Dr. Antonio F. Guzmán González F.E.A. Microbiología y Parasitología U.G.C. Laboratorio A.G.S. Este de Málaga - Axarquía
U.G.C. Laboratorio Clínico 17 de junio de 2014
HISTORIA
Antonio F. Guzmán González – U.G.C. Laboratorio – 17/06/2014
HISTORIA
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NORMAS GENERALES Rigurosas normas de asepsia Muestra representativa del proceso Cantidad suficiente Evitar contaminación de la muestra Antes de instaurar tratamiento antibiótico IDENTIFICACIÓN CORRECTA DE LAS MISMAS TRANSPORTE LO ANTES POSIBLE
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ORINAS MICCIÓN LIMPIA Orina primera hora de la mañana MUJER
Lavarse las manos Lavarse los genitales (agua y jabón), de delante hacia atrás Separar los bordes genitales Desechar el primer chorro
HOMBRE
Lavarse las manos Lavarse los genitales (agua y jabón), limpiar glande, retraer prepucio mientras comienzan la micción Desechar el primer chorro Antonio F. Guzmán González – U.G.C. Laboratorio – 17/06/2014
ORINAS MICCIÓN LIMPIA NIÑO
Lavar genitales con agua y gasa estéril Secar con otra gasa estéril Colocar bolsita estéril, con la menor manipulación posible Vigilar la salida de orina: Si pasan 30 minutos sin orinar, retirar bolsa y volver a lavar
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SONDA URETRAL PERMANENTE Limpiar extremo distal con alcohol 70% Aspiración directa con aguja y jeringa de 5 – 10 mL Nunca recoger orina de la bolsa de la sonda
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SONDAJE VESICAL Método Aséptico / Personal Entrenado Evitar introducir microorganismos en la vejiga Desechar los 15 – 30 mL iniciales
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PUNCIÓN SUPRAPÚBICA Método Aséptico / Personal Entrenado Asegurarse que la vejiga esté llena y se palpa antes de
la punción Desinfección adecuada de la piel antes de realizar la punción
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SITUACIONES ESPECIALES PROSTATITIS Test de Meares y Stamey – 4 Muestras:
Primer chorro de orina – Microbiota de uretra anterior Chorro medio de orina – Microorganismos en vejiga Secreción prostática tras masaje (Semen tras masturbación) Orina micción espontánea postmasaje / postmasturbación
EPIDIDIMITIS ORQUITIS
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HEMOCULTIVOS MATERIAL NECESARIO Dos Botellas, Aerobia (Verde, FA) y Anaerobia (Naranja, FN) por extracción para Adultos 1 Botella (Amarilla, PF) para Pediátricos Alcohol etílico / isopropílico 70% Solución yodada
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HEMOCULTIVOS OBTENCIÓN DE LA MUESTRA Retirar tapa de plástico de botellas Desinfectar tapones de goma. Utilizar una gasa para cada frasco. DEJAR SECAR COMPLETAMENTE Localizar vena para extracción Desinfección de la zona
1º Alcohol 30 segundos 2º Solución yodada. DEJAR SECAR
Extracción de la muestra e introducción en botella
1º Anaerobio – 2º Aerobio Antonio F. Guzmán González – U.G.C. Laboratorio – 17/06/2014
HEMOCULTIVOS VOLUMEN DE MUESTRA Adultos: Hasta 10 mL Pediátricos: Hasta 3,5 - 4 mL NÚMERO DE MUESTRAS Adultos: 2 Extracciones (Toma 1 y Toma 2)
ROTULAR EXTRACCIONES LUGARES DE VENOPUNCIÓN DIFERENTES 15 – 30 minutos entre extracciones (puede acortarse)
Pediátricos: 1 Extracción (1 frasco)
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HEMOCULTIVOS
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HEMOCULTIVOS
• TOMA 1 / TOMA 2 • POSIBILIDAD CÓDIGOS DE BARRAS DE BOTELLAS Antonio F. Guzmán González – U.G.C. Laboratorio – 17/06/2014
PIEL Y PARTES BLANDAS ANTES DE INICIAR TTO. EMPÍRICO PRECEDIDA DE LIMPIEZA / DESINFECCIÓN BIOPSIAS Y HERIDAS CERRADAS
1º Desinfectar con Clorhexidina 2% / Etanol 70% 2º Pintar con Solución yodada Dejar secar y retirar yodo con etanol antes de tomar la muestra
HERIDAS ABIERTAS
Eliminar material necrótico y tejidos desvitalizados Lavar “a chorro” con Suero Salino Estéril Antonio F. Guzmán González – U.G.C. Laboratorio – 17/06/2014
PIEL Y PARTES BLANDAS MUESTRA DE TEJIDO VIABLE INFECTADO, NO
DE RESTOS SUPERFICIALES MEJOR MUESTRA: OBTENIDA POR ASPIRACIÓN (SIEMPRE QUE SEA POSIBLE) CON AGUJA Y JERINGA, A PARTIR DE LA BASE DE LA LESIÓN SI NO, ENTONCES TORUNDA DE LA PARTE MÁS REPRESENTATIVA
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PIEL Y PARTES BLANDAS ABSCESOS CERRADOS Previa antisepsia de la piel (Alcohol 70% + Sol. yodada) Aspiración con aguja y jeringa, si es posible a través de piel sana Muestra insuficiente: Instilar suero y aspirarlo En tubo estéril. Posibilidad de tapar cono de jeringa con tapón?
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PIEL Y PARTES BLANDAS HERIDAS Y ABSCESOS ABIERTOS Eliminar flora y detritus antes de recoger la muestra Recoger pus con jeringa y aguja, aspirando de zonas profundas si es posible, en tubo estéril Muestra insuficiente: Instilar suero y aspirarlo SI ES NECESARIA TORUNDA - CON MEDIO DE TRANSPORTE
Muestrear aprox. 1 cm2 de los márgenes de avance de la lesión o de la base de la lesión No frotar con fuerza (evitar sangrado) Heridas muy secas: Impregnar torunda con SSE Antonio F. Guzmán González – U.G.C. Laboratorio – 17/06/2014
PIEL Y PARTES BLANDAS PUS Aspiración con jeringa y aguja, de la zona más profunda si es posible, en tubo estéril CURETAJE Y BIOPSIAS Muestra suficiente, evitando zonas necróticas PAAF, biopsia “punch”, cirugía
QUEMADURAS Primero extensa limpieza y desbridamiento Muestra lo suficientemente profunda como para llegar hasta el tejido viable Antonio F. Guzmán González – U.G.C. Laboratorio – 17/06/2014
PIEL Y PARTES BLANDAS
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PIEL Y PARTES BLANDAS
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MUESTRAS CATÉTERES IV SEGMENTO DISTAL DEL CATÉTER En frasco estéril, preferible de boca ancha
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MUESTRAS T. RESP. SUPERIOR EXUDADO FARINGEO-AMIGDALAR Hisopo de Dacron/Alginato Con Medio de Transporte Ayuda de depresor para inmovilizar la lengua Área amigdalar y/o faringe posterior O de cualquier zona inflamada / ulcerada Evitar rozar con úvula, mucosa bucal, labios, lengua Abscesos, Angina de Vincent: Punción/Aspiración
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MUESTRAS T. RESP. SUPERIOR OTITIS EXTERNA Introducir torunda estéril en canal auditivo y Rotar Forúnculo: Aspiración / Desbridamiento quirúrgico Otitis fúngica: Raspado del canal ótico OTITIS MEDIA Timpanocentesis
Extraer fluido por aspiración Evitar contaminación con flora normal del canal auditivo
Pus o exudado: Tomar con torunda del canal externo
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MUESTRAS T. RESP. SUPERIOR SINUSITIS Aspiración de secreciones nasales (Estudio Fúngico) Muestra de elección: Aspiración bajo visión endoscópica
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MUESTRAS T. RESP. INFERIOR FROTIS TRACTO RESP. SUPERIOR Detección Chlamydia, Mycoplasma Aspirados y torundas nasofaríngeas: B. pertussis Medios de transporte específicos ESPUTO Después de un golpe de tos profunda Contener secreciones purulentas representativas TRI Desecharse compuestos por saliva y secrec. postnasales
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MUESTRAS T. RESP. INFERIOR ESPUTO INDUCIDO Inhalación de NaCl 3% mediante nebulizador Interés en detección de Pneumocystis y M. tuberculosis BAS / ASPIRADO TRAQUEAL Aspiración a través del tubo endotraqueal A veces necesario diluir con suero (facilitar recogida)
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MUESTRAS T. RESP. INFERIOR MEDIANTE FIBROBRONCOSCOPIA LAVADO BRONQUIAL
Instilación / Aspiración de SSE en bronquio principal
CEPILLADO BRONQUIAL
Doble Catéter Telescópico (Catéter Telescopado Protegido) Catéter Interno: cepillo con cerdas flexibles Catéter Externo: Ocluido en porción distal por tapón de material reabsorbible
LAVADO BRONCOALVEOLAR
Instilación / Aspiración de SSE en bronquio afectado
BIOPSIA TRANSBRONQUIAL Antonio F. Guzmán González – U.G.C. Laboratorio – 17/06/2014
MUESTRAS T. RESP. INFERIOR
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MUESTRAS T. RESP. INFERIOR
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MUESTRAS OCULARES EXUDADO CONJUNTIVAL Antes de instaurar tto. tópico con colirios Hisopo con medio de transporte Frotar sobre conjuntiva tarsal, de fuera a dentro Mucosa seca: Mojar en BHI, TSB, SSE Chlamydia, Virus: Medio de transporte específico RASPADO CORNEAL Espátulas de Kimura, hojas de bisturí (escobillón??) En caldo Tioglicolato Raspar tanto fondo como bordes de la úlcera Antonio F. Guzmán González – U.G.C. Laboratorio – 17/06/2014
MUESTRAS OCULARES LENTE DE CONTACTO Infección por Acanthamoeba spp. BIOPSIA CORNEAL HUMOR VÍTREO Aspiración con jeringa (quirófano) Vitrectomía y lavado LENTE INTRAOCULAR Remitir al laboratorio en Tioglicolato / SSE EXUDADO PARPEBRAL Torunda humedecida en BHI/TSB Antonio F. Guzmán González – U.G.C. Laboratorio – 17/06/2014
MUESTRAS OSTEOARTICULARES CONSIDERACIONES GENERALES: Evitar recogida de L. Articular y Exud. Periimplante CON TORUNDA ASEPSIA CONTENEDORES ESTÉRILES Y HERMÉTICOS PUNCIÓN – ASPIRACIÓN CON JERINGA Y AGUJA DE L. ARTICULAR O ABSCESO A TRAVÉS DE ZONA SANA DE PIEL
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MUESTRAS OSTEOARTICULARES LÍQUIDO ARTICULAR/SINOVIAL Artrocentesis (Punción-Aspiración) Drenaje por Artroscopia (de elección si es posible) Artrotomía (drenaje quirúrgico abierto) Inoculación directa en frascos de hemocultivos
Aerobio + Anaerobio
Líquidos inflamatorios / hemorrágicos
Posibilidad de coagulación Microbiología: Evitar si es posible anticoagulantes Mejor Heparina sódica y SPS que EDTA o citrato Antonio F. Guzmán González – U.G.C. Laboratorio – 17/06/2014
MUESTRAS OSTEOARTICULARES ABSCESOS Y EXUDADOS PERIIMPLANTES Lesiones cerradas Punción guiada por imagen, 1 – 5 mL En tubo estéril / en la propia jeringa cerrada con tapón BIOPSIAS En recipiente estéril hermético Con SSE recién abierto, evitar desecación
IMPLANTES En recipiente estéril hermético Antonio F. Guzmán González – U.G.C. Laboratorio – 17/06/2014
MUESTRAS S.N.C. L.C.R. Punción Lumbar, 1 – 10 mL, en función de estudios
Espacios intervertebrales L3-L4 o L4-L5
1º Desinfección con Alcohol 2º Solución yodada, clorhexidina – 1 minuto En tubo estéril Punción traumática: Para microbiología nunca añadir
anticoagulante Derivaciones externas: A través de catéter ventricular Derivaciones internas: Catéter o punción directa del reservorio Antonio F. Guzmán González – U.G.C. Laboratorio – 17/06/2014
MUESTRAS INTRAABDOMINALES En contenedores estériles con cierre hermético Sin ningún tipo de conservante NO USAR TORUNDAS LÍQUIDO PERITONEAL Aspiración percutánea (paracentesis) o cirugía Posibilidad de utilizar frascos de hemocultivos
Extraer 20-25 mL, inocular 10 mL en cada frasco Resto: Cultivo directo
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MUESTRAS INTRAABDOMINALES BILIS Aspiración percutánea o cirugía Volumen mínimo 1 mL (1-5 mL) Posibilidad de inocular frascos de hemocultivos
Máximo volumen posible
LÍQUIDO EFLUENTE DE BOLSA Punción de la zona diseñada para administración de fármacos de la bolsa de diálisis más turbia Posibilidad de inocular frascos de hemocultivos Antonio F. Guzmán González – U.G.C. Laboratorio – 17/06/2014
MUESTRAS INTRAABDOMINALES EXUDADOS PURULENTOS Y ABSCESOS Aspiración con jeringa y aguja En tubo estéril NO utilizar TORUNDA BIOPSIAS Y TEJIDOS Procedimientos quirúrgicos En frascos estériles herméticos
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MUESTRAS GASTROINTESTINALES HECES Bacterias, Rotavirus, C. difficile
En recipiente estéril, sin aditivos ni conservantes
Parásitos
SAF, FOR+PVA, MIF+PVA
JUGO GÁSTRICO Aspiración endoscópica En recipiente estéril
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MUESTRAS GASTROINTESTINALES
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MUESTRAS ETS/INF. GENITALES EXUDADO ANAL Torunda con medio de transporte Amies-Stuart Introducir en esfínter anal 3 cm y rotar contra las criptas rectales Evitar contacto con materia fecal EXUDADO BALANO-PREPUCIAL Torunda con medio de transporte Amies-Stuart Frotar en surco balano-prepucial
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MUESTRAS ETS/INF. GENITALES EXUDADO DE GLÁNDULA DE BARTOLINO Posición ginecológica Torunda con medio de transporte Amies Introducir en Glándula de Bartolino Chlamydia, Mycoplasma: Medio transporte especial EXUDADO ENDOCERVICAL Limpiar el moco cervical con torunda seca y desechar
antes de tomar la muestra Comprimir cérvix con espéculo para introducir torunda en el canal (torunda con medio de transporte Amies) Antonio F. Guzmán González – U.G.C. Laboratorio – 17/06/2014
MUESTRAS ETS/INF. GENITALES EXUDADO URETRAL NO ORINAR en las 2 Horas previas Torundas finas con medio de transporte Amies
Si existe secreción abundante, “exprimir” la uretra y recoger No secreción: Introducir 2 cm y rotar suavemente
EXUDADO VAGINAL En días previos a la toma de muestra:
No tomar antibióticos No usar soluciones antisépticas vaginales, óvulos, pomadas No mantener relaciones sexuales en 48 h previas Antonio F. Guzmán González – U.G.C. Laboratorio – 17/06/2014
MUESTRAS ETS/INF. GENITALES Uso de espéculo, no usar lubricantes Torunda con medio de transporte Recoger exudado de:
Zona más abundante Fondo del saco vaginal posterior
Sospecha de N. gonorrhoeae y C. trachomatis
Mejor: Exudado Endocervical En Histerectomizadas: Muestra del fornix posterior
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MUESTRAS ETS/INF. GENITALES SECRECIÓN PROSTÁTICA Después de masaje prostático por vía rectal En frasco estéril de boca ancha y cierre de rosca Técnica de Meares y Stamey SEMEN Mediante estimulación local En frasco estéril de boca ancha y cierre de rosca
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HONGOS PELOS Limpiar lesión con Alcohol 70% o agua destilada estéril Tomar con pinzas todos aquellos pelos de apariencia frágil o fragmentados Enviar en contenedor estéril UÑAS Limpiar lesión con Alcohol 70% Lesiones dorsales:
Raspar la superficie y desecharla Recoger la parte profunda Antonio F. Guzmán González – U.G.C. Laboratorio – 17/06/2014
HONGOS Lesiones subungueales o distales:
Recoger residuos de debajo de la uña con bisturí, eliminando las primeras porciones Si despegamiento de la lámina ungueal es incipiente: Macerar 5-10 minutos con Suero Fisiológico antes de tomar la muestra
Lesiones periungueales:
Tomar escamas o exudado
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HONGOS ESCAMAS PIEL LAMPIÑA Limpiar con Alcohol 70% Raspar borde de la lesión (parte periférica) Colocar gota de agua sobre la lesión (evitar que las escamas vuelen) ESPACIOS INTERDIGITALES Limpiar con Alcohol 70% Raspar con bisturí estéril Si hay exudado, tomar con torunda Antonio F. Guzmán González – U.G.C. Laboratorio – 17/06/2014
MUCHAS GRACIAS
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