TÉCNICA CLÍNICA
TÉCNICA CLÍNICA
Lavado traqueobronquial Teresa Coll Masvidal Alberto Morillo Alujas Tests and Trials Avda. Ntra. Sra. del Pilar, 33, 2º izqda. 22500 Binéfar Huesca
La técnica del lavado traqueobronquial en cerdos fue descrita por primera vez por Pommier y Abiven en 1993, trabajando en la estación de Ploufragan en Francia. Estos investigadores la pusieron en marcha adaptándola de una técnica semejante practicada en medicina humana, con el fin de poder trabajar con Mycoplasma hyopneumoniae en cerdos vivos. En el transcurso de unas investigaciones clínicas tuvimos la suerte de que el propio Dr. Pommier nos enseñase a realizar el lavado traqueobronquial que, aunque en un principio puede parecer complicado, es muy simple y está al alcance de cualquier profesional debido a la sencillez de su metodología (una persona sola puede llevarla a cabo si le sujetan al animal) y a la facilidad de conseguir los útiles necesarios.
1
DESCRIPCIÓN DE LA TÉCNICA
El lavado traqueobronquial sirve para extraer muestras pulmonares de animales vivos sin necesidad de sacrificarlos. En muchas ocasiones y ante un brote de enfermedad porcina, hay animales muertos en las granjas que pueden darnos información errónea si enviamos muestras de sus pulmones para analizar, bien por contaminaciones, bien porque un determinado individuo no ha muerto de la patología que afecta mayoritariamente al resto del grupo. También es útil cuando deseamos tomar una muestra pulmonar de un animal muerto. En este caso, con el lavado se evita el trastorno que supone la autolisis del tejido pulmonar, o si ocurren muertes en viernes o sábados se pueden guardar las muestras en un refrigerador y enviarlas el lunes al laboratorio.
1
Cargar la jeringa con 20 cc de suero.
2
Un ayudante sujetará al animal con el lazo del maxilar superior, de tal forma que el lazo quede en la posición más caudal posible.
3
Introducir la sonda traqueobronquial por un orificio nasal, entrando cerca del tabique nasal y en sentido dorsal. Hay dos puntos que causan tos y/o dolor: la entrada a la tráquea y la bifurcación bronquial. Por este motivo, cuando la sonda pase por esos lugares los animales toserán y/o estornudarán. Continuar introduciendo la sonda hasta el final. Tener en cuenta que en un cerdo de 70-90 kg introduciremos unos 40 cm de sonda.
MATERIAL El material necesario para llevar a cabo el lavado traqueobronquial es el siguiente: Q Sonda traqueobronquial Vygon Ref. 538.05 Q Jeringa desechable de 20 cc Q Aguja desechable 25 x 0.9 Q Suero fisiológico salino Q Tubo estéril de 5 cc Q Lazo para sujeción de cerdos Q Papel absorbente para limpiar el hocico Q Guantes estériles Q Nevera para guardar las muestras refrigeradas
5
4
7
5
Poner la aguja en la jeringa y cargar 20 cc de suero fisiológico. Una vez introducida la sonda, retirar la aguja de la jeringa e inyectar a través de la sonda los 20 cc de suero.
6
Inmediatamente después aspirar con la misma jeringa, moviendo suavemente la sonda hacia dentro y hacia fuera. Se recogen de 1 a 5 cc de suero mezclado con mucosidades.
8
6
2
7
3
8
4
9
Extraer la sonda y limpiar el hocico. Soltar al cerdo.
A TENER EN CUENTA 9
1. El animal debe estar bien sujeto, formando una línea recta él mismo, el lazo y el ayudante, ya que en caso contrario es muy difícil introducir la sonda. 2. Según va entrando la sonda, es una buena medida inyectar algo de suero para lubrificar los senos nasales y la tráquea. De esta forma nos aseguramos de que la sonda pase y no se doble (muy frecuente). 3. Si una vez introducida la sonda no podemos inyectar el suero, extraerla parcialmente y seguir las recomendaciones mencionadas en el punto 2. 4. Al aspirar, situar la jeringa por debajo del nivel ventral del cerdo. 5. Al extraer la sonda, seguir aspirando a través de la tráquea. El tiempo estimado necesario para realizar el sondaje es de 10 minutos desde que se sujeta al animal hasta el final. Evidentemente, la experiencia ayuda mucho.
8
Q
SUIS Nº 1
Transferir el líquido obtenido al tubo estéril con ayuda de la misma aguja que se ha usado antes para cargar el suero. Guardar el tubo en refrigeración.
SUIS Nº 1
Q
9
TÉCNICA CLÍNICA
TÉCNICA CLÍNICA
Lavado traqueobronquial Teresa Coll Masvidal Alberto Morillo Alujas Tests and Trials Avda. Ntra. Sra. del Pilar, 33, 2º izqda. 22500 Binéfar Huesca
La técnica del lavado traqueobronquial en cerdos fue descrita por primera vez por Pommier y Abiven en 1993, trabajando en la estación de Ploufragan en Francia. Estos investigadores la pusieron en marcha adaptándola de una técnica semejante practicada en medicina humana, con el fin de poder trabajar con Mycoplasma hyopneumoniae en cerdos vivos. En el transcurso de unas investigaciones clínicas tuvimos la suerte de que el propio Dr. Pommier nos enseñase a realizar el lavado traqueobronquial que, aunque en un principio puede parecer complicado, es muy simple y está al alcance de cualquier profesional debido a la sencillez de su metodología (una persona sola puede llevarla a cabo si le sujetan al animal) y a la facilidad de conseguir los útiles necesarios.
1
DESCRIPCIÓN DE LA TÉCNICA
El lavado traqueobronquial sirve para extraer muestras pulmonares de animales vivos sin necesidad de sacrificarlos. En muchas ocasiones y ante un brote de enfermedad porcina, hay animales muertos en las granjas que pueden darnos información errónea si enviamos muestras de sus pulmones para analizar, bien por contaminaciones, bien porque un determinado individuo no ha muerto de la patología que afecta mayoritariamente al resto del grupo. También es útil cuando deseamos tomar una muestra pulmonar de un animal muerto. En este caso, con el lavado se evita el trastorno que supone la autolisis del tejido pulmonar, o si ocurren muertes en viernes o sábados se pueden guardar las muestras en un refrigerador y enviarlas el lunes al laboratorio.
1
Cargar la jeringa con 20 cc de suero.
2
Un ayudante sujetará al animal con el lazo del maxilar superior, de tal forma que el lazo quede en la posición más caudal posible.
3
Introducir la sonda traqueobronquial por un orificio nasal, entrando cerca del tabique nasal y en sentido dorsal. Hay dos puntos que causan tos y/o dolor: la entrada a la tráquea y la bifurcación bronquial. Por este motivo, cuando la sonda pase por esos lugares los animales toserán y/o estornudarán. Continuar introduciendo la sonda hasta el final. Tener en cuenta que en un cerdo de 70-90 kg introduciremos unos 40 cm de sonda.
MATERIAL El material necesario para llevar a cabo el lavado traqueobronquial es el siguiente: Q Sonda traqueobronquial Vygon Ref. 538.05 Q Jeringa desechable de 20 cc Q Aguja desechable 25 x 0.9 Q Suero fisiológico salino Q Tubo estéril de 5 cc Q Lazo para sujeción de cerdos Q Papel absorbente para limpiar el hocico Q Guantes estériles Q Nevera para guardar las muestras refrigeradas
5
4
7
5
Poner la aguja en la jeringa y cargar 20 cc de suero fisiológico. Una vez introducida la sonda, retirar la aguja de la jeringa e inyectar a través de la sonda los 20 cc de suero.
6
Inmediatamente después aspirar con la misma jeringa, moviendo suavemente la sonda hacia dentro y hacia fuera. Se recogen de 1 a 5 cc de suero mezclado con mucosidades.
8
6
2
7
3
8
4
9
Extraer la sonda y limpiar el hocico. Soltar al cerdo.
A TENER EN CUENTA 9
1. El animal debe estar bien sujeto, formando una línea recta él mismo, el lazo y el ayudante, ya que en caso contrario es muy difícil introducir la sonda. 2. Según va entrando la sonda, es una buena medida inyectar algo de suero para lubrificar los senos nasales y la tráquea. De esta forma nos aseguramos de que la sonda pase y no se doble (muy frecuente). 3. Si una vez introducida la sonda no podemos inyectar el suero, extraerla parcialmente y seguir las recomendaciones mencionadas en el punto 2. 4. Al aspirar, situar la jeringa por debajo del nivel ventral del cerdo. 5. Al extraer la sonda, seguir aspirando a través de la tráquea. El tiempo estimado necesario para realizar el sondaje es de 10 minutos desde que se sujeta al animal hasta el final. Evidentemente, la experiencia ayuda mucho.
8
Q
SUIS Nº 1
Transferir el líquido obtenido al tubo estéril con ayuda de la misma aguja que se ha usado antes para cargar el suero. Guardar el tubo en refrigeración.
SUIS Nº 1
Q
9
TÉCNICA CLÍNICA
TÉCNICA CLÍNICA
3
4
MATERIAL El material necesario para llevar a cabo este procedimiento anestésico es el siguiente: Q Lazo o jaula de contención (recomendable) Q Aguja de 20 G Q Jeringuilla Q Tiletamina, zolacepam, medetomidina, atropina Q Atipamezole (antagonista farmacológico de la medetomidina) Q Buprenorfina (analgesia posoperatoria)
DESCRIPCIÓN DE LA TÉCNICA (continuación) A TENER EN CUENTA
Los efectos de la combinación del zoletil con medetomidina y atropina se prolongan hasta 45-60 minutos. 3
Los cerdos deben ayunar de alimentos sólidos desde las 6 horas anteriores al procedimiento anestésico. A diferencia de otras especies, el vómito es raro. Un ayuno de 8-12 horas vacía el estómago y el intestino delgado, mientras que el colon usualmente requiere 48-72 horas. Si el ayuno ha de ser prolongado, es recomendable administrar soluciones orales con electrolitos y glucosa de sabor palatable. Si los animales no aceptan con agrado productos como el “sueroral”, pueden administrarse otros comerciales, del tipo “gatorade”. El ayuno de agua antes de la intervención ha de ser lo más corto posible, ya que los cerdos se deshidratan fácilmente. La administración de las drogas puede realizarse en los glúteos, pero hay que tener cuidado con los jamones. Cuando la sujeción del animal es complicada, puede utilizarse una palomilla (aguja epicraneal), que permite colocarse a una cierta distancia. Deben emplearse agujas largas para evitar absorciones erráticas desde el tejido graso, abundante en esa zona anatómica.
Cuando la sujeción del animal es complicada, puede utilizarse una palomilla (aguja epicraneal), que permite colocarse a una cierta distancia. 4
La administración de las drogas se realiza por vía intramuscular en el cuello (a la altura de los músculos trapecio y cleidooccipital), mediante una aguja de 20 G y una jeringuilla de 5 ml. Para la inyección intramuscular, los cerdos pueden sujetarse con un lazo o ser introducidos en una jaula de contención.
La recuperación completa es relativamente rápida (aproximadamente media hora). Conviene atender al cerdo durante este periodo, proporcionándole cama blanda (paja) y vigilando la respiración. Si hubiera problemas, se le puede administrar atipamezole (antisedan), antagonista farmacológico de la medetomidina. La dosis será menos de la mitad de la que hayamos inyectado de esta última. 6
5
Como analgesia posoperatoria puede utilizarse la buprenorfina por vía intramuscular a razón de 0,01 mg/kg. También puede administrarse en forma de parche transcutáneo. 7
5
1
6
2
7
DESCRIPCIÓN DE LA TÉCNICA Brevemente, se expone un protocolo anestésico que puede usarse con seguridad para procedimientos en la granja, aunque sin menospreciar en ningún caso las limitaciones que puede conllevar.
cie, describimos la combinación de tiletamina-zolacepam-medetomidinaatropina (zoletil-domtor-atropina). Ésta se puede utilizar a razón de 40,03-0,04 mg/kg, respectivamente.
De entre el abanico de posibilidades y protocolos anestésicos que han sido revisados y publicados hasta la fecha para su empleo en esta espe-
Para la sujección del cerdo, es conveniente utilizar jaulas rodantes si debemos conducirlos durante un recorrido largo.
1
14
Q
SUIS Nº 3
2
SUIS Nº 3
Q
15
TÉCNICA CLÍNICA
TÉCNICA CLÍNICA
3
4
MATERIAL El material necesario para llevar a cabo este procedimiento anestésico es el siguiente: Q Lazo o jaula de contención (recomendable) Q Aguja de 20 G Q Jeringuilla Q Tiletamina, zolacepam, medetomidina, atropina Q Atipamezole (antagonista farmacológico de la medetomidina) Q Buprenorfina (analgesia posoperatoria)
DESCRIPCIÓN DE LA TÉCNICA (continuación) A TENER EN CUENTA
Los efectos de la combinación del zoletil con medetomidina y atropina se prolongan hasta 45-60 minutos. 3
Los cerdos deben ayunar de alimentos sólidos desde las 6 horas anteriores al procedimiento anestésico. A diferencia de otras especies, el vómito es raro. Un ayuno de 8-12 horas vacía el estómago y el intestino delgado, mientras que el colon usualmente requiere 48-72 horas. Si el ayuno ha de ser prolongado, es recomendable administrar soluciones orales con electrolitos y glucosa de sabor palatable. Si los animales no aceptan con agrado productos como el “sueroral”, pueden administrarse otros comerciales, del tipo “gatorade”. El ayuno de agua antes de la intervención ha de ser lo más corto posible, ya que los cerdos se deshidratan fácilmente. La administración de las drogas puede realizarse en los glúteos, pero hay que tener cuidado con los jamones. Cuando la sujeción del animal es complicada, puede utilizarse una palomilla (aguja epicraneal), que permite colocarse a una cierta distancia. Deben emplearse agujas largas para evitar absorciones erráticas desde el tejido graso, abundante en esa zona anatómica.
Cuando la sujeción del animal es complicada, puede utilizarse una palomilla (aguja epicraneal), que permite colocarse a una cierta distancia. 4
La administración de las drogas se realiza por vía intramuscular en el cuello (a la altura de los músculos trapecio y cleidooccipital), mediante una aguja de 20 G y una jeringuilla de 5 ml. Para la inyección intramuscular, los cerdos pueden sujetarse con un lazo o ser introducidos en una jaula de contención.
La recuperación completa es relativamente rápida (aproximadamente media hora). Conviene atender al cerdo durante este periodo, proporcionándole cama blanda (paja) y vigilando la respiración. Si hubiera problemas, se le puede administrar atipamezole (antisedan), antagonista farmacológico de la medetomidina. La dosis será menos de la mitad de la que hayamos inyectado de esta última. 6
5
Como analgesia posoperatoria puede utilizarse la buprenorfina por vía intramuscular a razón de 0,01 mg/kg. También puede administrarse en forma de parche transcutáneo. 7
5
1
6
2
7
DESCRIPCIÓN DE LA TÉCNICA Brevemente, se expone un protocolo anestésico que puede usarse con seguridad para procedimientos en la granja, aunque sin menospreciar en ningún caso las limitaciones que puede conllevar.
cie, describimos la combinación de tiletamina-zolacepam-medetomidinaatropina (zoletil-domtor-atropina). Ésta se puede utilizar a razón de 40,03-0,04 mg/kg, respectivamente.
De entre el abanico de posibilidades y protocolos anestésicos que han sido revisados y publicados hasta la fecha para su empleo en esta espe-
Para la sujección del cerdo, es conveniente utilizar jaulas rodantes si debemos conducirlos durante un recorrido largo.
1
14
Q
SUIS Nº 3
2
SUIS Nº 3
Q
15
TÉCNICA CLÍNICA
TÉCNICA CLÍNICA
4
1
DESCRIPCIÓN DE LA TÉCNICA (continuación)
2
4
Tirar de la cucharilla hacia arriba (hacia el ápice auricular), presionando la piel del interior del pabellón, de forma que en el movimiento de raspado se arrastre una porción de aquélla, preferiblemente de las zonas más sucias. En esta operación puede que se produzca una pequeña hemorragia, aunque esto no es imprescindible para la validez de la muestra auricular.
5
Colocar la piel recogida con la cucharilla en el interior de la placa de petri, ayudándose si es preciso de la espátula o un bastoncito desechable. Repetir la operación de los puntos 3 y 4 cuantas veces sea necesario hasta obtener al menos 2 cm2 de piel. Es conveniente, además, tomar muestras en ambas orejas de cada animal. Una vez obtenida la cantidad suficiente de muestra, cubrir la placa de petri con la parte superior o tapa y sellarla cuidadosamente con la cinta adhesiva, perimetralmente, para evitar su apertura e impedir la fuga de los ácaros.
DESCRIPCIÓN DE LA TÉCNICA Depositar la bandeja o mesa con el material en un sitio al alcance del manipulador y en una zona donde no accedan los animales. Tomar una placa e identificarla con los datos del animal y otros eventualmente necesarios. Opcionalmente, se pueden colocar 2 ml de aceite mineral por placa para que las muestras queden adheridas. 1
22
Q
Inmovilizar al animal con el lazo adecuado en virtud del tamaño del mismo, de la forma habitual para otras operaciones de manejo.
2
Sujetar con la mano libre el extremo apical de la oreja a muestrear en cada caso.
3
Introducir, con la otra mano, la cucharilla de Volkmann en el fondo de la parte interna del pabellón auricular (conducto auditivo externo), lo más cerca posible de su inserción. No es preciso penetrar en el conducto auditivo interno. La porción cóncava de la cucharilla deberá estar orientada hacia el interior del pabellón auricular.
SUIS Nº 7
3
6
5
6
Colocar la placa sellada e identificada en la caja para su posterior envío al laboratorio, acompañada del correspondiente historial. No es necesario refrigerar a menos que el análisis se vaya a demorar más de 24 horas. Una vez concluido el muestreo de cada animal, es aconsejable limpiar con un algodón impregnado en desinfectante la piel de la zona muestreada y la cucharilla, secando posteriormente ésta con el papel absorbente.
SUIS Nº 7
Q
23
TÉCNICA CLÍNICA
TÉCNICA CLÍNICA
4
1
DESCRIPCIÓN DE LA TÉCNICA (continuación)
2
4
Tirar de la cucharilla hacia arriba (hacia el ápice auricular), presionando la piel del interior del pabellón, de forma que en el movimiento de raspado se arrastre una porción de aquélla, preferiblemente de las zonas más sucias. En esta operación puede que se produzca una pequeña hemorragia, aunque esto no es imprescindible para la validez de la muestra auricular.
5
Colocar la piel recogida con la cucharilla en el interior de la placa de petri, ayudándose si es preciso de la espátula o un bastoncito desechable. Repetir la operación de los puntos 3 y 4 cuantas veces sea necesario hasta obtener al menos 2 cm2 de piel. Es conveniente, además, tomar muestras en ambas orejas de cada animal. Una vez obtenida la cantidad suficiente de muestra, cubrir la placa de petri con la parte superior o tapa y sellarla cuidadosamente con la cinta adhesiva, perimetralmente, para evitar su apertura e impedir la fuga de los ácaros.
DESCRIPCIÓN DE LA TÉCNICA Depositar la bandeja o mesa con el material en un sitio al alcance del manipulador y en una zona donde no accedan los animales. Tomar una placa e identificarla con los datos del animal y otros eventualmente necesarios. Opcionalmente, se pueden colocar 2 ml de aceite mineral por placa para que las muestras queden adheridas. 1
22
Q
Inmovilizar al animal con el lazo adecuado en virtud del tamaño del mismo, de la forma habitual para otras operaciones de manejo.
2
Sujetar con la mano libre el extremo apical de la oreja a muestrear en cada caso.
3
Introducir, con la otra mano, la cucharilla de Volkmann en el fondo de la parte interna del pabellón auricular (conducto auditivo externo), lo más cerca posible de su inserción. No es preciso penetrar en el conducto auditivo interno. La porción cóncava de la cucharilla deberá estar orientada hacia el interior del pabellón auricular.
SUIS Nº 7
3
6
5
6
Colocar la placa sellada e identificada en la caja para su posterior envío al laboratorio, acompañada del correspondiente historial. No es necesario refrigerar a menos que el análisis se vaya a demorar más de 24 horas. Una vez concluido el muestreo de cada animal, es aconsejable limpiar con un algodón impregnado en desinfectante la piel de la zona muestreada y la cucharilla, secando posteriormente ésta con el papel absorbente.
SUIS Nº 7
Q
23
TÉCNICA CLÍNICA
TÉCNICA CLÍNICA
7
8
7
El líquido de lavado así obtenido se trasvasa a un tuvo estéril para su transporte posterior.
8
Como medida de seguridad puede tomarse adicionalmente una torunda del líquido de lavado.
DESCRIPCIÓN DE LA TÉCNICA Se anestesia a los animales administrándoles 2 mg/kg de azaperona y 20-30 mg/kg de ketamina. Posteriormente se colocan en posición de decúbito supino, fijándose manualmente la laringe. Con una cánula venosa (palomilla) acoplada a una jeringa se punciona la tráquea más o menos 1 cm caudalmente a la laringe, y se comprueba que queda correctamente fijada.
1
2
Preservando la esterilidad se retira la jeringa con el fiador de la palomilla.
3
Se introduce por la luz de la palomilla una sonda de alimentación en la tráquea hasta los bronquios.
4
Se acopla la aguja a una jeringa y se carga con 20 ml de solución salina estéril al 9%.
5
La jeringa sin la aguja se acopla al extremo de la sonda.
6
Con el animal de costado, se instilan los 20 ml de solución salina a través de la sonda y se aspirarán de nuevo inmediatamente.
1
DISCUSIÓN 2
3
4
5
Kipper (1990), Hartwig (1994), Delbeck (1995) y Flaßhoff (1996) demostraron anteriormente en sus trabajos que el lavado broncoalveolar es una técnica adecuada para llevar a cabo el diagnóstico bacteriológico del pulmón de un cerdo vivo. Estos investigadores aislaron del fluido del lavado todos los gérmenes de relevancia respiratoria (Streptococcus suis, Pasteurella multocida, Haemophilus parasuis, Actinobacillus pleuropneumoniae, Bordetella bronchiseptica, Mycoplasma hyopneumoniae), al igual que el autor de este texto. Kipper (1990) encontró una buena correlación entre los resultados de la bacteriología del fluido del lavado broncoalveolar y las muestras de tejido pulmonar, que han sido corroborados por Kappelmann (2002) y por investigaciones del autor. Además, las muestras obtenidas pueden analizarse mediante técnicas modernas, como por ejemplo la PCR múltiplex. El lavado pulmonar según el método propuesto es relativamente sencillo de aprender y de realizar (con práctica es posible llevarlo a cabo en 3-4 animales en 20 minutos). El material es fácilmente transpor-
table en un coche y su coste es reducido. Ya que se trata exclusivamente de productos de un solo uso, tras la realización del lavado la mayor parte pueden destruirse en la propia explotación (lo que supone una gran ventaja para romper posibles cadenas de infección). El bajo coste del procedimiento (3-4 € en concepto de material desechable), su rápida ejecución y la conservación del animal para la producción hacen que este método sea muy bien aceptado por los responsables de las explotaciones. La calidad de las muestras es muy buena, ya que no se arrastran gérmenes de las vías respiratorias superiores, lo que aumenta el valor informativo y facilita la interpretación de los resultados. Es posible el envío de las muestras al día siguiente de la toma, ya que el transporte urgente de una torunda a partir del fluido del lavado no ofrece ninguna ventaja diagnóstica. Gracias a las precisas posibilidades diagnósticas de la técnica, las terapias específicas resultantes pueden no sólo mejorar considerablemente el rendimiento de los cerdos, sino también reducir el uso de medicamentos y los costes.
Ejemplo de resultados bacteriológicos del fluido de lavado broncoalveolar y de la torunda (n=5)
6
Agente
Fluido de lavado broncoalveolar*
Torunda del fluido*
Actinobacillus pleuropneumoniae
+++ (2)
++ (1)
Streptococcus alfa-hemolíticos
+++ (4)
+++ (3), + (1)
Haemophilus parasuis
+++ (4)
+++ (3), ++ (1)
*Entre paréntesis se indica el número de muestras positivas.
REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS Delbeck, F. Hannover, Tierärztliche Hochschule, Diss. (1995) Flaßhoff, J. Prakt. Tierarzt 77, 1020-1024 (1996) Harmsen et al. J. Immunol. Methods 27, 199-202 (1979)
36
Q
SUIS Nº 14
Hartwig, W. Hannover, Tierärztliche Hochschule, Diss. (1994) Kappelmann, S. München, LMU, Diss. (2002) Kipper, S. Hannover, Tierärztliche Hochschule, Diss. (1990)
SUIS Nº 14
Q
37
TÉCNICA CLÍNICA
TÉCNICA CLÍNICA
7
8
7
El líquido de lavado así obtenido se trasvasa a un tuvo estéril para su transporte posterior.
8
Como medida de seguridad puede tomarse adicionalmente una torunda del líquido de lavado.
DESCRIPCIÓN DE LA TÉCNICA Se anestesia a los animales administrándoles 2 mg/kg de azaperona y 20-30 mg/kg de ketamina. Posteriormente se colocan en posición de decúbito supino, fijándose manualmente la laringe. Con una cánula venosa (palomilla) acoplada a una jeringa se punciona la tráquea más o menos 1 cm caudalmente a la laringe, y se comprueba que queda correctamente fijada.
1
2
Preservando la esterilidad se retira la jeringa con el fiador de la palomilla.
3
Se introduce por la luz de la palomilla una sonda de alimentación en la tráquea hasta los bronquios.
4
Se acopla la aguja a una jeringa y se carga con 20 ml de solución salina estéril al 9%.
5
La jeringa sin la aguja se acopla al extremo de la sonda.
6
Con el animal de costado, se instilan los 20 ml de solución salina a través de la sonda y se aspirarán de nuevo inmediatamente.
1
DISCUSIÓN 2
3
4
5
Kipper (1990), Hartwig (1994), Delbeck (1995) y Flaßhoff (1996) demostraron anteriormente en sus trabajos que el lavado broncoalveolar es una técnica adecuada para llevar a cabo el diagnóstico bacteriológico del pulmón de un cerdo vivo. Estos investigadores aislaron del fluido del lavado todos los gérmenes de relevancia respiratoria (Streptococcus suis, Pasteurella multocida, Haemophilus parasuis, Actinobacillus pleuropneumoniae, Bordetella bronchiseptica, Mycoplasma hyopneumoniae), al igual que el autor de este texto. Kipper (1990) encontró una buena correlación entre los resultados de la bacteriología del fluido del lavado broncoalveolar y las muestras de tejido pulmonar, que han sido corroborados por Kappelmann (2002) y por investigaciones del autor. Además, las muestras obtenidas pueden analizarse mediante técnicas modernas, como por ejemplo la PCR múltiplex. El lavado pulmonar según el método propuesto es relativamente sencillo de aprender y de realizar (con práctica es posible llevarlo a cabo en 3-4 animales en 20 minutos). El material es fácilmente transpor-
table en un coche y su coste es reducido. Ya que se trata exclusivamente de productos de un solo uso, tras la realización del lavado la mayor parte pueden destruirse en la propia explotación (lo que supone una gran ventaja para romper posibles cadenas de infección). El bajo coste del procedimiento (3-4 € en concepto de material desechable), su rápida ejecución y la conservación del animal para la producción hacen que este método sea muy bien aceptado por los responsables de las explotaciones. La calidad de las muestras es muy buena, ya que no se arrastran gérmenes de las vías respiratorias superiores, lo que aumenta el valor informativo y facilita la interpretación de los resultados. Es posible el envío de las muestras al día siguiente de la toma, ya que el transporte urgente de una torunda a partir del fluido del lavado no ofrece ninguna ventaja diagnóstica. Gracias a las precisas posibilidades diagnósticas de la técnica, las terapias específicas resultantes pueden no sólo mejorar considerablemente el rendimiento de los cerdos, sino también reducir el uso de medicamentos y los costes.
Ejemplo de resultados bacteriológicos del fluido de lavado broncoalveolar y de la torunda (n=5)
6
Agente
Fluido de lavado broncoalveolar*
Torunda del fluido*
Actinobacillus pleuropneumoniae
+++ (2)
++ (1)
Streptococcus alfa-hemolíticos
+++ (4)
+++ (3), + (1)
Haemophilus parasuis
+++ (4)
+++ (3), ++ (1)
*Entre paréntesis se indica el número de muestras positivas.
REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS Delbeck, F. Hannover, Tierärztliche Hochschule, Diss. (1995) Flaßhoff, J. Prakt. Tierarzt 77, 1020-1024 (1996) Harmsen et al. J. Immunol. Methods 27, 199-202 (1979)
36
Q
SUIS Nº 14
Hartwig, W. Hannover, Tierärztliche Hochschule, Diss. (1994) Kappelmann, S. München, LMU, Diss. (2002) Kipper, S. Hannover, Tierärztliche Hochschule, Diss. (1990)
SUIS Nº 14
Q
37