Bakterie porażające warzywa kapustowate Bacteria pathogenic to Brassica vegetables Urszula Smolińska, Michał Oskiera Instytut Warzywnictwa im. Emila Chroboczka, Skierniewice Choroby infekcyjne wywoływane przez bakterie patogeniczne stanowią coraz poważniejszy problem w uprawach warzyw. W ostatnich latach nasilił się w Polsce import różnorodnych produktów ogrodniczych, co sprzyja zawleczeniu chorób z różnych części świata. Bakterie patogeniczne dla roślin aby zainicjować proces chorobowy, muszą spełnić następujące warunki: 1/ zaadsorbować się do powierzchni rośliny, 2/ wniknąć do wnętrza tkanki 3/ pokonać systemy obronne rośliny i namnożyć się wewnątrz gospodarza. Procesy patogenezy wymagają współdziałania wielu genów zarówno bakterii jak i rośliny. Wszystkie te etapy badane są od dziesięcioleci i doczekały się wielu opracowań ( Gotaitis i Walcott 2007). Znajomość tych procesów odgrywa istotną rolę zarówno w identyfikacji jak i poszukiwań metod zwalczania tych patogenów. Przypuszcza się, że najczęstszymi sprawcami chorób warzyw kapustowatych są bakterie należące do rodzajów: Erwinia, Xanthomonas i Pseudomonas (Sobiczewski i in. 2002; Waleron i in. 2004; Rimmer i in. 2007). Tradycyjne metody identyfikacji bakterii omawianych rodzajów opierają się na biochemicznych, serologicznych i patogenicznych testach. Pozwalają one na stosunkowo łatwą identyfikację tych bakterii do rodzaju, ale podobnie jak z innymi bakteriami, identyfikacja do gatunku jest znacznie trudniejsza. W większości przypadków niezbędna jest izolacja bakterii z porażonej tkanki i uzyskanie czystej kultury. Ponieważ bardzo często można razem z bakteriami chorobotwórczymi wyizolować bakterie saprotroficzne należące do tego rodzaju, jak to ma na przykład miejsce z powszechnymi na roślinach i w glebie Pseudomonas, niezbędne są testy potwierdzające patogenicznośc
uzyskanego
izolatu.
Istnieje
bardzo
obszerna
literatura
dotycząca
różnorodnych metod służących do identyfikacji bakterii porażających rośliny kapustowate. Za najszybsze
i
najbardziej
wiarygodne
uważa
się
metody
molekularne.
Obecnie
przyporządkowanie bakterii do określonego gatunku umożliwia hybrydyzacja DNA (ang. quantitative DNA-DNA hybridization). Metoda ta jednak, ze względu na koszty i pracochłonność, nie nadaje się do rutynowej diagnostyki bakterii patogenicznych.
1
Bakterie z rodzaju Pseudomonas Bakterie z rodzaju Pseudomonas powszechnie występują na całym świecie. Stanowią znaczną część populacji tzw. hodowalnych bakterii izolowanych ze środowiska glebowego. Ze względu na ich cechy, miedzy innymi szybki wzrost w ryzosferze oraz wydzielanie wielu związków antagonistycznych w stosunku do patogenów, bakterie te powszechnie uważa się za korzystne dla rozwoju roślin, zarówno jako czynniki zwiększające supresyjne właściwości gleby jak i stymulujące wzrost roślin. Wśród bakterii należących do tego rodzaju znajduje się jednak wiele groźnych patogenów roślin. Bakterie należące do gatunku Pseudomonas syringae należą do patogenów porażających ogromną liczbę gatunków roślin (Rimmer i in. 2007). Najczęściej wywołują objawy typu plamistości. W zależności od gospodarza, sklasyfikowano je do ponad 50 różnych patowarów, które indywidualnie mogą infekować stosunkowo wąską grupę roślin. Patogen ten może żyć także jako saprotrof w fyllosferze, jeżeli warunki środowiska nie sprzyjają rozwojowi choroby. Niektóre saprotroficzne szczepy P. syringae znajdują zastosowanie jako środki biologicznej ochrony. P. syringae jest G- pałeczką z polarnie umiejscowioną rzęską. Bakterie tego gatunku wytwarzają różne fitotoksyny takie jak: syringomycyna, syringopeptyna, tabtoksyna, tagetitoksyna, phaseolotoksyna, koronatyna oraz siderofor pyoverdinę. Na pożywce King B daje żółte lub zielone zabarwienie fluoryzujące w świetle UV. Optymalny wzrost bakterii przebiega w temperaturze 23-25 ºC, maksymalna temperatura 33–37 ºC, a minimalna 3ºC. Fitotoksyna koronatyna wywołuje chlorozę liści i hamowanie wzrostu roślin (Nishiyama i Ezuka 1978; Cuppels i Ainsworth 1995). Związek ten wytwarzają takie patowary tego gatunku jak: atropurpurea, glycinea, morsprunorum, maculicola i tomato. Cechę tę wykorzystano do identyfikacji bakterii przy pomocy reakcji PCR. Oligonukleotydy o sekwencji 5’-GGCGCTCCCTCGCACTT (COR1F) oraz 5’-GGTATTGGCGGGGGTGC (COR2R) zostały wykorzystane do amplifikacji genu cfl, kodującego koronatynę (Bereswill i in. 1994). Podstawową metodą pozwalającą wstępnie scharakteryzować rodzaj Pseudomonas są testy LOPAT (Lelliott i in. 1966). Określenie pięciu cech: levan, oksydazę, aktywność pektolityczną,
dehydrolazę
argininy,
reakcję
nadwrażliwości
na
tytoniu,
pozwala
zaklasyfikować dany szczep do jednej z pięciu grup LOPAT: I grupa (+---+): P. syringae pv. maculicola; II grupa (--+-+): P. viridiflava; IV grupa (++++-): P. marginalis pv. marginalis. Infekcja roślin przez P. syringae zachodzi przez szparki. Bakterie kolonizują przestrzenie międzykomórkowe i wywołują nekrotyczne zmiany, często otoczone chlorotyczną obwódką. W roślinach nie-gospodarzach lub odmianach opornych, w miejscu infekcji występuje reakcja nadwrażliwości (ang. hypersensitive response) charakteryzująca się 2
nagłym zamieraniem komórek roślinnych. Powstający suchy fragment tkanki liścia nie sprzyja dalszemu rozprzestrzenianiu się bakterii. W procesie patogenezy bakterie P. syringae wykorzystują tzw. system sekrecji typu III (Alfano i Collmer 2004). Bakterie posiadają geny hrp (ang. hypersensitive response and pathogenicity) kodujące białka awirulencji. Jeżeli roślina wytwarza białko odporności R, które rozpoznaje białko wytwarzane przez bakterie, następuje reakcja nadwrażliwości i choroba zostaje zahamowana. Jeżeli roślina nie rozpoznaje białka awirulencji wytwarzanego przez bakterie, choroba rozprzestrzenia się. Proces przenikania białek przez błony komórkowe bakterii oraz ściany komórkowe rośliny wymaga zaangażowania kilkudziesięciu białek. Oprócz związków biorących udział w systemie III, bakterie P. syringae wytwarzają ogromną liczbę innych czynników zaangażowanych w proces infekcji: siderofory, zewnątrzkomórkowe polisacharydy, fitotoksyny, fitochormony, adhezyny i inne. Molekularne i biochemiczne procesy zachodzące podczas infekowania rośliny przez bakterie opisywane są przez wielu badaczy (Caldelari i in. 2006). P. syringae skupia uwagę badaczy także z powodu strat w uprawach związanych z przemarzaniem roślin. Obecność tych bakterii w roślinach w okresie przymrozków, gdy temperatura waha się wokół 0 ºC, powoduje zamarzanie wody w komórkach roślinnych i uszkodzenia tkanki. Bakterie tego gatunku posiadają w błonie zewnętrznej białko, które umożliwia tworzenie kryształków lodu w temperaturze wyższej niż 0 ºC (Graether i Zonghao Jia 2001). Cechę tę (ang. ice nucleation) wykorzystuje się w niektórych testach diagnostycznych bakterii rodzaju Pseudomonas. W uprawach warzyw kapustowatych największe straty powoduje P. syringae pv. maculicola, po raz pierwszy opisana w 1911 roku przez McCoulloch. Do tej pory opisano ok. 25 gatunków roślin należących do kapustowatych, porażanych przez ten patowar. P. syringae pv. maculicola (Gardan i in. 1999) wywołuje bakteryjną plamistość (ang. bacterial leaf spot) na wielu gatunkach roślin Brassicaceae, w tym na kapuście głowiastej, brokułach, kalafiorach, rzodkiewce, rzepaku i innych. P. syringae pv. maculicola jest najbliżej spokrewniony z P. syringae pv. tomato. Większość szczepów pv. maculicola jest zdolna porażać zarówno pomidor jak i kapustę, natomiast większość szczepów pv. tomato jest zdolna porażać tylko pomidor. Oba patowary wywołują reakcję nadwrażliwości na tytoniu, są oksydazo- negatywne, fluoryzują w świetle UV na pożywce King B, nie wytwarzają enzymów pektolitycznych, natomiast produkują koronatynę. Patogen rozprzestrzenia się z nasionami, ale bakterie mogą przeżyć niesprzyjające warunki np. zimę w resztkach roślin i w glebie do następnego sezonu wegetacyjnego. Stwierdzono, że P. syringae pv. maculicola przeżywa lepiej z resztkami roślin pozostawionymi na powierzchni gleby niż przykopanymi. 3
Istnieje związek między szybkością rozkładu resztek organicznych, a przeżywalnością patogena. Warunki które stymulują rozkład resztek, zmniejszają przeżywalność tych bakterii (Zhao i in. 2002). P. syringae pv. maculicola atakuje rośliny we wszystkich fazach jej rozwoju. Podobnie jak w przypadku większości chorób bakteryjnych, infekcji roślin sprzyja wysoka wilgotność oraz jak dla bakterii stosunkowo niska temperatura, 22-23 ºC. Na porażonych liściach występują początkowo drobne, potem powiększające się brunatnobrązowe plamy. Wraz z rozwojem choroby tkanka w tych miejscach zasycha i wykrusza się. Szaro-czarne plamy pojawiają się także na pędach i kwiatostanach. W latach 2002 w USA opisano nowy patowar P. syringae pv. alisalensis, fenotypowo przypominający pv. maculicola i pv. tomato (Cintas i in. 2002; Bull i in. 2003). Wywołuje on choroby na brokułach (ang. bacterial blight) i jest obok P. cichorri jedynym patogenicznym gatunkiem bakterii
z rodzaju
Pseudomonas, wywołującym choroby zarówno na
kapustowatych jak i na trawach. Do rodzaju Pseudomonas należą również gatunki produkujące enzymy pektolityczne powodujące gnicie warzyw zarówno w polu, jak i podczas przechowywania. Mogą powodować duże straty wśród rozmrażanych produktów, gdyż są zdolne rozkładać tkankę już od +4 ºC. Pektolityczne szczepy z rodzaju Pseudomonas to Pseudomonas fluorescens, Pseudmonas viridiflava i Pseudomonas marginalis pv. marginalis. Powodują one, między innymi, gnicie róży brokuła (ang. bacterial soft rot) w rejonach o umiarkowanej temperaturze. Ich obecność potwierdzono w Szkocji (Xiaohui 2004; Darling i in. 2000; Xiaohui i Harling 2006) czy we Francji (Pajot 2005). Pseudomonas fluorescens wyizolowano także z porażonych róż kalafiorów uprawianych w południowych Włoszech (Cantore i Iacobellis 2007). Na różach, przed zbiorem, występowały wodniste, brązowiejące a następnie gnijące plamy. Choroba niemal w 100% może zniszczyć plon kalafiorów. Bakterie te przeważnie nie wywołują reakcji nadwrażliwości na tytoniu, są oksydazo- pozytywne i fluoryzują na podłożu King B w świetle UV. Należące do gatunku Pseudomonas viridiflava bakterie wywołują, w sprzyjających warunkach, choroby kalafiora, kapusty i rzepaku w różnych częściach świata np. USA, Nowej Zelandii, Australii (Wilke i Dye 1973; Arsenijevic 1990). Bakterie te izolowano z gnijących kapust (USA) oraz z ciemno-brązowych, gnijących róż kalafiora w Jugosławii. Bakterie z rodzaju Xantomonas Do rodzaju Xanthomonas należą gram ujemne, tworzące najczęściej żółtawego koloru kolonie, bakterie (Gitaitis i Walcott 2007). Występują powszechnie na dziesiątkach gatunków
4
roślin dwu- i jednoliściennych. Mimo, że wszystkie gatunki należące do tego rodzaju są patogenami, bakterie te można izolować z roślin nie wykazujących żadnych objawów chorobowych. Najbardziej znany gatunek X. campestris podzielono na ponad 120 patowarów. Bakterie
te
wytwarzają
enzymy
pektolityczne,
celulolityczne,
ksylanazy
oraz
charakterystyczny dla gatunku związek xantomonadinę. Bakterie Xanthomonas powodują najgroźniejsze choroby roślin kapustowatych, szczególnie kapusty głowiastej i kalafiora. Według najnowszych badań opartych na metodach molekularnych, bakterie wywołujące choroby roślin kapustowatych przypisane są do następujących patowarów: X. campestris pv. campestris, X. campestris pv. armoraciae, X. campestris pv. barbarae, X. campestris pv. incanae, X. campestris pv. raphani ( Berg i inni 2005). Najczęstszą chorobą wywoływana przez Xantomonas campestris pv. campestris jest czarna zgnilizna kapustnych (ang. black rot). Pierwotnym źródłem infekcji bakteriami z rodzaju Xantomonas najczęściej są nasiona (Shih i in. 2000; Gitaitis i Walcott 2007), zwłaszcza w przypadku patowaru campestris. Prawdopodobnie nasiona jako źródło infekcji odgrywają mniejszą rolę w przenoszeniu chorób wywoływanych przez X. campestris pv. armoraciae (Zhao i in. 2002). W niektórych regionach, bakterie rozwijając się na chwastach z rodziny Brassicaceae mogą być istotnym źródłem infekcji, zwłaszcza w przypadku X. campestris pv. campestris. Często nie wywołują one na tych roślinach objawów choroby, są natomiast rezerwuarem tych bakterii i w sprzyjających warunkach mogą rozprzestrzeniać się porażając otaczające uprawy. Zhao i in. (2002) przypuszczają jednak, że tego rodzaju źródło infekcji może mieć stosunkowo małe znaczenie w przypadku niektórych patowarów tej bakterii np. pv. armoraciae. Bakterie z rodzaju Xanthomonas mogą zimować w glebie na resztkach porażonych roślin przez okres ok. 2 lat. Stwierdzono, że ich przeżywalność może zależeć od rodzaju resztek roślinnych w których zimują, temperatury i rodzaju gleby (Schaad i White 1974; Kocks i in. 1998). Wykazano, że X. campestris pv. campestris może przeżyć do 73 dni jako epifit na liściach kapusty lub rzepy. Osiadające wraz z kurzem lub deszczem bakterie mogą wnikać przez hydatody na liściach. Cook i inni (1952) wykazali, że są to główne miejsca penetracji patogena do wnętrza rośliny, ponieważ zapewniają niezbędną ilość wody. Prawdopodobnie infekcja patogena przez system korzeniowy nie zachodzi, stwierdzono jednak, że uszkodzenie korzeni może zwiększyć liczbę porażanych roślin. Pierwsze objawy choroby w postaci żółtawych przebarwień na obrzeżach liści mogą pojawiać się na kotyledonie i dolnych liściach. Czasami zmiany te mogą czasowo zaniknąć, gdy porażone liście zaschną i opadną. Zewnętrzne objawy choroby mogą nie pojawiać się 5
nawet przez kilka tygodni, w czasie których patogen rozprzestrzenia się w całej roślinie. Gdy w ciągu lata temperatura wzrasta, na obrzeżach liści pojawiają się zażółcenia, które z czasem mogą przybierać kształt litery V. W trakcie rozwoju choroby czernieniu ulegają także wiązki przewodzące i liście. Uważa się, że typowe czernienie wiązek przewodzących i więdnięcia liści (ang. leaf blight) jest typowe dla pv. campestris podczas gdy plamistość liści (ang. leaf spot) dla pv. aberrans, armoraciae lub raphani (Vicente i in. 2006). Stwierdzono, że rozwój charakterystycznych objawów chorobowych wywoływanych przez bakterie z rodzaju Xanthomonas może być zmienny i np. izolaty powodujące nekrozy o kształcie V czyli typową czarną zgniliznę, w niektórych sytuacjach mogą dać jedynie plamistość liści i na odwrót (Berg i in. 2005). Po zainfekowaniu przez X. pv. armoracie i raphani hydatod na liściach rośliny, nekrotyczne plamy, otoczone wodnistą obwódką, pojawiają się najpierw na spodniej stronie liścia, ale szybko rozprzestrzeniają się po obydwu stronach. Wprawdzie wiązki przewodzące wokół plam czernieją, nie następuje rozprzestrzenienie się patogena w całym systemie wiązek przewodzących. Liczba gatunków roślin porażanych przez te patowary jest stosunkowo wąska. Bakterie
Xanthomonas
mogą
być
identyfikowane
tradycyjnymi
biochemicznymi, immunologicznymi i molekularnymi. Najskuteczniejszą
metodami
i najszybszą
metodą identyfikacji tego patogena jest metoda molekularna PCR. Berg i in. (2005) zaprojektowali specyficzne startery PCR do genu hrpF z X. campestris pv. campestris biorącego udział w infekcji roślin z rodziny Brassicaceae, startery DLH120 i DLH125 umożliwiają selektywną amplifikację tego fragmentu DNA dając produkt o długości 619 par zasad i szybką identyfikację bakterii. Opierając się na badaniach molekularnych stwierdzono, że X. campesteris pv. campestris jest genetycznie bardzo zróżnicowany (Valverde i inni 2007). Tradycyjne metody biochemiczne na podłożach selektywno–różnicujących nadal są często używane, zwłaszcza w pierwszym etapie badań. Inne metody, w tym badania immunologiczne mogą być także przydatne w identyfikacji tych bakterii. Stwierdzono jednak, że opierając się jedynie na testach serologicznych nie można jednoznacznie określić patowaru bakterii. Stwierdzono, że na przykład X. campestris pv. vesicatoria często reaguje z przeciwciałami X. campestris pv. campestris (Shih i in. 2000). Dlatego też aby trafnie zidentyfikować bakterie do gatunku, trzeba korzystać z kilku metod jednocześnie. Choroby wywoływane przez bakterie z rodzaju Xanthomonas są bardzo trudne do zwalczania. Jedynym skutecznym sposobem ich ograniczania jest stosowanie zdrowych nasion i sadzonek, eliminacje porażonych resztek roślinnych oraz chwastów z rodziny Brassicaceae. 6
Bakterie z rodzaju Erwinia Bakterie należące do rodzaju Erwinia są niezwykle powszechne i bardzo zróżnicowane. Ponieważ znajdują się wśród nich groźne patogeny istotnych z ekonomicznego punktu widzenia roślin, bakterie te opisane zostały w wielu obszernych pracach przeglądowych (Waleron i in. 2004; Śledź i Łojkowska 2005). Są wśród nich zarówno patogeny roślin jak i gatunki saprotroficzne. Są to urzęsione laseczki G-, nie tworzące przetrwalników. Mogą żyć w warunkach beztlenowych. Najlepiej namnażają się w temperaturze 25-35 oC. Patogeny te należą do grupy gatunków produkujących efektywnie pozakomórkowe enzymy pektolityczne, cellulolityczne i proteolityczne. Na pożywkach CVP (ang. Crystal Violet Pectate) z kwasem poligalakturonowym i fioletem krystalicznym, tworzą charakterystyczne wgłębienia. W biotestach prowadzonych w warunkach laboratoryjnych, na fragmentach tkanek roślinnych szybko tworzą rozległe, gnilne plamy. Bakterie patogeniczne z rodzaju Erwinia z reguły nie wykazują znacznej specyficzności w stosunku do gospodarza i często porażają wiele gatunków roślin. Wśród bakterii z tego rodzaju, mających najbardziej istotne znaczenie dla upraw warzyw są powodujące miękkie zgnilizny E. carotovora i E. chrysanthemi, w ostatnich latach przekwalifikowane do nowego gatunku Pectobacterium (Gardan i in. 2003). Objawy chorobowe najczęściej wywoływane przez te patogeny to przede wszystkim mokre zgnilizny, chociaż mogą wywoływać także zgorzele, plamistość liści czy odbarwianie tkanek (Erwinia amylovora-group). Rośliny z rodzaju Brassicaceae, np. kapusta głowiasta i kapusta pekińska, porażane są najczęściej przez E. carotovora pv. carotovora i E. chrysanthemi. Identyfikacja tych bakterii może być bardzo szybka dzięki zastosowaniu specyficznych starterów PCR: E. carotovora – Y1/Y2 (Darrasse i in. 1994), E. carotovora subsp. atroseptica - ECA1F/ECA2r (De Boer i Ward 1995), Y46/Y46 (Frenchon i in. 1998), E. chrysanthemi ADE1/ADE2 (Nassar i in. 1996), SJ1/SJ2 (Jafra i in. 1998). Literatura Agrios G.N., Plant Pathology fifth edition. Elsvier Academic Press. 2005 Alfano J.R., Collmer A. 2004. Type III secretion system effector proteins: double agents in bacterial disease and plant defense. Annu. Rev. Phytopathol. 42:385-414. Arsenjevic M. 1990. Bacterial pathogens, the causal agents of cauliflower and lettuce heads rot in Yugoslavia. Plant Dis. 41:21-20.
7
Berg T., Tesoriero L., Hailstones D.L. 2005. PCR-based detection of Xanthomonas campestris pathovars in Brassica seed. Plant Pathology 54:416-427. [DOI: 10.1111/j.1365-3059.2005.01186.x] Bereswill S., Bugert P., Volksch B., Ullrich M., Bender C.L., Geider K. 1994. Identification and relatedness of coronatine-producing Pseudomonas syringae pathovars by PCR analysis and sequence determination of the amplification products. Appl. Environ. Microbiol. 60:2924-2930. Bull C., Goldman P., Cintas N., Koike S.T. 2003. Identification of Pseudomonas species from a variety of hosts in the Salinas Valley of California. International Conference on Pseudomonas syringae Pathovars. Research, pp. 607-615. Caldelari I., Mann S., Crooks C., Palmer T. 2006. The Tat pathway of the plant pathogen Pseudomonas syringae is required for optimal virulence. MPMI 19:200-212. [DOI: 10.1094/MPMI19-0200] Cantore P.Lo., Iacobellis N.S., 2007. First report of head rot of Brassica oleraceae convar. botrytis var. italica caused by Pseudomonas fluorescens in Southern Italy. Plant Dis. 91:638 (DOI:10.1094/PDIS-91-5-0638A.) Cintas N.A., Koike S.T., Bull C.T. 2002. A new pathovar, Pseudomonas syringae pv. alisalensis pv. nov., proposed for the causal agent of bacterial blight of broccoli and broccoli raab. Plant Dis. 86:992998. Cook A.A., Walker J.C., Larson R.H. 1952. Studies on the disease cycle of black rot of Crucifers. Phytopathology V.42:162-167. Cuppels D.A., Ainsworth T. 1995. Molecular and physiological characterization of Pseudomonas syringae pv. tomato and Pseudomonas syringae pv. maculicola strains that produce the phytotoxin coronatine. Appl. Environ. Microbiol. 61:3530-3536. Darling D., Harling R., Simpson R.A., McRoberts N., Hunter E.A. 2000. Susceptibility of broccoli cultivars to bacterial head rot: In vitro scrining and the role of head morphology in resistance. Eur. J. Plant Pathol. [doi:06:11017 (10.1023/A:1008759315557].
8
Darrasse A., Priou S., Kotoujansky A., Bertheau Y. 1994. PCR and restriction fragment length polymorphism of pel gene as a tool to identify Erwinia carotovora in relation to potato diseases. Appl. Environ. Microbiol. 60:1437-1443. De Boer S.H., Ward L.J. 1995. PCR detection of Erwinia carotovora subsp. atroseptica associated with potato tissue. Phytopathology 85:854-858. Frenchon D., Exbrayat P., Helias V., Hyman L.J., Jouan B., Llop P., Lopez M.M., Payet P., Perombelon M.C.M., Toth I.K., Van Beckhoven J.R.C.M., Van der Wolf J.M., Bertheau Y. 1998. Evaluation of PCR kit for the detection of Erwinia carotovora subsp. atroseptica on potato tubers. Potato Research 41:163-173. Gardan L., Shafic H., Belouin S., Broch R., Grimont F., Grimont P.A.D. 1999. DNA relatedness among the pathovars of Pseudomonas syringae and description of Pseudomonas tremae sp. nov. (ex Sutic and Dowson 1959). International Journal of Systemic Bacteriology 49:469-478. Gardan L., Gouy C., Christen R., Samson R. 2003. Elevation of three subspecies of Pectobacterium carotovorum to species level: Pectobacterium atrosepticum sp. nov., Pectobacterium betavasculorum sp. nov., and Pectobacterium wasabiae sp. nov. Inter. J. Systematic and Evolutionary Microbiol. 53:381-391. Gitaitis R., Walcott R. 2007. The epidemiology and management of seedborne bacterial diseases. Annu. Rev. Phytopathol. 45:371-397. (doi:10.1146/annualrev.phyto.45.062806.094321) Graether S.P., Zonghao Jia 2001. Modeling Pseudomonas syringae ice-nucleation protein as a βhelical protein. Biophys J. 80: 1169-1173. Jafra S., Bielawski K., Šojkowska E. 1998. Application of the pelL gene based primers for PCR diagnostics of Erwinia chrysanthemi. Abstracts of The 13 th Symposium of the Polish Genetic Society. Journal of Applied Genetics 39A: 167 Kocks C.G., Ruissen M.A., Zadocks J.C. Duijkers M.G., 1998. Survival and extinction of Xanthomonas campestris pv. campestris in soil . Eur. J. Plant Pathol. 104:911-023. Lelliot R.A., Billing E., Hayward A.C., 1966. A determinative scheme for the fluorescent plant pathogenic pseudomonads. J. Appl. Bacteriol. 29:470-489.
9
Lin C.H., Hsu S. T., Tzeng K.C. 1994. Radish (Raphanus sativus L. ) a new host of Pseudomonas solanacearum in Taiwan. Plant Pathol. Bull. (Taiwan) 3:147-155. Nassar A., Darrassee A., Lemattre M., Kotoujansky A., Dervin C., Vedel R., Bertheau Y. 1996. Characterization of Erwinia chrysanthemi by pectinolytic isozyme polymorphism and restriction fragment length polymorphism analysis of PCR-amplified fragments of pel genes. Appl. Environ. Microbiol. 62:2228-2235. Nishiyama K., Ezuka A. 1978. Species of bacteria producing coronatine, a new physiologically active substance. Ann. Phytopathol. Soc. Jpn. 44:179-183. Padaga M., Heard G.M., Paton J.E., Graham H., Fleet H. 2000. Microbial species associated with different sections of broccoli harvested from three regions in Australia. International J. Food Microbiol 60:15-24. [Doi:10.1016/S0168-1605(00)00329-9]. Pajot E. 2005. Evidence that DL-3-aminobutyric acid and acibenzolar-S-methyl induce resistance against bacterial head rot disease of broccoli. Pest Management Sci. 61:1110-1114. Rimmer R., Shattuck V., I., Buchwaldt L. 2007. Compendium of Brassica Diseases. The American Phytopathological Society, APS Press. pp. 58-59. Schaad N.W., White W.C.1974. Survival of Xanthomonas campestris in soil. Phythopathology 64:1518-1520. Shih H.D., Lin Y.C., Huang H.C., Tzeng K.C., Hsu S.T. 2000. A DNA probe for identification of Xanthomonas campestris pv. campestris, the causal organism of black rot of crucifers in Taiwan. Bot. Bull. Acad. Sin. 41:113-120. Sobiczewski P., Schollenberger M. 2002. Bakteryjne choroby roślin ogrodniczych. PWRiL Śledź W., Łojkowska E. 2005. Erwinia carotovora (Pectobacterium carotovorum) – metody wykrywania, identyfikacji i badania zróżnicowania genetycznego. Post. Nauk Rol. 4:53-74. Wilke J.P., Dye D.R. 1973. Further hosts of Pseudomonas viridiflava. N.Z.J. Agric. Res. 16:315-323. Waleron M., Waleron K., Łojkowska E. 2004. Charakterystyka, identyfikacja, różnicowanie i taksonomia bakteryjnych patogenów roślin z rodzaju Erwinia. Post. Mikrobiol. 43:297-319.
10
Valverde A., Hubert T., Stolov A., Dagar A., Kopetowitz J., Burdman S. 2007. Assessment of genetic diversity of Xanthomonas campestris pv. campestris isolates from Israel by various DNA fingerprinting techniques. Plant Pathology 56:17-25. Vicente J.G., Everett B., Roberts S.J. 2006. Identification of isolates that cause a leaf spot disease of Brassicas as Xantomonas campestris pv. raphani and pathogenic and genetic comparison with related pathovars. Phytopathology, 96:735-745. DOI: 10.1094/PHYTO-96-0735. Xiaohui C. 2004. Regulation of biosurfactant production of quorum sensing in Pseudomonas fluorescens 5064, the cause of broccoli head rot disease. Edinburg Research Archive, PhD thesis collection. http://hdl.handle.net/1842/580. Xiaohui C., Harling R. 2006. Evaluation of bacterial antagonists for biocontrol of broccoli head rot caused by Pseudomonas fluorescens. Phytopathology 96:408-416. Zhao Y., Damicone J.P. Bender C.L., 2002. Detection, survival, and sources of inoculum for bacterial diseases of leafy crucifers in Oklahoma. Plant Dis. 86:883-888.
Urszula Smolińska, Michał Oskiera Bacteria pathogenic to Brassica vegetables During the last years bacterial diseases cause
a very serious problem in the vegetable
cultivation in Poland because of significant economic losses. This phenomenon is the consequence of climatic changes and the development of import of vegetables and fruits from all countries around the world. It is possible that the
movement of pathogens across international borders cause an
introduction of diseases into new areas. The bacterial pathogens are of particular concern because strategies for the control of disease which they cause are insufficient.. Pathogenic bacteria the most frequently infecting Brassica vegetables, belong to the three genera: Pseudomonas,
Xanthomonas and Erwinia, taxonomically composed of many different
pathovars which individually infect very narrow or very wide number of plant hosts. In the presented paper the authors described bacteria pathogenic to Brassica vegetables observed for a long time and the new one which appeared recently in other countries. The general characteristic of bacteria, symptoms which they cause on the host plants and problems with identifications are discussed.
11