Seminário aplicado

UNIVERSIDADE FEDERAL DE GOIÁS ESCOLA DE VETERINÁRIA E ZOOTECNIA PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIA ANIMAL

SEMINÁRIO APLICADO

INSEMINAÇÃO ARTIFICIAL COMO ESTRATÉGIA DE MANEJO REPRODUTIVO EM EQUINOS

Arthur Francisco Júnior Orientador: Maria Lúcia Gambarini Meirinhos

GOIÂNIA 2012

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ARTHUR FRANCISCO JÚNIOR

INSEMINAÇÃO ARTIFICIAL COMO ESTRATÉGIA DE MANEJO REPRODUTIVO EM EQUINOS

Seminário apresentado ao Curso de Mestrado em Ciência Animal da Escola de Veterinária e Zootecnia da Universidade Federal de Goiás.

Área de Concentração: Produção Animal

Linha de pesquisa: Biotecnologia e eficiência reprodutiva animal

Orientador: Profª Drª. Maria Lúcia Gambarini Meirinhos - Universidade Federal de Goiás

Comitê de Orientação: Prof. Dr. Marco Antônio Viu - Universidade Federal de Goiás/Jataí Prof. Dr. Rodrigo Arruda de Oliveira - Universidade Federal de Brasília

GOIÂNIA 2012

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SUMÁRIO 1 INTRODUÇÃO ................................................................................................ 4 2 FISIOLOGIA DA REPRODUÇÃO ................................................................... 5 2.1 SAZONALIDADE ............................................................................................... 5 2.2 CICLO ESTRAL ................................................................................................ 5 3 MANEJO REPRODUTIVO .............................................................................. 9 3.1 DETECÇÃO DO ESTRO ...................................................................................... 9 3.2 COLETA DO SÊMEN .......................................................................................... 9 3.3 ANÁLISE DO SÊMEN ....................................................................................... 10 4 INSEMINAÇÃO ARTIFICIAL ........................................................................ 11 5 CONSIDERAÇÕES FINAIS .......................................................................... 15 REFERÊNCIAS ................................................................................................ 16

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1 INTRODUÇÃO A Inseminação Artificial atualmente é uma ferramenta indispensável em qualquer criação de cavalos, pela possibilidade de melhoria na qualidade do manejo reprodutivo tanto dos garanhões, quanto das matrizes. A biotecnologia em questão permite poupar o garanhão, haja vista, que com a coleta de sêmen de um reprodutor de boa qualidade é factível inseminar-se várias matrizes simultaneamente, melhorando com isto a eficiência reprodutiva do criatório.

No Brasil, a técnica, apesar de ser conhecida há bastante tempo, ainda perde muito espaço para a monta natural na reprodução equina. Esforços crescentes na divulgação entre os criadores de cavalo são necessários para a popularização do método.

A inseminação artificial oferece uma boa margem de segurança quanto á questão da disseminação de doenças sexualmente transmissíveis entre os animais, viabiliza a utilização de garanhões que já morreram ou que estejam alojados em localidades distantes, inclusive em outros países e facilita o acesso a material genético de alta qualidade. CANISSO et al. (2008) apontam que as biotecnologias reprodutivas são importantes aliadas da equideocultura mundial, visto que ampliam consideravelmente o melhoramento genético entre as raças.

Os autores ressaltam ainda as vantagens oferecidas pela inseminação artificial, entre elas o fato de um único reprodutor pode ter centenas de descendentes ao longo da vida reprodutiva, fazendo com que a biotecnologia tenha grande impacto na produção equina.

A primeira inseminação artificial bem sucedida que se tem notícia data de 1322, quando o sêmen de um garanhão Árabe foi recolhido da vagina de uma égua recém coberta transportado após em leite de camela e depositado no útero de outra égua gerando um potro (MORRIS, 2006).

Essa revisão foi feita com o objetivo de abordar aspectos relacionados ao uso da inseminação artificial em equinos.

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2 FISIOLOGIA DA REPRODUÇÃO EQUINA 2.1 Sazonalidade

As

éguas

são

animais

poliéstricos

estacionais,

estimuladas

a

apresentarem atividade ovariana pelos dias longos e noites curtas, em um fenômeno denominado fotoperíodismo. Fatores externos como idade, fase reprodutiva, nutrição, condição corporal e temperatura ambiente contribuem sobremaneira com esta atividade sexual (AURICH, 2011). Em média, a época de reprodução extendese de abril até outubro no hemisfério norte e de outubro a maio no hemisfério sul (DAVIES MOREL, 2005). O período prolongado em que as éguas não apresentam atividade ovariana é conhecido por anestro estacional (ENGLAND, 2005).

Para a expressão do fotoperiodismo nos equinos, o comprimento do dia é percebido pela glândula pineal localizada na base do cérebro, a qual, por meio do hormônio melatonina, controla a atividade do eixo hipotálamo-hipófisegônadas, inibindo a liberação do hormônio liberador de gonadotrofinas (GnRH) pelo hipotálamo (DAVIES MOREL, 2003).

2.2 Ciclo Estral

Segundo ENGLAND (2005), a duração do ciclo reprodutivo da égua é de 21 ± 2 dias. Durante a estação de monta a duração média do ciclo estral é de 22 dias com cinco a sete dias de estro, embora variações significativas no comprimento do ciclo possam ocorrer (AURICH, 2011). A ovulação ocorre durante o estro e é conhecida como dia zero (D0) do ciclo (DAVIES MOREL, 2005). A maioria das ovulações ocorrem dois dias antes do final do estro (69% a 78%), e 10% a 14% após o final (SAMPER et al., 2007). A égua é predominantemente monovulatória, com taxa de ovulação dupla baixa variando de sete a 25% nos animais domesticados (AURICH, 2011). O ciclo é também frequentemente dividido em duas fases, a chamada fase luteal (sob o controle do corpo lúteo) e a fase folicular (folículo em desenvolvimento) (DAVIES MOREL, 2005).

Os hormônios que controlam o ciclo estral são secretados pelo hipotálamo e hipófise anterior, assim como pelos ovários e útero. A interação

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entre o hipotálamo, a hipófise e os ovários formam o eixo hipotálamo-hipófisegônadas, controlando a atividade sexual da égua (DAVIES MOREL, 2005).

FD +

FD +

Hipotálamo o

FD +

FD +

Pituitária

Ovário PGF 2α

Útero

FD -

Estrógeno

Progesterona

Feedback - para todo sistema

FIGURA 1: Eixo Hipotálamo-Hipófise-Gônadas Fonte: DAVIES MOREL, M.C.G. (2005)

As gonadotrofinas (LH e FSH) são reguladas pela atuação do GnRH. O GnRH por sua vez é modulado pela retroalimentação de hormônios esteróides. O folículo dominante suprime a circulação de FSH, provavelmente devido á síntese folicular e liberação de estrógeno e inibina (AURICH, 2011).

O FSH é

responsável pelo desenvolvimento folicular e sua concentração aumenta na circulação de uma forma bifásica, entre os dias nove e 12 dias do ciclo e na ovulação (DAVIES MOREL, 2003). O LH estimula o oócito, a maturação folicular e ovulação (estro). O aumento na frequência dos pulsos de GnRH estimulam a glândula hipófise a liberar LH (ENGLAND, 2005). A frequência de pulso do GnRH muda com o estágio do ciclo estral, sendo baixa durante a fase luteal, com o intervalo dos pulsos de GnRH de aproximadamente 120 minutos, e no dia da ovulação o intervalo desses pulsos é de aproximadamente 30 minutos (AURICH, 2011).

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Duas distintas ondas foliculares desenvolvem-se durante o ciclo estral.

A primeira e mais longa pode ocorrer precocemente ainda na fase luteal. O surgimento de cada onda folicular é associado com a elevação nas concentrações de FSH (AURICH, 2011). É provável que o pico na ovulação possua dupla finalidade: completar o desenvolvimento folicular antes da ovulação e iniciar o desenvolvimento de um novo grupo de folículos para uma nova ovulação que

Concentração Hormonal

acontecerá 21 dias depois (DAVIES MOREL, 2003).

Prostaglandina Progesterona

Dias em relação à ovulação FIGURA 2 :Esquema representando as concentrações no plasma de progesterona e prostaglandina na égua não gestante.

Fonte: ENGLAND, G.C.W. (2005)

Ovulação

Concentração Hormonal

Ovulação

Dias em relação à ovulação FIGURA 3: Esquema representando as concentrações dos hormônios FSH e LH em relação a fase luteal e ovulação na égua não gestante.

Fonte: ENGLAND, G.C.W. (2005)

A ovulação é um processo complexo que envolve uma sequência de eventos que levam a ruptura do folículo dominante, aquele com diâmetro igual ou

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superior a 30mm na fossa de ovulação. A ovulação espontânea ocorre como resultado do folículo dominante responder ao aumento na circulação dos níveis de LH (SAMPER et al., 2007).

Logo após a ovulação o sangue preenche o folículo vazio dando origem ao corpo hemorrágico (CH). Neste período ocorre o aumento nas concentrações circulantes de progesterona e máximas concentrações são atingidas 8 dias após a ovulação (AURICH, 2011). O corpo hemorrágico resultante da ovulação desenvolve progressivamente o tecido luteal e começa a ser considerado corpo lúteo cinco dias após a ovulação (ENGLAND, 2005).

Após o período de dominância do corpo lúteo a luteólise, ou perda da atividade lútea é caracterizada pela queda abrupta nas concentrações circulantes de progesterona entre os dias 15 a 17 do ciclo estral, como consequência da elevação da concentração de prostaglandina F2alfa (PGF2alfa), por volta do dia 15 causando a morte das celulas do corpo lúteo (ENGLAND, 2005). O responsável pela liberação da prostaglandina é o útero, e assim como em outras espécies, na égua, a função do corpo lúteo é controlada pelo LH e progesterona (AURICH, 2011). Uma particularidade da espécie equina é que as éguas mostram novamente o estro quatro a 10 dias após o parto, e este cio é chamado cio do potro (DAVIES MOREL, 2003).

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3 MANEJO REPRODUTIVO 3.1 Detecção do estro

O sucesso de um programa de inseminação artificial em um sistema de produção de equinos depende da observação do estro correta, com a criteriosa rufiação das matrizes. A persistência na observação de cada égua, diariamente ou a cada dois dias e a presença de um garanhão ativo ou persistente e atento são componentes importantes para o êxito (LEY, 2006).

Os sinais que devem ser observados durante o estro são os seguintes: a égua assume uma posição característica de micção, a cauda fica levantada, a urina é expelida em pequenas quantidades na presença do reprodutor e ocorre a eversão rítmica dos lábios vulvares expondo o clitóris (HAFEZ & HAFEZ, 2004).

Alguns fatores estressores podem influenciar na expressão do estro das éguas, e prejudicar os resultados do programa de inseminação artificial. BERGHOLD et al.

(2007), estudando o efeito da condição da égua - fêmeas virgens, vazias, recém paridas e amamentando, ou éguas utilizadas para ensino, verificaram que ações como avaliação ginecológica ou a separação das outras fêmeas, consideradas parceiras sociais podem atuar como estressores, elevando as concentrações de cortisol e reduzindo a expressão do estro.

3.2 Colheita do sêmen

O método mais usual utilizado para a colheita do sêmen dos garanhões é com a vagina artificial, a qual consiste de um tubo rígido de borracha que contém uma válvula e uma mucosa de látex em sua parte interna, onde deve ser adicionado água morna (42 a 45°C) ou ar para ajuste térmico e de pressão. Uma mucosa plástica estéril e um tubo coletor revestem a mucosa de látex (HAFEZ & HAFEZ, 2004).

Antes da colheita do sêmen, o pênis do garanhão (particularmente na porção distal) deve ser higienizado com água e secado em seguida. O sêmen geralmente é colhido depois que o garanhão executa um salto no manequim ou em uma égua receptiva, devidamente contida (HAFEZ & HAFEZ, 2004).

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3.3 Análise do sêmen

Após a coleta, o sêmen deve ser filtrado e colocado em um recipiente graduado para verificação do volume e mantido em banho-maria (SAMPER et al., 2007).

A motilidade é com certeza uma rápida e fácil característica para avaliar. No entanto, ela está pouco relacionada com a fertilidade (JASKO, 1992).

O sêmen deve ser avaliado em relação a motilidade, concentração, morfologia e avaliação de membrana (teste hiposmótico) (SAMPER et al., 2007).

Avaliando a integridade da membrana plasmática e a capacidade fertilizante do espermatozóide, o teste hiposmótico é muito útil para avaliar a fertilidade no homem. Sendo assim, o teste hiposmótico oferece melhores resultados na

avaliação dos espermatozóides que

inseminação (NIE et al., 2002).

serão utilizados na

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4 INSEMINAÇÃO ARTIFICIAL A inseminação artificial oferece segurança, diminuindo os risco na transmissão das doenças sexualmente transmissíveis e uma otimização dos índices gestacionais quando comparados com a cobertura natural (GAHNE, 1997), pois o processo irá ocorrer sob a supervisão de médicos veterinários especializados em reprodução equina, e a inseminação irá ocorrer em um momento ótimo economizando tempo gasto em manejos desnecessários (DAVIES MOREL, 2005).

Entre outras importantes conquistas adquiridas pelo método KATILA (2005) lembra a redução nos custos de transporte, a diminuição dos riscos em potenciais com a segurança dos animais durante o transporte e o acesso a material genético de alta qualidade. DAVIES MOREL (2005) complementa dizendo que os garanhões podem estar instalados a grandes distâncias, inclusive no exterior, além da ampliação no número de reprodutores utilizados nos acasalamentos das matrizes. Permite também a utilização de reprodutores mortos, por meio de sêmen congelado (HAFEZ & HAFEZ, 2004).

Antes de cada inseminação a égua deverá estar devidamente contida, com a cauda enfaixada e elevada e a área da região vulvar bem lavada e seca. O sêmen contido em uma seringa é depositado no corpo uterino por uma pipeta estéril de inseminação de 22 polegadas. O técnico deve usar uma luva esterilizada (HAFEZ & HAFEZ, 2004).

FIGURA 4: Inseminação na égua.

Fonte: DAVIES MOREL, M.C.G. (2005)

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Inúmeros fatores podem influenciar o índice de prenhez em éguas inseminadas. Entre eles incluem-se fatores inerentes da égua e do garanhão, o tipo de sêmen utilizado na inseminação (fresco, refrigerado ou congelado), o número de espermatozóides na dose inseminante, a concentração do diluente e o tempo que o sêmen refrigerado irá aguardar até o momento da I.A (SIEME et al., 2003).

A inseminação pode ser com sêmen fresco recém coletado, diluído com diluidores permitindo-se estocagens por até 48 horas ou criopreservado em nitrogênio líquido (KATILA, 2005). A indústria da reprodução padronizou a dose inseminante em 500 milhões de espermatozóides com motilidade progressiva, porém pode ser reduzida em alguns garanhões sem comprometimento da fertilidade (NEWCOMBE et al., 2005). O local ideal recomendado para deposição do sêmen fresco ou resfriado é tradicionalmente o corpo do útero (KATILA, 2005).

O momento recomendado seria inseminar com sêmen fresco ou resfriado a cada 48 horas até o desaparecimento dos sinais de cio ( usualmente um a dois dias após a ovulação), ou até a ovulação ser detectada por palpação transretal e/ou acompanhamento por ultrassom (SIEME et al., 2003).

Em um experimento realizado por XAVIER et al. (2009) comparou-se a fertilidade de inseminações realizadas no corpo ou no corno uterino e duas concentrações espermáticas diferentes de 500 e 100 milhões com volumes de 15 ml e 3 ml respectivamente. O sêmen foi depositado no corpo e corno uterino, ipsilateral ao folículo dominante, por meio de pipeta flexível guiada via retal, correspondendo, dessa forma, a 1/5 da dose inseminante. Para isto, foram utilizados 72 ciclos estrais de 37 éguas mestiças, com idades variando entre quatro a 20 anos.

As éguas foram rufiadas individualmente e palpadas a cada três dias, até o início do cio e/ou da presença de um folículo de 2,0-2,5 cm de diâmetro, em um dos ovários; a partir daí, as palpações retais e rufiações tornaram-se diárias até a ovulação.

Quando detectada a presença de folículo dominante com diâmetro de 3,03,5cm, as inseminações artificiais ocorreram às segundas, quartas e sextas-feiras, até a ovulação, utilizando-se sêmen fresco diluído em diluidor de leite desnatadoglicose, de garanhão da raça Brasileiro de Hipismo com 20 anos de idade e de alto valor genético A conclusão obtida foi que o local de deposição do sêmen nas concentrações estudadas não exerceram efeito sobre a fertilidade, e a concentração

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média de 100x106espermatozoides móveis por dose inseminante pode ser utilizada nas inseminações com sêmen fresco diluído no ápice do corno uterino sem que haja redução da taxa de fertilidade.

O que dificulta sobremaneira a utilização do sêmen congelado é o custo associado com intenso manejo das éguas (AVANZI et al., 2012). Os índices de prenhez relativamente baixos do sêmen congelado em relação ao sêmen fresco ou resfriado são comuns e geralmente aceitáveis como resultado de danos sofridos pelo espermatozóide durante o processo de congelamento e o descongelamento (SIEME et al., 2003). Recomenda-se que as matrizes sejam inseminadas com 12 horas antes e 6 horas pós-ovulação (AVANZI et al., 2012). O local sugerido é próximo da junção útero-tubárica na ponta do corno uterino.

Neste método direciona-se uma pipeta de inseminação flexível manipulada pelo reto até a mesma ser palpada na parte cranial do corno uterino ou visualizada pelo ultrassom (MORRIS, 2006). LYLE & FERRER (2005) compartilham que enquanto na inseminação no corpo do útero a dose de espermatozóides com motilidade progressiva ideal é tipicamente de 300 X106, para o sêmen congelado a dose é de 200 X 106.

Para conseguir melhorar os resultados com a utilização do sêmen congelado, alguns autores têm desenvolvido técnicas como o desvio da pipeta para deposição do sêmen na ponta do corno e a possibilidade de inseminação histeroscópica, na qual faz-se a deposição do sêmen sobre a junção útero tubárica com auxílio de um endoscópio (LEÃO, 2002).

O uso de gonadotrofina coriônica humana (hCG), que tem ação igual a do LH nas éguas, ou GnRH ( na forma de implantes de liberação lenta) induzem a ovulação, melhorando com isto o tempo da inseminação (SIEME et al., 2003), pois podem induzir a ovulação dentro de 36 a 48 horas (AURICH, 2011). A cobertura próxima do momento da ovulação é um assunto importante em associações de criadores de cavalos que permitem somente a cobertura natural, bem como as inseminações com sêmen refrigerado e congelado, e nas circunstâncias em que a qualidade ou quantidade do sêmen é limitado como resultado da idade ou mortalidade do garanhão (SAMPER et al., 2007). O hCG é uma gonadotrofina extraída da urina de mulheres grávidas e embalado em frascos

na

forma

liofilizada

variando

de

1.500

a

10.000

unidades(U)

(NEWCOMBE et al., 2005). Segundo LEY (2006) 1.500 a 3000 UI de hCG podem

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ser administradas por via intravenosa ou intramuscular quando a Êgua apresentar um folículo com diâmetro entre 35 a 40 mm.

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5 CONSIDERAÇÕES FINAIS A inseminação artificial em um criatório contribui eficientemente na melhoria do manejo reprodutivo dos animais pois o processo irá ocorrer sob a supervisão de médicos veterinários especializados em reprodução equina e irá ocorrer em um momento ótimo economizando tempo gasto em manejos desnecessários.

Entre os entraves que prejudicam a disseminação da técnica, pode-se citar a necessidade de mão de obra de especialistas em reprodução equina onerando o método para o pequeno produtor, os baixos índices de fertilidade com o sêmen criopreservado e a resistência por parte de algumas associações de criadores em permitir sua utilização.

Das biotecnologias disponíveis na reprodução equina, a inseminação artificial é a que oferece melhor oportunidade de acesso à material genético superior, não necessitando para isso investimento em garanhões de alto valor comercial.

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REFERÊNCIAS

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