Ntics trevista pdf

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VOL.1

FCIAL, 2014

Primera Edici贸n JULIO 2014

La carrera de Ingeniero Bioquímico es el de formar

profesionales

capaces

de

ejecutar,

supervisar y dirigir las actividades propias para resolver problemas relacionados con las áreas de alimentos, las fermentaciones y los productos biológicos,

además

será

capaz

de

diseñar

productos y tecnologías en las mismas áreas. Con investigación tecnológica en las ciencias de la ingeniería se designa un ámbito de producción de conocimiento tecnológico validado, que incluye tanto el producto cognitivo, -teorías, técnicas, tecnologías, maquinarias, patentes, etc.- como las actividades que desarrollan los ingenieros para producir

y

validar

dichos

productos

y

conocimientos. También se enfoca al diseño de nuevos materiales y tecnologías, es líder en el campo ambiental. El desarrollo de los procesos a gran escala característicos de economías industrializadas es una hazaña de la ingeniería bioquímica. Por otro lado, la bioquímica es la ciencia que estudia (a escala laboratorio) la materia, sus cambios y la energía involucrada. La importancia radica en que todo lo que nos rodea es materia.

Bonilla, César; Zavaleta, Alfonso RESUMEN: Se describe la purificación parcial de la enzima Fosfolipasa A del veneno de Bothrops hyoprorus y la caracterización de sus actividades hemolítica y citotóxica. La actividad fosfolipásica se detectó en dos fracciones de 23 y 12 Kd por cromatografía en Sephadex G-100 y G-50. Las actividades fosfolipásica y hemolítica fueron detectadas en las mismas fracciones. Los ensayos de Western-blot, sugieren que la fracción con 12 Kd es un producto de degradación, in-vitro, del polipéptido mayor. La actividad citotóxica de la fracción fue evidente sólo a elevadas concentraciones, sugiriéndose que moléculas diferentes a Fosfolipasa A serían responsables del efecto cito tóxico del veneno. Palabras claves: Veneno, serpiente, Bothrops hyoprorus, Fosfolipasa, hemolisis, citotoxicidad ABSTRACT We describe the partial purification of the enzyme phospholipase A of the venom of Bothrops hyoprorus and the characyerization of its hemolytic and cytotoxic activities. Phospholipasic activity was detected in two fractions of 23 and 12 Kd through chromatography in Sephadex G-100 and G-50. Both phospholipasic and hemolytic activities were detected in the described fractions. Western blot essays suggest that the 12 Kbd fraction is an in vitro degradation product of the larger polypeptide. Cytotoxic activity of the fraction was evident only at high concentrations, this suggesting that molecules other than phospholipase A are responsible for the venoms cytotoxic effect. Key words: Venom, snake, Bothrops hyoprorus, phospholipase, haemolysis, citotoxicity. INTRODUCCIÓN Las serpientes venenosas del género Bothrops, son responsables de la mayoría de los accidentes ofídicos registrados anualmente en el Perú, los que se caracterizan por presentar hemorragia y necrosis local, sangrado por coagulopatía de consumo, hipotensión, shock, y muerte 1,2,3. El accidente ocurre principalmente en áreas rurales donde la cobertura de salud es deficitaria 4,5,6,7,8. Bothrops hyoprorus "jergón" es una serpiente reportada en selva baja (Loreto), que alcanza a medir 100 cm, sindicada corno responsable de casos de envenenamiento en humanos, careciéndose de estudios sobre la bioquímica y farmacología de su veneno 9. Recientemente se ha relacionado la actividad de Fosfolipasa A con la miotoxicidad 11, la neurotoxicidad y la letalidad del veneno 10,12,13.14, obteniéndose técnicas para la estandarización de antivenenos comerciales a través de la medición de la actividad de la Fosfolipasa A. Asimismo, se ha correlacionado la potencia antiletal de los sueros con la inhibición específica de dicha actividad 1,15. La hemólisis in vivo postulada en la década de los 40 para los venenos, en el género Bothrops, es poco frecuente. Los estudios efectuados con venenos de otras especies han mostrado la existencia de factores líticos directos en los venenos de elápidos pero no en venenos de vipéridos de los géneros Bothrops y

Lachesis 16,17,18. La hemólisis in vitro (indirecta) es reportada en muchos venenos ofídicos. El factor responsable (factor lítico indirecto) ha sido asociado a la presencia de la enzima Fosfolipasa A2 (EC.3.1.1.4.) en el veneno, la que actúa sobre una fuente exógena de lecitina y genera lisofosfátidos con acción lítica sobre los etitrocitos. MATERIAL Y METODOS VENENO OFÍDICO. Se utilizó veneno desecado cristalizado obtenido en el serpentario del Instituto Nacional de Salud en Lima, a partir de ejemplares adultos de B. hyoprorus (Loreto, Perú). DETERMINACIÓN DE PROTEÍNAS. El contenido proteico del veneno fue estimado por el método de Lowry modificado por Stauffer 25 usando como estándar albúmina sérica bovina (BSA) (1 mg/mL = 0,66 Abs 280 nm). FRACCIONAMIENTO DEL VENENO. Para los ensayos, el veneno cristalizado fue reconstituido con una solución de acetato de sodio 50 mM pH 3, centrifugándolo por 10 minutos a 3000 r.p.m. antes de su uso. 100 mg de veneno cristalizado de B. hyoprorus fueron diluídos en 1 mL de solución de acetato de sodio 50 mM pH 3, centrifugado por 10 minutos a 3000 r.p.m. y aplicado a una columna de 90 x 1,8 cm de gel Sephadex G-100 Super fino (Pharmacia, Suecia), calibrada y eluída a temperatura ambiente con buffer acetato de amonio 0,2M pH 8,4, a flujo constante de 6,3 mL/ hora. Las fracciones eluidas (2,1 mL/tubo) se colectaron en un colector de fracciones y la absorbancia a 280 nm fue registrada espectrofotométricamente. DETERMINACIÓN DEL PESO MOLECULAR APARENTE El peso molecular aparente de las fracciones fue estimado mediante filtración en gel Sephadex y electroforesis en gel de poliacrilamida: a) Luego de la filtración en columna de gel Sephadex G- 100 s.f. se gráfica el logaritmo del peso molecular de las fracciones eluídas versus la constante de distribución (Kav=vi/vo) de las fracciones y estándares proteicos de peso molecular conocido: Azul de dextrano (2000 Kd, Pharmacia), Albúmina Sérica Bovina (66 Kd, Sigma), Anhidrasa Carbónica (29 Kd, Sigma), Citocromo C (12,4 Kd, Sigma) y Aprotinina (6,5 Kd, Sigma). b) Electroforesis en gel de Poliacrilamida en condiciones desnaturalizantes 26 (SDS-PAGE). Se empleó geles verticales de SDS-PAGE al 14% en buffer Tris-Glicina (0,25M-1,92M, SDS 1%) bajo corriente constante de 13 mA durante 5 horas. Se utilizó estándares similares a los descritos para la técnica de filtración en gel.

ISOELECTRO ENFOQUE Para la determinación del punto isoeléctrico de las fracciones se utilizó la metodología empleada por Berheimer, Weinstein y Linder.

ACTIVIDAD HEMOLITICA 16,28 La actividad hemolítica del veneno fue ensayada en eritrocitos humanos lavados obtenidos de donadores O Rh positivos y mantenidos en suspensión con tampón glicina -NaCl (glicina 0, 1 M en cloruro de sodio al 0,6%) a pH 5,8. La actividad hemolítica directa e indirecta fue evaluada en tubo y en placa respectivamente, por los métodos siguientes: a) Hemólisis en tubo, en forma similar al utilizado por Martínez, Bonilla & Zavaleta (1989) para veneno de B. barnetti, determinando la cantidad de hemoglobina liberada mediante la técnica de la cianometahemoglobina que emplea el reactivo de Drabkin. La actividad hemolítica se expresó como Unidad Específica de Hemólisis Directa (U.E.H.D.) o Indirecta (U.E.H.I.) según sea el caso:

UEHD= % de Hemólisis directa mg Proteína UEHI= % de Hemólisis indirecta mg Proteína % Hemólisis =

HL HTx 100

Donde : HL = Hb HT = Hb Total (con Tritón X- 100)

liberada

por

tratamiento

a.1) Hemólisis directa en tubos conteniendo 0,2 mL de eritrocitos lavados y 1,6 mL de buffer glicina NaCl a los que se adicionó en un ensayo típico, 0,2 mL de solución de veneno (9,4 - 564 ug/mL), y se incubó por 20 minutos a 37ºC, luego de los cuales se procedió a centrifugar la suspensión a 1000 r.p.m. durante 20 minutos, cuantificándose la hemoglobina liberada en el sobrenadante. El efecto del tiempo de incubación sobre la hemólisis directa fue estudiado para tiempos de incubación de hasta 2 horas. a.2) Hemólisis indirecta (método de Grassmann y Hanning,16). Una mezcla de veneno (0,5 mL, 18,8 - 94 ug/mL) y 0,5mL de suspensión de yema de huevo al 6,4% en buffer Tris-HCl 50 mM pH 7,5 se preincuban a 37ºC durante 30 minutos, 0,2 mL del hidrolizado obtenido es ensayado en el sistema de hemólisis indirecta, incubando la mezcla a 37ºC por 1 hora, al cabo de los cuales se centrifuga la mezcla y se mide la hemoglobina liberada en el sobrenadante. El efecto del tiempo de incubación sobre la hemólisis indirecta fue estudiado para tiempos de incubación de 30 minutos a 2 horas.

b) Hemólisis en placa de agar. b.1) Hemólisis directa en placa: Las placas se preparan mezclando partes iguales de agar SIGMA tipo 1 de baja electroendósmosis al 1% y agar DIFCO de alta electroendósmosis al 1% preparados en buffer acetato de sodio 0,05 M a pH 7,5 y adicionando 2 mL de eritrocitos lavados a 40ºC. Luego de homogenizar la mezcla, se reparte en placas de vidrio de 10x10cm, y luego de la gelificación se practican agujeros de 3 mm de diámetro en el gel para adicionar el veneno (9,4 - 94 ug/mL). Las placas conteniendo veneno y control salino, se incubaron a 37ºC, por períodos variables de tiempo (0 - 120 minutos), midiéndose a continuación el diámetro (mm) del halo producido con un Vernier. b.2) Hemólisis indirecta en placa: Se empleó el método de agar yema de huevo-eritocitos modificado por Da Silva 19, preparada agregando 1 mL de suspensión de yema de huevo al 85% en acetato de amonio 100 mM pH 7,4 al agar base a 50ºC y luego de llevar a temperatura de 45ºC se agregó 1 mL de eritrocitos lavados. Procediéndose a homogenizar la mezcla, y repartirla en placas de vidrio de 10x10cm. Se deja gelificar y se practicaron agujeros de 3 mm de diámetro en el gel, para adicionar el veneno (9,4 94 ug/mL). Las placas conteniendo veneno y control salino, se incubaron a 37ºC, por períodos variables de tiempo (15 - 120 minutos), midiéndose a continuación con un Vernier, el diámetro (mm) del halo. La actividad hemolítica directa e indirecta en placa se expresa como Unidad Hemolítica Directa (UHD) ó Indirecta (UHI) según sea el caso:

UHD= Diámetro de Hemólisis directa (mm) hora x mg Proteína UEHI= Diámetro de Hemólisis indirecta (mm) hora x mg Proteína

ACTIVIDAD DE FOSFOLIPASA A2. La actividad es determinada por la disminución de la turbidez de una suspensión de yema de huevo por acción de la Fosfolipasa sobre la lecitina de la yema, cuantificada a 925 nm. La actividad fosfolipásica se evaluó en dos sistemas: en tubo y en placa. a) En tubo (método turbidimétrico de Marinetti 29. Se incubó 100 uL de veneno (18,8 - 94 ug/mL) con 200 uL de una suspensión de yema de huevo al 5% (60 a 70% de lecitina correspondientes a 0,6 unidades de absorbancia a 925 nm) en buffer Tris-HCI 50 mM a pH 7,5 y 800 uL de NaCl 0,85%. Se estudió el efecto del tiempo de incubación (0 a 2 horas), sobre la actividad fosfolipásica del veneno. Una Unidad de actividad específica de Fosfolipasa (UEF), se expresa como la cantidad de enzima capaz de producir la disminución de la turbidez de la mezcla en una miliunidad de absorbancia a 925 nm, por minuto.

UEF = UF mg de Proteína Siendo: UF. = (Abs. 0´- Abs. 10´) x 1000 tiempo (10 minutos)

b) En placa, se empleó el método de Habermann y Hardt 30 que mide la formación de un halo claro producto de la hidrólisis de la lecitina por la Fosfolipasa. La placa de agar yema de huevo es preparada agregando 1 mL de suspensión de yema de huevo al 85% en acetato de amonio 100mM pH 7,4, al agar base a 50ºC. Luego se homogeniza la mezcla y se reparte en las placas. Después de la gelificación se practican agujeros de 3 mm de diámetro para adicionar el veneno (9,4 - 94 ug/mL) o salino como control. Las placas conteniendo veneno y control salino, se incubaron a 37ºC por períodos variables de tiempo (15-120 minutos), midiéndose a continuación con un Vernier, el diámetro (mm) del halo. La enzima Fosfolipasa A de Páncreas Porcino (SIGMA P-6534) con actividad de 14500 unidades/mL (Una unidad hidroliza 1uM de L-α-fosfatidilcolina de soya hasta L-α-lisofosfatidilcolina y ácido graso por minuto a pH 8,0 y 37ºC fue empleada como estándar. UHD= Diámetro de Hidrólisis (mm) x hora mg Proteína

ENSAYOS DE AUTODIGESTIÓN: Para evaluar la estabilidad de las fracciones, estas se sometieron a autodigestión incubándolas durante 18 horas a 23ºC y luego cromatografíandolas según lo descrito para filtración en Sephadex. INMUNIZACIÓN EN CONEJOS. Se inmunizaron dos conejos Nueva Zelanda (machos de 1,5 Kg), empleando dosis de 0,1 mL de veneno (10 mg/mL), según el esquema mostrado en la Tabla 1. Tabla N° 1 Esquema de inmunización para veneno de B. hyoprorus y sus fracciones en conejos.

La presencia o ausencia de anticuerpos en el suero de conejo inoculado con veneno fue evaluada empleando la técnica de inmunodifusión radial en gel de Ouchterlony 31. Para la inmunodifusión se ernpleó Agarosa Tipo II-Low (Sigma) al 1 % en buffer barbital (Sigma) a pH 8,6 con un diseño de un pozo central y 6 periféricos equidistantes. En el pozo central se colocó el suero obtenido experimentalmente ó el suero comercial antibotrópico polivalente nacional 32 (INS/MINSA, Perú) y en los restantes, el veneno control y las fracciones obtenidas de la purificación dejándose difundir las muestras durante 48 horas a 4ºC. A continuación las placas se tiñieron con 0,1 % Coomassie Blue 250-R (Sigma), y se decoloró en una solución 5:5:2 (v/v) de metanol, agua destilada y ácido acético glacial. RESULTADOS CONTENIDO PROTEICO El contenido proteico del veneno cristalizado fue estimado en 94,3% por el m6todo de Lowry. FILTRACIÓN EN GEL SEPHADEX El veneno fraccionado en Sephadex G-100 s.f. (Figura 1) eluyó en tres fracciones (FI, FII y FIII). Las actividades hemolítica indirecta (Vi/Vo = 1,77-2,14) y fosfolipásica (Vi/Vo = 1,542 - 2,28) eluyeron conjuntamente en la fracción FII. La fracci6n FII fue reunida, concentrada mediante liofilización y recromatografiada bajo las mismas condiciones, obteniéndose la fracción FIIa con Vi/Vo muy similar a FII (1,88 - 2,0 para la actividad hemolítica y 1,41 - 2,25 para la actividad fosfolipásica) (Figura 2). Luego de la filtración en Sephadex G- 100 s.f. se logró una purificación de 2,11 veces para la actividad de Fosfolipasa. (Tabla 2) La fracción FIIa fue concentrada y filtrada en Sephadex G-50f eluyendo en dos picos mayores de los cuales solo en el primero de ellos, FIIa 1, se detectó la actividad fosfolipásica. (Figura 3)

Fig. 1: Filtración en gel Shepadex G-100 s.f del veneno de B. hyoprorus. 100 mg de veneno diluido se aplicaron a una columna de 90 x 1.8 cm de gel Shepadex G-100 S.f y se eluyeron a temperatura ambiente (22-25°) con buffer acetato de amonio 0.2M pH 8.4, a un flojo de 6.3 mL/hora. Las fracciones eluidas (2.1 mL/tubo) se colectaron en un colector de fracciones. La barra horizzontal muestra el pool de tubos, la Actividad Fosfolipásica y Hemolítica Indirecta. Se detecto en la fracción FII.

Fig. 2: Filtración en gel Shepadex G-100 s.f de la fracción FII del veneno de B. hyoprorus. Las condiciones experimentales fueron similares a las descritas en la figura 1. La barra horizontal muestra el pool de tubos cpn Actividad Fosfolipásica y Hemolítica Indirecta (fracción FIIa1).

Fig. 3: Filtración en gel Shrapadex G-50 f de la fracción FIIa del veneno de B. hyoprorus. 20 mg de la fracciónFIIa fueron aplicados a una columna de 100 x 1.0cm de Gel Shepadex G-50 F y eluidas a temperatura ambiente con buffer bicarbonato de amonio 200 mM pH 8.4, a flujo constante de 6.0 mL/hora. Se colectaron fracciones de 2.0 mL/tubo. La barra horizontal muestra el poll de tubos con Actividad Fosfolipásica y Hemolítica Indirecta /fracción FIIa1).

Fig. 4: Esquema de SDS-PAGE del veneno cristalizado de B. hyoprorus y de las fracciones aisladas: FII, FIIa y FIIa1, estándares de peso molecular (BSA=66 Kd, Anhidrasa carbónica=29Kd, Citocromo C=12.4 Kd y Aprotinina=6.5 Kd).

Tabla N° 2 Fraccionamiento del veneno de B. hyoprorus en gel Shepadex G-100 s.f y actividad fosfolipásica.

CITOTOXICIDAD El veneno presentó actividad citotóxica directa mediada por sustrato e indirecta. Los efectos obtenidos son mostrados en la Tabla 3.

Tabla N° 3 Citotoxicidad en macrófagos peritoneales de ratón, inducida por el veneno cristalizado y la fracción fosfolipásica FIIa1 de Bothrops hyoprorus sobre macrófagos

DISCUSIÓN El veneno de la serpiente B. hyoprorus posee actividad hemolítica y citotóxica, así como la enzima Fosfolipasa A. Ambas actividades hemolítica indirecta y Fosfolipasa A, se encuentran íntimamente ligadas y coeluyen en el pico FII obtenido en columnas de Sephadex G 100. Esta asociación se ha reportado también en otros venenos de serpientes 2,16,30,35. La filtración en gel, como método inicial de fraccionamiento y purificación, permitió detectar dichas actividades en una fracción definida (FIIa 1). La fracción FIIa 1 posee capacidad antigénica, demostrada mediante la técnica de Dot-ELISA a pesar de que los anticuerpos de conejo no fueron capaces de inmunoprecipitar a la fracción FIIa 1 en la prueba de inmunodifusión radial, a diferencia de los anticuerpos presentes en el antiveneno equino. Esto puede explicarse por posibles diferencias en la capacidad de unión entre complejos antígeno-anticuerpo, como reportan otros autores. El polipéptido proteasa resistente de 23 ± 0,5 Kd no mostró capacidad antigénica, ya que el suero hiperinmune de conejo no fue capaz de detectarla en los experimentos de autodigestión, a pesar de ser visible por tinción con azul de coomassie. Los venenos botrópicos provocan severos daños locales, que incluyen la hemorragia, coagulación y necrosis local. En el modelo de citotoxicidad en macrófagos de ratón, se demuestra que el veneno cristalizado posee acción citotóxica directa. BIBLIOGRAFÍA 1. Olascoaga, M.E.; Zavaleta, A. Farmacología del veneno de Bothrops pictus (Jergón de costa). Rev. Cuerpo médico-Hosp. Guillermo Almenara Irigoyen. 1990;1: 31-34. 2. Rosenfeld G. Symptomatology, pathology and treatment of snake bites in South America. In: Venomous animals and their venoms. Bucherl W., Buckley E. ed. First edition, New York: Academic Press; 1971: 345-381. 3. Otero R. Manual de diagnóstico y tratamiento del accidente ofídico. Edit. Universidad de Antioquia. Colombia. 1994. 4. Arévalo, J. Ofidismo en Loreto. Tesis para optar el grado de Bachiller en Medicina, Universidad Nacional Mayor de San Marcos. Perú. 1965. 5. Silva, J.J. Las serpientes del género Bothrops en la amazonía colombiana. Aspectos biomédicos (Epidemiología, clínica y biología del ofidismo). Acta médica Colombiana 1989; 14: 148-165. 6. Chang N.J., Zavaleta A. Ofidismo en el Hospital General de La Merced: estudio retrospectivo de 116 casos. Diagnóstico. 1987; 20(4): 115-120.

Caridad M. García; Jacqueline Aylema Romero Díaz; Orestes Darío López; Viviana Fuste Moreno RESUMEN INTRODUCCIÓN: resulta de interés establecer una tecnología propia para la elaboración y el establecimiento de especificaciones de calidad en diversas formulaciones sólidas de extractos secos de Passiflora incarnata L. (pasiflora), Matricaria recutita L. (manzanilla) y Morinda citrifolia L. (noni). OBJETIVOS: realizar los estudios fitoquímicos y analizar parámetros de control de calidad de los extractos secos de Passiflora incarnata L., Matricaria recutita L. y Morinda citrifolia L. MÉTODOS: para el estudio fitoquímico por cromatografía en capa delgada se emplearon técnicas simples, rápidas, selectivas y con equipamiento mínimo para determinados compuestos. Para el análisis de los parámetros de calidad, se aplicaron los ensayos descritos en la Norma Ramal del Ministerio de Salud

Pública

(NRSP

309).

RESULTADOS: se comprobó la presencia de flavonoides, aminoácidos, aminas, azúcares y oligosacaridos en los 3 extractos secos estudiados. En el de M. citrifolia se observó además la presencia de compuestos antraquinónicos y terpenos, mientras que en M. recutita se identificó la presencia de coumarinas. CONCLUSIONES: los resultados obtenidos demostraron que los 3 extractos se encuentran dentro de los límites establecidos para su empleo como principio activo de origen natural. Palabras clave: Passiflora incarnata, Matricaria recutita, Morinda citrifolia, flavonoides, aminoácidos, aminas, azúcares, oligosacáridos. ABSTRACT INTRODUCTION: it is interesting to develop our own technology to work out and to set quality specifications for different solid formulations of Passiflora incarnata L. ((passiflora), Maricaria recutita L.

(chamomile)

and

Morinda

citrifolia

L.

(noni)

dry

extracts.

OBJECTIVES: to conduct phytochemical studies on and to examine the quality control parameters of Passiflora incarnata L. Maricaria recutita L. and Morinda citrifolia L. (noni) dry extracts.

METHODS: for the phytochemical study based on thin layer chromatography, quick, simple and selective techniques were used, and minimal amount of equipment was employed for certain compounds. The analysis of the quality control parameters included the assays described in the Branch Standard

of

the

Ministry

of

Public

Health

known

as

NRSP

309.

RESULTS: flavonoids, aminoacids, amines, sugars and oligosaccharides were found in the three dry extracts under study. Antraquninone compounds and terpens were observed in the M. citrifolia extract whereas

coumarins

were

present

in

the

M.

recutita

leaf

extract.

CONCLUSIONS: the results proved that the three extracts are within the set limits for their use as natural active principle. Key words: Passiflora incarnata, Matricaria recutita, Morinda citrifolia, flavonoids, aminoacids, amines, sugars, oligosaccharides. INTRODUCCIÓN Passiflora incarnata L., conocida como pasiflora, es una planta que se le ha comprobado experimentalmente acción sedante sobre el sistema nervioso. Otras propiedades atribuidas son su efecto contra cólicos, epilepsia, neuralgia, neurosis, etc.1 Entre los componentes de la planta se encuentra un glicósido cianógeno denominado cianocarcina, además se le han encontrado alcaloides y flavonoides (responsables del efecto sedante). Se ha reportado también la presencia de ácidos hidrociánico, cítrico, málico, pantoténico y tánico.1-4 Matricaria recutita L. (manzanilla) se conoce por sus propiedades medicinales como: sedante, tónica, carminativa, antiespasmódica, antiséptica, entre otras; posee un uso variado en la preparación de licores y en la industria de cosméticos (talcos, cremas, champúes, dentríficos contra la inflamación de la boca, encías, entre otras).5 A Morinda citrifolia L. (noni) se le atribuyen efectos relacionados con actividad antibacteriana, antiviral, antifúngica, antitumoral, antihelmíntica, analgésica, antiinflamatoria, hipotensora e inmunoestimulante.6 Estudios realizados en Cuba, específicamente en el Centro de Investigaciones y Desarrollo de Medicamentos (CIDEM), han demostrado que presenta actividad antiinflamatoria y analgésica. Los extractos secos de P. incarnata, M. recutita y M. citrifolia tienen múltiples utilidades en la industria farmacéutica, en el desarrollo de nuevas formas farmacéuticas, por su alta estabilidad del material de partida y su fácil transportación.

Teniendo en cuenta las propiedades demostradas por otros autores y la tendencia a desarrollar la Medicina Natural Tradicional en Cuba, se realizaron los estudios fitoquímicos y el análisis de los parámetros de control de la calidad a 3 extractos secos de especies diferentes, con el objetivo de conocer sus componentes (principios activos) y de este modo contar con un basamento científico para su empleo en la cura de diversas enfermedades en la atención primaria de salud, con vistas a su futura obtención para la elaboración de productos farmacéuticos.7-9 OBJETIVOS Realizar los estudios fitoquímicos y analizar parámetros de control de calidad de los extractos secos de Passiflora

incarnata

L.,

Matricaria

recutita

L.

y

Morinda

citrifolia

L.

MÉTODOS En el presente trabajo se utilizaron extractos de Passiflora incarnata L., Matricaria recutita L. y Morinda citrifolia L., estos extractos se prepararon a partir de extractos fluidos y todos se hicieron con material vegetal seco. A continuación se relacionan el número de herbario para cada una de las plantas empleadas, así como la parte utilizada y el menstruo de extracción (tabla 1). Las muestras empleadas en la realización del trabajo fueron preparadas de la manera siguiente: se pesaron 0,1 g de cada uno de los extractos secos objetos de estudio y se disolvieron en 20 mL de metanol, después fueron concentradas mediante un baño de agua por 30 min y evaporados hasta obtener 2 mL, una vez concentradas se aplicaron en cada una de las placas cromatográficas 10 µL de cada muestra. En la tabla 2 se relacionan las fases móviles y los reveladores empleados en el estudio fitoquímico, por cromatografía en capa delgada, realizados a cada uno de los extractos evaluados, con el objetivo de identificar componentes activos.

Tabla 2. Condiciones empleadas para el estudio fitoquímico Componentes

Fases móviles

Reveladores

Aceites esenciales y terpenos

Tolueno:acetato de etilo (95:5)

Anisaldehído-ácido sulfúrico.

Flavonoides

Tolueno:acetato de etilo:acetona:ácido fórmico (5:2:2:1); cloroformo:metanol:amoniaco concentrado (4:1:0.1); acetato de etilo:metanol:agua (10:1.5:1); acetato de etilo:ácido acético:ácido fórmico:agua (10:1:1:2)

Solución de ácido bórico 10 % y solución de ácido oxálico 10 % (2:1)

Glicósidos terpenoides

Cloroformo:metanol:amoniaco concentrado (4:1:0.1); n-butanol:etanol:amoniaco concentrado:agua (7:2:2:3)

Anisaldehído-ácido sulfúrico

Aminoácidos y aminas

n-propanol:acetato de etilo:agua:ácido acético (4:3:2:1)

Ninhidrina

Azúcar y oligosacáridos

n-propanol:acetato de etilo:agua:ácido acético (4:3:2:1)

Α-naphtol-ácido sulfúrico

Alcaloides

Cloroformo:metanol:amoniaco concentrado(4:1:0.1)

Dragendorff y solución de ácido sulfúrico10 %

Compuestos antraquinónicos y coumarinas

Acetato de etilo:metanol:agua (10:1.5:1)

Solución etanólica de KOH 10 %; Solución de ácido bórico 10 % y solución de ácido oxálico 10 % (2:1)

Las muestras de extractos secos fueron sometidas a un análisis farmacognóstico descrito en la norma ramal de salud pública (NRSP) 309 del Ministerio de Salud Pública (MINSAP). Se le realizaron los ensayos siguientes: ·Determinación de humedad · Determinación de cenizas totales y cenizas ácidas insolubles.

residual.

Para llevar a cabo estos ensayos se empleó una balanza analítica digital Sartorius MC 1, AC 210s, estufa HS 62 A y mufla Phoenix Gurnaces Tipo MRB 3-01.

RESULTADOS En la tabla 3 se pueden apreciar los compuestos presentes en los extractos secos de P. incarnata, M. recutita y M. citrifolia

En la tabla 4 se reportan los resultados de los parámetros de calidad para cada uno de los extractos secos estudiados.

DISCUSIÓN Se obtuvieron respuestas positivas para una gran diversidad de grupos funcionales de compuestos; se comprobó la presencia de flavonoides, aminoácidos, aminas, azúcares y oligosacáridos en los 3 extractos secos estudiados. Estos resultados se encuentran en correspondencia con lo reportado para esta especie,4 donde se identifica y cuantifica el contenido de flavonoides totales en P. incarnata. En el de M. citrifolia se observó además la presencia de compuestos antraquinónicos y terpenos, mientras que en M. recutita se identifica la presencia de coumarinas; estos resultados coinciden con los reportados en la literatura para cada una de estas especies.

Los porcentajes de humedad obtenidos fueron inferiores al límite considerado como adecuado por las farmacopeas10 para evitar el crecimiento microbiano (< 14 %), los resultados de las cenizas totales fueron inferiores a 5 %, mientras que las cenizas insolubles en medio ácido se encuentran dentro de los límites establecidos (< 5 %), al nivel nacional, por el Centro para el Control Estatal de los Medicamentos (CECMED), para el registro de productos de origen natural, en la Regulación 28/02 - Requisitos para las solicitudes de inscripción, renovación y modificación en el registro de medicamentos de origen natural de uso humano. En el presente trabajo se demostró que los 3 extractos secos de M. citrifolia, M. recutita, P. incarnata tienen en su composición flavonoides, aminoácidos, aminas, azúcares y oligosacáridos, mientras que los extractos de M. citrifolia y de M. recutita poseen además compuestos antraquinónicos, terpenos y coumarinas, respectivamente. Además, los resultados obtenidos del análisis de 3 parámetros evaluados a varios lotes de los extractos secos, demostraron que los 3 se encuentran dentro de los límites establecidos para su empleo como principio activo de origen natural.

REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS 1. Plantas Medicinales. FITOMED. La Habana: Editorial Ciencias Médicas; 1991. p. 75. 2. Duke JA. Handbook of Medicinal Herbs. Boca Ratón: CRC Press; 1991. p. 15. 3. Buchbauer C, Jirovetz JW. Passiflora and lemo-blossoms: Motility effects after inhalation of essential oil and of some of the constituents in animals experiment. Arch Pharm. 1992;325:247-8. 4. Schmidt PC, González OG. Passion flower herb. Determination of total flavonoid content of Passiflorae herbs. Dtsch Apoth Ztc. 1993;133:17-20. 5. Acosta, de la Luz L. Proporciónese salud. Cultive plantas medicinales. La Habana: Editorial Científico-Técnica; 1995. p.12-225.

Marilyn Hernández-Medina; Juan Gabriel Torruco-Uco; Luis Chel-Guerrero; David BetancurAncona* RESUMEN Se realizó la evaluación de las propiedades fisicoquímicas y funcionales de almidones de tubérculos: makal (Xanthosoma yucatanensis), camote (Ipomea batata), yuca (Manihot esculenta Crantz) y sagú (Marantha arundinacea). El tamaño promedio de los gránulos de almidón varió de 10,6 a 16,5 µm. La amilosa fue de 23,6, 19,6, 17,0 y 22,7%, para el makal, camote, yuca y sagú. Las temperaturas de gelatinización fueron de 78,4, 61,3, 65,2 y 74,9 °C, respectivamente. El almidón de yuca fue el que presentó mayor poder de hinchamiento y solubilidad. La viscosidad máxima fue para el almidón de yuca. El almidón de camote presentó la mayor claridad de gel (51,8%) y el de makal, la menor (10,9%). El almidón de yuca fue el más elástico (36,2%). Los almidones de makal y de sagú pueden ser utilizados en productos que requieren altas temperaturas de procesamiento. Los almidones de camote y de yuca pueden ser incluidos en sistemas alimenticios como espesantes, estabilizantes y gelificantes en alimentos refrigerados y congelados. Palabras-clave: almidón; makal; camote; yuca; sagú; propiedades funcionales. RESUMO Foram avaliadas as propriedades físico-químicas e funcionais de amidos dos seguintes tubérculos: makal (Xanthosoma yucatanensis), batata-doce (Ipomea batata), mandioca (Manihot esculenta Crantz) e araruta (Marantha arundinacea). O tamanho médio dos grânulos de amido variou de 10,6 a 16,5 µm. A amilose foi de 23,6, 19,6, 17,0 e 22,7%, para makal, batata-doce, mandioca e araruta. As temperaturas de gelatinização foram de 78,4, 61,3, 65,2 e 74,9 °C, respectivamente. O amido de mandioca foi o que apresentou maior poder de inchamento e solubilidade. A viscosidade máxima foi para o amido de mandioca. O amido de batata-doce apresentou a maior claridade de gel (51,8%) e o amido de makal, a menor (10,9%). O amido de mandioca foi o mais elástico (36,2%). Os amidos de makal e de araruta podem ser utilizados em produtos que requerem altas temperaturas de processamento. Os amidos de batata-doce e de mandioca podem ser incluídos em sistemas alimentícios como espessantes, estabilizantes e geleificantes, em alimentos refrigerados e congelados. Palavras-chave: amido; makal; batata-doce; mandioca; araruta; propriedades funcionais. INTRODUCCIÓN El almidón es una materia prima con un amplio campo de aplicaciones que van desde la impartición de textura y consistencia en alimentos hasta la manufactura de papel, adhesivos y empaques biodegradables (ZHAO; WHISTLER, 1994).

Debido a que el almidón es el polisacárido más utilizado como ingrediente funcional (espesante, estabilizante y gelificante) en la industria alimentaria, es necesario buscar nuevas fuentes de extracción, ya que con una producción mundial de 48,5 millones de ton/año (FAOSTAT, 2001), existe una demanda insatisfecha del mismo. De las calorías consumidas por los humanos, cerca del 70 al 80% provienen del almidón. Es la principal fuente de almacenamiento de energía en los vegetales, ya que se encuentra en grandes cantidades en las diversas variedades de plantas, como, por ejemplo, en los granos de cereales, los cuales contienen entre 60 y 75% de su peso seco de almidón, así como también, puede encontrarse en tubérculos, semillas de leguminosas y en algunas frutas, y su concentración varía con el estado de madurez de los mismos (THOMAS; ATWELL, 1999). Los almidones nativos de las diferentes especies de vegetales tienen como característica fundamental que sus propiedades fisicoquímicas y funcionales estarán influenciadas por sus estructuras granular y molecular (WANG; WHITE, 1994a). Las propiedades más importantes a considerar para determinar la utilización del almidón en la elaboración de alimentos y otras aplicaciones industriales incluyen las fisicoquímicas: gelatinización y retrogradación; y las funcionales: solubilidad, hinchamiento, absorción de agua, sinéresis y comportamiento reológico de sus pastas y geles (WANG; WHITE, 1994b). En virtud de que las fuentes convencionales más importantes para la extracción de este polisacárido son los granos de cereales como el maíz, trigo, arroz y sorgo; tubérculos como la papa, yuca, boniato y sagú; encontrándose también en hojas, semillas de leguminosas y frutas (BETANCUR-ANCONA et al., 2004), la tendencia actual es buscar fuentes no convencionales como alternativas para obtener almidones que presenten diversas características fisicoquímicas, estructurales y funcionales, que amplíen la gama de usos en la industria. Entre las materias primas que pueden ser utilizadas como nuevas fuentes de extracción de este polímero se encuentran los tubérculos, ya que estos juegan un papel significativo en el sistema global de alimentación y contribuyen a los requerimientos energéticos de más de 2 millones de personas en los países en vías de desarrollo. Los cultivos más importantes de raíces y tubérculos a nivel mundial son la yuca (Manihot esculenta), batata (Ipomea batata), papa (Solanum tuberosum), ñame (Dioscorea spp.), ocumo (taro, ayutia = Colocasia esculenta) y tannia (Xanthosoma spp.). En conjunto, estos cultivos ocupan cerca de 50 millones de hectáreas en el mundo (CIAT, 1997). En la Península de Yucatán en México, las raíces y tubérculos que se cultivan en las milpas de los agricultores son de origen americano. Cuatro se cultivan desde antes de la conquista (el makal, el camote, la yuca y la jícama) y las otras dos (el sagú y la papa), aunque americanas, fueron introducidas por los españoles. OBJETIVO La extracción y caracterización fisicoquímica y funcional de almidones de fuentes poco comunes o no convencionales, como el makal (Xanthosoma yucatanensis), el camote (Ipomea batata), la yuca (Manihot esculenta Crantz) y el sagú (Marantha arundinacea), que se cultivan en el estado de Yucatán, México.

MATERIAL Y MÉTODOS Extracción de almidones Para la extracción de los almidones se utilizaron rizomas frescos de makal (Xanthosoma yucatanensis), camote (Ipomea batata), yuca (Manihot esculenta Crantz) y sagú (Marantha arundinacea), los cuales fueron pelados y cortados en cubos de aproximadamente 3 cm por cada lado y fueron remojados durante 30 minutos en una solución de bisulfito de sodio con una concentración de 1500 ppm, en una relación 1:3 (p/v). Los cubos se molieron en un procesador de alimentos (Moulinex), durante 2 minutos, para reducir el tamaño de partícula. La masa resultante se pasó a unos recipientes que contenían una solución de bisulfito de sodio con una concentración de 1500 ppm de S02, en una relación 1:1 (v/v). La lechada de almidón se filtró en coladores de tela plástica (malla 80), para eliminar la fibra, y el filtrado se dejó sedimentar a 4 °C, durante 4 horas. Transcurrido este tiempo, la mayor parte del líquido sobrenadante se eliminó por sifoneo y la lechada de almidón se lavó tres veces con agua destilada, centrifugando en el último lavado a 2500 rpm, durante 12 minutos, en una centrífuga Mistral 3000i, con la finalidad de recuperar el almidón. Posteriormente, se secó en una estufa de convección a 55 °C, durante 24 horas, y se molió en un equipo Cyclotec hasta obtener un polvo (malla 100), el cual se almacenó en frascos de plástico con cierre de tapa hermética para su posterior uso (NOVELO-CEN; BETANCUR-ANCONA, 2005). Apariencia microscópica La forma y tamaño de los gránulos se determinó por el método de Mac Masters (1964), mediante observación microscópica directa, utlizando microscopio óptico Leica. Se reportaron los diámetros promedio, mayor y menor de los gránulos de almidón. Caracterización química La composición proximal se determinó de acuerdo a los métodos oficiales descritos por la AOAC (1997), comprendiendo los siguientes análisis: humedad (método 925.09), proteína cruda (método 954.01), grasa cruda (método 920.39), fibra cruda (método 962.09), cenizas (método 923.03) y carbohidratos totales como Extracto Libre de Nitrógeno (ELN). La determinación de amilosa y amilopectina se realizó con el método colorimétrico de Morrison y Laignelet (1983). El contenido de amilopectina se calculó por diferencia al 100% del contenido de amilosa mediante colorimetría (MORRISON; LAIGNELET, 1983). Caracterización funcional Gelatinización La temperatura de gelatinización se determinó mediante Calorimetría Diferencial de Barrido (CDB), utilizando un equipo DSC 7 Perkin Elmer, a una velocidad de calentamiento de 10 °C/minuto, desde 30 a 120 °C. La Temperatura Inicial (Ti), Temperatura Pico (Tp), Temperatura Final (Tf) y la entalpía de gelatinización (ΔH) se obtuvieron del termograma resultante (RUALES; NAIR, 1994).

Absorción de agua La capacidad de absorción de agua se determinó por el método de Anderson et al. (1969). Se prepararon 40 mL de una suspensión de almidón al 1% (b.s.), en agua destilada a 30 °C. Se calentaron a una velocidad de 1,5 °C/minuto hasta alcanzar 60, 70, 80 ó 90 °C y se mantuvieron a esas temperaturas durante 30 minutos con agitación. Se dejaron enfriar a temperatura ambiente y se centrifugaron a 2500 rpm (2120 x g), durante 15 minutos, en una centrífuga GS-15R (Beckman Instruments, Inc. CA, EUA). El gel resultante se pesó. La capacidad de absorción de agua para cada temperatura se calculó como el peso (g) del gel por g de muestra seca. Firmeza de gel La firmeza de los geles de almidón se evaluó mediante el método de Hoover y Senanayake (1995). Para ello, se preparó una suspensión de almidón al 8% (b.s.) y se calentó en un viscoamilógrafo Brabender a una velocidad de 1,5 °C/minuto hasta 95 °C. Se mantuvo esta temperatura durante 10 minutos. Se midió la penetración del gel en una máquina universal de pruebas Instron modelo 4411. Cada gel se colocó perpendicularmente en el plato de metal y se comprimió a una velocidad de 1 mm/segundo, con una probeta de 5 mm, y usando una celda de 5 kg. Estabilidad a la refrigeración y congelación La estabilidad a la refrigeración y congelación se evaluó por una modificación del método de Eliasson y Ryang (1992). Se realizó por gelificación y almacenamiento 4-10 °C, centrifugando y midiendo el agua separada de un gel de almidón en ciclos de un día, durante 5 días. Análisis estadístico Los datos obtenidos fueron evaluados mediante medidas de tendencia central y dispersión, así como un análisis de varianza de una vía, siendo los tratamientos las materias primas analizadas (makal, camote, yuca y sagú). Se efectúo una comparación de medias para establecer las diferencias entre las características evaluadas, utilizando el paquete computacional Statgraphics Plus Version 5.1, y de acuerdo a los métodos señalados por Montgomery (2004). RESULTADOS Y DISCUSIÓN Apariencia microscópica Las microfotografías de los gránulos de los almidones de makal, camote, yuca y sagú se muestran en la Figura 1. Los almidones de makal y camote presentaron forma esférica, similares a los almidones de papa, que tienen forma oval a esférica (SWINKELS, 1985) (Tabla 1). Los almidones de yuca mostraron una forma esférica-truncada, similares a los encontrado por Sosa (2003) en dos variedades cubanas de yuca (Manihot esculenta Crantz). El almidón de sagú presentó una forma poligonal, igual a la forma que presenta el almidón de maíz (THOMAS; ATWELL, 1999).

El tamaño de los gránulos fue homogéneo, con valores promedio de diámetro de 12,40 µm para el makal, 12,41 µm para el camote, 16,5 µm para la yuca y 10,64 µm para el sagú. Dichos valores fueron similares a los encontrados por Forsyth et al. (2002) en diversas variedades de Pachyrhizus ahipa, con un tamaño promedio de 9,34 a 14,63 µm. De igual forma, estos valores encontrados en los almidones en estudio están dentro de los intervalos de otros almidones como los de X. sagittifolium (2,8-50 µm), camote (2-72 µm) y yuca (3-43 µm) (MOORTHY, 2002).

Caracterización química La composición proximal y el contenido de amilosa y amilopectina de los almidones evaluados se muestran en el Tabla 2. El contenido de proteína de los almidones evaluados mostraron diferencia estadística (p < 0,05). Los contenidos bajos de proteína cruda de los almidones de makal, camote y yuca (0,16, 0,22 y 0,06%, respectivamente) se encuentran dentro del nivel permitido por la FDA en almidones de maíz (0,35%).

Los contenidos de amilosa de los almidones de makal, camote, yuca y sagú fueron de 23,6, 19,6, 17,0 y 22,7%, respectivamente (Tabla 2), los cuales resultaron ser menores al compararlos con el de maíz (28,3%). El almidón de camote fue similar al almidón de papa, con un contenido de amilosa de 21% (BETANCUR-ANCONA et al., 2001). Sin embargo, Osundahunsi et al. (2003) encontraron altos contenidos de amilosa en almidones de camote de las variedades blanco y rojo, con un 32,15 y 34,16%, respectivamente. Charles et al. (2005) reportaron que el contenido de amilosa en almidones de diferentes variedades de yuca fue de 15,9 a 22,4%. Los contenidos de amilopectina de los almidones de makal y sagú (76,4 y 77,3%, respectivamente) fueron menores alos encontrados en los almidones de camote y yuca (80,4 y 83,0%, respectivamente). El contenido de estos dos componentes (amilosa y amilopectina), así como los contenidos de proteína, grasa, fibra, cenizas y ELN, serán determinantes en las características estructurales y funcionales de los almidones, condicionando a estos, a que puedan ser agregados a un alimento en particular. Caracterización funcional La temperatura y la entalpía de gelatinización de los almidones evaluados mostraron diferencia estadística (p < 0,05) (Tabla 3). Los gránulos de almidón de makal y sagú presentaron la mayor temperatura de gelatinización (Tp = 78,4 y 74,9 °C, respectivamente), comparados con los otros dos almidones evaluados, con Tp = 61,3 °C para el camote y Tp = 65,2 °C para la yuca. Las temperaturas de gelatinización de los almidones de makal y de sagú fueron similares a los reportados por Bello y Tovar (2001) en almidón de dos variedades de camote, con un rango de Tp = 72,8 y 78 °C. Por otra parte, Osundahunsi et al. (2003) reportaron valores menores de temperatura de gelatinización en almidones de camote de las variedades blanca y roja, con Tp = 70,7 y 71,5 °C, respectivamente. El valor encontrado para el almidón de yuca en estudio fue similar a los valores encontrados para cinco variedades de yuca, con un rango de Tp = 64,4 a 69,9 °C (CHARLES et al., 2005). Debido a esta alta temperatura, los almidones de makal y sagú hacen factible su inclusión en productos que serán sometidos a altas temperaturas de procesamiento, como los productos enlatados. Mientras que los almidones de camote y yuca pueden considerarse para ser usados en productos que no requieran temperaturas elevadas, tales como caramelos tipo chiclosos o natillas, pudines, etc.

En cuanto a las entalpías de gelatinización (ΔH) (Tabla 3), se puede observar que el valor obtenido para el almidón de makal fue de 14,9 J.g–1, para el camote de 9,2 J.g–1, para la yuca de 10,0 J.g–1 y para el sagú de 12,5 J.g–1, los cuales fueron similares a los datos reportados por Moorthy (2002) en almidones de Xanthosoma (4-15 J.g–1), camote (10-18 J.g–1) y yuca (4-22 J.g–1). Los valores de entalpía encontrados para los almidones de camote y yuca fueron muy similares a los encontrados por Osundahunsi et al. (2003) en dos variedades de camote, blanco y rojo (10,5 y 11,0 J.g–1, respectivamente). Los valores de entalpía menores están relacionados con mayores niveles de amilosa (CZUCHAJOWSKA et al., 1998; SZCZODRAK; POMERANZ, 1992). Sin embargo, esto no sucedió con los almidones de makal y sagú, ya que estos presentaron un mayor contenido de amilosa (23,6 y 22,7%, respectivamente) y su entalpía fue de 14,9 y 12,5 J.g–1, respectivamente. Los patrones de absorción de agua e hinchamiento de los almidones evaluados se muestran en las Figuras 2 y 3, respectivamente. En ellas se puede apreciar que solamente los gránulos del almidón de makal se resisten al hinchamiento a temperaturas menores de 70 °C. Esto es debido a su alta temperatura de gelatinización (72,5 °C), aunque entre los 70 y 90 °C, los gránulos de todos los almidones se hinchan gradualmente a medida que se aumenta la temperatura. Esto es debido a la ruptura de los puentes de hidrógeno intermoleculares de las zonas amorfas, que permiten una absorción irreversible y progresiva del agua (LII et al., 1995). Con respecto al almidón de sagú, éste presentó un comportamiento más semejante al de maíz, ya que el incremento se presentó a partir de los 60 °C. Por otro lado, el almidón de yuca fue el que presentó mayor capacidad de absorción de agua (27,18 g agua.g–1 almidón) a 90 °C.

El poder de hinchamiento de los almidones es una propiedad de su contenido de amilopectina, siendo la amilosa un diluyente e inhibidor del hinchamiento (CHENG et al., 1996). Debido a lo anterior, el almidón de yuca fue el que presentó mayor poder de hinchamiento (58,83 g agua.g–1 almidón a 90 °C), con 17% de amilosa. El makal presentó 28,56 g agua.g–1 almidón, con 23,6% de amilosa; el camote, 25,53 g agua.g–1 almidón, con un contenido de amilosa de 19,6% y, finalmente, el sagú, 16,98 g agua.g–1 almidón, con 22,69% de amilosa. Los valores encontrados para los almidones en estudio se encuentran dentro de los intervalos reportados por Moorthy (2002) para los almidones de yuca (42-71 g agua.g–1 almidón a 95 °C), de camote (24,5-27,4 g agua.g–1 almidón a 85 °C) y del género Xanthosoma (20 g agua.g–1 almidón a 85 °C). En cuanto a los patrones de solubilidad que se muestran en la Figura 4, se puede observar que la solubilidad aumenta conforme se incrementa la temperatura a la que se somete el almidón. Este incremento se da a partir de los 70 °C para el almidón de makal y se debe a que los gránulos hinchados del almidón permiten la exudación de amilosa (GUJSKA et al., 1994), mientras que el resto de los almidones evaluados presentaron un comportamiento similar, ya que el incremento de la solubilidad se presentó a partir de los 60 °C.

CONCLUSIONES Los almidones de tubérculos evaluados mostraron diversas propiedades fisicoquímicas y funcionales que los hacen factibles para su utilización en diversos sistemas alimenticios u otras aplicaciones industriales. El tamaño de los gránulos de los almidones de makal, camote y sagú fueron de 12,40, 12,41, y 10,64 µm, respectivamente. Excepto el sagú (0,64%), los almidones presentaron bajos contenidos de proteína (0,05-0,22%), lo cual hace factible su uso en la elaboración de jarabes glucosados. El makal y el sagú, por sus altas temperaturas de gelatinización, podrían ser usados en productos que requieran altas temperaturas, tales como los productos enlatados, alimentos para bebés, etc. El almidón de yuca presentó el mayor poder de hinchamiento (58,83 g agua.g–1 almidón), por lo que podría ser utilizado en productos que requieran retener agua, como los productos cárnicos, como son los embutidos, jaleas, etc. Los almidones de camote y yuca presentaron mayor claridad que los de makal y sagú, por lo que podrían aplicarse en productos de confitería. La firmeza y elasticidad, así como la alta estabilidad a la refrigeración y congelación de los almidones de camote y yuca, indican que podrían utilizarse como agentes espesantes y estabilizantes en sistemas alimenticios que necesiten ser refrigerados y congelados.

AGRADECIMIENTOS Los autores agradecen al Programa de Mejoramiento al Profesorado (PROMEP-SEP) el apoyo financiero para la realización de este trabajo. REFERENCIAS ANDERSON, R. et al. Gelatinization of corn grifts by roll and extrusion cooking. Cereal Science Today, v. 14, p. 4-12, 1969. BELLO-PÉREZ, L.; TOVAR, J. Memorias del Curso: Actualización en Química y Nutrición del Almidón. Yautepec, Morelos: Centro de Desarrollo de Productos Bióticos, Instituto Politécnico Nacional (CEPROBI-IPN), 2001. BELLO-PÉREZ, L. A. Amilopectina: Caracterización molecular y funcional. Irapuato, Guanajuato, México, 1995. Tesis (Doctorado en Ciencias, Biotecnología de Plantas), Centro de Investigación y Estudios Avanzados del Instituto Politécnico Nacional - CINVESTAV-IPN. BELLO-PÉREZ, L. A. et al. Isolation and partial caracterization of banana starches. Journal of Agricultural and Food Chemistry, v. 47, n.3, p. 854-857, 1999. BETANCUR-ANCONA, D. Caracterización Molecular, Nutricia y Funcional de Almidones de Phaseolus lunatus y Mucuna pruriens. México, 2001. Tesis (Doctorado en Ciencias, Alimentos), Instituto Politécnico Nacional, Escuela Nacional de Ciencias Biológicas. BETANCUR-ANCONA, D.; GALLEGOS-TINTORÉ, S.; CHEL-GUERRERO, L. Wet-fractionation of Phaseolus lunatus seeds: partial characterization of starch and protein. Journal of the Science and Food Agriculture, v. 84, n. 10, p. 1193-1201, 2004. BILIADERIS, C. G. Structures and paste transitions of starch in food systems. Food Technolology, v. 46, n. 6, p. 98-109, 1992. CHARLES, A. L. et al. Influence of amylopectin structure and amylose content on the gelling properties of five cultivars of cassava starches. Journal of Agricultural and Food Chemistry, v. 53, n. 7, p. 27172725, 2005

Andrea Acosta, Ing. Mario Manjarrez, Egda. Jésica Chamorro Palabras claves: densidad, masa, volumen, densidad en sólidos, densidad de líquidos RESUMEN Densidad, la cual es una magnitud escalar que se refiere a la cantidad de masa de un determinado volumen de una sustancia, así se puede establecer la relación de que a mayor densidad mayor es el peso de un objeto. Es de gran importancia el cálculo de la densidad debido a que da a conocer la relación existente entre la masa y el volumen, y determinar si existe alguna anormalidad en alguna sustancia o fluido de un cuerpo. La determinación de la densidad se da a través de una balanza, probeta, pipeta o densímetro. De acuerdo con los resultados obtenidos se determinó la precisión y exactitud que tienen los instrumentos y métodos usados para el cálculo de la densidad. La densidad es una propiedad inherente de cada sustancia y es muy útil para su identificación. La densidad es la relación de la masa de una sustancia al volumen ocupado por esa masa, y está dada por la ecuación: Para determinar la densidad de un sólido irregular, se aplica el principio de Arquímedes que establece: cuando se sumerge un sólido insoluble en un líquido, el cambio de volumen aparente de éste, es igual al volumen del sólido sumergido. Se llevara a cabo la determinación de la densidad de diferentes líquidos y sólidos regulares e irregulares a poder ser determinada su densidad por el principio de Arquímedes y algún otro método indirecto. Para la determinación de las densidades de los diferentes sustancias, será necesario calcular y anotar todos los volúmenes ABSTRACT

Density, which is a scalar quantity that relates to the amount of mass of a given volume of a substance, and the relationship can be established that the higher the higher density is the weight of an object. It is very important to calculate the density because it discloses the relationship between mass and volume, and determine whether there is any abnormality in a substance or body fluid. The determination of the density is given by a balance cylinder, pipette or hydrometer. According to the results obtained that the accuracy and precision instruments and are used to calculate the density was determined methods. Density is an inherent property of a substance and is very useful for identification. Density is the ratio of the mass of a substance to that occupied by the mass, volume, and is given by the equation: To determine the density of an irregular solid, the principle of Archimedes that sets applies: if an insoluble solid is immersed in a liquid, the change of the apparent volume thereof is equal to the volume of the submerged solid. It will be held to determine the density of different liquids and regular and irregular solids density to be determined by the Archimedes principle and some other indirect method. To determine the densities of different substances, it is necessary to calculate and record all volumes

INTRODUCCIÓN Volumen.- El volumen es el lugar que ocupa un cuerpo en el espacio, y es otra propiedad física de la materia, susceptible de variaciones por efecto de la temperatura y la presión atmosférica del lugar donde se realice la reacción.

Medición del volumen.En química: el volumen es el lugar que ocupa un cuerpo en el espacio, y es otra propiedad física de la materia. VOLUMENES DE SÓLIDOS, para determinar el volumen de los sólidos se debe tener en cuentas si se trata de un sólido regular (solido geométrico), en cuyo caso se hará uso de las formulas geométricas conocidas. Si se trata de un sólido irregular (amorfo), su volumen se determinará por las cantidades de agua desplazadas por el sólido, cuyo volumen se requiere determinar, que viene a ser una aplicación del principio de Arquímedes. VOLUMENES DE LIQUIDOS, para la medición volumétrica de líquidos deberá considerarse lo siguiente. El menisco o se a la forma de la superficie del líquido, cuando este es observado tanto en la parte inferior y superior, da la idea de medida. Si el líquido moja las paredes del recipiente (ejemplo el agua), se considera como aceptable para una buena medición la parte inferior del menisco (superficie cóncava) y cuando el líquido no moja las paredes del recipiente (ejemplo el mercurio), se considera la parte superior del menisco (superficie convexa), en ambos casos debe de observarse colocando la vista al mismo nivel del líquido. VOLUMENES DE GASES, la determinación volumétrica de gases es dificultosa y no puede determinarse directamente, puesto que en la fase gaseosa las sustancias no tienen forma ni volumen propio, pues llenan completamente el recipiente en que están contenidos, el cual debe ser cerrado. Además la difusión de estos en un recipiente vacío o entre las moléculas de otro gas, se debe al rápido movimiento de las moléculas ya su capacidad de ocupar los espacios que hay entre ellos

Peso.- El peso, en física, es la medida de la fuerza que ejerce la gravedad sobre la masa de un cuerpo. Normalmente, se considera respecto de la fuerza de gravedad terrestre. El peso depende de la intensidad del campo gravitatorio, de la posición relativa de los cuerpos y de la masa de los mismos. Peso = mg

MATERIALES Y METODOLOGÍA  Balanza  Pie de rey  Probetas  3 clases de tubos de ensayo diferentes  Matraz de Erlenmeyer  Densímetro  Leche  Aceite  Agua  Zanahorias  Rocas  Esferas de vidrio

Diagrama de flujo n°1: Lectura y determinación de volúmenes de líquidos

Elaborado por: Andrea Acosta Fuente: Laboratorio de Química básica

Diagrama de flujo n°2: Determinación de la densidad de un líquido

Elaborado por: Andrea Acosta Fuente: Laboratorio de Química básica

Diagrama de flujo n°3: Densidad de un sólido irregular

Elaborado por: Andrea Acosta Fuente: Laboratorio de Química básica

Diagrama de flujo n° 4: Densidad de un sólido regular

Elaborado por: Andrea Acosta Fuente: Laboratorio de Química básica

Gráfico n° 1: Lectura y determinación de volúmenes de líquidos

Fuente: Laboratorio de Química básica

Gráfico n°2: “Densidad de la leche (líquidos)”

Fuente: Laboratorio de Química básica

Gráfico n° 3: “Densidad de un sólido irregular”

Fuente: Laboratorio de Química básica

Gráfico n° 4: “Peso de un sólido regular para determinar la densidad”

Fuente: Laboratorio de Química básica

DATOS OBTENIDOS Tabla n° 1: Volumen de los tubos de ensayo

Tubo n° 1 2 3

Cantidad (ml) 25 25

Elaborado por: Andrea Acosta Fuente: Laboratorio de QuĂ­mica bĂĄsica

Tabla n° 2: Volúmenes reales Objeto Vaso de precipitación Matraz Erlenmeyer Probeta

Cantidad (ml) 102 98

Elaborado por: Andrea Acosta Fuente: Laboratorio de QuĂ­mica bĂĄsica

Tabla n° 3: Pesos y Volúmenes Sustancias

Peso (g) 46,163g Uso del densĂ­metro

Volumen (ml) 50ml Uso del densĂ­metro

Densidad (g/ml) 0,923g/ml 1,01g/ml

Agua Leche Zanahoria Esferas de vidrio Roca

36,880g 20, 186 g

V= 37ml 10 ml

0,996g/ml

8,979g

125ml

Elaborado por: Andrea Acosta Fuente: Laboratorio de QuĂ­mica bĂĄsica

CĂ LCULOS Y DISCUSIĂ“N Para determinar la densidad del agua, primero se debe pesar el lĂ­quido en un vaso de precipitaciĂłn y despuĂŠs medir el volumen en una probeta, posteriormente se utiliza la fĂłrmula de la densidad: đ?‘‘= đ?‘‘=

� �

46,163 đ?‘” 50 đ?‘šđ?‘™

đ?‘” đ?‘‘ = 0,923 â „đ?‘šđ?‘™ Este valor se aproxima al valor verdadero ya que la densidad del agua es de 1g/ml. A presiĂłn normalizada de 101 325 P.a. (1 atmĂłsfera), el agua lĂ­quida tiene una densidad mĂĄxima de 0,999974 g/ml a los 3,98 °C. Al subir la temperatura, disminuye la densidad. La temperatura de 3,98°C representa un

punto de inflexiĂłn y es cuando alcanza su mĂĄxima densidad. A partir de este punto, al bajar la temperatura, la densidad comienza a disminuir, aunque muy lentamente, casi nada en la prĂĄctica, el valor de la densidad del agua es utilizada como patrĂłn de densidades y volĂşmenes de otras sustancias o compuestos. Una propiedad de la densidad del agua es que es muy estable, ya que esta varĂ­a muy poco a los cambios de temperatura y presiĂłn. (FULLQUĂ?MICA, 2012). Las causas que influyen para que existan errores en el cĂĄlculo de la densidad, pueden deberse al mal manejo de los instrumentos o a la lectura de los pesos o volĂşmenes. En el caso de un sĂłlido irregular, se tomĂł a la zanahoria para realizar el cĂĄlculo de densidad, para esto se debe pesar la zanahoria y medir un volumen en la probeta, se debe observar el desplazamiento el cual darĂĄ un valor de volumen diferente, este volumen obtenido se resta del original y se obtiene el nuevo volumen de la zanahoria y se utiliza la misma fĂłrmula de la densidad đ?‘?đ?‘Žđ?‘›đ?‘Žâ„Žđ?‘œđ?‘&#x;đ?‘–đ?‘Ž = 36,880 đ?‘” đ?‘ƒđ?‘&#x;đ?‘œđ?‘?đ?‘’đ?‘Ąđ?‘Ž = 125 đ?‘šđ?‘™ đ?‘ƒđ?‘&#x;đ?‘œđ?‘?đ?‘’đ?‘Ąđ?‘Ž + đ?‘§đ?‘Žđ?‘›đ?‘Žâ„Žđ?‘œđ?‘&#x;đ?‘–đ?‘Ž = 162 đ?‘šđ?‘™ đ?‘‰ = 162 đ?‘šđ?‘™ − 125đ?‘šđ?‘™ đ?‘‰ = 37đ?‘šđ?‘™ 36,880đ?‘” đ?‘‘= 37 đ?‘” đ?‘‘ = 0,996 â „đ?‘šđ?‘™ Para el cĂĄlculo de la densidad de la leche se usĂł un densĂ­metro que da valores desde 1g/cm3, el cual dio un valor de 1,01 g/ml a temperatura ambiente, que es aproximadamente a 20°C y es el valor con el cual el densĂ­metro mide la densidad de las sustancias. La densidad del aceite de cocina, es mucho menor a la del agua, por lo que el densĂ­metro usado no era apto para medir dicha densidad, ya que este varĂ­a de acuerdo con la temperatura en que se encuentre, por ejemplo a los 30°C ďƒ 0,904 g/ml y para una temperatura de 100°Cďƒ 0.857 g/ml. CONCLUSIONES La densidad del agua corresponde a 1g/ml a 4°C y 1 atm, es variable de acuerdo a las condiciones y mediciones del laboratorio. Se realizo cĂĄlculos de densidades para cuerpos sĂłlidos regulares y para cuerpos sĂłlidos irregulares. Se utilizaron los diferentes mĂŠtodos de obtenciĂłn de densidades. En el cĂĄlculo de densidades con densĂ­metro, primero se debe tener cuenta que no toque las paredes del tubo de ensayo, ademĂĄs tener en cuenta el rango de mediciĂłn como en el aceite que es menos denso que el agua, y el densĂ­metro que puede medir de 1g/ml a 2g/ml.

REFERENCIA BIBLIOGRﾃ：ICA Internet FULLQUIMICA, 2012. Densidad del agua. http://www.fullquimica.com/2011/04/densidad.html (24 de mayo de 2014) LABORATORIOQUIMICA, 2008.Densidades. Disponible en: http://www.tplaboratorioquimico.com/2008/12/densidad.html EDUA, 2011.Volumen Desplazado. Disponible en: http://docencia.udea.edu.co/cen/tecnicaslabquimico/02practicas/practica02.htm https://es.answers.yahoo.com/question/index?qid=20081128191921AAeiX0l

Disponible

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