Temas Clave para la Acuicultura UNIVERSIDAD DE CÓRDOBA
PLANCTON REGIONAL Y SU POTENCIAL EN ACUICULTURA
MARTHA JANETH PRIETO GUEVARA
II
Plancton Regional y su potencial en acuicultura Autora MARTHA JANETH PRIETO GUEVARA Profesora asociada Departamento de Ciencias Acuícolas Universidad de Córdoba. Colaboradores Parte I – Fitoplancton Ada Luz Castro Suarez Luis Alberto Sierra Torres Parte II - Zooplancton Ana Carmela Hernández Padilla Ayda Lizeth Martínez Diana Margarita Barguil Martínez Luis Guillermo Lora Litia de Jesús de la Cruz Páez Leicer Manjarrés Agresott Claudia Estella Velázquez Doria Parte III - Alimentación con Plancton Cesar Augusto Martinez Montes Miguel Angel Escobar Hernandez
CENTRO DE INVESTIGACIONES UNIVERSIDAD DE CORDOBA- CIUC Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia Departamento de Ciencias Acuícolas
III
Plancton Regional y su Potencial en Acuicultura © M.J. Prieto Guevara Universidad de Córdoba Primera edición, 2013 Montería-Colombia Publicación digital ISBN: 978-958-9244-61-6 Fondo Editorial Universidad de Córdoba alimvi@hotmail.com http://www.unicordoba.edu.co Montería-Colombia Diseño y diagramación: Yamid Fabián Hernández Julio
IV
CONTENIDO
LISTA DE TABLAS
VI
LISTA DE FIGURAS
VIII
1
1
INTRODUCCION
2. OBJETIVOS 2.1 OBJETIVO GENERAL 2.2 OBJETIVOS ESPECIFICOS
6 6 6
3. REFERENCIAL TEORICO 3.1 ALIMENTO VIVO 3.2 FITOPLANCTON 3.3 ZOOPLANCTON
7 7 9 11
4 LOCALIZACION
15
5 COLECCIÓN DE PLANCTON
17
PARTE I – FITOPLANCTON 6 MATERIAL Y METODOS 6.1 OBTENCION DE CEPAS 6.2 CULTIVOS
20 22 24
7 RESULTADOS Y DISCUSION 7.1 Neodelphineis pelagica 7.2 Cyclotella gromerulata 7.3 Actinocyclus normani 7.4 Ankistrodesmus sp 7.5 Discusión
27 30 33 37 39 44
8
50
CONCLUSIONES PARTE II _ ZOOPLANCTON
9 9.1 9.2 9.3
MATERIAL Y METODOS OBTENCION DE CEPAS ASPECTOS REPRODUCTIVOS CULTIVOS
10 RESULTADOS Y DISCUSION 10.1 EL ROTIFERO Brachionus patulus 10.2 EL CLADOCERO Moina sp 10.3 LOS COPÉPODOS Argyrodiaptomus sp y Thermocyclops sp
52 52 54 55 61 61 90 108
V 11 CONCLUSIONES
118
PARTE III – ALIMENTACION CON PLANCTON 12. MATERIAL Y METODOS 12.1 Larvicultura de bocachico (Prochilodus magdalenae) 12.2 Larvicultura de camaron (Litopenaeus vannamei) 12.3 Alimentacion de ostra (Crassostrea rizophorae)
122 122 125 130
13. RESULTADOS Y DISCUSION 13.1 Larvicultura de Bocachico (Prochilodus magdalenae) 13.2 Larvicultura de camarón (Litopenaeus vannamei) 13.3 Alimentación de ostra de mangle (Crassostrea rizophorae)
134 134 141 159
14. CONCLUSIONES
162
15
CONCLUSIONES GENERALES
165
16
REFERENCIAS BIBLIOGRAFICAS
VI LISTA DE TABLAS
PARTE I FITOPLANCTON Pág. TABLA 1. Promedios y desviación Standard para el crecimiento de Actinocyclus normanii, Cyclotella glomerata y Neodelphyneis pelágica en los medios de cultivo (T1) Conway y (T2) F/2. Densidad celular inicial (D.C.In), Densidad celular máxima (D.C.Máx), Tiempo densidad máxima (T.D.Máx), Tasa media de crecimiento (Ts.M.Crs), (k) Tasa de crecimiento.
32
TABLA 2. Promedios y desviación Standard para el crecimiento de Actinocyclus normanii, Cyclotella glomerata y Neodelphyneis pelágica con F/2, en tres diferentes volúmenes de cultivo. Densidad celular inicial (D.C.In), Densidad celular máxima (D.C.Máx), Tiempo densidad máxima (T.D.Máx), Tasa media de crecimiento (Ts.M.Crs), (k) Tasa de crecimiento.
34
TABLA 3. Promedios y desviación Standard para el crecimiento de Ankistrodesmus sp en los medios de cultivo (T2) F/2 y (T1) Conway, en tres diferentes volúmenes de cultivo. Densidad celular inicial (D.C.In), Densidad celular máxima (D.C.Máx), Tiempo densidad máxima (T.D.Máx), Tasa media de crecimiento (Ts.M.Crs), (k) Tasa de crecimiento.
44
PARTE II ZOOPLANCTON TABLA 1. Promedios y desviación estándar de los aspectos reproductivos en el ciclo de vida de B. patulus con relación a la calidad del agua y el tipo de alimento
68
TABLA 2. Porcentaje de huevos, porcentaje de eclosión de huevos y porcentaje de neonatos obtenidos en el ciclo de vida de B. patulus para el total de los 72 organismos en el estudio acorde al tipo de alimento y calidad de agua.
73
TABLA 3. Valores promedios X y desviación estándar S de parámetros poblacionales, para el cultivo de B. patulus, en los diferentes volúmenes de cultivo (3, 17 y 60 litros).
79
TABLA 4. Características morfométricas de la cepa del cladócero Moina sp, alimentada con la microalga Ankistrodesmus sp
92
TABLA 5. Promedios y desviación estándar de los aspectos reproductivos en el ciclo de vida de Moina sp acorde al tipo de alimento.
96
TABLA 6. Valores promedio y desviación estándar de parámetros poblacionales de Moina sp en cultivo. Volumen de 20 y 300 litros. (K) Tasa Instantánea de crecimiento; (td) Tiempo de duplicación; (r) Rendimiento.
103
VII
TABLA 7. Largo y ancho en µm de los diferentes estadios del desarrollo de los copépodos calanoide Argyrodiaptomus sp y ciclopoide Thermocyclops sp, alimentados con la microalga Chlorella sp.
112
TABLA 8. Promedio del tiempo de desarrollo en días para el copépodo calanoide Argyrodiaptomus sp y el ciclopoide Thermocyclops sp.
114
TABLA 9. Parámetros reproductivos de los copépodos Argyrodiaptomus sp y Thermocyclops sp alimentados con dos microalgas diferentes. Promedio en días (d)
115
PARTE III
ALIMENTACION CON PLANCTON
TABLA 1. Parámetros de crecimiento de las poslarvas de bocachico (Prochilodus magdalenae) alimentadas con diferentes organismos zooplanctócnicos. Promedios y desviación estándar.
135
TABLA 2. Temperatura promedio en los acuarios con larvas de camarón blanco (litopenaeus vannamei) alimentadas con diferentes dietas compuestas por microalgas nativas. en todo el ensayo.
142
TABLA 3. Promedio de la concentración de microalgas consumidas, día a día, por las larvas de camarón blanco (Litopenaeus vannamei).
146
TABLA 4. Tiempo de duración en horas para los diferentes estadios larvarios del camarón blanco Litopenaeus vannamei con diferentes dietas alimenticias.
149
TABLA 5. Porcentaje de sobrevivencia de las larvas de camarón blanco (litopenaeus vannamei) en los diferentes estadios durante el desarrollo larvario, sometidas a diferentes dietas de microalgas.
153
VIII LISTA DE FIGURAS Pág.
Figura 1. Localización de la sede de la Universidad de Córdoba en el municipio de Santa Cruz de Lorica
16
Figura 2. Laboratorio de Alimento Vivo. Sección 3. Sala para el mantenimiento de cepas.
16
PARTE I - FITOPLANCTON Figura 1. A Cepas de microalgas en medio sólido; B. Cepas de microalgas en medio líquido; C. Cultivos en volúmenes de 250 ml; D. Cultivos en volúmenes de 1 Litro con aireación.
21
Figura 2. A. Cultivo de microalgas en 3 litros; B. Cultivo de microalgas en 20 litros.
25
Figura 3. A. Cyclotella gromerulata; B. Actinocyclus normanii (vista frontal); C. Actinocyclus normanii (Vista lateral); D. Neodelphyneis pelagica; E. Ankistrodesmus sp
29
Figura 4. Curva de crecimiento de la microalga Actinocyclus normanii en cultivo estático de 5 ml con F/2 y Conway.
36
Figura 5. Curva de crecimiento de la microalga Cyclotella glomerata en cultivo estático de 5 ml con F/2 y Conway.
36
Figura 6. Curva de crecimiento de la microalga Neodelphyneis pelágica en cultivo estático de 5 ml con F/2 y Conway
36
Figura 7. Curva de crecimiento de la microalga Actinocyclus normanii en cultivo estático de250 ml con F/2 y Conway.
38
Figura 8. Curva de crecimiento de la microalga Cyclotella glomerata en cultivo estático de 250 ml con F/2 y Conway
38
Figura 9. Curva de crecimiento de la microalga Neodelphyneis pelágica en cultivo estático de 250 ml con F/2 y Conway.
38
Figura 10. Curva de crecimiento de la microalga Neodelphyneis pelágica en cultivo estático de 1, 3 y 15 L con F/2.
41
Figura 11. Curva de crecimiento de la microalga Cyclotella glomerata en cultivo estático de 1, 3 y 15 con F/2.
41
Figura 12. Curva de crecimiento de la microalga Actinocyclus normanii en cultivo estático de 1 L con F/2.
41
IX
Figura 13. Curva de crecimiento de la microalga Ankistrodesmus sp en cultivo estático de 10 ml con F/2.
43
Figura 14. Curva de crecimiento de la microalga Ankistrodesmus sp en cultivo estático de 250 ml con F/2 y Conway
43
Figura 15. Curva de crecimiento de la microalga Ankistrodesmus sp en cultivo estático de 3 L y 15 L con F/2.
43
PARTE II - ZOOPLANCTON Figura 1. A. Método de aislamiento de organismos zooplanctónicos; B. Cepas de zooplancton en volúmenes de 250 ml; C. Cámaras multicelda de doce compartimentos
53
Figura 2. Cultivo del rotífero Brachionus patulus. A. Cultivo en volúmenes de 3 Litros; B. Cultivo en volúmenes de 17 Litros; C. Cultivo en volúmenes de 60 Litros.
55
Figura 3. Cultivo del cladócero Moina sp. A. En condiciones controladas de temperatura, aireación e iluminación, volúmenes de 20 litros. B. En exteriores con foto período natural, volúmenes de 300 litros.
58
Figura 4. A. Ejemplar de B. patulus; B. Huevo que ha cumplido su periodo de incubación y se encuentra en proceso de eclosión. Secuencia de la maduración asexual en B. patulus: C. Neonato; D. Formación del vitelario; E. Formación de huevos en el vitelario; F. Forma esférica del huevo.
63
Figura 5. A. Forma ovalada del huevo de B. patulus; B., C., D. Diversas ubicaciones de los huevos en las espinas.
66
Figura 6. Eventos reproductivos de B. patulus acorde a la dieta y calidad de agua.
72
Figura 7. Frecuencia reproductiva de B. patulus acorde a la calidad de agua
72
Figura 8. Frecuencia reproductiva de B. patulus acorde a la dieta
72
Figura 9. Porcentaje de fecundidad de B. patulus acorde a la dieta.
73
Figura 10. Crecimiento poblacional del cultivo de B. patulus en volúmenes de 3 litros
81
Figura 11. Porcentaje de fecundidad del cultivo de B. Patulus volumen de 3 litros
81
Figura 12 Crecimiento poblacional del cultivo de B. patulus en volúmenes de 17 Litros.
83
X
Figura 13. Porcentaje de fecundidad del B. patulus en los volúmenes de 17 litros
83
Figura 14. Crecimiento poblacional del cultivo de B. patulus en volúmenes de 60 Litros
84
Figura 15. Porcentaje de fecundidad del B. patulus en los volúmenes de 60 litros
84
Figura
16. A. Ejemplar adulto del cladócero Moina sp; B. Moina con embrión en cámara incubatriz; B. Moina con huevos en cámara incubatriz; C. Neonato de Moina; D. Efipios de Moina sp
Figura 17. Aspectos reproductivos de Moina sp acorde a dos tipos de alimento. Eventos reproductivos, Número de huevos/hembra, Número de huevos incubados en estado 1,2 y 3, Número de juveniles/hembra Figura 18. Aspectos reproductivos de la Moina sp acorde a dos tipos de alimento en el tiempo. Infertilidad juvenil, Infertilidad senil, Tiempo de generación, Tiempo de incubación, Frecuencia reproductiva, Longevidad.
95
100
100
Figura 19. Crecimiento poblacional de Moina sp en cultivo alimentada con dos dietas como tratamiento. Volumen 20 litros.
104
Figura 20. Crecimiento poblacional de Moina sp en cultivo alimentada con dos dietas como tratamiento. Volumen 300 litros.
104
Figura 21. Proyección del crecimiento poblacional de Moina sp en cultivo, según modelo de regresión, alimentada con Ankistrodesmus (Trat. 1) y Ankistrodesmus + Levadura (Trat. 2) Figura 22. A. Cepas de organismos del zooplancton; B. Copépodo calanoide Argyrodiaptomus sp, ejemplar hembra; C y D. Nauplios de Argyrodiaptomus sp; E. Copépodo ciclopoide Thermocyclosp sp, ejemplar macho; F. Nauplios de Thermocyclops sp.
106
110
XI PARTE II - ALIMENTACION CON PLANCTON Figura 1. Unidades experimentales de los diferentes ensayos del uso de plancton en la alimentación. A. Larvicultura de bocachico (Prochilodus magdalenae); B. Larvicultura de camarón (Litopenaeus vannamei); C. Alimentación de ostra (Crassostrea rizophorae).
124
Figura 2. Disposición de las líneas de aireación en los acuarios para larvicultura de camarón se aprecia la manguera perforada ubicada en el centro y a lo largo del fondo de cada acuario, sujeta mediante el uso de pesas de PVC, cemento y arena
129
Figura 3. A. Ejemplares de ostras (Crassostrea rizophorae) con 3 cm. en promedio de talla. B. Lavado de ostras para retirar el fouling. C. Ostras (38 g) dispuestas en la estructura de malla y PVC. D. Montaje de base en malla y aireación realizado para cada acuario. Figura 4 Valores medios de ganancia en peso (GP) y ganancia en longitud (GL) de las postlarvas de bocachico (Prochilodus magdalenae) alimentadas con diferentes organismos del zooplancton. Figura 5
131
136
Valores medios de tasa de crecimiento especifico (SGR) ganancia en longitud (GL) de las postlarvas de bocachico (Prochilodus magdalenae) alimentadas con diferentes organismos del zooplancton.
137
Figura 6 Valores medios de sobrevivencia (S) y resistencia al estrés (RS) de la postlarvas de bocachico (Prochilodus magdalenae) alimentadas con diferentes organismos del zooplancton.
138
Figura 7. Porcentaje (%) de mortalidad día a día de las postlarvas de bocachico (Prochilodus magdalenae) alimentadas con diferentes organismos del zooplancton.
138
Figura 8. Temperatura en los acuarios con las larvas de camarón blanco (litopenaeus vannamei) a lo largo de todo el ensayo (estadios n5 a m3) en los diferentes tratamientos.
143
Figura 9. Variación de salinidad en los acuarios con las larvas de camarón blanco (litopenaeus vannamei) a lo largo de todo el ensayo (estadios nauplio 5 a misys 3), en los diferentes tratamientos de alimentación.
143
Figura 10. Concentración promedio total de microalgas consumidas por las larvas de camarón blanco (Litopenaeus vannamei) a lo largo de su desarrollo larvario desde nauplio 5 hasta mysis 3.
144
Figura 11. Concentración promedio de microalgas consumidas por día en la larvicultura de camarón blanco (Litopenaeus vannamei) por día, a lo largo de todo el ensayo.
145
XII Figura 12. Tiempo de duración en horas de los estadios zoea de las larvas de camarón blanco (Litopenaeus vannamei) acorde a la dieta.
150
Figura 13. Tiempo de duración en horas de los estadios misys de las larvas de camarón blanco (Litopenaeus vannamei) acorde a la dieta.
150
Figura 14. Cola fecal con esqueleto siliceo de microalgas Actinocyclus normanii consumidas por larvas de camarón blanco (Litopenaeus vannamei).
151
Figura 15. sobrevivencia de las larvas de camarón blanco (litopenaeus vannamei) desde nauplio 5 hasta el estadio misys 3, acorde a las dietas de microalgas suministrada como tratamiento.
154
Figura 16. Sobrevivencia de las larvas de camarón blanco (Litopenaeus vannamei) en los estadios críticos de zoea, acorde a las dietas de microalgas suministrada como tratamiento. 155 Figura 17. Sobrevivencia de las larvas de camarón blanco (Litopenaeus vannamei) en los estadios críticos de misys, acorde a las dietas de microalgas suministrada como tratamiento.
155
INTRODUCCIÓN
1
El plancton es el nombre genérico designado para una comunidad de diferentes categorías sistemáticas; presenta como característica común, la columna de agua como hábitat principal y su pequeño tamaño, variando de algunas micras hasta varios milímetros. Entre los componentes principales del plancton, se tiene la comunidad vegetal (fitoplancton) y la comunidad animal (zooplancton). La comunidad vegetal o productores primarios, abarca diferentes grupos de algas, móviles o no, de forma y tamaño variados, siendo generalmente microscópicos. La comunidad animal está compuesta por un gran número de protozoarios, rotíferos, micro crustáceos (cladóceros y copépodos) y una serie de estadios larvarios de moluscos e insectos, entre otros grupos.
Las formas planctónicas de un ambiente en particular, presentan variedad, abundancia y distribución propias, que dependen de su adaptación a las características abióticas (temperatura, luz, oxigeno, concentración de nutrientes, entre otros) y bióticas (predadores, parásitos y competidores) del medio.
El plancton constituye la unidad básica de producción de materia orgánica en los ecosistemas acuáticos; en presencia de nutrientes adecuados y suficientes, los componentes vegetales del plancton son capaces de acumular energía lumínica en forma de compuestos químicos energéticos merced a la fotosíntesis. Las zonas de mayor riqueza pesquera en el mundo son aquellas en donde el plancton es abundante, puesto que este forma parte esencial de la dieta de muchos organismos (González, 1988). El hombre obtiene así un beneficio indirecto del plancton, y también puede hacer un uso directo mediante cultivos en gran escala de especies que son usadas en la alimentación humana, la cosmetología y la elaboración de medicamentos, entre otros productos.
El fitoplancton, así como el zooplancton, son esenciales durante el desarrollo larvario de peces, crustáceos y moluscos, así como para algunos organismos de estos grupos, en otras fases de su ciclo de vida tales como la reproducción y el crecimiento. Por tanto, el plancton se entiende como el alimento vivo natural.
Uno de los aspectos relevantes en la actividad acuícola es la demanda constante de alimento vivo, por ello en países donde sé práctica con éxito la acuicultura los cultivos masivos de microalgas, rotíferos, copépodos y cladóceros son base de la producción comercial en condiciones controladas, para la producción y alta sobrevivencia de semillas en sistemas de cultivo semi-intensivo e intensivo (Amat, 1997).
La producción controlada de plancton (fitoplancton y zooplancton) marino y de agua salobre actualmente es bien conocida, principalmente en países como Japón, Francia, España, Estados Unidos y otros; entretanto, en relación al plancton de agua dulce todavía son necesarios estudios centrados hacia la producción en gran escala, con la utilización de especies regionales de fácil obtención de inóculos (Sipáuva-Tavares & Rocha, 2003). En el documento “La producción de alimento vivo y su importancia en acuicultura”, Torrentera y Tacon (1989) describen el interés que existe por las actividades acuícolas en Latinoamérica enfocado a las especies de importancia comercial de peces, crustáceos y moluscos, en condiciones controladas para la producción. En este sentido, se hace necesario conocer las diferentes alternativas de producción de alimento vivo a gran escala, ya que es difícil sustituir el alimento natural, pues las dietas artificiales generalmente provocan altas mortalidades por deficiencias nutricionales.
Es así, como en acuicultura, uno de los factores limitantes es la obtención y producción de alimentos que cubran todos los requerimientos nutricionales para las especies objeto de cultivo y que resulten al mismo tiempo de bajo costo (Logato, 2000). A pesar de los esfuerzos para sustituir totalmente el alimento vivo por dietas artificiales, la acuicultura todavía es dependiente de la producción y empleo de microorganismos para la alimentación de especies de peces, crustáceos y moluscos. En general, el alimento artificial no suple las necesidades nutricionales ni los hábitos alimentares de los organismos objeto de cultivo.
Las dietas de peces, camarones y otros organismos cultivados deben ser bien balanceadas y contener componentes básicos y primarios, como proteínas, carbohidratos y lípidos. Vitaminas y minerales también son requeridos para el crecimiento, el sustento y el desarrollo de esos
Temas clave para la Acuicultura.
2
organismos. El fitoplancton y el zooplancton contienen esos elementos esenciales al crecimiento de los organismos objeto de cultivo. De este modo, el alimento vivo puede ser descrito como un paquete de nutrientes natural, útil principalmente para organismos con larvas altriciales que precisan en su primera alimentación estos organismos naturales y no así para las larvas precociales que pueden pasar de la reabsorción del vitelo al consumo de ración formulada.
De este modo, el manejo y la producción de alimento natural son muy importantes, siendo la clave para el suceso del cultivo de organismos acuáticos, con todo, el emprender la actividad con resultados deseables depende del conocimiento que cada región tenga sobre la potencialidad de sus organismos planctónicos, para ser estos empleados como alimento vivo con fines acuícolas; así como, del entrenamiento y la experiencia del personal. Uno de los mayores problemas en el manejo de larvas ha sido la falta de organismos como alimento, o de una producción sustentable para la producción de las larvas en los diferentes estadios de desarrollo. Aunque las tecnologías para el cultivo, en laboratorio (indoor) y externas (outdoor), de organismos como alimento vivo, estén establecidas, sus aplicaciones todavía son restringidas y realizadas apenas en institutos de investigación, universidades o un pequeño porcentaje de la empresa acuícola.
En Córdoba es importante conocer y manejar; dado el interés nacional y regional en la acuicultura; las alternativas de producción de alimento vivo, teniendo como premisa la dificultad para sustituir el alimento natural, en aquellas especies que son objeto de cultivo e investigación. La fundamentación en el conocimiento, optimización y automatización de los sistemas de cultivo de fitoplancton y zooplancton con niveles de producción semicontinua o continua darían respuesta a esta situación.
El interés por la acuicultura en la región cordobesa, incluye el manejo de peces, crustáceos y moluscos. El cultivo de la ostra de mangle (Crassostrea rizophorae), como representante de los moluscos, se ha desarrollado en su fase de engorde en el medio natural, alcanzando producciones de una tonelada mensual para 1998, también entre otros, se realizaron estudios para definir en detalle la composición cualitativa del fitoplancton filtrado para su alimentación en diferentes épocas del año y en sus etapas de desarrollo, definiendo la dominancia o diversidad de las microalgas (Arias, 1998). Las fases de reproducción y larvicultura, de esta especie, son
Temas clave para la Acuicultura.
3
actualmente objeto de investigación y estudio donde se requiere fundamentalmente del suministro apropiado de alimento vivo, principalmente de fitoplancton.
En el mismo sentido El Centro de Investigaciones Piscícolas Continental CINPIC, adscrito a la Universidad de Córdoba se ha destacado en el ámbito nacional como una de las primeras estaciones piscícolas dedicadas a la reproducción de peces nativos como el bocachico (Prochilodus magdalenae), dorada (Brycon moorei sinuensis.), bagre blanco (Sorubim lima) y exóticos como cachama negra (Colossoma macropumum), cachama blanca (Piractus brachypomus) y tilapia (Oreochromis sp) entre otros. En esta actividad piscícola, se han desarrollado diferentes estudios sobre la larvicultura de estas especies, en los cuales se ha demostrado la necesidad e importancia del uso de alimentos vivos.
De igual forma una de las actividades acuícolas que genera divisas nacionales es la camaronicultura, principalmente con la especie de camarón blanco (Litopenaeus vannamei). Donde, en el proceso productivo, es ampliamente reconocida la importancia fundamental del suministro de fitoplancton y zooplancton, como alimento vivo, en la obtención de larvas.
La acuicultura es una alternativa de producción para las diferentes especies, así como, de protección de los bancos naturales en la región cordobesa. La optimización de la actividad acuícola requiere desarrollar tecnologías para el manejo en condiciones controladas de las diferentes especies con fines de reproducción y oferta constante de semilla a lo largo del año, ya que en el medio natural la oferta es periódica; por tal razón es fundamental tener un sistema de producción y oferta constante de alimento vivo que permita el desarrollo de estas tecnologías.
Es así, como la producción de alimento vivo, se constituye en una necesidad para el desarrollo acuícola. Esta producción se fundamenta en el conocimiento, optimización y automatización de los sistemas de cultivo de fitoplancton y zooplancton. Un cultivo de plancton se perfecciona al conocer la concentración adecuada de nutrientes, el crecimiento de los organismos y los intervalos de manejo para lograr una producción alta y sostenida en el tiempo. Se precisa, de este modo, establecer las condiciones bióticas y abióticas, así como, los requerimientos de las especies planctónicas para su mantenimiento y producción en condiciones controladas. Por tanto es fundamental, describir el comportamiento, establecer las curvas de
Temas clave para la Acuicultura.
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crecimiento, definir el medio óptimo de cultivo y perfil nutricional que aporta como partícula alimenticia.
En concordancia, los procesos acuícolas, son una actividad de importancia social y económica, que requieren alimento vivo. Por lo general se trabaja en el país, con especies foráneas, desconociendo la riqueza y potencialidad de las nativas. El presente informe, contiene los principales resultados del proyecto de investigación donde se establece bases para el monocultivo, en condiciones de laboratorio, de algunas especies planctónicas regionales. Se presenta alternativas en la alimentación de diferentes etapas en el desarrollo de peces, crustáceos y moluscos, al ofertar alimento natural de bajo costo con especies nativas. En igual sentido, se aborda un área de poco desarrollo en la nación, respondiendo a una necesidad de conocimiento, donde los resultados obtenidos aportan alternativas para el avance en la acuicultura, a nivel regional y nacional.
Temas clave para la Acuicultura.
5
OBJETIVOS OBJETIVO GENERAL
Establecer el potencial acuícola bajo condiciones de laboratorio, de al menos cinco especies de organismos planctónicos regionales. OBJETIVOS ESPECÍFICOS
Obtener 5 cepas de organismos planctónicos (fitoplancton y/o zooplancton) presentes en dos cuerpos de agua naturales regionales, Ciénaga de Lorica y Ciénaga de Mestizos.
Caracterizar para cada una de las cepas, de fitoplancton (microalgas) y de zooplancton (Cladóceros, copépodos y rotíferos), el ciclo reproductivo y las fases de crecimiento poblacional en condiciones de laboratorio.
Determinar los requerimientos físicos y nutritivos adecuados para el mantenimiento de cada una de las cepas en condiciones de laboratorio.
Realizar monocultivo estático de cada cepa de fitoplancton y zooplancton en diferentes volúmenes.
Establecer,
para
cada
cepa,
la
aceptabilidad
como
partícula
alimenticia.
REFERENCIAL TEÓRICO En acuicultura las dietas de peces, camarones, moluscos y otros organismos cultivados deben ser bien balanceadas y contener componentes básicos y primarios, como proteínas, carbohidratos y lípidos. Vitaminas y minerales también son requeridos para el crecimiento, el sustento y el desarrollo de esos organismos. El fitoplancton y el zooplancton contienen esos elementos esenciales al crecimiento de los organismos objeto de cultivo.
Uno de los factores más importantes para el suceso en el cultivo de peces es la utilización de alimento natural (Fitoplancton y zooplancton), principalmente en los primeros estadios de desarrollo, en especial en los primeros días de vida. Ciertas especies de larvas de peces solo pueden ser criadas con plancton vivo por el hecho de, entre otras razones, ser dependientes de las enzimas digestivas de sus presas (Sipáuva –Tavares & Rocha, 2003). La necesidad de utilización de organismos planctónicos como alimento natural para las larvas de peces ya es bien conocida, aunque hasta el presente momento no hay una escala comercial de producción de estos organismos.
ALIMENTO VIVO
Las comunidades planctónicas características de ambientes acuáticos con diferentes grados de trofia, presentan composiciones diversas. Cuando las comunidades planctónicas tienen su desarrollo acompañado a lo largo de las alteraciones en las condiciones nutricionales que ocurren en el ambiente, natural o artificialmente inducidas, se verifica la ocurrencia de alteraciones en la abundancia relativa de los organismos, en la composición de especies o en ambas. Estos cambios en las comunidades planctónicas en su mayoría están asociados a la composición y concentración de alimento disponible, de tal forma el plancton y su dinámica a lo largo del tiempo se convierten en sensores refinados de las variables ambientales y la productividad de un sistema acuático.
Independientemente del hábito alimentar de un organismo en la vida adulta (peces, crustáceos y moluscos), por regla general, después de la absorción del saco vitelino, el inicio de la alimentación exógena de poslarvas será constituida de organismos planctónicos; el alimento vivo, debido a su contenido de ácidos grasos esenciales, es una buena opción para la nutrición de las poslarvas, posee enzimas necesarias para el crecimiento y sobrevivencia de las mismas, el movimiento natural de estos organismos planctónicos estimulan el comportamiento predatorio de las poslarvas y el alimento vivo en cantidades adecuadas no compromete la calidad del agua (Coutteau & Sorgeloos, 1997; Lavens & Sorgeloos, 1996; Sipaúba-Tavares &Rocha, 2003).
La importancia del alimento natural en acuicultura es mayor durante las fases de larvicultura y alevinage; en general, los alimentos naturales presentan altos niveles de proteína de excelente calidad, siendo fuentes importantes de vitaminas y minerales (kubitza, 1997; Coutteau & Sorgeloos, 1997; Ahlgren et al., 1997)
Según Kubitza (1998), en ambiente natural los peces consiguen balancear sus dietas escogiendo, entre los diversos ítems, los que mejor suplen sus exigencias nutricionales y preferencias alimentares. Raramente se observan síntomas de deficiencia nutricional en estas condiciones. La importancia del alimento natural en piscicultura es mayor durante las fases de larvicultura y alevinaje. En general, los alimentos naturales presentan altos niveles de proteína de excelente calidad, siendo fuentes importantes de vitaminas y minerales; la composición bioquímica del alimento natural para peces es importante, siendo considerado el alimento que contiene la mayoría de las substancias nutritivas que sirven como base para las dietas experimentales para peces.
La esencialidad de organismos vivos como alimento inicial para poslarvas de peces, larvas de crustáceos y la nutrición de moluscos ha sido demostrada por varios autores ( Walford&Lam, 1993; Jomori, 1999 y 2001; Frances M.L., 2000; Hagiwara A . et al., 2001; Hernandéz O G. et al., 2003; Pones E. et al., 2003).
Actualmente, una grande variedad de organismos vivos está
siendo utilizada en la larvicultura, principalmente, debido al valor nutricional superior al de dietas formuladas. Las dietas naturales incluyen diferentes especies de fitoplancton, zooplancton y larvas de invertebrados. Por esto, algunas especies han sido seleccionadas como alimento para la larvicultura, siendo los criterios para su elección la calidad física, así como la pureza, disponibilidad, aceptación, en conjunto con indicadores nutricionales como digestibilidad y
Temas clave para la Acuicultura.
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relación nutrientes/energía del organismo. En adición a estos factores la especie debe ser de fácil obtención, reproducción y económicamente viable (Watanabe e Kiron, 1994; Lavens &Sorgeloos, 1996; Sipáuba-Tavares &Rocha, 2003)
El zooplancton salvaje se constituye de organismos vivos de grande importancia para las fases iniciales de vida de las poslarvas de peces, consistiendo en la mejor opción para esta fase de vida (Castagnolli, 1992; Barbosa, 1996; Kubitza, 1997). Prácticamente todas las especies de peces se alimentan de plancton en la fase de poslarva (Logato, 2000)
Según Watanabe et al. (1983), la mejor opción para la nutrición inicial de larvas es el alimento vivo, debido a su contenido de ácidos grasos esenciales. Para la mayoría de las especies de peces, principalmente en sus primeros días de vida, la alimentación con organismos vivos constituye todavía el único procedimiento adecuado (Basille-Martins, 1984; Frances, M.L. et al., 2000; Hagiwara A et al., 2001; Aloysio S. et al., 2003; Hernandéz O G. et al., 2003). Actualmente, uno de los principales factores limitantes en la producción de peces es sin duda la alimentación de poslarvas y alevinos. Deficiencias alimentares en estas etapas aumentan su mortalidad. Por tanto el alimento vivo rico en vitaminas, ácidos grasos y proteínas se torna la principal fuente de alimento para peces cultivados en estaciones de piscicultura (Tacon, 1993).
La
utilización de alimento vivo presenta como principales ventajas : menor grado de
polución al ser comparado con las dietas artificiales y mejor distribución del alimento en todo el volumen de agua, además de mantener sus características por muchas horas, lo cual no ocurre con alimentos preparados.
FITOPLANCTON
Las microalgas son plantas fotosintéticas no vasculares que contienen clorofila y poseen estructuras reproductivas simples (Trainor, 1978). Son un conjunto de plantas primitivas con gran diversidad de organismos coloniales y filamentosos, con diferentes hábitats, tamaños, morfología y formas de reproducción. La mayor parte de las microalgas son foto autótrofas, otras son heterótrofas facultativas u obligadas, otras son fago tróficas. Pueden desarrollarse en aguas
Temas clave para la Acuicultura.
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dulces, salobres o marinas y su tamaño puede estar en menos de 10 hasta un poco más de 50 (Coll Morales, 1986; Sipaúba-Tavares & Rocha, 2003).
El interés principal en la acuicultura es producir alimento para los animales de explotación; teniendo en cuenta su riqueza en diversas sustancias, las microalgas tienen en este campo un amplio mercado, en relación con el costo de producción de esta materia prima. La importancia del cultivo de microalgas radica en su papel como productores primarios de la cadena trófica, siendo las primeras formadoras de materia orgánica y, por su tamaño reducido y variado (5 – 50 en promedio) son fácilmente capturables y digeridas por multitud de larvas y estadios juveniles de moluscos, crustáceos y peces (Stanley y Jones, 1976; Hopp U. et al., 1997; Renuard S. M.,et al., 2002; Aloysio S., 2003).
Las altas concentraciones de proteínas, carbohidratos y ácidos grasos presentes en las microalgas las hace fundamentales para la alimentación del zooplancton, larvas de moluscos, crustáceos y ciertos peces herbívoros (D’Souza & Kelly, 2000; Renaud et al. 2002, Brown et al.,1997). Cada alga por ser un organismo completo capaz de sintetizar multitud de compuestos disueltos en el agua, transformando sales inorgánicas en compuestos orgánicos por medio de la fotosíntesis, las hace imprescindibles como alimento vivo, además de poder ser aprovechadas como filtros biológicos en la eliminación de excesos de nutrientes (Wedler, 1998).
El cultivo en masa de algas para la alimentación directa e indirecta de las larvas y alevines, tienen en cuenta el tamaño y forma que permitan su captura, manejo e ingestión; otro aspecto de gran importancia es la espesura de la pared celular que determina su digestibilidad y, en parte, el valor nutritivo (Prieto, 2001). En este sentido, es igualmente importante el conocimiento sobre la bio ecologia de la especie, su perfil nutricional, resistencia a variaciones ambientales, ciclo de vida corto, fácil consecución y manejo, entre otros aspectos. Entre las microalgas, las clorofíceas de pequeño tamaño y pared celular delgada son consideradas una buena fuente de alimento (Sipauva-Tavares &Rocha, 2003).
Las microalgas requieren diferentes factores para su crecimiento, dentro de estos tenemos: Los requerimientos físico-químicos y los requerimientos nutritivos. Entre los primeros de destaca n la luz, temperatura, salinidad, pH y CO2 (Richmond, 1986; Tomaselli et al.,1988; James et al.,
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1989; Thompson et al, 1992; Renaud et al., 1995; Oliveira et al., 1999; Thompson, 1999); entre los segundos son relevantes los macro nutrientes, que son utilizados para sintetizar compuestos orgánicos, y los micronutrientes, usados como catalizadores. El crecimiento microalgal se rige por la ley del mínimo, es decir, el factor limitante del crecimiento es aquel que está presente en cantidades más próximas al mínimo crítico necesario.
La reproducción de las microalgas se lleva a cabo, en condiciones óptimas en ciclos de división celular, mediante mitosis. La mitosis se encarga de distribuir entre células hijas partes idénticas del material genético. De esta manera se genera a partir de una célula, una población de microalgas genéticamente idénticas, es decir, un clon.
El crecimiento de las microalgas puede ser limitado por bajos niveles de nutrientes inorgánicos, deficiente manipulación del cultivo dentro de incubadoras, tanques o estanques. La composición bioquímica de estas microalgas puede ser influenciada por la alteración en la concentración de los nutrientes (Wikfors, 1986; Fabregas et al., 1996). Cuando el nitrógeno es limitante, la fotosíntesis se usa principalmente para la producción de energía que es canalizada en la producción de más células y por ende más proteína y esta energía también se canaliza para la reserva de productos tales como carbohidratos y lípidos (Shifrin & Chisholn, 1981), consecuentemente animales alimentados con microalgas afectadas por la limitante de nutrientes pueden mostrar cambios en los parámetros de crecimiento y composición bioquímica.
Diferentes estudios han demostrado que la calidad y composición química de las microalgas afectan directamente el desarrollo de organismos herbívoros que las consumen. Así por ejemplo Artemia alimentada con T. suecica o Phaedactylum tricornuton cultivadas en diferentes concentraciones de nutrientes inorgánicos presenta sobrevivencia, crecimiento y reproducción diferentes
acorde
a
la
dieta,
así
como
también
diferencias
en
su
composición
bioquímica(Fabregas et al., 1996, 1998).
ZOOPLANCTON
La comunidad zoo planctónica de ambientes acuáticos está compuesta principalmente por los rotíferos, micro crustáceos (cladóceros e copépodos) y protozoarios, presentando el primer grupo generalmente la mayor diversidad específica (Ruttner-Kolisko, 1974; Vásquez, 1984).
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Estudios comparativos sobre los patrones de composición del zooplancton y su distribución, han sido realizados demostrando que los rotíferos dominan en la mayoría de los cuerpos de agua, tanto en densidad como en número de especies. Los crustáceos están presentes pero siempre con un número menor de especies (Rocha et al., 1995)
Los organismos zoo planctónicos se alimentan básicamente de fitoplancton, bacterias y detritos orgánicos, o también de algunos otros organismos del propio zooplancton, cuando se trata de especies carnívoras (Armengol e Prat., 1979), creando de esta manera, redes tróficas bastante complejas (Margalef, 1983).
El zooplancton se constituye en un ítem obligatorio en la dieta de casi todos los alevinos y de adultos de muchas especies de peces y otros organismos acuáticos ( Lazzarro, 1988; Sipaúba – Tavares, 1988; Coutteal P. & Sorgeloos P., 1997; McKinnon A . D. et al., 2003). Los estadios más jóvenes de póslarvas consumen individuos de pequeño porte, como protozoarios, rotíferos e nauplios de copépodos. Posteriormente, los alevinos pasan a consumir organismos mayores, principalmente cladóceros. Más tarde, pasan a alimentarse de copépodos o larvas de insectos, dependiendo de la especie. Siendo así, la obtención de zooplancton en abundancia y de buena calidad nutricional es un requisito básico en la acuicultura (Pinto-coelho et al., 1997; Coutteal P. & Sorgeloos P., 1997; Lemke A M. & Benke A C., 2003).
El zooplancton acumula sus reservas energéticas básicamente, sobre la forma de lípidos (Goulden y Henry, 1988; Coutteal P. & Sorgeloos P., 1997; McKinnon A . D. et al., 2003). Los principales tipos de lípidos encontrados son triglicéridos, aunque los fosfolípidos, diversos tipos de ácidos grasos y ceras están también presentes (Coutteal P. & Sorgeloos P., 1997). Los niveles de lípidos totales del zooplancton varían mucho dependiendo de su tasa metabólica basal, de sus condiciones nutricionales o de la fase de su ciclo de vida ( Pinto – Coelho et al., 1997). El zooplancton que es rico en lípidos (alta fuente energética) asume una gran importancia para peces carnívoros, ya que estos peces no aprovechan bien los carbohidratos (Logato, 2000).
Los rotíferos pueden ser considerados como la categoría taxonómica más característica de las aguas dulces (Pennak, 1978), siendo generalmente microscópicos, considerados los menores organismos multicelulares. La combinación de alta tasa reproductiva y ciclo de vida
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relativamente corto, hace que las poblaciones de rotíferos desempeñen un papel importante en la producción de materia orgánica en los cuerpos de agua (Sipauva-Tavares, 1988).
Entre los organismos zoo planctónicos, los rotíferos son considerados excelente alimento para las larvas de peces, debido a su pequeño tamaño, al estimulo sensorial causado por su constante movimiento en la masa de agua, corto ciclo de vida y alto valor nutritivo (Watanabe et al., 1983; Lubens, 1987; Yoshimura, et al. 1996, 1997; Robin J., 1998; Hagiwara et al., 2001). Estos organismos siguen siendo considerados el mejor tipo de alimento vivo debido a su digestibilidad y capacidad de transferencia de nutrientes a las larvas de peces, lo que los torna muy utilizados en la acuicultura marina y de agua dulce (Lubens et al., 1989; Doi & Singhagraiwan, 1993 ).
Los contenidos de grasas y vitaminas son muy altos en los rotíferos y estos son esenciales para el desarrollo de larvas de peces. La necesidad de ácido ascórbico, por ejemplo, es un factor limitante en la formación de la estructura ósea de los peces (Sé Junior, 1994). En términos de peso seco, la biomasa de rotíferos se compone de 40% de proteínas, 40% de carbohidratos, 15% de lípidos y 5% de cenizas. Entre los rotíferos, el género más cultivado es el Brachionus; de estos , Brachionus plicatilis es la especie más intensamente cultivada, en todo el mundo, seguida por B. callyciflorus, B. rubens, B. urceolaris y B. falcatus (Brulé, 1983; Hagiwara A . et al., 2001).
Los cladóceros, son organismos ampliamente distribuidos no en tanto ciertas especies estén restringidas a determinadas partes del continente. La mayoría es filtradora, alimentándose de bacterias y algas, algunas especies son predadoras. Se puede encontrar una gran variedad de especies (Talamoni, 1995). Los cladóceros , principalmente los géneros Daphnia y Moina son de gran importancia en la piscicultura, estos organismos son muy estudiados en relación a sus condiciones óptimas de cultivo, debido al alto valor nutritivo y a su facilidad de producción (Blanco y Tacon, 1989; Wiwattanapatapee et al, 2002). Cladóceros del genero Moina son considerados presa fácil debido a su forma, movimiento, perfil nutricional y pigmentación (Sipaúba-Tavares & Rocha, 2003).
Otra característica muy importante en los cladóceros es la cantidad de enzimas digestivas , ya desde 1938 Hasler afirmo que el cladócero Daphnia posee, por gramo de peso corporal, 200 veces más proteasa que la carne de cerdo. Dentro de los cladóceros la especie Moina micrura
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es considerada uno de los mejores alimentos para larvas de peces, debido a su rico valor nutricional (Tay et al., 1991). Una ventaja del cultivo de cladóceros es que en condiciones adecuadas de temperatura, alimento y calidad de agua, se puede obtener un gran número de individuos en corto tiempo, debido a que su reproducción es partenogenética (MangasRamirez.et al., 2002; Lemke & Benke, 2003).
Los cladóceros presentan diferentes respuestas ante las diversas dietas, deficiencias en nutrientes de las partículas que consumen como alimento y/o las microalgas, inciden directamente en su crecimiento y reproducción afectando directamente la fecundidad (producción de huevos), la sensibilidad a las deficiencias en la alimentación varían acorde a la especie (Ferrã-Filho et al., 2003). Dietas enriquecidas con ácidos grasos (PUFAS) son importantes como alimento para las especies de cladóceros (Ferrã-Filho et al., 2003). Igualmente importante en el desempeño de estos organismos en cultivo son los diferentes parámetros físico-químicos, principalmente temperatura (Lemke & Benke, 2003)
Los copépodos son representados por los ordenes: Calanoide, Cyclopoide y Harpaticoide. Son organismos de vida libre, encontrados en casi todos los cuerpo de agua del mundo (Reid, 1985). Son pequeños crustáceos cuyas dimensiones varían desde 1 mm hasta algunos milímetros de largo, siendo que algunas formas parásitas son generalmente mayores (Barnes, 1984). Presentan reproducción sexuada, con varias fases de desarrollo (nauplios, copepoditos y adultos), ocurriendo una alta mortalidad en el cambio de nauplio a copepodito (Bachion, 1996). A pesar de que los copépodos presentan movimientos rápidos, por saltos, e consecuentemente un buen escape del predador, su larva o nauplio, es considerado un buen alimento para larvas de peces, debido a sus movimientos más lentos, siendo fácilmente predadas por las larvas de peces de agua dulce (Yamanaka, 1988; Sipaúba –Tavares, 1988; Sipaúba –Tavares y Bachion, 1995; Sipaúba –Tavares y Rocha, 2003; McKinnon A.D. et al., 2003).
Los copépodos son uno de los ítem alimentar preferidos por los juveniles de camarones en la naturaleza (Dall et al., 1990) y usualmente dominan en el contenido estomacal de larvas de peces (Hicks & Coull, 1983); igualmente los copépodos son un importante alimento en la alimentación marina y sirven como importante recurso alimenticio para larvas y juveniles de diferentes especies de peces marino (Feller & Coull, 1995; McCall & Fleeger, 1995).
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En acuicultura, Delbare et al. (1996) reporta las diferentes ventajas del uso de copépodos como alimento vivo para larvas de peces marinos: el pequeño rango de tamaño del cuerpo entre nauplio y adultos, su constante movimiento que es un estímulo visual para las larvas, el alto contenido de ácidos grasos poli insaturados (PUFAS) y altos niveles de enzimas digestivas que juegan un importante papel en la nutrición de larvas.
Coll (1999) afirma que los ácidos grasos esenciales (EFA), particularmente los altamente insaturados (HUFA), especialmente los ecosapentanoicos (EPA) y los decosahexanoicos (DHA) determina el valor nutricional de las dietas para peces marinos, y reconoce la importancia de la suplementación de la dieta tradicional en la industria acuícola, con el uso de copépodos como una fuente de estos EFA (Støttrup and Norsker, 1997)
LOCALIZACIÓN
La investigación se llevo a cabo en el Laboratorio de Alimento Vivo de la Universidad de Córdoba sede Lorica, ubicada en la vía Purísima, municipio de Santa Cruz de Lorica. El municipio está localizado en el norte del departamento de Córdoba, en la zona baja del Río Sinú y próxima al litoral del mar Caribe a 23 metros sobre el nivel del mar, ubicado geográficamente bajo las coordenadas 9°14’ latitud norte y 71°49’ longitud occidental, respecto al meridiano de Greenwich (Figura 1).
El laboratorio consta de tres secciones. La sección 1 es una sala para el mantenimiento de reactivos e insumos, preparación de medios de cultivo para microalgas y conservación de muestras de plancton. En la sección 2 se realiza el cultivo de fitoplancton en pequeños volúmenes (3-20 Lt) e iniciación de cultivos de zooplancton, esta sala está dotada con lámparas de luz blanca (40 watios) para iluminación permanente de cultivos, sistema de aireación constante y estantes en vidrio. La sección 3 está destinada al mantenimiento de cepas de zooplancton y fitoplancton, presenta estantería metálica, así como sistemas de iluminación y aireación (Figura 2).
El laboratorio cuenta con infraestructura, una base de equipos y materiales para el trabajo con organismos del plancton. Los organismos se manipulan bajo condiciones controladas de temperatura, salinidad, pH, intensidad lumínica y aireación. Las muestras de organismos
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planctónicos fueron colectadas en dos cuerpos de agua naturales regionales: Ciénaga de Lorica y la Bahía de Cispatá. Se determinaron tres estaciones de muestreo en el sector La Palma, en la Ciénaga de Lorica. En la Bahía de Cispatá se colecto en tres estaciones, una en Amaya y dos estaciones en la Ciénaga Mestizo.
Figura 1. Localización de la sede de la Universidad de Córdoba en el municipio de Santa Cruz de Lorica
Figura 2. Laboratorio de Alimento Vivo. Sección 3. Sala para el mantenimiento de cepas.
Temas clave para la Acuicultura.
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COLECCION DE PLANCTON
Las muestras de organismos planctónicos fueron colectadas en dos cuerpos de agua naturales regionales: Ciénaga de Lorica y la Bahía de Cispatá. Se determinaron tres estaciones de muestreo en el sector La Palma, en la Ciénaga de Lorica. En la Bahía de Cispatá se colectó en tres estaciones, una en Amaya y dos estaciones en la Ciénaga Mestizo.
Se realizó un pre-muestreo para definir sitios y estandarizar metodología. En cada estación se realizo muestreos bimensuales por un período de 4 meses, para un total de 18 muestreos. Durante la recolección bimensual de muestras, en las estaciones determinadas, se tomaron muestras de agua en botellas, se realizaron arrastres de fitoplancton y zooplancton para colectar los especímenes presentes. Los organismos resultados de los arrastres, se depositaron en agua del lugar del muestreo (3 litros), para su transporte hasta el laboratorio, siguiendo la metodología propuesta por Lavens y Sorgeloos (1996).
En cada estación de muestreo se determinó la calidad del agua. Se registraron datos relacionados con la calidad fisicoquímica de agua, entre los cuales se incluyeron: salinidad, temperatura, pH, turbidez, dureza total, Oxígeno disuelto, DBO siguiendo el método propuesto por
APHA-AWWA-WPCF
(1992),
nubosidad
y
características
del
ecosistema.
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MATERIAL Y MÉTODOS
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Para la obtención y cultivo de fitoplancton, luego de realizar los muestreos en las diferentes zonas, en condiciones controladas de temperatura, salinidad, pH, luminosidad y aireación del Laboratorio de Alimento Vivo se realizó el aislamiento y caracterización de las especies de microalgas.
Ajustando la metodología propuesta por Coll Morales (1986), Tacon (1993) y SipáuvaTavares & Rocha (2001), las muestras de agua colectadas en botellas, tomadas de los diferentes sitios de muestreo, fueron homogenizadas y filtradas con mallas planctónicas; con estas y con las muestras, producto de los arrastres de fitoplancton, se realizó el aislamiento de las especies de microalgas.
En el cultivo de microalgas, la concentración final y el tiempo de desarrollo fueron determinados por el inoculo inicial de las mismas, así como también por tiempo requerido en la fase de adaptación y el ciclo celular de cada especie. La concentración o densidades máximas del cultivo dependieron de la especie, del tamaño celular, y de las concentraciones de nutrientes en el medio.
La producción de cultivos estériles, se realizó a partir de una cepa pura previamente aislada mediante diferentes procesos (medio selectivo y micropipeteo, entre otros). El procedimiento consistió en inocular en forma escalonada, en los diferentes volúmenes, la especie de alga seleccionada, con el fin de mantener la pureza y el vigor de la cepa, partiendo de tubos de ensayo con medio estéril acorde a la especie, seguidamente se emplearon volúmenes mayores progresivamente tales como erlenmeyers o frascos de vidrio de 125 ml, 250 ml, 1 litro, 3 –5 litros y recipientes de diverso material translucido entre 10-20 litros (acrílico, plástico, vidrio, fibra), con el fin de aumentar el inoculo para cultivos exteriores (Figura 1 y 2).
B
A
C
D
Figura 1. A Cepas de microalgas en medio sólido; B. Cepas de microalgas en medio líquido; C. Cultivos en volúmenes de 250 ml; D. Cultivos en volúmenes de 1 Litro con aireación.
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Las diferencias básicas entre los cultivos de microalgas en las diferentes escalas, se caracterizó por el nivel de esterilidad, al nivel del laboratorio se mantuvo la asepsia, siguiendo las normas de trabajo establecidas por Prieto (2000) y Sipáuva-Tavares & Rocha (2001). Se realizó el lavado y desinfección del material usado, así como de los medios de cultivo. Los equipos utilizados fueron básicamente microscopio (Olympus sz), vidriaría, kits para registro de parámetros y equipos de esterilización (autoclave y estufa). Los insumos principales fueron reactivos químicos (grado analítico) para la formulación de medios de cultivo, productos para asepsia y material fungible (gasa, algodón, papel secante, papel aluminio y alcohol)
El agua dulce utilizada para los cultivos se pasó a través de filtros de cordoncillo (tipo cuno) de 5 y 1µm de porosidad y colocados en serie; esterilizada químicamente con hipoclorito de sodio al 5% a razón de 0.5 ml·1-¹ se deja reposar 24 horas; para eliminar el cloro residual se empleó un gramo de tiosulfato de sodio por cada 14.5 l; inmediatamente después el agua se aireó durante 24 horas (Hemerick, 1973; Breese y Malouf, 1974; Pruder y Bolton, 1978). Esterilizada el agua, se procedió a agregar los nutrientes correspondientes y a inocular los envases de diferente volumen.
El agua de mar empleada, se obtuvo en los laboratorios de larvicultura de camarón idelcalao y pos-larmar donde fue tratada mediante filtros de arena, aireación en reservorios, adición de carbón activado, paso lento por filtros de algodón de 250,10, y 40 micras, para finalmente pasar por luz ultravioleta. El agua fue almacenada bajo sombra en exteriores del laboratorio de alimento vivo, en bolsas plásticas dentro de tanques del mismo material con capacidad de 1000 litros.
OBTENCION DE CEPAS
La muestra de agua fue dividida en cuatro submuestras. La primera se sometió a enriquecimiento general aumentando el número de microalgas presentes en la muestra, mediante incubación en condiciones similares al ambiente natural del cual fueron obtenidas; la segunda, tercera y cuarta se sometieron a enriquecimiento selectivo, diferente para cada una, con el objeto de eliminar especies que no son de interés.
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Las muestras obtenidas con los arrastres de fitoplancton se observaron al microscopio y se procedió en forma directa al aislamiento de las especies de interés, utilizando pipetas pasteur capilarizadas, siembras en placas de agar enriquecido con medio de cultivo en caja de petri y diluciones sucesivas hasta 10
-10
en tubos de ensayo tapa rosca.
La obtención de cepas se trabajo empleando la metodología de Torrentera y Tacon (1989) descrita en el documento FAO, así como la metodología de Coll Morales (1986) y SipáuvaTavares & Rocha (2001). Fueron empleados en la selección de especies los medios de cultivo “F/2 de Guillard” y el medio “CONWAY”, cada uno con y sin adición de silicato. Para la selección de especies de agua marina, por cada una de las cuatro formulas de medio de cultivo, se o
emplearon tres diferentes salinidades 15, 25 y 35 /o. Posterior al enriquecimiento general y selectivo de las muestras de agua, así como la observación de los arrastres de fitoplancton, se procedió al aislamiento de las diferentes especies de microalgas en medio diluido o medio sólido, realizando los subcultivos repetidos necesarios hasta asegurar el cultivo clonal, posteriormente se trabajo la eliminación de contaminantes y purificación de las cepa. Las diferentes cepas obtenidas se conservaron en el tiempo empleando la técnica de repique en medio específico sólido y medio específico líquido, en la fase exponencial, siguiendo la metodología propuesta por (Prieto 2000) y adaptación de los métodos propuestos por los autores anteriormente descritos.
La caracterización de las especies de microalgas se realizo determinando en los cultivos: Diámetro medio de las células, tiempo de división celular, fases de crecimiento poblacional en cultivo, duración de la fase exponencial en diferentes medios de cultivo. Esta determinación se desarrolló mediante el recuento celular en el tiempo, empleando la placa Neubauer (hemocitómetro) con observaciones en microscopio binocular con objetivos de 10x, 40x, y 100x. El uso de hemocitómetro o placa Neubauer se ajusta a la metodología descrita por Paniagua et al. (1986) y Treece y Fox (1993).
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Donde:
D = (F+M) X 10 X1000
F= VF/Vvi D= Densidad del cultivo F= Factor de dilución Vf= Volumen final de la muestra diluida (ml) Vi= Volumen inicial muestra (ml) M= Mililitros de muestra utilizado C= Número promedio de células contadas 10= Factor de multiplicación debido a la profundidad cámara (0.1mm) 1000= Valor para convertir a mililitro
CULTIVOS
El monocultivo cerrado y estático de cada especie se realizo a volúmenes de 10 ml en tubos de ensayo tapa rosca y volúmenes de 200 ml en envase de vidrio. Se utilizo los medios de cultivo “F/2 de Guillard”, el medio “CONWAY” (Lavens & Sorgeloos, 1996). Para cada especie, volumen y medio de cultivo, se inoculó en original y tres replicas. Los medios de cultivo a usar para tal fin experimental, fueron establecidos acorde a la especie de microalga y los estudios previos que existen sobre los requerimientos nutritivos del género o la familia.
Temas clave para la Acuicultura.
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A
B
Figura 2. A. Cultivo de microalgas en 3 litros; B. Cultivo de microalgas en 20 litros.
Temas clave para la Acuicultura.
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La caracterización de las fases de crecimiento en cultivo cerrado con diferentes medios de cultivo, se hizo mediante recuento en placa con periodicidad de seis horas desde la hora inicial del inoculo hasta la muerte de los organismos, se determino la densidad de la población de las microalgas con la técnica de recuento en hemocitómetro (r. h.)
Los cultivos a escala de laboratorio se desarrollaron, siguiendo las metodologías descritas, en diferentes volúmenes (10ml, 250ml, 1L, 3L y 20L) en recipientes de diferente material (vidrio, plástico
y
acrílico).
El
fitoplancton
se
cultivo
para
generar
biomasas
en
envases
escalonadamente partiendo de tubos de ensayo (5-10 ml), frascos de vidrio de 250 ml, 1 litro y 3 litros, posteriormente cultivos en sacos plásticos con 20 litros de capacidad (Figura 1 y 2).
Se estimó la Tasa de Crecimiento (R), que describe el crecimiento de la población de microalgas, mediante la ecuación descrita por González et al. (1988): R = (Ln Nnt1 – Ln Nt0 ) / (t1 – t0 ) -1
Nt1 = Número final de células.ml -1 Nt0 = Número inicial de células.ml T = Tiempo en horas Los cultivos realizados para cada una de las especies en cada volumen, se ajustaron a un diseño completamente casualizado con dos tratamientos (medios de cultivo) y tres repeticiones por tratamiento. Se aplico análisis de varianza para determinar diferencias entre tratamientos con respecto al crecimiento poblacional de cada especie en cultivo. El modelo estadístico utilizado en la evaluación fue:
yij = + Ti + ei donde,
yij = Valor de la observación del tratamiento i, = Media general del experimento; Ti = Efecto del tratamiento i; con i =1, 2. ei = Error experimental asociado a cada parcela;
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RESULTADOS Y DISCUSIÓN
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Los estudios relacionados a las microalgas iniciaron con la obtención y adaptación de las diferentes cepas en medio sólido y líquido. Se aisló satisfactoriamente de la Ciénaga de Lorica, la microalga de agua dulce Ankistrodesmus sp y las microalgas de agua marina Actinocyclus normani, Cyclotella glomerulata y Neodelphineis pelagica, aisladas del plancton de la Ciénaga de Mestizo (Figura 3).
Se realizaron los monocultivos de las especies en diferentes volúmenes (10 ml, 250 ml, 1 L, 3 L y 20 L) empleando como medio de cultivo el F/2 de Guillar & Rither (Tratamiento 1) y el medio Conway (Tratamiento 2). Se caracterizó la incidencia de los medios de cultivo en el crecimiento poblacional de las especies.
La clasificación taxonómica se realizó empleando las claves de Crawford & Mann (1990). Las tres microalgas marinas pertenecen a la división Bacillariophyceae y la microalga de agua dulce pertenece a la división Chlorophyta.
Actinocyclus normanii:
Cyclotella glomerata:
División:
Bacillariophyceae
División:
Bacillariophyceae
Clase:
Coscinodiscophyceae
Clase:
Coscinodiscophyceae
Sub Clase:
Coscinodiscophycidae
Sub Clase:
Thalassiosirophyceae
Orden:
Coscinodiscales
Orden:
Thalassiosirales
Familia:
Hemidiscaceae
Familia:
Stephanodiscaceae
Género:
Actinocyclus
Género:
Cyclotella
Especie:
Actinocyclus normanii
Especie:
Cyclotella glomerata
Neodelphineis pelagica:
Ankistrodesmus sp
División:
Bacillariophyceae
División:
Chlorophyta
Clase:
Fragilariophyceae
Clase:
Chlorophyceae
Sub Clase:
Fragilariophycidae
Orden:
Chlorococcales
Orden:
Rhaphoneidales
Familia:
Oocystaceae
Familia:
Rhaphonedaceae
Género:
Ankistrodesmus
Género:
Neodelphineis
Especie:
Ankistrodesmus sp
Especie:
Neodelphineis pelagica
La microalgas clorofitas llamadas también algas verdes, comprenden las clases más frecuentes en el fitoplancton, las: Clorofíceas y Zignemaficeas. Las Clorofíceas poseen como pigmentos la clorofila a y b que les dan su típica coloración verde pasto y que enmascaran a los carotenos y ß, y a las xantofilas (Dawes, 1996); tiene como nutriente de reserva almidón, además de aceite, el cual es más común en células viejas y en reposo; la mayoría de las algas verdes tienen células flageladas durante alguna etapa de su desarrollo, los flagelos están por lo general en pares, son acronemáticos y están fijos a la región apical de la célula; en relación a la pared celular, algunas clorofitas son desnudas, pero la mayoría poseen pared celular formada por dos capas, una interna celulósica y una externa pectínica. Presentan reproducción sexual y asexual; la reproducción asexual es por medio de zoosporas y aplanoosporas. La reproducción sexual se da por medio de gametos móviles.
La familia Oocystaceae presenta formas unicelulares o colonias con número indeterminado de células, la forma del cuerpo celular es variable, presenta uno o más cloroplastos de forma variada, presentan reproducción asexual por autoesporas o autocenobiosis. (The Japanese Fresh-water Algae, 1977). El género Ankistrodesmus se caracteriza por formas coloniales de 432 células, el cuerpo celular es alargado o fusiforme, con punta cónica en los dos finales (Figura 3), las células están ligadas con cada una de las otras en el centro del cuerpo, formando paralelamente un arreglo radial, no presentan vaina gelatinosa ni pirenoides, presentan un cloroplasto (Guide book to the "Photomicrographs of the Freshwater Algae", 1998).
Temas clave para la Acuicultura.
28
A
B
C
D
E
Figura 3. A. Cyclotella gromerulata(40X); B. Actinocyclus normanii (vista frontal); C. Actinocyclus normanii (Vista lateral) (40x); D. Neodelphyneis pelagica (40x); E. Ankistrodesmus sp (10 x).
Temas clave para la Acuicultura.
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Las microalgas Baciliaroficeas son mejor conocidas como diatomeas, son las algas más importantes dentro del plancton (Dawes, 1996). Entre sus pigmentos están clorofila a y c, los plastidios varían desde amarillo verdoso hasta café, dependiendo de la cantidad de xantofilas, especialmente de fucoxantina (González 1988); los nutrientes de reserva comprenden el aceite y la crisolaminarina, reservas nutritivas comunes a los organismos de esta división; el primero puede llegar a ser tan abundante que llena a la célula con góticas (Dawes 1996). El movimiento deslizante de las células vegetativas se encuentra solo en los miembros de las Pennales. Hay varias teorías que explican el mecanismo de movimiento de las diatomeas, el flujo de citoplasma en el rafe, cuya fricciona impulsa a la célula hacia delante. Además la expulsión de mucílago en los nódulos proporciona más espacio para que el citoplasma se mueva en posición opuesta.
La pared celular de las baciliaroficeas es el rasgo más característicos de las diatomeas, su pared celular o frústula que consta de dos mitades, la epiteca e hipoteca que se sobreponen y adaptan entre si, en forma muy semejante a como se adaptan las tapas y la base de una caja de petri, siendo estas las valvas. Otras diversas bandas silíceas unidas al margen libre de las valvas rodean a la célula en la región de sobre posición y las mantienen juntas, llamándose a esta región cíngulo (Dawes, 1996).
La reproducción asexual es por división celular vegetativa en donde se forman nuevas valvas dentro de las ya existentes, y las células hijas se separan.
En la mayoría de las
diatomeas, la hipoteca vieja llega a ser la nueva epiteca para una de las dos células hijas, y hay una reducción de tamaño. El tamaño original de la célula se restaura durante el proceso sexual (Marshall, 1987). Las diatomeas se dividen convenientemente en dos grupos, con base a la simetría de las valvas: Centrales (Biddulphiales) y Pennales (Bacillariales) (Dawes 1996).
Una vez aisladas y purificadas las diferentes cepas de microalgas, se realizaron cultivos estáticos en diferentes volúmenes con el fin de establecer el comportamiento del crecimiento poblacional y caracterizar las diferentes fases, principalmente la fase exponencial en cada volumen; de este modo conocer y generar información de estas especies nativas para la realización posterior de cultivos estáticos con transferencia de cultivo, antes de alcanzar la fase estacionaria de crecimiento, para volúmenes crecientes.
Temas clave para la Acuicultura.
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Las cuatro especies de microalgas presentaron crecimiento en cultivo. Este crecimiento presento diferentes fases con duración variable en el tiempo acorde a la especie, medio de cultivo y condiciones ambientales. Los cambios por los cuales el cultivo de cada especie pasó, fueron comunes a todas las microalgas e inicio por la fase de inducción o adaptación en donde la mayoría de las células inoculadas es viable pero no está en condiciones de dividirse inmediatamente, a esta fase continuo el crecimiento exponencial donde las células comenzaron a dividirse regularmente a una tasa constante, se registro la tasa de crecimiento máximo en esta fase (Tabla 1 y 2).
Posteriormente el tiempo requerido para la duplicación celular aumentó, reduciendo la tasa de crecimiento, esto debido a las condiciones propias de los cultivos estáticos realizados, en donde la disminución en la disponibilidad de nutrientes en el medio de cultivo o a las alteraciones ambientales, como pH, temperatura u otros que pueden reducir la actividad fotosintética. En estas condiciones la población no aumentó en virtud a que la tasa de crecimiento esta compensada con la tasa de mortalidad, entrando así el cultivo en la fase estacionaria.
En estas condiciones los cultivos entraron en la fase de declinación, en donde la tasa de mortalidad fue mayor a la tasa de reproducción y formación de nuevas células. La disponibilidad de células viables disminuyo geométricamente para todas las especies en los diferentes volúmenes.
LA MICROALGA Neodelphineis pelagica
Esta microalga perteneciente a la familia rhaphonedaceae es de pequeño porte con promedio de 12 µm y tamaño 12 x 4 µm (Figura 3D). Inicialmente fue aislada en medio 0
enriquecido con presencia de silicato en salinidad de 15 /00, posteriormente fue adaptada 0
progresivamente a salinidades entre 25-30 /00, en las cuales se realizaron los diferentes cultivos. En cultivo esta microalgas describe una curva de crecimiento específica dependiendo del medio utilizado (Fig. 6). Neodelphyneis pelágica en cultivos de 5 ml empleando como tratamiento dos medios de cultivo (T1) Conway y (T2) F/2, presentó una fase de latencia comprendida en un periodo promedio de 180 horas (±7,5 días) en los dos tratamientos, seguida por la fase de aceleración y
Temas clave para la Acuicultura.
31
de crecimiento exponencial (17 días para T2 y 7,5 días para T1), alcanzándose para el T2 una -1
máxima concentración de 995897,5 ± 60017,3 cel.ml a las 648 horas (27 días), y en el T1 de -1
505967,4 ± 54873,5 cel.ml a las 468 horas (19,5 días) (Tabla 1); seguidamente se dio la fase de descenso exponencial. Se presentó diferencia significativa para la fase de crecimiento exponencial y la densidad máxima alcanzada en los diferentes medios de cultivo (P<0.05) siendo mejores los valores obtenidos con F/2 (Tabla 1).
Neodelphyneis pelágica en cultivo estático de 250 ml (Figura 9), presentó las máximas concentraciones con el T2 (2735703 ± 49180,8 cel.ml-1) seguidas por el T1 (2069238 ± 109554 cel.ml-1), en un tiempo de 228 y 288 horas respectivamente (9,5 y 12 días), la fase de crecimiento fue de 6,41 días para T1 y 3,64 días para T2, presentando diferencia significativa (P<0.05) entre tratamientos para las densidades máximas alcanzadas y la fase de crecimiento. Las mejores tasas de crecimiento (k) en volúmenes de 5 y 250 ml para Neodelphyneis pelágica se registraron empleando f/2 (Tabla 1), siendo entonces el medio de cultivo empleado para generar biomasas de esta microalga en volúmenes de 1, 3 y 15 litros.
En los cultivos estáticos se registro la mayor tasa de crecimiento (0,0592) en volúmenes de 3 L ya que en este volumen se alcanzó la densidad máxima en el menor tiempo (60 horas) (Tabla 2). La mayor densidad registrada por mililitro (12084,1 x 103 cel.ml-1) se observó en volúmenes de 15 L (Tabla 2), en estos dos volúmenes la fase de crecimiento exponencial fue pronunciada (Figura 10) con alta tasa de crecimiento (K), alcanzando máximas densidades en corto tiempo. En volumen de 1 L se registró baja tasa de crecimiento (K) (0,0147) en la fase exponencial y una prolongada fase estacionaria (145 horas), la densidad poblacional máxima no supero en 3,4 veces la densidad inicial (Figura 10) (Tabla 2). La densidad inicial en volumen de 3 y 15 L es muy similar y sin embargo la máxima densidad registrada en el volumen de 15 litros duplica la densidad alcanzada en el volumen de 3 litros (Tabla 2); esto es explicable si se tiene en cuenta que los cultivos en 1 y 3 L de las diferentes especies se realizo bajo temperaturas de laboratorio (240C) y los cultivos en 15 L se realizaron en módulos de bolsas en el exterior (270C). El efecto del incremento de temperatura afecta las células metabólicamente con lo cual se extiende el periodo de tiempo en la fase inicial de
Temas clave para la Acuicultura.
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adaptación en el volumen de 15 L (Figura 10), pero una vez adaptadas las células su metabolismo incrementa el proceso de duplicación con lo cual se obtienen mayores densidades celulares en el cultivo. TABLA 1. Promedios y desviación Standard para el crecimiento de Actinocyclus normanii, Cyclotella glomerata y Neodelphyneis pelágica en los medios de cultivo (T1) Conway y (T2) F/2. Densidad celular inicial (D.C.In), Densidad celular máxima (D.C.Máx), Tiempo densidad máxima (T.D.Máx), Tasa media de crecimiento (Ts.M.Crs), (k) Tasa de crecimiento. Especie
Vol.
Medio cultivo
D.C.In. –1 Cel.ml
D.C.Máx. –1 Cel.ml
T.D. Máx Horas
Ts. crecim. (K)
T1
1974,68 ± 143,7
10736,78 b ± 1063,5
240
0,0063 b
1015,791 ±160,5
65639,03 a ±1272,9
520
0,7694 a
T1
2743,732 ±160,5
87832,18 b ±699,0
528
0,0051 b
T2
7729,32 ±159,9
267214,1 a ±277,77
732
1,5869 a
T1
189640,2 ± 1750,3
286534,9 b ± 22369,1
732
0,0013 b
T2
117517 ±2000,2
463369,3 a ±26526,3
120
0,3593 a
192784,3 ±1443,3
363333 b ±1443,3
264
0,0025 b
185409,5 ±2886,7
1606117 a ±69686,7
276
1,9809 a
128587,8 ± 1135,8
505967,4 b ± 54873,5
468
0,9231 b
192023 ±1443,3
995897,5 a ±60017,3
648
1,1130 a
125515,5 ±2500
2069238 b ±109554
288
0,0100 b
90221,71 ±3818,8
2735703 a ±49180,8
228
1,8320 a
5 ml T2 Actinocyclos
250 ml
5 ml Cyclotella T1 250 ml T2
T1 5 ml T2 Neodelphineis T1 250 ml T2
a b: son significativamente diferentes (p< 0,05). ANAVA y prueba de Duncan al 5%.
Temas clave para la Acuicultura.
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TABLA 2. Promedios y desviación Standard para el crecimiento de Actinocyclus normanii, Cyclotella glomerata y Neodelphyneis pelágica con F/2, en tres diferentes volúmenes de cultivo. Densidad celular inicial (D.C.In), Densidad celular máxima (D.C.Máx), Tiempo densidad máxima (T.D.Máx), Tasa media de crecimiento (Ts.M.Crs), (k) Tasa de crecimiento. Especie
Actinocyclus
Cyclotella
Vol.
D.C.In. –1 Cel.ml
D.C.Máx. 3 x10 –1 Cel.ml
T.D. Máx Horas
Ts. M. Crs. –1 Cel.ml h
Ts. crecim. (K)
1L
815000
2652,5
108
---
0,0193
1L
741666 3818.8
2469,16 604,57
108
9.088 0.417
0,0112
3L
205000 17736,49
4941,66 2340,7
60
54.25 4.81
0,0623
15 L
215000 2500
11735,8 676,36
180
18,89 0.50
0,0231
1L
815833 1443.3
2789,16 533,34
180
124 14.3
0,0147
282500 2500
6306,66 276,87
60
48.87 5.77
265833 5204.2
12084,1 1286,4
132
39.47 1.9
3L
0,0592
Neodelphineis 15 L
0,0368
LA MICROALGA Cyclotella glomerata
Esta microalga perteneciente a la familia Stephanodiscaceae es de pequeño porte con promedio de 8 µm y tamaño 8 x 5 µm (Figura 3A). Inicialmente fue aislada en medio enriquecido 0
con presencia de silicato en salinidad de 25 /00, posteriormente fue adaptada progresivamente a 0
salinidades entre 25-30 /00, en las cuales se realizaron los diferentes cultivos. En cultivo esta microalgas describe una curva de crecimiento específica acorde al medio empleado (Figuras 5 y 8). Al realizarse el cultivo de Cyclotella glomerata en 5 ml, empleando como tratamiento dos medios de cultivo (T1) Conway y (T2) F/2, se observó el desarrollo de esta microalga en los dos medios (Figura 5) con una fase de latencia en un corto periodo de 60-84 horas. En el T2 tras un
Temas clave para la Acuicultura.
34
corto periodo de adaptación se presentó la fase de aceleración y crecimiento exponencial con -1
una máxima concentración de 463369,3 ± 26526,3 cel.ml a las 120 horas (±5 días) (Tabla 1), seguidamente la fase de descenso exponencial; se observa en la figura 5 un segundo pico de crecimiento entre las 400 y 600 horas (±16 a 25 días) (Figura 5). Con el T1 se presentó de igual manera una fase de crecimiento no pronunciada permaneciendo posteriormente el cultivo en -1
fase estacionaria para luego alcanzar densidad máxima de 286534,9 ± 22369 cel.ml a las 732 horas de cultivo (Tabla 1). Mediante análisis de varianza se evidencia diferencia significativa (P<0.05) para los tratamientos en relación a la densidad máxima y tasa de crecimiento. Cyclotella glomerata en cultivo estático de 250 ml (figura 9), presentó las máximas -1
concentraciones con el T2 (1606117 ± 69686,7 cel.ml ) en un tiempo de 276 horas (11,5 días) (Tabla 1), con fase de crecimiento de 8,52 días presentando diferencia significativa (P<0.05) con el T1 en el cual Cyclotella glomerata no presentó crecimiento exponencial, la tasa de duplicación registrada fue mínima (0,0025) y no permitió la duplicación de la concentración celular inicial (Tabla 1). Las mejores tasas de crecimiento (k) en volúmenes de 5 y 250 ml para Cyclotella glomerata se registraron empleando f/2 (Tabla 1), siendo entonces el medio de cultivo empleado para generar biomasas de esta microalga en volúmenes de 1, 3 y 15 litros.
En los cultivos estáticos de Cyclotella glomerata se registro la mayor tasa de crecimiento (0,0623) en volúmenes de 3 L ya que en este volumen se alcanzó la densidad máxima en el menor tiempo (60 horas) (Tabla 2). La mayor densidad registrada por mililitro (11735,8 x 10
3
-1
cel.ml ) se observó en volúmenes de 15 L (Tabla 2), en estos dos volúmenes la fase de crecimiento exponencial fue pronunciada (Figura 11) con alta tasa de crecimiento (K), alcanzando máximas densidades en corto tiempo. En volumen de 1 L se registró baja tasa de crecimiento (K) (0,0112) en la fase exponencial, la densidad poblacional máxima no supero en 3,3 veces la densidad inicial (Figura 11) (Tabla 2).
Temas clave para la Acuicultura.
35
Figura 4. Curva de crecimiento de la microalga Actinocyclus normanii en cultivo estรกtico de 5 ml con F/2 y Conway.
Figura 5. Curva de crecimiento de la microalga Cyclotella glomerata en cultivo estรกtico de 5 ml con F/2 y Conway.
Figura 6. Curva de crecimiento de la microalga Neodelphyneis pelรกgica en cultivo estรกtico de 5 ml con F/2 y Conway.
Temas clave para la Acuicultura.
36
La densidad inicial en volumen de 3 y 15 L es muy similar y sin embargo la máxima densidad registrada en el volumen de 15 litros duplica la densidad alcanzada en el volumen de 3 litros (Tabla 2); esto es explicable al igual que en el cultivo de Neodelphyneis pelágica por la 0
diferencia de temperatura en la cual se realizaron los cultivos de 1 y 3 L (24 C) y los cultivos de 0
15 L (27 C). El efecto del incremento de temperatura afecta las células metabólicamente con lo cual se extiende el periodo de tiempo en la fase inicial de adaptación en el volumen de 15 L (Figura 11), pero una vez adaptadas las células su metabolismo incrementa el proceso de duplicación con lo cual se obtienen mayores densidades celulares en el cultivo.
LA MICROALGA Actinocyclus normani
Esta microalga perteneciente a la familia Hemidiscaceae es de gran tamaño con promedio de 50 µm y tamaño 50 x 20 µm (Figura 3B y C). Inicialmente fue aislada en medio enriquecido 0
con presencia de silicato en salinidad de 35 /00, posteriormente fue adaptada progresivamente a 0
salinidades entre 25-30 /00, en las cuales se realizaron los diferentes cultivos. En cultivo esta microalga presenta crecimiento poblacional lento con bajas concentraciones celulares, en comparación con C. glomerata y N. pelágica principalmente en virtud a su tamaño (Figuras 4 y 7).
El crecimiento de Actynociclus normanii en 5 ml (Figura 4) en los medios F/2 Guillard (T2) y Conway (T1), registró una fase de latencia comprendida en un periodo promedio de 108 horas (±5 días), luego se presentaron la fases de aceleración y crecimiento exponencial alcanzando -1
una concentración máxima de 65639,03 ± 1272,9 cel.ml a las 520 horas(±22 días) con el T2 y con el T1 la fase de crecimiento exponencial se alcanzó aproximadamente a las 240 horas (+10 -1
días) con una concentración máxima de 10736,78 ± 1063,5 cel.ml .
Existe diferencia
significativa (p<0,05) para la tasa de crecimiento, la fase exponencial y densidad máxima alcanzada con cada uno de los medios de cultivo.
Actynociclus normanii en cultivo estático de 250 ml (figura 7), presentó las máximas concentraciones con el T2 (267214,1 ± 277,77 cel.ml-1) en un tiempo de 732 horas (30,5 días) (Tabla 1), con fase de crecimiento de 8,75 días y alta tasa de crecimiento (1,5869), presentando diferencia significativa (P<0.05) con el T1 en el cual Actynociclus normanii presentó crecimiento
Temas clave para la Acuicultura.
37
exponencial menor alcanzando máxima densidad (87832,18 ± 699,0 cel.ml-1) en 528 horas (22
Conc. x 103 Cel. ml-1
días) la tasa de duplicación registrada fue mínima (0,0051) (Tabla 1). 300 200 100
0
conway
guillard
Horas
Figura 7. Curva de crecimiento de la microalga Actinocyclus normanii en cultivo estático de250 ml con F/2 y Conway.
Conc.10 3 Cel.ml -1
2500 2000 1500 1000 500 0
conway
guillard
Horas
Conc. 103 Cel. ml -1
Figura 8. Curva de crecimiento de la microalga Cyclotella glomerata en cultivo estático de 250 ml con F/2 y Conway.
3000 2500 2000 1500 1000 500 0
Horas conway
guillard
Figura 9. Curva de crecimiento de la microalga Neodelphyneis pelágica en cultivo estático de 250 ml con F/2 y Conway.
Temas clave para la Acuicultura.
38
Las mejores tasas de crecimiento (k) en volúmenes de 5 ml (0,7694) y 250 ml (1,5859) para Actynociclus normanii se registraron empleando f/2 (Tabla 1), siendo entonces el medio de cultivo empleado para generar biomasas de esta microalga en volúmenes mayores. En los cultivos estáticos de 1 L Actynociclus normanii registró crecimiento solo en una de las tres -1
repeticiones alcanzando la mayor densidad celular (2652,5 cel.ml ) en 108 horas (4,5 días), con una baja tasa de crecimiento (0,0193) (Tabla 2) (Figura 12). Bajo las condiciones de estudio la microalga actynociclus normanii presentó lento crecimiento poblacional en pequeños volúmenes alcanzando máximas densidades solo después 0
de 22 a 31 días en temperatura de 24 c (tabla 1); por efecto de la aireación y evaporación en 0
volumen de 1 l, la salinidad en estos cultivos fue aumentando progresivamente de 27 a 40 /00 incidiendo sobre el metabolismo de las células. Posteriores fueron realizados cultivos con reposición de agua para mantener estable la salinidad, en estos no se registró aumento en la concentración celular.
El bajo crecimiento celular en cultivos de 1 L no permitió contar con inóculos para realizar cultivos en 3 y 15 L, por tanto los volúmenes de cultivo fresco de actynociclus normanii se realizaron en volúmenes de 1 L sin reposición de agua, obteniéndose crecimiento celular máximo 6
-1
de 2,5 x 10 cel.ml con fase exponencial entre 2 a 4 días (figura 12).
LA MICROALGA Ankistrodesmus sp
Esta microalga perteneciente a la familia Oocystaceae es de mediano porte con promedio de 20 µm, forma colonias de 2 a 10 células (Figura 3E). Inicialmente fue aislada de muestras de agua de la Ciénaga de Lorica en medio enriquecido con presencia de silicato, posteriormente fue adaptada a medio enriquecido sin silicato, en las cuales se realizaron los diferentes cultivos. En cultivo esta microalgas describe una curva de crecimiento específica dependiendo del medio utilizado (Figura 14). Ankistrodesmus sp en cultivos de 10 ml (Figura 13) en F/2, no presentó fase de latencia, su fase de crecimiento exponencial inicia una vez incluido el inoculo comprendida en un periodo promedio de 264 horas (±11 días), seguida por una extensa fase estacionaria de 720 horas (±
Temas clave para la Acuicultura.
39
30 días), después de los cuales la densidad celular disminuye gradualmente. Esta microalga de 0
agua dulce presento gran adaptabilidad a las condiciones de manejo en el laboratorio a 24 C. Ankistrodesmus sp
en cultivos de 250 ml empleando como tratamiento dos medios de
cultivo (T1) Conway y (T2) F/2 (Figura 14), presentó una fase de latencia comprendida en un periodo promedio de 192 horas (± 8,0 días) en los dos tratamientos, seguida por la fase de aceleración y de crecimiento exponencial (9 días para T2 y 7,5 días para T1), alcanzándose para -1
el T2 una máxima concentración de 18433843 ± 288943 cel.ml a las 432 horas (18 días), y en -1
el T1 de 12600266 ± 165251 cel.ml a las 384 horas (16 días) (Tabla 3); seguidamente se dio la fase de descenso exponencial. Se presentó diferencia significativa para la tasa de crecimiento, la fase de crecimiento exponencial y la densidad máxima alcanzada en los diferentes medios de cultivo (P<0.05) siendo mejores los valores obtenidos con F/2 (Tabla 3).
La mayor tasa de crecimiento (k) en volúmenes de 250 ml para Ankistrodesmus sp (0,12440) se registró empleando f/2 (Tabla 3), siendo entonces el medio de cultivo empleado para generar biomasas de esta microalga en volúmenes de 3 y 15 litros. En los cultivos estáticos de Ankistrodesmus sp se registro la mayor tasa de crecimiento (0,19016) en volúmenes de 15 L ya que en este volumen se alcanzó la densidad máxima en el menor tiempo (15 días) (Tabla 3). La mayor densidad registrada por mililitro (21381,5 x 10
3
-1
cel.ml ) se observó en volúmenes de 15 L (Tabla 3), en estos dos volúmenes la fase de crecimiento exponencial fue pronunciada (Figura 15) con alta tasa de crecimiento (K), alcanzando máximas densidades en corto tiempo. La mayor tasa de crecimiento (k) en volúmenes de 250 ml para Ankistrodesmus sp (0,12440) se registró empleando f/2 (Tabla 3), siendo entonces el medio de cultivo empleado para generar biomasas de esta microalga en volúmenes de 3 y 15 litros.
Temas clave para la Acuicultura.
40
1 Lt
3 Lt
Horas
15 Lt
Conc.Cel.ml -1
Figura 10. Curva de crecimiento de la microalga Neodelphyneis pelágica en cultivo estático de 1, 3 y 15 L con F/2.
1 Lt
3 Lt
Horas
15 Lt
2 por Média Móvel (1 Lt)
624
576
528
480
432
384
336
288
240
192
144
96
48
0
Conc. Cel.ml -1
Figura 11. Curva de crecimiento de la microalga Cyclotella glomerata en cultivo estático de 1, 3 y 15 con F/2.
Horas
Figura 12. Curva de crecimiento de la microalga Actinocyclus normanii en cultivo estático de 1 L con F/2.
Temas clave para la Acuicultura.
Conc.Cel.ml-1
41
En los cultivos estáticos de Ankistrodesmus sp se registro la mayor tasa de crecimiento (0,19016) en volúmenes de 15 L ya que en este volumen se alcanzó la densidad máxima en el menor tiempo (15 días) (Tabla 3). La mayor densidad registrada por mililitro (21381,5 x 10
3
-1
cel.ml ) se observó en volúmenes de 15 L (Tabla 3), en estos dos volúmenes la fase de crecimiento exponencial fue pronunciada (Figura 15) con alta tasa de crecimiento (K), alcanzando máximas densidades en corto tiempo.
La máxima densidad registrada en el volumen de 15 litros duplica la densidad alcanzada en el volumen de 3 litros (Tabla 3); esto es explicable si se tiene en cuenta que los cultivos en 3 L 0
de esta especie se realizo bajo temperaturas de laboratorio (24 C) y los cultivos en 15 L se 0
realizaron en módulos de bolsas en el exterior (27 C). El efecto del incremento de temperatura afecta las células metabólicamente con lo cual se extiende el periodo de tiempo en la fase inicial de adaptación en el volumen de 15 L (Figura 15), pero una vez adaptadas las células su metabolismo incrementa el proceso de duplicación con lo cual se obtienen mayores densidades celulares en el cultivo.
Temas clave para la Acuicultura.
42
Dias
2 por Média Móvel (Ankistrdesmus sp)
Conc. Cel.ml-1
Figura 13. Curva de crecimiento de la microalga Ankistrodesmus sp en cultivo estático de 10 ml con F/2.
Conway
Dias
Guillard (F/2)
Conc. ml-1
Figura 14. Curva de crecimiento de la microalga Ankistrodesmus sp en cultivo estático de 250 ml con F/2 y Conway
1
3
5
7
9
11
13
3L
15
17
19 15 L
21
23
25
27
29
Dias
Figura 15. Curva de crecimiento de la microalga Ankistrodesmus sp en cultivo estático de 3 L y 15 L con F/2.
Temas clave para la Acuicultura.
Conc. Cel.ml -1
43
TABLA 3. Promedios y desviación Standard para el crecimiento de Ankistrodesmus sp en los medios de cultivo (T2) F/2 y (T1) Conway, en tres diferentes volúmenes de cultivo. Densidad celular inicial (D.C.In), Densidad celular máxima (D.C.Máx), Tiempo densidad máxima (T.D.Máx), Tasa media de crecimiento (Ts.M.Crs), (k) Tasa de crecimiento. Vol.
Medio cultivo
D.C.In. –1 Cel.ml
D.C.Máx 3 x10 –1 Cel.ml
T.D.Máx Dias
(K).
10ml
T2
169666.66 ± 6251.66
13598,333 ± 2667,74
24
0,08660
T1
163433.33 ±11460.51
12600,266 ± 1652,51
16
0,10658
T2
163240 ±2 988.77
18433,843 ± 288,943
18
0,12440
3L
T2
569836.66 ±26026.89
18433,843 ± 288,943
16
0,15485
15 L
T2
1223400 ±87285.05
21381,503 ±1179,561
15
0,19016
250 ml
DISCUSION Las microalgas son usadas en acuicultura como alimento vivo para todos los estadios de crecimiento de los moluscos, para los estadios larvales de crustáceos, para algunas especies de peces y en la producción de zooplancton. Para ser nutricionalmente suficientes, las microalgas deben tener
composición química, tamaño, aceptabilidad
y digestibilidad aceptables;
paralelamente las diferentes especies deben tener suceso bajo las condiciones de manejo.
Los resultados del aislamiento y respuestas de crecimiento descritos anteriormente presentan cuatro nuevas cepas nativas de microalgas, que por sus características de crecimiento y tamaño bajo condiciones locales, tienen potencial para ser usadas como partícula nutritiva en
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44
acuicultura. Según Brown et al.(1997), para mejorar la producción de microalgas con fines acuícolas, se debe tener en cuenta que no todas las especies tienen suceso bajo condiciones ambientales específicas de las zonas en las cuales se encuentran los proyectos productivos, por tanto es una necesidad conocer las respuestas de crecimiento optimo bajo condiciones locales, aislar nuevas cepas más apropiadas para las condiciones locales y conocer el valor nutricional de la microalga en equilibrio con los requerimientos del animal a ser alimentado.
Si bien en el presente estudio no se caracterizó el perfil nutricional de las diferentes cepas en relación a su contenido de proteínas, carbohidratos y ácidos grasos, las respuestas de crecimiento en diferentes medios de cultivo permite inferir sobre los requerimientos de cada especie para la producción de biomasas frescas y su posterior calidad nutricional.
Las diatomeas Actinocyclus normanii, Neodelphineis pelágica y Cyclotella glomerata presentan tasas de crecimiento diferentes dependiendo del medio de cultivo, para las tres especies se presento crecimiento altamente significativo (p< 0,05) en F/2 comparado con el medio Conway. Trabajando con dos microalgas marinas en tres diferentes medios de cultivo (Agua intersticial extraída de estanques de camarón (PIW); agua intersticial diluida (DIW) y medio conway (CM)) Yusoff et al. (2001) describen tasas de crecimiento altamente significativa para la diatomea C. calcitrans en DIW comparadas con CM y PIW; alternativamente Oscillatoria sp tuvo tasa de crecimiento significativamente baja cuando creció en DIW comparado con CM y la menor tasa de crecimiento se presento en PIW.
Cada especie de microalga responde ante la disponibilidad y proporción de los diferentes nutrientes principalmente de nitrógeno, fósforo, y en el caso especifico de las diatomeas la disponibilidad de sílice. Los medios Conway y f/2 disponibilizan sílice para las diatomeas marinas en estudio, sin embargo la proporción de nitrógeno es diferente en los dos medios, siendo mayor en el medio de cultivo F/2. Las mayores tasas de crecimiento para las tres especies en F/2 pueden estar indicando sus requerimientos de nitrógeno y dan pautas sobre su posterior calidad nutritiva como partícula alimenticia.
El crecimiento de las microalgas puede ser limitado por bajos niveles de nutrientes orgánicos, y estas alteraciones en la concentración de nutrientes altera la composición
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45
bioquímica de las microalgas (Fabregas et al.,1996). Además de la composición y concentración de nutrientes, la composición bioquímica de las microalgas puede ser alterada sustancialmente por la manipulación de las condiciones de cultivo tales como intensidad de luz (Leonardos & Lucas, 2000; Tzovenis et al., 2003), foto periodo o temperatura (Brown et al. 1989; Tzovenis et al., 2003).
Estudiando la incidencia de Tetraselmis suecica, cultivada en medios limitados en nitrógeno, sobre el crecimiento, sobrevivencia y composición química de larvas de camarón, D’Souza & Kelly (2000) encontraron que esta alga cultivada en medio con alta concentración de nitrógeno fue la mejor dieta para las larvas, las cuales se desarrollaron más rápidamente. Igualmente describen que la concentración de carbohidratos fue mayor y la proporción de proteína :energía, así como, la concentración de ácidos grasos (n-3, n-6) fue menor en algas limitadas en nitrógeno.
Según Fidalgo et al. (1998), la composición bioquímica de las microalgas es más afectada por la fase de crecimiento en cultivo que por la disponibilidad de nitrógeno como recurso, en sus resultados el autor describe que la mayor cantidad de proteína se encuentra en la fase de crecimiento exponencial y la mayor concentración de lípidos en la fase estacionaria tardía. Por su parte, Phatarpekar, et al. (2000), estudiando el desempeño en el crecimiento de las microalgas Chaetoceros calcitrans e Isochrysis galbana, afirman que este difiere para cada especie en monocultivos, ya en cultivo mixto de las dos especies C. calcitrans es dominante sobre I. galbana, los autores encuentran que la concentración de clorofila, proteínas, carbohidratos, lípidos son significativamente altos en los cultivos mixtos en comparación con los monocultivos de cada especie. La composición bioquímica de las microalgas puede ser manipulada por cambios en las condiciones de crecimiento, pero los efectos son variables de unas especies para otras (Brown et al., 1997, Sanchez et al., 2000). Por tanto el conocimiento que se tenga sobre la respuesta a diferentes ambientes es una práctica necesaria en la acuicultura para quien desea optimizar los niveles específicos de nutrientes necesarios para el animal que se alimenta. En nuestro estudio las tres diatomeas y la clorofícea presentan un crecimiento específico y diferente acorde al medio de cultivo y la temperatura; en general el medio de cultivo que permite las mayores tasas de crecimiento es F/2 y las mayores concentraciones en cultivo se alcanzan en temperaturas de 0
27 C.
Temas clave para la Acuicultura.
46
El suceso de una especie de microalga como alimento depende de su calidad nutricional, así como de su tolerancia a la temperatura, salinidad y luz, especialmente si se pretende realizar cultivos masivos en tanques exteriores o estanques (Thompson et al., 1992a; Renaud et al., 1995;Brown et al., 1997;; Oliveira et al., 1999; Thompson, 1999). Las cuatro especies de microalgas aisladas presentaron una respuesta positiva ante el incremento de temperatura, cuando cultivos en fase exponencial obtenidos en temperaturas de 0
0
24 C fueron inoculados en cultivos exteriores a ± 27 C, se observo un periodo de adaptación con posterior crecimiento que permitió obtener las mayores concentraciones celulares y altas tasas de crecimiento, esto permite describir la capacidad de estas microalgas para adaptarse y tolerar la temperatura regional.
En las condiciones locales, típicamente tropicales, las microalgas en cultivos exteriores 0
deben crecen en altas temperaturas diurnas en un rango entre 25–35 C a lo largo del año; por tanto la capacidad de crecimiento de las diatomeas Actinocyclus normanii, Neodelphineis pelágica, Cyclotella glomerata y la clorofícea Ankistrodesmus sp en temperaturas promedio de 0
27 C, describe la disponibilidad de estas cuatro cepas de microalgas tropicales para ser trabajadas con fines acuícolas.
Según Renaud et al. (2002), quien trabajó el crecimiento y contenido nutricional de cuatro especies de microalgas tropicales Australianas; una diatomea (Chaetoceros sp), dos criptomonas (Rhodomonas sp y Cryptomonas sp) y una especie no identificada de Primesiofita, 0
cultivadas en cinco diferentes temperaturas con medio de cultivo F/2 en salinidad de 25 /00; 0
afirma que la temperatura optima de crecimiento fue de 25-27 C para Rhodomonas sp (K=0,27) 0
y 27-30 C para la primesiofita, Cryptomonas sp y Chaetoceros sp ( K= 0.56, 0.33 y 0.87 0
respectivamente), los autores destacan que solo Chaetoceros sp creció bien entre 33-35 C (K= 0.78).
Estos autores encontraron como resultado que todas las especies de microalgas tropicales trabajadas presentaron bajos porcentajes de proteína cuando crecieron a temperaturas 0
0
superiores a 27 C, Chaetoceros presento el mayor contenido de lípidos a 25 C mientras las otras especies presentaron contenidos significativamente altos de lípidos a temperaturas entre 0
27-30 C.
Temas clave para la Acuicultura.
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Altas temperaturas de crecimiento han sido relacionadas con la disminución significativa en el contenido de proteínas y el incremento en lípidos y carbohidratos (Oliveira et al.,1999), sin embargo otros estudios encuentran que la respuesta de la composición química de las microalgas a altas o bajas temperaturas de crecimiento varia de especie a especie, altas temperaturas de crecimiento han sido relacionadas con el incremento en el contenido de proteína y decrecimiento en carbohidratos (Thompson et al., 1992a) y lípidos (Thompson et al., 1992a; Renaud et al., 1995)
Además de la temperatura, el régimen de luz impuesto para el cultivo de las microalgas es uno de los aspectos críticos puesto que determina el rendimiento y la productividad de las biomasas (Falkowski & Raven, 1997). El esquema de producción de biomasas de Actinocyclus normanii, Neodelphineis pelágica, Cyclotella glomerata y Ankistrodesmus sp bajo las condiciones de estudio, empleo una intensidad lumínica de 2000 lux y un fotoperiodo de 24: 0 horas Luz/oscuridad, los resultados sobre el rendimiento de estas cuatro microalgas están directamente relacionados a estas condiciones lumínicas y su combinación con la temperatura; la incidencia de fotoperiodo y/o intensidad lumínica diferentes no fueron evaluadas en el presente estudio. En este sentido Tzovenis et al. (2003) afirman que una comparación directa de diferentes fotoperiodos e flujo de fotones se hace necesaria para decidir sobre el más eficiente régimen de luz para propósitos industriales.
En el presente estudio los resultados demuestran que el flujo de luz continua, con ausencia de fase oscura en el fotoperiodo, es adecuado para el manejo de las cuatro cepas de microalgas. Trabajando con una cepa de Isochrysis galbana (T-ISSO), Tzovenis et al. (2003) encontraron en sus resultados que la tasa de crecimiento específica de esta especie fue máxima con el incremento de la densidad de flujo de fotones por día, bajo continua iluminación el tamaño de las células tuvo una correlación altamente significativa con el flujo de luz, y no presento correlación con el fotoperiodo; los autores concluyen que el rendimiento y la productividad de biomasa de la especie tiene diferentes patrones para luz continua y discontinua, donde el rendimiento y productividad celular son una función del flujo total de luz diaria.
El tamaño de partícula es uno de los aspectos que determina la calidad nutritiva de las microalgas (Renaud et al., 2002; Sipaúba-Tavares & Rocha, 2003) puesto que los diferentes
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organismos en los primeros estadios larvales tienen limitaciones en su abertura bucal, o presentan como en el caso de los moluscos palpos labiales que permiten la selectividad de partículas (Bougrier et al., 1997). El tamaño celular exhibido por Actinocyclus normanii (50 µm), Neodelphineis pelágica (12µm), Cyclotella glomerata (8µm) y Ankistrodesmus sp (20 µm) las destaca como partículas de adecuado tamaño para ser empleadas como alimento para larvas de crustáceos, larvas de peces marinos y diferentes estados en el desarrollo de los moluscos.
Las microalgas empleadas usualmente en la nutrición animal son de diversos tamaños, en su mayoría pertenecen al nanoplancton (2-20 µm) con excepción de las diatomeas en cadena como por ejemplo Skeletonema con tamaño superior a 60 µm, estos tamaños de partícula son utilizados para alimentación de filtradores activos tales como larvas de camarón, también son usadas diatomeas pennadas adhesivas (Nizschia y Navicula) con tamaño superior a 20 µm para el pastoreo de moluscos bentónicos tales como el Abalone (Brown et al., 1997).
Temas clave para la Acuicultura.
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CONCLUSIONES
50
Bajo las condiciones de estudio se logro obtener las cepas de las microalgas Actinocyclus normanii, Neodelphineis pelágica, Cyclotella glomerata y Ankistrodesmus sp.
Las microalgas Actinocyclus normanii, Neodelphineis pelágica, Cyclotella glomerata y Ankistrodesmus sp por ser especies nativas tropicales presentan favorable adaptación a las 0
condiciones promedio de temperatura local (27 C).
Para el manejo y producción de biomasas frescas de las microalgas Actinocyclus normanii, Neodelphineis pelágica, Cyclotella glomerata y Ankistrodesmus sp, el medio de cultivo más apropiado es F/2 de Guillard &Rither con el cual se alcanzan las mayores densidades celulares y las mejores tasas de crecimiento en las cuatro especies.
Las microalgas Actinocyclus normanii, Neodelphineis pelágica, Cyclotella glomerata y Ankistrodesmus sp por sus características de crecimiento en cultivo, su desempeño bajo condiciones de estudio y su tamaño, son potencialmente útiles para ser empleadas como partícula nutritiva en la alimentación de larvas de peces crustáceos y moluscos con fines acuícolas.
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MATERIAL Y MÉTODOS La adaptación de los organismos zooplanctónicos a las condiciones del laboratorio (calidad del agua, temperatura, intensidad lumínica y aireación) se efectuó mediante aclimatación por fases en un periodo de cuatro semanas. A estos organismos se les realizo recambio del 50% del agua y limpieza de fondo; se registraron diariamente los parámetros (temperatura, pH y dureza), la iluminación se mantuvo constante, sin exposición directa, con el uso de lámparas fluorescentes de 40 vatios, se suministro aireación suave mediante aireador.
Estos organismos se mantuvieron en frascos de vidrio traslucido con un volumen de 250ml con agua de la ciénaga filtrada a 60 micras y enriquecida con chlorella sp, Ankistrodesmus sp y 5
-1
levadura de panificar disuelta en agua estéril, a una concentración de 4x10 cel. ml .
OBTENCION DE CEPAS
Cepas de zooplancton fueron obtenidas mediante el método de aislamiento, el procedimiento en el método dependió, entre otros aspectos, del tamaño del organismo y su movilidad. En general los organismos zooplanctónicos se aislaron manualmente, empleando cajas de petri o vidrio de reloj y selección de organismos con el uso de pipetas o micro pipetas, bajo observación en estereoscopio y/o microscopio (Olympus) (Figura 1 A).
La identificación de los organismos colectados, que mostraron mayor adaptación al laboratorio, se realizo empleando las claves taxonómicas de Brooks (1959), Edmonson (1959), Pennak (1978), Gonzáles de infante (1988), Ruttner (1974), Koste y Shiel (1987), Dodson y Frey (1991), Sánchez, (1995).
Las diferentes cepas obtenidas se conservaron en el tiempo mediante el manejo de las condiciones del medio, el control de la densidad de los organismos y la composición de la población. Con temperatura promedio de 25 °C y exposición de luz indirecta, recambios de agua cada tres días en un 50 %, en frascos de vidrio de 500 ml, en un volumen de 250 ml, fueron alimentadas con la microalga Ankistrodesmus sp en concentración de 4x10 manteniendo
una
densidad
de
2
a
5
organismos
por
mililitro
5
(Figura
–1
cel.ml ; 1
B).
Morfometría. La caracterización morfológica se realizó mediante el empleo de un ocular micrométrico y el microscopio. Los organismos fueron fijados con solución de formalina al 2%. En los rotíferos, la morfometría se determino colocando en recipientes de 250ml organismos con tres tipo de alimento (Chlorella sp, Levadura de panificación y mezcla de las dos en proporción 1:1) y dos calidades de agua (Filtrada y ozonizada), luego se pasaron 72 neonatos recién eclosionados a cámaras multicelda (Figura 1 C), determinando para neonatos y adultos el largo, ancho, ancho de base, ancho de corona, ancho base de corona y altura de corona.
La morfología para los cladóceros se determinó seleccionando organismos en cámaras multicelda, en cada una de las 6 celdas se deposito un organismo partenogenético adulto ovado, una vez presentes los neonatos, estas hembras se retiraron de las celdas y se caracterizo su progenie; poblaciones con igual tiempo de vida se midieron para determinar la morfometría de juveniles y adultos. Copépodos hembra ovadas fueron colocadas individualmente en cámaras multicelda de 6 celdas con agua y alimento, al eclosionar los nauplios, estas hembras se retiraron de las celdas y se caracterizo el tamaño de los diferentes estadios de desarrollo, tanto para machos como para hembras.
C
A
B
Figura 1. A. Método de aislamiento de organismos zooplanctónicos; B. Cepas de zooplancton en volúmenes de 250 ml; C. Cámaras multicelda de doce compartimentos.
Temas clave para la Acuicultura.
53
ASPECTOS REPRODUCTIVOS
Para caracterizar los aspectos reproductivos básicos de rotíferos y cladóceros, se colocaron un grupo de 240 hembras ovadas en cámaras multicelda de seis, con agua fresca y una 4
-1
concentración de 50x10 cel.ml del alimento; de este lote se tomó un grupo de 72 organismos recién eclosionados, dispuestos individualmente en cámaras multicelda de 12, con 2 ml de la correspondiente agua y tipo de alimento a evaluar, para un total de 6 cámaras, por especie los neonatos fueron tratados con una combinación de cada una de las dietas y calidades de agua a evaluar.
En ensayos preliminares se estableció que el tiempo para realizar las observaciones en el estereoscopio seria cada dos horas durante los doce días de vida del organismo en estudio, con estas se determinó su condición, estado sanitario, presencia de huevos y neonatos en cada una de las celdas de la cámara, se recambió el 50 % del volumen de las cámaras diariamente.
Los neonatos que surgieron de este lote original fueron retirados diariamente de las celdas de las diferentes cámaras, esto permitió establecer los aspectos reproductivos y ciclo de vida del organismo origen y no de su progenie. Los aspectos reproductivos básicos a determinar fueron: tiempo de generación, periodo de incubación, Infertilidad juvenil, fecundidad, frecuencia reproductiva, numero de eventos reproductivos e infertilidad senil.
Para caracterizar los aspectos reproductivos del rotífero B. patulus se establecieron tres tipos de alimento Chlorella sp, levadura de panificación tipo Fleishmann y una mezcla de los dos 4
-1
alimentos en una concentración de 50x10 cel.ml
cada 24 horas; para la mezcla de los dos
tipos de alimento se utilizó una proporción 1:1, también se establecieron dos calidades de agua, una proveniente del acueducto municipal sometida a decantación y filtración con carbón activado, y otra procedente de una casa comercial de la región, marca Primavera la cual sufre un proceso de ozonificación y filtración, con un pH de 7.0 ( agua ozonizada). En el caso de la Moina sp solo se utilizaron dos tipos de alimento (Chlorella sp y Ankistrodesmus) y una calidad de agua (Agua filtrada).
Temas clave para la Acuicultura.
54
CULTIVOS
Los cultivos de las especies obtenidas se realizaron con ajustes a la metodología propuesta por Vitanea, J. E. (1988), Hoff and Snell (1989), Torrentera y Tacon (1989), Lavens y Sorgeloos (1996) y Sipaúva-Tavares & Rocha (2001). Los cultivos a escala de laboratorio, se efectuaron en diferentes volúmenes (250ml, 1L, 3L, 20L y 300 L) en recipientes de diferente material (vidrio, plástico y asbesto-cemento). Biomasas de zooplancton fueron generadas, partiendo de inóculos de 250 ml, en volúmenes de 3 litros, 17 litros, 25 litros, 60 litros y 300 litros.
A
B
C
Figura 2. Cultivo del rotífero Brachionus patulus. A. Cultivo en volúmenes de 3 Litros; B. Cultivo en volúmenes de 17 Litros; C. Cultivo en volúmenes de 60 Litros.
Temas clave para la Acuicultura.
55
Para el caso de rotíferos se realizaron primero en volúmenes de 3 L., luego en 17 L. y finalmente en 60 L. (Figura 2). Se evaluaron las siguientes densidades iniciales de siembra: 5, 10 y 20 -1
rot.ml en cada volumen, con tres réplicas, el alimento adicionado en todos los cultivos fue la microalga Chlorella sp y levadura (Saccharomyces cereviceae), a una concentración de 0.5x10
6
-1
cel.ml , en proporción de 1:1 cada 24 horas, de acuerdo a lo establecido por Barrera y Espitia (2000).
Se evaluó, utilizando frascos de vidrio translucidos redondos, con aireación suave y poca -1
iluminación, tres densidades iniciales de siembra como tratamiento (5, 10 y 20 rot.ml , correspondiendo al T1, T2 y T3 respectivamente) con tres réplicas, para un total de 9 volúmenes de 3 litros. Diariamente se determinó la densidad poblacional y el porcentaje de hembras ovadas, así como, parámetros físico-químicos (pH y temperatura). Iguales densidades de siembra y registros se realizaron en volúmenes de 17 y 60 litros, con tres réplicas para un total de 12 recipientes de cultivo (botellones cilíndricos, de plástico con aireación suave y constante e iluminación indirecta).
En cuanto a los cladócero, biomasa iniciales para realizar cultivos, fueron obtenidas a partir de inóculos de 250 ml en acuarios con una capacidad de 25 litros, con aireación suave, constante y luz directa, estos fueron alimentadas con Ankistrodesmus sp y mezcla de Chlorella 5
-1
sp y Ankistrodesmus sp, en proporción 1:1, en concentración de 4x10 cel.ml respectivamente, Diariamente de efectuó el conteo del alimento en el medio de cultivo mediante una placa Neubauer se empleó agua filtrada a 50 micras y se realizaron recambios de agua semanalmente en un 80%.
Una vez obtenidas las biomasas, éstas fueron inoculadas en los cultivos controlados; a una misma densidad (250 org/L), se realizo cultivos en 20 y 300 litros., con agua filtrada a 20 micras, aireación suave y exposición directa a la luz, se registró parámetros físico químicos, se realizaron conteos de la población en cultivo en cada una de las tres replicas por tratamiento.
Seis acuarios de vidrio con una capacidad de 25 litros, con 250 organismos/litro como densidad de siembra, fueron inoculados para el primer cultivo, realizado con agua potable reposada y filtrada a 20 micras, aireación suave y exposición directa y constante a la luz (Figura
Temas clave para la Acuicultura.
56
3 A). Dos dietas Ankistrodesmus sp y mezcla de Ankistrodesmus sp y levadura (Saccharomyces 5
–1,
cereviseae) en proporción 1:1 en concentración de 4 x10 cel.ml
fueron evaluados para un total
de dos tratamientos y tres replicas.
El segundo cultivo se inoculo en tanques circulares de asbesto, con radio de 110 cm, en un volumen de 300 litros, con agua filtrada a 20 micras, aireación suave y continua y foto periodo natural Se alimento con los dos tratamientos anteriormente descritos, con una densidad inicial de 250 org/L, para un total de seis parcelas con tres replicas por tratamiento (Figura 3 B).
Para el cultivo de los copépodos estos fueron depositados en recipientes con una capacidad de 1 Litro con 300 ml de agua dulce acondicionada, aireación suave y una concentración de 300.000 células /ml de partículas alimenticias, se inoculo un numero conocido de organismos tanto hembras ovadas como machos. A medida que aumento la población se traspasaron a recipientes de 3 Litros y posteriormente a 10 Litros.
Para todos los cultivos se registró diariamente los parámetros temperatura mediante un ®
termómetro de mercurio de rango 5-60 °C y pH con un kid Merck . Se registró cada tres días los niveles de los nutrientes: amonio, nitrito y nitrato. La duración de cada cultivo dependió del comportamiento de la población de organismos, de su crecimiento y descenso en cada tratamiento a lo largo de los experimentos.
El crecimiento de las poblaciones de los diferentes organismos del zooplancton en cultivo fue diariamente registrado mediante conteo de las diferentes muestras del cultivo homogenizado, estas muestras fueron contadas por volumetría, empleando para tal fin estereoscopio (Olympus sz 40), vidrio de reloj, beaker y pipetas plásticas pasteur. Para el recuento de los zooplánctones se empleo las cámaras Bogorof y Sedwig-Rafther. Se calculó, el crecimiento poblacional en términos de densidad de organismos/ml, la tasa de crecimiento (k), rendimiento (r) y el tiempo de duplicación (td) (Gonzáles, et al 1988).
Tasa instantánea de crecimiento (R). El Crecimiento de la población de los organismos del zooplancton se analizó mediante la ecuación descrita por González et al. (1988):
Temas clave para la Acuicultura.
57
A
B
Figura 3. Cultivo del cladócero Moina sp . A. En condiciones controladas de temperatura, aireación e iluminación, volúmenes de 20 litros. B. En exteriores con foto periodo natural, volúmenes de 300 litros.
Temas clave para la Acuicultura.
58
R = (Ln Nnt1 – Ln Nt0) / (t1 – t0) -1
Nt1 = Número final de cladóceros. Ml -1 Nt0 = Número inicial de cladóceros. Ml T = Tiempos en días
Tiempo de duplicación ( td ).El tiempo de duplicación es el espacio que tarda la población en duplicarse, se obtuvo mediante la ecuación propuesta por González et al, 1988. td = Ln2 / R
Densidad absoluta ( D). La densidad absoluta es el número de organismos del zooplancton en un mililitro de cultivo. Se determinó mediante el conteo y promedio de tres a 10 muestras o alícuotas de 1 ml en vidrio de reloj mediante un estereoscopio de luz (Olympus sz 40). -1
D = Organismos.ml .
Rendimiento ( r ) . El rendimiento de analizó mediante la fórmula: r = (Nt1 - Nt0) / t -1
Nt1 = Número final de cladóceros. Ml -1 Nt0 = Número inicial de cladóceros. Ml t = Tiempos en días Producción diaria. Es la cantidad de individuos que se producen en un día de cultivos, se determinó mediante la ecuación: Nf – N0 Pd=
-----------------
Ti - t0 donde; -1
Nf = Número final de cladóceros. Ml -1 N0 = Número inicial de cladóceros. Ml t0 = Tiempo inicial tf = Tiempo final Para los experimentos con los diferentes organismos del zooplancton en el presente estudio, se determinó diseño de bloques casualizados (DBC) y diseño completamente aleatorio (DIC). Los métodos estadísticos para el análisis de la información están basados en los diseños
Temas clave para la Acuicultura.
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descritos, con tres repeticiones como mínimo por tratamiento, se aplico análisis de varianza para determinar diferencias entre tratamientos con respecto a las variables tasa de crecimiento (K), tiempo de duplicación (td), densidad máxima, producción diaria y rendimiento (R).
Los modelos estadísticos utilizado en la evaluación son:
yij = + Ti + Bj + eij donde,
yij = Valor de la observación del tratamiento i, en el bloque j = Media general del experimento; Ti = Efecto del tratamiento i; con i =1, 2....n Bj = Efecto del bloque j; con j =1, 2, 3, 4....n; eij = Error experimental asociado a cada parcela;
yij = + Ti + ei Donde,
yij = Valor de la observación del tratamiento i, = Media general del experimento; Ti = Efecto del tratamiento i; con i =1, 2.....n ei = Error experimental asociado a cada parcela;
Temas clave para la Acuicultura.
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RESULTADOS Y DISCUSIÓN
61
EL ROTIFERO Brachionus patulus El rotífero Brachionus patulus (Figura 4 A) aislado de la Ciénaga Grande de Lorica se identificó acorde a las claves taxonómicas de Edmonson(1959), Pennak(1978), y Gonzáles (1988), y se confirmó con el doctor Santiago Gaviria, especialista en identificación de organismos zooplanctónicos en la Universidad de Viena.
REINO: Animal PHYLUM: Rotífera CLASE: Monogonta ORDEN: Ploima FAMILIA: Brachionidae GÉNERO: Brachionus ESPECIE: Brachionus patulus (Muller,1786)
El rotífero Brachionus patulus tiene un tamaño aproximadamente la cuarta parte de un milímetro, presenta el cuerpo dividido en tres partes: La región anterior, tronco y pie terminal. La región anterior: corresponde a la cabeza que presenta como órgano más característico la corona rotatoria con diez (10) espinas, esta es retráctil asegurando la locomoción y crea corrientes en forma de giros moviendo el agua con facilidad y tomando partículas de alimento del medio principalmente algas microscópicas y levadura; presenta cinco (5) lóbulos medios laterales y ventrales en la corona en la cual están situados también los órganos táctiles y ópticos. El desplazamiento en el agua como resultado de los movimientos de la corona es en línea recta.
El tronco es la porción más grande de su cuerpo, no presenta apéndices y en su interior se encuentran los órganos internos conformado por el tracto digestivo, el sistema excretor y los órganos reproductores. El tronco está recubierto por la loriga rígida dorsal y ventralmente con varias formas, su cutícula es ornamentada; la cubierta dorsal presenta una placa trapezoidal, media pentagonal; tiene antenas laterales en la base de la espina caudal, y dos espinas caudal, y dos espinas caudales de talla media. El pie presenta tres segmentos, es retráctil y el organismo lo utiliza para adherirse al sustrato.
La anatomía interna de este organismo se realizó mediante la observación directa al microscopio, reconociendo las partes escritas por Amat (1985) y Pozuelo (1975); el alimento llega a la boca, ubicada en el centro de la corona, gracias al movimiento de sus cilios, y continua en la faringe ciliada donde está el máxtas que tritura estas partículas alimenticias, luego pasa al esófago, al estomago, al intestino ano y finalmente a la cloaca.
El sistema reproductor en las hembras está formado por un ovario que los hace pertenecientes a la clase monogononte, un oviducto y una cloaca; en el ovario presenta un Vitelario. La reproducción es partenogenética, donde no exciten machos y las hembras son diploides, según Amat (1985), sus gametos sufren mitosis dando lugar a huevos diploides con desarrollo rápido originando un nuevo individuo en 5.6 1.63 horas de incubación. Se forman nuevos individuos con gran rapidez, normalmente cuando las condiciones son favorables.
Los huevos de B. patulus dentro del animal se presentaron como manchas indistinguibles hasta que salieron al exterior (Figura 4 F), fueron observados hasta tres huevos en posición lineal, a medida que se forman estos, desplazan el anterior hasta dejar ubicado el primer huevo en el extremo derecho, el segundo en el centro y el tercero en el extremo izquierdo (Figura 5 C).
Los huevos salen al exterior de uno en uno por orden de formación; el primer huevo baja a ubicarse en medio de las espinas de la parte posterior del tronco y aproximadamente ocho horas después lo hace el segundo (Figura 5), cuando ocurre la eclosión del primer huevo uno nuevo sale al exterior, durante este lapso de tiempo el segundo huevo completa su desarrollo y eclosiona (Figura 4 B) dejando lugar al tercer huevo para salir al exterior e iniciar su desarrollo embrionario, en tanto que en el interior del rotífero se van formando nuevos huevos durante máximo 7 días; y así sucesivamente se repite este ciclo hasta que la hembra entra en la etapa de infertilidad senil.
Temas clave para la Acuicultura.
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A
B
D C
E
Figura 4.
F
A. Ejemplar de B. patulus; B. Huevo que ha cumplido su periodo de incubación y se encuentra en proceso de eclosión. Secuencia de la maduración asexual en B. patulus: C. Neonato; D. Formación del vitelario; E. Formación de huevos en el vitelario; F. Forma esférica del huevo.
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63
En B. patulus se observa neonatos eclosionar totalmente transparentes, no observándose al momento de su nacimiento los órganos internos y permitiendo ver una clara diferenciación entre las placas y ornamentaciones (Figura 4 C); a medida que los individuos crecen, se hacen visibles los órganos internos en un periodo aproximado de 13 horas; lo cual coincide con lo reportado por Pennak (1991) quien asegura que los individuos crecen rápidamente durante varias horas después de la incubación con cada órgano desarrollándose de un complejo celular definido; así mismo Margalef (1983) reporta que los hijos salen del huevo con las características del adulto y el número de células completo.
En B. patulus el Vitelario aparece como una pequeña mancha que crece hasta ocupar la mayor parte del cuerpo, aproximadamente un tercio del mismo, este alcanzó su máximo crecimiento en 24 horas (Figura 8 D), en algunos casos pudo diferenciarse claramente la forma de los huevos en el interior del individuo (Figura 4 E). Lo anterior coincide con lo reportado por Pennak (1991) quien afirma que el Vitelario es sincitial con un núcleo largo, el cual ocupa más de la mitad de la capacidad del saco y los huevos en el ovario maduran de uno en uno moviéndose hacia abajo, el Vitelario contribuye una gran masa de yema al huevo así que este se vuelve relativamente largo.
Las observaciones realizadas determinaron que en B. patulus los huevos salen al exterior de uno en uno, con forma de una pequeña esfera translúcida con una franja oscura en el centro, a medida que crecen se forma inicialmente una esfera, luego un ovalo que se oscurece (Figura 4 F; Figura 5 A,B,C,D). Las observaciones sugieren que para B. patulus se puede plantear que el grado de desarrollo de los huevos, puede ser determinado por el color con una relación directa, entre más oscuro el huevo más avanzado su desarrollo.
El ciclo vital de B. patulus, entendido como el periodo de tiempo desde el desarrollo embrionario del huevo, sujeto en medio de las espinas en el exterior del organismo, pasando por el crecimiento de los neonatos hasta la muerte de la hembra, se determinó en doce días en los organismos de mayor longevidad y en menos de 24 horas para los casos extremos. Los neonatos desarrollan su tejido corporal aproximadamente en 24 horas observándose cambios en el tamaño del cuerpo y dándose una clara diferenciación entre el neonato y el adulto (Figura 4 C y F).
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De acuerdo con Pennak (1991), el adulto puede ser tres o cinco veces más alto que el neonato recién eclosionado. Los neonatos de B. patulus presentaron tamaño reducido (166,9 ± 9,1 µm), transparencia total y natación activa; mientras los adultos son grandes (197,4 ± 3.6 µm) con órganos internos observables, e inician su etapa de reproducción partenogenética, marcando el periodo reproductivo, el cual tuvo una duración de cinco a siete días en los cuales produjeron huevos en forma continua para entrar posteriormente en la fase de infertilidad senil. Esta última etapa se caracterizó por una reducción en sus movimientos, encorvamiento del cuerpo y desaparición paulatina de los órganos internos, dándose en algunos casos la formación en el exterior de huevos y su posterior desaparición.
En el análisis de varianza se pudo determinar que el tiempo de vida depende del tipo de alimento, encontrando un promedio de 7,38 días para organismos alimentados con Chlorella sp, 4,14 días para organismos alimentados con levadura y 4,35 días para organismos alimentados con la mezcla de las dos dietas. La prueba de Duncan arrojó que estos dos últimos promedios no difieren significativamente con relación a los promedios presentados por los individuos alimentados con Chlorella sp.
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A
C
B
D
Figura 5. A. Forma ovalada del huevo de B. patulus; B., C., D. Diversas ubicaciones de los huevos en las espinas.
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La infertilidad juvenil, tiempo de generación y tiempo de incubación no se vieron influenciados por la calidad del agua y el tipo de alimento; Wetzel (1991) reporta que el periodo de desarrollo de los huevos (tiempo de incubación) es independiente del tipo y cantidad de alimento que consumen las hembras adultas que los transportan, hecho que se observó en B. patulus con las tres dietas, promedios similares se registraron en el tiempo transcurrido para alcanzar su madurez reproductiva, generar nuevos individuos y desarrollo embrionario de los huevos.
La biología reproductiva de B. patulus estuvo influenciada por el tipo de alimento en eventos reproductivos, frecuencia reproductiva, número de huevos por hembra y número de neonatos por hembra, presentándose diferencias entre los promedios de las dietas (p < 0.05); en los aspectos periodo de infertilidad juvenil, periodo de incubación y periodo de generación no se presentaron diferencias en los promedios de los aspectos reproductivos estudiados (p > 0.05).
Los organismos recién eclosionados presentaron en promedio un periodo de infertilidad juvenil de 31,0 2,9 horas, tiempo de generación de 45,8 3,3 horas, un periodo de incubación de 14,0 1,3 horas, una frecuencia reproductiva de 17,3 1,6 horas con 7,4 1,6 eventos reproductivos por hembra, con producción de 7,3 1,4 y 7,6 1,4 huevos y neonatos por hembra respectivamente, en un periodo de vida promedio de 127,0 0.8 horas (5.29 días). La Tabla 1 muestra los valores promedio y el error estándar de los aspectos reproductivos de B. patulus por calidad de agua y dieta. El periodo de infertilidad senil se estableció, para los organismos que llegaron a esta etapa, los cuales no superaron el 10 % de la población estudiada, la cifra establecida correspondió a un promedio de 24,8 8,6 horas antes de su muerte, aunque no hubo un número significativo para establecer este periodo.
El periodo de incubación se determino como el tiempo entre la formación del huevo hasta su eclosión, este fue homogéneo entre los 72 individuos del estudio con un promedio de 14,04 1,3 horas, no se presentó diferencias significativas entre las dietas y las calidades de agua (p > 0.05) revelando que el tipo de alimento y la calidad del agua no influyen en el tiempo de incubación de la especie por lo cual se puede inferir que este aspecto reproductivo es inherente a la especie y su información genética.
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TABLA 1. Promedios y desviación estándar de los aspectos reproductivos en el ciclo de vida de B. patulus con relación a la calidad del agua y el tipo de alimento. Agua filtrada Agua ozonizada Aspectos reproductivos Chlorella Levadura Chl-lev Chlorella Levadura Chl-Lev Infertilidad juvenil ( horas)
32,3 2,3
30,4 2,2
28,3 1,6
38,0 1,9
32,0 1,9
29,8 2,4
Infertilidad senil (horas)
36,8 10,4
-
-
24,6 6,7
16,0
22,0
Tiempo de generación (horas)
44,5 3,6
45,5 3,6
42,9 2,6
53,3 2,9
46,1 3,2
42,5 4,0
Eventos reproductivos
13,1 ± 2,1
5,1 ± 1,9
5,8 ± 1,1
11,2 ± 1,9
5,4 ± 1,2
4,2 ± 0,9
Tiempo de incubación (horas)
12,1 1,7
15,1 1,3
14,5 1,0
15,2 1,0
14,1 1,3
12,7 1,5
Frecuencia reproductiva (horas)
12,9 0,8
16,7 1,5
16,4 1,8
15,5 1,1
21,5 2,9
20,9 1,9
Fecundidad (huevos / hembra)
12,0 2,4
5,6 1,3
6,1 0,9
11,2 1,8
5,0 1,1
4,2 6,8
Fecundidad (neonatos/ hembra)
13,8 2,2
5,8 1,2
5,3 1,0
11,2 1,9
5,4 1,2
4,4 0,9
Tiempo de vida (horas)
170,1 27,7
94,3 18,9
110,8 11,5
184,3 24,0
104,5 24,2
98,0 15,8
Yufera y Lubian (1990) reportan que una limitación en el alimento disponible no afecta el desarrollo embrionario de los huevos que se encuentran en proceso de incubación. La tabla 1, muestra el comportamiento del tiempo de incubación en las dos calidades de agua y las tres dietas, se observa una leve diferencia aunque no significativa.
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El periodo de incubación para B. patulus coincide con el reportado por Lavens y Sorgeloos (1996) para B. plicatilis a 25º C de 14,4 horas; mientras que Wedler (1998) reporta un tiempo de incubación para individuos del género Brachionus a 20º C de 15 horas. Los 72 organismos en estudio presentaron un tiempo generacional promedio de 45,8 3,3 horas en las cuales se dio el desarrollo embrionario del huevo para la posterior eclosión del primer neonato. Este tiempo describe el lapso requerido para que una población sea renovada por la siguiente bajo las condiciones específicas del estudio.
En relación con las dietas no se presentaron diferencias significativas marcadas en cuanto a las calidades de agua, los individuos presentes en el agua ozonizada mostraron promedios ligeramente más bajos que los promedios mostrados por los individuos presentes en el agua filtrada, el análisis de varianza y la prueba de Duncan no arrojaron diferencias en los promedios del tiempo de generación en las tres dietas y las dos calidades de agua (p >0.05) (Tabla 1).
La infertilidad senil entendida como el tiempo entre el nacimiento del individuo y su primera reproducción se estimó en 31,0 2,0 horas; durante este periodo los neonatos crecieron y formaron sus órganos internos. Una vez alcanzada esta primera reproducción el organismo ya tiene su talla final concluyendo la fase de neonato a adulto.
En la tabla 1, se aprecia que los valores de infertilidad juvenil de acuerdo al tipo de alimento no difieren de manera significativa (p > 0.05), presentando menor valor los individuos alimentados con la mezcla Chlorella sp – levadura, de igual forma los promedios de este aspecto reproductivo con la calidad del agua tampoco presentaron una diferencia marcada, con el agua filtrada los valores de infertilidad juvenil son ligeramente menores a los valores registrados con agua ozonizada, al aplicar la prueba de comparación de medias de Duncan se verifica que el comportamiento de la infertilidad juvenil con las tres dietas y las dos calidades de agua no presenta una diferencia significativa, correspondiendo con los resultados de Barrera y Espitia (2000) que reportaron un periodo de infertilidad juvenil de 48-72 horas.
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Al igual que los neonatos de B. plicatilis que alcanzan la madurez reproductiva en 30- 40 horas a 20 ºC (Yufera y Lubian, 1990), los neonatos de B. patulus alcanzan su madurez reproductiva en 31,0 2,9 horas a 28º C–30 ºC; periodo en el cual los neonatos de B. plicatilis, igual que los de B. patulus, se dedican a crecer, doblando el tamaño del cuerpo para después producir huevos continuamente durante su vida reproductiva.
Los eventos reproductivos medidos como el número total de reproducciones por hembra fue variable y dependiente del periodo de vida de la madre y el tipo de alimento suministrado, siendo los organismos alimentados con Chlorella sp los que alcanzaron mayor promedio igual a 12,1 2,0 eventos reproductivos en el ciclo de vida; los organismos alimentados con las dos dietas restantes no presentaron diferencias en los promedios de sus eventos reproductivos con 5,2 1,2 y 5,0 1,0 eventos para levadura y la mezcla Chlorella sp – levadura respectivamente. En la figura 6 se observa claramente esta diferencia entre los organismos alimentados con Chlorella sp y las dos dietas siguientes.
La frecuencia reproductiva es el tiempo que transcurre entre un evento reproductivo y el siguiente, se determinó tomando como referencia la eclosión del huevo llevado por la madre, con promedio de 17,3 1,6 horas hasta la eclosión de un nuevo hijo. Prieto y Espitia (2001) sitúan la frecuencia reproductiva cada 14,4 ± 1,6 horas en promedio.
De acuerdo al análisis de varianza y prueba de Duncan, y relacionando los valores de la frecuencia reproductiva con la calidad del agua, se observó una clara diferencia entre el agua filtrada y el agua ozonizada, siendo la frecuencia reproductiva para los individuos presentes en el agua filtrada menor, con promedio de 15,3 1,3 horas con relación a los individuos presentes en el agua ozonizada con 19,2 2,0 horas en promedio en tener un nuevo hijo, como lo muestra la figura 7.
De igual modo los valores obtenidos de frecuencia reproductiva, con las tres dietas, también difieren; los organismos alimentados con Chlorella sp presentaron el menor promedio (14,2 0,8 horas), mientras que los individuos alimentados con levadura y la mezcla Chlorella sp – levadura mostraron promedios similares y mayores al anterior, con 19,1 2,2 horas y 18,0 1,7 horas, respectivamente (figura 8).
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El aspecto más relevante para caracterizar el comportamiento reproductivo de una especie es la fecundidad entendida como el número de huevos y neonatos por hembra. En términos generales la fecundidad de B. patulus fue homogénea a pesar de estar sujeta al tipo de alimento y el periodo de vida de la madre; desde el momento en que los individuos culminan la etapa de neonato e inician la fase reproductiva empiezan una producción de vitelario en forma constante, dándose una serie de eventos reproductivos de manera continua.
En las hembras alimentadas con levadura y la mezcla Chlorella–levadura en la mayoría de los casos se presentó un periodo de descanso entre un huevo y el siguiente, es decir que la producción no fue continua a pesar de contener gran cantidad de vitelario, también se dio el caso de hembras que jamás produjeron huevos. En las tres dietas la fecundidad fue variable mientras que en las dos calidades de agua fue más homogénea.
El tipo de alimento influyó marcadamente sobre la cantidad de huevos producidos por las hembras de B. patulus; en las tres dietas se presentó el mayor porcentaje de fecundidad el segundo día de estudio. Los individuos alimentados con Chlorella sp presentaron la fecundidad más homogénea, en la figura 15 se observa que el porcentaje de fecundidad diario para los 24 organismos alimentados con Chlorella sp durante el periodo de estudio se presentaron los mínimos valores los días 1 y 11 con 20,8 % y 12,5 %, respectivamente y los máximos valores los días 2 a 5 con porcentajes de 87,5 % a 66,6 %, respectivamente. El porcentaje de fecundidad total en número de huevos para este alimento se estimó en 53,8 % (Tabla 2).
Los individuos alimentados con levadura presentaron los mayores porcentajes de fecundidad los días 2 y 4, con 79,1 % y 50 % respectivamente; a partir del 6º día comenzó una reducción notoria en la fecundidad, presentándose el mínimo valor el día 12 con el 4,1 % ( Figura. 9). El porcentaje de fecundidad total se estimó en 20,9 % (Tabla 2). En los individuos alimentados con la mezcla de los dos alimentos se presentó un comportamiento heterogéneo de la fecundidad con picos altos y bajos; entre las tres dietas esta fue la que presentó el periodo de fecundidad más corto en cuanto al número de días (Figura 9), su producción duró sólo 7 días, se presentaron los picos más altos en fecundidad los días 2 y 4 con 87,5 % y 66,6 %, respectivamente. El porcentaje de fecundidad total en número de huevos se estimó en 25,1 % (Tabla 2).
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Figura 6. Eventos reproductivos de B. patulus acorde a la dieta y calidad de agua.
Figura 7.
Frecuencia reproductiva de B. patulus acorde a la calidad de agua.
Figura 8.
Frecuencia reproductiva de B. patulus acorde a la dieta.
Temas clave para la Acuicultura.
72
Con relación a las dos calidades de agua los individuos presentes en el agua filtrada tuvieron su mayor porcentaje en fecundidad los días 2, 3 y 4 con 86,1 %, 69,4 % y 66,6 % respectivamente, a partir del día 8 los porcentajes de fecundidad fueron bajos y uniformes con 8,3 %.
TABLA 2. Porcentaje de huevos, porcentaje de eclosión de huevos y porcentaje de neonatos obtenidos en el ciclo de vida de B. patulus para el total de los 72 organismos en el estudio acorde al tipo de alimento y calidad de agua. Chlorella
Levadura
Chlorella Levadura
Total/ dieta
Agua filtrada
Agua ozonizada
Total/ agua
Huevos
259
101
121
481
260
221
481
Neonatos
223
85
90
398
217
181
398
% de huevos
53,8
20,9
25,1
100
54,0
45,9
100
% eclosión de huevos
46,3
17,6
18,7
82,7
45,1
37,6
82,7
% de neonatos
56,0
21,3
22,6
100
54,5
45,4
100
Figura 9. Porcentaje de fecundidad de B. patulus acorde a la dieta.
Temas clave para la Acuicultura.
73
Los individuos presentes en el agua ozonizada los días 2, 3 y 4 presentaron los mayores porcentajes de fecundidad con 83,8 %, 66,6 % y 58,3 % respectivamente. El valor total de la fecundidad en agua filtrada y ozonizada fue establecido en 54,0 % y 45,9 % respectivamente, con relación al total de la población estudiada (Tabla 2).
Las hembras alimentadas con Chlorella sp presentaron un porcentaje de fecundidad alto con el 53,8 % de la producción total de huevos y el 56 % para neonatos. La hembra con el mayor grado de fecundidad alcanzó 26 huevos y 24 neonatos, teniendo el mayor número de huevos entre el día 7 y 9 de estudio con un promedio de 5 huevos por día. El mayor número de huevos se presentó el segundo día en la población de estudio con 100 huevos para el 20,7 % del total producido; el mayor número de neonatos se presentó el tercer día con 77 neonatos para el 19,34 % del total que eclosionaron.
En general se produjeron 481 huevos y 398 neonatos para un porcentaje de eclosión del 82.7 % de los cuales el 46,3 % correspondieron a Chlorella sp, el 17,6 % a levadura y el 18,7 % a la mezcla Chlorella sp - levadura, en cuanto a las calidades de agua el 45,1 % correspondió al agua filtrada y el 37,6 % al agua ozonizada, teniendo la primera mayor eficiencia en eclosión; con relación a los neonatos el mayor porcentaje durante el periodo.
Para estudiar el comportamiento de la fecundidad en el tiempo se ajustaron los datos observados por medio de modelos de regresión, el análisis se hizo discriminando los datos por dieta y calidad de agua, buscando observar diferencias de comportamiento de la fecundidad debida a los tratamientos. El análisis grafico de los datos, sugirió que se debía emplear un modelo no lineal. El modelo que mejor ajuste dio fue:
yt at b e ct Donde
yt
es la fecundidad en el tiempo t ,
e es la base de los logaritmos naturales y a , b y c
son los parámetros a estimar.
Una vez estimados los parámetros se obtienen los valores de fecundidad ajustados por el modelo y se realizaron gráficos en el mismo sistema de coordenadas para observar diferencias entre tipo de alimento y calidad de agua. Por otra parte, se usó el cálculo diferencial
Temas clave para la Acuicultura.
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para maximizar la función que define el modelo y de esa forma obtener el valor del tiempo en el cual se produce la máxima fecundidad así como el valor de la función en dicho tiempo.
El número de huevos y neonatos por hembra al igual que las demás variables reproductivas se vieron marcadas por el tipo de alimento; siendo los individuos alimentados con Chlorella sp los que presentaron mayor número de huevos y neonatos por hembra con 11,6 2,1 y 12,5 2,1 en promedio, respectivamente. Los organismos alimentados con levadura y la mezcla Chlorella sp – levadura presentaron un bajo número de huevos y número de neonatos por hembra con 5,4 1,5 y 5,6 1,2 en promedio para levadura y 5,2 0,9 y 4,8 1,0 en promedio para Chlorella sp – levadura.
Barrera y Espitia reportan un promedio de 12 ± 1,9 huevos durante el ciclo de reproductivo.
Según Pennak (1991) el número de huevos que una hembra amíctica puede
producir durante su ciclo vital es variable y está sujeto a dos cosas: la especie y condiciones ambientales; según el mismo autor cultivos específicos en laboratorio mostraron que B. calyciflorus promedió sólo 3,6 huevos, Testudinella elíptica promedió 5,0 huevos, mientras que Epiphanes senta promedió 45,4 y Proales sordida 24,3 huevos; según Amat (1985) B. plicatilis promedia 21,0 huevos.
Los resultados de este estudio indican que B. patulus supera el promedio de huevos presentado por B. calyciflorus y Testudinella elíptica con cualquiera de lastres dietas, aunque cuando se alimentó con Chlorella sp presentó su mayor promedio con 11,6 huevos no superó los promedios presentados por Epiphanes senta, Proales sordida y B. plicatilis.
El tipo de alimento mostró una marcada influencia en los aspectos eventos reproductivos, frecuencia reproductiva, número de huevos por hembra y número de neonatos por hembra dando los mejores resultados en los individuos alimentados con Chlorella sp, mientras los que fueron alimentados con levadura y la mezcla Chlorella sp – levadura no mostraron diferencias entre sus promedios. Los excelentes resultados que se obtuvieron alimentando con Chlorella sp es explicable por el valor nutricional que presentan las microalgas, las cuales según lo descrito por Lavens y Sorgeloos (1996) cuentan con un porcentaje de proteína de 12 - 35 %; lípidos 7.2 - 23 % y carbohidratos de 4.6 - 23 %.
Temas clave para la Acuicultura.
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A pesar de poseer la levadura un pequeño tamaño de partícula (5-7 µm), alto contenido de proteína (Hirayama, 1987), alta estabilidad en la columna de agua y ser una dieta aceptable para rotíferos del género Brachionus, (Lavens y Sorgeloos, 1996), los individuos de B. patulus alimentados con esta presentaron promedios bajos en los valores de los aspectos estudiados, hecho dado por la pobre digestibilidad que presentan las levaduras las cuales requieren la presencia de una bacteria para ser digeridas (Lavens y Sorgeloos, 1996).
Los individuos alimentados con Chlorella sp - levadura presentaron en algunos casos como en la fecundidad un buen comportamiento, con promedios más altos que los presentados por los individuos alimentados con levadura, pero no superaron en ningún modo los resultados obtenidos con Chlorella sp., estos resultados no coinciden con lo reportado por Yufera y Pascual (1980), quienes señalan que las dietas mixtas (alga – levadura) producen las más altas tasas de crecimiento poblacional en cultivos de rotíferos; por cuanto en este estudio los organismos estuvieron ubicados individualmente en cámaras multicelda.
El valor nutritivo de un alimento influye en la tasa de crecimiento de una población, condicionando el tiempo de desarrollo del juvenil, la tasa de reproducción y la frecuencia reproductiva. Lo anterior se confirma con los resultados obtenidos con B. patulus en las tres dietas, donde los organismos alimentados con Chlorella presentaron mejores promedios en los aspectos reproductivos estudiadas, al tener esta mejor perfil nutricional que la levadura, en algunos casos los individuos alimentados con la mezcla de los dos alimentos presentaron mejores resultados en sus promedios que los individuos alimentados únicamente con levadura.
Yufera y Lubian (1990) reportan que en los rotíferos la biomasa acumulada se divide entre crecimiento corporal, respiración y reproducción, siendo organismos oportunistas, muchos de los cuales la biomasa asimilada la utilizan para la formación de huevos, hecho reflejado en B. patulus donde el mayor número de huevos se presentó en los organismos alimentados con Chlorella sp.
Yufera y Lubian (1990), señalan que una limitación de alimento disponible detiene el crecimiento corporal durante el desarrollo post embrionario e inhibe la producción de huevos en la hembra madura pero no el desarrollo embrionario del grupo de huevos que sujeta antes de
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librarlos; esto puede explicar el reducido número de hijos que se obtuvieron al alimentar a B. patulus con levadura y la mezcla Chlorella sp – levadura, ya que al descomponerse la levadura no podía ser ingerida por los organismos deteriorando el medio y deteniendo el proceso alimenticio, mientras los individuos alimentados con Chlorella sp disponían por mayor tiempo de alimento en óptimas condiciones para realizar todos sus procesos reproductivos.
En cuanto a la infertilidad juvenil, infertilidad senil, Tiempo de generación y Tiempo de incubación no se observó influencia marcada de la dieta, arrojando similares promedios con cada una de ellas (Tabla 1). El ciclo de vida fue el más influenciado por el tipo de alimento, los individuos alimentados con Chlorella sp llegaron a la mayor longevidad con 177,2 2,5 horas para un promedio de 7,38 días, aunque en algunos casos alcanzaron las 280 horas de vida, llegando casi a los 12 días de longevidad.
La calidad del agua en términos generales no ejerció una marcada influencia sobre la biología reproductiva de B. patulus a excepción de la frecuencia reproductiva donde los individuos presentes en el agua filtrada presentaron menor número de horas entre un evento reproductivo y el siguiente con un promedio de 15,3 1,3 horas; con relación a los individuos presentes en el agua ozonizada con un promedio de 19,2 2,0 horas.
Los demás aspectos como eventos reproductivos, infertilidad juvenil, infertilidad senil, tiempo de generación, tiempo de incubación, número de huevos por hembra, número de neonatos por hembra y tiempo de vida no evidenciaron ser influenciadas por la calidad del agua, como lo demuestra el análisis de varianza.
El tipo de alimento ejerció una marcada influencia en el tiempo de vida, dándose la mayor duración en los individuos alimentados con Chlorella sp con un promedio de 177,2 25,8 horas (7,38 días), entre los individuos alimentados con levadura y la mezcla Chlorella sp – levadura no se dieron diferencias en la duración del ciclo de vida mostrando unos promedios bastante cercanos con 99,4 21,6 horas (4,1 días) y 104, 4 13,75 horas (4,35 días) respectivamente.
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Prieto y Espitia (2001) señalan una longevidad para B. patulus de 10 días aproximadamente; Lavens y Sorgeloos (1996) reportan un tiempo de vida a 25º C de 7.0 días para B. plicatilis. De igual forma Margalef (1983) señala que los rotíferos planctónicos viven generalmente entre una y dos semanas y que en algunos casos como en Keratella se pueden prolongar hasta un mes; Pennak (1991) indica que la longevidad desde la incubación hasta la muerte es altamente variable, reportando que Epiphanes senta, promedia cerca de 8 días, Lecane inermis promedia 7.4 día, B .calyciflorus promedia 6 días y Proales diecipiens sólo promedia 5.5 días.
En el cultivo del rotífero B .patulus el crecimiento poblacional mostró un comportamiento muy similar en los diferentes volúmenes de cultivo (3 L, 17 L y 60 L) (Tabla 3), notándose las fases: Latencia, aceleración, crecimiento exponencial y descenso. La fase de latencia se presentó seguidamente después de la siembra y se caracterizó por la no variación de la densidad de rotíferos, teniendo una duración de un día. En la fase de aceleración, la población incrementa moderadamente su densidad por un periodo de 2 a 4 días. En la fase de crecimiento exponencial, la densidad de rotíferos aumenta rápidamente, alcanzando las máximas densidades del cultivo, con una duración de 2 a 3 días. En la fase de descenso exponencial, una vez alcanzada la máxima densidad, la población disminuye por muerte de los organismos.
En el volumen de 3litros el primer día de cultivo se observó que las poblaciones no variaron su densidad, a partir del segundo día iniciaron una fase de aceleración del crecimiento (Figura 10), presentándose diferencias significativas (P<0.05) entre las densidades poblacionales -1
-1
(Tabla 3). Hacia el 4 día el T2 iniciado con 10 rot.ml y el T3 iniciado con 20 rot.ml tratan de igualar sus densidades no presentando diferencias significativas 49.0 ± 1.53 y 48.3 ± 2.91 rot.ml 1
-
-1
, la prueba de Duncan indicó que el T1 iniciado con 5 rot.ml marcó la diferencia con la menor -1
densidad 39.66 ± 0.33 rot.ml .
Luego se dio una fase de crecimiento exponencial donde se alcanzaron las máximas -1
densidades promedios de 60.0 ± 2.08 y 64.33 ± 3.28 rot.ml los tratamientos 2 y 3 en el 5 día de cultivo, no encontrándose diferencias significativas (P>0.05) entre estos, mientras que el T1 -1
obtuvo una densidad máxima el 7 día 56.6 ± 1.86 rot.ml . A partir de estos momentos empiezan una etapa de decrecimiento, notándose que el tratamiento 3 iniciado con la mayor densidad presenta la caída más rápida y los tratamientos 1 y 2 conservan su descenso más moderado.
Temas clave para la Acuicultura.
78
Tabla 3. Valores promedios X y desviación estándar S de parámetros poblacionales, para el cultivo de B. patulus, en los diferentes volúmenes de cultivo (3, 17 y 60 litros). Volumen de cultivo (Litros)
3
Ttos Densidad Inicial
Fecundidad Máxima (%)
Tasa Inst de Crecimiento (K)
Tiempo de Duplicación (td) en días
Rendimiento (r) -1 -1 rot.ml .día
7.24 ± 0.27
5.0
55.67 ± 1.86
b
52.0 ± 30.06
0.34 ± 0.01
1.94 ± 0.04
10.0
60.00 ± 2.08
a
46.67 ± 2.85
0.36 ± 0.01
2.99 ± 0.14
20.0
64.33 ± 3.28
a
32.33 ± 0.88
0.23 ± 0.01
2.44 ± 0.05
40.33 ± 1.86
0.28 ± 0.01
2.50 ± 0.24
6.67 ± 0.39
45.0 ± 5.00
0.28 ± 0.02
2.52 ± 0.24
9.10 ± 1.63
5.0
17
Densidad máxima -1 Rot.ml
10.0
b
65.0 ± 3.51
a
73.67 ± 11.39 62.0 ± 6.66
b
34.33 ± 2..33
0.28 ± 0.03
2.36 ± 0.09
53.0 ± 4.36
a
5.0
47.67 ± 3.48
0.29 ± 0.01
2.36 ± 0.09
56.67 ± 1.20
a
10.0
31.67 ± 6.67
0.22 ± 0.00
3.20 ± 0.04
62.0 ± 4.00
a
20.0
20.67 ± 5.04
0.14 ± 0.01
4.96 ± 0.31
20.0
60
10.0 ± 0.42 8.87 ± 0.66
10.50 ± 1.66 6.00 ±0.54 5.83 ± 0.15 5.25 ± 0.50
Valores promedio con igual letra no difieren mediante la prueba de Duncan al 5% (P < 0.05).
En cuanto al porcentaje de hembras ovadas (figura 11) al momento de empezar el experimento los rotíferos iniciaron con una fecundidad de 37.3 ± 1.45 % y 39.6 ± 0.33% (Tabla 3), no presentando diferencias significativas (P>0.1), aumentando el segundo día a 52.0 ± 3.06 % en el T1, y 46.6 ± 2.85 % el T2. En el tratamiento 3 no se observó aumento de fecundidad sino un descenso en el transcurso del cultivo.
Temas clave para la Acuicultura.
79
-1
La población iniciada con 10 rot.ml tubo la mayor Tasa instantánea de crecimiento (K) 0.36 ± 0.01 (Tabla 3), el menor tiempo de duplicación (td) de 1.94 ± 0.04 y el mayor rendimiento -1
-1
(r) 10.00 ± 0.42 rot. ml .día . El tratamiento 1 iniciado con 5 rot.ml
-1
presentó una Tasa
instantánea de crecimiento levemente menor 0.34 ± 0.01 un tiempo de duplicación de 2.02 ± -1
-1
0.03 días (Tabla 3) y el menor rendimiento de 7.24 ± 0.27 rot.ml .día . Para el tratamiento -1
empezado con 20 rot.ml correspondieron valores menores de Tasa instantánea de crecimiento 0.23 ± 0.01, un rendimiento de 8.87 ± 0.66
-1
-1
rot.ml .día
(Tabla 3) y el mayor tiempo de
duplicación 2.99 ± 0.14 días.
Las variaciones diarias del crecimiento poblacional de B. patulus en volúmenes de 17 litros se aprecia en la (figura 12 y 13), presentando diferencias significativas (P < 0.05) en las tres densidades iniciales evaluadas; notándose inicialmente una fase de latencia por un día en cada tratamiento, seguida por una fase de aceleración la cual tuvo menor duración en el tratamiento iniciado con la mayor densidad de rotíferos.
Posteriormente la población entró en una fase de crecimiento exponencial logrando las -1
-1
máximas densidades promedios de: 65 ± 3.51 rot.ml el T1, 73.67 ± 11.39 rot.ml el T2 y 62.0 ± -1
6.66 rot.ml el T3, obtenidas en los días 9, 7 y 4 respectivamente (Tabla 3). Después de estos momentos las curvas muestran que cada tratamiento empieza su fase de decrecimiento exponencial notándose una caída brusca del T3 con respecto a los tratamientos 1 y 2 donde el descenso fue moderado.
En porcentaje de hembras ovadas, en los cultivos de 17 litros, iniciaron con un porcentaje de 34.0 ± 0.64 %. Las curvas de fecundidad se puede observar en la Figura 23, el T3 alcanzó su mayor fecundidad el primer día con 34.33 ± 2.33 %, mientras que el T1 y T2 alcanzan sus valores máximos el segundo día con 40.33 ± 1.86 % y 45.0 ± 5.00 % (Tabla 3). Seguidamente empezó a disminuir la fecundidad en cada tratamiento notándose en las
curvas que el T3 tiene una caída más rápida mientras que los tratamientos 1 y 2 decrecen sobriamente hasta el último día; entre estos dos tratamientos no se mostró diferencias significativas (P>0.1).
Temas clave para la Acuicultura.
80
Figura 10. Crecimiento poblacional del cultivo de B. patulus en volĂşmenes de 3 litros.
Figura 11. Porcentaje de fecundidad del cultivo de B. Patulus volumen de 3 litros.
Temas clave para la Acuicultura.
81
Los valores obtenidos en estos volúmenes registraron que las Tasas instantánea de crecimiento (K) no mostraron ninguna diferencia significativa entre los tratamiento, ya que se presentó el mismo valor 0.28 ± 0.02 en cada tratamiento.
Los valores registrados de tiempo de duplicación (td) en cada tratamiento no mostraron diferencias significativas (P>0.05) y estuvieron representados en 2.44 días para el T1, 2.50 días el T2 y 2.52 días en el T3. Para el rendimiento (r) los valores registrados manifiestan que el -1
-1,
tratamiento 1 iniciando con 5 rot/ml presento el menor rendimiento 6.67 ± 0.39 rot.ml .día
mientras que los tratamientos iniciados 10 y 20 rot/ml presentaron rendimiento más alto 9.10 ± -1
-1
1.63 y 10.50± 1.66 rot.ml .día .
En los cultivo en volúmenes de 60 litros (Figura 14), se presentaron de igual manera que en los volúmenes de 3 y 17 litros una fase de latencia por un día, seguida de la fase de aceleración la cual estuvo comprendida desde el segundo día de cultivo hasta el 5 a 6 día en cada tratamiento. Posteriormente se inicio el crecimiento exponencial notándose que cada tratamiento alcanzó su densidad máxima promedio en el mismo tiempo, comprendido en el día 8 como lo indica la (Tabla 3).
La prueba de Duncan indico que no existió diferencias significativas (P>0.05) entre estas densidades, hacia el noveno día el cultivo poblacional de rotíferos inició su decrecimiento exponencial, cayendo bruscamente la curva poblacional en cada tratamiento hasta el último día (Figura 14).
En cuanto al porcentaje de hembras ovadas las curvas se pueden apreciar en la (Figura 15). Los cultivos empezaron con una fecundidad del 34.0 ± 1.18 %, el tratamiento 1 alcanzo su máxima fecundidad 47.67 ± 3.48 % el primer día para luego disminuir en los días posteriores. Con respecto al T2 y T3 no se observó en ningún momento aumento de sus fecundidades, notándose claramente a lo largo del cultivo porcentajes de hembras ovadas por debajo de su fecundidad inicial.
Temas clave para la Acuicultura.
82
Figura 12. Crecimiento poblacional del cultivo de B. patulus en volĂşmenes de 17 Litros.
Figura 13. Porcentaje de fecundidad del B. patulus en los volĂşmenes de 17 litros.
Temas clave para la Acuicultura.
83
En cuanto a la Tasa instantánea de crecimiento ( K) los valores que se obtuvieron fueron bajos, teniendo el valor más alto el tratamiento 1 con 0.29 ± 0.01 y datos por debajo de este el T2 0.22 ± 0.00 y T3 0.14 ± 0.01 respectivamente. El menor tiempo de duplicación (td) lo presentó el tratamiento 1 con 2.36 ± 0.09 días, siguiéndole el T2 con 3.20 ± 0.04 días y el T3 con 4.96 ± 0.31 días correspondientemente. Para el rendimiento (r) los valores obtenidos fueron T1 6.00 ± -1
-1
0.54, T2 5.83 ± 0.15 y T3 5.25 ± 0.50 rot.ml .día respectivamente.
Temas clave para la Acuicultura.
84
El cultivo del rotífero Brachionus patulus, en los diferentes volúmenes, presento un comportamiento estable para los parámetros temperatura y pH. Los valores promedios diarios de temperatura en los diferentes volúmenes oscilaron entre 23 – 26 °C en los cultivos internos (3 y 17 litros), y de 26 – 30°C en cultivos exteriores (60 Litros). Los valores promedios diarios de pH para cada volumen, oscilaron entre 7.4 – 7.8, con comportamientos similares en todos los volúmenes.
Acorde a los resultados se observa que en el volumen de 3 tres litros los cultivos iniciados -1
con las mayores densidades de siembra (10 y 20 rot . ml ) alcanzaron, en el mismo día (5 to -1
día), las densidades poblacionales más altas (60 ± 2.08 y 64.3 ± 3.28 rot . ml ) no presentándose diferencias significativas entre ellas, estos resultados obedecen a que, a mayor número inicial de individuos mayor será la densidad poblacional, al registrarse más nacimientos; -1
sin embargo el tratamiento iniciado con 20 rot.ml no superó demasiado el tratamiento iniciado -1
con 10 rot . ml , esto pudo ser por la baja Tasa Instantánea de Crecimiento que presentó esta población.
El valor más alto de Tasa Instantánea de Crecimiento (0.36 ± 0.01) fue registrado por los -1
-1
cultivos iniciados con 10 rot . ml al igual que el mayor rendimiento (10.00 ± 0.42 rot.ml .día) y el menor tiempo de duplicación (1.94 día); por lo que se puede considerar es la densidad de siembra más conveniente en volumen de tres litros si se desea obtener un gran numero de B patulus en el menor tiempo posible y seguir realizando cultivos escalonados.
En el volumen de 17 litros la densidad de siembra influyó sobre el crecimiento de B. Patulus, a medida que la densidad de inoculo fue menor se manifestó un prolongamiento de la fase de -1
aceleración; el tratamiento iniciado con 5 rot . ml tardó mas en alcanzar su máxima densidad, mientras que el tratamiento iniciado con la mayor densidad 20 rot.ml
-1
la alcanzó en menor
tiempo pero declinó su crecimiento más rápido; sin embargo los cultivos iniciados con 10 rot.ml
–1
lograron los valores más altos en densidad poblacional. La tasa instantánea de crecimiento (k) fue muy similar en los tres tratamientos al igual que el tiempo de duplicación (td). De acuerdo con los resultados se puede notar que la densidad de siembra de 10 rot.ml el volumen de 17 litros.
–1
es la más apropiada en
Temas clave para la Acuicultura.
85
En el volumen de 60 litros fue posible observar un comportamiento muy similar en los tres tratamientos, ya que alcanzaron sus máximas densidades el mismo día de cultivo (octavo día), no presentándose diferencias significativas (P > 0.05) entre ellos. El valor más alto en la tasa instantánea de crecimiento (k) lo obtuvo el tratamiento iniciado con la menor densidad de -1
siembra (0.29 ± 0.01), de igual manera el mayor Rendimiento (6.00 ± 0.54 rot. ml ) y el menor tiempo de duplicación (td) (2.36 días), de esta manera se convierte en la densidad de inóculo más adecuado para el cultivo en volúmenes de 60 litros.
Estos resultados difieren a los reportados por Hung, (1989) quien ensayó las densidades de siembra de 5, 10, 25 y 50 rot. ml
-1
para B. plicatilis obteniendo los mejores resultados de
rendimiento y densidad con los cultivos iniciados con la mayor densidad de siembra, el máximo -1
-1
rendimiento obtenido fue de 59 rot.ml .día y la mayor Tasas Instantáneas de Crecimiento 0.62 y 0.50 con las densidades de 25 y 10 rot.ml
–1
5
con una ración constante de 5. 10 cel . ml
-1
de
Tetracelmis chui.
Verginelli et al, (1989) estudio el crecimiento de B. plicatilis en volúmenes iniciales de 15 litros hasta 300 litros; y a diferencia de los cultivos de B. patulus en el trabajo del presente autor se presentó una disminución del número total de individuos los primeros dos días de cultivo, mientras que B. patulus a partir del primer día empezó una fase de crecimiento acelerado ya que provenía de cultivos con porcentajes de hembras ovadas del 34 –39 %.
Vallejo et al, (1995) trabajó con el rotífero 6
B.
plicatilis
en volúmenes de 1 litro y
-1
-1
alimentando con Chlrella sp (1.0x10 cl.ml ), obtuvieron densidades menores de 50 rot.ml . Los valores de tasa instantánea de crecimiento (K) fueron de 0.29, con un tiempo de duplicación (td) -1
de (2.38 días) y un rendimiento (r) mínimo de (4.20 rot.ml día). Al comparar estas densidades y las de más variables establecidas se observa que B. patulus logra mejores densidades -1
superando los (60 rot. ml ), también obtiene mayor (K) (0.36), menor (td) (1.94 días) y mayores -1
rendimientos (r) (10.0 rot.ml día).
Cultivos similares fueron realizados por Molina, (1996) con B. angularis en volúmenes de 3.5 y 18 litros suministrándole como alimento Clamydomonas sp en concentraciones de 0.5x10 -1
6
-1
cel.ml , las máximas densidades alcanzadas fueron(60 y 70 rot.ml ) en cada volumen respectivamente, mientras que en el presente estudio con B.
patulus se obtuvo mayores
Temas clave para la Acuicultura.
86
-1
densidades en volúmenes de 3 y 17 litros (64.33 y 73.67 rot. ml ) correspondientemente. De otra manera B. angularis obtuvo tiempos de duplicación (td) menores de (1.35 días), mayores tasas instantáneas de crecimiento (k) (0.62 y 0.52), al igual que el rendimiento (r) (13.7 y 92 rot.ml 1
-
-1
.día ) respectivamente.
Estos datos difieren con respecto a los del presente estudio ya que los valores que se presentaron en cuanto al tiempo de duplicación (td) fueron más altos, con menor tasa instantánea de crecimiento (k) y menor rendimiento (r); estas diferencias pueden explicarse por el deterioro del medio de cultivo debido al suministro de la levadura, manifestándose una gran cantidad de espuma producida por la materia orgánica disuelta y en suspensión, la presencia de protozoarios y colonias de bacterias influyendo negativamente en el crecimiento poblacional de los rotíferos. Sin embargo, puede considerarse como una producción buena; no obstante es factible aumentarla con una densidad más alta de microalgas y disminuyendo la cantidad de levaduras. (Vallejo,1989 y Sarma, 2001).
Molina, (1996), también comparó el crecimiento de B. angularis en volúmenes de 60 litros -1
con densidades de 5, 10 y 20 rot.ml alcanzándose promedios máximos de (132 ± 28, 155 ± 40 y -1
6
-1
191 ± 9.5 rot.ml ) con una concentración de microalgas de 1x 10 cel.ml correspondientemente, esta densidades fueron superiores a las registradas por B.
patulu, quienes obtuvieron -1
densidades de menores (53 ± 4.36, 56.67 ± 1.20 y 62.0 ± 4.00 rot.ml ) posiblemente por la diferencia en la concentración de microalgas utilizada en cada especie y las características reproductivas propias de las mismas.
Sarma y Ramokrishna rao, (1987) usaron diferentes concentraciones de Chlorella sp 6
-1
desde 0.5 hasta 4.0x10 cel.ml
para comparar el crecimiento de B. patulus, reportando los -1
mayores picos de abundancia 110 a 325 rot.ml con las mayores densidades de alimento algal y concluyeron que las densidades poblacionales de B. patulus se incrementan al aumentar las concentraciones de Chlorella sp. En nuestro experimento se alcanzaron menores densidades debido a que se utilizó menor concentración de alimento.
De igual manera estos investigadores en 1991 analizaron los efectos de diferentes 6
-1
temperatura (15 s 35 °C) y concentraciones de alimento Chlorella sp 1.2 y 4.0x10 cel.ml sobre parámetros de vida de B. patulus en laboratorio. Temperatura y alimento influenciaron
Temas clave para la Acuicultura.
87
significativamente sobre los parámetros y el desempeño de la reproducción fue una función directa del nivel de alimento, pero la magnitud del alimento fue dependiente de la temperatura; esto se vio reflejado en los cultivos masivos realizados en el exterior, en el presente estudio, los cuales estuvieron expuestos a temperaturas más altas, y probablemente el metabolismo fue mayor alcanzando su máxima densidad y declinaron su crecimiento de inmediato, los cultivos iniciados con la mayor densidad de siembra no superaron su porcentaje inicial de hembras ovadas, posiblemente porque la concentración de alimento no fue suficiente para compensar las demandas requeridas en el metabolismo y la reproducción.
Araiza et al, (1999), realizaron experimentos de competencia en el laboratorio entre B. 6
-1
patulus y B. calyciflorus en bajas concentraciones de alimento algal (1x10 cel.ml ) y alta 6
-1
concentración (3x10 cel.ml ) de chlorella vulgaris cambiando el medio a diario por un período de -1
20 días, los resultados mostraron que B. patulus alcanzó picos de (130 ± 2 y 306 ± 13 rot.ml ) en bajas y altas densidades de alimento respectivamente, como se puede notar estos valores fueron superiores a los obtenidos en este estudio, donde se utilizaron mayores concentraciones de Chlorella vulgaris lo cual se vio reflejado en un incremento de densidad poblacional. además que se hicieron recambios diarios de agua lo que permitió mantener la calidad del medio.
Barrera y Espitia, (2000) realizaron experimentos con B patulus en condiciones de laboratorio, trabajando en volúmenes de 250 ml y recambios diarios; obtuvieron densidades de -1
268.5 rot.ml alimentado con una mezcla de Chlrella + levadura en una concentración de 50x10 cl.ml.
-1
4
Estas densidades difieren con respecto al presente experimento debido a que las -1
densidades promedios más altas que se alcanzaron fueron menores (73.67 rot.ml ), probablemente estas producciones no se superaron debido a la no utilización de recambios continuos de agua, los cuales influyeron en gran parte en el crecimiento de los rotíferos.
Larios et al (2000), compararon el crecimiento poblacional de B. patulus y B. calyciflorus, alimentados con Chlorella vulgaris, levadura Saccharomyces cereviseae y la mezcla de ambas -1
dietas en proporciones iguales, la densidad inicial fue de 5 rot.ml , los experimentos se mantuvieron en 24 recipientes plásticos que contenía 20 ml de medio EPA, bajo una temperatura de 23 ± 2 °C y se terminaros después de 15 días cuando la mayoría de la población empezó a 6
-1
declinar. El alimento fue ofrecido en dos concentraciones una baja 1x10 cel.ml 6
-1
3x10 cel.ml .
y una alta
Temas clave para la Acuicultura.
88
Con cualquier tipo y concentración de alimento B. patulus alcanzó mayores densidades comparadas con B. calyciflorus, mostrando siempre un incremento en los picos de abundancia al 6
-1
aumentar la concentración de alimento a 3 x 10 cel.ml ; cuando se ofreció mezclas de levadura + Chlorella en concentración de 1x10
6
6
-1
y 3 x 10 cel.ml , B. patulus alcanzó máximas -1
densidades de 251 ± 12 y 259 ± 32 rot.ml respectivamente y la tasa instantánea de crecimiento varió de 0.19 ± 0.01 a 0.37 ± 0.01. Estos resultados fueron mayores a los registrados en los presentes cultivos teniendo en cuenta que ellos trabajaron en volúmenes pequeños, mayores concentraciones de alimento algal, las condiciones de temperatura fueron más controladas (23±2ªC) y el medio en que crecieron los rotíferos fue medio EPA.
Nandini, et al, (2001) alimentaron separadamente B. patulus y B. calyciflorus con tres 6
-1
concentraciones de Chlorella (0.5, 1.5 y 4.5x10 cel.ml ) ofrecidas en tres formas viva, congelada y muerta. Los experimentos se desarrollaron en frascos de 50 ml de capacidad que contenía 50 -1
ml de medio EPA, los rotíferos fueron inoculándolos a una densidad de 5 rot.ml , las máximas densidades alcanzadas por B. patulus o Chlorella viva y muerta fueron muy similares y cuando se ofreció alga congelada la población fue cuatro veces menor, el mayor valor de densidad poblacional se registró en 1227 ± 83 rot .ml
-1
6
-1
bajo 4.5x 10 cel.ml , los máximos valores de
densidad registrados por B. patulus cepa ciénaga de lorica fueron menores, debido a que las condiciones en que se realizaron los cultivos fueron diferentes: la temperatura osciló entre 24 y 28 ªC, los volúmenes de cultivo fueron mayores y el tipo de alimento adicionado se suministró en -6
menor concentración (0.5 x10 ) y fue combinación de Chorella sp y levadura, mientras que en este trabajo de Nandini se utilizó Chlorella como alimento exclusivo.
Experimentos realizados por Sarma (2000) indican que la dieta a base de Chlorella es superior comparada con la levadura Saccharomyces cvereviceae para el rotífero B. patulus. Por su parte Dumont et al, 1995, considera que los rotíferos muestran un aumento numérico casi lineal con un incremento de los niveles de alimento. La correspondiente tasa instantánea de 6
-1
crecimiento fue de 0.21 ± 0.003 con 0.5x10 cl.ml
de Chlorella siendo semejante a la del
presente estudio.
Los rendimientos obtenidos en B. patulus en todos los cultivos estuvieron en un rango de -1
-1
6000 a 10500 rot.ml .día , por lo que puede considerarse aceptable ya que se encuentran
Temas clave para la Acuicultura.
89
dentro de los márgenes señalados por Lubzens (1987) el cual hizo una revisión a nivel mundial -1
-1
encontrando valores óptimos que van de 5400 a 122000 rot.ml .día . Los valores de tasa instantánea de crecimiento observadas en B. patulus cepa ciénaga de Lorica fueron 0.14 a 0.36 los cuales está dentro del rango reportado por Sarma y Rao, (1991) para esta especie alimentada con Chlorella 0.12 a 0.24.
Los resultados muestran que los aspectos reproductivos de B. patulus en condiciones de laboratorio usando dos calidades de agua (filtrada y ozonizada renovada) y tres dietas (Chlorella sp, levadura y una mezcla de Chlrella + levadura) presentan picos más altos de fecundidad con Chlorella sp y Chlorella + levadura en agua filtrada (87.5 y 79.1 %). Los valore de fecundidad más altos que se presentaron en cultivo (52.0 y 56.67 %) son inferiores debido a que no se utilizo recambios continuos de agua y los organismos provenían de cultivos escalonados, disminuyendo en gran parte su fecundidad.
Molina, (1996) considera que el inicio de la fecundidad de las hembras en cultivo depende en gran parte del estado en que se siembran; ella cultivo B. angularis partiendo con hembras que provenían de una población en crecimiento exponencial con un 11-15% de hembras ovadas, incrementando la fecundidad el primer día de cultivo. Yufera, (1983) empezaron los cultivos con hembras procedentes de poblaciones que estaban al final del crecimiento, requiriendo dos días para aparecer el primer pico de fecundidad.
EL CLADOCERO Moina sp
Una vez colectadas las muestras se identificó que en el sitio se encontraban los géneros Moina y Moinodahnia; para el trabajo se eligió moina, puesto que presentó buena resistencia a la manipulación. En el área de recolección se determinaron los parámetros físico-químicos del agua, presentando una transparencia de 55 cm, una temperatura de 27.5 °C y un PH de 8.2.
La sistemática de los cladóceros se encuentra en plena revisión en los últimos años, se han introducido varias modificaciones, principalmente debido a estudios cuidadosos de la morfología a nivel poblacional.
Temas clave para la Acuicultura.
90
REINO: Animal PHYLUM: Artrópoda CLASE: Brachiopoda ORDEN: Cladocera SUBORDE: Gymnomera SUPERFAMILIA Chydoroidae FAMILIA Moinidae GÉNERO: Moina ESPECIE: Moina sp (Braird, 1850)
PAGGI (1995) REINO: Animal PHYLUM: Artropoda CLASE: Cladocera ORDE: Anomopoda FAMILIA Moinidae GÉNERO: Moina ESPECIE: Moina sp (Braird, 1850)
Las cepas del genero moina se mantuvieron en el Laboratorio con una temperatura promedio de 25 °C y exposición de luz indirecta, en frascos de vidrio de 500 ml, en un volumen de 250 ml, fueron alimentadas con la microalga Ankistrodesmus sp , a una concentración de 5
–1
4x10 cel.ml . se les realizaron recambios de agua cada tres días en un 50 % manteniendo una densidad de 2 a 5 organismos por mililitro.
Esta especie presenta una cabeza grande, con una depresión supraocular conspicua, ojo grande y ocelo pequeño, antenuelas alargadas con setas sensoriales y lateralmente en el primer tercio se observan un protuberancia en la cual se inserta una seta larga y ligeramente curvada. Se observa un sinus cervical, los bordes valvares convexos, labro cuadrangular, borde ventral anterior con 9 setas marginales, se continua con una pequeña zona con pelos y luego una porción aserrada, postabdomen corto, tiene 7 dientes laterales y un diente bífido, la garra curvada, en la base de esa curvatura, se observa un proceso pectinado. Su formula antenaria es 0-0-1-3/ 1-1-3 (Figura 16 A), por tanto, el exopodio carece de sedas en los primeros segmentos, tiene una en el tercero y tres en el cuarto; y el endopodio lleva una seda en cada una de los dos primeros segmentos y tres en el terminal.
El cladócero Moina sp tiene un tamaño aproximadamente de un milímetro. Los organismos adultos de la cepa presentan una longitud promedio de 948.565 ± 112.02 µm, altura de 547.225 ± 57.74µm, cabeza con 174.345 ± 42.87 µm, cámara incubatriz con longitud de 423.325 ± 81.68 µm, conteniendo huevos de 102.5125 ± 18.64µm de diámetro y antenas con longitud de 543.095 ± 45.24µm. Los neonatos presentan una longitud promedio de 523.92 ± 43.84µm, altura de 232.755 ± 39.90µm, cabeza con 96.76 ± 27.70µm, cámara incubatriz con longitud de 189.095 ± 37.34µm, y antenas con longitud de 374.945 ± 42.56µm (Tabla 4).
Temas clave para la Acuicultura.
91
El sistema reproductor, de estos organismos está formado por un ovario y los oviductos desembocan en una amplia cámara dorsal de incubación, en la cual los huevos se incuban (Figura 16 C). La reproducción es partenogenética, donde no exciten machos y las hembras son diploides dando lugar a huevos diploides con desarrollo rápido originando un nuevo individuo en 46,4±3,02 horas de incubación.
Tabla 4. Características morfométricas de la cepa del cladócero Moina sp, alimentada con la microalga Ankistrodesmus sp Morfometria
Largo total (µm) Alto total (µm) Largo de Cabeza (µm) Ojo (µm) Largo Antena (µm) Largo de setas (µm) Largo Antenula (µm) Cámara Incubatriz (µm) Post abdomen (µm) Diámetro. Huevo (µm)
Adulta
Juvenil
Neonato
948.565 ± 112.02
665.52 ± 119.83
523.92 ± 43.84
547.225 ± 57.74
371.995 ± 88.00
232.755 ± 39.90
174.345 ± 42.87
194.405 ± 56.18
96.76 ± 27.70
80.24 ± 12.01
75.815 ± 14.23
38.35 ± 9.47
543.095 ± 45.24
384.68 ± 68.82
374.945 ± 42.56
323.025 ± 74.23
241.31 ± 51.79
195.88 ± 26.08
140.715 ± 18.29
147.795 ± 44.00
90.565 ± 16.27
423.325 ± 81.68
227.74 ± 77.43
189.095 ± 37.34
322.53 ± 30.74
178.77 ± 18.76
102.5125 ± 18.64
Se forman nuevos individuos con gran rapidez, normalmente cuando las condiciones son favorables, en la partenogénesis los huevos eclosionan en el interior de la hembra por varias
Temas clave para la Acuicultura.
92
generaciones y si hay cambios en la concentración de alimento, la temperatura u otro factor condicionante, se induce la aparición de machos para fecundar huevos. La reproducción sexual se presenta generalmente en condiciones adversas, solamente se produce un huevo por puesta, estos huevos son grandes y las paredes de la cámara incubadora se transforman en una capsula protectora (Efipio) (Figura 16 E) que se desprende del organismo en la muda. Los efipios se activan o despiertan de su latencia o diapausa por cambios ambientales relacionados con la concentración de oxígeno, temperatura y luminosidad, principalmente.
Los huevos de Moina sp dentro del animal se presentaron inicialmente esféricos (Figura 16 C), se van tornando ovalados hasta completar el desarrollo de cada nuevo organismo dentro de la cámara incubatriz, una vez formado con todas las características morfológicas de un adulto, sale al exterior (Figura 16 B), fueron observados hasta 7 huevos en la cámara, donde los organismos se desarrollan y salen al exterior al mismo tiempo.
El ciclo vital de Moina, entendido como el periodo de tiempo desde el desarrollo embrionario del huevo, en la cámara incubatriz de su progenitor, pasando por el crecimiento de los neonatos hasta la muerte de la hembra, se determinó en 10 días en los organismos de mayor longevidad y en menos de 24 horas para los casos extremos. Los neonatos (Figura 16 D) desarrollan su tejido corporal aproximadamente en 58,45 ± 4,4 horas observándose cambios en el tamaño del cuerpo y dándose una clara diferenciación entre el neonato y el adulto (Figura 16 B y D).
De acuerdo con Sipáuva-Tavares (1993), el adulto puede ser dos veces más alto que el neonato recién eclosionado. Los neonatos de Moina sp presentaron tamaño reducido (523,92 ± 43,84 µm), transparencia total y natación activa; mientras los adultos son grandes (948,56 ± 112,02 µm) con órganos internos observables, e inician su etapa de reproducción partenogenética, marcando el periodo reproductivo, el cual tuvo una duración de 5 - 6 días en los cuales produjeron huevos en forma continua para entrar posteriormente en la fase de infertilidad senil. Esta última etapa se caracterizó por una reducción en sus movimientos, y posterior muerte.
En el análisis de varianza se pudo determinar que el tiempo de vida no depende del tipo de alimento, encontrando un promedio de 9,41 días para organismos alimentados con Chlorella sp y 7,71 días para organismos alimentados con Ankistrodesmus. La prueba de Duncan arrojó que estos promedios no difieren significativamente.
Temas clave para la Acuicultura.
93
La infertilidad juvenil, tiempo de generación y tiempo de incubación no se vieron influenciados por el tipo de alimento, esto sugiere que las dos dietas evaluadas suplen en igual forma los requerimientos de la especie. Coltteal & Sorgeloos (1997), reportan que el periodo de desarrollo de los huevos (tiempo de incubación) y fecundidad y los aspectos reproductivos son dependiente del tipo y cantidad de alimento que consumen las hembras adultas. En Moina sp se observó con las dos dietas, promedios similares, sin diferencias significativas, lo que describe la calidad de las microalgas Chlorella y Ankistrodesmus para el desempeño reproductivo de este cladócero.
La biología reproductiva de Moina sp no estuvo influenciada por el tipo de alimento en eventos reproductivos, frecuencia reproductiva, número de huevos por hembra, número de neonatos por hembra, periodo de infertilidad juvenil, periodo de incubación y periodo de generación no se presentaron diferencias en los promedios de los aspectos reproductivos estudiados (p > 0.05).
Temas clave para la Acuicultura.
94
A
B
D
C
E
Figura 16. A . Ejemplar adulto del clad贸cero Moina sp; B. Moina con embri贸n en c谩mara incubatriz; C. Moina con huevos en c谩mara incubatriz; D. Neonato de Moina; E. Efipios de Moina sp.
Temas clave para la Acuicultura.
95
TABLA 5. Promedios y desviación estándar de los aspectos reproductivos en el ciclo de vida de Moina sp acorde al tipo de alimento. ASPECTOS REPRODUCTIVOS
Chlorella
Ankistrodesmus
Even. Reproductivos (Even Rep/ Hembra)
2.6 0.27
2.5 0.33
Inf. Juvenil (Horas)
61.8 4.81
55.1 4.08
Inf. Senil (Horas)
25.5 6.05
24.3 11.15
Tiempo de generación (Horas)
107.3 5.65
96.3 2.95
Tiempo de incubación (Horas)
48.4 2.88
44.4 3.17
Fre. Reproductiva (Horas)
11.1 2.55
10.4 2.32
Fecundidad (Neonatos/hembra)
10.9 1.42
11.2 1.70
12.3 1.64
11.7 1.85
12.4 1.52
11.9 1.85
13.0 1.57
11.9 1.76
13.3 1.71
12.6 1.76
226 17.32
185.2 17.03
No. De embriones 1
No. De embriones 2
No. De embriones 3
No. Juveniles con huevo
Tiempo de vida (Horas)
Los organismos recién eclosionados presentaron en promedio un periodo de infertilidad juvenil de 58,45 4,4 horas, tiempo de generación de 101,8 4,3 horas, un periodo de incubación de 46,4 3,02 horas, una frecuencia reproductiva de 10,75 2,43 horas con 2,55 0,3 eventos reproductivos por hembra, con producción de 11,05 1,56 neonatos por hembra, en un periodo de vida promedio de 205,6 17,17 horas (8,56 días). La Tabla 5 muestra los valores
Temas clave para la Acuicultura.
96
promedio y el error estándar de los aspectos reproductivos de Moina sp acorde a la dieta. El periodo de infertilidad senil se estableció, para los organismos que llegaron a esta etapa, en promedio de 24,9 8,6 horas antes de su muerte, aunque no hubo un número significativo para establecer este periodo.
El periodo de incubación se determino como el tiempo entre la formación del huevo hasta su eclosión, este fue homogéneo entre los 72 individuos del estudio con un promedio de 46,4 3,02 horas, no se presentó diferencias significativas entre las dietas (p > 0.05) revelando que el tipo de alimento no influyen en el tiempo de incubación de la especie por lo cual se puede inferir que este aspecto reproductivo es inherente a la especie y su información genética.
El periodo de incubación para Moina sp coincide con el reportado por Montealegre (1996) para otro cladócero de la familia Moinidae, Moinodaphnia macleayii a 25º C con 48 horas de incubación. Pagano et al.(2000) reportan la presencia de huevos de resistencia (efipios) para Moina micrura cuando las poblaciones de la especie llegan al máximo de su densidad poblacional, en un medio determinado, observándose presencia de machos el mismo día o un día después. Esto fue observado también en Moina sp, donde el desaparecimiento total de la población sigue un o dos días después de la presencia de efipios. Los 72 organismos en estudio presentaron un tiempo generacional promedio de 101,8 4,3 horas en las cuales se dio el desarrollo embrionario del huevo para la formación del primer neonato. Este tiempo de 4.2 días describe el lapso requerido para que una población sea renovada por la siguiente bajo las condiciones especificas del estudio. Murugan (1975) afirma que los miembros de la familia Moinidae presentan un rápido desarrollo, si este se relaciona con la temperatura que afecta en forma inversa la duración del desarrollo embrionario (Díaz, 1994) se encontrarían a mayores temperaturas menores valores a los registrados en el tiempo generacional ya que el tiempo de desarrollo embrionario se extendería.
Acorde a lo anterior y sabiendo que la temperatura es un factor determinante en el desarrollo postembrionario de los cladóceros (Gras y Saint-Jean,1978, Saint-Jean y Bonou, 1994) la duración del desarrollo del neonato hasta primípara para la especie es relativamente
Temas clave para la Acuicultura.
97
o
corto (4,4/ 24 C) y coincide con los valores reportados para otras especies de cladóceros Moina o
o
macropopa (4/26 C) (Martínez y Gutiérrez, 1991) y Moina micrura (3/28-30 C) (Murugan, 1975).
La infertilidad juvenil entendida como el tiempo entre el nacimiento del individuo y su primera reproducción se estimó en 58,45 4,4 horas; durante este periodo los neonatos crecieron. Una vez alcanzada esta primera reproducción el organismo pasa a ser juvenil maduro, después de varias mudas obtiene su talla final concluyendo la fase de neonato a adulto.
En la tabla 5, se aprecia que los valores de infertilidad juvenil de acuerdo al tipo de alimento no difieren de manera significativa (p > 0.05), presentando menor valor los individuos alimentados con Ankistrodesmus (55,1 ± 4,08 horas) (Figura 18), correspondiendo con los resultados de Khandal & Rajbanshi (1995) que reportaron un periodo de infertilidad juvenil de 3 días para Moina micrura. Periodo después del cual las dos especies alcanzan la madurez reproductiva en una temperatura promedio de 24 ºC, reportada para M. micrura y de 23,3 ± 0,5 ºC para Moina sp.
Los eventos reproductivos medidos como el número total de reproducciones por hembra fue variable y dependiente del periodo de vida de la madre, siendo los organismos alimentados con Chlorella sp los que alcanzaron mayor promedio igual a 2,6 0,27 eventos reproductivos en el ciclo de vida; los organismos alimentados con Ankistrodesmus (2,5 ± 0,33) no presentaron diferencias significativas en relación con la dieta anterior (Figura 17).
La frecuencia reproductiva es el tiempo que transcurre entre un evento reproductivo y el siguiente, se determinó tomando como referencia la aparición de huevos en la cámara incubatriz, hasta la salida de un nuevo huevo, el tiempo estimado para esta frecuencia fue de 11,1 ± 2,5 y 10,4 ± 2,3 horas para organismos alimentados con Chlorella y Ankistrodesmus respectivamente, sin encontrar diferencia significativa entre las dietas.
El aspecto más relevante para caracterizar el comportamiento reproductivo de una especie es la fecundidad entendida como el número neonatos por hembra de cladócero. En términos generales la fecundidad de Moina sp fue homogénea a pesar del tipo de alimento y el periodo de vida de la madre; desde el momento en que los individuos culminan la etapa de neonato e inician
Temas clave para la Acuicultura.
98
la fase reproductiva empiezan una producción de huevos en forma constante, generando en promedio 11,05 ± 1,56 neonatos por hembra durante sus 9 días de vida.
Sipaúba-Tavares &Rocha reportan un promedio de 2 a 20 huevos por hembra en el ciclo de reproductivo, acorde a la especie. Según Montealegre (1996) estudiando una especie de la familia Moinidae, afirma que al estar cada organismo en diferente estadio el número de huevos o neonatos por desove o evento reproductivo respectivamente, varia de 1.5 a 11.9 en Moinodaphnia macleayii. Esta información coincide con lo observado en el presente estudio con Moina sp.
El valor nutritivo de un alimento influye en la tasa de crecimiento de una población, condicionando el tiempo de desarrollo del juvenil, la tasa de reproducción y la frecuencia reproductiva. Los resultados similares obtenidos en relación a los aspectos reproductivos de Moina sp alimentada con Chorella y Ankistrodesmus, demuestran la viabilidad de estas dos microalgas para el manejo con fines de cultivo de estos cladóceros. Los resultados que se obtuvieron alimentando con Chlorella sp es explicable por el valor nutricional que presentan las microalgas, las cuales según lo descrito por Lavens y Sorgeloos (1996) cuentan con un porcentaje de proteína de 12 - 35 %; lípidos 7.2 - 23 % y carbohidratos de 4.6 - 23 %. En igual sentido, se reporta para el género Ankistrodesmus 27,68 – 40 % de proteína, 12,30 – 23,20 % de carbohidratos y 9,09 – 17,27 % de lípidos, de los cuales un porcentaje considerable es de EPA (Herrero et al., 1991, Brown, 1991).
En cuanto a la infertilidad juvenil, infertilidad senil, Tiempo de generación y Tiempo de incubación no se observó influencia marcada de la dieta, arrojando similares promedios con cada una de ellas (Tabla 5). El ciclo de vida fue menor para los organismos alimentados con Ankistrodesmus sin presentar diferencia significativa con relación a aquellos alimentados con Chlorella, los individuos alimentados con Chlorella sp llegaron a la mayor longevidad con 226 o
17,32 horas para un promedio de 9,41 días, a 24 C. Montealegre (1996) reporta para Moinodaphnia macleayii, cladócero de la familia Moinidae, una longevidad máxima de 9.5 días a o
27 C.
La densidad microalgal pudo influir directamente, por defecto o exceso, sobre la densidad poblacional, la tasa de crecimiento, el tiempo de duplicación y el rendimiento de Moina sp
Temas clave para la Acuicultura.
99
durante su manejo en el laboratorio; el exceso puede ser adverso en la sobrevivencia de los organismos al afectar su proceso de filtración (Espinosa et al. 1992), de igual forma el alimento limitado conduce a la disminución en el crecimiento y la fecundidad (Duncan, 1989). Los efectos por falta o exceso de alimento no fueron evaluados, sin embargo, la homogeneidad en los patrones reproductivos (fecundidad) reflejan que los niveles suministrados fueron suficientes para suplir sus requerimientos nutricionales en los diferentes procesos metabólicos.
Figura 17. Aspectos reproductivos de Moina sp acorde a dos tipos de alimento. Eventos reproductivos, Número de huevos/hembra, Número de huevos incubados en estado 1,2 y 3, Número de juveniles/hembra
Figura 18. Aspectos reproductivos de la moina sp acorde a dos tipos de alimento en el tiempo. Infertilidad juvenil, Infertilidad senil, Tiempo de generación, Tiempo de incubación, Frecuencia reproductiva, Longevidad.
Temas clave para la Acuicultura.
100
Acorde a Jana y Chakrabarti (1993) la densidad poblacional es un factor que influye en el crecimiento de los cladóceros, estos autores, para obtener un desarrollo poblacional optimo con Moina micrura, determinan que es necesario un volumen de 15 ml por individuo. Tomando este volumen como referencia, en el presente estudio los organismos en las cámaras multicelda se encontraron en dicha densidad por lo tanto puede sugerirse que la densidad fue apropiada para el desarrollo de eventos reproductivos y minimizar la influencia negativa de este factor en el metabolismo.
La calidad del agua en términos generales no ejerció una marcada influencia sobre la o
biología reproductiva de Moina sp. La temperatura en el laboratorio se mantuvo en 24 C en promedio y los resultados obtenidos sobre el comportamiento de los organismos y su relación con el metabolismo, en concordancia con la actividad alimenticia, la locomoción, la reproducción, así como los datos cuantitativos de variación poblacional, obedecen al rango establecido.
El comportamiento de los cladóceros se ve influido por los ciclos diarios de luz y oscuridad, afectan sus patrones de locomoción, alimentación, reproducción y muda; de igual forma el desarrollo de los juveniles se retarda con iluminación u oscuridad continua (Buikema, 1968; Starkwether, 1976), estos efectos se dan en el presente estudio ya que el ciclo de luz-oscuridad se vio interrumpido en la realización del cultivo y el seguimiento de los organismos en las cámaras multicelda afectando su comportamiento circadiano de locomoción y alimentación con relación al medio natural; sin embargo, la muda y los ciclos reproductivos no presentaron relación aparente con la hora del día.
Para determinar el efecto de la dieta en el crecimiento poblacional de Moina en cultivo se emplearon
como
Ankistrodesmus
tratamiento
sp
dos
(Tratamiento
dietas 1)y
alimenticias
mezcla
de
conformadas
Ankistrodesmus
por sp
la
microalga
mas
levadura
Saccharomyces cereviseae en proporción 1:1 (Tratamiento 2), en concentración de 40x10 –1
5
-1
cel.ml ; con una densidad de siembra inicial de 0.25 org.ml , en un volumen de 20 litros y -1
0,0277 org.ml en volumen de 300 litros.
En el cultivo del cladócero Moina sp el crecimiento poblacional mostró un comportamiento muy similar en los diferentes volúmenes de cultivo (20 L y 300 L) (Tabla 6), notándose las fases:
Temas clave para la Acuicultura.
101
Latencia, aceleración, crecimiento exponencial y descenso. La fase de latencia se presentó seguidamente después de la siembra y se caracterizó por la no variación de la densidad de cladóceros, teniendo una duración de 1 a 2 días. En la fase de aceleración, la población incrementa moderadamente su densidad por un periodo de 2 a 4 días. En la fase de crecimiento exponencial, la densidad de cladóceros aumenta rápidamente, alcanzando las máximas densidades del cultivo, con una duración de 5 a 6 días. En la fase de descenso exponencial, una vez alcanzada la máxima densidad, la población disminuye progresivamente en un periodo de 4 a 6 días por muerte de los organismos (Figuras 19 y 20).
En el volumen de 20 litros el primer día de cultivo se observó que las poblaciones no variaron su densidad, a partir del segundo día iniciaron una fase de aceleración del crecimiento (Figura 19), presentándose diferencias significativas (P<0.05) entre las densidades poblacionales a partir del tercer día. Luego se dio una fase de crecimiento exponencial donde se alcanzaron las -1
máximas densidades promedios de 6,22 ± 0,82 y 12,3 ± 0,30 clad.ml para el tratamiento 1 y 2 respectivamente, presentando
diferencias significativas (P<0.05) (Tabla 6). A partir de este
momento empieza una etapa de decrecimiento de la población.
La población alimentada con la combinación entre Ankistrodesmus y levadura (T 2) -1
presentó la mayor densidad en cultivo 12,30 ± 0,30 org.ml obtenida 12 días después de inicado el cultivo, mayor tasa instantánea de crecimiento (K) 0.36 ± 0.002, el menor tiempo de -1
-1
duplicación (td) de 1.94 ± 0.012 y el mayor rendimiento (r) 1,1 ± 0.07 clad.ml .día (Tabla 6). Todos los valores poblacionales presentaron diferencia significativa con relación al tratamiento 1.
Temas clave para la Acuicultura.
102
TABLA 6. Valores promedio y desviación estándar de parámetros poblacionales de Moina sp en cultivo. Volumen de 20 y 300 litros. (K) Tasa Instantánea de crecimiento; (td) Tiempo de duplicación; (r) Rendimiento. Volumen de cultivo (Litros)
Tratamientos 4 40 x 10 -1 cel.ml
Densidad máxima -1 org.ml
Ankistrodesmus
6.22 ± 0,82
Día de máxima densidad
b
20
300
Ankistrodesmus + Levadura
12.3 ± 0,30
Ankistrodesmus
3,44 ± 0,74
Ankistrodesmus + Levadura
10,12 ± 0,62
(K)
(td) días
(r) -1 cla.ml .día
b
0.5 ± 0,068
b
13
0.267 ± 0,011
2.6 ± 0,113
a
12
0.354 ± 0,002
1,94 ± 0,012
1.1 ± 0,027
b
0,438 ± 0,021
b
11
1,583 ± 0,077
0,311 ± 0,067
a
0,492 ± 0,01
a
11
1,409 ± 0,042
0,918 ± 0,054
a
b
a
a
b
a
b
a
Valores con letras iguales no difieren. Duncan 5%
En el volumen de 300 litros el primer día de cultivo se observó que las poblaciones no variaron su densidad, a partir del segundo día iniciaron una fase de aceleración del crecimiento (Figura 20), presentándose diferencias significativas (P<0.05) entre las densidades poblacionales a partir del tercer día. Luego se dio una fase de crecimiento exponencial donde se alcanzaron las -1
máximas densidades promedios de 3,44 ± 0,74 y 10,12 ± 0,62 clad.ml para el tratamiento 1 y 2 respectivamente, presentando
diferencias significativas (P<0.05). A partir de este momento
empieza una etapa de decrecimiento de la población.
La población alimentada con la combinación entre Ankistrodesmus y levadura (Tratamiento 2), al igual que en el cultivo de 20 litros, presentó la mayor densidad en cultivo 10,12 ± 0,62 obtenida 11 días después de inicado el cultivo, mayor tasa instantánea de crecimiento (K) 0,49 ± 0.01, el menor tiempo de duplicación (td) de 1,40 ± 0.042 y el mayor rendimiento (r) 0,9 ± 0.054 -1
-1
clad. ml .día (Tabla 6). Todos los valores poblacionales presentaron diferencia significativa con relación al tratamiento 1.
El cultivo del cladócero Moina sp, en los diferentes volúmenes, presento un comportamiento estable para los parámetros temperatura y pH. Los valores promedios diarios de temperatura en
Temas clave para la Acuicultura.
103
los diferentes volúmenes oscilaron entre 23,05 ± 0,62°C en los cultivos internos (20 litros), y de 27 ± 2,3°C en cultivos exteriores (300 Litros). Los valores promedios diarios de pH para cada volumen, oscilaron entre 7.5 – 8.2, con comportamientos similares en todos los volúmenes.
El crecimiento poblacional y el día de máxima densidad reflejan entre otros la incidencia de la temperatura, es así como los cultivos de 20 litros realizados en interiores en temperaturas promedio de (23,05 ± 0,62°C), alcanzan la máxima densidad uno o dos días después de los cultivos exteriores realizados a mayor temperatura (27 ± 2,3°C), como consecuencia de efecto metabólico sobre los organismos. Este fenómeno se refleja también en los resultados reportados por Pagano et al (2000), al cultivar M. micrura, quienes reportan picos de crecimiento en el día 10 con temperaturas de (25–29 °C ) coincidiendo con lo observado en Moina sp en cultivos de 300 litros con temperaturas de 27 ± 2,3°C.
Org/L
15000
10000 5000 0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 Ankistrodesmus
Ankistrodemus + Levadura
Dias
Figura 19. Crecimiento poblacional de Moina sp en cultivo alimentada con dos dietas como tratamiento. Volumen 20 litros.
Org/L
15000
10000
5000
0 1
2
3 4 5 6 7 Ankistrodesmus
8
9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 Ank + Levadura Dias
Figura 20. Crecimiento poblacional de Moina sp en cultivo alimentada con dos dietas como tratamiento. Volumen 300 litros.
Temas clave para la Acuicultura.
104
Las concentraciones de amonio en forma crónica, pueden afectar la densidad de los cladóceros(Sipaúba-Tavares & Rocha, 2003). Mangas-Ramirez, et al. (2002), reportan para M. macropopa en relación con C. dubia, mejor resistencia frente a exposiciones crónicas de diferentes concentraciones de amonio. Los registros en el presente estudio, revelaron niveles cero para amonio en los diferentes volúmenes de cultivo para Moina sp, durante todo el tiempo de cultivo; esto debido a la no acumulación de productos del metabolismo gracias a renovación periódica del 50% de agua en los cultivos de 20 litros.
Para la comparación de los tratamientos en el tiempo y la posible proyección de las densidades a obtener en un cultivo, se ajustaron los datos por medio de regresión no lineal. Después de probar varios modelos el que mejor ajuste dio fue.
1 t b 2 yt aExp 2 c donde y t es el valor de la variable en el tiempo t y
a , b y c son constantes a estimar. En la
figura 24 se exhibe la proyección de los datos ajustados de acuerdo con el modelo descrito. Usando este modelo de proyección se obtuvo una densidad máxima estimada de 48.30 -1
2.105 org.ml aproximadamente en 14.05 0.376 días para el tratamiento 1 (Figura 21), mientras que con el tratamiento 2 se obtendría una densidad máxima estimada de 112.26 3.06 aproximadamente a los 12.19 0.101 días. El modelo describe el comportamiento de los datos en 93 y 97 %, respectivamente para el trat.1 y el trat.2 respectivamente (Figura 21); sin embargo la proyección esta sobrestimando la densidad de organismos por mililitro que podrían alcanzarse en un cultivo real, aunque describe fielmente el comportamiento de la curva de crecimiento poblacional de la especie de cladócero.
Temas clave para la Acuicultura.
105
Figura 21. Proyección del crecimiento poblacional de Moina sp en cultivo, según modelo de regresión, alimentada con Ankistrodesmus (Trat. 1) y Ankistrodesmus + Levadura (Trat. 2)
Wedler, 1996 reporta para Daphnia magna densidades alcanzadas en cultivo intensivo de 12.000 individuos por litro, esto es 12 organismos por mililitro, si se considera su gran tamaño (neonatos 2 mm y adultos 4.5 mm en promedio) es una alta densidad, ahora si se tiene en consideración el tamaño marcadamente menor (neonatos 0.4 mm, adultos 1.0 mm) de Moina sp., el número de individuos obtenidos por mililitro en cultivo (12) puede plantearse una relación 1:1, esto indicaría inicialmente una respuesta adecuada de la especie a las condiciones de cultivo y su alto potencial para generar biomasa.
Los resultados de rendimiento para Moina sp en cultivo experimental de 20 litros (1,1 ± -1
0,027 org.ml .día) coinciden con lo reportado por Pagano et al (2000) quienes realizaron cultivo monoespecífico de Moina micrura, en micro ambientes de 0,8 m
3
en condiciones semi
controladas, alimentando con una mezcla de microalgas cianofíceas, clorofíceas y diatomeas, obteniendo una media de rendimiento de 1,19. Estos autores también reportan un pico máximo de crecimiento poblacional de M. micrura
en 10 días, donde se alcanzan las máximas
densidades, esto coincide con los resultados del presente estudio donde se observa que en los diferentes volúmenes y con las diferentes dietas, Moina sp alcanza la máxima densidad entre el día 11 y 13.
Temas clave para la Acuicultura.
106
Los valores para tiempo de duplicación de Moina sp son mayores que valores reportados para especies del mismo género bajo condiciones similares de temperatura en otros sistemas de cultivo. Bonou & SaintJane (1998) reportan para M. micrura 0,67 –0,92 días como tiempo de duplicación; similares valores (1,4 días) fueron reportados para M. dubia en cultivo de 10 litros en acuarios (Adeyemo et al., 1994), pero valores mucho más bajos (0,4 días) fueron estimados para M. micrura en estanques transitorios para peces en Venezuela (Lopez y Theis, 1997).
El número de organismo de Moina sp en cultivo creció rápidamente, pero decreció notablemente justo después de alcanzar la densidad máxima, esta situación se vio acompañada por la presencia de efipios, indicadores del cambio de reproducción partenogenética a reproducción sexual. Son conocidos los factores que inducen a este cambio tales como fotoperiodo, alimento, temperatura y condiciones químicas (Pourriot et al., 1982; Rispe C. & Pierre J., 1998; Sipaúba-Tavares & Rocha, 2003). en nuestro estudio la temperatura y el fotoperiodo pueden estar excluidos ya que fueron estables a lo largo del cultivo, no en tanto la acumulación de productos metabólicos y la disponibilidad de alimento diaria, que son factores dependientes de la densidad (Kleiven et al., 1992) y estarían asociados principalmente en los cultivos en 300 litros.
En relación al fotoperiodo, los cultivos de 300 litros se desarrollaron en fotoperiodo natural en exteriores, a diferencia los cultivos en 20 litros tuvieron iluminación constante, durante 24 horas, mediante lámparas de luz blanca con 2000 lux, esta iluminación fue adecuada para el crecimiento de los organismos. Fermín & Seronay (1997), afirman que una intensidad luminosa de por lo menos 300 lux atrae la gran mayoría de organismos del zooplancton y es el mejor promotor para la tasa de crecimiento.
En cuanto a la calidad del alimento proporcionado a Moina sp en cultivo, los mejores resultados se obtienen con la mezcla de la microalga y levadura. Michael et al. (1997), afirman que plancton pobre en HUFA da como resultado bajas tasas de crecimiento en el zooplancton, por tanto alimentar con una combinación de microalgas e otros alimentos, así como la combinación entre microalgas y emulsión con HUFA, incrementa las tasas de crecimiento. Las biomasas de zooplancton alimentadas naturalmente, encuentran fuerte correlación entre los diferentes perfiles nutritivos del fitoplancton y las otras partículas disponibles como alimento. En el presente estudio, se confirma este hecho, cuando se obtienen mejores tasas de crecimiento
Temas clave para la Acuicultura.
107
en la Moina sp alimentada con la mezcla de Ankistrodesmus y Saccaromyces, y no con apenas la microalga.
En igual sentido, Aloysio F. et al. (2003), describen a los cladóceros del genero Moina más sensibles a las deficiencias de fósforo en las algas de las cuales se alimentan, que otros cladóceros como los del genero Ceriodaphnia; afirman que los cladóceros Moina crecen mejor y producen más huevos con algas deficientes en nitrógeno y no así en algas deficientes en N y P. De este modo, es importante destacar la importancia del perfil de ácidos grasos (HUFA y PUFA) y la composición de nutrientes en las microalgas y su efecto directo sobre la tasa de crecimiento de los cladóceros y otros organismos del zooplancton.
Los resultados de crecimiento poblacional de Moina sp en los diferentes volúmenes (20 y 300 L) están relacionados e influenciados por la temperatura. A mayor temperatura el crecimiento es mejor y se alcanza máximas densidades en menor tiempo. Lemke ª & Benke ª (2003), afirman que la sobrevivencia de los cladóceros está relacionada inversamente con la temperatura y que la tasa intrínseca de incremento, la tasa de reproductividad incrementan en forma directa con la temperatura haciendo que el tiempo de generación disminuya.
LOS COPEPODOS Argyrodiaptomus sp y Thermocyclops sp
Las especies de copépodos que se adaptaron a las condiciones del laboratorio, fueron aisladas de la Ciénaga de Lorica. Las dos especies son comunes en las aguas dulces regionales, el copépodo calanoide del género Argyrodiaptomus sp y el copépodo ciclopoide Thermocyclops sp (Figura 22). Estas fueron identificadas usando las claves de Roldan (1989), Needham & Needham (1982) y Gaviria (1994).
Para caracterizar la talla y el desarrollo de las especies se empleó un lote de 48 huevos dispuestos individualmente en las cámaras multicelda, con agua de la ciénaga decantada y filtrada, alimentando los organismos con la microalga Chlorella sp en concentración de 4
-1
50x10 cel.ml . Para determinar la incidencia del tipo de alimento en la producción de huevos se analizaron dos tratamientos, se alimento con Chlorella sp (T1) y Ankistrodesmus sp (T2) en 4
-1
concentración de 50x10 cel.ml , con reposición de concentración cada 24 horas, se uso agua de la ciénaga decantada y filtrada a 10 µm, con pH de 7,0.
Temas clave para la Acuicultura.
108
Los copépodos presentan el cuerpo segmentado (Figura 22). En las dos especies el cuerpo presenta cefalotórax y abdomen. La parte anterior o cefalotórax está dividida en dos regiones: la cabeza con cinco pares de apéndices (primera antena o anténula, Segunda antena, mandíbula, maxila y maxílula) y el tórax, con seis a siete pares de apéndices (maxilipedos y cuatro a cinco pares de patas nadadoras). La parte final del cuerpo llamada rama caudal, presenta setas caudales, con características de valor sistemático.
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109
A C B
D
E F
Figura 22. A. Cepas de organismos del zooplancton; B. CopĂŠpodo calanoide Argyrodiaptomus sp, ejemplar hembra; C y D. Nauplios de Argyrodiaptomus sp; E. CopĂŠpodo ciclopoide Thermocyclosp sp, ejemplar macho; F. Nauplios de Thermocyclops sp.
Temas clave para la Acuicultura.
110
Estos organismos presentan reproducción sexual y el macho es menor que la hembra. Los machos presentan en la antena una musculatura que permite doblarla y asegurar la hembra para la cópula; las hembras son de fácil reconocimiento ya que cargan los sacos de huevos. Los copépodos durante su desarrollo presentaron diferentes mudas y se caracterizaron seis estadios de nauplio (Figura 22, C,D,F) , que son larvas, y seis estadios de copepodito con la forma del cuerpo similar a la del adulto, los copepoditos son los organismos jóvenes, donde el último estadio de copepodito es considerado adulto (Figura 22, B, E).
Acorde a la taxonomia descrita por Starobogatov (1991), la clasificación para Argyrodiaptomus sp y Thermocyclops sp es:
PHYLUM
Arthropoda
PHYLUM
Arthropoda
CLASE
Copepoda
CLASE
Copepoda
INFRACLASE
Gymnoplea
INFRACLASE
ORDEN
Calaniforme
SUPERORDEN
Cyclopoida
FAMILIA
Diaptomidae
ORDEN
Cyclopoida
Argyrodiaptomus
FAMILIA
Cyclopoidae
Argyrodiaptomus sp
GENERO
Thermocyclops
GENERO ESPECIES
ESPECIES
Podoplea
Thermocyclops sp
Los copépodos de las dos especies, bajo las condiciones del estudio presentaron hábito alimentar planctónico. Los copépodos calanoides se caracterizan por ser planctónicos (SipaúbaTavares & Rocha, 2003), investigaciones han demostrado que algunas especies de copépodos ciclopoides son ampliamente herbívoras(Lair, 1992), sin embargo, diferentes estudios demuestran que los copépodos adultos ciclopoides del género Thermociclosp son carnívoros, siendo predadores de larvas iniciales de peces y cuando están presentes en alta densidad pueden comprometer la sobrevivencia de las larvas en los viveros (Fregadolli, 1996; Pedreira & Sipaúba-Tavares, 1999; Atencio-Garcia, 2000 y Kerguelen, 2001).
Temas clave para la Acuicultura.
111
TABLA 7. Largo y ancho en µm de los diferentes estadios del desarrollo de los copépodos calanoide Argyrodiaptomus sp y ciclopoide Thermocyclops sp, alimentados con la microalga Chlorella sp.
Argyrodiaptomus sp Estadio
Largo (µm)
Ancho (µm)
Thermocyclops sp Largo (µm)
85,63 ± 3,16
Huevos
Ancho (µm) 80,43 ± 9,63
NI
76,15 ± 2,72
61,32 ± 6,40
72,16 ± 3,98
65,58 ± 4,58
N II
89,79 ± 3,31
65,46 ± 4,26
83,56 ± 4,98
68,21 ± 4,25
N III
122,09 ± 4,06
87,53 ± 5,87
120,19 ± 8,99
87,51 ± 3,58
N IV
143,96 ± 6,21
97,59 ± 10,36
136,54 ± 6,98
87,65 ± 5,58
NV
203,15 ± 14,52
113,34 ± 3,69
165,12 ± 8,65
95,24 ± 6,84
N VI
264,29 ± 14,69
117,25 ± 4,69
222,23 ± 9,12
108,23 ± 2,74
CI
359,58 ± 5,43
118,98 ± 6,35
268,21 ± 7,68
118,34 ± 4,95
C II
423,87 ± 8,51
132,42 ± 3,89
302,28 ± 5,36
132,27 ± 4,36
C III
495,62 ± 16,24
140,86 ± 5,89
389,56 ± 10,1
138,66 ± 7,63
C IV
579 ± 17,54
166,99 ± 12,34
439,35 ± 10,58
169,25 ± 7,45
CV ♀
731,46 ± 7,69
184,65 ± 5,89
664,08 ± 10,89
211,69 ± 5,81
CV ♂
698,27 ± 11,90
178,89 ± 9,89
501,39 ± 6,57
192,31 ± 11,23
Hembra
945, 59 ± 8,96
292,87 ± 11,57
827,95 ± 12,36
253,22 ± 13,2
Macho
894,15 ± 10,56
264,65 ± 4,75
786,77 ± 14,02
222,54 ± 6,21
El copépodo ciclopoide Thermociclops sp bajo las condiciones de estudio presentó habito alimentar herbívoro aceptando como alimento las microalgas Chlorella sp y Ankistrodesmus sp. Hopp & Bleher (1997) estudiando cinco especies de copépodos ciclopoides planctónicos de agua dulce, afirman que cuatro de las cinco especies, entre las cuales se describe a Thermociclops
Temas clave para la Acuicultura.
112
crassus, tienen habilidad para usar las microalgas, sobreviven y se reproducen en una dieta algal pura.
Las especies del genero Thermocyclops eran consideradas herbívoras (Moriarty et al., 1973; Clarke, 1978), pero estudios más recientes han demostrado también la alimentación carnívora (Carvalho, 1984; Fregadolli, 1996; Pedreira & Sipaúba-Tavares, 1999; Atencio-Garcia, 2000 y Kerguelen, 2001). Hopp & Bleher (1997) afirman que Thermociclops crassus se desempeña bien con algas solamente y que no existe diferencia entre la longevidad y en la duración del periodo entre nidadas al ser alimentados con microalgas o con dietas combinadas.
En los últimos estadios de copepodito de las dos especies de copépodos, fueron aisladas hembras en cámaras multicelda para la observación de bandas oscuras en el cefalotórax, indicando el desarrollo de ovocitos maduros. En observaciones preliminares realizadas en las cepas (Figura 22, A), se pudo establecer que la copula se da cuando los ovocitos están maduros. Las hembras adultas con ovocitos maduros, por cada especie, que se encontraban aisladas en cámaras, fueron combinadas con un macho adulto, después de la transferencia del espermatóforo, el macho fue retirado y se inicio el registro del desarrollo de los huevos y los diferentes estadios de nauplio y copepodito.
En relación a la talla y el desarrollo de las dos especies de copépodos, en la tabla 7 se pueden apreciar los valores promedio para los diferentes estadios de nauplio y copepodito de Argyrodiaptomus sp y Thermocyclops sp. Con un largo de 945, 59 ± 8,96 µm las hembras de Argyrodiaptomus sp fueron mayores que las hembras adultas de Thermocyclops sp con 827,95 ± 12,36 µm de largo. De igual forma los machos presentaron diferencia de tamaño en las dos especies siendo el largo de 786,77 ± 14,02 µm y 894,15 ± 10,56 µm para Thermocyclops y Argyrodaptomus respectivamente.
Esta diferencia de tamaño se aprecia también en el diámetro de los huevos y los diferentes estadios de nauplio y copepodito (Tabla 7), donde los nauplios del ciclopoide fueron más pequeños que los del calanoide, siendo en N VI de 222,23 ± 9,12 para Thermocyclops y de 264,29 ± 14,69 para Argyrodiaptomus, siempre con un tamaño menor a los 270 µm para las dos especies.
Temas clave para la Acuicultura.
113
TABLA 8. Promedio del tiempo de desarrollo en días para el copépodo calanoide Argyrodiaptomus sp y el ciclopoide Thermocyclops sp. Estadio
Argyrodiaptomus sp
Thermocyclops sp
N I
0,368 ± 0,027
0,180 ± 0,049
N II
0,849 ± 0,008
0,597 ± 0,036
N III
0,942 ± 0,011
0,897 ± 0,033
N IV
1,182 ± 0,022
1,093 ± 0,043
N V
2,015 ± 0,016
1,754 ± 0,085
N VI
2,462 ± 0,0,21
2,689 ± 0,071
C I
2,985 ± 0,015
3,163 ± 0,065
C II
3,247 ± 0,011
3,952 ± 0,080
C III
3,805 ± 0,022
4,435 ± 0,043
C IV
4,396 ± 0,024
5,129 ± 0,088
C V Hembra
5,336 ± 0,062
6,889 ± 0,084
C V Macho
4,857 ± 0,037
5,915 ± 0,094
El tiempo de generación se caracterizo por una diferencia en el tiempo en días que cada especie requiere para su desarrollo. El desarrollo de nauplio se completo en 2,46 días en promedio para Argyrodiaptomus y en 2,68 días para Thermocyclops. Los machos en las dos especies se desarrollan significativamente más rápido que las hembras (p< 0,01), se registro aparición de adultos después de 4,85 días y 5,91 días, donde las primeras hembras aparecieron a los 5,33 días y 6,88 días para Argyrodiaptomus y Thermocyclops respectivamente (Tabla 8).
Temas clave para la Acuicultura.
114
TABLA 9. Parámetros reproductivos de los copépodos Argyrodiaptomus sp y Thermocyclops sp alimentados con dos microalgas diferentes. Promedio en días (d) Parámetro
Argyrodiaptomus sp Ankistrodesmus
Thermocyclops sp
Chlorella
Ankistrodesmus
Chlorella
Tiempo primera reproducción (d)
7,2 ± 1,05
a
7,0 ± 1,61
a
6,9 ± 1,26
a
7,1 ± 0,94
a
Periodo entre desoves (d)
5,2 ± 0,84
a
5,8 ± 0,49
a
5,7 ± 0,37
a
6,1 ± 0,28
a
Desoves por hembra
5,4
Producción de huevos/ hembra
13 – 30
Huevos/hembra/ día
27,26 ± 5,23
Longevidad (d)
41
a
a
1,6 a
b
10 – 16 a
4,3 b
14,95 ± 2,1
18
b
a
20 – 70 b
1,2 a
63,4 ± 10,3
35
b
17 – 30 a
b
24,32 ± 3,6
a
14
b
b
Letras diferentes en las líneas, para cada especie, presentan diferencia significativa. Duncan 1%
La producción de huevos en las dos especies fue alta y estuvo acorde a la dieta suministrada (Tabla 9). Las mayores tasas de producción de huevos se alcanzaron alimentando -1
-1
con Ankistrodesmus en Thermocyclops produciendo 63,4 ± 10,3 huevos.hembra .día . -1
-1
Argyrodiaptomus tuvo una tasa de 27,26 ± 5,23 huevos.hembra .día con la misma microalga. La tasa de producción de huevos de las dos especies fue significativamente diferente con la dieta suministrada. Ankistrodesmus sp fue la mejor dieta para producir la mayor cantidad de huevos.
El tiempo desde que el organismo muda para ser adulto y tener su primer contacto de reproducción fue de 6 a 8 días, con intervalos entre eventos de 5-6 días, estos aspectos fueron independientes del tipo de alimento (Tabla 9). La producción de huevos y la longevidad de los adultos son dependientes del tipo de alimento. Las hembras de Argyrodiaptomus cargan de 13 a 30 huevos y producen en promedio 5,4 desoves fértiles cuando son alimentadas con Ankistrodesmus sp, mientras cargan tan solo 10 a 16 huevos produciendo en promedio 1,6
Temas clave para la Acuicultura.
115
desoves fértiles cuando se alimentan de Chlorella sp. Las hembras adultas viven en promedio 18 días alimentadas con Chlorella y 41 días alimentadas con Ankistrodesmus.
Las hembras de Thermodiaptomus cargan de 20 a 70 huevos y producen en promedio 4,3 desoves fértiles cuando son alimentadas con Ankistrodesmus sp, mientras cargan tan solo 17 a 30 huevos produciendo en promedio 1,2 desoves fértiles cuando se alimentan de Chlorella (Tabla 9). Las hembras adultas viven en promedio 14 días alimentadas con Chlorella y 35 días alimentadas con Ankistrodesmus.
El hecho de que la calidad y cantidad del alimento producen un efecto sobre la reproducción, número de eventos reproductivos y longevidad en los copépodos, es bien conocido y ha sido observado en diferentes especies de copépodos (Santer, 1994; Hopp et al, 1997), sin embargo las dos dietas alimenticias empleadas en el presente estudio fueron suficientes para permitir eventos de reproducción, donde el intervalo entre estos eventos no se vio afectado significativamente por el tipo de alimento, no así, el tamaño del desove y la longevidad de las hembras que se ven directamente afectados por el tipo de microalga suministrada.
Los resultados sugieren que las dos especies reaccionan inicialmente, ante la baja calidad del alimento, disminuyendo el tamaño del desove y la longevidad, antes que disminuir la tasa de reproducción. Se puede afirmar que Ankistrodesmus sp por su tamaño (> 20 µm) y calidad nutricional, es la mejor opción para alimentar los copépodos Argyrodiaptomus sp y Thermocyclops sp, cuando se compara con Chlorella sp, que presenta menor tamaño (10 µm). McKinnon et al. (2003) reportan que en general microalgas de mayor tamaño permiten obtener las mayores tasas de producción de huevos en tres diferentes especies de copépodos tropicales (Acartia sinjiensis, Bestiolina similis y Parvocalanus crassirostris), usando siete microalgas diferentes con tamaños entre 5 a 20 µm, el dinoflagelado Hetrocapsa niei (20 µm) permitió obtener las mayores tasas de producción de huevos en todas las especies de copépodos.
Si bien las microalgas de mayor tamaño permiten obtener las mayores tasas de producción de huevos en los adultos de copépodos, las partículas de pequeño tamaño son necesarias para realizar cultivos de copépodos, principalmente para los estadios iniciales en el desarrollo de los mismos. Diferentes autores reportan la viabilidad de algunas microalgas y la inconveniencia de
Temas clave para la Acuicultura.
116
otras en la alimentación de copépodos, es así como Berger & Maier (2001), reportan la inconveniencia de Chlamydomonas reinhardtii frente a una dieta compuesta por la mezcla de diferentes microalgas, en la alimentación del copépodo calanoide Eudiaptomus gracilis, por afectar directamente el tamaño de las ovas y la longevidad de los organismos.
Calbet et al. (2000) afirman que el mejor desempeño de los organismos con una u otra especie de microalga puede estar reflejando la dieta natural del mismo en la cual existe preferencia por un ítem de similar tamaño. La microalga Ankistrodesmus sp empleada en el presente estudio es una cepa de una especie muy común en las aguas regionales, de las cuales fueron aisladas también las dos especies de copépodos, por tanto se podría pensar en una preferencia alimentar.
Los resultados muestran que el copépodo calanoide Argyrodiaptomus sp posee estrategias reproductivas diferentes a las del copépodo ciclopoide Thermocyclops sp con el cual convive en el medio natural. El copépodo calanoide requiere varias actividades reproductivas para producir la cantidad de huevos que el ciclopoide consigue con una sola inseminación.
La presencia de los copépodos en las aguas regionales y su presencia en las dietas de los peces y otros organismos (Hicks & Coull, 1983; Mitchell, 1991; Dall et al., 1990; y Coull, 1999) hacen de ellos una presa interesante en la larvicultura. El tamaño de los estadios naupliares de las dos especies variando entre 61 hasta 222 µm los hacen partícula alimenticia de adecuado tamaño para postlarvas de peces con abertura bucal máxima reducida. StØttrup (2000) afirma que el primer atributo para considerar la elección de una dieta larval adecuada es el tamaño del cuerpo del nauplio y del adulto de la especie de copépodo en relación al tamaño de la boca de la especie de pez.
Temas clave para la Acuicultura.
117
CONCLUSIONES
118
En los individuos de B. patulus el periodo de generación (45,8 horas promedio), el periodo de incubación (14 horas promedio) y el periodo de infertilidad juvenil (31 horas promedio) no son influenciados por la dieta y la calidad del agua. Las variables reproductivas: fecundidad, eventos reproductivos, frecuencia reproductiva, y longevidad se ven directamente afectados por el tipo de alimento suministrado; no así, las variables infertilidad juvenil, tiempo de generación, tiempo de incubación e infertilidad senil.
La fecundidad en B. patulus y el número de eventos reproductivos es marcadamente influenciado por el tipo de alimento. Los individuos alimentados con Chlorella sp presentaron en promedio 12,0 eventos reproductivos y presentan mejores promedios de fecundidad (11,6 huevos/hembra/ciclo de vida y 12,5 neonatos/hembra/ciclo de vida). B. patulus posee un alto porcentaje de eclosión de 481 huevos obtenidos en el estudio eclosionaron el 82,7% y el periodo de infertilidad senil se presento mayormente en organismos alimentados con Chlorella sp (30,7 horas).
En B. patulus la frecuencia reproductiva se ve afectada por la calidad del agua, en agua filtrada se obtiene menor valor (15,3 horas) que en agua ozonizada (19,2 horas). En B. patulus la longevidad es variable y dependiente del alimento consumido por los organismos, así los individuos alimentados con Chlorella sp presentaron mayor longevidad de 177,2 horas.
B. patulus presenta rápida maduración luego de su nacimiento (31 horas), corto tiempo generacional (45,8 horas), elevada fecundidad (2.65 Neonat/Hembra) y alto porcentaje de eclosión (82,7 %), estas características realzan su potencial como especie apta para cultivo masivo.
Los promedios más altos para fecundidad, eventos reproductivos, tasa de eclosión y longevidad en B patulus se obtienen alimentando con la microalga Chlorella sp. Chlorella sp como alimento para la especie presenta mejor condición nutricional.
La dieta de microalga Chlorella sp y levaduras Sacchoromyces cerviceae en concentración 6
-1
de 0.5x10 cel.ml a razón 1:1, permite realizar cultivos de B. patulus cepa Ciénaga de Lorica. -1
La mejor densidad de siembra en el volumen de 3 y 17 litros es de 10 rot.ml , y en 60 litros es de -1
5 rot.ml .
En el método de cultivo escalonado de B. Patulus se puede obtener densidades de 60.0 ± -1
2.08 org.ml
en 5 días en el volumen de 3 litros, alrededor de 73.67 org.ml
-1
en 7 días en
-1
volumen de 17 litros y densidades de 56,67 org.ml en volúmenes de 60 litros.
B. Patulus por su pequeño tamaño y por sus características de reproducción en cultivo la hacen una especie apta para desarrollar métodos de cultivo a gran escala, con gran potencial para ser usada como alimento vivo en acuicultura. El desarrollo de esta investigación presenta a B. patulus como una posible alternativa para ampliar la disponibilidad de alimento vivo de pequeño tamaño en la alimentación de las primeras fases de peces y crustáceos de agua dulce.
El cladócero Moina sp. se adapto satisfactoriamente a las condiciones de laboratorio teniendo como alimento las microalgas Chlorella sp. y Ankistrodesmus sp., creciendo y reproduciéndose adecuadamente en cámaras individuales como en cultivo, por lo cual se puede establecer que la calidad y cantidad de alimento suministrado es aceptable para la especie.
El método empleado para el manejo, mantenimiento y cultivo de Moina sp. en condiciones de laboratorio fue adecuado al permitir obtener, depurar y mantener una cepa de cladóceros nativos y realizar cultivos a partir de ella.
En condiciones de laboratorio Moina sp. presentó rápida maduración luego de su nacimiento (2,45 ± 0,18 días), corto tiempo generacional (4,24± 0,18 días), elevada fecundidad (11,05 ± 1,56 Neonat/Hem) y alta eficiencia reproductiva (K= 0.42 ± 0,006, td= 1,67 ± 0,027, r= 1,00 ± 0,04 -1
-1
clad.ml .día ); estas características realzan su potencial como especie apta para el cultivo masivo.
El empleo como alimento de la mezcla en una proporción de. de Ankistrodesmus sp mas Saccharomyces cereviseae , nos permite realizar satisfactoriamente cultivos del cladócero Moina
Temas clave para la Acuicultura.
119
-1
sp cepa Ciénaga de Lorica. Se puede obtener 12.3 org.ml como densidad máxima, inoculando -1
una densidad inicial de siembra de 0.25 org.ml bajo condiciones controladas en estudio. -1
Se pueden realizar cultivos alcanzando densidades hasta 12,3 ± 0,30 org.ml en volúmenes de 20 litros, bajo condiciones de laboratorio a escala experimental, con una temperatura o
promedio de 24 C, y en volúmenes de 300 litros se alcanzan densidades de 10,12 ± 0,62 org.ml 1
-
o
en exteriores con una temperatura de 27 C empleando como alimento una mezcla de la
microalga Ankistrodesmus sp + Levadura en concentración igual a 4x10
5
-1
cel.ml , aireación
constante suave e iluminación directa permanente.
Moina sp por su pequeño tamaño ( 523,92 ± 43,84 y 948,56 ± 112,02 µm para neonatos y adultos respectivamente) y fácil adaptación a las condiciones de laboratorio, así como gran capacidad de resistencia a la manipulación y por sus características de reproducción en cultivo la hacen una especie apta para desarrollar métodos de cultivo a gran escala, con gran potencial para ser usada como alimento vivo en acuicultura.
El desarrollo de esta investigación presenta a Moina sp. como una posible alternativa para ampliar la disponibilidad de alimento vivo de pequeño tamaño, en comparación con otros cladóceros, en la alimentación de las primeras fases de peces y crustáceos de agua dulce.
Los copépodos Argyrodiaptomus sp y Thermocyclops sp se adaptaron satisfactoriamente a las condiciones de laboratorio teniendo como alimento las microalgas Chlorella sp. y Ankistrodesmus sp., creciendo y reproduciéndose adecuadamente en cámaras individuales como en volúmenes pequeños (250 ml), por lo cual se puede establecer que la calidad y cantidad de alimento suministrado es aceptable para la especie, así como el método empleado en el mantenimiento de la cepa.
En condiciones de laboratorio Argyrodiaptomus y Thermocyclops presentaron rápida maduración luego de su nacimiento (6 -8 días), corto tiempo generacional (6-7 días), elevada -1
-1
fecundidad (27,26 ± 5,23 huevos.hembra .día ), estas características realzan su potencial como especies con potencial para cultivo.
Temas clave para la Acuicultura.
120
El empleo como alimento de las microalgas Ankistrodesmus sp y Chlorella sp, permite cerrar el ciclo de vida de las dos especies de copépodos, en condiciones de laboratorio; siendo la especie Ankistrodesmus el alimento que permite obtener las mejores tasas de producción de huevos en el ciclopoide Thermocyclops sp y el calanoide Argyrodiaptomu sp.
El copépodo calanoide Argyrodiaptomu sp, por su pequeño tamaño en los diferentes estadios de nauplio (61 – 270 µm) y copepodito (300 –600 µm), adaptación a las condiciones de laboratorio, resistencia a la manipulación y por sus características de reproducción, es una especies con gran potencial para ser usada como alimento vivo en acuicultura.
El copépodo ciclopoide Thermocyclops sp por presentar habito carnívoro, siendo predadores de larvas iniciales de peces y comprometer la sobrevivencia de las mismas, solo puede ser usado como alimento vivo en la acuicultura en los diferentes estadios de nauplio.
El desarrollo de esta investigación presenta a Argyrodaptomus sp. como una posible alternativa para ampliar la disponibilidad de alimento vivo de pequeño tamaño, en la alimentación de las primeras fases de peces y crustáceos de agua dulce.
Temas clave para la Acuicultura.
121
122
MATERIAL Y MÉTODOS
Para establecer la aceptabilidad, como partícula alimenticia, de cada una de las cepas de organismos planctónicos obtenidos, se realizaron pruebas de alimentación en peces, crustáceos y moluscos. En peces se trabajo la larvicultura de bocachico (Prochilodus magdalenae) una especie reofilica regional, testando la aceptabilidad del rotífero Brachionus patulus y el cladócero Moina como primera alimentación, se estableció la incidencia de estos organismos planctónicos en el desempeño de las pos-larvas de bocachico.
En crustáceos se trabajo la larvicultura del camarón blanco (Litopenaeus vannamei); evaluando la aceptación y la incidencia de las microalgas Cyclotella glomerata, Neodelfineis pelágica y Actinocyclus normanii, en el desarrollo larvario de estos crustáceos, principalmente el tiempo de duración y la sobrevivencia en los estadios de zoea I, II, III y mysis I, II, III.
Finalmente para moluscos se evaluó la incidencia de las microalgas marinas Cyclotella glomerata, Neodelfineis pelágica y una combinación de las dos en proporción 1:1, en el crecimiento de la ostra de mangle (Crassostrea rizophorae)
LARVICULTURA DE BOCACHICO (Prochilodus magdalenae)
Las postlarvas de bocachico (Prochilodus magdalenae) se obtuvieron a partir de huevos fecundados producto de la reproducción inducida de adultos de la especie mantenidos en confinamiento, inducidos con extracto de Pituitaria de Carpa (EPC), según lo descrito por Solano (1992). La fertilización se realizo en seco y los huevos mantenidos en incubadoras cilíndricocónicas, con capacidad de 60 litros, con flujo constante de agua (2.0-2.5l/min.) y fueron mantenidas
en
estas
hasta
24
horas
antes
de
la
alimentación
exógena.
Estas se trasladaron al laboratorio de alimento vivo de la universidad de Córdoba donde se realizaron los ensayos, durante 5 días alimentando con cuatro tratamientos Artemia sp, el cladócero Moina sp, el rotífero Brachionus patulus y ayuno durante los 5 días del ensayo. La eclosión de quistes de Artemia (Salt creek) se obtuvo siguiendo el método descrito por Lavens&Sorgeloos (1996) realizado en botellones de vidrio de 1 litro con agua de mar; a las 20 horas estas fueron filtradas y lavadas con agua dulce para luego suministrarlas directamente a las postlarvas. Las biomasas de rotíferos y cladóceros fueron obtenidas de cultivo producido en el laboratorio de Alimento Vivo, donde se empleo el sistema de producción escalonado, desde cepas hasta 300 litros, siguiendo el método descrito en la parte II del presente documento.
Se empleó un diseño experimental en bloques casualizados (DBC), con tres repeticiones por cada uno de los cuatro tratamientos, para un total de doce parcelas. Las unidades experimentales se instalaron en estantería metálica (Figura 1A). Las post-larvas de bocachico se trabajaron a una densidad de 50 post-larvas /litro, cada acuario con un volumen de agua de 5L y 250 post-larvas. Los tratamientos fueron suministrados a los peces 2 veces al día (8 am-3 pm).
El modelo estadístico utilizado en la larvicultura de bocachico, aplicando los cuatro tratamientos descritos fue:
yij = + Ti + Bj + eij donde, yij = Valor de la observación del tratamiento i, en el bloque j = Media general del experimento; Ti = Efecto del tratamiento i; con i =1, 2, 3,4. Bj = Efecto del bloque j; con j =1, 2, 3. eij = Error experimental asociado a cada parcela
Temas clave para la Acuicultura.
123
A
B
C
Figura 1. Unidades experimentales de los diferentes ensayos del uso de plancton en la alimentación A. Larvicultura de bocachico (Prochilodus magdalenae); B. Larvicultura de camarón (Litopenaeus vannamei); C. Alimentación de ostra (Crassostrea rizophorae).
Al final del experimento se recolectaron 10 post-larvas de cada unidad experimental las cuales fueron fijadas en formol al 4% para evaluar su ganancia en peso (GP) y su ganancia en longitud (GL). El peso se determinó retirando el exceso de humedad con papel secante, luego se A
pesaron individualmente en una balanza analítica precisa (modelo 180 ), con precisión de 0,1mg. Seguidamente se midieron, con la ayuda de un ocular micrométrico graduado, las longitudes totales de los peces; la medición se realizó en un microscopio óptico en aumento de 4x.
Con las longitudes y los pesos totales de cada unidad experimental se estimó la ganancia en peso y la ganancia en longitud para cada tratamiento de acuerdo a las siguientes ecuaciones: GL(mm) = Ltf - Lti; Donde; Lti: Longitud total inicial Ltf: Longitud total final GP (mg) = Pmf - Pmi; Donde; Pmf: peso medio final Pmi: peso medio inicial
Temas clave para la Acuicultura.
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Con los valores medios de los pesos, se calculó la tasa de crecimiento específico según la formula propuesta por Hopkins (1992):
SGR(%/día) = Ln (Pmf - Pmi) / t x 100; Donde; Pmi: Peso medio inicial de las post-larvas (mg) Pmf: peso medio final de las post-larvas (mg) t : Tiempo de cultivo (días) Ln : logaritmo neperiano Al final del estudio, para cada unidad experimental, fueron contadas manualmente las postlarvas vivas y se calculo la sobrevivencia con la ayuda de la siguiente ecuación: S(%) = (número final de PL / número inicial de PL) x 100
Además se tomaron 15 post-larvas por acuario las cuales fueron sometidas a la prueba de resistencia al estrés, siguiendo el método aplicado por (Atencio 2000). Con la ayuda de una nasa pequeña de ojo de malla de 100 µm, fueron capturadas y colocadas en papel absorbente durante cuatro minutos; transcurrido este periodo, se depositaron en recipientes con agua del acuario al cual correspondían y después de quince minutos se contaron las que permanecieron vivas. Con estos datos se calculó la resistencia al estrés en porcentaje (%).
Se calculó la Abertura Bucal máxima (ABm) de las post-larvas de bocachico al inicio de la alimentación exógena y al final del ensayo para cada una de las dietas, considerando un ángulo de 90°, mediante la ecuación propuesta por Shirota (1970):
ABm = Lms x 2 Donde; Lms = longitud maxilar superior.
LARVICULTURA DE CAMARON (Litopenaeus vannamei)
Los nauplios de camarón marino Litopenaeus vannamei fueron obtenidos de un lote proveniente del Laboratorio Pos-Larmar, los cuales fueron inicialmente tratados con un baño de
Temas clave para la Acuicultura.
125
iodo al 2%., transportados en bolsas plásticas con saturación de oxigeno hasta el Laboratorio de Alimento Vivo y finalmente dispuestos en las unidades experimentales.
Cada unidad experimental para realizar la larvicultura de camarón, se componía de un acuario con capacidad de 30 litros, con agua hasta 5 litros, con un total de 1000 nauplios de camarón/acuario, en una densidad inicial de 200 nauplios de camarón /litro; los acuarios estaban dispuestos en estantería plástica. Las parcelas fueron dispuestas en un diseño completamente aleatorio con tres replicas para cada uno de los 4 tratamientos, para un total de 12 acuarios (Figura 1B). El nivel de agua en los acuarios fue aumentado poco a poco finalizando en 10 litros de agua al llegar a Misis I y Misis II.
Los organismos se manipularon bajo condiciones controladas de temperatura, salinidad, pH, intensidad lumínica y aireación. El montaje se mantuvo bajo techo translucido en plástico para mantener una temperatura estable a partir del efecto invernadero; previamente se determinó mediante premuestreo que la temperatura se distribuía en forma homogénea en todos los acuarios.
Para la aireación se utilizaron 5 aireadores de dos salidas c/u distribuidos entre los 12 acuarios, la salida del aire en los acuarios fue a través de una manguera perforada ubicada en el centro y a lo largo del fondo de cada acuario, sujetas mediante el uso de pesas hechas con tuvo PVC, cemento y arena (Figura 2). Para la iluminación homogénea de todos los acuarios, se realizó la instalación de luz blanca con dos tubos fluorescentes, siendo esta el tipo de luz que se utiliza actualmente en los laboratorios de larvicultura de Camarón blanco (Litopenaeus vannamei).
El agua de mar empleada, se obtuvo en los laboratorios de larvicultura de camarón idelcalao y pos-larmar donde fue tratada mediante filtros de arena, aireación en reservorios, adición de carbón activado, paso lento por filtros de algodón de 250,10, y 40 micras, para finalmente pasar por luz ultravioleta. El agua fue almacenada bajo sombra en exteriores del Laboratorio de Alimento Vivo, en bolsas plásticas dentro de tanques del mismo material con capacidad de 1000 litros. La misma fue usada para realizar recambios diarios entre 30% a 50% en los acuarios, a partir de mysis 2.
Temas clave para la Acuicultura.
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Las microalgas testadas fueron obtenidas como biomasas de cultivo producido en el laboratorio de Alimento Vivo, donde se empleo el sistema de producción escalonado con diferentes volúmenes, desde cepas hasta 20 litros, empleando como medio de cultivo la formulación “F/2 de Guillard”, como está descrito en la Parte I del presente documento.
Nauplios de Artemia fueron obtenidos a partir de cistos (Salt creek), estos cistos fueron hidratados y manejados con el procedimiento normal para su eclosión, el cual consiste en la disposición de 3gr/L de agua de mar tratada, con fuerte aireación, iluminación constante, durante 20 horas, para su posterior colecta mediante sifoneo, lavado con agua dulce, para luego ser suministradas directamente a las postlarvas.
La larvicultura de camarón bajo en estas condiciones tuvo una duración de 10 días en los cuales las larvas de camarón pasaron por sus diferentes fases de zoea (I, II, III) y de Mysis (I, II, III). Fueron observadas en microscopio, muestras de organismos (larvas y fitoplancton), obtenidas mediante el uso de pipetas pasteur, portaobjetos y beaker, asignados para cada acuario. La periodicidad en el muestreo fue de 8 horas durante todo el periodo de larvicultura para establecer el desarrollo larvario de los camarones, así como la sobrevivencia en los estadios más críticos del desarrollo larval (Z1, Z3, M1, M3).
Se adicionaron los preventivos y vitaminas requeridas por las larvas, siguiendo el manejo establecido a la fecha por las empresas del ramo en la región. Se empleó Vitamina C (0.0001 gr./L renovado) como antiestresante y por su papel fundamental en los procesos inmunitarios y otras funciones fisiológicas; Treflan (0.0001 ml/L cada 12 horas) como preventivo contra Hongos y otros organismos; Efinol procura (0.005 gr/L diario) como sustancia antiestrés y EDTA (0.01 gr/L renovado) para contrarrestar los metales pesados disueltos en el agua. Drogas y preventivos empleados en el ensayo con sus respectivas dosis, se adicionaron en iguales cantidades en todos los acuarios de los diferentes tratamientos. Las larvas fueron alimentadas manteniendo una concentración entre 50000 – 100000 cel.ml
-
1
, calculando la concentración de microalgas cada 8 horas por acuario. Se adiciono cultivo de
microalgas para mantener la concentración mínima requerida en cada caso. Se comenzó por 50000 cel/ml desde el primer día y se aumentó según el consumo y desarrollo de los animales a
Temas clave para la Acuicultura.
127
-1
un máximo de 100000 cel.ml . Se adicionó como parte de la alimentación, a partir de Zoea 3, 0,5 nauplios de Artemia/larva, 0,75-1 para M1; 2 para M2 y 3,5 para M3.
Cuatro tratamientos de alimentación con diferentes microalgas fueron evaluados en la larvicultura de camarón. En el tratamiento 1 se suministró Cyclotella glomerata; en el tratamiento 2, Neodelfineis pelágica; en el tratamiento 3, Cyclotella glomerata + Neodelfineis pelágica en proporción 1:1 y en el tratamiento 4 se suministró una mezcla de Cyclotella glomerata + Neodelfineis pelágica + Actinocyclus normanii en proporción 4.5:4.5:1 respectivamente. La proporción usada de Actinocyclus normanii, corresponde a las concentraciones máximas -1
obtenidas en cultivos, que no sobrepasan las 60000 cel.ml .
La
sobrevivencia
de
las
larvas
se
determino
calculando
el
número
total
de
organismos/parcela, tomando submuestras y aplicando el método volumétrico. También se determinó la sobrevivencia de las diferentes microalgas usadas como tratamiento en la alimentación del camarón blanco (Litopenaeus vannamei) mediante recuento de la densidad poblacional empleando la cámara Neubauer siguiendo el método descrito por Paniagua et al. (1986) y Treece y Fox (1993).
Con igual periodicidad, para establecer el desarrollo de las larvas, se observó el estadio y su respectiva duración en horas. Para establecer la aceptabilidad de las microalgas, se observó al microscopio la ausencia o presencia de alimento en el tracto digestivo, así como la cantidad presente del mismo, para establecer el consumo de la especie microalgal evaluada. En igual sentido, se realizaron conteos de la concentración de microalgas presentes en el medio, calculando el consumo de la microalga en cada acuario, respecto a la concentración de microalgas suministrada.
Se realizaron observaciones al microscopio caracterizando entre las microalgas estudiadas, las más consumidas y aceptadas por el camarón blanco en sus etapas larvales. Se observó de las células de microalgas presentes, la calidad (células muertas, sucio, contaminación por otros organismos), concentración y estado en general. Para determinar entre las microalgas estudiadas cuales son las tasas promedio de su consumo, se uso la ecuación:
Temas clave para la Acuicultura.
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TC = CMS - CMM TC: Tasa promedio de consumo CMS: Concentración de microalgas suministrada. CMM: Concentración de microalgas presentes en el medio.
Figura 2. Disposición de las líneas de aireación en los acuarios para larvicultura de camarón se aprecia la manguera perforada ubicada en el centro y a lo largo del fondo de cada acuario, sujeta mediante el uso de pesas de PVC, cemento y arena
Se empleó un diseño enteramente casualizado (DEC). Se tuvo como variables independientes la temperatura, salinidad del agua, medio de cultivo para el fitoplancton y organismos fitoplanctonicos; y como variables dependientes el tiempo de duración de los diferentes estadios (desarrollo larvario y crecimiento), sobrevivencia en cada estadio, tasas de consumo de las microalgas y algunos aspectos como contenido alimenticio y cantidad de alimento en el tracto digestivo, calidad del alimento y estado sanitario de la larva.
Para establecer diferencias entre tratamientos, se realizó un análisis de varianza mediante el uso de software S.A S. (año 98, versión 6.12). Se utilizó la prueba de comparación de medias de Duncan, se realizaron pruebas de homogeneidad, normalidad e igualdad para verificar los supuestos del modelo. El modelo estadístico empleado fue:
Temas clave para la Acuicultura.
129
yij = µ + ti +eij siendo : yij : el valor observado en el tratamiento (i) en la repetición (j) µ : constante asociada a todas las observaciones ti : efecto del tratamiento (i) , con i = 1,2,3,4 eij : error experimental asociado a yij, con j = 1,2,3
ALIMENTACIÓN DE LA OSTRA (Crassostrea rizophorae)
Los bivalvos fueron colectados en la Ciénaga de Mestizos, con un promedio de 2 a 3 cm de longitud. Se transportaron hasta el laboratorio de Alimento Vivo donde se realizó un lavado con agua y cepillo para retirar el fouling (Figura 3 A y B). Durante una semana permanecieron en adaptación a las condiciones del laboratorio dentro de un tanque plástico, con aireación y suministro constante de microalgas.
Posteriormente las ostras fueron dispuestas en las unidades experimentales con el fin de establecer la incidencia de las microalgas Cyclotella glomerata y Neodelfineis pelágica sobre el crecimiento de estos organismos. Se determinó el crecimiento promedio semanal (peso y talla), la sobrevivencia y tasa de consumo. También se observó la incidencia de las microalgas en la madurez gonadal, relación concha-contenido interno en peso y estado de gordura de los moluscos.
En cada unidad experimental se ubicaron 38 gramos de ostras, en 10 litros de agua de mar, con una densidad de 3,8 g/L, montados en una estructura hecha en malla y PVC, para evitar el contacto con el fondo del acuario (Figura 3 C y D). Se aplicaron tres tratamientos con tres repeticiones cada uno, en total nueve parcelas constituidas por acuarios de 20 L. Los acuarios estaban dispuestos en un diseño completamente aleatorio, en estantería plástica con aireación suave, a partir del blower del laboratorio, conectando una piedra difusora con manguera, por cada unidad experimental (Figura 1C). Se realizaron recambios diarios de agua entre 30 y 50% como máximo, durante el periodo de estudio (30 días).
Temas clave para la Acuicultura.
130
A
B
C
D Figura 3. A . Ejemplares de ostras (Crassostrea rizophorae) con 3 cm en promedio de talla. B. Lavado de ostras para retirar el fouling. C. Ostras (38 g) dispuestas en la estructura de malla y PVC. D. Montaje de base en malla y aireación realizado para cada acuario.
Los organismos se manipularon bajo condiciones de temperatura, salinidad, pH, y aireación, propias del laboratorio. Se trabajo con fotoperiodo natural. El montaje se mantuvo bajo techo translucido en plástico para mantener una temperatura estable a partir del efecto invernadero y se proporciono sombra con el uso de esteras; previamente se determinó mediante pre-muestreo que la temperatura se distribuía en forma homogénea en todos los acuarios.
El agua de mar empleada, se obtuvo en los laboratorios de larvicultura de camarón idelcalao y pos-larmar donde fue tratada mediante filtros de arena, aireación en reservorios, adición de carbón activado, paso lento por filtros de algodón de 250,10, y 40 micras, para finalmente pasar por luz ultravioleta. El agua fue almacenada bajo sombra en exteriores del Laboratorio de
Temas clave para la Acuicultura.
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Alimento Vivo, en bolsas plásticas dentro de tanques del mismo material con capacidad de 1000 litros. La misma fue usada para realizar recambios diarios entre 30% a 50% en los acuarios.
Las microalgas testadas fueron obtenidas como biomasas de cultivo producido en el laboratorio de Alimento Vivo, donde se empleo el sistema de producción escalonado con diferentes volúmenes, desde cepas hasta 20 litros, empleando como medio de cultivo la formulación “F/2 de Guillard”, adecuada para diatomeas, como está descrito en la Parte I del presente documento. -1
Las ostras fueron alimentadas manteniendo una concentración de 100000 cel.ml , calculando la concentración de microalgas, cada 12 horas por acuario, mediante el recuento en placa neubauer, siguiendo el método descrito por Paniagua et al. (1986) y Treece y Fox (1993),. Se adiciono cultivo de microalgas para mantener la concentración mínima requerida. Efinol procura (0.005 gr/L diario) fue usado como sustancia antiestrés en cada una de las parcelas. Semanalmente y al final del ensayo se registró el crecimiento, midiendo la longitud (cm.) (largoancho-espesor) y calculando el peso (gr.). Se realizó la limpieza semanal de los individuos y limpieza quincenal de los acuarios.
Tres tratamientos de alimentación con diferentes microalgas fueron evaluados en la alimentación de los bivalvos. En el tratamiento 1 se suministró Cyclotella glomerata; en el tratamiento 2, Neodelfineis pelágica; en el tratamiento 3, Cyclotella glomerata + Neodelfineis pelágica en proporción 1:1.
La sobrevivencia de las ostras se calculo contando el número total de organismos/parcela, al final del periodo de evaluación. En igual sentido, se realizaron conteos de la concentración de microalgas presentes en el medio, calculando el consumo de la microalga en cada acuario, respecto a la concentración de microalgas suministrada. Para determinar entre las microalgas estudiadas cuales son las tasas promedio de su consumo, se uso la ecuación:
TC = CMS - CMM TC: Tasa promedio de consumo CMS: Concentración de microalgas suministrada. CMM: Concentración de microalgas presentes en el medio
Temas clave para la Acuicultura.
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Se empleó un diseño enteramente casualizado (DIC) siendo variables independientes la temperatura, salinidad del agua, medio de cultivo para el fitoplancton y organismos fitoplanctonicos; y como variables dependientes el crecimiento y
sobrevivencia, tasas de
consumo de las microalgas y algunos aspectos sobre desarrollo gonadal y proporción carneconcha.
Para establecer diferencias entre tratamientos, se realizó un análisis de varianza mediante el uso de software S.A S. (año 98, versión 6.12). Se utilizó la prueba de comparación de medias de Duncan, se realizaron pruebas de homogeneidad, normalidad e igualdad para verificar los supuestos del modelo. El modelo estadístico empleado fue:
yij = µ + ti +eij siendo : yij : el valor observado en el tratamiento (i) en la repetición (j) µ : constante asociada a todas las observaciones ti : efecto del tratamiento (i) , con i = 1,2,3. eij : error experimental asociado a yij, con j = 1,2,3
Temas clave para la Acuicultura.
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RESULTADOS Y DISCUSIÓN
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LARVICULTURA DE BOCACHICO (Prochilodus magdalenae)
Entre las 44 y 50 horas post-eclosión (HPE) se inicio la primera alimentación de las postlarvas de bocachico, a temperatura promedio de 26°C, de los tratamientos fornecidos se observo inicialmente la ingestión de Artemia (Tratamiento 1 (T1)), dicho tratamiento fue el que presento inmediata aceptación por las postlarvas; aproximadamente 6 horas después se observó ingestión del cladócero Moina sp (Tratamiento 2 (T2)), no se observo reacción a la presa por parte de los peces alimentados con el rotífero Brachionus patulus (Tratamiento 3 (T3)).
Después de 48 HPE, las postlarvas presentaron una longitud promedio de 5.60.2mm, un peso promedio de 0.90.1 mg y una abertura bucal máxima de 52822.3µm, se observó a las postlarvas con ojos bien pigmentados, se diferencian las formaciones branquiales y los cromatoforos en la región central. Es claro el desarrollo de las aletas pectorales y de las mandíbulas. Se observa el bosquejo de la columna vertebral, así como una pequeña vejiga natatoria y presencia aun de saco vitelino próximo a desaparecer. Las postlarvas presentaron ubicación en toda la columna de agua, nado horizontal y reacción inmediata a cualquier estímulo.
En la tabla 1 se puede apreciar los valores promedio y la desviación estándar para los parámetros de crecimiento de las poslarvas de bocachico alimentadas con Artemia, cladóceros, rotíferos y aquellas que permanecieron en ayuno (Tratamiento 4(T4)). Se pudo determinar mediante el análisis de varianza que hay diferencia significativa entre los promedios de ganancia en peso (GP) para las diferentes dietas o tratamientos (P<0.05), siendo las postlarvas de bocachico alimentadas con nauplios de Artemia (T1=5.71.6mg) las que alcanzaron el mayor promedio y el tratamiento 4 presento los menores valores de ganancia en peso.
Mediante la prueba de diferencia mínima significante (LSD) se determino que hay diferencia significativa entre el T1 con respecto a las postlarvas de bocachico alimentadas con Moina sp (T2=4.21.1mg) siendo este el segundo tratamiento, que presento mejor promedio de ganancia en peso (GP) , también se determinó que hay diferencia significativa de T1 y T2 con respecto a los tratamientos T3 y T4 correspondiente a las postlarvas alimentadas con rotíferos del género Brachionus patulus (T3=-0.20.1mg) y las postlarvas de bocachico mantenidas en ayuno (T4=0.40.1mg) respectivamente, entre los T3 y T4 no se registró diferencia significativa (Tabla 1).
TABLA 1 .Parámetros de crecimiento de las poslarvas de bocachico (Prochilodus magdalenae) alimentadas con diferentes organismos zooplanctócnicos. Promedios y desviación estándar. Artemia s
Moina sp (T2)
(T1) Tasa de crecimiento Especifico (SGR)
34.90.5
Sobrevivencia (%)
94.4
Sobrevivencia al estrés (%)
100.0
Ganancia en peso (Gp) (mg) Ganancia en longitud (GL) (mm)
a
b
93.21 a
5.71.6
3.580.28
4.21.1 a
-0.2 ± 0.1
b
97.73.9 a
(T3)
b
28.71.6
2.880.40
Testigo (T4)
B. patulus
942.2 b
b
b
c
84.410.2
0.20.1 b
c
c
0.0050.38
-0.4 ± 0.1
c
97.61.1
a
15.53.9
d
0.40.1 c
0.180.30
c
c
Valores con la misma letra no presentan diferencia significativa (p>0,05)
Al igual que la ganancia en peso la ganancia en longitud presento diferencia significativa (P<0.05) (Tabla 1), las postlarvas de bocachico alimentadas con nauplios de Artemia sp (T1=3.580.28mm) presentaron el mayor valor en ganancia en longitud (GL), encontrándose diferencia significativa con relación a los demás tratamientos. Las postlarvas alimentadas con Moina sp (T2=2.880.40mm) fue la segunda en presentar mejor ganancia en longitud (GL) y es significativamente diferente a los demás tratamientos; no sé encontró diferencia significativa para la ganancia en longitud de las postlarvas de bocachico alimentadas con rotíferos Brachionus patulus (T3=0.0050.38mm) y las mantenidas en ayuno (T4=0.180.30mm) (Figura 4).
Temas clave para la Acuicultura.
135
Los valores medios de la tasa de crecimiento específico (SGR) de las postlarvas de bocachico, después de cinco días de manejo de la primera alimentación con diferentes organismos de zooplancton como alimento vivo, se expresan en la tabla 1. Las postlarvas alimentadas con nauplios de Artemia sp (T1=34.90.5%) alcanzaron diferencia significativa (P<0.05) con respecto al SGR de las postlarvas alimentadas con Moina sp (T2=28.71.6) (Figura 5).
Se presentó diferencia significativa (P<0.05) entre los valores medios de sobrevivencia (S) y de resistencia al estrés (RS) de las postlarvas de bocachico, después de cinco días de manejo de la primera alimentación con 3 diferentes especies de zooplancton como alimento vivo (Tabla 1), mediante la prueba LSD se encontró que las larvas sujetas a ayuno presentaron la mayor sobrevivencia (T4=97.61.1%) siendo significativamente diferente con los tratamientos T1, T2 y T3. No se encontró diferencia significativa entre la sobrevivencia alcanzada por las poslarvas alimentadas con el T1 (94.4%), T3(942.2%) y el T2(93.21.7%) correspondiendo a Artemia, el cladócero Moina sp y el rotífero Brachionus patulus (Figura 6).
Figura 4 Valores medios de ganancia en peso (GP) y ganancia en longitud (GL) de las postlarvas de bocachico (Prochilodus magdalenae) alimentadas con diferentes organismos del zooplancton.
Temas clave para la Acuicultura.
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Figura 5 Valores medios de tasa de crecimiento especifico ( SGR) ganancia en longitud (GL) de las postlarvas de bocachico (Prochilodus magdalenae) alimentadas con diferentes organismos del zooplancton.
Sometidas las postlarvas de bocachico a la prueba al estrés, la sobrevivencia para las postlarvas alimentadas con Artemia (T1) fue del 100%, seguida por las alimentadas con Moina sp (T2) con 97.73.9%, luego por las alimentadas con rotíferos (T3) con 84.410.2% y por último las sometidas a ayuno (T4=15.53.9%) (Figura 6). Se encontró diferencia significativa entre los promedios de sobrevivencia al estrés registrados para el T1, T2, T3 y T4 (Tabla 1).
Se presentó una baja mortalidad en el primer día de manejo de las postlarvas de bocachico, aumentando considerablemente en el segundo día, produciéndose una disminución en los días tercero y cuarto y aumentando levemente al quinto día del ensayo (Figura 7). Las mayores mortalidades de larvas, en el segundo día, se presentaron en aquellas alimentadas con Artemia, presentando para ese día, diferencia significativa en relación a las mortalidades registradas para los tratamientos 2,3 y 4; estos tratamientos no presentaron diferencia significativa entre sí.
Los resultados encontrados sobre el crecimiento y la sobrevivencia de las postlarvas de bocachico, muestran que este pez inicia su alimentación entre las 44 y 50 horas HPE, coincidiendo con lo reportado por Solano et al., (1986) y Kerguelén (2001) quienes dicen que las postlarvas de bocachico inician su alimentación exógena entre las 44 y las 48 HPE.
La
alimentación exógena en el bocachico se presentó aún cuando el pez presentaba reservas vitelinas, aproximadamente del 32% de su saco vitelino inicial, siendo este valor muy similar al reportado por Kerguelén (2001) quien dice que el bocachico presenta el 34% del saco vitelino
Temas clave para la Acuicultura.
137
inicial cuando ocurre la alimentación exógena; Rey (1986) afirma que el saco vitelino está pronto a desaparecer cuando este pez inicia su alimentación.
Kerguelén (2001) reporta que el mayor crecimiento de las postlarvas de bocachico ocurrió cuando estas fueron alimentadas con nauplios de Artemia y zooplancton silvestre entre 250 y 400μm, dicho reporte coincide con este estudio que de igual forma presenta los más altos valores de Ganancia en Peso (GP) y Ganancia en Longitud (GL), para las postlarvas alimentadas con nauplios de Artemia sp (T1), y el cladócero Moína sp (T2).
Figura 6 Valores medios de sobrevivencia (S) y resistencia al estrés (RS) de la postlarvas de bocachico (Prochilodus magdalenae) alimentadas con diferentes organismos del zooplancton.
Figura
7.
Porcentaje (%) de mortalidad día a día de las postlarvas de bocachico (Prochilodus magdalenae) alimentadas con diferentes organismos del zooplancton.
Temas clave para la Acuicultura.
138
El bocachico se puede considerar un predador visual, en la fase de primera alimentación, en razón del tamaño y pigmentación de sus ojos, lo que permite que presas de mayor tamaño faciliten su captura (Kerguelen,2001), produciéndose posiblemente por este aspecto la captura del alimento correspondiente a la partícula más grande, nauplios de Artemia, seguido por el cladócero Moina sp; más tarde se registró la alimentación de las postlarvas con el rotífero Brachionus patulus.
Se notó mayor voracidad para alimentarse, a las postlarvas de los
tratamientos T1 y T2 debido a la mayor movilidad y tamaño que presentan estas presas vivas. Donoso – Sarmiento et al., (1997), encontraron que el diámetro del alimento más frecuente en el contenido estomacal de las postlarvas de bocachico de 5 días de nacida era de 300 μm. La abertura de la boca al inicio de la alimentación exógena controla el tamaño del alimento que puede ser ingerido (Shirota, 1970; Dabrowsky & Bardega, 1984; Watanabe & Kiron, 1994; Yufera et al., 1995; Doi et al., 1997; De Vries et al., 1998). La abertura bucal máxima del bocachico al inicio de la alimentación exógena, en el presente estudio, se estimo en 680 ± 5,8 µm, lo cual hace de la Artemia sp (T1) y la Moina sp (T2) organismos idóneos para la alimentación del bocachico al presentan tamaños que oscilan entre 250 y 600 μm.
Los rotíferos Brachionus patulus a pesar de mantenerse suspendido en la columna de agua y tener movimiento atractivo como presa, presentan un menor tamaño 200,64 ± 24,47 µm (Prieto y Espitia, 2001) en comparación con Artemia y Moina; al considerar la abertura bucal del bocachico, el tamaño del rotífero puede ser inadecuado desde el punto de vista del balance energético para las postlarvas ocasionando nulo rendimiento en cuanto a la GP, GL y SRG. Estos resultados coinciden con lo reportado por Kerguelen (2001) quien uso en la primera alimentación de bocachico plancton natural
con tamaño entre 125 y 160 µm, compuesto
principalmente por gran cantidad de rotíferos.
Sometidas al ayuno, en el (T4), las postlarvas tratan de mantenerse inmóviles, logrando soportar los cinco días de ayuno, lo que hace suponer que su inmovilidad es una estrategia para regular el gasto de sus reservas vitelinas; (Lozano 1999), asegura que las larvas al consumir la totalidad de las reservas del vitelo esta depende completamente del alimento externo, es decir, se inicia la alimentación exógena, si en este momento la larva no encuentra alimento en el medio, este permanecerá vivo hasta cuando se agoten sus reservas y entra en el punto de no
Temas clave para la Acuicultura.
139
retorno (PNR), momento en el cual, la larva no es capaz de alimentarse aunque disponga del alimento adecuado.
La sobrevivencia obtenida para las postlarvas alimentadas con Artemia (94.40.46 %) es mayor a la registrada por Kerguelén (2001) quien obtuvo sobrevivencias promedio de 73 10.7%, De Fex & Espinosa (1992) reportaron sobrevivencias menores al 45.9% al utilizar el mismo alimento en esta especie. Esta diferencia podría explicarse si se tiene en cuenta las condiciones propias de cada experimento, principalmente en relación a densidad y calidad del agua.
La sobrevivencia para las postlarvas alimentadas con rotíferos del género Brachionus patulus fue alta (94 0.73), no obstante, no registró crecimiento; un estudio realizado por Verreth (1999) encontró que la combinación del rotífero Brachionus plicatilis - nauplios de Artemia sp fue el mejor alimento para postlarvas de bocachico durante los dieciséis días del experimento en condiciones de laboratorio, obteniéndose sobrevivencias superiores al 60%.
La calidad nutricional de los alimentos ofrecidos a las postlarvas se determinó mediante la prueba de resistencia al estrés extremo, ya que se considera que una mayor sobrevivencia a esta prueba indica una mejor calidad nutricional del alimento ofrecido (Watanabe & Kiron, 1994; Kraul et al., 1993; Atencio garcía, 2000; Kerguelén, 2001). Mostrándose que la mejor calidad nutricional corresponde al alimento vivo Artemia sp, ya que el 100% de las postlarvas sometidas a esta prueba sobrevivieron; seguido por el cladócero Moina sp que presentó sobrevivencia al estrés de 97.7 1.3%.
Para las larvas alimentadas con el rotífero Brachionus patulus la resistencia al estrés fue más baja siendo esta del 84.4 3.4%, esto posiblemente se explique a razón de la diferencia en el contenido de proteínas, vitaminas y lípidos, en especial ácidos grasos, presentes en las diferentes taxas del zooplancton (Jomori, 2001); los ácidos grasos presentan funciones fisiológicas involucradas en procesos fundamentales, entre los que se encuentra la integridad, fluidez y permeabilidad de las membranas celulares y por consecuencia facultan a los organismos para resistir al estrés (Butolo 2002).
Temas clave para la Acuicultura.
140
Las postlarvas alimentadas con Artemia presentaron los mejores resultados de crecimiento; sin embargo, cabe destacar a la Moina sp como otra alternativa para la alimentación de postlarvas de bocachico en sus primeros días de vida. Una de las dificultades que presenta la Artemia es su muerte y descomposición pocas horas luego de ser suministrada a los peces, ya que las condiciones óptimas de estos organismos son salinidades altas, lo que limita la disponibilidad de esta presa en el tiempo, a diferencia de la Moina sp que es una especie de agua dulce, la cual puede permanecer como presa disponible para cuando el pez así lo requiera.
Los resultados de mortalidad acumulada diaria de las postlarvas de bocachico demuestran que en todos los tratamientos aumenta la mortalidad al segundo día del ensayo, coincidiendo esto con la reabsorción total de las reservas vitelinas, este momento es el más crítico de la larvicultura del bocachico, ya que comienza la mayor dependencia de la postlarva por el alimento exógeno, coincidiendo con lo reportado por Kerguelén (2001) para la misma especies, quien afirma que a partir del tercer día de manejo de las postlarvas se incrementa la mortalidad drásticamente. Igualmente concordé con lo reportado por Jomori (2001) y Beerli (2002), quienes afirman que la mayor mortalidad de las postlarvas de pacu Piaractus mesopotamicus está relacionada con la disminución total de las reservas vitelinicas.
LARVICULTURA DE CAMARÓN (Litopenaeus vannamei)
La larvicultura de la especie marina de camarón blanco Litopenaeus vannamei se desarrollo desde el estadio de Nauplio cinco (N V) hasta el estadio de Mysis tres (M 3), empleando como alimento diferentes especies de microalgas marinas nativas. Para determinar la aceptabilidad del alimento y el efecto de las microalgas en el desempeño de las larvas se trabajaron cuatro tratamientos en la alimentación de los diferentes estadios larvales: Cyclotella glomerata (T1), Neodelfineis pelágica (T2), Cyclotella glomerata + Neodelfineis pelágica (T3) y C.glomerata + N. pelágica + Actinociclus normanii (T4).
Entre los parámetros ambientales que afectan en forma directa el desarrollo de los estadios larvarios del camarón se destaca la temperatura y la salinidad. Estos parámetros se registraron constantemente a lo largo de todo el ensayo. Los datos de temperatura registrados se sometieron análisis estadístico día por día y un análisis general con el promedio; no se encontró diferencia significativa entre las medias de estos parámetros en los diferentes tratamiento (p >
Temas clave para la Acuicultura.
141
0.05). Dada la similitud de los datos durante los días del ensayo, los organismos sometidos a los diferentes tratamientos de alimentación estuvieron en las mismas condiciones de temperatura.
En la tabla 2, se describen los promedios de las temperaturas para el tratamiento con cyclotella glomerata (t1) (27.06 ± 0.06 °C), neodelfineis pelágica (t2) (26.87 ± 0.07 °C), c. glomerata + n. pelágica (t3) (26.99 ± 0.06 °C) y c. glomerata + n.pelágica + a normanii (t4) (27.07 ± 0.06 °C). en la .figura 8 se puede observar el comportamiento de la temperatura en las unidades experimentales de los diferentes tratamientos de alimentación, este fue estable a lo largo de los diez días de experimento, oscilando entre 26 hasta 27,5 °C con intervalo no mayor a 1,5°C, por lo cual no existe diferencia significativa entre los promedios, de igual forma se observa que las variaciones ocurridas fueron muy similares en todos los tratamientos a lo largo del tiempo.
TABLA 2. Temperatura promedio en los acuarios con larvas de camarón blanco (litopenaeus vannamei) alimentadas con diferentes dietas compuestas por microalgas nativas en todo el ensayo. Parámetros
Cyclotella
Neodelfineis Cycl + Neod
Cycl + Neod + Acti
Tº
27.06 a ± 0.40
26.95 a ± 0.38
26.95 a ± 0.46
27.04 a ± 0.41
Salinidad
31.27 b ± 1.22
32.11 b ± 1.23
31.48 b ± 1.03
33.82 a ± 2.27
Promedios en las líneas con letra igual, no difieren. Prueba de Duncan. 5%
Al igual que la temperatura los datos de la salinidad registrados a lo largo de todo el experimento se sometieron análisis estadístico, día por día y un análisis general con el promedio; se encontró diferencia significativa entre las medias de estos parámetros en los diferentes tratamiento (p < 0.05). Dada la diferencia de los datos durante los días del ensayo, los organismos sometidos a los diferentes tratamientos de alimentación estuvieron en diferentes condiciones de salinidad.
Los promedios de salinidad para los diferentes tratamientos se describen en la tabla 2, la diferencia significativa se encontró entre la media del tratamiento (T4) (C.glomerata + N. pelágica + A .normanii) y los demás tratamientos, la salinidad fue significativamente mayor que los otros
Temas clave para la Acuicultura.
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tres tratamientos. La figura 9, presenta los promedios de las salinidades para los diferentes tratamiento siendo para (T1) 31.31±0.18 ‰, para (T2) 31.90±0.21 ‰, para (T3) 31.47±0.17 ‰ y para (T4) 33.97±0.30 ‰.
Figura 8. Temperatura en los acuarios con las larvas de camarón blanco (litopenaeus vannamei) a lo largo de todo el ensayo (estadios nauplio5 a misys 3) en los diferentes tratamientos.
Figura 9. Variación de salinidad en los acuarios con las larvas de camarón blanco (litopenaeus vannamei) a lo largo de todo el ensayo (estadios nauplio 5 a misys 3). en los cuatro tratamientos.
Temas clave para la Acuicultura.
143
Los parámetros salinidad y temperatura incidieron en el desarrollo de los estadios larvales del camarón; bajo las condiciones de estudio, estos parámetros fueron estables en el tiempo con variaciones mínimas. La temperatura no presento diferencia significativa entre los tratamiento, por tanto su incidencia sobre el desarrollo larvario del camarón fue homogénea para todos los acuarios y se puede afirmar que no interfirió con el efecto directo de los tratamientos alimentares, así los datos obtenidos sobre la duración de cada estadio y sobrevivencia depende exclusivamente de los tratamientos alimentares u otros factores. La salinidad presento poca variación en el tiempo, no mayor a 1,5 ‰, para todos los acuarios en tres de los cuatro tratamientos (Tabla 2), sin embargo el tratamiento alimentar compuesto por la combinación de las tres microalgas, presento un promedio significativamente diferente a los tratamientos anteriores, de igual forma presento para las respectivas unidades experimentales, mayor variación en el tiempo (2,3 ‰) (Tabla 2). Los resultados sobre la salinidad observados en la figura 9, indican que los resultados obtenidos en el desempeño de los diferentes estadios larvales y su sobrevivencia, están influenciados por los rangos de salinidad y el tratamiento alimentar respectivo. El aumento significativo en la salinidad promedio del tratamiento alimentar (T4) compuesto por C.gromerata + N. pelágica + A. normanii se puede explicar por el suministro de la microalga Actinocyclus normanni. Esta microalga en el medio de cultivo presenta salinidad superior a las otras dos especies, en el momento de fornecer volúmenes de cultivo a las larvas, como parte de la alimentación, la salinidad final en los acuarios va aumentando progresivamente en el tiempo.
Figura 10. Concentración promedio total de microalgas consumidas por las larvas de camarón blanco (Litopenaeus vannamei) a lo largo de su desarrollo larvario desde nauplio 5 hasta mysis 3.
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Figura 11. concentración promedio de microalgas consumidas por día en la larvicultura de camarón blanco (Litopenaeus vannamei) por día, a lo largo de todo el ensayo.
Acorde a las observaciones y registros durante todo el periodo de estudio, se observa que las larvas en las cuatro dietas suministradas como tratamientos, consumieron las diferentes microalgas con un comportamiento similar. Las larvas consumieron iguales cantidades promedio total, de las diferentes microalgas, en todo el ensayo, sin existir diferencias significativas entre ellos (p > 0.05) (Figura 10). en las larvas alimentadas con Cyclotella glomerata el promedio fue -1
de 29596.76 ± 3875.84 cel.ml , para Neodelfineis pelágica el promedio fue de 30225.18 ± -1
-1
3344.52 cel.ml , para C. glomerata + N. pelágica el promedio fue de 34304.7 ± 3862.00 cel.ml , y para C.glomerata + N. pelágica + A .normanii el promedio fue de 27308.62 ± 2728.94 cel.ml
-1
(figura 10).
En la tabla 3 se presenta los promedios de consumo diario de las diferentes microalgas empleadas como tratamiento en la alimentación de las larvas de camarón, observándose días de bajos consumos, días de alto consumo y días de consumo medio, para todos los tratamientos. Los resultados muestran diferencias de consumo entre algunos tratamientos, para la mayoría de los días, existiendo diferencias significativas entre los datos de los tratamientos por día (p < 0.05), sin embargo todos los tratamientos presentaron comportamiento similar, con picos altos y bajos de consumo en diferentes días (Figura 11).
Temas clave para la Acuicultura.
145
Analizando el consumo diario, las larvas en los cuatro tratamientos consumieron el alimento con un comportamiento similar, incrementando el mismo a lo largo del tiempo, aunque hubiese días de consumos bajos, altos y consumos medios, para todos los tratamientos; esto es común en los organismos de interés acuícola. Las diferencias significativas presentadas en algunos días, pueden estar relacionadas a otros factores estresantes para las larvas, tales como incidencia de luz, aireación, o cambios de salinidad, en este caso independientemente de la microalga debido a que esto se presentó en todos los tratamientos (Figura 11).
TABLA 3. Promedio de la concentración de microalgas consumidas, día a día, por las larvas de camarón blanco (Litopenaeus vannamei). Cycl + Neod + Acti Cel.ml
Día
Cyclotella -1 Cel.ml
Neodelfineis -1 Cel.ml
Cycl + Neod -1 Cel.ml
1
3333.33 b ± 3333.33
7500.00 b ± 2500.00
5833.33 b ± 4639.80
48900.00 a ± 0.00
2
10952.83 ab ± 2757.07
16618.52 a ± 4556.24
17868.52 a ± 5133.65
2006.96 b ± 631.52
3
15058.59 a ± 6500.23
25439.81 a ± 3014.15
20411.63 a ± 7502.44
26486.51 a ± 2306.59
4
54172.73 a ± 20967.37
26216.57 a ± 5224.44
31168.52 a ± 14475.11
26055.56 a ± 2754.20
5
34190.48 a ± 17913.38
18760.63 a ± 6123.95
14893.39 a ± 5784.43
14546.43 a ± 3567.90
6
13488.10 b ± 5336.30
52313.12 a ± 13843.43
18365.08 b ± 7613.87
33820.14 ab ± 7980.64
7
33982.67 a ± 10519.59
53916.67 a ± 9970.12
47006.35 a ± 9069.62
36636.11 a ± 9454.37
8
31529.37 b ± 9520.74
73635.71 a ± 135.71
52221.43 ab ± 2265.65
26877.78 b ± 7107.94
9
27437.78 a ± 10778.09
-
43444.44 a ±8470.89
36317.78 a ± 11770.53
10
52100.56 a ± 10605.78
-
48225.00 a ± 9876.84
17100.56 b ± 6357.57
11
36233.33 a ±12750.83
-
108190.0 a ±70454.18
83506.67 a ±29846.45
1
En las líneas promedios con letras iguales no difieren significativamente. Duncan 5%
Temas clave para la Acuicultura.
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Todas las microalgas en los diferentes tratamientos fueron aceptadas y consumidas en igual forma por las larvas en todo el ensayo, si bien las tasas diarias de consumo de estas microalgas fueron variadas, son iguales en promedio general en la larvicultura de camarón blanco (Litopenaeus vannamei).
El suministro de cultivos frescos de microalgas es adecuado para la larvicultura de camarón blanco. D’Souza et al (2002) reportan las ventajas de suministrar microalgas frescas y no concentradas sobre el desarrollo larvario de P. monodon, las mayores sobrevivencias en esta especie se consiguieron con el suministro de altas y bajas concentraciones de microalgas frescas; cuando se alimentaron las larvas con microalgas concentradas, no se registro desarrollo de las misma más allá de Z1.
Trabajando como alimento para larvas de camarón P. monodon con cultivo fresco de cuatro diferentes microalgas, Chaetoceros muelleri, C. calcitrans, Skeletonema sp y Thalassiosira pseudonana, D’Souza et al. (2002) encontraron que las mayores sobrevivencias, mayor incremento en peso y más rápido desarrollo hasta Mysis 1, se alcanzo suministrando la microalga Chaetoceros muelleri. Los autores afirman que los resultados del desempeño de las larvas están sujetos a la calidad nutritiva de la especie de microalga y no a su densidad. D’Souza et al. (2002) trabajando con diferentes densidades de diversas microalgas en la alimentación larval de P. monodon , determinaron que la densidad celular no afecta la sobrevivencia ni el incremento en peso de las larvas pero puede afectar el desarrollo en algunos casos. D’Souza et al. (2000) determinó que la densidad de la diatomea Chaetoceros muelleri 4
-1
podía ser reducida hasta 5 X 10 cel.ml
sin afectar la sobrevivencia y el crecimiento de las
larvas, beneficiando con esto los costos de producción de la microalga en los laboratorios de larvicultura. Acorde a lo expuesto la concentración empleada en el presente estudio, desde 5 X 4
-1
4
-1
10 cel.ml hasta 10 X 10 cel.ml , es adecuada para desarrollar larvicultura de L. vannamei y se ajusta a las concentraciones actualmente usadas en los laboratorios de larvicultura del sector productivo en la región.
El tiempo de duración para el desarrollo larvario y crecimiento partiendo desde zoea 1 hasta misis 3, fue característico para cada estadio (Tabla 4). El estadio de zoea 1 presento un tiempo promedio de 48,86 ± 3,96 horas de duración para tres de los cuatro tratamientos; una
Temas clave para la Acuicultura.
147
notable diferencia significativa (p< 0.05) se observó en el tratamiento alimentado con N.pelágica, en el cual el tiempo de desarrollo fue mayor que en resto de los tratamientos (96 ± 12.22 horas) (Figura 12) (Tabla 4); en las larvas alimentadas con C. glomerata el tiempo fue de 48 ± 4.62 horas, para C. glomerata + N. pelágica fue de 42.66 ± 2.66 horas y para C. glomerata + N. pelágica + A .normanii fue de 56 ± 4.62 horas, no se presentó diferencia significativa entre los valores promedio de tiempo de duración para zoea I en estos últimos tres tratamientos (Figura 12).
El estadio zoea 2 presentó un tiempo de duración promedio general de 47,33 ± 2,0 horas. En este estadio se pudo observar que no hubo diferencia notable en los tiempos de desarrollo observados en los diversos tratamientos; en las larvas alimentadas con el (T1) el tiempo de desarrollo fue de 48 ± 0.0 horas, para el (T2) fue de 48 ± 0.0 horas, para el (T3) fue de 50.66 ± 2.66 horas y para el (T4) fue de 42.66 ± 5.33 horas (Tabla 4). Estadísticamente los datos fueron similares sin diferencias significativas entre ellos (p > 0.05) (Figura 12). Es importante indicar que en este estadio se pudo observar en la cola fecal de las larvas alimentadas con Cyclotella glomerata + Neodelfineis pelágica + Actinocyclus normanii, frústrulas de Actinocyclus normanii que habían sido consumidas (Figura 14).
El estadio zoea 3 presento un tiempo promedio general de 54,22 ± 4,85 horas de duración. En el tratamiento (T2) no se pudo determinar el tiempo de duración en razón a la mortalidad total de las larvas, estas solo duraron 8 horas en este estadio en una de las tres repeticiones, finalizando así su ciclo en el ensayo. Para las larvas alimentadas con el tratamiento (T1) el tiempo fue de 56 ± 4.61 horas, para el tratamiento (T3) fue de 58.66 ± 5.33 horas y para el tratamiento (T4)fue de 48 ± 4.61 horas (Tabla 4). Los tratamientos con las diferentes microalgas se comportaron estadísticamente de forma similar, solo fue diferente el tratamiento con Neodelfineis pelágica (p < 0.05) por la razón anteriormente descrita (Figura 12).
Temas clave para la Acuicultura.
148
TABLA 4. Tiempo de duración en horas para los diferentes estadios larvarios del camarón blanco Litopenaeus vannamei con diferentes dietas alimenticias. Estadios
Cyclotella
Neodelfineis
Cycl + Neod
Cycl + Neod + Acti
Z1
48.00 b ±8
96.00 a ±21
42.66 b ±4.6
56.00 b ±8.00
Z2
48.00 a ±0
48.00 a ±0
50.66 a ±4.6
42.66 a ±9.24
Z3
56.00 a ±8
8.00 b ±0
58.66 a ±9.2
48.00 a ±8.00
M1
32.00 a ±8
-
32.00 a ±8.0
24.00 a ±8.00
M2
24.00 ba ±0
-
29.33 a ±4.6
21.33 b ±4.62
M3
16.00 b ±8
-
10.66 b ±4.6
29.33 a ±4.62
En las líneas, valores con letras iguales no difieren. Duncan 5%.
El estadio mysis 1 tuvo una duración promedio general de 29,33 ± 4,61 horas. Se registraron valores para tres de los cuatro tratamientos en razón a la mortalidad total del (T2); en este estadio no hubo diferencias entre los tratamientos evaluados, para el caso de del tratamiento (T1) el tiempo de desarrollo fue de 32 ± 4.61 horas, para el tratamiento (T3) fue de 32 ± 4.61 horas y para el tratamiento (T4) fue de 24 ± 4.61 horas (Tabla 4). A pesar que en el tratamiento (T4) (C. glomerata + N. pelágica + A .normanii) presentó menor tiempo de duración en relación a los otros dos tratamientos, estadísticamente los datos fueron similares sin diferencias significativas entre ellos (p > 0.05) (Figura 13).
Temas clave para la Acuicultura.
149
Figura 12. Tiempo de duración en horas de los estadios zoea de las larvas de camarón blanco (Litopenaeus vannamei) acorde a la dieta.
Figura 13. Tiempo de duración en horas de los estadios misys (Litopenaeus vannamei) acorde a la dieta.
de las larvas de camarón blanco
El estadio mysis 2 presentó un tiempo de duración de 24,88 ± 1,77 horas. En las larvas alimentadas con el tratamiento (T1) se registró un tiempo de desarrollo de 24 ± 0.0 horas, para (T3) fue de 29.33 ± 2.66 horas y para (T4) fue de 21.33 ± 2.66 horas. El tiempo de desarrollo de las larvas alimentadas con los diferentes tratamientos, presentaron diferencia significativa entre
Temas clave para la Acuicultura.
150
sí (Tabla 4). En la figura 13 se puede observar la diferencia en horas para los diferentes tratamientos.
Para el estadio mysis 3 se registro variación en el tiempo promedio para cada tratamiento. Las larvas alimentadas con el tratamiento (T4) presentaron mayor tiempo (29.33 ± 2.66 horas) que en los otros dos tratamientos restantes; en las larvas alimentadas con (T1) el tiempo de desarrollo fue 16 ± 4.61 horas, y para (T3) fue 10.66 ± 2.66 horas (Tabla 4). Estadísticamente el tratamiento (T4) con Cyclotella glomerata + Neodelfineis pelágica + Actinocyclus normanii tuvo diferencias significativas con respecto a los otros dos tratamientos (p < 0.05) (Figura 13) (Tabla 4).
Figura 14. Cola fecal con esqueleto siliceo de microalgas Actinocyclus normanii consumidas por larvas de camarón blanco (Litopenaeus vannamei).
El desarrollo y crecimiento de las larvas presentó una notable diferencia en las diferentes etapas o estadios estudiados. Para el estadio de zoea 1 los resultados muestran una diferencia significativa (p < 0.05) para el tiempo de desarrollo con el tratamiento Neodelfineis pelágica, siendo este periodo mayor en relación con los otros tratamientos, esto puede estar indicando que la digestibilidad de esta microalga o el valor nutritivo de la misma no es adecuado para las larvas de camarón en este estadio. Sin embargo cabe resaltar que la combinación de esta microalga y Cyclotella glomerata ofrece mejor resultado respecto a los otros tres tratamientos. La
Temas clave para la Acuicultura.
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combinación entre Cyclotella glomerata + Neodelfineis pelágica como alimento para las larvas en estadio zoea 1 permitió el menor tiempo de desarrollo.
Para el estadio zoea 2 se observó que no hubo diferencia notable en los tiempos de desarrollo de todos los tratamientos. los resultados muestran que estadísticamente los datos fueron similares sin diferencias significativas (p > 0.05) entre ellos, lo cual indica que la alimentación de este estadio larval con las diferentes microalgas y/o la combinación de las mismas permitiría un desarrollo similar estas microalgas son iguales en el número de horas para el caso de zoea 2 y que al ser suministradas como alimento en este estadio todas ofrecen un mismo rango de confianza. aunque para este caso alimentar con Cyclotella glomerata + Neodelfineis pelágica + Actinocyclus normanii ofrece un poco más en mejores resultados, respecto a los otros tratamientos.
En relación al estadio zoea 3 se presento una notable diferencia en el tratamiento alimentado con Neodelfineis pelágica, en el cual el tiempo de desarrollo aparece corto debido a la mortalidad total de las larvas. Los resultados muestran una diferencia significativa (p< 0.05) para el tratamiento con Neodelfineis pelágica, la mortalidad de las larvas en este estadio puede estar indicando que esta especie de microalga suministrada como dieta única, no es adecuada para permitir el desarrollo larvario del camarón blanco. Comparando este tratamiento con los otros, el resto se comporta de forma similar sin diferencia significativa entre ellos, aunque alimentar con C. glomerata + N. pelágica + A. normanii ofrecería tiempo de desarrollo menor y por tanto mejor desempeño.
En el estadio mysis 1 el tiempo de desarrollo no registro diferencias significativas entre los tratamientos evaluados (p > 0.05), los tres tratamientos arrojaron resultados similares, lo cual indica que estas microalgas y sus combinaciones son adecuadas como alimento para el estadio y que la larva en esta fase tiene la capacidad de digerir y asimilar las diferentes dietas. Cabe destacar que en este estadio, al igual que en el estadio anterior (zoea 3), a pesar de no presentar diferencia estadística, alimentar con C.glomerata + N. pelágica + A normanii permite obtener menores tiempos y por ende mejor resultado.
El estadio mysis 2 y su tiempo de duración se caracterizo por amplias variaciones entre los tratamientos evaluados, estadísticamente los datos fueron diferentes entre sí, con diferencias
Temas clave para la Acuicultura.
152
significativas (p< 0.05). Los resultados permiten afirmar que alimentar con C. glomerata + N. pelágica + A .normanii, al igual que en z3 y m1, es más adecuado en este estadio que emplear las otras dos dietas evaluadas.
En el estadio mysis 3 se pudo observar, a diferencia de lo registrado anteriormente, que el tiempo de desarrollo fue mayor en las larvas alimentadas con Cyclotella glomerata + Neodelfineis pelágica + Actinocyclus normanii, con respecto a los tratamientos restantes, considerándose no recomendable alimentar con esta combinación en este estadio, para este caso se puede ver que la mejor alimentación es con Cyclotella glomerata + Neodelfineis pelágica.
La sobrevivencia de los organismos durante la larvicultura fue determinada mediante registros hechos en las etapas más críticas del desarrollo larval del camarón blanco (Litopenaeus vannamei), lo cual acontece al principio y final de cada estadio: z1, z3, m1, m3. Los registros promedio en la tabla 5 muestran una clara diferencia entre los datos de cada tratamiento en los diferentes estadios. La sobrevivencia al final de la larvicultura fue baja no superando el 30% en ninguno de los tratamientos.
TABLA 5. Porcentaje de sobrevivencia de las larvas de camarón blanco (litopenaeus vannamei) en los diferentes estadios durante el desarrollo larvario, sometidas a diferentes dietas de microalgas. Estadios
Cyclotella
Z1
42.17 b ±11.02
Z3
Neodelfineis
Cycl + Neod
Cycl + Neod + Acti
18.37 b ±6.92
71.73 a ±14.18
32.50 b ±23.21
26.00 b ±10.58
2.67 b ±2.30
57.33 a ±18.03
22.83 b ±21.82
M1
19.93 b ±7.40
0.00 b ±0
47.07 a ±23.63
15.50 b ±12.99
M3
17.53 a ±5.79
0,00 a ±0
29.37 a ±28.73
5.70 a ±2.94
Valores en las líneas con igual letra no difieren. Duncan 5%
Temas clave para la Acuicultura.
153
Figura 15. Sobrevivencia de las larvas de camarón blanco (Litopenaeus vannamei) desde nauplio 5 hasta el estadio misys 3, acorde a las dietas de microalgas suministrada como tratamiento.
En la figura 15 se aprecia que al final de la larvicultura en el estadio M3 hubo una mayor sobrevivencia en las larvas alimentadas con (T3) (29,37%), a diferencia de las larvas alimentadas con (T1) (17,53%) y las larvas alimentadas con C.glomerata + N.pelágica + A normanii (5,7%).
En el cambio de estadio de nauplio 5 a zoea 1 (Figura 15) se observa una alta sobrevivencia en las larvas alimentadas con (T3) (71.73 %), teniendo estadísticamente una diferencia significativa con respecto a los otros tres tratamientos (p <0.05) (Tabla 5), las sobrevivencias fueron más bajas en las larvas alimentadas con C. glomerata (42.17 %), N. pelágica (18.37 %) y la combinación de las tres microalgas (T4) (32.50 %) (Figura 16).
En el cambio de estadio de zoea 3 a misys 1 se observa la mayor sobrevivencia en las larvas alimentadas con Cyclotella glomerata + Neodelfineis pelágica (57.33 %), teniendo estadísticamente una diferencia significativa con respecto a los otros tres tratamientos (p <0.05) (Tabla 5), donde las sobrevivencias fueron más bajas, siendo 26.00 % para las larvas alimentadas con C. glomerata, 2.67 % la sobrevivencia en las larvas alimentadas con N.pelágica y en las larvas alimentadas con la combinación de las tres microalgas (T4) la sobrevivencia fue del 22.83 % (figura 16).
Temas clave para la Acuicultura.
154
Culminando el estadio de mysis 1 se observa mayor sobrevivencia en las larvas alimentadas con (T3) (47.07 %), teniendo estadísticamente una diferencia significativa con respecto a los otros tres tratamientos (p < 0.05) (Tabla 5), en las larvas alimentadas con C.glomerata la sobrevivencia fue de 19.93 %, en las larvas alimentadas con la combinación de las tres (T4) la sobrevivencia fue del 15.50 % y en las larvas alimentadas con N.pelágica se presentó mortalidad total (sobrevivencia del 0 %) (Figura 15 y 17).
Figura 16. Sobrevivencia de las larvas de camarón blanco (Litopenaeus vannamei) en los estadios críticos de zoea, acorde a las dietas de microalgas suministrada como tratamiento.
Figura 17. Sobrevivencia de las larvas de camarón blanco (Litopenaeus vannamei) en los estadios críticos de misys, acorde a las dietas de microalgas suministrada como tratamiento.
Temas clave para la Acuicultura.
155
En el estadio mysis 3 luego de la mortalidad total en las larvas alimentadas con
N.
pelágica, se observa mayor la sobrevivencia en las larvas alimentadas con el tratamiento (T3) (29.37 %), pero sin existir estadísticamente una diferencia significativa con respecto a los otros dos tratamientos restantes (p > 0.05), esto en razón a la gran variación de los datos entre las repeticiones de cada tratamiento, principalmente en el tratamiento que presento la mayor sobrevivencia promedio (Tabla 5). La sobrevivencia de las larvas alimentadas con C. glomerata (17.53 %) y en las larvas alimentadas con la combinación (T4) (5.70 %) fue muy baja, y a pesar que en el tratamiento con N. pelágica se presentó la mortalidad total, tampoco existe ninguna diferencia significativa con respecto a los otros tres tratamientos (figura 15 y 17).
Acorde a los resultados de sobrevivencia se podría decir que con la combinación de las microalgas Cyclotella glomerata + Neodelfineis pelágica, como dieta en la larvicultura de camarón blanco Litopenaeus vannamei, se pueden obtener mejores sobrevivencias en los diferentes estadios larvales, sin embargo la tasa de sobrevivencia obtenida en el presente estudio es baja, menor de 30% y refleja la calidad nutricional del las diferentes microalgas fornecidas como alimento y su interacción con las condiciones especificas de manejo.
Naranjo et al., 1999 reportan en pruebas experimentales con camarón café Penaeus californiens, sobrevivencias hasta 55%. D’Souza et al.(2002) reportan variación en el porcentaje de sobrevivencia para P. monodon entre 60% y 100% hasta Z3 dependiendo del tipo de alimento fornecido. Thompson et al. (1999) reportan sobrevivencias de 3,96% para larvas Z2 de Penaeus paulensis en pruebas experimentales alimentando con agua enriquecida con microorganismos (flagelados y ciliados); con la misma especie los autores reportan sobrevivencias entre 79 – 90,5% en postlarva 1, cuando se alimenta con microalgas, flagelados, ciliados y nauplios de artemia.
Naranjo et al. (1999) evaluando el efecto de diferentes microalgas (diatomea: Chaetoceros gracilis, fitoflagelados: Isochrysis galbana y Dunalliella sp, solas y en combinación) en el desarrollo de larvas de camarón café Penaeus californiensis, reportan sobrevivencia de 55% alimentando con C. gracilis, siguiéndole la combinación de C. gracilis con Dunaliella sp. (48%), la más baja sobrevivencia fue para el tratamiento donde se utilizó Dunaliella sp. Registraron en el estudio, además, un retraso en la velocidad de metamorfosis para los tratamientos donde C. gracilis no fue utilizada y diferencias significativas (p< 0.05) en crecimiento, a partir de zoea 2.
Temas clave para la Acuicultura.
156
Estos resultados muestran una mayor sobrevivencia con respecto a la obtenida en el presente estudio, sin embargo hay que tener en cuenta que son diferentes las especies de microalgas utilizada, las utilizadas por los autores a diferencia de las nativas evaluadas por primera vez en el presente estudio, son actualmente empleadas en los laboratorios de larvicultura de camarón. De otra parte, ellos utilizaron una densidad de siembra de 50 nauplios/l y en nuestro estudio la densidad empleada fue de 200 nauplios/l, aumentando el riesgo directamente con la densidad. D’Souza & Kelly (2000) afirman que solo la sobrevivencia no es una medida confiable para evaluar el valor nutricional de las dietas en la larvicultura de camarones.
El uso de microalgas en la alimentación de las larvas de camarón es uno de los pilares de la producción, las microalgas nativas N. pelágica, C. glomerata y A .normanii permiten el desarrollo larvario del camarón blanco. Fabiano et al (1999) usaron diferentes microorganismos para alimentar larvas de Penaeus paulensis, usando bacterias, protozoarios y ciliados consiguieron sobrevivencia y desarrollo de las larvas hasta Z2, sin embargo sus resultados fueron mejores cuando usaron microalgas y artemia en la alimentación de las larvas.
Maurente et all. (1995) afirma que el contenido de las clases de lípidos y ácidos grasos, sobrevivencia y estado nutricional de las larvas de Penaeus keraturus se ve influenciado por la dieta; la presencia y tipo de ácidos grasos en las larvas esta correlacionado positivamente con el contenido de ácidos grasos del alimento. El autor afirma que el contenido de ácidos docosahexanoico de la combinación de las microalgas marinas Tetraselmis chuii y Isochrysis galbana, fueron precursores de la bioconversion en los estadios de mysis de P keraturus.
Estos autores concluyen que la presencia de altos niveles de n-3 (HUFA) y fracciones de lípidos polares y neutros, son esenciales para un adecuado desempeño de la mayoría de estadios larvales de camarón, siendo el punto crítico en la larvicultura de estas especies. Si bien en el presente estudio el perfil nutricional de las microalgas nativas no fue determinado, se puede inferir que es viable su uso en la larvicultura del camarón blanco al permitir desempeño adecuado de los diferentes estadios larvales.
Temas clave para la Acuicultura.
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El medio de cultivo empleado para obtener las biomasas frescas de las diferentes microalgas determinó su perfil nutricional. Frances et al. (2000), evidencian la influencia del medio de cultivo sobre la calidad nutricional de las microalgas y su posterior incidencia en la larvicultura de camarón. Estos autores usaron T suecica cultivada con alto y bajo contenido de nitrógeno en la alimentación de larvas Z1 de Penaeus semisulcatus; microalgas que crecieron en alta concentración de nitrógeno fue la mejor dieta para las larvas, las cuales se desarrollaron rápidamente. La composición química de las larvas en lípidos, ácidos grasos, carbohidratos y proteínas decreció cuando fueron alimentadas con microalgas cultivadas en bajos niveles de nitrógeno, encontrando diferencia significativa en comparación con aquellas cultivadas en alto nivel de nitrógeno.
Las microalgas nativas usadas como alimento en el presente estudio permiten desarrollar la larvicultura del camarón blanco litopenaeus vannamei, los resultados obtenidos sobre su potencialidad son preliminares y se requiere de mayor estudio sobre su contenido nutricional y la variación del mismo acorde a diferentes medios de cultivo. El contenido alimenticio en el tracto digestivo y la presencia de cola fecal, permitieron determinar la aceptación, consumo y digestibilidad de las diferentes dietas.
En general el contenido de alimento en los cuatro tratamiento fue igual. las larvas alimentadas con neodelfineis pelágica mostraron una mayor presencia de sucios, y para las alimentadas con cyclotella glomerata + neodelfineis pelágica + actinocyclus normanii la presencia de sucios fue menor y fue mínima en las alimentadas con cyclotella glomerata + neodelfineis pelágica.
Correlacionando la presencia de sucios en el agua con la sobrevivencia de los diferentes estadios, hay una relación directa entre la limpieza del agua, indicando la calidad de la misma, con la sobrevivencia. Así, en las unidades experimentales de las larvas alimentadas con el tratamiento (T3) Cyclotella glomerata + Neodelfineis pelágica se obtuvo la mayor sobrevivencia y la calidad del agua fue la mejor.
Una de las mayores limitantes en la larvicultura de penaeidos es la susceptibilidad a las infecciones microbianas y la infestacion por parásitos. Uno de los focos de mayor contaminación en la larvicultura es el uso de Artemia, durante el proceso de su eclosión se incrementa la
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158
presencia de bacterias las cuales son posteriormente incluidas en los tanques de larvicultura si no es realizado un tratamiento a los cistos (Verdonck et al 1991). De cualquier modo la eclosión y predesinfección de los cistos de Artemia disminuyen el número de bacterias (Merchie et al., 1997).
Thompson et al.(1999) reporta la epibiosis bacterial como la mayor causante de la mortalidad en sus experimentación con larvas de Penaeus paulensis. En el presente estudio la presencia de parásitos en las larvas fue reducida, no mayor al 7% de la población. Las larvas alimentadas con Cyclotella glomerata + Neodelfineis pelágica, presentaron la menor cantidad de parásitos y la mayor cantidad se observó en el tratamiento alimentado con Cyclotella glomerata + Neodelfineis pelágica + Actinocyclus normanii.
En las larvas se observó poca necrosis no superando el 2,5% de la población en los tratamientos. Debilidad y deformidad, se observó en larvas alimentadas con Neodelfineis pelágica, cuando comparadas con los demás tratamientos; el porcentaje de animales débiles para este tratamiento, según muestreos, fue aproximadamente del 6.7% y del 0.0% para el resto de los tratamientos. También se presentaron casos de deformidad (2,3%) en las larvas alimentadas con Cyclotella glomerata + Neodelfineis pelágica.
ALIMENTACIÓN DE LA OSTRA DE MANGLE (Crassostrea rizophorae)
En las unidades experimentales durante un periodo de 30 días se alimento 38 gramos de ostras manteniendo una concentración de 100000 cel.ml
-1
con tres diferentes dietas: (T1)
Cyclotella glomerata; (T2) Neodelfineis pelágica; (T3) Cyclotella glomerata + Neodelfineis pelágica en proporción 1:1. Cada 12 horas se adiciono cultivo de microalgas para mantener la concentración mínima requerida.
Semanalmente se registró la longitud (cm.) y el peso (gr.) de los organismos para determinar el crecimiento de los bivalvos, encontrando que a lo largo de las cuatro semanas de estudio este fue nulo. Los moluscos no presentaron incremento en peso ni en talla alimentados con las microalgas descritas. La sobrevivencia finalizado el periodo de evaluación, en los tres diferentes tratamientos fue alta superando el 95% sin presentar diferencia significativa (p> 0,05) entre tratamientos.
Temas clave para la Acuicultura.
159
El consumo de las diferentes microalgas en cada acuario fue del 100% en todos los tratamientos cada 12 horas. Este consumo relacionado a los resultados sobre el crecimiento de los organismos, está indicando que si bien estas dos microalgas fueron aceptadas como alimento, en dieta única o en combinación, la concentración suministrada en el tiempo no fue suficiente para permitir el crecimiento de los organismos.
Resultados como los obtenidos en el presente estudio son predecibles si se tiene presente el tamaño promedio y la edad inicial de los bivalvos trabajados (3 cm y 2,5 meses, respectivamente), en donde las tasas de filtración por cada uno de los organismos está entre 610 litros de agua/bivalvo/hora (Arias et al., 1995) y en cada unidad experimental se encontraban dispuestos 38 gramos de moluscos (aprox. 5 – 7 bivalvos) con disponibilidad de 10 litros de agua para el total de la biomasa.
Es interesante destacar el hecho de que las microalgas evaluadas como alimento fueron aceptadas por los moluscos y si bien no se registró crecimiento de estos organismos, las microalgas evaluadas permitieron su sobrevivencia en el periodo de evaluación, bajo las condiciones de estudio. En acuicultura los moluscos trabajados en condiciones de laboratorio son principalmente adultos reproductores de diferentes especies con el fin de producir la mayor cantidad de semilla, que es tratada y alimentada en estas instalaciones hasta juvenil (500 – 700 µm), para posteriormente ser dispuestas en el medio natural para su crecimiento.
No es viable económicamente pensar en proyectos de engorde de moluscos en condiciones de laboratorio. Microalgas vivas son tradicionalmente usadas como alimento para bivalvos en maricultura (Walne, 1974; Brown et al., 1989; McCausland et al., 1999; Lora-Vilches & MaedaMartinez, 1997; Rbert et al.,2001; Ponis et al., 2003). En laboratorios de reproducción comercial de bivalvos, las microalgas representan aproximadamente una tercera parte de los costos de producción (Benemann, 1992). En razón a esto muchos estudios están dirigidos a generar alternativas para costos eficientes y la simplificación de los procesos de reproducción y levante substituyendo microalgas por bacterias, algas deshidratadas, diferentes tipos de micro encapsulados y pasta de algas (Knauer and Southgate,1999); generalmente los resultados de
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160
estos estudios son bajas tasas de crecimiento y altas mortalidades, a diferencia del uso de microalgas vivas (Robert & Trintignac, 1997).
En tanto siga siendo necesario el uso de microalgas vivas como cultivo fresco para la producción de semillas de bivalvos en laboratorios, la aceptación como alimento de las microalgas Cyclotella glomerata y Neodelfineis pelágica por parte de la ostra Crassostrea rizophorae es un indicador del potencial de estas microalgas como posible alimento de semillas. Diversos tipos de microalgas han sido evaluadas como alimento para semillas de diferentes especies de bivalvos, principalmente microalgas diatomeas, a las cuales pertenecen las cepas nativas de microalgas descritas.
Diez diferentes microalgas fueron evaluadas como alimento en la ingestión inicial de larvas veliger de Argopecten ventricosus, encontrando una correlación significativamente positiva entre la pequeña dimensión geométrica del alga y la edad y talla larval para la primera ingestión; solo microalgas menores de 9 µm fueron ingeridas Nannochloris oculata, Isochysis galvana, Monochrysis
luteri,
Chaetoceros
muelleri,
C.
calcitrans,
Thalassiosira
pseudonana
y
Phaedodactylum tricornutum (Lora-Vilchis & Maeda-Martinez, 1997). El pequeño tamaño de Cyclotella glomerata y Neodelfineis pelágica (< 10µm), microalgas evaluada en el presente estudio, las hace candidatas potenciales para la evaluación de la primera ingestión de estadios larvales de bivalvos.
En el género Crassostrea se han evaluado diferentes grupos de microalgas como suplemento alimenticio para larvas y juveniles (700 µm), entre ellas se encuentran la Baciliaroficeas C. calcitrans y S. costatum, la clorofícea D. tertiolecta, la criptoficea R. salina y las primesioficeas I. galvana, Paulova sp y P. pinguis. La microalgas han sido escogidas de diferentes clases taxonómicas con base a su diferente composición bioquímica, principalmente el perfil de ácidos grasos poliinsaturados (McCausland et al., 1999; Robert et al., 2001; Ponis et al., 2003). Este hecho permite pensar en la posibilidad de determinar el perfil nutricional y evaluar a Cyclotella glomerata y Neodelfineis pelágica como alimentación en larvas de género Crassostrea.
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CONCLUSIONES
162
El bocachico (Prochilodus magdalenae) a las 48 HPE presenta un tamaño de 5.58±0.19mm de longitud y una abertura bucal máxima (Abm) de 528±22.3 µm. La primera alimentación del bocachico se presentó entre las 44-50 HPE, cuando aún las postlarvas presentaban aproximadamente el 32% de su saco vitelino inicial.
En la larvicultura del bocachico durante cinco días el mejor desempeño de las postlarvas se obtuvo empleando como alimento nauplios de Artemia recién eclosionados y cladóceros del genero Moina. El mayor incremento en peso y en longitud se registró en las postlarvas alimentadas con Artemia.
El cladócero Moina sp permite obtener buenos resultados, al ser utilizado como alimento mono-específico en la larvicultura de bocachico. Las postlarvas alimentadas con este cladócero alcanzaron una adecuada SGR (28.71.6), alta sobrevivencia (93.21.7%) luego de cinco días y notable resistencia al estrese (97.73.9%).
El cladócero Moina sp, al presentar tamaño adecuado con relación a la abertura bucal del bocachico, ser atractivo como presa por su movilidad y alta disponibilidad en el tiempo, así como su rusticidad y características reproductivas, lo hacen ser una especie recomendable, como alternativa mono-específica o en combinación con otro alimento, en la primera alimentación de postlarvas de bocachico ya sea en laboratorio o monocultivo en estanques en tierra.
El Rotífero Branchionus patulus no es una especie recomendable para la alimentación de postlarvas de bocachico Prochilodus magdalenae, ya que presenta pequeño tamaño para la apertura bucal de la especie siendo inadecuado desde el punto del balance energético. Las postlarvas con este alimento presentan mínimo crecimiento (0,01 mm) en cinco días, y su desempeño no difiere con aquel de postlarvas sometidas al ayuno.
Las postlarvas sometidas a ayuno pudieron soportar los cinco días del ensayo, pero presentaron muy poco crecimiento y poca reacción a los estímulos de captura. No pudieron soportar la resistencia al estrés extremo, lo que hace suponer que una buena alimentación en los primeros días de vida hace de esta especie un animal de alta resistencia en cuanto al manejo para su larvicultura.
El uso de las microalgas nativas marinas Cyclotella glomerata, Neodelfineis pelágica y Actinocyclus normanii como alimento para los diferentes estadios larvales del camarón blanco Litopenaeus vannamei, permite realizar la larvicultura de esta especie bajo condiciones controladas.
Todas las microalgas en los diferentes tratamientos fueron aceptadas y consumidas en igual forma por las larvas de camarón blanco en todo el ensayo, El consumo promedio fue muy similar sin diferencia significativa entre tratamientos indicando que su aceptabilidad es la misma en la larvicultura de camarón blanco (litopenaeus vannamei).
La microalga Neodelfineis pelágica no es adecuada como dieta única en la larvicultura del camarón blanco Litopenaeus vannamei; la digestibilidad de esta microalga o el valor nutritivo de la misma no es adecuado para las larvas de camarón en los estadios de Zoea.
La combinación de las microalgas Cyclotella glomerata + Neodelfineis pelágica empleadas como dieta en la larvicultura de camarón blanco permite obtener la mayor sobrevivencia de los estadio larvarios.
La combinación de las microalgas C. glomerata + N. pelágica + A. normanii permiten obtener los menores tiempos de desarrollo en diferentes estadios larvarios del Litopenaeus vannamei siendo una dieta adecuada para Z3 y M1.
La mayor cantidad de parásitos aunque relativamente en bajas concentraciones, se presentaron en el tratamiento con cyclotella glomerata + neodelfineis pelágica + actinocyclus normanii, los tratamientos con mayor necrosis fueron los realizados con cyclotella glomerata y cyclotella glomerata + neodelfineis pelágica + actinocyclus normanii, con concentraciones relativamente bajas de un 2.3%.
Temas clave para la Acuicultura.
163
Acorde a los resultados de los diferentes aspectos como consumo, aceptación del alimento, sobrevivencia, tiempo de desarrollo, sucios y parásitos, así como el desempeño general de las larvas, las microalgas ensayadas ofrecen diferentes resultados en la larvicultura de camarón blanco (litopenaeus vannamei).
El mejor tratamiento en el presente ensayo con potencial para ser implementado como estrategia en la alimentación de larvas de camarón blanco (litopenaeus vannamei), en los laboratorios donde se desarrolla esta actividad, es la forma combinada Cyclotella glomerata + Neodelfineis pelágica, dado que este tratamiento presentó los mejores resultados y ofrece mayor confianza a la hora de utilizarlas. la forma combinada de Cyclotella glomerata + Neodelfineis pelágica + Actinocyclus normanii se sugiere como segunda opción de alimentación.
La microalgas Cyclotella glomerata y Neodelfineis pelágica son aceptadas por el bivalvo Crassostrea rizophorae y podrían ser evaluadas en la alimentación de pequeñas larvas de la ostra de mangle.
Temas clave para la Acuicultura.
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CONCLUSIONES GENERALES
165
Bajo las condiciones de estudio se logro obtener siete cepas de organismos planctónicos; cuatro cepas de microalgas (Actinocyclus normanii, Neodelphineis pelágica, Cyclotella glomerata y Ankistrodesmus sp.), una de cladóceros (Moina sp), dos de copépodos (Argyrodiaptomu sp y Thermocyclops sp) y estudiar la existente cepa de rotíferos (Brachionus patulus).
Las microalgas Actinocyclus normanii, Neodelphineis pelágica, Cyclotella glomerata y Ankistrodesmus sp por ser especies nativas tropicales presentan favorable adaptación a las condiciones locales; para su manejo y producción de biomasas frescas el medio de cultivo más apropiado es F/2 de Guillard &Rither con el cual se alcanzan las mayores densidades celulares y las mejores tasas de crecimiento en las cuatro especies.
Las microalgas marinas Neodelphineis pelágica
y Cyclotella glomerata por sus
características de crecimiento en cultivo, su desempeño bajo condiciones de estudio, su tamaño y aceptación por parte de moluscos y larvas de crustáceos, son potencialmente útiles para ser empleadas como partícula nutritiva en la alimentación de diferentes estadios de organismos acuícolas.
La microalga dulceacuícola Ankistrodesmus sp por sus características de crecimiento en cultivo, su desempeño bajo condiciones de estudio, su tamaño y su aceptación por parte de organismos zooplanctónicos, es potencialmente útil para ser empleada como partícula nutritiva en la alimentación y producción de zooplancton.
El rotífero Brachionus patulus por su pequeño tamaño es una posible alternativa para ampliar la disponibilidad de alimento vivo en la nutrición de las primeras fases de peces y crustáceos de agua dulce y por sus características de reproducción y crecimiento poblacional es una especie apta para desarrollar métodos de cultivo.
El cladócero Moina sp por su pequeño tamaño, fácil adaptación a las condiciones de laboratorio, resistencia a la manipulación, características de reproducción y crecimiento poblacional, la hacen una especie apta para desarrollar métodos de cultivo a gran escala, con gran potencial para ser usada como alimento vivo en acuicultura.
CONCLUSIONES GENERALES
166
El copépodo calanoide Argyrodiaptomu sp, por su pequeño tamaño en los diferentes estadios de nauplio y copepodito, adaptación a las condiciones de laboratorio, resistencia a la manipulación, así como sus características de reproducción, es una especies con gran potencial para ampliar la disponibilidad de alimento vivo de pequeño tamaño, en la alimentación de las primeras fases de peces y crustáceos de agua dulce.
El copépodo ciclopoide Thermocyclops sp por presentar habito carnívoro, siendo predadores de larvas iniciales de peces y comprometer la sobrevivencia de las mismas, solo puede ser usado como alimento vivo en la acuicultura en los diferentes estadios de nauplio.
El cladócero Moina sp permite obtener buenos resultados, al ser utilizado como alimento mono específico en la larvicultura de bocachico, por su adecuado tamaño y al ser atractivo como presa gracias a su movilidad y alta disponibilidad en el tiempo, así como su rusticidad y características reproductivas, lo hacen ser una especie recomendable, como alternativa mono específica o en combinación con otro alimento, en la primera alimentación de postlarvas de bocachico ya sea en laboratorio o monocultivo en estanques en tierra.
El uso de las microalgas nativas marinas Cyclotella glomerata, Neodelfineis pelágica y Actinocyclus normanii como alimento para los diferentes estadios larvales del camarón blanco Litopenaeus vannamei, permite realizar la larvicultura de esta especie bajo condiciones controladas.
La microalga Neodelfineis pelágica no es adecuada como dieta única en la larvicultura del camarón blanco Litopenaeus vannamei; posiblemente la digestibilidad o el valor nutritivo de esta microalga no es adecuado para las larvas de camarón en los estadios de Zoea.
La combinación de las microalgas Cyclotella glomerata + Neodelfineis pelágica es una dieta alimenticia con potencial para ser implementado como estrategia en la alimentación de larvas de camarón blanco (litopenaeus vannamei), la forma combinada de Cyclotella glomerata + Neodelfineis pelágica + Actinocyclus normanii se sugiere como segunda opción.
CONCLUSIONES GENERALES
167
La microalgas Cyclotella glomerata y Neodelfineis pelágica son aceptadas por el bivalvo Crassostrea rizophorae y podrían ser evaluadas en la alimentación de pequeñas larvas de la ostra de mangle.
REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS
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