Manual de coleta

Elaborador:

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Assinatura:

Marcela Zuza de Almeida Coordenadora da Recepção e Coleta de Material Revisor: Thaís F. Sobral Ayala Coordenadora da Garantia da Qualidade Aprovador: Antônio de Almeida Lira Coordenador do Instituto

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EQUIPE TÉCNICA

COORDENADOR DO INSTITUTO DE PESQUISAS ENSINO E DIAGNÓSTICOS IPED/APAE Antonio de Almeida Lira

COORDENADORA TÉCNICA DO IPED/APAE Alessandra Lira de Rezende

COORDENADORA DO LABORATÓRIO DE TRIAGEM PRÉ NATAL Michelly Zanchin

COORDENADORA DO LABORATÓRIO DE TRIAGEM NEONATAL Suellen Zanchin

COORDENADORA DO LABORATÓRIO DE SOROLOGIA Mariana Caramori Mura

COORDENADORA DA GARANTIA DA QUALIDADE Thaís Franco Sobral Ayala

COORDENADORA DA RECEPÇÃO E COLETA DE MATERIAL DO IPED/APAE Marcela Zuza de Almeida

_________________________________________________________________________ _ COORDENADOR ADMINISTRATIVO Valdai Nery Mello

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SUMÁRIO

1 Objetivo................................................................................................................................6 2 Campo de Aplicação...........................................................................................................6 3 Descrição.............................................................................................................................6 3.1 CUIDADOS PRELIMINARES.................................................................................6 3.2 PROCEDIMENTO DE BIOSSEGURANÇA............................................................6 3.2.1 Equipamentos de Proteção Individual – EPI...................................................7 3.2.2 Equipamentos de Proteção Coletiva – EPC..........................................8 3.2.3 Descarte de Materiais Contaminados e Perfurocortantes..................10 3.3 ÁREA FÍSICA DA SALA DE COLETA..................................................................11 3.4 COLETA DE TRIAGEM PRÉ-NATAL...................................................................12 3.5 INSTRUÇÕES PARA COLETA DE TRIAGEM PRÉ-NATAL................................12 3.6 COLETA DE TRIAGEM NEONATAL....................................................................15 3.7 INSTRUÇÕES PARA COLETA DE TRIAGEM NEONATAL.................................16 3.8 DICAS IMPORTANTES PARA COLETA NO PAPEL FILTRO.............................18 3.9 CRITÉRIO DE ACEITAÇÃO E REJEIÇÃO DA AMOSTRA..................................19 3.10 TESTE DO SUOR (MÉTODO CLÁSSICO – criança acima de 2 anos)............20 3.11 TESTE DO SUOR (MÉTODO MACRODUCT – criança menor de 2 anos)......24 3.12 COLETA PARA SOROLOGIA............................................................................25 3.13 NORMAS GERAIS PARA UMA BOA COLETA DE SANGUE............................25 3.13.1 Técnicas para evidenciação da veia..................................................25 3.13.2 Uso Adequado do Torniquete.............................................................26 3.13.3 Precauções no uso de torniquete......................................................27 3.13.4 Antissepsia do local da punção.........................................................27 3.14 COLETA COM SERINGA E AGULHA DESCARTÁVEL....................................28 3.15 COLETA COM SISTEMA A VÁCUO..................................................................29 3.16 COLETA NA VEIA DO DORSO DA MÃO..........................................................29 3.17 ESCOLHA DO LOCAL DE PUNÇÃO................................................................29 3.18 SANGUE TOTAL, PLASMA E SORO................................................................31 3.19 COLETA DE SANGUE PARA TESTE DE HGH................................................32

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3.20 CONSIDERAÇÕES IMPORTANTES SOBRE HEMÓLISE...............................33 3.20.1 Boas práticas de pré-coleta para prevenção de hemólise.............33 3.20.2 Boas práticas de pós-coleta para prevenção de hemólise............34 3.21 SITUAÇÕES DE EMERGÊNCIA NA COLETA DE SANGUE......................................34 3.22 RECOLETA (SANGUE OU SORO)...................................................................36 4- Referências Bibliográficas............................................................................................37

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1 - Objetivo Este Manual tem por objetivo fixar condições, padronizar, definir e estabelecer regras e recomendações para coleta de amostras biológicas para o Laboratório IPED/APAE bem como todas as Maternidades, Hospitais e Unidades Básicas de Saúde do Estado de Mato Grosso do Sul, que realizam coletas para a triagem Pré-Natal, triagem Neonatal e Sorologia.

2 - Campo de Aplicação Este documento aplica-se à sala de coleta e postos de coleta do IPED/APAE, bem como todas as Maternidades, Hospitais e Unidades Básicas de Saúde do Estado de Mato Grosso do Sul, que realizam coletas para a triagem Pré-Natal, triagem Neonatal e Sorologia.

3 - Descrição

3.1 CUIDADOS PRELIMINARES Para que se possa realizar uma análise, e liberar um resultado confiável, é necessário que os procedimentos pré-analíticos, ou seja, preenchimento de todos os dados solicitados, coleta, conservação e transporte dos materiais biológicos, sejam realizados de acordo com as normas que visam garantir a qualidade das amostras. Portanto, as instruções contidas neste Manual devem ser rigorosamente observadas.

3.2 PROCEDIMENTOS DE BIOSSEGURANÇA A Biossegurança constitui parte integrante e importante do sistema e das políticas para determinar a qualidade da empresa. A educação e a prevenção são bases para qualquer programa de segurança biológica. O variado elenco de riscos biológicos inerentes à prática laboratorial demanda uma abordagem ampla, persistente e associada a aspectos de motivação e bem estar no ambiente laboratorial.

Durante todo o processo, desde a coleta do material biológico até a análise laboratorial, é imprescindível a adoção de medidas de Biossegurança, de forma a diminuir os riscos envolvidos.

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3.2.1 Equipamentos de Proteção Individual – EPI É todo dispositivo de uso individual, de fabricação nacional ou estrangeira, destinado a proteger a saúde e a integridade física do trabalhador. Como diz a própria definição, EPI é um equipamento de uso individual, não sendo adequado o uso coletivo, por questões de segurança e higiene.

Na Figura 1, constam alguns exemplos de EPI.

Figura 1 - Exemplos de Equipamentos de Proteção Individual.

A seguir, estão descritos alguns tipos de EPI, que podem ser utilizados durante a coleta de amostras de material biológico.

Jaleco (Guarda-pó) Deve ser utilizado em todos os tipos de procedimentos, sempre fechado, no sentido de prevenir a contaminação da pele e da indumentária do técnico. O jaleco para coleta de material biológico deve ter as seguintes características: manga longa, com elástico no punho, comprimento mínimo na altura dos joelhos, abertura frontal, preferencialmente de tecido de algodão ou não inflamável. É proibido o uso do jaleco em locais públicos, tais como: refeitório, administração, biblioteca, ou seja, deve ser utilizado somente durante a coleta e o manuseio do material biológico.

Luvas São utilizadas como barreira de proteção, prevenindo a contaminação das mãos ao manipular material contaminado. Desta forma, é obrigatória a utilização de luvas em todos os procedimentos com risco de exposição á material infectante, a fim de reduzir a incidência de contaminação das mãos: em coleta, manuseio e acondicionamento de materiais biológicos. As luvas também reduzem a possibilidade dos microorganismos presentes nas mãos do trabalhador sejam transmitidos aos

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pacientes durante procedimentos invasivos ou quando pele não intacta, tecidos e mucosas, possam ser tocadas.

As luvas de proteção para a coleta de amostras biológicas podem ser de procedimento ou cirúrgica, em látex ou de vinil. Devem ser fabricadas de acordo com as diretrizes do Instituto Nacional de Metrologia – INMETRO. É proibido abrir portas, atender telefone, ou tocar objetos de uso comum por outras pessoas usando luvas.

Salienta-se que a utilização de luvas não exclui o ato da lavagem das mãos.

Máscaras e equipamentos de proteção respiratória Nas situações com risco de formação de aerossóis e gotículas de material potencialmente contaminado devem ser utilizados máscaras ou Equipamentos de Proteção Respiratória (EPR). Existem doenças de transmissão respiratória por gotículas e outras de transmissão respiratória por aerossóis, as quais requerem modos de proteção diferentes. Vários modelos de máscaras e equipamentos de proteção respiratória encontram-se disponíveis no mercado, os quais devem ser selecionados de acordo com o risco envolvido.

Óculos de Proteção Devem ser utilizados em situações de risco de formação de aerossóis, salpicos de material contaminado ou quebras de vidraria. Os óculos de proteção devem ser de boa qualidade e oferecer total segurança ao Trabalhador da Saúde. Suas lentes devem ser transparentes, preferencialmente anti-riscos e antiembaçante.

3.2.2 Equipamentos de Proteção Coletiva – EPC São equipamentos que possibilitam a proteção do trabalhador, do meio ambiente e do produto ou pesquisa desenvolvida.

Lavagem das Mãos Os locais de coleta devem possuir uma pia exclusiva para lavagem das mãos. a) lavar as mãos sempre antes e após o uso de luvas; b) lavar as mãos sempre ao término das atividades.

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Figura 2 – Técnica correta de lavagem das mãos.

Limpeza e Desinfecção da Bancada de Trabalho Material - Álcool 70% (77 ºGL); - Hipoclorito de Sódio a 2%; - Papel toalha, ou algodão.

Procedimento Realizar a limpeza das bancadas com álcool a 70% no início e no término das atividades ou sempre que houver necessidade. Realizar a limpeza das bancadas no início e término do expediente com hipoclorito de sódio a 2% ou sempre que houver necessidade.

NOTAS: No uso do hipoclorito a 2%, observar sempre o prazo de validade e não manter a embalagem aberta ou com furo na tampa (o mesmo para o álcool 70%), porque o cloro e o álcool evaporam, diminuindo a sua propriedade desinfetante.

No caso de haver derramamento de material biológico, efetuar a limpeza segundo o procedimento descrito abaixo, utilizando os EPI’s necessários: - Usar luvas resistentes, avental e proteção facial e respirador devido ao cloro; - Proteger os calçados com material impermeável descartável.

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- Cobrir completamente a área de derramamento com material absorvente e aplicar solução concentrada de hipoclorito de sódio a 2%; - Usar material absorvente descartável (toalhas de papel, compressas de gaze) para absorver o derramamento. Se o volume derramado for grande, pode ser usado absorvente granulado para absorver o líquido; - Absorver a maior parte do líquido antes da limpeza; - Após 30 minutos, iniciar o procedimento de limpeza; - Enxaguar o local do derramamento com água, a fim de remover produtos químicos nocivos ou odores; - Secar o local para prevenir escorregões.

*Importante: Se houver vidros quebrados ou outros fragmentos rígidos, recolher os mesmos utilizando pinças ou pás de lixo plásticas, que devem ser descartadas juntamente com os fragmentos recolhidos para um recipiente apropriado (caixa de descarte de perfurocortantes), à prova de perfurações.

3.2.3 Descarte de Materiais Contaminados e Perfurocortantes Agulhas, seringas, tubos quebrados, tubos contendo material biológico devem ser desprezados em caixas coletoras próprias para material infectante, conforme Figura 3, atendendo as determinações da NR 32.

Figura 3 – Modelos de caixas coletoras de material perfurocortante.

Papéis contaminados, luvas, gaze, algodão e outros, devem ser recolhidos em lixeiras com tampa, de preferência com pedal, contendo saco para lixo específico para material infectante (cor branca leitosa).

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Figura 4: saco de lixo específico para descarte de material infectante.

Precauções Especiais - A coleta deve ser realizada de acordo com os procedimentos corretos e deve ser designada a funcionários competentes e treinados; - Trabalhar com atenção para evitar acidentes: com agulhas, escalpes ou qualquer outro instrumento perfurocortante; ao manusear ou limpar instrumentos usados; ao descartar agulhas usadas; - Não recapear agulhas usadas; não remover agulhas usadas de seringas descartáveis; não entortar, quebrar ou realizar manipulação com agulhas usadas; - Para o descarte, colocar seringas, agulhas, lâminas ou qualquer outro instrumento cortante em recipiente resistente à perfuração. Colocar o recipiente o mais próximo possível da área de trabalho.

3.3 ÁREA FÍSICA DA SALA DE COLETA A sala de coleta deve possuir espaço suficiente para instalação de uma cadeira ou poltrona, armazenamento dos materiais de coleta e um dispositivo para a higienização das mãos (álcool em gel, lavatório ou similares).

As dimensões da sala de coleta devem ser suficientes para garantir a livre, segura e confortável movimentação do paciente e do flebotomista (coletador (a)), possibilitando um bom atendimento.

Há de se lembrar que, em algumas situações, o paciente terá acompanhantes durante o ato de coleta de sangue. É recomendável a disponibilização de um local com maca para eventuais necessidades.

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3.4 COLETA DE TRIAGEM PRÉ-NATAL Os exames de Triagem Pré-Natal são de extrema importância para uma gestação segura, pois através dele é possível identificar e tratar doenças que podem trazer complicações a mãe e ao seu respectivo bebê.

O Instituto de Pesquisas, Ensino e Diagnósticos da APAE de Campo Grande é pioneiro na utilização do sangue seco em papel filtro como material biológico para o diagnóstico de doenças da Triagem Pré-Natal.

A Triagem Pré Natal é subdividida em duas fases, são elas: Primeira Fase: são coletadas gotas de sangue da porção digital do dedo da mão da gestante, no início da gestação, esta coleta é feita em papel filtro no próprio IPED ou em qualquer unidade de saúde pública ou conveniada do Estado. A partir daí são realizados 16 exames que detectam as seguintes doenças: Toxoplasmose, Rubéola congênita, Doenças da Inclusão Citomegálica, Sífilis, Síndrome da Imunodeficiência Adquirida (AIDS), Doença de Chagas, Hepatite B e C, Fenilcetonúria Materna, HTLV, Hipotiroidimo e Clamídia.

Segunda Fase: a coleta é feita com o mesmo procedimento da Primeira Fase e deve ser realizada a partir da 28ª semana de gestação, o equivalente ao sétimo mês. Nesta fase são feitos os exames para detectar as seguintes doenças: Toxoplasmose IgM, Sífilis e Síndrome da Imunodeficiência Adquirida (AIDS).

3.5 INSTRUÇÕES PARA COLETA DE TRIAGEM PRÉ-NATAL Posição, Identificação do Local e Antissepsia: - Lave as mãos e calce luvas de procedimento; - Encaminhar a gestante para a sala de coleta e orientar para que ela se posicione sentada e com o braço estendido.

Figura 5: Posição das mãos

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Identifique o local da punção - Verifique se o local identificado para punção é livre de calosidades e outras características que inviabilize a coleta (por exemplo: edemas, cicatrizes, feridas, etc.); ATENÇÃO: Não realizar a punção na região lateral da polpa digital ou próxima à unha (ponta do dedo).

Figura 6: Escolhendo o local da punção

- Realizar a antissepsia do dedo anelar, o qual será realizada a coleta, com algodão umedecido em álcool 70% e passar algodão seco;

Figura 7: Antissepsia com álcool 70%

- Após secagem total do álcool, com a lanceta em mãos, retire seu lacre; - Imediatamente após a retirada do lacre da lanceta, posicione a mesma ao local da punção e pressione contra o dedo da gestante; - Faça uma leve compressão, seguida por uma descompressão no local puncionado para aumentar a circulação sanguínea para se obter uma boa gota de sangue;

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Figura 8 e 9: Realizando a punção

- Espere formar uma GRANDE GOTA de sangue antes de colocá-la no papel; - Aplique o sangue na área demarcada do papel filtro, sendo importante colocar somente de um lado. Após preencher o primeiro círculo, repetir o procedimento com todos os outros círculos. Uma a duas gotas é o suficiente para preencher todo o circulo;

Figura 10: Formação da gota

Figura 11: Coleta no papel filtro

- Peça à gestante para pressionar o local da punção com gaze estéril ou algodão para hemostasia, então se coloca o blood stop (curativo); - Descartar a lanceta no descarte de perfurocortantes; - Peça que a gestante confira os dados do cartão de coleta, em seguida, coloqueos para secar em temperatura ambiente na posição horizontal. A secagem deve durar no mínimo uma hora em temperatura ambiente; - Evitar o contato da mancha de sangue com qualquer tipo de superfície; - Não utilizar, em hipótese alguma, qualquer forma artificial para a secagem da amostra (estufa, luz solar, calor de motores, ventiladores, etc.); - A amostra deve secar em temperatura ambiente em um local limpo, seco e arejado.

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Coleta tardia (pré-natal): a partir da 24ª semana de gestação, coletar papel filtro 1ª fase + soro.

Serão solicitadas amostras em soro, colhidas por punção venosa, para todos os casos suspeitos após os testes de triagem.

3.6 COLETA DE TRIAGEM NEONATAL A finalidade do Teste Triagem Neonatal (“Teste do Pezinho”) é o rastreamento neonatal de crianças portadoras de doenças que devem ser diagnosticadas e tratadas o mais precocemente possível a fim de evitar sequelas para o paciente.

Esta triagem é uma ação preventiva que proporciona o diagnóstico de diversas doenças congênitas, hereditárias ou infecciosas, mesmo com ausência de sintomas no período neonatal e a tempo de se interferir no curso da doença. É imprescindível seguir o protocolo do Ministério da Saúde de que a coleta deve ser realizada entre o 3º e o 5º dia de vida. A idade não altera a qualidade do exame, mas sim a eficácia do tratamento nos casos alterados. **Importante: A partir do 30º dia de vida é considerada coleta tardia. Coletar somente em papel filtro. (Anotar no cartão de coleta a observação: “COLETA TARDIA”) Vale ressaltar também que o teste, idealmente, não deve ser colhido antes de a criança ter pelo menos 48 horas de vida por dois motivos: 1) evitar um resultado falsonegativo para “PKU”: para que o resultado do exame para diagnóstico de PKU seja confiável, o recém nascido (RN) deverá ter mamado uma quantidade suficiente de leite para que a fenilalanina se acumule no sangue; se for colhido antes deste tempo, o leite ingerido pelo RN poderá não ser suficiente para que o resultado do teste se altere; 2) evitar um resultado falso-positivo para HC: logo que a criança nasce existe uma liberação fisiológica de TSH no sangue (hormônio dosado no teste para diagnostico de HC) com posterior diminuição das concentrações, atingindo valores séricos maiores do que 10 mUI/ml (nível de corte para resultado alterado), somente em torno de 72 horas de vida do recém nascido.

No entanto, se houver necessidade de o bebê receber transfusão de sangue, o “Teste do Pezinho” deve ser colhido antes da mesma, não importando a data de nascimento e repetido após 120 dias.

Os exames realizados pelo IPED/APAE são para detectar as seguintes doenças: Hipotireoidismo Congênito, Fenilcetonúria, Fibrose Cística, Anemia Falciforme e outras Hemoglobinopatias, Toxoplasmose Congênita, Hiperplasia Adrenal Congênita e Deficiência

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de Biotinidase (pelo SUS), e, atualmente pela rede privada ou convênios mais Galactosemia, G6PD (Glicose 6 fosfato desidrogenase), Hepatite B, Hepatite C, Citomegalovirose, Rubéola, HTLV e mais 36 erros inatos do metabolismo pela ESPECTROMETRIA DE MASSAS EM TANDEM.

3.7 INSTRUÇÕES PARA COLETA DE TRIAGEM NEONATAL - Com os dados do cartão de coleta preenchido, com letra legível, encaminhar o responsável com o recém nascido para a sala de coleta; - Peça ao acompanhante para ficar em pé e segurar o bebê em pé de costas para o(a) coletador(a); - Massageie previamente o pé do bebê e, em seguida, segure-o com uma das mãos para imobilizar e facilitar a punção; - Escolha o local de coleta: borda interna ou externa do calcanhar do bebê; Obs.: A punção pode ser realizada tanto no pé direito como no pé esquerdo, conforme figura abaixo.

NÃO SIM

SIM

Figura 12: Local da punção

- Faça a antissepsia do local com algodão umedecido em álcool 70%, massageando bem para ativar a circulação. Não utilize álcool iodado, PVPI, mertiolate ou qualquer outra substância que não tenha sido indicada, pois elas interferem no exame; - Espere o álcool secar antes de iniciar a coleta (caso contrário, ficará inadequada para realização do exame); - Quando o calcanhar estiver avermelhado, puncione uma vez o local escolhido com lanceta de ponta fina;

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Figura 13: Punção do pezinho

- Espere formar uma GRANDE GOTA de sangue antes de colocá-la no papel; - Aplique o sangue na área demarcada do papel filtro, sendo importante colocar somente de um lado. Após preencher o primeiro círculo, repetir o procedimento com todos os outros círculos. Uma a duas gotas é o suficiente para preencher todo o circulo; - Evite o sangramento abundante, que resulta em camada excessiva de sangue no papel. Se isto acontecer, estanque o sangue com algodão seco e aguarde o sangramento lento e contínuo;

Figura 14: Preenchimento dos círculos

- Pressione o local da punção com gaze estéril ou algodão para hemostasia, então se coloca o blood stop (curativo); - Descartar a lanceta no descarte de perfurocortantes; - Peça ao responsável que confira os dados do cartão de coleta, em seguida, colocálo para secar em temperatura ambiente na posição horizontal. A secagem deve durar no mínimo uma hora em temperatura ambiente; - Evitar o contato da mancha de sangue com qualquer tipo de superfície.

- Não utilizar, em hipótese alguma, qualquer forma artificial para a secagem da amostra (estufa, luz solar, calor de motores, ventiladores, etc.); - A amostra deve secar em temperatura ambiente em um local limpo, seco e arejado.

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Figura 15: Posição de secagem do papel filtro

3.8 DICAS IMPORTANTES PARA COLETA NO PAPEL FILTRO - Quanto aos cartões de coletas de triagem Pré-natal e triagem Neonatal que ainda não foram utilizados devem ser armazenados em local fresco e seco, longe do sol e da poeira, podendo ser colocados em envelopes ou saco plástico, observando ainda que o prazo de validade do mesmo seja de 1 ano; - O tempo de secagem do cartão de coleta é de no mínimo 1 hora; - Amostras com mais de 30 dias de coletadas ou insuficientes para a realização do exame, são canceladas e é solicitada uma nova amostra; - Preencher todos os círculos do papel filtro com sangue, evitando assim, que uma nova coleta seja solicitada por volume insuficiente de amostra; - É fundamental o preenchimento de todas as informações do cartão de coleta, preencher preferencialmente com letra de forma; - Não utilizar, em hipótese alguma, qualquer forma artificial para a secagem da amostra (estufa, luz solar, calor de motores, ventiladores, etc.). A amostra deve secar em temperatura ambiente em um local limpo, seco e arejado; - Depois de secos é só colocá-los no envelope resposta e enviar ao IPED/APAE; - Evite tocar nos círculos do papel filtro antes a coleta para prevenir contaminação da amostra ou interferência na camada de papel e não faça nada que possa interferir na padronização do papel filtro; - As coletas realizadas na sexta feira podem ser enviadas ao laboratório na segunda feira, desde que não fiquem expostas ao sol, ar condicionado ou ventilador.

- Depois de secos não há necessidade de enviar os cartões de coleta protegidos por papel alumínio ou por papel toalha, o material poderá ser empilhado e guardado dentro de um saco plástico bem vedado na geladeira ou em caixa de isopor, evitando assim o ressecamento das amostras, o que é prejudicial aos testes (o material biológico não consegue eluir (desintegrar-se) do papel filtro).

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3.9 CRITÉRIO DE ACEITAÇÃO E REJEIÇÃO DA AMOSTRA Abaixo estão alguns exemplos pelos quais o material poderá ser devolvido como mal colhido.

Nestes casos a gestante ou a criança deverá ser chamada para nova coleta o mais breve possível, para que o exame possa ser realizado ainda na fase de prevenção.

REJEIÇÃO •

Amostra Inadequada: sangue não homogêneo, contato com superfície estranha, papel amassado ou raspado, etc.;

•

Amostra Insuficiente: os círculos não estão totalmente preenchidos de sangue (Figura 16);

•

Amostra Saturada: aspecto escurecido, papel duro e retorcido, indicando excesso de sangue (Figura 17);

•

Amostra Diluída (molhada): contato com algum líquido estranho, plasma ou álcool durante a coleta, borrado (Figura 18).

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Figura 16: Amostra Insuficiente

Figura 17: Amostra saturada

Figura 18: Amostra diluída (molhada)

ACEITAÇÃO

Figura 19: Amostra válida

3.10 TESTE DO SUOR (MÉTODO CLÁSSICO – criança acima de 2 anos) Este consiste na dosagem quantitativa de cloreto de sódio em suor coletado pela técnica da iontoforese, ou seja, estimulo da sudorese por corrente elétrica e pilocarpina, que é o método clássico de Gibson e Cooke para detecção de fibrose cística.

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Amostra: Quantidade considerada aceitável para realização do teste é de 0,070g.

Reagentes e insumos: - Água Destilada ou deionizada; - Pilocarpina a 0,2% (ver nota de preparação no final deste item 3.10); - Ácido Sulfúrico a 0,01mol/L (ver nota de preparação no final deste item 3.10); - Gazes; - Pinça; - Frasco Plástico; - Esparadrapo; - Plástico transparente; - Luvas sem talco.

Equipamentos: Equipamento IONTOKIT-R completo com as placas de chumbo.

Balança analítica com quatro dígitos.

Procedimento detalhado: - Identificar corretamente o frasco que será utilizado para a coleta do suor; - Fazer a limpeza das áreas do paciente a serem estimuladas usando a gaze embebida de água deionizada; - Secar o antebraço com outra gaze; - Fazer a limpeza das áreas do paciente a serem estimuladas usando a gaze embebida de álcool 70%; - Secar o antebraço com outra gaze; - Molhar outra gaze com solução de pilocarpina com 0,2%; - Colocar a gaze com pilocarpina no antebraço do paciente, colocar a placa de chumbo e amarrá-Ia com tubo de látex ou elástico para fixá-Ia; - Embeber a gaze com solução de ácido sulfúrico a 0,01mol/L; - Colocar a gaze com ácido sulfúrico no braço, colocar a placa de chumbo e amarráIa com tubo de látex para fixá-Ia;

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- No outro braço fazer o mesmo procedimento; - Conectar o eletrodo preto - pólo negativo - na placa de chumbo do braço, que contém o ácido sulfúrico; - Conectar o eletrodo vermelho - pólo positivo - na placa de chumbo do antebraço, que contém a pilocarpina; Nunca trocar ou inverter os pólos do eletrodo, pois isso pode causar queimadura no braço do paciente.

- Ligar o aparelho girando bem lentamente o reostato até se atingir a corrente de 2 a 3 miliamperes, e deixar por 6 minutos; - A passagem da corrente elétrica pelo eletrodo de pilocarpina faz com que essa penetre na pele estimulando a produção de suor pelas glândulas sudoríparas; - Todos os pacientes percebem um leve formigamento ou incômodo local; - Ao completar os 6 minutos de estímulo pela pilocarpina, desligar o aparelho girando o botão para esquerda bem devagar; - Desconectar os cabos das placas de chumbo, que são os eletrodos; - Retirar as placas e a gaze com ácido sulfúrico do braço. Retirar as placas e a gaze com pilocarpina do antebraço; - Lavar novamente o antebraço com água deionizada; - Secar com outra gaze; - Preparar as tiras de esparadrapo; - Pegar a gaze de um dos frascos numerados e pré-pesados em balança analítica utilizando-se uma pinça; - Colocar um pedaço quadrado de plástico transparente por cima da gaze, sem encostar na mesma; - Vedar todos os lados do plástico com esparadrapo e anotar o número do frasco do qual foi retirado à gaze. No outro braço executar o mesmo procedimento; - Aguardar a coleta do suor por 40 minutos; - Retirar a gaze embebida com suor utilizando-se uma pinça.

Nunca encostar a mão ou os dedos na gaze com suor; - Colocar de volta no frasco com o mesmo número; - Fechar bem a tampa do frasco de modo a não permitir a evaporação do suor e sua conseqüente concentração;

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- Repesar o frasco com a gaze embebida de suor em balança analítica e anotar o peso total. A diferença entre a primeira pesagem (sem o suor) e a segunda pesagem (com o suor) nos fornece o peso do suor coletado, peso mínimo é de 0,070g; - Pipetar 5 ml de água deionizada e colocá-Ia no frasco com gaze embebida de suor com a finalidade de diluição do mesmo; - Tampar o frasco e mantê-Io em geladeira por 1 hora.

NOTA DE PREPARAÇÃO

Nitrato de pilocarpina a 0,2% Reagentes: - 0,4g de nitrato de pilocarpina P.A; - 100 mL de água deionizada.

Procedimento: Pesar 0,4g de nitrato de pilocarpina em papel. Dilui na água deionizada.

Homogeneizar adequadamente. Armazenar em frasco âmbar por até 3 meses em refrigeração (4°C).

Ácido Sulfúrico (H2SO4) a 0,01 mol/L Reagentes - Ácido sulfúrico P.A; - 1000 mL de água deionizada.

Procedimento: Coloque cerca de 500 mL de água deionizada em balão volumétrico e adicione com a pipeta volumétrica 0,56 mL de H2SO4 em capela de exaustão e complete com água deionizada até 1000 mL. Homogeneizar adequadamente. Armazenar em frasco âmbar por até 6 meses em temperatura ambiente.

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3.11 TESTE DO SUOR (MÉTODO MACRODUCT – criança menor de 2 anos)

Amostra: Suor com quantidade mínima de 10µL.

Reagentes e insumos: - Água deionizada; - Pilocarpina gel; - Álcool 70%; - Gazes; - Pinça; - Frasco Plástico; - Fita velcro; - Coletor do Kit Macroduct; - Luvas sem talco.

Equipamentos: - Aparelho de estimulação (Wescor).

Procedimento detalhado: - Identificar corretamente o coletor do kit; - Fazer a limpeza das áreas do paciente a serem estimuladas usando a gaze embebida de água deionizada; - Secar o antebraço ou perna com outra gaze; - Fazer a limpeza das áreas do paciente a serem estimuladas usando a gaze embebida de álcool 70%; - Secar bem com gaze; - Colocar sobre o eletrodo; - Pingar água deionizada sobre o gel (para o gel não ficar em contato direto com a pele); - Conectar fio preto encima e fio vermelho embaixo; - Deixar ligado por 5 minutos (o aparelho avisa quando estiver desligando); - Após o tempo, desconectar os fios;

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- Descartar o gel; - Limpar novamente com água deionizada e secar com a gaze; - Colocar o coletor apertando bem; - Retirar o coletor após 30 minutos; - Pipetar 5 ml de água deionizada e colocá-Ia no frasco com gaze embebida de suor com a finalidade de diluição do mesmo; - Tampar o frasco e mantê-Io em geladeira por pelo menos 1 hora.

3.12 COLETA PARA SOROLOGIA

3.13 NORMAS GERAIS PARA UMA BOA COLETA DE SANGUE - O paciente deve estar psicologicamente preparado; - O local da coleta deve ser apropriado para se conseguir a amostra de sangue suficiente para as determinações; - Em caso de crianças pequenas, precisa-se de auxiliares que façam a necessária contenção do paciente. Se essas pessoas forem leigas, devem receber primeiramente as devidas instruções para estarem preparadas para aceitar o desconforto que a manobra causa a criança; - Verificar pedido médico e identificação do paciente; - Dependendo do exame, verificar se o paciente está em jejum, se faz uso de algum medicamento e etc.; - Verificar qual material e volume devem ser coletados para os exames solicitados; - Usar tubo seco, sem anticoagulante, quando se quer obter soro; - Usar tubo com anticoagulante apropriado quando se quiser obter plasma; - Sangue colhido com anticoagulante deve ser cuidadosamente homogeneizado por inversão, 5 a 8 vezes para evitar hemólise e a coagulação do sangue; - Depois de terminada a coleta, fazer hemostasia compressiva no local.

3.13.1 Técnicas para evidenciação da veia - Observação de veias calibrosas; - Movimentação: pedir para o paciente abaixar o braço e fazer movimentos de abrir e fechar a mão. Os movimentos de abertura das mãos reduzem a pressão venosa, com o relaxamento muscular;

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- Palpação: realizada com o dedo indicador do(a) coletador(a). Não utilizar o dedo polegar devido à baixa sensibilidade da percepção da pulsação. Esse procedimento auxilia na distinção entre veias e artérias pela presença de pulsação, devido à maior elasticidade e à maior espessura das paredes dos vasos arteriais; - Fixação das veias com os dedos, nos casos de flacidez.

3.13.2 Uso Adequado do Torniquete O torniquete é empregado para aumentar a pressão intravascular, o que facilita a palpação da veia e o preenchimento dos tubos de coleta ou da seringa.

No ato da venopunção devem estar disponíveis torniquetes ou produtos utilizados como tal.

Deve-se evitar o uso de torniquetes de tecidos emborrachados, com fechamento em grampo plástico, fivela ou com tipos similares de fixação.

Caso o torniquete tenha látex em sua composição, deve-se perguntar ao paciente se ele tem alergia a esse componente. Caso o paciente seja alérgico a látex, não efetuar o garroteamento com esse material.

Os

torniquetes

devem

ser

desinfetados

imediatamente

quando

forem

contaminados com sangue ou fluidos corporais.

Procedimentos - Posicionar o braço do paciente, inclinando-o para baixo, a partir da altura do ombro; - Posicionar o torniquete com o laço para cima, a fim de evitar a contaminação da área de punção; - Não aplicar, no momento de seleção venosa, o procedimento de “bater na veia com dois dedos”. Esse tipo de procedimento provoca hemólise capilar e, portanto, altera o resultado de certos exames; - Se o torniquete for usado para seleção preliminar da veia, fazê-lo apenas por um breve momento, pedindo ao paciente para fechar a mão. Localizar a veia e, em seguida, afrouxar o torniquete. Esperar 2 minutos para usá-lo novamente; - O torniquete não deverá ser usado em alguns testes como lactato ou cálcio, para evitar alteração no resultado; - Aplicar o torniquete de 7,5 a 10,0 cm acima do local da punção, para evitar a contaminação do local; - Não usar o torniquete continuamente por mais de 1 minuto;

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- Ao garrotear, pedir ao paciente que feche a mão para evidenciar a veia; - Não apertar intensamente o torniquete, pois o fluxo arterial não deve ser interrompido.

O pulso deve permanecer palpável; - Trocar o torniquete sempre que houver suspeita de contaminação.

3.13.3 Precauções no uso de torniquete - Quando a sua aplicação excede um minuto, pode ocorrer estase localizada, hemoconcentração e infiltração de sangue para os tecidos, gerando valores falsamente elevados para todos os exames baseados em medidas de proteínas, alteração do volume celular e de outros elementos celulares; - O uso inadequado pode levar à situação de erro diagnóstico (como hemólise, que pode tanto elevar o nível de potássio como alterar a dosagem de cálcio etc.), bem como gerar complicações durante a coleta (hematomas, formigamento e, em casos extremos, sinal de Trousseau etc.); - Havendo lesões de pele no local pretendido, deve-se considerar a possibilidade da utilização de um local alternativo ou aplicar o torniquete sobre a roupa do paciente.

3.13.4 Antissepsia do local de punção O procedimento de venopunção deve ser precedido pela higienização do local para prevenir a contaminação microbiana de cada paciente ou amostra.

Procedimento - Limpar o local com um movimento de baixo para cima; - Permitir a secagem da área por 30 segundos para prevenir hemólise da amostra e reduzir a sensação de ardência na venopunção ou passar algodão seco; - Não assoprar, não abanar e não colocar nada no local; - Não tocar novamente na região após a antissepsia; - Se a venopunção for difícil de ser obtida e a veia precisar ser palpada novamente para efetuar a coleta, o local escolhido deve ser limpo novamente.

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3.14 COLETA COM SERINGA E AGULHA DESCARTÁVEL: - Preencher a ficha de coleta de cadastro, de forma legível, com todos os dados solicitados, se possível com um número de telefone para futuros contatos, se necessário; - Entregamos o protocolo de entrega de resultados; - Encaminhar o paciente para a sala de coleta e orientar para que ele se posicione sentado e com o braço estendido. Em caso de recém nascido e criança deita-se o paciente na maca; - O coletador (a) deve se paramentar usar luvas e jaleco; - De acordo com os exames a serem realizados, constantes no pedido medico, o coletador (a) separa e identifica, na frente do paciente, os tubos e seringa que serão utilizados na coleta. Se o material coletado for colocado em tubo com anticoagulante, o mesmo deve ser homogeneizado por inversão, de 5 a 8 vezes, para impedir a coagulação; - Sempre é respeitada a seguinte ordem de coleta: (CITRATO, SORO, HEPARINA, EDTA e FLOURETO); - Colocar a agulha na seringa sem retirar a capa protetora. Movimentar

o

êmbolo

e

pressioná-lo para retirar o ar; - Ajustar o garrote e procurar o melhor acesso venoso; - Fazer a antissepsia no local da coleta (braço ou mão) com algodão umedecido em álcool 70% e depois passar algodão seco; - Não tocar mais no local desinfetado; - Retirar a capa da agulha e fazer a punção; - Coletar a quantidade de sangue desejada; - Soltar o garrote assim que terminar a coleta; - Separar a agulha da seringa e descartá-las, em local apropriado para resíduos perfurocortante; - Nunca recapar agulhas e materiais perfurocortantes; - Orientar o paciente a pressionar com algodão a parte puncionada, mantendo o braço estendido, sem dobrá-lo por 1 minuto. Então se coloca o blood stop (curativo); - Reconduzir o paciente a recepção, não se esquecendo de enfatizar a data em que se pode buscar o resultado juntamente com o protocolo ou documento oficial com foto. ** Estes procedimentos valem para coletas a vácuo e coletas no dorso da mão.

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3.15 COLETA COM SISTEMA A VÁCUO A coleta de sangue a vácuo é usada para obter amostras de sangue sem o uso de seringa. Alem da rapidez e facilidade.

- Rosqueie a agulha no adaptador (canhão). Não remova a capa protetora de plástico da agulha; - Oriente o paciente quanto ao procedimento; - Ajuste o garrote e escolha a veia; - Faça a antissepsia do local da coleta com algodão umedecido em álcool 70%; - Faça a punção e após introduza o tubo no suporte, pressionando-o até o limite; - Solte o garrote assim que o sangue começar a fluir no tubo; o garroteamento não deve ultrapassar de um minuto; - Separe a agulha do suporte com a ajuda do frasco desconectador ou com uma pinça e descarte-a no recipiente adequado para material perfurocortante; - Oriente o paciente a pressionar com algodão à parte puncionada, mantendo o braço estendido, sem dobrá-lo.

3.16 COLETA NA VEIA DO DORSO DA MÃO Em pacientes obesos pode ser mais fácil o acesso às veias do dorso da mão. Essas veias são por vezes mais calibrosas do que as veias da dobra do cotovelo, porém são extremamente móveis em relação aos tecidos circujacentes, o que dificulta a penetração da agulha em seu interior. Além disso, a perfuração da pele do dorso da mão é bem mais dolorosa do que a da prega do cotovelo. Após a punção do dorso da mão a hemostasia deve ser bem mais demorada. Freqüentemente há extravasamento de sangue e formação de hematomas.

3.17 ESCOLHA DO LOCAL DE PUNÇÃO A escolha do local de punção representa uma parte vital do diagnóstico. Existem diversos locais que podem ser escolhidos para a venopunção, apontados abaixo nas figuras.

Embora qualquer veia do membro superior que apresente condições para coleta possa ser puncionada, as veias basílica mediana e cefálica são as mais freqüentemente utilizadas.

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A veia basílica mediana costuma ser a melhor opção, pois a cefálica é mais propensa à formação de hematomas.

Figura 20: Veias do membro superior

Já no dorso da mão, o arco venoso dorsal é o mais recomendado por ser mais calibroso, porém a veia dorsal do metacarpo também poderá ser puncionada.

Veia cefálica Veia basílica

Arco venoso dorsal

Veia dorsal metacarpal

Veia dorsal superficial

Veia dorsal digital Figura 21: Veias do dorso da mão

Não puncione - Áreas com terapia ou hidratação intravenosa de qualquer espécie; - Locais com cicatrizes de queimadura; - Membro superior próximo ao local onde foi realizada mastectomia, cateterismo ou qualquer outro procedimento cirúrgico; - Áreas com hematomas; - Fístulas artério-venosas.

- Veias que já sofreram trombose porque são pouco elásticas, pode parecer um cordão e têm paredes endurecidas.

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3.18 SANGUE TOTAL, PLASMA E SORO O sangue colhido, se adicionado de anticoagulante não coagula, permanece líquido e se chama sangue total. Tem uma parte líquida, o plasma e uma parte sólida, constituída de partículas isoladas e que são as hemácias, as plaquetas e os leucócitos.

Se esse sangue total for centrifugado ou mesmo deixado em repouso, a parte sólida, mais pesada, vai para o fundo do recipiente e a porção líquida (plasma), transparente e amarela, fica na parte superior.

Sem a adição de anticoagulante, todo o sangue colhido coagula rapidamente, entre 5 e 15 minutos (a não ser em raros casos patológicos). Após a retração, o coágulo expulsa de seu interior o soro. A retração do coágulo é acelerada se o tubo contendo sangue for colocado em banho-maria a 37ºC. A coagulação é mais lenta em recipientes plásticos ou siliconizados. Como sempre sobram hemácias soltas no plasma, que não prenderam ao coágulo, é necessário que o tubo seja centrifugado, para que todas as hemácias se depositem e se obtenha um sobrenadante límpido, amarelado e transparente.

Para se obter maior volume de soro e se evitar ao máximo a hemólise, esperamos que o coágulo se retraia, antes de centrifugar a amostra.

Quando necessitamos de sangue total ou de plasma, usamos anticoagulantes.

Não existe um anticoagulante ideal para todos os exames de laboratório. Em geral eles interferem no mecanismo da coagulação “in vitro”, inibindo a formação da protrombina ou da trombina.

LEGENDA EDTA (tampa roxa): (acido etileno-diamino-tetraacetico), utilizado para se obter sangue total; HEPARINA (tampa verde): anticoagulente natural devido sua presença no sangue; FLUORETO (tampa cinza): Principal uso – glicemia; CITRATO (tampa azul): Utilizado para várias provas de coagulação.

Figura 22: Tubos de coleta mais utilizados.

NENHUM (tampa vermelha ou amarela): sem anticoagulante.

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3.19

COLETA DE SANGUE PARA TESTE DE HGH No ato do preenchimento da ficha, perguntamos sobre o uso de algum medicamento,

pois pode ter interferência no resultado. Encaminhar o paciente para a sala de coleta e orientar para que ele se posicione deitado na maca. Explicar como vai ser o procedimento ao responsável pelo paciente.

- Antes de cada coleta aferir a pressão arterial do paciente e contar os batimentos cardíacos; - Preparar 1 seringa de 5 ml com scalp* e outra seringa com 3 ml de soro fisiológico; - Movimentar o êmbolo e pressioná-lo para retirar o ar; - Ajustar o garrote e procurar o melhor acesso venoso; - Fazer a assepsia no local da coleta (braço ou mão) com algodão umedecido em álcool 70% e passar algodão seco; - Não tocar mais no local desinfetado; - Retirar a capa da agulha e fazer a punção; - Coletar a quantidade de sangue desejada; - Colocar a seringa com soro fisiológico no acesso venoso.

- Soltar o garrote; - Administrar a quantidade de medicamento prescrita pelo médico e marcar o tempo solicitado também pelo medico; - Quando chegar o próximo tempo preparar duas seringa uma delas com 3 ml de soro fisiológico, ajustar o garrote; - Retirar do acesso (a seringa que já está conectada ao scalp*) 5 ml de amostra e desprezar a seringa conectar outra seringa retirar a amostra desejada e colocar a outra seringa com o soro fisiológico novamente. Esse procedimento se repete em cada tempo solicitado; - Assim que terminar o exame, separar a agulha da seringa e descartá-las, em local apropriado para resíduos perfurocortante; - Orientar o paciente a pressionar com algodão a parte puncionada, mantendo o braço estendido, sem dobrá-lo por 1 minuto. Então se coloca o blood stop (curativo); - Reconduzir o paciente a recepção e solicitamos para que fique aproximadamente 15 minutos sentado tomando café com bolacha de sal. *Scalp: Eventualmente, no caso de pacientes que necessitam de coletas seriadas, para determinações bioquímicas periódicas (agulhas que permanecem nos vasos).

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3.20 CONSIDERAÇÕES IMPORTANTES SOBRE HEMÓLISE Hemólise tem sido definida como a “liberação dos constituintes intracelulares para o plasma ou soro”, quando ocorre a ruptura das células do sangue, o que pode interferir nos resultados de alguns analitos. Ela é geralmente reconhecida pela aparência avermelhada do soro ou plasma, após a centrifugação ou sedimentação, causada pela hemoglobina liberada durante a ruptura dos eritrócitos. Desse modo, a interferência pode ocorrer mesmo em baixas concentrações de hemoglobina, invisíveis a olho nu.

A hemólise nem sempre se refere à ruptura de hemácias, pois fatores interferentes podem também ser originados da lise de plaquetas e granulócitos, que pode ocorrer, por exemplo, quando o sangue é armazenado em baixas temperaturas e não em temperatura de congelamento.

Figura 23: Amostras com diferentes graus de hemólise.

3.20.1 Boas práticas de pré-coleta para prevenção de hemólise - Deixar o álcool secar antes de iniciar a punção; - Não garrotear o local a ser puncionado por tempo prolongado; - Evitar usar agulhas de menor calibre. Usar esse tipo de material somente quando a veia do paciente for fina ou em casos especiais; - Evitar colher o sangue de área com hematoma; - Em coletas a vácuo, puncionar a veia do paciente com o bisel voltado para cima.

Perfure a veia com a agulha a um ângulo oblíquo de inserção de 30 graus ou menos.

Assim, evita-se que o sangue se choque com força na parede do tubo, hemolisando a amostra, e previne-se também o refluxo do sangue do tubo para a veia do paciente; - Tubos com volume de sangue insuficiente ou em excesso alteram a proporção correta de sangue/aditivo, levando à hemólise e a resultados incorretos; - Em coletas com seringa e agulha, verificar se a agulha está bem adaptada à seringa, para evitar a formação de espuma;

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- Não puxar o êmbolo da seringa com muita força; - Ainda em coletas com seringa, descartar a agulha e passar o sangue deslizando-o cuidadosamente pela parede do tubo, cuidando para que não haja contaminação da extremidade da seringa com o anticoagulante ou com o ativador de coágulo contido no tubo.

3.20.2 Boas práticas de pós-coleta para prevenção de hemólise - Homogeneizar a amostra suavemente por inversão de 5 a 08 vezes, de acordo com as instruções do fabricante; - Não chacoalhar o tubo; - Não deixar o sangue em contato direto com gelo, quando o exame solicitado necessitar desta conservação; - Embalar e transportar o material de acordo com as determinações da Vigilância Sanitária local, das instruções de uso do fabricante de tubos e do fabricante do conjunto diagnóstico a ser analisado; - Usar, de preferência, um tubo primário; evitar a transferência de um tubo para outro; - Não deixar o sangue armazenado por muito tempo refrigerado antes de fazer os exames. Verificar as recomendações do fabricante do kit do teste; - Não centrifugar a amostra de sangue em tubo para obtenção de soro antes do término da retração do coágulo, pois a formação do coágulo ainda não está completa, o que pode levar à ruptura celular; - Quando utilizar um tubo primário (com gel separador), a centrifugação e a separação do soro devem ser realizadas dentro de, no mínimo, 30 minutos e, no máximo, 2 horas após a coleta; - Não usar o freio da centrífuga com o intuito de interromper a centrifugação dos tubos.

Essa brusca interrupção pode provocar hemólise.

3.21 SITUAÇÕES DE EMERGÊNCIA NA COLETA DE SANGUE Pelo menos um membro da equipe do laboratório deve possuir treinamento completo em primeiros socorros, incluindo treinamento especial em ressuscitação cardiopulmonar, de modo a dar atenção emergencial ao paciente, até que o médico chegue ao local. Os números dos telefones da emergência devem constar de avisos nos locais de coleta por flebotomia.

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Desmaio ou falta de resposta inesperada O procedimento para cuidar do paciente que sofreu desmaio ou inesperadamente não responde a estímulos é o seguinte: a. Avise o pessoal designado para primeiros socorros; b. Quando praticável, deite o paciente na horizontal; c. Afrouxe as vestes justas; d. Se estiver sentado, abaixe sua cabeça e braços, apóie as mãos em sua nuca e peça para tentar levantar a cabeça. Este movimento direciona um fluxo sangüíneo mais intenso para a cabeça, abreviando o fim da lipotímia; e. Não se recomenda o uso de inalantes à base de amônia devido a possíveis efeitos adversos.

Náuseas O procedimento para lidar com um paciente que está tendo náuseas é: a. Posicionar o paciente o mais confortável possível; b. Instruir o paciente a respirar fundo e vagarosamente; c. Aplicar compressas frias na testa do paciente; d. Avisar o pessoal designado para primeiros socorros.

Vômitos O procedimento para lidar com um paciente que vomita é o seguinte: a. Fornecer ao paciente uma bacia ou caixa de cartolina pra vômitos e deixar lenços de papel à mão; b. Dar água ao paciente, para bochechar nos intervalos; c. Avisar o pessoal designado para primeiros socorros.

Convulsões O procedimento para lidar com um paciente que está tendo convulsões é o seguinte: a. Segurar somente a cabeça do paciente para impedir que se machuque. b. Avisar o pessoal designado para primeiros socorros.

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Hematomas a. Havendo aparecimento de hematoma por transfixação ou deficiência de hemostasia, pedir ao paciente que abra e mão, retirar imediatamente o garrote e a agulha, colocar um algodão seco ou gaze no local da perfuração; b. Informar ao paciente que o local pode ficar inchado e aparecer uma coloração escura característica do hematoma, mas que dentro de uma semana desaparecerá; c. Se o hematoma for intenso colocar bolsa de gelo por meia hora e solicitar ao paciente repetir mais duas vezes nas próximas 12 horas.

3.22 RECOLETA (SANGUE OU SORO) Há vários motivos pelos quais se solicita a recoleta: amostras não eluídas, amostras insuficientes ou inadequadas, amostras alteradas e hemolisadas. No caso de gestante que já tiveram bebês ou sofreram aborto espontâneo.

- Identificar corretamente o tubo de sangue ou soro com o nome completo da gestante ou da criança; - Enviar junto ao tubo a via de reconvocação enviada pelo setor de Busca Ativa do IPED/APAE; - No caso de extravio desta via, os dados do paciente devem ser relacionados em um papel e enviados junto com o tubo; - Enviar o tubo de sangue ou soro ao IPED/APAE o mais rápido possível, colocando o tubo em embalagem térmica ou caixa de isopor com gelo reciclável (gelóx).

Figura 24: Recoleta em gestante

Figura 25: Recoleta em bebê

A fim de reciclar e aprimorar os conhecimentos dos profissionais envolvidos, o IPED/APAE está à disposição para a realização de treinamento destes profissionais.

Informações no telefone: (67) 3348-7800 ou no site: http://www.ipedapae.org.br/

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4- Referências Bibliográficas

- ASSOCIAÇÃO BRASILEIRA DE NORMAS TÉCNICAS. NBR - 9191 - Sacos plásticos para acondicionamento de lixo - Requisitos e métodos de ensaio, de julho de 2000.

- ASSOCIAÇÃO BRASILEIRA DE NORMAS TÉCNICAS. Laboratório Clínico – Requisitos de segurança NBR 14785:2001. Rio de Janeiro, 2001.

- BRASIL. Ministério da Saúde. Agência Nacional de Vigilância Sanitária. RDC ANVISA nº.50/2002. Disponível em: http://www.anvisa.gov.br/legis/resol/2002/50_02rdc.pdf [18 julho 2014].

- BRASIL. Ministério da Saúde. Inclui a Fase IV no Programa Nacional de Triagem Neonatal (PNTN), instituído pela Portaria nº 822/GM/MS, de 6 de junho de 2001. PORTARIA Nº 2.829, DE 14 DE DEZEMBRO DE 2012. Disponível em: http://bvsms.saude.gov.br/bvs/saude legis/gm/2012/prt2829_14_12_2012.html [18 julho 2014].

- BRASIL. Ministério da Saúde. Secretária de Atenção a Saúde. CONSULTA PÚBLICA Nº 18, DE 20 DE SETEMBRO DE 2013. Disponível em: http://bvsms.saude.gov.br/bvs/saúde legis/sas/2013/cop0018_20_09_2013.html [18 julho 2014].

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