Identificación de un nuevo solinvivirus con localización nuclear asociado a mortalidades masivas en el cultivo del camarón blanco (Penaeus vannamei)

Autores:

Roberto Cruz-Flores 1,2,†

Thales P.D. Andrade 2,3,†

Hung N. Mai 2

Rod Russel R. Alenton 2

Arun K. Dhar 2,*

1 Centro de Investigación Científica y de Educación Superior de Ensenada (CICESE), Carretera Ensenada-Tijuana No. 3918, Zona Playitas, Ensenada 22860, Baja California, México

2 Laboratorio de Patología Acuícola, Facultad de Ciencias Biomédicas Comparativas y de Animales, Universidad de Arizona, Tucson, AZ 85721, EE. UU.

3 Laboratorio de Diagnóstico de Enfermedades de Crustáceos, Universidad Estatal de Maranhão, Ciudad Universitaria Paulo VI, 1000 Tirirical, São Luis 65055-970, MA, Brasil

*Correspondencia: adhar@arizona.edu

†Estos autores contribuyeron equitativamente en este trabajo

Publicación original: https://www.mdpi.com/1999-4915/14/10/2220 https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/36298775/

Mientras el cultivo de camarón siga siendo uno de los sectores más rentables en la industria de producción de alimento animal, la expansión del cultivo de camarón a nuevas regiones y la implementación de técnicas de cultivo innovadoras continuarán. Sin duda, esto implica el movimiento de líneas genéticas particulares de camarón entre regiones, países y continentes. La aparición y distribución transfronteriza de agentes patógenos asociados con la producción de peneidos está bien documentada [1] y está directamente relacionada con el movimiento de reproductores y subproductos del camarón [2]. La aparición y propagación de enfermedades en la industria acuícola corresponde a prácticas industriales deficientes y ha ocasionado la distribución cosmopolita de todos los patógenos que alguna vez han afectado a la industria camaronera [1,3].

Las enfermedades virales han sido, sin duda, una de las mayores amenazas para la sostenibilidad del cultivo de camarón. Patógenos como el virus de la necrosis hipodérmica y hematopoyética infecciosa (IHHNV), el virus del síndrome de la mancha blanca (WSSV), el virus del síndrome de Taura (TSV), el virus de la cabeza amarilla (YHV) y el virus de la mionecrosis infecciosa (IMNV) han causado importantes panzootias que tuvieron un impacto global en el precio del camarón y en el sustento de muchas personas que dependen directa e indirectamente de la producción de camarón [4–8]. Más recientemente, se ha evidenciado que una cepa particular de IMNV que causa una mortalidad inusual en Brasil podría deberse al movimiento de animales desde Indonesia [9]. Además, estas mismas muestras de Brasil mostraron la presencia de otra secuencia viral única correspondiente a un nuevo virus que inicialmente propusimos que pertenecía a la familia Caliciviridae [10], pero que ahora hemos reclasificado como miembro de los Solinviviridae. La presencia de este nuevo virus en camarón cultivado de Brasil ayuda a explicar las mortalidades inusuales que han estado ocurriendo desde 2016 y muestra el surgimiento de un nuevo patógeno que amerita un monitoreo directo para evitar su propagación a otras regiones de cultivo de camarón.

La familia Solinviviridae consta de virus tipo picorna/calici con genomas de ARN lineales de sentido positivo no segmentados de 10–11 kb [11]. A diferencia de otros virus, las proteínas de su cápside están codificadas hacia el extremo 3′ del genoma, donde pueden expresarse de un ARN subgenómico o como una extensión de la replicación [11]. Los miembros de esta familia forman partículas icosaédricas con un diámetro de 26-30 nm y parecen tener proyecciones [12,13]. Actualmente, la familia Solinviviridae incluye dos géneros Invictavirus y Nyfulvavirus, y son parte de un gran grupo diverso de virus que infectan artrópodos dentro del grupo de picornavirus y calicivirus [11]. Actualmente, no existen criterios oficiales de delimitación de género para esta familia.

Los Solinviviridae contienen especies virales que son patógenos conocidos de hormigas e infectan el epitelio del intestino medio [14]. Algunos de estos virus causan infecciones crónicas y baja mortalidad que están restringidas a un tipo de tejido (epitelio del intestino medio), mientras que las especies más virulentas causan infecciones sistémicas y mortalidad aguda [12,14]. Si bien las especies de solinivivirus mejor estudiadas se encuentran en las hormigas (Solenopsis invicta virus 3 y Nylan deria fulva virus 1), estudios recientes sobre la virosfera del ARN de invertebrados han demostrado que secuencias de virus no clasificados pero relacionados a los solinvivirus están presentes en otros insectos y artrópodos [11,15]. En este estudio, reportamos la caracterización genómica de un nuevo solinivivirus en la especie de camarón de cultivo más importante, Penaeus vannamei, y las metodologías de diagnóstico (PCRq e ISH) para su detección. Hemos denominado provisionalmente a este virus “Penaeus vannamei solinvivirus” (PvSV).

Material y Métodos

Origen de la muestra

Los P. vannamei enfermos examinados en este estudio se recolectaron entre 2016 y 2019 de estanques afectados ubicados en la región noreste de Brasil, incluyendo al Estado de Maranhão (Perizes de Baixo), el Estado de Piauí (Mexeriqueira), el Estado de Ceará (Camocim, Jaguaruana, Aracati y Alto Santo) y el Estado de Pará. El peso promedio de los camarones juveniles enfermos en los estanques afectados fue de aproximadamente 3.0 g. Se recolectaron de cinco a seis camarones de cada granja y se examinaron mediante un análisis RT-PCR en tiempo real, histopatología H&E e ISH. El aislamiento del ARN se realizó utilizando aproximadamente 25 mg de músculo picado y pleópodos de los camarones presumiblemente afectados. Se utilizó el kit de purificación de ARN total Tissue LEV (#AS1220, Promega, Madison, WI, EE.UU.) junto con un sistema automatizado de extracción de ADN/ARN (Maxwell® MDX Promega, EE.UU.) siguiendo las recomendaciones del fabricante. La RT-PCR en tiempo real de un paso se llevó a cabo siguiendo los protocolos descritos por Andrade et al. [16]. Antes del ensayo en tiempo real, el ARN extraído se hirvió a 100°C durante 3 min para desnaturalizar el ARNds, luego se colocó en hielo y finalmente se sometió a un análisis de RT-PCR en tiempo real utilizando el sistema GoTaq® Probe

1-Step RT-qPCR (PROMEGA, Madison, WI, EE. UU.). Cada muestra se analizó por duplicado utilizando un termociclador PCR ViiA7 en tiempo real (Applied Biosystems, Foster city, CA, EE. UU.).

Secuenciación de próxima generación

Se envió una muestra 8-Br al Laboratorio de Patología Acuícola (APL) de la Universidad de Arizona para la detección de patógenos. Esta muestra había dado negativo previamente para todos los patógenos virales, bacterianos y fúngicos conocidos en los camarones cultivados. El ARN de esta muestra se envió para ARN-Seq a OmegaBioservices, Norcross, GA, EE.UU. La preparación de la biblioteca se llevó a cabo utilizando un TruSeq Stranded Total RNA Library Prep (Illumina®, San Diego, CA, EE.UU.). Las muestras se secuenciaron con un sistema Illumina HiSeq 2500 (PE 2X150PE).

Análisis Bioinformático

Se verificó la calidad de las 40,904,762 lecturas pareadas de la muestra 8-Br y se recortaron antes de asignarlas al conjunto de secuenciación del genoma Keihai No.1 RefSeq de P. vannamei (PRJNA508983) para eliminar las lecturas del host utilizando el mapeador Geneious Prime con parámetros predeterminados (biomateria) [17]. Las lecturas duplicadas se eliminaron usando Dedupe en Geneious Prime antes del mapeo.

Las lecturas no asignadas se ensamblaron de nuevo utilizando el ensamblador Geneious Prime con los parámetros predeterminados. Los contigs y frames Open Reading fueron analizados por las herramientas de búsqueda BLASTN y BLASTP [18]. La búsqueda de patrones o “motif” se realizó utilizando Motif Search y Prosite Expasy para identificar dominios conservados en la secuencia viral. Las señales de localización nuclear (NLS) se predijeron utilizando NLStradamus utilizando el modelo dinámico HMM de 2 estados con un límite de predicción de 0.9 [19].

Análisis filogenético

El dominio RdRp del PvSV de Brasil se comparó con otros virus del orden Picornavirales. Las secuencias de las familias Caliciviridae (AHX24377, AAL99277 y AYF53102), Dicistroviridae (NP620562, AAF80998 y AF277675), Iflaviridae (NP_853560, NP_049374, NP_277061 y NP_620559), Marnaviridae (NP_944776), Picornaviridae (NP_740737, BAA31356 y NP_740478), Polycipiviridae (APG774337, ASK12200 y ASK12194), Secoviridae (NP_734447, NP_734463, YP_054443, NP_730557, YP_001039627 y YP_081454) y Solinviridae (AAZ78308, ANQ44728 y ACO37271) se utilizaron en el análisis. Las secuencias se alinearon con Geneious Aligner y el análisis filogenético se realizó con MEGAX [17, 20]. Se construyó un árbol filogenético utilizando el método de unión de vecinos “Neighbor-Joining” [20]. El árbol de consenso “Bootstrap” se infirió a partir de 1000 repeticiones.

Diseño del Primer y Clonación del Fragmento Genómico PvSV

Usando el genoma de PvSV generado a partir del set de data de NGS, se diseñaron un par de primers y una sonda (Tabla 1). Los primers y las sondas se diseñaron con Geneious Prime y se probaron para determinar su especificidad con el PrimerBlast [17,21]. Las regiones de unión del primer y la sonda se seleccionaron mediante el algoritmo de diseño de primers Geneious Prime teniendo en cuenta el rango de tamaño de fragmento óptimo de 100–220 pb y una temperatura de hibridación de 60°C. Los análisis Primer-Blast indicaron que los primers eran específicos para PvSV. La sonda TaqMan se sintetizó y marcó con 6-carboxifluoresceína (FAM) en el extremo 5’ y N, N, N’, N’-Tetrametil-6-carboxirrodamina TAMRA en el extremo 3’. Para los ensayos, se utilizó TaqMan Fast Virus 1-Step Master Mix (Applied Biosystems™, Foster city, CA, EE.UU.), la concentración final para cada primer fue de 0.5 µM y 0.1 µM para la sonda TaqMan a un volumen final de 10 µL. El perfil de PCRq fue de 20 s a 95°C seguido de 40 ciclos de 1 s a 95°C y 20 s a 60°C.

El fragmento de ADNc de 133 pb se amplificó a partir de la muestra original 8-Br y se clonó en el vector de clonación pDrive (QIAGEN®, Hilden, Alemania) para usarlo como control positivo. El plásmido con el inserto se denominó PvSV-8-Br. El ADN del plásmido se purificó utilizando el kit QIAprep® Spin Miniprep. La secuencia del fragmento PvSV8-Br se verificó mediante secuenciación en las instalaciones de secuenciación de la Universidad de Arizona, Tucson, AZ, EE. UU.

Histopatología

Todas las muestras de camarón se fijaron con Davidson (330 mL de etanol al 95%, 220 mL de formalina al 100%, 115 mL de ácido acético glacial, 335 mL de agua destilada, pH~3.0–4.0) siguiendo un procedimiento estándar [22]. Después de la fijación, se eliminó el fijador de Davidson y se reemplazó con un volumen igual de etanol al 70%. Para el procesamiento histológico, las muestras se lavaron en una serie de soluciones de alcohol/xileno, se impregnaron en parafina, se seccionaron a 5 µm y se tiñeron con H&E siguiendo un procedimiento estándar [22]. Los portaobjetos histológicos se examinaron usando un microscopio de luz de campo brillante. La gravedad de la infección se clasificó según una escala semicuantitativa que va del grado 0 al grado 4 según una publicación anterior [23].

Hibridación in situ

Todas las secciones se procesaron como se describió anteriormente (histopatología). Sin embargo, para ISH, las secciones se secaron

Nombre del primer/sonda Secuencia del primer (5′ a 3′) Tamaño del producto (nt)

3136 F (Set 1)

3268 R (Set 1)

Probe 3159 (Set 1) en portaobjetos microscópicos cargados positivamente y el ISH se llevó a cabo siguiendo los protocolos descritos por CruzFlores et al. [24], con una mezcla equitativa de los primers (3136 F y 3268 R) para el PCRq y la sonda (Probe 3159). Estos primers y la sonda se marcaron en el extremo 3’ con digoxigenina-11-dUTP (Sigma-Aldrich™, St. Louis, MO, EE.UU.). Se utilizó como control positivo un bloque de parafina que contenía camarones afectados previamente con PvSV. Como control negativo, se utilizaron bloques de parafina de camarones libres de patógenos específicos. Los portaobjetos se examinaron mediante microscopía óptica para detectar la presencia o ausencia de PvSV que hibridaba con la sonda de ADN, y los portaobjetos que mostraban precipitados de color azul a púrpura se consideraron positivos.

Resultados

Organización del genoma de Penaeus vannamei solinvivirus y análisis de secuencias

El genoma completo de PvSV es de 10.44 kb (excluyendo la cola poli A) y presentó una cobertura promedio de 9853. Identificamos un marco de lectura abierto (ORF) grande (9981 nt) que codifica una poliproteína de 3326 aa con similitud a Picornavirales sp. y Riboviria sp (Tabla 2). La búsqueda de motifs o patrones identificó cuatro dominios conservados que codifican una Helicasa, ARN polimerasa dependiente de ARN (RdRp), proteína cubierta de calicivirus, parche G y proteína de tegumento (Figura 1). La organización del genoma es similar a la de otros solinvivirus (Nylan deria fulva virus 1) que muestran una gran ORF. El análisis de la señal de localización nuclear (NLS) indica que hay un NLS putativo en la poliproteína alrededor de 4268–4474aa. La secuencia del genoma de PvSV Se depositó en GenBank con el número de acceso OP265432.

El análisis de secuencia de ORF1 mostró una identidad del 93.84% con el virus 8 del camarón Wenzhou (NC_032852.1), un riboviria no clasificado. Además, el análisis de la secuencia de aminoácidos (aa) de los dominios conservados de helicasa y RdRp mostró una similitud del 100% y del 99.22% con la proteína hipotética del virus 8 del camarón Wenzhou sin clasificar (YP_099336733.1), como se ve en la Tabla 2.

Filogenia

Las inferencias filogenéticas utilizando el método de unión de vecinos para RdRp indicaron que los nuevos grupos de virus con la familia Solinviviridae posiblemente representaban un nuevo género dentro de esta familia (Figura 2).

3.3. Distribución del Penaeus vannamei Solinvivirus en Brasil

Los primers diseñados para el PvSV amplifican un fragmento de 133 nt del genoma viral. El fragmento clonado se secuenció utilizando el método de Sanger y mostró una identidad del 99.9% con la secuencia del genoma completo de PvSV. Este plásmido se usó posteriormente como control positivo para los ensayos de detección de PCRq.

Figura 1. Organización del genoma del Penaeus vannamei solinvivirus (PvSV). El genoma consta de un ORF grande con cinco dominios conservados identificados, que incluyen una helicasa de ARN (verde), una señal de localización nuclear (naranja), una ARN polimerasa dependiente de ARN (rosa), una proteína del tegumento (naranja), una proteína cubierta de Calicivirus (azul) y parche G (verde claro).

El PvSV está ampliamente distribuido en las granjas brasileñas y está presente en los Estados de Maranhão (Perizes de Baixo), Piaui (Mexeriqueira), Ceará (Camocim, Jaguaruana, Aracati y Alto Santo) y Pará. El número total de casos positivos de 2016 a 2019 se registró mediante el ensayo RT-PCR de PvSV en tiempo real. En este estudio, de los 13 casos sospechosos seleccionados, se detectó PvSV en 11 casos (84%) (Tabla 3).

Histopatología e Hibridación In Situ

El PvSV infecta células del tracto gastrointestinal (Figura 3). La señal de las sondas marcadas con DIG se observó en el núcleo de las células epiteliales de los túbulos del hepatopáncreas, las células epiteliales del intestino y el estómago (Figuras 3 y 4F1, F-2). En el órgano linfoide, la señal de la sonda marcada con DIG se observó tanto en el citoplasma como en el núcleo (Figura 4E-1, E-2). De manera similar, la señal se observó en el núcleo de las células del músculo estriado (Figura 4G-1, G-2, H-1, H-2). No se observó ninguna reacción a la sonda específica de PvSV en el tejido del camarón SPF (Figura S1).

Discusión

Desde 2016, se han registrado mortalidades inusuales que progresaron muy rápido y resultaron en una mayor mortalidad acumulada (hasta 80%) en los Estados de Pará, Maranhão, Piauí, Ceará, Río Grande del Norte, Alagoas, Sergipe y Bahía en Brasil [9]. Como mencionamos anteriormente, encontramos que estas mortalidades están asociadas con una nueva cepa de IMNV [9]. Además, durante el análisis del transcriptoma de los camarones infectados con IMNV, identificamos una secuencia viral divergente adicional que corresponde a un nuevo miembro de Solinviviridae que hemos denominado tentativamente PvSV. La identificación de PvSV en camarones brasileños que experimentan mortalidades inusuales en coinfección con IMNV podría sugerir que existe una interacción sinérgica entre los dos virus, contribuyendo a una enfermedad que progresa más rápidamente y a mortalidades más altas observadas en diferentes estados brasileños. El movimiento transfronterizo de reproductores y postlarvas entre las naciones camaroneras sigue siendo una de las razones principales por la cual todos los vannamei solinvivirus (PvSV) a otros virus de GenBank.

Detección de IMNV y PvSV por RT-PCR en tiempo real en Penaeus vannamei obtenidos de granjas camaroneras que experimentaron brotes de enfermedades. Estas fincas están ubicadas en cuatro Estados diferentes de Brasil. ND = No detectado.

Tabla

Figura principales patógenos del camarón tienen una distribución cosmopolita [9,25,26]. Una nueva cepa de IMNV identificada hace poco en Brasil posiblemente se originó en Asia y se reintrodujo recientemente en Brasil [9]. El PvSV muestra una gran similitud con el virus 8 del camarón Wenzhou, que se detectó originalmente en Asia en 2016 y podría representar una cepa divergente de este virus [15]. Se ha encontrado que secuencias virales adicionales de Tailandia [27], China [28] y Australia [29] que también presentan una gran similitud con el virus 8 del camarón Wenzhou y, por lo tanto, también podrían representar virus relacionados con el PvSV. Esto plantea dudas sobre si PvSV se introdujo en Brasil a través del movimiento de animales de las naciones mencionadas que cultivan camarón. Sin embargo, aún se desconoce si una cepa recién emergida de IMNV y PvSV se introdujeron simultáneamente o en diferentes eventos de introducción.

La historia evolutiva de Penaeus vannamei solinvivirus (PvSV) se infirió utilizando el método “NeighborJoining”. La figura muestra que el PvSV (recuadro rojo) se asocia con la familia Solinviviridae y es divergente del resto de los virus de esta familia. Se muestra el árbol óptimo con la suma de longitud de rama = 16.70591706. El porcentaje de árboles replicados en los que los taxones asociados se agruparon en la prueba de arranque o bootstrap (1000 réplicas) se muestran junto a las ramas. El árbol está dibujado a escala, con longitudes de rama en las mismas unidades que las distancias evolutivas utilizadas para inferir el árbol filogenético. Las distancias evolutivas se calcularon usando el método de corrección de Poisson y están en las unidades del número de sustituciones de aminoácidos por sitio. Este análisis involucró 29 secuencias de aminoácidos. Se eliminaron todas las posiciones ambiguas para cada par de secuencias (opción de eliminación por pares). Hubo un total de 610 posiciones en el conjunto de data final.

(PvSV). (A-1-D-1) Inclusiones virales basófilas y eosinofílicas en las células epiteliales de túbulos intestinal, estomacal y hepatopáncreas de P. vannamei con PvSV; estos se muestran con las flechas negras. La señal positiva de las sondas marcadas con DIG se observa en el núcleo de las células epiteliales del intestino y del hepatopáncreas (A-2-D-2). El cuadro con línea continua en el Panel C-2 se muestra en el Panel D-2, y el cuadro con línea punteada se muestra en la esquina derecha en el Panel D-2.

Solinviviridae es una familia de virus que

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Figura y e hibridación in situ de secciones paralelas de tejido de Penaeus vannamei infectado con el Penaeus vannamei solinvivirus (PvSV). (E-1) Órganos linfoides esferoides en camarones enfermos. (E-2) Órganos linfoides esferoides que muestran una reacción citoplásmica y nuclear a la sonda específica de PvSV. (F-2) Epitelio intestinal que muestra gran cantidad de inclusiones intranucleares con reacción positiva a la sonda de PvSV, no se observan anormalidades aparentes en los núcleos infectados (F-1). (G-1-H-2) Bajo y alto aumento del tejido muscular que también muestra una reacción positiva en los núcleos. En la esquina derecha del panel se muestra una vista ampliada del cuadro con línea continua en el Panel F-2. infecta a las hormigas, pero los virus relacionados infectan a una gran variedad de insectos y otros artrópodos [11–13,30]. Estos virus están relacionados con Caliciviridae y Picornaviridae, y también poseen genomas de ARN lineales, no segmentados y de sentido positivo de ~10–11 Kb [11]. Sin embargo, Solinviviridae difiere de Caliciviridae en términos de tamaño del genoma y organización ORF. Los Caliciviridae tienen genomas más cortos, como genomas de 6.4-8.5 kb con dos o tres ORFs [31]. Inicialmente habíamos asignado el PvSV a la familia Caliciviridae teniendo en cuenta el patrón o motif de la proteína de la cubierta del calicivirus y un análisis filogenético limitado [10]. Sin embargo, tras un análisis filogenético adicional y la asignación taxonómica del virus 8 del camarón Wenzhou a la familia Solinviviridae por el Comité Internacional de Taxonomía de virus capítulo para Solinviviridae, hemos

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23. Lightner, D.D.V. A Handbook of Shrimp concluido que el nuevo virus del camarón de Brasil es un miembro de esta familia. 32]. La afiliación taxonómica del Penaeus vannamei picornavirus (PvPV) [28] debe evaluarse más a fondo utilizando la región putativa RdRp para aclarar su ubicación en el orden Picornavirales Solinviviridae es una familia relativamente nueva y la mayoría de los miembros de la familia permanecen sin clasificar. Hasta la fecha, solo se han asignado dos miembros, a saber, el Invictavirus y el Nyfulvavirus [11,13,33]. El PvSV representa un género nuevo dentro de la familia y es el primer solinvivirus conocido que infecta camarones peneidos. El nuevo virus del camarón presenta el tamaño y la organización del genoma típicos de la familia, pero muestra una característica adicional, a saber, la presencia del NLS. No se han descrito NLS para Solinviviridae y esta es la primera evidencia de localización nuclear para este grupo de virus confirmada por hibridación in situ. El tropismo tisular del PvSV (réplicas en el hepatopáncreas) es similar al de otros solinvivirus que infectan el epitelio del intestino medio de los insectos [12,13,30] pero difiere en el hecho de que afecta el tejido muscular. La infección por PvSV es entérica y sistémica como el virus Solenopsis invicta 3 que afecta a todos los tejidos del huésped [12].

La afinidad del PvSV por el hepatopáncreas y su efecto sobre los tejidos hace que este órgano sea más susceptible a las infecciones bacterianas crónicas. El tropismo tisular del PvSV es casi idéntico al virus 8 del camarón Wenzhou detectado en Tailandia [27]. Debido a los signos que muestra el camarón infectado que puede estar asociado con una etiología bacteriana, los productores brasileños generalmente sospechan y analizan otros patógenos que causan enfermedades entéricas como la hepatopancreatitis necrotizante debido a Hepatobacter penaeid, la enfermedad de necrosis hepatopancreática aguda (VpAHPND), microsporidiosis hepatopancreática causada por Enterocytozoon hepatopenaei (EHP) y necrosis hepatopancreática séptica debida a vibriosis (SHPN). Sin embargo, está claro a partir de los resultados de este estudio y de estudios previos nuestros [9] que la coinfección de PvSV e IMNV es una causa probable de las mortalidades inusuales que actualmente afectan al cultivo de camarón en Brasil. Se requieren más estudios para demostrar el postulado de Rivers para determinar la infectividad de PvSV y evaluar su papel en las mortalidades inusuales que ocurren en las granjas camaroneras en Brasil.

El PvSV está ampliamente distribuido en Brasil, afectando a siete estados de la región noreste y ha sido detectado tanto en juveniles como en postlarvas. Es posible que el PvSV tenga una distribución mucho más amplia en América Latina y se necesita estudios de detección para determinar su prevalencia y sus posibles interacciones con otros patógenos del camarón. Coincidentemente, la distribución de este patógeno abarca un área donde se encuentran concentradas la mayoría de la unidades de producción de camarón en Brasi.

Las áreas nacionales de producción de camarón de Brasil, y esta región actualmente está experimentando un efecto negativo en la producción. Es tentador especular que un efecto acumulativo de una infección dual de IMNV y PvSV está contribuyendo a esta pérdida. Las metodologías de PCRq e ISH descritasLas metodologías de PCRq e ISH descritas aquí permitirán la prueba de reproductores y postlarvas para limitar la propagación del patógeno y ayudarán a mitigar sus efectos negativos en la producción de camarón en Brasil y otras naciones camaroneras. Además, la caracterización genética y la asignación taxonómica del PvSV arroja luz sobre la diversidad genética y el rango de huéspedes de la familia Solinviviridae•

Materiales complementarios: Los siguientes están disponibles en línea en https://www.mdpi.com/article/10.3 390/ v14102220/s1

La data de secuencia de nucleótidos sin procesar reportada en este manuscrito está disponible en la base de datos del archivo de lectura de secuencias (SRA) del NCBI con el ID de BioProject: PRJNA871275, SubmissionID (SUB11953069) (https:// www.ncbi.nlm.nih.gov/bioproject/871275 (consultado el 20 de septiembre de 2022)).

La traducción de este artículo al español estuvo a cargo de la Revista Aquacultura de Ecuador.

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