Fish Anesthesia

Anesthesia in Fish By: Dr. Craig Harms

Section: Overview Anesthesia is the loss of sensation and loss of the ability to feel pain. Fish are anesthetized for a variety of procedures such as examination, transportation, diagnostic sampling and surgery. Since many of these procedures are more easily performed out of the water, a condition objectionable to most fish, effective restraint is essential. Chemical immobilization is usually less stressful and traumatic than physical restraint for minor procedures, and for major procedures the use of an anesthetic agent is required. When necessary, overdose of anesthetic agents is an acceptable means of euthanasia.

Anesthesia for fish is usually delivered in the water, and is therefore essentially inhalation anesthesia (like gas anesthesia for mammals), as the anesthetic agent is absorbed across the gills. Injectable anesthetics commonly used in mammals are less effective in most fish species.

For short-duration of less than 5 minutes diagnostic procedures such as skin scrapings and gill biopsies, inexact addition of anesthetics "to effect" have traditionally been used. In this approach, the anesthetic is sprinkled or poured into the water until the fish loses balance and becomes non-responsive. The procedure is then performed as quickly as possible and the fish is returned to anesthetic-free water to recover.

While this approach can work for minor procedures, it is not advised for longer, more intricate surgery. Continuous delivery to the gills of known concentrations of anesthetic in water is required for longer procedures. A low-cost and portable recirculating system utilizes a standard power head pump, flexible plastic tubing and clamps, an open cell foam surgery platform cut to fit the patient, and an acrylic support fitted to an aquarium of suitable size. The fish is put under anesthesia by immersion in a separate tank with a known concentration of anesthetic, and then removed to the surgery platform. Water containing anesthetic is pumped from the tank and over the gills, and percolates through the foam platform and off the acrylic support back into the tank for recirculation. Fish can be maintained on anesthesia for procedures lasting over two hours with such systems.

Anesthetic Agents A wide variety of anesthetic agents have been used in fish. Two of the more commonly used anesthetics today are tricaine methanesulfonate (MS-222) and eugenol. Isoflurane, an anesthetic used in vaporizers for gas anesthesia of mammals and birds, may also be mixed into water for fish anesthesia, although precise dosing and volatization are problems.

Tricaine is the most commonly used fish anesthetic. It comes as a fine white powder which can be weighed for the proper dose, or premixed in a convenient stock solution for addition to the anesthesia tank by volume. Tricaine solutions are acidic and they should be buffered prior to use with sodium bicarbonate (baking soda).

An alternative to tricaine is eugenol, the active ingredient of clove oil. Eugenol has been used widely in koi for minor procedures, but has a limited history of use for major surgery. Eugenol is not completely soluble in water and may be diluted in 95 percent ethanol for a stock solution. Eugenol produces similar effects as tricaine at Lower doses.

Cold Is Not An Anesthetic Chilling a fish in the refrigerator is one way to slow it down and reduce responsiveness. While the fish is then easier to handle, cold does not eliminate the sensation of pain. Furthermore, chilling the fish can impair its immune system and may make it more susceptible to infections following the procedure. Chilling is NOT recommended as an alternative to anesthesia for restraint.

Anesthetic and Pre-anesthetic Considerations Prior to anesthesia, your veterinarian will request that you not feed your fish for one feeding cycle. A fish with a full stomach may regurgitate under anesthesia and clog its gills partially and foul the water. Separate supplies of water for anesthesia induction, anesthesia maintenance and anesthesia-free water for recovery should be available before starting any procedure.

Minimize stress on the fish, as an excited fish will not experience a smooth anesthesia event. Dim lights help reduce stimulation of the fish. The fish should be handled carefully (and minimally) to avoid abrasions and loss of protective mucus.

The anesthesia water needs to be well aerated, because under anesthesia, breathing (gilling) will be reduced. Fish being induced with anesthesia may go through an excitement phase as inhibitory neurons are depressed and before anesthesia is achieved, so a cover on the induction tank is a good idea. Skin and fins must be kept moist throughout the out-of-water experience for the fish.

Anesthetic Delivery Systems Anesthetics can be delivered by immersing the fish in a tank or bucket of water containing the anesthetic, or once out of water by a recirculating or non-recirculating system. In a non-recircultating system, anesthesia water passes only once over the gills and then goes to a waste collection. In a recirculating system the anesthesia water is collected in a sump and delivered repeatedly to the gills. In both systems anesthesia water can be delivered through tubing sized to fit the fish's mouth, by gravity feed, manually, for example, pushed from a large syringe or turkey baster, or mechanically as described above with a power-head pump. Non-recirculating systems work best for small fish and short procedures.

Anesthesia Recovery For recovery from anesthesia the fish is placed in anesthetic-free water. If it is not respiring (gilling) well on its own, water is directed over the gills by pulling the fish forward through the water or by using a syringe or pump. Respirations will gradually strengthen, normal upright attitude will return, and the fish will resist restraint. Even once the fish is recovered and appears outwardly normal, it may remain hypoxic (low blood oxygen levels) for some time, so maintaining adequate aeration of the water is important.

Anesthesia Multiple agents have been utilized to provide anesthesia in fish. Koi ar not considered food fish but for food fish only tricaine methanesulfonate has gone through the process to receive approval as new animal drugs in fish.

Tricaine methanesulfonate There is only one officially approved agent for use in food fish, Tricaine methanesulfonate (MS-222) which is sold by two manufacturers under the trade names of Tricaine-S速 and Finquel速. The manufacturers suggested starting dosage and directions are included with the drug. In solution, Tricaine methanesulfonate is very acidic and can burn the gills if left unbuffered. It is sold as a powder which readily mixes with water. For our water conditions, two parts sodium bicarbonate are added to the water for each part of this anesthetic. It may be prudent to check the pH of the water after addition of MS-222. to ascertain adequate buffering has been achieved. There is a 21 day withdrawal time for food fish for MS-222.

Isoflurane...

Isoflurane may be dissolved in water by injecting the solution through a fine gauge needle underwater and mixing. Isoflurane is utilized for human anesthesia in a vaporized form. It is very safe and has been utilized for extensive surgical procedures in koi. It is a controlled substance and expensive. While safe and effective, more economical alternatives are available to immobilize koi for venipuncture.

Clove oil and its derivatives...

Clove oil, as commonly sold, varies from lot to lot in the strength and composition of its components. The major active ingredients are 85-95% eugenol with the balance isoeugenol and methyleugenol There is some debate as to how good of an anesthetic agent it is. It has been widely utilized for years. It is inexpensive and readily available without a prescription. A starting dose might be 0.5 ml per gallon of water.

As clove oil does not mix readily with water, steps must be taken to ensure the oil is evenly mixed with the water in the anesthesia water. Some put a measured amount of clove oil in a vinyl bag, add water and shake vigorously. This is then mixed with the rest of the water in the anesthesia tub. Another approach is to mix the clove oil with ethanol then add it to the water in the anesthesia container. Perhaps the simplest and easiest method is to use a small jar with a screw top. Tap or hose water is used to fill the jar approximately half full. A measured amount of clove oil is added to the jar (using a syringe without the needle), the lid is tightened, and the jar is vigorously shaken. The resultant emulsion is added to the water in the anesthesia

container. If tap water is used to emulsify the clove oil in the jar, the interior of the jar does not have to be disinfected between groups of fish being tested.

Clove oil is not approved for use in fish for human consumption.

Induction of anesthesia...

Regardless of the anesthetic agent utilized, the fish should be fasted the day before induction. Containers containing the anesthetic agent of choice should be aerated.

Traditional koi bowels, Rectangular measuring tubs, and various Rubbermaid type containers have been commonly utilized.

Anesthesia in aerated containers

Regardless of the anesthetic agent utilized, the koi should be carefully monitored which in anesthetic solution. Initially many koi will undergo a phase of hyper excitation with very rapid gill movement. As the anesthetic agent takes effect, gill retractions will slow and many koi will roll on their side. Only when the koi is adequately relaxed should venipuncture be done. A moving tail can easily bend a 22 gauge needle.

In the event the fish appears over sedated and gill retractions become to slow, it is helpful to have another container of aerated pond water available. The sedated koi can be partially recovered in this container.

Big fish usually take much longer than smaller fish to achieve adequate anesthesia for venipuncture. Once experience in blood drawing, it frequently is efficient to anesthetize several fish at a time, especially when two or more are drawing blood.

After an adequate level of anesthesia has been induced, the fish is carefully supported and transferred to a container containing aerated water for the drawing of the blood sample.

การทดสอบการวางยาสลบในปลาโดยใช Isoflurane การเลี้ยงสัตวน้ําไดมีการนําเอายาสลบมาใชกันมากขึ้น เพื่อลดการบาดเจ็บ ความเครียด ในการจับ ปลา และการขนสง นอกจากนี้การใชยาสลบเพื่อทําใหปลาหมดความรูสึกในระหวางการทําศัลยกรรม ปจจุบันมีการใชยาสลบหลายชนิดในปลา เชน MS-222, benzocaine, metomidate, phenoxyethanol และ quinaldine (Guo et al., 1993) รวมถึงมีการใชน้ํามันกานพลู ซึ่งเปนผลิตภัณฑธรรมชาติจากพืชสมุนไพร สวนการใชยาสลบ Isoflurane ในสัตวน้ํา ยังไมเปนที่แพรหลาย ดังนั้นจึงทําการทดลองเพื่อหาปริมาณยาที่ เหมาะสมที่ไมเปนอัตรายตอสัตวน้ํา ซึ่งเปนทางเลือกหนึ่งสําหรับผูใชยาสลบในสัตวน้ําตอไป

การวางยาสลบในปลาจะทําการวางยาสลบใหปลาอยูใ นระยะที่ 2-3 โดยปลาจะเริ่มสูญเสียการทรง ตัว และการตอบสนองตอสิ่งกระตุน แตยงั คงมีการหายใจอยู อุปกรณ 1. Isoflurane 2. ถุงพลาสติกใส 3. กลองโฟม 4. ถังความจุ 1,000 ลิตร (ใชกลองดมยาสําหรับสัตวทดลองแทน) 5. ไซริงคสําหรับวัดปริมาตรน้ํา 6. ไมบรรทัดวัดความยาวปลา 7. เครื่องชั่งน้ําหนักปลา 8. นาฬิกาจับเวลา

วิธีการทดลอง 1. นําปลาขนาดเล็กประมาณ 10 ตัว เพื่อวางยาสลบ 2. อดอาหารเปนเวลา 24 ชั่วโมงกอนทําการศึกษา 3. เตรียม Isoflurane ปริมาตรที่จะทําการทดสอบ 1ml, 2ml, 3ml, 4ml และ 5 ml 4. บันทึกเวลาในการนําสลบ ตั้งแตปลาสัมผัสยาจนถึงสลบ (สลบจนหงายทอง) ซึ่งปลาจะแสดงอาการ สูญเสียการทรงตัว ไมเคลื่อนไหว ไมมีการเกร็งตัว หายใจชา 5. บันทึกเวลาที่ปลาฟนจากการสลบโดยนําปลาไปวางในน้ําสะอาด และจับเวลาจนกระทั่งปลา สามารถกลับมาวายเหมือนปกติ ผลการทดลอง วัดอุณหภูมิของน้ําประมาณ 33 ºC อดอาหารปลาเปนเวลาประมาณ 21 ชม.

ขนาดยา (ml/litre) 1 ml./1 litre 2 ml./2 litre 3 ml./2 litre 4 ml. /2 litre 5 ml. /2 litre

ระยะเวลาที่ปลาสลบ (นาที) ปลาตัวที่ ปลาตัวที่ 1-5 6-10 50 วินาที 1.05 2.48 1.17 1.27 1.04 2.13 2.54 2.17 2.12

ความยาว(ซม.)/ น้ําหนัก (ขีด)

ความยาว(ซม.)/ น้ําหนัก (ขีด)

ปลาตัวที่ 1-5

ปลาตัวที่ 6-10

19/1 18/1 17/1 22/2 15/1

23/2 19/1 21/1.5 16/1 20.5/1.5

ระยะเวลาที่ปลาฟนจากสลบ (นาที) ปลาตัวที่ 1-5 ปลาวายเปนปกติ 10 วินาที 1.16 1.23 2.34 3.30

ใชน้ํา 2 ลิตร เนื่องจากการใชน้ํา 1 ลิตร ปริมาณน้ําไมทว มตัวปลา จากตารางนี้ การวางยาสลบดวย Isoflurane สามารถวางยาสลบในปลานิลได

ปลาตัวที่ 6-10 ปลาวายเปนปกติ 1.30 1.09 1.27 2.47 3.10

อุปกรณ และขั้นตอนในการทดลอง 1. ปลาที่จะนํามาทดลอง และใหออกซิเจนโดยเครื่องผลิตออกซิเจน

2. ทําการเตรียมุปกรณ และ ยาสลบ Isoflurane

น้ําสะอาด

น้ําผสมยาสลบ

ปลา 10 ตัว

3. การสลบของปลา เมื่อปลาสลบจนหงายทองแลวก็นําปลาขึ้นมา เนือ่ งจากถาใหปลาอยูในน้ํา ปลาจะ ไดรับยาที่เกินขนาด และตายได

4. นําปลามาวัดขนาด และชั่งน้าํ หนัก

5. การนําปลามาทําใหฟน จากการสลบ

ปลาที่ฟนแลวสามารถวายน้ําไดเปนปกติ

การทําใหปลาที่สลบ ฟน และสามารถวายน้ํา เปนปกติ โดยนํามาใสในน้ําที่สะอาด และให ออกซิเจน

6. ปลาที่ฟนจากยาสลบ และวายน้ําเปนปกติ

โรคปลานิล ผูชวยศาสตราจารยชนกันต จิตมนัส คณะเทคโนโลยีการประมงและทรัพยากรทางน้ํา เมื่อเร็ว ๆ นี้ กรมประมงไดจัดใหมกี ารอบรมเตรียมความพรอมใหกับเกษตรกรเพื่อเพิ่ม ศักยภาพการผลิตปลานิลของไทยใหสามารถแขงขันในตลาดโลก จริง ๆ แลวเกษตรกรไดเลี้ยงปลา นิลมานานแลว มีการสงเสริมใหเลี้ยงทั้งแบบยั่งชีพและเชิงพาณิชย เนือ่ งจากเปนปลาที่เลี้ยงงาย โต เร็ว อยางไรก็ตามอุปสรรคที่สําคัญอยางหนึ่งของการเพาะเลี้ยงปลานิล ก็คือ โรคปลานิล โดยระยะ หลังปลานิลเปนโรคไดงายขึน้ เพราะเกษตรกรนิยมปลอยหนาแนนมากและขาดการจัดการที่ดี รวมทั้งสภาวะแวดลอมทีแ่ ยลง มีความแปรปรวนสูง การจัดการสุขภาพปลานิลจึงเปนวิธีการที่ใชในเพื่อวางแผนปองกันไมใหปลาเกิดโรคและ มีความจําเปนอยางยิ่ง เนือ่ งจากหากปลานิลเปนโรคแลวโอกาสที่จะรักษาทําไดยากมากและเปน การเพิ่มตนทุนที่สูงขึ้นมากจนทําใหผูเลี้ยงไมสามารถแบกภาระได รวมทั้งไมเปนที่ยอมรับของ ผูบริโภค ดังนั้นการที่จะประสบผลสําเร็จในการเพาะเลี้ยงสัตวน้ํา จะตองมีการจัดการสุขภาพสัตว น้ําที่ดี อันไดแก การเตรียมบอที่ดี มีการรักษาความสะอาดบอ เครื่องมืออุปกรณที่ใช เพื่อลดโอกาส ความเสี่ยงในการเกิดโรคและแพรระบาดของโรคสัตวน้ํา การใชลูกพันธุปลาที่แข็งแรง การจัดการ คุณภาพน้ําที่ดี ไมใชยาและสารเคมีตองหาม การใหอาหารที่ดีมีคุณภาพสูง ทําใหสัตวน้ําโตไว ได ผลผลิตสูงคุณภาพดี ไมมียาปฏิชีวนะตกคาง สรางกําไรสูงแกผูเลี้ยงและไมทําลายสิ่งแวดลอม

ภาพที่ 1 การอนุบาลลูกปลานิลกอนปลอยลงในบอ จะชวยเพิ่มอัตรารอด การเฝาสังเกตพฤติกรรมและการกินอาหารของปลาอยางสม่ําเสมอ จะมีสวนชวยในการ ตรวจสอบเบื้องตนวา ปลาเกิดปญหาหรือไม จะชวยใหมกี ารแกไขสถานการณไดอยางรวดเร็ว กอนที่ปลาทั้งกลุมจะปวยอยางรุนแรง เมือ่ ปลาเกิดโรค สิ่งแรกที่เกษตรกรคิดถึงหรือถามถึงก็คือ

1

ควรใชยาหรือสารเคมีตัวไหนดี ซึ่งเปนความคิดที่ไมคอยถูกตองนัก เราตองมีการตรวจวินิจฉัยโรคที่ รวดเร็ว ถูกตองแมนยํา วา โรคดังกลาวมีสาเหตุมาจากคุณภาพน้าํ ในบอ การเปลี่ยนแปลงของ สิ่งแวดลอมหรือคุณภาพอาหารหรือไม เพื่อหาแนวทางแกไขและปองกันการแพรระบาดโรค

ภาพที่ 2 ควรสังเกตพฤติกรรมและการกินอาหารของปลาอยางสม่ําเสมอ ผูเลี้ยงปลาจะตองทราบและคุนเคยวา ปลาที่ปกติมีลักษณะของพฤติกรรมเปนอยางไร ซึ่ง สวนใหญเราจะไมไดมองเห็นปลาที่อาศัยอยูในบอ ยกเวนเวลาใหอาหาร และจะสังเกตเห็นปลาได ชัดเมื่อปลาเปนโรคคือมีปลาตายหรือปลากําลังใกลตาย เราจึงตองระมัดระวังเพือ่ ตรวจวาปลาเริ่ม จะปวยกอนทีป่ ลาจะตาย เพือ่ ที่จะไดแกไขปญหาไดทันเวลา ปลาที่ปวยจะเฉื่อยชาและไมกินอาหาร อาจมีการแขวนลอยตัวอยูทผี่ ิวน้ํา ขึ้นเกยอยูตามขอบบอ หรือเอาตีสีขางบอ พฤติกรรมของปลาที่ ผิดปกติเหลานีจ้ ะเปนตัวบงชีว้ า ปลาสออาการของโรคเกิดขึ้น นอกจากนี้ลักษณะทางกายภาพที่ เปลี่ยนไป ไมวาจะเปนฝ การตกเลือด ครีบหักกรอน ทองบวม ตาโปน หากพบวา ปลามีลักษณะ ผิดปกติ เราควรนําปลาไปตรวจวาปลามีการติดเชื้อปรสิตหรือแบคทีเรียหรือไม พรอมทั้งมีการ ตรวจสอบคุณสมบัติของน้ําควบคูไปดวย

ภาพที่ 3 หากสังเกตเห็นปลาขึ้นมาลอยหัวในตอนเชา ควรตรวจสอบปริมาณออกซิเจนในน้ํา

2

ถาคุณคิดวาปลานิลเริ่มปวย สิ่งแรกที่ตองกระทําคือการตรวจสอบคุณสมบัติของน้ํา หาก ไมมีเครื่องมือในการตรวจสอบคุณสมบัติของน้ําใหติดตอกับหนวยงานของกรมประมงหรือ นักวิชาการสงเสริมการเกษตร ในบางพื้นที่นักสงเสริมการขายจะมีเครือ่ งมือตรวจสอบคุณสมบัติ ของน้ําขนาดเล็กที่ชวยใหคําตอบเราไดวา คุณสมบัติของน้ํานาจะมีผลทําใหปลาปวยหรือไม ผูเลี้ยงปลาควรตระหนักวา การลงทุนเพียงเล็กนอยในการซื้อชุดตรวจสอบคุณสมบัติของน้ําใน ราคาเพียงเล็กนอยสามารถปองกันความเสียหายมากมายมหาศาลที่อาจจะเกิดขึ้นกับการตายของ สัตวน้ํา

ภาพที่ 4 จํานวนกระชังปลาและความหนาแนนของปลาที่ปลอย ควรมีความสัมพันธกบั คุณสมบัติของน้ํา ปจจุบันปญหาการตายของปลานิลในบอและกระชังบอยครั้ง มีสาเหตุมาจากปริมาณ ออกซิเจนที่ละลายน้ําที่ต่ํา โดยเฉพาะในชวงหนารอน ปลาจะเครียดและออนแอ ดังนั้นเราตองมี เครื่องชวยเพิ่มออกซิเจนไวใชงานยามฉุกเฉิน ปริมาณแอมโมเนียที่สูงเปนสาเหตุหนึง่ ที่เหนีย่ วนํา ใหเกิดการระบาดของโรคปลาได หากเปนไปไดควรมีบอพักน้ําหรือแหลงน้ําที่สะอาดเพื่อการ เปลี่ยนถายน้ํา โดยทั่วไปเราจะตองตรวจสอบปริมาณออกซิเจนในน้ํา แอมโมเนีย ไนไตรทและ ความเปนกรดดางของน้ําเปนประจํา เนื่องจากคุณสมบัติของน้ําเหลานี้มีผลในการตรวจสอบการ ระบาดของโรค การบันทึกคุณสมบัติของน้ําประจําวันจะเปนตัวอางอิงเมื่อมีการระบาดของโรค ในการ บันทึกควรบันทึกวันที่ปลอยปลา ขนาดของปลาที่ปลอย แหลงที่มาของปลา อัตราการใหอาหาร อัตราการเจริญเติบโต จํานวนปลาที่ตายในแตละวันและคุณสมบัติของน้ํา ขอมูลเหลานี้จําเปน สําหรับนักวิชาการเพื่อใชประกอบการตรวจวินจิ ฉัยโรคและแกไขปญหา การบันทึกขอมูลอยาง ละเอียดถูกตอง การบรรยายลักษณะอาการและพฤติกรรมของปลาที่ปวย ผลของการตรวจสอบ คุณสมบัติของน้ํา จะมีสว นชวยในการวิเคราะหโรคไดอยางดี

3

ชนิดของโรคปลานิล โรคปลาสามารถแบงไดเปน 2 ชนิดหลัก ๆ คือ โรคติดเชื้อ (infectious diseases) และโรค ไมติดเชื้อ (non-infectious diseases) โรคติดเชื้อมีสาเหตุมาจากเชื้อโรคซึ่งสวนใหญพบไดทั่วไปใน สิ่งแวดลอมหรือติดมากับปลาซึ่งเปนพาหะของโรค โรคเหลานี้สามารถติดตอกันได (contagious diseases) และตองการการรักษาจัดการเพือ่ ที่จะควบคุมการระบาดของโรค ในทางตรงกันขาม โรค ไมติดเชื้อซึ่งเกิดจากสภาวะแวดลอมอันไมเหมาะสม การขาดสารอาหาร ความบกพรองทาง พันธุกรรม เปนโรคซึ่งไมติดตอและไมสามารถใชยาในการรักษาได โรคติดเชื้อ อาจมีสาเหตุเกิดมาจากไวรัส แบคทีเรีย ปรสิตหรือเชื้อรา โรคที่เกิดจากปรสิต ปรสิตพบไดทั่วไป โดยเฉพาะบริเวณเหงือกและผิวหนัง ปลาจะมีเมือกมากผิดปกติ เพื่อพยายามทีจ่ ะกําจัดปรสิตใหหลุดออกไป อาจสังเกตเห็นแผลตามลําตัว ปรสิตบางชนิด กอใหเกิดมีจุดขาว ๆ บนลําตัว สีของลําตัวปลาที่มีปรสิตเกาะอาจจะซีดหรือเขมผิดปกติ วายน้ําทุรน ทุราย ทําใหปลาระคายเคือง น้ําหนักลด ตัวอยางของปรสิตที่พบบอยในปลานิลไดแก 1. เห็บระฆัง (Trichodina sp.) มีลักษณะคลายระฆังคว่ํา มีขนเล็ก ๆ รอบตัว (cilia) บริเวณผิวดานลางมีอวัยวะยึดเกาะตัวปลา คลายกงจักร ปรสิตนี้พบในเหงือกและผิวตัวปลานิลเกือบทุกตัว ปลาที่มีปรสิตพวกนี้เกาะมาก ๆ จะ ไมคอยกินอาหาร วายน้ํากระวนกระวาย พลิกตัวไปมา มีการใชสําตัวสีผนังบอเพือ่ ใหปรสิตหลุด ออก และอาจทําใหลูกปลาตายในปริมาณมากได พบระบาดในบอที่มกี ารเลี้ยงปลาหนาแนนสูงและ มีสารอินทรียสูง การปองกันดีกวารักษา เพราะปรสิตนีแ้ พรไดรวดเร็ว การปองกันทําโดยตรวจปลา กอนที่จะนํามาเลี้ยง หากปลามีปรสิตติดมาตองกําจัดโดยการใชฟอรมาลิน 25 – 50 ซีซีตอน้ํา 1,000 ลิตร

ภาพที่ 5 เห็บระฆัง

4

2. ปลิงใส (monogenes) สวนใหญพบเกาะอยูต ามซี่เหงือกและบริเวณผิวหนัง ทีพ่ บบอยในปลาน้ําจืด คือ ไจโรแดคทิลัส (Gyrodactylus sp.) และแดคทิโรไจรัส (Dactyrogyrus sp.) สวนปลิงใสที่มักพบในปลานิล ชื่อวา ซิคลิโดไจรัส (Cichlidogyrus sp.) ปลาที่มีปรสิตพวกนี้เกาะอาจจะมีสีตัวเขมกวาปกติ กินอาหาร นอยลง หากมีเกาะบริเวณซี่เหงือกในปริมาณมาก ทําใหเหงือกบวม อักเสบและการแลกเปลี่ยน อากาศของปลาลดลง มีผลใหปลาตายไดเชนกัน พบปรสิตกลุมนี้ในปลาเกือบทุกชนิด วิธีการรักษา เชนเดียวกับเห็บระฆัง คือ ใชฟอรมาลิน 25 – 50 ซีซีตอน้ํา 1,000 ลิตร

ภาพที่ 6 ปลิงใสที่มักพบในปลานิล ชื่อวา ซิคลิโดไจรัส (Cichlidogyrus sp) 3. โรคเห็บปลา ปลาที่มีเห็บปลาเกาะจะสังเกตเห็นพยาธิรปู รางกลม สีเขียวปนน้ําตาล ขนาด เสนผาศูนยกลางประมาณ 5 – 7 มิลลิเมตร พบตามลําตัวและครีบในปลามีเกล็ด เชน ปลานิล ปลา ไน ปลาตะเพียน ปลาชอน เปนตน ปลาที่มีปรสิตพวกนีเ้ กาะเยอะ ๆ จะเกิดแผลตกเลือด ปลาวายน้ํา ทุรนทุราย และพยายามถูตัวเองกับขางบอหรือตูเพื่อใหปรสิตหลุดออก รักษาโดยการแชปลาใน สารละลายยาฆาแมลงจําพวกไตรคลอฟอน 0.5 – 0.75 กรัมตอน้ํา 1,000 ลิตร หรือดิพเทอรเรกซ (dipterex) 0.25 – 0.5 กรัมตอน้ํา 1,000 ลิตร อยางไรก็ตามการใชไตรคลอฟอนเขมขน 0.25 ppm มี ผลยับยั้งการทํางานของเอนไซมอะซิติลโคลินเอสเตอเรสซึ่งเปนเอนไซมควบคุมการทํางานของ ระบบประสาทลดลงถึง 75% แตไมไดทําใหปลาตายอยางใด (Guimarães et al. 2007) ดังนั้นการใช สารเคมีนี้จึงควรระมัดระวังไมใหปลาเครียดเกินไปและไมใชกับปลาในระยะใกลจับ เพราะสารเคมี อาจจะปนเปอนในเนื้อปลาได

5

ภาพที่ 7 เห็บปลา 4. โรคหมัดปลา หมัดปลามีลําตัวยาวรีและเปนปลอง มีสีแดงเขมจนเกือบดํา ปลาที่มีหมัดปลา เกาะจะวายน้ําทุรนทุราย กระโดดขึ้นผิวน้าํ หากหมัดปลาดูดเลือดระบาดจํานวนมาก ทําใหปลาตาย ได ปลาที่มีหมัดปลาเกาะ ไดแก ปลานิล ปลาสวาย ปลาบึก เปนตน รักษาโดยการแชไตรคลอฟอน สัปดาหละครั้ง ติดตอกัน 3 – 4 สัปดาห

ภาพที่ 8 หมัดปลาหรือเห็บสายฟา โรคที่เกิดจากการติดเชื้อแบคทีเรีย ลักษณะการติดเชื้อทางแบคทีเรียจะคลาย ๆ กัน จะมีการตกเลือด มีแผลตามลําตัว ครีบกรอน กกหูบวม มีน้ําในชองทอง ไมกนิ อาหาร ที่พบบอยมี 2 ชนิด คือ 1. โรคเกิดจากเชือ้ แอโรโมแนส (Aeromonas hydrophila) เปนโรคที่มีกอใหเกิดความเสียหาย ทางเศรษฐกิจมากในการเลี้ยงปลาดุก ปลานิล กบและปลาน้ําจืดอื่น ๆ และมักพบบอยในบอที่เลีย้ ง โดยใหอาหารสดหรือการเลี้ยงแบบผสมผสาน ซึ่งเชื้อตัวนี้จะอาศัยอยูใ นแหลงน้ําอยูแ ลวโดยเฉพาะ แหลงที่มีสารอินทรียปริมาณสูง ความเครียดไมวาจะเปนการขนสง การเคลื่อนยาย ปริมาณ ออกซิเจนที่ต่ํา การใหอาหารที่ไมดี การมีปรสิตเกาะเยอะ ๆ ลวนแตเปนสาเหตุเหนีย่ วนําใหปลาติด เชื้อ ปลาติดเชื้อจะวายน้ําเฉื่อยชา ไมกินอาหาร ครีบกรอน มีการตกเลือด เกิดบาดแผลเปนหลุม ลึก ทองบวม ตับเหลือง มีการตกเลือดบริเวณลําไส 6

ภาพที่ 9 ปลานิลเปนแผลเกิดจากการติดเชือ้ แบคทีเรียแอโรโมแนส 2. โรคคอลัมนาริส เกิดจากเชื้อแฟลกซิแบคเตอร (Flexibacter columnaris) ปลาที่ติดเชื้อได งายเมื่อเกิดความเครียดจากการขนสง โดยเฉพาะในชวงหนารอน และชวงที่มีการเปลี่ยนแปลง อากาศกะทันหัน ปลาจะมีตวั สีดางซีดเปน แถบ ๆ มีเมือกมากผิดปกติ ครีบกรอน เหงือกกรอน อาจ มีการสรางสารสีเหลืองเกิดขึ้นบริเวณบาดแผล

ภาพที่ 10 ลูกปลานิลมีหางกุดกรอน เกิดจากการติดเชื้อแบคทีเรียแฟลกซิแบคเตอร 3. โรคติดเชื้อแบคทีเรียสเตรฟโตคอคคัส (Streptococcus sp.) ปลานิลที่ติดเชื้อแบคทีเรียนีจ้ ะมีตาขุนขาว วายน้ําชา ๆ ลอยนิ่ง รอบ ๆ ชองขับถาย จะบวมแดง มักจะระบาดรุนแรงในหนารอน สามารถทําใหปลาตายจํานวนมากในเวลาอันสั้นหากมี การติดเชื้อรุนแรง อยางไรก็ตามมีรายงานวิจัยหลายชิน้ ที่กําลังพัฒนาวัคซีนเพื่อปองกันโรคติดเชื้อ แบคทีเรียชนิดนี้ นิลุบลและคณะ (2549) ทดลองใหวัคซีนเชื้อตายแกปลานิลที่เลี้ยงในกระชัง ใน แมน้ําชี จ.มหาสารคาม พบวา ปลาที่ไดรับวัคซีนมีอัตรารอดสูงกวาปลาที่ไมไดรับวัคซีน

7

ภาพที่ 11 ปลานิลมีตาโปนขุนขาว เกิดจากการติดเชื้อแบคทีเรียสเตรฟโตคอคคัส โรคติดเชื้อแบคทีเรียมักจะเปนการติดเชื้อภายใน ซึ่งตองรักษาดวยอาหารผสมยาปฏิชีวนะ โดยทั่วไปปลาที่ติดเชื้อแบคทีเรียจะมีการตกเลือดหรือเปนแผลฝบริเวณผิวลําตัว รอบตาและปาก บางครั้งจะพบวา ทองบวม ตาโปน กลุมยาที่ใชในการรักษาโรคติดเชือ้ แบคทีเรีย ไดแก ออกซิเตต ราซัยคลิน เททราซัยคลิน ออกโซลินิคแอซิค (oxolinic acid) นาลิดิกแอซิค (nalidixic acid) และ ซัลฟาเมทท็อกซิน/ออเมโทรพริม (sulfamethoxaxde/trimethoprim) ควรใชยาติดตอกัน 5 – 14 วัน แลวแตชนิดของยา อยางไรก็ตาม ไมควรใชยาตานจุลชีพในการปองกันโรค เพราะจะทําใหเกิดการ ดื้อยา ควรหยุดใชยาอยางนอย 21 วันกอนจับขาย เพื่อมิใหยาเกิดการตกคางในสัตวน้ํา หากเกิดการ ติดเชื้อแบคทีเรียภายนอก เชนปลาที่เปนโรคคอลัมนาลิส ปลาจะมีลักษณะตัวดาง โรคนี้อาจเกิดขึน้ หลังจากการเคลื่อนยายปลา หรือชวงที่มีอากาศเปลี่ยนแปลงกะทันหัน ชวงอากาศเย็น หรือชวงฝน ตกหนัก การรักษาอาจทําไดโดยใชยาเหลือง (acriflavin) แชในอัตราความเขมขน 1 – 3 ppm โรคติดเชื้อไวรัสยากที่จะแยกลักษณะปลาที่ติดเชื้อแบคทีเรีย โรคนี้ยากในการตรวจวินิจฉัย และไมมยี าปฏิชีวนะในการรักษาโรคที่เกิดจากไวรัส สําหรับปลานิลในประเทศไทยไมมีรายงาน การเกิดโรคจากเชื้อไวรัส โรคปลาที่เกิดจากการติดเชื้อรา สปอรของเชื้อราพบอยูทวั่ ไปในแหลงน้ํา เชื้อราที่พบบอย ไดแก Saprolegnia สวนใหญจะติดเชื้อในไขที่มีการฟกที่ไมดี เมื่อปลาเกิดบาดแผล ไมวาจะเกิดจาก บอบช้ําจากการขนสง การติดเชื้อปรสิตหรือไวรัส เชื้อราสามารถที่จะไปเจริญบนบาดแผลดังกลาว ทําใหเห็นเปนปุยสีขาวหรือสีน้ําตาลปรากฏอยู สารเคมีใชในการกําจัดเชื้อราคือฟอรมาลินและดาง ทับทิม เนื่องจากสวนใหญแลวการติดเชือ้ จะเกิดขึ้นมาจากสาเหตุอื่นเหนี่ยวนํามากอน ดังนัน้ ตอง ตรวจหาสาเหตุเบื้องตนวา ทําไมปลาจึงติดเชื้อราเพื่อจะไดแกไขที่ตนเหตุ โรคไมตดิ เชื้อ สามารถแบงไดเปนโรคที่เกิดจากสิ่งแวดลอมไมเหมาะสม โรคที่เกิดจาก อาหารและโรคที่เกิดจากความบกพรองทางพันธุกรรม

8

โรคที่เกิดจากสิ่งแวดลอม สรางความเสียหายทางเศรษฐกิจแกวงการเพาะเลี้ยงสัตวน้ําจํานวนมาก ซึ่งอาจเกิดจาก ปญหาออกซิเจนที่ละลายอยูใ นน้ํามีปริมาณต่ํา (ไมควรต่ํากวา 3 พีพีเอ็ม) การเลี้ยงปลาในอัตราที่ หนาแนนเกินไป เมื่อเลี้ยงไประยะหนึ่งปลาจะวายน้ําลอยหัวในชวงเชา ถาไมรีบแกไข ปลาจะทยอย ตาย สาเหตุเกิดจากออกซิเจนในบอไมเพียงพอ หรือมีปริมาณแอมโมเนียที่สูง (ไมควรเกิน 0.02 พีพี เอ็ม) ควรมีการเปลี่ยนถายน้าํ หรือใชเครื่องตีน้ําหรือดูดน้าํ พนไปในอากาศเพื่อเพิ่มปริมาณออกซิเจน ในบอ ปญหาความแปรปรวนของสภาพอากาศเปนปญหาที่อยูเ หนืออํานาจเกษตรกรที่จะควบคุม ได ผูเลี้ยงปลาตองเฝาระวังไมใหมกี ารเปลี่ยนแปลงของอุณหภูมิน้ําอยางรวดเร็วเกินไป การจัดการ คุณภาพน้ําที่ดจี ะเปนวิธีการในการปองกันโรคที่เกิดจากสิ่งแวดลอมได ในชวงฤดูหนาวตองสังเกต วามีปลาในแหลงน้ําธรรมชาติเปนโรคหรือไม หากเจอปลาในแหลงน้ําเปนโรค ใหรีบปดทางน้ําเขา และหยุดการเติมน้ําจากบอธรรมชาติ ระมัดระวังอยาใหปลาบอบช้ําเมื่อมีการขนยายปลา อาจใชเกลือแกง 0.5 – 1% เพื่อลด ความเครียดจากการขนสงและเคลื่อนยายปลา ปลาที่ไดรับสารพิษในปริมาณมาก อาจจะเปนพิษจากยาฆาแมลง ยาปราบวัชพืช หรือ น้ํา เสียจากโรงงานอุตสาหกรรม อาจทําใหปลาตายจํานวนมาก มักการขับเมือกออกจากตัวจํานวนมาก กระพุงแกมเปดกวาง การตายในลักษณะนีแ้ กไขไดยาก ตองมีการปองกันที่ดี ผูเลี้ยงปลาในกระชัง ในแมนํา้ ตาง ๆ ควรมีการรวมมือกันสรางเครือขายในการตรวจสอบคุณภาพน้ําและอนุรักษแหลงน้ํา ใหมีคุณภาพดีเพียงพอในการเลี้ยงปลา รวมทั้งชวยเตือนภัยยามที่เกิดปญหาน้ําหลาก น้ําทวม หรือ การลอบปลอยน้ําทิ้งที่ไมไดบําบัดลงสูแหลงน้ํา หากในบอมีเลนกนบอปริมาณมาก โดยเฉพาะบอที่เลี้ยงปลามาแลวหลายรุน ทําใหเกิดการ สะสมของเสียตาง ๆ ที่พื้นบอ เกิดสารพิษที่เปนอันตรายตอปลา ทําใหปลาเกิดโตชา เกิดโรคไดงาย รวมทั้งอาจสงผลใหปลามีกลิ่นโคลนและขายไดราคาไมดี ดังนั้นกอนปลอยปลาเลี้ยงทุกครั้งตองมี การเตรียมบอที่ดี กําจัดเลนกนบอ ตากบอใหแหงสนิท ปรับสภาพพืน้ บอดวยปูนขาว ระวังไมให อาหารมากจนเกินไป โรคที่เกิดจากอาหาร ในชวงฤดูหนาวปลาจะกินอาหารลดลง เราจะตองปรับปริมาณอาหารที่ใหลง ดวย เพื่อไมใหอาหารเหลือและน้ําในบอเนาเสียเสีย สวนที่ปลาที่ปลอยลงบอใหม ๆ เชนกัน ไม จําเปนตองใหอาหารทันที เนื่องจากปลามักจะเครียดจากการขนสงและไมกนิ อาหาร ควรจัดหา อาหารที่มีคุณคาทางอาหารครบถวนจากบริษัทที่มีชื่อเสียง จัดเก็บไวในทีแ่ หง และไมควรจัดเก็บ เกิน 3 เดือน อยางไรก็ตาม การใหอาหารเม็ดสําเร็จรูปมากเกินความจําเปนทําใหปลานิลอวนและมี กอนไขมันสะสมในชองทองจํานวนมาก ถุงน้ําดีจะขยายขนาดใหญขึ้น ทําใหปลาเหลานี้ออนแอ 9

และตายไดงายหากสภาพแวดลอมไมดี มีงานวิจยั หลายชิ้นทดลองใหอาหารเพื่อกระตุนภูมิคุมกัน ปลานิล เชน ชนกันตและคณะ (2549) ไดทดลองใชกระเจีย๊ บแดงในการผสมอาหารเพื่อเลี้ยงปลานิล พบวา กระเจีย๊ บแดงสามารถชวยกระตุนภูมิคุมกันแบบไมจําเพาะแตไมมีผลตอการเจริญเติบโต อัตรารอดตายและอัตราแลกเนื้อของปลา Christybapita et al. (2007) ไดใชใบกระเม็ง (Eclipta alba) ผสมอาหารใหปลานิล พบวา ปลานิลมีภูมิคุมกันโรคแบบไมจําเพาะเพิ่มสูงขึ้นและมีอัตราการตาย ลดลงเมื่อทดสอบใหปลาไดรบั เชื้อแบคทีเรีย Aeromonas hydrophila โรคที่เกิดจากความผิดปกติทางพันธุกรรม ทําใหปลามีลักษณะรางกายที่ไมสมบูรณ ออนแอ ติดโรค ไดงาย อัตรารอดต่ํา สาเหตุนาจะมาจากการใชพอแมพนั ธุจํานวนนอยคู ทําใหเกิดการผสมเลือดชิด ปลานิลเปนปลาที่คอนขางแข็งแรง แตการตายของปลาและโรคระบาดปลาที่เกิด สวนใหญ มีสาเหตุเหนีย่ วนํามาจากปลาเกิดอาการเครียด เนื่องจากคุณภาพน้ําที่แยลง การเลี้ยงที่หนาแนน เกินไป การใหอาหารไมเพียงพอ การตัดสินใจในการรักษาโรคปลานั้น ตองวินิจฉัยโรคใหถูกตอง กอน วา ปลาเกิดโรคจากการติดเชื้ออะไร หรือปลาเปนโรคไมติดเชื้อ เพื่อที่จะทําการปองกันรักษา ไดถูกตองและทันเวลา แตสวนใหญโรคระบาดปลา มักจะเกิดจากสาเหตุรวมกันของเชื้อโรคและ สภาวะแวดลอมที่ไมเหมาะสม การรักษาปองกันจึงตองใชวิธีการจัดการควบคูไปกับการใชยาและ สารเคมี ควรมีการปรึกษานักวิชาการประมงหรือสัตวแพทยใกลบาน เนื่องจากการใชยาในบอขนาด ใหญอาจจะไมคุมคุมกับคายา เอกสารอางอิง กมลพร ทองอุไทย. 2539. โรคปลานิล. เอกสารวิชาการ ฉบับที่ 176. สถาบันวิจยั ประมงน้ําจืด กรม ประมง 23 หนา. ชนกันต จิตมนัส. 2548. เอกสารประกอบการสอนวิชาโรคปลา. คณะเทคโนโลยีการประมงและ ทรัพยากรทางน้ํา. มหาวิทยาลัยแมโจ. 142 หนา. ชนกันต จิตมนัส น้ําเพชร ประกอบศิลป สุฤทธิ์ สมบูรณชัย. 2549. การใชกระเจี๊ยบแดงผสมอาหาร เพื่อกระตุน ภูมคิ ุมกันในปลานิล. รายงานผลงานวิจยั มหาวิทยาลัยแมโจ จังหวัดเชียงใหม.

38 หนา. นิลุบล กิจอันเจริญ ชุติมา หาญจวณิช นงนุช สุวรรณเพ็ง. 2549. วารสารวิจัย มข. ประสิทธิภาพ ของการใหวัคซีนที่ผลิตจากเชื้อ Streptococcus agalactiae ในการปองกันโรคสเตรปโต คอคโคซิสในปลานิล 11: 53 – 61.

10

Christybapita, D., M. Divyagnaneswari, and R. Dinakaran Michael . 2007. Oral administration of Eclipta alba leaf aqueous extract enhances the non-specific immune responses and disease resistance of Oreochromis mossambicus. Fish & Shellfish Immunology 23: 840 – 852.

Guimarães, A.T.B., H.C. Silva de Assis, and W. Boeger. 2007. The effect of trichlorfon on acetylcholinesterase activity and histopathology of cultivated fish Oreochromis niloticus Ecotoxicology and Environmental Safety 68: 57 – 62.

11

ANESTHETICS1 Paige A. Ackerman*, John D. Morgan+ and George K. Iwama* The use of anesthetics facilitates work with fish at the research level and is required for invasive studies such as surgical preparations for physiological investigations, where the fish must be held immobile for extended periods of time. Sedation with the use of anesthetics is also used for the manipulation of animals during procedures such as transport, grading or vaccination. Although the use of anesthetics is primarily for the purpose of holding fish immobile while the animal is being handled for sampling, anesthetics are also used to lower the level of stress associated with such procedures. Overdose of anesthetics is also used routinely as an effective and humane means of euthanizing fish.

Anesthesia is generally defined as a state caused by an applied external agent resulting in a loss of sensation through depression of the nervous system. Anesthetics may be local or general, depending on their application.

The method of administration for each anesthesia is fairly well defined, but the appropriate time or circumstance for using it is less clear. The choice of anesthetic depends on many factors. For example, if the maintenance of gill ventilation during an experimental procedure is desirable, then ketamine hydrochloride would be one possible anesthetic (Graham & Iwama, 1990), but because it is best administered by injection, an initial anaesthetization with another suitable anesthetic such as buffered TMS (MS-222) or metomidate may be required. If transport stress is a concern, it may be minimized through a light sedation brought about by low concentrations of an anesthetic such as TMS (buffered with sodium bicarbonate if necessary).

The nature of the application as well as any local regulations and legislation may dictate the choice of anesthetic. Currently, only TMS and metomidate are registered for veterinary use with fish in Canada, though researchers have the luxury of obtaining many compounds not available to the public. Lengthy withdrawal times are mandatory for chemical anesthesia of food fish prior to harvest, and this has led to an interest in less persistent and more natural anesthetics such as clove oil.

While effective and lethal doses for the major chemical anesthetics used for fish are well established, there has been a trend towards the prohibition of their use in fisheries and aquaculture-related sciences. The few available anesthetics registered for use with fish in Canada, and the trend towards not using chemical agents, has stimulated renewed interest in anesthetic research and the search for non-chemical means of anaesthetizing fish. Research into the optimization of anesthesia through the use of electricity and CO2 are necessary, as are investigations into developing the use of agents such as clove oil into viable alternatives to chemical anesthesia.

To be of use to a researcher, an anesthetic should induce anesthesia in less than 3 minutes and recovery should occur within 5 minutes of placement of the fish in clean water (Marking

1

Trade and company names mentioned in this appendix are for information purposes only and do not imply endorsement by the authors.

& Meyer, 1985; Bell, 1987). The anesthetic chosen should not have toxic side effects for either the fish or the handler. It should be biodegradable and have properties which allow the body to clear it from the tissues following exposure. It should have no persisting physiological, immunological or behavioral effects which could reduce the likelihood of survival of the fish or interfere with later measurements. Cost effectiveness and availability of the anesthetic should be considered, as should characteristics such as foaming, which could reduce gas transfer into and out of the water.

Because the efficacy of most anesthetics are affected by species, body size, the density of fish in the bath, as well as water quality (e.g., hardness, temperature, or salinity), it is imperative that preliminary tests be performed with small numbers of the fish to determine the optimal dosage and exposure time. Due care should be taken to control the level of anesthesia desired, through the application of the appropriate concentration, and to maintain constant observation of the fish as they go through the various stages of anesthesia (see Table 1).

Table 1

Stages of anesthesia and recovery

Stages of Anesthesia

Description

I

Loss of equilibrium

II

Loss of gross body movements but with continued opercular movements

III

As in Stage II with cessation of opercular movements

Stages of Recovery I

Body immobilized but opercular movements just starting

II

Regular opercular movements and gross body movements beginning

III

Equilibrium regained and preanesthetic appearance

From Iwama et al., 1989 All anesthetics should be handled with care, and appropriate Material Safety Data Sheets (MSDS) should be consulted to ensure the safety of users. Cautionary notes have been included within the body of this text on each anesthetic. In the first section, some characteristics of the major anesthetics that are in use for fishes are outlined, as well as essential parameters for the application of those anesthetics, including optimum and lethal dosages, and induction and recovery times. Possible physiological effects are also noted.

Table 2 outlines the dose ranges for recommended anesthetics. For additional information, readers are referred to Iwama & Ackerman (1994).

Physiology of Anesthesia Many descriptions of the stages of anesthesia exist for fish, but for the scope of this review, the stages displayed in Table 1 should be sufficient for the investigator to ascertain the level of anesthesia experienced by the fish. For more detailed distinctions between the stages, readers are referred to McFarland (1959), Bell (1987), or Summerfelt & Smith (1990).

2

Many of the anesthetics used on fish are similar to those used in mammalian research or even on humans. However, some of these are considered topical anesthetics in mammals, whereas they are applied in a general manner to fish. As such, a progressive depression of both the central and peripheral nervous system activities occurs (Summerfelt & Smith, 1990). Immobility of the fish is achieved by Stage III for most anesthetics; however, some anesthetics (e.g., 2-phenoxyethanol, metomidate, quinaldine sulfate) may not completely block involuntary muscle movements and muscle twitching may still occur. Such side effects may make the anesthetic unsuitable for use if blood sampling or surgery is required.

Anesthesia as a Potential Stressor Stage III anesthesia generally involves a cessation of breathing which, in turn, reduces gas transfer leading to hypoxia and respiratory acidosis due to the reduction of blood oxygen (O2) tension and a concomitant rise in blood CO2. As a result of the lack of respiration, increases in blood concentrations of adrenaline and cortisol have been demonstrated in fish anaesthetized with buffered TMS, 2-Phenoxyethanol, Benzocaine, Metomidate, and CO2 (Iwama et al., 1989; Molinero & Gonzalez, 1995). In most cases, prolonged maintenance of Stage III anesthesia without gill irrigation will result in death.

Potential Hazards to Humans Many of the anesthetics in use have the potential to cause harm to humans if they are misused. For example, lack of proper ventilation when anaesthetizing fish with CO2 could prove deadly to the user. Some of the chemicals such as urethane have been shown to have toxic qualities, and impacts of misuse could have far reaching health repercussions if mishandled. While some specific hazards have been noted in the paragraphs relating to each anesthetic, it is imperative that any anesthetic be investigated for possible human hazard prior to its use and that the appropriate precautions taken if a more innocuous choice is not available. In all instances, MSDS sheets should be consulted to ensure proper handling.

Chemical Anesthesia TMS TMS (MS-222), [3-aminobenzoic acidethyl ester methanesulfonate] is the most widely used fish anesthetic, and it is extremely effective for rapid induction of deep anesthesia. TMS is commonly used in research laboratories and has been registered by Health Canada for veterinary use with fish. It is a white crystalline powder that is easily dissolved in water, with a solubility of 1.25 g/mL water, at 20 oC. Precautions:

TMS is generally safe to handle, but contact with eyes and mucous membranes should be avoided (Merck and Company, 1989), as irritation can result. Exposure of a stock solution to sunlight can make it toxic to fish in seawater (Bell, 1987). Because it is an acid, care should be exercised to buffer soft waters with an equal weight of sodium bicarbonate if necessary.

Dosages:

Dose is related to species, size and density of the fish, as well as water temperature and hardness, but in general, anesthetic doses are usually between 25 to 100 mg/L and 3

excessively long exposures at 50 mg/L or more should be avoided as mortalities may be induced (Marking, 1967). Aeration should always be used. Induction and recovery times have been shown to be inversely correlated with body weight, with these effects being more pronounced in small fish (Houston & Corlett, 1976). A lethal dose of 400 - 500 mg/L is generally used for euthanasia of salmonids.

Notes:

• •

•

TMS may have a haemodilution effect on the blood (Macavoy, 1997).

The initial absorption of the anesthetic by the fish has an excitatory effect, which is reduced by buffering, but such an effect may have impacts on physiological measurements. TMS has been shown to produce a stress response in sea bream (Sparus auratus) at doses as low as 25 mg/L with significant effects on cortisol, glucose and lactate levels following exposure (Molinero & Gonzalez, 1995).

TMS is also known as MS-222, TM18Finquel, Tricaine, tricaine methanesulfonate and Metacaine.

Benzocaine Benzocaine [p-aminobenzoic acid ethyl ester] has two forms: a crystalline salt with a water solubility of 0.4 g/L, or a freebase form which must be dissolved in ethyl alcohol first at 0.2 g/mL (Merck and Company, 1989).

Precautions:

Benzocaine hydrochloride is generally harmless to humans and is commonly used as a local anesthetic in cough drops, sprays, sunburn creams, and haemorrhoid preparations (McErlean & Kennedy, 1968). However, the powder is a respiratory irritant and reasonable care should be exercised. It is also used as a topical and local anesthetic for veterinary purposes (Merck and Company, 1989).

Dosages:

The efficacy of benzocaine has been shown to be affected by the size of the fish, where the smallest fish require the lowest dose, as well as by the temperature of the water (Gilderhus, 1989). Reported doses range from 25 B 100 mg/L (Ferriera et al., 1979; Yesaki, 1988; Gilderhus, 1989; Gilderhus, 1990; Gilderhus, 1991) with doses for salmonids falling in the range between 25 B 45 mg/L (Gilderhus, 1989). Induction time is generally in less than 4 minutes and when fish are placed in clean water, recovery is usually within 10 minutes.

Lethal doses are dependant on the water temperature, and the safety margins (difference between lethal and effective doses) are widest in cooler temperatures (Gilderhus, 1989).

Notes:

• •

Fish may retain some locomotory functions throughout all stages of anesthesia, making this an unsuitable anesthetic for use in procedures involving surgery.

Benzocaine is also known as TM1Anesthesin, TM14Anesthone, TM2Americaine, ethyl aminobenzoate, Orthesin and Parathesin.

4

Lidocaine Lidocaine [2-(diethylamino)-N-(2,6-dimethylphenyl) acetimide], in freebase form, is insoluble in water, but freely soluble in acetone or alcohol. It is generally used in the hydrochloride salt form which is freely soluble in water (Merck and Company, 1989). It is a cardiac depressant which is used by veterinarians topically or injected as a nerve block (Merck and Company, 1989).

Dosages:

Lidocaine has been used in combination with sodium bicarbonate to anaesthetize carp (Cyprinus carpio), tilapia (Oreochromis/Tilapia mossambica) and catfish (Ictalurus punctatus) (Carrasco et al., 1984). The addition of sodium bicarbonate, at 1 g/L, has been demonstrated to enhance the anesthetic effects of lidocaine. Without the addition of bicarbonate, there are huge variations in required doses. For example, tilapia required in excess of 800% more lidocaine than carp when it was administered in the absence of sodium bicarbonate. Carrasco et al. (1984) showed a reasonable safety margin between anesthetic and lethal doses.

Notes:

•

Lidocaine is also known as TM3Xylocaine.

Metomidate and Etomidate Metomidate [1-(1-phenylethyl)-1H-imidazole-5-carboxylic acid methyl ester] is a watersoluble powder which has the properties of a hypnotic, or sleep-inducing, drug. Etomidate [1-(1-phenylethyl)-1H-imidazole-5-carboxylic acid ethyl ester] is a colourless, odourless crystalline analogue of metomidate and propoxate (Merck and Company, 1989). It has been used on humans as a hypnotic drug, but it is very expensive and difficult to obtain (Bell, 1987).

Precautions:

A side effect of anesthesia with metomidate is muscle twitching which can make blood sampling difficult (Gilderhus & Marking, 1987). This effect has not been reported for etomidate. Metomidate has been demonstrated to be ineffective for use on larval fishes causing high mortalities (Massee et al., 1995).

Dosages:

Metomidate is effective in both fresh and saltwater, and has been reported to be more potent in adult salmon adapted to sea water (Olsen et al., 1995). Efficient dosages range from 1 B 10 mg/L (Olsen et al., 1995) and very large safety margins have been reported with cod (Gadus morhua), Atlantic halibut (Hippoglossus hippoglossus) and Atlantic salmon (Salmo salar) with no mortalities (Mattson & Riple, 1989; Malmstroem et al., 1993; Olsen et al., 1995).

Both drugs are fast acting with induction times of less than 3 minutes and lengthy recovery times (up to 40 minutes) (Amend et al., 1982; Limsuwan et al., 1983b; Plumb et al., 1983; Gilderhus & Marking, 1987; Mattson & Riple, 1989).

5

Notes:

•

•

•

The efficacy of etomidate is pH dependent and it has proven to be more effective in alkaline waters (Amend et al., 1982). Temperature influences the toxicity of etomidate, with higher temperatures rendering the drug less toxic (Limsuwan et al., 1983b).

Metomidate does not cause hyperactivity in the fish, but concentrations above 3 mg/L have been shown to block the cortisol response, and result in increases in blood lactate levels and haematocrit (Olsen et al., 1995).

Metomidate and etomidate are also known as Marinil, Methomidate or TM19Methoxynol, and TM10Hypnomidate or TM4Amidate, respectively. Both are relatively fast acting drugs.

Propoxate Propoxate [propyl-DL-1-(phenylethyl) imidazole-5-carboxylate hydrochloride] is a crystalline powder which resembles metomidate and etomidate structurally, and is freely soluble in both fresh water and salt water. It is stable in solution for long periods and is 100 times more soluble than TMS (Thienpont & Niemegeers, 1965).

Precautions:

Caution should be exercised at higher doses as respiratory arrest occurs after 15 minutes at 64 mg/L, and after 1 hour at 16 mg/L (Thienpont & Niemegeers, 1965).

Dosages:

Propoxate is 10 times more potent than TMS. Effective concentrations range from 0.5 mg/L to 10 mg/L (Summerfelt & Smith, 1990). A level of 0.25 mg/L is safe for anesthesia of lengths up to 16 hours. Ross & Ross (1984) recommend a dose of between 1 and 4 mg/L to anaesthetize fish resulting in induction times ranging from 30 seconds for higher doses.

Ketamine hydrochloride Ketamine hydrochloride [2-(0-chlorophenyl)-2-(methyl-amino) cyclohexanone hydrochloride] is a white crystalline powder, which has a water solubility of 200 g/L at 20 oC (Merck and Company, 1989). It has been widely used as an anesthetic both in human and veterinary medicine, and is safe for the handler (Merck and Company, 1989).

Dosages:

Ketamine has a wide safety margin between lethal and effective doses. It is an injectible drug, which is generally dissolved in saline and administered intravascularly (i.v.) at a dose of 30 mg/kg for salmonids which results in anesthesia in under 3 minutes, with a recovery time of 1 B 2 hours (Graham & Iwama, 1990). Intramuscular (i.m.) injections can result in variability with respect to the depth and length of anesthesia (Graham & Iwama, 1990).

Because the drug is an injectible, it is not appropriate for large groups of fish. However, intramuscular injections with a dart gun to specific individual fish in a tank or stream may be a successful application. Graham & Iwama (1990) used double the i.v. dose for such i.m. administration.

Notes:

•

Fish may struggle in the early stages of anesthesia, which would indicate some degree of stress, but the drug does not block ventilatory rhythm (Williams et al., 1988; Graham & 6

•

Iwama, 1990). It may, therefore, be appropriate or desirable for long-term anesthesia, where it is not possible to maintain constant irrigation of the gills with water.

Ketamine is also known as TM6Ketaject, TM14Ketalar, Ketanest, TM6Ketaset, TM6Ketavet, Ketalean and TM14Vetalar.

Quinaldine sulfate Quinaldine sulfate [2-methylquinoline sulfate] is a light yellow crystalline powder which has a water solubility of 1.041g/L (Merck and Company, 1989). It is one of the most widely used anesthetics by marine biologists to collect tidepool and coral reef fishes (e.g., Munday & Wilson, 1997).

Precautions:

Extended exposure of fish to quinaldine sulfate has been shown to be toxic (Amend et al., 1982), and is therefore only useful as a short-term anesthetic.

Dosages:

The effective dosage varies widely with species, size, and temperature (Schoettger & Julin, 1968). Larger fish are more heavily sedated at a given dose and the recovery is longer at higher temperatures (Schoettger & Julin, 1968). Quinaldine sulfate is effective at water pH levels above 6.

Notes:

•

•

Gilderhus & Marking (1987) reported that quinaldine sulphate did not completely block involuntary muscular movement; therefore, it may not be appropriate for applications such as surgery or marking fish.

Quinaldine sulfate is also known by the trade name TM11Quinate.

Propanidid Propanidid (4-[2-(diethylamino)-2-oxoethoxy]-3-methoxybenzeneacetic acid propyl ester) is a pale yellow liquid which is insoluble in water, but soluble in alcohol (Merck and Company, 1989).

Dosages:

Induction and recovery times for propanidid have been shown to be in the range of 2 - 4 minutes and 5 -10 minutes, respectively, at 1.5 - 3.0 mL/L or for intraperitoneal injections of 2.0 mg/kg in salmonids ranging from 2 to 2500 g (Siwicki, 1984).

Notes:

•

Propanidid causes little or no change to the blood chemistry (red cell numbers, haematocrit, haemoglobin content, and serum concentrations of total bilirubin, total protein, urea, glucose, chloride, iron and magnesium) of the exposed fish either during anesthesia or for a period of 24 hours post anesthesia. However, a significant mixed respiratory and metabolic acidosis, lasting for approximately 1 hour after recovery from anesthesia has been observed. The anesthetic also caused no change in water CO2 or pH (Siwicki, 1984).

•

Propanidid is also known as TM5Epontol or TM8Sombrevin.

7

Clove oil and derivatives Clove oil has recently been suggested as an alternative fish anesthetic. Clove oil is a pale yellow liquid derived from the leaves, buds and stem of the clove tree (Eugenia sp.). Its active ingredients are eugenol (4-allyl-2-methoxyphenol) and iso-eugenol (4-propenyl-2methoxyphenol), which can comprise 90-95% of clove oil by weight.

Precautions:

Clove oil has been used for many years as a food additive and a topical analgesic in dentistry, and is recognized as a GRAS (Generally Recognized As Safe) substance by the US FDA for use in humans. TM25AQUI-S is a pharmaceutical derivative that contains 50% active ingredient and is registered for use with food fish in New Zealand and Australia with a nil withdrawal period. However, neither anesthetic is approved for use with fish in North America. Both substances are safe to handle, but as with all chemical anesthetics, contact with eyes and mucous membranes should be avoided.

Dosages:

Clove oil is most effective as an anesthetic at concentrations of 40-60 mg/L for salmonids, and should be dissolved in ethanol (e.g., 1:9) before mixing into the water. Clove oil has a slightly faster induction time and a longer recovery time than similar concentrations of TMS (Anderson et al., 1997; Keene et al., 1998). TM25AQUI-S can be dissolved directly into fresh or salt water, and has been shown to be effective at 20 mg/L for anaesthetizing juvenile chinook salmon (AQUI-S New Zealand Ltd., 2004). Both compounds have a wide margin of safety between effective and lethal doses, and fish do not show signs of distress when being anaesthetized.

2-Phenoxyethanol 2-Phenoxyethanol (2-PE) [1-hydroxy-2-phenoxyethane] is a colourless, oily, aromatic liquid with a burning taste, and has a solubility in water of 27 g/L at 20 oC (Merck and Company, 1989). It is often used as a topical anesthetic (Merck and Company, 1989).

Precautions:

2-Phenoxyethanol is a mild toxin and may cause some irritation to the skin, therefore any contact with the eyes should be avoided (Bell, 1987). Based on human toxicology data, it may also cause liver and kidney damage (Summerfelt & Smith, 1990).

Dosages:

The efficacy of 2-PE varies with the size of the fish and with the temperature of the water (Sehdev et al., 1963). While the effective dosage for salmonids is in the range of 200 B 300 μL/L, the lethal dose is as low as 500 μL/L, which leaves little margin for safety.

Notes:

•

2-phenoxyethanol does not block the stress response of fish and low doses have been shown to cause changes in plasma levels of cortisol, glucose, and lactate, with glucose and lactate levels being affected for over 24 hours post exposure (Molinero & Gonzalez, 1995). Data from our laboratory has shown that it does not block the involuntary muscle reflexes (unpublished observations T.Y. Yesaki and G.K. Iwama) which could interfere with blood sampling and surgical procedures. Fredricks et al. (1993) have shown that 8

•

•

cardiovascular activity is significantly reduced when fish are exposed to 2-PE, and that though heart rate and EKG patterns during recovery returned to normal rapidly, dorsal and ventral aortic pressures rose to above baseline values for an extended period of time.

There is also potential for habituation as described by Weyl et al. (1996) who reported an increased tolerance to 2-PE upon repeated anaesthetization.

While 2-PE has been widely used, the narrow margin between inductive and lethal doses, its potential for toxic side effects, and significant impacts on the cardiovascular system and physiological stress response, make it a less than ideal anesthetic for use with fish.

2-phenoxyethanol is also know by the names phenyl cellosolve, phenoxethol, phenoxetol, ethylene glycol monophenyl ether, and beta-hydroxyethyl phenyl ether.

Methylpentynol Methylpentynol [3-methyl-1-pentyn-3-ol] is a liquid with a noxious odour and a burning taste, and has a solubility in water of 128 g/L at 25 oC (Merck and Company, 1989). It is a hypnotic sedative which, like 2-phenoxyethanol, varies in effectiveness with size and species of fish, as well as with water temperature. Other water quality parameters such as pH do not seem to have significant effects on the efficacy of anaesthetization.

Methylpentynol is not recommended for use with fish.

Notes: •

Methylpentynol is also known by a large number of alternate names: Meparfynol, TM9 Allotropal, TM21Anti-stress, Apridol, Atemorin, TM13Atempol, Dalgol, Dorison, Dormalest, Dormidin, Dormigen, Dormiphen, TM20Dormison, Dormosan, Formison, Hesofen, Hexofen, Imnudorm, Oblivon, Pentadorm, Perlopal, Riposon, Seral, and TM7 Somnesin.

Chlorobutanol Chlorobutanol [1,1,1-trichloro-2-methyl-2-propanol] is a crystalline powder with a camphor odour. It has a high solubility in alcohol (1g/1mL [Merck and Company, 1989]), although it can also be dissolved in water (McFarland & Klontz, 1969). Stock solutions can be prepared well in advance of use and stored for long periods of time at 4oC. In humans, chlorobutanol is used as a dental analgesic (Merck and Company, 1989). Chlorobutanol has limited use in aquaculture as it is toxic to small fish, and the fish response to this anesthetic is highly variable (McFarland & Klontz, 1969; Mattson & Riple, 1989).

Chlorobutanol is not recommended for use with fish.

Notes:

•

Chlorobutanol is also known as Chloretone, TM15Coliquifilm, Methaform or Sedaform.

Halothane Halothane [2-bromo-2-chloro-1,1,1-trifluoro-ethane] is a non-flammable, highly volatile liquid with a sweetish smell. It is used as an inhalant anesthetic in humans (Merck and 9

Company, 1989), but it is very light sensitive and has been shown to become toxic within 10 minutes of exposure to the effective concentration (Gilderhus & Marking, 1987).

Halothane is not recommended for use with fish.

Notes:

•

Halothane is also known as TM4Fluothane or TM17Rhodialothon.

Urethane Urethane [carbamic acid ethyl ester] is a crystalline powder with a water solubility of 2 g/mL (Merck and Company, 1989). Until it was shown to be a carcinogen for humans, it was a popular fish anesthetic as it has a wide margin of safety between lethal and effective dosages, and there seemed to be no ill effects to the fish with repeated exposures (McFarland & Klontz, 1969).

Urethane is not recommended for use with fish.

Notes:

•

Urethane is also known as urethan or ethyl urethan.

Diethyl ether Diethyl ether [1,1' -oxybesethane] is a very volatile, highly flammable liquid which, when exposed to light and air, will form explosive peroxides. It has a sweet pungent odour and a burning taste. It is slightly soluble in water, with saturation occurring at 8.43%, weight/weight (w/w), at 15 oC (Merck and Company, 1989). It is a skin irritant to humans and inhalation can lead to narcosis and unconsciousness, with death occurring due to respiratory paralysis (Merck and Company, 1989). Although reports of its use with fishes date in the 1940s and 1950s, the irritation to users has discouraged its common use (McFarland & Klontz, 1969).

Diethyl ether is not recommended for use with fish.

Notes:

•

Diethyl ether is also known as ethyl ether, ethoxyethane, ethyl oxide, sulfuric ether and anesthetic ether.

Chloral hydrate Chloral hydrate [2,2,2-trichloro-1,1-ethanediol] is an aromatic, acrid smelling powder with a bitter taste. Its solubility in water is temperature dependent: 2.4 g/mL at 0 oC; 5 g/mL at 10 oC; 8.3 g/mL at 25 oC; and 14.3 g/mL at 40 oC (Merck and Company, 1989). Chloral hydrate can irritate the skin, and is a potentially addictive drug which has sedative, narcotic, hypnotic, as well as depressant qualities (Merck and Company, 1989). Anesthesia is not deep, however, and chloral hydrate is more useful where sedation rather than deep anesthesia is required (McFarland & Klontz, 1969), such as in transport or various research applications.

Chloral hydrate is not recommended for use with fish.

10

Notes:

•

Chloral hydrate is also known as TM16 Chloraldurant.

TM23

Escre,

TM22

Noctec,

TM12

Somnos,

TM24

Lorinal and

Non-chemical Anesthesia Electroanesthesia Electrofishing is a common method for capturing juvenile and adult fish in fisheries management (Cowx & Lamarque, 1990; Reynolds, 1996). Electroanesthesia has primarily been used to immobilize adult fish for tagging or hatchery broodstock. Three types of electric current have been used to immobilize fish: alternating current (AC), direct current (DC), and pulsating forms of AC and DC. Direct current can cause anodotaxis (movement to the anode pole), electronarcosis (stunning) and electrotetany (tetanic muscle contractions), whereas alternating current causes only electronarcosis and tetany. The purpose of electroanesthesia is to induce electronarcosis, and avoid severe muscle tetany which can result in spinal injuries. The response of the fish to electricity depends on the intensity of the electric field and the duration of the shock. Others factors such as water conductivity, temperature, fish size and species can also affect the efficacy of electroanesthesia.

When used appropriately, there appear to be few long term deleterious effects on fish; however, there are acute physiological perturbations and some evidence of increased susceptibility to predation after recovery from electrofishing (Schreck et al., 1976).

It has been found that electroshocking induces immediate elevation in plasma corticoid and lactate concentrations in rainbow trout, with persistent increases in plasma glucose and corticoids for at least 6 hours following capture, and cardiovascular changes including rythmn changes. These responses were attributed to trauma, oxygen debt, and general adaptation syndrome, hence the use of electroanesthesia should be regarded as an invasive and stressful procedure. This procedure in nature has notable impact on other taxa; electrofishing induces up to 10 fold increase in the number of macroinvertebrates drifting after shock (Bisson, 1976).

Precautions:

Great care must be taken when using electricity in water, and proper protective equipment (e.g., neoprene rubber gloves) should be worn when handling fish. Only properly trained individuals should operate electroanesthesia units, operators should never work alone, and first aid should be readily available in case of an accident.

Application:

Alternating current was widely used in the past (e.g., Madden & Houston, 1976; Ross & Ross, 1984); however, it is now known to be the most damaging wave form to fish (Lamarque, 1990; Walker et al., 1994) and most electroanesthesia is now carried out with DC or pulsed DC. A popular design is a 12-V DC shocking basket that was developed for handling adult salmonids at sea (Gunstrom & Bethers, 1985; Orsi & Short, 1987), and that has recently been used with adult fish in freshwater (Sterritt et al., 1994; Jennings & Looney, 1998). Pulsed DC is the most common waveform used for electrofishing at present, and a setting of 60 V and 50 Hz has been used successfully for electroanesthesia (Walker et al., 1994; Redman et al., 1998). Low voltages should be used for electroanesthesia of adult 11

fish, as higher voltages (>100 V) can cause physical injury and reduced survival (Tipping & Gilhuly, 1996).

Notes:

•

The main advantages of electroanesthesia over chemical anesthetics include faster induction and recovery times, and the immediate release of treated fish without the need for a withdrawal period. Drawbacks include the need for specialized equipment, and the potential of physical injury to the operator and fish.

Hypothermia Hypothermia is accomplished by lowering the ambient temperature of the fish with ice or cold water.

Precautions:

The only potential danger to the handler is the risk of exposure to high concentrations of CO2 from the use of dry ice as the coolant. The use of dry ice could result in hypercapnic (high CO2) and acidic conditions in the water, if it is placed in the water. Fish acclimated to higher temperatures may experience stress as a result of cold shock.

Application:

Hypothermic anesthesia is more effective for fish acclimated to waters above 10 oC, as sedative effects are not induced if acclimation temperatures are lower than this. In the latter case, an additional chemical anesthetic may be necessary to induce deep anesthesia (Mittal & Whitear, 1978). Generally, hypothermic anesthesia has been induced in a variety of fishes by inducing a temperature change of about 10 to 25 oC, or to near 0 oC, by immersing them in crushed ice or ice water (see Summerfelt & Smith, 1990). Hypothermia results in a slow, light anesthesia, which is characterized by an absence of motion, reduced power of exertion and diminished nerve sensitivity (Bell, 1987). This is useful for transport, but it is not deep enough for any type of lengthy surgery. While this is not a common method of anesthesia today, it presents an alternative method when chemical anesthetics are not available or desirable.

Carbon dioxide Carbon dioxide (CO2) is a colourless, odourless, non-flammable gas with a water solubility of 1.71 L/L water at 0 oC and 760 mmHg (Bell, 1987).

Precautions:

CO2 is safe to use, but a level of 10% or more in the air will cause anesthesia or even death to the operator; therefore, ample ventilation is necessary (Bell, 1987). The hydration of CO2 will acidify water, and therefore, should be buffered to reduce this potential stress to the fish.

Application:

The exposure of fish to hypercapnia in the water (1 B 5% in air) is a commonly practiced method to induce respiratory acidosis in fish, as it produces a consistent and reproducible decrease in blood pH upon exposure to the fish. Studies by Iwama et al. (unpublished) have shown that buffering the water to minimize pH change with high CO2 and adding 8.5 g/L 12

NaCl significantly reduced the irritation as well as blood haematology and chemistry changes in 40 g steelhead trout (Oncorhynchus mykiss) exposed to a mixture of 50% CO2 in air.

Sodium bicarbonate (Booke, 1978) and carbonic acid (Post, 1979) are both listed in Table 2 under this heading since they are essentially the same treatment. The acidification of bicarbonate or carbonic acid evolves CO2, which is similar in producing a hypercapnic condition in the water. One difference is the unknown contribution of the added acid to the pH change of the water.

The recent interest in fisheries and aquaculture practitioners in using CO2 anesthesia is based on its gaseous nature, and the fact that it leaves no residues in the tissues. This popularity raises the need for research into the best method for administration since it is a potent method for disturbing the acid-base and ionic balance of all fishes (Iwama et al., 1989).

Although such disturbances might be lessened in sea water, due to the higher bicarbonate buffering, caution must be exercised by monitoring the acidification of the anesthetic bath.

Table 2

List of selected anesthetics and estimates for optimum doses, as well as induction and recovery times, for various fishes.

Anesthetic TMS

Benzocaine hydrochloride

Lidocaine plus

Dose 25 B 100 mg/L

Induction time

Recovery time

Test Fish

References

< 3 min

< 10 min

Salmonids, Carp, (Bell & Blackburn, 1984; Minnows Gilderhus & Marking, 1987; McFarland & Klontz, 1969; Schoettger & Julin, 1967; Sylvester & Holland, 1982; Yesaki, 1988)

250 B 480 < 5 min mg/L

< 10 min

Atlantic halibut

(Malmstroem et al., 1993)

150 mg/L < 3 min

< 10 min

Striped bass

(Lemm, 1993)

75 mg/L

Rapid

3.7 B 7.1min Cod

80 B 100 mg/L

2.6 B 6.8 min 2.5 B 1.2min Tilapia

40 mg/L

(Mattson & Riple, 1989) (Ferriera et al., 1979; Ross & Ross, 1984)

Cod

(Ross & Ross, 1984)

25 B 50 mg/L

3 min

4.3 B 6.32 min

Salmonids

(Yesaki, 1988)

55 B 85 mg/L

3 min

< 10 min

Bass

(Gilderhus, 1989; Gilderhus, 1990; Gilderhus & Marking, 1987; Gilderhus, 1991; Gilderhus, 1991)

50 B 100 mg/L

Carp 1.2 B 3.9 3.1 B 2.2 1.6 B 6.5min 2.9 B 2.2min Tilapia

350 mg/L 53 sec

13 min

13

Carp

(Ferriera et al., 1979) (Carrasco et al., 1984)

1g/L NaHCO3 *

Metomidate

Etomidate

250 mg/L 88 sec

12.6 min

Catfish

(Carrasco et al., 1984)

350 mg/L 89 sec

10.2 min

Tilapia

(Carrasco et al., 1984)

5 B 20 mg/L

Rapid

8.2 B 19.2 min

Cod

(Mattson & Riple, 1989)

7.5 B 10 mg/L

< 3 min

< 10 min

Striped Bass

(Lemm, 1993)

10 B 60 mg/L

< 5 min

< 20 min

Atlantic halibut

(Malmstroem et al., 1993)

5 mg/L

2.7 min

18 min

Rainbow trout

(Gilderhus & Marking, 1987)

1 B 7 mg/L ~ 3 min

< 20 min

Salmonids

(Bell, 1987; Gilderhus & Marking, 1987)

2 B 7 mg/L 90 sec

40 min

Tropicals

(Amend et al., 1982)

1.35 B 2.2 3 B 4 min mg/L

5 B 20 min

Catfish

(Limsuwan et al., 1983b)

0.5 B 2.3 mg/L

5 B 18 min

~30 min

Golden shiners

(Lisumwan et al., 1983a)

1.0 mg/L

5 min

Striped Bass

(Plumb et al., 1983)

Propoxate

1 B 4 mg/L < 10 min

Ketamine hydrochloride

30 mg/kg

(Ross & Ross, 1984)

10 B 300 sec 1 B 2 hrs

Salmonids

(Graham & Iwama, 1990)

2 B 4 min

1 B 20 min

Salmonids

(Bell, 1987; Gilderhus & Marking, 1987; McFarland & Klontz, 1969)

30 B 70 mg/L

2 min

1 B 24 min

Catfish

(Schoettger & Julin, 1968)

10 B 30 mg/L

2 min

2 B 60 min

Bluegill

(Schoettger & Julin, 1968)

25 B 55 mg/L

< 3 min

< 10 min

Striped Bass

(Lemm, 1993)

15 B 70 mg/L

2 min

1 B 60 min

Largemouth Bass (Schoettger & Julin, 1968)

Propanidid

1.5 B 3 mL/L

1 B 4 min

4 B 10 min

Salmonids

(Siwicki, 1984)

Clove oil & AQUI-S

40 mg/L

2.5 B 4 min

3 min

Rainbow trout (FW, 11EC)

(Anderson et al., 1997)

40 B 60 mg/L

3 B 4 min

12 B 14 min Rainbow trout (FW, 9EC)

Quinaldine sulfate 15 B 40 mg/L

14

(Keene et al., 1998)

100 mg/L 1 B 2 min

0.5 B 2.5min Rabbitfish (SW, 28EC)

(Soto & Burhanuddin, 1995)

100 mg/L 11 sec (for field use)

2 min

Damselfish (SW, 29EC)

(Munday & Wilson, 1997)

20 mg/L 5 min (AQUI-S)

5 B 10 min

Chinook salmon (FW)

(AQUI-S New Zealand Ltd., 2004)

2-Phenoxyethanol 200 B 500 3 min

2 B 10 min

Salmonids

(Barton & Helfrich, 1981; Bell & Blackburn, 1984; Sehdev et al., 1963; Yesaki, 1988)

< 4 min

Various species

(Mattson & Riple, 1989; McFarland & Klontz, 1969)

Instant drop of 6EC

Tilapia

(Ross & Ross, 1984)

Immersion in ice water

Various species

(McFarland, 1959; McFarland, 1959)

mL/L

100 B 500 3 min mL/L

Hypothermia

Carbon Dioxide

Sodium bicarbonate

200 B 1500 < 3 min mg/L (50%CO2 : 50%O2)

8.14 min

Salmonids

(Barton et al., 1986; Bell, 1987; Bell & Blackburn, 1984; Britton, 1983; Gilderhus & Marking, 1987; Iwama et al., 1989; Turvey & Genoe, 1984)

290 B 460 20 min mL/min

30 min

Carp

(Itzawa & Takeda, 1982)

30 min 1 B 1.78 L/min @50%CO2

20 B 30 min Carp

(Mitsuda et al., 1988; Mitsuda et al., 1980; Mitsuda et al., 1982)

100 B 250 ~ 30 min mmHg CO2

< 40 min

Carp

(Yoshikawa et al., 1988; Yoshikawa et al., 1991)

pH 6.5 + 642mg/L NaHCO3

10 min

Trout/Carp

(Booke, 1978)

12.1 min

Adult salmon

(Gilderhus & Marking, 1987)

5 min

900 mg/L 5 min

Carbonic acid

150 B 600 mg/L H2CO3

Electro-anesthesia 12 V DC

(Post, 1979)

Rapid

Immediate

15

Chinook salmon (17 l)

(Gunstrom & Bethers, 1985)

12 V DC 150 mA

Rapid

Immediate

Chinook salmon (SW)

(Orsi & Short, 1987)

12 V DC 1-3 A

Rapid

30 sec

Coho salmon (FW)

(Sterritt et al., 1994)

12 V DC 30 mA

8 sec

9 sec

Striped bass (5 l, 21EC)

(Jennings & Looney, 1998)

2 B 3 min

Brown trout (FW, (Redman et al., 1998) 12EC) Northern pike (Walker et al., 1994) (FW, 11EC)

Rapid 60 V pulsed DC 50 Hz, 7.3 ms pulse width pulsed for 10 B 15 sec

*These values are the lethal concentrations of Lidocaine without the addition of sodium bicarbonate.

16

References Amend D.F., Goven B.A. & Elliot D.G. (1982) Etomidate: effective dosages for a new fish anesthetic. Transactions of the American Fisheries Society 111:337-341.

Anderson W.G., McKinley R.S. & Colavecchia M. (1997) The use of clove oil as an anesthetic for rainbow trout and its effects on swimming performance. North American Journal of Fisheries Management 17(2):301-307.

AQUI-S New Zealand Ltd. (2004) Electronic document, http://www.aqui-s.com Barton B.A. & Helfrich H. (1981) Time-dose responses of juvenile rainbow trout to 2phenoxyethanol. Progressive Fish-Culturist 43(4):223-231.

Barton B.A., Schreck C.B. & Sigismondi L.A. (1986) Multiple acute disturbances evoke cumulative physiological stress responses in juvenile chinook salmon. Transactions of the American Fisheries Society 115:246-251.

Bell G. (1987) An outline of anesthetic and anesthesia for salmonids, a guide for fish culturists in British Columbia. 16pp. Canadian Technical Report of Fisheries Aquatic Sciences No. 1534.

Bell G. & Blackburn J. (1984) Anesthetizing chinook smolts. In: Salmonid Enhancement Program â&#x20AC;&#x201D; Preliminary Notes on New Information in Salmonid Hatchery Propagation. (eds. D.F. Alderice, F.E.A. Wood & D.W. Narver). Canadian Data Report of Fisheries and Aquatic Sciences No. 496.

Bisson P.A. (1976) Increased invertebrate drift in an experimental stream caused by electrofishing. Journal of the Research Board of Canada 33:1806-1808.

Booke H.E. (1978) Sodium bicarbonate, an inexpensive fish anesthetic for field use.

Progressive Fish-Culturist 40(1):11-13.

Britton E. (1983) Constant carbon dioxide (CO2) and oxygen (O2) aeration to anaesthetize adult salmon. Vancouver: Canadian Department Fisheries and Oceans. Information News 49.

Carrasco S., Sumano H. & Navohro-Fierro R. (1984) The use of lidocaine-sodium bicarbonate as an anesthetic in fish. Aquaculture 41:161-163.

Cowx I.G. & Lamarque P. (ed.) (1990) Fishing with electricity - applications in freshwater fisheries management. 248pp. Oxford: Fishing News Books.

Ferriera J.T., Smit G.L., Schoonbee H.J. & Holzapfel C.W. (1979) Comparison of anesthetic potency of Benzocaine hydrochloride and MS-222 in two freshwater species. Progressive Fish-Culturist 41(3):161-163.

Fredricks K.T., Gingerich W.H. & Fater D.C. (1993) Comparative cardiovascular effects of four fishery anesthetics in spinally transected rainbow trout, Oncorhynchus mykiss.

Comparative Biochemistry & Physiology 104C(3):477-483.

Gilderhus P.A. (1989) Efficacy of benzocaine as an anesthetic for salmonid fishes. North American Journal of Fisheries Management 9:150-153.

17

Gilderhus P.A. (1990) Benzocaine as a fish aneshetic: efficacy and safety for spawningphase salmon. Progressive Fish-Culturist 52(3):189-191.

Gilderhus P.A. (1991) Benzocaine as an anesthetic for striped bass. Progressive FishCulturist 53(2):105-107.

Gilderhus P.A. & Marking L.L. (1987) Comparative efficacy of 16 anesthetic chemicals in rainbow trout. North American Journal of Fisheries Management 7:288-292.

Graham M. & Iwama G.K. (1990) The Physiologic effects of the anesthetic ketamine hydrochloride on two salmonid species. Aquaculture 90(3-4):323-331.

Gunstrom G.K. & Bethers M. (1985) Electrical anesthesia for handling large salmonids.

Progressive Fish-Culturist 47:67-69.

Houston A.H. & Corlett J.T. (1976) Specimen weight and MS-222. Journal of the Fisheries Research Board of Canada 33:1402-1407.

Itzawa Y. & Takeda T. (1982) Respiration of carp under anesthesia induced by mixed bubbling of carbon dioxide and oxygen. Bulletin of the Japanese Society of Science and Fisheries 48(4):489-493.

Iwama G.K., McGeer J.C. & Pawluk M.P. (1989) The effects of five fish anaesthetics on acid-base balance, hematocrit, cortisol and adrenaline in rainbow trout. Canadian Journal of Zoology 67:2065-2073.

Iwama G.K. & Ackerman P.A. (1994) Anaesthesia. In: Biochemistry and Molecular Biology of Fishes, vol. 3. (eds. P.W. Hochachka & T.P. Mommsen), pp. 1-15. Amsterdam: Elsevier Science B.V. Jennings C.A. & Looney G.L. (1998) Evaluation of two types of anesthesia for performing surgery on striped bass. North American Journal of Fisheries Management 18:187-190.

Keene J.L., Noakes D.L.G., Moccia R.D. & Soto C.G. (1998) The efficacy of clove oil as an anaesthetic for rainbow trout, Oncorhynchus mykiss (Walbaum). Aquaculture Research 29(2):89-101.

Lamarque P. (1990) Electrophysiology of fish in electric fields. In: Developments in electric fishing. (ed. I.G. Cowx), pp. 4-33. Oxford: Fishing News Books.

Lemm C.A. (1993) Evaluation of five anesthetics on striped bass. National Fisheries Research Centre Technical Report 196, 17pp. Kearneysville, WV: National Fisheries Research Center B Leetown.

Limsuwan C., Grizzle J.M. & Plumb J.A. (1983a) Etomidate as an anesthetic for fish - its toxicity and efficacy. Transactions of the American Fisheries Society 112(4):544-550.

Limsuwan C., Limsuwan T., Grizzle J.M. & Plumb J.A. (1983b) Stress response and blood characteristics of channel catfish (Ictalurus punctatus) after anesthesia with etomidate.

Canadian Journal of Fisheries and Aquatic Sciences 40(11-12):2105-2112.

Macavoy S.E. (1997) Effects of tricaine methanesulfonate (MS-222) on hematocrit: First field measurements on blacknose dace. Transactions of the American Fisheries Society 126(3):500-503.

18

Madden J.A. & Houston A.H. (1976) Use of electroanesthesia with freshwater teleosts some physiological consequences in rainbow-trout, Salmo-Gairdneri richardson. Journal of Fish Biology 9(6):457-462.

Malmstroem T., Salte R., Gjoeen H.M. & Linseth A. (1993) A practical evaluation of metomidate and MS-222 as anaesthetics for Atlantic halibut (Hippoglossus hippoglossus L.). Aquaculture 113(4):331-338.

Marking L.L. (1967) Toxicity of MS-222 to selected fishes. 9pp. U.S. Fish and Wildlife Services, Investigations into Fish Control 12.

Marking L.L. & Meyer F.P. (1985) Are better anesthetics needed in fisheries? Fisheries 10(6):2-5.

Massee K.C., Rust M.B., Hardy R.W. & Stickney R.R. (1995) The effectiveness of tricaine, quinaldine sulfate and metomidate as anesthetics for larval fish. Aquaculture 134(3-4):351359.

Mattson N.S. & Riple T.H. (1989) Metomidate, a better anesthetic for cod (Gadus Morhua) in comparison with benzocaine, MS-222, chlorobutanol, and phenoxyethanol. Aquaculture 83(1-2):89-94.

McErlean A.J. & Kennedy V.S. (1968) Comparison of some anesthetic properties of benzocaine and MS222. Transactions of the American Fisheries Society 97:496-498.

McFarland W.N. & Klontz G.W. (1969) Anesthesia in fishes. pp. 1535-1540. Federal Proceedings.

McFarland W.N. (1959) A study of the effects of anaesthetics on the behaviour and physiology of fishes. Publications of the Institute of Marine Sciences 6:22-55.

Merck and Company (1989) The Merck Index, 11th ed. 1606pp. Rahway, New Jersey: Merck and Company.

Mitsuda H., Ishida Y., Yoshikawa H. & Ueno S. (1988) Effects of a high-concentration of CO2 on electrocardiograms in the carp, Cyprinus carpio. Comparative Biochemistry and Physiology A-Physiology 91A(4):749-757.

Mitsuda H., Nakajima K., Mizuno H., Kawai F. & Yamamoto A. (1980) Effects of CarbonDioxide on Carp. Journal of Nutritional Science and Vitaminology 26(1):99-102.

Mitsuda H., Ueno S., Mizuno H., Ueda T., Fujikawa H., Nohara T. & Fukada C. (1982) Levels of Co2 in arterial blood of carp under carbon dioxide anesthesia. Journal of Nutritional Science and Vitaminology 28(1):35-39.

Mittal A. & Whitear M. (1978) A note on cold anaesthesia of poikilotherms. Journal of Fish Biology 13:519-520.

Molinero A. & Gonzalez J. (1995) Comparative effects of MS 222 and 2-phenoxyethanol on gilthead sea bream (Sparus aurata L.) during confinement. Comparative Biochemistry & Physiology A-Comparative Physiology 111A(3):405-414.

Munday P.L. & Wilson S.K. (1997) Comparative efficacy of clove oil and other chemicals in anaesthetization of Pomacentrus amboinensis, a coral reef fish. Journal of Fish Biology 51(5):931-938.

19

Olsen Y.A., Einarsdottir I.E. & Nilssen K.J. (1995) Metomidate anaesthesia in Atlantic salmon, Salmo salar, prevents plasma cortisol increase during stress. Aquaculture 134(12):155-168.

Orsi J.A. & Short J.W. (1987) Modifications in electrical anesthesia for salmonids.

Progressive Fish-Culturist 49(2):144-146.

Plumb J.A., Schwedler T.E. & Limsuwan C. (1983) Experimental anesthesia of three species of freshwater fish with etomidate. Progressive Fish-Culturist 45(1):30-33.

Post G. (1979) Carbonic acid anesthesia for aquatic organisms. Progressive Fish-Culturist 41(3):142-144.

Redman S.D., Meinertz J.R. & Gaikowski M.P. (1998) Effects of immobilization by electricity and MS-222 on brown trout broodstock and their progeny. Progressive FishCulturist 60(1):44-49.

Reynolds J. (1996) Electrofishing. In: Fisheries Techniques, 2nd ed. (eds. B. Murphy & D. Willis), pp. 221-253. Bethesda: American Fisheries Society.

Ross L.G. & Ross B. (1984) Anaesthetic and sedative techniques for fish. 35pp. University of Stirling, Scotland: Institute of Aquaculture.

Schoettger R.A. & Julin A.M. (1967) Efficacy of MS-222 as an anaesthetic on four salmonids. Report no.13, 13pp. U.S. Fisheries and Wildlife Services.

Schoettger R.A. & Julin A.M. (1968) Efficacy of quinaldine as an anesthetic for seven species of fish. Report no.22, 9pp. U.S. Fisheries and Wildlife Services.

Schreck C.B., Whaley R.A., Maughan O.E. & Solazzi M. (1976) Physiological responses of rainbow trout (Salmo gairdneri) to electroshock. Journal of the Fisheries Research Board of Canada 33:76-84.

Sehdev H.S., McBride J.R. & Fagerland U.H.M. (1963) 2-phenoxyethanol as a general anaesthetic for sockeye salmon. Journal of the Fisheries Research Board of Canada 20(6):1435-1440.

Siwicki A. (1984) New anesthetic for fish. Aquaculture 38(2):171-176.

Soto C.G. & Burhanuddin C.G. (1995) Clove oil as a fish anaesthetic for measuring length and weight of rabbitfish (Siganus lineatus). Aquaculture 136(1-2):149-152.

Sterritt D.A., Eliot S.T. & Schmidt A.E. (1994) Electrical anesthesia for immobilizing adult coho salmon in freshwater. North American Journal of Fisheries Management 14(2):453456.

Summerfelt R.C. & Smith L.S. (1990) Anaesthesia, surgery and related techniques. In: Methods for Fish Biology. (eds. C.B. Schreck & P.B. Moyle), pp. 213-272. Bethesda MD: American Fisheries Society.

Sylvester J.R. & Holland L.E. (1982) Influence of temperature, water hardness, and stocking density on MS-222 response in three species of fish. Progressive Fish-Culturist 44(3):138141.

Thienpont D. & Niemegeers C.J.E. (1965) Propoxate (R7467): a new potent agent in cold blooded vertebrates. Nature 25:1018-1019.

20

Tipping J.M. & Gilhuly G.J. (1996) Survival of electroanesthetized adult steelhead and eggs of fall chinook salmon. North American Journal of Fisheries Management 16(2):469-472.

Turvey D. & Genoe H.S. (1984) Fish Culture Anesthesia. In: Salmonid Enhancement Program â&#x20AC;&#x201C; Preliminary Notes on New Information in Salmonid Hatchery Propagation. (eds.

D.F. Alderice, F.E.A. Wood & D.W. Narver), pp. 70. Canadian Data Report of Fisheries and Aquatic Sciences no.496.

Walker M.K., Yanke E.A. & Gingerich W.H. (1994) Use of electronarcosis to immobilize juvenile and adult northern pike. Progressive Fish-Culturist 56(4):237-243.

Weyl O., Kaiser H. & Hecht T. (1996) On the efficacy and mode of action of 2phenoxyethanol as an anaesthetic for goldfish, Carassius auratus (L.), at different temperatures and concentrations. Aquaculture Research 27(10):757-764.

Williams T.D., Christiansen J. & Nygen S. (1988) Intermuscular anesthesia of teleosts and elasmobranchs using ketamine hydrochloride. (Monterey Bay Aquarium, ed.), 135pp.

Monterey, CA: Proceedings of the Western Regional Conference, American Association of Zoological Park and Aquariums.

Yesaki T. (1988) A detailed description of the efficacy of five anaesthetics on juvenile chinook salmon (Oncorhynchus tshawytscha). 54pp. University of British Columbia, Vancouver: Department of Animal Science Report.

Yoshikawa H., Ishida Y., Ueno S. & Mitsuda H. (1988) Changes in the depth of anesthesia of the carp anesthetized with a constant level of CO2. Bulletin of the Japanese Society of Science and Fisheries 55(3):457-462.

Yoshikawa H., Yokoyama Y., Ueno S. & Mitsuda H. (1991) Changes of blood gas in carp, Cyprinus carpio anesthetized with carbon dioxide. Comparative Biochemistry & Physiology 98A(3-4):431-436.

Trademark Index 1. [Abbot] Abbot Labs, North Chicago, Illinois.

2. [Arnar-Stone] Arnar-Stone Labs., Inc., Mt. Prospect, Illinois.

3. [Astra Pharm] Astra Pharmaceutical Products, Inc., Westboro, Massescheusetts.

4. [Ayerst] Wyeth-Ayerst (division of American Home Products), New York, New York.

5. [Bayer] Bayer AG, Leverkeisen, W.Germany.

6. [Bristol] Bristol Labs, (division of Bristol-Myers Co.), Syracuse, New York.

7. [Central Pharm.] Central Pharmaceuticals, Inc., Seymour, Indiana.

8. [Gedeon Richter] Chemical Works of Gedeon Richter Ltd., Budapest, Hungary.

9. [Heyl] Heyl Chemisch-pharmazeutische, Tabrik GmbH, Berlin, W.Germany.

10. [Janssen] Janssen Pharmaceutica (subsidiary of Johnson & Johnson), Beerse, Belgium.

11. [Knoll] Knoll Chemische Fabriken AG (subsidiary of BASF) Ludwigschafen, W.Germany.

21

12. [Merck & Co.] Merck & Co., Inc., Rahway, New Jersey.

13. [Norgine] Norgine GmbH, Marburg/Laahn, W.Germany.

14. [Parke,Davis] Parke, Davis & Co., (division of Warner-Lambert Pharmaceutical Co.), Detroit, Michigan.

15. [Pharm Allergan] Pharm-Allergan GmbH, Karlsruhe, W.Germany.

16. [Pohl] G.Pohl-Boskamp, Hohenlocksted/Holstein, W.Germany.

17. [Rhodia] Rhodia Pharma GmbH (susidiary of Rhone-Poulenc), Hamburg, Germany.

18. [Sandoz] Sandoz AG, Basel, Switzerland; also Sandoz, Inc., East Hanover, New Jersey.

19. [Sankyo] Sankyo Co., Ltd., Tokyo, Japan.

20. [Schering] Schering-Plough Corp., Kenilworth, New Jersey.

21. [Sintyal] Sintyal, Beunos Aires, Argentina.

22. [Squibb] ER Squibb & Sons, Princeton, New Jersey.

23. [SS Pharm.] SS Pharmaceutical Co., Ltd., Tokyo, Japan.

24. [Winthrop] Winthrop Labs (subsidiary of Sterling Drug Inc.), New York, New York.

25. [AQUI-S] AQUI-S New Zealand Ltd., Wellington, New Zealand.

22