FICHA TÉCNICA PARA EL MONITOREO BIOLÓGICO DE PECES GIGANTES EN EL CARIBE MEXICANO www.cobi.org.mx
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Comunidad y Biodiversidad
IDENTIFICACIÓN DE LA ESPECIE Características principales de las especies de interés: Cabrilla grande (Mycteroperca venenosa) -
Dientes caninos al frente de mandíbulas Borde inferior del preopérculo aserrado Cabeza y cuerpo densamente cubiertos con machgas rojizo-anaranjado a café oscuro Borde oscuro en la aleta caudal y sección suave de anal y dorsal
Abadejo, bonaci, negrillo (Mycteroperca bonaci) -
Fosas nasales anterior y posterior del mismo tamaño Región dorsal con 7-8 manchas oscuras rectangulares Borde del preopérculo liso, son lóbulo pronunciado Aletas pectorales oscuras, con márgenes pálidos
Fiat (Hyporthodus nigritus)
- Borde del preopérculo con 3 espinas planas - Región dorsal rojizo oscuro a gris parduzco casi negro, ventral gris rojizo - Pequeñas manchas pálidas dispersas en el cuerpo
Mero del Caribe, Nassau (Epinephelus striatus) - Fosa nasal posterior más grande que la anterior - 5 barras oscuras irregulares en el cuerpo - Puntas de espinas de la aleta dorsal amarillas
Cherna (Epinephelus itajara) - Fosas nasales posterior y anterior del mismo tamaño - Preopérculo finamente aserrado con 3 espinas planas en el borde - Gris o verdoso con manchas pálidas, manchas rojizas o negruzcas más pequeñas en regióan superior
P
OBTENCIÓN DE BIOMETRÍAS Procedimiento: a) Colocar al pescado en una superficie plana buscando su máxima extensión. b) Colocar cinta métrica recta y sin pliegues sobre la superficie plana. c) Alinear la boca del pescado al extremo de la cinta métrica, donde inicia la escala de la cinta, con la ayuda de un cuchillo o algún objeto recto. d) Todas las medidas se reportan en centímetros (cm) Longitud Total (LT)= Desde la punta de la boca a la punta del lóbulo más largo de la cola. Longitud Estándar (LS)= Desde la punta de la boca hasta el límite posterior de la última vertebra, en donde se hace un notorio pliegue en la piel al inicio de la cola. Longitud de la Cabeza (LC)= Desde la punta de la boca hasta el límite posterior del opérculo, en la abertura de las agallas. Peso (P)= La evaluación del peso se reporta en kilogramos (kg) y se especifica si el pescado es completo o eviscerado. Incluir ambos pesos cuando sea posible.
LT
LC
LS
OBTENCIÓN DE GÓNADAS Procedimiento: 1. En individuos sin eviscerar se presiona el abdomen para ver si hay liberación de esperma, en ese caso el estadio será desovado activo. 2. Realizar un corte en el vientre de la misma forma que se hace cuando se evisceran los pescados, 3. Extraer las gónadas con la mano tratando de removerlas cuidadosamente del vientre, y se toma una fotografía enfocando las gónadas. 4. Retirar gónadas y colocarlas en un recipiente plástico vacío o una bolsa, colocar en la bascula y registrar el peso de todo el órgano. 5. Preservar en formaldehido al 10%, verificando que todo el tejido esté en contacto con la solución. Cuando el volumen de las gónadas rebase la dimensión del recipiente, se toman muestras equivalentes de la región anterior, central y posterior del órgano.
GÓNADA ESTÓMAGO GÓNADA
INTESTINO
OBTENCIÓN DE TEJIDO Procedimiento: a) Se realiza un corte de tejido del tamaño de un grano de arroz en cualquier parte del cuerpo, evitando incluir piel o grasa. b) Colocar la muestra de tejido directamente en el vial con alcohol etílico 95%, manipulándola en todo momento con pinzas y material esterilizado. Se cierra el vial y se verifica que el tejido este cubierto por alcohol. c) Hacer otro corte del mismo tamaño en las agallas o aletas. Colocar en el mismo vial. d) Cerrar el vial verificando que contenga etiqueta al interior y esté rotulado en el exterior. e) Al finalizar se enjuaga el material con alcohol etílico. f) Reemplazar el alcohol etílico del vial al día siguiente.
Ramírez-Valdez, A.; Caamal-Madrigal, J.; Fulton, S.; Domínguez-Guerrero, I..; Rowell, T..J. 2018. Ficha técnica para el monitoreo biológico de peces gigantes del Caribe mexicano. COBI, A,C., Proyecto Mero gigante, Kuali Comunicación.
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OBTENCIÓN DE ESTÓMAGO Procedimiento: a) Realizar un corte del tubo digestivo tan cercano como sea posible de la boca, se hace un nudo o se amarra con cualquier cordón o hilo. b) Desprender el resto del órgano y cortar en el intestino, en donde también se hace un nudo. c) Colocar la muestra completa en una bolsa y obtener el peso. d) Colocar la muestra en un recipiente vacío y agregar formaldehido al 10%. Asegurarse de incluir etiqueta con el código del registro y también se rotula el exterior del recipiente.
EXTRACCIÓN DE OTOLITOS
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Procedimiento: a) Con el estomago hacia arriba se hacen cortes en las zona de las agallas para tener acceso a la pared interior del cráneo, ubicar estructura ósea en forma tubular después de la parte frontal. Retirar tejido blando que la recubre. b) Hacer dos cortes diagonales en la estructura ósea tubular, después dos cortes paralelos que los unan, formando un cuadro. Al final se retira la tapa con martillo y formón. c) Insertar las puntas de las pinzas de disección en uno de los dos orificios laterales, extraer otolito con cuidado, ya que son estructuras frágiles. Repetir la operación en el otro orificio. d) Enjuagar los otolitos en agua y colocar en vial vacío, asegurándose de incluir una etiqueta con el código al interior y rotularlo al exterior.
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OBTENCIÓN DE ESCAMAS Procedimiento: Se desprenden con las pinzas de disección de 3-5 escamas del costado del pescados, en el área que queda cubierta por la aleta pectoral. Las escamas se colocan en el mismo vial de los otolitos.
ETIQUETADO Y PRESERVACIÓN DE MUESTRAS Asegurarse del adecuado sellado de los viales, frascos y/o bolsas, además que todo este etiquetado. El etiquetado de cada muestra debe ser por duplicado; una al interior y otra al exterior. Todas las muestras provenientes de cada individuo se guardan en una bolsa tipo Ziploc, que también se etiqueta con el código de la muestra. Las muestras que contienen otolitos y escamas, estómago y gónadas pueden mantenerse en temperatura ambiente, de preferencia en un cuarto con poca humedad y temperatura ambiental que no exceda los 25ºC. Las muestras de tejidos deberán mantenerse en refrigeración con temperatura de -20ºC, y transportarse en hielera en caso de ser necesario. Es necesario revisar las muestras 15 días posteriores a la recolecta para cambiar o rellenar el Alcohol de los viales.
KualiComunicación
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