Herpetologia Brasileria - 2014 - 03 by Herpetologia Brasileira SBH

Volume 3 - NĂşmero 3 - Novembro de 2014

ISSN: 2316-4670

Informações Gerais A revista eletrônica Herpetologia Brasileira é quadrimestral (com números em março, julho e novembro) e publica textos sobre assuntos de interesse para a comunidade herpetológica brasileira. Ela é disponibilizada apenas online, na página da Sociedade Brasileira de Herpetologia; ou seja, não há versão impressa em gráfica. Entretanto, qualquer associado pode imprimir este arquivo. Seções Notícias da Sociedade Brasileira de Herpetologia: Esta seção apresenta informações diversas sobre a SBH e é de responsabilidade da diretoria da Sociedade. Notícias Herpetológicas Gerais: Esta seção apresenta informações e avisos sobre os eventos, cursos, concursos, fontes de financiamento, bolsas, projetos, etc., de interesse para nossa comunidade. Notícias de Conservação: Esta seção apresenta informações e avisos sobre a conservação da herpetofauna brasileira ou de fatos de interesse para nossa comunidade. Dissertações & Teses: Esta seção apresenta as informações sobre as dissertações e teses sobre qualquer aspecto da herpetologia brasileira defendidas no período. Resenhas: Esta seção apresenta textos que resumem e avaliam o conteúdo de livros de interesse para nossa comunidade. Trabalhos Recentes: Esta seção apresenta resumos breves de trabalhos publicados recentemente sobre espécies brasileiras, ou sobre outros assuntos de interesse para a nossa comunidade, preferencialmente em revistas de outras áreas. Mudanças Taxonômicas: Esta seção apresenta uma lista descritiva das mudanças na taxonomia da herpetofauna brasileira, incluindo novas espécies e táxons maiores, novos sinônimos, novas combinações e rearranjos maiores. Métodos em Herpetologia: Esta seção apresenta descrições e estudos empíricos relacionados aos diversos métodos de coleta e análise de dados, representando a multidisciplinaridade da herpetologia moderna. Ensaios & Opiniões: Esta seção apresenta ensaios históricos e biográficos, opiniões sobre assuntos de interesse em herpetologia, descrições de instituições, grupos de pesquisa, programas de pós-graduação, etc. Notas de História Natural: Esta seção apresenta artigos curtos que, preferencialmente, resultam de observações de campo, de natureza fortuita, realizadas no Brasil ou sobre espécies que ocorrem no país. Os artigos não devem versar sobre (1) novos registros ou extensões de área de distribuição, (2) observações realizadas em cativeiro ou (3) aberrações morfológicas. Obituários: Esta seção apresenta artigos avisando sobre o falecimento recente de um membro da comunidade herpetológica brasileira ou internacional, contendo uma descrição de sua contribuição para a herpetologia.

Editores Gerais: Taran Grant Marcio Martins Notícias da SBH: Fausto Barbo Giovanna G. Montingelli Notícias Herpetológicas Gerais: Cinthia Aguirre Brasileiro Paulo Bernarde Notícias de Conservação: Luis Fernando Marin Débora Silvano Yeda Bataus Dissertações & Teses: Giovanna G. Montingelli Resenhas: José P. Pombal Jr. (anfíbios) Renato Bérnils (répteis) Carlos Jared Trabalhos Recentes: Ermelinda Oliveira Fernando Gomes João Alexandrino Reuber Brandão José A. Langone (anfíbios) Mudanças Taxonômicas: Paulo C. A. Garcia (anfíbios) Camila Both Métodos em Herpetologia: Denis Andrade Felipe Grazziotin Felipe Toledo Julio C. Moura-Leite Ensaios & Opiniões: Luciana Nascimento Teresa Cristina Ávila-Pires Cynthia Prado Notas de História Natural: Marcelo Menin Marcio Borges-Martins Mirco Solé Paula Valdujo Ricardo Sawaya Francisco L. Franco Obituários: Marinus Hoogmoed Magno Segalla Contato para Publicidade:

Sociedade Brasileira de Herpetologia www.sbherpetologia.org.br Presidente: Marcio Martins 1º Secretário: Fausto Erritto Barbo 2º Secretário: Thais Barreto Guedes 1º Tesoureiro: Vivian Carlos Trevine 2º Tesoureiro: Rachel Montesinos Conselho: Taran Grant, José Perez Pombal Júnior, Magno Vicente Segalla, Ulisses Caramaschi, Teresa Cristina Ávila-Pires. © Sociedade Brasileira de Herpetologia Diagramação: Airton de Almeida Cruz Foto da Capa: Cruziohyla craspedopus, Porto Velho, RO. Foto: Diego Meneghelli.

ÍNDICE Notícias da Sociedade Brasileira de Herpetologia...................................

Notícias Herpetológicas Gerais.............................................................................

Notícias de Conservação.............................................................................................

Dissertações & Teses.....................................................................................................

Resenhas................................................................................................................................

Trabalhos Recentes........................................................................................................

Mudanças Taxonômicas..............................................................................................

Notas de História Natural.........................................................................................

Marcio Borges-Martins (UFRS) fotografando um indivíduo de Melanophryniscus admirabilis no campo. Foto: Ivan Borel.

Notícias da Sociedade Brasileira de Herpetologia

SBH e Instituto Butantan realizaram simpósio dezembro Nos dias 13 e 14 de dezembro de 2014 aconteceu o simpósio da SBH “Diversidade, Sistemática e Biogeografia de Anfíbios e Répteis Brasileiros”, no auditório do Museu Biológico do Instituto Butantan. O simpósio foi dirigido a alunos de graduação, pós-graduação e profissionais. O objetivo foi fornecer uma visão ampla sobre os assuntos tratados, por meio de palestras proferidas por especialistas, bem como uma mesa redonda sobre mudanças taxonômicas. O simpósio foi oferecido pela SBH em parceria com o Museu Biológico do Instituto Butantan. Os seguintes pesquisadores proferiram palestras durante o simpósio: Renato Bérnils (UFES), Ulisses Caramaschi (Museu Nacional), Julián Faivovich (Museo Argentino de Ciencias Naturales), Taran Grant (IB‑USP), Felipe Grazziotin (MZUSP), Flávio Molina (MZUSP), Cristiano Nogueira (MZUSP), Síria Ribeiro (UFOPA), Ricardo Sawaya (UNIFESP) e Paula Valdujo (WWF‑Brasil). Anunciado o 7o Congresso Brasileiro de Herpetologia O 7o Congresso Brasileiro de Herpetologia será realizado entre 7 e 11 de setembro de 2015, em Gramado, RS. O evento será organizado pela Universidade Federal do Rio Grande do Sul, Pontifícia Universidade Católica do Rio Grande do Sul e pela Universidade do Vale do Rio dos Sinos, em parceria com a SBH. A programação será diversificada. Estão previstos 8 conferências, 16 Simpósios e 8 Palestras, além de Minicursos, Sessões de Apresentação Oral, Sessões de Pôsteres e Fóruns. Já estão confirmadas conferências de Darrel Frost (Museu Americano de História Natural), Jack Sites (Universidade Brigham Young) e Peter Narins (Universidade da Califórnia em Los Angeles). O evento ocorrerá no Centro de Eventos da Fundação de Apoio da Universidade Federal do Rio Grande do Sul, na bela cidade de Gramado. O período para submissão de propostas de simpósios vai de 18 de novembro de 2014 a 15 de janeiro de 2015. Já o período para submissão de resumos se inicia em 1o de janeiro e se estende até 15 de março de 2015.

Bothrops bilineatus, Porto Velho, RO, Brasil. Foto: Diego Meneghelli.

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Notícias Herpetológicas Gerais

2015 Evolution Conference O evento é organizado pela Society for Study of Evolution (SSE), the Society of Systematic Biologist (SSB) and American Society of Naturalist (ASN) e será realizado entre 26 e 30 de Junho de 2015 no Casa Grande Hotel Resort em Guarujá, SP, Brasil. São esperados 1.500 participantes! O início do período de inscrições está previsto para janeiro de 2015. Maiores informações no site do evento: http://evolution2015.org ou http:// sbg.com.br/evolution2015.

2015 Joint Meeting of Ichthyologists and Herpetologists Este evento inclui as principais sociedades de herpetologia e ictiologia dos Estados Unidos (American Elasmobranch Society, Society for the Study of Amphibians and Reptiles, Herpetologists’ League, e American Society of Ichthyologists and Herpetologists) e, em 2015, será realizado entre 15 e 19 de julho em Reno, Nevada, Estados Unidos. A submissão de resumos está programada para março. Maiores informações no site do evento: www.dce.k-state.edu/conf/jointmeeting.

Animal Behavior Society 52nd Annual Conference Este evento será realizado entre 10 e 14 de junho de 2015 em Achorage, Alaska. Veja as informações no site do evento: http://abs2015.org.

Mabuya frenata, Jalapão, TO. Foto: Marcio Martins.

Hypsiboas pulchellus. Foto: C. Bardier.

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Notícias Herpetológicas Gerais

52nd Annual Meeting of the Association for Tropical Biology and Conservation O congresso da ATBC 2015 ocorrerá entre 12 e 16 de junho de 2015 em Honolulu, Havaí. O prazo para envio dos resumos termina em 12 de fevereiro. Maiores informações no site do evento: http://atbc2015.org.

2015 Behaviour Este evento inclui as seguintes sociedades: The International Ethological Conference (IEC), Australasian Society for the Study of Animal Behaviour (ASSAB) e Australasian Evolution Society (AES). Em 2015, este importante congresso ocorrerá entre 9 a 14 de agosto de 2015 em Cairns, Austrália. Os autores poderão submeter trabalhos até o dia 15 de marco de 2015. Veja as informações no site do evento: www.behaviour2015.org.

Rhinella mirandaribeiroi, Jalapão, TO. Foto: Marcio Martins.

Phyllomedusa tarsius, Guyana. Foto: Daniel Velho.

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Notícias de Conservação

Concluída a avaliação do estado de conservação dos lagartos e anfisbênias do Brasil O processo de avaliação do estado de conservação da fauna brasileira é coordenado pelo Instituto Chico Mendes de Conservação da Biodiversidade (ICMBio) e o processo de avaliação da herpetofauna está sob a coordenação do Centro Nacional de Pesquisa e Conservação de Répteis e Anfíbios (RAN/ICMBio), que tem como Ponto focal a Analista Ambiental, Yeda Bataus. Para o processo de avaliação dos Lagartos e Anfisbênias o RAN/ICMBio conta com a participação do Dr. Guarino Rinaldi Colli, professor da Universidade de Brasília (UnB), como Coordenador do táxon. O ponto forte do processo é a participação da comunidade científica em todas as etapas, garantindo a qualidade e a legitimidade do processo. A avaliação dos lagartos e anfisbênias foi dividida em duas oficinas, realizadas na ACADEBIO/ICMBio (Iperó, SP), uma em outubro de 2013 e outra em agosto de 2014. Participaram, ao todo, 29 avaliadores, representando 21 instituições de ensino/pesquisa, empresa privada e órgão ambiental municipal: UFC, UFRN, UCSAL, UERJ, UnB, UFRGS, UFMS, UFRPE,

UFF, UFSE, USP, URCA, UFAL, UFOPA, MUZUSP, INPA, MPEG, MN/UFRJ, PARNA CATIMBAU/ICMBio, RAN/CIMBio e Prefeitura do Balneário de Pinhal. Na primeira oficina, foram avaliadas 158 espécies de lagartos e, na segunda, mais 92 lagartos e 68 anfisbênias, totalizando 318 espécies. Do total de lagartos (250 espécies), quatro foram categorizadas como Criticamente em perigo (CR), 25 Em perigo (EN), nove Vulnerável (VU), três Quase ameaçadas (NT), 21 Dados insuficientes (DD) e 188 Menos preocupantes (LC). Do total de anfisbênias (68 espécies), uma foi categorizada como Criticamente em perigo (CR), seis Em perigo (EN), duas Vulnerável (VU), quatro Quase ameaçadas (NT), 12 Dados insuficientes (DD) e 43 Menos preocupantes (LC). Doze espécies, que constam na lista da Sociedade Brasileira de Herpetologia (SBH) não entraram no resultado, pois não há registros para o Brasil ou foram sinonimizadas. Observa-se que 38 espécies de lagartos foram avaliadas como ameaçadas de extinção, contra as nove presentes na atual Lista Oficial da Fauna Brasileira Ameaçada de Extinção (IN 03/03‑MMA), ou seja, quadruplicou o número de lagartos ameaçados de extinção. Esta foi a primeira vez que as anfisbênias foram avaliadas.

Participantes da I Oficina de avaliação do estado de conservação dos lagartos e anfisbênias, no Brasil. ACADEBIO, Iperó, SP, de 18 a 22 de agosto de 2014. Foto: acervo RAN.

Participantes da II Oficina de avaliação do estado de conservação dos lagartos e anfisbênias, no Brasil. ACADEBIO, Iperó, SP, de 18 a 22 de agosto de 2014. Foto: acervo RAN.

De modo geral, a maior ameaça às espécies é a perda de área e da qualidade de hábitat. Essas avaliações foram validadas em oficina ocorrida em Natal, entre 24 e 28 de novembro de 2014, sob a responsabilidade da Coordenação Geral de Manejo para Conservação/ICMBio. O próximo passo é a publicação da lista das espécies ameaçadas, cuja competência é do Ministério do Meio Ambiente. Livro Vermelho da Flora do Brasil traz informações relevantes para a conservação de anfíbios O Brasil, como membro signatário da Convenção da Biodiversidade (CDB), assumiu o compromisso de avaliar até 2014 sua fauna e flora. Coube ao Instituto Chico Mendes de Conservação da Biodiversidade (ICMBio/MMA) supervisionar a avaliação do estado de conservação da fauna e ao Instituto de Pesquisa Jardim Botânico do Rio de Janeiro (JBRJ/MMA), a da flora; os centros especializados dos institutos coordenam seus respectivos processos. Tanto a avaliação da flora como da fauna utilizam o método da IUCN para proceder às avaliações, e os centros contam com a participação em massa da comunidade científica nacional e estrangeira para a realização desse trabalho. A avaliação da flora foi finalizada em 2013 e a da fauna será concluída no final de 2014. O Jardim Botânico do Rio de Janeiro conta com o Centro Nacional de Conservação da Flora (CNCFlora) para coordenar o processo de avaliação das plantas no país. O Brasil possui a ﬂora mais rica do mundo, com 43.448 espécies de plantas vasculares documentadas e uma ﬂora estimada em cerca de 56.000 espécies. Considerando-se que atualmente estima-se que existam cerca de 380 mil espécies no mundo, aproximadamente 15% dessa diversidade encontram-se no Brasil. Após avaliação da flora brasileira foi publicado o primeiro Livro Vermelho da Flora do Brasil, contendo informações sobre o processo, metodologia e resultados. Nos resultados, observa-se que dentre as plantas vasculares, as pteridófitas são as que têm o maior número de espécies ameaçadas enquanto que a família

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Notícias de Conservação

Espécie de anfíbio ajuda a impedir construção de hidrelétrica

Bromeliaceae é a que tem o maior número de espécies Criticamente em perigo (CR) e é a segunda em categoria de ameaça de modo geral. O bioma Mata Atlântica é o que tem o maior número de espécies ameaçadas, seguido pelo Cerrado. A maioria das espécies classificadas como ameaçadas o foram devido a perda e a degradação de hábitat, principalmente em decorrência da agricultura, implantação de infraestrutura e ação do fogo. O livro e detalhes sobre a avaliação da flora brasileira estão disponíveis na página do CNCFlora. Vale ressaltar que o resultado da avaliação da flora no Brasil é também importante instrumento para subsidiar a avaliação da fauna, pois a partir do estado de conservação de uma determinada planta, pode-se inferir o estado de conservação de uma espécie animal, caso estejam estritamente relacionadas. Por exemplo, no caso da herpetofauna, é possível inferir o estado de conservação das espécies bromelígenas a partir de informações sobre o estado de conservação das bromélias, como é o caso do anfíbio anuro Scinax belloni, que possui todo seu ciclo de vida em bromélias do gênero Alcantarea, muitas delas ameaçadas de extinção, como Alcantarea ben‑ zingii e Alcantarea vinicolor. É preciso estabelecer um elo entre esses conhecimentos para garantir que as ações de conservação adotadas por todos os setores do governo, pela iniciativa privada e pela sociedade tenham como base as melhores informações científicas disponíveis.

Muito provavelmente pela primeira vez no Brasil, uma espécie de sapo ajudou a vencer a luta do meio ambiente contra o desenvolvimento insustentável. Em meados de 2014, a Fundação Estadual de Proteção Ambiental do Estado do Rio Grande do Sul (FEPAM‑RS) negou a licença de instalação da Pequena Central Hidrelétrica (PCH) Perau de Janeiro, baseada em grande parte nas ameaças que o empreendimento poderia causar sobre a única população conhecida do sapinho-de-barriga-vermelha, Melanophryniscus admirabilis. Em 2010, a Cooperativa de Geração e Distribuição de Energia Fontana Xavier (CERFOX) obteve a licença prévia para construir a PCH na bacia do rio Taquari-Antas, em uma região de nascentes, entre os municípios de Arvorezinha e Soledade. Esse região está inserida na área de abrangência do Plano de Ação Nacional para Conservação dos Anfíbios e Répteis Ameaçados da Região Sul do Brasil (PAN Herpetofauna do Sul) e o sapinho em questão é uma das espécies beneficiadas por este Plano. Trata-se de uma espécie recentemente descrita (2006), endêmica de apenas 700 metros das margens pedregosas e florestadas do rio Forqueta e que recentemente foi considerada Criticamente em perigo (CR) na avaliação nacional de estado de conservação da fauna brasileira e na avaliação global da IUCN (www.redlist.org). A partir de 2011, após a constatação de que a instalação do empreendimento poderia levar a espécie à extinção, o Laboratório de Herpetologia da Universidade Federal do Rio Grande do Sul começou a realizar estudos específicos sobre a espécie, em projeto financiado pela Fundação O Boticário de Proteção à Natureza. Com o passar do tempo, outras instituições, incluindo a ONG Instituto Curicaca e o RAN/ ICMBio, posicionaram-se e manifestaram-se contra a instalação da hidrelétrica, subsidiando a FEPAM‑RS a não licenciar a PCH em área tão relevante à conservação da biodiversidade. Outro agente importante nesse processo foi o Ministério Público Estadual, através da Promotoria de Justiça de Arvorezinha (também amparada por informações técnicas), que instou a

Sapinho-verde-de-barriga-vermelha, Melanophrynis‑ cus admirabilis. Foto: Ivan B. Amaral.

empresa a não executar a obra sem a respectiva licença ambiental. O resultado desse episódio foi positivo não só para esse sapinho carismático, mas para toda a biodiversidade presente nesse frágil ecossistema (mata de Araucárias, bioma Mata Atlântica). Essa vitória só foi possível graças a ações bem articuladas, calcadas em conhecimento científico, mostrando claramente a importância dos Planos de Ação Nacionais como política de governo e, principalmente, da articulação entre os parceiros. Esta vitória inédita pode motivar outros grupos que trabalham com conservação da herpetofauna brasileira, além de poder servir de exemplo para futuras decisões de órgãos licenciadores. Mais informações sobre este assunto e sobre a forma de atuação da equipe podem ser encontradas aqui. Publicada nova lista vermelha da fauna do Rio Grande do Sul Depois de um ano de espera e muita pressão da comunidade científica (incluindo uma petição online com quase 2.000 assinaturas), finalmente foi publicada no Diário Oficial a Lista de Espécies da Fauna Silvestre Ameaçada de Extinção no Estado do Rio Grande do Sul. A elaboração da nova lista envolveu a participação de 275 pesquisadores, que avaliaram todas as espécies conhecidas para o Estado até julho de 2013. Na nova publicação, foram consideradas ameaçadas 16 espécies de anfíbios (cinco consideradas Criticamente em perigo, dez Em perigo e uma Vulnerável) e 12 de répteis (duas consideradas Criticamente em perigo, cinco Em perigo e cinco Vulneráveis). Além disso, outras quatro espécies de anfíbios e duas de répteis foram consideradas Quase ameaçadas (NT),

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Notícias de Conservação

Na nova lista do Rio Grande do Sul, Itapotihyla langs‑ dorffii é listada como Criticamente em Perigo de extinção no estado. Foto: Luis Fernando Marin da Fonte.

enquanto que outras 14 espécies de anfíbios e 19 de répteis foram listadas como Dados insuficientes (DD). A lista completa, estabelecida pelo Decreto Estadual número 51.797 do dia 8 de setembro de 2014, pode ser acessada aqui. Estudo propõe política pública para preservação da Mata Atlântica Um recente estudo publicado na revista Science (v. 345, p. 1041‑1045, 29 de agosto de 2014) pela pesquisadora brasileira Cristina Banks-Leite (do Imperial College, Londres, Inglaterra) e colaboradores mostra que políticas públicas relativamente baratas poderiam ajudar a preservar a Mata Atlântica, um dos biomas mais destruídos do Brasil. A ideia proposta é pagar os proprietários de zonas rurais para que preservem zonas específicas de

A pesquisadora brasileira Cristina Banks-Leite, do Imperial College, Londres, Inglaterra.

suas terras. O que, em princípio, poderia parecer desperdício de dinheiro público, na verdade é um investimento que, no futuro, geraria economia. Além disso, a quantidade de dinheiro envolvida nos três primeiros anos do projeto seria menos de 0,01% do PIB brasileiro (ou cerca de 6,5% do que hoje é investido em subsídios agrícolas). Nem mesmo os ruralistas teriam motivo para reclamar, uma vez que a preservação dessas áreas resultaria em um “prejuízo” de apenas 0,61% no PIB agrícola produzido nos municípios envolvidos. Por outro lado, os agricultores, além de receberem dinheiro para ajudar a preservar a floresta, seriam beneficiados pelos efeitos secundários da preservação, como melhora na qualidade da água, controle natural de pragas e incremento na atividade de animais polinizadores em suas terras. Publicadas novas diretrizes para minimizar riscos causados por espécies invasoras A Convenção sobre Diversidade Biológica da Organização das Nações Unidas publicou recentemente novas diretrizes para a prevenção e o controle de espécies invasoras. Segundo o Grupo de Especialistas de Espécies Invasoras da IUCN, espécies exóticas invasoras contribuíram para a extinção de 54% das 170 espécies animais da Lista Vermelha da IUCN cuja causa de extinção é conhecida, tendo sido consideradas as principais responsáveis pelas extinções em 20% dos casos. Ainda, segundo o Grupo, cerca de 2.000 espécies de anfíbios e répteis são atualmente comercializadas ao redor do mundo, tanto para a criação como animais de estimação como para utilização como iscas ou

A rã touro, Lithobates catesbeianus é uma das espécies exóticas que causam problemas para a fauna local de anfíbios no Brasil.

na alimentação humana. Além de predar, competir e, em alguns casos, sobrepujar espécies nativas, animais exóticos podem ser transmissores de patógenos originalmente não presentes nas áreas invadidas. As novas diretrizes podem ser acessadas aqui. Ásia provavelmente é local de origem de fungo mortal a salamandras Um novo estudo sobre o fungo Batra‑ chochytrium salamandrivorans (recentemente descoberto e que exterminou populações européias de salamandras) sugere que, aparentemente, anuros e cecílias são imunes à doença. No trabalho publicado na revista Science (v. 346, p. 630‑631, 31 de outubro de 2014), os autores combinaram experiências de patogenicidade (com 35 espécies) e análises filogenéticas (mais de 5.000 espécies de quatro continentes), para estimar o grau de ameaça dessa infeção sobre a diversidade mundial de anfíbios. Os resultados indicam que, além de o fungo ter ação restrita (mas mortal) a urodelos, sua origem muito provavelmente se deu no continente asiático (Tailândia, Vietnã e Japão), onde foi encontrada uma linhagem de salamandras que coexiste com o patógeno sem apresentar sinais clínicos da doença. Ainda segundo os autores, sua introdução no continente europeu, com resultados devastadores sobre determinadas populações nativas de salamandra da Holanda e da Bélgica, deve ter sido resultado do comércio internacional de animais. ii Simpósio Gaúcho de Herpetologia tem foco em ações de conservação Realizado entre os dias 24 e 26 de Setembro de 2014 em Porto Alegre, o II Simpósio Gaúcho de Herpetologia, organizado pelo Laboratório de Herpetologia da Universidade Federal do Rio Grande do Sul e pela ONG Instituto Curicaca, reuniu mais de 150 participantes. Além de oferecer palestras apresentando os principais grupos de pesquisa do Estado, o evento teve foco na avaliação e proposição de ações de conservação envolvendo a

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Notícias de Conservação

Participantes do II Simpósio Gaúcho de Herpetologia, realizado entre 24 e 26 de Setembro de 2014, em Porto Alegre, RS.

herpetofauna gaúcha. Mais informações, incluindo reportagens sobre os temas abordados, podem ser encontradas na página oficial do evento e aqui. Polícia Federal realiza operação de combate ao tráfico de animais No dia 17 de Novembro de 2014 a Polícia Federal (PF) deflagrou a Operação Fibra, com o objetivo de desarticular um grupo que fraudava o sistema de cadastro do IBAMA para criação amadora de Passeriformes. Apesar de a operação ter

sido focada em irregularidades envolvendo aves, existe a expectativa de que novas ações contra a criação e o tráfico ilegais de animais silvestres sejam realizadas pela PF. Apesar de a legislação brasileira permitir a compra, venda e criação de determinados táxons silvestres em circunstâncias específicas, a expansão da venda e compra através da internet (muitas vezes feita de forma ilegal) tem dificultado muito a fiscalização e a punição dos responsáveis. Atualmente, o comércio ilegal de animais já é o terceiro tipo de tráfico que mais movimenta recursos financeiros no mundo, ficando atrás apenas dos tráficos de armas e drogas. No caso dos anfíbios e

répteis (proibidos de serem comercializados em “pet shops” no Brasil desde 2001), muitos animais são ilegalmente retirados da natureza, transportados de maneira cruel e criados em espaços diminutos e sem os devidos cuidados. Além da criação como animais de estimação, muitas espécies também são traficadas para utilização de forma ilegal em pesquisas científicas e biomédicas. Mais informações sobre o assunto podem ser encontradas no site do IBAMA e denúncias podem ser feitas de forma anônima através da Linha Verde do Instituto, pelo número 0800‑618‑080 ou pelo email linhaverde.sede@ibama. gov.br

Phyllomedusa azurea, São Jorge, GO. Foto: Daniel Velho.

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Dissertações & Teses

UNIVERSIDADE COMUNITÁRIA DA REGIÃO DE CHAPECÓ – UNOCHAPECÓ

UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA “JÚLIO DE MESQUITA FILHO” – UNESP

Mestrado – 2014

Campus de Rio Claro Mestrado – 2014

Data da Defesa/Aprovação: 18 de agosto de 2014 Programa de Pós-Graduação: Ciências Ambientais Nome: Jackson Fabio Preuss Título: Ocorrência de Batrachochytrium dendrobatidis em anuros de Mata Atlântica de interior no sul do Brasil Orientador/Coorientador: Elaine M. Lucas / Luiz Felipe Toledo Data da Defesa/Aprovação: 29 de setembro de 2014 Programa de Pós-Graduação: Ciências Ambientais Nome: Guilherme dos Santos De Lucca Título: Diversidade de anfíbios anuros em áreas com influência da extração de carvão Orientador/Coorientador: Elaine M. Lucas / Jacir Dal Magro UNIVERSIDADE DE BRASÍLIA – UNB Departamento de Ecologia Mestrado – 2014 Data da Defesa/Aprovação: 28 de agosto de 2014 Programa de Pós-Graduação: Zoologia Nome: Josué Anderson de Azevedo Título: Regionalização e Eventos Biogeográficos na Herpetofauna do Cerrado Orientador/Coorientador: Cristiano de Campos Nogueira UNIVERSIDADE DE SÃO PAULO – USP Instituto de Biociências Mestrado – 2014 Data da Defesa/Aprovação: 24 de novembro de 2014 Programa de Pós-Graduação: Zoologia Nome: Natália Rizzo Friol Título: Filogenia e evolução das espécies do gênero Phrynops (Testudines, Chelidae) Orientador/Coorientador: Hussam Zaher

Data da Defesa/Aprovação: 30 de setembro de 2014 Programa de Pós-Graduação: Zoologia Nome: Natália Maria Espíndola Salles Título: Morfologia dos testículos, espermatogênese e características dos espermatozóides em espécies de Leptodactylus (Anura, Leptodactylidae) Orientador/Coorientador: Cynthia Peralta de Almeida Prado UNIVERSIDADE FEDERAL DO PARÁ – UFPA/ MUSEU PARAENSE EMILIO GOELDI – MPEG Doutorado – 2014 Data da Defesa/Aprovação: 21 de novembro de 2014 Programa de Pós-Graduação: Zoologia Título: Análise Filogenética de Leptodeira Fitzinger, 1843 e taxonomia das espécies do clado sul do complexo Leptodeira an‑ nulata/septentrionalis (Serpentes, Dipsadidae) Nome: João Carlos Lopes Costa Orientador/Coorientador: Ana Lúcia da Costa Prudente / Hussam Zaher UNIVERSIDADE FEDERAL DO RIO GRANDE DO SUL – UFRGS Instituto de Biociências Mestrado – 2014 Data da Defesa/Aprovação: 26 de agosto de 2014 Programa de Pós-Graduação: Biologia Animal Nome: Diego Janisch Alvares Título: Revisão Taxonômica de Phimophis Cope, 1860 (Serpentes, Pseudoboini) Orientador/Coorientador: Márcio Borges Martins

Vanzosaura savanicola, Cocos, BA. Foto: Reuber Brandão.

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Resenhas

Pimenta, B., D. Costa, R. Murta-Fonseca & T. Pezzuti. 2014. Anfíbios: Alvorada de Minas, Conceição do Mato Dentro, Dom Joaquim, Minas Gerais. Belo Horizonte: Bicho do Mato. 196p. + CD‑Rom A Serra do Espinhaço tem desempenhado um importante papel na história da colonização do Estado de Minas Gerais e do Brasil através da ocupação pelos bandeirantes desde os primórdios do século XVII. A descoberta de jazidas de ouro e diamante nas regiões de Ouro Preto e Diamantina, e o estabelecimento da Estrada Real como rota de comércio e escoamento dos produtos impulsionaram a colonização na região. Estes fatores atraíram durante o século XIX diversos naturalistas, como Spix, Martius, Lund, Saint-Hilaire, Reinhardt e Langsdorff, que percorreram os caminhos da Estrada Real. A presença destes naturalistas trouxe significativas contribuições, através da catalogação e descrição de diversos aspectos da flora e fauna desta região ainda inexplorada. Apesar deste histórico, os primeiros trabalhos intensivos em relação à anurofauna da região iniciaram somente em meados da década de 1950, com o início das expedições realizadas a região da Serra do Cipó principalmente pelo Prof. Werner C. A. Bokermann e pelo Prof. Ivan Sazima, que, em colaboração com outros pesquisadores, trabalharam ativamente na região durante mais de quarenta anos (e.g. Bokermann, 1956; Bokermann & Sazima, 1978; Pugliese, Pombal & Sazima, 2005). A região da Serra do Cipó compreende atualmente os municípios de Alvorada de Minas, Conceição do Mato Dentro, Congonhas do Norte, Dom Joaquim, Itabira, Itambé do Mato Dentro, Jaboticatubas, Morro do Pilar, Nova União, Santana do Riacho e Taquaraçu de Minas, possuindo duas importantes Unidades de Conservação. O Parque Nacional da Serra do Cipó se localiza na região centro-sul, abrangendo os municípios de Itambé do Mato Dentro, Morro do Pilar, Jaboticatubas e Santana do Riacho, enquanto o Parque Estadual da Serra do Intendente localiza-se na região norte, no município de Conceição do Mato Dentro. O guia “Anfíbios: Alvorada de Minas, Conceição do Mato Dentro, Dom Joaquim, Minas Gerais” traz uma importante contribuição ao conhecimento da anurofauna da região norte da Serra do Cipó, área de interesse histórico, turístico e econômico, sendo produto da iniciativa de um dos diversos estudos de licenciamento ambiental minerários que são realizados na região. O guia é ricamente ilustrado com fotos das espécies e da região estudada, sendo prefaciado pelo Professor Carlos Alberto G. Cruz do Museu Nacional, Universidade Federal do Rio de Janeiro. A introdução é clara e concisa, abordando aspectos gerais da anurofauna e da região norte da Serra do Cipó. Posteriormente, o leitor tem a oportunidade de se inteirar das características gerais relativas aos anfíbios, em que são abordados aspectos sobre a sua vocalização, reprodução e conservação, sempre correlacionando aspectos da anurofauna encontrada na região com estudos realizados em áreas próximas. Antes de apresentarem as espécies, os autores demonstram uma atenção especial aos herpetólogos iniciantes, incluindo um glossário ilustrado dos termos utilizados nas caracterizações que serão apresentadas

na descrição das espécies, o que é muito útil para quem está tendo seus primeiros contatos com a herpetologia ou para entusiastas da área. A caracterização das espécies acompanha as últimas propostas taxonômicas, sendo apresentados o nome específico com sua autoria e data, nome popular, distribuição geográfica, seguida de diagnose, comparação com espécies semelhantes que ocorrem na região, história natural e a bibliografia utilizada. A diagnose das espécies é sucinta e objetiva, sendo apresentadas as descrições dos adultos e girinos (quando presentes). Os termos anatômicos utilizados que podem gerar alguma dúvida são realçados em negrito, facilitando a associação destes com as figuras do glossário ilustrado. São apresentadas as descrições do girino de 49 das 58 espécies presentes no guia. A comparação com as espécies correlatas é sucinta e objetiva, visando uma rápida e direta diferenciação. Cabe ressaltar ainda, a cuidadosa diagnose que é apresentada para cada uma das sete espécies encontradas na região que apresentam identificação taxonômica ainda imprecisa. Somadas a todas estas informações, são apresentadas fotos que realçam as principais características do adulto e do girino. Os autores ainda têm o cuidado de incluir informações bibliográficas de referência para cada espécie figurada. O guia é finalizado com uma chave dicotômica para os adultos e girinos, muito bem trabalhada, ilustrada e de fácil utilização, sendo de grande auxílio para a identificação das espécies figuradas no guia.

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Resenhas

Além disso o guia é acompanhado por um belíssimo CD‑ROM interativo, onde as informações são muito bem apresentadas. O CD‑ROM interativo inclui as vocalizações da maior parte das espécies apresentadas no guia, de modo que o leitor possa ter uma noção de quão vasto, curioso e fascinante é o repertório acústico dos anuros. Além disso, os leitores podem ter um acesso rápido às informações através de links que direcionam ao PDF do livro e as chaves de identificação de adultos e girinos. O guia “Anfíbios: Alvorada de Minas, Conceição do Mato Dentro, Dom Joaquim, Minas Gerais” é o resultado de um cuidadoso trabalho dos autores reunindo informações sobre a anurofauna presente na região norte da Serra do Cipó, caracterizando os adultos e girinos, além de incluir um CD‑ROM interativo. Devido ao primoroso trabalho, esta publicação é de grande interesse para os entusiastas, herpetólogos iniciantes e profissionais.

Referências Bibliográficas Bokermann, W. C. A. 1956. Sobre uma nova espécie de Hyla do Estado de Minas Gerais, Brasil (Amphibia, Salientia, Hylidae). Papéis Avulsos do Departamento de Zoologia 12: 357‑362. Bokermann, W. C. A. e I. Sazima. 1978. Anfíbios da Serra do Cipó, Minas Gerais, Brasil. 4: Descrição de Phyllomedusa jandaia sp. n. (Anura, Hylidae). Revista Brasileira de Biologia 38: 927‑930. Pugliese, A. J., J. P. Pombal‑Jr. e I. Sazima. 2004. A new species of Scinax (Anura: Hylidae) from rocky montane fields of the Serra do Cipó, Southeastern Brazil. Zootaxa 688: 1‑15.

Délio Baêta UNESP, Instituto de Biociências, Departamento de Zoologia, Jacarezário. Avenida 24‑A, 1515, Bela Vista, Caixa Postal 199, CEP 13506‑900, Rio Claro, SP, Brasil. UFRJ, Museu Nacional, Departamento de Vertebrados, Herpetologia, Quinta da Boa Vista, CEP 20940‑040, Rio de Janeiro, RJ, Brasil. E‑mail: deliobaeta@gmail.com.

Chironius multiventris, Porto Velho, RO. Foto: Diego Meneghelli.

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Trabalhos Recentes

Senter, P., S. M. Harris & D. L. Kent. 2014. Phylogeny of courtship and male-male combat behavior in snakes. PLOS ONE. 9:9. DO I: 10.1371/journal. pone.0107528 Padrões comportamentais reprodutivos envolvendo corte e combate entre machos de serpentes já foram registrados em cerca de 76 espécies de cinco famílias de serpentes Boidae e Colubroidea. Contudo, este estudo parece ser o primeiro passo para elucidar a história evolutiva de padrões filogenéticos em tais comportamentos. Os autores mapearam 33 caracteres comportamentais, registrados na literatura, em um cladograma, de modo a determinar padrões filogenéticos de tais comportamentos reprodutivos. Alguns padrões filogenéticos são perceptíveis para alguns comportamentos, mas não para outros. Para comportamentos com padrões filogenéticos discerníveis, foi utilizado o registro fóssil para determinar idades mínimas para a adição de cada comportamento em cada clado. Entre outros resultados, os padrões comportamentais filogenéticos revelaram que o combate entre machos ancestrais de Boidae e Colubroidea (no Cretáceo Superior), provavelmente envolveu combates com cabeça e parte do corpo elevados, em tentativas para derrubar o oponente; assim como ferimentos por esporões e corte com fricção, em Boidae. Em Colubroidea, a corte ancestral envolveu fricção nas gulares e na cabeça ou movimentos bruscos do corpo. Vários clados de Colubroidea subsequentemente adicionaram outros comportamentos, por exemplo, movimentos ondulatórios em Natricinae e Lampropeltini. Embora ainda permaneçam muitas lacunas na história da evolução desses comportamentos reprodutivos em serpentes, este estudo pode incentivar maior atenção para o registro de observações em campo, utilização de dados disponíveis em literatura e novas análises filogenéticas.

Aplastodiscus weygoldti. Foto: José P. Pombal Jr.

D’Angiolella, A., T. Gamble, T. C. Avila-Pires, G. R. Colli, B. P. Noonan & L. J. Vitt. 2011. Anolis chrysolepis Duméril and Bibron, 1837 (Squamata: Iguanidae) revisited: Molecular phylogeny and taxonomy of the Anolis chrysolepis species group. Bulletin of the Museum of Comparative Zoology 160(2): 35‑63. A análise de um gene mitocondrial e a congruência entre dados moleculares e morfológicos realizada para todas as espécies e subespécies do grupo de Anolis christiceps, além de diversos táxons relacionados, indicou a existência de linhagens evolutivas independentes, justificando o reconhecimento das diferentes subespécies do grupo como espécies plenas. Anolis meridiona‑ lis, identificado como grupo irmão de A. tandai + A. chrysolepis, passou também a compor o grupo. Com isso, o grupo de Anolis chrysolepis é composto por Anolis bombiceps Cope 1876, A. bra‑ siliensis Vanzolini & Willians 1970, A. chrysolepis Duméril & Bibron 1837, A. meridionalis Boettger 1885, A. planiceps Troschel 1848, A. scypheus Cope 1864 e A. tandai Ávila-Pires 1995. Silva, F.R., J. P. Gibbs, & D. C. Rossa-Feres. 2011. Breeding habitat and landscape correlates of frog diversity and abundance in a tropical agricultural landscape. Wetlands 31(6): 1079‑1087. O valor de poças temporárias para a conservação de ecossistemas tropicais ainda é pouco compreendido. Neste trabalho, os autores avaliaram os efeitos de varáveis ambientais na escala local (açudes utilizados para reprodução) e regional (configuração da paisagem) sobre a riqueza e a abundância de anuros em paisagens bastante alteradas do sudeste do Brasil. De nove variáveis ambientais estudadas em 18 açudes localizados em pastagens, o hidroperíodo e a presença de vegetação explicam mais de 60% da riqueza de anfíbios, enquanto o tamanho da poça e a distância da poça de fragmentos naturais e de rodovias explicam entre 22 e 46% da abundância. Os autores concluem que variáveis locais e regionais, e a interação entre elas, são importantes forças estruturadoras das comunidades de anfíbios nas paisagens agrícolas estudadas. Assim, como uma forma de incrementar a conservação da anurofauna, os autores sugerem que os pecuaristas criem e mantenham poças temporárias com vegetação densa, que serviriam tanto como fonte da água para o gado como local de reprodução para os anfíbios.

Dactyloa punctata, Porto Velho, RO. Foto: Sérgio Muniz.

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Mudanças Taxonômicas

Répteis brasileiros: Lista de espécies Henrique Caldeira Costa1, Renato Silveira Bérnils2 Universidade Federal de Minas Gerais, Instituto de Ciências Biológicas, Departamento de Zoologia, Laboratório de Herpetologia. CEP 31270‑901. Belo Horizonte, MG. E‑mail: ccostah@gmail.com 2 Universidade Federal do Espírito Santo, Campus Litorâneo, Centro Universitário Norte do Espírito Santo, Departamento de Ciências Agrárias e Biológicas. CEP 29932‑540, São Mateus, ES. E‑mail: renatobernils@gmail.com 1

A lista a seguir inclui todas as espécies e subespécies de répteis com ocorrência conhecida para o território brasileiro (nomes em vermelho representam adições em relação à listagem de Bérnils e Costa, 2012). A nomenclatura adotada segue Carrasco et al. (2012), Grazziotin et al. (2012), Harvey et al. (2012), Hedges e Conn (2012), Nicholson et al. (2012, 2014), Ribeiro et al. (2012), Jadin et al. (2013), Pyron et al. (2013) (em partes), Hedges (2014), Hedges et al. (2014), Pyron e Wallach (2014) e Turtle Taxonomy Group (2014). A fauna de répteis do Brasil consiste de 760 espécies, mais 48 subespécies, totalizando 808 táxons, divididos em Testudines (36 spp.), Crocodylia (6 spp.) e Squamata (“Lagartos”, 260 spp. + 8 sspp.; Amphisbaenia, 72 spp.; e Serpentes, 386 spp. + 40 sspp.). RÉPTEIS (760 spp. / 808 spp. + sspp.) TESTUDINES BATSCH, 1788 (36 / 36) CHELIDAE GRAY, 1825 (20 / 20) Chelinae Gray, 1825 (18 / 18) 1. 2. 3. 4. 5. 6. 7. 8. 9. 10. 11. 12. 13. 14. 15. 16. 17. 18.

Acanthochelys macrocephala (Rhodin, Mittermeier & McMorris, 1984) Acanthochelys radiolata (Mikan, 1820) Acanthochelys spixii (Duméril & Bibron, 1835) Chelus fimbriata (Schneider, 1783) Mesoclemmys gibba (Schweigger, 1812) Mesoclemmys heliostemma (McCord, Joseph-Ouni & Lamar, 2001) Mesoclemmys hogei (Mertens, 1967) Mesoclemmys nasuta (Schweigger, 1812) Mesoclemmys perplexa Bour & Zaher, 2005 Mesoclemmys raniceps (Gray, 1856) Mesoclemmys tuberculata (Lüderwaldt, 1926) Mesoclemmys vanderhaegei (Bour, 1973) Phrynops geoffroanus (Schweigger, 1812) Phrynops hilarii (Duméril & Bibron, 1835) Phrynops tuberosus (Peters, 1870) Phrynops williamsi Rhodin & Mittermeier, 1983 Platemys p. platycephala (Schneider, 1792) Rhinemys rufipes (Spix, 1824) Hydromedusinae Baur, 1893 (2 / 2)

19.

Hydromedusa maximiliani (Mikan, 1825)

20.

Hydromedusa tectifera Cope, 1870 CHELONIIDAE OPPEL, 1811 (4 / 4) Carettinae Gray, 1825 (3 / 3)

21. 22. 23.

Caretta caretta (Linnaeus, 1758) Eretmochelys imbricata (Linnaeus, 1766) Lepidochelys olivacea (Eschscholtz, 1829) Cheloniinae Oppel, 1811 (1 / 1)

24.

Chelonia mydas (Linnaeus, 1758) DERMOCHELYIDAE FITZINGER, 1843 (1 / 1)

25.

Dermochelys coriacea (Vandelli, 1761) EMYDIDAE RAFINESQUE, 1815 (2 / 2) Deirochelyinae Agassiz, 1857 (2 / 2)

26. 27.

Trachemys adiutrix Vanzolini, 1995 Trachemys dorbigni (Duméril & Bibron, 1835) GEOEMYDIDAE THEOBALD, 1868 (1 / 1) Rhinoclemmydinae Gray, 1873 (1 / 1)

28.

Rhinoclemmys p. punctularia (Daudin, 1801) KINOSTERNIDAE AGASSIZ, 1857 (1 / 1) Kinosterninae Agassiz, 1857 (1 / 1)

29.

Kinosternon s. scorpioides (Linnaeus, 1766) PODOCNEMIDIDAE COPE, 1869 (5 / 5)

30. 31. 32. 33.

Peltocephalus dumerilianus (Schweigger, 1812) Podocnemis erythrocephala (Spix, 1824) Podocnemis expansa (Schweigger, 1812) Podocnemis sextuberculata Cornalia, 1849

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Mudanças Taxonômicas

34.

Podocnemis unifilis Troschel, 1848 TESTUDINIDAE BATSCH, 1788 (2 / 2)

35. 36.

Chelonoidis carbonarius (Spix, 1824) Chelonoidis denticulatus (Linnaeus, 1766) CROCODYLIA GMELIN, 1789 (6 / 6) ALLIGATORIDAE CUVIER, 1807 (6 / 6) Caimaninae Norell, 1988 (6 / 6)

37. 38. 39. 40. 41. 42.

Caiman c. crocodilus (Linnaeus, 1758) Caiman latirostris (Daudin, 1801) Caiman yacare (Daudin, 1801) Melanosuchus niger (Spix, 1825) Paleosuchus palpebrosus (Cuvier, 1807) Paleosuchus trigonatus (Schneider, 1801)

SQUAMATA OPPEL, 1811 (718 / 766) Grupos tradicionalmente chamados “lagartos” (260 / 268) ANGUIDAE GRAY, 1825 (4 / 4) Diploglossinae Boucourt 1873 (4 / 4) 43. 44. 45. 46.

Diploglossus fasciatus (Gray, 1831) Diploglossus lessonae Peracca, 1890 Ophiodes striatus (Spix, 1825) Ophiodes yacupoi Gallardo, 1966 DACTYLOIDAE FITZINGER, 1843 (18 / 18)

47. 48. 49. 50. 51. 52. 53. 54. 55. 56. 57. 58. 59. 60. 61. 62. 63. 64.

Dactyloa dissimilis (Williams, 1965) Dactyloa nasofrontalis (Amaral, 1933) Dactyloa phyllorhina (Myers & Carvalho, 1945) Dactyloa pseudotigrina (Amaral, 1933) Dactyloa punctata (Daudin, 1802) Dactyloa transversalis (Duméril, 1851) Norops auratus (Daudin, 1802) Norops bombiceps (Cope, 1876) Norops brasiliensis (Vanzolini & Williams, 1970) Norops chrysolepis (Duméril & Bibron, 1837) Norops fuscoauratus (D’Orbigny, 1837) Norops meridionalis (Boettger, 1885) Norops ortonii (Cope, 1868) Norops planiceps (Troschel, 1848) Norops scypheus (Cope, 1864) Norops tandai (Ávila-Pires, 1995) Norops trachyderma (Cope, 1875) Norops williamsii (Bocourt, 1870) GEKKONIDAE GRAY, 1825 (6 / 6)

65.

66. 67. 68. 69. 70.

Hemidactylus agrius Vanzolini, 1978

Hemidactylus brasilianus (Amaral, 1935) Hemidactylus mabouia (Moreau de Jonnès, 1818) Hemidactylus palaichthus Kluge, 1969 Lygodactylus klugei (Smith, Martin & Swain, 1977) Lygodactylus wetzeli (Smith, Martin & Swain, 1977) GYMNOPHTHALMIDAE MERREM, 1820 (87 / 91) Gymnophthalminae Merrem, 1820 (31 / 31) Gymnophthalmini Merrem, 1820 (19 / 19)

71. 72. 73. 74. 75. 76. 77. 78. 79. 80. 81. 82. 83. 84. 85. 86. 87. 88. 89.

Calyptommatus confusionibus Rodrigues, Zaher & Curcio, 2001 Calyptommatus leiolepis Rodrigues, 1991 Calyptommatus nicterus Rodrigues, 1991 Calyptommatus sinebrachiatus Rodrigues, 1991 Gymnophthalmus leucomystax Vanzolini & Carvalho, 1991 Gymnophthalmus underwoodi Grant, 1958 Gymnophthalmus vanzoi Carvalho, 1999 Micrablepharus atticolus Rodrigues, 1996 Micrablepharus maximiliani (Reinhardt & Luetken, 1862) Nothobachia ablephara Rodrigues, 1984 Procellosaurinus erythrocercus Rodrigues, 1991 Procellosaurinus tetradactylus Rodrigues, 1991 Psilophthalmus paeminosus Rodrigues, 1991 Scriptosaura catimbau Rodrigues & Santos, 2008 Tretioscincus agilis (Ruthven, 1916) Tretioscincus oriximinensis Ávila-Pires, 1995 Vanzosaura multiscutata (Amaral, 1933) Vanzosaura rubricauda (Boulenger, 1902) Vanzosaura savanicola Recoder, Werneck, Teixeira, Colli, Sites & Rodrigues, 2014 Heterodactylini Pellegrino, Rodrigues, Yonenaga-Yassuda & Sites, 2001 (6 / 6)

90. 91. 92. 93. 94. 95.

Caparaonia itaiquara Rodrigues, Cassimiro, Pavan, Curcio, Verdade & Pellegrino, 2009 Colobodactylus dalcyanus Vanzolini & Ramos, 1977 Colobodactylus taunayi (Amaral, 1933) Heterodactylus imbricatus Spix, 1825 Heterodactylus lundii Reinhardt & Luetken, 1862 Heterodactylus septentrionalis Rodrigues, Freitas & Silva, 2009 Iphisiini Rodrigues, Cassimiro, Pavan, Curcio, Verdade & Pellegrino, 2009 (6 / 6)

96. 97. 98. 99.

Acratosaura mentalis (Amaral, 1933) Acratosaura spinosa Rodrigues, Cassimiro, Freitas & Silva, 2009 Alexandresaurus camacan Rodrigues, Pellegrino, Dixo, Verdade, Pavan, Argôlo & Sites, 2007 Colobosaura modesta (Reinhardt & Luetken, 1862)

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Mudanças Taxonômicas

100. Iphisa e. elegans Gray, 1851 101. Stenolepis ridleyi Boulenger, 1887 Alopoglossinae Pellegrino, Rodrigues, Yonenaga-Yassuda & Sites, 2001 (4 / 4) 102. 103. 104. 105.

Alopoglossus angulatus (Linnaeus, 1758) Alopoglossus atriventris Duellman, 1973 Alopoglossus buckleyi (O’Shaughnessy, 1881) Ptychoglossus brevifrontalis Boulenger, 1912

139. Placosoma glabellum (Peters, 1870) Ecpleopinae Fitzinger, 1843 (21 / 21) 140. 141. 142. 143. 144. 145. 146.

Bachiinae Castoe, Doan & Parkinson, 2004 (15 / 15)

147.

106. Bachia bresslaui (Amaral, 1935) 107. Bachia cacerensis Castrillon & Strüssmann, 1998 108. Bachia didactyla Freitas, Strüssmann, Carvalho, Kawashita-Ribeiro & Mott, 2011 109. Bachia dorbignyi (Duméril & Bibron, 1839) 110. Bachia geralista Teixeira, Recoder, Camacho, Sena, Navas & Rodrigues, 2013 111. Bachia flavescens (Bonnaterre, 1789) 112. Bachia micromela Rodrigues, Pavan & Curcio, 2007 113. Bachia oxyrhina Rodrigues, Camacho, Nunes, Recoder, Teixeira, Valdujo, Ghellere, Mott & Nogueira, 2008 114. Bachia panoplia Thomas, 1965 115. Bachia peruana (Werner, 1901) 116. Bachia psamophila Rodrigues, Pavan & Curcio, 2007 117. Bachia pyburni Kizirian & McDiarmid, 1998 118. Bachia scaea Teixeira, Dal Vechio, Nunes, Mollo Neto, Lobo, Storti, Gaiga, Dias & Rodrigues, 2013 119. Bachia scolecoides Vanzolini, 1961 120. Bachia trisanale (Cope, 1868)

148. 149. 150. 151. 152. 153. 154. 155. 156. 157. 158.

Cercosaurinae Gray, 1838 (15 / 19) Cercosaurini Gray, 1838 (15 / 19) 121. 122. 123. 124. 125. 126. 127. 128. 129. 130. 131. 132. 133. 134. 135. 136. 137. 138.

Cercosaura argulus Peters, 1863 Cercosaura eigenmanni (Griffin, 1917) Cercosaura o. ocellata Wagler, 1830 Cercosaura ocellata bassleri Ruibal, 1952 Cercosaura ocellata petersi Ruibal, 1952 Cercosaura oshaughnessyi (Boulenger, 1885) Cercosaura parkeri Ruibal, 1952 Cercosaura quadrilineatus (Boettger, 1876) Cercosaura s. schreibersii Wiegmann, 1834 Cercosaura schreibersii albostrigata (Griffin, 1917) Neusticurus bicarinatus (Linnaeus, 1758) Neusticurus ecpleopus Cope, 1876 Neusticurus juruazensis Ávila-Pires & Vitt, 1998 Neusticurus racenisi Roze, 1958 Neusticurus rudis Boulenger, 1900 Placosoma cipoense Cunha, 1966 Placosoma c. cordylinum Tschudi, 1847 Placosoma cordylinum champsonotus (Werner, 1910)

159. 160.

Amapasaurus tetradactylus Cunha, 1970 Anotosaura collaris Amaral, 1933 Anotosaura vanzolinia Dixon, 1974 Arthrosaura kockii (Lidth de Jeude, 1904) Arthrosaura reticulata (O’Shaughnessy, 1881) Colobosauroides carvalhoi Soares & Caramaschi, 1998 Colobosauroides cearensis Cunha, Lima-Verde & Lima, 1991 Dryadosaura nordestina Rodrigues, Freire, Pellegrino & Sites, 2005 Ecpleopus gaudichaudi Duméril & Bibron, 1839 Leposoma annectans Ruibal, 1952 Leposoma baturitensis Rodrigues & Borges, 1997 Leposoma ferreirai Rodrigues & Ávila-Pires, 2005 Leposoma guianense Ruibal, 1952 Leposoma nanodactylus Rodrigues, 1997 Leposoma osvaldoi Ávila-Pires, 1995 Leposoma percarinatum (Müller, 1923) Leposoma puk Rodrigues, 2002 Leposoma scincoides Spix, 1825 Leposoma sinepollex Rodrigues, Teixeira, Recoder, Dal Vechio, Damasceno & Pellegrino, 2013 Leposoma snethlageae Ávila-Pires, 1995 Marinussaurus curupira Peloso, Pellegrino, Rodrigues & Ávila-Pires, 2011 Rhachisaurinae Pellegrino, Rodrigues, Yonenaga-Yassuda & Sites, 2001 (1 / 1)

161. Rhachisaurus brachylepis (Dixon, 1974) HOPLOCERCIDAE FROST & ETHERIDGE, 1989 (3 / 3) 162. Enyalioides laticeps (Guichenot, 1855) 163. Enyalioides palpebralis (Boulenger, 1883) 164. Hoplocercus spinosus Fitzinger, 1843 IGUANIDAE GRAY, 1827 (1 / 1) 165. Iguana i. iguana (Linnaeus, 1758) LEIOSAURIDAE FROST, ETHERIDGE, JANIES & TITUS, 2001 (13 / 14) Leiosaurinae Frost, Etheridge, Janies & Titus, 2001 (1 / 1) 166. Leiosaurus paronae (Peracca, 1897)

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Mudanças Taxonômicas

Enyaliinae Frost, Etheridge, Janies & Titus, 2001 (12 / 13) 167. 168. 169. 170. 171. 172. 173. 174. 175. 176. 177. 178. 179.

Anisolepis grilli Boulenger, 1891 Anisolepis undulatus (Wiegmann, 1834) Enyalius bibronii Boulenger, 1885 Enyalius bilineatus Duméril & Bibron, 1837 Enyalius b. brasiliensis (Lesson, 1828) Enyalius brasiliensis boulengeri (Etheridge, 1968) Enyalius catenatus (Wied, 1821) Enyalius erythroceneus Rodrigues, Freitas, Silva & Bertolotto, 2006 Enyalius iheringii Boulenger, 1885 Enyalius leechii (Boulenger, 1885) Enyalius perditus Jackson, 1978 Enyalius pictus (Schinz, 1822) Urostrophus vautieri Duméril & Bibron, 1837

LIOLAEMIDAE FROST & ETHERIDGE, 1989 (3 / 3) 180. Liolaemus arambarensis Verrastro, Veronese, Bujes & Dias-Filho, 2003 181. Liolaemus lutzae Mertens, 1938 182. Liolaemus occipitalis Boulenger, 1885 MABUYIDAE MITTLEMAN, 1952 (15 / 15) Mabuyinae Mittleman, 1952 (14 / 14) 183. 184. 185. 186. 187. 188. 189. 190. 191. 192. 193. 194. 195.

Aspronema dorsivittatum (Cope, 1862) Brasiliscincus agilis (Raddi, 1823) Brasiliscincus caissara (Rebouças-Spieker, 1974) Brasiliscincus heathi (Schmidt & Inger, 1951) Copeoglossum arajara (Rebouças-Spieker, 1981) Copeoglossum nigropunctatum (Spix, 1825) Exila nigropalmata (Andersson, 1918) Manciola guaporicola (Dunn, 1935) Notomabuya frenata (Cope, 1862) Panopa carvalhoi (Rebouças-Spieker & Vanzolini, 1990) Psychosaura agmosticha (Rodrigues, 2000) Psychosaura macrorhyncha (Hoge, 1947) Varzea altamazonica (Miralles, Barrio-Amorós, Rivas & Chaparro-Auza, 2006) 196. Varzea bistriata (Spix, 1825) Trachylepidinae Hedges & Conn, 2012 (1 / 1) 197. Trachylepis atlantica (Schmidt, 1945) PHYLLODACTYLIDAE GAMBLE, BAUER, GREENBAUM & JACKMAN, 2008 (13 / 13) 198. Gymnodactylus amarali Barbour, 1925 199. Gymnodactylus darwinii (Gray, 1845)

200. 201. 202. 203. 204. 205. 206. 207. 208. 209. 210.

Gymnodactylus geckoides Spix, 1825 Gymnodactylus guttulatus Vanzolini, 1982 Gymnodactylus vanzolinii Cassimiro & Rodrigues, 2009 Homonota fasciata (Duméril & Bibron, 1836) Homonota uruguayensis (Vaz-Ferreira & Sierra de Soriano, 1961) Phyllopezus lutzae (Loveridge, 1941) Phyllopezus periosus Rodrigues, 1986 Phyllopezus pollicaris pollicaris (Spix, 1825) Phyllopezus przewalskii Koslowsky, 1895 Thecadactylus rapicauda (Houttuyn, 1782) Thecadactylus solimoensis Bergmann & Russell, 2007 POLYCHROTIDAE FITZINGER, 1843 (3 / 3)

211. Polychrus acutirostris Spix, 1825 212. Polychrus liogaster Boulenger, 1908 213. Polychrus marmoratus (Linnaeus, 1758) SPHAERODACTYLIDAE UNDERWOOD, 1954 (16 / 16) 214. Chatogekko amazonicus (Andersson, 1918) 215. Coleodactylus brachystoma (Amaral, 1935) 216. Coleodactylus elizae Gonçalves, Torquato, Skuk & Sena, 2012 217. Coleodactylus meridionalis (Boulenger, 1888) 218. Coleodactylus natalensis Freire, 1999 219. Coleodactylus septentrionalis (Vanzolini, 1980) 220. Gonatodes annularis Boulenger, 1887 221. Gonatodes eladioi Nascimento, Ávila-Pires & Cunha, 1987 222. Gonatodes hasemani Griffin, 1917 223. Gonatodes humeralis (Guichenot, 1855) 224. Gonatodes nascimentoi Sturaro & Ávila-Pires, 2011 225. Gonatodes tapajonicus Rodrigues, 1980 226. Lepidoblepharis heyerorum Vanzolini, 1978 227. Lepidoblepharis hoogmoedi Ávila-Pires, 1995 228. Pseudogonatodes gasconi Ávila-Pires & Hoogmoed, 2000 229. Pseudogonatodes guianensis Parker, 1935 TEIIDAE GRAY, 1827 (39 / 39) Teiinae Presch, 1974 (30 / 30) 230. Ameiva a. ameiva (Linnaeus, 1758) 231. Ameiva jacuba Giugliano, Nogueira, Valdujo, Collevatti & Colli, 2013 232. Ameiva parecis (Colli, Costa, Garda, Kopp, Mesquita, Péres, Valdujo, Vieira & Wiederhecker, 2003) 233. Ameivula abaetensis (Dias, Rocha & Vrcibradic, 2002) 234. Ameivula cipoensis Arias, Carvalho, Zaher & Rodrigues, 2014 235. Ameivula confusioniba (Arias, Carvalho, Rodrigues & Zaher, 2011) 236. Ameivula cyanura (Arias, Carvalho, Rodrigues & Zaher, 2011)

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Mudanças Taxonômicas

237. Ameivula jalapensis (Colli, Giugliano, Mesquita & França, 2009) 238. Ameivula littoralis (Rocha, Araújo, Vrcibradic & Costa, 2000) 239. Ameivula mumbuca (Colli, Caldwell, Costa, Gainsbury, Garda, Mesquita, Filho, Soares, Silva, Valdujo, Vieira, Vitt, Werneck, Wiederhecker & Zatz, 2003) 240. Ameivula nativo (Rocha, Bergallo & Peccinini-Seale, 1997) 241. Ameivula nigrigula (Arias, Carvalho, Rodrigues & Zaher, 2011) 242. Ameivula ocellifera (Spix, 1825) 243. Ameivula pyrrhogularis (Silva & Ávila-Pires, 2013) 244. Ameivula venetacauda (Arias, Carvalho, Rodrigues & Zaher, 2011) 245. Ameivula xacriaba Arias, Teixeira, Recoder, Carvalho, Zaher & Rodrigues, 2014 246. Cnemidophorus cryptus Cole & Dessauer, 1993 247. Cnemidphorus gramivagus McCrystal & Dixon, 1987 248. Cnemidophorus lemniscatus lemniscatus (Linnaeus, 1758) 249. Contomastix lacertoides (Duméril & Bibron, 1839) 250. Contomastix vacariensis (Feltrim & Lema, 2000) 251. Kentropyx altamazonica (Cope, 1876) 252. Kentropyx calcarata Spix, 1825 253. Kentropyx paulensis Boettger, 1893 254. Kentropyx pelviceps Cope, 1868 255. Kentropyx striata (Daudin, 1802) 256. Kentropyx vanzoi Gallagher & Dixon, 1980 257. Kentropyx viridistriga Boulenger, 1894 258. Teius oculatus (D’Orbigny & Bibron, 1837) 259. Teius teyou (Daudin, 1802) Tupinambinae Presch, 1974 (9 / 9) 260. 261. 262. 263. 264. 265. 266. 267. 268.

Crocodilurus amazonicus Spix, 1825 Dracaena guianensis Daudin, 1801 Dracaena paraguayensis Amaral, 1950 Salvator duseni (Lönnberg in Lönnberg & Andersson, 1910) Salvator merianae (Duméril & Bibron, 1839) Tupinambis longilineus Ávila-Pires, 1995 Tupinambis palustris Manzani & Abe, 2002 Tupinambis quadrilineatus Manzani & Abe, 1997 Tupinambis teguixin (Linnaeus, 1758)

TROPIDURIDAE BELL IN DARWIN, 1843 (39 / 42) 269. 270. 271. 272. 273. 274. 275. 276. 277.

Eurolophosaurus amathites (Rodrigues, 1984) Eurolophosaurus divaricatus (Rodrigues, 1986) Eurolophosaurus nanuzae (Rodrigues, 1981) Plica plica (Linnaeus, 1758) Plica u. umbra (Linnaeus, 1758) Plica umbra ochrocollaris (Spix, 1825) Stenocercus azureus (Müller, 1882) Stenocercus caducus (Cope, 1862) Stenocercus dumerilii (Steindachner, 1867)

278. Stenocercus fimbriatus Ávila-Pires, 1995 279. Stenocercus quinarius Nogueira & Rodrigues, 2006 280. Stenocercus roseiventris D’Orbigny in Duméril & Bibron, 1837 281. Stenocercus sinesaccus Torres-Carvajal, 2005 282. Stenocercus squarrosus Nogueira & Rodrigues, 2006 283. Stenocercus tricristatus (Duméril, 1851) 284. Strobilurus torquatus Wiegmann, 1834 285. Tropidurus callathelys Harvey & Gutberlet, 1998 286. Tropidurus catalanensis Gudynas & Skuk,1983 287. Tropidurus cocorobensis Rodrigues, 1987 288. Tropidurus chromatops Harvey & Gutberlet, 1998 289. Tropidurus erythrocephalus Rodrigues, 1987 290. Tropidurus etheridgei Cei, 1982 291. Tropidurus guarani Alvarez, Cei & Scolaro, 1994 292. Tropidurus helenae (Manzani & Abe, 1990) 293. Tropidurus hispidus (Spix, 1825) 294. Tropidurus hygomi Reinhardt & Luetken, 1861 295. Tropidurus imbituba Kunz & Borges-Martins, 2013 296. Tropidurus insulanus Rodrigues, 1987 297. Tropidurus itambere Rodrigues, 1987 298. Tropidurus jaguaribanus Passos, Lima & Borges-Nojosa, 2011 299. Tropidurus montanus Rodrigues, 1987 300. Tropidurus mucujensis Rodrigues, 1987 301. Tropidurus oreadicus Rodrigues, 1987 302. Tropidurus pinima (Rodrigues, 1984) 303. Tropidurus psammonastes Rodrigues, Kasahara & Yonenaga-Yasuda, 1988 304. Tropidurus semitaeniatus (Spix, 1825) 305. Tropidurus torquatus (Wied, 1820) 306. Uracentron a. azureum (Linnaeus, 1758) 307. Uracentron azureum guentheri Boulenger, 1894 308. Uracentron azureum werneri Mertens, 1925 309. Uracentron flaviceps (Guichenot, 1855) 310. Uranoscodon superciliosus (Linnaeus, 1758) AMPHISBAENIA GRAY, 1844 (72 / 72) AMPHISBAENIDAE GRAY, 1825 (72 / 72) 311. Amphisbaena absaberi (Strüssmann & Carvalho, 2001) 312. Amphisbaena acrobeles (Ribeiro, Castro-Mello & Nogueira, 2009) 313. Amphisbaena alba Linnaeus, 1758 314. Amphisbaena amazonica Vanzolini, 1951 315. Amphisbaena anaemariae Vanzolini, 1997 316. Amphisbaena anomala (Barbour, 1914) 317. Amphisbaena arda Rodrigues, 2003 318. Amphisbaena arenaria Vanzolini, 1991 319. Amphisbaena bahiana Vanzolini, 1964 320. Amphisbaena bedai (Vanzolini, 1991) 321. Amphisbaena bilabialata (Stimson, 1972) 322. Amphisbaena brasiliana (Gray, 1865) 323. Amphisbaena brevis Strüssmann & Mott, 2009 324. Amphisbaena caiari Teixeira, Dal Vechio, Mollo Neto & Rodrigues, 2014

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Mudanças Taxonômicas

325. Amphisbaena camura Cope, 1862 326. Amphisbaena carli Pinna, Mendonça, Bocchiglieri & Fernandes, 2010 327. Amphisbaena carvalhoi Gans, 1965 328. Amphisbaena crisae Vanzolini, 1997 329. Amphisbaena cuiabana (Strüssmann & Carvalho, 2001) 330. Amphisbaena cunhai Hoogmoed & Ávila-Pires, 1991 331. Amphisbaena darwini Duméril & Bibron, 1839 332. Amphisbaena dubia Müller, 1924 333. Amphisbaena frontalis Vanzolini, 1991 334. Amphisbaena fuliginosa Linnaeus, 1758 335. Amphisbaena hastata Vanzolini, 1991 336. Amphisbaena heathi Schmidt, 1936 337. Amphisbaena hogei Vanzolini, 1950 338. Amphisbaena ibijara Rodrigues, Andrade & Lima, 2003 339. Amphisbaena ignatiana Vanzolini, 1991 340. Amphisbaena kingii (Bell, 1833) 341. Amphisbaena kraoh (Vanzolini, 1971) 342. Amphisbaena leeseri Gans, 1964 343. Amphisbaena leucocephala Peters, 1878 344. Amphisbaena littoralis Roberto, Brito & Ávila, 2014 345. Amphisbaena lumbricalis Vanzolini, 1996 346. Amphisbaena maranhensis Gomes & Maciel, 2012 347. Amphisbaena mensae Castro-Mello, 2000 348. Amphisbaena mertensii Strauch, 1881 349. Amphisbaena miringoera Vanzolini, 1971 350. Amphisbaena mitchelli Procter, 1923 351. Amphisbaena munoai Klappenbach, 1966 352. Amphisbaena neglecta Dunn & Piatt, 1936 353. Amphisbaena nigricauda Gans, 1966 354. Amphisbaena persephone Pinna, Mendonça, Bocchiglieri & Fernandes, 2014 355. Amphisbaena pretrei Duméril & Bibron, 1839 356. Amphisbaena prunicolor (Cope, 1885) 357. Amphisbaena ridleyi Boulenger, 1890 358. Amphisbaena roberti Gans, 1964 359. Amphisbaena sanctaeritae Vanzolini, 1994 360. Amphisbaena saxosa (Castro-Mello, 2003) 361. Amphisbaena silvestrii Boulenger, 1902 362. Amphisbaena slevini Schmidt, 1938 363. Amphisbaena steindachneri Strauch, 1881 364. Amphisbaena supernumeraria Mott, Rodrigues & Santos, 2009 365. Amphisbaena talisiae Vanzolini, 1995 366. Amphisbaena trachura Cope, 1885 367. Amphisbaena tragorrhectes Vanzolini, 1971 368. Amphisbaena uroxena Mott, Rodrigues, Freitas & Silva, 2008 369. Amphisbaena vanzolinii Gans, 1963 370. Amphisbaena varia Laurenti, 1768 371. Amphisbaena vermicularis Wagler in Spix, 1824 372. Amphisbaena wiedi Vanzolini, 1951 373. Leposternon cerradensis Ribeiro, Vaz-Silva & Santos-Jr, 2008 374. Leposternon infraorbitale (Bertold, 1859) 375. Leposternon kisteumacheri Porto, Soares & Caramaschi, 2000

376. Leposternon maximus Ribeiro, Nogueira, Cintra, Silva Jr. & Zaher, 2012 377. Leposternon microcephalum Wagler in Spix, 1824 378. Leposternon octostegum (Duméril, 1851) 379. Leposternon polystegum (Duméril, 1851) 380. Leposternon scutigerum (Hemprich, 1820) 381. Leposternon wuchereri (Peters, 1879) 382. Mesobaena rhachicephala Hoogmoed, Pinto, Rocha & Pereira, 2009 SERPENTES LINNAEUS, 1758 (386 / 426) ANILIIDAE STEJNEGER, 1907 (1 / 1) 383. Anilius scytale (Linnaeus, 1758) ANOMALEPIDIDAE TAYLOR, 1939 (7 / 7) 384. 385. 386. 387. 388. 389. 390.

Liotyphlops beui (Amaral, 1924) Liotyphlops caissara Centeno, Sawaya & Germano, 2010 Liotyphlops schubarti Vanzolini, 1948 Liotyphlops ternetzii (Boulenger, 1896) Liotyphlops trefauti Freire, Caramaschi & Argôlo, 2007 Liotyphlops wilderi (Garman, 1883) Typhlophis squamosus (Schlegel, 1839) BOIDAE GRAY, 1825 (12 / 13) Boinae Gray, 1825 (12 13)

391. 392. 393. 394. 395. 396. 397. 398. 399. 400. 401. 402. 403.

Boa c. constrictor Linnaeus, 1758 Boa constrictor amarali (Stull, 1932) Corallus batesii (Gray, 1860) Corallus caninus (Linnaeus, 1758) Corallus cropanii (Hoge, 1953) Corallus hortulanus (Linnaeus, 1758) Epicrates assisi Machado, 1945 Epicrates cenchria (Linnaeus, 1758) Epicrates crassus Cope, 1862 Epicrates maurus Gray, 1849 Eunectes deschauenseei Dunn & Conant, 1936 Eunectes murinus (Linnaeus, 1758) Eunectes notaeus Cope, 1862 COLUBRIDAE OPPEL, 1811 (33 / 38)

404. 405. 406. 407. 408. 409. 410. 411. 412.

Chironius bicarinatus (Wied, 1820) Chironius carinatus (Linnaeus, 1758) Chironius diamantina Fernandes & Hamdan, 2014 Chironius exoletus (Linnaeus, 1758) Chironius flavolineatus (Jan, 1863) Chironius foveatus Bailey, 1955 Chironius fuscus (Linnaeus, 1758) Chironius laevicollis (Wied, 1824) Chironius laurenti Dixon, Wiest & Cei, 1993

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413. 414. 415. 416. 417. 418. 419. 420. 421. 422. 423. 424. 425. 426. 427. 428. 429. 430. 431. 432. 433. 434. 435. 436. 437. 438. 439. 440. 441.

Mudanças Taxonômicas

Chironius multiventris Schmidt & Walker, 1943 Chironius quadricarinatus (Boie, 1827) Chironius scurrulus (Wagler in Spix, 1824) Dendrophidion atlantica Freire, Caramaschi & Gonçalves, 2010 Dendrophidion dendrophis (Schlegel, 1837) Drymarchon c. corais (Boie, 1827) Drymobius rhombifer (Günther, 1860) Drymoluber brazili (Gomes, 1918) Drymoluber dichrous (Peters, 1863) Leptophis a. ahaetulla (Linnaeus, 1758) Leptophis ahaetulla liocercus (Wied, 1824) Leptophis ahaetulla marginatus (Cope, 1862) Leptophis ahaetulla nigromarginatus (Günther, 1866) Mastigodryas bifossatus (Raddi, 1820) Mastigodryas b. boddaerti (Sentzen, 1796) Mastigodryas moratoi Montingelli & Zaher, 2011 Mastigodryas pleei (Duméril, Bibron & Duméril, 1854) Oxybelis aeneus (Wagler in Spix, 1824) Oxybelis fulgidus (Daudin, 1803) Phrynonax poecilonotus polylepis (Peters, 1867) Rhinobothryum lentiginosum (Scopoli, 1785) Simophis rhinostoma (Schlegel, 1837) Spilotes p. pullatus (Linnaeus, 1758) Spilotes pullatus anomalepis Bocourt, 1888 Spilotes s. sulphureus (Wagler in Spix, 1824) Spilotes sulphureus poecilostoma (Wied, 1824) Tantilla boipiranga Sawaya & Sazima, 2003 Tantilla marcovani Lema, 2004 Tantilla melanocephala (Linnaeus, 1758) DIPSADIDAE BONAPARTE, 1838 (246 / 267) Dipsadinae Bonaparte, 1838 (54 / 57) Dipsadini Bonaparte, 1838 (51 / 53)

442. 443. 444. 445. 446. 447. 448. 449. 450. 451. 452. 453. 454. 455. 456. 457. 458. 459.

Atractus albuquerquei Cunha & Nascimento, 1983 Atractus alphonsehogei Cunha & Nascimento, 1983 Atractus altagratiae Passos & Fernandes, 2008 Atractus badius (Boie, 1827) Atractus caete Passos, Fernandes, Bérnils & MouraLeite, 2010 Atractus caxiuana Prudente & Santos-Costa, 2006 Atractus edioi Silva Jr., Silva, Ribeiro, Souza & Souza, 2005 Atractus elaps (Günther, 1858) Atractus flammigerus (Boie, 1827) Atractus francoi Passos, Fernandes, Bérnils & MouraLeite, 2010 Atractus guentheri (Wucherer, 1861) Atractus hoogmoedi Prudente & Passos, 2010 Atractus insipidus Roze, 1961 Atractus latifrons (Günther, 1868) Atractus maculatus (Günther, 1858) Atractus major Boulenger, 1894 Atractus natans Hoogmoed & Prudente, 2003 Atractus pantostictus Fernandes & Puorto, 1994

460. 461. 462. 463. 464. 465. 466. 467. 468. 469. 470. 471. 472. 473. 474. 475. 476. 477. 478. 479. 480. 481. 482. 483. 484. 485. 486. 487. 488. 489. 490. 491. 492. 493. 494.

Atractus paraguayensis Werner, 1924 Atractus poeppigi (Jan, 1862) Atractus potschi Fernandes, 1995 Atractus reticulatus (Boulenger, 1885) Atractus ronnie Passos, Fernandes & Borges-Nojosa, 2007 Atractus schach (Boie, 1827) Atractus serranus Amaral, 1930 Atractus snethlageae Cunha & Nascimento, 1983 Atractus spinalis Passos, Teixeira, Sena, Dal Vechio, Pinto, Mendonça, Cassimiro & Rodrigues, 2013 Atractus surucucu Prudente & Passos, 2008 Atractus taeniatus Griffin, 1916 Atractus thalesdelemai Passos, Fernandes & Zanella, 2005 Atractus torquatus (Duméril, Bibron & Duméril, 1854) Atractus trihedrurus Amaral, 1926 Atractus trilineatus Wagler, 1828 Atractus zebrinus (Jan, 1862) Atractus zidoki Gasc & Rodrigues, 1979 Dipsas albifrons (Sauvage, 1884) Dipsas alternans (Fischer, 1885) Dipsas b. bucephala (Shaw, 1802) Dipsas catesbyi (Sentzen, 1796) Dipsas incerta (Jan, 1863) Dipsas i. indica Laurenti, 1768 Dipsas indica petersi Hoge, 1975 Dipsas pavonina Schlegel, 1837 Dipsas sazimai Fernandes, Marques & Argôlo, 2010 Dipsas variegata (Duméril, Bibron & Duméril, 1854) Ninia hudsoni Parker, 1940 Sibon nebulatus (Linnaeus, 1758) Sibynomorphus lavillai Scrocchi, Porto & Rey, 1993 Sibynomorphus m. mikanii (Schlegel, 1837) Sibynomorphus mikanii septentrionalis Cunha, Nascimento & Hoge, 1980 Sibynomorphus neuwiedi (Ihering, 1911) Sibynomorphus turgidus (Cope, 1868) Sibynomorphus ventrimaculatus (Boulenger, 1885) Imantodini Myers, 2011 (3 / 4)

495. 496. 497. 498.

Imantodes cenchoa (Linnaeus, 1758) Imantodes lentiferus (Cope, 1894) Leptodeira a. annulata (Linnaeus, 1758) Leptodeira annulata pulchriceps Duellman, 1958 Xenodontinae Bonaparte, 1845 (189 / 207) Amnesteophiini Myers, 2011 (1 / 1)

499. Amnesteophis melanauchen (Jan, 1863) Caaeteboiini Zaher, Grazziotin, Cadle, Murphy, Moura-Leite & Bonatto, 2009 (1 / 1) 500. Caaeteboia amarali (Wettstein, 1930)

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Mudanças Taxonômicas

Echinantherini Zaher, Grazziotin, Cadle, Murphy, Moura-Leite & Bonatto, 2009 (15 / 15) 501. 502. 503. 504. 505. 506. 507. 508. 509. 510. 511. 512. 513. 514.

Echinanthera amoena (Jan, 1863) Echinanthera cephalomaculata Di-Bernardo, 1994 Echinanthera cephalostriata Di-Bernardo, 1996 Echinanthera cyanopleura (Cope, 1885) Echinanthera melanostigma (Wagler in Spix, 1824) Echinanthera undulata (Wied, 1824) Taeniophallus affinis (Günther, 1858) Taeniophallus bilineatus (Fischer, 1885) Taeniophallus brevirostris (Peters, 1863) Taeniophallus nicagus (Cope, 1895) Taeniophallus occipitalis (Jan, 1863) Taeniophallus persimilis (Cope, 1869) Taeniophallus poecilopogon (Cope, 1863) Taeniophallus quadriocellatus Santos-Jr, Di-Bernardo & Lema, 2008 515. Sordellina punctata (Peters, 1880) Elapomorphini Jan, 1862 (40 / 40)

516. Apostolepis albicollaris Lema, 2002 517. Apostolepis ambiniger (Peters, 1869) 518. Apostolepis ammodites Ferrarezzi, Barbo & Albuquerque, 2005 519. Apostolepis arenaria Rodrigues, 1992 520. Apostolepis assimilis (Reinhardt, 1861) 521. Apostolepis cearensis Gomes, 1915 522. Apostolepis cerradoensis Lema, 2003 523. Apostolepis christineae Lema, 2002 524. Apostolepis dimidiata (Jan, 1862) 525. Apostolepis dorbignyi (Schlegel, 1837) 526. Apostolepis flavotorquata (Duméril, Bibron & Duméril, 1854) 527. Apostolepis gaboi Rodrigues, 1992 528. Apostolepis goiasensis Prado, 1942 529. Apostolepis intermedia Koslowsky, 1898 530. Apostolepis lineata Cope, 1887 531. Apostolepis longicaudata Gomes in Amaral, 1921 532. Apostolepis nelsonjorgei Lema & Renner, 2004 533. Apostolepis nigrolineata (Peters, 1869) 534. Apostolepis nigroterminata Boulenger, 1896 535. Apostolepis parassimilis Lema & Renner, 2012 536. Apostolepis polylepis Amaral, 1922 537. Apostolepis quinquelineata Boulenger, 1896 538. Apostolepis quirogai Giraudo & Scrocchi, 1998 539. Apostolepis serrana Lema & Renner, 2006 540. Apostolepis striata Lema, 2004 541. Apostolepis tertulianobeui Lema, 2004 542. Apostolepis vittata (Cope, 1887) 543. Coronelaps lepidus (Reinhardt, 1861) 544. Elapomorphus quinquelineatus (Raddi, 1820) 545. Elapomorphus wuchereri Günther, 1861 546. Phalotris concolor Ferrarezzi, 1994 547. Phalotris labiomaculatus Lema, 2002 548. Phalotris lativittatus Ferrarezzi, 1994

549. Phalotris lemniscatus (Duméril, Bibron & Duméril, 1854) 550. Phalotris matogrossensis Lema, D’Agostini & Cappellari, 2005 551. Phalotris mertensi (Hoge, 1955) 552. Phalotris multipunctatus Puorto & Ferrarezzi, 1994 553. Phalotris nasutus (Gomes, 1915) 554. Phalotris reticulatus (Peters, 1860) 555. Phalotris tricolor (Duméril, Bibron & Duméril, 1854) Hydrodynastini Zaher, Grazziotin, Cadle, Murphy, Moura-Leite & Bonatto, 2009 (3 / 3) 556. Hydrodynastes bicinctus (Herrmann, 1804) 557. Hydrodynastes gigas (Duméril, Bibron & Duméril, 1854) 558. Hydrodynastes melanogigas Franco, Fernandes & Bentin, 2007 Hydropsini Dowling, 1975 (15 / 16) 559. 560. 561. 562. 563. 564. 565. 566. 567. 568. 569. 570. 571. 572. 573. 574.

Helicops angulatus (Linnaeus, 1758) Helicops apiaka Kawashita-Ribeiro, Ávila & Morais, 2013 Helicops carinicaudus (Wied, 1825) Helicops gomesi Amaral, 1922 Helicops hagmanni Roux, 1910 Helicops infrataeniatus (Jan, 1865) Helicops leopardinus (Schlegel, 1837) Helicops modestus Günther, 1861 Helicops polylepis Günther, 1861 Helicops tapajonicus Frota, 2005 Helicops trivittatus (Gray, 1849) Hydrops caesurus Scrocchi, Ferreira, Giraudo, Ávila & Motte, 2005 Hydrops martii (Wagler in Spix, 1824) Hydrops triangularis (Wagler in Spix, 1824) Pseudoeryx plicatilis plicatilis (Linnaeus, 1758) Pseudoeryx plicatilis mimeticus Cope, 1885 Philodryadini Cope, 1886 (14 / 14)

575. 576. 577. 578. 579. 580. 581. 582. 583. 584. 585. 586. 587. 588.

Ditaxodon taeniatus (Peters in Hensel, 1868) Philodryas aestiva (Duméril, Bibron & Duméril, 1854) Philodryas agassizii (Jan, 1863) Philodryas argentea (Daudin, 1803) Philodryas arnaldoi (Amaral, 1933) Philodryas georgeboulengeri Grazziotin, Zaher, Murphy, Scrocchi, Benavides, Zhang & Bonatto, 2012 Philodryas laticeps Werner, 1900 Philodryas livida (Amaral, 1923) Philodryas mattogrossensis Koslowsky, 1898 Philodryas nattereri Steindachner, 1870 Philodryas olfersii (Liechtenstein, 1823) Philodryas patagoniensis (Girard, 1858) Philodryas psammophidea Günther, 1872 Philodryas viridissima (Linnaeus, 1758)

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Mudanças Taxonômicas

Pseudoboini Bailey, 1967 (37 / 40) 589. 590. 591. 592. 593. 594. 595. 596. 597. 598. 599. 600. 601. 602. 603. 604. 605. 606. 607. 608. 609. 610. 611. 612. 613. 614. 615. 616. 617. 618. 619. 620. 621. 622. 623. 624. 625. 626. 627. 628.

Boiruna maculata (Boulenger, 1896) Boiruna sertaneja Zaher, 1996 Clelia clelia (Daudin, 1803) Clelia hussami Morato, Franco & Sanches, 2003 Clelia plumbea (Wied, 1820) Drepanoides anomalus (Jan, 1863) Mussurana bicolor (Peracca, 1904) Mussurana montana (Franco, Marques & Puorto, 1997) Mussurana quimi (Franco, Marques & Puorto, 1997) Oxyrhopus clathratus Duméril, Bibron & Duméril, 1854 Oxyrhopus formosus (Wied, 1820) Oxyrhopus guibei Hoge & Romano, 1978 Oxyrhopus m. melanogenys (Tschudi, 1845) Oxyrhopus melanogenys orientalis Cunha & Nascimento, 1983 Oxyrhopus occipitalis Wagler in Spix, 1824 Oxyrhopus petolarius digitalis (Reuss, 1834) Oxyrhopus rhombifer inaequifasciatus Werner, 1909 Oxyrhopus r. rhombifer Duméril, Bibron & Duméril, 1854 Oxyrhopus rhombifer septentrionalis Vellard, 1943 Oxyrhopus trigeminus Duméril, Bibron & Duméril, 1854 Oxyrhopus vanidicus Lynch, 2009 Paraphimophis rustica (Cope, 1878) Phimophis guerini (Duméril, Bibron & Duméril, 1854) Phimophis guianensis (Troschel, 1848) Pseudoboa coronata Schneider, 1801 Pseudoboa haasi (Boettger, 1905) Pseudoboa martinsi Zaher, Oliveira & Franco, 2008 Pseudoboa neuwiedii (Duméril, Bibron & Duméril, 1854) Pseudoboa nigra (Duméril, Bibron & Duméril, 1854) Pseudoboa serrana Morato, Moura-Leite, Prudente & Bérnils, 1995 Rhachidelus brazili Boulenger, 1908 Rodriguesophis chui (Rodrigues, 1993) Rodriguesophis iglesiasi (Gomes, 1915) Rodriguesophis scriptorcibatus (Rodrigues, 1993) Siphlophis cervinus (Laurenti, 1768) Siphlophis compressus (Daudin, 1803) Siphlophis leucocephalus (Günther, 1863) Siphlophis longicaudatus (Andersson, 1901) Siphlophis pulcher (Raddi, 1820) Siphlophis worontzowi (Prado, 1940) Psomophini Zaher, Grazziotin, Cadle, Murphy, Moura-Leite & Bonatto, 2009 (3 / 3)

629. Psomophis genimaculatus (Boettger, 1885) 630. Psomophis joberti (Sauvage, 1884) 631. Psomophis obtusus (Cope, 1864) Tachymenini Bailey, 1967 (17 / 17) 632. Calamodontophis paucidens (Amaral, 1935)

633. 634. 635. 636. 637. 638. 639. 640. 641. 642. 643. 644. 645. 646. 647. 648.

Calamodontophis ronaldoi Franco, Cintra & Lema, 2006 Gomesophis brasiliensis (Gomes, 1918) Ptychophis flavovirgatus Gomes, 1915 Thamnodynastes almae Franco & Ferreira, 2003 Thamnodynastes chaquensis Bergna & Alvarez, 1993 Thamnodynastes hypoconia (Cope, 1860) Thamnodynastes lanei Bailey, Thomas & Silva-Jr, 2005 Thamnodynastes longicaudus Franco, Ferreira. Marques & Sazima, 2003 Thamnodynastes nattereri (Mikan, 1828) Thamnodynastes pallidus (Linnaeus, 1758) Thamnodynastes ramonriveroi Manzanilla & Sánchez, 2005 Thamnodynastes rutilus (Prado, 1942) Thamnodynastes sertanejo Bailey, Thomas & Silva-Jr, 2005 Thamnodynastes strigatus (Günther, 1858) Tomodon dorsatus Duméril, Bibron & Duméril, 1854 Tomodon ocellatus Duméril, Bibron & Duméril, 1854 Tropidodryadini Zaher, Grazziotin, Cadle, Murphy, Moura-Leite & Bonatto, 2009 (2 / 2)

649. Tropidodryas serra (Schlegel, 1837) 650. Tropidodryas striaticeps (Cope, 1869) Xenodontini Bonaparte, 1845 (38 / 52) 651. 652. 653. 654. 655. 656. 657. 658. 659. 660. 661. 662. 663. 664. 665. 666. 667. 668. 669. 670. 671. 672. 673. 674. 675.

Erythrolamprus a. aesculapii (Linnaeus, 1766) Erythrolamprus aesculapii monozona Jan, 1863 Erythrolamprus aesculapii venustissimus (Wied, 1821) Erythrolamprus almadensis (Wagler in Spix, 1824) Erythrolamprus atraventer (Dixon & Thomas, 1985) Erythrolamprus breviceps (Cope, 1860) Erythrolamprus carajasensis (Cunha, Nascimento & Ávila-Pires, 1985) Erythrolamprus cobella (Linnaeus, 1758) Erythrolamprus dorsocorallinus (Esqueda, Natera, La Marca & Ilija-Fistar, 2007) Erythrolamprus frenatus (Werner, 1909) Erythrolamprus j. jaegeri (Günther, 1858) Erythrolamprus jaegeri coralliventris (Boulenger, 1894) Erythrolamprus maryellenae (Dixon, 1985) Erythrolamprus m. miliaris (Linnaeus, 1758) Erythrolamprus miliaris amazonicus (Dunn, 1922) Erythrolamprus miliaris chrysostomus (Griffin, 1916) Erythrolamprus miliaris merremi (Wied, 1821) Erythrolamprus miliaris orinus (Cope, 1868) Erythrolamprus m. mimus (Cope, 1868) Erythrolamprus mossoroensis (Hoge & Lima-Verde, 1973) Erythrolamprus oligolepis (Boulenger, 1905) Erythrolamprus p. poecilogyrus (Wied, 1825) Erythrolamprus poecilogyrus caesius (Cope, 1862) Erythrolamprus poecilogyrus schotti (Schlegel, 1837) Erythrolamprus poecilogyrus sublineatus (Cope, 1860)

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Mudanças Taxonômicas

676. Erythrolamprus pygmaeus (Cope, 1868) 677. Erythrolamprus reginae macrosomus (Amaral, 1935) 678. Erythrolamprus reginae semilineatus (Wagler in Spix, 1824) 679. Erythrolamprus semiaureus (Cope, 1862) 680. Erythrolamprus taeniogaster (Jan, 1863) 681. Erythrolamprus t. typhlus (Linnaeus, 1758) 682. Erythrolamprus typhlus brachyurus (Cope, 1887) 683. Erythrolamprus typhlus elaeoides (Griffin, 1916) 684. Erythrolamprus v. viridis (Günther, 1862) 685. Erythrolamprus viridis praesinus (Jan & Sordelli, 1866) 686. Lygophis anomalus (Günther, 1858) 687. Lygophis dilepis (Cope, 1862) 688. Lygophis flavifrenatus (Cope, 1862) 689. Lygophis lineatus (Linnaeus, 1758) 690. Lygophis meridionalis (Schenkel, 1901) 691. Lygophis paucidens (Hoge, 1953) 692. Pliocercus e. euryzonus Cope, 1862 693. Xenodon dorbignyi (Duméril, Bibron & Duméril, 1854) 694. Xenodon guentheri Boulenger, 1894 695. Xenodon histricus (Jan, 1863) 696. Xenodon matogrossensis (Scrocchi & Cruz, 1993) 697. Xenodon merremii (Wagler in Spix, 1824) 698. Xenodon nattereri (Steindachner, 1867) 699. Xenodon neuwiedii Günther, 1863 700. Xenodon r. rabdocephalus (Wied, 1824) 701. Xenodon severus (Linnaeus, 1758) 702. Xenodon werneri Eiselt, 1963 Xenodontinae Incertae sedis (3 / 3) 703. Xenopholis scalaris (Wucherer, 1861) 704. Xenopholis undulatus (Jensen, 1900) 705. Xenopholis werdingorum Jansen, Álvarez & Köhler, 2009 Dipsadidae Incertae sedis (3 / 3) 706. Cercophis auratus (Schlegel, 1837) 707. Lioheterophis iheringi Amaral, 1935 708. Uromacerina ricardinii (Peracca, 1897) ELAPIDAE BOIE, 1827 (32 / 39) Elapinae Boie, 1827 (32 / 39) 709. Leptomicrurus c. collaris (Schlegel, 1837) 710. Leptomicrurus narduccii melanotus Roze & Bernal-Carlo, 1988 711. Leptomicrurus scutiventris (Cope, 1870) 712. Micrurus albicinctus Amaral, 1926 713. Micrurus altirostris (Cope, 1859) 714. Micrurus a. annellatus (Peters, 1871) 715. Micrurus averyi Schmidt, 1939 716. Micrurus brasiliensis Roze, 1967 717. Micrurus corallinus (Merrem, 1820)

718. 719. 720. 721. 722. 723. 724. 725. 726. 727. 728. 729. 730. 731. 732. 733. 734. 735. 736. 737. 738. 739. 740. 741. 742. 743. 744. 745. 746. 747.

Micrurus decoratus (Jan, 1858) Micrurus diana Roze, 1983 Micrurus filiformis (Günther, 1859) Micrurus frontalis (Duméril, Bibron & Duméril, 1854) Micrurus h. hemprichii (Jan, 1858) Micrurus hemprichii ortoni Schmidt, 1953 Micrurus hemprichii rondonianus Roze & Silva Jr, 1990 Micrurus ibiboboca (Merrem, 1820) Micrurus isozonus (Cope, 1860) Micrurus langsdorffi Wagler in Spix, 1824 Micrurus lemniscatus lemniscatus (Linnaeus, 1758) Micrurus lemniscatus carvalhoi Roze, 1967 Micrurus lemniscatus diutius Burger, 1955 Micrurus lemniscatus helleri Roze, 1967 Micrurus mipartitus (Duméril, Bibron & Duméril, 1854) Micrurus nattereri Schmidt, 1952 Micrurus ornatissimus (Jan, 1858) Micrurus pacaraimae Carvalho, 2002 Micrurus paraensis Cunha & Nascimento, 1973 Micrurus potyguara Pires, Silva, Feitosa, Prudente, Pereira Filho & Zaher, 2014 Micrurus psyches (Daudin, 1803) Micrurus putumayensis Lancini, 1962 Micrurus pyrrhocryptus (Cope, 1862) Micrurus remotus Roze, 1987 Micrurus silviae Di-Bernardo, Borges-Martins & Silva, 2007 Micrurus s. spixii Wagler in Spix, 1824 Micrurus spixii martiusi Schmidt, 1953 Micrurus spixii obscurus Harvey, Aparicio & González, 2003 Micrurus surinamensis (Cuvier, 1817) Micrurus tricolor Hoge, 1956

LEPTOTYPHLOPIDAE STEJNEGER, 1892 (16 / 16) Epictinae Adalsteinsson, Branch, Trape, Vitt & Hedges, 2009 (16 / 16) Epictini Adalsteinsson, Branch, Trape, Vitt & Hedges, 2009 (16 / 16) 748. 749. 750. 751. 752. 753. 754. 755. 756. 757. 758. 759. 760. 761. 762. 763.

Epictia borapeliotes (Vanzolini, 1996) Epictia clinorostris Arredondo & Zaher, 2010 Epictia munoai (Orejas-Miranda, 1961) Epictia striatula (Smith & Laufe, 1945) Epictia tenella (Klauber, 1939) Epictia vellardi (Laurent, 1984) Siagonodon acutirostris Pinto & Curcio, 2011 Siagonodon cupinensis (Bailey & Carvalho, 1946) Siagonodon septemstriatus (Schneider, 1801) Trilepida brasiliensis (Laurent, 1949) Trilepida dimidiata (Jan, 1861) Trilepida fuliginosa (Passos, Caramaschi & Pinto, 2006) Trilepida jani (Pinto & Fernandes, 2012) Trilepida koppesi (Amaral, 1955) Trilepida macrolepis (Peters, 1857) Trilepida salgueiroi (Amaral, 1955)

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Mudanças Taxonômicas

TROPIDOPHIIDAE BRONGERSMA, 1951 (3 / 3) 764. Tropidophis grapiuna Curcio, Nunes, Argôlo, Skuk & Rodrigues, 2012 765. Tropidophis paucisquamis (Müller in Schenkel, 1901) 766. Tropidophis preciosus Curcio, Nunes, Argôlo, Skuk & Rodrigues, 2012 TYPHLOPIDAE MERREM, 1820 (6 / 6) Typhlopinae Merrem, 1820 (6 / 6) 767. 768. 769. 770. 771. 772.

Amerotyphlops amoipira (Rodrigues & Juncá, 2002) Amerotyphlops brongersmianus (Vanzolini, 1976) Amerotyphlops minuisquamus (Dixon & Hendricks, 1979) Amerotyphlops paucisquamus (Dixon & Hendricks, 1979) Amerotyphlops reticulatus (Linnaeus, 1758) Amerotyphlops yonenagae (Rodrigues, 1991) VIPERIDAE OPPEL, 1811 (30 / 36) Crotalinae Oppel, 1811 (30 / 36)

773. 774. 775. 776. 777. 778. 779. 780. 781. 782. 783. 784. 785. 786. 787. 788. 789. 790. 791. 792. 793. 794. 795. 796. 797. 798. 799. 800. 801. 802. 803. 804. 805.

Bothrocophias hyoprora (Amaral, 1935) Bothrocophias microphthalmus (Cope, 1876) Bothrops alcatraz Marques, Martins & Sazima, 2002 Bothrops alternatus Duméril, Bibron & Duméril, 1854 Bothrops atrox (Linnaeus, 1758) Bothrops bilineatus bilineatus (Wied, 1821) Bothrops bilineatus smaragdinus Hoge, 1966 Bothrops brazili Hoge, 1954 Bothrops cotiara (Gomes, 1913) Bothrops diporus Cope, 1862 Bothrops erythromelas Amaral, 1923 Bothrops fonsecai Hoge & Belluomini, 1959 Bothrops insularis (Amaral, 1922) Bothrops itapetiningae (Boulenger, 1907) Bothrops jararaca (Wied, 1824) Bothrops jararacussu Lacerda, 1884 Bothrops leucurus Wagler in Spix, 1824 Bothrops lutzi (Miranda-Ribeiro, 1915) Bothrops marajoensis Hoge, 1966 Bothrops marmoratus Silva & Rodrigues, 2008 Bothrops mattogrossensis Amaral, 1925 Bothrops moojeni Hoge, 1966 Bothrops muriciensis Ferrarezzi & Freire, 2001 Bothrops neuwiedi Wagler in Spix, 1824 Bothrops otavioi Barbo, Grazziotin, Sazima, Martins & Sawaya, 2012 Bothrops pauloensis Amaral, 1925 Bothrops pirajai Amaral, 1923 Bothrops pubescens (Cope, 1870) Bothrops taeniatus Wagler in Spix, 1824 Crotalus durissus cascavella Wagler in Spix, 1824 Crotalus durissus collilineatus Amaral, 1926 Crotalus durissus dryinas Linnaeus, 1758 Crotalus durissus marajoensis Hoge, 1966

806. Crotalus durissus ruruima Hoge, 1966 807. Crotalus durissus terrificus (Laurenti, 1768) 808. Lachesis muta (Linnaeus, 1766) Referências Bérnils, R. S. e H. C. Costa (org.). 2012. Brazilian reptiles: List of species. Version 2012.2. Sociedade Brasileira de Herpetologia. Acessado em 13 de julho de 2014. www.sbherpetologia.org.br. Carrasco, P. A., C. I. Mattoni, G. C. Leynaud e G. J. Scrocchi. 2012. Morphology, phylogeny and taxonomy of South American bothropoid pitvipers (Serpentes, Viperidae). Zoologia Scripta 41:109‑124. Grazziotin, F. G., H. Zaher, R. W. Murphyc, G. Scrocchi, M. A. Benavides, Y.‑P. Zhangd e S. L. Bonatto. 2012. Molecular phylogeny of the New World Dipsadidae (Serpentes: Colubroidea): a reappraisal. Cladistics 1(2012):1‑23. Harvey, M. B. G. N. Ugueto e R. L. Gutberlet. 2012. Review of Teiid Morphology with a Revised Taxonomy and Phylogeny of the Teiidae (Lepidosauria: Squamata). Zootaxa 3459:1‑156. Hedges, S. B. 2014. The high-level classification of skinks (Reptilia, Squamata, Scincomorpha). Zootaxa 3765(4):317‑338. Hedges, S. B. e C. E. Conn. 2012. A new skink fauna from Caribbean islands (Squamata, Mabuyidae, Mabuyinae). Zootaxa 3288:1‑244. Hedges, S. B., A. B. Marion, K. M. Lipp, J. Marin e N. Vidal. 2014. A taxonomic framework for typhlopid snakes from the Caribbean and other regions (Reptilia, Squamata). Caribbean Herpetology 49:1‑61. Jadin, R. C., F. T. Burbink, G. A. Rivas, L. J. Vitt, C.L. Barrio-Amorós e R. P. Guralnick. 2014. Finding arboreal snakes in an evolutionary tree: phylogenetic placement and systematic revision of the Neotropical birdsnakes. Journal of Zoological Systematics and Evolutionary Research 52(3):257‑264. Nicholson, E., B. I. Crother, C. Guyer e J.M. Savage. 2012. It is time for a new classification of anoles (Squamata: Dactyloidae). Zootaxa 3477:1‑108. Nicholson, E., B. I. Crother, C. Guyer e J.M. Savage. 2014. Anole classification: A response to Poe. Zootaxa 3814(1):109‑120. Pyron, R. A. e V. Wallach. 2014. Systematics of the blindsnakes (Serpentes: Scolecophidia: Typhlopoidea) based on molecular and morphological evidence. Zootaxa 3829(1):001‑081. Pyron, R. A., F. T. Burbrink e J. J. Wiens. 2013. A phylogeny and updated classification of Squamata, including 4161 species of lizards and snakes. BMC Evolutionary Biology 13:93. Ribeiro, S., C. Nogueira, C. E. D. Cintra, N. J. Silva e H. Zaher. 2012 [2011]. Description of a new pored Leposternon (Squamata, Amphisbaenidae) from the Brazilian Cerrado. South American Journal of Herpetology 6(3):177‑188. Turtle Taxonomy Working Group [van Dijk, P. P., J. B. Iverson, A. G. J. Rhodin, H. B. Shaffer e R. Bour]. 2014. Turtles of the World, 7th edition: annotated checklist of taxonomy, synonymy, distribution with maps, and conservation status; pp. 329‑479. In: A. G. J. Rhodin, P. C. H. Pritchard, P. P. van Dijk, R. A. Saumure, K. A. Buhlmann, J. B. Iverson e R. A. Mittermeier (Eds.), Conservation Biology of Freshwater Turtles and Tor‑ toises: A Compilation Project of the IUCN/SSC Tortoise and Freshwater Turtle Specialist Group. Chelonian Research Monographs 5(7).

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Elachistocleis bicolor (Amphibia: Anura: Microhylidae) and Eupemphix nattereri (Amphibia: Anura: Leuiperidae): Morphological abnormalities from Reserva Natural Laguna Blanca, Paraguay Jean-Paul Brouard¹, Paul Smith¹,² Para La Tierra, Reserva Natural Laguna Blanca, Santa Rosa del Aguaray, San Pedro, Paraguay. www.paralatierra.org Fauna Paraguay, Encarnación, Paraguay. www.faunaparaguay.com Corresponding author. E‑mail: jeanpaul@paralatierra.org

1 2

The global amphibian decline is well-documented, with the complex effects and interactions of ultraviolet radiation, predation, habitat modification, diseases, changes in climate or weather patterns, introduced predators, environmental acidity and toxicants all known to be causal factors (Alford and Richards, 1999). The drastic increase in the frequency of developmental abnormalities observed in recent years has also been linked to this phenomenon. Although the precise causes of such abnormalities are still imperfectly known, contamination from pollutants, viral and parasitic infections, ultraviolet radiation and predation in the early metamorphic stages, have all

Figure 1: Map showing location of Reserva Natural Laguna Blanca, Departmento San Pedro, Paraguay.

been mooted as potential contributors (Lannoo, 2008). Morphological abnormality of 0‑5% is commonly found in amphibian populations, but when a population exceeds this mark it is considered abnormally high (Bionda et al., 2012; Piha et al., 2010; Pekkonen and Merilä, 2006). Reserva Natural Laguna Blanca (RNLB) is located in the Cerrado zone of Departmento San Pedro, northeastern Paraguay (Fig. 1). It is a small, 804 ha reserve based around a freshwater lake of 157 ha (Guyra Paraguay, 2008). The reserve comprises a tract of 400 ha of near pristine Cerrado, a degraded section of Atlantic forest and a transitional zone of semi-deciduous, semihumid gallery forest (Eiten, 1972; Eiten, 1978). Specimens of Elachistocleis bicolor (Guérin-Méneville, 1838) (Microhylidae) and Eupemphix nattereri (Steindachner, 1863) (Lieuperidae) with malformations were collected near a temporary pool (23°46’52.6”S, 56°17’28.9”W) in a zone of transition between Cerrado and Atlantic Forest habitats at RNLB. The specimens are housed in the Colección Zoológica de Para La Tierra (CZPLT), located at the reserve. Morphological abnormalities were identified using Meteyer’s (2000) classification. Comparative morphometry of the normal limb vs. abnormal limb of the two E. bicolor specimens and the two abnormal forelimbs of the E. nattereri specimen are given in tables 1 and 2. These specimens account for the first documented records of morphological abnormalities in amphibians from Paraguay. Elachistocleis bicolor is a fossorial microhylid with a wide distribution comprising southern Brazil, Bolivia, Paraguay, Uruguay and northern Argentina (Weiler et al., 2013). It can be found in various eco-regions including Atlantic Forest, Cerrado, Pantanal, and humid and dry Chaco (Caramaschi, 2010; Brusquetti and Lavilla, 2006; Nuñez et al., 2004). New species of Elachistocleis are currently being described with regularity (Caramaschi, 2010; Kwet and Di-Bernardo, 1998; Lavilla et al., 2003; Nunes de Almeida and Toledo, 2012; Pereyra et al., 2013; Toledo, 2010; Toledo et al., 2010), but specimens ascribed to E. bicolor here were those with a uniform yellow ventral surface, no dorsomedial line, and a head length less than 90% of the head width, in accordance with Caramaschi (2010). Three specimens of Elachistocleis bicolor show abnormalities of the limbs (Table 1). CZPLT‑H‑487 (3 June 2013; female; 32.56 mm snout-vent length [SVL]; Fig. 2A‑B) and

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Figure 2: Morphological abnormalities described in the text from Reserva Natural Laguna Blanca, Departmento San Pedro, Paraguay. A‑F: Elachistocleis bicolor specimens CZPLT‑H‑487 (A‑B), CZPLT‑H‑521 (C‑D) and CZPLT‑H‑584 (E‑F). G‑H: Eupemphix nattereri specimen CZPLT‑H‑586.

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Table 1: Comparative morphometry of the normal limb vs. abnormal limb of Elachistocleis bicolor specimens. Measurements in mm.

Femur Tibiafibula Foot

CZPLT‑H‑487 (abnormal) Left Side Right Side 10.6 8.4 5.2 0 11.6 4.4

CZPLT‑H‑521 (normal) Left Side Right Side 10.4 10.2 8.5 8.4 11.7 6.6

Table 2: Comparative morphometry of two abnormal forelimbs of the Eupem‑ phix nattereri specimen 586. Measurements in mm.

Humerus Radio-ulna Hand

Left Side 12.0 3.1 0

CZPLT‑H‑586 Right Side 12.1 10.6 4.2

CZPLT‑H‑521 (8 July 2013; male; 26.40 mm SVL; Fig. 2C‑D) both have a reduced right hindlimb. CZPLT‑H‑487 displays hemimelia (reduction of the long bone) of the femur, an absent tibiafibula, ectrodactyly (absent digits) and brachydactyly (reduced digits) of the foot (three, reduced toes present compared to the norm of five), and rotation of the foot. CZPLT‑H‑521 shows ectrodactyly and brachydactyly. The femur, tibiafibula and tibiale/fibulare are present, but only two digits are complete. CZPLT‑H‑584 (29 November 2013; male; 23.04 mm SVL; Fig. 2E‑F) has an abnormal right forelimb showing ectromelia of the tibiale/fibulare. The humerus and radio-ulna are complete, but the hand is reduced with no digits present. Eupemphix nattereri is a widespread frog species distributed from central and southeast Brazil to eastern Paraguay and Bolivia (Weiler et al., 2013). It can be found in a wide range of habitats including the humid Chaco, Cerrado, Atlantic Forest, and Pantanal (Brusquetti and Lavilla, 2006). Specimen CZPLT‑H‑586 (29 November 2013; male; 47.7 mm SVL; Fig. 2G‑H) has two abnormal forelimbs. The right limb shows ectromelia of the tibiale and fibulare (complete humerus and radio-ulna, but a reduced hand without digits), and the left limb shows ectromelia of the radio-ulna (complete humerus, reduced radio-ulna, and hand absent). Despite ongoing year-round amphibian inventories at RNLB, morphological abnormalities have so far been discovered only on the limbs of these two species. Although the causes of the observed abnormalities are not immediately obvious, the low frequency of abnormalities and high level of species specificity, despite the large number of specimens and species collected, may be suggestive of a non-environmental cause, perhaps related to unsuccessful predation, accidental injuries or developmental errors (Guderyahn, 2006; Székely and Szilárd, 2003). All four specimens were adult and did not exhibit any obvious lack of fitness or detrimental health effects to suggest that such abnormalities might hinder their ability to survive. ACKNOWLEDGMENTS We thank the Secretaria del Ambiente (SEAM) for issuing the relevant permits and for their recognition of the importance

of RNLB by declaring it a Reserva Natural. Specimens were collected under permit 02/13. Particular thanks to the Duarte family, the owners of Laguna Blanca, for their foresight and support of PLT, without which the fieldwork would not have been possible. All volunteers and interns who contributed to the amphibian research by assisting in the field work deserve praise for their efforts. REFERENCES Alford, R. A. and S. J. Richards. 1999. Global amphibian declines: A problem in applied ecology. Annual Review of Ecology and Systematics, 30: 133‑165. Bionda, C., N. Salas, E. Caraffa, M. Baraquet and A. Martino. 2012. On abnormalities recorded in an urban population of Rhinella arenarum from central Argentina. Herpetology Notes, 5: 237‑241. Brusquetti, F. and E. Lavilla. 2006. Lista comentada de los anfibios de Paraguay. Cuadernos de Herpetología, 20: 3‑79. Caramaschi, U. 2010. Notes on the taxonomic status of Elachistocleis ovalis (Schneider, 1799) and description of five new species of Elachistocleis Parker, 1927 (Amphibia, Anura, Microhylidae). Boletim do Museu Nacional, Rio de Janeiro, Zoologia, 527: 1‑32. Eiten, G. 1972. The Cerrado vegetation of Brazil. Botanical Review, 38: 201‑341. Eiten, G. 1978. Delimitation of the Cerrado concept. Vegetatio, 36: 169‑178. Guderyahn, L. 2006. Nationwide assessment of morphological abnormalities observed in amphibians collected from United States National Wildlife Refuges. U.S. Fish and Wildlife Service, Report Number CBFO‑C06‑01. 74pp. Guyra Paraguay. 2008. Áreas importantes para la conservación de las aves del Paraguay. Guyra Paraguay, Asunción, 470pp. Johnson, P. T. J. and J. Bowerman. 2010. Do predators cause frog deformities? The need for an eco-epidemiological approach. Journal of Experimen‑ tal Zoology (Molecular and Developmental Evolution), 314B: 515‑518. Kwet, A. and M. Di-Bernardo. 1998. Elachistocleis erythrogaster, a new microhylid species from Rio Grande do Sul, Brazil. Studies on Neotropical Fau‑ na and Environment, 33: 7‑18. Lannoo, M. 2008. Malformed frogs: The collapse of aquatic ecosystems. University of California Press, Berkeley, USA. 270pp. Lavilla, E. O., M. Vaira and L. Ferrari. 2003. A new species of Elachistocleis (Anura: Microhylidae) From the Andean Yungas of Argentina, with comments on the Elachistocleis ovalis – E. bicolor controversy. Amphibia-Reptilia, 24: 269‑284. Meteyer, C. U. 2000. Field guide to malformations of frogs and toads with radiographic Interpretations. Biological Science Report USGS/BRD/ BSR‑2000‑0005. US Department of the Interior, Geological Survey. 18pp. Nunes-de-Almeida, C. H. L. and L. F. Toledo. 2012. A new species of Ela‑ chistocleis Parker (Anura, Microhylidae) from the state of Acre, northern Brazil. Zootaxa, 3424: 43‑50. Nuñez, D., R. Maneyro, J. Langone, J. and R. O. de Sá. 2004. Distribución geográfica de la fauna de anfíbios del Uruguay. Smithsonian Information Herpetological Service, 134: 1‑34. Pereyra, L. C., M. S. Akmentins, G. Laufer and M. Vaira. 2013. A new species of Elachistocleis (Anura: Microhylidae) from north-western Argentina. Zootaxa, 3694: 525‑544. Piha, H., M. Pekkonen and J. Merilä. 2006. Morphological abnormalities in amphibians in agricultural habitats: A case study of the common frog Rana temporaria. Copeia, 2006(4): 810‑817. Székely, P. and N. Szilárd. 2003. The incidence of mutilations and malformations in a population of Pelobates fuscus. Russian Journal of Herpetology, 10: 145‑148. Toledo, L. F. 2010. A new species of Elachistocleis (Anura; Microhylidae) from the Brazilian Amazon. Zootaxa, 2496: 63‑68. Toledo, L. F., D. Loebmann, C. F. B. Haddad. 2010. Revalidation and redescription of Elachistocleis cesarii (Miranda-Ribeiro, 1920) (Anura: Microhylidae). Zootaxa, 2418: 50‑60. Weiler, A., K. Nuñez, E. Lavilla, S. Peris and D. Baldo. 2013. Anfibios del Paraguay. FACEN, Asunción, Paraguay. 126pp.

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Boa constrictor amarali (Reptilia, Serpentes, Boidae): first record of albinism in the wild Silvia R. Travaglia-Cardoso, Marcelo S. B. Lucas, Giuseppe Puorto Instituto Butantan, Museu Biológico. Avenida Doutor Vital Brazil, 1.500, Butantã, CEP 05503900, São Paulo, SP, Brasil. Author for correspondence: silvia.cardoso@butantan.gov.br

Color patterns may influence the ecology of snakes by providing advantages mainly in camouflage, mimetism and aposematism. In Brazil, chromatic anomalies in snakes, such as xanthism, melanism, and erythrism have been reported in some species (Amaral, 1932; Amaral, 1934; Andrade and Abe, 1998; Hoge, 1952; Hoge and Belluomini, 1957/58; Silva et al., 1999; Sueiro et al., 2010; Travaglia-Cardoso and Parpinelli, 2006). Albinism is the most commonly reported chromatic anomaly (Amaral, 1927a,b; Silva et al., 2010). Here we report the first record of albinism for Boa constric‑ tor amarali, a species whose identification is based on pholidosis (Langhammer, 1983) and geographical distribution. Boa constrictor amarali occurs in a wide range of habitats in southeastern Brazil as well as in parts of the Midwestern and Southern regions (Albino and Carlini, 2008). An adult female (snout-vent length = 1490 mm; tail length = 160 mm; mass = 2650 g; Figs. 1‑2) was collected in Brotas (22°17’S; 48°07’W), São Paulo, Brazil in April 2014. The vegetation cover in this region consists mainly of Cerrado and gallery forests. This specimen shows a slightly yellowish white coloration all over the body, including the head and venter. The characteristic dorsal marks have the same color as the body, but with darker yellow borders. The standard marks of the eyes are present but with much lighter colors than usual and the tongue is pink. The cryptic coloration common in Boa constrictor amarali provides an effective camouflage in its natural environment, both on the ground and tree branches, so that changes in the

Figure 1: Boa constrictor amarali. Adult female.

normal color pattern may be unfavorable for snakes (Andrén and Nilson, 1981). Some authors suggest that chromatic anomalies are more common in species of crepuscular or nocturnal habits (Sazima and Di-Bernardo, 1991; Esqueda et al., 2005). The loss of protective coloration probably leads the animal to more exposure, thus making it more vulnerable to predation, especially by visually guided predators. The snake was captured as an adult, and displays a number of scars on its body (Figures 3 and 4), which are probably due to unsuccessful predation events. Boids are robust snakes from birth, which may inhibit the success of their predators. This female was collected in her vitellogenesis period (see Pizzatto and Marques, 2007). The literature reports a predominance of females among captured snakes that show chromatic anomalies (Sueiro et al., 2010). This may be related to the female need for increased exposure during thermoregulatory activities. Albinism in Boa constrictor amarali has never been recorded in the wild. The specimen is being maintained in the Biological Museum of the Instituto Butantan. REFERENCES Albino, A. M. and Carlini, A. A. 2008. First Record of Boa constrictor (Serpentes, Boidae) in the Quaternary of South America. Journal of Herpetolo‑ gy, 42: 82‑88. Amaral, A. 1927a. Da ocorrência de albinismo em Cascavel, Crotalus terrificus. Rev. Mus. Paul., 15: 55‑61.

Figure 2: Boa constrictor amarali. Adult female: observe scars on head and in details scars on body.

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Amaral, A. 1927b. Albinismo em “Dorme-dorme” (Sibynomorphus turgidus). Rev. Mus. Paul., 15: 61‑63. Amaral, A. 1932. Notas sobre chromatismo de ophidios II. Casos de variação de colorido de certas serpentes. Memórias Instituto Butantan, Tomo VII: 81‑87. Amaral, A. 1934. Notas sobre chromatismo de ophidios III. Um caso de xanthismo e um novo de albinismo, observados no Brasil. Memórias Instituto Butantan, Tomo VIII: 151‑153. Andrade, D. V. and A. S. Abe. 1998. Abnormalities in a litter of Boa constric‑ tor amarali. The Snake, 28: 28‑32. Andrén, C. and G. Nilson. 1981. Reproductive success and risk of predation in normal and melanistic colour morphs of the adder, Vipera berus. Biol. J. Linn. Soc., 15: 235‑246. Esqueda, L. F., E. La Marca and P. Soriano. 2005. Partial albinism in a Venezuelan specimen of false coral snake Oxyrhopus petola petola (Linnaeus, 1758). Herpetotropicos, 2(2): 114. Hoge, A. R. 1952. Notas erpetológicas. Memórias Instituto Butantan, 24(2): 237‑240. Hoge, A. R. and H. E. Belluomini. 1957/58. Aberrações cromáticas em serpentes brasileiras. Memórias Instituto Butantan, 28: 95‑98.

Langhammer, J. K. 1983. A new subspecies of Boa constrictor, Boa constrictor melanogaster, from Ecuador (Serpentes: Boidae). Tropical Fish Hobbyist, 32: 70‑79. Pizzatto, L. and O. A. V. Marques. 2007. Reproductive ecology of Boine snakes with emphasis on Brazilian species and a comparison to Pythons. South American Journal of Herpetology, 2(2): 107‑122. Sazima, I. and M. Di-Bernardo. 1991. Albinismo em Serpentes Neotropicais. Memórias Instituto Butantan, 53: 167‑173. Silva, R. J., M. R. M. Fontes, R. R. Rodrigues, E. M. Bruder, M. F. B. Stein, G. P. M. Sipoli, R. Pinhão, and C. A. M. Lopes. 1999. Journal Venom. Anim. Toxins, 5(1). Silva, F. A.; C. L. Assis, and F. M. Quintela. 2010. Albinism in a Liophis miliaris (Linnaeus, 1758) (Serpentes: Dipsadidae) from Minas Gerais, southern Brazil. Herpetology Notes, 3: 171‑172. Sueiro, L. R., C. A. Rojas, J. Y. Risk, F. O. S. França, and S. M. Almeida-Santos. 2010. Anomalias cromáticas em Bothrops jararaca (Serpentes, Viperidae): Xantismo interfere na sobrevivência? Biotemas, 23: 155‑160. Travaglia-Cardoso, S. R. and C. Parpinelli. 2006. Crotalus durissus terrifi‑ cus (rattlesnake): a case of xanthism. Herpetological Bulletin, 97: 39‑40.

Oxyrhopus melanogenys, Porto Velho, RO. Foto: Sérgio Muniz.

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Instruções para Autores INSTRUÇÕES GERAIS

Apêndices, tabelas, legendas das figuras

Para sugerir informação ou temas a serem incluídos nas seções de Notícias, Trabalhos Recentes e Mudanças Taxonômicas, entre em contato com os Editores responsáveis da seção correspondente.

Esses itens devem ser organizados em sequência, depois das Referências Bibliografias.

Para todas as outras seções, os manuscritos devem ser submetidos via correio eletrônico para os Editores indicados para cada seção (ver Corpo Editorial). Os artigos devem ser escritos somente em português, exceto para as seções de História Natural e Métodos, que também publicarão contribuições em inglês. Todos os artigos devem incluir o título, os autores com filiação, o corpo do texto, os agradecimentos e a lista de referências bibliográficas. Os manuscritos em inglês que não atingirem o nível de gramática e ortografia semelhante ao de uma pessoa nativa de pais de língua inglesa serão devolvidos para correção ou tradução para português.

Apêndices Os apêndices devem ser numerados usando números romanos na mesma sequência em que aparecem no texto. Por exemplo, Apêndice I: Espécimes Examinados. Tabelas As tabelas devem ser numeradas na mesma sequência em que aparecem no texto. Devem ser formatadas com linhas horizontais e sem linhas verticais.

Referências Bibliográficas

Figuras

As citações no texto devem ser organizadas primeiro em ordem cronológica e segundo em ordem alfabética, de acordo com o seguinte formato: Silva (1998)…, Silva (1999: 14‑20)…, Silva (1998: figs. 1, 2)…, Silva (1998a, b)…, Silva e Oliveira (1998)…, (Silva e Oliveira, 1998a, b; Adams, 2000)…, (H. R. Silva, com. pess.)…, e Silva et al. (1998) para mais de dois autores.

As figuras devem ser numeradas na mesma sequência em que aparecem no texto. As legendas devem incluir informação suficiente para que sejam entendidas sem que seja necessária a leitura do corpo do texto. Figuras compostas devem ser submetidas como um arquivo único. Cada parte de uma figura composta deve ser identificada (preferencialmente com letra maiúscula Arial de tamanho 8‑12 pontos) e descrita na legenda. As figuras devem ser submetidas em arquivos separados de alta resolução (300 dpi e tamanho de impressão de pelo menos 18 cm de largura) em formato JPG ou EPS.

A seção de Referências Bibliográficas deve ser organizada primeiro em ordem alfabética e, em seguida, em ordem cronológica, de acordo com o seguinte formato: Artigo de revista: Silva, H. R., H. Oliveira e S. Rangel. Ano. Título. Nome completo da revista, 00:000‑000. Livro: Silva, H. R. Ano. Título. Editora, Lugar, 000 pp. Capítulo em livro: Silva, H. R. Ano. Título do capítulo; pp. 000‑000. In: H. Oliveira, e S. Rangel (Eds.), Título do Livro. Editora, local. Dissertações e teses: Silva, H. R. Ano. Título. Tese de doutorado ou Dissertação de mestrado, Universidade, local, 000 pp. Página de Internet: Silva, H. R. Data da página. Título da seção ou página particular. Título da página geral. Data da consulta, URL.

Instruções especiais para Notas de História Natural No corpo do texto, os autores devem indicar claramente a relevância da observação descrita. O uso de figuras deve ser encorajado. O título deve iniciar com a espécie alvo da nota, seguida pela posição taxonômica e pelo assunto (incluindo a identidade do predador, parasita etc., ao menor nível taxonômico possível). Veja exemplos neste número.