EFECTOS Y MECANISMOS inmunomoduladores de las MICOTOXINAS EN EL CERDO
Prof. Adjunto Panagiotis Tassis Profesor Adjunto de Medicina y Reproducción Porcina, Clínica de Animales de Granja, Facultad de Medicina Veterinaria, Universidad Aristóteles de Tesalónica, Grecia
1
La amenaza de las micotoxinas en los granos en todo el mundo Las micotoxinas son metabolitos secundarios producidos por hongos (géneros Aspergillus, Penicillium, Fusarium,
Alternaria y Claviceps) que pueden encontrarse en los granos (por ejemplo, maíz, trigo, cebada) en todo el mundo.
Los estudios han demostrado la variabilidad
Estudios recientes han sugerido
de su distribución entre regiones y zonas
que hasta el 80% de los cultivos
climáticas a nivel mundial1. Entre las numerosas
de alimentos y piensos están
micotoxinas que existen, se ha sugerido que el
contaminados con micotoxinas a nivel
deoxinivalenol (DON), las fumonisinas (FBs,
mundial (ocurrencia por encima de los
FB1-FB3), la zearalenona (ZEN), las aflatoxinas
niveles detectables hasta el 60-80%),
(AFs, principalmente AFB1), la ocratoxina A
mientras que la co-contaminación de
(OTA) y las toxinas T-2 son las más relevantes
los granos con múltiples micotoxinas
para la salud y la producción de los cerdos2.
es un hallazgo común3. Un estudio de 10 años con muestras de 100 países reveló que el DON, la FB y la ZEN eran las micotoxinas
DON 64% muestras 723 μg/kg
FBs 60% muestras 388 μg/kg
más prevalentes y se detectaron en el 64%, 60% y 45% de todas las muestras, respectivamente. Las concentraciones medias fueron de 723 μg/kg, 388 μg/kg y 55 μg/kg para FBs, DON y ZEN, respectivamente1. Los cerdos y las aves de corral son
ZEN 45% muestras 55 μg/kg
Contaminación de los cultivos con micotoxinas
muy susceptibles y sensibles a los efectos de las micotoxinas4. Los efectos de las micotoxinas en los cerdos son múltiples y dependen de5: El tipo de micotoxina El nivel y la duración de la exposición La edad del animal
2
ZEN
La ingestión de grandes cantidades
Trastornos reproductivos Síndrome de hiperestrogenismo
puede inducir casos agudos de micotoxicosis con síntomas clínicos bien descritos, como2,4,6:
FBs Edema pulmonar
Trastornos reproductivos y síndrome de hiperestrogenismo en el caso de ZEN
MYCOTOXICOSIS AGUDA
Vómitos y retraso del crecimiento en el caso de DON
DON
Edema pulmonar tras la ingestión de FBs
AF ↓Ingesta de alimentos ↓Ganancia de peso
Vómitos Retraso del crecimiento
Reducción de la ingesta de alimentos y aumento de peso en los casos de AF aguda
OTA
Polidipsia, poliuria y reducción del crecimiento en los casos de OTA Sin embargo, el consumo crónico de bajos niveles de micotoxinas y la inducción de síntomas clínicos inespecíficos parece más probable en condiciones de campo.
HEPATOTOXICIDAD
Los efectos tóxicos crónicos de las micotoxinas en los cerdos incluyen
Polydipsia & Polyuria ↓Growth
hepatotoxicidad, genotoxicidad, nefrotoxicidad, neurotoxicidad, reprotoxicidad, inmunotoxicidad y otros efectos como los trastornos neuroendocrinos6,7.
GENOTOXICIDAD
NEUROTOXICIDAD NEFROTOXICIDAD
MYCOTOXICOSIS CRÓNICA
INMUNOTOXICIDAD REPROTOXICIDAD
TRASTORNOS NEUROENDOCRINOS
3
RESPUESTA INMUNITARIA INNATA
El sistema inmunitario del cerdo
Células fagocíticas
Receptores Toll-like (TLR)
Citoquinas, quimiocinas y proteínas
Monitorizar los patrones moleculares asociados a los patógenos e inducir vías de señalización
El sistema inmunitario del cerdo es el principal mecanismo de defensa frente a los agentes infecciosos y otros agentes. Su respuesta es complicada, pero los aspectos básicos de la respuesta del sistema inmunitario son8: Inflamación Respuesta celular Respuesta humoral De forma resumida, tras la estimulación del sistema inmunitario (por ejemplo, tras el contacto con un agente infeccioso), un primer mecanismo múltiple de defensa entra en acción. Este mecanismo incluye la respuesta inmunitaria innata con células fagocíticas y la producción de diversas citoquinas, quimiocinas y proteínas que proporcionan protección
Protección antimicrobiana
Reclutamiento linfocitos T
Activar la respuesta inmunitaria adquirida
Atacar a las células infectadas por agentes infecciosos
Citoquinas
antimicrobiana, reclutan linfocitos T a través del proceso inflamatorio y activan aún más la respuesta
INMUNIDAD INNATA
inmunitaria adaptativa o adquirida.
Células fagocíticas
El sistema innato también incluye células Natural Killer (NK) que presentan una doble función, una respuesta innata para atacar a las células infectadas por agentes infecciosos y la producción de citoquinas para ayudar a la activación de la inmunidad adquirida9-11. Además, los receptores de reconocimiento de patrones, incluidos los receptores Toll-like (TLR), participan en la monitorización de los patrones moleculares asociados a los patógenos e inducen vías de señalización que permitirán la activación del sistema inmunitario frente a la infección11.
4
INMUNIDAD ADQUIRIDA
RESPUESTA INMUNITARIA ADQUIRIDA Más adelante, el sistema inmunitario
Linfocitos B & Anticuerpos
adaptativo utiliza linfocitos B,
Linfocitos T
Citoquinas
linfocitos T, citoquinas y anticuerpos con el fin de proporcionar una memoria específica del patógeno para protegerse de infecciones posteriores con el mismo patógeno.
Memoria específica del patógeno
En conjunto, los mecanismos de defensa innatos que no requieren una exposición previa al antígeno ni tienen una “memoria” inmunológica, proporcionan la primera respuesta, casi inmediata, frente al agente infeccioso y controlan la infección, al tiempo que ayudan a la activación del sistema inmunitario adaptativo, que tiene “memoria” inmunológica y producirá respuestas inmunitarias de anticuerpos y mediadas por células11.
El sistema inmunitario innato Primera línea de defensa Hay partes importantes del sistema
inmunitario innato, como las
respuesta frente a los patógenos son el
inmunitario innato que actúan
defensinas (péptidos de defensa
epitelio de las mucosas (por ejemplo,
como la primera línea de defensa
del huésped), el sistema del
el tracto intestinal y respiratorio), el
o "barreras" frente a diferentes
complemento, los receptores
microbioma (ecosistema microbiano
tipos de infecciones (físicas,
Toll-like (TLR), los interferones de
intestinal) y el sistema linfoide
químicas, microbianas), como las
tipo I (IFN), el factor de necrosis
porcino compuesto por los ganglios
células epiteliales, los ácidos
tumoral-α (TNF-α), IL-6, y IL-8
linfáticos, los folículos linfáticos, las
grasos bactericidas, la flora normal
(citoquinas proinflamatorias) :
amígdalas, el timo y el bazo12,13.
y la capa de moco, así como las células con capacidades fagocitarias como los leucocitos granulares (neutrófilos, basófilos, mastocitos y eosinófilos) y los fagocitos mononucleares (monocitos de sangre
11
Defienden frente a los patógenos Controlan las infecciones Activan la cascada de eventos
(NK) y otras partes del sistema
microbiota óptima14:
de inflamación y la respuesta
Evita la colonización del epitelio
inmunitaria adaptativa
intestinal por patógenos y la penetración de la barrera intestinal
circulante y macrófagos de tejido). Las células Natural Killer
Adicionalmente, una
Las partes que desempeñan un
Modula el tejido linfoide
papel importante en este sistema
asociado al intestino (GALT)
de defensa inmunitaria y en la
y la inmunidad sistémica Influye en el desarrollo gastrointestinal
5
ELEMEMENTOS DEL SISTEMA INMUNITARIO
Epitelio de las mucosas (tracto intestinal & respiratorio) Microbiota (ecosistema microbiano intestinal) Células fagocíticas y NK, sistema del complemento, TLR, IFNs, citoquinas proinflamatorias
Sistema linfoide (ganglios linfáticos, folículos linfáticos, amígdalas, timo y bazo)
Defensa frente a los patógenos Control de las infecciones Activación de la cascada de eventos de inflamación y la respuesta inmunitaria adaptativa
Los efectos de las micotoxinas en el sistema inmunitario de los cerdos Los efectos de las micotoxinas
Las micotoxinas de Fusarium pueden
mencionadas anteriormente en los cerdos son múltiples y
producir efectos inmunoestimulantes o inmunosupresores, según la
varían considerablemente.
edad del huésped, la dosis de exposición y la duración7,16,
Teniendo en cuenta que los
mientras que las AFs y la OTA
cerdos ingieren alimentos
inducen inmunosupresión17,18.
contaminados con micotoxinas, la capa de células epiteliales gastrointestinales es el primer lugar de contacto e interacción14,15. A partir de ese momento, se produce una inmunomodulación y una secuencia de reacciones inflamatorias que pueden
Micotoxinas de Fusarium Efectos inmunoestimulantes o inmunosupresores AFs & OTA Inmunosupresión
ser alteradas por los efectos de la micotoxina a nivel molecular y celular.
6
Las consecuencias sanitarias y
Se hace especial referencia
económicas de los efectos de
a los ensayos con cerdos
las micotoxinas en el sistema
o líneas celulares porcinas,
inmunitario de los cerdos son
aunque también se presentan
significativas. Se han descrito
selectivamente pruebas de otros
tres resultados principales19-21:
animales de granja, animales de laboratorio y líneas celulares.
Mayor susceptibilidad a enfermedades infecciosas
La mayor parte de los hechos
Reactivación de
relacionados con los efectos de las
infecciones crónicas
micotoxinas sobre la eficacia de
Disminución de la eficacia vacunal
las vacunas y la susceptibilidad a las enfermedades se presentarán
Se ha sugerido una sensibilidad
en un artículo específico.
del sistema inmunitario a la inmunosupresión inducida por micotoxinas. Esto se debe a la vulnerabilidad de las células
TRICOTECENOS
en continua proliferación y diferenciación que participan en actividades mediadas por el sistema inmunitario y que regulan la compleja red de comunicación entre los componentes celulares y humorales8.
Los efectos del DON en
En cuanto a las formas acetiladas H
el sistema inmunitario del cerdo
O
O OH
HO
O HO
de DON, hay pruebas de que al menos el 15-Ac-DON produce una toxicidad crónica general
El DON y otras micotoxinas
similar a la del DON, mientras
Además, cabe señalar que
producidas por Fusarium afectan
que la inmunotoxicidad del
los efectos de la mezcla
directamente a la síntesis de
3-Ac-DON y del 15-Ac-DON
de micotoxinas presentes
globulinas en el hígado y
podría estar menos expresada25.
en los piensos para cerdos
comprometen la respuesta
sobre el sistema inmunitario
inmunitaria de los cerdos22.
también pueden aumentar la
Como se ha observado in vivo, los tricotecenos pueden ser
variabilidad del resultado y no
Los tricotecenos de tipo B,
estimulantes en algunos modelos
pueden predecirse fácilmente,
incluido el DON, tienen la
de leucocitos, pero inhibidores
ya que podrían tener una
capacidad aumentar y disminuir
en otros; paradójicamente,
interacción antagónica, aditiva
las funciones inmunitarias,
estas actividades a veces se
o sinérgica y aumentar el
interrumpiendo la señalización
producen conjuntamente26.
impacto de cada micotoxina . 20
El presente artículo se centrará en las evidencias relativas a los mecanismos subyacentes de la inmunomodulación inducida por las micotoxinas.
intracelular entre los leucocitos23. Los efectos inmunoestimulantes o inmunosupresores de DON dependen de la dosis, frecuencia y duración de la exposición24, mientras que pocos estudios han demostrado los efectos de 3-Ac-DON, 15-Ac-DON y DON-3-glucósido en la respuesta inmunitaria.
Las células inmunitarias (macrófagos, linfocitos B y T y células Natural Killer (NK)) son sensibles a DON, 3-Ac-DON y 15-Ac-DON, y se pueden observar efectos inmunoestimulantes/ inflamatorios o inmunosupresores dosis dependientes7,23,24,27,28.
7
La expresión genética inflamatoria
Los efectos tóxicos del DON en los
diferencial y la apoptosis inducida
animales de granja se han estudiado
por DON son mecanismos que
ampliamente25, siendo los efectos
juegan un papel importante en
anorexígenos e inmunomoduladores
esos efectos inmunológicos.
los más pronunciados en los cerdos.
La diana molecular más relevante
El rechazo y la reducción de la
de los tricotecenos es la subunidad
ingesta de alimentos después de la
ribosómica 60S, lo que sugiere que
ingestión de pienso contaminado
un mecanismo subyacente es la
con DON se han asociado con los
inhibición de la translocación29.
efectos hormonales e inmunotóxicos de DON, ya que se ha observado
Sin embargo, se sabe que los
que los cambios en las hormonas
tricotecenos y otros inhibidores
de la saciedad (por ejemplo,
de la translocación que se unen
colecistoquinina y péptido tirosina
a los ribosomas también pueden
tirosina) y los cambios de las
activar rápidamente las proteínas
citoquinas proinflamatorias (por
quinasas activadas por mitógenos
ejemplo, IL-1β, IL-6, TNF-alfa)
(MAPK), provocando la expresión
están relacionados con la
de genes relacionados con la
anorexia inducida por DON25.
inflamación como citoquinas
EFECTOS INMUNOTÓXICOS Cambios en citoquinas proinflamatorias
DON O
H
O OH
HO
O HO
Pienso contaminado con DON
Cambios en hormonas de la saciedad
Además, se ha sugerido que el
proinflamatorias23,24, e inducir
DON afecta predominantemente
la apoptosis en un proceso
a las células de proliferación
conocido como “respuesta
intensa como las células
al estrés ribotóxico“30,31.
RECHAZO Y REDUCCIÓN DE LA INGESTA DE PIENSO (ANOREXIA)
epiteliales intestinales (IEC), el hígado y las células inmunitarias, y el orden de sensibilidad al DON es inmunitario >neuro-
Los MAPKs modulan
endocrino>intestinal7,14.
procesos fisiológicos como el crecimiento, diferenciación y apoptosis celular32 y son críticos para la transducción de señales en la respuesta inmunitaria33.
EXPRESIÓN DE GENES INFLAMATORIOS Y APOPTOSIS INDUCIDA POR DON
DON O
subunidad ribosómica 60S H
O OH
HO
O HO
Inhibición de la translocación Expresión de citoquinas proinflamatorias
Respuesta de estrés ribotóxico (apoptosis)
8
En el estudio in vitro
La toxina tuvo un efecto
anteriormente34, las bajas
(hepatocitos expuestos a 500
bifásico sobre la proliferación
concentraciones de DON
o 2000 nm de DON con o sin
de linfocitos específicos de
(hasta 840 μg/kg de alimento
1μg lipopolisacáridos (LPS)/
OVA, sugiriendo un aumento
durante 4 semanas) no afectan
ml; incubación durante 48
en los días posteriores a
a la respuesta inmunitaria
horas) de Doll et al.41, se
la inmunización con OVA,
de los lechones en lo que
sugirió que el DON tiene
pero una disminución en
el potencial de provocar
las semanas siguientes.
de inmunoglobulinas, la EFFECTOS INMUNOLÓGICOS DEL DON EN LECHONES
proliferación de linfocitos y la producción de citoquinas. Sin embargo, en otros estudios se ha demostrado que el DON aumenta la concentración de IgA en la sangre, mientras que la proliferación de linfocitos inespecíficos puede
con investigaciones anteriores sobre cerdos, otros animales de granja y humanos, normalmente sólo hay efectos menores (hasta 1,5 veces), insignificantes o ningún efecto del DON sobre la IgA.
42 días de exposición a una
sinérgicos, aumentando
dieta contaminada con DON.
la expresión de ARNm de TNF-α en los hepatocitos. DON estimuló una inducción
redujeron significativamente. La expresión del ARNm de IL-10 antiinflamatoria aumentó. En un estudio sobre los efectos RESPUESTA INMUNITARIA A LA VACUNACIÓN
Según Döll y Dänicke , de acuerdo 40
de IgG anti-OVA después de
DON y LPS fueron
inducidas por LPS se
DON (4 mg/kg de alimento
linfocitos en un 28%.
un aumento de los títulos
sobrenadantes de IL-6
Según Frankic et al.37, el
de daño en el ADN en los
inmunizados con OVA mostró
estudio aportó pruebas de que:
Las concentraciones
et al.39 no demostraron efectos inmunitarios significativos tras 6 semanas de exposición oral a DON en cerdos, confirmando la variabilidad de los efectos inmunitarios de DON.
significativamente la cantidad
Otro estudio en cerdos
hepáticas de los cerdos. El
de ARNm de IL-6.
Por otro lado, Ferrari
destetados) aumentó
inmunitarias en las células
dependiente de la dosis
aumentar o disminuir19,35-38.
durante 14 días en cerdos
y modular las reacciones
RESPUESTA INMUNITARIA A LA VACUNACIÓN
respecta a la concentración
EFECTOS HEPATOTÓXICOS DEL DON
Como se ha descrito
Simultáneamente, se incrementó la expresión de las quimiocinas implicadas en las reacciones inflamatorias [(IL-8, quimiocina (motivo C-X-C) ligando 20 (CXCL20), interferón-g (IFN-g)]. El desoxinivalenol aumentó la expresión del gen del antioxidante glutatión peroxidasa 2 (GPX-2) y redujo la expresión de los
del DON sobre la respuesta
genes que codifican los
inmunitaria a la vacunación
antioxidantes enzimáticos,
(2,2-2,5 mg DON/kg de pienso,
incluyendo GPX-3, GPX-4
cerdos destetados durante
y la superóxido dismutasa
9 semanas)19, se observó un
3 (SOD-3), involucrados
aumento de las IgA e IgG
en el estrés oxidativo42.
específicas de la ovoalbúmina (OVA), mientras que los ganglios linfáticos de los cerdos tratados tenían una expresión reducida del ARNm de TGF-β y de IFN-γ, lo que respaldaba la posibilidad de una reducción de la respuesta a la vacunación inducida por el DON.
También se observó una respuesta reducida o retardada de los anticuerpos a los antígenos dependientes del timo en cerdos en crecimiento alimentados con granos contaminados con DON22,43.
9
La exposición a altas
inmunitario innato parecen ser
dosis de DON induce efectos
intestino de los cerdos han sido
sensibles a los tricotecenos26,
supresores de procesos
bien descritos por Pinton y Oswald56,
44
relacionados con los
sugiriendo múltiples efectos
macrófagos son células con
macrófagos, como la secreción
negativos sobre la integridad del
una mayor (10 a 100 veces)
de citoquinas y la fagocitosis, e
epitelio y la barrera intestinal, así
sensibilidad al DON en
induce su apoptosis (mediante
como la modulación de la actividad
comparación con los fibroblastos,
la activación de la quinasa
del epitelio intestinal en su papel
p38), con lo que aumenta la
en la respuesta inmunitaria,
susceptibilidad del huésped
afectando la producción de
linfocitos, IEC o astrocitos.
EFECTOS EN MACRÓFAGOS
. Se considera que los
Los efectos del DON en el
a los patógenos y reduce la
citoquinas por las células intestinales
activación de los linfocitos B
o inmunitarias, y se supone que
y T (los macrófagos no actúan
interfieren con el cruce entre las
como células presentadoras
células epiteliales y otras células
de antígenos)52-54.
inmunitarias intestinales.
de los macrófagos tras la
Sin embargo, los estudios
activación inducida por DON
en macrófagos porcinos
de la vía JAK/STAT4,45.
primarios evidencian la falta
Cano et al.57, investigaron los efectos in vitro del DON purificado [IPEC-1 porcino y explantes yeyunales porcinos (modelo ex vivo )], y sugirieron que el DON puede:
Basándose en algunas hipótesis, el aumento de la sensibilidad puede atribuirse al aumento de la capacidad de DON para entrar en los macrófagos o al aumento de la apoptosis
de activación de la COX-2 La exposición a bajas dosis
y la IL-6 por el DON en los
de DON resulta en:
macrófagos porcinos, lo que
↓DON
sugiere un modo de acción
Estimulación y activación
distinto en esta especie36.
de macrófagos (macrófagos humanos, de ratones, murinos y porcinos).
Potenciar la expresión de genes relacionados con la inmunidad
La modulación de la función
Aumentar la concentración
de las células dendríticas
tiempo-dependiente de
Secreción de citoquinas
(CD) probablemente
proteínas en las células
inflamatorias (IL-1β, IL-2,
contribuye a los efectos
diferenciadas IPEC-1
IL-4, IL-5, IL-6 y TNFα).
inmunosupresores inducidos
Causar una respuesta
Expresión de las proteínas
por el DON. La investigación
inflamatoria intestinal
in vitro e in vivo reveló la interacción entre DON y CD.
temprana
intracelulares COX-2 e iNOS (activación selectiva de la ERK, NFκB y de la proteína activadora-1)24,36,46-48, de la sintasa de óxido nítrico49 y de numerosas quimiocinas
.
50,51
EFECTOS SOBRE LAS CÉLULAS DENDRÍTICAS
EFECTOS EN MACRÓFAGOS
DON
El macrófago y el sistema
Los hallazgos tras alimentar a los
Interrumpir la homeostasis intestinal
cerdos con 5,3 ppm de DON en
Inclinar el sistema inmunitario
el pienso durante 5-11 semanas
intestinal hacia una
(in vivo) y/o tras el tratamiento de 100-800ng/mL de DON de DC derivado de monocitos (in vitro), incluyeron55:
respuesta del Th17
Disminución de la actividad endocítica Inhibición de la secreción de IL-10 Deterioro de la capacidad de las CD para la captación de antígenos
10
Los efectos de la T-2 en el sistema inmunológico del cerdo Según la EFSA , 58
el cerdo doméstico se encuentra entre las
La diana molecular más
La exposición a la toxina
destacada de los tricotecenos
T-2 provoca leucopenia y
es la unidad ribosómica 60S,
depleción celular en los
donde impide la iniciación de
órganos linfoides, lo que
la cadena polipeptídica66.
perjudica considerablemente
Los estudios in vitro
efectos inmunotóxicos y
sugieren que la toxina T-2
hematotóxicos de las toxinas
interactúa con la peptidil
T-2 y HT-2.
transferasa, que es una
Se ha descrito que la toxina T-2 es inmunotóxica, ya sea por sus atributos citotóxicos, apoptóticos o inmunosupresores. Al igual que otros tricotecenos, la toxina T-2 puede ser tanto inmunosupresora como inmunoestimuladora,
INHIBICIÓN DE LA SÍNTESIS PROTEICA
especies más sensibles a los
integrante de la subunidad ribosómica 60S, inhibiendo así la transpeptidación en el proceso de formación de enlaces peptídicos, lo que da lugar a una inhibición de la prolongación y terminación de la síntesis de proteica62,63.
la producción de anticuerpos, reduce la respuesta proliferativa de los linfocitos y obstaculiza el desarrollo de las células dendríticas70. Además, puede afectar a las ADN polimerasas, a la desoxinucleotidil transferasa terminal, a la monoaminooxidasa y a varias otras proteínas que intervienen en la coagulación71.
Los efectos tóxicos producidos
Se ha demostrado un efecto
por la toxina T-2 y la toxina
perjudicial de la toxina T-2
HT-2 incluyen la inhibición de
sobre el ADN, tiempo- y
En diversos estudios se han
la síntesis proteica (mediante
dosis-dependiente, utilizando
demostrado los efectos de la
la unión e inactivación de
células mononucleares de
toxina T-2 sobre la respuesta
la actividad de la peptidil-
sangre periférica de cerdos
inmunitaria, tanto humoral como
transferasa en el punto de
(incubación con 0,1-1 μM
celular . Además, la toxina T-2
transcripción), lo que afecta
durante 24 o 42 horas)72.
dependiendo de la dosis y el momento de la exposición.
59
Induce la peroxidación de los lípidos, afectando la integridad de la membrana celular
:
60,61
también a la síntesis de las inmunoglobulinas y, a su vez, a la inmunidad humoral67-69.
Provoca depleción celular en el tejido linfoide Inhibe la función de las células inflamatorias Disminuye las respuestas inmunitarias humorales y
Oxidación lipídica
TOXINA T2
celulares, lo que conduce
Depleción celular en el tejido linfoide
a una mayor susceptibilidad a las infecciones
Inhibición de la prolongación & terminación de la síntesis proteica
↓respuesta humoral y celular
11
Las células dendríticas, las más potentes células presentadoras de antígenos (APC) del sistema inmunitario, han demostrado ser
En un estudio de alimentación con cerdos, se observó una inmunosupresión (0,5-3,0 mg T-2/kg de pienso).
sensibles a los tricotecenos,
Se inmunizó a los cerdos con globulina de caballo,
observándose que la toxina T-2
observándose una reducción de la síntesis de anticuerpos
altera su proceso de maduración64.
esta globulina, así como una disminución dosis-dependiente de los elementos linfoides en el timo y el bazo.
Además, en un estudio in
vitro anterior con macrófagos alveolares primarios de origen porcino, la preexposición de los macrófagos a 3 nM de toxina T-2 disminuyó la producción de mediadores inflamatorios (IL-1β, TNF-α, óxido nítrico) en respuesta al LPS y la disminución de la respuesta proinflamatoria se asoció con una disminución de la expresión del ARNm de TLR. Así pues, la ingestión de bajas concentraciones de toxina T-2 puede afectar a la activación del TLR al disminuir el reconocimiento de patrones de patógenos, interfiriendo con el inicio de la respuesta inmunitaria inflamatoria frente a los patógenos . 65
La toxicidad aguda T-2 (1,2 mg/kg de peso corporal por vía intravenosa) se caracteriza por emesis, paresia posterior, apatía y letargo, así como por graves daños en las células que se dividen activamente en la médula ósea, los ganglios linfáticos, el bazo, el timo y la mucosa intestinal. Sin embargo, en 24
El recuento de leucocitos y la porción de linfocitos T se redujo en todos los grupos de exposición74. En los cerdos inmunizados con OVA, las dosis subclínicas de toxina T-2 indujeron un aumento temprano y transitorio de la concentración plasmática total de IgA, pero una disminución del título de IgG anti-OVA. Los cerdos alimentados con 1,324 o 2,102 mg de toxina T-2 por kilogramo exhibieron una producción reducida de anticuerpos anti-ovalbúmina el día 21 sin alteración significativa de la proliferación de linfocitos específicos75.
Frankic et al.37 señalaron que la toxina T-2 (3 mg/kg de pienso durante 14 días en cerdos destetados) aumentaba la cantidad de daño del ADN en los linfocitos en un 27% y disminuía la IgG sérica total. De manera análoga al efecto sobre la proliferación de los linfocitos, se comprobó que cantidades bajas de toxina T-2 aumentaban los niveles de anticuerpos, mientras que las cantidades altas eran inmunosupresoras60, por lo que se puede observar una mayor susceptibilidad a las enfermedades infecciosas (por ejemplo, Mycobacterium, Staphylococcus,
Listeria, Toxoplasma y el virus del herpes simple (HSV-1) - efectos observados en ratas, ratones y pollos)58. Li et al.76 explicaron que la supresión del IFN-γ por la toxina T-2 es probablemente uno de los factores responsables de la disminución de la inmunidad antiviral en presencia de la toxina T-2. La supresión del IFN-γ puede deberse a un aumento de la expresión de la IL-6 (interleucina 6).
horas, los cerdos supervivientes se recuperan y parecen normales60,73.
12
Aspectos interesantes sobre la interacción entre tricotecenos y el sistema inmunitario En conclusión, los macrófagos, la
1. Activación de las proteínas quinasas activadas por mitógenos (MAPK)
O
IgA y las citoquinas proinflamatorias tienen un papel significativo en los efectos inmunomoduladores de los tricotecenos77. Los mecanismos subyacentes de los efectos del tricoteceno en el sistema inmunitario, como se sugiere en los estudios de Wu et al. 77-79 y Liao et al. 62, son:
DON
3. Inducción de vías de señalización mitocondrial y apoptosis
H
O OH
HO
O
2. Desencadenamiento del estrés del retículo endoplasmático y la señalización mediada por el calcio
HO
MECANISMOS MOLECULARES SUBYACENTES DEL DON
4. Influencia en la vía de la síntesis de proteínas en las células, como la síntesis de ARN, el funcionamiento del ribosoma y la traducción
1. Activación de las proteínas quinasas activadas por mitógenos (MAPK) La teoría más aceptada es que el DON y otros inhibidores de la traslación de la unión al ribosoma pueden activar a las proteínas quinasas activadas por mitógenos (MAPK) mediante un mecanismo conocido como proceso de “respuesta al estrés ribotóxico”30. Los MAPKs, que son cruciales para la transducción de señales en la respuesta inmunitaria, median la regulación transcripcional y
y luego desencadena rápidamente la vía de señalización MAPK (así
post-transcripcional de los
como las vías NF-kB y JAK/STAT), lo que inalmente conduce a la
genes causada por DON.
apoptosis celular y a la expresión de citoquinas proinflamatorias80.
El DON se une al locus de la peptidil transferasa del
Además, los tricotecenos regulan las moléculas de señalización
ribosoma 28s, lo que activa
relacionadas con la apoptosis, como IL-6, IL-1β y TNF-α.
la respuesta al estrés ribotóxico e induce la
La fosforilación MAPK puede activarse después de que
fosforilación de la proteína
estas toxinas se unan al peptidil de los ribosomas para
quinasa (PKR) y la quinasa
regular las respuestas inmunitarias y la apoptosis23,88.
hematopoyética (Hck),
13
El estrés oxidativo es un importante
2. Desencadenamiento del estrés del retículo endoplasmático y la señalización mediada por el calcio
mecanismo de toxicidad asociado a los tricotecenos, ya que altera
El DON también puede inducir estrés del retículo endoplásmico (RE) ,
el funcionamiento normal de las
así como aumentar la expresión de las proteínas ATF3 y DDIT3 (dos de
mitocondrias y genera radicales
los principales marcadores de estrés del RE) en un plazo de 3 horas .
libres, incluidos los ROS.
81
81
Estos compuestos inducen la
Tal como se ha señalado, la sobreexpresión de ATF3 y DDIT3 podría
peroxidación de los lípidos,
dar lugar a la detención del ciclo celular y/o la apoptosis82,83.
cambian el estado antioxidante de las células y reducen la actividad
El DON puede inducir la fosforilación de las proteínas quinasas JNK en linfocitos T y la separación de la caspasa-3, un evento conocido por mediar la apoptosis, dentro de las 3 horas después de su exposición81. La caspasa-12 activada puede inducir la activación de la caspasa-9 a través de la escisión directa de la caspasa-9, que a su vez induce la activación de la caspasa-3 y finalmente se produce la apoptosis84.
de las enzimas antioxidantes ESTRÉS OXIDATIVO
las células Jurkat, desencadenando una respuesta de activación de los
como la glutatión-S-transferasa (GST), la superóxido dismutasa (SOD) y la catalasa (CAT)77,88. El daño al ADN también se asocia con la generación de ROS y la peroxidación de lípidos. Algunas vías de señalización, entre
3. Inducción de vías de señalización mitocondrial y apoptosis
ellas MAPK, JAK/STAT y NF-κB, son inducidas posteriormente
El DON también induce la apoptosis al involucrar la vía intrínseca
por el estrés oxidativo, y las
mitocondrial a través de los siguientes mecanismos85,86:
vías de apoptosis mediada por
Apertura del poro de transición de permeabilidad mitocondrial (mPTP)
caspasas también se activan89.
Pérdida del potencial transmembrana mitocondrial Aumento del O2- (anión superóxido) Liberación del citocromo C
El estrés oxidativo (generación de ROS tan pronto como
Así pues, la disfunción mitocondrial, a raíz de la liberación
30 minutos después de la
del citocromo C en el citoplasma y la activación en serie
exposición) es el mecanismo
de las caspasas contribuyen a la apoptosis inducida por
por el cual la toxina T-2 causa
DON, posiblemente modulada por la familia Bcl-262.
daños en el ADN y apoptosis90-92.
4. Influencia en la vía de la síntesis de proteínas en las células, como la síntesis de ARN, el funcionamiento del ribosoma y la traducción El DON también puede aumentar la expresión de microARNs (miRNA) responsables de la inhibición de genes selectivos y la síntesis de los ribosomas87. Además, los tricotecenos reducen considerablemente la expresión del IFN-γ en cerdos y ratones, reduciendo así la resistencia del hospedador a los virus y su capacidad de reparación19,93, mientras que el DON reduce la expresión del IFN-b y promueve la apoptosis celular48.
14
El efecto inmunomodulador de
El efecto inmunoestimulador
Los tricotecenos tienen un
los tricotecenos está determinado
de los tricotecenos puede
mecanismo de “evasión
por el equilibrio entre las vías
estar mediado, en parte,
inmunitaria” que suprime
de señalización de supervivencia
por la autofagia95,96.
las defensas inmunitarias
y muerte celular26,88,94. INMUNOESTIMULACIÓN
por la toxina T-2 se inhibe simultáneamente por la vía JNK1-STAT3 (que mantiene la función normal de las mitocondrias) y se promueve por la vía STAT1 en la misma célula94.
EVASIÓN INMUNITARIA
autofagia inducida por DON
La apoptosis celular inducida INMUNOMODULACIÓN
del hospedador y las
Según Tang et al.96, la inhibe la apoptosis inducida por DON de las células epiteliales intestinales al mitigar el daño causado por el estrés oxidativo, lo que hace que la respuesta de las células al estrés falle.
inducidas por las vacunas. Este mecanismo interfiere con los genes antiapoptóticos, promoviendo la apoptosis inducida por el estrés oxidativo93,97,98, permitiendo que las toxinas escapen a la
El DON inicia tanto una
Según Bin-Umer et al.95, la
vía de supervivencia
autofagia de las mitocondrias
(ERK/AKT/p90Rsk/Bad)
dañadas (mitofagia) desempeña
como una vía apoptótica
un papel fundamental en la
competidora (p38/p53/Bax/
resistencia de las células
Mitocondrias/Caspasa-3) en
a los tricotecenos.
reacción del hospedador y a la reparación inmunitaria78.
macrófagos RAW 264.7 . 26
GENOTOXICIDAD ZEARALENONA
HEPATOTOXICIDAD
HEMATOTOXICIDAD
Debido a sus propiedades estrogénicas, el ZEN se une a los receptores de estrógeno (REs) y se asocia típicamente con los
ZEA
trastornos reproductivos en el cerdo . 99
Sin embargo, se sabe que el ZEN también produce hepatotoxicidad, hematotoxicidad, inmunotoxicidad y genotoxicidad45,100.
ER
UNIÓN A RECEPTORES DE ESTRÓGENO
Dado que las células inmunitarias también expresan REs como REα en las células NK,
Células NK, macrófagos y linfocitos T → REα
macrófagos y células T, así como REβ en los monocitos y los linfocitos B101, la ZEN también
Monocitos y linfocitos B → REβ
puede unirse a tales RE y regular una variedad de vías metabólicas de la respuesta inmunitaria100.
TRASTORNOS REPRODUCTIVOS INMUNOTOXICIDAD
15
La ZEN no sólo activa los genes relacionados con la respuesta inmunitaria, sino que también interfiere con el sistema inmunitario esplénico, cambian los fenotipos de los linfocitos del bazo e incluso provoca la atrofia de los linfocitos en ratones o ratas102,103. Además, la ZEN puede inducir la inmunosupresión al reducir las inmunoglobulinas en el suero y las citoquinas en los órganos linfoides104. Por otro lado, la secuenciación del ARN en muestras de hígado de lechones alimentados con pienso contaminado con ZEN y DON, indicó un efecto sobre la expresión y conjunto de transcritos relacionadas con la inmunidad105. En cuanto a los efectos de la ZEN en la respuesta inmunitaria humoral, un estudio realizado con ratas (5,0 mg/kg de ZEN durante 36 días) reveló que la ZEN sola (sin desafío inmunitario) puede
Además, un estudio in vitro con células mononucleares de sangre periférica (PBMC) de lechones también mostró una disminución de los niveles de inmunoglobulina107. En cambio, en un estudio in vivo realizado por Swamy et al.108, se observaron mayores
Los experimentos in vitro con células Vero y Caco-2
concentraciones de inmunoglobulinas
sugieren que la ZEN induce citotoxicidad y daño
séricas (se aumentaron las IgM e IgA, pero
oxidativo además de su potencial estrogénico111.
no las IgG) en cerdos alimentados con granos contaminados con DON, ácido fusárico (FA),
Además, un estudio in vitro de Taranu et al.112,
ZEN y 15-acetildeoxinivalenol (15-acetilDON). Según otro estudio in vivo realizado por el mismo grupo109 con diferentes concentraciones de las mismas micotoxinas en cerdos, se observó la ausencia de efecto de la dieta en los niveles de anticuerpos IgM e IgG.
Los efectos inconsistentes de la ZEN sobre la respuesta inmunitaria humoral podrían estar relacionados con los efectos específicos de
CITOTOXICIDAD Y DAÑO OXIDATIVO
RESPUESTA INMUNITARIA HUMORAL
disminuir la producción de inmunoglobulinas106.
en el que se investigaban los efectos de la ZEN (10 mM) en la expresión génica de las células intestinales porcinas (IPEC-1), apoyó que, aunque esas concentraciones de ZEN no afectan a la viabilidad celular, el 70% de los 190 genes de expresión diferencial estaban sobreexpresados. Los genes que codifican las enzimas glutatión peroxidasa (GPx6, GPx2, GPx1) se encontraban entre los más expresados, lo que aportaba pruebas de que las micotoxinas inducen daño oxidativo, mientras que también se revelaba una mayor
los receptores, ya que la ZEN es un agonista
expresión de las citoquinas implicadas en la
de REα y un agonista-antagonista mixto de
inflamación (por ejemplo, TNF-α, IL-6, IL-8)
REβ , con un posible antagonismo completo
y el reclutamiento de células inmunitarias
de la REβ expresado por los linfocitos B103.
(por ejemplo, IL-10), demostrando que la ZEN
110
modula las vías de reparación inmunitaria y/o celular de las células intestinales.
16
Marin et al.113 investigaron los efectos de la ZEN y sus metabolitos, α- zearalenol (α-ZEL), β-zearalenol (β-ZEL), y la zearalanona (ZAN), sobre varias funciones de los neutrófilos como la proliferación, la síntesis de citoquinas y el estrés oxidativo en un modelo de células polimorfonucleares porcinas (PMN). Se observó que la toxina parental era menos
β-ZEL también indujo la muerte celular, principalmente por apoptosis en lugar de necrosis, mientras que los otros metabolitos ZEN indujeron: Pérdida de potencial de la membrana mitocondrial (MMP) Cambios mitocondriales en las proteínas Bcl-2 y Bax
tóxica, mientras que los derivados de ZEN
Liberación citoplasmática del citocromo c
indujeron una disminución significativa de la
y el factor inductor de apoptosis (AIF)
METABOLITOS DE ZEN
síntesis de IL-8 en los PMN de los cerdos. Se llegó a la conclusión de que la ZEN y sus derivados pueden tener efectos divergentes sobre importantes parámetros de la inmunidad
Al explicar las alteraciones observadas en
innata de los cerdos, como la viabilidad de
los macrófagos, se llegó a la conclusión
las células, la IL-8 y la síntesis de aniones
de que la activación de p53, JNK o p38
superóxidos. En otro estudio realizado por el
quinasa por los metabolitos ZEN es la
mismo grupo107 con PBMC, 5 y 10 μM de ZEN y
principal señal corriente arriba necesaria
ZAN disminuyeron significativamente la síntesis
para la alteración mitocondrial de las vías
de TNF-α en el sobrenadante del cultivo celular
de señalización Bcl-2 (antiapoptótica)/Bax
de PBMC, y 10 μM de ZAN disminuyó también
(pro-apoptótica) y la generación de especies
la síntesis de IL-8, mientras que el ZEN y sus
de oxígeno reactivo intracelular (ROS),
metabolitos en concentraciones superiores al 5 μM
mientras que la pérdida de potencial de la
también indujeron una disminución significativa
membrana mitocondrial y la translocación
de la concentración de IgG, IgA o IgM.
nuclear del factor inductor de la apoptosis son los eventos críticos de la apoptosis mediada
Una evaluación in vitro posterior de la
por el metabolito ZEN en los macrófagos.
toxicidad de α-ZEL y β-ZEL en macrófagos RAW264.7114 demostró que la β-ZEL tenía un efecto inhibitorio más fuerte sobre la viabilidad de los macrófagos que la α-ZEL.
17
FUMONISINA B La toxicosis por FB, según el nivel de contaminación y el tiempo de
FUMONISINA B
Efectos cardiovasculares y edema pulmonar Toxicidad Hepática & Renal
exposición, puede provocar el síndrome de edema pulmonar porcino debido a los efectos tóxicos cardiovasculares, así como un aumento de la relación esfinganina/
Disrupción de las vías de síntesis de lípidos
esfingosina (Sa/So) en el suero y los tejidos, toxicidad hepática y renal, retraso en la madurez sexual y alteraciones de la funcionalidad reproductiva, deterioro de la respuesta inmunitaria innata y adquirida, lesiones histológicas en los órganos internos, así como
Trastornos reproductivos
alteraciones de la fisiología cerebral. Debido a su parecido estructural con la ceramida, las fumonisinas inhiben competitivamente las ceramida sintasas (CerS), un grupo de enzimas clave en la biosíntesis de la ceramida y los esfingolípidos más complejos, lo que da lugar a la interrupción de la síntesis de novo de la ceramida, así como al metabolismo de los esfingolípidos y, en consecuencia, a alteraciones en las vías lipídicas115.
Las FBs, especialmente la B1 (FB1), influyen en la respuesta inflamatoria21,116. Se ha descrito una reducción de la expresión de citoquinas (IL-6, IL-1β, IL-12p40 y IL-8) en el bazo y un aumento significativo de
INFLAMACIÓN
la expresión de IL-1β, IL-6, IFN-γ y TNF-α en el intestino delgado de los lechones alimentados con dietas contaminadas [ya sea DON (3 mg/kg) o FB (6 mg/kg), o ambos durante 35 días]117. Tras la ingestión de 2,8 μM FB1/kg de peso corporal (37-44 mg FB1/kg de alimento), se encontró una disminución de la expresión de la mayoría de las citoquinas en las diferentes porciones intestinales tras 14 días de exposición118. Además, 8 mg de FB1/kg de pienso disminuyó la expresión génica de las citoquinas IL-4, IL-6 e IL-10 de Th2 en la sangre de los cerdos116,119. Algunos de los cambios en la expresión de ARNm de IL1α, IL1β, IL6, IL8, TNFα y MCP-1 inducidos por FB u otras toxinas de Fusarium también podrían estar relacionados con la citotoxicidad120.
18
En cuanto a la morfología
En cerdos expuestos a FB1 y
y la función intestinal, las
vacunados frente al virus de
e in vivo, la FB1 modifica el
FBs se han asociado con21:
la enfermedad de Aujeszky
equilibrio de citoquinas Th1/
(Herpesvirus Suid 1 [SuHV1]),
Th2 (T-helper 1/T-helper
la respuesta inmunitaria
2) en los cerdos de manera
humoral se vio muy alterada,
similar a una respuesta humoral
Disminución de la resistencia
con una fuerte disminución de
alterada116,119, además de influir
eléctrica transepitelial
los anticuerpos observados .
en la respuesta inflamatoria.
Fusión y atrofia de las vellosidades intestinales
122
(TEER), densidad de células caliciformes, y expresión
De forma similar, la exposición
de oclusina y cadherina E
in vivo (28 días) de lechones destetados a pienso contaminado con 8 mg de FB1/kg disminuyó
Mayor translocación bacteriana a otros órganos oportunistas intestinales Se han demostrado efectos negativos significativos en el sistema inmunitario intestinal (exposición oral a 1 ppm FB durante 10 días, seguida de un desafío con Escherichia coli), que muestran una reducción de la expresión intestinal de IL-12p40, un deterioro
significativamente la expresión RESPUESTA INMUNITARIA HUMORAL
FUNCIÓN INTESTINAL
y proliferación de bacterias
del ARNm de la IL-4 por parte
celular por apoptosis124.
cerdos [ya sea DON (3 mg/ kg) o FB (6 mg/kg), o ambos
tras la vacunación frente a
durante 35 días] demostró
Mycoplasma agalactiae .
que la IL-8, la IL-1β, la IL-6
116
En un estudio similar con FB1 y vacunación frente a Mycoplasma agalactiae , se demostró que los niveles de anticuerpos
intestinales (APC), una
de la vacunación, así como
disminución de la expresión de
el nivel de expresión de
la molécula del Complejo de
ARNm de la IL-10119.
T tras la estimulación121.
células viables y a la muerte
de anticuerpos específicos
significativamente después
estimulación de los linfocitos
significativa del número de
Un experimento in vivo con
presentadoras de antígenos
reducción de la capacidad de
alveolares porcinos con FB1 condujo a una reducción
los cerdos y disminuyó el título
específicos disminuyeron
clase II (MHC-II) y una
La incubación de macrófagos
de los glóbulos sanguíneos de
de la función de las células
Mayor de Histocompatibilidad
Según experimentos in vitro
En otro estudio se constató
y la proteína inflamatoria de los macrófagos-1β disminuían significativamente en el bazo de los lechones expuestos a dietas multicontaminadas (DON y FB), mientras que los animales que sólo recibieron alimentos contaminados con FB demostraron una disminución significativa en la codificación del ARNm para la IL-1b y la IL-6125.
una disminución de la expresión de IL-8 en el intestino de los cerdos tras la administración oral de 0,5 mg/kg de FB1 aunque otras citoquinas no se vieron afectadas123.
19
AFLATOXINAS
HEPATOTOXICIDAD Las aflatoxinas tienen propiedades hepatotóxicas, carcinogénicas
AFLATOXINA B1
INMUNOTOXICIDAD
e inmunotóxicas, perjudicando tanto la respuesta inmunitaria innata como la adquirida126. La ingestión de aflatoxinas (140 y 280 ppb durante 4 semanas) tiene un efecto bifásico en el número total de leucocitos, de modo que una dosis baja de AF
CARCINOGENICIDAD
(140 ppb) disminuye el número total de leucocitos, mientras que una dosis alta (280 ppb) tiene el efecto opuesto, además de disminuir la expresión de los mRNA
de monocitos para producir
pero se detectó un fallo en la
de citoquinas proinflamatorias
eficientemente aniones superóxidos
activación de los linfocitos130.
(IL-1β, TNF-alfa) y aumentar
tras la estimulación de estallido
la de los mRNA de citoquinas
oxidativo in vitro, mientras que su
Los hallazgos de otro estudio131
antiinflamatorias (IL-10)127.
capacidad de fagocitar glóbulos
sobre la implicación de la AFB1 en
rojos no se vio comprometida.
la replicación del virus de la gripe
En ese estudio también se observó una reducción de la
Las células granulocíticas
respuesta inmunitaria inducida
mostraron una reducción de
por Mycoplasma agalactiae en
la respuesta quimiotáctica
el grupo tratado con 280 ppm.
al factor quimioatrayente
Además, en lo que respecta a los
bacteriano y a la caseína128.
porcina (SIV) in vitro e in vivo, apoyaron que la exposición a la AFB1 acentúa la replicación del SIV, la inflamación y el daño pulmonar al activar la señalización de TLR4-NFkB.
efectos de la AFB1 en el proceso Un estudio con esplenocitos
inflamatorio, se ha demostrado
La AFB1 interfiere en el desarrollo de
que la exposición in vitro de los
la inmunidad adquirida en los cerdos
macrófagos alveolares de los
tras la vacunación frente a la erisipela
cerdos a esta toxina da lugar a
con una preparación bacteriana
una disminución de la viabilidad
(una suspensión de bacterias
y la actividad fagocítica de las
muertas) de E. rhusiopathiae
células de cultivos primarios en
En el estudio, la AFB1 inhibió
y aumenta la gravedad de la
la producción de IL-2 en
función del tiempo y la dosis124.
infección con E. rhusiopathiae129.
los esplenocitos porcinos,
La evaluación de muestras de sangre de lechones de 25 días de edad, nacidos de cerdas que recibieron AF a través del pienso durante la gestación y lactación, demostró la reducción de la respuesta linfoproliferativa a los mitógenos y la incapacidad de los macrófagos derivados
Por otra parte, en un modelo de cerdo vacunado con
porcinos132 proporcionó pruebas de los mecanismos subyacentes implicados en la inmunosupresión inducida por AFB1.
provocando una inmunotoxicidad dosis-dependiente.
ovoalbúmina (OVA), la exposición a la AFB1 no tuvo un efecto
Además, la AFB1 disminuyó el
importante sobre la inmunidad
nivel de glutatión reducido (GSH)
humoral (concentraciones de
y aumentó la peroxidación lipídica
IgA, IgG e IgM totales y de
en los esplenocitos porcinos, lo
IgG específicas anti-OVA),
que va acompañado de un aumento de la fosforilación de ERK1/2.
20
Por lo tanto, se concluyó que la AFB1 inhibe la proliferación de linfocitos inducida por anti-CD3
Además, la AFB1 altera la inmunidad celular, probablemente por la desregulación de la capacidad de presentación de antígenos de las células dendríticas133.
y la producción de IL-2 por la vía
Por otro lado, la exposición a AF aumenta la capacidad de
de señalización ERK1/2 MAPK
inducción de proliferación de los linfocitos T de las por parte
mediada por el estrés oxidativo.
de las células dendríticas derivadas de monocitos porcinos, lo que mejora la capacidad de presentación de las células134.
OCRATOXINA A
NEFROTOXICIDAD La OTA es un importante agente nefrotóxico, además de tener
OCRATOXINA A
INMUNOTOXICIDAD
propiedades hepatotóxicas, así como inmunotóxicas, neurotóxicas y teratogénicas21. Se describió una perturbación de la respuesta inmunitaria humoral en un estudio in
vivo con cerdos (500 μg OTA/kg de pienso durante 3 meses)122, ya que se observó una fuerte disminución del título de
HEPATOTOXICIDAD TERATOXICIDAD
NEUROTOXICIDAD
RESPUESTA INMUNITARIA HUMORAL
anticuerpos tras la inmunización frente a la Enfermedad de Aujeszky (Pseudorabia).
Una disminución de la producción de IL-2 cuando los linfocitos fueron estimulados con concanavalina A
Las cerdas jóvenes alimentadas con piensos contaminados con OTA mostraban135: Una reducción de la respuesta de hipersensibilidad de los basófilos cutáneos a la fitohemaglutinina
Una disminución del número y la actividad fagocítica de los macrófagos La aparición espontánea de una infección clínica por Salmonella
choleraesuis relacionada con la dosis se produjo en lechones alimentados con 1 y 3 mg de OTA/kg de pienso136. En otro experimento realizado por el mismo grupo, se vacunó a los lechones frente a S. choleraesuis, la ingestión de OTA (1mg
a la tuberculina
de OTA /kg de pienso) provocó infecciones espontáneas de Brachyspira hyodysenteriae y Campylobacter coli que se asociaron a la inmunosupresión inducida por OTA, mostrando una respuesta retardada al antígeno y una respuesta humoral reducida136.
Una disminución del índice
Por el contrario, en un estudio anterior135, la OTA (2,5 mg de
de estimulación para
OTA/kg de pienso durante 35 días) no tuvo ningún efecto en
la linfoblastogénesis
las concentraciones de inmunoglobulina total y específica.
Una reducción de la hipersensibilidad retardada
21
La OTA también afecta a la EXPRESIÓN DE CITOQUINAS
expresión de citoquinas. Un experimento realizado con lechones destetados que ingirieron una dieta contaminada con OTA (181 ng/g de pienso) mostró un aumento del nivel de TNF-α y de IL-10 en plasma, con una menor capacidad de responder con la expresión de citoquinas en un desafío ex vivo con lipopolisacáridos (LPS)137.
Hay evidencias, principalmente
La OTA puede inducir una expresión alterada de los genes que intervienen
de estudios in vitro, de los
en el crecimiento/proliferación celular, la muerte/supervivencia
efectos de la OTA sobre los
celular y la función inmunitaria en el riñón, así como una expresión
neutrófilos y los macrófagos,
alterada de las moléculas que intervienen en la respuesta inmunitaria
incluido el estrés oxidativo, la
y la autodefensa antioxidante en el intestino de los cerdos141,142.
apoptosis, la fosforilación del ERK1/2 y la liberación de TNFα por las vías del NF-kB138.
También se ha descubierto que la OTA modula la expresión de los microARN, en particular en las células renales in
En un estudio sobre la toxicidad de las micotoxinas de Penicillium
vivo e in vitro. Muchos de los miARNs alterados están involucrados en las vías de señalización del MAPK138.
en la proliferación de linfocitos inducida por mitógenos, se observó
La OTA también induce la fosforilación de P38 y ERK1/2
que la OTA era el inhibidor de la
en los esplenocitos de los cerdos, lo que produce
proliferación celular más potente
nefrotoxicidad e inmunotoxicidad, respectivamente143.
(50% de inhibición a 1,3 mM) . 139
Además, se ha señalado que la
Según los enfoques proteómicos, el aumento de la
OTA induce la fosforilación de
expresión de las proteínas mitocondriales que participan
P38 y ERK1/2 en los macrófagos
en el transporte de electrones, la síntesis de proteínas,
alveolares porcinos, causando
la respuesta al estrés y la muerte celular y la modulación
inmunotoxicidad mediante
de las proteínas que participan en la inflamación son
un aumento de las proteínas
factores relacionados con la toxicidad de la OTA144,145.
de la vía de señalización inflamatoria mediada por el
Además, se ha descrito una disminución de la viabilidad
receptor Toll-like 4 (TLR4)
de los linfocitos T inducida por TCR en los linfocitos de la
y una elevada producción
sangre periférica y esplenocitos (400, 800 μg/kg dieta) en
de ROS intracelular .
cerdos146. Así pues, se sugiere que la nefrotoxicidad y la
140
inmunotoxicidad de la OTA podrían involucrar estrés del RE, activación de la señalización MAPK y autofagia143,146.
22
Observaciones finales y notas prácticas Se considera que los hongos son
Tal alteración de la inmunidad
la mayor amenaza para la salud
vacunal puede provocar la
animal y vegetal entre todas las
aparición de la enfermedad,
clases taxonómicas de patógenos147.
incluso en grupos vacunados adecuadamente. Estos casos
Las investigaciones actuales han
son de gran importancia
proporcionado evidencias claras de
cuando se investiga la
que las micotoxinas afectan al
efectividad de los programas
sistema inmunitario de los cerdos.
de vacunación en las granjas.
El intestino es, sin duda,
Además, los casos de contaminación
el eslabón clave entre las
de los piensos con mezclas de
micotoxinas ingeridas y los efectos
micotoxinas deben ser considerados
perjudiciales para el animal.
más probables que la contaminación
Los efectos negativos de las micotoxinas en el intestino (por
con una sola micotoxina en
Para comprender mejor la
condiciones de campo.
complejidad de las interacciones, la
Los efectos de las mezclas
ejemplo, la reducción de la integridad de la barrera) y en
de micotoxinas en el sistema
el sistema inmunitario implican
inmunitario de los cerdos aún no se
que pueden desempeñar
han aclarado por completo.
un papel fundamental en
En cuanto a la reducción de la
exposición conjunta in vivo a FB y DON dio lugar a una interacción sinérgica en la proliferación de linfocitos tras la estimulación mitogénica, una interacción aditiva en la expresión de citoquinas
el inicio, la progresión y la
proliferación de linfocitos en
duración de las infecciones
(IL-8; IL-1b, IL-6 y la proteína
estudios in vivo, se ha sugerido un
intestinales (y sistémicas).
inflamatoria de los macrófagos
fenómeno de aditividad tras la
1b) y una interacción antagónica
Por lo tanto, al comprometerse
exposición conjunta a las toxinas AF
en los niveles de expresión de
la integridad intestinal también
y FB u OTA y T-2, y de sinergismo
IgA y citoquinas específicas125.
aumentará la probabilidad
tras la exposición conjunta a FB y
de que los microbios o
DON151.
productos microbianos, o micotoxinas, entren a la circulación e induzcan enfermedades sistémicas148-150. Los amplios efectos inmunosupresores de las micotoxinas pueden disminuir la resistencia del huésped a las enfermedades infecciosas20, mientras que la respuesta inmunitaria de las vacunas también se altera con dosis de micotoxinas que no alteran la respuesta inmunitaria global
.
75,116,130
Cuando esas observaciones se combinan con las diversas propiedades inmunomoduladoras de las micotoxinas, resulta evidente que las respuestas a las vacunas, la susceptibilidad a las infecciones y el uso de antimicrobianos, así como la productividad y el rendimiento económico puedan verse alterados debido a la ingestión de micotoxinas, en condiciones de campo. Esas cuestiones deben tenerse en cuenta al evaluar la necesidad de un programa preventivo regular para las micotoxinas en las explotaciones agrícolas.
23
REFERENCIAS 1. Gruber-Dorninger, C.; Jenkins, T.; Schatzmayr, G. Global Mycotoxin Occurrence in Feed: A Ten-Year Survey. Toxins 2019, 11, 375, doi:10.3390/toxins11070375. 2. Devreese, M.; De Backer, P.; Croubels, S. Overview of the most important mycotoxins for the pig and poultry husbandry. Vlaams Diergen. Tijds. 2013a, 82, 171-180. 3. Eskola, M.; Kos, G.; Elliott, C.T.; Hajšlová, J.; Mayar S.; Krska R. Worldwide contamination of food-crops with mycotoxins: Validity of the widely cited ‘FAO estimate’ of 25%, Crit. Rev. Food Sci. Nutr., 2019 DOI: 10.1080/10408398.2019.1658570. 4. Yang, C.; Song, G.; Lim, W. Effects of mycotoxin-contaminated feed on farm animals, J. Hazard. Mater. 2020, 389, 122087. doi:10.1016/j.jhazmat.2020.122087. 5. D’mello, J.; Placinta, C.; Macdonald, A. Fusarium mycotoxins: A review of global implications for animal health, welfare and productivity. Anim. Feed Sci. Tech. 1999, 80, 183–205. doi: 10.1016/S0377-8401(99)00059-0. 6. Ensley, S.M.; Radke, S.L. Mycotoxins in Grains and Feeds. In Disease of Swine, 11th ed.; Zimmerman, J.J.; Karriker, L.A., Ramirez, A., Schwartz, K.J., Stevenson, G.W., Zhang, J. Eds.; Wiley-Blackwell: Hoboken, NJ, USA, 2019; pp. 1055–1071, doi:10.1002/9781119350927. ch69. 7. Maresca, M. From the gut to the brain: journey and pathophysiological effects of the food-associated trichothecene mycotoxin deoxynivalenol. Toxins, 2013, 5(4), 784–820. doi: 10.3390/toxins5040784. 8. Oswald, I.P.; Marin, D.E.; Bouhet, S.; Pinton, P.; Taranu, I.; Accensi, F. Immunotoxicological risk of mycotoxins for domestic animals. Food Addit Contam. 2005, 22, 354-60. doi: 10.1080/02652030500058320. 9. Gerner, W.; Käser, T.; Saalmüller, A. Porcine T lymphocytes and NK cells--an update. Dev Comp Immunol. 2009, 33, 310-20. doi: 10.1016/j.dci.2008.06.003. 10. Mair, K.H.; Sedlak, C.; Käser, T.; Pasternak, A.; Levast, B.; Gerner, W.; Saalmüller, A.; Summerfield, A.; Gerdts, V.; Wilson, H.L.; Meurens, F. The porcine innate immune system: an update. Dev Comp Immunol. 2014, 45, 321-43. doi: 10.1016/j.dci.2014.03.022. 11. Chase, C.; Lunney J.K. The immune system. In Disease of Swine, 11th ed.; Zimmerman, J.J.; Karriker, L.A., Ramirez, A., Schwartz, K.J., Stevenson, G.W., Zhang, J. Eds.; Wiley-Blackwell: Hoboken, NJ, USA, 2019; pp. 264–291, doi:10.1002/9781119350927.ch69. 12. Rothkötter, H.L. Anatomical particularities of the porcine immune system—A physician’s view. Dev. Comp. Immunol. 2009, 33, 267-272. doi: 0.1016/j.dci.2008.06.016. 13. Wilson, H.; Obradovic, M.R. Evidence for a common mucosal immune system in the pig. Mol Immunol. 2015, 66, 22-34. doi: 10.1016/j. molimm.2014.09.004. 14. Broom L. Mycotoxins and the intestine. Anim. Nutr. 2015, 1, 262-265. 15. Bouhet, S.; Oswald, I.P. The effects of mycotoxins, fungal food contaminants, on the intestinal epithelial cell-derived innate immune response. Vet. Immunol. Immun. 2005, 108, 199–209. doi: 10.1016/j.vetimm.2005.08.010. 16. Corrier, D. Mycotoxicosis: Mechanisms of immunosuppression. Vet. Immunol. Immun. 1991, 30, 73–87. doi: 10.1016/01652427(91)90010-A. 17. Ramos, A.J.; Hernandez, E. Prevention of aflatoxicosis in farm animals by means of hydrated sodium calcium aluminosilicate addition to feedstuffs: a review. Anim. Feed Sci. Technol. 1997, 65, 197-206. doi: 10.1016/S0377-8401(96)01084-X. 18. Duarte, S.C.; Lino, C.M.; Pena, A. Ochratoxin A in feed of food-producing animals: an undesirable mycotoxin with health and performance effects. Vet Microbiol. 2011 154, 1-13. doi: 10.1016/j.vetmic.2011.05.006. 19. Pinton, P.; Accensi, F.; Beauchamp, E.; Cossalter, A-M.; Callu, P.; Grosjean, F.; Oswald, I.P. Ingestion of deoxynivalenol (DON) contaminated feed alters the pig vaccinal immune responses. Toxicol. Lett. 2008, 177, 215-222. doi:10.1016/j.toxlet.2008.01.015. 20. Antonissen, G.; Martel, A.; Pasmans, F.; Ducatelle, R.; Verbrugghe, E.; Vandenbroucke, V.; Li, S.; Haesebrouck, F.; Van Immerseel, F.; Croubels, S. The impact of Fusarium mycotoxins on human and animal host susceptibility to infectious diseases. Toxins 2014, 6, 430-52. doi: 10.3390/toxins6020430. 21. Pierron, A.; Alassane-Kpembi, I.; Oswald, I.P. Impact of mycotoxin on immune response and consequences for pig health. Anim. Nutr. 2016, 2, 63-68. doi:10.1016/j.aninu.2016.03.001. 22. Rotter, B.A.; Thompson, B.K.; Lessard, M.; Trenholm, H.L.; Tryphonas, H. Influence of low-level exposure to Fusarium mycotoxins on selected immunological and hematological parameters in young swine. Fundam. Appl. Toxicol. 1994, 23, 117–124.
24
23. Pestka, J.J. Deoxynivalenol: mechanisms of action, human exposure, and toxicological relevance. Arch. Toxicol. 2010a, 84, 663–679. 24. Pestka JJ, Zhou HR, Moon Y, Chung YJ. Cellular and molecular mechanisms for immune modulation by deoxynivalenol and other trichothecenes: unraveling a paradox. Toxicol. Lett., 2004, 153, 61–73. doi: 10.1016/j.toxlet.2004.04.023. 25. EFSA CONTAM Panel (EFSA Panel on Contaminants in the Food Chain), Knutsen, H.K.; Alexander, J.; Barregard, L.; Bignami, M.; Bruschweiler, B.; Ceccatelli, S.; Cottrill, B.; Dinovi, M. et al. Scientific Opinion on the risks to human and animal health related to the presence of deoxynivalenol and its acetylated and modified forms in food and feed. EFSA J 2017, 15, 4718, 345 pp. doi: 10.2903/j. efsa.2017.4718. 26. Zhou, H.R.; Islam, Z.; Pestka, J.J. Induction of competing apoptotic and survival signaling pathways in the macrophage by the ribotoxic trichothecene deoxynivalenol. Toxicol Sci. 2005, 87, 113–122. doi:10.1093/toxsci/kfi234. 27. Pestka, J.J. Mechanisms of deoxynivalenol-induced gene expression and apoptosis. Food Addit. Contam. 2008, 25, 1128–1140. 28. Pestka, J.J. Deoxynivalenol-induced proinflammatory gene expression: mechanisms and pathological sequelae. Toxins 2010b, 2, 1300–1317. 29. Ueno, Y. Toxicological features of T-2 toxin and related trichotnecenes. Fundam Appl. Toxicol. 1984, 4, S124–S132. 30. Iordanov, M.S.; Pribnow, D.; Magun, J.L.; Dinh, T.H.; Pearson, J.A.; Chen, S.L.; Magun, B.E. Ribotoxic stress response: Activation of the stress-activated protein kinase JNK1 by inhibitors of the peptidyl transferase reaction and by sequence-specific RNA damage to the alpha-sarcin/ricin loop in the 28S rRNA. Mol. Cell Biol. 1997, 17, 3373–3381. 31. Laskin, J.D.; Heck, D.E.; Laskin, D.L. The ribotoxic stress response as a potential mechanism for MAP kinase activation in xenobiotic toxicity. Toxicol. Sci. 2002, 69, 89–291. 32. Cobb, M.H. MAP kinase pathways. Prog. Biophys. Mol. Biol. 1999, 71, 479-500. 33. Dong, C.; Davis, R.J.; Flavell, R.A. MAP kinases in the immune response. Annu. Rev. Immunol. 2002, 20, 55–72. 34. Accensi, F.; Pinton, P.; Callu, P.; Abella-Bourges, N.; Guelfi, J.F.; Grosjean, F.; Oswald, I.P. Ingestion of low doses of deoxynivalenol does not affect hematological, biochemical, or immune responses of piglets. J Anim Sci. 2006, 84, 1935-42. doi: 10.2527/jas.2005-355. 35. Drochner, W.; Schollenberger, M.; Piepho, H.P.; Gotz, S.; Lauber, U.; Tafaj, M.; Klobasa, F.; Weiler, U.; Claus, R.; Steffl, M. Serum IgA-promoting effects induced by feed loads containing isolated deoxynivalenol (DON) in growing piglets. J. Toxicol. Environ. Health A. 2004, 67, 1051–1067. 36. Döll, S.; Schrickx, J. A.; Dänicke, S.; Fink-Gremmels, J. Deoxynivalenol-induced cytotoxicity, cytokines and related genes in unstimulated or lipopolysaccharide stimulated primary porcine macrophages. Toxicol. Lett. 2009a, 184, 97–106. 37. Frankic, T.; Salobir, J.; Rezar, V. The effect of vitamin E supplementation on reduction of lymphocyte DNA damage induced by T-2 toxin and deoxynivalenol in weaned pigs. Anim. Feed Sci. Technol. 2008, 141: 274-286. doi: 10.1016/j.anifeedsci.2007.06.012. 38. Tiemann, U.; Brüssow, K.P.; Jonas, L.; Pohland, R.; Schneider, F.; Dänicke, S. Effects of diets with cereal grains contaminated by graded levels of two Fusarium toxins on selected immunological and histological measurements in the spleen of gilts. J Anim Sci 2006, 84, 236–245. doi: 0.2527/2006.841236x. 39. Ferrari, L.; Cantoni, A.M; Borghetti, P.; De Angelis, E.; Corradi, A. Cellular immune response and immunotoxicity induced by DON (deoxynivalenol) in piglets. Vet. Res. Comm. 2009, 33, 133-135. 40. Döll, S; Dänicke, D. The Fusarium toxins deoxynivalenol (DON) and zearalenone (ZON) in animal feeding. Prev. Vet. Med. 2011, 102, 132-45. 41. Döll, S.; Schrickx, J.A.; Dänicke, S.; Fink-Gremmels, J. Interactions of deoxynivalenol and lipopolysaccharides on cytokine excretion and mRNA expression in porcine hepatocytes and Kupffer cell enriched hepatocyte cultures. Toxicol Lett. 2009b, 190, 96-105. doi: 10.1016/j.toxlet.2009.07.007. 42. Lessard, M.; Savard, C.; Deschene, K.; Lauzon, K.; Pinilla, V.A.; Gagnon CA.; Lapointe, J.; Guay, F.; Chorfi, Y. Impact of deoxynivalenol (DON) contaminated feed on intestinal integrity and immune response in swine. Food Chem Toxicol. 2015, 80, 7-16. 43. Overnes, G.; Matre, T.; Sivertsen, T.; Larsen, H.J.; Langseth, W.; Reitan, L.J.; Jansen, J.H.. Effects of diets with graded levels of naturally deoxynivalenol-contaminated oats on immune response in growing pigs. Zentralbl Veterinarmed A. 1997, 44, 539–550. 44. Sobrova P, Adam V, Vasatkova A, Beklova M, Zeman L, Kizek R. Deoxynivalenol and its toxicity. Interdiscip. Toxicol. 2010, 3, 94–9. doi:10.2478/v10102-010-0019-x. 45. Wang, X.; Liu, Q.; Ihsan, A.; Huang, L.; Dai, M.; Hao, H.; Cheng, G.; Liu, Z.; Wang, Y.; Yuan, Z. JAK/STAT pathway plays a critical role in the proinflammatory gene expression and apoptosis of RAW264.7 cells induced by trichothecenes as DON and T-2 toxin. Toxicol. Sci. 2012, 127, 412–424.
25
46. Ayral, A.M.; Dubech, N.; le Bars, J.; Escoula, L. In vitro effect of diacetoxyscirpenol and deoxynivalenol on microbicidal activity of murine peritoneal macrophages. Mycopathologia 1992, 120, 121–127. 47. Sugita-Konishi, Y.; Pestka, J.J. Differential upregulation of TNF-alpha, IL-6, and IL-8 production by deoxynivalenol (vomitoxin) and other 8-ketotrichothecenes in a human macrophage model. J. Toxicol. Environ. Health A 2001, 64, 619–636. 48. Sugiyama, K.; Muroi, M.; Tanamoto, K.; Nishijima, M.; Sugita-Konishi, Y. Deoxynivalenol and nivalenol inhibit lipopolysaccharide-induced nitric oxide production by mouse macrophage cells. Toxicol. Lett. 2010, 192, 150–154. 49. Ji, G.E.; Park, S.Y.; Wong, S.S.; Pestka, J.J. Modulation of nitric oxide, hydrogen peroxide and cytokine production in a clonal macrophage model by the trichothecene vomitoxin (deoxynivalenol). Toxicology 1998, 125, 203–214. doi: 10.1016/s0300-483x(97)001789. 50. Chung, Y.J.; Yang, G.H.; Islam, Z.; Pestka, J.J. Up-regulation of macrophage inflammatory protein-2 and complement 3A receptor by the trichothecenes deoxynivalenol and satratoxin G. Toxicology, 2003, 186, 51–65. 51. Kinser, S.; Jia, Q.; Li, M.; Laughter, A.; Cornwell, P.; Corton, J.C.; Pestka, J. Gene expression profiling in spleens of deoxynivalenol-exposed mice: Immediate early genes as primary targets. J. Toxicol. Environ. Health A 2004, 67, 1423–1441. 52. Li, M.; Cuff, C.F.; Pestka, J. Modulation of murine host response to enteric reovirus infection by the trichothecene deoxynivalenol. Toxicol. Sci. 2005, 87, 134–145. 53. Li, M.; Harkema, J.R.; Cuff, C.F.; Pestka, J.J. Deoxynivalenol exacerbates viral bronchopneumonia induced by respiratory reovirus infection. Toxicol. Sci. 2007, 95, 412–426. 54. Waché, Y.J.; Hbabi-Haddioui, L.; Guzylack-Piriou, L.; Belkhelfa, H.; Roques, C.; Oswald, I.P. The mycotoxin deoxynivalenol inhibits the cell surface expression of activation markers in human macrophages. Toxicology 2009, 262, 239–244. 55. Bimczok, D.; Döll, S.; Rau, H.; Goyarts, T.; Wundrack, N.; Naumann, M.; Dänicke, S.; Rothkötter, H.-J. The Fusarium toxin deoxynivalenol disrupts phenotype and function of monocyte-derived dendritic cells in vivo and in vitro. Immunobiology 2007, 212, 655–666. 56. Pinton, P.; Oswald, I.P. Effect of deoxynivalenol and other type b trichothecenes on the intestine: A review. Toxins 2014, 6, 1615–1643. 57. Cano, P.M.; Seeboth, J.; Meurens, F.; Cognie, J.; Abrami, R.; Oswald, I.P; Guzylack-Piriou, L. Deoxynivalenol as a new factor in the persistence of intestinal inflammatory diseases: An emerging hypothesis through possible modulation of Th17-mediated response. PLoS ONE 2013, 8(1), e53647. 58. EFSA Panel on Contaminants in the Food Chain (CONTAM); Scientific Opinion on the risks for animal and public health related to the presence of T-2 and HT-2 toxin in food and feed. EFSA J. 2011, 9, 2481. 187 pp. doi:10.2903/j.efsa.2011.2481. 59. Bondy, G.S.; Pestka, J.J. Immunomodulation by fungal toxins. J. Toxicol. Environ. Health. B. Crit. Rev. 2000, 3, 109-143. 60. FAO/WHO (Food and Agriculture Organization of the United Nations/World Health Organization), 2001. WHO FOOD ADDITIVES SERIES: 47, Safety evaluation of certain mycotoxins in food. Deoxynivalenol. Prepared by the Fifty-sixth meeting of the Joint FAO/WHO Expert Committee on Food Additives (JECFA). Available from http://www.inchem.org/documents/jecfa/jecmono/v47je01.htm. 419-528. 61. Rocha, O.; Ansari, K.; Doohan, F.M. Effects of trichothecene mycotoxins on eukaryotic cells: a review. Food Addit. Contam. 2005, 22, 369-378. 62. Liao, Y.; Peng, Z.; Chen, L.; Nüssler, A.K.; Liu, L.; Yang, W. Deoxynivalenol, gut microbiota and immunotoxicity: A potential approach? Food Chem. Toxicol., 2018, 112, 342-354, doi:10.1016/j.fct.2018.01.013. 63. Jaradat, Z.W. T-2 mycotoxin in the diet and its effects on tissues. In: Reviews in Food and Nutrition Toxicity. Volume 4. Eds Watson RR and Preedy VR. 2005, CRC Press, 173-212. 64. Hymery, N.; Leon, K.; Carpentier, F.G.; Jung, J.L.; Parent-Massin, D. T-2 toxin inhibits the differentiation of human monocytes into dendritic cells and macrophages. Toxicol In Vitro. 2009, 23, 509-519. 10.1016/j.tiv.2009.01.003. 65. Seeboth, J.; Solinhac, R.; Oswald, I.P.; Guzylack-Piriou, L. The fungal T-2 toxin alters the activation of primary macrophages induced by TLR-agonists resulting in a decrease of the inflammatory response in the pig. Vet Res 2012, 43, 35. https://doi.org/10.1186/1297-9716-4335. 66. Devreese M, De Backer P, Croubels S. Different methods to counteract mycotoxin production and its impact on animal health. Vlaams Diergen Tijds. 2013b, 82, 181–190. 67. Henghold, W.B. Other biologic toxin bioweapons: ricin, staphylococcal enterotoxin B, and trichothecene mycotoxins. Dermatol Clin. 2004, 22, 257–262. 68. Afsah-Hejri, L.; Jinap, S.; Hajeb, P.; Radu, S.; Shakibazadeh, S.H. A review on mycotoxins in food and feed: Malaysia case study. Compr Rev Food Sci F. 2013, 12, 629–651.
26
69. Adhikari, M.; Negi, B.; Kaushik, N.; Adhikari, A.; Al-Khedhairy, A.A.; Kaushik, N.K.; Choi, E.H. T-2 mycotoxin: toxicological effects and decontamination strategies. Oncotarget. 2017 8, 33933-33952. doi: 10.18632/oncotarget.15422. 70. Obremski, K.; Podlasz, P.; Żmigrodzka, M.; Winnicka, A.; Woźny, M.; Brzuzan, P.; Jakimiuk, E.; Wojtacha, P.; Gajęcka, M.; Zielonka, L.; Gajęcki, M. The effect of T-2 toxin on percentages of CD4+, CD8+, CD4+CD8+ and CD21+ lymphocytes, and mRNA expression levels of selected cytokines in porcine ileal Peyer’s patches. Pol J Vet Sci. 2013, 16, 341–349. 71. Johnsen, H.; Odden, E.; Johnsen, B.A.; Bøyum, A.; Amundsen, E. Cytotoxicity and effects of T-2-toxin on plasma proteins involved in coagulation, fibrinolysis and kallikrein-kinin system. Arch Toxicol. 1988, 61, 237–240. 72. Horvatovich, K.; Hafner, D.; Bodnár, Z.; Dose-related genotoxic effect of T-2 toxin measured by comet assay using peripheral blood mononuclear cells of healthy pigs. Acta Vet Hung. 2013, 61, 175-186. doi:10.1556/AVet.2013.010. 73. Weaver, G.A.; Kurtz, H.J.; Bates, F.Y.; Chi, M.S.; Mirocha, C.J.; Behrens, J.C.; Robison, T.S. Acute and chronic toxicity of T-2 mycotoxin in swine. Vet. Rec. 1978, 103, 531-535. 74. Rafai, P.; Tuboly, S.; Bata, A.; Tilly, P.; Vanyi, A.; Papp, Z.; Jakab, L. Tury, E. Effect of various levels of T-2 toxin in the immune system of growing pigs. Vet. Rec. 1995, 136, 511-514. 75. Meissonnier GM, Laffitte J, Raymond I, Benoit E, Cossalter AM, Pinton P, Bertin, G.; Oswald, I.P.; Galtier, P. Subclinical doses of T-2 toxin impair acquired immune response and liver cytochrome P450 in pigs. Toxicol. 2008a, 247, 46-54. 76. Li. M.; Harkema, J.R.; Islam. Z.; Cuff, C.F.; Pestka, J.J. T-2 toxin impairs murine immune response to respiratory reovirus and exacerbates viral bronchiolitis. Toxicol. Appl. Pharmacol., 2006b, 217, 76-85. 77. Wu, Q.H.; Wang, X.; Nepovimova, E.; Miron, A.; Liu, Q.Y.; Wang, Y.; Su, D.X.; Yang, H.L.; Li, L.; Kuca, K. Trichothecenes: Immunomodulatory effects, mechanisms, and anti-cancer potential. Arch. Toxicol. 2017a, 91, 3737–3785. 78. Wu Q., Wang X., Nepovimova E., Wang Y., Yang H., Li L., Zhang X., Kuca K. Antioxidant agents against trichothecenes: new hints for oxidative stress treatment. Oncotarget. 2017b, 8, 110708-110726. 79. Wu, Q, Wu W, Franca TCC, Jacevic V, Wang X, Kuca K. Immune Evasion, a Potential Mechanism of Trichothecenes: New Insights into Negative Immune Regulations. Int J Mol Sci. 2018 19, 3307. doi: 10.3390/ijms19113307. 80. Payros, D.; Alassane-Kpembi, I.; Pierron, A. Loiseau, N.; Pinton, P.; Oswald, I.P. Toxicology of deoxynivalenol and its acetylated and modified forms. Arch Toxicol. 2016, 90, 2931–2957. doi: 10.1007/s00204-016-1826-4. 81. Katika, M.R.; Hendriksen, P.J.M.; Shao, J.; van Loveren, H.; Peijnenburg, A. Transcriptome analysis of the human T lymphocyte cell line Jurkat and human peripheral blood mononuclear cells exposed to deoxynivalenol (DON): new mechanistic insights. Toxicol. Appl. Pharm. 2012, 264, 51–64. 82. Mashima, T.; Udagawa, S.; Tsuruo, T. Involvement of transcriptional repressor ATF3 in acceleration of caspase protease activation during DNA damaging agent induced apoptosis. J. Cell. Physiol. 2001, 188, 352–358. 83. Oyadomari, S.; Mori, M. Roles of CHOP/GADD153 in endoplasmic reticulum stress. Cell Death Differ. 2004, 11, 381–389. 84. Qu, L.F.; Zhen, L.; Zhang, H.F.M.; Yue, S.; Xin, Y.; Sall, A.; Yang, D.C. Endoplasmic reticulum stress-induced cell survival and apoptosis. J. Chin. Clin. Med. 2009, 4, 452–459. 85. Bensassi, F.; Gallerne, C.; Sharaf, E.; Lemaire, C.; Hajlaoui, M.R. Involvement of mitochondria-mediated apoptosis in deoxynivalenol cytotoxicity. Food Chem. Toxicol. 2012, 50, 1680–1689. 86. Ma, Y.; Zhang, A.; Shi, Z.; He, C.; Ding, J.; Wang, X.; Ma, J.; Zhang, H. A mitochondria- mediated apoptotic pathway induced by deoxynivalenol in human colon cancer cells. Toxicol. In Vitro 2012, 26, 414–420. 87. He, K.; Vines, L.; Pestka, J.J. Deoxynivalenol-induced modulation of microRNA expression in RAW 264.7 macrophages-A potential novel mechanism for translational inhibition. Toxicologist (Toxicol.Sci. Suppl.) 2010, 114, 310. 88. Wu, Q.H.; Wang, X.; Yang, W.; Nüssler, A.K.; Xiong, L.Y.; Kuča, K.; Dohnal, V.; Zhang, X.J.; Yuan, Z.H. Oxidative stress mediated cytotoxicity and metabolism of T-2 toxin and deoxynivalenol in animals and humans: an update. Arch Toxicol. 2014a, 88, 1309-1326. 89. Zhou HR, Pestka JJ. Deoxynivalenol-induced apoptosis mediated by p38 MAPK-dependent p53 gene induction in RAW264.7 macrophages. Toxicologist. 2003; 72:330. 90. Chaudhari, M.; Jayaraj, R.; Bhaskar, A.S.; Lakshmana Rao, P.V. Oxidative stress induction by T-2 toxin cause DNA damage and triggers apoptosis via caspase pathway in human cervical cancer cells. Toxicology. 2009a, 262, 153-161. 91. Chaudhari, M.; Jayaraj, R.; Santhosh, S.R.; Lakshmana Rao, P.V. Oxidative damage and gene expression profile of antioxidant enzymes after T-2 toxin exposure in mice. J Biochem Mol Toxicol. 2009b, 23, 212-221.
27
92. Bócsai A, Pelyhe C, Zándoki E, Ancsin Z, Szabó-Fodor J, Erdélyi M, Mézes M, Balogh K. Short-term effects of T-2 toxin exposure on some lipid peroxide and glutathione redox parameters of broiler chickens. J. Anim. Physiol. Anim. Nutr. 2016, 100, 520-525. 93. Li, M.; Cuff, C,F,; Pestka, J.J. T-2 toxin impairment of enteric reovirus clearance in the mouse associated with suppressed immunoglobulin and IFN-γ responses. Toxic Appl Pharmacol. 2006a, 214, 318–325. 94. Wu, Q.; Wang, X.; Wan, D.; Li, J.; Yuan, Z. Crosstalk of JNK1-STAT3 is critical for RAW264.7 cell survival. Cell Signal 2014b, 26, 2951–2960. 95. Bin-Umer, M.A.; McLaughlin, J.E.; Butterly, M.S.; McCormick, S.; Tumer, N.E. Elimination of damaged mitochondria through mitophagy reduces mitochondrial oxidative stress and increases tolerance to trichothecenes. PNAS 2014, 111, 11798–11803. 96. Tang, Y.; Li, J.; Li, F.; A Hu, C.A.; Liao, P.; Tan, K.; Tan, B.; Xiong, X.; Liu, G.; Li, T.; Yin, Y. Autophagy protects intestinal epithelial cells against deoxynivalenol toxicity by alleviating oxidative stress via IKK signaling pathway. Free Radical Bio Med 2015, 89, 944–951. 97. Alcami, A.; Koszinowski, U.H. Viral mechanisms of immune evasion. Mol Med Today 2000, 6, 365–372. 98. Sugiyama, K.; Muroi, M.; Kinoshita, M.; Hamada, O.; Minai, Y.; Sugita-Konishi, Y.; Kamata, Y.; Tanamoto, K. NF-κB activation via MyD88-dependent Toll-like receptor signaling is inhibited by trichothecene mycotoxin deoxynivalenol. J Toxicol Sci 2016, 41, 273–279. 99. Dänicke, S.; Winkler, J. Invited review: Diagnosis of zearalenone (ZEN) exposure of farm animals and transfer of its residues into edible tissues (carry over). Food Chem. Toxicol. 2015, 84, 225–249, doi:10.1016/j.fct.2015.08.009. 100. Rai, A.; Das, M.; Tripathi A. Occurrence and toxicity of a fusarium mycotoxin, zearalenone, Crit. Rev. Food Sci. Nutr. 2019, 26, 1-20. doi:1 0.1080/10408398.2019.1655388. 101. Lang, T.J. Estrogen as immunomodulator. Clin. Immunol. 2004, 113, 224–230. 102. Abbès, S.; Salah-Abbès, J.B.; Ouanes, Z.; Houas, Z.; Othman, O.; Bacha, H.; Abdel-Wahhab, M.A.; Oueslati, R. Preventive role of phyllosilicate clay on the immunological and biochemical toxicity of zearalenone in Balb/c mice. Int. Immunopharmacol. 2006, 6, 1251–1258. doi: 10.1016/j.intimp.2006.03.012. 103. Hueza, I.M.; Raspantini, P.C.; Raspantini, L.E.; Latorre, A.O.; Górniak, S.L. Zearalenone, an estrogenic mycotoxin, is an immunotoxic compound. Toxins 2014, 6, 1080-95. 104. Pistol, G.C.; Braicu, C.; Motiu, M.; Gras, M.A.; Marin, D.E.; Stancu, M.; Calin, L.; Israel-Roming, F.; Berindan-Neagoe, I.; Taranu, I. Zearalenone mycotoxin affects immune mediators, MAPK signalling molecules, nuclear receptors and genome-wide gene expression in pig spleen. PLoS ONE. 2015, 10, 0127503. doi: 10.1371/journal.pone.0127503. 105. Reddy, K.E.; Jeong, J.Y.; Lee, Y.; Lee, H.J.; Kim, M.S.; Kim, D.W.; Jung, H.J.; Choe, C.; Oh, Y.K.; Lee, S.D. Deoxynivalenol- and zearalenone-contaminated feeds alter gene expression profiles in the livers of piglets. Asian-Aust. J. Anim. Sci. 2018, 31, 595–606. 106. Choi, B.K.; Cho, J.H.; Jeong, S.H.; Shin, H.S.; Son, S.W.; Yeo, Y.K.; Kang, H.G. Zearalenone affects immune-related parameters in lymphoid organs and serum of rats vaccinated with porcine parvovirus vaccine. Toxicol Res. 2012, 28, 279-88. 107. Marin, D.E.; Taranu, I.; Burlacu, R.; Manda, G.; Motiu, M.; Neagoe I, Dragomir, C.; Stancu, M.; Calin, L. Effects of zearalenone and its derivatives on porcine immune response. Toxicol In Vitro. 2011, 25, 1981-8. 108. Swamy, H.V.L.N.; Smith, T.K.; MacDonald, E.J.; Boermans, H.J.; Squires, E.J. Effects of feeding a blend of grains naturally contaminated with Fusarium mycotoxins on swine performance, brain regional neurochemistry and serum chemistry and the efficacy of a polymeric glucomannan mycotoxin adsorbent. J. Anim. Sci. 2002, 80, 3257–3267. 109. Swamy, H.V.; Smith, T.K.; MacDonald, E.J.; Karrow, N.A.; Woodward, B.; Boermans, H.J. Effects of feeding a blend of grains naturally contaminated with Fusarium mycotoxins on growth and immunological measurements of starter pigs, and the efficacy of a polymeric glucomannan mycotoxin adsorbent. J Anim Sci. 2003, 81, 2792-2803. doi:10.2527/2003.81112792x. 110. Kuiper, G.G.; Lemmen, J.G.; Carlsson, B.; Corton, J.C.; Safe, S.H.; van der Saag, P.T.; van der Burg, B.; Gustafsson, J.A. Interaction of estrogenic chemicals and phytoestrogens with estrogen receptor beta. Endocrinology. 1998, 139, 4252-63. 111. Abid-Essefi, S., Ouanes, Z., Hassen, W., Baudrimont, I., Creppy, E., Bacha, H., 2004. Cytotoxicity, inhibition of DNA and protein syntheses and oxidative damage in cultured cells exposed to zearalenone. Toxicol. In Vitro 2004, 18, 467-474. 112. Taranu, I.; Braicu, C.; Marin, D.E.; Pistol, G.C.; Motiu, M.; Balacescu, L.; Neagoe, I.B.; Burlacu, R. Exposure to zearalenone mycotoxin alters in vitro porcine intestinal epithelial cells by differential gene expression. Toxicol. Lett. 2015, 232, 310-25. 113. Marin, D.E.; Taranu, I.; Burlacu, R.; Tudor, D.S. Effects of zearalenone and its derivatives on the innate immune response of swine. Toxicon 2010, 56, 956-963. 114. Lu, J., Yu, J.Y., Lim, S.S., Son, Y.O., Kim, D.H., Lee, S.A., Shi, X., Lee, J.C., 2013. Cellular mechanisms of the cytotoxic effects of the zearalenone metabolites alpha zearalenol and beta-zearalenol on RAW264.7 macrophages. Toxicol. In Vitro 2013, 27, 1007-1017.
28
115. EFSA CONTAM Panel (EFSA Panel on Contaminants in the Food Chain), Knutsen H-K, Alexander J, Barregard L, Bignami M, et al. Scientific opinion on the risks for animal health related to the presence of fumonisins, their modified forms and hidden forms in feed. EFSA J. 2018, 16, 5242, 144 pp. https://doi.org/10.2903/j.efsa.2018.5242. 116. Taranu, I.; Marin, D.E.; Bouhet, S.; Pascale, F.; Bailly, J.D.; Miller, J.D.; Pinton, P.; Oswald, I.P. Mycotoxin fumonisin B1 alters the cytokine profile and decreases the vaccinal antibody titer in pigs. Toxicol Sci 2005, 84, 301-7. 117. Grenier, B.; Loureiro-Bracarense, A.P.; Schwartz, H. E., Lucioli, J.; Cossalter, A.-M.; Moll, W.-D.; Schatzmayr, G.; Oswald, I.P. Biotransformation approaches to alleviate the effects induced by fusarium mycotoxins in swine. J. Agric. Food Chem. 2013, 61, 6711−6719. 118. Grenier, B.; Bracarense, A.P.; Schwartz, H.E.; Trumel, C.; Cossalter, A.M.; Schatzmayr, G.; Kolf-Clauw, M.; Moll, W.D.; Oswald, I.P. The low intestinal and hepatic toxicity of hydrolyzed fumonisin B1 correlates with its inability to alter the metabolism of sphingolipids. Biochem. Pharmacol., 2012, 83, 1465–1473. https://doi.org/10.1016/j.bcp. 2012.02.007. 119. Marin, D.E.; Taranu, I.; Pascale, F.; Lionide, A.; Burlacu, R.; Bailly, J.-D.; Oswald, I.P. Sex-related differences in the immune response of weanling piglets exposed to low doses of fumonisin extract. Br. J. Nutr., 2006, 95, 1185-1192. doi: 10.1079/BJN20061773. 120. Wan, L.; Woo, C.; Turner, P.C.; Wan, J.M.; El-Nezami, H. Individual and combined effects of Fusarium toxins on the mRNA expression of pro-inflammatory cytokines in swine jejunal epithelial cells. Toxicol. Lett. 2013, 220, 238-246. 121. Devriendt, B.; Gallois, M.; Verdonck, F.; Wache, Y.; Bimczok, D.; Oswald, I.P.; Goddeeris B.M.; Cox E. The food contaminant fumonisin B1 reduces the maturation of porcine CD11R1+ intestinal antigen presenting cells and antigen-specific immune responses, leading to a prolonged intestinal ETEC infection. Vet. Res. 2009, 40, 40. doi:10.1051/vetres/2009023. 122. Stoev, S.D.; Gundasheva, D.; Zarkov, I.; Mircheva, T.; Zapryanova, D.; Denev, S.; Mitev, Y.; Daskalov, H.; Dutton, M.; Mwanza, M.; Schneider, Y.J. Experimental mycotoxic nephropathy in pigs provoked by a mouldy diet containing ochratoxin A and fumonisin B1. Experim. Toxicol. Pathol. 2012, 64, 733–741. 123. Bouhet, S.; Hourcade, E.; Loiseau, N.; Fikry, A.; Martinez, S.; Roselli, M.; Galtier, P.; Mengheri, E.; Oswald, I.P. The mycotoxin fumonisin B1 alters the proliferation and the barrier function of porcine intestinal epithelial cells. Toxicol. Sci. 2004, 77, 165–171. 124. Liu, B.H.; Yu, F.Y.; Chan, M.H.; Yang, Y.L. The effects of mycotoxins, fumonisin B1 and aflatoxin B1, on primary swine alveolar macrophages. Toxicol. Appl. Pharmacol. 2002, 80, 197–204. 125. Grenier, B.; Loureiro-Bracarense, A.P.; Lucioli, J.; Pacheco, G.D.; Cossalter, A.M.; Moll, W.D.; Schatzmayr, G.; Oswald, I.P. Individual and combined effects of subclinical doses of deoxynivalenol and fumonisins in piglets. Mol Nutr Food Res 2011, 55, 761-71. 126. Meissonnier, G.M.; Marin. D.E.; Galtier, P.; Bertin, G.; Taranu, I.; Oswald, I.P. Modulation of the immune response by a group of fungal food contaminant, the aflatoxins. In: Mengheri E, Roselli M, Bretti MS, Finamore A, editors. Nutrition and immunity; 2006. 147-66. 127. Marin, D.E.; Taranu, I.; Bunaciu, P.R.; Pascale, F.; Tudor, D.S.; Avram, N.; Sarca, M.; Cureu, I.; Criste, R.D.; Suta, V.; Oswald, I.P. Changes in performance, blood parameters, humoral and cellular immune response in weanling piglets exposed to low doses of aflatoxin. J Anim. Sci. 2002, 80, 1250–1257. 128. Silvotti, L.; Petterino, C.; Bonomi, A.; Cabassi, E. Immunotoxicological effects on piglets of feeding sows diets containing aflatoxins. Vet Rec. 1997, 141, 469-72. 129. Cysewski, S.J.; Wood, R.L.; Pier, A.C.; Baetz, A.L. Effects of aflatoxin on the development of acquired immunity to swine erysipelas. Am J Vet Res 1978, 39, 445-8. 130. Meissonnier, G.M.; Pinton, P.; Laffitte, J.; Cossalter, A.M.; Gong, Y.Y.; Wild, C.P.; Bertin, G.; Galtier, P.; Oswald, I.P. Immunotoxicity of aflatoxin B1: impairment of the cell-mediated response to vaccine antigen and modulation of cytokine expression. Toxicol Appl Pharmacol 2008b, 231, 142-149. 131. Sun, Y.; Su, J.; Liu, Z.; Liu, D.; Gan, F.; Chen, X.; Huang, K. Aflatoxin B1 Promotes Influenza Replication and Increases Virus Related Lung Damage via Activation of TLR4 Signaling. Front Immunol. 2018, 9, 2297. doi: 10.3389/fimmu.2018.02297. 132. Hao, S.; Pan, S.; Hu, J.; Qian, G.; Gan, F.; Huang, K. Aflatoxin B1 suppressed T-cell response to Anti-pig-CD3 monoclonal antibody stimulation in primary porcine splenocytes: a role for the extracellular regulated protein kinase (ERK1/2) MAPK signaling pathway. J. Agric. Food Chem. 2015, 63, 6094–6101. 133. Mehrzad, J.; Devriendt, B.; Baert, K.; Cox, E. Aflatoxin B(1) interferes with the antigen presenting capacity of porcine dendritic cells. Toxicol Vitro 2014, 28, 531-7. 134. Mehrzad, J.; Devriendt, B.; Baert, K.; Cox, E. Aflatoxins of type B and G affect porcine dendritic cell maturation in vitro. J Immunotoxicol 2015, 12, 174-80. 135. Harvey, R.B.; Elissalde, M.H.; Kubena, L.F.; Weaver, E.A.; Corrier, D.E.; Clement, B.A. Immunotoxicity of ochratoxin A to growing gilts. Am J Vet Res. 1992, 53, 1966-70.
29
136. Stoev, S.D.; Goundasheva, D.; Mirtcheva, T.; Mantle, P.G. Susceptibility to secondary bacterial infections in growing pigs as an early response in ochratoxicosis. Experim. Toxicol. Pathol. 2000, 52, 287-296. doi: 10.1016/s0940-2993(00)80049-4. 137. Bernardini, C.; Grilli, E.; Duvigneau, J.C.; Zannoni, A.; Tugnoli, B.; Gentilini, F.; Bertuzzi, T.; Spinozzi, S.; Camborata, S.; Bacci, ML.; Piva, A.; Forni, M. Cellular stress marker alteration and inflammatory response in pigs fed with an ochratoxin contaminated diet. Res Vet Sci. 2014, 97, 244-50. 138. EFSA CONTAM Panel (EFSA Panel on Contaminants in the Food Chain), Schrenk, D.; Bodin, L.; Chipman, J.K.; del Mazo, J.; et al.. Scientific Opinion on the risk assessment of ochratoxin A in food. EFSA J. 2020, 18, 6113, 150 pp. https://doi.org/10.2903/ j.efsa.2020.6113. 139. Keblys, M.; Bernhoft, A.; Höfer, C.C.; Morrison, E.; Larsen, H.J.; Flåøyen, A. The effects of the Penicillium mycotoxins citrinin, cyclopiazonic acid, ochratoxin A, patulin, penicillic acid, and roquefortine C on in vitro proliferation of porcine lymphocytes. Mycopathologia. 2004, 158, 317-24. doi: 10.1007/s11046-005-5523-8. 140. Xu, H., Hao, S., Gan, F., Wang, H., Xu, J., Liu, D., Huang, K.,. In vitro immune toxicity of ochratoxin A in porcine alveolar macrophages: a role for the ROS-relative TLR4/MyD88 signaling pathway. Chem. Biol. Interact. 2017, 272, 107–116. 141. Marin, D.E.; Braicu, C.; Gras, M.A.; Pistol, G.C.; Petric, R.C.; Berindan Neagoe, I.; Palade, M.; Taranu, I. Low level of ochratoxin A affects genome-wide expression in kidney of pig. Toxicon, 2017a, 136, 67–77. 142. Marin, D.E.; Pistol, G.C.; Gras, M.A.; Palade, M.L.; Taranu, I. Comparative effect of ochratoxin A on inflammation and oxidative stress parameters in gut and kidney of piglets. Regulatory Toxicol. and Pharmacol. 2017b, 89, 224–231. 143. Gan, F.; Zhou, Y.J.; Hou, L.L.; Qian, G.; Chen, X.X.; Huang, K.H. Ochratoxin A induces nephrotoxicity and immunotoxicity through different MAPK signaling pathways in PK15 cells and porcine primary splenocytes. Chemosphere. 2017a, 182, 630–637. 144. Ferrante, M.C.; Bilancione, M.; Raso, G.M.; Esposito, E.; Iacono, A.; Zaccaroni, A.; Meli, R. Expression of COX-2 and hsp72 in peritoneal macrophages after an acute ochratoxin A treatment in mice. Life Sci. 2006, 79, 1242– 1247. 145. Shen, X.L.; Zhang, Y.; Xu, W.; Liang, R.; Zheng, J.; Luo, Y.; Wang, Y.; Huang, K. An iTRAQ-based mitoproteomics approach for profiling the nephrotoxicity mechanisms of ochratoxin A in HEK 293 cells. J. Proteomics, 2013, 78, 398–415. https://doi.org/10.1016/j. jprot.2012.10.010. 146. Gan F, Hou LL, Zhou YJ, Liu YH, Huang D, Chen XX and Huang KH, 2017b. Effects of ochratoxin A on ER stress, MAPK signaling pathway and autophagy of kidney and spleen in pigs. Environm. Toxicol. 2017b, 32, 2277–2286. 147. Fisher, M.; Henk, D.; Briggs, C.; Brownstein, J.S.; Madoff, L.C.;, McCraw, S.L.; Gurr, S.J. Emerging fungal threats to animal, plant and ecosystem health. Nature 2012, 484, 186–194. https://doi.org/10.1038/nature10947. 148. Basso, K.; Gomes, F.; Bracarense, A.P.L. Deoxynivanelol and fumonisin, alone or in combination, induce changes on intestinal junction complexes and in e-cadherin expression. Toxins 2013, 5, 2341–52. 149. Pinton, P.; Nougayrède, J-P.; Del Rio, J-C.; Moreno, C.; Marin, D.E.; Ferrier, L.; Bracarense, A.P.; Kolf-Clauw, M.; Oswald, I.P. The food contaminant deoxynivalenol, decreases intestinal barrier permeability and reduces claudin expression. Toxicol Appl Pharmacol. 2009, 237, 41–8. 150. Bracarense, A.F.L.; Lucioli, J.; Grenier, B.; Pacheco, G.D.; Moll, W.; Schatzmayr, G.; Oswald, I.P. Chronic ingestion of deoxynivalenol and fumonisin , alone or in interaction, induces morphological and immunological changes in the intestine of piglets. Br. J. Nutr., 2012, 107, 1776–86. doi:10.1017/S0007114511004946. 151. Grenier, B.; Oswald, I.P. Mycotoxin co-contamination of foods and feeds: metaanalysis of publications describing toxicological interactions. World Mycotoxin J 2011, 4, 285-313.
30