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Chemical kinetics MOTION EDU PVT LTD 1st Edition Rrd
North Delhi Municipal Corporation (NDMC) Medical College and Hindu Rao Hospital (HRH) Delhi
Editor
Abhijit Das MD
Senior Resident
NDMC Medical College and HRH, Delhi
Associate Editors
Namrata Nargotra MD
Head, Department of Pathology
NDMC Medical College and HRH, Delhi
Ritu Arora MD Senior Resident
NDMC Medical College and HRH, Delhi
Srishti Gupta MD
Senior Resident
NDMC Medical College and HRH, Delhi
Dipti Kalita MD
Consultant Pathologist, Batra Hospital and Medical Research Centre, Delhi
Disdaimer
Science and technology are constantly changing fields New research and experience broaden the scope of information and knowledge The authors have tried their best in giving information available to them while preparing the material for this book Although, all efforts have been made to ensure optimum accuracy of the material, yet it is quite possible some errors might have been left uncorrected The publisher, the printer and the authors will not be held responsible for any inadvertent errors, omissions or inaccuracies
All rights reserved No part of this eBook may be reproduced or transmitted in any form or by any means, electronic or mechanical, including photocopying, recording, or any information storage and retrieval system without permission, in writing, from the authors and the publisher
Published by Satish Kumar Jain and produced by Vamn Jain for CBS Publishers & Distributors Pvt. Ltd.
Corporate Office: 204 FIE, Industrial Area, Patparganj, New Delhi-110092
Gross pathology, a vital part of histopathology, is absolutely necessary in the curriculum of MBBS undergraduates, pathology residents and paramedical students There is a lacuna in the availability of books which specifically focus on gross features and differential diagnoses of pathological specimens commonly asked in the exams One has to go through multiple books to gather all the information, which is not only a time consuming task but also adds to a lot of confusion due to discrepancy in different books
This book entitled Essentials of Gross Pathology authored by Dr Ila Tyagi, Dr Namrata Nargotra, Dr Dipti Kalita, Dr Abhijit Das, Dr Srishti Gupta and Dr Ritu Arora is a unique publication It is no exaggeration when I say that this book is an "all-in-one" practical gross pathology book as it covers all aspects of histopathology specimens for undergraduate's practical examination It is a one stop source of in-depth and detailed information on the subject written in a very lucid, concise and bullet point form I am sure this book will be of immense benefit to one and all working in this field
It is my privilege and honor to be invited to contribute the foreword for this comprehensive practical book on gross pathology I can imagine the hard work put in by the authors preparing this book I congratulate all of them and specially Dr Ila Tyagi for initiating such a venture, leading the team, her untiring efforts and her valuable contributions to the subject I wish all the authors the very best in their future endeavors!
Lastly, I thank CBS Publishing House Ltd , New Delhi, for håving readily agreed to publish the book I know they are second to none in the publication of a series of medical books of value
Puja Sakhuja Professor and Head Department of Pathology Govind Ballabh Pant Institute of Postgraduate Medical Education and Research, New Delhi-110002
Preface
Gross pathology refers to macroscopic manifestation of diseases in organs, tissues and body cavities Grossing is the first step in surgical pathology and extremely important for correct interpretation and diagnosis Though several good books on pathology are available for students' consumption, there is a paucity of books on gross pathology
This book serves as a practical guide for the undergraduate museum in all the aspects of gross pathology, i.e. reception of the specimen, fixation, gross examination and dissection, and differential diagnosis and techniques of mounting of the specimens It includes basic introduction to grossing techniques, a discussion of typical specimen types and a strategic approach to the specimen along with schematic pictures illustrating the same progressing through each organ system
The chapters have been organized in the following fashion Each chapter begins with a brief review of the normal anatomy of an organ followed by its grossing techniques We then discuss the salient gross features of important specimens that frequently occur in undergraduate examinations The chapter ends with a discussion on differential diagnosis focusing predominantly on gross pathology There are numerous gross pictures and schematic diagrams to illustrate the normal anatomy, grossing techniques and pathology
This book is unique for three reasons Firstly, it is based on gross pathology a very crucial aspect of histopathology Secondly, it provides an accurate and quick description of surgical and autopsy specimens that is easy to digest for students Lastly, it offers differential diagnosis of important specimens commonly asked in examinations
This book has been compiled after extensive research of current examination trends based on our discussions and continuous interactions with students and faculty alike. In our constant endeavor to keep this book current with examination trends, all suggestions for further improvement are welcomed
We sincerely hope that this book will be of immense help to undergraduate students in their practicals and viva voce examinations
Editors
Contributors List
Ila Tyagi DNB (Institute of Pathology, ICMR Delhi)
Associate Professor, Department of Pathology
North Delhi Municipal Corporation (NDMC) Medical College and Hindu Rao Hospital, Delhi
Namrata Nargotra MD (AFMC Pune)
Head, Department of Pathology
NDMC Medical College and HRH, Delhi
Srishti Gupta MD (Army hospital R&R Delhi)
Senior Resident
NDMC Medical College and HRH, Delhi
Ritu Arora MD (GMC Amritsao
Senior Resident
NDMC Medical College and HRH, Delhi
Abhijit Das MD (AIIMS Deihi)
Senior Resident
NDMC Medical College and HRH, Delhi
Dipti Kalita MD (AMC Dibrugarh)
Consultant Pathologist, Batra Hospital and Medical Research Centre, Delhi
Acknowledgments
We extend our sincere thanks to a number of people without whom this book would not have become a reality We take this opportunity to thank Mr PK Gupta (Commissioner, MCD) and Mr Pankaj Kumar Singh (Additional, Commissioner, MCD) who are the backbone of the newly formed NDMC Medical College
Our special thanks to Mr Mayank Sharma (former Additional Commissioner, MCD), who played a major role in the formation of this medical college. We also thank our Medical Superintendent Dr KL Khurana for encouraging us and providing us with necessary support at all times
We thank and acknowledge the Dean of our college, Dr Rani Kumar, for her constant encouragement and support She inspired us to write this book on gross pathology and has been the guiding light in our endeavor
We are greatly indebted to our teacher, mentor and guide Prof Rajbala Yadav With her vast experience in the field of pathology, she has provided her expert insight to this work We also thank the other faculty members of our department Dr. Sompal Singh, Dr Manupriya Nain, Dr Jyotsna Nigam and Dr Ruchi Rathore for their support.
Our special thanks and acknowledgement to Dr Dinesh Negi, CMO Administration, NDMC Medical College for his constant encouragement and invaluable ideas which have enthused us to strive to do better
This acknowledgement wouldnT be complete without thanking faculty members of other colleges who helped us immensely at all times of need and have been a source of constructive suggestions
For her constant support and encouragement we would like to thank Dr Leela Pant, Medical Suprintendent, Kasturba Hospital (former Head, Department of Pathology, Hindu Rao Hospital)
Our special thanks to Dr Vinay Kamal, Director Professor Pathology, MAMC for his constant encourgement, guidance and constructive suggestions
We are greatly indebted to Dr Puja Sakhuja, Head of the Department, Pathology, GB Pant Institute of Postgraduate Medical Education and Research (GIPMER), New Delhi for readily helping us and graciously providing us with gross photographs of gastrointestinal and neuropathology specimens. We also thank other faculty members of GIPMER, Prof KR Saran, Prof Vinita Batra and Dr Kaushik Majumdar for their support.
We wholeheartedly thank Dr Sunita Saxena, Director and Dr Usha Agarwal, Additional Director, National Institute of Pathology (NIOP) for helping us
We are greatly indebted to Dr Surider Paul HOD, Government Medical College, Amritsar for supporting us
Constant inspiration and support from Dr Nidhi Verma, Dr Prerna Arora, Dr Meeta Singh (MAMC), Dr Monika Matlani, Dr Meetu Agarwal (Safdarjung Hospital), Dr Fouzia Siraj, Dr Harpreet Walia (NIOP) and Dr Kavita Gaur (GIPMER) kept us going through the course of this book
We acknowledge and thank and our residents Dr Gaurav Jain, Dr. Mansi Chandana, Dr.Garima, Dr.Ruchi, Dr Meenal, Dr Alek, Dr Meenakshi, Dr Ranjeet and Dr Varun, Dr Shakti, Dr Pinkey, Dr Anshu, Dr Malini, Dr Swapna, Dr Amul and Dr Shilpi for their help and support.
We wholeheartedly thank CBS Publishers and Distributors specially Mr YN Arjuna (Senior Vice-President Publishing, Editoriai and Publicity) for his immense support, encouragement and invaluable guidance for this project and his team Ms Ritu Chawla (AGM Production), Neeraj Prasad (Graphic artist) with his untiring efforts on drawings, Ms Jyoti Kaur (DTP Operator) for excellent formatting, Mr Kshirod Sahoo (Proof-reader) for his excellent work and Mr Sunil Dutt for helping us come out with this book
We sincerely thank the backbone of support-our technical staff Mrs Shakti Kalani, Mr Sukhvinder, Mr Ravi, Mr Aman and Mr Nitish who helped us in setting up the Pathology Museum and mounting.
No work is complete without the unending support, patience, constant encouragement of a loving family member So we thank our family members (Dr Anand Tyagi, Gen Sarin, Dr Rajeev Bhagat, Dr Kunjahari Medhi, Mrs Kankana Roy Das and Mr Tarun Aggrawal) for being there with us at times of need
Above all we thank Almighty for the divine blessings without which no work can ever reach completion.
Editors
Puja Sakhuja
Fixation
Fixation is the method of preserving cells and tissues to prevent their autolysis and bacterial decomposition once they are removed from the body. Major objective of fixation in pathology is to preserve tissues in a life like manner as far as possible and allow them to undergo further preparative procedures without much change It helps in maintaining clear and consistent morphological features
Fixation is defined as a complex series of chemical events which brings about changes in various chemical constituents of the cell and at the same time preserving its structural details and morphology Appropriate fixation of the tissues for histopathological examination is extremely important for the diagnosis.
THE MAJOR EFFECTS OF FIXATION
• Prevention of putrefaction (breakdown of tissue by bacterial action often with formation of gas) and autolysis (dissolution of cells by enzymatic action probably as a result of rupture of lysosomes)
• Preservation of cells and tissue constituents as far as possible in a life-like manner
• Hardening of the tissue for section cutting of required thickness and easy manipulation of soft tissue like brain, intestines, etc.
• Making the cells insensitive to various Solutions used in tissue processing
• Solidification of colloid material: Fixative causes cross-linking of proteins which causes their denaturation or coagulation so that their semifluid state is converted into semisolid state which facilitates easy manipulation of tissues.
• Optical differentiation, i e refractive index of the tissues is altered to varying degree so that the unstained components are more easily visualized.
• Preservation of chemical compounds and microanatomic constituents so that further histochemistry is possible.
• Effects on staining: Fixatives like formaldehyde intensifies the staining character of tissue especially with hematoxylin
Fixation of the Tissues can be done by Two Methods
Physical methods: These include heating, microwaving etc and are less commonly used
Chemical methods: These are the mainstay for fixation of tissues for histopathological examination.
Chemical fixation: Both organic and nonorganic
Solutions are used to maintain adequate morphological preservation and they fall into following major categories Various fixatives and their examples are given in Table 1.1
COMMONLY USED FIXATIVES
Formaldehyde
Formaldehyde is the most commonly used fixative
Pure formaldehyde is a gas which is soluble in water
Table 1.1: Categories of fixatives
Category of fixative
Dehydrants
Aldehyde cross-linkers
Common examples
Ethanol, methanol, acetone
Formaldehyde, glutaraldehyde
Combination mercuric chloride Zenker’s, B5 with formaldehyde or acetic acid
Osmium tetroxide
Picric acid plus formalin and acetic acid
Post-fixation after glutaraldehyde
Bouin’s
Combination alcohols plus Alcoholic formalin formalin
Essentials of Gross Pathology
It is commercially available as 40% formaldehyde solution in water (Formalin) For routine fixation 10% formalin is used It is 10% solution of formalin, i e it contains about 4% weights to volume of formaldehyde (10 ml formalin and 90 ml water). The amount of fixative used should be 15-20 times the specimen volume.
Advantages
• Easily available and cheap.
• Rapid penetration into tissue
• Retains the normal color of the tissue
• Best fixative for neurological tissue
Disadvantages
• Irritation of skin, mucous membrane and conjunctiva
• Excessive hardening of the tissue
• Formation of formalin pigment in tissues with excessive blood.
Glutaraldehyde
Glutaraldehyde is used as a fixative in electron microscopy usually in combination with osmium tetroxide It is commercially available as 25% solution and is used as 4% solution
Advantage
Extensive cross-linkingby glutaraldehyde causes better preservation of ultrastructure
Disadvantage
It penetrates the tissue slowly and is expensive
FIXATION OF INDIVIDUAL TISSUES
There are certain important general principles of fixation The specimen to be fixed, should be placed
in a large container with three tofour times its volume of fixative Some specimens should be injected with fixative (e.g. brain, lungs and whole limbs) if possible to ensure adequate fixation as the tissues are more easily and speedily fixed by injecting fixatives. Hollow organ should be padded out with cotton and if uncut, it should be pressure inflated For example, fixatives are injected through urethra into the bladder and through trachea into the lungs. Solid organs should be immediately sliced in a required size to allow fixative to penetrate the exposed surface. Fresh soft specimens should be fixed individually. Specimens with their attached structures should be fixed together.
Fixation and inking of histopathological specimens are shown in Fig 1.1a to c
Eyes
• Fixed in normal buffered formalin usually for 48 hours
• To speed up the fixation, 1 or 2 small windows can be cut in the globe after 24 hours.
• After 24 hours anterior (iris) and posterior (optic nerve) are removed and fixed for additional 48 hours
Brain
• Brain usually takes 2 weeks for fixation
• With the help of perfusion technique (perfusion of brain via middle cerebral arteries), it takes shorter duration and report can be dispatched in 5-6 days. Whole brain is fixed by injecting fixative into the basilar artery and the artery is tied with a linen thread and then the specimen is suspended in the fixative in a bucket.
• Fixation can also be enhanced by use of microwave technology
Fig 1.1a-c: Fixation of histopathological specimens (a) Cotton is inserted in between the serial cuts and the specimen is kept in the fixative over night for adequate fixation (arrow) (b) Specimen is serially sliced without completely separating the sections (preferably at 1 cm distance from each other) for adequate fixation and exposing the pathological area (arrow heads) (c) Inking of the margins is done at this stage to help in the final diagnosis
Fixation
Lung
• Surgical specimen of lung or specimen from the postmortem room is fixed by inflation with 4% buffered formaldehyde through a cannula into the main bronchi and submersion in a large volume of fixative
• If tuberculosis is suspected specimen should be left for one week before it is dissected.
• If immunological diseases are suspected, cryostat section should be made and fixed briefly with either acetone or methanol
Lymphoid Tissue
Lymphoid tissue is usually sliced and a part of the representative fresh tissue is taken for flow cytometry or molecular analysis The rest of the tissue is fixed in normal buffered saline
Muscle Biopsies
Muscle biopsies are received fresh without any fixative. A portion of muscle biopsy is separated for enzyme histochemistry and the remaining portion is fixed in normal buffered saline
Renal Biopsies
• Core biopsies from kidney should be divided into three portions and each portion is preserved in the fixative on the basis of the method used for analysis
• Normal buffered formalin is used for fixation for routine histology (light microscopy)
• Buffered glutaraldehyde is used for ultrastructural studies (electron microscopy).
• Biopsy is snap frozen in liquid nitrogen and isopentane for immune deposits (immunofluorescence).
Museum Preparation Techniques
Pathology museum is present in all the teaching hospitals and is of great teaching value It serves many functions like permanent exhibition of common specimens for undergraduate and postgraduate teaching purposes, displaying rare specimens, permanent source of histologic material and for gross and microscopic photography (Fig. 2.4 a, b). It also plays a very crucial role in recording the history of medicine as the common diseases of today may be rarities of tomorrow. It is extremely important to retain the color and original shape of the specimen Record of the patienFs medical history, relevant photographs and radiographs should be maintained which are very helpful for teaching purpose. The presentation, labeling and cataloguing of the specimens in the museum play a major role.
BASIC MUSEUM TECHNIQUES
Specimens in the museum are handled in the following steps:
• Reception of specimen
• Preparation of specimen
• Fixation of specimen
• Restoration of specimen
• Preservation of specimen
• Mounting and presentation of specimen
• Storage of the specimen
I Reception of Specimen
Specimens for permanent display may come from a number of sources like hospital, operation theater, postmortem room and from research laboratories Museum register is present at the reception in which entry of all the specimens along with relevant details like name of the hospital, clinical history and diagnosis
histopathological examination of patient, gross and microscopic findings where available should be made
All specimens received (Fig 2.1) in the museum is given an assessing number and year of the entry The specimen carries this number even after it is given a final catalogue number according to its place in the collection.
II Preparation of the Specimen
An ideal specimen is received fresh in unfixed state. However, in the museum, the specimen is mostly obtained from pathology laboratory after being examined,so it is already formalin fixed After the entry is made, it is checked whether the specimen is fresh or is already in a fixative;any gross trimming of the section necessary, is carried out immediately using a long bladed sharp knife giving a continuous stroke so that the cut surface is even and smooth
If the specimen has arrived in an unfixed state, it must not be allow to dry or discolor and should be immediately immersed in a fixative It is important to
Fig 2.1: Receiving the specimen for
note that the specimen should never be washed with water as it causes hemolysis and permanent staining of final mounting solution Excess blood should be washed off with the fixative
It it is planned to use a specimen for museum, part of it can be kept without disturbing, e.g. it a specimen of kidney is received, it can be bisected and one half kept aside for museum or adequate tissue for histopathological examination should be taken without much distortion of the specimen. As far as possible it should be taken from back of the specimen with the help of a sharp scalpel or neatly removed from the front The specimen should be put into a fixative immediately. It the fixative is not available, the specimen should be immersed in saline and stored in refrigerator at 2-8°C.
III. Fixation of Specimen
Depending upon the technique employed various fixatives are used; but 10% formal saline can be used as a primary fixative and later on the specimen can be transferred to a special fixative.
The technique most widely used all over the world for mounting of museum specimens is the modification of the method described by Kaiserling.
Kaiserling recommended that the initial fixation should be done in a neutral formalin; Kaiserlings I solution (Kl) and then transferred to a final preserving glycerin solution Kaiserling III (KIII) for long term display Color preservation is also maintained with these Solutions Kaiserling stressed the importance of the exclusion of air and the avoidance of acid formation in the medium
Kaiserling's Technique of Fixation of the Specimen
The specimen should be kept in a large container which can accommodate specimen along with 3-4 times volume of fixative. Specimen is stored in Kaiserling I solution for 1 month depending on the size of the specimen. The specimen should not rest on bottom of the container as an artificial flat surface will be produced on hardening due to fixation
Kaiserling I solution (fixing solution) specimens can be transferred to this fluid after fixation in formal saline or they may be directly fixed in it. It is made of following constituents:
Kaiserling I solution
• Formalin 2 liter
• Potassium acetate 425 gm
• Potassium nitrate 225 gm
• Distilled water make up to 20 liter
*Store specimen in this solution for 1 month depending on the size of the specimen.
IV Restoration of Specimen
After fixation, the natural color of the specimen is lost. Therefore, it is necessary to restore the specimen to as near to its original state and color as possible There are many ways in which this can be done and the one recommended method is Kaiserling's method II
This method involves removing the specimen from fixative, washing in running water and transferring to 95% alcohol The specimen is in alcohol for 10 minutes to 1 hour depending upon the size of the specimen during which time it is watched carefully as the color develops throughout the specimen Ensure that they are removed when the optimum stage is reached; it kept for longer periods the color fades and cannot be restored At this stage the specimen is photographed it not already done After this step, specimen is ready for preservation.
Kaiserling II solution:
• Alcohol 95%
*Store specimen in this solution for 10 minutes to 1 hour depending on size of specimen
Rejuvenator solution:
• Pyridine 100 ml
• Sodium hydrosulphite 100 gm
• Distilled water 4 litre
^Formalin decreases the natural color of the specimen. However, rejuvenator solution restores the color.
V Preservation of Specimen
The recommended solution for this step is Kaiserling III. This is the final solution in which the specimen will remain for display. It is based on glycerin solution. Glycerin has two important functions in a mounting medium. First, it increases the optical density so that, when using perspex jars, the effect of solid embedding may be obtained. Second, it has a slight clearing effect on the tissues, which emphasizes the fine structural details
Kaiserling III solution
• Potassium acetate 300 gm
• Glycerine 6 litre
• Distilled water make up to 10 liter
Thymol crystals are added to prevent molds
Leave the solution to stand for 2-3 days before using to ensure proper mixing of Chemicals
Add 1% pyridine as stabilizer This solution acts as permanent fixative
This solution turns yellowish and needs to be replaced to restore color of the specimen from time to time. The specimen will initially float to surface but later sink to the bottom.
Essentials of Gross Pathology
VI Mounting and Presentation of Specimen
• Mounting techniques and presentation of specimens are shown in Figs 2.2 a-d and 2.3
• Position should be anatomically correct as per as possible
• Removal of irregular surface of the specimen
• Trimming of outer edges of the specimen such as skin and intestine
• Filling the cavities by arsenious acid gelatin after removing cotton wool (Figs 2.2a-d and 2.3).
• Color perspex arrows or rods can be used to identify important structures.
• Friable specimens can be covered with a thin layer of arsenious acid gelatin and it can also be used locally to hold fragments such as blood clot in position
• Bile stained specimen should be soaked in a saturated solution of calcium chloride for 24 hours
• Specimen is placed by allowing half inch clearance at the top and sides and one inch at the bottom (without sodium hydrosulphite) Extra clearance at the bottom is for the label to be fitted without obscuring the specimen
• Sodium hydrosulphite (0.4 g / dl) is added immediately before sealing the jar
• The solution should be crystal clear; if not, filter the solution or 50 ml of saturated solution of camphor in alcohol should be added to one liter of solution to produce sparkling clarity
• Glass jars lid is to be sealed tightly so that there is no leakage of the fixative fluid
• Each jar with the mounted specimen should be labeled with the specimen number (number given in the museum catalogue)
• Museum catalogue should be prepared. Specimens in older medical museum were mounted in a cylindrical glass jars and were suspended by string. Rectangular jars gradually replaced the cylindrical ones. They had an advantage as their polished flat phase prevented magnification and distortion. With the introduction of Perspex, the museum jar could be constructed to any specification and had the advantage of getting completely filled with mounting solution; the specimen could be attached to reagent supporting plates with the jar and were tight and strong.
Plastic is however, attacked by absolute alcohol and fixatives It is, therefore, necessary to mount the specimens in rectangular glass jars The position in which the specimens are to be mounted should be anatomically correct to enable easy Identification of the structures.
Fig 2.2 a-d: Mounting of specimen in the museum (Dept of Pathology NDMC Medical College & HRH)
Storage of specimens is an important part of museum technique since the supply of specimens is always more than the number actually mounted ( Fig . 2.4 a , b ) . As far as possible specimens should be stored in separate containers so as to avoid damage caused by contact with others The containers should be labeled adequately on the outside and label should be tied to specimen with linen thread The fluid used may be Kaiserling s' fluid I for a
Fig 2.4 a , b : Gross discussion and museum study ( MBBS ,batch 2013 ) period up to six months A reference book should be maintained to record necessary details about the specimens
Vll . Storage of Specimen
When perspex boxes are used , the specimen is arranged in desired position on a central perspex plate by stitches made by linen or nylon thread to hold the specimen When glass jars are used , a perspex or glass center plate or a bent glass rod to form a frame which just fits into the jar is taken and the specimen is stitched to the frame or tied with nylon threads Double knots should be made by ,threads on the specimen surface
Fig . 2.3 : Mounted museum specimens ( Dept . of Pathology , NDMC Medical College and HRH )
General Approach to Grossing of Surgical Spedmen
Surgical pathology, in popular parlance referred to as "histopathology" essentially centers on tissue examination This includes study of both the gross and microscopic features of resected specimens or biopsies
Gross pathology refers to the macroscopic manifestation of disease primarily afflicting organs resected in toto or in part "Grossing" or analyzing macroscopic change visually and by sectioning is both an art and a science It forms the foundation of the pathologist's findings yet ironically is often neglected
Meticulous dissection, gross description and selection of sections for microscopy are the most crucial parts of the histopathological examination. Microscopy must be complemented by a thorough macroscopic analysis as an inadequate and faulty gross sampling may potentially invalidate hours of painstaking efforts on the microscope A good hand and sharp eyes at the grossing table can very often clinch the diagnosis or reveal invaluable clues to the pathology
BASICS OF GROSS EXAMINATION
A surgical pathology laboratory encounters many types of tissue and specimens on daily basis Each specimen, whether small or big, should be handled with equal care and precision.
Before starting the dissection one should ask the following questions:
• What is/are the structures received?
• What is the pathology?
• How extensive is that process?
STEPS FOR GROSS EXAMINATION
There are four steps of gross examination. These are as follows:
• Step 1. Specimen orientation
• Step 2. Dissection
• Step 3 Gross description
• Step 4 Specimen sampling
Specimen Orientation
After receiving and identifying the specimen,it is taken to the grossing station (Fig 3.1a, b) for orientation Orientation of specimen is usually done with the help of anatomical landmarks (Fig 3.2a,b) In case of complex specimens communication with surgeon is required
Dissection
Dissection of specimens are carried out on the grossing station (Fig. 3.2) of the histopathology laboratory. The grossing station should be clean, well illuminated, well
On gross examination we try to resolve the issues with systematic four steps approach of grossing. Fig 3.1a,
b: Specimen receiving and grossing station
General Approach to Grossing of Surgical Specimen
a well sealed container that contains enough fixative to cover the specimen
Gross Description
Gross description refers to naked eye or macroscopic description of the specimen It should be concise, but informative and should include detailed description of normal anatomy
While writing gross description, we need to answer the following questions:
• What is the specimen?
• What are the structures present?
• What are the objective characteristics of the specimen?
• Is there any specific lesion? If so, what are the objective characteristic of the lesion?
For objective description of the lesion we need to record size, shape, weight, color, consistency, distribution, etc. In case of tumor specimen gross distance of the tumor from resected margin must be recorded.
At the end of description of the specimen, there should be a slide index stating number of pieces submitted in each tissue block A labeled representative diagram of the specimen helps in communication between dissecting pathologist and the reporting pathologist
Specimen photography plays a very important role as digital images can be stored as electronic file, and can be retrieved for publication and research
ventilated and well equipped with following things a ruler, a scale, a scalpel with disposable blades,scissors, forceps, a probe, bone saw, a long sectioning knife and weighing machine The cutting table should be thoroughly cleaned between dissections.
All the tissues should be handled gently; very small specimens should be handled with extra caution Minute tissue fragments should be wrapped in porous paper before they are placed in tissue cassette for easy recognition
Inking of surgical margin or external surface especially of tumor specimens should be done before sectioning Seepage of ink can be minimized by blotting the specimen surface before and after application of ink and then immersing the specimen briefly in Bouin's solution
Opening and sectioning depends on the type of specimen and nature of lesion
For proper fixation large solid organs are sectioned and hollow organs or cysts are opened and placed in fixative before proper dissection is done.
The tissue remaining after a specimen has been thoroughly dissected and sampled should be stored in
Specimen Sampling
The purpose of sampling (Fig 3.3) is to take all the required sections for documentation of the type of disease,it's extent, and to evaluate margins of resection. Sampling should be thorough and selective for large
Fig 3.2a, b: Specimen orientation and inking of deep resected margins (arrow)
Fig 3.3: Grossing is being done
Essentials of Gross Pathology
specimens Small specimens are usually entirely processed Following are few guidelines we should follow while sampling:
1. Most section of a tumor should be taken from periphery, because central zone is usually necrotic and tumors periphery demonstrate the interface of the tumor with adjacent tissues.
2 Numbers of sections that should be taken of a tumor vary depending upon the type of specimen For heterogeneous tumors, sample all grossly distinct components For cystic lesions, take sections from thicker or complex areas To distinguish between benign and premalignant or premalignant and malignant, sampling the entire lesion may be required
3. Margins can be sampled in two ways:
a Perpendicular section selectively taken which demonstrates the relationship of the edge of the tumor with the margin. It can distinguish between tumors which truly extends to the margin and which closely approaches but does not involve the margin
b Shave section taken parallel to the edge of the specimen, especially when margin is grossly away from the tumor or for sampling of cylindrical or tubular structures.
4 Minimum one representative section should be taken from each of the grossly normal component of the specimen
BIOHAZARDS AND SAFETY IN THE SURGICAL PATHOLOGY LABORATORY
The gross room and associated areas are potentially dangerous because personnel working in these areas encounter infectious, toxic, allergic, carcinogenic substances and are open to physical hazards like needle stick injury, cuts, electrical injury, etc. Commonly used safety rules are as follows:
1 All tissues should be considered as potentially dangerous and treat them with universal precautions
2 Wear protective gear in the cutting area all the time which should include surgical gloves, mask, cap, shoe coverings, surgical gown, eye protection
3 Sharp disposable objects should be promptly discarded into appropriate container after their use.
4. Items soiled with blood or other potentially infectious material should be discarded into designated biohazard container located in the cutting area.
5. Take precautions to minimize skin exposure to Chemicals as well as respiratory exposure to chemical vapors
ANATOMY
PATHOLOGY
Infective Endocarditis
Healed Myocardial Infarction
ANATOMY
Normal adult heart (Fig 4.1) weighs 300-350 g (male) and 250-300 g (female) The heart is composed of three layers namely, the epicardium (outermost layer), myocardium (middle layer) and endocardium (innermost layer) The normal ventricular thickness on right side is 0.3 to 0.5 cm and left side is 1.2 to 1.5 cm It is measured at the base of papillary muscles Increase in heart weight or ventricular thickness above these normal limits indicates hypertrophy, and an enlarged cardiac chamber size indicates dilation
The pumping action of the heart is achieved by coordinated contraction and relaxation of cardiac myocytes that comprise the myocardium
Four cardiac valves maintain unidirectional flowtricuspid, mitral, pulmonary and aortic valve. The normal circumference of tricuspid valve is 12 cm, pulmonary valve is 8.5 cm, mitral valve is 10 cm and aortic valve is 7.5 cm Atrioventricular valves (bicuspid two cusps and tricuspid three cusps) are composed of an annulus, leaflets, chordae tendinae and papillary muscles The semilunar valves (aortic and pulmonic) are made up of three cusps
Conduction system comprises of sinoatrial (SA) node, atrioventricular (AV) node, bundle of His and Purkinje fibres
Blood supply to the heart is mainly by three epicardial coronary arteries, namely (a) left anterior
Cardiomyopathy
Restrictive Cardiomyopathy
Atrial Myxoma
GROSSING
The Heart
descending artery, (b) left circumflex artery and (c) right coronary artery Left anterior descending and left circumflex artery are branches of left coronary artery (Fig 4.1a)
Accurate knowledge of anatomy of heart helps in taking correct samples while grossing
PATHOLOGY
INFECTIVE ENDOCARDITIS (IE)
1. It is an infection characterized by colonization or invasion of heart valves or mural endocardium by microbial organisms
2 This leads to the formation of vegetations composed of thrombotic debris and organisms, often leading to destruction of underlying cardiac tissues Other structures like aorta, aneurysmal sacs, other blood vessels and prosthetic devices may also be affected
3. Most cases are caused by bacterial infections (bacterial endocarditis).
Salient Gross Features
Gross features of infective endocarditis are shown in Fig 4.2
1 The hallmark of IE is the presence of friable, bulky, potentially destructive vegetations containing fibrin, inflammatory cells, and bacteria or other organisms on the heart valves
Essentials of Gross Pathology
Arch of aorta Aorta
-Pulmonary trunk
2. Aortic and mitral valves are the most common sites of infection.
3 Vegetation may be single or multiple and may involve more than one valve
4 Vegetations sometimes erode into the underlying myocardium leading to the formation of an abscess called ring abscess
5 Embolifrom thesevegetations may lead toformation of septic infarcts
Microscopic Features
Microscopicfeaturesof infectiveendocarditisare given in Box 4.1.
Differential Diagnosis
Vegetations in different type of endocarditis (Figs 4.2 and 4.3).
1 Nonbacterial thrombotic endocarditis
• Deposits of small sterile thrombi are seen on the leaflets of the cardiac valves
• The lesions are 1-5 mm in size
• They occur assingle or multiple vegetations along the line of closure of the leaflet.
2 Libman-Sacks endocarditis
• Libman-Sacks endocarditis is occasionally encountered in SLE patients
• The lesions aresmall (1to 4 mm in diameter) with a warty appearance (verrucous)
• They are single or multiple, sterile and pink in color
Box 4.1 Infective Endocarditis
Vegetations of infective endocarditis show 3 layers, from outside inwards the layers are:
1 Eosinophilic material of fibrin and platelets forms cap or outer layer
2 Bacterial colonies in untreated cases show basophilic layer
• Undersurface of atrioventricular valve, valvular endocardium, chordae and mural endocardium are involved by the lesions.
3 Rheumatic heart disease (Fig 4.3)
• Associated with rheumatic fever
• Small (1-2 mm) vegetations called verrucae are noted.
• MacCallum plaques (irregular thickenings in the left atrium) are noted
Left ventricle Papillary muscle
Fig 4.1: Normal structure of heart (a) An anterior view of the external surface of heart (b) An anterior view of the frontal section of heart LCA: left coronary artery; RCA: right coronary artery; LCX: left circumflex artery; LAD: left anterior descending artery
Pulmonary veins
Left atrium
Friable vegetations
Chordae tendinae
Left ventricle
Papillary muscles
a Fig 4.2a,
show sites of cardiac vegetations in rheumatic heart disease (a black arrows) and infective endocarditis (b
RHD
4.3: Images show sites of cardiac vegetations in various heart diseases. RHD rheumatic heart disease, IE infective endocarditis LSE Libman-Sacks endocarditis and NBTE Nonbacterial thrombotic endocarditis
HEALED MYOCARDIAL INFARCTION
1 Myocardial infarction (MI) is the death of cardiac muscle due to prolonged severe ischemia
2 MI can be of two types: a) transmural, b) subendocardial
• Transmural MI: Ischemic necrosis involves full thickness of the ventricular wallin thedistribution of the coronary artery This type is most common
• Subendocardial MI: It constitutes an area of infarct limited to inner one-third to one half of the ventricular wall
Salient Gross Features
Gross features of healed myocardial infarction are shown in Fig 4.4
1 Transmural infarcts involve at least a portion of left ventricle
2. Three main arterial trunksand correspondingarterial regions affected are as follows:
a Left ascending artery (left coronary artery)(40-50% ): Infarcts involve anterior wall of left ventricle near the apex, the anterior portion of ventricular septum and the apex circumferentially
b Right coronary artery (30-40% ): Infarcts involving the inferior/posterior wall of left ventricle; posterior portion of ventricular septum; and the inferior/posterior right ventricular free wall in some cases.
c Left circumflex coronary artery (15-20% ): Infarcts involving the lateral wall of left ventricle except at the apex.
Aorta Pulmonary trunk
b: Images
red arrows)
Fig
Essentials of Gross Pathology
3. Myocardial infarcts less than 12 hours are not apparent on gross examination.
4. By 12-24 hours, an infaret is identified as reddishblue area of discoloration caused by stagnated trapped blood
5 Then the infaret becomes more sharply defined, yellow-tan and soft
6 By10 days-2 weeks, there is rimming of the infarcted area by a hyperaemic zone of highly vascularized granulation tissue
7. The injured region evolves to a fibrous scar over the succeeding weeks.
Evolution of morphologieal changes in myocardial infarction is shown in Table 4.1.
Microscopic Features
Microscopic features of healed myocardial infarction are given in Box 4.2
CARDIOMYOPATHY
The term cardiomyopathy (literally meaning heart muscle disease) is a heart disease resulting from an abnormality in the myocardium, usually resulting in an inappropriate ventricular hypertrophy or dilatation and are due to causes that are genetic
Cardiomyopathies can be primary (genetic or acquired diseases of heart) or secondary (myocardial involvement as a component of multiorgan failure)
Three pathologie patterns are noted in cardiomyopathy namely:
a Dilated cardiomyopathy
Pulmonary trunk
Gray white infarcted area surrounded by zone of erythema near apex of heart
Box 4.2 Healed Myocardial Infarction
• Healed infaret area shows dense fibrocollagenous tissue (black arrow) with foci of entrapped myocardial fibers
• Old granulation tissue comprising of lymphocytes, plasma cells, pigment laden maerophages and capillary proliferation
• Adjoining myocardial fibers may show compensatory myocardial hypertrophy
plljlif ysitsli
b. Hypertrophic cardiomyopathy and
c. Restrictive cardiomyopathy
Dilated Cardiomyopathy
• Dilated cardiomyopathy (DCM) is the most common form of cardiomyopathies (90%)
• It is familial in 30-50% of cases
• Other causes implicated inelude myocarditis, alcohol, toxins, childbirth, iron overload and stress
Fig. 4.4a, b: Healed myocardial infarction Well defined gray-white ischemic portion is noted (arrows)
Time
Reversible injury
0-30 minutes
Irreversible injury
30 minutes-4 hours
4-12 hours
12-24 hours
Table 4.1: Evolution of morphologic changes in myocardial infarction
Gross features
None
None
Dark mottling
Dark mottling (occasional), pallor of myocardium
1-3 days Mottling with yellow-tan infarct centre
3-7 days
7-10 days
10-14 days
2-8 week
> 2 month
Hyperaemic border with central soft pale area
Yellow-tan, soft with depressed red margins
Maximally yellow and soft with red-gray depressed infarct borders
Progressive gray-white scar
Scarring complete
• It resultsfrom animpairment of contractility (systolic dysfunction).
• It can affect any age.
Hypertrophic Cardiomyopathy
• Typically seen in healthy individuals less than 30 years.
• It is caused by mutations in genes encoding sarcomeric proteins
• Results from impairment of compliance (diastolic dysfunction).
• The heart walls arethick,heavy and hypercontracting
• It is the leading cause of left ventricular hypertrophy in cases unexplained clinically or pathologically
Restrictive Cardiomyopathy
• Restrictive cardiomyopathy is uncommon
• It results from decrease in ventricular compliance.
• It may be idiopathic or associated with distinct diseases
Features of restrictive cardiomyopathy (described separately)
Salient Gross Features
Dilated Cardiomyopathy
Gross features of dilated cardiomyopathy are given in Fig 4.5
1 The heart is enlarged and increased in weight
2 The most characteristic feature is prominent dilatation of all the four chambers giving the heart a typical globular appearance
3 The endocardium is thickened and mural thrombi are often found in the ventricle and atria
4 No valvular alterations noted
Light microscopic features
None
Variable waviness
Coagulation necrosis, edema, hemorrhage
Coagulative necrosis, band necrosis, neutrophilic infiltrate
Coagulation necrosis, loss of nuclei and striations, marked neutrophilic infiltrate
Macrophage infiltration begins
Fibrovascular response begins
Well established granulation tissue
Increased collagen deposition
Fibrous scar
Hypertrophic Cardiomyopathy
Gross features of hypertrophic cardiomyopathy are given in Fig 4.6
1 Heart is enlarged and increased in weight with normal/small ventricular cavities.
2 Myocardial involvement is asymmetric
3 Interventricular septum is affected more than the free walls of the ventricle resulting in asymmetric ventricular septum hypertrophy
4 Ventricular cavities lose their round to oval shape and are compressed in a banana like configuration.
5. Fibrous endocardial plaques are noted.
6 Mitral valve thickening may be seen
Microscopic Features
Microscopic features of hypertrophic cardiomyopathy are given in Box 4.3
Differential Diagnosis
• Metabolic cardiomyopathy: Metabolic cardiomyopathy usually has intracytoplasmic vacuoles and granulation.
• Age related sub-aortic bulging of interventricular septum: It is an anatomic variant commonly seen in the elderly
• Diseases associated with left ventricular hypertrophy (in the infants or young children): Infiltrative cardiomyopathies like Hunter syndrome, Hurler's syndrome, Pompe's diseases can present similarly. An endomyocardial biopsy will be helpful to differentiate them.
• Noonan syndrome: Also hasassociated pulmonic valve stenosis, cardiofacial abnormalities and ASD which
Essentials of Gross Pathology
Dilated atrium
Dilated ventricle
Fig 4.5a, b: Cut section of heart The heart is enlarged All the chambers are dilated
Ascending aorta
Pulmonary trunk Opening of pulmonary
Thickening of subaortic ventricular septum
Papillary muscles
Lett ventricular hypertrophy
Fig 4.6 a-c: Hypertrophic cardiomyopathy Images show asymmetric ventricular septal hypertrophy (a, arrow) with compressed ventricular cavities (banana-shaped) (b, arrow)
Box 4.3 Hypertrophic Cardiomyopathy
• Extensive myocyte hypertrophy with transverse diameter of more than 40 mm (normal myocyte diameter 15 mm)
• Myofiber disarray: Haphazard arrangement of myocyte bundles along with branching of myocytes
• Interstitial fibrosis
helps to differentiate them from hypertrophic cardiomyopathy
• In fants of diabetic mother: A positive diabetes history helps to diagnose this entity.
RESTRICTIVE CARDIOMYOPATHY
1. It is uncommon in developed countries.
2 The ventricles are normal or slightly enlarged and are not dilated
3 Myocardium is firm
4 Atria are bilaterally enlarged
A brief mention of other types of restrictive cardiomyopathies:
a. Endomyocardial fibrosis: Thick white scarring of ventricular endocardium and subendocardium starting from the apex extending to the AV valves. Ventricular mural thrombi may be seen.
b. Loeffler's endomyocarditis: Characteristically fibrosis of endocardium is noted along with mural thrombi
Heart
Hc Endomyocardialfibroelastosis: Usuallyinvolves theleft ventricular endocardium Left ventricle usually appears dilated.Papillary muscles may appear thick and short.
Microscopic Features
Microscopic features of restrictive cardiomyopathy are given in Box 4.4
Box 4.4 Restrictive Cardiomyopathy
• Varying degree of interstitial fibrosis may be patchy or diffuse
• Endomyocardial biopsy may show distinct morphological features depending on the specific aetiology (sarcoidosis, amyloidosis, radiation fibrosis or metastatic tumors)
Differential Diagnosis
Constrictive pericarditis: An endomyocardial biopsy helpstodifferentiateitfrominfiltrativecardiomyopathies
ATRIAL MYXOMA
This is the most common primary tumor of the heart (50% of all primary cardiac tumors) Mean age at presentation is 60 years Ninety percent are situated in left atrium Most common site of origin is fossa ovalis in atrial septum
Salient Gross Features
Gross features of atrial myxoma are given in Fig. 4.7.
1. Atrial myxomas are usually single.
2 They range in size from less than 1 to 10 cm
3 They can present as sessile or pedunculated masses
4 They vary from polypoid, globular hard masses mottled with hemorrhage to soft translucent papillary lesions with a gelatinous consistency
5 Pedunculated tumors are usually mobile and give a "wrecking ball effect"
Microscopic Features
Microscopic features of atrial myxoma are given in Box 4.5
Differential Diagnosis
Thrombus
• Most common differential diagnosis
• Thrombi occur with equal frequency in atria and ventricles
• When in atria they are found in appendages rather than fossa ovalis
• Thrombi show lamination (whereas myxomas don't)
Essentials of Gross Pathology &
Box 4.5 Atrial Myxoma
• Scattered stellate cells or myxoma cells in a background of abundant amorphous extracellular matrix
• Presence of peculiar vessel like or gland like structure
• Focal areas of hemorrhage and mononuclear inflammatory infiltrate
Pulmonary trunk Pulmonary veins
Ascending aorta
Single gray-white gelatinous lobulated tumor inside left atrium
Gelatinous lobulated tumor
GROSSING
THE HEART
We receive following specimens of heart
1. Heart removed for autopsy.
2 Explanted heart from transplant recipient
3 Excised heart valve following valve replacement
These specimens give us excellent opportunity to study cardiac pathology.
Gross Examination of Heart
1. The specimen should be emptied of clotted blood and weighed before examination.
2 Identify and document the major structures
3 Orient with the help of following features:
• AV valves are anterior to semilunar valves
• The base has four openings and the apex is directed left and downwards
Left ventricle
Papillary muscle
Fig 4.7a-c: A cut section of heart A globular,soft, gray-white gelatinous lobulated tumor (arrow) is seen attached by a stalk to the left atrium
• Anatomy may be distorted in autopsy specimens and in presence of congenital anomalies
4 Examine the external surface for adhesions, scar, petechiae, haemorrhage
5. Fix the heart for 48 hours in formalin before dissecting it.
6 Note the diameter of valve orifice
7 Examine the valves for presence of thrombi and vegetations
8. Open the coronaries by a series of transverse incisions at spaces approx 3 mm apart Look for thrombi and calcification
Dissection of Heart
Two commonly followed methods are:
Inftow-outfow Method
Dissection of heart is shown in Figs 4.8 and 4.9. Opening of heart following the direction of blood flow:
Open the right atrium by inserting scissors in the opening of inferior vena cava and cutting the right atrial appendage obliquely Superior vena cava should be spared with region of the sinus node
Open the right ventricle by cutting along the right lateral border of heart by directing the scissors/ knife from right atrium downwards through the posterior tricuspid valve leaflet
Open the outfloiv tract of the right ventricle by cutting its wall lem away from ventricular septum, passing upwards through the pulmonary valve at the junetion of the anterior cusps to the pulmonary artery
Open the left atrium by cutting between the openings of the right and left upper pulmonary veins and then
between the upper and lower pulmonary veins on each side This incision can further be extended to the left atrial appendage to assess for mural thrombus
Open the left ventricle by cutting along left lateral border through the midportion of posterior mitral valve leaflet towards the apex.
Open the out flow tract of left ventricle by cutting the wall lateral to the ventricular septum up to the root of aorta by an incision starting from the apex directing upwards through the aortic valve
Transverse Sectioning of Heart
Transverse sectioning of heart is done at 1 cm interval from the apex to just below the atrioventricular apparatus This method is preferred in demonstrating pathology of ventricular wall in cardiac hypertrophy, myocardial infarction and inflammatory lesions like granulomas and abscesses.
After opening the heart remove blood clots. Examine the endocardium and myocardium as well as valves Examine the walls of great vessels especially aorta for atherosclerotic plaques
Dissect the coronary arteries systematically Start at the orifice of the left main coronary artery and serially section the vessel down its branches Similarly section the right coronary artery
Examine each vessel for narrowing, thrombi in the lumen, intimal proliferation, hemorrhage or atheromatous plaques Document the location and percentage narrowing caused by any lesion
Sections for Histology
In diseases associated with pancarditis, sections are taken from following sites:
1. Posterior border of left atrium.
Fig. 4.9: Dissection procedure of heart via transverse sectioning
Fig 4.8: Dissection procedure of heart via inflow-outflow tract (1 to 7: Cut sections)
Essentials of Gross Pathology
2 Posterior leaflet of mitral valve
3 Posterior papillary muscles of left ventricle
4. Tissue from aorta, aortic valve and mitral valve.
5 Pulmonary artery and valve
6 Right atrium and right ventricle
7. Right atrial appendage.
8 Left atrial appendage
9 Aorta
10. Coronary arteries: Blocks of 3 mm thickness from both coronaries about 1.5 cm from their origin
11 Any grossly abnormal area
If ischemic heart disease is suspected, tissues are selected from following sites to reveal myocardial pathology:
1 Anterior left ventricle and adjacent ventricular septum approx 2 cm above the apex
2 Posterior wall
3. Posterior basal portion of myocardium and adjacent ventricular septum.
4 Anterior papillary muscle and subjacent myocardium
5 Mid anterior wall of right ventricle inferior to pulmonary valve
6 Posterior wall of right atrium
7. Posterior wall of left atrium.
8 Any grossly abnormal area
Gross Description
1 Weight and dimensions of heart and attached great vessels
2. Thickness of ventricular walls.
3. Epicardium: Any abnormality like petechiae, adhesions, scar, graft.
4 Valves: Stenosis, calcification, thrombi and vegetations
5 Myocardium: Size and location of recent or remote infarct, focal punctuate lesion, hemorrhage, fibrosis, scar, necrosis
6 Coronary arteries: Number, course, percentage of narrowing of lumen by atherosclerotic plaque, hemorrhage, calcification, presence of metal stents
7 Any anomaly of cardiac chamber if present.
EXCISED HEART VALVE FOLLOWING VALVE REPLACEMENT
In heart valve replacement operation, usually the diseased valve or leaflet is removed and is sent for histopathological examination
Basic Structure of Heart Valves
The AV valves are composed of an annulus, leaflets, chorda tendinae and papillary muscles. The semilunar valves are made up of three cusps, each with a sinus
The cusps meet at three commissures
Grossing Procedure
1 Fix the specimen If culture is required, send small fragment for culture before fixation
2 Document whether the valve is intact or in pieces
3 Document dimensions of valve and valvular orifice
4 Examine each component:
a. Leaflet-Number, edges rolling/commissural fusion/any abnormality like fibrosis/calcification/ thrombi/ vegetation / myxoid change. If present note their appearance,extent and location
b For AV valves Chordae tendinae-shortened / thickened /stretched /fused/ ruptured or normal
c Papillary muscle Normal / any evidence of infarction/scarring/hypertrophy/elongation
d For semilunar valves: Similar to AV valve plus cusps-number/size/whether equal or not.
Gross Description
It should include all findings as mentioned above.
Sections for Histology
Submit sections which should include valve leaflet, free edge, chorda and papillary muscle if present
BLOOD VESSELS
Grossing Procedure and Sampling
1 Measure the length, external and internal diameters of the vessel
2 Examine the lumen for thrombi, document percentage of luminal narrowing
3 Take sections both longitudinal and perpendicular to the long axis of the vessel Longitudinal section will demonstrate alteration involving the media and perpendicular section demonstrates the alteration of luminal diameter.
Temporal Artery Biopsy
The average biopsy is 12 cm long Divide it into four parts and get each of them embedded, so that at the end we get four sets of step sections with each set containing at least three H&E stained sections, and one elastin stained section to examine
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Fig 64 Callidina symbiotica. Nach Zelinka, etwas geändert. Ventralansicht.
Fig. 69. Brachionus rubens. Nach Hudson-Gosse. Rückenansicht.
Die Fusszehen der Rotatorien können als K ö r p e r a n h ä n g e angesehen werden, welche durch Ausstülpungen der Haut entstanden sind. Ähnliche, aber nicht der Festheftung sondern der Bewegung dienende Anhänge, die ihren Trägern häufig ein sehr absonderliches Aussehen verleihen, treffen wir bei einigen Rädertieren an, die sehr verschiedenen Unterabteilungen des Systems angehören. Ich erwähne hier nur drei verschiedene Arten derartiger Ausstülpungen. Bei den Philodiniden entspringt dicht hinter dem Räderapparat ein langer, aus- und einstülpbarer „Rüssel“ (Fig. 64, rs), der an seinem verjüngten Vorderende mit beweglichen
Cilien besetzt ist. Der Rüssel ist an seiner Basis fast so breit wie der Körper, sodass man darüber im Zweifel sein kann, ob man ihn als eine aus der Rückenfläche hervorgewachsene Neubildung oder nicht vielmehr als das ursprüngliche Vorderende des Körpers anzusehen hat, in welchem Falle der Cilienapparat zum grössten Teile auf die Bauchfläche übergetreten wäre und sich mit der Mundöffnung ein gutes Stück nach hinten verschoben hätte. Rüssel und Räderapparat sind bei den Philodiniden nie gleichzeitig in Thätigkeit, sondern in dem Moment, wo ersterer sich hervorstülpt, wird letzterer eingezogen. Der Rüssel dient teils als Träger von Sinnesorganen (Tastborsten, Augenflecke), teils vermittelt er mit den Fusszehen die spannerraupenartige Bewegungsweise der Philodiniden, wobei seine vordere Wimperplatte wie eine Saugscheibe der Unterlage angeheftet wird. — Unter den Arten der Gattung Asplanchna zeichnen sich einige durch den Besitz von 2–4 kegelförmigen Hautauswüchsen aus, die vom Rücken oder den Körperseiten entspringen und zumteil eine beträchtliche Höhe erreichen. Bald treten dieselben nur bei den Männchen auf (so bei Aspl. Sieboldii Leyd.[XIII] in Vier-, bei Aspl. intermedia Huds. in Zweizahl), bald sind beide Geschlechter, wenn auch zuweilen in verschiedener Weise, mit ihnen ausgerüstet (Aspl. amphora Huds. und Aspl. Ebbesbornii Huds.). Eine besondere Funktion scheint ihnen nicht zuzukommen. — Ein besonderes Interesse beanspruchen die bei den Gattungen Polyarthra, Triarthra, Pedetes und Pedalion vorkommenden Anhänge, da sie auffallend an die Extremitäten der Entomostraken erinnern. Wie diese sind sie scharf, zumteil sogar gelenkig, vom Körper abgesetzt, sind beweglich, tragen nicht selten gefiederte Borsten und dienen der gleichen Funktion, nämlich zum Rudern. Dennoch sind dieselben nur als analoge Bildungen anzusehen, denn die zwei wichtigsten Merkmale der Entomostraken-Gliedmassen, die paarweise und ausschliesslich ventrale Gruppierung und der Spaltfusscharakter, gehen ihnen völlig ab.
[XIII] Neuerdings hat E. v. Daday die sehr interessante Beobachtung gemacht, dass bei Aspl. Sieboldii zwei verschiedene Weibchen vorkommen, erstens männlich-geformte
mit vier konischen Hautanhängen und zweitens solche ohne diese (Math. u. Naturw. Berichte aus Ungarn. VII. 1889).
Dass nun der Habitus der Rädertiere im einzelnen so vielen kleinen Veränderungen unterworfen ist, wird vornehmlich durch zwei Organsysteme bewirkt, nämlich einmal durch die Vielgestaltigkeit des Räderapparates und dann durch den wechselnden Grad von Festigkeit, welcher der Haut eigen ist. Wir beginnen daher die vergleichende Betrachtung der Organsysteme mit diesen.
2. Die Körperhaut.
Wenn ich die Rädertiere oben als ungegliedert bezeichnete, so scheint die Beschaffenheit der Körperdecke vieler Arten sich hiermit schwer in Einklang bringen zu lassen. Fanden wir doch schon bei der Hydatina und ebenso bei Callidina symbiotica (Fig. 64), wie der Körper durch mehrere in ziemlich gleichen Abständen aufeinanderfolgende Einschnürungen, ähnlich einem Ringel- oder Bandwurme, in Segmente gegliedert wurde. In der That lässt die Haut vieler Rotatorien eine Zusammensetzung aus mehreren gleichen Zonen erkennen, aber da wir bei keinem innern Organe etwas Ähnliches antreffen, sondern alle nur in Ein- oder Zweizahl vorhanden sind, kann von einem metameren Körperbaue nicht die Rede sein, sondern höchstens von einer auf die Haut und die zugehörigen Muskeln beschränkten Scheinsegmentierung. Diese kommt entweder nur durch die Anordnung der Ringmuskeln zu stande (Hydatina), oder Hand in Hand mit dieser geht eine Zusammensetzung der Haut aus abwechselnd derben und weichen Partien. Die ersteren bilden bei den Philodiniden die eigentlichen Hautsegmente, die letzteren die je zwei Segmente von einander sondernden Furchen, welche in Gestalt von Ringfalten sich unter die Haut des nächsthintern Scheinsegmentes legen. In der Dicke verhält sich die Kutikula der Falten ganz gleich derjenigen der Segmente, in die sie ja auch kontinuierlich übergeht. Dass jene Falten konstante Bildungen sind, lässt sich daher wohl nur aus einer weicheren
Beschaffenheit derselben erklären. Kontrahieren sich die Längsmuskeln, so schieben sich die schmäleren Scheinsegmente in die weiteren hinein, ähnlich wie man die Ringe des Tubus eines Fernrohres in einander stecken kann. — Viel auffallender als bei den Philodiniden ist der Unterschied zwischen weichhäutigen und derben Partien der Kutikula bei den sogenannten „gepanzerten“ Rädertieren. Es gehören hierher zahlreiche Gattungen, von denen manche, wie Brachionus, Anuraea, Pterodina, Salpina, Colurus, Metopidia, zu den gemeinsten Vertretern der Klasse zählen. Der Panzer, d. h. der derbhäutige unelastische Abschnitt der Haut, umfasst bei diesen Formen nur den Mittelkörper. Die Haut des Kopfes und des Schwanzes (falls ein solcher überhaupt vorhanden ist) hingegen bleibt von der gewöhnlichen Konsistenz. Im Panzer nimmt die Kutikula eine grössere Dicke an und bedeckt sich mit den verschiedenartigsten Skulpturen, wie Leisten, Rillen, Punkten, Höckern u. dgl., welche häufig zu sehr zierlichen Zeichnungen zusammentreten. Unsere Abbildung der Anuraea aculeata (Fig. 67) lässt z. B. die polygonalen Felder der Rückenfläche des Panzers deutlich erkennen. Sehr häufig läuft der Panzer dort, wo er in die weiche Haut des Kopfes und des Schwanzes übergeht oder, obwohl seltener, an anderen Stellen in zahnartige Fortsätze aus. So verdankt die eben erwähnte Anuraea ihren Speziesnamen aculeata dem Umstande, dass der Panzer am Vorderrande sechs, am Hinterrande zwei ansehnliche Dornen trägt. Bei den verschiedenen Brachionus-Arten differiert vornehmlich die Zahl, Grösse und Anordnung der Zähne am Vorderrande der Schale; ausser diesen begegnen wir vielfach zwei kleinen Zähnen an der Basis des Schwanzes (Fig. 69). Bei einigen Rädertieren erreichen die Stacheln des Panzers eine solche Länge, dass ganz abenteuerliche Formen hierdurch entstehen, Anuraea longispina Kellic. z. B. trägt vorn drei, hinten einen spiessartigen Fortsatz von der Länge des ganzen Panzers. Bei Stephanops tripus Lord und Steph. Leidigii Zacharias sitzt der Rückenfläche ein nach hinten gerichteter und bogenförmig gekrümmter Stachel auf, welcher bei ersterer etwas kürzer, bei letzterer länger als das ganze Tier ist. — Der Panzer bewirkt in einzelnen Fällen eine Abweichung von der typischen Lagerung der inneren Organe. Ist er z. B. sehr flach gebaut (Pterodina, Metopidia),
so kommen die Geschlechtsorgane im entwickelten Zustande teilweise neben den Darm, anstatt unter ihn, zu liegen. Ferner hat sich die Öffnung der Kloake von der Dorsalseite auf die Bauchfläche verschoben bei den Gattungen Pterodina, Anuraea und Dinocharis, welch’ letztere auch dadurch bemerkenswert ist, dass bei ihr der Hals panzerartig erhärtet ist, während sonst der Kopf stets weichhäutig bleibt.
3. Der Räderapparat.
Von allen Organsystemen zeigt keines eine so grosse Vielgestaltigkeit und einen so verschiedenen Ausbildungsgrad als dasjenige, welches die Lokomotion und die Nahrungsaufnahme vermittelt, das Räderorgan. Dennoch zeigt eine vergleichende Betrachtung, dass den meisten Rotatorien eine gemeinsame Grundform in der Anordnung der Cilien zukommt, die freilich nicht immer mit gleicher Deutlichkeit zu Tage tritt. Dieselben stehen nämlich in zwei Kreisen, von denen der eine, innere in vielen Fällen vor, der andere, äussere hinter der Mundöffnung gelegen ist; der letztere setzt sich in der Regel in die Mundöffnung selbst fort. In sehr prägnanter Weise treffen wir einen derartigen doppelten Wimpersaum, einen praeoralen und einen postoralen, bei den Gattungen Rotifer, Philodina, Callidina (Fig. 64), Pterodina, Melicerta, Lacinularia und einigen anderen an. Hier ist auch eine Arbeitsteilung in der Funktion der beiden Cilienkränze eingetreten. Der praeorale ist mit besonders starken Cilien versehen und dient zur Fortbewegung des Tieres, während die schwächeren Flimmern des postoralen Kranzes die Nahrungsteilchen in den Mund strudeln. Die eigenartige Radbewegung, welche das Spiel der praeoralen Wimpern dem Auge vortäuscht, ist, wie schon erwähnt wurde, die Veranlassung zur Benennung der hierher gehörigen Organismen als Rädertiere gewesen. Unsere Abbildung der Callidina symbiotica (Fig. 64) zeigt, wie die Cilien dieses vordern Kranzes auf zwei durch eine mediane Furche von einander getrennten Polstern, Ausstülpungen der Stirnfläche, randständig angebracht und in der Mitte der Bauch- und Rückenseite durch eine nackte Stelle
unterbrochen sind. Man könnte daher auch von zwei unvollständigen Cilienkreisen reden, wenn die Raddrehung derselben nicht in gleichem Sinne dem Auge sich darböte. Der hintere, postorale Kranz besteht nicht aus einer einfachen Cilienreihe, sondern stellt einen Flimmerstreifen dar, welcher jederseits aus der ventralwärts stark lippenförmig vorspringenden Mundöffnung hervortritt und um jene Stirnpolster herum sich dem Rücken zuwendet. Eine Verschmelzung in der dorsalen Mediane findet aber auch bei diesem Kranze nicht statt. Die Umbildung der beiden für die genannten Gattungen charakteristischen primitiven Wimpersäume erfolgte bei den übrigen Rädertieren nach zwei Richtungen hin, jenachdem der postorale, äussere oder der praeorale, innere Cilienkranz der mächtigere wurde und besondere Differenzierungen einging. Der erstere Fall ist nur selten, nämlich bei den festsitzenden Gattungen Floscularia (Fig. 65) und Stephanoceros, eingetreten. Bei beiden hat sich die Stirnfläche kelchförmig eingesenkt und trägt im Grunde die von kleinen Cilien des inneren Kranzes umstellte Mundöffnung. Der Kelchrand trägt die sehr langen [bei einzelnen Arten (Floscularia mira Huds.) geradezu enorm grossen] Cilien des äusseren Kranzes und ist in fünf Anhänge ausgezogen, auf die sich die Wimpern auch fortsetzen. Bei Floscularia sind es kurze, stumpfkegelförmige Zipfel, bei dem schönen Stephanoceros Eichhornii hingegen lange, zungenförmige Fortsätze. — Bei der weitaus grössten Zahl der Rotatorien erleidet hingegen der innere Cilienkranz mannigfache Umgestaltungen: aus der ursprünglich einfachen Cilienreihe werden mehrere; einzelne erheben sich auf besonderen Polstern und nehmen dann die Gestalt derber Griffel an; andere verlieren ihre Beweglichkeit und werden zu starren langen Tastborsten; die ursprüngliche ringförmige Anordnung wird verwischt, indem der Zusammenhang der Cilien durch nackte Partien unterbrochen wird; es treten sehr feine Cilien sekundär an ursprünglich nackten Stellen der Stirnfläche auf, und so fort. Auf alle diese zahlreichen Modifikationen hier näher einzugehen, ist unmöglich, und seien daher nur noch zwei Abweichungen erwähnt. Bei Besprechung der Körpergestalt der Philodiniden wurde schon hervorgehoben, dass die Spitze des dorsalen „Rüssels“ mit einer kleinen Flimmerplatte besetzt ist, also mit einer Art sekundären Räderorgans (vgl. Fig. 64).
Wie dieselbe zu deuten ist, ob als Bildung sui generis oder als abgespaltener Teil des ursprünglich einheitlichen Cilienapparates, lässt sich schwer entscheiden. Letzteres scheint die grössere Wahrscheinlichkeit für sich zu haben, indem der Dorsalrand der Wimperscheibe sich in verschiedenen Gattungen in einen zungenförmigen Anhang auszieht, der dann entweder (Rhinops vitrea) noch vom äusseren Wimpersaum umzogen wird oder nur einige Tastborsten trägt (Adineta vaga) oder endlich ganz nackt geworden ist (Metopidia, Stephanops). Abspaltungen seitlicher Partien des Räderapparates werden auch sonst beobachtet, so bei der Gattung Synchaeta, die jederseits ein „Wimperohr“ am Kopfe trägt. — Die zweite hier zu erwähnende Abweichung betrifft Formen, deren Cilienapparat eine ventrale und vorn am Körper gelegene Scheibe darstellt (Notommata tardigrada Leyd., Adineta vaga Dav., Diglena forcipata Ehr., Digl. giraffa Gosse), die dicht mit kleinen Wimpern besetzt ist. Von einer ursprünglich ringförmigen Anordnung der Cilien haben sich keine Andeutungen erhalten, und die ganze Bildung erinnert ausserordentlich an die Gastrotrichen, eine kleine Gruppe mikroskopischer Süsswassertierchen, die ungefähr die Gestalt der Rotatorien haben, aber auf der ganzen Bauchseite bewimpert sind. — Der Räderapparat fehlt nur bei wenigen Gattungen, die auch sonst in ihrer Organisation sehr abweichen, völlig: so bei dem an der Unterseite von Nymphaeablättern festgehefteten Apsilus lentiformis Metschn., bei dem Regenwurmparasiten Balatro clavus Clap. und bei dem marinen, auf Nebalia schmarotzenden Paraseison nudus Plate. Bei manchen der kleineren Arten scheint er stark reduziert zu sein, ohne dass jedoch unsere Instrumente zurzeit für ein eingehendes Studium derselben ausreichten. — Der Cilienapparat kann bei allen Rotatorien mit Ausnahme der Gattung Adineta vorübergehend in den Mittelkörper eingestülpt werden. In diesem Zustande ruhen die Cilien, beginnen aber mit dem Moment der Ausstülpung, offenbar unwillkürlich, wieder ihre Thätigkeit. Soll bei den Philodiniden der Räderapparat benutzt werden, so muss der „Rüssel“ eingestülpt im Körper liegen. Anderseits wird jener sofort eingezogen, wenn das Tier beginnt sich spannerraupenartig unter abwechselnder Festheftung und Loslösung der Rüsselspitze und der Zehen fortzubewegen. Man
erblickt daher nur ausnahmsweise die beiden Cilienregionen gleichzeitig in Thätigkeit.
4. Die Muskulatur
der Rädertiere ist noch zu wenig erforscht, um eine vergleichende Schilderung zu ermöglichen. Bei vielen, vielleicht allen Rotatorien giebt es in der Mitte des Rumpfes eine Querlinie, von der die grossen nach vorn und nach hinten laufenden Längsmuskeln ausstrahlen. Neben den glatten Muskeln, welche weitaus die Mehrzahl bilden, kommen bei einigen Arten auch quergestreifte vor; solche sind z. B. die Kopfretraktoren von Pterodina und Polyarthra (Fig. 66, mu). Die Ringmuskeln verteilen sich gewöhnlich in ziemlich gleichen Abständen auf den ganzen Körper; nur bei Asplanchna myrmeleo liegen sie am Halse dicht nebeneinander, hier auf schmalem Querringe einen echten Hautmuskelschlauch bildend. Bei den Philodiniden ist jeder Ringmuskel aus einer bestimmten Zahl kleiner Segmente zusammengesetzt.
5. Das Nervensystem
besteht überall aus einem grossen, dorsal vom Schlundkopfe gelegenen Zentralorgan, dem Gehirn, dessen beide Ganglien breit mit einander verwachsen sind. Die Gestalt ist bei verschiedenen Arten wechselnd: rundlich, parallelogrammförmig, bei den Philodiniden dreieckig. Bei letzteren ist eine Zusammensetzung aus peripherischen Ganglienzellen und zentraler Fasermasse nachgewiesen, und daher eine solche auch für die übrigen Arten sehr wahrscheinlich. Vom Gehirn strahlen Nerven aus einmal an die zwischen den lokomotorischen Cilien oder auf der Wimperscheibe stehenden Tastborsten, die „Stirntaster“ (t, Fig. 66, 69), dann nach hinten und oben an den (resp. die) dorsalen Taster und endlich nach hinten in den Mittelkörper. Wie die Zahl der Stirntaster, so schwankt auch die Zahl der sie versorgenden Nerven, über die übrigens nur
für wenige Arten Untersuchungen vorliegen. Bei den Philodiniden laufen die Cerebralnerven nach vorn teils in den Rüssel hinein, dessen Spitze mit Tastbüscheln versehen ist, teils versorgen sie das Räderorgan und den Mund. Die nach hinten in den Rumpf tretenden Nerven scheinen bei den einzelnen Arten der Philodiniden sich ziemlich verschieden zu verhalten. Bei Callidina magna fand ich nur einen starken Nerv jederseits, von dem Seitenzweige an die Haut ausstrahlten. Z e l i n k a hingegen beschreibt von Call. symbiotica einen ventralen und einen seitlichen Nerv und bei Discopus synaptae sogar noch einen dritten, dorsalen, die aber bei dieser Art alle drei nicht direkt, sondern durch besondere Ganglienzellen mit dem Gehirn zusammenhängen. — Die Stirntaster der Rädertiere treten bald als einzelne Borsten, bald als Büschel von solchen auf, während die Rücken- und Seitentaster stets nur in letzterer Form angetroffen werden. Bei den meisten Gattungen ist der Rückentaster unpaar, wird aber sehr häufig von einem doppelten, erst an der Basis des Tasters verschmelzenden Nerv versorgt, was vielleicht auf eine ursprüngliche Duplicität des Organs hinweist. Die Arten mit paarigem Rückentaster (Asplanchna, Hertwigia, Apsilus) würden dann, obwohl im sonstigen Bau wenig typisch, hierin ein primitives Verhalten bewahrt haben. Bei einigen Arten erhebt sich der dorsale Taster in auffälligem Masse über die Rückenfläche, der er gewöhnlich direkt aufsitzt. So treffen wir ihn bei Lacinularia in Gestalt einer kleinen Doppelpapille, bei Brachionus (Fig. 69, dt) und Anuraea als kurzen Kegel, endlich bei den Philodiniden als stabförmigen retraktilen Tentakel an. In der Regel sitzt der dorsale Taster im Nacken und rückt nur selten, z. B. bei Asplanchna, weiter nach hinten, sodass man ihn zunächst, da er paarig ist, mit den Seitentastern verwechseln kann. Die Dorsal- und Lateraltaster sind für die Rädertiere in hohem Masse charakteristisch, da sie fast konstant angetroffen werden. Ersterer fehlt meines Wissens nur bei Conochilus, letztere nur den Philodiniden und den marinen Seisoniden. Über den Zusammenhang des zum Lateraltaster gehörigen Nervs mit dem Gehirn liegen zurzeit noch keine sicheren Mitteilungen vor, da derselbe wahrscheinlich durch einen im Kopfe liegenden Nervenplexus bewirkt wird. In ihrer Lage am Körper schwanken die Seitentaster insofern, als sie bald weiter nach vorn,
bald mehr nach hinten die Kutikula durchbrechen. Die meisten liegen ungefähr am Beginn des hinteren Körperdrittels. Bei Polyarthra finden sie sich dagegen fast am Hinterrande des Körpers, bei Asplanchna und Hydatina in der Mitte, und bei Lacinularia und Melicerta — bei letzterer sind sie, ebenso wie bei Copeus spicatus, zu zwei langen Tentakeln ausgezogen — ungefähr in Schlundhöhe. In allen diesen Gattungen stehen sie hinter dem dorsalen Taster, und nur bei Pterodina liegen alle drei Sinnesorgane auf einer Querlinie.
Von anderweitigen Sinnesorganen kommen nur A u g e n f l e c k e den Rädertieren häufig zu. Sie sind meist unpaar und sitzen als rötlicher oder schwärzlicher Pigmentfleck der Unterseite des Gehirns an. In anderen Fällen sind sie paarig und gehören dann dem Rande der Wimperscheibe an. Ihr Bau ist ausserordentlich einfach, häufig nur ein Pigmentfleck, dem bei einzelnen Arten noch ein lichtbrechender weisslicher Körper, die sogenannte Linse, sich hinzugesellt.
6. Der
Verdauungskanal
zeigt eigentlich bei allen Rotatorien dieselben Verhältnisse, und nur einem Abschnitte desselben, dem Kauapparat, kommt eine grössere morphologische Variabilität zu. Die Mundöffnung liegt nur bei Floscularia und Stephanoceros genau am Vorderende der Längsachse des Körpers, sonst ist sie stets ventralwärts verschoben und kann in einzelnen Fällen (Adineta vaga) sogar ein beträchtliches Stück nach hinten verlagert sein. Ein besonderes M u n d r o h r , wie wir es für Hydatina kennen lernten, braucht nicht immer vorhanden zu sein, sondern nicht selten (Eosphora, Diglena) schliesst sich der Mastax direkt an die Eingangsöffnung an und kann aus dieser zum Ergreifen der Beute etwas hervorgestossen werden. Anderseits erreicht das Mundrohr bei Floscularia und Stephanoceros eine ungewöhnliche Länge und erweitert sich vor dem Zahnapparat zu einem besonderen kropfartigen Abschnitt. Vielleicht ist der grosse sackartige Raum, in dem bei Asplanchna die Kiefer liegen, ebenfalls als eine Erweiterung des Mundrohres anzusehen. — Die Struktur
des K a u a p p a r a t e s ist für die Systematik von hoher Bedeutung. Nach dem Vorgange von G o s s e kann man an demselben meist folgende Zusammensetzung beobachten: an einen mittleren, nach hinten gerichteten unpaaren Abschnitt, den „Incus“, heften sich die vorn und seitlich gelegenen paarigen „Mallei“, von denen jeder aus zwei gelenkig mit einander verbundenen Stücken besteht. Das eine von diesen, der Uncus, liegt medianwärts und stellt den eigentlichen Kauapparat dar; er kann in der verschiedensten Gestalt auftreten: als Träger quergestellter Leisten, als spitzer oder gesägter Zahn u. dgl. Das andere Stück sitzt dem Uncus aussen an und dient als Stützbalken für denselben; es wird als Manubrium bezeichnet. Bei nicht wenigen Rädertieren scheint übrigens der Kauapparat weit einfacher gebaut zu sein. Bei den Asplanchnen z. B. (Fig. 68) lässt sich nur der mediane Incus und der paarige gebogene Zahn des Uncus unterscheiden; ein Manubrium fehlt hier vollständig. Noch reduzierter tritt uns der Mastax der Philodiniden entgegen; er besteht im wesentlichen aus zwei halbkreisförmigen, mit derben Querleisten in wechselnder Zahl bedeckten Chitinplatten, die nur längs des Durchmessers eng aneinanderschliessen, und sich um diesen als Gelenkachse gegen einander bewegen. Die den Zahnapparat umhüllende Fleischmasse ist teils muskulöser Natur, teils scheint sie als Speicheldrüsen zu fungieren. — Der S c h l u n d ist meist kurz, nur bei Synchaeta und Asplanchna (Fig. 68, oe) von ansehnlicher Länge. Flimmerzellen werden in ihm sicherlich nicht immer angetroffen, denn gerade die genannten Gattungen schieben die aufgenommene Nahrung durch eine Art peristaltischer Bewegung nach hinten. — Im Mitteldarm oder M a g e n sind Cilien hingegen stets vorhanden. Mit Ausnahme der Philodiniden wird die Wand desselben stets aus grossen polygonalen Zellen gebildet, die in einer Schicht liegen. Bei jener Abteilung hingegen ist die Magenwand ungewöhnlich dick und besteht aus einer kontinuierlichen Protoplasmamasse mit zahlreichen eingestreuten kleinen Kernen. In den Magenzellen der Rotatorien tritt nicht selten ein braunes Pigment auf, das aber immer nur vorübergehend sich zeigt und bei Nahrungsmangel sofort verschwindet. Dass dasselbe als Leber funktioniert, ist daher sehr unwahrscheinlich. Näher liegt es, den zwei konstant am Vorderende des Magens einmündenden
Drüsen eine Förderung der Verdauung zuzuschreiben. Ihre Gestalt ist sehr verschieden, bald kurz birnförmig, bald gestreckt und in mehrere Lappen ausgezogen. Vielleicht haben die bei Triphylus (Diglena) lacustris Ehr. jederseits vorhandenen drei schlauchförmigen Ausstülpungen eine ähnliche Bedeutung. Mit Ausnahme der Gattungen Asplanchna und Paraseison, bei denen der Magen blind geschlossen endet, kommt ein flimmernder E n d d a r m allen Rädertieren zu. Die sich an ihn anschliessende K l o a k e entbehrt der Cilien mit Ausnahme einer Art (Rhinops vitrea).
7. Die Exkretionsorgane.
Die Nephridien der Rotatorien zeigen bei allen Arten ein sehr gleichförmiges Verhalten. Man kann an ihnen in der Regel zwei zartwandige enge Längskanäle, die mit einer wechselnden Anzahl von Geisselzellen besetzt sind, und eine gemeinsame kontraktile Blase, welche in die Kloake ausmündet, unterscheiden. Im Gegensatze zu den ganz ähnlich gebauten Nierenorganen der Turbellarien, Trematoden und Cestoden bilden die Nephridien der Rädertiere keine Seitenzweige und keine netzartigen Anastomosen untereinander, sondern jedes „Wassergefäss“ zieht als ein leicht hin und her geschlängelter Kanal von der kontraktilen Blase neben dem Darme nach vorn. In der Regel reichen die Nephridien bis in die Kopfregion herein, wo sie blind endigen und mittels zarter Bindegewebsfäden in ihrer Lage erhalten werden. Nur bei wenigen Arten, z. B. der Gattung Synchaeta, sind sie weit kürzer und reichen kaum über die Mitte des Körpers hinaus. Bei vier verschiedenen Rädertieren stehen ausnahmsweise beide Nephridien im Kopfe durch einen Querkanal mit einander in Verbindung; es sind dies zumteil im System sehr weit getrennte Arten, nämlich Hydatina senta, Lacinularia socialis, eine Floscularia-Spezies und Apsilus lentiformis, sodass diesem Quergefäss vermutlich noch eine weitere Verbreitung zukommt. Jedes Wassergefäss pflegt an zwei oder drei Stellen sich knäuelförmig zu verschlingen, wobei die die Wandung der Schlingen bildenden Zellen zu einer kontinuierlichen Protoplasmamasse verschmelzen. In den so entstehenden
Anschwellungen gelingt es noch am leichtesten die Kerne der Wandzellen zu erblicken, welche in den unverschlungenen Partien der Nephridien wegen ihrer Kleinheit und Zerstreutheit schwer zu erkennen sind. Zellgrenzen haben sich zwischen den Wandzellen bis jetzt nicht nachweisen lassen. Die eigenartigen Geisselzellen der Nephridien, wegen ihrer flackernden Bewegungen auch „Zitterorgane“ oder „Zitterflammen“ genannt, sitzen in kleinen zartwandigen Ausstülpungen entweder direkt oder mittels eines kleinen Stieles dem Nierenschlauche an. Jede Nephridie besitzt in der Regel fünf bis zehn derselben — die Zahl ist für ein und dieselbe Art konstant —, die sich in mehr oder weniger gleichmässigen Abständen auf das ganze Organ verteilen. Bei den Asplanchnen wird die Anzahl derselben meist eine viel grössere, und es tritt dann eine Spaltung jeder Nephridie in zwei vorn und hinten zusammenhängende Kanäle ein, von denen der eine dicht mit Zitterorganen besetzt ist (Fig. 68). Der feinere Bau dieser Geisselzellen ist bis in die jüngste Zeit Gegenstand lebhaftester Controverse gewesen, die sich vornehmlich darauf bezog, ob dieselben am freien Ende offen oder geschlossen seien. Nach unserer Ansicht ist unzweifelhaft das Letztere der Fall. — In die pulsierende Blase münden die Nephridien mittels einer scharf umschriebenen runden Öffnung ein. Die Kontraktilität wird durch ein Netzwerk feiner Muskeln, die in der Wandung sitzen, hervorgerufen. Bei einigen Rotatorien (Lacinularia, Tubicolaria, Pterodina) fehlt das gemeinsame Harnreservoir, und die Nephridien münden direkt in die Kloake. Endlich findet sich noch eine auffallende Modifikation bei Conochilus volvox und den meisten Philodiniden. Hier hat sich ein Teil der Kloake zur Harnblase umgewandelt und pulsiert ebenso regelmässig wie die gewöhnlichen, von der Kloake scharf abgesetzten Reservoire.
8. Die Klebdrüsen.
Von diesen sind in der Regel, den zwei Zehen entsprechend, nur zwei vorhanden. Mit der Zahl der Zehen wächst aber auch häufig diejenige der Drüsenschläuche; so finden wir z. B. bei der
sechszehigen Callidina parasitica und bei der am Schwanzende mit zehn kleinen Zäpfchen besetzten Call. symbiotica vier Klebdrüsen. Das Sekret der Fussdrüsen kann vielfach zu dünnen, elastischen Fäden ausgezogen werden, mit denen sich das Tierchen vorübergehend vor Anker legt. Eine ganz isoliert dastehende Umbildung haben die Klebdrüsen bei Monocerca und Diurella erfahren, bei denen sie zu einer mit kontraktiler Wandung versehenen Blase geworden sind.
9. Der Keimdotterstock und die Eibildung.
Das weibliche Geschlechtsorgan zeigt bei allen Rädertieren, mit Ausnahme der marinen, auch in anderer Hinsicht sehr abweichenden Seisoniden, eine Zusammensetzung aus zwei verschieden funktionierenden Abschnitten. Der eine derselben ist so gross, dass er fast ausschliesslich die Masse der Sexualdrüse ausmacht. Er liefert nur die Nährsubstanzen, welche das heranwachsende Ei nötig hat, und wird daher als Dotterstock bezeichnet. Der zweite, sehr viel kleinere Abschnitt ist der Erzeuger der Eizellen und führt dementsprechend den Namen Eierstock. Über Bau und Physiologie dieser beiden Teile des weiblichen Geschlechtsapparates ist zurzeit kaum mehr bekannt, als von Hydatina senta geschildert wurde. Es ist daher hier nur Folgendes nachzutragen. Die Mehrzahl aller Rädertiere hat ein unpaares Geschlechtsorgan, also nur einen Keimstock und einen Dotterstock. Man kann sie als „Monogononten“ den Philodiniden gegenüberstellen, da diese „digonont“ sind, d. h. ein rechtes und ein linkes Ovar, also zwei Keimstöcke, zwei Dotterstöcke und zwei Ovidukte, besitzen. Keimstock und Dotterstock haben nun bei jeder Spezies eine konstante Lage zu einander, infolgedessen die Eier auch immer an derselben Seite des dotterbildenden Abschnittes zur Entwickelung gelangen. Die Stellung beider ist aber bei verschiedenen Arten eine verschiedene, und zwar findet sich der Keimstock bald dem Vorder-, bald dem Hinter-, bald endlich dem Seitenrande des Dotterstockes angelagert. Im ersten Falle liegt der Keimstock meist sehr unsymmetrisch, nämlich der linken Ecke des
Dotterstockes angeschmiegt, wenn man von unten auf denselben blickt. So situiert kommt er z. B. bei den Gattungen Hydatina, Euchlanis, Brachionus, Triarthra u. a. vor. Der zweite Typus wird durch Polyarthra, Conochilus, Asplanchna u. a. vertreten. Unsere Abbildung 68 zeigt, wie der Dotterstock der Asplanchna myrmeleo nicht die gewöhnliche Sackform aufweist, sondern sich zu einem langen, hufeisenförmig gekrümmten Bande gestreckt hat, dem in der Mitte der Hinterseite der kleine rundliche Eierstock anliegt. Hier finden wir auch nicht die typische Achtzahl der Kerne, sondern eine weit grössere Dem seitlichen und medianen Rande des Dotterstockes ist der Keimstock bei den Philodiniden angelagert (Fig. 64), ein Verhalten, das auch wahrscheinlich noch anderen Gattungen zukommen dürfte. Sehr interessant werden viele Philodiniden, z. B. der gemeine Rotifer vulgaris, dadurch, dass ihnen ein Ovidukt abgeht. An den Keimdotterstock setzt sich zwar hinten und vorn ein Faden an, der aber lediglich als Aufhängeapparat dient. Die Folge ist, dass die Eier in die Körperhöhle fallen und hier ihre Entwickelung durchmachen. Diese geht sehr rasch vor sich, und daher findet man selten einen Rotifer vulgaris, der nicht in seiner Leibeshöhle ein oder zwei munter sich umherbewegende und völlig ausgebildete Junge neben einigen Embryonen beherbergte. Da eine besondere Geschlechtsöffnung fehlt, kann die Geburt nur auf eine etwas gewaltsame Weise geschehen, und in der That schieben sich die Tierchen mit dem Kopfe voran durch die Wand der Kloake und dann durch den After ins Freie. Die der Mutter dadurch zugefügte Risswunde scheint bald wieder zu heilen.
Die zwei Eisorten, welche wir bei Hydatina kennen lernten, die hartschaligen Dauereier und die gewöhnlichen, weichhäutigen scheinen allen Monogononten zuzukommen. Bei den Erdrotatorien hingegen sind Dauereier noch nicht beobachtet worden, da sie an die Austrocknung in anderer Weise angepasst sind. Die derbe Schale der Dauereier ist häufig mit sehr zierlichen Skulpturen: Punkten, Stacheln, Haaren u. dergl. besetzt. Sie entwickeln sich bald schon nach einigen Wochen, bald erst nach Monaten. Sie werden meines Wissens stets abgesetzt, während die gewöhnlichen Eier bei vielen Gattungen (Brachionus, Anuraea) dem Rücken angeheftet und so herumgetragen werden.
III. Die männlichen Rotatorien.
Dieselben Verhältnisse, welche die charakteristischen Unterschiede der männlichen Hydatinen von den weiblichen bilden, kehren bei allen übrigen Rädertieren wieder. Die Männchen bieten, soweit sie überhaupt bekannt sind, was nur für eine relativ kleine Anzahl von Gattungen (etwa 30) zutrifft, in ihrer Organisation viel einfachere Verhältnisse dar als die zugehörigen Weibchen, und ist dies so zu erklären, dass sie einerseits überhaupt auf niedrigerer phyletischer Entwickelungsstufe als die Weibchen stehen geblieben, anderseits auch in Folge der untergeordneten Rolle, die sie seit dem Auftreten der Parthenogenese im Geschlechtsleben spielen, rückgebildet sind. Ersteres macht die grosse Gleichförmigkeit, welche die Mehrzahl der Männchen in Gestalt und Organisation aufweist, verständlich, während auf letzteres die geringe Körpergrösse, das Fehlen einer Mundöffnung und die Rückbildung des Darmkanales und des Räderapparates zurückzuführen ist. Bei den verschiedenen Gattungen ist der Geschlechtsdimorphismus in verschieden starkem Grade ausgeprägt. Bei den marinen Seisoniden haben sich die ursprünglichen Verhältnisse erhalten: Männchen und Weibchen stehen auf gleicher Organisationshöhe und sind auch annähernd gleich häufig. Bei den Euchlaniden besitzen die Männchen noch den Panzer in derselben Gestalt wie die Weibchen, aber sie sind etwas kleiner als diese, und der Darm ist auf einen unregelmässigen Zellstrang reduziert. In allen übrigen Gattungen haben die Männchen eine weiche Haut, auch wenn die Weibchen gepanzert sind, und einen sehr viel kleineren, walzenförmigen Körper, der sich nach hinten verjüngt und, wie bei den Weibchen, häufig mit zwei kleinen Zehen endet. Sehr auffallend ist das ♂ der Asplanchna Sieboldii dadurch, dass es vier kegelförmige Körperanhänge besitzt, die der einen Form[XIV] von ♀ abgehen. Der Räderapparat erinnert manchmal (Hydatina) noch an denjenigen der Weibchen, meist aber ist er stark rückgebildet. Ein Stirntrichter ist nur bei der männlichen Hydatina angedeutet, während sonst die Wimperscheibe stark halbkugelig vorspringt und
keine Spur der ursprünglichen Mundöffnung erkennen lässt. Die im rudimentären Darm vieler Männchen vorkommenden schwarzen Körnerhaufen — wahrscheinlich bestehen sie aus Kalk — treten bei ganz jungen Weibchen einzelner Gattungen (Brachionus) ebenfalls im Enddarm auf und beweisen die Richtigkeit der Deutung jenes Zellstranges als eines rückgebildeten Verdauungskanales. Die primitivere Organisation der Männchen spricht sich im Nervensystem darin aus, dass die Tastbüschel nie auf besonderen Hügeln oder Tentakeln stehen und im Exkretionsapparat in dem Fehlen der kontraktilen Blase bei manchen Gattungen (Hydatina, Brachionus), deren Weibchen eine solche besitzen; doch giebt es auch Männchen mit einer Harnblase (Asplanchna, Apsilus). Ein dorsaler einstülpbarer Penis ist nur bei einzelnen Gattungen (Hydatina, Brachionus) vorhanden, bei anderen scheint das hintere, verjüngte Körperende als solcher zu funktionieren (Conochilus, Polyarthra, Anuraea). Über die Begattung sind unsere Kenntnisse noch äusserst mangelhaft. Dem bei Hydatina über sie Gesagten sei hier hinzugefügt, dass We b e r neuerdings bei Diglena catellina[XV] beobachtet haben will, wie der Penis direkt in die weibliche Kloake geführt wurde. Merkwürdigerweise kennt man von den gemeinsten Arten unter den Philodiniden, z. B. von Rotifer vulgaris, die Männchen immer noch nicht, und fast scheint es, als ob dieselben hier ganz fehlten, und die Fortpflanzung ausschliesslich parthenogenetisch erfolgte.
[XIV] Cf. die Anmerkung auf S. 301.
[XV] Diese Beobachtung ist vom Herausgeber dieses Werkes bei derselben Art bestätigt worden
