Manual de protocolos

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MANUAL PARA EL ANÁLISIS DE AGUAS RESIDUALES Y LODOS

I.C. DAYANA KATERINE GRISALES PENAGOS I.M. LINDA JOELA ORTEGA LÓPEZ SERGIO ANDRÉS BLANCO LONDOÑO, ESP TATIANA RODRÍGUEZ CHAPARRO, PhD. CARLOS EDUARDO MUÑOZ ORTIZ, ESP I.C. ANGÉLICA ANDREA MÉNDEZ REVOLLO I.C. DIANA MARGARITA HERNÁNDEZ I.C. YULY VANESSA TORRES ARÉVALO

FACULTAD DE INGENIERÍA PROGRAMA INGENIERÍA CIVIL UNIVERSIDAD MILITAR NUEVA GRANADA BOGOTÁ 2014

CONTENIDO Pág. PRESENTACIÓN..................................................................................................................... 11 PREPARACIÓN DE SOLUCIONES ........................................................................................... 12 A. SOLUCIÓN H2SO4 1.0N ................................................................................................. 12 B. SOLUCIÓN H2SO4 0.5N – 0.05N .................................................................................... 12 C. FACTOR DE DILUCIÓN .................................................................................................. 13 ANÁLISIS FÍSICOS .................................................................................................................. 15 1. COLOR – MÉTODO Nº 2120 ...................................................................................... 15 A. CONCEPTO ........................................................................................................................ 15 B. PRINCIPIO DEL MÉTODO .................................................................................................... 15 C. EQUIPOS Y MATERIALES .................................................................................................... 15 D. PROCEDIMIENTO............................................................................................................... 16 E. CÁLCULOS.......................................................................................................................... 17

2. SÓLIDOS– MÉTODO Nº 2540 .................................................................................... 17 A. CONCEPTO ........................................................................................................................ 17 B. PRINCIPIO DEL METODO .................................................................................................... 17 C. EQUIPOS Y MATERIALES .................................................................................................... 17 D. PROCEDIMIENTO............................................................................................................... 18

ANÁLISIS QUÍMICOS ............................................................................................................. 21 3. ALCALINIDAD Y ÁCIDOS VOLÁTILES TOTALES – MÉTODO Nº 2320 .......................... 21 2

A. CONCEPTO ........................................................................................................................ 21 B. PRINCIPIO DEL METODO .................................................................................................... 21 C. EQUIPOS Y MATERIALES .................................................................................................... 21 E. PREPARACIÓN DE REACTIVOS ............................................................................................ 21 F. PROCEDIMIENTO ...............................................................................................................23 G. Calibración medidor de pH ................................................................................................23 H. CÁLCULOS ........................................................................................................................ 25

4. DUREZA ........................................................................................................................ 26 A.

CONCEPTO.................................................................................................................... 26

B.

MATERIALES ................................................................................................................. 26

C.

REACTIVOS ................................................................................................................... 27

D.

PROCEDIMIENTO .......................................................................................................... 27

E.

CALCULOS..................................................................................................................... 28

5. REQUERIMIENTO EN DEMANDA OXIDANTE – MÉTODO Nº 2350 ............................ 28 A. CONCEPTO ....................................................................................................................... 28 B. PRINCIPIO DEL MÉTODO ................................................................................................... 28 C. EQUIPOS Y MATERIALES ................................................................................................... 29 D. REACTIVOS ....................................................................................................................... 29 E. PREPARACIÓN DE LOS REACTIVOS .................................................................................... 29 F. PROCEDIMIENTO .............................................................................................................. 30 G. CÁLCULOS ........................................................................................................................ 30

6. MÉTODO PARA DETERMINACIÓN DE OZONO FASE LÍQUIDA (AccuVac) No. 454-456 32

3

A. PRINCIPIO DEL MÉTODO....................................................................................................32 B. EQUIPOS Y MATERIALES ....................................................................................................32 C. REACTIVOS ........................................................................................................................32 D. PROCEDIMIENTO...............................................................................................................32 E. CÁLCULOS......................................................................................................................... 34

7. CLORUROS – MÉTODO Nº 4500-Cl- ........................................................................... 34 A. CONCEPTO ....................................................................................................................... 34 B. PRINCIPIO DEL MÉTODO ................................................................................................... 34 C. EQUIPOS Y MATERIALES ................................................................................................... 34 D. REACTIVOS ........................................................................................................................35 F. PROCEDIMIENTO ...............................................................................................................35 G. CÁLCULOS ........................................................................................................................ 36

8. FÓSFORO – ORTOFOSFATOS (PO4-2) – MÉTODO Nº 4500-P ..................................... 37 A. CONCEPTO ........................................................................................................................37 B. PRINCIPIO DEL METODO ....................................................................................................37 C. EQUIPOS Y MATERIALES ....................................................................................................37 D. REACTIVOS ........................................................................................................................37 E. PREPARACIÓN DE REACTIVOS ........................................................................................... 38 F. PROCEDIMIENTO .............................................................................................................. 38 G. CALCULOS ......................................................................................................................... 41

8 A. MÉTODO PARA DETERMINACIÓN DE FOSFORO- UTILIZANDO EL ESPECTOFOTOMETRO DR 5000 ....................................................................................... 42 A. PRINCIPIO DEL MÉTODO................................................................................................... 42

4

B. EQUIPOS Y MATERIALES ................................................................................................... 42 C. REACTIVOS ....................................................................................................................... 42 D. PROCEDIMIENTO.............................................................................................................. 42 E. CÁLCULOS......................................................................................................................... 44

9. SULFATOS – MÉTODO Nº 4500-SO42- ........................................................................ 44 A. CONCEPTO ....................................................................................................................... 44 B. PRINCIPIO DEL MÉTODO ................................................................................................... 44 C. EQUIPOS Y MATERIALES ................................................................................................... 44 D. REACTIVOS ....................................................................................................................... 45 E. PREPARACION DE REACTIVOS ........................................................................................... 45 F. PROCEDIMIENTO .............................................................................................................. 45 G. CALCULOS ........................................................................................................................ 47

10.

NITRÓGENO – MÉTODO Nº 4500-Norg................................................................... 49

A. CONCEPTO ....................................................................................................................... 49 B. PRINCIPIO DEL MÉTODO ................................................................................................... 49 C. EQUIPOS Y MATERIALES ................................................................................................... 49 D. PREPARACIÓN DE REACTIVOS........................................................................................... 50 E. PROCEDIMIENTO .............................................................................................................. 50 F. CÁLCULOS ......................................................................................................................... 52

10 A. MÉTODO PARA DETERMINACIÓN DE NITROGENO TOTAL (2 a 150 mg/L N), MÉTODO DIGESTIÓN DE PERSULFATO ............................................................................ 52 A.PRINCIPIO DEL MÉTODO ................................................................................................... 52 B. EQUIPOS Y MATERIALES ................................................................................................... 52

5

C. REACTIVOS ........................................................................................................................53 D. PROCEDIMIENTO...............................................................................................................53 E. CÁLCULOS..........................................................................................................................55

11. DEMANDA QUÍMICA DE OXIGENO (DQO) – MÉTODO Nº 5220 – RANGO MEDIO 800 mg/L .......................................................................................................................... 56 A. CONCEPTO ....................................................................................................................... 56 B. PRINCIPIO DEL METODO ................................................................................................... 56 C. EQUIPOS Y MATERIALES ................................................................................................... 56 D. REACTIVOS ....................................................................................................................... 56 E. PREPARACIÓN DE REACTIVOS ........................................................................................... 57 F. PROCEDIMIENTO .............................................................................................................. 57

12. MÉTODO PARA DETERMINACIÓN DE OXÍGENO DISUELTO (Utilizando el equipo portátil Hanna HI 9146) .................................................................................................... 64 A. PRINCIPIO DEL MÉTODO................................................................................................... 64 B. EQUIPOS Y MATERIALES ................................................................................................... 64 C. REACTIVOS ....................................................................................................................... 64 D. PROCEDIMIENTO PARA MEDIR OXÍGENO DISUELTO. ........................................................ 65

13.

DEMANDA BIOQUIMICA DE OXIGENO DBO5– MÉTODO Nº 5210 ........................ 66

A. CONCEPTO ....................................................................................................................... 66 B.PRINCIPIO DEL METODO.................................................................................................... 66 B. EQUIPOS Y MATERIALES ................................................................................................... 67 C. REACTIVOS ....................................................................................................................... 67 D. PREPARACIÓN DE REACTIVOS........................................................................................... 67

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E. PROCEDIMIENTO .............................................................................................................. 70 F. CÁLCULOS ......................................................................................................................... 72

14. RESIDUAL DE PEROXIDO DE HIDROGENO ................................................................. 73 A.

CONCEPTO.....................................................................................................................73

B.

EQUIPOS Y MATERIALES ................................................................................................73

C.

REACTIVOS ................................................................................................................... 74

D.

PROCEDIMIENTO .......................................................................................................... 74

15.

CONSTITUYENTES ORGÁNICOS ABSORCIÓN-UV – MÉTODO Nº 5910 .................. 76

A. CONCEPTO ....................................................................................................................... 76 B. EQUIPOS Y MATERIALES ................................................................................................... 76 C. PROCEDIMENTO ............................................................................................................... 76 D. CÁLCULOS ........................................................................................................................ 77

16. MEDIDA DE LA ABSORCIÓN EN LA REGION DEL ESPECTRO UV-VIS .......................... 78 A.PRINCIPIO DEL MÉTODO ................................................................................................... 78 B.EQUIPOS Y MATERIALES .................................................................................................... 78 C.PROCEDIMIENTO ............................................................................................................... 79 2. Preparación de la muestra ................................................................................................ 79

17. MÉTODO PARA DETERMINACIÓN DE CARBONO ORGÁNICO TOTAL (COT), MÉTODO DIRECTO ........................................................................................................................... 83 A.PRINCIPIO DEL MÉTODO ................................................................................................... 83 B. EQUIPOS Y MATERIALES ................................................................................................... 83 C. REACTIVOS ....................................................................................................................... 83 D. PROCEDIMIENTO.............................................................................................................. 84

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E. CÁLCULOS......................................................................................................................... 86

18. MÉTODO PARA DETERMINAR METANO POR DESPLAZAMIENTO ............................. 86 A. PRINCIPIO DEL MÉTODO................................................................................................... 86 B. EQUIPOS Y MATERIALES ................................................................................................... 86 C. REACTIVOS ....................................................................................................................... 86 E. ESQUEMA DEL MONTAJE .................................................................................................. 87 F. PROCEDIMENTO ............................................................................................................... 88

19. ENSAYO DE ACTIVIDAD METANOGÉNICA ESPECÍFICA ............................................... 89 A. CONCEPTO ....................................................................................................................... 89 C. EQUIPOS Y MATERIALES ................................................................................................... 90 D. REACTIVOS ........................................................................................................................ 91 E. PREPARACIÓN DE REACTIVOS ............................................................................................ 91 F. PROCEDIMIENTO .............................................................................................................. 93 G. CÁLCULOS ........................................................................................................................ 95

CALCULO DE LA AME ........................................................................................................ 96 20. MÉTODO PARA DETERMINACIÓN DE AZÚCAR ........................................................ 101 A. PRINCIPIO DEL MÉTODO................................................................................................... 101 B. EQUIPOS Y MATERIALES ................................................................................................... 101 C. REACTIVOS ...................................................................................................................... 102 D. PREPARACION DE REACTIVOS.......................................................................................... 102 E. PROCEDIMIENTO ............................................................................................................. 102 F. CÁLCULOS ........................................................................................................................ 104

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21. HIDROGENO Y METANO POR CROMATOGRAFIA GASEOSA ................................... 104 A.CONCEPTO ....................................................................................................................... 104 B. EQUIPOS Y MATERIALES .................................................................................................. 105 C. PROCEDIMIENTO ............................................................................................................. 105 D. CALCULOS ....................................................................................................................... 144

ANÁLISIS DE SUELOS .......................................................................................................... 146 21. MÉTODO PARA DETERMINAR CALCIO Y MAGNESIO SOLUBLES EN SUELO ............. 146 A. MÉTODO CUANTIFICACIÓN COMPLEXOMÉTRICA. ........................................................... 146 B. EQUIPOS Y MATERIALES .................................................................................................. 146 C. REACTIVOS ...................................................................................................................... 146 D. PREPARACIÓN DE LOS REACTIVOS ................................................................................... 146 E. PROCEDIMIENTO ............................................................................................................. 147 F. CÁLCULOS ........................................................................................................................ 147

22. MÉTODO PARA LA MEDICIÓN DE pH EN SUELOS .................................................... 149 A. EQUIPOS Y MATERIALES .................................................................................................. 149 B. REACTIVOS ...................................................................................................................... 149 C. PREPARACIÓN DE LOS REACTIVOS ................................................................................... 149 D. PROCEDIMIENTO............................................................................................................. 149

23. MÉTODO PARA LA MEDICIÓN DE LA MATERIA ORGÁNICA EN SUELOS .................. 150 A. EQUIPOS Y MATERIALES .................................................................................................. 150 B. PROCEDIMIENTO ............................................................................................................. 150 C. CÁLCULOS ....................................................................................................................... 150

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ANALISIS MICROBIOLÓGICO .............................................................................................. 151 A.CONCEPTO .................................................................................................................... 151 B.PRINCIPIO DEL MÉTODO.................................................................................................... 151

24. TÉCNICA DEL FILTRO MEMBRANA PARA MIEMBROS DEL GRUPO COLIFORME ...... 152 A. PRINCIPIO DEL METODO.................................................................................................. 152 B. EQUIPOS Y MATERIALES .................................................................................................. 152 C. REACTIVOS ...................................................................................................................... 152 D. PREPARACIÓN DE REACTIVOS.......................................................................................... 152 E. PROCEDIMIENTO ............................................................................................................. 153 F. CÁLCULO ......................................................................................................................... 154

ANÁLISIS DE TOXICIDAD ................................................................................................... 156 25. ENSAYO DE TOXICIDAD TOTAL CON BULBOS DE CEBOLLA ALLIUM CEPA L ............ 156 A. CONCEPTO ...................................................................................................................... 156 B. EQUIPOS Y MATERIALES .................................................................................................. 156 D. REACTIVOS ...................................................................................................................... 156 E. PREPARACIÓN DE LOS REACTIVOS ................................................................................... 156 F. PROCEDIMIENTO ............................................................................................................. 157 G. CÁLCULOS ....................................................................................................................... 159

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PRESENTACIÓN El Laboratorio de Saneamiento Ambiental de la Universidad Militar Nueva Granada presenta en este documento las técnicas de laboratorio para el análisis de la calidad del agua residual, lodos y suelos con el objetivo de unificar los procesos seguidos por los usuarios del laboratorio en el desarrollo de las diferentes prácticas. Para la elaboración de este manual se consultaron las normas del Standard Methods for the Examination of Water and Wastewater de AWWA, APHA y WEF año 2005, así como el Manual Práctico de Análise de Água de Funasa Brasil año 2006 y el manual de Métodos Analíticos del Laboratorio de Suelos del IGAC 2006. El manual aborda análisis físicos, químicos y microbiológicos en aguas residuales y suelos. En la primera parte se abordan los análisis físicos, en la segunda parte se tratan parámetros de análisis químicos de compuesto inorgánicos y orgánicos presentes en las aguas residuales y gases por el método de cromatografía gaseosa. En la tercera parte se presentan análisis para suelos y extractos de suelo. En la cuarta y quinta parte se presenta una metodología para la determinación de microorganismos del grupo Coliforme tanto en aguas como en suelos y un ensayo biológico para la determinación de toxicidad en aguas. De acuerdo con lo anterior deseamos que este documento se utilidad para aquellas personas que deseen realizar ensayos de calidad del agua residual y suelos.

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PREPARACIĂ“N DE SOLUCIONES A. SOLUCIĂ“N H2SO4 1.0N Para preparar una soluciĂłn de H2SO4 1N diluir cuidadosamente 30mL de H2SO4 concentrado en un balĂłn de 1000mL con agua destilada. B. SOLUCIĂ“N H2SO4 0.5N – 0.05N A partir de la soluciĂłn de H2SO4 normalizada se obtienen las respectivas soluciones empleado la siguiente ecuaciĂłn: đ?‘‰1 Ă— đ??ś1 = đ?‘‰2 Ă— đ??ś2 Donde: V1 = Volumen a tomar C1 = ConcentraciĂłn conocida V2 = Volumen a preparar C2 = ConcentraciĂłn esperada Como ejemplo para concentraciones de 0.5N se requiere diluir 500mL de soluciĂłn 1N en un balĂłn de 1.0L con agua destilada de acuerdo con lo siguiente: đ?‘‰1 =

đ?‘‰2 Ă— đ??ś2 1000 Ă— 0.5 = = 500đ?‘šđ??ż đ??ś1 1.0

Como ejemplo para concentraciones de 0.05N se requiere diluir 25mL de solución 1N en 500mL de agua destilada de acuerdo con lo siguiente: �1 =

đ?‘‰2 Ă— đ??ś2 500 Ă— 0.05 = = 25đ?‘šđ??ż đ??ś1 1.0

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C. FACTOR DE DILUCIĂ“N Para obtener diferentes concentraciones de muestras se requiere realizar diluciones de la misma para esto se emplea el Factor de DiluciĂłn, el cual se presenta en la siguiente ecuaciĂłn: đ??š. đ??ˇ =

�� ��

Donde: F.D = Factor de DiluciĂłn VF =

Volumen final que se coloca de la muestra

VT =

Volumen total (VF + Vrestante para completar)

C=

ConcentraciĂłn

D. PREPARAR SOLUCIONES HCL (10 mol/L) Peso molecular HCL 

H= 1 gr/mol

O=16 gr/mol

Cl=35,5 gr/mol

Densidad HCL = 1,175 gr/cm3 Masa = densidad x volumen = 1,175 gr/cm3 x 1000 cm3 = 1175 gr de HCL en 1L de soluciĂłn Como la soluciĂłn es de 37% de HCL, las cantidades de soluto y solvente que ahĂ­ en un litro son: 100 đ?‘”đ?‘&#x; đ?‘ đ?‘œđ?‘™đ?‘˘đ?‘?đ?‘–đ?‘œđ?‘› 37 đ?‘”đ?‘&#x; đ??ťđ??śđ??ż

=

1175

đ?‘‹=

đ?‘‹

đ?‘‹ = 434,75 đ?‘”đ?‘&#x; đ?‘‘đ?‘’ đ??ťđ??śđ??ż đ?‘’đ?‘› 1đ??ż đ??´â„Žđ?‘œđ?‘&#x;đ?‘Ž: 1175 đ?‘”đ?‘&#x; đ?‘‘đ?‘’ đ?‘ đ?‘œđ?‘™đ?‘˘đ?‘?đ?‘–Ăłđ?‘› − 434,75 đ?‘”đ?‘&#x; đ?‘‘đ?‘’ đ??ťđ??śđ??ż 13

1175 đ?‘‹ 37đ?‘”đ?‘&#x; 100đ?‘”đ?‘&#x;

= 𝟕𝟒𝟎, 𝟐𝟓𝒈𝒓 𝒅𝒆 𝑯𝟐 𝑶

𝐿𝑢𝑒𝑔𝑜 𝑠𝑒 𝑝𝑎𝑠𝑎 𝑎 𝑚𝑜𝑙𝑒𝑠:

435,75 𝑔𝑟 36.5 𝑔𝑟/𝑚𝑜𝑙

= 11,9 𝑚𝑜𝑙 𝑒𝑛 1𝐿 𝑑𝑒 𝐻𝐶𝐿

¿ 𝑪𝒐𝒎𝒐 𝒑𝒓𝒆𝒑𝒂𝒓𝒂𝒓 𝒖𝒏𝒂 𝒔𝒐𝒍𝒖𝒄𝒊ó𝒏 𝟏𝟎 𝒎𝒐𝒍/𝑳? 11.9 𝑚𝑜𝑙 1000𝑐𝑚3

=

10 𝑚𝑜𝑙 𝑋

𝑿 = 𝟖𝟒𝟎 𝒎𝒍 𝒅𝒆 𝑯𝑪𝑳 𝒆𝒏 𝟏𝑳 → 𝟖𝟒𝒎𝒍 𝒅𝒆 𝑯𝑪𝑳 𝒆𝒏 𝟏𝟎𝟎 𝒎𝒍

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ANÁLISIS FÍSICOS 1.

COLOR – MÉTODO Nº 2120

A. CONCEPTO Usualmente cuando se examina el agua, las primeras propiedades que se suelen considerar son las siguientes: color, sabor y olor, características inherentes a ella. El agua de uso doméstico e industrial tiene como parámetro de aceptación la de ser incolora, pero en la actualidad, gran cantidad del agua disponible se encuentra coloreada y se tiene el problema de que no puede ser utilizada hasta que no se le trata removiendo dicha coloración. Las aguas superficiales pueden estar coloreadas debido a la presencia de iones metálicos naturales (hierro y manganeso), humus, materia orgánica y contaminantes domésticos e industriales como en el caso de las industrias de papel, curtido y textil; esta última causa coloración por medio de los desechos de teñido los cuales imparten colores en una amplia variedad y son fácilmente reconocidos y rastreados B. PRINCIPIO DEL MÉTODO Se pueden efectuar dos medidas de color en el agua: real y aparente. El color real del agua natural es el que presenta cuando se ha eliminado la turbidez (filtrando o centrifugando), siendo principalmente causado por materiales húmicos coloidales. Por el contrario, el color aparente es determinado directamente de la muestra original (sin filtración ni centrifugación), es debido a la existencia de sólidos en suspensión. Para la determinación de color en el agua existe el método espectrofotométrico, el cual se usa principalmente en aguas industriales contaminadas que tienen colores poco usuales, y que no pueden ser igualados por el método colorimétrico. El color se determina mediante un espectrofotómetro, cuyo esquema de funcionamiento se recoge en la figura, a tres longitudes de onda distribuidas por el conjunto del espectro visible: λ1 = 436nm; λ2= 525nm y λ3 = 620 nm, de acuerdo con lo sugerido por ÇeÇen (1999). C. EQUIPOS Y MATERIALES   

Espectrofotómetro DR 2800 o DR 5000. Bomba de vacío. Membrana de filtración de 1.2 µm de fibra de vidrio o centrifugar por 5 min a 1500 rpm. 15

Probeta 50mL.

D. PROCEDIMIENTO I. Para determinar el color real se debe filtrar la muestra en filtro de fibra de vidrio de 1,2 µm o en filtro de acetato de celulosa de 0,45 µm y para color aparente tomar la muestra de agua directamente de la original. a. Encender el espectrofotómetro y seleccionar la longitud de onda en 436nm. b. Calibrar el equipo con la lectura inicial del blanco. c. Realizar la lectura de la absorbancia de la muestras de agua.

a) Paso 1

b) Paso 2 a 3

c) Paso 4

Figura 1. Pasos para el procedimiento de medición de color II. Si se utiliza el espectrofotómetro DR 2800 O DR 5000, las unidades de medida son directamente UPC, así: a. Seleccionar el programa correspondiente a color 455 nm o 465 nm. b. Insertar la multiadaptador usando el portacelda respectivo frente al usuario. c. Para preparar el blanco se llena un recipiente de 10 ml de agua destilada hasta el borde indicado. d. Llenar el segundo recipiente hasta el aforo de la muestra a analizar. e. Limpiar los recipientes de tal manera que estén mojados ni que queden rastro de huellas; luego, insertar el blanco pulsar <<ZERO>>, y retirar una vez salga <<0 unidades PtCo>>. f. Realizar los mismos con el recipiente que contiene la muestra y pulsar <<MEDIR>>.

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E. CÁLCULOS Para el numeral (a) el color se expresa en términos de absorbancia (cm -1) en la longitud de onda 436 nm. 2.

SÓLIDOS– MÉTODO Nº 2540

A. CONCEPTO Los sólidos se refiere a la materia en suspensión o disuelta en agua o agua residuales. Los sólidos pueden afectar el agua o adversamente la calidad del efluente. Aguas con alto contenido de sólidos disueltos en general son de menor potabilidad y pueden inducir a reacciones fisiológicas en el consumidor. Por estas razones, un límite de 500mg de sólidos disueltos/l es el deseado para el consumo en aguas. B. PRINCIPIO DEL METODO Son los materiales suspendidos y disueltos en un agua. Se obtienen después de someter al agua a un proceso de evaporación a temperaturas comprendidas entre 103 y 105ºC. La porción filtrable representa a los Sólidos Coloidales Totales Disueltos y la no-filtrable son los Sólidos Totales en Suspensión. El contenido de sólidos volátiles se interpreta en términos de materia orgánica, teniendo en cuenta que a 550±50°C la materia orgánica se oxida formando el gas carbónico y agua que se volatilizan. Sin embargo, la interpretación no es exacta puesto que la pérdida de peso incluye también pérdidas debido a descomposición o volatilización de ciertas sales minerales como por ejemplo las sales de amonio o carbonato de magnesio. C. EQUIPOS Y MATERIALES           

Desecador Bomba de vacío. Balanza analítica. Horno tipo mufla 550ºC. Horno (103ºC y 105ºC). Embudo tipo Buchner para membrana con diámetro de 47mm. Membrana filtrante tipo micro-fibra de vidrio, con tamaño nominal de abertura de 0,45µm o 1,2µm. Capsulas de porcelana. Pinza metálica. Probeta de 50mL. Guantes para mufla. 17

D. PROCEDIMIENTO PREPARACIĂ“N DE CĂ PSULA Y MEMBRANA PARA ST - SST a. Lavar la capsula de porcelana previamente y calcinarla en mufla a 550ÂşC durante 15 minutos. Apagar la mufla, abrirla levemente y esperar hasta que llegue a una temperatura de 150°C (1 hora y 20 minutos aproximadamente) para despuĂŠs ser puesta en el horno a 105°C por 15 minutos. Luego transferirla al desecador para que se enfriĂŠ a temperatura ambiente. b. Para preparaciĂłn de solidos suspendidos colocar una membrana filtrante en el sistema de filtraciĂłn. c. Hacer 3 lavados a la membrana con el sistema de filtraciĂłn utilizando 20mL de agua destilada para cada lavado (total de 60mL) que deben ser despreciados. d. Colocar la membrana en la capsula de porcelana y calcinar en la mufla por 15 minutos, luego transferirla al desecador para que se enfriĂŠ a temperatura ambiente. I. DETERMINACIĂ“N DE SĂ“LIDOS TOTALES (ST) Este procedimiento es limitado a una cantidad de sĂłlidos secos de 200mg, debido a la posibilidad de la formaciĂłn de una capa que impide el secado de los residuos. a. b. c. d.

Preparar una cĂĄpsula de porcelana como se nombrĂł anteriormente en el paso a. Determinar la masa M1 en gramos en la balanza analĂ­tica. Transferir un volumen de la muestra V1 (en mililitros). Secar la muestra en el horno a 103ÂşC-105 ÂşC con tiempo suficiente para lograr una masa constante (24 horas) y determinar la masa despuĂŠs de enfriar en el desecador M2. đ?‘šđ?‘”

đ?‘†Ăłđ?‘™đ?‘–đ?‘‘đ?‘œđ?‘ đ?‘Ąđ?‘œđ?‘Ąđ?‘Žđ?‘™đ?‘’đ?‘ (đ?‘†đ?‘‡) (

đ??ż

)=

(đ?‘€2 −đ?‘€1 )Ă—1000000 đ?‘‰1 (đ?‘šđ??ż)

EcuaciĂłn 1

II. DETERMINACIĂ“N DE SĂ“LIDOS TOTALES FIJOS Y VOLĂ TILES (STF – STV) a. DespuĂŠs de determinar la concentraciĂłn de los sĂłlidos totales, colocar la cĂĄpsula con la muestra en la mufla a 550ÂşC para alcanzar masa constante (en este caso, 15 minutos para una Ăşnica muestra y, no mĂĄs de 2 horas cuando son varias muestras). b. Determinar la masa despuĂŠs del enfriamiento en el desecador (M3, en g) en la balanza analĂ­tica y calcular STF con la EcuaciĂłn 2 y STV con la EcuaciĂłn 3: đ?‘†Ăłđ?‘™đ?‘–đ?‘‘đ?‘œđ?‘ đ?‘‡đ?‘œđ?‘Ąđ?‘Žđ?‘™đ?‘’đ?‘ đ??šđ?‘–đ?‘—đ?‘œđ?‘ (đ?‘†đ?‘‡đ??š) (

đ?‘šđ?‘” đ??ż

)=

(đ?‘€3 −đ?‘€1 )Ă—1000000

18

đ?‘‰1 (đ?‘šđ??ż)

EcuaciĂłn 2

đ?‘†Ăłđ?‘™đ?‘–đ?‘‘đ?‘œđ?‘ đ?‘‡đ?‘œđ?‘Ąđ?‘Žđ?‘™đ?‘’đ?‘ đ?‘‰đ?‘œđ?‘™ĂĄđ?‘Ąđ?‘–đ?‘™đ?‘’đ?‘ (đ?‘†đ?‘‡đ?‘‰) (

đ?‘šđ?‘” đ??ż

)=

(đ?‘€2 −đ?‘€3 )Ă—1000000 đ?‘‰1 (đ?‘šđ??ż)

EcuaciĂłn 3

III. DETERMINACIĂ“N DE SĂ“LIDOS SUSPENDIDOS TOTALES (SST) Este procedimiento es limitado a una cantidad de sĂłlidos secos de 200mg debido a la posibilidad de la formaciĂłn de una capa que dificulta el secado. a. Preparar una cĂĄpsula con membrana para el ensayo como se nombrĂł anteriormente. b. Determinar la masa del conjunto (membrana + cĂĄpsula) – M4 en (g). c. Colocar con una pinza metĂĄlica la membrana calcinada en el sistema de filtraciĂłn. d. Filtrar un volumen conocido (V2) de muestra, utilizando el sistema de filtraciĂłn. se recomienda un volumen que casi colmate la membrana. Para muestras con poco material en suspensiĂłn se recomida mĂ­nimo 100 ml. e. Transferir la membrana que contiene el residuo a la cĂĄpsula de porcelana. f. Secar el conjunto (membrana + cĂĄpsula) a 103ÂşC – 105ÂşC hasta conseguir una masa constante (por 24 horas) y despuĂŠs enfriar en el desecador. g. Determinar la masa M5 en (g) y calcular con la EcuaciĂłn 4. đ?‘†Ăłđ?‘™đ?‘–đ?‘‘đ?‘œđ?‘ đ?‘ đ?‘˘đ?‘ đ?‘?đ?‘’đ?‘›đ?‘‘đ?‘–đ?‘‘đ?‘œđ?‘ đ?‘Ąđ?‘œđ?‘Ąđ?‘Žđ?‘™đ?‘’đ?‘ đ?‘šđ?‘”/đ??ż =

(đ?‘€5 −đ?‘€4 )Ă—1000000 đ?‘‰2 (đ?‘šđ??ż)

EcuaciĂłn 4

Figura 2. Paso d a f IV. DETERMINACIĂ“N DE SĂ“LIDOS SUSPENDIDOS FIJOS Y VOLĂ TILES (SSF – SSV) a. DespuĂŠs de la determinaciĂłn de la concentraciĂłn de sĂłlidos suspendidos totales, colocar el conjunto en la mufla, a 550ÂşC por un tiempo suficiente hasta conseguir una masa constante (aproximadamente 15 minutos) y despuĂŠs de enfriar en desecador determinar la masa M6 en (mg). b. Calcular SSF con la EcuaciĂłn 5 y SSV con la EcuaciĂłn 6 đ?‘šđ?‘” đ?‘‘đ?‘’ đ?‘ Ăłđ?‘™đ?‘–đ?‘‘đ?‘œđ?‘ đ?‘ đ?‘˘đ?‘ đ?‘?đ?‘’đ?‘›đ?‘‘đ?‘–đ?‘‘đ?‘œđ?‘ đ?‘“đ?‘–đ?‘—đ?‘œđ?‘ /đ??ż =

19

(đ?‘€6 −đ?‘€4 )Ă—1000000 đ?‘‰2 (đ?‘šđ??ż)

EcuaciĂłn 5

𝑚𝑔 𝑑𝑒 𝑠ó𝑙𝑖𝑑𝑜𝑠 𝑣𝑜𝑙á𝑡𝑖𝑙𝑒𝑠/𝐿 =

(𝑀5 −𝑀6 )×1000000

Ecuación 6

𝑉2 (𝑚𝐿)

V. DETERMINACIÓN DE SÓLIDOS DISUELTOS TOTALES, FIJOS Y VOLÁTILES (SDT, SDF Y SDV) Los valores de las concentraciones de sólidos disueltos se pueden obtener por la diferencia entre las masas de los sólidos totales y de los sólidos suspendidos, considerando las respectivas fracciones (totales, fijos y volátiles) como se observa en la Figura 3. Sólidos Totales (ST)

Sólidos Suspendidos Totales (SST)

Sólidos Suspendidos Volátiles (SSV)

Sólidos Disueltos Totales (SDT)

Sólidos Suspendidos Fijos (SSF)

Sólidos Disueltos Volátiles (SDV)

Sólidos Disueltos Fijos (SDF)

Sólidos Fijos Totales (SFT) ST = SST + SDT = SSV +SSF + SDV + SDF = SVT + SFT; SVT = SSV + SDV y SFT = SSF + SDF; SST = SSV + SSF y SDT = SDV + SDF; Figura 3. Clasificación de los sólidos

20

ANÁLISIS QUÍMICOS 3.

ALCALINIDAD Y ÁCIDOS VOLÁTILES TOTALES – MÉTODO Nº 2320

A. CONCEPTO La alcalinidad de un agua es su capacidad de neutralizar ácidos. Las sustancias más comúnmente encontradas en aguas superficiales causadoras de alcalinidad son los carbonatos (CO3-2), bicarbonatos (HCO3-) e hidróxidos (OH-). No obstante, algunas sales de ácidos débiles como boratos, silicatos, nitratos y fosfatos pueden también contribuir a la alcalinidad de estar también presentes. Estos iones negativos en solución están comúnmente asociados con iones positivos de calcio, magnesio, potasio, sodio y otros cationes. El bicarbonato constituye la forma química de mayor contribución a la alcalinidad. Dicha especie iónica y el hidróxido son particularmente importantes cuando hay gran actividad fotosintética de algas o cuando hay descargas industriales en un cuerpo de agua (APHA, 2005). La alcalinidad se expresa como la concentración equivalentes de iones hidroxilo, mg/l o como la cantidad equivalente de CaCO3 en mg/l. B. PRINCIPIO DEL METODO Los iones relacionados a la alcalinidad presentes en una muestra como resultado de la disociación o la hidrólisis de solutos, reacciona con la adición de un ácido patrón. La alcalinidad como la acidez depende del valor del punto final del pH fijado. C. EQUIPOS Y MATERIALES       

Medidor de pH, precisión ± 0.01 Buretas digitales o vidrio, 10, 25mL Pipeta volumétrica Beaker, 80mL Centrífuga Ácido sulfúrico (H2SO4) concentrado, p. a. Hidróxido de Sodio (NaOH) en lentejas, p. a.

E. PREPARACIÓN DE REACTIVOS Solución normalizada de Ácido sulfúrico (H2SO4) 0.05N Pipetear 1,375 mL (1375µl) de H2SO4 concentrado y transferir lentamente a un balón volumétrico de 1L con agua destilada y completar el volumen del balón hasta aforo. 21

La normalización de la solución de H2SO4 se realiza con patrón primario de Tetra Borato de Sodio decahidratado (Bórax), Na2B4O7.10H2O. La normalización debe ser hecha por triplicado, con masas conocidas del patrón en torno de 0,1900 g, disueltas en cerca de 50mL de agua destilada. Se deben usar 2 gotas de solución de azul de bromotinol como indicador de punto final (color amarillo) o metil naranja hasta un punto final incoloro, el cálculo de la concentración normalizada es:

M H 2 SO4 

masa( g )boraxx1000 volumenH 2 SO4 (mL) x381,42

Teniendo en cuenta que 0.5N=1M se multiplica el valor por dos para obtener el valor en N. Solución normalizada de Hidróxido de sodio (NaOH) 0.02N En un beaker limpio disolver 0.8 g de NaOH con agua destilada. Dejar enfriar y transferir la solución cuantitativamente para el balón volumétrico de 1000 ml. Completar el volumen del balón hasta la marca con agua destilada, agitar para homogenizar y transferir para la bureta. La solución de NaOH es inestable: la reacción con CO2 atmosférico exige normalización semanal. La normalización de NaOH debe ser hecha utilizando como patrón primario Biftalato Ácido de Potasio (KPH). El KPH se debe secar previamente en el horno a 120 ºC, por 24 horas y enfriar en desecador. La normalización deber ser realizada por triplicado. Se deben determinar masas de KPH próximas de 0,1022 g para normalidades menores o iguales de 0.05N pesar 0,01022g, y debe anotarse el valor exacto de cada una. Posteriormente, se disuelven en cerca de 25 ml de agua destilada, en frascos erlenmeyer. En los frascos erlenmeyer que contienen la solución de KPH, adicionar 2 gotas de solución de fenolftaleína, trabajar en fondo blanco, luego entonces, adicionar la solución de NaOH hasta alcanzar una leve coloración rosada que persista, anotar cada volumen.

22

La molaridad o normalidad de la solución normalizada se calcula con la ecuación 7: M NaOH 

massaKPH ( g ) x1000 Ecuación 7 volumeNaOHx 204,22

La solución del indicador de fenolftaleína se prepara, disolviéndose 80 mg de fenolftaleína en 60 ml de Etanol p.a., y completar con agua destilada hasta 100 ml en un balón volumétrico NOTA: Cuando el indicador es la solución de fenolftaleína se tiene una solución trasparente para la región ácida y rosa en la región alcalina. F. PROCEDIMIENTO G. Calibración medidor de pH Calibrar el medidor de pH marca Schott con las soluciones buffer de pH 7,0 y 4,0 a temperatura ambiente. De la siguiente manera. a. Lavar la sonda (sensor) y secarlo. b. Presionar la tecla Cal en modo Ct 1 y sumergir en la solución buffer de pH 7,0. c. Presionar la tecla run/enter en modo Ct 1 AR parpadea y esperar a que se estabilice el valor de milivoltaje (el valor es estable cuando aparece modo Ct 2). d. Lavar la sonda (sensor) y secarlo. e. Sumergir la sonda en la solución buffer de pH 4,0. f. Presionar la tecla run/enter AR parpadea y esperar a que se estabilice el valor de milivoltaje. g. Presionar la tecla pH. Calibrar el medidor de pH marca Ezoda PL-700AL con las soluciones buffer de pH 7,0 y 4,0 a temperatura ambiente. De la siguiente manera. a. Asegurarse que el sensor es el electrodo de pH. Este equipo es multiparamétrico y hay sensores de oxígeno disuelto y conductividad. b. Sumergir el electrodo dentro de la solución buffer pH 7.00. Agitar suavemente y esperar hasta que la lectura sea estable. Presionar y mantener la tecla ѻ/CAL por 3 segundos. Aparecerá en la pantalla CAL y parpadea el valor 7.00. cuando la pantalla deje de parpadear e indique “SA”, luego “END” mientras la calibración termina, y regresara al modo de medición. c. Enjuagar el electrodo con agua limpia y secarlo con un paño seco o con papel scott. Sumergir el electrodo dentro de la solución buffer pH 4.00 como en los pasos anteriores

23

d. Después de la calibración realizada con el buffer pH 4.00, la pantalla indicara el porcentaje de pendiente (PTS) para mostrar el estado del electrodo. Si el PTS está por debajo de 70% o por encima de 130%, el electrodo debe ser sustituido. Una pendiente con un valor 100% es Lo ideal.

a. b. c. d. e.

NOTA: Aparecerá el icono indicador de error de calibración, y “Err” en lugar de “SA”, si la calibración fallo. Al hacer 2 o 3 puntos de calibración, calibrar primero con el buffer para pH 7 y en seguida con el buffer para el pH 4 0 10. Calibración del pH tipo “USA” o “NIST” se puede cambiar en la configuración avanzada. Los puntos de calibración de “USA” son 1.68, 4.01, 7.00, 10.01 y 12.45. Los puntos de calibración de “NIST” son 1.68, 4.01, 6.86, 9.18 y 12.45 NOTA PARA TODOS LOS USUARIOS

*El agitador del medidor de pH solo se puede usar con beaker o Erlenmeyer con capacidad hasta de 1000ml. I. ALCALINIDAD PARCIAL a. Filtrar aproximadamente 60 ml de la muestra en el sistema de filtración. La filtración se puede obviar si la muestra no presenta un contenido considerable de sólidos en suspensión. b. Homogenizar el contenido del frasco de la muestra. c. Medir 50mL de la muestra y transferir para un beaker de 100mL. d. Colocar una barra magnética y acomodar el beaker en un agitador magnético. e. Introducir el electrodo del potenciómetro en el contenido del beaker y dejar en agitación. f. Esperar hasta que se estabilice el pH original de la muestra. g. Iniciar la titulación con la solución normalizada de H2SO4 0,05N hasta que se obtenga un pH de 5.75 y anotar el volumen gastado (V1). II. ALCALINIDAD TOTAL a. Continuar titulando hasta un pH de 4.3, el volumen gastado (V2) es el volumen total y con este se calcula la alcalinidad total. III. ÁCIDOS VOLÁTILES TOTALES a. Al terminar el ensayo de alcalinidad en pH 4,3 bajar el pH hasta 3,0 con H2SO4 sin contabilizar el volumen gastado. 24

b. Agregar pocas perlas de vidrio y calentar en una plancha de calentamiento hasta que salga vapor y dejar por 3min, hacer esto en un lugar aireado preferiblemente con campana extractora y no aspirar los vapores. c. Dejar enfriar en un lugar y luego subir el pH hasta 4,0 con soluciĂłn normalizada 0,02N de NaOH, colocar en cero la bureta y titular el volumen gastado de un ph 4,0 hasta pH 7,0. H. CĂ LCULOS I. ALCALINIDAD PARCIAL đ??´đ?‘ƒ (đ?‘šđ?‘”đ??śđ?‘Žđ??śđ?‘‚3 /đ??ż) =

đ?‘ đ??ťâ„Ž2 đ?‘†đ?‘‚4 Ă—đ?‘‰1 đ??ťâ„Ž đ?‘†đ?‘‚ Ă—50000 2 4 đ?‘‰đ?‘šđ?‘˘đ?‘’đ?‘ đ?‘Ąđ?‘&#x;đ?‘Ž

, EcuaciĂłn 8

Donde: N=Normalidad de H2SO4. đ?‘‰1 đ??ť2 đ?‘†đ?‘‚4 =Volumen gastado en la titulaciĂłn de H2SO4 (ml) đ?‘‰đ?‘šđ?‘˘đ?‘’đ?‘ đ?‘Ąđ?‘&#x;đ?‘Ž =Volumen de muestra, (ml)

II. ALCALINIDAD TOTAL đ??´đ?‘‡(đ?‘šđ?‘”đ??śđ?‘Žđ??śđ?‘‚3 /đ??ż) =

đ?‘ đ??ť2 đ?‘†đ?‘‚4 Ă—đ?‘‰2 đ??ť đ?‘†đ?‘‚ Ă—50000 2 4 , đ?‘‰đ?‘šđ?‘˘đ?‘’đ?‘ đ?‘Ąđ?‘&#x;đ?‘Ž

EcuaciĂłn 9

Donde: N=Normalidad de H2SO4 đ?‘‰2 đ??ť2 đ?‘†đ?‘‚4 =Volumen gastado en la titulaciĂłn de H2SO4,(ml) đ?‘‰đ?‘šđ?‘˘đ?‘’đ?‘ đ?‘Ąđ?‘&#x;đ?‘Ž =Volumen de muestra, (ml)

III. ALCALINIDAD INTEMEDIA đ??´đ??ź (đ?‘šđ?‘”đ??śđ?‘Žđ??śđ?‘‚3 /đ??ż) = đ??´đ?‘™đ?‘?đ?‘Žđ?‘™đ?‘–đ?‘›đ?‘–đ?‘‘đ?‘Žđ?‘‘ đ?‘Ąđ?‘œđ?‘Ąđ?‘Žđ?‘™ − đ??´đ?‘™đ?‘?đ?‘Žđ?‘™đ?‘–đ?‘›đ?‘–đ?‘‘đ?‘Žđ?‘‘ đ?‘?đ?‘Žđ?‘&#x;đ?‘?đ?‘–đ?‘Žđ?‘™,

25

EcuaciĂłn 10

IV. Ă CIDOS VOLĂ TILES TOTALES đ??´đ?‘‰đ?‘‡(đ?‘šđ?‘”đ??ťđ??´đ?‘?/đ??ż) =

đ?‘‰đ?‘Ąđ?‘–đ?‘Ąđ?‘˘đ?‘™đ?‘Žđ?‘‘đ?‘œ đ?‘ đ?‘ đ?‘Žđ?‘‚đ??ť Ă—60000 đ?‘‰đ?‘šđ?‘˘đ?‘’đ?‘ đ?‘Ąđ?‘&#x;đ?‘Ž

, EcuaciĂłn 11

Donde: Vtitulado= Volumen de la muestra titulada, (ml) NNaOH = Normalidad del HidrĂłxido de Sodio Vmuestra = Volumen de la muestra, (ml) 4. DUREZA A.

CONCEPTO

La dureza es una propiedad quĂ­mica del agua caracterizada por la presencia de carbonatos, bicarbonatos, cloruros, sulfatos y ocasionalmente nitratos de calcio y magnesio. Desde el punto de vista domĂŠstico e industrial, la dureza es indeseable, en procesos como el lavado de ropa, pisos y losa, ademĂĄs de algunos procesos industriales de limpieza, puesto que genera un mayor consumo de jabĂłn, al producirse sales insolubles. En calderas y sistemas enfriados por agua, se producen incrustaciones en las tuberĂ­as y una pĂŠrdida en la eficiencia de la transferencia de calor. Importantes concentraciones de dureza son indeseables y deben ser removidas antes de que el agua tenga uso apropiado para las industrias de bebidas, lavanderĂ­as, acabados metĂĄlicos, teĂąidos y textiles. Igualmente adiciona un sabor indeseable al agua potable, por lo tanto en este sentido, mĂĄs que un parĂĄmetro de riesgo potencial, representa un parĂĄmetro de calidad del recurso. La mayorĂ­a de los suministros de agua potable tienen un promedio de 250 mg/l de dureza. Niveles superiores a 500 mg/l son indeseables para uso domĂŠstico. La dureza es caracterizada comĂşnmente por el contenido de calcio y magnesio y expresada como carbonato de calcio equivalente. Es importante aclarar que existen dos tipos de dureza: Dureza Temporal o CĂĄlcica: La cual estĂĄ determinada por el contenido de carbonatos y bicarbonatos de calcio y magnesio. Esta puede ser eliminada mediante ebulliciĂłn del agua y posterior eliminaciĂłn de precipitados formados por filtraciĂłn. Dureza Permanente o Total: EstĂĄ determinada por todas las sales de calcio y magnesio excepto carbonatos y bicarbonatos. No puede ser eliminada por ebulliciĂłn del agua. B.

MATERIALES  

2 Erlenmeyer de 250ml 1 Beaker de 250ml 26

      C.

Probeta aforada de 50ml Goteros Bureta dosificadora Agua destilada Plancha agitadora Barra magnética REACTIVOS

 Solución Buffer pH=10 (Disolver 6.56 gr. de NH4Cl y 57 ml de NH4OH en agua destilada y aforar a 100 ml.)  Solución Buffer pH=12  Solución indicadora Negro de Ericromo (Disolver 0.5 g de Eriocromo negro T y 4.5 gr de clorhidrato de hidroxilamina en 100 ml de etanol).  Solución indicadora Murexide  Solución Titulante EDTA (Disolver 2 gr de EDTA (sal disódica) más 0.05 gr de MgCl2.6H2O en agua destilada y aforar a 1000 ml). D. I.

PROCEDIMIENTO Dureza Total a. Preparar 50ml la muestra a evaluar, depositándola en el respectivo erlenmeyer, además introduciendo la barra magnética y poniendo este conjunto sobre la plancha, para comenzar con la agitación. b. A continuación, colocar 10 gotas de solución Buffer pH=10, en el erlenmeyer. c. Adicionar 3 gotas de solución indicadora Negro de Ericromo. d. Finalmente, realizar la titulación con solución titulante EDTA, desde el color morado hasta un tono azul, donde se realiza la respectiva lectura de EDTA, empleado.

II.

Dureza Cálcica I. Se prepara la muestra de 50ml, tal y como se presentó en el ítem 1, de la dureza total. II. Luego, se agregan 12 gotas de solución Buffer pH=12, en el erlenmeyer. III. Introducir 5 gotas de solución indicadora Murexide. IV. Titular con solución titulante EDTA, desde el color rosado hasta violeta, momento en el que se realiza la medición de EDTA, gastado.

27

Nota: Antes de empezar el ensayo, se debe preparar el montaje, el cual consiste en la plancha y la barra agitadora, ademĂĄs de la bureta para adicionar EDTA. E. đ?‘šđ?‘” đ?‘™

CALCULOS đ?‘‰đ?‘Ľđ?‘ đ?‘Ľ50000

đ?‘‘đ?‘’ đ??śđ?‘Žđ??śđ?‘‚3 = đ?‘šđ?‘™ đ?‘‘đ?‘’ đ?‘šđ?‘˘đ?‘’đ?‘ đ?‘Ąđ?‘&#x;đ?‘Ž, Ecuacion 12

Donde: V=ml Gastados de EDTA, N=Normalidad del EDTA 5.

REQUERIMIENTO EN DEMANDA OXIDANTE – MÉTODO Nº 2350

A. CONCEPTO Los oxidantes se adicionan al agua potable y al agua residual para desinfectar. Otro beneficio incluye remoción de limos, la oxidación de especies inorgånicas no deseables (e.g. iones de hierro, reducción de manganeso, sulfuros, y amonio) y la oxidación de constituyentes orgånicos (e.g. compuestos productores de olor y sabor). La demanda oxidante se refiere a la diferencia entre la dosis oxidante agregada y la concentración oxidante residual medida despuÊs de un tiempo de contacto prescrito a un pH y temperatura dado. La demanda oxidante y los requerimientos de oxidación estån significativamente afectados por las características físicas y químicas de la muestra y la manera en la cual se mide el consumo del oxidante. Particularmente, la reactividad oxidante estå influenciada por la temperatura, el pH, el tiempo de contacto, y la dosis oxidante. La temperatura de la muestra afecta fuertemente las reacciones cinÊticas y por ende la demanda a un tiempo de contacto dado. El pH de la muestra afecta la forma y naturaleza del oxidante y el grado de demanda. El ozono es inestable a valores de pH muy altos y la demanda de ozono es especialmente sensible al pH de la muestra. La demanda oxidante incrementa con el tiempo y por lo tanto la demanda debe ser definida para un tiempo de contacto dado. La demanda oxidante tambiÊn es independiente de la dosis oxidante pues al incrementar la dosis oxidante usualmente se incrementa la demanda, pero es incorrecto que al duplicar la dosis oxidante se duplicarå la demanda oxidante. B. PRINCIPIO DEL MÉTODO Este mÊtodo semi-batch involucra la determinación de la demanda de ozono con una adición continúa de ozono gaseoso al reactor batch. Los resultados obtenidos de este mÊtodo dependen de la transferencia de masa y las características del reactor. En adición, algunos componentes que consumen el ozono se pueden volatilizar durante el ensayo.

28

C. EQUIPOS Y MATERIALES       

Generador de ozono capaz de proveer por encima del 5% de ozono gaseoso. Botellas limpiadoras de gas, vidrio de borosilicato, con un volumen mínimo 250ml. Tubos, únicamente se deben usar tubos sin metal o un tubo TFE. Vidriería: bureta de 50ml; beaker de 400ml; cilindro graduado de 250ml. Botella de lavado 500ml. Agitador magnético (opcional). Balanza analítica.

D. REACTIVOS      

Agua libre de demanda de ozono. Ácido sulfúrico H2SO4. Yoduro de potasio. Tiosulfato de sodio titulante normalizado Na2S2O3 0.1N Tiosulfato de sodio titulante normalizado Na2S2O3 0.05N Solución indicadora de almidón

E. PREPARACIÓN DE LOS REACTIVOS Ácido sulfúrico H2SO4 2N: Con precaución adicionar 56mL concentrado de H2SO4 a 800mL de agua libre de demanda de ozono en un frasco volumétrico de 1L. Mezclar a fondo y adicionar hasta la marca con agua libre de demanda de ozono. Yoduro de potasio (2%) KI: Disolver 20 g de KI en 800mL de agua libre de demanda de ozono en un beaker y agitar por 1minuto, transferir la mezcla a un balón volumétrico de 1000mL y llenar hasta el aforo con agua libre de demanda de ozono. Tiosulfato de sodio titulante estándar Na2S2O3 0.1N: Disolver 25 g de Na2S2O3 * 5H2O en 1L de agua destilada hervida fresca, almacenar por 24h y normalizar contra el bi-yodato de potasio o con dicromato de potasio después de dos semanas de almacenamiento. Este almacenamiento inicial es necesario para permitir la oxidación de cualquier ion de bisulfito presente. Para minimizar la descomposición bacteriana adiciona agua destilada hervida y adiciona unos mililitros de cloroformo (CHCL3).

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Tiosulfato de sodio titulante estándar Na2S2O3 0.005N: Diluir 50mL de la solución de Tiosulfato de sodio 0.1N Na2S2O3 en un 1L de agua destilada. Normalización del Tiosulfato de Sodio Método del Yodato: Disolver 3.249g de Bioyodato de Potasio anhidro KH (IO 3)2 o Yodato de Potasio KIO3 seco a 103ºC por 1h en 1L de agua destilada para mantener 0.1N. En 80mL de agua destilada adicione en constante agitación 1mL de H2SO4concentrado, 10,0mL de 0.1N de KH (IO3)2 y 1g de KI. Titular inmediatamente con tiosulfato de sodio 0.1N, antes de que el color amarillo desaparezca adicione 1mL de la solución del almidón y continúe titulando hasta que el color azul desaparezca. Calcule la normalidad con la ecuación 13: 𝑁𝑜𝑟𝑚𝑎𝑙𝑖𝑑𝑎𝑑 = 𝑚𝐿𝑁𝑎

1

2 𝑆2 𝑂3 𝑐𝑜𝑛𝑠𝑢𝑚𝑖𝑑𝑜

, Ecuación 13

Solución indicadora de almidón: 1. Disolver 2g de almidón en 100ml de agua destilada caliente, adicionar 0.2g de ácido salicílico y dejar enfriar. F. PROCEDIMIENTO 1. Determina la salida del generador de ozono pasando el ozono en fase gaseosa a través de KI (2%) por unos 10 minutos. La solución de KI se mantiene en un recipiente aforado con volumen conocido (mínimo 200mL). 2. Transferir cuantitativamente muestras del recipiente ozonizado en un beaker, y titular con 0.1N Na2S2O3 normalizado hasta que el color amarillo del yodo haya casi desaparecido. 3. Adiciona de 1 a 2ml de solución indicadora de almidón y continuar titulando hasta que desaparezca el color azul. G. CÁLCULOS Cálculo de ozono residual: Ozono residual,

(mg O3) min

=

𝑉×𝑁×𝑒𝑞 t

Donde: V =Volumen gastado en la titulación de sodio (ml).

30

Ecuacion 14

N= normalidad del Na2S2O3. =0.1N eq = Numero del equivalente en gramos del Ozono = 24mg/m eq t = Tiempo de ozonizaciĂłn (min)

I.

CĂĄlculo de la producciĂłn y dosis de ozono đ?‘ ∗ ∆∀∗VKI ∗14.4 g P ( â „h) = , EcuaciĂłn 15 Vam ∗t

∆∀ = Volumen de tiosulfato gastado en la titulaciĂłn de la muestra menos volumen gastado en la titulaciĂłn del blanco (ml). VKI = Volumen de yoduro de potasio ozonizado (ml). Vam = Volumen de la muestra de yoduro de potasio titulado (ml). t = Tiempo de contacto (min) N = Normalidad del tiosulfato de sodio, preferible 0.025N normalizada.

Dosis aplicada (đ?‘Ťđ?’‚đ?’‘ )

(đ??ˇđ?‘Žđ?‘? ) =

đ?‘ƒ ∗ đ?‘Ą ∗ 100 6∗đ?‘‰

đ??¸đ?‘?đ?‘˘đ?‘Žđ?‘?đ?‘–Ăłđ?‘› 16

g P = ProducciĂłn de ozono en la columna de ozonizaciĂłn ( â „h). t = Tiempo de contacto (min) V = Volumen de agua ozonizada (ml) đ??ˇđ?‘Žđ?‘? = Dosis aplicada de ozono

���3⠄ �

31

Dosis efectiva đ?‘Ť(

đ?‘šđ?‘” đ?’Žđ?’ˆ â „đ?’?) = đ??ˇđ?‘Žđ?‘? (2) − đ?‘‚đ?‘§đ?‘œđ?‘›đ?‘œ đ?‘…đ?‘’đ?‘ đ?‘–đ?‘‘đ?‘˘đ?‘Žđ?‘™ ( ) , đ??¸đ?‘?đ?‘˘đ?‘Žđ?‘?đ?‘–Ăłđ?‘› |7 đ?‘™

6. MÉTODO PARA DETERMINACIÓN DE OZONO FASE L�QUIDA (AccuVac) No. 454-456 El ozono es un oxidante y agente germicida de virus muy fuerte, el ozono se produce cuando las molÊculas de oxígeno (O2) son disociadas por medio de una fuente de energía produciendo åtomos de oxígeno que posteriormente chocan con una molÊcula de oxígeno para formar un gas inestable, el ozono (O3), que se utiliza para desinfección de las aguas residuales. La mayoría de las plantas de tratamiento de aguas residuales generan ozono mediante la aplicación de una corriente alterna de alto voltaje (6 a 20 kilovoltios) a travÊs de una brecha entre placas dielÊctricas de descarga en donde se encuentra un gas de alimentación que contiene el oxígeno. El ozono es generado en la planta debido a que el gas es inestable y se descompone en oxígeno elemental en un período corto de tiempo luego de su generación. A. PRINCIPIO DEL MÉTODO B. EQUIPOS Y MATERIALES  

EspectrofotĂłmetro DR 5000 Beaker de plĂĄstico 50 ml (2)

C. REACTIVOS 



Set de reactivos para determinar ozono marca HACH de acuerdo al rango: Bajo: 0–0.25 mg/L Medio: 0–0.75 mg/L 2 Alto: 0–1.50 mg/L Agua destilada

D. PROCEDIMIENTO a. Prender el equipo, 30. Min aproximadamente antes de la mediciĂłn permitiendo que este se caliente b. Seleccione “PROGRAMAS ALMACENADOSâ€? y Seleccionar el programa de acuerdo al rango de mediciĂłn seleccionado de la siguiente forma:  

454 Rango Bajo 455 Rango Medio 32

456 Rango Alto

c. Presione “INICIO”. d. Inserte el Adaptador con el soporte circular Multi-cell de una pulgada en frente al usuario, tal como se muestra en la Figura 1.

Figura 1. Ubicación del adaptador de celdas. e. Preparación de la muestra: En un beaker de 50 ml tomar 40 ml de muestra, tomada de la fase líquida de la aplicación del ozono f. Inmediatamente tomada la muestra, sumerja el AccuVac y quiebre la parte aguda en contra del fondo, espere mientras se llena la ampolla y selle con el tapón (Ver Figura 2).

Figura 2. Procedimiento ampolla AccuVac g. Invierta rápidamente las ampollas para mezclar de forma homogénea. h. Preparación en blanco: En un beaker de 50 ml tomar 40 ml de agua destilada, y repita los procedimientos anteriores. i.

Una vez colocada la celda que contiene el blanco en el espectrofotómetro y seleccionados el programa, presione “ZERO”, el display debe indicar 0.00 mg/L O3.

33

j.

Insertar la celda que contiene la muestra y presionar “MEDICIÓN”, los resultados aparecen en mg/L O3.

E. CÁLCULOS Los resultados se toman directamente del espectrofotómetro, si el resultado aparece fuera del rango asegurarse de realizar dilución. Si ha realizado diluciones de la muestra, tener en cuenta el factor de dilución para el cálculo final de la concentración de ozono. CLORUROS – MÉTODO Nº 4500-Cl-

7.

A. CONCEPTO Los cloruros, en forma del ión cloruro (Cl-), son unos de los mayores aniones inorgánicos presentes en las aguas. En el agua potable, el sabor salado producido por la concentración de cloruros es variable e independiente de la composición química del agua. En algunas aguas que contienen 250 mg Cl-/l se puede detectar sabor salado si el catión es sodio. Por otro lado, el sabor salado típico puede estar ausente en aguas que contienen hasta 1000 mg/l cuando los cationes predominantes son calcio y magnesio. La concentración de cloruros es mayor en aguas residuales que en agua cruda por causa del cloruro de sodio (NaCl) el cual es un elemento común de la dieta alimenticia y pasa a través del sistema digestivo sin cambios. A lo largo de las costas, los cloruros pueden estar en altas concentraciones por causa de la fuga del agua salada dentro de los sistemas de alcantarillado. Este también puede aumentar por procesos industriales. Un alto contenido de cloruros puede dañar las tuberías metálicas y las estructuras, así como afectar el crecimiento de las plantas. B. PRINCIPIO DEL MÉTODO En una solución neutra o ligeramente alcalina, el cromato de potasio puede indicar el punto final de titulación del nitrato de plata de los cloruros. El cloruro de plata se precipita cuantitativamente antes de que se vuelva rojo el cromato de plata. C. EQUIPOS Y MATERIALES   

Frasco erlenmeyer, (250ml). Bureta, (50ml). Probeta, (100 ml).

34

D. REACTIVOS   

Solución indicadora de cromato de potasio. Solución titulante de nitrato de plata estándar 0.0141N. Cloruro de sodio estándar 0.0141N.

E. PREPARACIÓN DE REACTIVOS Solución indicadora de cromato de potasio Disolver 50g de K2CrO4 en un litro de agua destilada. Adicionar solución de AgNO3 hasta que se forme un precipitado rojo. Esperar por 12h, filtrar y diluir a 1.0l con agua destilada. Solución titulante estándar de nitrato de plata 0.0141N Disolver 2395 g de AgNO3 en agua destilada y diluir hasta completar 1000 ml. Estandarizar con NaCl 0.0141 N; 1.00 ml = 500 µg Cl-. Almacenar en una botella café. Cloruro de sodio estándar 0.0141 N Disolver 824mg de NaCl (secados a 140ºC) en agua destilada y diluir a 1000ml; 1.00ml = 500µg Cl-. F. PROCEDIMIENTO a. b. c. d.

Hacer un blanco por el método de titulación. No es usual un blanco de 0.2 a 0.3ml. Tomar 100 ml de muestra o una porción diluida a 100ml. Adicionar tres gotas de fenolftaleína. Ajustar el pH de la muestra entre 7 o 10 con H2SO4 o NaOH si no está en este rango. e. Adicionar 1.0 ml de la solución indicadora de K2CrO4. f. Titular con la solución estándar de AgNO3 hasta obtener un color ladrillo.

35

Figura 3. Pasos 1 a 6 G. CĂ LCULOS đ?‘šđ?‘” đ??śđ?‘™ − â „đ?‘™ =

(đ??´âˆ’đ??ľ)Ă—đ?‘ Ă—35450 đ?‘šđ?‘™ đ?‘‘đ?‘’ đ?‘šđ?‘˘đ?‘’đ?‘ đ?‘Ąđ?‘&#x;đ?‘Ž

Donde: A = ml del titulante gastado para la muestra, B = ml de titulante gastado para el blanco, y N = Normalidad del AgNO3.

36

, EcuaciĂłn 18

FÓSFORO – ORTOFOSFATOS (PO4-2) – MÉTODO Nº 4500-P

8.

A. CONCEPTO Los compuestos que contienen fósforo ocurren en aguas naturales y en efluentes (domésticos e industriales) en forma de fosfatos. Estas formas son clasificadas en: Orto fosfatos, fosfatos condensados (Poli fosfatos) y fosfatos orgánicos; pueden presentarse en forma de solución, de partículas o de desechos o en la constitución de organismo acuáticos. Los compuestos que contiene fosforo son esenciales para el crecimiento de organismos y pueden ser considerados como nutrientes que limitan la producción de nuevas células. B. PRINCIPIO DEL METODO Es un método de reducción con cloruro estagnoso. El fosfato reacciona con el molibdato amónico y luego es reducido por el cloruro estagnoso para formar un complejo azul. Los resultados se expresan en (mg/L) de P. C. EQUIPOS Y MATERIALES            

Fotómetro: Espectrofotómetro. Bomba de vacío. Balanza Analítica. Pipeta automática de 10ml. Balones volumétricos de 100ml. Pipetas automáticas de 200µL y 1000µl. Campana de extracción. Agitador magnético. Beaker. Barras agitadoras. Perlas de vidrio. Erlenmeyers.

D. REACTIVOS       

Fenolftaleína. Fosfato dihidrogeno de potasio (KH2PO4). Ácido sulfúrico (H2SO4). Persulfato de Potasio (K2S2O8). Ácido Nítrico (HNO3). Molibdato de amonio (NH4)6Mo7O24 · 4 H2O. Cloruro estagnosodihidratado (SnCl2.2H2O). 37

 

Glicerol (C3H8O3). Hidróxido de sodio (NaOH).

E. PREPARACIÓN DE REACTIVOS Solución estándar de fosfato (KH2PO4): Disolver 0.2195 g de Fosfato dihidrogeno de potasio (KH2PO4) en 1L de agua destilada. Solución Ácido Sulfúrico (H2SO4) 1.59N: Diluir 15mL de Ácido Sulfúrico (H2SO4) en 35mL de Agua destilada. Acida Fuerte En un balón volumétrico adicionar a 60mL de agua destilada 30ml de ácido sulfúrico concentrado (H2SO4), 0.4mL de ácido Nítrico (HNO3) y llenar hasta 100ml con agua destilada. Solución de Molibdato de amonio Disuelva 25g de molibdato de amonio (NH4)6Mo7O24 · 4 H2O.en 175ml de agua destilada. En 400mL de agua destilada agregar 280mL de Ácido sulfúrico (H2SO4) concentrado, dejar enfriar y luego agregar la solución del paso 1. Cloruro estagnoso Disuelva 2.5g de Cloruro estagnosodihidratado (SnCl2.2H2O) en 100ml de glicerol (C3H8O3). Calentar la solución al baño maría y revolver con varilla de vidrio. Este reactivo es estable y no requiere preservativos ni almacenamiento especial. Hidróxido de sodio (NaOH) 1N. Disuelva 40g de Hidróxido de sodio (NaOH) en 1l de agua destilada. F. PROCEDIMIENTO DETERMINACIÓN DE LA CURVA DE CALIBRACION a. En un erlenmeyer adicionar el volumen de la solución estándar de fosfato determinada (Tabla1) y llenar hasta 50mL con agua destilada. 1ml de solución estándar P = 0.05mg P 38

Tabla 1.Volúmenes de la solución estándar de fosforo para la curva de calibración mg P ml (Sol. Estándar) mg P ml (Sol. Estándar) 0.00

0.0

0.20

4.0

0.01

0.2

0.25

5.0

0.05

1.0

0.30

6.0

0.08

1.6

0.40

8.0

0.10

2.0

0.50

10.0

0.15

3.0

b. Colocar en agitación y adicionar 2 gotas de fenolftaleína, 1mL de Solución Acido Sulfúrico (H2SO4), 0.5g de Persulfato de Potasio (K2S2O8) y 4 perlas de vidrio. c. Llevar a digestión hasta que el volumen reduzca a 10mL y se deja enfriar. d. Agregar a cada erlenmeyer30mL de agua destilada y 2 gotas de fenolftaleína. e. Adicionar gotas de Hidróxido de sodio (NaOH) hasta que cambie a color rosado. f. Luego agregar acida fuerte hasta que el color rosado desaparezca. g. Transferir las soluciones a balones volumétricos de 100mL y llenar hasta el aforo con agua destilada. h. Adicionar 4mL de Solución de Molibdato de amonio y 10 gotas de Cloruro estagnoso. i. Después de 5 minutos medir la absorbancia con longitud de onda de 690nm.

Figura 1. Pasos 1 a 7 39

Tabla 2. Medida de absorbancia CURVA DE CALIBRACION FOSFORO mg P

Abs.cm-1 mg P

ml

(Sol.Estándar) (690nm)

ml

Abs.cm-1

(Sol.Estándar) (690nm)

0.00

0.0

0.000

0.20

4.0

0.160

0.01

0.2

0.039

0.25

5.0

0.250

0.05

1.0

0.045

0.30

6.0

0.300

0.08

1.6

0.055

0.40

8.0

0.400

0.10

2.0

0.085

0.50

10.0

0.600

0.15

3.0

0.140

Para la curva de calibración, dibujar la absorbancia medida en el eje de las abscisas, versus la cantidad de mg P/len el eje de las ordenadas y determinar la ecuación de la recta obtenida (Figura2). 0,60 0,50 0,40

mgP

0,30

y = 0,8706x + 0,0213 R² = 0,9713

0,20 0,10 0,00 0,000

0,200

0,400

0,600

ABSORBANCIA (cm-1)

Figura 2. Curva de calibración P, Absorbancia vs mgP 40

0,800

Determinación de concentración de fósforo a. Se toma 50ml de la muestra y 50ml de agua destilada (Blanco) en dos erlenmeyers. b. Colocar en agitación y adicionar 2 gotas de fenolftaleína, 1ml de Solución Ácido Sulfúrico (H2SO4), 0.5g de Persulfato de Potasio (K2S2O8) y 4 perlas de vidrio. c. Llevar a digestión hasta que el volumen reduzca a 10ml y se deja enfriar. d. Agregar a cada erlenmeyer30ml de agua destilada y 2 gotas de fenolftaleína. e. Adicionar gotas de Hidróxido de sodio (NaOH) hasta que cambie a color rosado. f. Luego agregar acida fuerte hasta que el color rosado desaparezca. g. Transferir las soluciones a balones volumétricos de 100ml y llenar hasta el aforo con agua destilada. h. A cada muestra se le adicionar 4ml de Solución de Molibdato de amonio y 10 gotas de Cloruro estagnoso (al blanco no se le agrega Cloruro estagnoso) i. Después de 5 minutos medir la absorbancia con longitud de onda de 690nm. j. Llevar el valor de la diferencia a la curva para encontrar la concentración de sulfatos. *Tener en cuenta que la curva cambia constantemente por lo tanto preguntar la curva actualizada a la hora de realizar el ensayo. G. CALCULOS CONCENTRACIÓN DE FÓSFORO Con el valor obtenido de concentración de fósforo (P) en la curva calcular: 𝑚𝑔

𝑃𝑂4 ((𝑚𝑔𝑃) × 1000) = , 𝐸𝑐𝑢𝑎𝑐𝑖ó𝑛 19 𝑙 𝑉𝑚

mgP=Valor encontrado de la concentración de fósforo P en la curva de calibración. Vm= Volumen de la muestra, (ml).

41

8 A. MÉTODO PARA DETERMINACIÓN ESPECTOFOTOMETRO DR 5000

DE

FOSFORO-

UTILIZANDO

EL

A. PRINCIPIO DEL MÉTODO Los fosfatos y compuestos de fósforo se encuentran en las aguas naturales en pequeñas concentraciones. Los compuestos de fosforo que se encuentran en las aguas residuales o se vierten directamente a las aguas superficiales provienen de fertilizantes eliminados del suelo por el agua o el viento; excreciones humanas y animales; y detergentes y productos de limpieza. Los compuestos del fósforo (particularmente el orto-fosfato) se consideran importantes nutrientes de las plantas, y conducen al crecimiento de algas en las aguas superficiales, pudiendo llegar a promover la eutrofización de las aguas. La concentración de fosfatos en un agua natural es fundamental para evaluar el riesgo de eutrofización. Este elemento suele ser el factor limitante en los ecosistemas para el crecimiento de los vegetales, y un gran aumento de su concentración puede provocar la eutrofización de las aguas. Así, Los fosfatos están directamente relacionados con la eutrofización de ríos, pero especialmente de lagos y embalses. En lo referente a las aguas de consumo humano, un contenido elevado modifica las características organolépticas y dificulta la floculación - coagulación en las plantas de tratamiento. B. EQUIPOS Y MATERIALES    

Pipeta 1.0 a 10.0 ml Pipeta 100 a 1000 μl 2 Celdas de vidrio - capacidad 10 ml Espectrofotómetro

C. REACTIVOS  

Reactivo molibdovanadato Agua destilada

D. PROCEDIMIENTO a. Seleccionar la prueba 480 en el espectrofotómetro DR 5000. b. Inserte el Adaptador Multi-cell con 1 pulgada frente el usuario.

42

c. Preparación en blanco: Llenar una de las celdas con 10 ml de agua destilada, preferiblemente con la pipeta (1 a 10 ml) para mayor precisión. d. Ejemplo de preparación: Llenar la segunda celda con 10 ml de muestra, preferiblemente con la pipeta (1 a 10 ml) para mayor precisión.

Figura 1. Procedimiento espectrofotómetro e. Añadir 0,5 ml del reactivo molibdovanadato para cada muestra de las celdas utilizando la pipeta (100 a 1000 μl). Agite para mezclar. f. Pulse el icono TIEMPO> OK. Un período de reacción de 7 minutos comenzará. Si la concentración de la muestra es mayor que 30 mg / L PO4 -3, leer exactamente siete minutos, o hacer una dilución de la muestra y repita la prueba. g. Cuando el temporizador expira, limpiar la primera celda del agua destilada e insertar de tal forma que la línea de llenado quede de frente al usuario. Pulse la tecla CERO. La pantalla mostrará: 0,0 mg / L PO4-3 h. Limpiar la segunda celda con la muestra e insertar de tal forma que la línea de llenado quede de frente al usuario. Pulse la tecla MEDICIÓN. La pantalla mostrará el valor en mg /L PO4-3

43

Figura 2. Procedimiento espectrofotómetro E. CÁLCULOS Los resultados se toman directamente del espectrofotómetro, si el resultado aparece fuera del rango asegurarse de realizar dilución. Si ha realizado diluciones de la muestra, tener en cuenta el factor de dilución para el cálculo final de la concentración de fosforo. SULFATOS – MÉTODO Nº 4500-SO42-

9.

A. CONCEPTO Los sulfatos (SO42-) están altamente distribuidos en la naturaleza y pueden estar presentes en el agua en concentraciones que varían de pocos a cientos de miles de miligramos por litro. Los residuos del drenaje de la minería pueden contribuir con grandes cantidades de SO42- a través de la oxidación de la pirita. B. PRINCIPIO DEL MÉTODO El Ion sulfato (SO42-) es precipitado en un medio de ácido acético con cloruro de Bario (BaCl2) para formar sulfato de bario (BaSO4) en cristales de tamaño uniforme. La luz de absorbancia del (BaSO4) es medida por un fotómetro y la concentración de sulfato (SO42-) es determinada por la comparación de la lectura en la curva de calibración. C. EQUIPOS Y MATERIALES        

Fotómetro: Espectrofotómetro. Bomba de vacío. Balanza Analítica. Pipeta automática de 10ml. Balones volumétricos de 100ml. Pipetas automáticas de 200µl y 1000µl. Campana de extracción. Agitador magnético. 44

D. REACTIVOS      

Sulfato de Sodio (Na2SO4). Cloruro de Magnesio (MgCl2). Acetato de Sodio (CH3COONa). Nitrato de potasio (KNO3). Ácido acético (CH3-COOH) (C2H4O2). Cloruro de Bario (BaCl2).

E. PREPARACION DE REACTIVOS Solución estándar de sulfato: Disolver 0.1479 g de Sulfato de Sodio (Na2SO4) en 1l de agua destilada. Solución Buffer: Disolver 30g de Cloruro de Magnesio (MgCl2), 5g Acetato de Sodio (CH3COONa), 1g de Nitrato de potasio (KNO3) y 20ml de Ácido acético (CH3-COOH (C2H4O2).en 500ml de agua y completar a 1l en un balón volumétrico. F. PROCEDIMIENTO DETERMINACIÓN DE LA CURVA DE CALIBRACION a. En un erlenmeyer adicionar el volumen de la solución estándar determinada (Tabla 3) y completar a 100mL con agua destilada. 1ml de solución estándar de sulfato = 0.1mg SO2

Tabla 3. Volúmenes de la solución estándar de sulfatos para la curva de calibración

45

mg SO4

ml

mg SO4

(Sol.Estándar)

ml (Sol.Estándar)

0.0

0

2.0

20

0.1

1

2.5

25

0.5

5

3.0

30

1.0

10

3.5

35

1.5

15

4.0

40

b. Colocar en agitación y adicionar 20ml de solución buffer por 1 minuto, durante la agitación añadir 1g de Cloruro de Bario (BaCl2) y se deja agitar por 1 minuto. c. Después de 5 minutos medir la absorbancia y la turbidez. Tabla 4. Medida de la absorbancia y turbidez.

Absorbancia 0,025 0,03 0,035 0,045 0,07 0,165 0,19 0,235 0,29 0,32

Turbidez 0,3 4 42,5 55 78 110 120 140 145 160

mgSO4 0 1 5 10 15 20 25 30 35 40

Para la curva de calibración, dibujar la absorbancia media en el eje de las abscisas, versus la cantidad de mgSO4 en el eje de las ordenadas y determinar la ecuación de la recta obtenida (Figura 1).

46

45 40 35

mgSO4

30 25 20

y

15

= 122,1x + 0,945 R² = 0,958

10 5 0 0

0,05

0,1

0,15

0,2

Absorbancia

0,25

0,3

0,35

cm-1

Figura 1. Curva de calibraciĂłn SO4, absorbancia vs mgSO4 DETERMINACIĂ“N DE CONCENTRACIĂ“N DE SULFATOS a. Se toman 100mL de la muestra en dos erlenmeyer mĂĄs el blanco. b. Se agrega 20mL de buffer a las muestras y agitar por 1 minuto. c. A una de las muestras agregar 1g Cloruro de Bario (BaCl2) agitar por 1 minuto y dejar en reposo por 5 minutos. d. Calibrar el espectrofotĂłmetro a 420nm con la muestra del blanco o calibrar el turbidĂ­metro con los patrones segĂşn sea el caso. e. Medir a la muestra que tiene solo buffer la absorbancia o turbidez (Lectura inicial). f. A la muestra con Cloruro de Bario (BaCl2) medir la absorbancia o turbidez (Lectura final). g. Hacer diferencia de absorbancias. ∆= (đ??żđ?‘“ − đ??żđ?‘–) h. Llevar el valor de la diferencia a la curva para encontrar la concentraciĂłn de sulfatos. *Tener en cuenta que la curva cambia constantemente por lo tanto preguntar la curva actualizada a la hora de realizar el ensayo. G. CALCULOS CONCENTRACIĂ“N DE SULFATOS 47

Con el valor obtenido de concentración de sulfatos (SO4) en la curva calcular: 𝑚𝑔𝑆𝑂4 ((𝑚𝑔𝑆𝑂4 ) × 1000) = , 𝐸𝑐𝑢𝑎𝑐𝑖ó𝑛 20 𝑙 𝑉𝑚 mgSO4=Valor encontrado de la Concentración de sulfatos SO4 en la curva de calibración. Vm= Volumen de la muestra, (ml).

48

10.

NITRÓGENO – MÉTODO Nº 4500-Norg

A. CONCEPTO El Nitrógeno es uno de los nutrientes de mayor importancia en el vertido de las aguas residuales tratadas. Un agua que contenga gran cantidad de nitrógeno acelerará la eutrofización de embalses, ríos y lagos, y puede provocar el estímulo del crecimiento de algas y plantas en cursos de agua poco profundos. La reducción de la concentración de oxígeno disuelto en las aguas receptoras y la toxicidad para la vida acuática son algunos de los efectos negativos de la elevada concentración de nitrógeno amoniacal en efluentes tratados. El análisis de este ensayo suele determinar el NTK (Nitrógeno Total Kjeldahl) que incluye el nitrógeno orgánico y el amoniacal. B. PRINCIPIO DEL MÉTODO La suma de amonio libre y compuestos orgánicos nitrogenados que son convertidos a una sal de amonio (NH4)2SO4 después de la digestión de la muestra en medio ácido y en presencia de un catalizador. El amonio es destilado en medio alcalino y recuperado nuevamente para su cuantificación. La presencia de ácido sulfúrico (H2SO4), sulfato de potasio (K2SO4), y sulfato de cobre (CuSO4), como catalizador, convierten el nitrógeno amonio de cualquier material orgánico a amonio. El amoniaco liberado también es convertido a amonio, después se adiciona base y el amoniaco es destilado del medio alcalino y absorbido en ácido bórico o sulfúrico. El amonio liberado es determinado titulando con una solución estándar de ácido sulfúrico (H2SO4). Los resultados se expresan en mgNT /L. C. EQUIPOS Y MATERIALES       

Equipo de digestión con sistema de recolección de gases (Digestor y Scrubber). Equipo de destilación con flujo de vapor. Equipo titulador. Potenciómetro. Erlenmeyer de 250 ml. Vasos de precipitado. Tubos de ensayo para nitrógeno (para digestor y destilador).

49

D. PREPARACIÓN DE REACTIVOS Hidróxido de Sodio 6N (NaOH): Diluir 320g en agua destilada y completar 1l. Solución de Ácido Bórico: Disolver 20g de reactivo analítico en agua y diluir a 1l. Solución indicadora de ácido bórico: Disolver 20g de H3BO3 en agua, agregar 10ml de la solución indicadora mixta y diluir a 1l. Preparar mensualmente. Solución indicadora mixta: Disolver 200mg de indicador rojo de metilo en 100ml de alcohol etílico del 95%. Disolver 100mg de azul de metileno en 50ml de alcohol etílico del 95%. Combinar las soluciones. Preparar mensualmente. Solución de ácido sulfúrico (H2SO4) al 0.02N para titulación: Diluir 3ml de ácido sulfúrico (H2SO4) concentrado en 1l con agua destilada libre de CO2.Luego diluir 200ml de esta solución a 1l con agua destilada. Normalizar el ácido 0.02N contra una solución de Na2CO3 0.02N (1.060g de Na2CO3 anhidro secado a 140ºC, diluido a 1000ml con agua destilada). E. PROCEDIMIENTO Volumen de la muestra a. El volumen de la muestra es 25ml. Para casos particulares de muestras líquidas se puede seguir lo que indica la Tabla 5.

50

Tabla 5. Medida de la absorbancia y turbidez. Nitrógeno Orgánico en la muestra, mg/l Volumen de muestra, ml 4-40

50

8-80

25

20-200

10

b. Para muestras de lodos y sedimentos, pesar una porción de muestra húmeda que contenga entre 0.2mg y 2mg de nitrógeno orgánico. Transferir la muestra al tubo de digestión limpiando el recipiente de pesaje varias veces con pequeñas cantidades de agua. Hacer esta operación con la cantidad más pequeña posible de agua, sin exceder un volumen de 50ml. Digestión a. Encender el digestor y scrubber 15min antes de iniciar el ensayo y limpiarlos. En el tubo agregar: 25ml de la muestra, 15ml de ácido sulfúrico (H2SO4), 3,0g de Sulfato de Potasio, 1,0g de Sulfato de cobre. b. Colocar el digestor en 60ºC-80ºC (temperatura). Colocar la “Flauta” (tapa del digestor para desviar los gases) y conectar la manguera de la “flauta” al scrubber. c. Dejar en digestión aproximadamente 2 horas o hasta que las muestras tengan un color azul claro. d. Al alcanzar ese color se apaga el digestor y se deja enfriar 30min con el scrubber prendido. Destilación a. Encender la unidad de destilación hasta que caliente (aproximadamente 15min). b. Transferir las muestras frías de los tubos de digestión a los tubos de destilación con mucho cuidado. c. Agregar a los tubos poco a poco 30ml de agua destilada y agregar Hidróxido de Sodio 6N (NaOH) con la válvula dosificadora hasta obtener un colar café. d. En los frascos erlenmeyers que recibirán el destilado adicionar 100ml de ácido bórico al 2% y de 3 a 4 gotas de indicador mixto. e. Destilar entre 150-250mL en los erlenmeyer.

51

TitulaciĂłn Tomar los erlenmeyers y titular entre 150-250mL de destilaciĂłn con ĂĄcido sulfĂşrico H2SO40.02N hasta llegar al color rosado. F. CĂ LCULOS đ?‘šđ?‘”

đ?‘ (V(H2SO4) − VBlanco) Ă— 280 = đ?‘™ Vm

Donde: V(H2SO4).= Volumen gastado de H2SO4en la muestra,(ml). VBlanco= Volumen gastado de H2SO4en el blanco, (ml). Vm= Volumen inicial de la muestra, (ml).

10 A. MÉTODO PARA DETERMINACIÓN DE NITROGENO TOTAL (2 a 150 mg/L N), MÉTODO DIGESTIÓN DE PERSULFATO A.PRINCIPIO DEL MÉTODO El nitrógeno es uno de los constituyentes de la materia orgånica que forma parte de las proteínas de las cÊlulas y es indispensable en el crecimiento de los organismos fotosintÊticos. En la química del agua, los compuestos de nitrógeno, NH4+, NO2-, NO3-, así como el nitrógeno orgånico, juegan un papel importante, ya que son indispensables para el desarrollo de la vida animal y vegetal en agua. Los compuestos nitrogenados del agua provienen fundamentalmente de los compuestos orgånicos o vegetales y en aguas naturales y sin contaminar suele ser un elemento poco abundante. La mayor parte del nitrógeno es de origen atmosfÊrico, pero asimilado gracias a las bacterias y a ciertos vegetales, los cuales transforman el nitrógeno molecular y el nitrógeno nítrico en nitrógeno orgånico. B. EQUIPOS Y MATERIALES     

Digestor a 105°C Pipeta 1.0 a 10.0 ml Gradilla para tubos Embudo Espectrofotómetro DR 5000 52

C. REACTIVOS      

Viales Total Nitrógeno (TN)- Hidróxido Reactivo Persulfato TN Viales ácidos TN (Reactivo C) Reactivo A TN Reactivo B TN Agua ultrapura

D. PROCEDIMIENTO a. Encienda el digestor a una temperatura de 105 ° C. b. Etiquetar dos tubos de digestión Hidróxido- Total Nitrógeno del set de tubos número 40, uno para la muestra y otro para el blanco. Usando un embudo, añadir el contenido del Reactivo de Persulfato - Total Nitrógeno a cada uno de los tubos. Limpie el reactivo que puede quedar en la tapa o en la rosca del tubo. c. Añadir 0,5 ml de muestra a un tubo (use la muestra preparada) y añadir 0,5 ml de agua desionizada al segundo tubo (use el agua desionizada proporcionada en el kit de reactivos o agua libre de orgánicos). d. Tape ambos tubos de digestión y sacuda vigorosamente al menos 30 segundos para mezclar, esta prueba es sensible a la técnica por lo tanto Invierta los frascos como se describe aquí para evitar resultados bajos: Mantener el vial en posición vertical con la tapa hacia arriba. Ponga el vial boca abajo. Esperar a que toda la solución fluya hacia abajo a la tapa. Pause. Devuelva el vial a una posición vertical. Esperar a que toda la solución fluya hacia el fondo del vial y así sucesivamente. Si el reactivo no se disuelve completamente esto no afectara la precisión del ensayo.

Figura 1. Procedimiento Espectrofotómetro e. Inserte los tubos en el digestor por un tiempo de 30 minutos. Pasado el tiempo retire de inmediato los tubos y deje enfriar a temperatura ambiente.

53

f. Seleccione la prueba 394 Nitrógeno total en el espectrofotómetro. g. Retire las tapas de los tubos y añada el contenido del Reactivo A (TN) encontrado en el set de tubos número 21. Se tapan los tubos y se agite durante 15 segundos.

Figura 2. Procedimiento Espectrofotómetro h. Pulse el icono TIEMPO > OK. Una reacción con un periodo de tres minutos comenzará. i.

Después de que expire el temporizador, retire las tapas de los tubos y añada el contenido del Reactivo B (TN) encontrado en el set de tubos número 21. Se tapan los tubos y se agite durante 15 segundos teniendo en cuenta las recomendaciones nombradas anteriormente. El reactivo no se disuelve completamente, lo cual no afectara la precisión. La solución comenzará a girar en torno a un color amarillo.

Figura 3. Procedimiento Espectrofotómetro j.

Pulse el icono TIEMPO > OK. Una reacción con un periodo de dos minutos comenzará.

k. Después de que expire el temporizador, tomar dos tubos de digestión acida TN reactivo C del set número 21, a los cuales se le añaden 2ml de cada tubo preparado (muestra tratada y blanco). 54

l.

Tapar los tubos e invertir diez veces para mezclar, hacerlo lentamente. Los tubos se calientan por lo que hay que evitar el contacto directo tomándolos cuidadosamente por la parte superior del tubo.

m. Pulse el icono de TIEMPO > OK. Una reacción con un periodo de cinco minutos comenzará. El color amarillo se intensifica.

Figura 4. Procedimiento Espectrofotómetro n. Limpie el reactivo en blanco e insértelo en el titular de celdas redondas de 16mm. Pulse la tecla CERO. La pantalla mostrará: 0,0 mg / L N o. Limpie el frasco de reactivo de la muestra e insértelo en el titular de celdas redondas de 16mm. Pulse la tecla MEDICION. La pantalla mostrará el valor de nitrógeno total en mgN / L .

Figura 5. Procedimiento Espectrofotómetro E. CÁLCULOS Los resultados se toman directamente del espectrofotómetro, si el resultado aparece fuera del rango asegurarse de realizar dilución. Si ha realizado diluciones de la muestra, tener en cuenta el factor de dilución para el cálculo final de la concentración de nitrógeno.

55

11. DEMANDA QUÍMICA DE OXIGENO (DQO) – MÉTODO Nº 5220 – RANGO MEDIO 800 mg/L A. CONCEPTO La demanda química de oxigeno es la medida del oxígeno necesario para oxidar la materia orgánica e inorgánica susceptible de oxidación, contenida en una muestra bajo condiciones de un agente especifico, temperatura y tiempo. Los valores de este parámetro están asociados al grado de avance de la oxidación de los contaminantes. B. PRINCIPIO DEL METODO Las sustancias orgánicas e inorgánicas oxidables presentes en la muestra, se oxidan mediante reflujo en solución fuertemente ácida (H2SO4) con un exceso conocido de dicromato de potasio (K2Cr2O7) en presencia de sulfato de plata (AgSO4) que actúa como agente catalizador, y de sulfato mercúrico (HgSO4) adicionado para remover la interferencia de los cloruros. Después de la digestión, el remanente de K2Cr2O7 sin reducir se titula con sulfato ferroso de amonio; se usa como indicador de punto final el complejo ferroso de ortofenantrolina (ferroina). La materia orgánica oxidable se calcula en términos de oxígeno equivalente. C. EQUIPOS Y MATERIALES             

Espectrofotómetro DR 2800 o DR 5000. Bomba de vacío. Balanza Analítica. Digestor de DQO. Dispensadores de 5.0ml. Horno (103ºC y 120ºC). Embudo tipo Buchner para membrana con diámetro de 47mm. Membrana filtrante tipo micro-fibra de vidrio de 1,2 µm. Balones volumétricos de 10.0ml, 500ml, y 1000ml. Beaker de 500ml y 1000ml. Pipetas automáticas de 200µl y 1000µl. Tubos DQO. Campana de extracción.

D. REACTIVOS   

Sulfato de plata (Ag2SO4). Ácido sulfúrico (H2SO4, 96-97% Pureza). Sulfato de mercurio (HgSO4). 56

 

Dicromato de potasio (K2Cr2O7). Hidrogenoftalato ácido de Potasio (KPH) HOOCC6H4COOK.

E. PREPARACIÓN DE REACTIVOS Solución de sulfato de plata en ácido sulfúrico Solución de 5.5g/Kg de H2SO4 ,96-97% Pureza. ATENCION: Trabajar en la campana. Triturar con bastón de vidrio 10.12g de sulfato de Plata (Ag2SO4) y transferir para un frasco con un contenido de 1l de Ácido sulfúrico (H2SO4, 96-97% Pureza), adicionar ene le mismo frasco de origen del ácido). Cerrar el frasco herméticamente. La mezcla deberá ser mantenida en oscuro durante dos días antes de ser utilizada. Solución de Digestión (2l) Solución de K2Cr2O7 + HgSO4. ATENCIÓN: Trabajar en campana y con guantes. Secar cerca de 25g de K2Cr2O7 a 103ºC en una estufa durante 24 horas. Enfriar en el desecador. Transferir 1.5L de agua destilada para un beaker de 2.0 L. Adicionar cuidadosamente 334mL de Ácido sulfúrico (H2SO4) sobre un baño de hielo. Retirar del baño, adicionar 66.6g de HgSO4 y agitar para disolver. Adicionar 20.432g de K2Cr2O7 previamente seco a 105ºC por 2 horas y mantener en agitación. Dejar Enfriar y transferir a un balón volumétrico de 2.0L y completar el volumen con agua destilada. La utilización de una nueva solución de digestión exige una nueva preparación de una recta de calibración. F. PROCEDIMIENTO DETERMINACIÓN DE LA CURVA DE CALIBRACION 1000mg de Hidrogenoftalato de Potasio (KHP)= 1.176mg DQO a. Secar aproximadamente 500mg de KHP en capsulas de porcelana a 120ºC en horno hasta que la masa sea constante (24h) y enfriar el KHP en desecador. b. Disolver cerca de 0.425g aproximadamente de KHP en agua destilada, transferir cuantitativamente al balón volumétrico de 500ml y completar el volumen con agua destilada.

57

Entonces como ejemplo: Tomamos 0.4639g KHP 436.9mg KHP 1000mg KHP→1176mgDQO 436.9mg KHP→

X

X=513.79mgDQO Lo llevamos a Litros: 513.79mgDQO→500mL X→1000mL

X=1027.58mgDQO/L X=1.02758mgDQO/ml Luego aplicar C1V1=C2V2 para determinar DQOTeorica. (1.02758mgDQO/ml)V1= DQOTeorica2.5mL

DQOTeorica=

(1.02758mgDQO/L)V1(ul) 2.5mL∗1000

Hacer la curva de calibración con concentraciones conforme a los volúmenes deseados para el procedimiento de la determinación de concentración de DQOTeorica.(Tabla 6) y completarlos con agua destilada para un volumen total de 2.5mL.

58

Tabla 6. Curva de calibraci贸n para hallar la DQOTeorica CURVA DE CALIBRACION DQO V1 Sol.KHP

DQOTeorica

ABS.1

ABS.2

ABS (Xmed)

[uL]

[mg/L]

[cm-1]

[cm-1]

100

41.10

0

0.006

0.003

200

82.21

0.016

0.016

0.016

400

164.41

0.04

0.040

0.040

600

246.62

0.063

0.080

0.072

1000

411.03

0.119

0.119

0.119

1600

657.65

0.177

0.172

0.175

1800

739.86

0.199

0.198

0.199

2000

822.06

0.228

0.216

0.222

2200

904.27

0.238

0.241

0.240

2400

986.48

0.268

0.283

0.276

2500

1027.58

0.273

0.276

0.275

Para la curva de calibraci贸n, dibujar la absorbancia media en el eje abscisas, versus la DQOTeorica en el eje de las ordenadas y determinar la ecuaci贸n de la recta (Figura 1).

59

1200 1000

y = 3489,1x + 53,611 R虏 = 0,9792

800 600 400 200 0 0,000

0,100

0,200

0,300

ABSORBANCIA (cm-1)

Figura 1. Curva de calibraci贸n DQO, absorbancia vs DQOTeorica.

60

DEMANDA QUÍMICA DE OXIGENO (DQO) – MÉTODO Nº 5220 – RANGO ALTO -100 – 5000 mg/L Para realizar la medición de la DQO de alto rango, es decir, valores de la curva hasta de 5000 mg/L, el procedimiento es igual al de la DQO de medio rango, excepto en la preparación del Dicromato de Potasio y la preparación de la curva. Solución de sulfato de plata en ácido sulfúrico: Igual que para la DQO de medio rango. Solución de Digestión (2L) Solución de K2Cr2O7 + HgSO4. ATENCIÓN: Trabajar en campana y con guantes. Secar cerca de 65g de K2Cr2O7 a 103ºC en una estufa durante 24 horas. Enfriar en el desecador. Transferir 1.5L de agua destilada para un beaker de 2.0 L. Adicionar cuidadosamente 334mL de Ácido sulfúrico (H2SO4) sobre un baño de hielo. Retirar del baño, adicionar 66.6g de HgSO4 y agitar para disolver. Adicionar 64g de K2Cr2O7 previamente seco a 105ºC por 2 horas y mantener en agitación. Dejar Enfriar y transferir a un balón volumétrico de 2.0L y completar el volumen con agua destilada. Preparación de la curva 4,532 g/L de Hidrogenoftalato de Potasio (KHP)= 5329 mg/L de DQO c. Secar aproximadamente 5 g de KHP en capsulas de porcelana a 120ºC en horno hasta que la masa sea constante (24h) y enfriar el KHP en desecador. d. Disolver cerca de 0,4532g de KHP en agua destilada, transferir cuantitativamente al balón volumétrico de 100 ml y completar el volumen con agua destilada. Tomar de la solución stock diferentes volúmenes para construir la curva de calibración. En la Tabla 7 se presenta un ejemplo de cálculo y en la Figura 2 un ejemplo de curva de calibración. Para este caso se utilizaron alícuotas desde 200 uL hasta 9500 uL en volumen final de 10 mL y de ahí se tomó 1.5 mL para realizar el ensayo de la DQO.

61

Tabla 7. Datos para la curva de calibraciĂłn teĂłrica. SoluciĂłn KPH

Absorbancia

uL de la soluciĂłn stock de KPH

ml

FD

ml en 1.5ml

uL*

200

0,2

2

0,03

30

400

0,4

4

0,06

60

800

0,8

8

0,12

1000

1

10

2000

2

4000

DQO teĂłrica

Abs 1 Abs 2

Abs promedio

mg/l

0,067 0,055

0,061

106,58

106,6

0,094 0,084

0,089

213,16

120

213,2

0,154 0,155

0,1545

426,32

0,15

150

532,9

0,168 0,148

0,158

532,9

20

0,3

300

1065,8 0,325 0,324

0,3245

1065,8

4

40

0,6

600

2131,6 0,582 0,600

0,591

2131,6

6000

6

60

0,9

900

3197,4 0,816 0,834

0,825

3197,4

8000

8

80

1,2

1200

4263,2 1,066 1,062

1,064

4263,2

9500

9,5

95

1,425

1425

5062,6 1,299 1,272

1,2855

5062,55

Ejemplo de cĂĄlculo: DQOteĂłrica:

DQO

5329∗đ?‘‰(đ?‘˘đ??żâˆ—) 1.5∗1000

62

Figura 2. Curva de calibración para DQO de alto rango. (Todo lo demás como el método de DQO de medio rango, tenga en cuenta que en Excel la gráfica es tipo dispersion) DETERMINACIÓN DE LA CONCENTRACIÓN DE DQO. a. En tubos de borosilicato con tapa de rosca, adicionar 1.5ml de la muestra concentrada o diluida (la dilución de la muestra se hace necesaria cuando la DQO esperada es mayor que 800mg/l) o 1.5ml de agua destilada (para el blanco) o de las soluciones patrón preparadas para la curva de calibración. b. Adicionar enseguida con ayuda de dispensadores 1.5ml de solución de digestión y vigorosamente 3.5ml de la solución de sulfato de plata en ácido sulfúrico. c. Cerrar herméticamente los tubos y agitar. d. Colocar los tubos en el digestor a temperatura de 150ºC y dejarlos calentando por un periodo de 120minutos. e. Después enfriar y limpiar los tubos con papel absorbente humedecido con alcohol y en seguida secar. f. Observar el espectrofotómetro ½ hora antes de la lectura y fijar la longitud de onda en 620ηm. g. Reiniciar el equipo con la solución de la muestra para el blanco. Leer la absorbancia de la solución patrón y de las muestras.

63

12. MÉTODO PARA DETERMINACIÓN DE OXÍGENO DISUELTO (Utilizando el equipo portátil Hanna HI 9146) A. PRINCIPIO DEL MÉTODO El oxígeno disuelto (OD) es necesario para la respiración de los microorganismos aerobios así como para otras formas de vida aerobia. No obstante, el oxígeno es sólo ligeramente soluble en el agua; la cantidad real de oxígeno que puede estar presente en la solución está determinada por a) la solubilidad del gas, b) la presión parcial del gas en la atmósfera, c) la temperatura, y d) la pureza del agua (salinidad, sólidos suspendidos). Las concentraciones de OD en aguas naturales dependen de las características fisicoquímicas y la actividad bioquímica de los organismos en los cuerpos de agua. El análisis del OD es clave en el control de la contaminación en las aguas naturales y en los procesos de tratamiento de las aguas residuales industriales o domésticas. Existen electrodos de membrana polarográficos o galvánicos, y por ser sumergibles, portables y fáciles de operar, son apropiados para análisis en campo. B. EQUIPOS Y MATERIALES  

Botella winkler 300 ml (Según cantidad de diluciones) Medidor de oxígeno Hanna HI 9146

C. REACTIVOS  

Agua Ultrapura Solución HI 7040 oxígeno disuelto = 0.0

CALIBRACIÓN DEL EQUIPO El equipo puede ser calibrado en máximo dos (2) puntos 0.0%(calibración del Cero) y 100.0% (calibración de la pendiente). Nota: Antes de realizar la calibración, revisar que el equipo está listo para mediciones. Calibración del Cero 

Sumerja la sonda en un beaker con 40 ml. de la solución HI 7040 (solución cero oxígeno), y espere durante tres minutos.

64

  

Presione “CAL”, habrá un reloj de arena y el mensaje “NOT READY” parpadeando en el LCD, hasta que la lectura sea estable. Cuando la lectura sea estable y dentro de los límites (±15% f.s.) “CFM”, empieza a parpadear. Presione CFM, para confirmar la calibración de “0.00%” de oxígeno disuelto. Presione “CAL”, y el instrumento volverá al modo de medición habiendo almacenado el valor del cero.

Calibración de la pendiente Nota: Se recomienda realizar este procedimiento de la calibración al aire libre.     

Enjuague la sonda con agua destilada para remover cualquier residual de la solución cero oxígeno disuelto. Presione “CAL”, y luego use la FLECHA y seleccione “100% DO Calibration Point”. Seque la sonda con una toalla de papel, habrá un reloj de arena y el mensaje “NOT READY” parpadeando en el LCD, hasta que la lectura sea estable. Cuando la lectura sea estable y dentro de los límites (±15% f.s.) “CFM”, empieza a parpadear. Presione CFM, para confirmar la calibración de “100%” de oxígeno disuelto. Presione “CAL”, y el instrumento volverá al modo de medición habiendo almacenado el valor del 100%.

D. PROCEDIMIENTO PARA MEDIR OXÍGENO DISUELTO. a. Sumergir el medidor en la botella del cero. b. Espere durante aproximadamente un (1) minuto para que la lectura se estabilice. c. El valor de oxígeno disuelto es mostrado en la parte superior en ppm (mg/l), y la temperatura en la parte inferior °C. Presione RANGE para cambiar la lectura de ppm a % y viceversa.

65

Figura 1. Ilustración Medidor de Oxígeno 13.

DEMANDA BIOQUIMICA DE OXIGENO DBO5– MÉTODO Nº 5210

A. CONCEPTO La Demanda Bioquímica de Oxigeno (DBO) es un método empírico en el cual su procedimiento es usado para determinar la cantidad de oxigeno relativo en aguas naturales, efluentes domésticos e industriales. El test de DBO es empleado para determinar los niveles de contaminación, evaluar cargas contaminantes y para evaluar la eficiencia de un determinado sistema de tratamiento. B.PRINCIPIO DEL METODO Gran parte de los organismos vivos dependen, directa o indirectamente del oxígeno para mantener su proceso metabólicos que producen la energía necesaria para su crecimiento y reproducción. Se le llaman organismos aerobios a aquellos que dependen exclusivamente del oxígeno de forma libre para la mineralización de materia orgánica, resultando como producto final substancias inorgánicas más simples, tales como CO2, NH3, H2O, etc. La materia orgánica presente en aguas naturales y en los efluentes domésticos e industriales, tiene la tendencia a ser mineralizadas naturalmente por los microorganismos aerobios existentes, consumiendo oxígeno disuelto en el medio acuoso. El test de DBO tiene por objetivo, determinar esas cantidades de oxigeno consumido, y así mismo, relacionar con las cantidades de materia orgánica biodegradable presente en una muestra. Los métodos usualmente empleados para la determinación de la DBO es el de la dilución, incubación por un periodo de 5 días a 20ºC, con una determinación de los niveles iníciales y finales de oxígeno a través del método de Azida modificado.

66

Para garantizar una mejor eficiencia en el metabolismo de los microorganismos desarrollados en el test es adicionado a el frasco de incubación, soluciones nutritivas y una solución buffer, con el fin de garantizar un pH neutro de 6.5 a 7.5 (Llamada agua de dilución). Es importante que durante los 5 días del test, la muestra se encuentre en un ambiente sin luz, a fin de evitar el aparecimiento de seres clorofilados fotosintéticos. B. EQUIPOS Y MATERIALES       

Incubadora (Termo regulable). Frascos DBO. Pipetas volumétricas. Balones Volumétricos. Beaker. Erlenmeyer. Equipo de titulación (Bureta de 50mL).

C. REACTIVOS            

Solución Buffer de Fosfato. Solución de Sulfato de Magnesio (MgSO4.7H2O). Solución de Cloruro de calcio (CaCl2). Solución de Cloruro Férrico (FeCl3). Agua de dilución. Inhibidor de Nitrificación Sulfito de Sodio. Cloruro de Cobalto. Solución Patrón de ácido glutámico/glucosa. Solución de sulfato Manganoso (MnSO4.H2O) Solución de álcali –Ioduro-Azida (AIA). Ácido Sulfúrico Concentrado. Solución Indicadora de Almidón.

D. PREPARACIÓN DE REACTIVOS Solución Buffer de Fosfato Disolver en aproximadamente 600mLde agua destilada, 8.5g de fosfato monobásico de Potasio (KH2PO4), 21.75g de fosfato bibásico de Potasio (KHPO4), 33.4g de Fosfato bibásico de sodio heptahidratado (Na2HPO4.7H2O) y 1.7g de Cloruro de Amonio (NH4Cl).

67

Transferir para un balón volumétrico de 1L y completar el volumen con agua destilada, tal solución debe ser guardada en baja temperatura y en ausencia de luz. Solución de Sulfato de Magnesio (MgSO4.7H2O) Disolver 22.5g de sulfato de magnesio heptahidratado en aproximadamente 800ml de agua, transferir para un balón volumétrico de 1l y completar el volumen; tal solución debe ser guardada en baja temperatura y en ausencia de luz. Solución de Cloruro de Calcio (CaCl2) Disolver 27.5g de Cloruro de Calcio anhidro en aproximadamente 800ml de agua, transferir para un balón volumétrico de 1L y completar el volumen; tal solución debe ser guardada en baja temperatura y en ausencia de luz. Solución de Cloruro Férrico (FeCl3) Disolver 0.25g de Cloruro Férrico hexahidratado en aproximadamente 800ml de agua, transferir para un balón volumétrico de 1l y completar el volumen; tal solución debe ser guardad en bajas temperaturas y en ausencia de luz. Agua de dilución Adicionar en una botella ojala de vidrio previamente limpio un volumen adecuado para la prueba que se va a realizar. Mantener el contenido de esta botella en aireación por un mínimo de 24 horas y dejar en reposo por aproximadamente 30 minutos antes de hacer el ensayo. Posteriormente añadir al agua 1ml de cada una de las soluciones mencionadas anteriormente para cada litro de agua destilada usado.

68

Solución Patrón de ácido glutámico/glucosa Disolver, previamente seco en estufa a 103ºC por 1hora, 150mg de glucosa y 150mg de ácido glutámico, en aproximadamente 800mL de agua destilada. Transferir para un balón volumétrico de 1L. Preparar semanalmente. Tal solución debe presentar una DBO teórica de 194mg/L (Siendo tolerado un desvió patrón de hasta +/-15%). Solución de sulfato Manganoso (MnSO4.H2O) Disolver 364g de sulfato Manganoso monohidratado (MnSO4.H2O) en aproximadamente 800mL de agua destilada, filtrar en papel de filtro Wattman Nº4 y diluir en balón volumétrico de 1l. Solución de álcali –Ioduro-Azida (AIA). Disolver en aproximadamente 800mL de agua, 500g de Hidróxido de Sodio (NaOH), 135g de Iodeto de sodio (NaI) y diluir en 1L de agua destilada; adicionar 10g de Azida Sódica (NaN3), previamente disuelta en 40mL de agua destilada. Guardar en un frasco de PVC. Solución Patrón de Tiosulfato de Sodio (Na2S2O3.5H2O) 0.025N Disolver 6.205g de Tiosulfato de sodio pentahidratado con 1.5ml de Hidróxido de sodio 6N (o 0.4g de NaOH), en aproximadamente 800ml de agua destilada, transferir para un balón volumétrico de 1l y completar el volumen. Normalización: Normalizar con 10ml de solución de Dicromato de Potasio (K2Cr2O7) 0.1N, 1ml de ácido sulfúrico concentrado y cerca de 80ml de agua destilada. Se debe dejar por 6 minutos y en la oscuridad, en seguida adicionar con una espátula (+/-1g) de KI y titular la solución de Tiosulfato hasta que aparezca una coloración amarillo paja, en ese punto adicionar almidón y proseguir la titulación hasta que cambie de azul a incoloro. Calcular la normalidad real del tiosulfato con la ecuación 22: 𝑁𝐾2 𝐶𝑟2 𝑂7 ×𝑉𝐾 𝐶𝑟 𝑂 2 2 7 𝑉𝑁𝑎2 𝑆2 𝑂3 𝑔𝑎𝑠𝑡𝑎𝑑𝑜

Na2S2O3=

, 𝐸𝑐𝑢𝑎𝑐𝑖ó𝑛 22

Solución Indicadora de Almidón Disolver 2g de almidón en 100 ml de agua destilada hervida, mezclar y dejarla sedimentar por una noche.

69

E. PROCEDIMIENTO Preparación de los frascos DBO a. Dejar con jabón extran alcalino o cualquier otro jabón neutro para lavar vidrieria por 1 día. b. Enjuagar varias veces con agua del grifo y en seguida con agua destilada. c. Autoclavar los frascos a una temperatura de 120ºC y 1kg/cm2 de presión, por 30 minutos. d. Dejar enfriar en lugar limpio y seco. e. Almacenar en lugar limpio y seco. Procedimiento DBO sin inóculo a. Adicionar una muestra a los frascos preparados de DBO y completar hasta la tasa de dilución de acuerdo con la Tabla 7, hacer por lo menos 4 diluciones diferentes. b. Anotar el número Nº y el volumen del frasco. c. Adicionar si es necesario inhibidor de nitrificación. d. Completar el volumen del frasco con agua de dilución evitando la formación de bolas y turbulencia. e. Agregar a cada botella 1 ml de sulfato manganoso y posteriormente 1 ml de reactivo alcalina. f. Tapar la botella y agitar 20 veces, luego agregar 1mL de ácido sulfúrico concentrado (H2SO4) alrededor del cuello de la botella con mucho cuidado y volver a agitar por 20 veces. g. Transferir 200mL de la muestra que se encuentra en la botella Winkler a un beaker y poner en agitación.

70

Tabla 7. Tabla de Diluciones. Tasa de dilución

Rango de DQO

(ml)

Tasa de dilución Rango de DQO (ml)

0.001

128000-130000

2

300-1050

0.002

118000-125000

5

120-420

0.005

60000-115000

10

60-210

0.02

12000-42000

20

30-105

0.1

6000-21000

50

12-42

0.2

300-10000

100

6-21

1

600-2100

300

0-7

ODi - ODf≥ 2mg/L; 1 ≤ ODf≤ 6 mg/L. h. Titular la muestra con Tiosulfato de Sodio 0.025N hasta que la muestra tenga un color amarillo paja y agregar 1mL de almidón. i. Seguir titulando con Tiosulfato de Sodio 0.025N hasta que el color cambie de azul oscuro a transparente. j. Medir el OD inicial. k. Llevar a la incubadora la réplica de las botellas y después de 5 días de encubar medir OD final. Envolver las botellas que se dejan en la incubadora en papel aluminio. Procedimiento DBO con inóculo a. Oxigenar hasta saturación (por lo menos 24 horas) un volumen de agua suficiente para realizar las diluciones y el blanco, agregando previamente 1ml/L de agua residual como inóculo. b. Adicionar una muestra a los frascos preparados de DBO y completar hasta la tasa de dilución de acuerdo con la Tabla 7, hacer por lo menos 4 diluciones diferentes de cada botella. c. Anotar el número Nº y el volumen del frasco. d. Adicionar si es necesario inhibidor de nitrificación. 71

e. Completar el volumen del frasco con agua de diluciĂłn evitando la formaciĂłn de bolas y turbulencia. f. Agregar a cada botella 1 ml de sulfato manganoso y posteriormente 1 ml de reactivo alcalina. g. Tapar la botella y agitar 20 veces, luego agregar 1mL de ĂĄcido sulfĂşrico concentrado (H2SO4) alrededor del cuello de la botella con mucho cuidado y volver a agitar por 20 veces. h. Transferir 200mL de la muestra que se encuentra en la botella Winkler a un beaker y poner en agitaciĂłn. F. CĂ LCULOS OxĂ­geno disuelto Si la normalidad del Tiosulfato de Sodio es 0.025N el volumen gastado es la misma concentraciĂłn de OD. Caso contrario, utilizar la ecuaciĂłn 23. đ?‘šđ?‘”đ?‘‚2 (đ?‘‰đ?‘œđ?‘™. đ?‘‡đ?‘–đ?‘œđ?‘ đ?‘˘đ?‘™đ?‘“đ?‘Žđ?‘Ąđ?‘œ)(đ?‘ đ?‘‡đ?‘–đ?‘œđ?‘ đ?‘˘đ?‘™đ?‘“đ?‘Žđ?‘Ąđ?‘œ)(8000) = , đ??¸đ?‘?đ?‘˘đ?‘Žđ?‘?đ?‘–Ăłđ?‘› 23 đ?‘™ 100

Porcentaje de reducciĂłn oxĂ­geno disuelto %đ?‘…đ?‘’đ?‘‘. đ?‘‚đ??ˇ =

(đ?‘‚đ??ˇđ?‘–) − (đ?‘‚đ??ˇđ?‘“) Ă— 100, đ??¸đ?‘?đ?‘˘đ?‘Žđ?‘?đ?‘–Ăłđ?‘› 24 đ?‘‚đ??ˇđ?‘–

En la Tabla 8 se observa un ejemplo de cĂĄlculo: Tabla 8. Ejemplo de cĂĄlculo de la DBO Normalidad tiosulfato N BOTELLA No 1 4 7 10 13

2 5 8 11 14

3 6 9 12 15

0,025 VOLUMEN DE MUESTRA 300 30 20 10 5

Factor correcciĂłn ODi

ODf

6,99 6,55 6,61 6,72 6,79

6,48 2,73 4,92 5,52 6,32

6,45 3,20 4,91 5,87 6,26

0,53

PROMEDIO ODF

% Red OD

DBO mgO2/L

6,47 2,45 4,40 5,18 5,77

7,51% 62,67% 33,51% 22,99% 15,02%

0,53 41,05 33,23 46,35 61,20

El porcentaje de reducciĂłn de oxĂ­geno disuelto debe estar entre 40 y 70% para que el ensayo de la DBO se considere vĂĄlido. Del ejemplo de la Tabla 8 se obtiene el promedio de las botellas 4, 10 y 13 y este es el valor final de la DBO.

72

Nota: Se debe calcular la diferencia entre el oxĂ­geno disuelto inicial y el oxĂ­geno disuelto final del blanco. En lo posible este valor debe ser mĂ­nimo. Esta diferencia debe ser restada a todos los valores de oxĂ­geno disuelto final de las botellas analizadas y luego si se debe calcular el porcentaje de reducciĂłn citado anteriormente. La DBO finalmente se calcula con la ecuaciĂłn 25

đ??ˇđ??ľđ?‘‚đ?‘šđ?‘”đ?‘‚2 (đ?‘‚đ??ˇđ?‘–) − (đ?‘‚đ??ˇđ?‘“) = , đ??¸đ?‘?đ?‘˘đ?‘Žđ?‘?đ?‘–Ăłđ?‘› 25 đ?‘™ đ?‘“ Donde: đ?‘“=

đ?‘šđ?‘™ đ?‘‘đ?‘’ đ?‘™đ?‘Ž đ?‘šđ?‘˘đ?‘’đ?‘ đ?‘Ąđ?‘&#x;đ?‘Ž đ?‘‰đ?‘œđ?‘™đ?‘˘đ?‘šđ?‘’đ?‘›đ?‘‘đ?‘’đ?‘™đ?‘“đ?‘&#x;đ?‘Žđ?‘ đ?‘?đ?‘œđ?‘‘đ?‘’đ??ˇđ??ľđ?‘‚

14. RESIDUAL DE PEROXIDO DE HIDROGENO A.

CONCEPTO

El perĂłxido de hidrĂłgeno ha sido utilizado durante muchos aĂąos en el tratamiento de aguas residuales industriales y de abastecimiento de agua, principalmente para la remociĂłn de materia orgĂĄnica. El H2O2 se considera un oxidante versĂĄtil mĂĄs que el cloro. Cabe seĂąalar que la aplicaciĂłn en exceso de perĂłxido de hidrĂłgeno puede conducir a reacciones competitivas con los radicales OHŮ , causando un efecto inhibitorio sobre la degradaciĂłn de contaminantes. Es muy importante determinar la presencia de perĂłxido de hidrĂłgeno residual que queda despuĂŠs del tratamiento de efluentes, ya que interfiere principalmente en anĂĄlisis de DBO5 y DQO de aguas residuales tratadas. B.

EQUIPOS Y MATERIALES

    

Becker 1000ml Micro pipeta (100-1000 ÂľL) Plancha agitadora. Balanza analĂ­tica. Indicadores Quantofix PerĂłxido 25 (0.5-25 mg/L H2O2)

73

C.

REACTIVOS

 

PerĂłxido de hidrogeno 30% m/m. Sulfito de sodio, P.A.

Figura 1. Reactivos determinaciĂłn residual de perĂłxido de hidrogeno. D.

PROCEDIMIENTO



CALCULO DE LA DOSIS EFECTIVA DE PERĂ“XIDO DE H2O2

Debido a que el perĂłxido viene lĂ­quido se debe realizar la siguiente operaciĂłn para saber el volumen que se debe tomar, para calcular la dosis efectiva en mg/L, se debe utilizar la ecuaciĂłn 26, de la siguiente forma: đ??ˇđ?‘’

đ?‘‰(đ?‘šđ?‘™) đ??ť202 = Donde:

1000

�

, đ??¸đ?‘?đ?‘˘đ?‘Žđ?‘?đ?‘–Ăłđ?‘› 26

De= dosis efectiva en mg/L δ= densidad del perĂłxido de hidrogeno (1.4 g/mL) Se mide con ayuda de la Micropipeta (100-1000 ÂľL) la dosis efectiva de perĂłxido que se desea aplicar. 

APLICACIĂ“N DE LA DOSIS EFECTIVA DE PERĂ“XIDO DE H2O2

Teniendo la dosis efectiva de H2O2 se adiciona al agua a tratar por el tiempo que dure la reacciĂłn. (Ejemplo: 1 hora).

74



MEDICIĂ“N DEL RESIDUAL DE PERĂ“XIDO DE H2O2

Posterior a esto con ayuda de los papeles indicadores se mide la cantidad de peróxido residual, de acuerdo a las indicaciones del producto.  DETERMINACIÓN DE LA CANTIDAD DE SULFITO PARA PARAR LA REACCIÓN DE PERÓXIDO DE HIDROGENO Teniendo el residual de peróxido (mg/L) se procede a calcular la cantidad de Na2SO3 realizando una regla de tres que se obtiene de la relación estequiometria de la ecuación 1:

126.0422 g Na2SO3 Y

33.9988 g H202 đ?‘‹

Na2SO3

1000

g H202

Donde: X = es la cantidad de perĂłxido residual obtenida del papel indicador en mg/L (Ver Figura 9) Y= cantidad de sulfito de sodio para neutralizar el perĂłxido.

Figura 2: DeterminaciĂłn residual H202 .

75

Se pesa esta cantidad de sulfito en la balanza analítica, se agrega al agua tratada con H202 y se deja agitando aproximadamente 30 minutos. Al finalizar estos 30 minutos se vuelve a medir con otro papel indicador el peróxido residual cuyo resultado debe dar cero. En caso contrario se vuelve a calcular la cantidad de sulfito de sodio con el valor que arroje el indicador. Se repite el proceso desde el paso 4 hasta que el peróxido residual sea cero. 15.

CONSTITUYENTES ORGÁNICOS ABSORCIÓN-UV – MÉTODO Nº 5910

A. CONCEPTO Algunos compuestos orgánicos comunmente encontrados en agua y aguas residuales, tales como la lignina, tanino, sustancias húmicas, y varios compuestos aromáticos, fuertemente absorbidos por la radiación ultravioleta (UV). Puede existir una fuerte correlación entre la absorción UV y el contenido de carbón orgánico, color y precursores de trihalometanos (THM) y otros productos de la desinfección. Este método se pretende ser empleado como una indicación de la concentración de los constituyentes orgánicos de abdorción-UV. Los constituyentes orgánicos de absorción-UV de una muestra absorben la luz UV en proporción a su concentración. Las muestras son filtradas para controlar las variaciones en absorción UV causadas por partículas. El ajuste del pH es opcional.La absorción UV se mide a 253.7 nm (a menudo redondeado hasta 254 nm). B. EQUIPOS Y MATERIALES   

Espectrofotómetro DR 5000 Filtro de fibra de vidrio de 1,2 µm o 0, 45 µm Bomba de vacio.

C. PROCEDIMENTO 1. Filtrar al menos 50mL de muestra a través de la membrana filtrante. 2. Preparar un blanco con agua destilada. 3. Encender el espectrofotómetro 15min antes de iniciar el ensayo. 76

4. Ajustar a una longitud de onda de 254nm y ajustar en cero de absorbancia con el blanco de agua destilada. 5. Medir la absorbancia UV a 250nm al menos a dos porciones de la muestra filtrada a temperatura ambiente. D. CÁLCULOS Reportar el valor medio de absorción UV en unidades de cm-1empleando la siguiente notación. Para reportar unidades en m-1 multiplicar la expresión por cien. 𝑝𝐻

𝑈𝑉𝜆

Ā = [ ]𝐷 𝑏

Donde: UVλpH =Valor medio de absorción UV, cm-1 (el subíndice denota la longitud de onda, nm, y denota el pH empleado si es diferente de 7.0). b=

longitud de la celda, cm. (generalmente es 1.0 cm)

Ā=

absorbacia media medida, y

D=

factor de dilución resultante del ajuste con agua destilada, ver página xxxx

77

16. MEDIDA DE LA ABSORCIÓN EN LA REGION DEL ESPECTRO UV-VIS A.PRINCIPIO DEL MÉTODO La medida de la absorción UV es un indicador de la concentración de compuestos orgánicos comúnmente encontrados en aguas tales como lignina, tanino, sustancias húmicas y varios compuestos aromáticos los cuales son absorbidos por la radiación ultravioleta (UV), el contenido de carbón orgánico, color y precursores de trihalometanos (THM) y otros productos de la desinfección están relacionados con la absorción UV. El espectrofotómetro DR5000 (Figura 1) es un equipo utilizado para medir la absorbancia de la luz en una solución durante un espectro de longitud de onda definido. Los resultados de la medición pueden visualizarse como valores únicos de absorbancia o como el espectro total en longitudes de onda definidas, adicional a esto los datos pueden imprimirse en formato de tabla o de curva.

Figura 1. Fotografía del espectrofotómetro DR 5000.

B.EQUIPOS Y MATERIALES  Mortero de porcelana  Pastillas anticonceptivas con composición 0.15 mg de Levonorgestrel y 0.03mg de Etinilestradiol (o cualquier otra sustancia que se quiera determinar)  Cápsulas de porcelana  Membrana  Desecador  Bomba de vacío.  Balanza analítica.  Horno tipo mufla 550ºC.  Horno (103ºC y 105ºC). 78

         

Embudo tipo Buchner para membrana con diámetro de 47mm. Membrana filtrante tipo micro-fibra de vidrio, con tamaño nominal de abertura de 0,45µm-1,2µm. Capsulas de porcelana. Pinza metálica. Probeta Beaker de 1000 Ml Agitador magnético Barra magnética Guantes para mufla Espectrofotómetro DR 5000

C.PROCEDIMIENTO EJEMPLO: Medición indirecta del contenido de las hormonas levonorgestrel y etinilestradiol en el agua.

1. Preparación para cápsula y membrana para determinación de sólidos suspendidos. a. Calcinar la cápsula de porcelana en mufla a 550ºC hasta que la masa sea constante (aproximadamente 15 minutos) y dejar enfriar en el desecador. b. Colocar una membrana filtrante en el sistema de filtración. c. Hacer 3 lavados a la membrana con el sistema de filtración utilizando 20mL de agua destilada para cada lavado (total de 60mL) que deben ser despreciados. d. Colocar la membrana en la cápsula de porcelana y calcinar en la mufla por 15minutos y dejar enfriar. 2. Preparación de la muestra a. Medir 500 mL de agua ultrapura y transferir a un beaker de 1000 mL. b. Colocar una barra magnética y acomodar el beaker en un agitador magnético. c. Tomar 5 pastillas anticonceptivas que contengan 0.15 mg de Levonorgestrel y 0.03mg de Etinilestradiol, medir la masa de cada una - M1 d. Colocar las 5 pastillas anticonceptivas en el mortero de porcelana y triturar. e. Agregar el polvo que quedo de las pastillas al agua ultrapura y dejar agitando por 15 minutos.

79

DeterminaciĂłn de sĂłlidos a. b. c. d. e. f. g.

Preparar una cĂĄpsula y una membrana para el ensayo. Determinar la masa del conjunto (membrana + cĂĄpsula) - M2 en g. Colocar con una pinza metĂĄlica la membrana calcinada en el sistema de filtraciĂłn. Filtrar un volumen conocido (V) de la muestra de agua ultrapura con las pastillas anticonceptivas anteriormente mezclada, utilizando el sistema de filtraciĂłn o vacĂ­o. Transferir la membrana que contiene el residuo a la cĂĄpsula de porcelana. Secar el conjunto (membrana + cĂĄpsula) a 103ÂşC – por 15 minutos y despuĂŠs enfriar en el desecador. Determinar la masa M3 en (g) y calcular con la ecuaciĂłn 27: đ?‘†Ăłđ?‘™đ?‘–đ?‘‘đ?‘œđ?‘ đ?‘ đ?‘˘đ?‘ đ?‘?đ?‘’đ?‘›đ?‘‘đ?‘–đ?‘‘đ?‘œđ?‘ đ?‘‡đ?‘œđ?‘Ąđ?‘Žđ?‘™đ?‘’đ?‘ (

(đ?‘€3 − đ?‘€2 ) ∗ 1000000 đ?‘šđ?‘” )= , đ??¸đ?‘?đ?‘˘đ?‘Žđ?‘?đ?‘–Ăłđ?‘› 27 đ??ż đ?‘‰(đ?‘šđ??ż)

h. Para encontrar la soluciĂłn de hormonas en el agua utilice la ecuaciĂłn 28: đ?‘†đ?‘œđ?‘™đ?‘˘đ?‘?đ?‘–Ăłđ?‘› (đ?‘”/đ??ż) =

đ?‘€1 ∗1000 500 đ?‘šđ??ż

− đ?‘†Ăłđ?‘™đ?‘–đ?‘‘đ?‘œđ?‘ đ?‘ đ?‘˘đ?‘ đ?‘?đ?‘’đ?‘›đ?‘‘đ?‘–đ?‘‘đ?‘œđ?‘ đ?‘Ąđ?‘œđ?‘Ąđ?‘Žđ?‘™đ?‘’đ?‘ /đ??ż, EcuaciĂłn, 28

AplicaciĂłn de ozono Realizar el ensayo N° 4. Requerimiento en demanda oxidante – MĂŠtodo N° 2350 que se encuentra en la pĂĄgina N° 22 de este manual durante 30 minutos, tomando muestras antes y despuĂŠs de la ozonizaciĂłn y a los 10 y 20 minutos de la reacciĂłn. MediciĂłn de la absorciĂłn ultravioleta (UV) a. Encender el espectrofotĂłmetro DR 5000 en la parte posterior y esperar la autocomprobaciĂłn. b. En el menĂş principal seleccione la opciĂłn “escanear longitud de ondaâ€?. c. Pulse “Opcionesâ€? para acceder a las opciones de configuraciĂłn. d. Pulse la tecla â€œÎťâ€? para seleccionar el rango de longitud de onda y el intervalo de longitud de onda. e. Pulse la tecla superior izquierda para seleccionar la longitud de onda mĂ­nima. f. Pulse la tecla superior derecha para seleccionar la longitud de onda mĂĄxima. g. Pulse “OKâ€? para confirmar h. Seleccione el intervalo de longitud de onda que desee, se pueden elegir intervalos entre 0.1 y 5 nm. i. Pulse “OKâ€? para volver al modo de escaneado. Los parĂĄmetros seleccionados se visualizarĂĄn a lo largo del eje x de la figura. 80

j. k. l. m. n.

o.

p.

q.

En la celda de cuarzo agregue agua ultrapura para el blanco. Limpie la celda cuidadosamente con un trapo seco. Ingrese la celda con el agua ultrapura en el porta celdas de 10 mm con la cara transparente paralela al haz de luz. Cierre el compartimiento de cubetas. Pulse “Cero” y espere mientras se ajusta el cero, abajo aparece el mensaje “Ajust. Cero…”. La lámpara UV no se enciende hasta que se ha introducido una longitud de onda del espectro UV y se ha iniciado la medida del blanco, por esto la primera vez que establezca el blanco el equipo muestra el mensaje “Calent. Lámpara…” Una vez finalizado el ajuste del cero, retire la celda y ponga en ella la muestra de agua que se desea medir. Se mide la absorbancia para cada una de las 4 muestras correspondientes a los 0, 10, 20 y 30 minutos de la ozonización Pulse “Medición” y espere la lectura del equipo. Debajo del gráfico aparece el mensaje “Midiendo…” y la pantalla mostrará un gráfico de forma continua de los valores de absorbancia en las longitudes de onda escaneadas. Una vez finalizado el escaneado de longitudes de onda se muestra el gráfico a tamaño completo como el que se muestra a continuación:

Figura 2. Representación gráfica Escaneo longitud de onda Pulse las teclas de flecha derecha e izquierda para mover el cursor de modo que pueda visualizar para cada longitud de onda el respectivo valor de absorbancia. r.

También puede visualizar una tabla que le mostrará para cada longitud de onda el respectivo valor de absorbancia, pulse en el menú “Opciones” y luego “Ver Tabla”, de inmediato aparecerá una tabla como la que está a continuación: 81

Figura 3. Representación en tabla escaneo longitud de onda. s.

Para volver al gráfico, pulse “Opciones” y a continuación, “Ver Gráfico”.

Como extraer datos a una USB. a. Una vez realizada la medición conecte una memoria USB en la parte posterior del equipo. b. Pulse “Opciones” a continuación, “más” y luego “Enviar Datos”. c. Saque la memoria y conéctela a su PC. d. El equipo automáticamente crea una carpeta en la USB llamada WLData. e. Abra Microsoft Office Excel. f. Haga click en la pestaña “Datos”, luego en el menú “Obtener datos externos” haga click en la opción “Desde texto”, busque el archivo y de click en “importar”. g. Seleccione la opción “Delimitados”, luego de click en “Siguiente”. h. Selecciones en “Separadores” las casillas “Tabulación” y “Coma”, de click en “Siguiente” i. Luego de click en “Finalizar” y luego en “Aceptar”, inmediatamente aparecerán los valores de absorbancia para cada longitud de onda.

82

17. MÉTODO PARA DETERMINACIÓN DE CARBONO ORGÁNICO TOTAL (COT), MÉTODO DIRECTO A.PRINCIPIO DEL MÉTODO Es una medida auxiliar de los ensayos de la Demanda Bioquímica y Química de Oxígeno acerca de la cantidad de materia orgánica presente en el agua, este puede llegar a expresar menores cantidades de materia orgánica, pues hay algunos compuestos que no logran oxidarse. El Carbono Orgánico Total es el material que se deriva en aguas residuales a partir de diferentes factores como: la descomposición de plantas, el crecimiento bacteriano y actividades metabólicas de compuestos vivos o químicos. El método a realizar establece tres rangos de COT, bajo, medio y alto, dependiendo del compuesto a analizar y de su concentración. El carbono orgánico total es determinado por el burbujeo de la muestra bajo ligeras condiciones ácidas para remover el carbono inorgánico. Por otro lado, el Carbono Orgánico Total en la muestra es degradado por el Persulfato y el Ácido para formar Dióxido de Carbono. Durante la degradación, el Dióxido de Carbono se difunde en un agente indicador de pH dentro de la ampolleta. La adsorción de Dióxido de Carbono en el agente indicador forma ácido carbónico. El ácido carbónico cambia el pH de la solución indicadora, la cual experimenta un cambio de color. La magnitud del cambio de color está relacionada con la cantidad original de Carbono presente en la muestra. B. EQUIPOS Y MATERIALES           

Probeta graduada 10 ml Digestor a 105°C Medidor de pH Erlenmeyer 50 ml Agitadores magnéticos Pipeta 0.1 a 1.0 ml Pipeta 1.0 a 10.0 ml Plancha agitadora Gradilla para tubos Embudo Espectrofotómetro DR 5000

C. REACTIVOS    

Solución de digestión ácida dependiendo del rango Solución buffer de Sulfato Ampolletas indicadoras dependiendo del rango (Bajo LR, Medio MR, Alto HR) Almohadillas de Persulfato en polvo 83

Agua destilada

D. PROCEDIMIENTO a. Agregar 10 ml de muestra en un Erlenmeyer de 50 ml que contenga una barra de agitación. b. Adicionar solución buffer de Sulfato hasta obtener un pH 2.0 (asegurarse que el pH de la muestra sea de 2, agregue aproximadamente 0.4ml de la solución buffer; si es necesario agregue mayor cantidad). c. Agitar continuamente en la plancha agitadora durante 10 min. a.

b.

c.

Figura 1. Procedimiento Espectrofotómetro d. Etiquetar dos frascos de solución de digestión ácida dependiendo del rango que se vaya a medir (LR, MR, HR), uno para la muestra y otro para el blanco. e. Usar un embudo para agregar el polvo de Persulfato. Adicionar una almohadilla en cada uno de los dos tubos de la solución de digestión ácida previamente etiquetados. f. Usar la pipeta para adicionar 1.0 ml de agua destilada al tubo para el blanco y 1.0 ml de la muestra preparada en el tubo etiquetado. g. Enjuagar dos ampolletas indicadoras (tener en cuenta el rango de medida LR, MR, HR) con agua destilada y secarlas con un paño que no deje residuos. No tocar las ampollas después de secarlas, tomarlos únicamente por la parte de arriba. h. Colocar una ampolleta indicadora en cada uno de los tubos etiquetados. Cuando la marca de la ampolla este a nivel con el borde del frasco romper la parte superior de la ampolleta y dejarla caer en la mezcla. No revolver o invertir el frasco después de poner la ampolleta.

84

d,e.

f.

g,h.

Figura 2. Procedimiento Espectrofotómetro i. j.

Colocar las muestras en el digestor por dos horas a 103-105° C aprox. Remover las muestras del digestor y dejarlas enfriar durante una hora para luego tomar resultados, el líquido en el tubo del blanco debe estar de color azul oscuro. k. Seleccionar la prueba COT en el espectrofotómetro, dependiendo del rango a utilizar (LR, MR, HR). i.

j.

k.

Figura 3. Procedimiento Espectrofotómetro l. Poner el frasco del blanco en la ranura del espectrofotómetro. m. Seleccionar cero, la pantalla debe mostrar: 0 mg/L C n. Colocar la muestra preparada en el espectrofotómetro, los resultados se dan en mg/L C. La pantalla mostrará fuera de rango cuando el valor esté fuera de los límites del método.

85

Figura 4. Procedimiento Espectrofotómetro E. CÁLCULOS Los resultados se toman directamente del espectrofotómetro, si el resultado aparece fuera del rango asegurarse de que se está usando el rango adecuado. Si ha realizado diluciones de la muestra, tener en cuenta el factor de dilución para el cálculo fina de la concentración de COT. 18. MÉTODO PARA DETERMINAR METANO POR DESPLAZAMIENTO A. PRINCIPIO DEL MÉTODO B. EQUIPOS Y MATERIALES       

Equipos para venoclisis Botellas para digestión Recipientes de plástico Manguera Agujas Soportes Mallas

C. REACTIVOS  

Hidróxido de Sodio (NaOH o KOH) 1N (la solución debe tene un pH de 12) Fenolftaleina

86

D. MONTAJE Y PREPARACION DE REACTIVOS Solución de Hidróxido de sodio (NaOH) N En un Becker limpio disolver 40 g de NaOH con agua destilada. Dejar enfriar y transferir la solución cuantitativamente para el balón volumétrico de 1000 ml. Completar el volumen del balón hasta la marca con agua destilada. E. ESQUEMA DEL MONTAJE

Figura 1. Montaje método por desplazamiento (Fotografia tomada en la Universidad Industrial de Santander en el Laboratorio del profesor Humberto Escalante Hernandez)

87

F. PROCEDIMENTO

MÉTODO PARA DETERMINAR METANO POR DESPLAZAMIENTO

Agregar la solución de hidróxido de sodio 1 N en una botella para digestión. Agregar 10 gotas de fenolftaleina. Instalar el equipo para venoclisis en las botellas con la solución de NaOH y unirlas al biodigestor. Unir con la ayuda de una manguera y aguja la botella para digestión con el recipiente plástico.

Colocar las botellas en las mallas y colgarlas de forma invertida en el soporte.

El volumen atrapado en el recipiente de plástico será el volumen de metano. Nota: Cuando la solución de NaOH cambie a incolora, se debe reemplazar por una nueva. Figura 2. Esquema procedimiento determinación de gas metano por desplazamiento. 88

19. ENSAYO DE ACTIVIDAD METANOGÉNICA ESPECÍFICA A. CONCEPTO La actividad metanogénica específica o AME por sus siglas, hace parte de los bioensayos anaerobios, realizados con el fin de cuantificar la máxima capacidad de producción de metano generada por un grupo de microorganismos que se encuentran en lodos anaerobios y condiciones controladas de laboratorio. La actividad metanogénica es un aspecto importante en el monitoreo de la población de bacterias metanogénicas presentes en el reactor biológico, razón por la cual se considera una herramienta de control y operación de los reactores. El conocimiento de la AME de un lodo permite conocer la capacidad máxima de remoción de DQO y por consiguiente la carga orgánica máxima que puede ser aplicada sin correr el riesgo de desbalancear el equilibrio del proceso anaerobio. El ensayo AME considera diferentes parámetros como son: el inoculo que corresponde al lodo, el tipo de sustrato, que puede ser un agua residual de un tipo en específico o soluciones de ácidos orgánicos como el ácido acético, el propiónico o el butírico, según lo que se pretenda identificar con el ensayo y la solución de nutrientes que es una mezcla de diferentes compuestos que ayudan a la alimentación de los microorganismo presentes en el inoculo. Para la cuantificación del metano producido durante el ensayo se pueden utilizar métodos volumétricos o la cromatografía de gases, el primero se basa en la cuantificación del volumen de metano mediante el uso de una sustancia como hidróxido de sodio por su propiedad de reaccionar con el dióxido de carbono presente en el biogás. El segundo método, requiere el uso del cromatógrafo de gases y permite una medición más exacta de la composición y biogás producido, en ambas determinaciones se debe garantizar que el montaje realizado no presente fugas. B. PRINCIPIO DEL MÉTODO En este ensayo se determina la producción de metano por medio de la cromatografía de gases y se utilizan botellas serológicas selladas con tapones de caucho y agrafes metálicos, para evitar las fugas. Las mediciones se pueden realizar cada 24 horas, hasta que la producción de metano se mantenga constante. Es necesario realizar ensayos de solidos totales volátiles, ácidos volátiles totales, demanda química de oxígeno y medición de pH, tanto al inicio como al final del ensayo, con el objetivo de evaluar la estabilidad del proceso.

89

C. EQUIPOS Y MATERIALES       

Botellas serológicas con boquilla de 20mm Tapones de caucho y agrafes metálicos Pinzas para sellar y abrir agrafes metálicos Agitador magnético (opcional) Cromatógrafo de gases AGILENT 7890ª Cámara termocontrolada jeringa de 0.5 ml con sistema luer-gas tight

Figura 1. Botellas serologicas, tapones de caucho, agrafes metalicos y pinzas para sellar y abrir los agrafes

Figura 2. Toma de la muestra de gas con jeringa 90

D. REACTIVOS  

SoluciĂłn de nutrientes (medio mineral) SoluciĂłn de etanol, ĂĄcido acĂŠtico o acetato de sodio

E. PREPARACIĂ“N DE REACTIVOS SoluciĂłn de nutrientes La soluciĂłn de nutrientes se prepara siguiendo las recomendaciones de Chernicharo (2007). Esta se compone a su vez de dos soluciones asi: soluciĂłn 1: NaHCO3 (1000mg/L), KH2PO4 (650mg/L), K2HPO4 (150mg/L), NH4Cl (500mg/L), MgCl2 (100mg/L), CaCl2.2H2O (100mg/L), Na2S.7H2O (50mg/L), Extracto de levadura (50mg/L), soluciĂłn 2:FeCl3.6H2O (2mg/L), ZnCl2 (0.05mg/L), CuCl2.2H2O (0.03mg/L), MnCl2.4H2O (0.5 mg/L), (NH4)6Mo7O24.4H2O (0.05 mg/L), AlCl3.6H2O (0.05 mg/L), CoCL2. 6H2O (2 mg/L), NiCl2.6H2O (0.05 mg/L) y H3BO3 (0.01 mg/L). De la soluciĂłn 2 se debe tomar 1mL y adicionarlo a 1L de la soluciĂłn 1. SoluciĂłn de etanol, ĂĄcido acĂŠtico o acetato de sodio Estas soluciones se utilizaran en el ensayo AME, como sustrato para el reactor denominado “controlâ€?. Para determinar la DQO que genera la soluciĂłn del reactor “controlâ€? se sigue el siguiente procedimiento: Etanol đ?‘Şđ?&#x;? đ?‘Żđ?&#x;” đ?‘ś đ??ś2 đ??ť6 đ?‘‚ + đ?‘‚2 → đ??śđ?‘‚2 + đ??ť2 đ?‘‚ Al balancear la ecuaciĂłn se tiene: đ??ś2 đ??ť6 đ?‘‚ + 3đ?‘‚2 → 2đ??śđ?‘‚2 + 3đ??ť2 đ?‘‚ El peso molecular es: đ??ś2 → 2 Ă— 12.011 = 24.022 đ?‘”/đ?‘šđ?‘œđ?‘™ đ??ť6 → 6 Ă— 1.008 = 6.048đ?‘”/đ?‘šđ?‘œđ?‘™ 0 → 1 Ă— 15.999 = 15.999 đ?‘”/đ?‘šđ?‘œđ?‘™ đ??ś2 đ??ť6 đ?‘‚ → 46.07 đ?‘”/đ?‘šđ?‘œđ?‘™ 91

3đ?‘‚2 → 3 Ă— 2 Ă— 15.999 = 96 đ?‘”/đ?‘šđ?‘œđ?‘™ Esto indica que: 46.07 đ?‘”/đ?‘šđ?‘œđ?‘™ đ??¸đ?‘Ąđ?‘Žđ?‘›đ?‘œđ?‘™ ↔ 96 đ?‘” đ??ˇđ?‘„đ?‘‚/đ?‘šđ?‘œđ?‘™ Para determinar cuĂĄntos gramos de Etanol se necesitan para hacer una soluciĂłn con una DQO de 100 gDQO/L, se realiza una regla de tres, lo que indica que se necesitan 47.99 g/mol. Como el đ??ś2 đ??ť6 đ?‘‚ estĂĄ en presentaciĂłn liquida, se necesita la densidad para poder determinar el volumen que dan una DQO de 100 gDQO/L. đ?œŒ đ??ś2 đ??ť6 đ?‘‚ = 0.79 đ?‘”â „đ?‘?đ?‘š3 đ?œŒ= đ?‘‰=

đ?‘š đ?‘š ,đ?‘‰ = đ?‘‰ đ?œŒ

đ?‘š 47.99 = = 60.75 đ?‘?đ?‘š3 = 60.75 đ?‘šđ??ż đ?œŒ 0.79

Es necesario adicionar 60.75 ml de etanol en 1 litro de agua destilada, para obtener una soluciĂłn con la DQO deseada. Ă cido acĂŠtico đ?‘Şđ?&#x;? đ?‘Żđ?&#x;’ đ?‘śđ?&#x;? Para la preparaciĂłn de la soluciĂłn de ĂĄcido acĂŠtico de 100gDQO/L, se deben adicionar 89.37 ml de ĂĄcido acĂŠtico en 1 litro de agua destilada, para obtener una soluciĂłn con la DQO deseada. Acetato de sodio đ?‘ľđ?’‚ đ?‘Şđ?&#x;? đ?‘Żđ?&#x;‘ đ?‘śđ?&#x;? đ?‘ đ?‘Ž đ??ś2 đ??ť3 đ?‘‚2 + đ?‘‚2 → đ??śđ?‘‚2 + đ??ť2 đ?‘‚ + đ?‘ đ?‘Ž Al balancear la ecuaciĂłn se tiene: 2đ?‘ đ?‘Ž đ??ś2 đ??ť3 đ?‘‚2 +

7 đ?‘‚ → 4đ??śđ?‘‚2 + 3đ??ť2 đ?‘‚ + 2đ?‘ đ?‘Ž 2 2

El peso molecular es:

92

đ??ś2 → 2 Ă— 12.011 = 24.022 đ?‘”/đ?‘šđ?‘œđ?‘™ đ??ť3 → 3 Ă— 1.008 = 3.024 đ?‘”/đ?‘šđ?‘œđ?‘™ đ?‘‚2 → 2 Ă— 15.999 = 31.998 đ?‘”/đ?‘šđ?‘œđ?‘™ đ?‘ đ?‘Ž → 1 Ă— 22.989 = 22.989 đ?‘”/đ?‘šđ?‘œđ?‘™ 2đ?‘ đ?‘Ž đ??ś2 đ??ť3 đ?‘‚2 → 82.033 đ?‘”/đ?‘šđ?‘œđ?‘™ 7 7 đ?‘‚2 → Ă— 2 Ă— 15.999 = 111.99 đ?‘”/đ?‘šđ?‘œđ?‘™ 2 2 Esto indica que: 82.033

đ?‘” đ??´đ?‘?đ?‘’đ?‘Ąđ?‘Žđ?‘Ąđ?‘œ đ?‘‘đ?‘’ đ?‘ đ?‘œđ?‘‘đ?‘–đ?‘œ ↔ 111.99 đ?‘” đ??ˇđ?‘„đ?‘‚/đ?‘šđ?‘œđ?‘™ đ?‘šđ?‘œđ?‘™

Sin embargo este valor corresponde a lo que producen dos moles de acetato de sodio, lo producido por un solo mol es: 111.99 đ?‘”/đ?‘šđ?‘œđ?‘™ = 0.6826 đ?‘” đ??ˇđ?‘„đ?‘‚/đ?‘šđ?‘œđ?‘™ 2 ∗ 82.033 đ?‘”/đ?‘šđ?‘œđ?‘™ Se debe preparar una soluciĂłn de 146,4 g de acetato de sodio en 1 L de agua destilada para garantizar una concentraciĂłn de 100 g DQO/L. F. PROCEDIMIENTO En la Figura 3 se presenta el procedimiento detallado para realizar el ensayo AME.

93

Metodología para el ensayo de actividad metanogénica específica Medición de pH DQO

Realizar ensayos para caracterización del lodo y sustratos

Sólidos Disponer de los recipientes de vidrio con sus tapones de caucho y agrafes metálicos Concentración del lodo

Determinar volúmenes y concentraciones

A

Volumen total de la mezcla

Concentración del lodo en la mezcla

Masa de microorganismos

A

Agitación magnética o manual

Volumen del lodo c/reactor

Volumen del sustrato

Preparar la solución de nutrientes

Identifique cada unos de los reactores

Sacar máximo 10% de la mezcla para ensayos

Colocar en cada reactor el volumen indicado de lodo, sustrato y solución de nutrientes

C

Tapar cada reactor con el caucho y sellar el agrafe Purgar cada reactor con un gas inerte ( Helio, argón o nitrógeno) Aliviar la presión al interior del frasco utilizando una aguja B 94

Colocar barra magnética si el ensayo es con agitación constante

Coloque dos agujas en el caucho, una conectada al gas y otra libre para la salida del oxigeno

B Colocar los reactores en la cĂĄmara y garantizar las condiciones de temperatura

Monitorear la producciĂłn de metano

Temperatura entre 30°C y 35°C

Tomar muestras con jeringas cada 5 horas y hacer inyecciones en cromatĂłgrafo de gases

Mantener en la cĂĄmara hasta que se estabilice la producciĂłn de metano

Retirar reactores de la cĂĄmara y hacer ensayos finales

C

Tanto al inicio como al final del ensayo

Realizar ensayos de caracterizaciĂłn de cada reactor

MediciĂłn de pH DQO, Solidos y AVT

Figura 3. Procedimiento para ensayo AME G. Cà LCULOS 

Volumen total de la mezcla: este volumen se determina segĂşn la capacidad de las botellas serolĂłgicas, aunque se recomienda aumentar este volumen aproximadamente 115 mL, volumen que se utiliza en la realizaciĂłn de los ensayos de AVT, DQO, STV y pH, al realizar este aumento se garantiza tener muestra suficiente para ensayos y para agregar a cada reactor. đ?‘‰đ?‘šđ?‘’đ?‘§đ?‘?đ?‘™đ?‘Ž = đ?‘‰đ??ľđ?‘œđ?‘Ąđ?‘’đ?‘™đ?‘™đ?‘Ž −

1 đ?‘‰ 3 đ??ľđ?‘œđ?‘Ąđ?‘’đ?‘™đ?‘™đ?‘Ž 95

đ??¸đ?‘?đ?‘˘đ?‘Žđ?‘?đ?‘–Ăłđ?‘› 1



Volumen de lodo para cada botella: se debe conocer la concentraciĂłn de sĂłlidos totales volĂĄtiles del lodo (đ??śđ?‘™đ?‘œđ?‘‘đ?‘œ ) y la concentraciĂłn deseada y segĂşn las condiciones de agitaciĂłn (đ??śđ?‘šđ?‘’đ?‘§đ?‘?đ?‘™đ?‘Ž ) đ?‘‰đ?‘šđ?‘’đ?‘§đ?‘?đ?‘™đ?‘Ž ∗ đ??śđ?‘šđ?‘’đ?‘§đ?‘?đ?‘™đ?‘Ž đ?‘‰đ?‘™đ?‘œđ?‘‘đ?‘œ = đ??¸đ?‘?đ?‘˘đ?‘Žđ?‘?đ?‘–Ăłđ?‘› 2 đ??śđ?‘™đ?‘œđ?‘‘đ?‘œ



Volumen de lodo para cada botella: đ?‘‰đ?‘™đ?‘œđ?‘‘đ?‘œ =



đ?‘‰đ?‘šđ?‘’đ?‘§đ?‘?đ?‘™đ?‘Ž ∗ đ??śđ?‘šđ?‘’đ?‘§đ?‘?đ?‘™đ?‘Ž đ??śđ?‘™đ?‘œđ?‘‘đ?‘œ

Masa de microorganismos en cada botella: đ?‘€đ?‘™đ?‘œđ?‘‘đ?‘œ = đ?‘‰đ?‘™đ?‘œđ?‘‘đ?‘œ ∗ đ??śđ?‘™đ?‘œđ?‘‘đ?‘œ



đ??¸đ?‘?đ?‘˘đ?‘Žđ?‘?đ?‘–Ăłđ?‘› 4

Volumen de sustrato: este volumen corresponde a la cantidad de soluciĂłn que se debe adicionar a cada reactor para obtener la DQO deseada (đ??ˇđ?‘„đ?‘‚đ?‘‘đ?‘’đ?‘ đ?‘’đ?‘Žđ?‘‘đ?‘Ž ). Depende la de demanda quĂ­mica de oxigeno de la soluciĂłn madre (đ??ˇđ?‘„đ?‘‚đ?‘ đ?‘œđ?‘™đ?‘˘đ?‘?đ?‘–Ăłđ?‘› đ?‘šđ?‘Žđ?‘‘đ?‘&#x;đ?‘’ ) y el volumen de mezcla (đ?‘‰đ?‘šđ?‘’đ?‘§đ?‘?đ?‘™đ?‘Ž ) đ?‘‰đ?‘ đ?‘˘đ?‘ đ?‘Ąđ?‘&#x;đ?‘Žđ?‘Ąđ?‘œ =



đ??¸đ?‘?đ?‘˘đ?‘Žđ?‘?đ?‘–Ăłđ?‘› 3

đ??ˇđ?‘„đ?‘‚đ?‘‘đ?‘’đ?‘ đ?‘’đ?‘Žđ?‘‘đ?‘Ž ∗ đ?‘‰đ?‘šđ?‘’đ?‘§đ?‘?đ?‘™đ?‘Ž đ??ˇđ?‘„đ?‘‚đ?‘ đ?‘œđ?‘™đ?‘˘đ?‘?đ?‘–Ăłđ?‘› đ?‘šđ?‘Žđ?‘‘đ?‘&#x;đ?‘’

đ??¸đ?‘?đ?‘˘đ?‘Žđ?‘?đ?‘–Ăłđ?‘› 5

Volumen de soluciĂłn de nutrientes: đ?‘‰đ?‘›đ?‘˘đ?‘Ąđ?‘&#x;đ?‘–đ?‘’đ?‘›đ?‘Ąđ?‘’đ?‘ = đ?‘‰đ?‘šđ?‘’đ?‘§đ?‘?đ?‘™đ?‘Ž − (đ?‘‰đ?‘™đ?‘œđ?‘‘đ?‘œ + đ?‘‰đ?‘ đ?‘˘đ?‘ đ?‘Ąđ?‘&#x;đ?‘Žđ?‘Ąđ?‘œ)

đ??¸đ?‘?đ?‘˘đ?‘Žđ?‘?đ?‘–Ăłđ?‘› 6

H.CALCULO DE LA AME La producciĂłn de metano debe ser calculada teniendo en cuenta las condiciones de temperatura y presiĂłn atmosfĂŠrica bajo las cuales se desarrolla el ensayo y se expresa como gDQOCH4/gSTVdĂ­a.

96

Para su cĂĄlculo es necesario identificar las variables iniciales:  đ?‘‰đ??żđ?‘œđ?‘‘đ?‘œ = Volumen del lodo adicionado en el reactor (mL)  đ??śđ??żđ?‘œđ?‘‘đ?‘œ = ConcentraciĂłn de solidos volĂĄtiles del lodo (gSVT/mL)  Temperatura del ensayo expresada en Kelvin  Atmosferas del ensayo  ProducciĂłn de metano en el rango de tiempo estudiado  đ?‘€đ??żđ?‘œđ?‘‘đ?‘œ = Masa de microorganismo (gSTV) Con la informaciĂłn de las variables iniciales se realizan los siguientes cĂĄlculos y se realizan las grĂĄficas indicadas a continuaciĂłn: 

GrĂĄfica producciĂłn acumulativa de metano, en la cual se indica el volumen de CH4 producido en los diferentes periodos de tiempo. Esta grafica por lo general es como la mostrada en la Figura 4 y de la que se obtiene la tasa de producciĂłn de đ?‘‘đ?‘‰đ??śđ??ť4 volumen de metano ( đ?‘‘đ?‘Ą ).

Figura 4. Producción acumulada de metano 

CĂĄlculo de la velocidad de producciĂłn de masa đ?‘‘đ?‘€đ??śđ??ť4 đ?‘”đ??śđ??ť4 đ?‘‘đ?‘‰đ??śđ??ť4 đ?‘ƒđ??ž ( )= ∗ đ?‘‘đ?‘Ą â„Ž đ?‘‘đ?‘Ą đ?‘…đ?‘‡

97

đ??¸đ?‘?đ?‘˘đ?‘Žđ?‘?đ?‘–Ăłđ?‘› 7

Donde: đ?‘ƒ=PresiĂłn atmosfĂŠrica đ??ž= Carga orgĂĄnica digerida correspondiente a un mol de metano. đ?‘…= Constante de los gases đ?‘‡= Temperatura 

CĂĄlculo de la DQO ejercida por el metano producido

Considerando la reacciĂłn del metano đ??śđ??ť4 + 2đ?‘‚2 → đ??śđ?‘‚2 + 2đ??ť2 đ?‘‚, en la que una mol de metano consume dos de oxĂ­geno. đ?‘‘đ??ˇđ?‘„đ?‘‚ đ?‘‚2 đ?‘‘đ?‘€đ??śđ??ť4 64 đ?‘” đ?‘‚2 (đ?‘” ) = ∗ đ?‘‘đ?‘Ą â„Ž đ?‘‘đ?‘Ą 16 đ?‘” đ??śđ??ť4 

đ??¸đ?‘?đ?‘˘đ?‘Žđ?‘?đ?‘–Ăłđ?‘› 8

CĂĄlculo del valor de actividad metanogĂŠnica especifica

đ??´đ?‘€đ??¸ (đ?‘”đ??ˇđ?‘„đ?‘‚/đ?‘”đ?‘†đ?‘‡đ?‘‰. đ?‘‘Ă­đ?‘Ž) =

đ?‘‘đ??ˇđ?‘„đ?‘‚ 24 ∗ đ?‘‘đ?‘Ą đ??śđ??żđ?‘œđ?‘‘đ?‘œ

Ejemplo de cålculo: Variables iniciales: Volumen del lodo adicionado: 22 mL Sólidos volåtiles en el lodo: 0.01725 gSTV/mL Concentración del lodo en la mezcla: 5 gSTV/L Masa de microorganismos: 0.380 g Temperatura del ensayo: 305 °K

98

đ??¸đ?‘?đ?‘˘đ?‘Žđ?‘?đ?‘–Ăłđ?‘› 9

Tabla 1. Producciรณn de metano Tiempo acumulado (Horas)

Volumen CH4 (mL)

0 24 96 120 144 264 288 312 360 432 480

0,001 0,170 0,814 0,857 0,835 0,685 0,482 0,494 0,522 0,502 0,470

Evoluciรณn temporal del CH4 0,9

Volumen (mL)

0,8 0,7 0,6 0,5 0,4 0,3 0,2 0,1 0 0

100

200

300

400

500

600

Tiempo (Horas)

Figura 5. Producciรณn acumulativa de metano Como se identifica en la Figura 5 el comportamiento no es estrictamente igual al mostrado en la Figura 4, si se considera necesario se puede hacer un tratamiento a las datos, considerando aspectos como, si hubo un tiempo muy prolongado entre alguna toma de muestra, variaciones con los cromatogramas entre otros aspectos. El cรกlculo de la AME, corresponde a la pendiente del tramo mรกs empinado de la curva, seleccionado estos datos se realiza la Figura 6: 99

Volumen (mL)

EvoluciĂłn temporal del CH4 1 0,9 0,8 0,7 0,6 0,5 0,4 0,3 0,2 0,1 0

y = 0,0076x + 0,0037 R² = 0,9823

0

20

40

60

80

100

120

140

Tiempo (Horas)

Figura 6 EvoluciĂłn temporal del metano El cĂĄlculo de la velocidad de producciĂłn de masa, se realiza con la EcuaciĂłn 7, y se obtiene

đ?‘‘đ?‘‰đ??śđ??ť4 = 7.568đ?‘Ľ10−9 đ?‘š3 đ??śđ??ť4 /â„Ž

đ?‘‘đ?‘€đ??śđ??ť4 đ?‘”đ??śđ??ť4 98400 ∗ 16000 đ?‘”đ??śđ??ť4 ( ) = 7.568đ?‘Ľ10−9 ∗ ≈ 0.00479 đ?‘‘đ?‘Ą â„Ž 8.14472 ∗ 305 â„Ž

El cĂĄlculo de la DQO ejercida por el metano producido, segĂşn la EcuaciĂłn 8 es: đ?‘‘đ??ˇđ?‘„đ?‘‚ đ?‘‚2 64 đ?‘” đ?‘‚2 đ?‘‚2 (đ?‘” ) = 0.00479 ∗ ≈ 0.019 đ?‘” đ?‘‘đ?‘Ą â„Ž 16 đ?‘” đ??śđ??ť4 â„Ž

El cĂĄlculo del valor de actividad metanogĂŠnica especĂ­fica, segĂşn la EcuaciĂłn 9 es: đ??´đ?‘€đ??¸ (

đ?‘”đ??ˇđ?‘„đ?‘‚ 24 đ?‘”đ??ˇđ?‘„đ?‘‚ ) = 0.019 ∗ = 1.213 đ?‘”đ?‘†đ?‘‡đ?‘‰ đ?‘‘Ă­đ?‘Ž 0.380 đ?‘”đ?‘†đ?‘‡đ?‘‰ đ?‘‘Ă­đ?‘Ž 100

20. MÉTODO PARA DETERMINACIÓN DE AZÚCAR A. PRINCIPIO DEL MÉTODO El contenido total de hidratos de carbono en medios líquidos como extractos y alimentos puede ser determinado en forma de azúcares simples, ya que todos los azúcares como oligosacáridos y polisacáridos pueden ser determinados recordando que estos bajo hidrólisis ácida producen monosacáridos. Es importante recordar que los carbohidratos son particularmente sensibles a ácidos fuertes y altas temperaturas. Bajo estas condiciones una serie de reacciones complejas toman lugar empezando con una deshidratación simple, si se continúa con un calentamiento, con la catálisis ácida y se añade fenol se producen derivados del furano que se condensan consigo mismo y con otros subproductos para producir compuestos coloridos producto de la condensación de compuestos fenólicos y heterocíclicos. Los compuestos coloridos formados son aquellos que van a ser cuantificados (método colorimétrico). Por medio de este método, se determinan azúcares simples, oligosacáridos, polisacáridos y sus derivados; que presentarán un color amarillo-naranja muy estable luego de que reaccionan con el fenol en presencia de ácido sulfúrico concentrado. La intensidad del color naranja es proporcional a la cantidad de carbohidratos presente. La forma en que procede la reacción no es estequiométrica y depende de la estructura del azúcar, por lo que es necesario realizar una curva patrón. B. EQUIPOS Y MATERIALES        

Balón aforado 100 mL Pipeta 10 mL Tubos de ensayo Pipeta automática 10 -100 µL Pipeta automática 100 – 1000 µL Balanza analítica Cámara de extracción de humos y vapores tóxicos Espectrofotómetro DR5000

101

C. REACTIVOS    

Ácido sulfúrico concentrado (H2SO4) 95% Fenol al 5% (m/v) Agua destilada Solución Patrón: Glucosa: 400mg/L

D. PREPARACION DE REACTIVOS Preparación de la solución de Fenol al 5%(m/v) Pesar 5.0 g de fenol grado reactivo y colocar en un balón de aforo de 100 mL, aforar con agua destilada hasta la señal del balón, homogenizar, preparar el reactivo en la cámara de extracción de humos y vapores tóxicos. Almacenar en frasco ámbar, rotular correctamente, éste reactivo es muy estable y debe ser mantenido a la temperatura del laboratorio. Preparación del Stock de azúcar (400 mg/L) El azúcar utilizado para la preparación de la curva de calibración dependerá del azúcar presente en las muestras que van a ser analizadas. Pesar 0,04 g de Sacarosa con exactitud hasta la décima de mg, disolver, ajustar a aforo de 100 mL con agua destilada, rotular correctamente y almacenar en nevera (4.0°C) para su posterior uso. E. PROCEDIMIENTO DETERMINACIÓN DE LA CURVA DE CALIBRACIÓN La curva de calibración se realiza preparando varias concentraciones, en la Tabla. 1 muestra las diferentes diluciones para la obtención de estas.

se

Tabla 1. Preparación de la curva de Calibración siguiendo recomendaciones de Dubois (1956). N° Dilución Stock glucosa sacarosa (mL)

o

Agua destilada (mL) Glucosa o sacarosa (mg/L)

1

2

3

4

5

6

7

8

9

10

0

2.5

5

7.5

10

12.5

15.0

17.5

20

25

100

97.5

95.0

92.5

90.0

87.5

85.0

82.5

80.0

75.0

0

10

20

30

40

50

60

70

80

100

102

Para la curva de calibraciĂłn de concentraciones de azucares altas mayores de 100 mg/L se cambia la concentraciĂłn Stock de azĂşcar, y se halla de la siguiente manera: đ??ś1 đ?‘‰1 = đ??ś2 đ?‘‰2 (400 đ?‘šđ?‘”/đ??ż) ∗ 25đ?‘šđ?‘™ = đ??ś2 ∗ 2.5đ?‘šđ?‘™ đ??ś2 =

400 ∗ 25 = 4000đ?‘šđ?‘”/đ??ż 2.5

Se necesita una concentración de 4000mg/L para obtener con 2.5 ml de volumen una concentración de 100 mg/L de Azúcar; a continuación se muestra las diferentes concentraciones para la realización de la curva de calibración: Tabla 2. Preparación de la curva de Calibración de alta concentración N° Dilución Stock glucosa sacarosa (mL)

o

Agua destilada (mL) Glucosa o sacarosa (mg/L)

1

2

3

4

5

6

0

2.5

5

7.5

10

12.5

100

97.5

95.0

92.5

90.0

87.5

0

100

200

300

400

500

Las concentraciones mayores a 500mg/L presentan absorbancias mayores de 3.5 que no lee el espectrofotómetro. Se realiza el siguiente procedimiento ya teniendo las muestras preparadas: 

En tubos de borosilicato con tapa rosca, aĂąadir 1 ml de cada concentraciĂłn preparada y 1 ml de agua destilada para el blanco.



Adicionar 0.5 mL del reactivo de fenol al 5%.



RĂĄpidamente adicionar de una sola vez 2.5 mL de ĂĄcido sulfĂşrico concentrado tratando de no deslizarlo por las paredes del tubo.



Agitar inmediatamente tubo por tubo despuĂŠs de cada adiciĂłn para capturar algunos restos de ĂĄcido por las paredes del tubo. 103

Dejar incubar de 10 a 15 minutos fuera de la luz directa del sol.

Poner en baño de agua a temperatura ambiente por 30 minutos.

Leer la Absorbancia a longitud de onda de 490 nm o 492nm y realizar las curvas de Absorbancia Vs. Concentración

La curva se debe realizar cada vez la solución de fenol se haya terminado. DETERMINACION DE LA CONCENTRACION DE AZÚCARES Se realiza el mismo procedimiento nombrado para la curva de calibración, si es necesario se hace dilución de la muestra cuando las contracciones sobrepasan el valor máximo de la curva. F. CÁLCULOS Los resultados se toman directamente del espectrofotómetro una vez se haya subido la curva hallada a este, si el resultado aparece fuera del rango asegurarse de realizar dilución. Si ha realizado diluciones de la muestra, tener en cuenta el factor de dilución para el cálculo final de la concentración de fosforo. 21. HIDROGENO Y METANO POR CROMATOGRAFIA GASEOSA A.CONCEPTO La cromatografía es un método físico de separación basado en la distribución de la muestra entre dos fases. Una fase es el lecho estacionario de extensa superficie empacada apretadamente dentro de una columna. Esta es la fase estacionaria y puede ser un sólido o una delgada película que recubre al sólido. La otra fase consiste en un gas o líquido que percola sobre la fase estacionaria denominada fase móvil. En la cromatografía de gases, la fase móvil se denomina gas portador, ya que es un gas inerte cuya finalidad es transportar las moléculas a través de la columna. Los adsorbentes, tales como carbón vegetal, gel de sílice y tamices moleculares (zeolitas sintéticas) son las fases estacionarias en la cromatografía gaseosa. La adsorción diferencial sobre la superficie solida es la base para la separación en la cromatografía gas-solido.

104

B. EQUIPOS Y MATERIALES Cromatógrafo de gases AGILENT 7890A con la siguiente configuración:     

Columna capilar Carboxen 1010 plot Flujo del Carrier, de Referencia y de Makeup: Argón. Jeringa de cromatografía de 0.5 mL, en lo posible con sistema luer-gas tight. Filamento: activo Polaridad: Sin polaridad

C. PROCEDIMIENTO 1. USO DE LAS VÁLVULAS – CILINDRO DE GAS El gas de arrastre que emplea el cromatógrafo para medición de hidrogeno es el Argón, debido a que es el gas ideal para usar como gas de arrastre por su valor de conductividad. Los cilindros se encuentran ubicados en la caseta de gases cerca del laboratorio de calidad de aguas. Las llaves están encima del mesón del cromatógrafo (Llavero morado – central de gases), ver Figura 1.

Figura 1. Llaves de la central de gases. El cilindro cuenta con una válvula la cual controla la salida del gas como se observa en la Figura 2 (a), ábrala totalmente en la dirección que indica la válvula. El cilindro viene acompañado de una válvula y dos indicadores de presión como se ve en la Figura 2 (b). La presión que sale del cilindro a través de la tubería es regulada por la válvula central. El indicador de la derecha o número 1 muestra la presión en el cilindro de gas reflejando la capacidad que tiene. El indicador de la izquierda o número 2 muestra la presión que llega a la válvula ubicada en el laboratorio y que controla la cantidad de flujo que utiliza el cromatógrafo. 105

Gire la válvula 1 hacia la derecha (increase) hasta alcanzar un presión mayor de 80, si desde un principio indica un valor mayor a 80 gire hasta que el indicador 2 muestre un leve movimiento (La presión del indicador número 2 debe estar por el orden de los 100 psi), después de esto realice una purga del gas abriendo la válvula 2 dejando escapar la menor cantidad de gas y cierre nuevamente. l

(a)

(b)

Figura 2. (a) Válvula del cilindro y (b) Válvula e indicador de la primera estación. Dentro del laboratorio en la cabina donde se encuentra el Espectrofotómetro de Absorción Atómica se encuentra una estación con una válvula que regula para cada gas la presión de entrada al aparato como se muestra en la Figura 3. Esta estación contiene dos válvulas y un indicador. La válvula grande controla la presión de entrada al cromatógrafo mientras la válvula pequeña sirve para abrir los gases hacia el equipo. Como se ve en la Figura 3, el indicador número 3 muestra la presión de entrada al cromatógrafo para el gas Argón, el cual debe estar por el orden de 80 psi. Abra la válvula pequeña, debe estar completamente abierta antes de manejar el cromatógrafo y también abrir la válvula 3, de tal manera que su extremo apunte hacia abajo.

106

Figura 3. Válvulas e indicador de la segunda estación. 2. CREACIÓN DE LA TÉCNICA DE DETECCIÓN DE GASES CON ARGÓN a. Creación de un proyecto Un proyecto es una carpeta donde se guardan distintos métodos cromatográficos. Además de estos métodos también se guardan los cronogramas , secuencias, conjuntos de resultados y toda la información obtenida al trabajar los métodos incluidos en el proyecto. Para crear un proyecto se empieza ingresando al icono OpenLab Control Panel en el escritorio, luego click en proyects al lado izquierdo de la pantalla, posteriormente se da click en create en la parte superior, como se ve en la Figura 4.

107

Figura 4. Creación de un proyecto 1. Cuando se ingresa a la ventana create Project se coloca en name el nombre del proyecto, en Proyect Folder Path se coloca el mismo nombre del proyecto en la siguiente forma, C:\Enterprise\Proyects\”nombre del proyecto”. Se presiona OK, como se ve en la Figura 5.

Figura 5. Creación de un proyecto 2.

108

Finalmente, hacer click en la opción Instruments (parte inferior izquierda) y luego Instrument-PC, para luego seleccionar el proyecto donde que se quiere trabajar. b. Abrir el proyecto Ingresar al OpenLab Control Panel para seleccionar el proyecto sobre el cual se va a trabajar y sobre el cual va quedar guardado el método y sus respectivos resultados. Haga clic en Browse, seleccionar “Hidrogeno con Argón”, y luego en Launch. Espere unos segundos a que se realice la conexión. Ver Figura 6.

Figura 6. Iconos para abrir el proyecto.

c. Creación del método 2.c.1 Pasos iniciales Seleccionar en la barra de herramientas el menú Method, y luego la opción Instrument setup, ver la Figura 7.

109

Figura 7. Creación del método. En el siguiente cuadro seleccionar la opción Create a new method, ver Figura 8.

Figura 8. Creación de un nuevo método. 2.c.2 Inyector Una vez que aparezca el siguiente cuadro, seleccionar el icono inlets para modificar los parámetros de operación, ver Figura 9.

110

Figura 9. Ventana del inyector en modo Split. Parámetros: Los parámetros para el método de detección de gases con gas Argón son: 

Heater (activado): Temperatura del horno de 200 °C.

Preassure (activado): Presión del inyector de 8.0151 psi.

Septum purge flow (activado): Flujo que purga la septa de 3 mL/min.

Gas saber (On activado): Flujo del venteo del Split de 15 mL/min; tiempo de espera para la dilución de la muestra en la columna de 2 min.

Mode (activado): Modo de inyección tipo Split; la relación de dilución en el Split Ratio de 50:1; y flujo del Split de 75 mL/min.

2.c.3 Columna Seleccionar el icono Columns para modificar los parámetros de esta, ver Figura 10:

111

Figura 10. Ventana de la columna. Se debe tener en cuenta que para hacer las respectivas modificaciones se debe seleccionar el tipo de columna en la parte superior izquierda (figura 10). En la parte derecha se deben ingresar los siguientes parámetros. Los parámetros a modificar en la columna son:  Flow: El flujo que pasa a través de la columna es de 1.5 ml/min. 

Pressure: La presión que pasa a través de la columna es de 8.0151 psi.

Average Velocity: La velocidad de flujo en la columna es de 25.267 cm/sec.

Holdup time: El tiempo de retención es de 1.9789 min.

Constant flow: Para un flujo constante que garantiza la presión necesaria.

Post run: La velocidad de la circulación del gas es de 4.6758 mL/min.

Si la columna tiene especificaciones diferentes se debe ingresar estas en la opción Change Column, aparecerá una ventana como se muestra en la figura 11 donde podrá ingresar dichos parámetros.

112

Figura 11. Especificaci贸n de Columna Para poder seleccionar el gas de arrastre, se selecciona el icono Configuration, en la pesta帽a Modules en la cual se encuentra las opciones para activar los gases (Figura 12).

Figura 12. Selecci贸n gas de arrastre Aqu铆 se encuentran las siguientes opciones donde se debe seleccionar el gas con el cual se va a trabajar en este caso el Argon: Front Inlet: Se selecciona el gas ArMe 113

Front Detector: Como no se encuentra la opción de ArMe se selecciona el He por su similitud Back Detector: Como no se encuentra la opción de ArMe se selecciona el He por su similitud En la figura 13 se observa como deben quedar estos parámetros.

Figura 13. Selección gases

NOTA: Al finalizar el método y cargarlo al cromatógrafo, para verificar que el gas de arrastre se encuentre activo en el equipo se puede realizar el siguiente procedimiento. Pulsar el botón [Config], ubicado en la esquina inferior izquierda en el cromatógrafo, seguido seleccione en el display la opción Front Inlet con el botón [Enter].

Figura 14. Acceso a la selección del gas de arrastre Al seleccionar la opción Front Inlet aparecerá en el display las opciones Configured, Ignore Ready y Gas type, seleccione esta última opción con el botón 114

[Mode/Type] ver figura 15, seguido busque el tipo de gas de arrastre que en este caso es el Argon methane 5% el cual tendrá un asterisco si es el adecuado (Figura 15).

Figura 15. Acceso a la selección del gas de arrastre Si se quiere cambiar el gas de arrastre desde el cromatógrafo, se selecciona el gas deseado con la tecla Enter, y para finalizar el proceso se hace clic derecho en la pantalla escogiendo la opción Upload Method From GC (figura 16).

Figura 16. Envío del método del cromatógrafo al computador

Antes de descargar el método al cromatógrafo, verifique en la sección Signals, que se encuentre activa la opción Front Signal (TCD), ver figura 17. Tener activa esta opción permite que el cromatograma se active en el momento de hacer la inyección y se pueda registrar los resultados de lo contrario no guardara información de los resultados de la inyección.

115

Figura 17. Envío del método del cromatógrafo al computador

2.c.4 Horno Seleccionar el icono oven para modificar los parámetros en los que va a trabajar el horno en el nuevo método, ver Figura 18.

116

Figura 18. Ventana del horno. Parámetros: Revisar las siguientes opciones: 

Oven temp on (activada): Primera temperatura de la rampa de temperaturas es de 40 °C.

Equilibration time: Tiempo en que se equilibra el horno antes de colocar otra muestra es de 1 min.

Maximun oven temperatura: Temperatura máxima que soporta la columna es de 250 °C.

Programación de temperatura: A la derecha de la ventana aparece un cuadro que permite hacer la rampa de temperaturas según el método que se va a trabajar. 

Fase inicial (initial): o Value °C: Colocar 40 °C. o Hold Time: Colocar 2 min. 117

o Run time: Colocar 2 min. 

Rampa 1: o Rate: Colocar 5 °C/min. o Value °C: Colocar 60 °C. o Hold Time: Colocar 0 min. o Run time: Colocar 6 min.

Rampa 2: o Rate: Colocar 25 °C/min. o Value °C: Colocar 95 °C. o Hold Time: Colocar 5 min. o Run time: Colocar 12.4 min.

Rampa 3: o Rate: Colocar 24 °C/min. o Value °C: Colocar 230 °C. o Hold Time: Colocar 5 min. o Run time: Colocar 23.025 min.

2.c.5 Detectores Seleccionar el icono detectors para modificar sus parámetros de funcionamiento, ver Figura 19.

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Figura 19. Ventana del Detector. En el icono TCD-Front se verifica el estado de los siguientes parámetros:     

Heater (activado): Temperatura de 250 °C. Reference Flow (activado): El flujo de la referencia es de 27 mL/min. Makeup Flow (activado): El flujo es de 12 mL/min. Filament: Seleccionar la opción para activarlo. Negative Polarity: Seleccionar la opción para activarlo.

En el icono FID-Back se verifica el estado de los siguientes parámetros:     

Heater: Temperatura del detector no activado. H2 flow: Flujo de hidrogeno a través del detector no activado. Air flow: Flujo de aire a través del detector no activado. Makeup flow: No activado. Flame: Llama que quema los hidrocarburos, siempre debe estar activada.

d. Guardar el método Una vez que se han modificado todos los parámetros del método a desarrollar se procede a guardarlo en su respectivo proyecto, se va a file>save as >method. e. Descargar el método Para descargar el método al cromatografo, hacer click boton izquierdo del mouse>Download method to GC. Luego oprima OK.

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Figura 20. Opción descargar método. Espere 5 minutos hasta que el cromatógrafo llegue a las condiciones del método, pulse [Status] para ver qué parámetros no están listos, el método estará listo cuando en el display aparezca “Waiting for prep run-Front inlet purging”. f. Analizar las muestras de gas patrón Una vez descargado el método al cromatógrafo, se deben realizar las inyecciones manuales del gas patrón (25% de Hidrogeno, 25% Nitrógeno, 25% Metano y 25% Dióxido de Carbono), con concentraciones de 0.3 ml, 0.4 ml y 0.5 ml (realizar tres replicas por cada concentración). Luego se presiona el icono single run, ver Figura 21.

Figura 21. Cilindro gas patrón, jeringa e icono de single run. A continuación aparece un recuadro, ver Figura 22, en el que se tiene que completar la siguiente información: 

Sample ID: Colocar el nombre de la muestra que será inyectada, ejemplo: R1.0.3 ml, R2.0.3ml, R3.0.3ml, R1.0.4ml, R2.0.4ml, R3.0.4ml, R1.0.5ml, R2.0.5ml, R3.0.5ml.

Method: Aparece el método por defecto.

Data File: Colocar el mismo nombre de Sample ID.

Result Path: Seleccionar la carpeta donde se van a guardar los resultados.

Result Name: Colocar el mismo nombre de Sample ID y de Data File.

Number of resp: Recomendable dejar el valor de 1.

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Figura 22. Ventana de single run. Una vez completada la información se presiona start. Luego de oprimir el botón Status y que el display del cromatografo muestre ready for inyection, se realiza la inyección y se presiona start en el cromatografo en el menor tiempo posible ver Figura 23.

Figura 23. Método de Inyección 121

Este método tiene una duración de 25 minutos el cual se puede verificar pulsando [Status] donde se muestra el tiempo de análisis. Al finalizar el análisis en la pantalla aparece una ventana la cual indica si quiere guardar los cambios en el método, a lo cual siempre debe pulsar “NO”, ver Figura 24.

Figura 24. Ventana para aceptar cambios en el método. En seguida se mostrara el cromatograma con los picos con el nombre de cada gas (Figura 25).

Figura 25. Cromatograma. Si desea realizar otra inyección presione nuevamente el icono single run y siga los pasos ya descritos.

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g. Abrir los resultados Para abrir los resultados se debe hacer click en File>Open>Data. Luego se busca el resultado en la ventana open data file y una vez seleccionado se da click en open, ver Figura 26.

Figura 26. Ventana de open data. h. Proceso de integración 2.h.1 Ingreso a los eventos de integración Una vez se abre el cromatograma o el dato, el primer paso es analizar los resultados y ubicar los picos de interés que suelen ser los más sobresalientes. Para empezar a hacer la integración es necesario hacer click en integratión events en la hoja de navegación donde nos aparece un cuadro como el de la figura 27 con los parámetros de integración threshold y widht.

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Figura 27. Integration events. 2.h.2 Zoom y full unZoom Para observar los picos de los analitos que suelen ser pequeños con respecto a la totalidad del cromatograma, se deben realizar acercamientos a la línea que traza el cromatograma. Para esto, se dibuja un cuadro negro con el click izquierdo del mouse sobre el sector que se quiere analizar como se ve en la Figura 28.

Figura 28. Zoom en el cromatograma. Para volver a ver la totalidad del cromatograma se presiona sobre el resultado click derecho > full unZoom. 2.h.3 Programación grafica Para realizar la integración de los picos de interés (Hidrogeno, Nitrógeno, Metano y dióxido de Carbono), primero se debe escoger el cromatograma que presente mayor ruido; luego se presiona click derecho sobre el cromatograma>Grafical Programming, como se ve en la figura 29.

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Figura 29. Herramientas del grafical programming. Grafical programming nos permite obtener todas las herramientas o “eventos” para realizar la integración que se requiere, se recomienda usar las 5 más comunes en el siguiente orden: 

Width: Se indica el ancho mínimo de los picos que detecta el programa en el cromatograma. Para el caso del ancho es recomendable seleccionar el punto inicial y el punto final del pico más pequeño que se quiere analizar cuando el programa nos lo pregunta una vez abrimos la herramienta, ver Figura XX.

Figura 30. Herramientas del grafical programming. Luego aparece la siguiente ventana, ver Figura 30, la cual pregunta Add to table y Analyze now; es recomendable hacer click en Analyze now.

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Figura 31. Configuración Evento Width. 

Threshold: Sirve para detectar en la línea base el inicio y el final de un pico, con el fin de decidir que es ruido y que es señal. Primero se define con el punto inicial y el punto final una región de la línea base donde no haya picos de interés. Posteriormente ir aumentando el valor para que el programa reconozca los picos más pequeños como ruido y solo se obtengan los picos que nos interesan.

Negative peak: Sirve para definir una región donde queremos que se detecte un pico negativo, Ver Figura 31.

Figura 32. Ejemplo de pico de Hidrógeno negativo y la presencia de ruido en el cromatograma. 

Integrafion off: Cuando se detectan picos fuera del área de interés es recomendable usar la herramienta integratión off, donde se nos pregunta el tiempo inicial y final de una región que deseemos que no tenga picos.

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Minimum área: Es una herramienta que abarca el tiempo inicial y final todo el cromatograma, en la cual se coloca un área para que detecte solo los picos por encima de esta misma. Esta opción debe ser usada cuando la opción de Anotaciones este activada (ver numeral 2.8.4), para que nos muestre las áreas de cada pico de interés.

Los valores de los eventos de integración pueden ser modificados en la tabla “Integration Events – Front Signal”, Figura 33, que se encuentra debajo del cromatograma. Cada vez que se realice una modificacion, hacer click en la opción Analysis, de la barra de tareas, y luego click en Analyze.

Figura 33. Ejemplo de método de integración. 

Recomendaciones en la integración o Es recomendable empezar las integraciones con los estándares de más baja concentración y con los picos más pequeños y más problemáticos. o Es importante eliminar los parámetros que sobran desde la tabla de eventos de integración para que no afecte el análisis, se dejan en blanco y se analiza el cromatograma. o Cuando en los parámetros de threshold y widht hay un solo intervalo de tiempo, ese valor se aplica para todo el cromatograma. Cuando esta dos veces el mismo parámetro con distintos intervalos de tiempo y diferentes valores, la herramienta opera de forma distinta en los dos intervalos del cromatograma.

Una vez se tiene la metodología de integración lista y se han integrado los picos que queremos, se pueden abrir otros resultados con distintas

127

concentraciones y el mismo método para analizar todos los resultados. Finalmente se guarda el método. 2.h.4 Anotaciones Es una opción que nos permite visualizar en el cromatograma la información que queremos, ya sea altura, área, nombre del pico, tiempo de retención, platos teóricos, resolución, etc. Se abre haciendo click derecho sobre el cromatograma y luego click en annotations. En el cuadro Trace Annotations Properties se elige la información que se quieren ver y se pasa al lado derecho con la flecha verde para luego dar OK, ver Figura 34.

Figura 34. Propiedades de anotaciones. i. Creación de una tabla de picos Es una tabla donde se definen y organizan los picos de los cromatogramas integrados para realizar las curvas de calibración. Inicialmente se hace click se hace click en peaks/groups table en la hoja de navegación. Se abre el primer dato de la secuencia File>Data>Open, y se definen individualmente los picos con el grafical programming, haciendo click derecho>grafical programming>define single peak. Se obtiene un cuadro como el de la Figura 35.

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Figura 35. Creación de una tabla de picos. En el cuadro anterior, se asigna los tiempos de retención a cada pico. También se introduce la información que se pide a continuación:    

Peak name: Se coloca el nombre del compuesto o analito que se está evaluando; Ej: Hidrógeno, Nitrógeno, etc. Conc level: Primero se indica el nivel (Ej: 1, 2, 3, etc) y luego se coloca la concentración o volumen en la que está trabajando la muestra en ese cromatograma; Ej: 0.5 mL, 0.4 mL, etc. Units: Se colocan las unidades del volumen puesto anteriormente; Ej: µL si se trabajan microlitros o mL si se trabajan mililitros. Retention time window: Es un porcentaje recomendado para la ventana de retención relativa; valor recomendable de 2%.

Una vez se han colocado todos los parámetros en el cuadro se presiona Next pasando al siguiente pico. El valor del tiempo de retención cambia automáticamente cuando se ingresa al pico siguiente. Cuando se llega al último pico se presiona Done. Las características de cada pico pueden ser modificadas en el cuadro que se encuentra debajo del cromatograma, ver Figura 36.

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Figura 36. Tabla picos. En cada columna aparecen distintas características de cada pico como son:              

Name: Aparece el compuesto que representa cada pico. Ret Time: Aparece el tiempo de retención de cada compuesto. Window: Es el Retention time window previamente definido, a medida que el tiempo de retención es más grande la ventana es mayor y abarca más espacio. Ref ID#: Se utiliza cuando se emplean picos de referencia para los tiempos de retención. Su valor es 0. ISTD ID#: Se utiliza cuando se está usando estándar interno. Su valor es 0. Resolution ID #: Sirve para calcular la resolución o separación entre dos picos, por defecto su valor es 0. Units: Aparecen las unidades empleadas en la concentración. Rt Update: Actualiza los tiempos de retención cuando se mueven los picos. Por defecto aparece None. LOD: Se definen los límites de detección; valor estándar 0. LOQ: Se definen los límites de cuantificación; valor estándar 0. Quantitative: Se coloca la forma de cuantificar ya sea por altura o por área que es lo recomendable. Fit Type: Indica cómo se ajusta la curva de calibración, lo más adecuado es dejar este campo en Linear. Zero: Se emplea para que la curva de calibración comience en el origen (0,0), es lo recomendado según la teoría cromatográfica. Calibratión Flag: Indica con que inyecciones se realiza la calibración según estas dos opciones:

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o Replace: Para hacer la calibración con la última inyección. o Wt Average: Para hacer la calibración con el promedio de todas las inyecciónes lo cual es lo recomendado. 

Calibratión Weight: Se asigna un factor de peso al promedio de las inyecciones de las réplicas, pero va a reemplazar el factor de respuesta que existía en el anterior método; el valor recomendado es de 100.

Level 1,2,3…:Los niveles indican las concentraciones que se colocan para realizar las curvas de calibración, ver Figura 37.

Figura 37. Niveles de concentraciones en la tabla de picos. Una vez revisadas todas las características, se procede a guardar el método. j.

Calibración El proceso de calibración se realiza a partir de una secuencia de las réplicas con diferentes concentraciones que se deben hacer con el método ya establecido, para la creación de la secuencia se oprime el icono mostrado en la figura # que se encuentra en la parte superior izquierda de la pantalla, ahí aparecerá una ventana para la creación dela secuencia y se da doble clic al icono Blank.seq (figura 38).

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Figura 38. Creación de nueva secuencia Aparecerá una ventana con una tabla donde se puede editar la secuencia, a continuación se mostrara cada una de las opciones que deben ser editadas y que debe ponerse en cada parámetro: Run Type: En esta columna al oprimir la flecha, aparecerá una ventana con varias opciones para elegir en este caso se elige la opción Begin Calibration (figura 39) Level: Se coloca el número de nivel que corresponde a cada una de las concentraciones que se va a utilizar empezando nivel 1 como la concentración más baja. Reps: Se coloca el número de replica que es para cada nivel Vial: Se coloca el vial que se va inyectar Sample: Se pone un nombre que especifique el proceso que se está realizando que en este caso podría ser Calibración. Method: Se escoge el método al cual se le va realizar la calibración Fliename: Se busca la inyección que corresponde al nivel y el número de replica que se vaya a evaluar. Al llenar la primera fila se da doble clic en la fila siguiente y se habilitaran más filas para seguir introduciendo los niveles restantes con sus respectivas replicas. Después de esto selecciones una serie de líneas las cuales alcancen para el total de datos por la columna Run#, clic derecho sobre esta selección y escoja la opción Fill Down (figura40). Aparecerá una ventana como muestra la figura 41, en el primer botón de flecha que aparece en Simple ID dele clic y escoja la opción Increment Number, oprima el botón Ok.

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Figura 39. Opcion Begin Calibration

Figura 40. Fill Down

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Figura 41. Increment Number Al final debe quedar una ventana como en la figura 42, donde aparecerán todos los niveles.

Figura 42. Ventana final con la secuencia completa Aparecerán algunos valores y se modifican los niveles según la inyección que se haya cargado. Posteriormente se debe guardar la secuencia en el icono de la figura 43, y se da la opcion Save Sequence

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Figura 43. Salvar secuencia Para analizar la secuencia se oprime en la opciรณn Sequence que se encuentra ubicado en la parte superior, y se le da clic en Process (figura 44). Aparecerรก una ventana como se muestra en la figura 45 donde se pone el nombre de la calibraciรณn y se presiona Start. Automรกticamente la secuencia empezara a correr.

Figura 44. Opciรณn para correr la secuencia

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Figura 45. Ventana para empezar a correr la secuencia Cuando el proceso esté completo los resultados estarán analizados. Recomendación en la calibración: Antes de realizar una calibración con distintas replicas para un mismo nivel, se recomienda desactivar la opción Automatically average consecutive replicates of the same level en el caso que no se promedien las réplicas. La opción se encuentra ubicada en method>propierties>calibration, ver Figura 46.

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Figura 46. Propiedades de la calibración. k.

Revisión de la calibración Se da click en Review Calibration, en el menú que se encuentra al lado izquierdo, obteniéndose una ventana como la mostrada en la Figura 47.

Figura 47. Revisión de la calibración. Sobre esta ventana se pueden observar ciertas características de la curva: Zoom: Haciendo zoom sobre alguno de los puntos se observa todos los puntos experimentales y el promedio en un diferente color, observar Figura 48.

Figura 48. Zoom en la revisión de la calibración. Para volver al zoom original se presiona click derecho > full unzoom. Tabla de puntos: En el cuadro superior se puede observar toda la información característica de las muestras que se utilizaron para la curva de calibración. El componente correspondiente se escoge en el cuadro de la parte derecha. Posteriormente aparecen las áreas de cada replica con cada concentración, el archivo donde está guardado y su hora de calibración. Para cada componente, la tabla contiene:  RF: Indica el factor de respuesta promedio.

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Last Area: Indica el área en la última calibración.

Rep StDev: Desviación estándar de la réplica.

Rep %RSD: Porcentaje de desviación estándar de la réplica dependiendo el volumen inyectado, normalmente debe estar debajo de 2%.

Información estadística: Toda la información estadística aparece en el cuadro de la derecha:  Average RF: Factor de respuesta promedio. 

RF StDev: La desviación estándar.

RF %RSD: El RSD que mide la precisión media de los resultados.

Scaling: Indica si se aplicó alguna escala.

LSQ weighting: Indica el factor de mínimos cuadrados aplicada en la calibración.

Force through zero: Indica si la curva de calibración pasa por el punto (0,0).

En el texto azul se indica la pendiente de la curva de calibración con “a“, el punto de corte con “b”, además del coeficiente de determinación. Haciendo click derecho sobre el cuadro de estadísticas se pueden cambiar todos los tipos de ajuste. Una vez se realicen los ajustes recomendados, se guarda los cambios en el método. 1.

USO DEL PROGRAMA 1.1 Método de acondicionamiento Para realizar el análisis de la muestras primero se necesita realizar una limpieza a la columna. Esto se hace abriendo el método de acondicionamiento. Encienda el computador primero y luego el cromatógrafo con el botón blanco que se encuentra en la parte inferior izquierda, Ver Figura 49.

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Figura 49. Cromatógrafo de gases y computador de control Haga clic en el icono OpenLab Control Panel>>Browse>>HidrogenoconArgon>>Launch. En la nueva ventana, oprima file > open > Method y seleccione “Acondicionamiento Argon”, y por ultimo oprima “Open”(Figura 50).

Figura 50: Apertura del método de acondicionamiento. NOTA: A lo largo del análisis de muestras aparecerá una ventana la cual indica si quiere guardar los cambios, a lo cual siempre debe pulsar “NO”. Se abrirá una ventana que muestra las condiciones del método; haga clic derecho y seleccione la opción “Download Method to GC”, el método se empezara a descargar cuando en la pantalla aparezca una confirmación “Download Method to GC” y oprima “OK” Figura 51.

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Figura 51. Descargar un método al cromatógrafo Espere 5 minutos hasta que el cromatógrafo llegue a las condiciones del método, pulse [Status] para ver qué parámetros no están listos, el método estará listo cuando en el display aparezca “Waiting for prep run-Front inlet purging”

Figura 52. Método descargado A continuación pulse [PREP RUN] el cual activa los procesos necesarios para poner el cromatógrafo en las condiciones de inicio que dicte el método y cuando el display muestre “Ready for inyection” pulse [START] para iniciar la limpieza.

Figura 53. Teclas Prep Run- Start Este método tiene una duración de 38 minutos el cual se puede verificar pulsando [Status] donde mostrara el tiempo de análisis.

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Figura 54. Tecla Status 1.2 Método de análisis Para realizar el análisis de la muestra Oprima file > open > Method y seleccione “MetodoHidrogeno”, y por ultimo oprima “Open”. Se abrirá una ventana que muestra las condiciones del método, haga clic derecho y seleccione la opción “Download Method to GC”, el método se empezara a descargar cuando en la pantalla aparezca una confirmación y oprima “Ok”; siga las mismas recomendaciones del anterior paso. La toma de la muestra se realiza directamente en el reactor desde la manguera por donde se libera el biogás producido, tomando volúmenes entre 0,4 a 0,7 ml según se haya estipulado por un tiempo de 30 segundos aproximadamente, mediante la jeringa tipo luer-gas tight de capacidad 1 mL. Cuando se descarga el método al cromatógrafo y se tiene la muestra preparada para ser inyectada manualmente, se presiona el icono Single Run, (Figura55).

Figura 55. Icono Single Run. A continuación aparece un recuadro, en el que se debe diligenciar la siguiente información: o Sample ID o Data File o Result Name Una vez se ha llenado toda la información se presiona Start, y luego cuando el display del cromatógrafo muestre “ready for inyection” se inyecta la jeringa se desplaza la muestra, se retira la jeringa, y en seguida se presiona [START] para iniciar el análisis después de inyectar la muestra manualmente (Figura 56).

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Figura 56. Confirmación para la inyección Al finalizar el análisis (después de 25 minutos) en la pantalla aparece una ventana la cual indica si quiere guardar los cambios en el método, a lo cual siempre debe pulsar “NO”. En seguida se mostrara el cromatograma con los picos con el nombre de cada gas, el área y tiempo de retención. Para obtener el reporte de los resultados pulse el icono “reports” que aparece en la parte inferior y en seguida pulse “external estandard”, aparecerá un resumen de la concentración de cada gas como se muestra en la Figura 57. En la columna de concentración muestra el volumen de los cuatro gases y al final muestra el total del gas que fue inyectado realmente.

Figura 57. Cromatograma de la muestra.

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Figura 58. Reporte de estándar externo generado para la muestra. Recomendación: Para guardar los Reportes realizados, debe ingresar al icono de “imprimir” (Figura 58); luego en la opción Name, seleccionar “CDS PDF-XChange S33” y después OK. Espere unos segundos para que cargue el proceso de impresión para luego guardar el reporte en el destino deseado. 2.3 Método de apagado Para apagar el equipo cierre la ventana haga clic en el icono OpenLab Control Panel>>Browse>>Induccion>>Launch. Espere mientras carga y oprima file>>Open>> Method y seleccione el que dice “Frio”, y por ultimo oprima “Start”. Se abrirá una ventana que muestra las condiciones del método, haga clic derecho y seleccione la opción “Dowlound method”, el método se empezara a descargar cuando en la pantalla aparezca un mensaje de confirmación y oprima “Ok”. Dejar entre 5 a 10 minutos que descargue el método, en seguida apague el computador, siempre se debe apagar primero el computador, luego cierre la válvula pequeña y apague el cromatógrafo. Por ultimo cierre las válvulas de la caseta de gases.

143

D. CALCULOS El cĂĄlculo de la concentraciĂłn de los gases se realiza tomando como base los resultados de la concentraciĂłn que aparecen en el reporte de estĂĄndar que se observa en la Figura 33. Para expresar los datos en unidades de % se hace el siguiente procedimiento: a. En el reporte nos muestra la concentraciĂłn de cada gas y el total de la muestra que fue analizada en esta caso los valores fueron: Hidrogeno NitrĂłgeno Metano DiĂłxido de carbono TOTAL % đ?‘Żđ?&#x;? = 0.003 ∗ % đ?‘ľđ?&#x;? = 0.269 ∗

0.003 0.269 0.046 0.079 0.397

100 = 0.76% 0.397

100 = 67.76% 0.397

% đ?‘Şđ?‘Żđ?&#x;’ = 0.046 ∗

100 = 11.59% 0.397

% đ?‘Şđ?‘śđ?&#x;? = 0.079 ∗

100 = 19.90% 0.397

Para expresar los resultados en unidades: mmol, mmol/L, umol, umol/L y mg/L se debe usar una planilla en Excel . Estas concentraciones se calculan con la ecuaciĂłn de los gases ideales con los valores de presiĂłn y temperatura locales. El procedimiento es:



Para pasar a moles se utiliza la ecuaciĂłn de los gases ideales: đ?‘ƒđ?‘‰ = đ?‘›đ?‘…đ?‘‡ đ?‘ƒ = đ?‘ƒđ?‘&#x;đ?‘’đ?‘ đ?‘–Ăłđ?‘› đ?‘Žđ?‘Ąđ?‘šĂłđ?‘ đ?‘“đ?‘’đ?‘&#x;đ?‘–đ?‘?đ?‘Ž đ?‘‘đ?‘’ đ??ľđ?‘œđ?‘”đ?‘œđ?‘ĄĂĄ = 560 đ?‘šđ?‘šđ??ťđ?‘” → 0.74 đ?‘Žđ?‘Ąđ?‘š đ?‘‰ = đ?‘‰đ?‘œđ?‘™đ?‘˘đ?‘šđ?‘’đ?‘› đ?‘‘đ?‘’ đ?‘?đ?‘œđ?‘›đ?‘?đ?‘’đ?‘›đ?‘Ąđ?‘&#x;đ?‘Žđ?‘?đ?‘–Ăłđ?‘› đ?‘‘đ?‘’ â„Žđ?‘–đ?‘‘đ?‘&#x;Ăłđ?‘”đ?‘’đ?‘›đ?‘œ = 0.003 đ?‘šđ?‘™ → 0.000003đ??ż

144

𝑅 = 𝐶𝑜𝑛𝑠𝑡𝑎𝑛𝑡𝑒 𝑢𝑛𝑖𝑒𝑟𝑠𝑎𝑙 𝑑𝑒 𝑙𝑜𝑠 𝑔𝑎𝑠𝑒𝑠 𝑖𝑑𝑒𝑎𝑙𝑒𝑠 = 0.082

𝐿 ∗ 𝑎𝑡𝑚 º𝐾 ∗ 𝑚𝑜𝑙

𝑇 = 𝑇𝑒𝑚𝑝𝑒𝑟𝑎𝑡𝑢𝑟𝑎 𝑎𝑚𝑏𝑖𝑒𝑛𝑡𝑒 = 15º𝐶 → 288º𝐾 𝑛= 

0.74 ∗ 0.003 = 9.36𝐸 − 08 𝑚𝑜𝑙 0.082 ∗ 288

Para pasar a mmol: 𝑚𝑚𝑜𝑙 = 𝑚𝑜𝑙 ∗ 1000 = 9.36𝑒 − 05

Para pasar a mmol/L: 𝑚𝑚𝑜𝑙 𝑚𝑀𝑜𝑙 9.36𝐸 − 05 𝑚𝑚𝑜𝑙 = = = 0.24 𝐿 𝑉𝑚𝑢𝑒𝑠𝑡𝑟𝑎 𝑒𝑛 𝐿 0.000397 𝐿

Para pasar a μmol: 𝜇𝑚𝑜𝑙 =

𝑚𝑚𝑜𝑙 9.36𝐸 − 05 = = 0.09𝜇𝑚𝑜𝑙 1000 1000

Para pasar a μmol/L: 𝜇𝑚𝑜𝑙 𝜇𝑚𝑜𝑙 0.09 = = = 236𝜇𝑚𝑜𝑙 𝐿 𝑉𝑚𝑢𝑒𝑠𝑡𝑟𝑎 𝑒𝑛 𝐿 0.000397

Para pasar a gr: 𝑔𝑟 = 𝑝𝑒𝑠𝑜 𝑚𝑜𝑙𝑒𝑐𝑢𝑙𝑎𝑟 ∗ 𝑚𝑜𝑙 = 2 ∗ 9.36𝐸 − 08 = 1.87𝐸 − 04𝑔𝑟

Para pasar a gr/L: 𝑔𝑟 𝑔𝑟 1.87𝐸 − 04 = = = 4.72𝐸 − 04 𝐿 𝑉𝑚𝑢𝑒𝑠𝑡𝑟𝑎 𝑒𝑛 𝐿 0.000397

Para pasar a mg/L: 𝑚𝑔 𝑔𝑟 = ∗ 1000 = 0.47𝑚𝑔/𝐿 𝐿 𝐿

145

ANĂ LISIS DE SUELOS

21. MÉTODO PARA DETERMINAR CALCIO Y MAGNESIO SOLUBLES EN SUELO A. MÉTODO CUANTIFICACIÓN COMPLEXOMÉTRICA. B. EQUIPOS Y MATERIALES      

Balanza analĂ­tica de 0.0001g de precisiĂłn. Materiales. Erlenmeyer de 125ml. Pipetas aforadas de 1.5 y 20ml. Microbureta de 10ml. Soporte universal.

C. REACTIVOS       

SoluciĂłn EDTA 0.02N. SoluciĂłn patrĂłn de Ca 0.02N. SoluciĂłn amortiguadora cloruro de amino-hidrĂłxido de amonio. HidrĂłxido de sodio 6N. SoluciĂłn de carbamato al 1.5%. Indicador murexide. Indicador Negro de Eriocromo T.

D. PREPARACIĂ“N DE LOS REACTIVOS SoluciĂłn EDTA 0.02N Pesar en un vaso de 250 ml 7.4448 g de sal disĂłdica del ĂĄcido etilen-diaminotetraacĂŠtico (đ??ś10 đ??ť14 đ?‘ 2 đ?‘ đ?‘Ž2 đ?‘‚8 2đ??ť2 đ?‘‚), adicionar 100ml de agua destilada y agitar. Transvasar a un balĂłn aforado de 2l y completar el volumen. Normalizar la soluciĂłn estĂĄndar de ZnO 0.02N. SoluciĂłn patrĂłn de Ca 0.02N Pesar 1g de đ??śđ?‘Žđ??śđ?‘‚3 Cp., pasar cuidadosamente la muestra a un erlenmeyer de 250 ml de forma alta. Tapar el vaso con un vidrio de reloj y agregar poco a poco HCL al 10%. Hasta que cese la efervescencia. Llevar a sequedad en plancha caliente y disolver luego el 146

residuo con HCL 0.01N. Pasar a un balĂłn aforado de 1l y ajustar el volumen con el mismo ĂĄcido. SoluciĂłn amortiguadora cloruro de amino-hidrĂłxido de amonio Disolver 67.5g de cloruro de amonio en 570ml de hidrĂłxido de amonio concentrado y llevar a 1l con agua destilada. HidrĂłxido de sodio 6N Disolver 240 g de NaOH, en 1l de agua destilada. Almacenar en frasco de plĂĄstico. SoluciĂłn de carbamato al 1.5% Disolver 1.5g de sal del acidodietilditiocarbĂĄmatico en agua destilada y llevar a volumen de 100ml con agua destilada. E. PROCEDIMIENTO 1. Del filtrado proveniente de la muestra de agua tomar con una pipeta aforada una alĂ­cuota de 5ml y colocar en un Erlenmeyer de 125ml. Llevar muestra a control y blanco de proceso. 2. Diluir con 20 ml de agua destilada y agregar 5ml de soluciĂłn de carbamato. 3. Agregar 1ml de hidrĂłxido de sodio 6N y mezclar bien. Agregar 0.05g de indicador murexide. 4. Titular con EDTA 0.02N hasta que cambien el color de rosado a pĂşrpura. 5. Consignar el nĂşmero de ml de EDTA gastados. 6. Tomar una alĂ­cuota de 5ml con una pipeta aforada en un Erlenmeyer de 125ml. 7. Diluir con 20ml de agua destilada y agregar 1ml de soluciĂłn buffer. 8. Agregar 5 gotas de soluciĂłn de carbamato y agregar 0.05g de indicador negro ericromo T. 9. Titular con EDTA hasta que desaparezca el color vinotinto y se torne azul celeste o verde. 10. Anotar el nĂşmero en ml de EDTA gastado. F. CĂ LCULOS Se deben realizar los siguientes cĂĄlculos: đ??śđ?‘Ž + đ?‘€đ?‘”

đ?‘šđ?‘’đ?‘ž đ?‘‰ ∗ đ?‘ ∗ 1000 = , đ??¸đ?‘?đ?‘˘đ?‘Žđ?‘?đ?‘–Ăłđ?‘› 29 đ?‘™ đ??´đ?‘™Ă­đ?‘?đ?‘˘đ?‘œđ?‘Ąđ?‘Ž

147

đ??śđ?‘Ž

đ?‘šđ?‘”

đ?‘šđ?‘’đ?‘ž đ?‘‰ ∗ đ?‘ ∗ 1000 = đ?‘™ đ??´đ?‘™Ă­đ?‘?đ?‘˘đ?‘œđ?‘Ąđ?‘Ž

đ?‘šđ?‘’đ?‘ž đ?‘šđ?‘’đ?‘ž (đ??śđ?‘Ž + đ?‘€đ?‘”) − đ?‘šđ?‘’đ?‘ž/đ??ż(đ?‘?đ?‘Ž) = đ??ż đ??ż

Donde: V = Volumen de EDTA gastados en la titulaciĂłn. N = normalidad del EDTA

148

22. MÉTODO PARA LA MEDICIÓN DE pH EN SUELOS A. EQUIPOS Y MATERIALES 

PotenciĂłmetro.

B. REACTIVOS   

SoluciĂłn amortiguadora (Buffer) de ĂĄcido ftalato de potasio (0.05M). SoluciĂłn de cloruro de calcio. SoluciĂłn de cloruro de calcio (0.01M).

C. PREPARACIĂ“N DE LOS REACTIVOS SoluciĂłn amortiguadora (Buffer) de ĂĄcido ftalato de potasio (0.05M) Se disuelven 10.21g (secado por una hora) de ftalato en agua y se diluye hasta 1l. El pH de esta soluciĂłn deberĂĄ ser 4.0 a 20°C. Se protege la soluciĂłn contra la evaporaciĂłn y la contaminaciĂłn de mohos. Se debe remplazar la soluciĂłn en presencia de mohos. El efecto demuestra que el pH de la soluciĂłn no cambia en los lĂ­mites de temperatura de 5 a 37°C. SoluciĂłn de cloruro de calcio Disolver 147 g de đ??śđ?‘Žđ??śđ?‘™2 ∗ 2đ??ť2 đ?‘‚ en agua, en un frasco volumĂŠtrico de 1l, enfriar, diluir su volumen con agua y mĂŠzclese. SoluciĂłn de cloruro de calcio (0.01M) Diluir en 20ml de soluciĂłn de trabajo 1.0M đ??śđ?‘Žđ??śđ?‘™2 a 2l de agua. El pH de esta soluciĂłn deberĂĄ estar entre 5 y 7. D. PROCEDIMIENTO 1. Se coloca el suelo al aire para poder tamizarlo por un tamiz No. 10 (2mm). 2. Se pesan aproximadamente 10g de suelo seco al aire. Se coloca el suelo en un recipiente de vidrio y se aĂąaden aproximadamente 20ml de đ??śđ?‘Žđ??śđ?‘™2 0.01M. se mezcla por 30 minutos y se deja reposar por 30 minutos. 3. Leer el pH del medidor.

149

23. MÉTODO PARA LA MEDICIÓN DE LA MATERIA ORGà NICA EN SUELOS A. EQUIPOS Y MATERIALES     

Horno. Balanza (sensibilidad de 0.01g). Mufla. Crisoles o platos de evaporaciĂłn. Desecadores.

B. PROCEDIMIENTO PreparaciĂłn de la muestra 1. Se deberĂĄ tomar una muestra representativa, que pese al menos 100g, de una porciĂłn de material que pase el tamiz de 2mm. 2. Se coloca la muestra en un recipiente y se lleva al horno a una temperatura de 105°C para secarla hasta peso contante. Posteriormente se remueve la muestra del horno y se lleva a un desecador y se permite su enfriamiento. MediciĂłn materia orgĂĄnica 1. Se coge una muestra que pese aproximadamente de 10 a 40g, se coloca en crisoles tarados o en platos de evaporaciĂłn de porcelana y se pesa. 2. Se coloca el crisol o el plato que contiene la muestra dentro de la mufla durante 6 horas a 445°¹10°C. Se saca la muestra de la mufla, se coloca en un desecador y se permite su enfriamiento. 3. Se remueve del desecador la muestra y se pesa. C. CĂ LCULOS El contenido orgĂĄnico deberĂĄ expresarse como un porcentaje del peso del suelo en el horno de la siguiente forma % đ?‘‘đ?‘’ đ?‘€đ?‘Žđ?‘Ąđ?‘’đ?‘&#x;đ?‘–đ?‘Ž đ?‘‚đ?‘&#x;đ?‘”ĂĄđ?‘›đ?‘–đ?‘?đ?‘Ž =

đ??´âˆ’đ??ľ đ?‘Ľ100, đ??¸đ?‘?đ?‘˘đ?‘Žđ?‘?đ?‘–Ăłđ?‘› 30 đ??´âˆ’đ??ś

DĂłnde: A = Peso del crisol mĂĄs el suelo antes de la igniciĂłn. B = Peso del crisol o plato de evaporaciĂłn despuĂŠs de la igniciĂłn. C = Peso del crisol. 150

ANALISIS MICROBIOLÓGICO A.CONCEPTO La evaluación de calidad microbiológica juega un papel importante dentro de las características que le confieren la calidad a un tipo de agua determinado, ya que su valoración supone un riesgo para la salud humana. B.PRINCIPIO DEL MÉTODO La filtración con membrana se utiliza un con un medio preparado a una temperatura de incubación de 44.5 ±0.2 °C, que permite diferenciar las heces que provienen de las heces de animales de sangre caliente y las procedentes de otras fuentes. El análisis mediante la filtración de membrana lleva de cerca de 24 ±2horas. Este método es capaz de detectar coliformes que crecen pobremente o fermentan lentamente. La cantidad de muestra deberá ser escogida dependiendo del tipo de agua filtrada. En general, se recomienda que la cantidad de muestra sea de 100 ml. El siguiente cuadro muestra los volúmenes sugeridos de muestra para la cuantía de coliformes por la técnica de filtración de membrana (Tabla 9). Tabla 1 . Volúmenes de muestra. Volumen (ml) Fuente de agua 100 50 10 1 0.1 0.01 0.001 Agua para consumo humano

x

Agua de piscina

X

Pozos

X

X

X

Lagos

X

x

X

Aguas marinas

x

Agua de rio efluentes

151

x

X

x

X

X

x

x

x

X

24. TÉCNICA DEL FILTRO MEMBRANA PARA MIEMBROS DEL GRUPO COLIFORME A. PRINCIPIO DEL METODO Este procedimiento se realiza para determinar la densidad de bacterias fecales en una muestra de agua o suelo. Se trata de separar los microorganismos del agua por filtración a vacío a través de membranas filtrantes de 0.45 micras de tamaño de poro, y depositar las membranas con el residuo en cajas de Petri, que contienen un medio de cultivo M-FC para el crecimiento de los microorganismos que se desea determinar, en un soporte de papel de filtro. Todo el material que se utiliza debe estar esterilizado con el objeto de que no exista contaminación externa. El medio de cultivo propuesto es líquido ya que este medio tiene más facilidad para penetrar en los poros de las membranas y bañar la superficie de las mismas. B. EQUIPOS Y MATERIALES       

Placas de cultivo. Unidades de filtración. Filtro de membrana diámetro de poro de 0.45 µm Almohadillas absorbentes (Pads). Pinzas sin dientes esterilizados. Incubadora. Lupa para aumento.

C. REACTIVOS 

Medio M-FC

D. PREPARACIÓN DE REACTIVOS Medio M-FC La necesaria uniformidad obliga a emplear medios deshidratados. Nunca se preparan medios a partir de sus ingredientes básicos, si se dispone de medios deshidratados adecuados. Para la rehidratación se siguen las instrucciones del fabricante. Para este caso y de acuerdo al producto que se tiene, se disuelve el 3.7g del polvo en 100ml de agua purificada o destilada, añadiendo 1ml de ácido rosólico al 1 por 100. Se debe calentar 152

hasta casi ebullición y dejar enfriar. Luego ajustar si es necesario el pH a 7.4.El medio debe ser usado para un solo día, luego desecharlo. E. PROCEDIMIENTO a. En el caso del suelo, en el laboratorio se debe tomar 5g del mismo en un tubo para centrifuga con 10ml de agua destilada y centrifugar a 2000 revoluciones durante 5 minutos. Luego tomar el sobrenadante como muestra para filtrar. b. La selección del tamaño de la muestra dependerá de la densidad bacteriana que se espere, y estará limitada por el grado de turbidez o por el crecimiento de no Coliformes en el medio. Un volumen ideal de muestra es el que proporciona alrededor de 20 a 60 colonias fecales por membrana. c. Se filtran 10 ml de cada muestra si la dilución es menor a estos. d. A cada caja Petri debidamente esterilizadas se pone un pad y se impregna con la pipeta alrededor de 2 a 3 ml del medio M-FC, preparado como se ha descrito, hasta saturar el pad. e. Se coloca con pinzas estériles un filtro de membrana estéril con la trama hacia arriba sobre la placa porosa del receptáculo, se sitúa la unidad de embudo sobre el receptáculo y se fija. Se filtra la muestra diluida o no según el caso y se hace un enjuague final con un poco de agua destilada. La filtración se lleva a cabo bajo un vacío parcial. f. Luego se desconecta el proceso de vacío, se desbloquea y retira el embudo, inmediatamente se quita el filtro de membrana con unas pinzas estériles colocándolo sobre el pad impregnado con el caldo M-FC. g. Se tapa cada caja y se voltea. Luego se llevan a incubación durante 24 ± 2 horas a 44.5°C ± 2°C. h. Las colonias producidas por bacterias Coliformes Fecales en el medio M-FC presentan distintos matices de azul. Las colonias se cuentan a simple vista o mediante la lupa. Usando los Nutrepads, el procedimiento y los materiales cambiaran: EQUIPOS Y MATERIALES:  Nutrepads medio M-FC  Equipo de incubación.  Equipo de filtración  Micropipeta de 100 a 1000 uL  Papel aluminio  Beaker  Membrana filtrante (manipularlas con pinzas estériles)  Mechero 153

Procedimiento: a. El volumen estĂĄndar de la muestra a usar es de 100 ml; sin embargo, esta puede variar usando diferentes diluciones, de acuerdo al origen de la muestra y la cantidad de contaminantes que pueda poseer. b. Usando la membrana de filtraciĂłn se sigue el mismo procedimiento descrito en el ensayo de sĂłlidos. c. Para la preparaciĂłn de la placa de cultivo, primero se debe adecuar un ambiente estĂŠril por medio del uso del mechero, mientras dicha placa se satura con agua destilada entre 2 ml- 3 ml. d. Una vez la muestra sea filtrada, se coloca la membrana sobre la almohadilla que contiene la placa de cultivo, se tapa y a continuaciĂłn se voltea, de tal manera que el caldo moje en su totalidad la membrana. e. Par la incubaciĂłn, se colocan las placas de cultivos ya preparadas dentro de un beaker el cual serĂĄ sellada por medio de una papel aluminio y evitar asĂ­ la humedad dentro de las placas. La incubadora hĂşmeda debe encontrarse a una temperatura de 44.5 Âą0.2 °C, durante 24 Âą2 horas. Una vez pasado el tiempo requerido comienza con el conteo de colonias; las colonias que presentan matices azules son bacterias producidas por coliformes fecales; las colonias de color amarillos pueden ser E.Coli; y las colonias de color gris o cremoso son coliformes no fecales. F. CĂ LCULO La densidad de Coliformes se presenta como el nĂşmero total de colonias de una caja petri por el valor reciproco de la diluciĂłn empleada, es decir: (ver Ecuacion 31) (đ?‘ˆđ??šđ??ś/đ?‘šđ??ż) = nĂşmero de colonias ∗ E , đ??¸đ?‘?đ?‘˘đ?‘Žđ?‘?đ?‘–Ăłđ?‘› 31 Ejemplo: a.Muestra sin duplicado DiluciĂłn: 10−4 No de colonias encontradas: 180 Luego, se tiene: 180 x 104‌‌‌.1.800.000 UFC/mL Ăł 1.8 x 106 UFC/mL

154

b. Muestra con duplicado. Dilución: 103 Caja 1: número de colonias contadas: 37 Caja 2: número de colonias contadas: 45 Caja 1: 37000 UFC/mL Caja 2: 45000 UFC /mL Valor medio:

37000+45000 2

= 41000

Resultado: 41000 UFC/mL o 4,1 x 104 UFC/mL

155

ANÁLISIS DE TOXICIDAD 25. ENSAYO DE TOXICIDAD TOTAL CON BULBOS DE CEBOLLA ALLIUM CEPA L A. CONCEPTO Cuando un bulbo de cebolla (Allium Sp.) se rehidrata se produce una estimulación del crecimiento de las células, lo cual permite la elongación de las raíces de la planta. Sin embargo, cuando la hidratación se lleva a cabo en presencia de sustancias tóxicas, la división celular de los meristemos radiculares puede inhibirse, ya sea retardando el proceso de mitosis o destruyendo las células. Este tipo de alteraciones generalmente impiden el crecimiento normal de la raíz, y por tanto su elongación (Fiskesjo 1985,1993, 1997). B. EQUIPOS Y MATERIALES      

Medidor de pH. Balanza analítica. Tubos de ensayo esterilizados. Gradilla. Pipeta graduada. Agitador.

D. REACTIVOS  

Ácido clorhídrico HCl (3M). Sulfato Cúprico Pentahidratado CuSO4·5H2O. (Control positivo).

E. PREPARACIÓN DE LOS REACTIVOS Control negativo El control negativo se realizó con una muestra de agua de llave. Control positivo Se preparan tres diferentes soluciones de sulfato de cobre (CuSO4·5H2O) diluidas en agua así:

156

Al 25% 25 mg/L Al 15%

15 mg/L

Al 5%

5 mg/L

Preparación de la muestra El valor de pH de todas las muestras debe ser analizado y estandarizado en 7. De esta forma se descarta, que la inhibición en el crecimiento de la raíz pueda ser debido a que tan acida o básica este el agua. Se deben realizar dos tipos de controles, el positivo utilizando solución de sulfato de cobre con el fin de inhibir por completo el crecimiento de la raíz y por otro lado el control negativo, el cual no posee ningún componente causante de inhibición (ej. Agua destilada o agua ultrapura). Ambos controles se realizan con el fin de estandarizar la longitud de las raíces y determinar la toxicidad total. F. PROCEDIMIENTO Selección de los individuos 1. Seleccionar los bulbos de las cebollas que estén libres de contacto con pesticidas, con un diámetro aproximado de 20 mm. 2. Cortar las raíces muertas.

Figura 1. Selección de los bulbos de cebolla 157

MONTAJE DEL EXPERIMENTO a. Retirar cuidadosamente la primera capa de piel de la cebolla, tomando cuidado de no lastimar la superficie donde crece la raíz.

Figura 2. Retirar cascara de la cebolla. b. Determinar los diámetros de las cebollas hicimos uso de un calibrador, con el fin de establecer una medida promedio y lograr uniformidad. c. Medir el pH de las muestras. d. Se exponen 12 bulbos a las muestras correspondientes, situando una por cada tubo con el área radicular en contacto con la solución por 72 horas (3 días). Positivo 1: Sulfato de cobre (CuSO4·5H2O) 25mg/L Efluente Positivo 2: Sulfato de cobre (CuSO4·5H2O) 15mg/L Efluente Positivo 3: Sulfato de cobre (CuSO4·5H2O) 5mg/L Afluente

158

Figura 3. ExposiciĂłn de bulbos con diferentes diluciones e. Se debe reponer hasta 1.5mL por cada tubo cada 24 horas con la muestra correspondiente (por que se pierde por evaporaciĂłn), ayudados de una pipeta Pasteur manteniendo las raĂ­ces inmersas. Los bulbos deben estar alejados de fuentes luminosas, ademĂĄs de permanecer a una temperatura constante de 20 0C. f. Las raĂ­ces son medidas en papel milimetrado, aquellas que sean muy largas o muy cortas deben ser descartadas. G. CĂ LCULOS Porcentajes de inhibiciĂłn (Soluciones al 100%) đ??źđ?‘›â„Žđ?‘–đ?‘?đ?‘–đ?‘?đ?‘–Ăłđ?‘› (%) =

đ??żđ?‘œđ?‘›đ?‘”đ?‘–đ?‘Ąđ?‘˘đ?‘‘ đ?‘šđ?‘’đ?‘‘đ?‘–đ?‘Ž đ?‘?đ?‘œđ?‘›đ?‘Ąđ?‘&#x;đ?‘œđ?‘™ đ?‘›đ?‘’đ?‘”đ?‘Žđ?‘Ąđ?‘–đ?‘Łđ?‘œâˆ’đ??żđ?‘œđ?‘›đ?‘”đ?‘–đ?‘Ąđ?‘˘đ?‘‘ đ?‘šđ?‘’đ?‘‘đ?‘–đ?‘Ž đ?‘šđ?‘˘đ?‘’đ?‘ đ?‘Ąđ?‘&#x;đ?‘Žđ?‘ đ??żđ?‘œđ?‘›đ?‘”đ?‘–đ?‘Ąđ?‘˘đ?‘‘ đ?‘šđ?‘’đ?‘‘đ?‘–đ?‘Ž đ?‘?đ?‘œđ?‘›đ?‘Ąđ?‘&#x;đ?‘œđ?‘™ đ?‘›đ?‘’đ?‘”đ?‘Žđ?‘Ąđ?‘–đ?‘Łđ?‘œ

∗ 100

Ecuación 32 Calculo del CE50 – ensayo de toxicidad con Allium cepa L. De acuerdo con Fiskesjo (1993), el CE50 en el ensayo de toxicidad con Allium cepa L, significa, la dilución de la sustancia estudiada que permite el crecimiento de la raíz del 50% cuando comparada con el control negativo. El cålculo se realiza con la ecuación 33:

đ??śđ?‘&#x;đ?‘’đ?‘?đ?‘–đ?‘šđ?‘–đ?‘’đ?‘›đ?‘Ąđ?‘œ đ?‘‘đ?‘’ đ?‘™đ?‘Ž đ?‘&#x;đ?‘ŽĂ­đ?‘§ (%) =

đ??żđ?‘œđ?‘›đ?‘”đ?‘–đ?‘Ąđ?‘˘đ?‘‘ đ?‘šđ?‘’đ?‘‘đ?‘–đ?‘Ž đ?‘‘đ?‘’ đ?‘™đ?‘Žđ?‘ đ?‘šđ?‘˘đ?‘’đ?‘ đ?‘Ąđ?‘&#x;đ?‘Žđ?‘ đ??żđ?‘œđ?‘›đ?‘”đ?‘–đ?‘Ąđ?‘˘đ?‘‘ đ?‘šđ?‘’đ?‘‘đ?‘–đ?‘Ž đ?‘?đ?‘œđ?‘›đ?‘Ąđ?‘&#x;đ?‘œđ?‘™ đ?‘›đ?‘’đ?‘”đ?‘Žđ?‘Ąđ?‘–đ?‘Łđ?‘œ

∗ 100, EcuaciĂłn 33

En la Tabla 8 se tiene un ejemplo de cĂĄlculo para un experimento realizado aplicando ozono en diferentes tiempos de reacciĂłn. 159

Tabla 8. Datos para cálculo del CE50 % crecimiento tratamiento 1

% crecimiento tratamiento 2

Dilución tratamientos (%)

38,78

64,24

100

44,90

65,31

50

67,35

89,90

25

61,25

80,61

12,5

La concentración CE50 se obtiene de forma gráfica así.

100

Trat 1 Trat 2

Crecimiento de la raiz (%)

75

50

25

CE50=45% 0 0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

Dilucion muestra (%)

Figura 4. Determinación del CE50 para un ensayo de toxicidad utilizando Allium cepa L.

160

BIBLIOGRAFÍA APHA, AWWA, WEF. (2005). Standard methods for the examination of water & wastewater (21st ed.). Baltimore: Port City Press. BARROS DE MACEDO, J. (2005). Métodos laboratoriais de análises físico-químicas e microbiológicas. (2ª.ed).Belo Horizonte: CRQ-MG. ÇEÇEN, F. (1999). Investigation of sustrate degradation and nonbiodegradable portion in several pulp bleaching wastes. Water Science and Technology, 40(11-12), 305-312. DUBOIS, M.; GILLES, K.; HAMILTON, J.; REBERS, P. & SMITH, F. (1956). Colorimetric Method for Determination of Sugars and Related Substances. Analytical Chemistry, 28, 350-356 FUNASA. (2006). Manual práctico de análise de água (2a ed.). Brasília: Fundação Nacional de Saúde. IGAC. (2006). Métodos analíticos del laboratorio de suelos (6a ed.). Bogotá: Instituto Geográfico Agustín Codazzi. MAÑUNGA, T. (2013). Determinación de Azucares en Aguas Residuales. Facultad de ingeniería. Univalle. (Guía de Laboratorio)

161

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