Revista SAH - 2018

José Evaristo Uriburu 950 5º Piso Ciudad de Buenos Aires, Argentina Tel/Fax: 54-11-4961-6890

REVISTA DE LA SOCIEDAD ARGENTINA DE HISTOTECNOLOGÍA ISSN 1669-2705 • ISSN 1669-2713 (en línea) • Volumen 28 N°1 • 2018

SUMARIO

Editorial ..........................................................................................................................

Estado de Cuenta de la SAH .......................................................................................

Agenda de Actividades ...............................................................................................

CONGRESO ARGENTINO DE HISTOTECNOLOGÍA 2017 1er Premio Cat. Profesionales .................................................................................

1er Premio Cat. Alumnos .........................................................................................

Mención Especial .....................................................................................................

Introducción al Análisis Digital de Imágenes ...........................................................

Tratamiento de la Biopsia Renal .................................................................................

Revolución Tecnológica en Patología ........................................................................

STAFF Editor Ht. Vanina Tartalini Comité Asesor Dr. Biol. Hernán Aldana Marcos Ht. Cristina Chaves Prof. Dr. Boris Elsner Dr. Alberto Guidi Ht. Sara Orrea Ht. Norma Pozzo Ht. Marcelo Schultz TL. Víctor Tomasi Dra. Susana Vighi Ht. Rosa Villegas Ht. Gabriela Zarlavsky Diseño de Tapa Natasha García Diseño Gráfico / Editorial DG Juan Pedro Carbonara jupecarbo@gmail.com

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OBJETIVOS Y ALCANCES La “Revista de la Sociedad Argentina de Histotecnología” publica artículos originales, revisiones, comunicaciones cortas relacionadas principalmente con los nuevos avances del campo de la histotecnología. Serán muy bien recibidos los manuscritos que traten sobre nuevas técnicas o modificaciones o mejoras de técnicas histológicas. También se incluirán temas de anatomía e histología de los tejidos y órganos y tópicos relacionados con la biología celular y molecular.

En todos los trabajos se hará hincapié en los detalles de los procedimientos histotecnológicos. Uno de nuestros objetivos es la continua formación del histotecnólogo por lo tanto también serán aceptados para publicación artículos relacionados con la educación e historia.

COMISIÓN DIRECTIVA Presidente: Jésica Gerbasi • Vicepresidente: Sabrina Roccati Secretario General: Flavia S. Contardo • Secretario de Actas: Agustina Asiain Tesorero: Lucrecia López Secretario de Prensa y Difusión: Vanina Tartalini Vocales Titulares: Alejandra Martínez; Analía Zamarreño; Giorgina Mendoza; Florencia Braida Vocales Suplentes: Gustavo Ariel Díaz; Paola Zorrilla; Fernanda Daniela Olmedo; Mariano Acosta

Pers. Jurídica 1627388/96 • Fundada el 11 de febrero de 1989 • J. E. Uriburu 950, Piso 5° (C1114AAD) Web site: www.ht.org.ar • soc_argentina_histotecnologia@hotmail.com Todos los derechos reservados • Las notas científicas y los artículos de opinión publicados en esta revista, es total responsabilidad de sus autores.

FOTO DE TAPA: • Autores: Diego Parenti / Ovario de Pacú (Piaractus mesopotamicus). Coloración H&E / Área Morfología. Facultad de Ciencias Bioquímicas y Farmacéuticas - UNR • Autores: Vanina Tartalini, Pablo Risso, Martina Ávalos, Raúl Bolmaro / Elementos figurados de la sangre sobre tejido cardíaco. Imagen tomada con Microscopio Electrónico de Barrido, FEI Quanta 200 F. Realizada con detector para modo ambiental / Instituto de Física Rosario (IFIR) - Centro Científico Tecnológico (CCT-Rosario) - UNR • Autores: Sandra Bur / Biopsia de estómago / Diagnóstico: Gastritis. Coloración H&E. / Servicio de Anatomía Patológica - Hospital de Emergencias “Clemente Álvarez” / Rosario • Autores: María Belén Mascambroni, Fabricio Andrés Vigliano. Cátedra de Histología y Embriología / Centro de Investigaciones en Piscicultura Experimental, Facultad de Ciencias Veterinarias, Universidad Nacional de Rosario / CONICET / Técnica: Inmunohistoquímica indirecta utilizando un anticuerpo policlonal anti β-tubulina y revelado con VectorVIP® (color púrpura) / Descripción de la imagen: Larva de bagre sudamericano con cilias de la roseta olfatoria inmunomarcadas por la presencia de β-tubulina.

EDITORIAL DESPEDIDA

Hemos finalizado el ciclo 2015-2017 en la Sociedad y me complace poder despedirme de los colegas y de todos los que hicieron posible los logros que pudimos construir durante este periodo.

Formo parte de la Sociedad Argentina de Histotecnología desde hace 10 años cuando se constituyó en la ciudad de Rosario. Aprendí mucho en este tiempo, siguiendo el camino del constante crecimiento profesional, el cual marcó el fortalecimiento de mis ideales.

He compartido vivencias de plena gratificación cumpliendo los objetivos deseados, y como todos, por otro lado, malos momentos cuando las cosas no salían como se esperaba, pero en el fondo me llevo el sentimiento de compañerismo, amistad y muchos buenos momentos.

Todo este tiempo marcó una etapa valiosa para mi y mis más sinceros deseos son que todos puedan lograr sus metas, que crezcan en el camino que trazan día a día y puedan ser más que felices.

Me despido de la SAH sabiendo que queda un grupo de personas que da lo mejor de sí día a día, y eso es valor agregado para todo porque los sueños no se cumplen, se trabajan.

Un saludo muy cordial a todos y les deseo mucha fortaleza para cumplir todo lo que se propongan.

Ht. Jesica Gerbasi

TESORERÍA

ESTIMADOS COLEGAS, LES RECORDAMOS QUE LA CUOTA ANUAL ES DE $800.Formas de Pago: • En BANCO FRANCÉS, depósito en terminales Depósito a Cuenta de Terceros Cta. Cte. N° 327/0301898/7 • TRANSFERENCIA BANCARIA Cuenta Corriente N° 327-20-301898 7 00 • CBU: 01703274 20000030189876 • CUIT: 30-68250030-8 2«

Si usted tiene cuotas atrasadas, contáctese con soc_argentina_histotecnologia@hotmail.com Notifique su pago via mail indicando los datos que figuran en el ticket (N° de transacción, importe, sucursal) y no olvide incluir sus datos personales. De no recibir la información, no se dará por sentado el pago efectuado ni se enviarán recibos de pago.

Revista de la Soc. Arg. de Histotecnología // Vol. 28, N° 1 // 2018

Todas las páginas llevarán una numeración correlativa en el ángulo inferior derecho, comenzando por la página del título e incluyendo tablas y figuras.

La primera página incluirá el título del trabajo que será breve pero informativo; nombre y primer apellido de cada autor; nombre del departamento/s e institución/es donde se ha realizado el trabajo; di-

rección postal y dirección de mail del autor responsable de la correspondencia relativa al trabajo.

En lo posible los trabajos deberán dividirse en apartados. Los originales deben incluir Introducción, Material y métodos, Resultados, Discusión y Bibliografía. Las Revisiones deben incluir, por lo menos, Introducción, Conclusiones y Bibliografía.

Las instrucciones están disponibles en: www.ht.org.ar/publicaciones

INSTRUCCIONES PARA LOS AUTORES

REMISIÓN DE ARTÍCULOS PARA LA REVISTA Los artículos podrán ser enviados al editor vía mail: soc_argentina_histotecnologia@hotmail.com

ESTADO DE CUENTA

SOCIEDAD ARGENTINA DE HISTOTECNOLOGÍA - Asociación Civil Sin Fines de Lucro

Las notas que se acompañan forman parte integrante de este estado.

Firmado a efectos de su utilización con informe de fecha 3 de abril de 2017

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Agenda de Actividades

• FEBRERO » 19 al 23 Curso de Técnicas Histológicas 2018. Instituto de Investigaciones Biotecnológicas Instituto Tecnológico de Chascomús (IIB-INTECH). Chascomús. Bs. As. Info: http://cursohistotecno.wixsite.com/cursohistotecno • MARZO » 12 al 23 Curso Teórico Práctico de Microscopía electrónica de Barrido con aplicaciones a la caracterización cuantitativa de Materiales. FAMAF. Córdoba.

Info: José Alberto Riveros • betoriveros67@gmail.com • ABRIL » 4 al 6 XI Congreso Nacional de Patología y V Congreso Nacional de Citología.

Organizado por la Sociedad Ecuatoriana de Patología.

Quito. Ecuador.

Info: http://sep-ec.com/# • ABRIL » 15 al 20 II Curso Internacional Teórico-Práctico de Citopatología y Biología Molecular del Cáncer.

Facultad de Ciencias de la Salud de la Universidad de Granada (UGR).

Sede Mojácar. Almeria. España.

Info: http://www.cmclabc.org/evento.php?evento=55 Correo: panamtecmed@gmail.com • MAYO » 2 al 4 XXV Congreso Brasileiro de Citopatología. Camboriú. SC. Brasil.

Info: http://www.portalsbc.com.br/congresso/ • MAYO » 14 al 18 5º Congreso Argentino de Microscopía SAMIC. La Falda.

Córdoba.

Info: http://samic2018.congresos.unc.edu.ar/ • JUNIO » 28 al 30 Reunión Invernal Sociedad Argentina de Patología.

C.A.B.A • OCTUBRE » 19 y 20 Primer Congreso Internacional de Morfofisiopatología y Citodiagnóstico. Santiago de Chile.

• NOVIEMBRE » 15 al 17 47º Congreso Argentino de Patología. C.A.B.A

• TALLERES DE HISTOTECNOLOGIA MAYO » Panel de mama por IHQ JUNIO » Citotecnología aplicada a Histotecnología JULIO » Macroscopía - coordinación con área técnica AGOSTO » Neurohistotecnologia SEPTIEMBRE » Histotecnología forense OCTUBRE » Preparación de muestras para MET Información a partir de marzo en la web www.ht.org.ar

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ARTÍCULO XXIII CONGRESO ARGENTINO DE HISTOTECNOLOGÍA » 2017 1º PREMIO CATEGORÍA PROFESIONALES

Ablandamiento de la Cutícula de Acyrthosiphum pisum con Quitinasa Sigma® para el seccionamiento en parafina Autores Vanesa N. Villar; Cristian Calvo Rey; Norma B. Pozzo; Víctor Hugo Tomasi Institución Instituto Superior de Formación Docente y Técnica Nº 43 Dirección Santamarina N° 183. Lobos, Buenos Aires. Argentina E-mail vhtmagno@gmail.com Acyrthosiphum pisum es un pulgón (aphid) que parasita una diversidad de plantas, en particular leguminosas. Toda mejora de procesamiento de muestras entomológicas para la obtención adecuada de preparados histológicos, sería de interés en docencia e investigación de este pulgón.

Este Aphid presenta un exoesqueleto que dificulta la obtención de cortes de parafina, ya que su cutícula “arrastra” los tejidos blandos subyacentes originando secciones de escasa calidad.

En bibliografía se informan diferentes técnicas de ablandamiento de la cutícula. Entre ellas, las enzimáticas serían de mayor utilidad, tal como se informó en un trabajo previo que utilizó Quitinasa.

El presente se realizó con el propósito de determinar el tiempo de exposición óptimo de Quitinasa que permita el ablandamiento adecuado de la cutícula de este pulgón para la obtención eficiente de cortes de parafina. A priori, la hipótesis es que tiempos reducidos de actividad enzimática son suficientes para el ablandamiento del exoesqueleto de este insecto.

OBJETIVOS 1. Ablandar la cutícula de Acyrthosiphum pisum con Quitinasa Sigma® para la confección de cortes de parafina de calidad.

2. Determinar tiempos de exposición para el adecuado ablandamiento cuticular. 3. Comparar el método con lo informado en la literatura.

MATERIALES Y MÉTODO Muestras enteras de pulgón adulto fueron fijados 6«

con Formol-PBS durante 48 hs a temperatura ambiente. Tras lavar con agua común, las muestras se colocaron en buffer de Acetatos a pH 6,0 durante 10 minutos a 25°C. Posteriormente, 4 individuos por vial fueron sumergidos en solución enzimática (cada vial se rotuló como A-B-C) e incubaron a 25°C durante 3-6-12hs, respectivamente. Un grupo adicional no fue tratado. Tras el tiempo de exposición de cada vial, se retiraron de la estufa, lavaron en agua destilada y procesaron para su inclusión en parafina como en la rutina. La solución enzimática se preparó con Quitinasa al 0,1% en buffer de Acetatos a pH 6,0 (C# 6137, Sigma Chemical Co. St. Louis, MO), teniendo en cuenta que la Actividad enzimática es 200 Unidades por gramo sólido y cuya definición equivale a: 1 Unidad de enzima libera 1,0 mg de N-acetyl-D-glucosamina, a partir de la quitina en las condiciones experimentadas. Tras cortar con micrótomo, las secciones se colorearon con Azul de Toluidina (Merck) al 0,5% (ATO) en solución de borato de sodio al 1%.

RESULTADOS Las muestras tratadas con 6 horas de incubación arrojaron los mejores resultados de ablandamiento.

La histología conservada mostró además coloración eficiente. Las inclusiones mostraron una dureza homogénea que facilitó el corte, comparado con las muestras no tratadas. Tiempos diferentes al usado no mejoraron las preparaciones histológicas.

CONCLUSIONES Acyrthosiphum pisum posee una cutícula compuesta por quitina. El grosor y dureza de la cutícula de los insectos cambia significativamente entre especies, lugar del cuerpo y estadio de desarrollo y es un obsRevista de la Soc. Arg. de Histotecnología // Vol. 28, N° 1 // 2018

Tiempos menores al sugerido no mejoraron la calidad del corte. Estos hallazgos concuerdan con el hecho que los tiempos de exposición deberían ajustarse de manera proporcional al grosor del exoesqueleto, según la especie bajo estudio o etapa de su desarrollo.

En referencia a la concentración, empleamos la recomendada en la literatura, pero será nuestro próximo objeto de estudio en paralelo con costos-beneficios. Por otro lado, consideramos importante destacar que la aplicación de sales o ácidos inorgánicos son ablandadores satisfactorios de la cutícula, pero en nuestro caso se observaron alteraciones en las propiedades de la tinción posterior. En este sentido y al igual que la hematoxilina-eosina, el Azul de toluidina-borato sódico es una coloración de rutina en entomología; ésta, mostró tinción inadecuada debido a la pérdida de la composición química original de las macromoléculas tisulares por acción de dichos compuestos inorgánicos. Si bien con la quitinasa hay liberación de N-acetyl-D-glucosamina a partir de la cutícula, la tinción ATO produce una coloración alocromática beneficiosa con las estructuras quitinosas remanentes y no altera la coloración ATO del resto de los tejidos.

Histoquímica en Patología Forense... un enigma a resolver...

Autores Ht. Roccati S; Dra. Berutto MV1; Dra. Cadierno A2; Dr. Kuverling L3 1 Servicio de Patología Forense IML Rosario Poder Judicial Santa Fe 2 Directora IML Rosario Poder Judicial Santa Fe 3 Médico Forense IML Rosario Poder Judicial Santa Fe Institución Instituto Médico Legal, 3 de febrero 4001, Rosario, Santa Fe E-mail mvaleriaberutto@hotmail.com INTRODUCCIÓN La histoquímica es un conjunto de métodos que mediante reacciones químicas permiten poner de manifiesto la presencia y distribución de moléculas a nivel tisular, obteniendo así un producto final coloreado para su posterior estudio microscópico.

o sospechosas de criminalidad que requieran intervención judicial. El principal desafío es obtener preparados óptimos para su posterior visualización, teniendo en cuenta que en este ámbito la putrefacción tisular es uno de las principales limitantes para la obtención de preparados de calidad.

MATERIALES Y MÉTODOS

OBJETIVO En el ámbito forense las técnicas de coloraciones especiales son utilizadas para confirmar o descartar lo observado en primera instancia con hematoxilina y eosina. El objetivo es garantizar un diagnóstico certero y confiable en muertes naturales, violentas Revista de la Soc. Arg. de Histotecnología // Vol. 28, N° 1 // 2018

De rutina en el laboratorio de Patología Forense del IML de Rosario se aplican y modifican periódicamente los protocolos convencionales para la obtención de resultados satisfactorios como por ejemplo la utilización de carbonato de litio en viraje de hematoxilina y eosina sin floxina para lograr un mejor »7

1º PREMIO CATEGORÍA PROFESIONALES

táculo en el estudio de la histología de diversos órganos de insectos, cuando incluidos en parafina. Esta dureza provocaría “arrastres” de los tejidos blandos subyacentes provocando secciones deficientes. Si bien estos pulgones presentan un exoesqueleto quitinoso ligeramente duro, es suficiente para obtener preparados con artificios de corte al micrótomo. De acuerdo a los resultados obtenidos, concluimos que la Quitinasa Sigma es una técnica de ablandamiento cuticular muy eficiente, con tiempo reducido de exposición, 6 horas para el Acyrthosiphum pisum. Las dehiscencias tisulares provocadas son poco significativas, las cuales podrían deberse más a la fijación de la muestra que al procesamiento de ablandamiento cuticular y corte con micrótomo.

1º PREMIO CATEGORÍA ALUMNOS

contraste de los mismos.

En los casos de electrocución, según se cita en la literatura, el diagnóstico de certeza se realiza con microscopía electrónica. Sin embargo, las tinciones de Rojo Congo y Acido Rubeánico permiten arribar a conclusiones diagnósticas.

La técnica Tricrómica de Masson, es útil para diferenciar entre orificio de entrada en herida por proyectil de arma de fuego con el orificio de salida, así como para la visualización en detalle de glóbulos rojos en tejidos putrefactos, poniendo en evidencia la vitalidad de la lesión. Además es posible plantear estimativamente el tiempo evolutivo de la lesión (data de la lesión) mediante la utilización de Pigmento Férrico. Además, en los laboratorios en donde no se cuenta con técnicas de inmunohistoquímica aplicables al ámbito forense, la realización de ciertas coloraciones especiales permite obtener información de valor diagnóstico, como sucede ante situaciones donde resulta indispensable dirimir si el niño nació

con vida o no. En estos casos adquiere especial valor la identificación de elementos inflamatorios, en especial los mastocitos, los cuales tienen afinidad tintorial por el Giemsa y Azul de toluidina.

CONCLUSIÓN En síntesis, podemos decir que la histoquímica es un método sencillo, confiable, económico y de innegable valor como complemento de las coloraciones de rutina, facilitando el diagnóstico histopatológico el cual permite confirmar, modificar o descartar lo observado macroscópicamente, dando así mayor solidez científica al estudio de la autopsia.

BIBLIOGRAFÍA Manuel Salguero Villadiego; José Blanco Pampin (2015), Histopatología forense, Madrid, Edita: Ministerio de Justicia. Secretaria Gral. Técnica.

Técnica de Robertson: 1917-2017.

Tinción Supravital con Azul brillante de Cresilo para Reticulocitos Autores Florencia Del Mármol; Aldana Ferzzola; Gabriel Bevilacqua; Olner Carllinni; Víctor Hugo Tomasi Institución Instituto Superior de Formación Docente y Técnica Nº 43 Dirección Santamarina N° 183. Lobos, Buenos Aires. Argentina E-mail vhtmagno@gmail.com La coloración supravital es una herramienta útil cuando se persigue el estudio de componentes celulares, tanto en enseñanza como en diagnóstico citológico. El colorante se aplica a células todavía vivas, antes de fijarlas. Diversos colorantes se emplean para la tinción supravital y el Azul brillante de Cresilo es un ejemplo. En 1917, Robertson lo aplicó durante un estudio sobre producción de sangre y evaluó la cantidad de reticulocitos, en función de la eritropoyesis.

En la actualidad el método de Robertson tiene aplicación en medicina. En el campo de la Histotecnología, la tinción supravital es de interés. Por tanto, desde dicho contexto, el propósito del presente es 8«

socializar un reconocimiento a Oswald H. Robertson, en su centenario, dada la importancia clínica de su técnica.

OBJETIVOS 1. Relevar bibliografía específica que permita conocer el contexto científico sobre coloración supravital, desde el cual se introduce el método de Robertson para la tinción de reticulocitos.

2. Realizar la Técnica de Azul Brillante de Cresilo (AzbC.) en frotis de sangre para colorear supravitalmente Reticulocitos.

3. Determinar los avances metodológicos de la Revista de la Soc. Arg. de Histotecnología // Vol. 28, N° 1 // 2018

coloración de Robertson para reticulocitos, en función de modificaciones técnicas posteriores. Materiales y Método: Literatura de prestigio, que incluye textos de Romeis (1928), Fisher (1951), Baker (1958), Pearse (1960), Thompson (1966), Lillie (1977), Crocker & Burnett (2006), Henry (2007), Quesada (2014) y “paper” de referencia fueron analizados.

TÉCNICA Para la técnica, se tomaron muestras de sangre periférica obtenida por punción venosa en condiciones asépticas. 3 ml de cada muestra se colocaron en 0,5 ml de Citrato de Na 3,2% para evitar coagulación. Tras homogenizar suavemente, se colocó 0,5 ml de sangre en Tubos Cónicos, rotulados como A y B para cada muestra. Sólo al Tubo A se le adicionó 0,5 ml de Azul brillante de Cresilo (Merck) al 1% en Solución Fisiológica-citratada (4/1) e inmediatamente se incubaron ambos Tubos a 37°C durante 15 minutos en Baño María. Luego, se centrifugaron a 1.500 r.p.m. durante 10 minutos. Se descartó el sobrenadante del Tubo A y colocaron 3 gotas del sobrenadante del Tubo B, con el fin de resuspender el sedimento celular del Tubo A. Se realizaron frotis en portaobjetos y observaron con microscopio ARCANO a 100X con aceite de inmersión.

RESULTADOS El AzbC. en S.F. tiñe supravitalmente remanentes de ARN citoplasmáticos en reticulocitos, tal como obtuvimos con la técnica desarrollada en nuestro laboratorio. Los textos más antiguos fueron los que más datos aportaron para realizar este seguimiento, ya que lo publicado mostró ser actualizado para la época de edición del libro dada su importancia hematológica; mientras que, los textos más nuevos, si bien reportan la técnica del Azul brillante de Cresilo y su aplicación, no informan su devenir histórico,

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siempre haciendo mención a la coloración supravital de reticulocitos. Esta técnica tuvo diversas modificaciones; no obstante, la mayoría tienen aplicación hematológica.

Desde este contexto, se observó que esta técnica supravital es la más empleada para diagnóstico citológico en la actualidad. Asimismo, observamos que la expansión de la microscopía electrónica a partir de la década del ‘40 del siglo pasado y el desarrollo de la enzimo e inmunohistoquímica años después, hizo que la histoquímica supravital tuviera poca aplicación en el diagnóstico cito-histológico. Sólo se cita literatura cuando la tinción supravital es de relevancia en docencia y en trabajos relacionados con reticulocitos.

CONCLUSIONES De acuerdo a estos hallazgos, concluimos que la coloración con AzbC. para teñir Reticulocitos es el método supravital más empleado actualmente en medicina y que la misma surgió desde el seno mismo de la histología. Fue sorpresivo, además, encontrar que el método de Robertson cumple 100 años de uso en el diagnóstico clínico; por ello, el presente trabajo significa al mismo tiempo, un Homenaje, el cual deseamos compartir con la comunidad histotecnológica. Es que en Histotecnología son varias las técnicas que aplicaron colorantes supravitales desde mediados del Siglo XIX. Hoy en día, si bien esta técnica supravital tendría más uso en docencia e investigación hematológica que en anatomía patológica, es en el terreno de la histotecnología donde más se sabe y debate sobre la metodología supravital, de allí la presentación de nuestro trabajo en este evento científico para aportar desde nuestra área a la docencia sobre coloración biológica.

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ARTÍCULO XXIII CONGRESO ARGENTINO DE HISTOTECNOLOGÍA » 2017 MENCIÓN ESPECIAL

Evaluación de dos sustitutos de Xilol en Procesamiento Automatizado en el Servicio de Patología Hospital Garrahan Autores Ht Laura Latorre; Ht Brenda Almirón; Ht Belén Larghi; Ht José Maguregui; Ht Sandra Camarero Institución Hospital de Pediatría Juan P. Garrahan Dirección Combate de los Pozos 1881, Buenos Aires, Argentina E-mail sacmtj@yahoo.com.ar

INTRODUCCIÓN Históricamente el xilol es el agente aclarante universalmente utilizado. El mismo provoca efectos adversos tanto para la salud de los trabajadores como para el medio ambiente.

En la actualidad existen alternativas de agentes aclarantes denominadas sustitutos de xilol que presentan menor toxicidad.

OBJETIVOS Analizar nuevas alternativas comerciales de sustitutos de xilol comparándolas con el agente tradicional.

Optimizar las condiciones de procesamiento de estos sustitutos a fin de establecer parámetros que permitan mantener la calidad de las muestras de alta complejidad de nuestro laboratorio.

MATERIALES Y MÉTODOS Se realizó un estudio prospectivo y experimental utilizando dos alternativas de agentes aclarantes en el mercado, las cuales disponían de información detallada del insumo y protocolos que se tomaron como referencia. Los mismos se denominan Bioclear (Biopack) y Neoclear (Merck).

Se colectó tejido excedente de biopsias correspondientes a muestras previamente diagnosticadas

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y se establecieron tres grupos de 171 cápsulas cada uno representando 17 tejidos distintos (grupo 1: xilol; grupo 2: Bioclear; grupo 3: Neoclear). Se procesaron alrededor de 34 cápsulas por día de cada grupo durante cinco días consecutivos para establecer los niveles de saturación de los distintos sustitutos y evaluar la reproducibilidad del procesamiento.

Se realizaron cortes entre 2 y 5 micrones y luego coloraciones de H&E, histoquímica e inmunohistoquímica y se evaluó preservación morfológica, histoarquitectura y calidad de las determinantes antigénicas para los tres grupos.

RESULTADOS No se observaron diferencias significativas entre el procesado de rutina implementado en el servicio y sendos sustitutos de xilol en cuanto morfología, histoarquitectura, preservación antigénica y calidad general.

Se establecieron las condiciones óptimas para la utilización de ambos sustitutos de manera tal que los mismos podrían ser incorporados en el servicio y evitar así los efectos adversos del xilol.

En el transcurso de la semana los líquidos para el procesamiento se mantuvieron en óptimas condiciones.

En una segunda etapa se realizarán las pruebas de biología molecular a fin de comprobar la calidad de los ácidos nucleicos.

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ARTÍCULO

Introducción al Análisis Digital de Imágenes Autor José Pellegrino Institución Instituto de Fisiología Experimental (IFISE) CONICET - Univ. Nacional Rosario, Argentina E-mail jpellegr@fbioyf.unr.edu.ar

IMÁGENES. DEFINICIÓN Y PROPÓSITO DEL ANÁLISIS CIENTÍFICO DE IMÁGENES «...cuando no se puede medir o expresar en números aquello de que se habla, el conocimiento que se posee es pobre o defectuoso; puede ser un principio de conocimiento, pero difícilmente podría decirse que ha alcanzado la categoría científica, cualquiera sea la materia que se trate...»

Lord Kelvin, 1883

Se puede argumentar que los tres componentes más importantes de cualquier manuscrito -en términos de atraer científicos para leer el artículo completo- son el título, resumen y figuras. Como representaciones visuales de los datos, las figuras deben transmitir gran parte del mensaje del estudio.

Las figuras son representaciones visuales de los datos (más grande/pequeño, más/menos coloreado, más largo/corto, etc.), por lo tanto, se deben extremar las precauciones para que trasmitan el mensaje del estudio.

Las imágenes son producidas por diversos instrumentos: cámaras de video, fotográficas, rayos X, microscopios electrónicos, radar, ultrasonidos y usadas para diversos propósitos, incluyendo entretenimiento, médicos, negocios (documentos), industrial, militar, civil (tráfico), seguridad y científico.

El objetivo en cada caso es para un observador (hu-

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mano o máquina) extraer información útil acerca de la escena en estudio.

A menudo la imagen “en crudo” no es apropiada directamente para este propósito, y debe ser procesada de alguna manera. Dicho procesamiento es llamado realce de la imagen (image enhancement) y el procesamiento realizado por un observador para extraer información es llamado análisis de imágenes (image analysis).

El realce de imagen ha sido hecho por medios químicos, ópticos y electrónicos, mientras que el análisis se hace principalmente asistido por computadora.

Una imagen no es una medida directa de las propiedades del objeto en estudio, sino que es una compleja interacción entre varios procesos físicos: la intensidad y distribución de la iluminación, la física de la interacción de la radiación con la materia en la escena, la geometría de la proyección de la radiación reflejada o transmitida de 3 dimensiones al espacio bidimensional del plano de la imagen y finalmente las características electrónicas del sensor.

¿POR QUÉ HACER ANÁLISIS DE IMÁGENES? ¿CÓMO CLASIFICAN LOS HUMANOS LOS OBJETOS? El método humano es el reconocimiento de patrones basado en la múltiple exposición a muestras conocidas.

Revista de la Soc. Arg. de Histotecnología // Vol. 28, N° 1 // 2018

Construimos “moldes mentales” de objetos, esta información acoplada con otra acerca de un objeto, permite una rápida clasificación del objeto con algún grado de objetividad, pero siempre hay un elemento subjetivo.

Desde pequeños a los humanos se nos expone repetitivamente a distintos objetos y, a partir de esa exposición múltiple, el cerebro construye “moldes mentales”, lo cual nos permite un rápido reconocimiento del objeto.

Por ej. se pueden distinguir y clasificar rápidamente las sillas de la imagen superior ya que el “molde mental” del cerebro nos permite reconocer las formas fácilmente.

Sin embargo, las imágenes inferiores no nos permiten una rápida identificación ya que se alejan de ese “molde”. ¿Por qué hacer análisis digital de imágenes?

1 | HERING ILLUSION

Somos sensibles a: • Diferencias en contrastes. Tendemos a sobrestimar la cantidad o medida de un objeto si hay alto contraste vs. bajo contraste. P ---- P • Cambios en la perspectiva y profundidad.

• La orientación de la iluminación, preferimos que la luz venga de arriba.

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2 | ZOLLNER ILLUSION

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ARTÍCULO

5 | AMBIGUOUS TRIDENT

3 | POGGENDORFF ILLUSION

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4 | MÖLLER-FRANZ ILLUSION

¿Cuál es más brillante? ¿A o B? Observe primero la imagen de la izquierda, luego de su respuesta, observe la imagen de la derecha. ¿Aún está seguro que puede interpretar intensidades de gris con sus ojos?

El análisis asistido por computadora (digital), supera al procedimiento efectuado con nuestros ojos.

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Nuestros ojos • Son buenos ajustadores de contraste, pero malos en distinguir sutiles variaciones de un color.

• Pueden discernir alrededor de 30 niveles continuos de gris o color en un campo visual.

• No son buenos jueces de distancia.

• No pueden reproducir medidas con precisión.

Nuestros ojos no son confiables al interpretar determinadas imágenes. Por ej.: (1-2) las líneas no parecen paralelas, (3) la línea parece “quebrada”, (4) las flechas parecen de distintas medidas, (5) dibujo imposible (el cilindro central sale de “la nada”, (6) cuántos tonos de blanco o negro se pueden observar?

¿Por qué hacer análisis digital de imágenes?

• Mejor definición de áreas contrastantes • Mejor precisión/exactitud en las mediciones • Reproducibilidad de resultados • Mayor rendimiento que los métodos manuales Pasos involucrados • Adquisición de imágenes • Procesamiento de las imágenes Revista de la Soc. Arg. de Histotecnología // Vol. 28, N° 1 // 2018

• Medición de regiones de interés • Análisis de los datos • Reporte de resultados Adquisición de imágenes • Indiscutiblemente, el aspecto más importante • Es esencial la configuración apropiada del sistema de imágenes (microscopio, cámara, luz ambiental, etc.)

• Obtener el máximo contraste y rango dinámico • Reducir “ruido” y otros artefactos indeseados La Adquisición de imágenes es el momento donde se deben tener en cuenta todos los recaudos: configuración correcta del sistema de imágenes, luz ambiental. Es preferible invertir unas horas en esta etapa antes que meses de algoritmos para corregir errores que podrían haberse evitado fácilmente. Por regla general debe asumirse que: “si entra basura, sale basura”.

Digitalización Aunque estamos familiarizados con imágenes fotográficas, sin embargo, no se brindan por sí mismas para el análisis por computadora dado que éstas trabajan con información numérica más que con información gráfica. Para procesar una imagen en una computadora, primero debe convertirse en un formato numérico. Este proceso es conocido como digitalización de imágenes. La digitalización convierte señales análogas en bits que son representados como unos (1) y ceros (0).

El proceso de digitalización divide una imagen en una grilla, o arreglo, de muy pequeñas regiones llamadas “picture elements” o “píxeles”. En la computadora la imagen es representada por esta grilla digital o “bitmap”. Cada pixel en el bitmap es identificado por su posición en la grilla (x,y) (fila, columna).

Por convención, los píxeles son referenciados desde la esquina superior izquierda, la cual es considerada como la posición 0,0 (fila 0, columna 0).

Cálculos binarios para la cantidad de tonos representados por profundidades de bits comunes: Las imágenes de dos tonos, blanco y negro, son de un bit, a medida que las imágenes se convierten a más bits, se obtienen más valores de gris. Las más usuales son las de 8 bits o sea 256 tonos de gris.

1 bit (21) = 2 tonos 3 bits (23) = 8 tonos 8 bits (28) = 256 tonos 16 bits (216) = 65536 tonos

2 bits (22) = 4 tonos 4 bits (24) = 16 tonos 12 bits (212) = 4096 tonos 24 bits (224) = 16.7 millones de tonos

Los dos rectángulos, blanco y negro, mostrados previamente, tienen en realidad 12 tonos de blanco y de negro cada una, demostrando así, la incapacidad del ojo humano de discernir entre esta sutil variedad de tonalidades. La computadora los puede distinguir fácil y rápidamente.

0 ---- 12

243 ---- 255

Formatos de Imágenes: Cuando una imagen es digitalizada, cada píxel en la imagen es muestreado, y su brillo es medido y cuantificado. Esta medida origina un valor entero para el píxel que representa el brillo de la imagen en ese punto. Dicho valor es almacenado en el correspondiente píxel del bitmap.

El ancho y alto de los píxeles en el bitmap son elegidos y fijados, constituyendo la resolución espacial.

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Las imágenes digitales se pueden guardar en distintos formatos. Cada uno se corresponde con una extensión específica del archivo que lo contiene.

Los más utilizados en la actualidad son: BMP, GIF, JPG, TIF y PNG. Además, deben considerarse los “propietarios” de cada cámara (RAW), los cuales sólo pueden visualizarse con el programa que trae cada marca de cámara.

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ARTÍCULO

El formato JPG, es apropiado para trasmitir imágenes por internet, ya que las comprime, facilitando así el tráfico. Dicha compresión es irreversible, por lo tanto, no lo hace apropiado para su posterior análisis.

El formato apropiado para realizar Análisis de Imágenes es TIFF, ya que no comprime la imagen y por lo tanto no hay pérdida de la información.

Imagen TIF: 1738 Kb

Imagen JPG: 213 Kb

Diferencia entre TIF y JPG

El histograma muestra qué deficiencias en brillo/ contraste existen en una imagen: Imágenes con bajo contraste tendrán histogramas agrupados alrededor de una porción muy estrecha del rango de color. La posición del agrupamiento indicará si la imagen es muy oscura, muy clara o simplemente muy gris.

Ajustes del brillo, contraste y gamma modifican la forma del histograma y, por lo tanto, es posible corregir las deficiencias en la imagen. Si se observan picos bien definidos y distribuidos por el eje x, es probable que se obtenga una buena separación entre los objetos y el fondo. Los objetos a ser medidos deben ser diferenciados del resto (segmentación) mediante la separación por colores o niveles de grises.

Aunque el ojo humano no perciba las diferencias entre ambos formatos, la computadora puede distinguirlas fácilmente.

Procesamiento de la imagen • Maximiza Brillo/Contraste • Reduce Artefactos • Separa Objetos del Background • Realza Datos No-Visuales (datos visibles a la cámara, pero no al ojo) ¿Qué es ‘Ajuste del contraste’?

Modificar los niveles de contraste, brillo y gamma para obtener la mejor imagen posible.

• Contraste: El grado de diferencia entre las partes más oscura y la más clara de la imagen • Brillo: La cantidad total de luz en una imagen • Gamma: Mejora el contraste en áreas de la imagen muy claras o muy oscuras

HISTOGRAMA DE GRISES. SEGMENTACIÓN. PROCESAMIENTO DE IMÁGENES COLOR. Histogramas: Miden e ilustran en forma gráfica, el brillo y contraste de una imagen. El eje x representa la intensidad (valores de gris 0→255) y la ordenada mide el nro. de píxeles que poseen ese valor en la imagen.

Cuando se trabaja con imágenes en escala de grises, el eje x representa valores de gris de 0 a 255, si se trabaja con imágenes de color verdadero (true color) se puede elegir entre luminosidad combinada o sus canales de color separados.

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>BRILLO

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ARTÍCULO >CONTR

>GAMMA

Identificar Regiones de Interés • Seleccionar mediciones apropiadas • Si es necesario, segmentar (threshold) la imagen para seleccionar objetos • Aplicar parámetros de medición a la imagen (Área, intensidad color, perímetro, etc.)

Software para análisis de imágenes • Image-Pro Plus (Media Cybernetics) • Metamorph (Universal Imaging) • BitplaneImaris • Axiovision (Carl Zeiss) • NIS Elements (Nikon Imaging System, Nikon) • SigmaScan Pro (SPSS) • ImageJ (NIH) (gratis) RESUMEN • ¡Adquisición de la imagen es Crítica!

• Realzar brillo/contraste para revelar regiones débiles • Aplicar filtros para mejorar la calidad de la imagen • Aplicar factores de medida y editar los datos resultantes • Analizar los resultados REFERENCIAS

Pseudocolor basado en escala de grises o luminancia La visión humana es más sensible al color. Pseudo color asigna un color distinto a cada porción de gris, lo cual posibilita visualizar variaciones sutiles de gris

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• González, R.C. and Woods R.E. 2002. Digital Image Processing.

2nd ed. Prentice Hall. Upper Saddle River, NJ. • Russ, J.C. 2011. The Image Processing Handbook. 6th ed. CRC Press. BocaRaton, FL. • Cromey D.W. 2007. Digital Imaging: Ethics. http://swehsc.pharmacy.arizona.edu/exppath/micro/digimage_ethics.php • John C Russ. 2004. Proceedings RMS vol. 39/2. Seeing the Scientific Image • Jerry Sedgewick. 2008. Scientific Imaging with Photoshop.

New Riders Eds, Berkeley, CA

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ARTÍCULO

Tratamiento de la Biopsia Renal Autor Dr. Emanuel Bottasso Nefropatólogo. Rosario, Santa Fe E-mail emibottasso@hotmail.com Como sucede con otros tipos de biopsias para el diagnóstico de patologías clínicas no tumorales (biopsia de músculo estriado esquelético, biopsia de nervio periférico), el tratamiento de la biopsia renal difiere significativamente del estudio del resto de las biopsias que normalmente realizamos.

Es así que diferentes factores, tales como las peculiaridades microanatómicas del glomérulo y la naturaleza inmunológica de las patologías, nos obligan a abordar el análisis de este órgano a través de al menos tres técnicas básicas: la microscopía óptica (MO), la inmunofluorescencia directa (IFD) y la microscopía electrónica de transmisión (MET).

Idealmente, una persona idónea en la materia debe disponer del material biópsico en fresco al momento de la punción para analizarlo a través de un microscopio estereoscópico y proceder a fraccionar la muestra para las tres técnicas, asegurándose la real existencia de glomérulos permeables en los diferentes fragmentos.

CILINDROS DE RIÑÓN OBSERVADOS CON MICROSCOPIO ESTEREOSCÓPICO. Arriba: corteza renal en alto (glomérulo señalados con flecha azul).

Abajo: médula renal.

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El fragmento obtenido para microscopía óptica es fijado para su posterior inclusión en parafina. No siendo óptimos los resultados morfológicos obtenidos con la fijación en formalina (formaldehido 4%), otros fijadores se han propuesto como alternativas a lo largo de los años. El uso de la solución de Zencker fue reemplazada por soluciones menos tóxicas y menos costosas como el Bouin (que altera no obstante la antigenicidad del tejido para la posterior realización de técnicas de inmunohistoquímica en caso de ser necesario e imposibilita la realización de estudios de biología molecular), el AFA y la solución de Serra (ambas compuestas por formaldehido 40%, ácido acético glacial y alcohol etílico absoluto). Éstas últimas dos no comprometen la antigenicidad ni dañan el genoma y son por tanto las preferidas en múltiples centros de Europa. Los cortes con micrótomo del material para microscopía óptica no deben sobrepasar en ningún caso las 2-3 micras de espesor para una correcta evaluación de la celularidad. Por otro lado, son necesarios no menos de 20 niveles histológicos en cortes seriados sobre diferentes portas para su tinción con cuatro coloraciones de rutina: HE, PAS, Tricrómica de Masson y Metenamina de Jones.

El estudio seriado con las diferentes coloraciones permite evaluar las propiedades histoquímicas de una misma lesión histológica, siendo ésta una condición indispensable para un correcto diagnóstico.

MO: Tricrómica de Masson. Glomérulo con focos de necrosis fibrinoide y proliferación extracapilar.

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Un fragmento en fresco para realizar estudios de IFD debe ser obtenido a partir de los cilindros y congelado. Como las patologías mediadas por depósitos de inmuno-complejos son de distribución difusa, basta contar con algunos pocos glomérulos en esta muestra. El tejido debe ser incluido en OCT y rápidamente congelado (“snap frozen”). A tal fin se utiliza idealmente el nitrógeno líquido (-190ºC aproximadamente) y el tejido puede ser conservado hasta su procesamiento en freezer de -80ºC por largos períodos de tiempo.

En nuestro medio en ocasiones se sustituye el nitrógeno líquido por dióxido de carbono líquido, más fácilmente disponible, y se mantiene en freezeres de -20ºC. En estas condiciones el corte no debe postergarse demasiado. La congelación dentro mismo del crióstato no es recomendable para la obtención de una muestra de buena calidad técnica.

Las secciones para esta segunda técnica se realizan con crióstato sobre portas con carga positiva y, de la misma manera que los cortes para MO, deben ser de no más de 3 micras y seriadas. Luego de la fijación en acetona fría se procede a realizar la inmunofluorescencia. El panel de rutina debe incluir 10 reactivos: para las cadenas pesadas de la IgA, la IgG y la IgM (α,γ y µ), para las cadenas livianas de las inmunoglobulinas (κ y λ), para las fracciones del complemento (C3, C4 y C1q), para Fibrinógeno y Albúmina.

De esta forma podremos evaluar la presencia o ausencia de depósitos de inmuno-complejos, su tipo, localización, patrón y cuantía, así como sus capacidades para activar el sistema del complemento.

El Fibrinógeno nos permite poner en evidencia los focos de necrosis fibrinoide y eventualmente la presencia de trombos en las luces vasculares. La Albúmina nos orienta en el tejido y nos remarca todo depósito proteico inespecífico.

En casos puntuales, otras técnicas de inmunofluorescencia/inmunohistoquímica pueden ser realizadas con fines diagnósticos: para determinación de tipo de Amiloidosis, para evaluar la expresión de las cadenas del colágeno tipo IV en enfermedades genéticas, para establecer el carácter primario o secundario de una Glomerulonefritis Membranosa, por ejemplo.

IFD: glomérulo con depósitos subendoteliales de IgG (Nefritis Lúpica Clase IV).

Si bien la MET sólo es necesaria en un 20% de los casos estimativamente, en la mayoría de las ocasiones no podemos conocer “a priori” (antes de la evaluación de la MO y la IFD) si la realización de esta técnica será necesaria o no. Por tanto, lo aconsejable es tomar siempre un pequeño fragmento del tejido en fresco que contenga uno o dos glomérulos y reservarlo para un eventual estudio ultraestructural en caso de ser requerido.

La recuperación del material fijado e incluido en parafina o del material congelado para su estudio ultraestructural puede intentarse si no se dispone de tejido para MET, pero tendremos lógicamente artefactos técnicos. El fragmento para MET debe fijarse en solución de Karnosvky (paraformaldehido en buffer cacodilato y glutaraldehido). Tras una post-fijación en osmio el tejido es deshidratado e incluido en resinas plásticas, que otorgan al taco una resistencia distinta a la de la parafina.

Los primeros cortes con ultramicrótomo se hacen a un espesor estimado de 120 nm y se tiñen sin deplastificar con Azul de Toluidina. Son los llamados “cortes semifinos”, denominándose la técnica “microscopía óptica de alta resolución” (MOAR). La observación de estos preparados con un microscopio de luz normal nos permitirá evaluar las características de la muestra de la que disponemos y seleccionar el fragmento de tejido sobre el que se realizará el “corte fino” de 90 nm que se montará sobre una grilla para llevar al microscopio electrónico. Es así que, con extremo cuidado, el histotecnólogo procederá a tallar el taco original para dejar expuesta sobre la superficie del mismo sólo una mínima porción del tejido: el área seleccionada.

La MET es la única técnica capaz de establecer fehacientemente la localización de los depósitos de inmuno-complejos, el carácter amorfo o estructurado de

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los mismos, el espesor, la textura y los contornos de las membranas basales, la fusión pedicelar y muchas otras alteraciones sobre las que se sustenta el diagnóstico de patologías especificas, volviéndose como resulta claro, indispensable en un porcentaje no menor de casos.

En resumen, vemos que el tratamiento de la biopsia renal es complejo: necesita de técnicas de procesamiento particulares y de una gran minuciosidad de parte del histotecnólogo para que los resultados sean óptimos y podamos ofrecer al paciente un diagnóstico certero que posibilite un encuadre terapéutico adecuado.

MET: Enfermedad por Depósitos Densos (DDD).

BIBLIOGRAFÍA 1) Jennette JC et al. Primer on the Pathologic Diagnosis of Renal Disease en Heptinstall’s Pathology of the Kidney, Sexta Edición, Lippincott Williams & Wilkins, Filadelfia, 2007.

2) Patey-Mariaud de Serre N. Méthodes d’études d’une biopsie rénale en Atlas de Pathologie rénale. Flammarion Médicine-Science, París, 2008.

ARTÍCULO

MOAR: Azul de Toluidina. Amiloidosis.

3) Walker PD et al. Practice guidelines for the renal biopsy. Modern Pathol 17: 1555-1563, 2007.

Revolución Tecnológica en Patología Autor Carlos Germán Nocera Lacave » Senior Biomedical Scientist Institución Connexon Global Networks Ltd. / London, Uk E-mail cgnocera@gmail.com Una rápida mirada a las transformaciones técnicas y sus implicaciones científicas, sociales y económicas en nuestra especialidad.

pacientes con cáncer.

EL DIAGNÓSTICO DEL CÁNCER y EL LABORATORIO DE PATOLOGÍA

El alcance del mercado incluye tecnologías como ISH, IHQ, la patología digital, el laboratorio de rutina y la HQ; así como instrumentos y consumibles que se utilizan para determinar la información médica destinada al diagnóstico de las enfermedades o sus condiciones.

Las pruebas de diagnóstico basado en los tejidos se llevan a cabo para la detección, el diagnóstico y el seguimiento de la respuesta a la terapia de los

El mercado mundial destinado al diagnóstico celular está segmentado en productos, tecnología, enfermedades o patologías de aplicación y usuarios finales.

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El segmento de consumibles se divide en biológicos (anticuerpos y sondas), químicos (reactivos y kits de coloración) y otros (insumos de vidrio, plástico, etc.).

Sobre la base de la tecnología, el mercado está separado en Inmunohistoquímica (IHQ), Biología Molecular, la patología digital, el laboratorio de rutina y la tinción especial (HQ).

Sobre la base de las enfermedades de aplicación, el mercado se segmenta en cáncer de mama, cáncer gástrico, linfoma, cáncer de próstata, NSCLC entre otras patologías.

Sobre la base del usuario final, el mercado de diagnóstico celular está representado por los hospitales, las compañías farmacéuticas, los laboratorios de investigación, las organizaciones de investigación por contrato, y otros.

Sobre la base de la geografía mundial, el mercado del diagnóstico celular se organiza en América del Norte, Europa, Asia y el resto del mundo.

dades de crecimiento a los integrantes del mercado.

El mercado mundial destinado al Diagnóstico Celular (Patología) del cáncer tenía un valor de USD 3,202.5 millones en 2015 y se espera llegue a USD 4,471.1 millones en 2020 a una tasa compuesta anual del 6,9% entre 2015 y 2020.

NUEVAS TECNOLOGÍAS y NUEVOS ACTORES La conquista del mercado de instrumentales y fungibles dedicados al diagnóstico del cáncer conduce a una feroz competencia comercial manifestada en la aparición de nuevas tecnologías que amplían las fronteras de la Patología y exponen a sus profesionales a nuevos desafíos.

Las fusiones de empresas del sector y el desarrollo de áreas de biociencias en muchas de ellas dan cuenta del movimiento que genera el diagnóstico celular y la necesidad de aportar alta tecnología en forma constante.

Equipos, softwares, productos consumibles, estándares de calidad y modalidades de gestión inundan la plaza con asiduidad y van marcando el rumbo del laboratorio diagnóstico.

Un importante motor para el crecimiento de la industria del diagnóstico in vitro es la creciente prevalencia de cáncer y la aparición de nuevas tecnologías.

Por otro lado, el alto grado de consolidación, los estrictos requisitos regulatorios, y la falta de presupuestos están restringiendo el crecimiento de este mercado.

Sin embargo, el alto potencial de crecimiento en las economías emergentes y el mayor uso de la medicina personalizada proporcionarán nuevas oportuniRevista de la Soc. Arg. de Histotecnología // Vol. 28, N° 1 // 2018

Mesada de trabajo

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Sobre la base del producto, el mercado está segmentado en instrumentos y consumibles. A su vez, el segmento de los instrumentos se subsegmenta en los sistemas de procesamiento de tejidos, inclusión, microtomía y de tinción; escáneres y patología digital entre otros.

ARTÍCULO

La innovación técnica colabora en la búsqueda del buen resultado, facilitando las tareas analíticas en el laboratorio y asegurando la calidad de los resultados obtenidos. Valora al paciente, al equipo de salud y al medioambiente Las tendencias actuales en el mercado mundial de automatización de laboratorio incluyen automatización de procesos, miniaturización, incorporación de la robótica en los flujos de trabajo de laboratorio y la expansión de redes de distribución de productos.

Micrótomo automatizado

La tecnología ahorra recursos y contrae los tiempos de espera y contrario a lo que se piensa, genera trabajo. El histotécnico tiene más y mejores opciones para alcanzar reproducibilidad, confiabilidad y agilidad en su trabajo y al interactuar con las empresas del sector, puede brindar valiosas experiencias de uso. El profesional del área tiene en la tecnología una herramienta que ayuda a mejorar nuestra disciplina, aportando a un mejor diagnóstico.

HISTOTECNOLOGÍA EN SUDAMÉRICA “Cansados y estresados, pero llenos de orgullo de haber cumplido con el compromiso que exige la calidad del trabajo diario” Esta frase podría representar a la gran mayoría de los profesionales de la especialidad en nuestra región, los que en una encomiable labor y a través de un trabajo semi artesanal, logran productos con altos patrones de calidad. ¡Elogiable!

Pero... ¿Cuál es el costo real de trabajar sin tecnología?

EL RIESGO

Controlador de vapores de solventes en el ambiente (asociado a sensores de mesada distribuidos en el laboratorio)

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Los avances tecnológicos nos permiten mantener el control sobre todas las actividades del laboratorio, brindar seguridad al paciente y al personal, reducir la incertidumbre sobre los procesos implementando la trazabilidad, obtener productos altamente calificados, maximizar recursos y minimizar costos, evitar accidentes y reducir el impacto ambiental.

Revista de la Soc. Arg. de Histotecnología // Vol. 28, N° 1 // 2018

ARTÍCULO La tecnología bien utilizada redunda en el beneficio de todos: Pacientes, trabajadores y medioambiente.

Pero... ¡la tecnología es costosa en esta parte del mundo!

La tecnología es onerosa en todo el mundo, pero el mercado de la Patología es tan grande que ofrece muchas alternativas, sólo hay que saber escoger.

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BIBLIOGRAFÍA • https://www.kaloramainformation.com/Worldwide-IVD • https://www.reportlinker.com/market-report/Diagnostics • https://www.marketsandmarkets.com/Market-Reports/ivd-in-vitro-diagnostics-market

Revista de la Soc. Arg. de Histotecnología // Vol. 28, N° 1 // 2018

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