Monitorización durante la anestesia

Monitorización

durante la anestesia para auxiliares veterinarios

Para llevar a cabo cualquier procedimiento anestésico se emplean fármacos que deprimen el sistema nervioso, cardiovascular y respiratorio. La monitorización e interpretación de los cambios fisiológicos del paciente anestesiado es de vital importancia ya que permite la detección y la anticipación de posibles complicaciones y su posible tratamiento, reduciendo la morbimortalidad en el periodo perianestésico.

Elena García Menéndez1 , Lucía Pellegrini de la Viuda1, Laura Dorado Miguel1 y Mario Arenillas Baquero1,2

1Servicio ambulante de anestesiología veterinaria ACV (Comunidad de Madrid) 2Profesor Asociado, Facultad de Veterinaria (Universidad Complutense de Madrid) Imágenes cedidas por los autores Entre las causas más frecuentes de morbimortalidad en pacientes anestesiados destacan la hipotensión, la hipoventilación, la hipoxemia, la hipotermia y algunas arritmias cardiacas. El periodo posoperatorio se considera uno de los más críticos junto con el intraoperatorio, por lo que el paciente debe estar vigilado en todo momento (figura 1). La mayoría de los monitores electrónicos multiparamétricos proporcionan información sobre la función cardiovascular como el electrocardiograma (ECG) y la presión arterial no invasiva (PANI), sobre parámetros relacionados con la ventilación como el porcentaje de hemoglobina saturada con oxígeno (SpO2) y la concentración de dióxido de carbono espirado durante un ciclo respiratorio (EtCO2) y la temperatura corporal. Pero cada vez es más frecuente el empleo de monitorización avanzada en los centros veterinarios, incluyendo parámetros como la presión arterial invasiva (PAI), la espirometría y las fracciones inspirada y espirada de gas anestésico. Existen otros monitores aún en estudio como el Parasympathetic Tone Activity (PTA), que permite evaluar el grado de nocicepción mediante la diferencia de tono simpático o parasimpático en cada momento o el Bispectral Index (BIS), que se emplea para evaluar la profundidad anestésica. El papel del auxiliar consiste en el uso adecuado y conocimiento del funcionamiento de los equipos de monitorización en su centro de trabajo para prevenir complicaciones durante la anestesia del paciente.

Electrocardiograma

El ECG es un registro gráfico continuo y no invasivo de la actividad eléctrica del corazón a lo largo del ciclo cardiaco: despolarización (contracción) y repolarización (relajación) de las aurículas y los ventrículos. Los impulsos eléctricos se generan en el nódulo sinusal y se transmiten a través de células especializadas hacia el nódulo auriculoventricular, haz de His, ramas fasciculares derecha e izquierda y red de Purkinje. Las ondas del ECG aparecen positivas o negativas según la colocación de los electrodos y la actividad eléctrica del corazón. La onda P corresponde a la despolarización que provoca la contracción auricular y en condiciones normales es positiva. El complejo QRS representa la despolarización que provoca la contracción ventricular. • Onda Q: primera onda negativa. • Onda R: primera onda positiva. • Onda S: onda negativa que sigue a la onda R.

• Onda T: indica la repolarización ventricular, lo que provoca su relajación y puede ser positiva, negativa o bifásica. Los electrodos se suelen colocar mediante pinzas conductoras cerca de las axilas en las extremidades anteriores y cerca de los flancos en las extremidades posteriores, o mediante electrodos adhesivos que se pegan a las almohadillas o a la piel previamente rasurada del paciente. Tanto las pinzas como los adhesivos se tienen que colocar directamente en contacto con la piel y lo ideal es impregnarlas con un agente conductor como alcohol o gel para garantizar un buen contacto. Para identificar su posición cada electrodo presenta un color y suelen estar escritas dos siglas que indican su correcta localización: RA right arm (extremidad anterior derecha) electrodo rojo, LA left arm (extremidad anterior izquierda) electrodo amarillo, RL right leg (extremidad posterior derecha) electrodo negro y LL left leg (extremidad posterior izquierda) electrodo verde. Algunos monitores disponen de un quinto electrodo neutro de color blanco que sirve como tierra. Las derivaciones aVR, aVL y aVF son monopolares y el monitor mide la diferencia de potencial desde un electrodo al centro del triángulo de Einthoven (cerca del centro del corazón). Las derivaciones I, II y III son bipolares, esto quiere decir que presentan dos polos, uno positivo y uno negativo, y el monitor mide la diferencia de potencial entre los dos electrodos. La derivación II es las más utilizada en anestesia porque muestra las ondas con mayor amplitud y se detectan arritmias más fácilmente (figura 2). • Derivación I: dirección de RA (-) a LA (+). • Derivación II: dirección de RA (-) a LL (+). • Derivación III: de LA (-) a LL (+). Mediante el uso del ECG se pueden detectar alteraciones en la frecuencia cardiaca como bradicardia o taquicardia y alteraciones en el ritmo (arritmias) como bloqueos auriculoventriculares, ritmos de escape o extrasístoles (figura 3).

Capnografía

La capnografía es la representación gráfica de la presión parcial de dióxido de carbono (CO2) al

El papel del auxiliar consiste en el uso adecuado y conocimiento del funcionamiento de los equipos de monitorización en su centro de trabajo para prevenir complicaciones durante la anestesia del paciente.

A B final de la espiración (EtCO2) durante un ciclo respiratorio. Normalmente, la medición del CO2 se realiza mediante espectrografía infrarroja. Su uso es de gran utilidad ya que proporciona información sobre la acumulación de CO2, monitoriza la ventilación del paciente de forma continua y no invasiva y, además, alerta de posibles fallos en el equipo como reinhalación por agotamiento de la cal sodada o flujo insuficiente de gas fresco. Los valores normales de EtCO2 se encuentran entre 35 y 45 mmHg en el perro y 30 y 40 mmHg en el gato.

La mayoría de los capnógrafos son del tipo sidestream, en los que una pequeña fracción del volumen espirado llega al monitor a través de una línea de muestreo. Este sistema tiene un pequeño retardo (algunos segundos) respecto del momento en que se toma la muestra. Cuanto mayor es la longitud de la línea de muestra, mayor retraso en la lectura. Los capnógrafos mainstream tienen el sensor entre el tubo endotraqueal y el circuito anestésico y permite obtener valores a tiempo real. Sin embargo, no son tan frecuentes en veterinaria porque aumentan el espacio muerto del circuito y son potencialmente más frágiles. La curva normal de capnógrafo presenta varias fases (figura 4): • Fase I (A-B): representa la exhalación de gases del espacio muerto. • Fase II (B-C): resulta de la mezcla de gas del espacio muerto y alveolar. • Fase III (C-D): corresponde al gas proveniente de los alveolos. El valor observado en el monitor (EtCO2) corresponde con el punto más elevado de esta fase (D). • Fase 0 (D-E): representa el inicio de la inspiración. La capnografía es útil para monitorizar: • El metabolismo, mediante la producción de

CO2. • La colocación del tubo endotraqueal y el circuito respiratorio.

La hipotermia (temperatura corporal inferior a 37 ºC, aproximadamente) es una de las complicaciones más frecuentes durante la anestesia.

Figura 4. Curva de capnografía.

C D

E

• La perfusión pulmonar (indirectamente, proporciona información sobre el gasto cardiaco). • La efectividad de la reanimación cardiopulmonar. La interpretación de la morfología de la curva aporta mucha información sobre la ventilación del paciente (figura 5). • Animales gestantes u obesos (figura 5A). • Parada cardiorrespiratoria, embolia pulmonar o disminución del gasto cardiaco (figura 5B). • Fuga en el sistema respiratorio o en la máquina anestésica (figura 5C). • Reinhalación (figura 5D). • El paciente lucha contra el ventilador o por la manipulación del abdomen/tórax por el cirujano (figura 5E). • “Aleta de tiburón”: obstrucción de la vía aérea, por ejemplo, por acodamiento del tubo endotraqueal, moco en su interior, broncospasmo, asma, etc. (figura 5F). • Oscilaciones cardiogénicas, por el cambio en el volumen torácico que provocan los latidos, sobre todo con frecuencias respiratorias bajas (fisiológico) (figura 5G).

Pulsioximetría

La pulsioximetría mide de manera no invasiva el porcentaje de saturación de oxígeno de la hemoglobina en sangre. Emite luz a dos longitudes de onda, roja e infrarroja, las cuales pasan a través de un tejido del paciente desde un LED emisor hasta un fotodetector, midiendo la diferencia de absorbancia entre la desoxihemoglobina (luz roja) y oxihemoglobina (luz infrarroja). El flujo sanguíneo arterial es pulsátil, lo que posibilita que el pulsioxímetro mida la saturación arterial de forma específica, excluyendo sangre venosa, piel, huesos, músculo y grasa. Este monitor aporta información sobre la saturación de oxígeno, la frecuencia de pulso y su ritmo. Actualmente la mayoría incorporan fotopletismografía que permite visualizar la onda de pulso. Puede verse alterado por diferentes factores como el movimiento del paciente o de la pinza (figura 6), sequedad en la lengua, presión excesiva ejercida por la pinza cuando permanece mucho tiempo colocada en una misma zona, artefacto con otros aparatos eléctricos, hipotensión, vasoconstricción periférica, zonas de piel pigmentadas, luz intensa ambiental u otros tipos de hemoglobina. Sin embargo, no aporta información sobre anemia o la perfusión de los tejidos. La colocación más frecuente de la sonda suele ser en la lengua (figura 7). Poner una gasa entre la lengua y el pulsioxímetro puede mejorar la calidad de la señal. En animales con pigmentación en la lengua (Chow Chow, Shar Pei), así como en determinados procedimientos en los que esta localización no es la idónea (cirugía maxilofacial, odontología, oftalmología) se puede colocar en zonas como el prepucio, la vulva, la membrana interdigital o la oreja.

Temperatura

Durante la anestesia, la temperatura corporal del paciente puede verse modificada por la depresión del centro termorregulador, el empleo de fármacos anestésicos o la existencia de patología previa, por lo tanto, es recomendable monitorizarla de manera rutinaria. La temperatura corporal normal en pequeños animales oscila entre 37,8 ºC y 39,2 ºC. Su monitorización es sencilla, y puede realizarse de forma continua a través de sondas acopladas a monitores multiparamétricos (normalmente colocadas en el esófago o en el recto) o con termómetros convencionales para realizar mediciones puntuales.

La hipotermia (temperatura corporal inferior a 37 ºC, aproximadamente) es una de las complicaciones más frecuentes durante la anestesia. Sus consecuencias incluyen el descenso del metabolismo, la infección de la herida quirúrgica, el retraso de la cicatrización, el aumento de los tiempos de coagulación, así como alteraciones cardiovasculares, respiratorias y neurológicas y la incomodidad del paciente. Su prevención debería empezar desde la recepción del paciente y mantenerse durante todo el periodo perianestésico, empleando estrategias para reducir la pérdida de calor como evitar el contacto con superficies frías o corrientes de aire, aislándolo de elementos fríos con mantas o toallas, limitando el rasurado quirúrgico, realizando lavados con soluciones atemperadas, etc., y maximizando el aporte de calor (aire caliente, mantas eléctricas o de agua circulante, sacos de semillas calientes, etc.). Es conveniente prestar atención para no provocar quemaduras, separando o aislando los elementos emisores de calor de los pacientes convenientemente y llevando a cabo la monitorización frecuente de la temperatura corporal. La aparición de hipertermia (temperatura corporal superior a 40 ºC) durante el periodo perioperatorio es infrecuente, pero sus consecuencias son igualmente importantes en los pacientes, pudiendo llegar a provocar taquiarritmias, taquipnea, hipoxia, fallo multiorgánico e incluso la muerte en casos graves. Puede estar causada por determinados fármacos, el empleo de circuitos circulares con bajos flujos de gas fresco, animales con pelaje denso o una temperatura ambiental elevada. Su tratamiento incluye el enfriamiento activo del paciente con fluidoterapia o aire frío, aumento del flujo de gas fresco o uso de sistemas abiertos y el empleo de una fracción inspirada de oxígeno del 100 %.

El control de la presión arterial es fundamental para garantizar una buena perfusión y oxigenación tisular, así como prevenir complicaciones intra y posanestésicas.

Presión arterial no invasiva

El control de la presión arterial es fundamental para garantizar una buena perfusión y oxigenación tisular, así como prevenir complicaciones intra y posanestésicas. En perros y gatos los valores normales durante la anestesia oscilan entre 90-120 mmHg de presión sistólica (PAS), 60-100 mmHg de media (PAM), y 55-90 mmHg de diastólica. Es posible medir la presión arterial de manera invasiva cateterizando una arteria periférica o de manera no invasiva mediante un manguito colocado en una extremidad o la base de la cola. La monitorización no invasiva es sencilla pero poco precisa y puede verse alterada en ciertas situaciones, como con hipovolemia o con vasoconstricción. Puede realizarse mediante el método oscilométrico o mediante Doppler. En ambos casos se coloca un manguito en la cola o una extremidad del paciente que se infla, de manera que colapsa una arteria. Posteriormente, se vacía lentamente, detectando la presión a la que la sangre vuelve a fluir por dicho vaso mediante un manómetro. El método oscilométrico infla el manguito de manera automática y proporciona valores de presión arterial sistólica, media y diastólica. El método Doppler requiere el inflado y desinflado del manguito

de manera manual y el paso de la sangre a través de la arteria se detecta gracias a una señal audible proporcionada por un sensor colocado sobre la proyección de la arteria. El valor que se obtiene es el de la presión arterial sistólica. Para prevenir errores en la medición, los manguitos utilizados deben tener aproximadamente el 40 % de la circunferencia de la extremidad donde se colocan; si son más pequeños pueden sobrestimar la PA, y los más grandes la pueden subestimar. La extremidad en la que se coloca el manguito debe estar a la altura del corazón, si está más alta se debe sumar 7,5 mmHg por cada 10 cm de altura y restarlo en caso de que esté más baja. La hipotensión (PAM <60 mmHg o PAS <80 mmHg) es una complicación muy frecuente. Entre sus causas encontramos hipovolemia, vasodilatación, cardiopatía o aumento del tono vagal. El déficit de perfusión puede provocar lesión renal, cerebral y cardiaca. La hipertensión (PAM >120 mmHg) es menos frecuente y puede estar causada por nocicepción, hipoxia, hipercapnia, enfermedades preexistentes o por el uso de algunos fármacos. Durante periodos prolongados puede provocar retinopatías, isquemia miocárdica, arritmias o daño renal. Lo más frecuente es que surja como consecuencia de un estímulo nociceptivo durante la cirugía.

Bibliografía

• Baker SJ, Pulse oximetry. En: Ehrenwert J, Eisenkraft J,

Berry J (editores). Anesthesia equipment principles and applications. USA: Elsevier Saunders. 2013; p. 256-272. • Bednarski R, Grimm K, Harvey R. AAHA Anesthesia Guidelines for Dogs and Cats. J Am Anim Hosp Assoc. 2011; 47(6):377-385. • Brodbelt DC, Pfeiffer DU, Young LE, et al. Risk factors for anaesthetic related death in cats, results from the confidential enquiry into perioperative small animal fatalities (CEP-

SAF). Br J Anaesth. 2007; 99(5):617–23. • Clark-Price S. Inadvertent Perianesthetic Hypothermia in Small Animal Patients. Vet Clin Small Anim. 2015; 45(5):983-94. • Duke-Novakovski T, Carr A. Perioperative Blood Pressure

Control and Management. Vet Clin Small Anim. 2015; 45(5):965-81. • Egger C. Anaesthetic complications, accidents and emergencies. En: Duke-Novakovski T, de Vries M, Seymor C.

BSAVA Manual of Canine and Feline Anaesthesia and Analgesia. Gloucester: British Small Animal Veterinary Assotiation. 2016; p. 428-444. • Gil L, Redondo JI. Canine anaesthetic death in Spain: a multicentre prospective cohort study of 2012 cases. Vet Anaesth

Analg; 2013:40(6):e57-67. • Grubb T, Sager J, Gaynor JS, Montgomery E, Parker JA,

Shafford H, Tearney C. AAHA Anesthesia and Monitoring

Guidelines for Dogs and Cats. J Am Anim Hosp Assoc. 2020; 56(2); p. 59-82. • Haskins SC. Monitoring anesthetized patients. En: Lumb and Jones. Veterinary anesthesia and analgesia. USA: Willey

Blackwell. 2015; p. 100-108. • Martínez Fernández MA, Martínez Taboada F. Monitorización del sistema respiratorio. En: Sández Cordero I. Manual clínico de Monitorización Anestésica en pequeños animales.

España: Servet. 2019; p. 61-72. • Martínez Pino J. Monitorización ventilatoria. En: Martínez

Pino J. Manual de Ventilación Mecánica en pequeños animales.

España: Multimédica Ediciones Veterinarias. 2018; p. 50-53. • Matthews NS, Mohn TJ, Yang M, et al. Factors associated with anesthetic-related death in dogs and cats in primary care veterinary hospitals. J Am Vet Med Assoc. 2017; 250(6):655–66. • Mosing M. General principles of perioperative care. En:

Duke-Novakovski T, de Vries M, Seymor C. BSAVA Manual of Canine and Feline Anaesthesia and Analgesia. Gloucester:

British Small Animal Veterinary Assotiation. 2016; p. 16-23. • Rodriguez-Diaz J, Hayes G, Boesch J. Decreased incidence of perioperative inadvertent hypothermia and faster anesthesia recovery with increased environmental temperature: A nonrandomized controlled study. Vet Surg. 2019; 49(2): p. 1-9. • Sandez Cordero I. Manual clínico de monitorización anesésica en pequeños animales. España: Servet. 2019; p. 1-16. • Schauvliege S. Patient monitoring and monitoring equipment. En: Duke-Novakovski T, de Vries M, Seymor C.

BSAVA Manual of Canine and Feline Anaesthesia and Analgesia. Gloucester: British Small Animal Veterinary Assotiation. 2016; p. 77-96.