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CENTRO NACIONAL DE HOTELERÍA, TURISMO Y ALIMENTOS.

Microbiología de los alimentos.

Informes de laboratorio.

Aprendices: Giobani Escobar, Alejandro Caballero, Emilio Barreto.

Instructora: Alexandra Cucaita

Ficha: 520107 Publicación: 30/08/2014

Los libros son los portadores de la civilización. Sin libros, la historia calla, la literatura, enmudece, la ciencia se paraliza, y el pensamiento y la especulación se detienen. Ellos son motores del cambio, ventanas al mundo, faros que se alzan en el mar del tiempo. “ Barbara Tuchman “

Introducción a la microbiología de los alimentos.

La microbiología de los alimentos es la parte de la microbiología que trata de los procesos en los que los microorganismos influyen en las características de los productos de consumo alimenticio humano o animal. La microbiología de alimentos, por consiguiente, engloba aspectos de ecología microbiana y de biotecnología para la producción.

Los microorganismos como agentes de deterioro de alimentos.

- Alimento deteriorado: aquel dañado por agentes microbianos, químicos o físicos de forma que es inaceptable para el consumo humano.

- Aproximadamente el 20% de las frutas y verduras recolectadas se pierden por deterioro microbiano producido por alguna de las 250 enfermedades de mercado.

- Los agentes causantes de deterioro pueden ser bacterias, mohos y levaduras; siendo bacterias y mohos lo más importantes.

INFORME MANIPULADORES, AMBIENTES, SUPERFICIES.

1. MATERIALES

             

Yeast Glucose Cloranphenicol (YGC) Standard Plate Count (SPC) Eosin Methyl Blue (EMB) Baird Parker (BP) Caldo Lactosado Caldo brilla Caldo Indol Caldo BHI Cajas Petri Erlenmeyer Tubos de ensayo Agua peptonada 0.1% Hisopos Plantilla 20cm2

2. METODOLOGÍA

1.1.

PRUEBA DE AMBIENTES

 Método de sedimentación

El aire, además de las partículas en suspensión, es portador de bacterias, hongos y sus esporas. Por ello, puede ser causa tanto de contaminación de alimentos y superficies como de infecciones en el hombre (infecciones respiratorias, etc.).

Existen distintos métodos para el análisis del aire: sedimentación, filtración, choque en líquidos y precipitación electrostática, entre otros. En esta ocasión realizaremos la prueba por sedimentación en placa, uno de los métodos más sencillos que nos orienta sobre la densidad poblacional microbiana presente en el aire, ya que los niveles varían en función de las corrientes de aire y del tamaño de las partículas en suspensión. Mediante esta prueba, determinaremos los siguientes grupos microbianos:

 

Mohos y levaduras Microorganismos heterótrofos o Mesófilos

Para cada grupo microbiano se seguirá el siguiente procedimiento:

1. Tome un número de cajas con YGC y SPC de tal manera que abarque el lugar a evaluar.

2. Colóquelas sobre una superficie x distantes, ya sea en forma de M, X o Z. 3. Destápelas dejándolas expuestas al ambiente durante 15 min.

4. Selle las cajas y llévelas a incubar: microorganismos heterótrofos a 37°C x 24-24 horas y los mohos y levaduras a 25°C x 5-7 días.

5. Pasado el tiempo de incubación realice el respectivo recuento.

1.2. PRUEBA DE SUPERFICIES

Para llevar a cabo una correcta manipulación de los alimentos es necesario mantener una limpieza adecuada tanto en las superficies de trabajo como en los utensilios que hay que emplear. A no ser que los alimentos hayan sido esterilizados, todos los productos llevarán microorganismos. En la manipulación, el envasado y el almacenamiento de los alimentos, estos microorganismos deben mantenerse en todo momento en niveles que aseguren la calidad microbiológica del alimento.

El objetivo de los análisis microbiológicos de superficies es comprobar el estado higiénico del lugar de trabajo, de modo que evitemos contaminaciones cruzadas durante el procesado

de los alimentos. El método del hisopo es uno de los más antiguos y utilizados ya que sirve para evaluar superficies planas como no planas, mediante esta prueba, determinaremos los siguientes grupos microbianos:

  

Mohos y levaduras Microorganismos heterótrofos o Mesófilos Coliformes totales y Coliformes fecales (E.coli).

 Método 1: Procedimiento de la plantilla por hisopo

1. Tomar la plantilla estéril de 20cm2 y colocarla sobre la superficie a evaluar.

2. Seguidamente humedecer un hisopo estéril en agua peptonada estéril.

3. Frotar la superficie y realizar de inmediato la siembra masiva en superficie del respectivo agar (YGC, SPC, EMB).

4. Llevar a incubación teniendo en cuenta el requerimiento de temperatura para cada grupo microbiano: Mesofilos a 37°C x 24-48 horas, Mohos y levaduras a 25°C x 5-7 días y los Coliformes a 37°C x 24-48 horas.

5. Pasado el tiempo de incubación realice el respectivo recuento.

Nota: Cada vez que se determine un grupo microbiano, deberá cambiarse el punto muestreado en la superficie.

 Método 2: Procedimiento de la esponja o gasa estéril.

1. Con la ayuda de una bolsa de plástico, a manera de guante, tomar la esponja estéril, evitando posibles contaminaciones.

2. Verter unos mililitros de Caldo lactosado a la esponja y muestrear el utensilio, equipo o superficie seleccionada, frotando la esponja por toda el área.

3. Dejar la esponja en el interior de la bolsa, una vez finalice la operación y agregar el resto del Caldo lactosado.

4. Cerrar y marcar la bolsa.

5. Exprimir la esponja varias veces, suavemente.

6. Incubar la bolsa con la esponja a 37ºC durante 24 horas.

7. Pipetear 1ml de caldo lactosado y transferirlo a un tubo con Caldo brilla.

8. Incubar a 37ºC durante 24 a 48 horas.

9. Realizar la lectura observando la presencia de gas y turbidez.

1.3. PRUEBA DE MANIPULADORES

Un alimento puede estar contaminado en su origen o bien puede ser el manipulador quien lo contamine durante el procesado. La persona que va a manipular un alimento tiene una abundante carga microbiana en su piel, pero nunca deberán aislarse de ella bacterias patógenas o que indiquen mala higiene. Por lo tanto, resulta evidente la necesidad de que el manipulador mantenga unas perfectas condiciones de higiene durante el procesado de los alimentos.

El objetivo de un análisis de manipuladores es comprobar que la persona que procesa el alimento no es una fuente de contaminación de éste. Se pueden estudiar: manos, uñas y fosas nasales.

Dentro de este contexto, se realizara el frotis de manos, fosas nasales y faringe para determinar S. aureus, Mesófilos, Coliformes totales, Coliformes fecales (E.coli), Mohos y levaduras, mediante el siguiente procedimiento:

o Fosas nasales y Faringe 1. Marcar las cajas de Agar Baird Parker (Salado de Manitol) como muestra faríngea y nasal respectivamente.

2. Inmovilizar la lengua con un bajalengua.

3. Frotar con un escobillón los pilares amigdalianos, realizar un frotis y sembrar en el Agar Baird Parker (Salado de Manitol).

4. Introducir un escobillón en las fosas nasales y frotarlo suavemente en las paredes, realizar un frotis y sembrar inmediatamente en el Agar Baird Parker (Salado de Manitol).

5. Incubar por 24-48 horas a 37ºC. 6. Observar las cajas de Agar Baird Parker (Salado de Manitol) y buscar colonias negras brillantes con un halo blanco rodeadas de halos claros que contrastan con el medio (Colonias puntiformes amarillas con halos amarillos).

7. Realizar un frotis de cada caja a partir de las colonias de interés y colorearlos con Gram, se deben observar cocos gram positivos agrupados en racimos.

8. Tomar 3 colonias de cada caja y transferirlas a tubos con caldo infusión cerebro corazón (BHI), marcados respectivamente como fosas nasales y faringe.

9. Incubar por 24 horas a 37ºC. 10. Realizar la prueba de la coagulasa: transferir 0.3 ml de cultivo BHI + 0.3ml de plasma fresco, incubar a 37ºC en baño serológico por 4 horas observando cada hora la formación de coagulo.

o Manos Evaluación de contaminación fecal

 Método 1:

1. Frotar un escobillón humedecido con caldo brilla las manos, dedos y uñas del manipulador.

2. Introducir el escobillón dentro de un tubo que contiene Caldo brilla con tubo durham.

3. Tapar bien el tubo.

4. Incubar a 37ºC por 24-48 horas.

5. Realizar la lectura (turbidez y producción de gas indican presencia de coliformes totales).

6. Confirmar la presencia de coliformes Totales, sembrando en placas de Agar EMB. 7. Incubar a 37ºC durante 24 horas.

8. Realizar la lectura observando la presencia de colonias sospechosas de coliformes Totales (Colonias grandes verdosas con brillo metálico).

9. Transferir dos asadas del tubo positivo a un tubo con caldo brilla (con tubo durham) y a uno con caldo indol.

10. Incubar en baño serológico a 45ºC por 24-48 horas, asegurándose de que el nivel del agua cubra el medio de cultivo.

11. Adicionar 5 gotas del reactivo de Kovacs al tubo con Caldo indol, para la determinación de indol.

12. Realizar la lectura (la turbidez y el gas en el tubo de brilla y la producción de indol en el Caldo indol, indican la presencia de coliformes fecales). Recuerde que solo la positividad de ambos tubos, indican la presencia de Coliformes fecales.

 Método 2:

1. Tome un hisopo estéril y humedézcalo en agua peptonada estéril.

2. Seguidamente tome la mano del procesador de alimentos y frote el hisopo en la mano, uñas y espacios interdigitales.

3. Posteriormente, realice la siembra masiva en la superficie de los respectivos agares (BP, EMB, YGC, SPC).

4. Llevar a incubación teniendo en cuenta el requerimiento de temperatura para cada grupo microbiano: Mesofilos a 37°C x 24-48 horas, Mohos y levaduras a 25°C x 5-7 días, Coliformes a 37°C x 24-48 horas y S. aureus a 37°C x 24-48.

5. Pasado el tiempo de incubación realice el respectivo recuento.

Nota: Cada vez que se determine un grupo microbiano deberá cambiarse de hisopo.

Tabla de resultados Medio de cultivo YGC

Carácter Carácter macroscópico microscópico YGC

No aplica

(Yeast Glucose donde la Cloranphenicol) morfología observada correspondió a colonia de color blanco brillante, pequeñas lisas,

N° de colonias

Ygc:18.5/500 1caja:20mlH2O

1

18.5g 500 x 20 18.5g*20/500 X= 0.74g de ygc

y

donde la SPC (Standard Plate morfología Count) observada correspondió a colonia de color blanco brillante, pequeñas y lisas,

Diluciones

No aplica

Spc:23.5/litro 1caja:20mlH2O 23.5

500

x 20 23.5*20/1000 X= 0.47g de spc

30

Imagen

Tabla de resultados Medio de Carácter Carácter cultivo macroscópico microscópico EMB (Eosin Methyl Blue)

No aplica

No aplica

Diluciones

N° de colonias

Emb:37.5/litro 1caja:20mlH2O

0

37.5

Imagen

500

x 20 37.5*20/1000 X= 0.75g de emb

DISCUSIÓN DE RESULTADOS

Las pruebas de microbiología de superficies, ambientes y manipuladores, por los resultados obtenidos en la prueba de manipuladores observo que creció una colonia en el agar, pero en cambio la prueba de ambientes observamos que no creció ningún microorganismo, y puedo afirmar que el ambiente estaba limpio En la de superficie observamos que fue en la que más proliferaron mayor carga microbiana considerándose así como el sitio más sucio y con menos asepsia

RECOMENDACIONES Las recomendaciones serian obviamente para el ambiente y el manipulador cambiar de desinfectante para las manos ya que presentan crecimiento microbiano.

En el área de almacenamiento y recepción del hotel hay que vigilar constantemente el ambiente para que no sea causante de contaminación cruzada

CONCLUSIONES

De lo anterior se puede concluir

que a través de las pruebas de MANIPULADORES,

AMBIENTES, SUPERFICIES se puede medir la carga microbiana de los distintos aspectos a vigilar de las distintas aéreas de almacenamiento de alimentos

BIBLIOGRAFÍA

http://issuu.com/yecana/docs/informe_termninado_de_ambiente_supe_10bfdfce77e 726 Guía de laboratorio de microbiología

INFORME MOHOS Y LEVADURAS

1. MATERIALES

        

Oxitetraciclina Glucosa Agar (OGY) Oxitetraciclina Cajas petri Erlenmeyer Tubos de ensayo Morteros Agua peptonada Puntas estériles Micropipetas

2. METODOLOGIA

1. Tomar 10g de muestra y macerarla. En caso que la muestra sea liquida tome 10mL en una probeta estéril.

2. Agregar la muestra al Erlenmeyer que contiene 90mL de agua peptonada.

3. Realice diluciones seriadas hasta 10-3.

4. Siembre por duplicado todas las diluciones.

5. Incubar a 22°C +/- 2 durante 5-7 dias.

Muestra de 10g 90mL 9mL H2O H2O Peptonada

Sembrar en profundidad

10-1

10-2

10-3

2x

Figura 1. Esquema del procedimiento de recuento de Mohos y levaduras en alimentos.

Tabla de resultados Medio de cultivo

Carácter macroscópico

Carácter microscópico

Diluciones

YGC

YGC

No aplica

Ygc:18.5/500 1caja:20mlH2O

(Yeast Glucose donde la Cloranphenicol morfología ) observada correspondió a colonia de color blanco brillante,

18.5g 500 x 20 18.5g*20/500 X= 0.74g de ygc

N° de colonias     

125 321 452 148 333



481

Imagen

pequeñas y lisas,

DISCUSIÓN DE RESULTADOS

Las pruebas de microbiología de mohos y levaduras, por los resultados obtenidos en la prueba que creció un mismo morfotipo de colonia en los agares, a razón de esto en las diluciones seriadas en referencia (10-1,10-2,10-3) con duplicado disminuyeron la cantidad de microorganismos

RECOMENDACIONES

Tener en cuenta que los mohos y levaduras son indicadores de humedad y mal almacenaje de los productos sin mencionar que al consumir un alimento con estas características a largo plazo puede ser maligno para el organismo como tal.

CONCLUSIONES

De lo anterior se puede concluir que a través de las pruebas de mohos y levaduras se puede medir la carga microbiana de los distintos aspectos a vigilar de las distintas aéreas de almacenamiento de alimentos

BIBLIOGRAFÍA

http://issuu.com/yecana/docs/informe_termninado_de_ambiente_supe_10bfdfce77e 726 guía de laboratorio de microbiología

INFORME DE CLOSTRIDIUM

1. MATERIALES

             

Tubos con 9mL de agua peptonada.

Erlenmeyer con 90mL de agua peptonada.

Pipetas Micropipeta Puntas azules Tubos de 10mL estériles Gradillas Jarra de anaerobiosis Baño de María Agar Sulfito Polimixina Sulfadiazina (SPS) Incubadora Cuchillos, tenedores y cuchara Balanza Papeles de pesado

2. METODOLOGÍA

Preparación de la muestra Realizar diluciones seriadas hasta 10-3 bajo cabina de flujo laminar.

Procedimiento

1.

2.

3.

4.

5.

6.

7.

Pipetear 1mL de cada una de las diluciones en tubos estériles.

Colocar los tubos en baño de María a 80°C durante 10min.

Dejar enfriar rápidamente en agua corriente.

Verter 9 ml del Agar SPS en los tubos mediante siembra en profundidad.

Agitar y dejar solidificar.

Colocar las cajas en camara de anaerobiosis e incubar a 35°C+/-2 durante 72 horas.

Sembrar em forma de sandwich

Tabla de resultados Medio de cultivo SPS

Carácter Carácter macroscópico microscópico Sps

(Agar Sulfito No se obtuvo Polimixina morfotipos Sulfadiazina)

No aplica

Diluciones

Sps:18.5/500 3caja:20mlH2O

N° de colonias

Imagen

No aplica

18.5g 500 x 60 18.5g*60/500 X= 2.22g de sps

DISCUSIÓN DE RESULTADOS

Las pruebas de microbiología de clostridium , por los resultados obtenidos que no creció ningún morfo tipo de colonia en los agares, a razón de esto en las diluciones seriadas en referencia (101,10-2,10-3) con duplicado obtuvieron los mismos indicadores

RECOMENDACIONES

Tener en cuenta este microorganismo (clostridium) no creció en ninguna disolución en sándwich, por esta razón se piensa o mejor es lo más probables que la tomo de muestras fue mal tomada.

Seguir el procedimiento paso a paso

CONCLUSIONES

De lo anterior se puede concluir que a través de las pruebas de clostridium se puede medir la carga microbiana de los distintos aspectos a vigilar.

BIBLIOGRAFÍA

http://issuu.com/yecana/docs/informe_termninado_de_ambiente_supe_10bfdfce77e 726 guía de laboratorio de microbiología