581. 582. 583. 584. 585. 586. 587. 588. 589. 590. 591.

Scinax angrensis (B. Lutz, 1973) Scinax arduous Peixoto, 2002 Scinax argyreornatus (Miranda-Ribeiro, 1926) Scinax ariadne (B. Lutz, 1973) Scinax aromothyella Faivovich, 2005 Scinax atratus (Peixoto, 1989) Scinax auratus (Wied-Neuwied, 1821) Scinax baumgardneri (Rivero, 1961) Scinax belloni Faivoivch, Gasparini & Haddad, 2010 Scinax berthae (Barrio, 1962) Scinax blairi (Fouquette & Pyburn, 1972) Scinax boesemani (Goin, 1966) Scinax brieni (Witte, 1930) Scinax cabralensis Drummond, Baêta & Pires, 2007 Scinax caldarum (B. Lutz, 1968) Scinax camposseabrai (Bokermann, 1968) Scinax canastrensis (Cardoso & Haddad, 1982) Scinax cardosoi (Carvalho e Silva & Peixoto, 1991) Scinax carnevallii (Caramaschi & Kisteumacher, 1989) Scinax catharinae (Boulenger, 1888) Scinax centralis Pombal & Bastos, 1996 Scinax constrictus Lima, Bastos & Giaretta, 2004 Scinax cosenzai Lacerda, Peixoto & Feio, 2012 Scinax cretatus Nunes & Pombal, 2011 Scinax crospedospilus (A. Lutz, 1925) Scinax cruentommus (Duellman, 1972) Scinax curicica Pugliesse, Pombal & Sazima, 2004 Scinax cuspidatus (A. Lutz, 1925) Scinax dolloi (Werner, 1903) Scinax duartei (B. Lutz, 1951) Scinax eurydice (Bokermann, 1968) Scinax exiguus (Duellman, 1986) Scinax faivovichi Brasileiro, Oyamaguchi & Haddad, 2007 Scinax flavoguttatus (Lutz & Lutz, 1939) Lutz, 1939) Scinax funereus (Cope, 1874) Scinax fuscomarginatus (A. Lutz, 1925) Scinax fuscovarius (A. Lutz, 1925) Scinax garbei (Miranda-Ribeiro, 1926) Scinax granulatus (Peters, 1871) Scinax hayii (Barbour, 1909) Scinax heyeri (Peixoto & Weygoldt, 1986) Scinax hiemalis (Haddad & Pombal, 1987) Scinax humilis (B. Lutz, 1954) Scinax imbegue Nunes, Kwet & Pombal, 2012 Scinax inesperatus Da Silva & Alves-Silva, 2011 Scinax juncae Nunes & Pombal, 2010 Scinax jureia (Pombal & Gordo, 1991) Scinax kautskyi (Carvalho e Silva & Peixoto, 1991) Scinax lindsayi Pyburn, 1992 Scinax littoralis (Pombal & Gordo, 1991) Scinax littoreus (Peixoto, 1988) Scinax longilineus (B. Lutz, 1968) Scinax luizotavioi (Caramaschi & Kisteumacher, 1989) Scinax machadoi (Bokermann & Sazima, 1973) Scinax madeirae Brusquetti, Jansen, Barrio-Amorós, Segalla & Haddad, 2014

Herpetologia Brasileira - Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014

592. 593. 594. 595. 596. 597. 598. 599. 600. 601. 602. 603. 604. 605. 606. 607. 608. 609. 610. 611. 612. 613. 614. 615. 616. 617. 618. 619. 620. 621. 622. 623. 624. 625. 626. 627. 628. 629. 630. 631. 632. 633. 634. 635. 636. 637. 638. 639. 640. 641.

Mudanças Taxonômicas

Scinax maracaya (Cardoso & Sazima, 1980) Scinax melloi (Peixoto, 1989) Scinax muriciensis Cruz, Nunes & Lima, 2011 Scinax nasicus (Cope, 1862) Scinax nebulosus (Spix, 1824) Scinax obtriangulatus (B. Lutz, 1973) Scinax pachycrus (Miranda-Ribeiro, 1937) Scinax pedromedinae (Henle, 1991) Scinax peixotoi Brasileiro, Haddad, Sawaya & Martins, 2007 Scinax perereca Pombal, Haddad & Kasahara, 1995 Scinax perpusillus (A. Lutz & B. Lutz, 1939) Scinax pinima (Bokermann & Sazima, 1973) Scinax pombali Lourenço, Carvalho, Baeta, Pezzuti & Leite, 2013 Scinax proboscideus (Brongersma, 1933) Scinax ranki (Andrade & Cardoso, 1987) Scinax rizibilis (Bokermann, 1964) Scinax rogerioi Pugliesi, Baêta & Pombal, 2009 Scinax rostratus (Peter, 1863) Scinax ruber (Laurenti, 1768) Scinax satermawe Sturaro & Peloso, 2014 Scinax skaios Pombal, Carvalho, Canelas & Bastos, 2010 Scinax similis (Cochran, 1952) Scinax skuki Lima, Cruz & Azevedo, 2011 Scinax squalirostris (A. Lutz, 1925) Scinax strigilatus (Spix, 1824) Scinax tigrinus Nunes, Carvalho & Pereira, 2010 Scinax tymbamirim Nunes, Kwet & Pombal, 2012 Scinax trapicheiroi (B. Lutz, 1954) Scinax tupinambá Silva & Alves-Silva, 2008 Scinax uruguayus (Schmidt, 1944) Scinax v-signatus (B. Lutz, 1968) Scinax villasboasi Brusquetti, Jansen, Barrio-Amorós, Segalla & Haddad, 2014 Scinax x-signatus (Spix, 1824) Sphaenorhynchus botocudo Caramaschi, Almeida & Gasparini, 2009 Sphaenorhynchus mirim Caramaschi, Almeida & Gasparini, 2009 Sphaenorhynchus bromelicola Bokermann, 1966 Sphaenorhynchus caramaschii Toledo, Garcia, Lingnau & Haddad, 2007 Sphaenorhynchus carneus (Cope, 1868) Sphaenorhynchus dorisae (Goin, 1957) Sphaenorhynchus lacteus (Daudin, 1800) Sphaenorhynchus orophilus (A. Lutz & B. Lutz, 1938) Sphaenorhynchus palustris Bokermann, 1966 Sphaenorhynchus pauloalvini Bokermann, 1973 Sphaenorhynchus planicola (A. Lutz & B. Lutz, 1938) Sphaenorhynchus prasinus Bokermann, 1973 Sphaenorhynchus surdus (Cochran, 1953) Tepuihyla exophthalma (Smith & Noonan, 2001) Trachycephalus atlas Bokermann, 1966 Trachycephalus cunauaru Gordo, Toledo, Suárez, Kawashita-Ribeiro, Ávila, Morais & Nunes, 2013 Trachycephalus coriaceus (Peters, 1867)

642. Trachycephalus dibernardoi Kwet & Solé, 2008 643. Trachycephalus hadroceps (Duellman & Hoogmoed, 1992) 644. Trachycephalus helioi Nunes, Suárez, Gordo & Pombal, 2013 645. Trachycephalus imitatrix (Miranda-Ribeiro, 1926) 646. Trachycephalus lepidus (Pombal, Haddad & Cruz, 2003) 647. Trachycephalus mambaiensis Cintra, Silva, Silva_Jr, Garcia & Zaher, 2009 648. Trachycephalus mesophaeus (Hensel, 1867) 649. Trachycephalus nigromaculatus Tschudi, 1838 650. Trachycephalus resinifictrix (Goeldi, 1907) 651. Trachycephalus typhonius (Linnaeus, 1758) 652. Xenohyla eugenioi Caramaschi, 1998 653. Xenohyla truncata (Izecksohn, 1959) Family Hylidae (Phyllomedusinae) 654. 655. 656. 657. 658. 659. 660. 661. 662. 663. 664. 665. 666. 667. 668. 669. 670. 671. 672. 673. 674. 675. 676. 677. 678. 679. 680. 681. 682. 683. 684. 685. 686. 687. 688. 689. 690.

Agalychnis áspera Peters, 1873 “1872” Agalychnis granulosa Cruz, 1989 “1988” Cruziohyla craspedopus (Funkhouser, 1957) Phasmahyla cochranae (Bokermann, 1966) Phasmahyla cruzi Carvalho e Silva, Silva & Carvalho e Silva, 2009 Phasmahyla exilis (Cruz, 1980) Phasmahyla guttata (A. Lutz, 1924) Phasmahyla jandaia (Bokermann & Sazima, 1978) Phasmahyla spectabilis Cruz, Feio & Nascimento, 2008 Phasmahyla timbó Cruz, Napoli & Fonseca, 2008 Phrynomedusa appendiculata (Lutz, 1925) Phrynomedusa bokermanni Cruz, 1991 Phrynomedusa fimbriata Miranda-Ribeiro, 1923 Phrynomedusa marginata (Izecksohn & Cruz, 1976) Phrynomedusa vanzolinii Cruz, 1991 Phyllomedusa atelopoides Duellman, Cadle & Cannatella, 1988 Phyllomedusa ayeaye (B. Lutz, 1966) Phyllomedusa azurea Cope, 1862 Phyllomedusa bahiana A. Lutz, 1925 Phyllomedusa bicolor (Boddaert, 1772) Phyllomedusa boliviana Boulenger, 1902 Phyllomedusa burmeisteri Boulenger, 1882 Phyllomedusa camba De la Riva, 2000 “1999” Phyllomedusa centralis Bokermann, 1965 Phyllomedusa distincta A. Lutz in B. Lutz, 1950 Phyllomedusa hypochondrialis (Daudin, 1800) Phyllomedusa iheringii Boulenger, 1885 Phyllomedusa megacephala (Miranda-Ribeiro, 1926) Phyllomedusa nordestina Caramaschi, 2006 Phyllomedusa oreades Brandão, 2002 Phyllomedusa palliata Peters, 1873 “1872” Phyllomedusa rohdei Mertens, 1926 Phyllomedusa sauvagii Boulenger, 1882 Phyllomedusa tarsius (Cope, 1868) Phyllomedusa tetraploidea Pombal & Haddad, 1992 Phyllomedusa tomopterna (Cope, 1868) Phyllomedusa vaillantii Boulenger, 1882

Herpetologia Brasileira - Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014

Mudanças Taxonômicas

Family Hylodidae 691. 692. 693. 694. 695. 696. 697. 698. 699. 700. 701. 702. 703. 704. 705. 706. 707. 708. 709. 710. 711. 712. 713. 714. 715. 716. 717. 718. 719. 720. 721. 722. 723. 724. 725. 726. 727. 728. 729. 730. 731. 732. 733. 734. 735.

Crossodactylus aeneus Müller, 1924 Crossodactylus bokermanni Caramaschi & Sazima, 1985 Crossodactylus boulengeri (De Witte, 1930) Crossodactylus caramaschii Bastos & Pombal, 1995 Crossodactylus cyclospinus Nascimento, Cruz & Feio, 2005 Crossodactylus dantei Carcerelli & Caramaschi, 1993 “1992 Crossodactylus díspar A. Lutz, 1925 Crossodactylus gaudichaudii Duméril & Bibron, 1841 Crossodactylus grandis B. Lutz, 1951 Crossodactylus lutzorum Carcerelli & Caramaschi, 1993 “1992” Crossodactylus schmidti Gallardo, 1961 Crossodactylus timbuhy Pimenta, Cruz & Caramaschi, 2014 Crossodactylus trachystomus (Reinhardt & Lütken, 1862”1861”) Crossodactylus werneri Pimenta, Cruz & Caramaschi, 2014 Hylodes amnicola Pombal, Feio & Haddad, 2002 Hylodes asper (Müller, 1924) Hylodes babax Heyer, 1982 Hylodes cardosoi Lingnau, Canedo & Pombal, 2008 Hylodes charadranaetes Heyer & Cocroft, 1986 Hylodes dactylocinus Pavan, Narvaes & Rodrigues, 2001 Hylodes fredi Canedo & Pombal, 2007 Hylodes glaber (Miranda-Ribeiro, 1926) Hylodes heyeri Haddad, Pombal & Bastos, 1996 Hylodes lateristrigatus (Baumann, 1912) Hylodes magalhaesi (Bokermann, 1964) Hylodes meridionalis (Mertens, 1927) Hylodes mertensi (Bokermann, 1956) Hylodes nasus (Lichtenstein, 1823) Hylodes ornatus (Bokermann, 1967) Hylodes otavioi Sazima & Bokermann, 1983 “1982” Hylodes perere Silva & Benmaman, 2008 Hylodes perplicatus (Miranda-Ribeiro, 1926) Hylodes phyllodes Heyer & Cocroft, 1986 Hylodes pipilans Canedo & Pombal, 2007 Hylodes regius Gouvêa, 1979 Hylodes sazimai Haddad & Pombal, 1995 Hylodes uai Nascimento, Pombal & Haddad, 2001 Hylodes vanzolinii Heyer, 1982 Megaelosia apuana Pombal, Prado & Canedo, 2003 Megaelosia bocainensis Giaretta, Bokermann & Haddad, 1993 Megaelosia boticariana Giaretta & Aguiar, 1998 Megaelosia goeldii (Baumann, 1912) Megaelosia jordanensis (Heyer, 1983) Megaelosia lutzae Izecksohn & Gouvêa, 1985 Megaelosia massarti (Witte, 1930) Family Leptodactylidae (Leiuperinae)

736. Edalorhina perezi Jiménez de la Espada, 1871 “1870”

737. 738. 739. 740. 741. 742. 743. 744. 745. 746. 747. 748. 749. 750. 751. 752. 753. 754. 755. 756. 757. 758. 759. 760. 761. 762. 763. 764. 765. 766. 767. 768. 769. 770. 771. 772. 773. 774. 775. 776. 777. 778. 779. 780. 781. 782. 783. 784. 785. 786. 787.

Engystomops petersi Jiménez de la Espada, 1872 Engystomops freibergi (Donoso-Barros, 1969) Physalaemus aguirrei Bokermann, 1966 Physalaemus albifrons (Spix, 1824) Physalaemus albonotatus (Steindachner, 1864) Physalaemus angrensis Weber, Gonzaga & Carvalho e Silva, 2005 Physalaemus atlanticus Haddad & Sazima, 2004 Physalaemus barrioi Bokermann, 1967 Physalaemus biligonigerus (Cope, 1861 “1860”) Physalaemus bokermanni Cardoso & Haddad, 1985 Physalaemus caete Pombal & Madureira, 1997 Physalaemus Camacan Pimenta, Cruz & Silvano, 2005 Physalaemus centralis Bokermann, 1962 Physalaemus cicada Bokermann, 1966 Physalaemus crombiei Heyer & Wolf, 1989 Physalaemus cuvieri Fitzinger, 1826 Physalaemus deimaticus Sazima & Caramaschi, 1988 “1986” Physalaemus ephippifer (Steindachner, 1864) Physalaemus erikae Cruz & Pimenta, 2004 Physalaemus erythros Caramaschi, Feio & Guimarães-Neto, 2003 Physalaemus evangelistai Bokermann, 1967 Physalaemus feioi Cassini, Cruz & Caramaschi, 2010 Physalaemus gracilis (Boulenger, 1883) Physalaemus henselii (Peters, 1872) Physalaemus insperatus Cruz, Cassini & Caramaschi, 2008 Physalaemus irroratus Cruz, Nascimento & Feio, 2007 Physalaemus jordanensis Bokermann, 1967 Physalaemus kroyeri (Reinhardt & Lütken, 1862 “1861”) Physalaemus lateristriga (Steindachner, 1864) Physalaemus lisei Braun & Braun, 1977 Physalaemus maculiventris (Lutz, 1925) Physalaemus marmoratus (Reinhardt & Lütken, 1862 “1861”) Physalaemus maximus Feio, Pombal & Caramaschi, 1999 Physalaemus moreirae (Miranda-Ribeiro, 1937) Physalaemus nanus (Boulenger, 1888) Physalaemus nattereri (Steindachner, 1863) Physalaemus obtectus Bokermann, 1966 Physalaemus olfersii (Lichtenstein & Martens, 1856) Physalaemus orophilus Cassini, Cruz & Caramaschi, 2010 Physalaemus riograndensis Milstead, 1960 Physalaemus rupestris Caramaschi, Carcerelli & Feio, 1991 Physalaemus signifer (Girard, 1853) Physalaemus soaresi Izecksohn, 1965 Physalaemus spiniger (Miranda-Ribeiro, 1926) Pleurodema alium Maciel & Nunes, 2010 Pleurodema bibroni Tschudi, 1838 Pleurodema brachyops (Cope, 1869 “1868”) Pleurodema diplolister (Peters, 1870) Pseudopaludicola ameghini (Cope, 1887) Pseudopaludicola boliviana Parker, 1927 Pseudopaludicola canga Giaretta & Kokubum, 2003

Herpetologia Brasileira - Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014

788. 789. 790. 791. 792. 793. 794. 795. 796. 797. 798. 799. 800.

Mudanças Taxonômicas

Pseudopaludicola ceratophryes Rivero & Serna, 1984 Pseudopaludicola facureae Andrade & Carvalho, 2013 Pseudopaludicola falcipes (Hensel, 1867) Pseudopaludicola giarettai Carvalho, 2012 Pseudopaludicola hyleaustralis Pansonato, Morais, Ávila, kawashita-Ribeiro, Strússmann & Martin, 2013 Pseudopaludicola mineira Lobo, 1994 Pseudopaludicola murundu Toledo, Siqueira, Duarte, Veiga-Menoncello, Recco-Pimentel & Haddad, 2010 Pseudopaludicola mystacalis (Cope, 1887) Pseudopaludicola parnaiba Roberto, Cardozo & Avila, 2013 Pseudopaludicola pocoto Magalhães, Loebmann, Kokubum, Haddad & Garda, 2014 Pseudopaludicola saltica (Cope, 1887) Pseudopaludicola serrana Toledo, 2010 Pseudopaludicola ternetzi Miranda-Ribeiro, 1937 Family Leptodactylidae (Leptodactylinae)

801. 802. 803. 804. 805. 806. 807. 808. 809. 810. 811. 812. 813. 814. 815. 816. 817. 818. 819. 820. 821. 822. 823. 824. 825. 826. 827. 828. 829. 830. 831. 832. 833.

Adenomera ajurauna (Berneck, Costa & Garcia 2008) Adenomera andreae (Müller, 1923) Adenomera araucária Kwet & Angulo, 2003 Adenomera bokermanni (Heyer, 1973) Adenomera cotuba Carvalho & Giaretta, 2013 Adenomera diptyx (Boettger, 1885) Adenomera engelsi Kwet, Steiner & Zillikens, 2009) Adenomera heyeri Boistel, Massary & Angulo, 2006 Adenomera hylaedactyla (Cope, 1868) Adenomera juikitam Carvalho & Giaretta, 2013 Adenomera marmorata (Steindachner, 1867) Adenomera martinezi (Bokermann, 1956) Adenomera nana Müller, 1922 Adenomera saci Carvalho & Giaretta, 2013 Adenomera thomei (Almeida & ângulo) 2006 Hydrolaetare dantasi (Bokermann, 1959) Hydrolaetare schmidti (Cochran & Goin, 1959) Leptodactylus bolivianus Boulenger, 1898 Leptodactylus bufonius Boulenger, 1894 Leptodactylus caatingae Heyer & Juncá, 2003 Leptodactylus camaquara Sazima & Bokermann, 1978 Leptodactylus chaquensis Cei, 1950 Leptodactylus cunicularius Sazima & Bokermann, 1978 Leptodactylus cupreus Caramaschi, Feio & São-Pedro, 2008 Leptodactylus didymus Heyer, García-Lopez & Cardoso, 1996 Leptodactylus diedrus Heyer, 1994 Leptodactylus discodactylus Boulenger, 1884 “1883” Leptodactylus elenae Heyer, 1978 Leptodactylus flavopictus Lutz, 1926 Leptodactylus furnarius Sazima & Bokermann, 1978 Leptodactylus fuscus (Schneider, 1799) Leptodactylus gracilis (Duméril & Bibron, 1841) Leptodactylus guianensis Heyer & De Sá, 2011

834. Leptodactylus hylodes (Reinhardt & Lütken, 1862 “1861”) 835. Leptodactylus jolyi Sazima & Bokermann, 1978 836. Leptodactylus knudseni Heyer, 1972 837. Leptodactylus labyrinthicus (Spix, 1824) 838. Leptodactylus laticeps Boulenger, 1918 839. Leptodactylus latinasus Jiménez de la Espada, 1875 840. Leptodactylus latrans (Steffen, 1815) 841. Leptodactylus lauramiriamae Heyer & Crombie, 2005 842. Leptodactylus leptodactyloides (Andersson, 1945) 843. Leptodactylus lineatus (Schneider, 1799) 844. Leptodactylus longirostris Boulenger, 1882 845. Leptodactylus macrosternum Miranda-Ribeiro, 1926 846. Leptodactylus marambaiae Izecksohn, 1976 847. Leptodactylus myersi Heyer, 1995 848. Leptodactylus mystaceus (Spix, 1824) 849. Leptodactylus mystacinus (Burmeister, 1861) 850. Leptodactylus natalensis A. Lutz, 1930 851. Leptodactylus notoaktites Heyer, 1978 852. Leptodactylus ochraceus Lutz, 1930 853. Leptodactylus oreomantis Carvalho, Leite & Pezzuti, 2013 854. Leptodactylus paraensis Heyer, 2005 855. Leptodactylus pentadactylus (Laurenti, 1768) 856. Leptodactylus petersii (Steindachner, 1864) 857. Leptodactylus plaumanni Ahl, 1936 858. Leptodactylus podicipinus (Cope, 1862) 859. Leptodactylus pustulatus (Peters, 1870) 860. Leptodactylus rhodomystax Boulenger, 1884 “1883” 861. Leptodactylus rhodonotus (Günther, 1869 “1868”) 862. Leptodactylus riveroi Heyer & Pyburn, 1983 863. Leptodactylus rugosus Noble, 1923 864. Leptodactylus sabanensis Heyer, 1994 865. Leptodactylus sertanejo Giaretta & Costa, 2007 866. Leptodactylus spixi Heyer, 1983 867. Leptodactylus stenodema Jiménez de la Espada, 1875 868. Leptodactylus syphax Bokermann, 1969 869. Leptodactylus tapiti Sazima & Bokermann, 1978 870. Leptodactylus troglodytes A. Lutz, 1926 871. Leptodactylus validus Garman, 1888 872. Leptodactylus vastus A. Lutz, 1930 873. Leptodactylus viridis Jim & Spirandeli-Cruz, 1973 874. Leptodactylus wagneri (Peters, 1862) Family Leptodactylidae (Paratelmatobiinae) 875. Crossodactylodes bokermanni Peixoto, 1983 “1982” 876. Crossodactylodes itambe Barata, Santos, Leite & Garcia, 2013 877. Crossodactylodes izecksohni Peixoto, 1983 “1982” 878. Crossodactylodes pintoi Cochran, 1938 879. Crossodactylodes septentrionalis Teixeira, Recoder, Amaro, Damasceno, Cassimiro & Rodrigues, 2013 880. Paratelmatobius cardosoi Pombal & Haddad, 1999 881. Paratelmatobius gaigeae (Cochran, 1938) 882. Paratelmatobius lutzii Lutz & Carvalho, 1958

Herpetologia Brasileira - Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014

Mudanças Taxonômicas

883. 884. 885. 886. 887.

Paratelmatobius Mantiqueira Pombal & Haddad, 1999 Paratelmatobius poecilogaster Giaretta & Castanho, 1990 Paratelmatobius yepiranga Garcia, Berneck & Costa, 2009 Rupirana cardosoi Heyer, 1999 Scythrophrys sawayae (Cochran, 1953) Family Microhylidae (Gastrophryninae)

888. 889. 890. 891. 892. 893. 894. 895. 896. 897. 898. 899. 900. 901. 902. 903. 904. 905. 906. 907. 908. 909. 910. 911. 912. 913. 914. 915. 916. 917. 918. 919. 920. 921. 922. 923. 924. 925. 926. 927.

Arcovomer passarellii Carvalho, 1954 Chiasmocleis alagoanus Cruz, Caramaschi & Freire, 1999 Chiasmocleis albopunctata (Boettger, 1885) Chiasmocleis antenori (Walker, 1973) Chiasmocleis atlantica Cruz, Caramaschi & Izecksohn, 1997 Chiasmocleis avilapiresae Peloso & Sturaro 2008 Chiasmocleis bassleri Dunn, 1949 Chiasmocleis capixaba Cruz, Caramaschi & Izecksohn, 1997 Chiasmocleis carvalhoi Cruz, Caramaschi & Izecksohn, 1997 Chiasmocleis centralis Bokermann, 1952 Chiasmocleis cordeiroi Caramaschi & Pimenta, 2003 Chiasmocleis crucis Caramaschi & Pimenta, 2003 Chiasmocleis gnoma Canedo, Dixo & Pombal, 2004 Chiasmocleis haddadi Peloso, Sturaro, Forlani, Gaucher, Motta & Wheeler, 2014 Chiasmocleis hudsoni Parker, 1940 Chiasmocleis leucosticta (Boulenger, 1888) Chiasmocleis Mantiqueira Cruz, Feio & Cassini, 2007 Chiasmocleis mehelyi Caramaschi & Cruz, 1997 Chiasmocleis papachibe Peloso, Sturaro, Forlani, Gaucher, Motta & Wheeler, 2014 Chiasmocleis quilombola Tonini, Forlani & de Sá, 2014 Chiasmocleis royi Peloso, Sturaro, Forlani, Gaucher, Motta & Wheeler, 2014 Chiasmocleis Sapiranga Cruz, Caramaschi & Napoli, 2007 Chiasmocleis schubarti Bokermann, 1952 Chiasmocleis shudikarensis Dunn, 1949 Chiasmocleis tridactyla (Duellman & Medelson, 1995) Chiasmocleis ventrimaculata (Andersson, 1945) Ctenophryne geayi Mocquard, 1904 Dasypops schirchi Miranda-Ribeiro, 1924 Dermatonotus muelleri (Boettger, 1885) Elachistocleis bicolor (Valenciennes in Guérin-Menéville, 1838) Elachistocleis bumbameuboi Caramaschi, 2010 Elachistocleis carvalhoi Caramaschi, 2010 Elachistocleis cesarii (Miranda Ribeiro (1920) Elachistocleis helianneae Caramaschi, 2010 Elachistocleis erythrogaster Kwet & Di-Bernardo, 1998 Elachistocleis magna Toledo, 2010 Elachistocleis matogrosso Caramaschi, 2010 Elachistocleis muiraquitan Nunes-de-Almeida & Toledo, 2012 Elachistocleis ovalis (Schneider, 1799) Elachistocleis piauiensis Caramaschi & Jim, 1983

928. 929. 930. 931. 932. 933. 934. 935.

Elachistocleis surumu Caramaschi, 2010 Hamptophryne alios (Wild, 1995) Hamptophryne boliviana (Parker, 1927) Myersiella microps (Duméril & Bibron, 1841) Stereocyclops histrio (Carvalho, 1954) Stereocyclops incrassatus Cope, 1870”1869” Stereocyclops palmipes Caramaschi, Salles & Cruz, 2012 Stereocyclops parkeri (Wettstein, 1934) Family Microhylidae (Otophryninae)

936. Otophryne pyburni Campbell & Clarke, 1998 937. Synapturanus mirandaribeiroi Nelson & Lescure, 1975 938. Synapturanus salseri Pyburn, 1975 Family Odontophrynidae 939. 940. 941. 942. 943. 944. 945. 946. 947. 948. 949. 950. 951. 952. 953. 954. 955. 956. 957. 958. 959. 960. 961. 962. 963. 964. 965. 966.

Macrogenioglottus alipioi Carvalho, 1946 Odontophrynus americanus (Duméril & Bibron, 1841) Odontophrynus carvalhoi Savage & Cei, 1965 Odontophrynus cultripes Reinhardt & Lütken, 1861”1862” Odontophrynus lavillai Cei, 1985 Odontophrynus maisuma Rosset, 2008 Odontophrynus monachus Caramaschi & Napoli, 2012 Odontophrynus salvatori Caramaschi, 1996 Proceratophrys appendiculata (Günther, 1873) Proceratophrys aridus Cruz, Nunes & Juncá, 2012 Proceratophrys avelinoi Mercadal del Barrio & Barrio, 1993 Proceratophrys bagnoi Brandão, Caramaschi, Vaz-Silva & Campos Proceratophrys bigibbosa (Peters, 1872) Proceratophrys belzebul Dias, Amaro, Carvalho-E-Silva & Rodrigues, 2013 Proceratophrys boiei (Wied-Neuwied, 1825) Proceratophrys branti Brandão, Caramaschi, Vaz-Silva & Campos Proceratophrys brauni Kwet & Faivovich, 2001 Proceratophrys caramaschii Cruz, Nunes & Juncá, 2012 Proceratophrys carranca Godinho, Moura, Lacerda & Feio, 2013 Proceratophrys concavitympanum Giaretta, Bernarde & Kokubum, 2000 Proceratophrys cristiceps (Müller, 1884 “1883”) Proceratophrys cururu Eterovick & Sazima, 1998 Proceratophrys dibernardoi Brandão, Caramaschi, Vaz-Silva & Campos Proceratophrys goyana (Miranda-Ribeiro, 1937) Proceratophrys huntingtoni Avila, Pansonato &, Strussmann, 2012 Proceratophrys izecksohni Dias, Amaro, Carvalho-E-Silva & Rodrigues, 2013 Proceratophrys laticeps Izecksohn & Peixoto, 1981 Proceratophrys melanopogon (Miranda-Ribeiro, 1926)

Herpetologia Brasileira - Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014

Mudanças Taxonômicas

967. Proceratophrys minuta Napoli, Cruz, Abreu & Del-Grande, 2011 968. Proceratophrys moehringi Weygoldt & Peixoto, 1985 969. Proceratophrys moratoi (Jim & Caramaschi 1980) 970. Proceratophrys palustris Giaretta & Sazima, 1993 971. Proceratophrys paviotii Cruz, Prado & Izecksohn, 2005 972. Proceratophrys phyllostomus Izecksohn, Cruz & Peixoto, 1999 “1998” 973. Proceratophrys redacta Teixeira, Amaro, Recoder, Vechio & Rodrigues, 2012 974. Proceratophrys renalis (Miranda-Ribeiro, 1920) 975. Proceratophrys rotundipalpebra Martins & Giaretta, 2013 976. Proceratophrys rondonae Prado & Pombal, 2008 977. Proceratophrys sanctaritae Cruz & Napoli, 2010 978. Proceratophrys schirchi (Miranda-Ribeiro, 1937) 979. Proceratophrys strussmannae Ávila, Kawashita-Ribeiro & Morais, 2011 980. Proceratophrys subguttata Izecksohn, Cruz & Peixoto, 1999 “1998” 981. Proceratophrys tupinamba Prado & Pombal, 2008 982. Proceratophrys vielliardi Martins & Giaretta, 2011 Family Pipidae 983. 984. 985. 986.

Pipa arrabali Izecksohn, 1976 Pipa carvalhoi (Miranda-Ribeiro, 1937) Pipa pipa (Linnaeus, 1758) Pipa snethlageae Müller, 1914 Family Ranidae

987. Lithobates catesbeianus (Shaw, 1802) INVASIVE SPECIES 988. Lithobates palmipes (Spix, 1824) ORDER CAUDATA Family Plethodontidae (Plethodontinae) 989. Bolitoglossa altamazonica (Cope, 1874) 990. Bolitoglossa caldwellae Brcko, Hoogmoed & Neckel-Oliveira, 2013 991. Bolitoglossa madeira Brcko, Hoogmoed & Neckel-Oliveira, 2013 992. Bolitoglossa paraensis (Unterstein, 1930) 993. Bolitoglossa tapajônica Brcko, Hoogmoed & Neckel-Oliveira, 2013

996. Caecilia mertensi Taylor, 1973 997. Caecilia tentaculata Linnaeus, 1758 998. Oscaecilia hypereumeces Taylor, 1968 Family Rhinatrematidae 999. Rhinatrema bivittatum (Cuvier in Guérin-Méneville, 1829) 1000. Rhinatrema ron Wilkinson & Gower, 2010 Family Siphonopidae 1001. Brasilotyphlus braziliensis (Dunn, 1945) 1002. Brasilotyphlus guarantanus Maciel, Mott & Hoogmoed, 2009 1003. Luetkenotyphlus brasiliensis (Lütken, 1852 “1851”) 1004. Microcaecilia rochai Maciel & Hoogmoed, 2011 1005. Microcaecilia marvaleewakeae Maciel & Hoogmoed, 2013 1006. Microcaecilia supernumeraria Taylor, 1969 1007. Microcaecilia trombetas Maciel & Hoogmoed, 2011 1008. Microcaecilia unicolor (Duméril, 1863) 1009. Mimosiphonops reinhardti Wilkinson & Nussbaum, 1992 1010. Mimosiphonops vermiculatus Taylor, 1968 1011. Siphonops annulatus (Mikan, 1820) 1012. Siphonops hardyi Boulenger, 1888 1013. Siphonops insulanus Ihering, 1911 1014. Siphonops leucoderus Taylor, 1968 1015. Siphonops paulensis Boettger, 1892 Family Typhlonectidae 1016. Atretochoana eiselti (Taylor, 1968) 1017. Chthonerpeton arii Cascon & Lima-Verde, 1994 1018. Chthonerpeton braestrupi Taylor, 1968 1019. Chthonerpeton exile Nussbaum & Wilkinson, 1987 1020. Chthonerpeton indistinctum (Reinhardt & Lütken, 1862”1861”) 1021. Chthonerpeton noctinectes da Silva, Britto-Pereira & Caramaschi, 2003 1022. Chthonerpeton perissodus Nussbaum & Wilkinson 1987 1023. Chthonerpeton viviparum Parker & Wettstein, 1929 1024. Nectocaecilia petersii (Boulenger, 1882) 1025. Potomotyphlus kaupii (Berthold, 1859) 1026. Typhlonectes compressicauda (Duméril & Bibron, 1841)

ORDER GYMNOPHIONA Family Caeciliidae 994. Caecilia armata Dunn, 1942 995. Caecilia gracilis Shaw, 1802

REFERENCES Frost, D.R. 2014. Amphibian Species of the World: An Online Reference. Version 6.0. Electronic Database accessible at: http://research.amnh.org/ herpetology/amphibia/index.html. American Museum of Natural History, New York, USA.

Herpetologia Brasileira - Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014

Ensaios & Opiniões

Confidencialidade em relatórios de consultoria ambiental: como conciliar relações comerciais e a propriedade intelectual de dados científicos? Sérgio Augusto Abrahão Morato1,2 STCP Engenharia de Projetos Ltda. Rua Euzébio da Motta, 450, Alto da Glória, CEP 80530‑260; Curitiba, PR, Brazil. Universidade Federal do Paraná, Curso de MBA em Gestão Ambiental, Curitiba, PR, Brazil. E‑mail: smorato@stcp.com.br

1 2

Desde 1986, com a promulgação da Resolução 001 do Conselho Nacional do Meio Ambiente – CONAMA, que trata da obrigatoriedade de realização de Estudos de Impactos Ambientais e respectivos Relatórios de Impactos Ambientais (EIAs/RIMAs) para empreendimentos capazes de gerar efeitos negativos sobre o meio ambiente e a biota, o Brasil tem visto uma ampliação significativa do conhecimento sobre sua biodiversidade. Os motivos são simples: os estudos previstos na Resolução requerem que, previamente à instalação dos empreendimentos, sejam descritas as condições ambientais dos locais onde as futuras obras gerarão seus impactos (uma fase dos estudos conhecida como “Diagnóstico”). Demandam também que, posteriormente, os empreendedores apliquem recursos financeiros para o desenvolvimento dos chamados “Programas de Monitoramento Ambiental”, os quais visam avaliar a real intensidade e alcance dos impactos previstos sobre espécies e ecossistemas. Junto a outros instrumentos de gestão ambiental que constam da Política Nacional do Meio Ambiente (como a criação e planejamento de Unidades de Conservação e as Operações de Resgate de Fauna), estas duas esferas de atuação são responsáveis pela descrição de diversas comunidades biológicas em áreas remotas e pela descoberta de inúmeras novas espécies no território nacional. Na condição de país em desenvolvimento, o Brasil tem visto a instalação e ampliação de inúmeros novos empreendimentos, o que determina um aporte cada vez maior de recursos financeiros das empresas para a elaboração dos EIAs/RIMAs e outros instrumentos de gestão ambiental. Este aporte traduz-se na consolidação de um mercado promissor para os profissionais com atuação nas áreas das ciências naturais, uma vez que são eles os únicos capazes de gerar conhecimentos fidedignos sobre os componentes do meio ambiente. O conhecimento sobre os métodos científicos de exploração e descrição dos elementos naturais, inerentes à formação acadêmica de biólogos, geólogos, geógrafos e ecólogos, entre outros, consiste em uma ferramenta essencial para a análise adequada dos elementos bióticos e abióticos do meio. Porém, a ênfase ou a quase exclusividade que é dada a disciplinas curriculares que enfocam o aprendizado desses métodos nos cursos acima citados, em detrimento de temas como administração, direito e ética (essenciais para um profissional liberal), pode ser uma “faca de dois gumes”. O quadro que se verifica hoje, nos cursos de graduação e de pós-graduação nas áreas de ciências naturais nas universidades

brasileiras, é a preparação do futuro profissional quase que exclusivamente para exercer a carreira acadêmica (não obstante ser consenso que os centros de pesquisa e universidades não comportem a massa de novos pesquisadores que se formam a cada ano). Raramente se vislumbram discussões entre alunos e professores sobre outras esferas do conhecimento. Quando tais discussões acontecem, geralmente culminam em críticas aos sistemas políticos e econômicos, na maioria das vezes sem bases sólidas de discussão. A formação dos profissionais é geralmente acompanhada da incessante busca por bolsas e financiamentos públicos para o desenvolvimento de projetos de pesquisa e extensão junto às universidades e, sob essa perspectiva, os recursos financeiros investidos pelos empreendedores são, muitas vezes, lamentavelmente confundidos com essas fontes de financiamento. Por vezes são vistos apenas como oportunidades alternativas ou provisórias de financiar pesquisas de interesse particular, e não como necessidades das empresas para a adequada gestão ambiental de seus empreendimentos, muito menos como uma questão de interesse nacional. Muitos pesquisadores no Brasil acreditam, inclusive, que cabe às empresas prestadoras de serviços na área ambiental arcar indefinidamente com recursos para o desenvolvimento de pesquisas de base, deixando os fundos públicos livres para serem investidos apenas em projetos de maior projeção dos grandes nomes e centros da ciência brasileira. Dessa maneira, a atuação de muitos pesquisadores no mercado de consultoria é comprometida pela sua falta de visão sobre o que significa a relação comercial com as empresas contratantes e, também, sobre o fato de que os recursos investidos por estas destinam-se especificamente à resolução de um problema prático. Isto pode gerar sérios problemas nas relações entre empresas e pesquisadores. Entre eles, está o entendimento, por parte desses últimos, de que os conhecimentos que são gerados pelos seus trabalhos são de sua única e exclusiva propriedade intelectual, e que, assim como os estudos puramente acadêmicos, o pesquisador pode divulgar o que quiser, quando quiser e como quiser. Entretanto, na esfera jurídica das relações comerciais este entendimento não encontra respaldo, especialmente porque os contratos que são firmados objetivam exatamente a comercialização de conhecimentos, sendo este o produto que o pesquisador ofereceu na sua contratação. Dependendo do teor do contrato, a “propriedade” intelectual passa a ser exatamente uma “propriedade” de quem a contratou.

Herpetologia Brasileira - Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014

Ensaios & Opiniões

A visão dos empreendedores é diametralmente oposta à dos pesquisadores. Acreditam aqueles que os EIAs/RIMAs e os programas de monitoramento devam trazer respostas diretas e objetivas visando especificamente a minimização e controle dos impactos ambientais. Não aceitam que os estudos em desenvolvimento sirvam para justificar novas pesquisas em um ciclo interminável de discussões acadêmicas. Esta visão, que é correta, é respaldada pela própria Resolução 001/86 do CONAMA. Entretanto, os empreendedores falham, por sua vez, por não entender que uma análise sobre os componentes do meio ambiente natural – especialmente os biológicos – são sujeitos a uma série de variáveis não controláveis, e que cabe ao pesquisador – e somente a ele – definir o escopo metodológico básico e correto para o desenvolvimento dos estudos que são requeridos. E, como as respostas nem sempre coincidem com aquelas que se esperam (como, por exemplo, o registro de espécies ameaçadas exatamente nas áreas que são previstas para intervenção), acreditam os empreendedores que cláusulas de confidencialidade podem ser estabelecidas nos contratos com a finalidade de se evitar problemas futuros com os órgãos ambientais licenciadores e com a sociedade em geral. Porém, neste aspecto em particular há um equívoco por parte dos empreendedores. Em seu Artigo 11, a Resolução CONAMA estabelece que, respeitado o sigilo industrial, o RIMA será acessível ao público, o que implica na impossibilidade de cerceamento da informação. Por sua vez, a Constituição Federal Brasileira, em seu Artigo 225, informa que: “Art. 225 – Todos têm direito ao meio ambiente ecologicamente equilibrado, bem de uso comum do povo e essencial à sadia qualidade de vida, impondo-se ao Poder Público e à coletividade o dever de defendê-lo e preservá-lo para as presentes e futuras gerações”.

Por sua vez, o Parágrafo Primeiro deste Artigo informa o seguinte: “§ 1º – Para assegurar a efetividade desse direito, incumbe ao Poder Público: … III – definir, em todas as unidades da Federação, espaços territoriais e seus componentes a serem especialmente protegidos, sendo a alteração e a supressão permitidas somente através de lei, vedada qualquer utilização que comprometa a integridade dos atributos que justifiquem sua proteção; IV – exigir, na forma da lei, para instalação de obra ou atividade potencialmente causadora de significativa degradação do meio ambiente, estudo prévio de impacto ambiental, a que se dará publicidade”; … Assim, tendo-se por base o Caput deste Artigo da Lei Magna do Brasil, vê-se que toda e qualquer tentativa de controle da informação por força contratual não tem base legal. Esta é uma condição que garante ao pesquisador que o seu trabalho, mesmo em decorrência de um contrato de prestação de serviços, possa ser devidamente publicado. Porém, evidentemente há que se ter um bom senso na relação com o contratante, especialmente se é objetivo do profissional manter-se no mercado de consultoria. Não há nada na legislação brasileira que obrigue qualquer empresa a contratar um determinado consultor em particular, mesmo sendo este o maior detentor de um conhecimento específico. Certamente o mercado irá selecionar os consultores que sejam mais tratáveis. Acordos prévios à assinatura dos contratos representam a melhor maneira de se evitar os embates jurídicos e a dicotomia das relações nesta área de atuação profissional.

Physalaemus nattereri, Porto Velho, RO. Foto: Diego Meneghelli.

Herpetologia Brasileira - Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014

Ensaios & Opiniões

Anfíbios dos Campos Sulinos: diversidade, lacunas de conhecimento, desafios para conservação e perspectivas Tiago Gomes dos Santos1, Samanta Iop2, Suélen da Silva Alves2 Universidade Federal do Pampa, Campus São Gabriel. Avenida Antônio Trilha, 1.847, CEP 97300‑000, São Gabriel, RS, Brasil. Universidade Federal de Santa Maria. Programa de Pós Graduação em Biodiversidade Animal – Centro de Ciências Naturais e Exatas. Prédio 17, sala 1140‑D. Avenida Roraima, km 29, Camobi, CEP 97105‑900, Santa Maria, RS, Brasil.

1 2

DIVERSIDADE E LACUNAS DE CONHECIMENTO Os campos do extremo sul da América do Sul se estendem por uma área de aproximadamente 892.711 mil km2, compartilhada por Brasil, Uruguai e Argentina (Fonseca, 2013). No extremo sul do Brasil os chamados Campos Sulinos representam 13,7 milhões de hectares e estão localizados na Zona Temperada Sul, na transição entre os climas tropical e temperado, onde os verões são quentes e os invernos frios (Overbeck et al., 2007) e as chuvas são bem distribuídas ao longo do ano. Os Campos Sulinos brasileiros ocorrem em dois biomas: Pampa, inseridos na metade sul e oeste do estado do Rio Grande do Sul e Mata Atlântica, onde ocorrem de forma descontínua associados às matas com araucária no norte do Rio Grande do Sul, Santa Catarina e Paraná (IBGE, 2004; Overbeck et al., 2007: Fig. 1). Os Campos Sulinos são caracterizados por uma paisagem composta predominantemente por gramíneas, contudo algumas regiões são melhor definidas como um mosaico de campo e arbustos esparsos ou manchas isoladas de floresta (estacional ou ombrófila mista) (Berreta, 2001; Pillar et al., 2012). Diferentes nomenclaturas tem sido adotadas para se referir aos Campos Sulinos brasileiros, como Campos Subtropicais (Veloso, 1966), Campos Gerais e Pampas (Rizzini, 1979), Campos Sulinos (Joly et al., 1999; MMA, 2002; Marchiori, 2004; Pillar et al., 2012), Estepes (IBGE, 2004), Campos do Sul do Brasil (IBGE, 2004), Campos (Overbeck et al., 2007). Embora não haja consenso entre a utilização dessas nomenclaturas entre os pesquisadores e gestores ambientais, a expressão Campos Sulinos parece ser a mais adequada para designar as formações campestres presentes nos biomas da Mata Atlântica e Pampa, pois resgata uma nomenclatura regional tradicional “Campos” e se refere a uma formação campestre brasileira que difere dos demais campos (Vélez et al., 2009). Os Campos Sulinos são originários de um clima frio e seco que já caracterizava a região antes da chegada dos primeiros grupos humanos (12 mil anos AP), bem antes da expansão natural das formações florestais no sul do Brasil (Behling et al., 2005; 2009; Overbeck et al., 2007). Por isso, a vegetação típica de campo é considerada como pioneira e persiste a milhares de anos (Bond e Parr, 2010). O clima atual, mais quente e úmido, favorece as formações florestais, no entanto, a dinâmica campo-floresta é regulada por distúrbios naturais, como herbivoria e queimadas, que interagem para definir se o campo ou a floresta irão se

estabelecer num determinado sítio (Pillar e Vélez, 2010). Desde o início do Mioceno as espécies de gramíneas na América do Sul coevoluíram com grandes herbívoros pastadores, constituintes da megafauna extinta (MacFadden, 1997). No século XVII, o gado doméstico foi introduzido nos campos (Bencke, 2009; Pillar e Vélez, 2010) e desde então vem desempenhando o papel ecossistêmico antes exercido pela megafauna pastadora (Pillar e Vélez, 2010). Além da herbivoria, o fogo também é considerado um fator importante na manutenção das formações campestres e fisionomia atual (White et al., 2000). Muitas gramíneas são beneficiadas com as queimadas (Pillar e Vélez, 2010) e há indícios de que as queimadas ocorrem desde o início do Holoceno, provavelmente com origem antrópica (Behling e Pillar, 2007). Com exclusão da herbivoria (i.e. gado) e das queimadas, os campos sofrem invasão por arbustos e com o tempo a floresta tende a se estabelecer (Pillar et al., 2006). Por ser uma vegetação pioneira e antiga, os campos abrigam uma alta diversidade de espécies típicas da flora e de fauna (Boldrini, 2009), contudo esses ecossistemas ainda são pouco conhecidos quanto à biodiversidade (Bond e Parr, 2010). Somente nos campos do Pampa no Brasil, por exemplo, ocorrem aproximadamente 2.200 mil espécies vegetais, dentre elas 450 são gramíneas, 450 compostas, 200 leguminosas e 150 ciperáceas (Boldrini, 2009). Já nos campos da Mata Atlântica do Rio Grande do Sul ocorrem 1.161 espécies, das quais 107 são endêmicas dos campos (Boldrini et al., 2009). Quanto aos vertebrados, estima-se que 21 espécies sejam endêmicas dos Campos Sulinos, porém não há uma estimativa precisa quanto à riqueza do grupo (Bencke, 2009). Para os anfíbios, Garcia et al., (2007) compilaram uma lista de 50 espécies registradas na ecorregião dos campos, ou Savana Uruguaia (sensu WWF, 2001), que abrange toda a porção brasileira do bioma Pampa, o território Uruguaio e parte da província argentina de Entre Rios. Além de abrigar uma alta diversidade de espécies, os Campos Sulinos prestam serviços ambientais como o acúmulo de carbono no solo, a conservação dos recursos hídricos e atuam como fonte de alimento para a atividade pastoril (Pillar e Vélez, 2010), bem como têm historicamente influenciado a cultura regional através das peculiaridades paisagísticas da região (Suertegaray e Silva, 2009; Cruz e Guadagnin, 2010). No contexto da carência de informações sobre anfíbios em áreas campestres e da crescente perda dos campos nativos, apresentamos aqui um panorama sobre os anfíbios dos Campos

Herpetologia Brasileira - Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014

Ensaios & Opiniões

Figura 1: Anfíbios registrados nos Campos Sulinos do Brasil: contribuição específica (%) conforme padrões de distribuição geográfica das espécies nos diferentes biomas.

Sulinos, a fim resumir informações sobre diversidade, lacunas em termos de conhecimento, bem como os desafios para conservação e perspectivas de futuros estudos. A ocorrência das espécies nos Campos Sulinos do Brasil foi baseada em publicações científicas (inventários, ampliações geográficas e descrições de novas espécies de anfíbios), sendo excluídos táxons listados como sp., cf. ou gr. Informações sobre a distribuição geográfica das espécies foram obtidas na base de dados da IUCN (IUCN, 2013) e Amphibian Species of the World (Frost, 2014) e complementadas com a literatura. RIQUEZA E PADRÕES DE DISTRIBUIÇÃO DOS ANFÍBIOS DOS CAMPOS SULINOS A revisão da literatura resultou na compilação de uma lista que compreende pelo menos 84 espécies de anfíbios, pertencentes a duas ordens: 81 espécies da ordem Anura (80 nativas e uma exótica), distribuídas em oito famílias, Alsodidae (01), Bufonidae (16), Ceratophryidae (01), Odontophrynidae (02), Hylidae (39), Leptodactylidae (19), Microhylidae (02), Ranidae (01) e

três espécies da ordem Gymnophiona, pertencentes às famílias Typhlonectidae (01) e Siphonopidae (02) (Tabela 1). A presente listagem é uma primeira aproximação e certamente poderá ser ampliada à medida que novos estudos sejam realizados em áreas campestres (conforme sugestões abaixo). Apesar das presentes limitações, a riqueza de anfíbios dos Campos Sulinos pode ser considerada elevada, pois representa cerca de 9% dos anfíbios brasileiros. Essa riqueza elevada pode ser resultado da grande heterogeneidade horizontal reconhecida para a maioria dos ecossistemas campestres (ver Hasenack et al., 2010), assim como do contato com a Floresta Atlântica, que é considerada um dos centro de alta diversificação de anfíbios (Haddad et al., 2008). Quando comparado com ecossistemas abertos tropicais, os Campos Sulinos detém menor riqueza de anfíbios que o Cerrado (141 espécies sensu Bastos, 2007), mas maior riqueza que a reportada para a Caatinga (51 espécies sensu Rodrigues, 2003) e o Pantanal (44 espécies sensu Strüssmann et al., 2007). Quanto ao padrão de distribuição geográfica, a maioria das espécies registrada é típica de ecossistemas campestres (37%), sendo que destas, 14% são exclusivas dos campos da Mata Atlântica (e.g. Elachistocleis erythrogaster, Hypsiboas

Herpetologia Brasileira - Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014

Ensaios & Opiniões

Tabela 1: Lista de anfíbios registrados em ambientes campestres dos Campos Sulinos brasileiros. RS: Rio Grande do Sul; PR: Paraná; SC: Santa Catarina; CP: espécies que ocorrem nos campos do bioma Pampa; CMA: espécies que ocorrem nos campos do bioma Mata Atlântica; CS: espécies que ocorrem nos Campos Sulinos; A: espécies de ampla distribuição geográfica; MA‑CS: espécies típicas de florestas, mas que também ocorrem nos Campos Sulinos; MA‑CMA: espécies típicas de florestas, mas que também ocorrem nos campos da Mata Atlântica; P/MA: espécies com ampla distribuição geográfica nos biomas Pampa e Mata Atlântica; CH/CP: espécies que ocorrem no Chaco e Pampa. * Espécie exótica. 1) Di-Bernardo et al., 2004; 2) Both et al., 2011; 3) Maragno et al., 2013; 4) Kwet et al., 2006; 5) Loebmann, 2005; 6) Moreira e Maltchik, 2012; 7) Loebmann e Vieira, 2005; 8) Moreira et al., 2010; 9) Oliveira et al., 2013; 10) Quintela et al., 2009; 11) Rodrigues et al., 2008; 12) Machado et al., 2012; 13) Souza-Filho e Conte, 2010; 14) Moreira et al., 2008; 15) Machado e Maltchik, 2010; 16) Kwet et al., 2010; 17) Deiques et al., 2007; 18) Conte e Rossa-Feres, 2007; 19) ICMBio, 2013a; 20) Santos et al., 2008; 21) Both et al., 2009; 22) ICMBio, 2013b; 23) Maneyro e Kwet, 2008; 24) Zank et al., 2014; 25) Garcia e Vinciprova, 1998; 26) Santos et al., 2011; 27) Zank et al., 2013; 28) Steinbach-Padilha, 2008; 29) Crivellari et al., 2011; 30) Garcia e Vinciprova, 2003; 31) Conte, 2001; 32) Cechin e Giasson, 2001; 33) Nunes et al., 2012; 34) Colombo et al., 2008; 35) Soares et al., 2012; 36) Zank et al., 2008; 37) Heyer e Heyer, 2004; 38) Heyer, 1979; 39) Braun e Braun, 1980; 40) Kwet e Di-Bernardo, 1998; 41) Maciel et al., 2013; 42) Both et al., 2011; 43) Lucas et al., 2010; 44) Miranda et al., 2013; 45) Trindade et al., 2010; 46) Borges-Martins et al., 2007. Ordem/Família/Espécie ANURA Alsodidae Limnomedusa macroglossa (Duméril e Bibron, 1841) Bufonidae Melanophryniscus atroluteus (Miranda-Ribeiro, 1920) Melanophryniscus cambaraensis Braun e Braun, 1979 Melanophryniscus devincenzii Klappenbach, 1968 Melanophryniscus dorsalis (Mertens, 1933) Melanophryniscus montevidensis (Philippi, 1902) Melanophryniscus pachyrhynus (Miranda-Ribeiro, 1920) Melanophryniscus sanmartini Klappenbach, 1968 Melanophryniscus simplex Caramaschi e Cruz, 2002 Melanophryniscus tumifrons (Boulenger, 1905) Melanophryniscus vilavelhensis Steinbach-Padilha, 2008 Rhinella achavali (Maneyro, Arrieta e de Sá, 2004) Rhinella arenarum (Hensel, 1867) Rhinella dorbignyi (Duméril e Bibron, 1841) Rhinella fernandezae (Gallardo, 1957) Rhinella icterica (Spix, 1824) Rhinella schneideri (Werner, 1894) Ceratophryidae Ceratophrys ornata (Bell, 1843) Hylidae Aplastodiscus perviridis Lutz, 1950 Dendropsophus microps (Peters, 1872) Dendropsophus minutus (Peters, 1872)

Referências

Distribuição

1, 2, 45

P/MA

1 1 1 1 1 1 1 1 1 0 1 1 1 1 1 1

0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 0 1 0

0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 1 0

16, 23, 24 16, 24 24 10, 24, 30, 34 23 23, 24, 26, 45 24, 27 16, 24 24 28 3, 4, 23, 45 5, 6, 7, 8, 9, 10, 23, 34, 46 5, 6, 7, 8, 10, 11, 12, 13, 23 9, 14, 15, 23, 46 16, 17, 18, 19, 20, 21, 22, 23, 34 23

CS CMA P/MA CS CP CP CP CMA CS CMA CS A CP A MA‑CS A

1 1 1

1 0 1

1 1 1

MA‑CS MA‑CMA A

Dendropsophus nahdereri (Lutz e Bokermann, 1963) Dendropsophus nanus (Boulenger, 1889) Dendropsophus sanborni (Schmidt, 1944)

0 1 1

1 0 1

Hypsiboas albopunctatus (Spix, 1824) Hypsiboas bischoffi (Boulenger, 1887) Hypsiboas caingua (Carrizo, 1991) Hypsiboas faber (Wied-Neuwied, 1821) Hypsiboas guentheri (Boulenger, 1886) Hypsiboas joaquini (Lutz, 1968) Hypsiboas leptolineatus (Braun e Braun, 1977) Hypsiboas prasinus (Burmeister, 1856) Hypsiboas pulchellus (Duméril e Bibron, 1841)

1 1 1 1 1 1 1 1 1

0 0 0 0 1 1 1 1 1

1 1 0 1 0 0 1 1 0

Hypsiboas aff. joaquini Phyllomedusa azurea Cope, 1862 Phyllomedusa distincta Lutz, 1950 Phyllomedusa iheringii Boulenger, 1885 Phyllomedusa tetraploidea Pombal e Haddad, 1992 Pseudis cardosoi Kwet, 2000 Pseudis minuta Günther, 1858

1 0 1 1 0 1 1

0 1 0 0 0 1 0

0 0 0 0 1 1 0

16, 17, 21, 22, 29, 45 17, 21, 29 1, 2, 5, 6, 7, 8, 10, 11, 12, 13, 15, 16, 17, 18, 19, 20, 21, 22, 29, 34, 45, 46 25, 31 32 1, 5, 6, 7, 8, 10, 11, 12, 13, 14, 15,16, 17, 18, 20, 22, 29, 34, 46 2, 20, 25, 29 18, 21, 29 25 11, 16, 17, 18, 21, 29, 34, 46 14, 16, 34 16 16, 17, 19, 21, 22 16, 18, 19, 22, 29 1, 2, 5, 6, 7, 8, 9, 10, 11, 12, 13, 14, 15, 16, 17, 20, 22, 34, 45, 46 16 43 21 1, 2, 20, 45 29 16, 17, 21, 22, 1, 2, 3, 5, 6, 7, 8, 9, 10, 11, 12, 13, 14, 15, 20, 45, 46

Herpetologia Brasileira - Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014

MA‑CMA A A A MA‑CMA A MA‑CS MA‑CS CMA CMA MA‑CMA CS CMA A MA‑CMA CP MA‑CMA CMA CP

Ensaios & Opiniões

Ordem/Família/Espécie Scinax aromothyella Faivovich, 2005 Scinax berthae (Barrio, 1962) Scinax catharinae (Boulenger, 1888) Scinax fuscovarius (Lutz, 1925)

RS 1 1 1 1

SC 0 0 0 1

PR 1 1 0 1

Distribuição P/MA A MA‑CMA A

0 1 0

Referências 16, 21, 17, 29 6, 14,18, 20, 34, 46 21 1, 2, 5, 6, 10, 11, 12, 13,16, 18, 19, 20, 21, 22, 29, 34, 45 1, 2, 14, 16, 17, 19, 20, 21, 22, 45 33 20 1, 16, 18, 21, 22, 29 16, 29 1, 5, 6, 7, 9, 10, 11, 12, 13, 15, 16, 17, 19, 20, 21, 22, 29, 34, 46 16, 33, 46 1, 16, 22, 45 34

Scinax granulatus (Peters, 1871) Scinax imbegue Nunes, Kwet e Pombal, 2012 Scinax nasicus (Cope, 1862) Scinax perereca Pombal, Haddad e Kasahara, 1995 Scinax rizibilis (Bokermann, 1964) Scinax squalirostris (Lutz, 1925)

1 0 1 1 1 1

1 1 0 1 0 1

1 0 0 1 1 1

Scinax tymbamirim Nunes, Kwet e Pombal, 2012 Scinax uruguayus (Schmidt, 1944) Sphaenorhynchus caramaschi Toledo, Garcia, Lingnau e Haddad, 2007 Sphaenorhynchus surdus (Cochran, 1953) Trachycephalus dibernardoi Kwet e Solé, 2008 Trachycephalus mesophaeus (Hensel, 1867) Trachycephalus typhonius (Linnaeus, 1758) Leptodactylidae Leptodactylus chaquensis Cei, 1950 Leptodactylus furnarius Sazima e Bokermann, 1978 Leptodactylus fuscus (Schneider, 1799) Leptodactylus gracilis (Duméril e Bibron, 1840)

1 1 1

0 1 0

1 0 1 1

1 0 0 0

1 1 0 0

16, 18, 25, 30 18 16 35

CMA MA‑CMA MA‑CS A

1 1 1 1

0 0 0 1

0 0 1 1

A A A A

Leptodactylus labyrinthicus (Spix, 1824) Leptodactylus latinasus Jiménez de la Espada, 1875 Leptodactylus latrans (Steffen, 1815)

1 1 1

0 0 1

Leptodactylus mystacinus (Burmeister, 1861) Leptodactylus notoaktites Heyer, 1978 Leptodactylus plaumanni Ahl, 1936 Physalaemus biligonigerus (Cope, 1861) Physalaemus cuvieri Fitzinger, 1826 Physalaemus gracilis (Boulenger, 1883) Physalaemus henselii (Peters, 1872) Physalaemus lisei Braun e Braun, 1977 Physalaemus riograndensis Milstead, 1960 Physalaemus aff. gracilis Pleurodema aff. bibroni Pseudopaludicola falcipes (Hensel, 1867)

1 0 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1

0 0 1 0 1 0 0 0 0 1 1 0

0 1 1 0 1 0 0 0 0 1 1 0

2, 3, 25, 45 30, 36, 37 2, 3, 14, 20, 29, 45, 46 1, 2, 3, 5, 6, 7, 8, 9, 10, 12, 14, 15, 16, 20, 22, 29, 34, 45, 46 30, 38, 43 1, 2, 3, 5, 14, 20, 45, 46 1, 2, 3, 5, 6, 7, 8, 9, 10, 11, 12, 13, 15, 16, 17, 18, 19, 21, 22, 29, 34, 45, 46 1, 2, 3, 13, 16, 20, 45, 46 18 16, 17, 19, 21, 22 1, 2, 3, 5, 6, 7, 8, 9, 10, 12, 13, 15, 20, 34, 45, 46 2, 3, 11, 13, 14, 16, 17, 18, 19, 20, 21, 22, 34, 45, 46 1, 2, 5, 6, 7, 8, 9, 10, 11, 12, 13, 14, 15, 34, 45, 46 3, 6, 13, 20, 45, 46 14, 16, 34 1, 2, 3, 12, 20, 34 16, 17, 18, 19, 21, 22, 29 16, 19 1, 2, 3, 5, 6, 7, 8, 9, 10, 11, 12, 13, 14, 15, 16, 20, 34, 45, 46

Microhylidae Elachistocleis bicolor (Guérin-Méneville, 1838)

1 1

Elachistocleis erythrogaster Kwet e Di-Bernardo, 1998 Odontophrynidae Odontophrynus americanus (Duméril e Bibron, 1841) Odontophrynus maisuma Rosset, 2008 Ranidae Lithobates catesbeianus (Shaw, 1802)* GYMNOPHIONA Siphonopidae Siphonops annulatus (Mikan, 1820) Siphonops paulensis Boettger, 1892 Typhlonectidae Chthonerpeton indistinctum (Reinhardt e Lütken, 1862) Riqueza total

CS MA‑CMA A MA‑CMA MA‑CMA A CS CS CMA

A CH/CP A A MA‑CMA MA‑CMA A A CP CS CS CH/CP CMA CMA A

1, 2, 3, 5, 6, 9, 10, 13, 14, 16, 17, 18, 20, 22, 34, 45, 46 16, 30, 40

CMA

1 0

1, 3, 5, 7, 10, 13, 14, 16, 17, 18, 20, 22, 29, 45, 46 6, 8, 9, 15, 34

A CP

20, 34, 42

1 1

0 0

0 1

41 29, 44

A A

1 77

0 28

0 35

Herpetologia Brasileira - Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014

Ensaios & Opiniões

joaquini, Melanophryniscus cambaraensis, Pseudis cardosoi e Sphaenorhynchus surdus), 11% exclusivas dos campos do Pampa (e.g. Ceratophrys ornata, Phyllomedusa iheringii, Physalaemus gracilis, M. pachyrhynus, Rhinella dorbignyi) e os 12% restantes ocorrem em campos de ambos os biomas (e.g. H. pulchellus, M. atroluteus, P. henselii, R. achavali, Scinax uruguayus). A contribuição das espécies de ampla distribuição geográfica na composição dos anfíbios é de 36% (e.g. Dendropsophus minutus, Leptodactylus latrans, P. cuvieri, Pseudopaludicola falcipes, S. fuscovarius). As espécies de distribuição florestal atlântica, mas que ocasionalmente utilizam áreas campestres representam 21% da riqueza, destes 15% ocorrem nos campos da Mata Atlântica (e.g. D. micros, H. bischoffi, P. distincta, S. perereca, Trachycephalus dibernardoi) e 6% nos Campos Sulinos (Aplastodiscus perviridis, H. faber, H. guentheri, R. icterica, T. mesophaeus). Espécies que apresentam ampla distribuição nos biomas da Mata Atlântica e Pampa representaram 4% (Limnomedusa macroglossa, M. devincenzii, S. aromothyella), e espécies com distribuição Chaco-Pampeana totalizam 2% da riqueza compilada (L. latinasus, P. riograndensis) (Fig. 1). Na presente análise, a expressiva contribuição de espécies com distribuição restrita aos ambientes campestres demonstra a importância desses ecossistemas para a fauna de anfíbios sul-americana. Exemplo disso são espécies do gênero Melanophryniscus, que apresentam alta taxa de endemismo e centro de diversificação nas formações abertas da zona subtropical/temperada da América do Sul (Bencke, 2009). Quando considerados apenas trabalhos de levantamento de espécies, o maior número de publicações envolvendo a fauna de anfíbios dos Campos Sulinos está concentrado no Rio Grande do Sul (18), seguido do Paraná (03). Para o estado de Santa Catarina falhamos em encontrar publicações de levantamentos de anfíbios em áreas campestres. De fato, o maior número de publicações no Rio Grande do Sul parece estar relacionado ao contexto histórico de herpetólogos residentes no estado. Apesar disso, algumas áreas campestres no Rio Grande do Sul ainda carecem de inventários como, os campos da Mata Atlântica e a região oeste dos campos do Pampa. Por outro lado, os estudos de inventário de anfíbios no Paraná aumentaram nas últimas décadas, mas estão concentrados em áreas florestais, incluindo Floresta com Araucária e Ombrófila Densa (e.g. Conte e Machado, 2005; Conte e Rossa-Feres, 2006; 2007; Armstrong e Conte, 2010), bem como Floresta Estacional (e.g. Bernarde e Machado, 2000; Machado e Bernarde, 2002; Machado et al., 1999). Padrão similar ocorre em Santa Catarina onde historicamente os inventários também foram realizados em áreas florestais (e.g. Bastiani e Lucas, 2013; Lucas e Marocco, 2011; Lucas e Fortes 2008; Hartmann et al., 2008). Nesse sentido, a prioridade de esforços em levantamentos de anfíbios nos Campos Sulinos deve se concentrar nos campos da Mata Atlântica e na região oeste do Pampa. DESAFIOS PARA CONSERVAÇÃO E PERSPECTIVAS Pelo menos 7,1% das espécies de anfíbios dos Campos Sulinos são atualmente enquadradas em alguma categoria de

ameaça global (IUCN, 2013): Melanophryniscus devincenzii (EN), M. dorsalis (VU), M. montevidensis (VU), M. sanmartini (NT), Ceratophrys ornata (NT) e Elachistocleis erythrogaster (NT). Em escala nacional 3,6% das espécies estão ameaçadas (Subirá et al., 2013): Melanophryniscus cambaraensis (VU), M. dorsalis (VU) e M. montevidensis (NT). A perda e fragmentação de habitat são consideradas as principais ameaças à conservação da biodiversidade (Ehrlich, 1997) e também as principais ameaças aos anfíbios dos Campos Sulinos (Garcia e Vinciprova, 2003), mas a introdução de espécies exóticas e as mudanças climáticas também podem ser elencadas como importantes fatores no contexto atual (Pillar et al., 2009; Hayes et al., 2010). De fato, os ecossistemas campestres são os mais visados e transformados pelo homem (Townsend et al., 2010) para a produção de alimento (White et al., 2000; Allaby, 2006). Dentre as atividades antropogênicas historicamente desenvolvidas sobre os Campos Sulinos, a pecuária extensiva bem manejada tem sido considerada a menos impactante, pois a manutenção da vegetação campestre depende de distúrbios, como a pressão de pastoreio (Pillar e Vélez, 2010). Entretanto, as mudanças observadas na matriz produtiva durante as últimas décadas impulsionaram a rápida substituição da criação do gado por atividades agrícolas, especialmente centradas no plantio de soja, na silvicultura e rizicultura (Pillar et al., 2009). Tais atividades têm profundamente transformado a paisagem dos Campos Sulinos e são consideradas as maiores ameaças à conservação da biodiversidade nos ecossistemas campestres (White et al., 2000; MMA, 2007; Bencke, 2009; Pillar et al., 2009; Santos e Trevisan, 2009). No estado do Rio Grande do Sul, por exemplo, somente no período de 2002 a 2008 a área de silvicultura aumentou em 30%, sendo a maior parte sobre áreas campestres (Bencke, 2009; Gautreau e Vélez, 2011), e em 2014 a área destinada a esse setor já atinge 738 mil ha (SEAPA/ RS, 2014). O mesmo ocorre com a expansão da soja, a qual nos últimos três anos apresentou aumento em área de quase 20% (aproximadamente 400 mil ha), principalmente na região da metade sul do estado (SEAPA/RS, 2014), predominantemente campestre. Com relação à rizicultura, Rio Grande do Sul, Santa Catarina e Paraná atualmente produzem 60% do arroz do Brasil, totalizando 6,5 milhões ha cultivados (EMBRAPA, 2005) e a maior área de produção está no Rio Grande do Sul (aproximadamente 1.076.472 ha), principalmente nas várzeas das terras baixas (SEAPA/RS, 2014). Obviamente que tamanha conversão de habitat devido à expansão da soja, silvicultura e rizicultura se traduz em impactos sobre os anfíbios dos Campos Sulinos. Estudos mostraram que a áreas campestres do bioma Pampa convertidas em monocultivos de Pinus e Eucalyptus não foram capazes de manter a estrutura das comunidades de anfíbios anuros (Machado et al., 2012; Alves et al., 2014). O cultivo de arroz também apresentou impactos negativos sobre a anurofauna, pois essas áreas apresentaram riqueza e abundância de espécies menores do que áreas nativas de campo alagado (Machado e Maltchick, 2010). Assim, apesar de ainda serem poucos os estudos que avaliam o impacto de monoculturas, estes indicam que os anfíbios de ecossistemas abertos, como os Campos Sulinos, são susceptíveis às mudanças na paisagem e que

Herpetologia Brasileira - Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014

Ensaios & Opiniões

medidas conservacionistas urgentes são requeridas frente à conversão de hábitat em larga escala. As mudanças climáticas também têm sido apontadas como ameaça adicional aos anfíbios (Duarte et al., 2012). Nos Campos Sulinos, cinco espécies de Melanophryniscus estão ameaçadas e podem perder sua área de distribuição potencial até 2080 em função das alterações climáticas projetadas (Zank et al., 2014). Outra ameaça aos anfíbios nativos dos Campos Sulinos é a rãtouro (Lithobates catesbeianus), espécie exótica que apresenta melhor desempenho metabólico em condições climas tropicais e subtropicais (Adams, 2000; Diaz de Pascual, 2002; Kaefer, 2007). Embora no Brasil a rã-touro seja encontrada mais comumente em áreas florestais da Mata Atlântica, existem registros em áreas campestres (Both et al., 2011). A rã-touro compete por recursos com as espécies nativas, principalmente no nicho acústico (Both et al., 2012) e se alimenta de espécies nativas (Boelter et al., 2012). Além disso, L. catesbeianus age como vetor do fungo Batrachochytridium dendrobatides, relacionado com o declínio mundial de anfíbios (Berger et al., 1998; Daszak et al., 2004). A adoção de políticas públicas ambientais especificamente comprometidas com a conservação dos ecossistemas campestres, como por exemplo, a identificação e criação de áreas prioritárias para conservação, podem contribuir para minimizar a situação crítica dos ecossistemas campestres, até então negligenciados. Um exemplo atual foi a criação do Refúgio de Vida Silvestre dos Campos de Palmas no Paraná (DECRETO Presidencial, 2006), uma área de alta prioridade para a conservação dos anfíbios dos Campos Sulinos (MMA, 2000). Entretanto, atualmente apenas 453 km² dos Campos Sulinos estão protegidos em Unidades de Conservação (UC) de proteção integral, o que equivale a menos de 0,5% da área total, sendo que a maior parte desse percentual se refere aos mosaicos de campos e floresta com Araucária, nos Parques Nacionais dos Aparados da Serra, da Serra Geral e de São Joaquim (norte do Rio Grande do Sul e Santa Catarina; MMA, 2000). Por outro lado, a maior cobertura campestre remanescente se encontra no Rio Grande do Sul e ainda assim o bioma Pampa detém a menor representatividade de áreas naturais protegidas no Sistema Nacional de Unidades de Conservação (MMA, 2007), gerando um dos maiores contrastes nacionais frente ao intenso uso e expansão do setor agrícola (Ferreira et al., 2012). Além de existirem poucas UC, a maioria delas consta apenas como criada, mas não implantada (Brandão et al., 2007, Vélez et al., 2009) e a inadequabilidade das poucas UC existentes também dificulta a manutenção da fisionomia e da biodiversidade campestre, pois esse tipo de ecossistema necessita de manejo específico para evitar a invasão de espécies arbustivas e arbóreas (Pillar e Vélez, 2010). A intensa expansão da agricultura e silvicultura, aliados ao baixo número de UC nos campos gaúchos (Overback et al., 2007; Pillar e Vélez, 2010), por exemplo, historicamente fizeram com que atualmente tenhamos apenas 50% da cobertura original do bioma Pampa (Cordeiro e Hasenack, 2009). Grande parte das áreas indicadas como sendo prioritárias para a conservação das espécies de anfíbios dos Campos Sulinos estão localizadas no bioma Pampa (MMA, 2000), mas desde sua publicação nenhuma unidade de conversação foi efetivamente criada no bioma. Sendo assim,

desejamos que esforços políticos sejam empregados para que outras UC sejam criadas e/ou consolidadas em áreas prioritárias para a conservação dos anfíbios dos Campos Sulinos, sobretudo nos campos do bioma Pampa. Por fim, a própria terminologia ambiental, com um “Código Florestal Brasileiro”, e o uso indiscriminado de termos como “desmatamento” acabam por aprofundar a ideia de que os campos nativos (e toda a biodiversidade associada aos ecossistemas campestres) são menos importantes do que as florestas. Assim, Reserva Legal e Área de Proteção Permanente são na maioria das vezes compreendidas pela população como sinônimos de preservação exclusiva de florestas, incentivando a supressão de vegetação campestre e consequentemente acelerando a perda de hábitat observada na atualidade. De fato, a conservação dos anfíbios dos Campos Sulinos está inexoravelmente ligada ao futuro dos campos. Entretanto, as metas produtivistas estabelecidas pelo governo são desproporcionalmente maiores que as tímidas sinalizações deste em prol da conservação da biodiversidade dos ecossistemas campestres. Por exemplo, se por um lado foi prometido um aumento do número de áreas de preservação no bioma Pampa (Seminário Internacional do bioma Pampa, 2014), por outro existem metas contundentes para a ampliação do plantio de soja e milho em pelo menos dois milhões de hectares sobre os remanescentes campestres da metade sul do Rio Grande do Sul na próxima década (SEAPA/RS, 2014), bem como propostas de simplificação do licenciamento da silvicultura (Jornal Correio do Povo 31/05/2014). Assim, a esperança de reversão ou amenização desse cenário sombrio talvez resida em ações paralelas, envolvendo a academia e o setor produtivo. Estas incluem, por exemplo, os esforços multi-institucionais da Rede Campos Sulinos (www.ufrgs.br/redecampossulinos), formada por mais de 30 grupos de pesquisa (incluindo estudos com anfíbios) cujo objetivo é a geração, organização e difusão de conhecimento sobre os campos do sul do Brasil. Outra iniciativa importante são esforços internacionais da Alianza Del Pastizal (www. alianzadelpastizal.org/en), organização com representações do Uruguai, Paraguai, Brasil e Argentina, cuja plataforma visa o incentivo à conservação dos campos nativos de áreas privadas no Cone sul da América do Sul, sua biodiversidade e serviços ecossistêmicos associados. Como sugestões finais, os esforços de pesquisas com viés conservacionista sobre anfíbios dos Campos Sulinos deveriam centram-se principalmente em questões como: i) história natural das espécies; ii) efeitos da fragmentação de habitat sobre comunidades e populações, iii) efeitos dos agrotóxicos e, iv) efeitos das diferentes práticas de manejo dos campos nativos (e.g. intensidades de pastoreio). AGRADECIMENTOS TGS é grato ao CNPq pela bolsa de pesquisa e SI e SAS agradecem a Capes pelas bolsas concedidas. Os autores agradecem também ao projeto SISBIOTA – Biodiversidade dos Campos e dos Ecótonos Campo-Floresta no Sul do Brasil: Bases Ecológicas para sua conservação e Uso Sustentável (CNPq/ FAPERGS nº 563271/2010‑8).

Herpetologia Brasileira - Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014

Ensaios & Opiniões

REFERÊNCIAS Adams, M. J. 2000. Pond permanence and the effects of exotic vertebrates on anurans. Ecological Applications, 10: 559‑568. Allaby, M. 2006. Biomes of the Earth: Grasslands. Chelsea house publishers, New York, 289 pp. Alves, S. S. 2014. Cultivo de Eucalyptus reduz a diversidade da herpetofauna em área de campo no sul do Brasil. 2014. Dissertação de Mestrado, Universidade Federal de Santa Maria, Santa Maria, 73 pp. Armstrong, C. G. e C. E. Conte. 2010. Taxocenose de anuros (Amphibia: Anura) em uma área de Floresta Ombrófila Densa no sul do Brasil. Biota Neotropica, 10: 39‑46. Bastiani, V. I. M. e E. M. Lucas. 2013. Anuran diversity (Amphibia, Anura) in a Seasonal Forest fragment in southern Brazil. Biota Neotropica, 13: 55‑264. Bastos, R. P. 2007. Anfíbios do Cerrado; pp. 87‑100. In: L. B. Nascimento e M. E. Oliveira (Org.). Herpetologia no Brasil II. Belo Horizonte: Sociedade Brasileira de Herpetologia. Behling, H. e V. D. Pillar. 2007. Late Quaternary vegetation, biodiversity and fire dynamics on the southern Brazilian highland and their implication for conservation and management of modern Araucaria forest and grassland ecosystems. Philosophical Transactions of the Royal Society of London. Biological Sciences, 362: 243‑251. Behling, H., V. D. Pillar e S. G. Bauermann. 2005. Late Quaternary grassland (Campos), gallery forest, fire and climate dynamics, studied by pollen, charcoal and multivariate analysis of the São Francisco de Assis core in western Rio Grande do Sul (southern Brazil). Review of Palaeobotany and Palynology, 133: 235‑248. Behling, H., V. Jeruske-Pieruschka, L. Schüler e V. P. Pillar 2009. Dinâmica dos campos no sul do Brasil durante o Quaternário Tardio; pp. 13‑25. In: V. D. Pillar, S. C. Müller, Z. M. S. Castilhos e A. V. A. Jacques (Eds.). Campos Sulinos, conservação e uso sustentável da biodiversidade. MMA, Brasília, DF. Bencke, G. A. 2009. Diversidade e conservação da fauna dos campos do Sul do Brasil; pp. 101‑121. In: V. D. Pillar, S. C. Müller, Z. M. S. Castilhos e A. V. A. Jacques (Eds.). Campos Sulinos, conservação e uso sustentável da biodiversidade. MMA, Brasília, DF. Berger, L., R. Searea, P. Daszakd, D. E. Greene, A. A. Cunninfhamf, C. L. Goggind, R. Slocombech, M. A. Ragani, A. Hyattb, K. R. McDonaldj, H. B. Hinesk, K. R. Lipsl, G. Marantellim e H. Parkesb. 1998. Chytridiomycosis causes amphibian mortality associated with population declines in the rain forests of Australia and Central America. Proceedings of the National Academy of Sciences USA, 95: 9031‑9036. Bernarde, P. S. e R. A. Machado. 2000. Riqueza de espécies, ambientes de reprodução e temporada de vocalização da anurofauna em Três Barras do Paraná, Brasil (Amphibia: Anura). Cuadernos de Herpetología, 14(2): 93‑104. Berreta, E. 2001. Ecophysiology and management response of the subtropical grasslands of Southern America; pp. 939‑946. In: J. A. Gomide, W. R. S. Mattos e S. C. Silva (Eds.). Proceedings of the XIX International Grassland Congress. São Pedro: Piracicaba, Brasil. Boelter, R. A., Í. L. Kaefer, C. Both e S. Z. Cechin. 2012. Invasive bullfrogs as predators in a Neotropical assemblage: What frog species do they eat? Animal Biology, 62: 397‑408. Boldrini, I. I. 2009. A flora dos campos do Rio Grande do Sul; pp. 63‑78. In: V. D. Pillar, S. C. Müller, Z. M. S. Castilhos e A. V. A. Jacques (Eds.). Campos Sulinos, conservação e uso sustentável da biodiversidade. MMA, Brasília, DF. Boldrini, I. I., L. Eggers, L. A. Mentz, S. T. S. Miotto, N. I. Matzenbacher, H. M. Longhwagner, R. Trevisan, A. A. Schneider e R. B. Setubal. 2009. Flora; pp. 39‑94. In: Boldrini, I. (Org.). Biodiversidade dos Campos do Planalto das Araucárias (Biodiversidade 30). 1 ed. Brasilia, DF: Gráfica Diplomata. Bond, W. J. e C. I. Parr. 2010. Beyond the forest edge: Ecology, diversity and conservation of the grassy biomes. Biological Conservation, 143: 2395‑2404. Borges-Martins, M., P. Colombo, C. Zank, F. G. Becker e M. T. Q. Melo. 2007. Anfíbios; pp. 276‑291. In: F. G. Becker, R. A. Ramos e L. A. Moura (Orgs.). Biodiversidade: Regiões da Lagoa do Casamento e dos Butiazais de Tapes, Planície Costeira do Rio Grande do Sul. Ministério do Meio Ambiente, Brasília.

Both, C. e T. Grant. 2012. Biological invasions and the acoustic niche: the effect of bullfrog calls on the acoustic signals of white-banded tree frogs. Biology Letters, 8: 1. Both, C., M. Solé, T. G. Santos e S. Z. Cechin. 2009. The Role of spatial and temporal descriptors for neotropical tadpole communities in southern Brazil. Hydrobiologia, 624: 125‑138. Both, C., R. Lingnau, A. Santos-Jr, B. Madalozzo, L. P. Lima e T. Grant. 2011. Widespread Occurrence of the American Bullfrog, Lithobates catesbeianus (Shaw, 1802) (Anura: Ranidae), in Brazil. South American Journal of Herpetology, 6: 127‑134. Both, C., S. Z. Cechin, A. S. Melo e S. M. Hartz. 2011. What controls tadpole richness and guild composition in ponds in subtropical grasslands? Austral Ecology, 36: 530‑536. Brandão, T., R. Trevisan e R. Both,. 2007. Unidades de Conservação e os Campos do Rio Grande do Sul. Revista Brasileira de Biociências, 5(1): 843‑845. Braun, P. C. e C. A. S. Braun. 1980. Lista prévia dos anfíbios do Estado do Rio Grande do Sul, Brasil. Iheringia, 56: 121‑146. Cechin, S. Z. e L. O. M. Giasson. 2001. Hyla nana. Brazil. Rio Grande do Sul. Herpetological Review, 32(4): 271‑271. Colombo, P., A. Kindel, G. Vinciprova e L. Krause. 2008. Composição e ameaças a conservação dos anfíbios anuros do Parque Estadual de Itapeva, Rio Grande do Sul, Brasil. Biota Neotropica, 8: 229‑240. Conte, C. E. 2001. Geographic distribuition Hyla nahdereri. Herpetological Review, 32: 114‑114. Conte, C. E. e D. C. Rossa-Feres. 2006. Diversidade e ocorrência temporal da anurofauna (Amphibia, Anura) em São José dos Pinhais, Paraná, Sul do Brasil. Revista Brasileira de Zoologia, 24: 162‑175. Conte, C. E. e D. C. Rossa-Feres. 2007. Riqueza e distribuição espaço-temporal de anuros em um remanescente de Floresta com Araucária no sudeste do Paraná. Revista Brasileira de Zoologia, 24: 1025‑1037. Conte, C. E. e R. A. Machado. 2005. Riqueza de espécies e distribuição espacial e temporal em comunidade de anfíbios anuros (Amphibia, Anura) em uma localidade do Município de Tijucas do Sul, Paraná, Brasil. Revista Brasileira de Zoologia, 22: 940‑948. Cordeiro, J. L. P. e H. Hasenack. 2009. Cobertura vegetal atual do Rio Grande do Sul; pp. 285‑299. In: V. D. Pillar, S. C. Müller, Z. M. S. Castilhos e A. V. A. Jacques (Eds.). Campos Sulinos, conservação e uso sustentável da biodiversidade. MMA, Brasília, DF. Crivellari, L. B., C. E. Conte e D. C. Rossa-Feres. 2011. Riqueza de anfíbios (Amphibia: Anura) dos Campos Gerais, Paraná, Brasil; pp. 94‑97. In: Carpanezzi, O. T. B. Campos, J. B., (Org.). Coletânea de Pesquisas: Parques Estaduais de Vila Velha, Cerrado e Guartelá. Curitiba: Instituto Ambiental do Paraná. Cruz, R. C. e D. L. Guadagnin. 2010. Uma pequena história ambiental do Pampa: proposta de uma abordagem baseada na relação entre perturbação e mudança; pp. 155‑179. In: B. P. Costa, J. H. Quoos e M. A. G. Dickel (Eds.). A sustentabilidade da Região da Campanha, RS: práticas e teorias a respeito das relações entre ambiente, sociedade, cultura e políticas públicas. Universidade Federal de Santa Maria, Santa Maria. Daszak, P., A. Strieby, A. A. Cunningham, J. E. Longcore, C. C. Brown e D. Porter. 2004. Experimental evidence that the bullfrog (Rana catesbeiana) is a potential carrier of chytridiomiycosis, an emerging fungal disease of amphibians. Herpetological Journal, 14: 201‑207. DECRETO Presidencial de 3 de abril de 2006. Cria o Refúgio de Vida Silvestre dos Campos de Palmas, no Estado do Paraná, e dá outras providências. Deiques, C. H., L. F. Stahnke, M. Reinke e P. Schmitt. 2007. Guia ilustrado dos anfíbios e répteis do Parque Nacional de Aparados da Serra, Rio Grande do Sul, Santa Catarina, Brasil. USEB, Pelotas, 120 pp. Diaz de Pascual, A. e A. Chacón-Ortiz. 2002. Informe final del proyecto: Diagnóstico de la colonización de la rana toro (Rana catesbeiana Shaw 1802: Ranidae: Amphibia) en el estado Mérida y medidas para su control. Universidad de Los Andes, Ministerio del Ambiente y de los Recursos Naturales, Mérida. Di-Bernardo, M., R. B. Oliveira, G. M. F. Pontes, J. Melchiors, M. Solé e A. Kwet. 2004. Anfíbios anuros da região de extração e processamento de carvão de Candiota, RS, Brasil; pp. 163‑175. In: E. C. Teixeira e M. J. R. Pires (Org.). Estudos ambientais em Candiota: carvão e seus impactos.1ª ed., FEPAM, Porto Alegre. Duarte, H., M. Tejedo, M. Katzenberger, F. Marangoni, D. Baldo, J. F. Beltrán, D. A. Martí, A. Richter-Boix e A. Gonzalez-Voyer. 2012. Can

Herpetologia Brasileira - Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014

Ensaios & Opiniões

amphibians take the heat? Vulnerability to climate warming in subtropical and temperate larval amphibian communities. Global Change Biology, 18: 412‑421. Ehrlich, P. R. 1997. A perda da diversidade – causas e consequências; pp. 27‑35. In: E. O. Wilson (Org.). Biodiversidade. Editora Nova Fronteira, Rio de Janeiro. EMBRAPA, 2005. Cultivo de arroz irrigado no Brasil. In: Sistemas de Produção. EMBRAPA. Ferreira, J., R. Pardini, J. P. Metzger, C. R. Fonseca, P. S. Pompeu, G. Sparovek e J. Louzada. 2012. Towards environmentally sustainable agriculture in Brazil: challenges and opportunities for applied ecological research. Journal of Applied Ecology, 49: 535‑541. Fonseca, C. R., D. L. Guadagnin, C. Emer, S. Masciadri, P. Germain e S. M. Zalba. 2013. Invasive alien plants in the Pampas grasslands: a tri-national cooperation challenge. Biological Invasions, 15: 1751‑1763. Frost, D. R. 2014. Amphibian species of the world: an online reference. Version 6.0 (Date of access). Eletronic Database accessible at http://research. amnh.org/herpetology/amphibia/index.html. American Museum of Natural History, New York, USA. Garcia, P. C. A. e G. Vinciprova. 2003. Anfíbios; pp. 147‑164. In: C. S. Fontana, G. A. Bencke e R. E. Reis (Eds.). Livro Vermelho da Fauna Ameaçada no Rio Grande do Sul, EDIPUCRS, Porto Alegre. Garcia, P. C. A. e Vinciprova, G. 1998. Range extensions of some anuran species for Santa Catarina and Rio Grande do Sul States, Brazil. Herpetological Review, 29: 117‑118. Garcia, P. C. A., E., Lavilla, J. Langone e M. V. Segalla. 2007. Anfíbios da região subtropical da América do Sul, Padrões de distribuição. Ciência & Ambiente, 35: 65‑100. Gautreau, P. e E. Vélez. 2011. Strategies of environmental knowledge production facing land use changes: Insights from the Silvicultural Zoning Plan conflict in the Brazilian state of Rio Grande do Sul. In: Cybergeo: European Journal of Geography [En ligne], Environnement, Nature, Paysage. Disponível em: <http://cybergeo.revues.org/24881>. Acesso em: jun. 2014. Haddad, C. F. B., L. F. Toledo e C. P. A. Prado. 2008. Anfíbios da Mata Atlântica: guia de anfíbios anuros da Mata Atlântica = Guide for the Atlantic Forest Anurans. Editora Neotropica Ltda., São Paulo. Hartmann, M. T., P. C. A. Garcia, L. O. M. Giasson e P. A. Hartmann. 2008. Anfíbios; pp. 89‑110. In: J. Cherem, M. Kammers (Org.). A fauna das áreas de influencia da Usina Hidrelétrica Quebra Queixo. Habilis Editora, Erechim. Hasenack, H., E. Weber, I. I. Boldrini e R. Trevisan. 2010. Mapa de sistemas ecológicos da ecorregião das savanas uruguaias em escala 1:500.000 ou superior e relatório técnico descrevendo insumos utilizados e metodologia de elaboração do mapa de sistemas ecológicos. Universidade Federal do Rio Grande do Sul, Centro de Ecologia. Hayes, T. B., P. S. Falso, S. Gallipeau e M. Stice. 2010. The cause of global amphibian declines: a developmental endocrinologist’s perspective. The Journal of Experimental Biology, 213: 921‑933. Heyer, W. R. 1979. Systematics of the pentadactylus species group of the frog genus Leptodactylus (Amphibia: Leptodactylidae). Smithsonian Contributions to Zoology, 301: 1‑43. Heyer, W. R. e M. M. Heyer. 2004. Leptodactylus furnarius. Catalogue of American Amphibians and Reptiles, 785: 1‑5. IBGE. Instituto Brasileiro de Geografia e Estatística. 2004. Mapa de Biomas do Brasil. Disponível em: <www.ibge.gov.br/home/presidencia/ noticias/21052004biomas.shtm>. Acesso em: jun. 2014. ICMBio. Instituto Chico Mendes de Conservação da Biodiversidade. 2013a. Plano de manejo do Refúgio de Vida Silvestre dos Campos de Palmas. Curitiba, Paraná. 241 pp. ICMBio. Instituto Chico Mendes de Conservação da Biodiversidade. 2013b. Planejamento e implementação do corredor ecológico do Rio Chapecó. Curitiba, Paraná. 241 pp. IUCN. The IUCN Red List of Threatened Species. 2013. Version 2013.2. www.iucnredlist.org. Downloaded on 21 November 2013. Joly, C. A., M. P. M. Aidar, C. A. Klink, D. G. McGrath, A. G. Moreira, P. Moutinho D. C. Nepstad, A. A. Oliveira, A. Pott, M. J. N. Rodal e E. V. S. B. Sampaio. 1999. Evolution of the Brazilian phytogeography classification systems: implications for biodiversity conservation. Ciência e Cultura, 51: 331‑348. Kaefer, I. L., R. A. Boelter e S. Z. Cechin. 2007. Reproductive biology of the invasive bullfrog Lithobates catesbeianus in southern Brazil. Annales Zoologici Fennici, 44: 435‑444.

Kwet, A. e M. Di-Bernardo. 1998. Elachistocleis erythrogaster, a New World microhylid species from Rio Grande do Sul, Brazil. Studies on Neotropical Fauna and Environment, 1: 7‑18. Kwet, A., M. Di-Bernardo e R. Maneyro. 2006. First record of Chaunus achavali (Anura, Bufonidae) from Rio Grande do Sul, Brazil, with a key for the identification of the species in the Chaunus marinus group. Iheringia, 96: 479‑485. Kwet, A., R. Lingnau e M. Di-Bernardo. 2010. Pró-Mata: Anfíbios da Serra Gaúcha, sul do Brasil – Amphibien der Serra Gaúcha, Südbrasilien – Amphibians of the Serra Gaúcha, South of Brazil. 2. ed. Tübingen: Brasilien Zentrum der Universität Tübingen, 148 pp. Loebmann, D. 2005. Guia Ilustrado: Os anfíbios da região costeira do extremo sul do Brasil. USEB, Pelotas, 76 pp. Loebmann, D. e J. P. Vieira. 2005. Relação dos anfíbios do Parque Nacional da Lagoa do Peixe, RS, Brasil. Revista Brasileira de Zoologia, 22(2): 339‑341. Lucas, E. M. e J. C. Marocco. 2011. Anurofauna (Amphibia, Anura) em um remanescente de Floresta Ombrófila Mista no Estado de Santa Catarina, sul do Brasil. Biota Neotropica, 11: 1‑8. Lucas, E. M. e V. B. Fortes. 2008. Frog Diversity in the Floresta Nacional de Chapecó, Atlantic Forest of Southern Brazil. Biota Neotropica, 8: 51‑61. Lucas, E. M., V. B. Fortes e P. C. A. Garcia. 2010. Amphibia, Anura, Hylidae, Phyllomedusa azurea Cope, 1862: Distribution extension to southern Brazil. CheckList, 6: 164‑166. MacFadden, B. J. 1997. Origin and evolution of the grazing guild in New World terrestrial mammals. Trends in Ecology & Evolution, 12: 182‑187. Machado, I. F. e L. Maltchik. 2010. Can management practices in rice fields contribute to amphibian conservation in southern Brazilian wetlands? Aquatic Conservation, 20: 39‑46. Machado, I. F., L. F. B. Moreira e L. Maltchik. 2012. Effects of pine invasion on anurans assemblage in southern Brazil coastal ponds. Amphibia-Reptilia, 33: 227‑237. Machado, R. A. e P. S. Bernarde. 2002. Anurofauna da Bacia do Rio Tibagi; pp. 297‑306. In: M. E. Medri, E. Bianchini, O. A. Shibatta e J. A. Pimenta (Org.). A Bacia do Rio Tibagi. 1 ed. MC-Grafica, Londrina. Machado, R. A., P. S. Bernarde, S. A. A. Morato e L. Anjos. 1999. Análise comparada entre a riqueza de anuros entre duas áreas em diferentes estados de conservação no município de Londrina, Paraná, Brasil (Amphibia: Anura). Revista Brasileira de Zoologia, 16: 997‑1004. Maciel, A. O., H. C. Costa, L. O. Drummond, J. O. Gomes e A. D’Angiolella, 2013. Rediscovery of Siphonops annulatus (Mikan, 1820) (Amphibia: Gymnophiona: Siphonopidae) in the state of Pará, Brazil, with an updated geographic distribution map, and notes on size and variation. Check List, 9(1): 106‑110. Maneyro, R. e A. Kwet. 2008. Amphibians in the border region between Uruguay and Brazil: updated species list with comments on taxonomy and natural history (Part I: Bufonidae). Stuttgarter Beiträgezur Naturkunde, 1: 95‑121. Maragno, F. P., T. G. Santos e S. Z. Cechin. 2013. The role of phytophysiognomies and seasonality on the structure of ground-dwelling anuran (Amphibia) in the Pampa biome, southern Brazil. Anais da Academia Brasileira de Ciências, 30: 1105‑1115. Marchiori, J. N. C. 2004. Fitogeografia do Rio Grande do Sul: Campos Sulinos. EST Edições, Porto Alegre, 110 pp. Miranda, J. P., R. F. Matos, F. M. Scarpa e C. F. D. Rocha. 2013. New record and distribution extension of Siphonops paulensis (Gymnophiona: Siphonopidae) in the state of Maranhão, Northeastern Brazil. Herpetology Notes, 6: 327‑329. MMA. Ministério do Meio Ambiente. 2000. Avaliação e ações prioritárias para a conservação da biodiversidade da Mata Atlântica e Campos Sulinos. MMA/SBF, Brasília, 40 pp. MMA. Ministério do Meio Ambiente. 2002. Biodiversidade brasileira. Avaliação e identificação de áreas e ações prioritárias para conservação, utilização sustentável e repartição dos benefícios da biodiversidade nos biomas brasileiros. MMA – Secretaria de Biodiversidade e Florestas, Brasília. (Série Biodiversidade, 5). MMA. Ministério do Meio Ambiente. 2007. Mapas de Cobertura Vegetal dos Biomas Brasileiros. Brasília. Acesso em: jun. 2014. Disponível em <www.mma.gov.br/biomas/Pampa>. Moreira, L. F. B, I. F. Machado, A. R. G. M. Lace e L. Maltchik. 2008. Anuran amphibians dynamics in an intermittent pond in Southern Brazil. Acta Limnologica Brasiliensia, 20: 117‑130.

Herpetologia Brasileira - Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014

Ensaios & Opiniões

Moreira, L. F. B. e L. Maltchik. 2012. Assessing patterns of nestedness and co-occurrence in coastal pond anuran assemblages. Amphibia-Reptilia, 33: 261‑271. Moreira, L. F. B., I. F. Machado, T. V. Vargas e L. Maltchik. 2010. Factors influencing anuran distribution in coastal dune wetlands in southern Brazil. Journal of Natural History, 44: 1493‑1507. Nunes, I., A. Kwet e J. P. Pombal Jr. 2012. Taxonomic revision of the Scinax alter species complex (Anura: Hylidae). Copeia, 2012: 554‑569. Oliveira, M. C. L. M., M. B. Santos, D. Loebmann, A. Hartman e A. M. Tozetti. 2013. Diversity and associations between coastal habitats and anurans in southernmost Brazil. Anais da Academia Brasileira de Ciências, 85: 575‑584. Overbeck, G. E., S. C. Müller, A. Fidelis, J. Pfadenhauer, V. D. Pillar, C. C. Blanco, I. I. Boldrini, R. Both e E. D. Forneck. 2007. Brazil’s neglected biome: The South Brazilian Campos. Perspectives in Plant Ecology, Evolution and Systematics, 09: 101‑116. Pillar, V. D. e E. Vélez. 2010. Extinção dos Campos Sulinos em unidades de conservação: um fenômeno natural ou um problema ético? Natureza & Conservação, 8: 84‑88. Pillar, V. D., C. G. Tornquist e C. Bayer. 2012. The southern Brazilian grassland biome: soil carbon stocks, fluxes of greenhouse gases and some options for mitigation. Brazilian Journal of Biology, 72: 673‑681. Pillar, V. D., I. I. Boldrini, H. Hasenack, A. V. Á. Jacques, R. Both, S. C. Müller, L. Eggers, A. T. Fidelis, M. M. G. Santos, J. M. Oliveira, J. Cerveira, C. C. Blanco, F. Joner, J. L. Cordeiro, M. Pinillos Galindo. 2006. Workshop “Estado atual e desafios para a conservação dos campos”. Universidade Federal do Rio Grande do Sul, Porto Alegre. 24 p. Pillar, V. D., S. C. Muller, Z. M. S. Castilhos e A. V. Jacques. 2009. Campos Sulinos: conservação e uso sustentável da biodiversidade. MMA, Brasília, DF. 403 pp. Quintela, F. M., L. F. M. Neves, I. G. Medvedovisky, M. B. Santos, L. M. Oliveira, e M. R. C. Figueiredo. 2009. Relação dos anfíbios da Ilha dos Marinheiros, estuário da Lagoa dos Patos, Rio Grande do Sul, Brasil. Revista Brasileira de Biociências, 7: 231‑233. Rizzini, C. T. 1979. Tratado de Fitogeografia do Brasil: aspectos sociológicos e florísticos. EDUSP, São Paulo. 374 pp. Rodrigues, M. T. 2003. Herpetofauna da Caatinga; pp. 181‑236. In: I. R. Leal, M. Tabareli e J. M. C. Silva (Orgs.). Ecologia e Conservação da Caatinga. Recife: UFPE/Editora Universitária. Rodrigues, R. G., Machado, I. F. e Christoff, A. U. 2008. Anurofauna em área antropizada no Campus Ulbra, Canoas, Rio Grande do Sul, Brasil. Biodiversidade Pampeana PUCRS, Uruguaiana, 6(2): 39‑43. Santos, T. e R. Trevisan. 2009. Eucaliptos versus Bioma Pampa: compreendendo as diferenças entre lavouras de arbóreas e o campo nativo; pp. 299‑332. In: A. Teixeira-Filho (Org.). Lavouras de Destruição: a(im) posição do consenso. Pelotas. Santos, T. G., K. A. Kopp, M. R. Spies, R. Trevisan e S. Z. Cechin. 2008. Distribuição temporal e espacial de anuros em área de Pampa, Santa Maria, RS. Iheringia, 98: 244‑253. Santos, T. G., R. Maneyro, S. Z. Cechin e C. F. B. Haddad. 2011. Breeding habitat and natural history notes of the toad Melanophryniscus pachyrhynus (Miranda-Ribeiro, 1920) (Anura: Bufonidae) in Southern Brazil. Herpetological Bulletin, 116: 15‑18. SEAPA/RS, 2014. Plano Decenal da Secretaria da Agricultura para a Agropecuária e o Agronegócio Gaúcho. Governo do Estado do Rio Grande Do Sul: SEAPA, Porto Alegre. Soares, M. L., S. Iop e T. G. Santos. 2012. Expansion of the geographical distribution of Trachycephalus typhonius (Linnaeus, 1758) (Anura: Hylidae): First record for the state of Rio Grande do Sul, Brazil. CheckList, 8: 817‑818. Souza-Filho, G. A. e C. E. Conte. 2010. Anfíbios de uma área de Campo da Depressão Central do Rio Grande do Sul, Brasil. Arquivos do Museu Nacional, 68: 125‑134. Steinbach-Padilha, G. C. 2008. A new species of Melanophryniscus (Anura, Bufonidae) from the Campos Gerais region of Southern Brazil. Phyllomedusa, 7(2): 99‑108. Strüssmann, C., R. A. K. Ribeiro, V. L. Ferreira e A. F. Beda. 2007. Herpetofauna do Pantanal Brasileiro; pp. 66‑84. In: L. Nascimento e M. E. Oliveira (Org.). Herpetologia no Brasil II. Belo Horizonte: Sociedade Brasileira de Herpetologia. Subirá, R. J., E. C. F. Souza, C. E. Guidorizzi, M. P. Almeida, J. D. Almeida e D. S. Martins. 2013. Avaliação Científica do Risco de Extinção da

Fauna Brasileira – Resultados Alcançados em 2012. Biodiversidade Brasileira, 2(2): 17‑24. Suertegaray, D. M. A. e L. A. P. Silva. 2009. Tchê Pampa: histórias da natureza gaúcha; pp. 41‑59. In: V. D. Pillar, S. C. Müller, Z. M. S. Castilhos e A. V. A. Jacques (Eds.). Campos Sulinos, conservação e uso sustentável da biodiversidade. MMA, Brasília, DF. Townsend, C. R., M. Begon e J. L. Harper. 2010. Fundamentos em ecologia. Editora Artmed, São Paulo. Trindade, A. de O., S. V. de Oliveira e L. H. Cappellari. 2010. Anfíbios Anuros de uma área da Serra do Sudeste, Rio Grande do Sul (Caçapava do Sul). Biodiversidade Pampeana, 8(1): 19‑24. Vélez, E., L. Chomenko, W. Schaffer e M. Madeira. 2009. Um panorama sobre as iniciativas de conservação dos Campos Sulinos. pp. 356‑379. In: V. D. Pillar, S. C. Müller, Z. M. S. Castilhos e A. V. A. Jacques (Eds.). Campos Sulinos, conservação e uso sustentável da biodiversidade. MMA, Brasília, DF. Veloso, H. P. 1966. Atlas Florestal do Brasil. Ministério da Agricultura, Rio de Janeiro. 82 pp. White, R. P., S. Murray e M. Rohweder. 2000. Pilot Anlysis of Global Ecossystems Grassland Ecosystems. Published by World Resource Institute, Washington, DC. Disponível em: <www.wri.org/wr2000>. WWF. Terrestrial Ecoregions of the World. 2001. Acessado em: jun. 2014. Disponível em: <www.worldwildlife.org/science/ecoregions/terrestrial. cfm>. Zank, C., F. G. Becker, M. Abadie, D. Baldo, R. Maneyro e M. Borges-Martins. 2014. Climate Change and the Distribution of Neotropical Red-Bellied Toads (Melanophryniscus, Anura, Amphibia): How to Prioritize Species and Populations? PLoS ONE 9(4): e94625. Zank, C., I. L. Kaefer, P. Colombo, R. Lingnau, A. P. Santos Jr., C. Both, F. M. D’Agostini, R. C. Santos e S. Z. Cechin. 2008. Amphibia, Anura, Leptodactylidae, Leptodactylus furnarius: rediscovery and distribution extension in the state of Rio Grande do Sul, Brazil. Check List, 4: 89‑91. Zank, C., P. Colombo, G. B. Adams, D. F. N. B. Rocha e M. Borges-Martins. 2013. New country record and geographic distribution map for the San Martin red-bellied toad Melanophryniscus sanmartini Klappenbach, 1968 (Amphibia, Bufonidae). Herpetology Notes, 6: 555‑557.

Hypsiboas boans, Porto Velho, RO. Foto: Diego Meneghelli.

Herpetologia Brasileira - Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014

Notas de História Natural

Trachycephalus typhonius (Hylidae, Lophiohylini): Necrophilia and brief comments on amplectant behavior Dagmar Lilian de Moura1,*, Daniel Loebmann1 Universidade Federal do Rio Grande (FURG), Instituto de Ciências Biológicas, Laboratório de Vertebrados Ectotérmicos. Avenida Itália, km 8, Carreiros, CEP 96203‑900, Rio Grande, RS, Brazil. * Corresponding author: contato@danielloebmann.com 1

As currently recognized the tribe Lophiohylini Miranda-Ribeiro, 1926 is composed of nine genera and 65 species (Frost, 2014). Among species of this tribe the Veined Treefrog Trachycephalus typhonius (Linnaeus, 1758) is widely distributed, occurring from southern Mexico to northern Argentina (La Marca et al., 2010). The species is a typically explosive breeder, and it is common to observe many individuals aggregating at breeding sites after heavy rains (Prado et al., 2005; Rodrigues et al., 2005; Loebmann, 2013). Males and females can be found in lentic water bodies where they mate and lay eggs. Their

exotrophic tadpoles develop at the same site (Haddad and Prado, 2005; Prado et al., 2005, Vieira et al., 2009). Necrophilia, also known as Davian behavior or necrogamy, has been reported frequently for anurans in the recent years, generally during explosive reproductive events, when one or more males drowns a female accidentally during mating (e.g., Bettaso et al., 2008; Sinovas, 2009; Brito et al., 2012; Izzo et al., 2012). The amplexus, i.e. the behavior of males embracing females during mating, varies considerably among species both morphologically and phylogenetically (see review in Duellman &

Figure 1. A‑C) Three amplected pairs of Trachycephalus typhonius. In all situations, note males in axillary amplexus with two fingers on the forelimbs. D) A male of T. typhonius amplected with a dead female, characterizing a case of necrophilia. All observations were conducted at the municipality of Ubajara, state of Ceará, northeastern Brazil.

Herpetologia Brasileira - Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014

Notas de História Natural

Trueb, 1994). Axillary amplexus is clearly the most common mating position in anurans (Haddad et al., 2013). Therefore, it is reasonable to expect variation of this behavior among distinct lineages. Herein, we report a case of necrophilia in T. typhonius, after an event of explosive reproduction in the Caatinga domain in Brazil. Additionally, we provide brief comments on axillary amplexus behavior. On 22 January 2008 at 22:00 h, one of us (D. Loebmann) observed a multi-species explosive breeding event in a temporary pond in Ubajara, state of Ceará, northeastern Brazil (03º51’08.2”S; 40º56’16.7”W; 845 m above sea level; DATUM= WGS84). Besides T. typhonius, five other species were breeding simultaneously: Leptodactylus macrosternum, Dendropsophus soaresi, Physalaemus cuvieri, Rhinella granulosa, and Dendropsophus minutus. Among mating individuals of T. typhonius it was possible to observe that all males used axillary amplexus. The individuals observed (n = 5) positioned only two fingers in the axillary region and the other two on the forelimbs (Figure 1A‑C). Similar behavior was previously observed in other genera, such as Litoria (Hylidae), Chiromantis (Rhacophoridae), and Pristimantis (Craugastoridae) (Duellman and Trueb, 1994). Although no phylogenetic pattern is associated with this behavior, all cases correspond to taxa with expanded digital discs on the fingers, suggesting that this behavior may be related to this morphological constraint. On the same night, a male T. typhonius was found amplexing a dead female (Figure 1D), characterizing a Davian behavior. The female was already presenting some degree of putrefaction, suggesting that its death occurred on the previous night. To our knowledge, this is the first report of necrophilia for a species of Lophiohylini. Necrophilia has been considered a behavioral mistake (Costa et al., 2010). However, Davian behavior may be surprisingly functional in anurans (Izzo et al., 2012), since most species have external fertilization. Unfortunately, we are unable to confirm that the male of T. typhonius that embraced the dead female had successfully fertilized her oocytes. This report contributes to the knowledge on the reproductive behavior of T. typhonius.

REFERENCES Bettaso, J., A. Haggarty and E. Russel. 2008. Rana boylii (Foothill Yellow-legged Frog). Necrogamy. Herpetological Review, 39: 462. Brito, L.B.M., I. R. Joventino, S. C. Ribeiro and P. Gascon. 2012. Necrophiliac behavior in the “cururu” toad, Rhinella jimi Steuvax, 2002, (Anura, Bufonidae) from Northeastern Brazil. North-Western Journal of Zoology, 8: 365‑366. Costa, H.C., E. T. Silva, P. S. Campos, M. P. C. Oliveira, A. V. Nunes and P. S. Santos. 2010. The Corpse Bride: a case of Davian Behavior in the Green Ameiva (Ameiva ameiva) in southeastern Brazil. Herpetology Notes, 3: 79‑83. Duellman, W.E. and L. Trueb. 1994. Biology of Amphibians. The Johns Hopkins University Press. Baltimore. Frost, D. R. 2014. Amphibian Species of the World: an Online Reference, v. 6.0. July 05, 2014, http://research.amnh.org/herpetology/amphibia/index.html. Haddad, C.F.B. and C. P. A. Prado. 2005. Reproductive modes in frogs and their unexpected diversity in the Atlantic forest of Brazil. Bioscience, 55: 207‑217. Haddad, C.F.B., L. F. Toledo, C. A. P. Prado, D. Loebmann, J. L. Gasparini and I. Sazima. 2013. Guia dos Anfíbios da Mata Atlântica: Diversidade e Biologia / Guide to the Amphibians of the Atlantic Forest: Diversity and Biology. Anolis Books. São Paulo. Izzo, T.J., D. J. Rodrigues, M. Menin, A. P. Lima and W. E. Magnusson. 2012. Functional necrophilia: a profitable anuran reproductive strategy? Journal of Natural History, 46: 2961–2967. La Marca, E., C. Azevedo-Ramos, N. Scott, L. Aquino, D. Silvano, L. A. Coloma, S. Ron, J. Faivovich, G. Santos-Barrera, F. Solís, R. Ibáñez, F. Bolaños, L. D. Wilson and J. Hardy. 2010. Trachycephalus venulosus. IUCN Red List of Threatened Species. International Union for the Conservation of Nature. June, 29th, 2014. www.iucnredlist.org/details/55824/0. Loebmann, D. 2013. A record of Trachycephalus typhonius (Linnaeus, 1758) preying upon Dendropsophus soaresi (Caramaschi and Jim, 1983) (Anura, Hylidae). Herpetology Notes, 6: 275‑276. Prado, C.P.A., M. Uetanabaro and C. F. B. Haddad. 2005. Breeding activity patterns, reproductive modes, and habitat use by anurans (Amphibia) in a seasonal environment in the Pantanal, Brazil. Amphibia-Reptilia, 26: 211‑221. Rodrigues, D.J., M. Uetanabaro and F. S. Lopes. 2005. Reproductive patterns of Trachycephalus venulosus (Laurenti, 1768) and Scinax fuscovarius (Lutz, 1925) from the Cerrado, Central Brazil. Journal of Natural History, 39: 3217–3226. Sinovas, P. 2009. Bombina variegata (Yellow Fire-bellied Toad). Mating behavior. Herpetological Review, 40: 199. Vieira, W.L.S., G. G. Santana and C. Arzabe. 2009. Diversity of reproductive modes in anurans communities in the Caatinga (dryland) of northeastern Brazil. Biodiversity and Conservation, 18: 55‑66.

Micrurus surinamensis, Porto Velho, RO. Foto: Diego Meneghelli.

Herpetologia Brasileira - Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014

Instruções para Autores INSTRUÇÕES GERAIS

Apêndices, tabelas, legendas das figuras

Para sugerir informação ou temas a serem incluídos nas seções de Notícias, Trabalhos Recentes e Mudanças Taxonômicas, entre em contato com os Editores responsáveis da seção correspondente.

Esses itens devem ser organizados em sequência, depois das Referências Bibliografias.

Para todas as outras seções, os manuscritos devem ser submetidos via correio eletrônico para os Editores indicados para cada seção (ver Corpo Editorial). Os artigos devem ser escritos somente em português, exceto para as seções de História Natural e Métodos, que também publicarão contribuições em inglês. Todos os artigos devem incluir o título, os autores com filiação, o corpo do texto, os agradecimentos e a lista de referências bibliográficas. Os manuscritos em inglês que não atingirem o nível de gramática e ortografia semelhante ao de uma pessoa nativa de pais de língua inglesa serão devolvidos para correção ou tradução para português.

Apêndices Os apêndices devem ser numerados usando números romanos na mesma sequência em que aparecem no texto. Por exemplo, Apêndice I: Espécimes Examinados. Tabelas As tabelas devem ser numeradas na mesma sequência em que aparecem no texto. Devem ser formatadas com linhas horizontais e sem linhas verticais.

Referências Bibliográficas

Figuras

As citações no texto devem ser organizadas primeiro em ordem cronológica e segundo em ordem alfabética, de acordo com o seguinte formato: Silva (1998)…, Silva (1999: 14‑20)…, Silva (1998: figs. 1, 2)…, Silva (1998a, b)…, Silva e Oliveira (1998)…, (Silva e Oliveira, 1998a, b; Adams, 2000)…, (H. R. Silva, com. pess.)…, e Silva et al. (1998) para mais de dois autores.

As figuras devem ser numeradas na mesma sequência em que aparecem no texto. As legendas devem incluir informação suficiente para que sejam entendidas sem que seja necessária a leitura do corpo do texto. Figuras compostas devem ser submetidas como um arquivo único. Cada parte de uma figura composta deve ser identificada (preferencialmente com letra maiúscula Arial de tamanho 8‑12 pontos) e descrita na legenda. As figuras devem ser submetidas em arquivos separados de alta resolução (300 dpi e tamanho de impressão de pelo menos 18 cm de largura) em formato JPG ou EPS.

A seção de Referências Bibliográficas deve ser organizada primeiro em ordem alfabética e, em seguida, em ordem cronológica, de acordo com o seguinte formato: Artigo de revista: Silva, H. R., H. Oliveira e S. Rangel. Ano. Título. Nome completo da revista, 00:000‑000. Livro: Silva, H. R. Ano. Título. Editora, Lugar, 000 pp. Capítulo em livro: Silva, H. R. Ano. Título do capítulo; pp. 000‑000. In: H. Oliveira, e S. Rangel (Eds.), Título do Livro. Editora, local. Dissertações e teses: Silva, H. R. Ano. Título. Tese de doutorado ou Dissertação de mestrado, Universidade, local, 000 pp. Página de Internet: Silva, H. R. Data da página. Título da seção ou página particular. Título da página geral. Data da consulta, URL.

Instruções especiais para Notas de História Natural No corpo do texto, os autores devem indicar claramente a relevância da observação descrita. O uso de figuras deve ser encorajado. O título deve iniciar com a espécie alvo da nota, seguida pela posição taxonômica e pelo assunto (incluindo a identidade do predador, parasita etc., ao menor nível taxonômico possível). Veja exemplos neste número.