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H. Mairbäurl

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T. Dünnwald

T. Dünnwald

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Neozytolyse: Elimination überschüssiger Erythrozyten nach Höhenakklimatisation

Neocytolysis: Disposal of excess erythrocytes after adaptation to high altitude

SUMMARY

Neocytolysis is the selective destruction of those erythrocytes that had been formed during stress-erythropoiesis in hypoxia in order to increase the oxygen transport capacity of blood. Neocytolysis likely aims at decreasing this excess amount of erythrocytes and hemoglobin when it is not required anymore and to decrease blood viscosity. Neocytolysis or similar processes occur upon descent from high altitude but also upon compensation of anemia in microgravity and after birth, when HbF-containing erythrocytes need to be replaced with those having HbA. Hemoglobin concentration and total hemoglobin in blood increase by 20% to 50% depending on the altitude (i.e. the degree of hypoxia) and the duration of the sojourn. Upon return to normoxia hemoglobin concentration, hematocrit, and reticulocyte counts decrease faster than expected from inhibition of stress-erythropoiesis and normal erythrocyte destruction rates. In parallel, an increase in haptoglobin, bilirubin, and ferritin is observed, which serve as indirect markers of hemolysis and hemoglobin-breakdown. At the same time markers of progressing erythrocyte senescence appear even on reticulocytes. Unexpectedly, reticulocytes from hypoxic mice show decreased HIF-1α and BNIP3 activity, which results in elevated mitochondrial activity in these cells. Furthermore, hypoxia increases the expression of miR-21, which inhibits the expression of catalase and thus decreases one of the most important mechanisms protecting against oxygen free radicals in erythrocytes. This unleashes a series of events which likely explain neocytolysis, because upon

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re-oxygenation systemic and mitochondrial oxygen radical formation increases and causes the selective destruction of those erythrocytes having impaired anti-oxidant capacity. Keywords: high altitude acclimatization, total erythrocyte volume, erythrocyte destruction, erythrocyte senescence

ZUSAMMENFASSUNG

Unter Neozytolyse versteht man das selektive Zerstören von Erythrozyten, welche während einer Stress-Erythropoese zur Erhöhung der Sauerstofftransportkapazität gebildet wurden. Wahrscheinlich dient Neozytolyse dazu, diesen Überschuss an Erythrozyten und Hämoglobin wieder abzusenken, wenn er nicht mehr benötigt wird. Damit sinkt auch die Viskosität des Blutes. Neozytolyse oder ähnliche Prozesse spielen auch nach der Kompensation der Anämie in Schwerelosigkeit und bei der Umbildung der Erythrozyten-Population nach der Geburt eine Rolle. In Abhängigkeit von Dauer und absoluter Höhe (d.h. mit zunehmendem Hypoxiegrad) steigen die Hämoglobinkonzentration und die gesamte Hämoglobinmenge um etwa 20 bis 50%. Nach der Rückkehr in Normoxie sinken Hämoglobinkonzentration, Hämatokrit und Retikulozytenzahlen schneller, als es mit einer Hemmung der Erythropoese in Normoxie und der normalen Abbaurate der Erythrozyten erklärt werden kann. Parallel dazu kommt es zu einem Anstieg an Haptoglobin, Bilirubin und Ferritin, welche indirekte Marker einer Hämolyse sind. Außerdem findet man Zeichen einer Zell-Alterung sogar in jungen Erythrozytenfraktionen, welche mittels Dichtegradientenzentrifugation isoliert wurden. Entgegen der Erwartung wurde in Retikulozyten hypoxischer Mäuse eine verminderte HIF-1α Menge, und als Folge davon ein geringere BNIP3-Aktivität gefunden, wodurch diese Retikulozyten eine erhöhte Mitochondrienaktivität aufweisen. Außerdem führt Hypoxie zur vermehrten Bildung von miR-21, welches direkt die Expression von Katalase hemmt und damit die Aktivität eines wichtigen Schutzmechanismus gegen Sauerstoffradikale inaktiviert. Zusammen könnte das einen Mechanismus bilden, welcher die Neozytolyse erklärt, denn nach Reoxygenierung in Normoxie werden systemisch und mitochondrial vermehrt Sauerstoffradikale gebildet, welche selektiv diejenigen Erythrozyten mit verminderter anti-oxidativer Kapazität zerstören. Schlüsselwörter: Höhenakklimatisation, gesamtes Erythrozyten-Volumen, Erythrozyten-Alterung, Abbau von Erythrozyten

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EINLEITUNG

Die Sauerstoffversorgung der Gewebe ist in großen Höhen wegen des verminderten O2-Gehalts der Einatmungsluft vermindert. Deshalb erfordert ein Aufenthalt in Hypoxie akute und anhaltende Anpassungsmechanismen, um die Versorgung der Gewebe mit Sauerstoff zu gewährleisten. Am einfachsten kann man diese Anpassungsmechanismen anhand der Änderung der arteriellen Sauerstoffsättigung des Hämoglobins (SO2) verfolgen. Durch den Abfall des PO2 sinkt die SO2 ab. Wegen der sigmoiden Form der Sauerstoffbindungskurve und wegen der ventilatorischen Akklimatisation besteht aber kein linearer Zusammenhang zwischen der Abnahme der SO2 und der Höhe. So kommt es in mittleren Höhen um etwa 2.000 m nur zu einer geringfügigen Abnahme der SO2 auf etwa 92%, aber zu einer deutlich stärkeren Abnahme der arteriellen SO2 in großen Höhen (z.B auf ~83% in 4.500 m) (1). Entsprechend variiert auch der arterielle O2-Gehalt (CaO2). CaO2 verändert sich wiederum nicht parallel zur Abnahme der SO2, sondern weicht in Abhängigkeit von Höhe, also dem Grad der Hypoxie und der Dauer des Aufenthalts von einer direkten Proportionalität ab (2). Bei akuter Hypoxie-Exposition ist CaO2 proportional zur Abnahme der SO2 vermindert. Innerhalb der nächsten Stunden steigt dieser Wert aber wegen der ventilatorischen Akklimatisation etwas an, und zwar über zwei Mechanismen: Die erhöhte Ventilation bewirkt eine geringfügige Erhöhung des alveolären und arteriellen PO2, außerdem senkt die Hyperventilation das arterielle CO2 und führt damit zu einer Höhenalkalose. Damit verändert sich CaO2 in dieser Phase proportional zur SO2. Im Verlauf der nächsten Tage steigt CaO2 weiter; Ursache ist jetzt die Abnahme des Plasmavolumens, sodass die Änderung von CaO2 jetzt proportional zur Zunahme der Hämoglobinkonzentration (Hb) und des Hämatokrits verläuft, bei konstant niedriger SO2. Während der folgenden Wochen und Monate in der Höhe steigt CaO2 noch weiter an. Dies ist jetzt Folge einer gesteigerten Erythropoese, wodurch Hb und die gesamte Hb-Menge (tHb) zunehmen. Als Ergebnis dieser Prozesse kann CaO2 nach mehreren Wochen in der Höhe sogar mit Normoxie vergleichbare Werte erreichen (3). Es ist wichtig darauf hinzuweisen, dass nur CaO2-Normalwerte erreicht, nicht aber der PO2 im Blut. Dieser bleibt nach abgeschlossener ventilatorischer Akklimatisation konstant. Der PO2 ist jedoch die Haupt-Triebkraft für die O2-Diffusion vom Blut in die Gewebe. Da diese weiterhin reduziert bleibt, ist die O2-Versorgung mancher Gewebe weiterhin eingeschränkt, was die verminderte Leistungsfähigkeit erklärt (3,4). Allerdings scheint dieser Zustand

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gut toleriert zu werden, denn nach einigen Monaten in der Höhe erreicht tHb stabil-erhöhte Werte (5–7). Die Stimulierung der Erythropoese in großen Höhen hängt von der Stabilisierung von HIF-2α und der dadurch induzierten Bildung von Erythropoetin (EPO) (8) und der Anpassung des Eisenstoffwechsels ab (9). EPO steigt unmittelbar nach Hypoxie-Exposition schnell an; die Höhe des Anstiegs korreliert mit dem Hypoxie-Grad (10) und folgt einer semi-logarithmischen Funktion (11). Interessanterweise folgt dann noch während des Höhenaufenthalts ein signifikanter Abfall des EPO, wobei aber die steady-state-Plasmaspiegel signifikant über den normoxischen Ausgangswerten bleiben (11). Trotz dieses Abfalls bleibt die Rate der Erythrozyten-Bildung erhöht, zumindest solange die Eisenversorgung gewährleistet ist. Die Eisenaufnahme ins Knochenmark erreicht ihr Maximum nach etwa 4 Tagen in Hypoxie, die Retikulozyten-Zahlen steigen schnell an und erreichen ihr Maximum nach etwa 7 Tagen (12). Dieses Muster wird „EPO-Paradox“ genannt (13). Wahrscheinlich wird es durch ein Verschieben von hämatopoetischen Stammzellen zu erythroiden Vorläuferzellen kommen, was mit einer vermehrten Expression von GATA-1 einhergeht, welches wiederum die Expression von EPO-Rezeptoren stimuliert (14). Dadurch kommt es zu einer scheinbar erhöhten EPO-Sensitivität und einer anhaltend gesteigerten Erythropoese, selbst bei niedrigen EPO-Spiegeln. Während der Reifung der Progenitorzellen nimmt die Dichte an EPO-Rezeptoren langsam ab. Die Rezeptordichte in zirkulierenden Erythrozyten der Maus ist sehr niedrig (15). Der schnelle Anstieg der Anzahl der Retikulozyten im Blut, der in vielen Höhenstudien berichtet wird, kommt wahrscheinlich durch eine Steigerung der Durchblutung des Knochenmarks und ein dadurch bedingtes Auswaschen unreifer Retikulozyten zustande (16). Diese Stress-Retikulozyten unterscheiden sich von reifen Retikulozyten, welcher bei normaler Erythropoese gebildet werden, ähnlich wie dies auch bei Thalassämie gefunden wurde (17). Nach einem zweiwöchigen Aufenthalt in mittleren Höhen kommt es noch zu keinem Anstieg des tHb (18). Ein Aufenthalt von mehr als 3 Wochen scheint das gesamte Erythrozyten-Volumen um etwa 60 bis 250 ml/Woche zu erhöhen (19). Native Höhenbewohner in den Anden haben ein um etwa 20% erhöhtes Hb und tHb (20,21). Noch höhere Werte des Hb sind ein Zeichen von chronischer Bergkrankheit (22). Tieflandbewohner erreichen ähnliche Werte nach einem Aufenthalt von mehreren Wochen bis Monaten in großen Höhen. Die erhöhte Hb-Konzentration und -Menge gewährleisten die Sauerstoffversorgung der Gewebe in Ruhe und in submaximalen Belastungsbereichen, was

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in den meisten Situationen ausreichend ist, weshalb sich diese Werte auch auf ein steady state einstellen. Ein potentielles Problem ergibt sich aber, wenn man aus Höhenlagen wieder in Tallagen zurückkehrt. Dann sind der inspiratorische und arterielle PO2 sowie die SO2 wieder normal (normoxisch). Zusätzlich besteht aber das erhöhte Hb und tHb weiter, die O2-Transportkapazität ist also erhöht, wird aber nicht mehr benötigt. Sportler nützen den positiven Effekt des erhöhten O2-Gehalts im Blut zu (hoffentlich) besseren Ausdauerleistungen im Tiefland. Allerdings könnte diese Überversorgung mit Sauerstoff auch zu einer vermehrten Bildung von Sauerstoffradikalen führen, welche potentiell zell- und gewebsschädigend wirken können. Deshalb wäre es von Interesse, diese „überflüssigen“ Erythrozyten möglichst schnell wieder zu entsorgen. Dies könnte dadurch erfolgen, dass wahllos eine bestimmte Menge Erythrozyten abgebaut wird, wobei ein Sauerstoffsensor diese Menge überwachen müsste. Allerdings gibt es Hinweise gegen diesen Ansatz. Es wird vermutet, dass speziell nur diejenigen Erythrozyten entsorgt werden, welche während der Hypoxie neu gebildet wurden. Als Erkennungsmerkmale dienen biochemische Marker dieser „Höhen-Erythrozyten“, welche diese von den in Normoxie gebildeten unterscheiden. Im Folgenden werden Aspekte der normalen Erythropoese und der in Hypoxie beschrieben, welche zur Ausprägung solcher Marker führen könnten, und welche Mechanismen dann in Normoxie zur Zerstörung der Zellen führen können.

Reifung erythroider Vorläuferzellen

Nach der Ausbildung unipotenter, erythroider Vorläuferzellen hängt die weitere Differenzierung hauptsächlich von der Anwesenheit des Hormons EPO ab. EPO stimuliert die Proliferation und gewährleistet das Überleben der Zellen (23). Dieser Vorgang benötigt die Expression von cKit und von EPO-Rezeptoren (11,24), sowie von weiteren Wachstumsfaktoren, welche eine Janus-kinase JAK2-abhängige Phosphorylierung von Tyrosin bewirken (25). JAK2 phosphoryliert Domänen des EPO-Rezeptors und von STAT5, wodurch die Apoptose der Vorläuferzellen durch Hemmung von FOXO-3 verhindert wird. In Abwesenheit von EPO wird Apoptose durch FOXO3-abhängige Signalwege ausgelöst (26). Außerdem werden die „death Rezeptoren“ Fas und sein Ligand, FasL, in erythroiden Zellen der Milz gehemmt, wodurch deren Überleben gewährleistet und die Erythropoese beschleunigt wird (27). Der BNIP3-Ligand (BNIP3L; Nix) kontrolliert dabei die Autophagie der Mitochondrien (Mitophagie) (28). Insgesamt werden erythroide Progenitorzellen unter dem Einfluss von EPO nicht zerstört, wodurch es zur Bildung vieler Normoblasten und letztlich

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zur Abgabe von Retikulozyten in das zirkulierende Blut kommt (11). Zusätzlich kommt es zur Phosphorylierung von STAT3 und in der Folge zu einer gesteigerten Expression anti-oxidativ wirkender Enzyme wie SOD and xCT, sowie zu einer Verminderung der Expression von Enzymen der mitochondrialen Atmungskette (29). Diese beiden Effekte schützen die Zellen vor einer Schädigung durch Hypoxie-induzierte Bildung von Sauerstoffradikalen in den Mitochondrien (30), denn diese könnte die Erythropoese hemmen. Dazu trägt auch die in Hypoxie auftretende Stabilisierung von HIF-1α bei, welches die Expression von BNIP3 stimuliert und so ebenfalls die Mitochondrienaktivität und die mitochondriale Sauerstoffradikalbildung vermindert (31). Daher kommt es in akuter Hypoxie, also wenn noch keine Anpassung der Aktivität der Mitochondrien erfolgte, zu einer erhöhten Produktion an Sauerstoffradikalen in den Mitochondrien, welche zu einer Zerstörung von Zellen führen könnte. Im Gegensatz dazu ist nach längerer Hypoxie-Exposition die Sauerstoffradikalbildung vermindert und die Zellen sind geschützt (32). Allerdings gibt es Hinweise aus Arbeiten an Mäusen, dass Hypoxie die Expression anti-oxidativer Enzyme wie der Katalase vermindert (33). In diesem Fall wären Zellen schlechter vor Sauerstoffradikalen geschützt und daher anfälliger für eine Schädigung. Diese Aspekte benötigen eine genauere Abklärung.

Stress-Erythropoese

In der normalen Erythropoese werden Erythrozyten mit einer nahezu konstanten Rate von etwa 160x106 Zellen pro Minute gebildet. Beim Auftreten von akuter Gewebehypoxie z.B. nach akutem Blutverlust, Hämolyse, Hypoxie in großen Höhen oder durch Erkrankungen der Lunge und des Herz-Kreislaufsystems, oder durch eine Erhöhung von Erythropoetin wird die Rate der Erythrozytenbildung dramatisch gesteigert und es erscheinen schnell neu gebildete Retikulozyten im Blut („Stress-Erythropoese“). Die Erkenntnisse dazu stammen von Untersuchungen an Mäusen, während es viel weniger Daten über den Menschen gibt. Das muss deshalb beachtet werden, da bei Mäusen häufig Phenylhydrazin verabreicht wird, um die Erythropoese zu stimulieren. Diese Substanz erzeugt eine Lipid-Peroxidation und löst so sehr schnell eine schwere hämolytische Anämie aus (34). Das ist ein sehr „unphysiologisches System mit vielen Nebenwirkungen“. Die Experimente an anämischen Mäusen zeigten, dass einige der EPO-induzierten Progenitor-Zellen in die Milz migrieren (es ist unklar, ob sich dort nicht ständig selbst-erneuernde Stammzellen befinden) und dass sich diese in Hypoxie stark vermehren (35). Diese Untersuchungen zeigten auch, dass sich

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BFU-Es aus der Milz deutlich von denen aus dem Knochenmark unterscheiden, indem sie größere Kolonien bilden und als einzigen Wachstumsfaktor EPO benötigen. BFU-Es aus dem Knochenmark benötigen für die Differenzierung und Teilung noch andere Wachstumsfaktoren (36). BMP4 wird unter dem Einfluss von HIF-2α vermehrt exprimiert (37) und steigert ebenfalls die Expansion von BFU-Es in der Milz, woraus spezialisierte, residente Stress-Vorläuferzellen entstehen (38). Es besteht keine direkte Evidenz für vergleichbare Vorgänge beim Menschen. Die humane Stress Erythropoese in akuter Anämie verhält sich eher ähnlich zur fetalen Erythropoese (38), denn Stress-Erythropoese führt zu einem höheren Anteil an HbF-haltigen Progenitor-Zellen im peripheren Blut als typische, aus dem Knochenmark stammende Zellen. In Zellkultur proliferierende Progenitor-Zellen von Patienten mit Sichelzellanämie und mit Thalassämie produzieren ebenfalls HbF. Dazu passt auch, dass bei Menschen nach einem 17-tägigen Aufenthalt in Höhen über 3.100 m HbF-haltige Erythrozyten und Retikulozyten gefunden wurden (39). Daher wird spekuliert, dass diese HbF-haltigen Zellen das menschliche Pendant der Progenitor-Zellen der Milz der Mäuse darstellen. Den gesteigerten Umsatz im Knochenmark erkennt man auch an einer schnelleren Passagezeit von 59Fe in anämischen Mäusen. Außerdem besteht ein inverser Zusammenhang zwischen der Passagezeit und dem Grad der Anämie (40). Retikulozyten scheinen bei Stress-Erythropoese ein früheres Reifungsstadium zu haben, was u.a. an einem größeren Zellvolumen, einem stärker ausgeprägten Retikulum, einer Eisenaufnahme als Zeichen von immer noch ablaufender Hämoglobinsynthese, einer erhöhten Aktivität von Ionentransportern und einer größeren Dichte von Transferrinrezeptoren (TrF; CD71) zu erkennen ist (41). TrF wurde auch länger in zirkulierenden Erythrozyten nachgewiesen als bei normaler Erythropoese. Das weist darauf hin, dass die Rate der Retikulozytenreifung während einer Stress-Erythropoese ähnlich schnell verläuft wie bei normaler Erythropoese, dass aber die Reifung der Retikulozyten im Blutkreislauf länger dauert, weil sie bereits in einem unreifen Stadium aus dem Knochenmark freigesetzt wurden (42).

Neozytolyse

Unter Neozytolyse versteht man das selektive Zerstören der jüngsten Erythrozyten-Population im Blut, gerade nachdem diese das Knochenmark verlassen haben, sowie von den in der Phase der Stress-Erythropoese gebildeten zirkulierenden Erythrozyten. Neozytolyse ist damit ein Mechanismus, um eine er-

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höhte Erythrozytenmasse, z.B. nach einem Höhenaufenthalt, wieder auf den Normalwert zu vermindern (43). Neozytolyse beschränkt sich damit nicht einfach auf die Hemmung der Hypoxie-induzierten Stress-Erythropoese, sondern ist ein „kontrollierter“, geregelter Prozess (44). Neozytolyse kommt in verschiedenen Situationen vor (43,45,46). Hier wird nur auf Neozytolyse als Antwort auf eine durch einen Höhenaufenthalt ausgelöste Polyzythämie eingegangen. Allerdings sind die Hinweise auf Neozytolyse nach einem Höhenaufenthalt eher indirekt: Merino et al. (6) fanden, dass eine durch einen Höhenaufenthalt induzierte Polyzythämie innerhalb weniger Tage nach der Rückkehr in Normoxie nicht mehr nachweisbar war. Sie erklärten das mit der Abnahme der Erythropoeserate, welche auch experimentell durch eine Abnahme des 59Fe-Umsatzes bei Höhenbewohnern nach einer Reise auf Meereshöhe gezeigt wurde (47). Auch eine rasche Abnahme der Retikulozytenzahl im Blut wurde beobachtet. Hinweise auf eine vermehrte „blood destruction“ (wie sie es benannten) waren auch ein Anstieg des Bilirubins im Plasma und ein Anstieg der Urobilinogen-Ausscheidung (6). Pace et al. (48) fanden, dass die Rate des Abfalls der Hb-Konzentration und des Hämatokrit nach der Rückkehr von einer Himalaya-Expedition mit 0,011 pro Tag deutlich höher war als der Normalwert von 0.0083 pro Tag. Dieser Wert wurde experimentell aus der Rate der Abnahme des Hb und Hämatokrit nach Übertransfusion bestimmt (49). Diese stärkere Abnahme des Hb wurde mit einer Hemmung der Erythropoese und einer gesteigerten „Erythrolyse“ erklärt. Allerdings vermerkten die Autoren auch, dass ihr Befund zumindest zum Teil mit einer Zunahme des Plasmavolumens einhergehen könnte, da dieses ja während eines Höhenaufenthaltes verringert ist (50). Rice et al. (51) untersuchten polyzythämische Bewohner von Cerre de Pasco (4.380 m) nachdem diese auf Meereshöhe reisten. Sie fanden eine Abnahme der Erythrozytenmasse um 7 bis 10% innerhalb weniger Tage. Parallel dazu erfolgte eine rasche Abnahme des EPO, ein Anstieg des Bilirubins, interessanterweise aber keine Abnahme der Retikulozytenzahl. Einige wenige Probanden wurden zum Abstieg mit EPO behandelt. In diesen fanden sich diese Änderungen nicht. Die Autoren versuchten auch eine Markierung von Alterskohorten von Erythrozyten durch den Einbau von 13C in das Häm von Präkursorzellen, indem die Probanden 13C-markiertes Glyzin aufnahmen. Allerdings wurden keine Daten nach der Ankunft in Tallagen berichtet, aus denen man die Abnahme der neu gebildeten Zellen hätte ersehen können.

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Während eines mehrwöchigen Höhentrainings auf mittleren Höhen von etwa 2.300 m nahm das tHb um etwa 8% zu (52–55). Nach der Rückkehr in Tallagen nahm tHb nur sehr langsam ab und erreichte Normalwerte erst im Verlauf mehrerer Wochen (52–55). Dabei kam es zu einem sehr schnellen Abfall des EPO und einer langsamen Abnahme der Retikulozytenzahl, während Ferritin, das als Marker des Rezirkulierens von Eisen nach Hämolyse gelten kann, erst etwa 12 Tage nach der Rückkehr in Tallagen erhöht war (52). Allerdings fand man in Athleten unmittelbar nach der Rückkehr von einem Höhentrainingslager auf 1.905 m einen höheren Anteil unreifer Retikulozyten mit einer erhöhten Dichte an Transferrin-Rezeptoren, was ein Zeichen von Stress-Erythropoese sein könnte. Diese Marker fielen bis Tag 9 nach der Rückkehr ins Tal unter die Normalwerte ab und erholten sich erst am 16.Tag nach dem Trainingscamp (56). Das könnte bedeuten, dass die neu gebildeten Erythrozyten nach einer Rückkehr aus mittleren Höhen, im Gegensatz zur Rückkehr von großen und extremen Höhen, nur zu einem geringen Teil der Neozytolyse unterliegen. Polyzythämie selbst scheint bereits die Überlebensrate von Erythrozyten zu verkürzen (57). Risso et al. (58) separierten verschiedene Altersfraktionen von Erythrozyten aus dem Blut von Bergsteigern nach einer Expedition in große Höhen mittels Dichtegradienten-Zentrifugation und fanden, dass vornehmlich die jungen Erythrozyten fehlten. Sie beschrieben auch, dass die Zellen einen „gealterten“ Phänotyp zeigten, weil sie vermehrt CD47, CD55 und CD59 exprimierten. Diese Moleküle dienen als Erkennungszeichen für den Abbau durch Makrophagen (58). Ein Schwachpunkt dieser an sich schönen Untersuchung ist, dass nur ein Zeitpunkt nach dem Abstieg untersucht wurde, und dass diese Untersuchung erst eine Woche nach der Rückkehr in Tallagen erfolgte. Mechanismen der Neozytolyse: Ergebnisse an einer kleinen Gruppe von Probanden zeigten, dass eine Behandlung mit EPO die Anzeichen von Neozytolyse verhinderte, was darauf hinweisen könnte, dass die Zerstörung der in der Höhe produzierten Erythrozyten durch den Abfall des EPO nach der Rückkehr in niedrige Höhenlagen ausgelöst wird (51). Ein erhöhtes EPO verhindert die Expression von Oberflächenmarkern, welche die Zerstörung der Erythrozyten durch Makrophagen verhindert, wogegen der Abfall des EPO die Expression dieser Schutzmoleküle vermindert und damit die Anfälligkeit zum Abbau erhöht (59). Um den Einfluss von EPO auf das Überleben der Erythrozyten zu erklären, müssten die zirkulierenden Stress-Retikulozyten und –Erythrozyten aber noch EPO-Rezeptoren aufweisen. Normalerweise sind diese an zirkulierenden, in Normoxie-gebildeten Retikulozyten nicht nachweisbar, wohl aber an erythroiden Präkursoren (60).

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Auch eine Abnahme der anti-oxidativen Kapazität könnte mit Neozytolyse zusammenhängen. Hypoxie exponierte Erythrozyten zeigen eine verminderte anti-oxidative Kapazität, welche an einer Abnahme von GSH, NADPH, NADH und von reduzierten Membran-Thiolen erkennbar ist (61). Das wurde mit einer Änderung des glykolytischen Flusses weg vom Pentose-Phosphat-Weg zugunsten der Bildung von 2,3-DPG nach dessen Bindung an desoxygeniertes Hb in Hypoxie erklärt. Außerdem scheinen desoxy-Hb und glykolytische Enzyme um die Bindung an das Bande-3-Protein in der Plasmamembran zu kompetieren, wodurch die Glykolyserate insgesamt vermindert wird (62) und so die NADPH und GSH Bildung vermindert (61). Dieser Mechanismus könnte zwar die Überlebensrate der Erythrozyten in Hypoxie verringern, sollte aber nach Reoxygenierung unterbrochen werden, sodass in Normoxie die Glykolyse der Erythrozyten wieder vermehrt in den Pentosephosphat-Weg gelenkt wird. Damit würden die ursprüngliche Abwehrkraft gegen Sauerstoffradikale und der Schutz vor Zerstörung durch oxidativen Stress wieder hergestellt. Ein weiterer Sauerstoffradikal-abhängiger Mechanismus entwickelt sich nach längerer Hypoxie-Exposition durch eine Änderung der Genexpression. Retikulozyten und neu gebildete Erythrozyten von Mäusen zeigten eine verringerte anti-oxidative Kapazität nach längerer Hypoxie-Exposition, weil die Expression von Katalase vermindert war. Dies ging mit einer vermehrten Expression der mikro-RNA miR-21 einher und betraf alle in Hypoxie neu gebildeten Zellen (33). Normalerweise ist die Aktivität anti-oxidativer Enzyme in Fraktionen junger Erythrozyten aber hoch, und die Aktivität nimmt mit der Zellalterung ab (63). Das Mausmodell zeigte außerdem, dass Retikulozyten eine erhöhte mitochondriale Aktivität aufwiesen. Parallel dazu war die HIF-1α Expression vermindert, wodurch auch die Expression von BNIP3L unterdrückt wurde, ebenso wie die Expression anderer HIF-1α abhängiger Gene wie Pyruvatdehydrogenase-Kinase-1 und Hexokinase-1. Daher wurde postuliert, dass in der Folge in Normoxie in den Mitochondrien der neu gebildeten Retikulozyten vermehrt Sauerstoffradikale gebildet werden, welche zur Zerstörung der Zellen führen (33). Diese Interpretation steht allerdings im Gegensatz zu einer Vielzahl von Befunden, dass HIF-1α in Hypoxie stabilisiert wird und daher ansteigt, und dass dadurch vermehrt BNIP3 exprimiert wird, wodurch es zur Mitophagie kommt. Dies wird als Schutz vor einer Hypoxie-induzierten, vermehrten Sauerstoffradikalbildung in den Mitochondrien angesehen (64), denn Mitochondrien produzieren in Hypoxie mehr Sauerstoffradikale als in Normoxie (30,65,66). Diese Kontroverse bedarf der Klärung.

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Hinweise auf eine etwas andersartige, aber ebenfalls Sauerstoffradikal-abhängige Ursache für die Zerstörung der in Hypoxie neu gebildeten Erythrozyten zeigte dieselbe Arbeitsgruppe an ihrem Mausmodell auf (33), denn sowohl die systemische Gabe von konjugierter Katalase als auch die Gabe des antioxidativ wirksamen N-Azetylcysteins erhöhte die Halbwertszeit der Retikulozyten im zirkulierenden Blut und verhinderte die Abnahme des Hämatokrit nach der Hypoxie-Exposition (33). Dieses Ergebnis spricht gegen eine Rolle mitochondrialer Sauerstoffradikale als Ursache der Hämolyse und weist eher auf eine vermehrte Bildung systemischer Radikale hin, wenn der PO2 in den Tieren wieder ansteigt, ähnlich einem Reoxygenierungs-Schaden von Zellen und Geweben, z.B. der Lunge (67).

Zerstörung „alter“ Erythrozyten

Erythrozyten werden etwa 100 bis 130 Tage alt. Die Abbaurate beträgt etwa 1% pro Tag. Der Abbau erfolgt im Retikulo-Endothelialen System, hauptsächlich in der Milz. Dort werden die Zellen auf ihre Funktionalität überprüft und zerstört, wenn diese nicht mehr gegeben ist (68). Eine zufällige Zerstörung (random loss) von Erythrozyten vor dem Erreichen des maximalen Lebensalters ist beim Menschen vernachlässigbar; bei Maus und Ratte beträgt sie etwa 0,5% bis 1% (69). Der Verlust der alten Erythrozyten wird durch eine ständige Neuproduktion ausgeglichen. Die Produktionsrate beträgt beim Menschen etwa 160 x 106 Zellen pro Minute. Daten zur Zellalterung in der Höhe sind widersprüchlich. So wurde gezeigt, dass der Alterungsprozess und das maximale Zellalter von Erythrozyten in Höhen-akklimatisierten normal sind (70). Dagegen spricht ein erhöhter Umsatz von 59Fe in der Höhe (6) und Berichte über eine verkürzte Lebensdauer und erhöhte zufällige Zerstörung bei Stress-Erythropoese (71). Auch erhöhte Werte von Abbauprodukten des Hämoglobins in Höhenbewohnern (6) und eine etwa 25% erhöhte Eisenaufnahme aus dem Blut von Höhenbewohnern der peruanischen Anden im Vergleich zu Peruanern, welche auf Meeresniveau leben, spricht für eine verkürzte Lebensdauer (47). In der Ratte führte jede Verdoppelung der Produktionsrate von Erythrozyten zu einer Verminderung des maximalen Erythrozyten-Alters um 3,5% (69). Die Zusammenhänge sind unklar. Es dürfte sich um intrinsische Eigenschaften der Stress-Retikulozyten handeln, denn Kreuztransfusion der Zellen in gesunde, nicht anämische Tiere verbesserte deren Überlebensrate nicht (69). Insgesamt weisen diese Daten darauf hin, dass ein stabil-erhöhtes Hb nur durch eine vermehrte Produktion

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von Erythrozyten zur Kompensation eines erhöhten Verlustes aufrechterhalten werden kann.

Konsequenzen der Neozytolyse und einer beschleunigten Erythrozyten-Alterung

Falls Erythrozyten, welche in Hypoxie gebildet wurden, tatsächlich Eigenschaften aufweisen, welche ihr Überleben im Blutkreislauf limitieren, dann wird die Hämolyse nach der Rückkehr in Normoxie unterschiedliche Alterskohorten und Mengen von Erythrozyten betreffen, je nachdem, wie lange der Höhenaufenthalt zuvor gedauert hatte (2). Es scheint, dass die Hämolyse von Erythrozyten, die in Hypoxie gebildet wurden, nach einem Aufenthalt in mittleren Höhen nur schwach (52), nach der Rückkehr aus großen Höhen hingegen deutlich stärker ausgeprägt ist (51). Daher dürfte der Hypoxiegrad für die Hämolyse (Neozytolyse)-auslösenden Modifikationen der Erythrozyten von entscheidender Bedeutung sein. Athleten gehen ins Höhentrainingslager, permanent oder intermittierend, um die Sauerstofftransportkapazität zu erhöhen und diese nach der Rückkehr in Tallagen für eine Verbesserung der aeroben Leistungsfähigkeit zu nützen (72,73). Wegen des geringen Stimulus wird die Menge neu gebildeter Erythrozyten nur wenige Prozent betragen (2,74), und die langsame Abnahme des tHb (52–55) deutet darauf hin, dass dieses Konzept tatsächlich wirksam sein könnte. Im Gegensatz dazu wird die Polyzythämie nach einem mehrwöchigen Aufenthalt in großen und extremen Höhen schnell wieder umgekehrt (75), womit auch eine Verbesserung der Sauerstofftarnsportkapazität und damit der aeroben Leistungsfähigkeit schnell wieder verloren geht. Noch einmal anders könnte die Situation nach einem mehr-monatigem Aufenthalt in großen Höhen oder nach der Reise von Höhenbewohnern in Tallagen sein, denn jetzt könnten alle zirkulierenden Erythrozyten einen eingeschränkten Schutz vor Sauerstoffradikalen haben. Es würden also nicht nur die jungen, sondern alle zirkulierenden Erythrozyten einer möglichen Schädigung durch Sauerstoffradikale ausgesetzt. Es besteht also die Gefahr einer massiven Hämolyse, die solange anhält, bis alle anfälligen Erythrozyten eliminiert sind. Untersuchungen dazu fehlen, wären aber wichtig, da große Mengen frei werdendes Hämoglobin zur Schädigung von Organen, z.B. der Niere führen kann.

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LITERATUR

(1)

(2)

(3)

(4)

(5)

(6)

(7)

(8)

(9)

(10)

(11) (12)

(13)

(14)

(15) Mairbäurl H., Weber R.E. Oxygen Transport by Hemoglobin. Compr Physiol 2012; 2: 1463–1489. Rasmussen P., Siebenmann C., Diaz V., Lundby C. Red cell volume expansion at altitude: a meta-analysis and Monte Carlo simulation. Med Sci Sports Exerc 2013; 45(9): 1767–1772.

Calbet J.A., Boushel R., Radegran G., Sondergaard H., Wagner P.D., Saltin B. Why is VO2 max after altitude acclimatization still reduced despite normalization of arterial O2 content? Am J Physiol 2003; 284(2): R304-R316. Bärtsch P., Swenson E.R. High Altitude: Human Adaptation to Hypoxia. New York: Springer; 2014. Reynafarje C., Lozano R., Valdivieso J. The polycythemia of high altitudes: iron metabolism and related aspects. Blood 1959; 14(4): 433–455. Hurtado A., Merino C., Delgado E. Influence of anoxaemia on the hematopoietic acitvity. Arch Intern Med 1945; 75: 284–323. Merino C.F. Studies on blood formation and destruction in the polycythemia of high altitude. Blood 1950; 5(1): 1–31. Haase V.H. Regulation of erythropoiesis by hypoxia-inducible factors. Blood reviews 2013; 27(1): 41–53. Hentze M.W., Muckenthaler M.U., Galy B., Camaschella C. Two to tango: regulation of Mammalian iron metabolism. Cell 2010; 142(1): 24–38. Eckardt K.U., Boutellier U., Kurtz A., Schopen M., Koller E.A., Bauer C. Rate of erythropoietin formation in humans in response to acute hypobaric hypoxia. J Appl Physiol 1989; 66: 1785–1788. Wenger R.H., Kurtz A. Erythropoietin. Compr Physiol.2011; 1(4): 1759–1794. Siri W.E., Van Dyke D.C., Winchell H.S., Pollycove M., Parker H.G., Cleveland A.S. Early erythropoietin, blood, and physiological responses to severe hypoxia in man. J Appl Physiol 1966; 21: 73–80. Milledge J.S., Bärtsch P. Blood and Haemostasis. In: Swenson ER, Bärtsch P, editors. High Altitude: Human Adaptation to Hypoxia. New York: Springer; 2014. Li P., Huang J., Tian H.J., Huang Q.Y., Jiang C.H., Gao Y.Q. Regulation of bone marrow hematopoietic stem cell is involved in high-altitude erythrocytosis. Exp Hematol 2011; 39(1): 37–46. Mihov D., Vogel J., Gassmann M., Bogdanova A. Erythropoietin activates nitric oxide synthase in murine erythrocytes. Am J Physiol 2009; 297(2): C378–388.

75

(16) Aoki M., Tavassoli M. Dynamics of red cell egress from bone marrow after blood letting. Br J Haematol 1981; 49(3): 337–347. (17) Rivella S. Ineffective erythropoiesis and thalassemias. Curr Opin Hematol 2009; 16(3): 187–194. (18) Friedmann B., Jost J., Rating T., Weller E., Werle E., Eckardt K.U. et al. Effects of iron supplementation on total body hemoglobin during endurance training at moderate altitude. Int J Sports Med 1999; 20: 78–85. (19) Sawka M.N., Convertino V.A., Eichner E.R., Schnieder S.M., Young A.J. Blood volume: importance and adaptations to exercise training, environmental stresses, and trauma/sickness. Med Sci Sports Exerc 2000; 32(2): 332–348. (20) Hurtado A. Some physiological and clinical aspectsof life at high altitudes. In: Cander

L, Moyer JH, editors. Aging of the lung. New York: Grune & Stratton; 1964; 257. (21) Sanchez C., Merino C., Figallo M. Simultaneous measurement of plasma volume and cell mass in polycythemia of high altitude. J Appl Physiol 1970; 28(6): 775–778. (22) Leon-Velarde F., Maggiorini M., Reeves J.T., Aldashev A., Asmus I., Bernardi L. et al.

Consensus statement on chronic and subacute high altitude diseases. HAMB 2005; 6(2): 147–157. (23) Kimura T., Sonoda Y., Iwai N., Satoh M., Yamaguchi-Tsukio M., Izui T. et al. Proliferation and cell death of embryonic primitive erythrocytes. Exp Hematol 2000; 28(6): 635–641. (24) Fisher M.J., Prchal J.F., Prchal J.T., D‘Andrea A.D. Anti-erythropoietin (EPO) receptor monoclonal antibodies distinguish EPO-dependent and EPO-independent erythroid progenitors in polycythemia vera. Blood 1994; 84(6): 1982–1991. (25) Klingmuller U. The role of tyrosine phosphorylation in proliferation and maturation of erythroid progenitor cells--signals emanating from the erythropoietin receptor. Eur

J Biochem 1997; 249(3): 637–647. (26) Wojchowski D.M., Menon M.P., Sathyanarayana P., Fang J., Karur V., Houde E. et al.

Erythropoietin-dependent erythropoiesis: New insights and questions. Blood Cells

Mol Dis 2006; 36(2): 232–238. (27) Koulnis M., Liu Y., Hallstrom K., Socolovsky M. Negative autoregulation by Fas stabilizes adult erythropoiesis and accelerates its stress response. PloS one 2011; 6(7): e21192. (28) Sandoval H., Thiagarajan P., Dasgupta S.K., Schumacher A., Prchal J.T., Chen M. et al. Essential role for Nix in autophagic maturation of erythroid cells. Nature 2008; 454(7201): 232–235. (29) Linher-Melville K., Singh G. The complex roles of STAT3 and STAT5 in maintaining redox balance: Lessons from STAT-mediated xCT expression in cancer cells. Mol Cell

Endocrin 2017; 451: 40–52.

76

(30) Chandel N.S., Schumacker P.T. Cellular oxygen sensing by mitochondria: old questions, new insight. J Appl Physiol 2000; 88(5): 1880–1889. (31) Semenza G.L. Mitochondrial autophagy: life and breath of the cell. Autophagy 2008; 4(4): 534–536. (32) Chandel N., Budinger G.R.S., Choe S.H., Schumacker P.T. Cellular respiration during hypoxia. J Biol Chem 1997; 272: 18808–18816. (33) Song J., Yoon D., Christensen R.D., Horvathova M., Thiagarajan P., Prchal J.T. HIF-mediated increased ROS from reduced mitophagy and decreased catalase causes neocytolysis. J Mol Med (Berl) 2015; 93(8): 857–866. (34) Jain S.K., Subrahmanyam D. On the mechanism of phenylhydrazine-induced hemolytic anemia. Biochem Biophys Res Commun 1978; 82(4): 1320–1324. (35) Perry J.M., Harandi O.F., Paulson R.F. BMP4, SCF, and hypoxia cooperatively regulate the expansion of murine stress erythroid progenitors. Blood 2007; 109(10): 4494–4502. (36) Valtieri M., Gabbianelli M., Pelosi E., Bassano E., Petti S., Russo G. et al. Erythropoietin alone induces erythroid burst formation by human embryonic but not adult BFU-E in unicellular serum-free culture. Blood 1989; 74(1): 460–470. (37) Wu D.C., Paulson R.F. Hypoxia regulates BMP4 expression in the murine spleen during the recovery from acute anemia. PloS one 2010; 5(6): e11303. (38) Paulson R.F., Shi L., Wu D.C. Stress erythropoiesis: new signals and new stress progenitor cells. Curr Opin Hematol 2011; 18(3): 139–145. (39) Risso A., Fabbro D., Damante G., Antonutto G. Expression of fetal hemoglobin in adult humans exposed to high altitude hypoxia. Blood Cells Mol Dis 2012; 48(3): 147–153. (40) Hillman R.S. Characteristics of marrow production and reticulocyte maturation in normal man in response to anemia. J Clin Invest 1969; 48(3): 443–453. (41) Rhodes M.M., Koury S.T., Kopsombut P., Alford C.E., Price J.O., Koury M.J. Stress reticulocytes lose transferrin receptors by an extrinsic process involving spleen and macrophages. Am J Hematol 2016; 91(9): 875–882. (42) Al-Huniti N.H., Widness J.A., Schmidt R.L., Veng-Pedersen P. Pharmacodynamic analysis of changes in reticulocyte subtype distribution in phlebotomy-induced stress erythropoiesis. J Pharmacokinet Pharmacodyn 2005; 32(3–4): 359–376. (43) Alfrey C.P., Rice L., Udden M.M., Driscoll T.B. Neocytolysis: physiological down-regulator of red-cell mass. Lancet 1997; 349(9062): 1389–1390. (44) Risso A., Ciana A., Achilli C., Antonutto G., Minetti G. Neocytolysis: none, one or many? A reappraisal and future perspectives. Front Physiol 2014; 5: 54.

77

(45) Harris B.A., Jr., Epstein P.E. Out of thin air: the evolving enigma of erythropoietin and neocytolysis. Ann Intern Med 2001; 134(8): 710–712. (46) Song J., Sundar K., Gangaraju R., Prchal J.T. Regulation of Erythropoiesis after Normoxic Return from Chronic Sustained and Intermittent Hypoxia. J Appl Physiol 2017: jap.00119.2017. (47) Huff R.L., Lawrence J.H., Siri W.E., Wasserman L.R., Hennessy T.G. Effects of changes in altitude on hematopoietic activity. Medicine (Baltimore) 1951; 30(3): 197–217. (48) Pace N., Meyer L.B., Vaughan B.E. Erythrolysis on return of altitude acclimatized individuals to sea level. J Appl Physiol 1956; 9(2): 141–144. (49) Callender S.T., Powell E.O., Witts L.J. The life-span of the red cell in man. J Path Bact 1945; 57: 129–139. (50) Siebenmann C., Robach P., Lundby C. Regulation of blood volume in lowlanders exposed to high altitude. J Appl Physiol 2017: jap 00118.2017. (51) Rice L., Ruiz W., Driscoll T., Whitley C.E., Tapia R., Hachey D.L. et al. Neocytolysis on descent from altitude: a newly recognized mechanism for the control of red cell mass.

Ann Intern Med 2001; 134(8): 652–656. (52) Wachsmuth N., Kley M., Spielvogel H., Aughey R.J., Gore C.J., Bourdon P.C. et al.

Changes in blood gas transport of altitude native soccer players near sea-level and sea-level native soccer players at altitude (ISA3600). Br J Sports Med 2013; 47 Suppl 1: i93–99. (53) Wachsmuth N.B., Volzke C., Prommer N., Schmidt-Trucksass A., Frese F., Spahl O. et al. The effects of classic altitude training on hemoglobin mass in swimmers. Eur J Appl

Physiol 2013; 113(5): 1199–1211. (54) Prommer N., Thoma S., Quecke L., Gutekunst T., Volzke C., Wachsmuth N. et al. Total hemoglobin mass and blood volume of elite Kenyan runners. Med Sci Sports Exerc 2010; 42(4): 791–797. (55) Garvican L., Martin D., Quod M., Stephens B., Sassi A., Gore C. Time course of the hemoglobin mass response to natural altitude training in elite endurance cyclists. Scand

J Med Sci Sports 2012; 22(1): 95–103. (56) Nadarajan V.S., Ooi C.H., Sthaneshwar P., Thompson M.W. The utility of immature reticulocyte fraction as an indicator of erythropoietic response to altitude training in elite cyclists. Int J Lab Hematol 2010; 32(1 Pt 2): 82–87. (57) Bogdanova A., Mihov D., Lutz H., Saam B., Gassmann M., Vogel J. Enhanced erythro-phagocytosis in polycythemic mice overexpressing erythropoietin. Blood 2007; 110(2): 762–769. (58) Risso A., Turello M., Biffoni F., Antonutto G. Red blood cell senescence and neocytolysis in humans after high altitude acclimatization. Blood Cells Mol Dis 2007; 38(2): 83–92.

78

(59) Trial J., Rice L. Erythropoietin withdrawal leads to the destruction of young red cells at the endothelial-macrophage interface. Curr Pharm Des 2004; 10(2): 183–190. (60) Broudy V.C., Lin N., Brice M., Nakamoto B., Papayannopoulou T. Erythropoietin receptor characteristics on primary human erythroid cells. Blood 1991; 77(12): 2583–2590. (61) Rogers S.C., Said A., Corcuera D., McLaughlin D., Kell P., Doctor A. Hypoxia limits antioxidant capacity in red blood cells by altering glycolytic pathway dominance.

FASEB J 2009; 23(9): 3159–3170. (62) Weber R.E., Voelter W., Fago A., Echner H., Campanella E., Low P.S. Modulation of red cell glycolysis: interactions between vertebrate hemoglobins and cytoplasmic domains of band 3 red cell membrane proteins. Am J Physiol 2004; 287(2): R454-R464. (63) Bartosz G., Bartkowiak A. Aging of the erythrocyte. II. Activities of peroxide-detoxifying enzymes. Experientia 1981; 37(7): 722–723. (64) Zhang H., Bosch-Marce M., Shimoda L.A., Tan Y.S., Baek J.H., Wesley J.B. et al. Mitochondrial autophagy is an HIF-1-dependent adaptive metabolic response to hypoxia.

J Biol Chem 2008; 283(16): 10892–10903. (65) Chandel N.S., Maltepe E., Goldwasser E., Mathieu C.E., Simon M.C., Schumacker P.T.

Mitochondrial reactive oxygen species trigger hypoxia- induced transcription. PNAS 1998; 95(20): 11715–11720. (66) Levraut J., Iwase H., Shao Z.H., VandenHoek T.L., Schumacker P.T. Cell death during ischemia: relationship to mitochondrial depolarization and ROS generation. Am J

Physiol 2003; 284(2): H549-H558. (67) Pak O., Sydykov A., Kosanovic D., Schermuly R.T., Dietrich A., Schroder K. et al. Lung

Ischaemia-Reperfusion Injury: The Role of Reactive Oxygen Species. Adv Exp Med

Biol 2017; 967: 195–225. (68) Rifkind R.A. Destruction of injured red cells in vivo. Am J Med 1966; 41(5): 711–723. (69) Landaw S.A. Factors that accelerate or retard red blood cell senescence. Blood Cells 1988; 14: 47–59. (70) Reynafarje C., Berlin N.I., Lawrence J.H. Red cell life span in acclimatization to altitude. Proc Soc Exp Biol Med 1954; 87(1): 101–102. (71) Fryers G.R., Berlin N.I. Mean red cell life of rats exposed to reduced barometric pressure. Am J Physiol 1952; 171(2): 465–470. (72) Stray-Gundersen J., Levine B.D. Live high, train low at natural altitude. Scand J Med

Sci Sports 2008; 18 Suppl 1: 21–28. (73) Levine B.D., Stray-Gundersen J. “Living high-training low”: effect of moderate-altitude acclimatization with low-altitude training on performance. J Appl Physiol 1997; 83: 102–112.

79

(74) Garvican-Lewis L.A., Sharpe K., Gore C.J. Time for a new metric for hypoxic dose? J

Appl Physiol 2016; 121(1): 352–355. (75) Ryan B.J., Wachsmuth N.B., Schmidt W.F., Byrnes W.C., Julian C.G., Lovering A.T. et al. AltitudeOmics: rapid hemoglobin mass alterations with early acclimatization to and de-acclimatization from 5260 m in healthy humans. PloS one 2014; 9(10): e108788.

80

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