Investigación en neurociencias

Investigaci贸n en neurociencias Homenaje al Dr. Alfredo Feria Velasco

Ruth De Celis

Primera edición, 2007

Edición Ruth De Celis Carrillo

ISBN 968-9115-00-6 D.R. © 2007 Por los autores de los capítulos.

D.R. © 2007 Bios Médica Editores y Diseños, S.A. de C.V. Bios Médica Editores y Diseños, S.A. de C.V. Jardín de los Alcatraces 72, Jardín Real 45136, Zapopan, Jalisco Tel: (33) 33 64 11 45 Apartado Postal 1-2003, CP 44100, Guadalajara, Jalisco El contenido de los capítulos es responsabilidad exclusiva de los autores y no refleja de manera alguna el punto de vista de la editorial. Queda prohibida la reproducción total o parcial del contenido por cualquier medio sin la autorización expresa de Bios Médica Editores, S.A. de C.V. Hecho e impreso en México Made and printed in Mexico

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Tel/fax: (33) 36 57 37 86 www.edicionesarlequin.com Adecuación de ilustraciones y imagen de cubierta Ricardo Godoy Ahumada, Godoy Las imágenes de las páginas que separan la secciones fueron tomadas en el laboratorio del Dr. Alfredo Feria Velasco.

Idea original de la imagen de cubierta María José Feria De Celis Diagramación Frida Rodelo Amezcua Impresión Editorial Pandora, S.A. de C.V., Caña 3657 La Nogalera, Guadalajara, Jalisco.

Los oligodendrocitos, las células que forman la sustancia blanca del SNC

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Araceli Espinosa-Jeffrey

Introducción El sistema nervioso central (SNC) está constituido esencialmente por neuronas y por células que se pensaba que eran de soporte, conocidas como la glía nerviosa, que, en conjunto se refiere a la microglía y la macroglía. Las células de la microglía son pequeñas y alargadas, con un núcleo grande con cromatina periférica, moderadamente condensada. Contiene poco glucógeno y muy pocos microtúbulos. La diferencia entre las células de la microglía y algunos oligodendrocitos pequeños era difícil de distinguir para algunos investigadores. Entonces, el papel de la microglía no estaba definido aunque se pensaba que podría intervenir en procesos de fagocitosis.

Con base en estudios morfológicos e inmunohistoquímicos, las células de la llamada macroglía se dividieron en astrocitos (astrocitos fibrosos o astrocitos protoplásmicos) y oligodendrocitos (1). En esa época, dentro de las diferentes funciones atribuidas a la macroglía, principalmente a los astrocitos, era la contribución al sostén y nutrición de las neuronas (2, 3) su intervención en la regulación de concentración de iones y de neurotransmisores en el espacio intercelular (4), su función como guía para la migración de las neuronas en el desarrollo (5, 6) y finalmente, la influencia sobre la reparación y regeneración del tejido nervioso (7).

En ese entonces, la cuestión era saber si los oligodendrocitos desempeñaban funciones semejantes o idénticas a las de los astrocitos, y era objeto de estudios de numerosos investigadores en el mundo entero. Sin duda, la principal función de las células oligodendrogliales reside en la elaboración de grandes cantidades de membrana plasmática que se enrolla en varias capas organizadas alrededor del axón o cilindroeje, lo que constituye una estructura membranal única y típica del

SNC, conocida como mielina. En el sistema nervioso periférico (SNP), las células que se encargan de mielinizar los axones son las células de Schwann y esa mielina tiene propiedades morfológicas y bioquímicas diferentes a las de la mielina del SNC.

Historia de la descripción del oligodendrocito La primera descripción de la célula oligodendroglial se remonta al año de 1899 y fue efectuada por Robertson, quien la describió como una célula muy característica, fácil de identificar, con un núcleo pequeño, un citoplasma importante o prominente y extensiones celulares muy finas y de longitud variable pero en número limitado. Algunas décadas más tarde Pío del Río Hortega gracias al empleo de una técnica de coloración con carbonato de plata, pudo describir la célula de oligodendroglía con más detalle y con extensiones celulares menos numerosas que en el caso de los astrocitos. Desde entonces a esas células se les conoce como oligodendrocitos (oligoaο= pocas, dendroa = extensiones) (8).

De acuerdo con su localización del Río Hortega distinguió dos tipos: los oligodendrocitos perineuronales, cuyo cuerpo celular es adyacente al cuerpo celular de la neurona y los oligodendrocitos interfasciculares, presentes entre los fascículos de mielina de la sustancia blanca (8). Posteriormente, se identificó otra especie de oligodendrocitos ubicados en la vecindad inmediata de los vasos sanguíneos, por lo que se les denominó oligodendrocitos perivasculares. Otra manera de distinguir a los oligodendrocitos es por su morfología. En este caso y con base en la forma y número de extensiones celula33

Investigación en neurociencias

res, Del Río Hortega describió cuatro tipos de oligodendrocitos (Tabla 1) (8).

Cuatro décadas más tarde, con el empleo de la microscopía electrónica, Vaughn observó en estas células las características descritas por Pío Del Río Hortega y complementó la descripción detallada de los oligodendrocitos (Tabla 2) (8).

Origen del oligodendrocito El primer estudio sistemático correspondiente a la génesis del oligodendrocito fue efectuado por Kaliy y Maxwell en 1968, cuando estudiaron los hemisferios cerebrales de ratas jóvenes en diferentes edades (9).

Ellos coincidieron en aseverar que existía una célula glial inmadura llamada espongioblasto, con numerosas extensiones celulares. De acuerdo con esos autores, el espongioblasto podría generar astroblastos y oligoden-

Tabla 1 Características de los diferentes tipos de oligodendrocitos Tipo

Características Cuerpo celular

Frecuencia

Extensiones celulares

I

10-20μm

5-20 largas, delgadas y ramificadas en ángulo obtuso

Muy frecuentes

II

> 20 μm

3-5 procesos celulares mas largos que en el tipo I, con ramificaciones en forma de I o Y

Menos frecuentes en la sustancia blanca

III

6-10 μm

Alargadas; mono- o bipolares

Muy frecuentes en la sustancia blanca

IV

6-10 μm

Alargadas aplanadas, mono- o bipolares

Muy frecuentes en la sustancia blanca

Tabla 2 Comparación ultraestructural básica entre oligodendrocitos y astrocitos Oligodendrocitos

Astrocitos

Diámetro del cuerpo celular

10-20 μm

40- 70 μm

Núcleo

Redondo u oval, fuera del centro

Redondo

Cromatina

Rodeando el nucleolo

Homogénea

Citoplasma

Denso al haz de los electrones

Poco denso o claro

Retículo endoplásmico

Prominente

Menos desarrollado

Ribosomas

Periféricos al núcleo; agrupados en polisomas

Aparato de Golgi

Muy desarrollado

Mitocondrias

Muy numerosas

Poco visible

Peroxisomas

numerosos

Microtúbulos

Moderada cantidad en todo el citoplasma

Menos aparentes y menos frecuentes

Gránulos de glucógeno

Ausentes

Presentes

Gliofilamentos

Ausentes

Presentes

Tabla 3 Principales características morfológicas de los oligodendrocitos claros, medios y oscuros Oligodendrocitos Claros

Diámetro del cuerpo celular: 6-8.5 μm; núcleo claro con nucleolo grande; citoplasma con pocas cisternas del Aparato de Golgi; numerosos polisomas y ribosomas libres; con numerosas extensiones citoplásmicas. Duración de vida 4 – 7 días y con un índice de marcaje radioactivo alto.

Oligodendrocitos Medios

Diámetro del cuerpo celular 4 – 7 μm. Núcleo oscuro con cromatina perinucleolar, aparato de Golgi bien desarrollado, procesos celulares escasos, con duración de vida de 11 -18 días, con índice de marcaje radioactivo moderado.

Oligodendrocitos Oscuros

Diámetro del cuerpo celular: 3.5–5.5 μm con núcleo y citoplasma muy densos. Aparato de Golgi bien desarrollado cisternas ergastoplásmicas apiladas y con un índice de marcaje muy bajo.

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Bases neuroquímicas de la hiperexcitabilidad cerebral

dio de las proteínas que unen GTP como la Gi o Go. La activación del receptor inhibe a la adenilato ciclasa y la formación de fosfatos de inositol. Su efecto general es la inhibición de canales de calcio dependientes de voltaje y un aumento en la conductancia al potasio, lo cual resulta en la generación de IPSPs lentos y por lo tanto este efecto inhibe la liberación de neurotransmisores. El receptor es sensible al GABA y baclofen, mientras que sus antagonistas selectivos son el saclofen, el 2-hidroxisaclofen y el CGPP35348.

El ácido glutámico: al glutamato y al aspartato se les considera como los neurotransmisores excitadores principales del SNC; son aminoácidos y por lo tanto participan tanto en el metabolismo intermedio como en la comunicación celular a través de sinapsis químicas.

El glutamato no atraviesa la barrea hematoencefálica y su síntesis se realiza a partir de glucosa a través del ciclo de Krebs o bien por la transaminación del a-cetoglutarato. Otra vía de síntesis del glutamato es a partir de la glutamina, la cual se sintetiza en la glía y es transportada a la terminal nerviosa donde por la acción de la glutaminasa se convierte en glutamato. Esta enzima se localiza en la mitocondria (Figura 2).

El glutamato se almacena en las vesículas sinápticas probablemente a través de un transportador vesicular dependiente de un gradiente electroquímico (10, 11). El contenido de estas vesículas posteriormente es liberado por un mecanismo dependiente de calcio durante la despolarización neuronal. La liberación del glutamato se regula por un autorreceptor de tipo metabotrópico del

Figura 2. Eventos importantes de la neurotransmisión glutamatérgica, donde se observan los mismos detalles que la fig. 1.

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Investigación en neurociencias

grupo I o III, posteriormente, el glutamato se une a sus receptores en la membrana de la neurona postsináptica.

Hasta el momento estos receptores se han dividido en dos grupos principales, los ionotrópicos que conforman canales dependientes de ligando y los metabotrópicos que son receptores acoplados a proteínas de unión GTP (proteínas G). Los receptores ionotrópicos están conformados por tres tipos principales que participan en la transmisión sináptica rápida del glutamato: AMPA (a-amino-3-hidroxi-5-metil-4-isoxalonepropionato), kainato y NMDA (N-Metil-D-Aspartato). Por su parte, los receptores metabotrópicos se dividen en tres grupos principales, en el I encontramos al mGluR1 y mGluR5, en el II al mGluR2 y mGluR3, en el III al mGluR4,

mGluR6, mGluR7 y mGluR8. Los efectos de la activación de cada uno de los receptores ionotrópicos y metabotrópicos se observan en la Tabla 2, pero en general se puede decir que la activación de los receptores ionotrópicos de glutamato produce potenciales postsinápticos excitadores rápidos (EPSPs) mientras que la activación de los metabotrópicos genera EPSPs lentos (12-14). En resumen, podría decirse que la activación de los receptores metabotrópicos del grupo I incrementa la excitabilidad neuronal debido a la inhibición de la conductancia por potasio (K+) y la activación de corrientes de calcio (Ca2+) no selectivas, mientras que los del grupo II y III reducen la excitabilidad neuronal debido a la activación de corrientes de K+ (14).

Tabla 2 Efectos de la activación de los diferentes receptores a glutamato Tipo de receptor

Efecto

Agonista

Metabotrópicos Grupo I Grupo II

Grupo III

mGluR1

PLC (Fosfolipasa C: Hidrólisis de fosfato de inositol)

mGluR5

MAPK (MAP cinasas)

DHPG

mGluR2

AC (Inhibición de la adelnilato ciclasa)

DCG-IV

mGluR3

IK, GIRK (Activación de proteínas G acopladas a canales de K+) ICa

2R, 4R APDC

mGluR4

AC (Inhibición de la adelnilato ciclasa)

L-AP4

mGluR6

IK, GIRK (Activación de proteínas G acopladas a canales de K+)

mGluR7 mGluR8

ICa

GluR1

INa (Incrementa la corriente de Na+ y K+)

GluR2

IK dependiente de voltaje

Ionotrópicos

Subunidades del Receptor AMPA

AMPA

GluR3 GluR4

Subunidades del Receptor KA

GluR5

INa (Incrementa la corriente de Na+ y K+)

GluR6

IK dependiente de voltaje

ATPA

GluR7 KA1 KA2

Subunidades del Receptor NMDA

NR1

INa (Incrementa la corriente de Na+ y K+)

NR2A

IK dependiente de voltaje

NR2B

ICa (Incrementa corriente de Ca2+)

NMDA

NR2C NR2D Nomenclatura: • GIRK: “G protein coupled Inwardly Rectifying K+ channels” (Proteína G acoplada a canales de K+ del tipo rectificador entrante); • DHPG: 3,5-dihidroxifenilflicina; • DCG-IV: (2S,2´R,3´R)-2-(2´,3´-dicarboxiciclopropil) glicina; • 2R, 4R APDC: (2R, 4R)-4-aminopirrolidina-2,4-dicarboxilato; • LAP4:L-2-amino-4-ácido fosfonobutírico; • AMPA: a-amino-3-hidroxi-5-metil-4-isoxalonepropionato; • ATPA: (RS)-2-amino-3-(3-hidroxi-5-ter-butilisoxasol-4il) propionato; • NMDA: N-metil-D-Aspartato.

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Alteraciones de los circuitos corticales y epilepsia: hipótesis de las células en candelabro

(Figura 7) y de neocorteza de ciertos pacientes con displasia (170) (Figuras 8 y 9) se observa una “hipertrofia” de algunas terminaciones perisomáticas compuestas por múltiples axones PV-positivos que inervan densamente el soma y las prolongaciones proximales de las células piramidales, lo que sugiere una hiperinervación de estas células piramidales. Estos axones perisomáticos los hemos denominado formaciones en cesto hipertróficos. Además, en el caso de la esclerosis del hipocampo, existen otras células piramidales que están hiperinervadas solamente a nivel del segmento inicial del axón, por lo que hemos denominado a estos axones terminaciones en candelabro complejas. Un aspecto interesante es que las terminaciones en cesto hipertróficas PV-positivas encontradas tanto en el hipocampo esclerótico como en la corteza displásica son muy similares (e.g., Figuras 7E y 9) , por lo que es posible que estas alteraciones se deban a un defecto producido durante el desarrollo cortical (170). Esta interpretación está de acuerdo con la hipótesis de que el origen de la esclerosis del hipocampo sea un problema del desarrollo cortical (237).

En la corteza displásica se ha comprobado que las formaciones en cesto hipertróficas PV-positivas forman sinapsis simétricas con el soma y las dendritas proximales de las células piramidales inervadas (170), por lo que representan realmente una hiperinervación GABAérgica. No obstante, es importante hacer hincapié en que tanto en el hipocampo esclerótico como en la corteza displásica se observa consistentemente que existen células

piramidales adyacentes a las células hiperinervadas que carecen de inervación de axones PV-positivos a nivel del soma y dendritas proximales y/o a nivel del segmento inicial del axón, por lo que habría un disminución o alteración de la inhibición GABAérgica de estas células piramidales. Esta alteraciones del sistema GABAérgico podrían representar mecanismos compensatorios, de tal forma que la hiperinervación GABAérgica incrementaría la inhibición de ciertas células piramidales dentro de un grupo de células hiperexcitables (sin inervación perisomática) que interaccionan entre sí. Sin embargo, como veremos a continuación, los estudios electrofisiológicos realizados por Cohen y colaboradores en 2002 (238) en el hipocampo esclerótico de pacientes epilépticos indican que el GABA puede ejercer un efecto excitador en ciertas células piramidales (despolarización), en vez de tener un efecto inhibidor (hiperpolarización); es decir, que la inervación GABAérgica de ciertas células piramidales podría incrementar la hiperexcitabilidad del hipocampo esclerótico.

Efecto excitador del GABA En el cerebro adulto normal, el GABA induce respuestas hiperpolarizantes rápidas en neuronas de la neocorteza e hipocampo por medio de la entrada de Cl- a través de los receptores GABAA. La dirección y magnitud de las corrientes de Cl- inducidas por el GABA a través

Figura 9. Series de imágenes obtenidas por medio de el microscopio láser-confocal de la sustancia blanca de la corteza cerebral de un paciente epiléptico con displasia cortical, doblemente teñidas inmunocitoquímicamente con el marcador de neuronas NeuN (en rojo, A), y con parvoalbúmina (en verde, B). C, es la imagen resultante de la combinación de A y B. La célula NeuN-positiva está inervada por un cesto hipertrófico parvoalbúmina-positivo. Barra de calibración: A-C, 50µm. Tomada de Alonso-Nanclares y cols.

(2005).

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de estos receptores viene determinada por la concentración intracelular de Cl-. Esta concentración intracelular resulta principalmente de la expresión funcional de cotransportadores Na+-K+-2Cl- (NKCCs) que acumulan Cl- en el interior de las células, y del co-transportador K+-Cl- (KCCs) que expulsa Cl- (239-241). Por todo ello, Cohen y colaboradores en 2003 (242) propusieron que el cambio de un efecto del GABA de hiperpolarizante a despolarizante en el hipocampo esclerótico podría deberse a una alteración en el equilibrio de la actividad de los co-transportadores NKCCs y KCCs. Así pues,

hemos estudiado la expresión de NKCC y KCC2 en el hipocampo esclerótico de pacientes epilépticos (243).

Con el empleo de técnicas inmunocitoquímicas de colocalización, observamos que en las áreas escleróticas y en las regiones adyacentes de transición con áreas no escleróticas, aproximadamente un 20% de las neuronas NKCC-positivas no expresaban KCC2. En estas mismas áreas observamos que en secciones doblemente marcadas para PV y NKCC o PV y KCC2, un 25% de los cestos hipertróficos PV-positivos inervaban células piramidales que no expresaban KCC2, mientras que la

Figura 10. Microfotografías de dos secciones adyacentes de un hi­po­ cam­po esclerótico de un paciente epiléptico teñidas con el método de Nissl (A) e inmunocitoquímicamente para parvoalbúmina (B-E), para ilustrar

la

heterogeneidad

de

las alteraciones de los circuitos inhibidores en la región del hilus y CA4. El área indicada con un rectángulo en B se muestra a mayor aumento en C. Nótese que neuronas adyacentes están diferencialmente

inervadas

por

terminaciones PV-positivas. Las flechas sólidas en C y D indican neuronas inervadas densamente a nivel del soma y del segmento inicial del axón. Las flechas huecas en C y E indican neuronas inervadas al nivel del segmento inicial del axón pero no a nivel del soma. Barra de calibración: A, B, 485µm; C, 75µm; D, E, 30µm. Tomada de Arellano y cols. (2004).

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