Revista Peruana de Biologia v17n1 by Leonardo Romero

Universidad Nacional Mayor de San Marcos Facultad de Ciencias Biológicas Rev. peru. biol. ISSN 1561-0837

Revista

Peruana de Biología

Volumen 17

Abril, 2010 LIMA, PERÚ

Número 1

Revista Peruana de Biología

Órgano Oficial de la Facultad de Ciencias Biológicas de la Universidad Nacional Mayor de San Marcos Rector Dr. Luis Izquierdo Vásquez Vicerrectora de Investigación Dra. Aurora Marrou Roldán Consejo Superior de Investigación Dr. Armando Yarlequé Chocas Decano de la Facultad de Ciencias Biológicas Mag. Martha Valdivia Cuya Director Instituto de Investigación en Ciencias Biológicas Antonio Raimondi Mag. Jaime Descailleaux

La Revista Peruana de Biología es una publicación científica arbitrada, editada por el Instituto de Ciencias Biológicas Antonio Raimondi, Facultad de Ciencias Biológicas de la Universidad Nacional Mayor de San Marcos, Lima, Perú, y auspiciada por el Consejo Superior de Investigación. La Revista aparece con una periodicidad semestral (agosto y diciembre) y esta dedicada a la publicación de artículos científicos originales e inéditos en las áreas de Biodiversidad, Biotecnología, Manejo ambiental, Ecología y Biomedicina. La Revista publica los trabajos realizados por académicos e investigadores nacionales y extranjeros, en idioma español o inglés. Los trabajos recepcionados son evaluados por árbitros según criterios internacionales de calidad, creatividad, originalidad y contribución al conocimiento. La Revista es publicada simultáneamente en la página web de la Universidad.

Editor jefe Leonardo Romero Comité Editor César Arana Carlos Paredes Rina Ramírez Carlos Peña Comité Consultivo Sebastián Barrionuevo Instituto de Herpetología, Fundación Miguel Lillo, Argentina Carlos Frederico Duarte da Rocha Universidade do Estado do Rio de Janeiro, Brasil Carlos A.A. Carbonel H. Lab. Nacional de Computacão Científica, Brasil Davor Vrcibradic Universidade do Estado do Rio de Janeiro, Brasil Suzete Rodrigues Gomes Instituto Butantan, Brasil Jorge Luis Gutiérrez Pajares Universidad de Chile, Chile Marcela A. Vidal Maldonado Universidad de Chile, Chile Orihuela Diaz, Pedro Alejandro Universidad de Santiago de Chile, Chile Gabriela Rouillon Universidad del Pais Vasco, España Juan Rigoberto Tejedo Huaman Universidad Pablo de Olavide, España Arnaud Bertrand IRD. Institut de recherche pour le développement, France Francis Kahn IRD. Institut de recherche pour le développement, France Philippe Béarez Muséum National d'Histoire Naturelle Maximilian Weigend Freie Universität Berlin, Germany Edgard Lehr SNSD, Museum fur Tierkunde, Germany Harrie J. M. Sipman, Freie Universität Berlin, Germany Mutsunori Tokeshi Kyushu University, Japan Alfredo Laguarda Figueras Inst. Ciencias del Mar y Limnología, UNAM, México

Edmundo Gonzalez Instituto de Biología, UNAM, México Jorge Llorente-Bousquets Facultad de Ciencias, UNAM, México Gerardo Lamas Museo de Historia Natural, UNMSM, Perú Diana Silva Museo de Historia Natural, UNMSM, Perú Pablo Ramírez Facultad de Ciencias Biologicas, UNMSM, Perú Ricardo Fujita Universidad de San Martín de Porres, Perú Manuel Tantaleán Universidad Peruana Cayetano Heredia, Perú César Náquira Instituto Nacional de Salud, Perú Marcel Gutiérrez-Correa Universidad Nacional Agraria La Molina, Perú Gretty K. Villena Universidad Nacional Agraria La Molina, Perú Reynaldo Linares-Palomino Universidad Nacional Agraria La Molina, Perú Mónica Romo APECO, Perú Ross Robertson Smithsonian Tropical Research Institute, Panamá Richard Bodmer University of Kent, UK Alan R. Smith University Herbarium, University of California, USA Keith R. Willmott Florida Museum of Natural History, USA Daniel H. Sandweiss University of Maine, USA Thomas S. Schulenberg Field Museum of Natural History, USA Blanca León University of Texas at ustin, USA Kenneth Young University of Texas at Austin, USA Robert C. Lacy Chicago Zoological Society, USA Sergio Solari Texas Tech University, USA Lucia Luna Universidad of Michigan, USA

Foto en carátula: Telmatobius jelskii. Cortesía Karen Siu-Ting

Revista Peruana de Biología Rev. peru. biol. - ISSN 1561-0837 Rev. peru. biol. - ISSN 1727-9933 (on line) http://www.unmsm.edu.pe/revperubiol http://www.scielo.org.pe

Resumida/Indizada (Abstracted/Indexed) en: Periódica (Índice de Revistas Latinoamericanas en Ciencias), LIPECS (Literatura Peruana en Ciencias de la Salud), Zoological Record (BIOSIS), Scielo (Scientific Electronic Library Online), Index to American Botanical Literature (The New York Botanical Garden), BIOSIS Previews, Biological Abstracts (BIOSIS), ProQuest (Biological Science Journals).

Información adicional a: Revista Peruana de Biología Facultad de Ciencias Biológicas UNMSM Ciudad Universitaria, Av. Venezuela Cdra. 34 s/n. Lima Casilla Postal: 11-0058 Lima-11, Perú. Teléfono 619-7000-1502 / Telefax 619-7000-1509 Editor Jefe, email: lromeroc@unmsm.edu.pe

Revista Peruana de Biología Rev. peru. biol. ISSN 1561-0837

Volumen 17

Abril, 2010

Número 1

Contenido Editorial 3

El editorial del número de otoño

Leonardo Romero

Trabajos originales 5

Anfibios andinos del Perú fuera de Áreas Naturales Protegidas: amenazas y estado de conservación

Peruvian Andean amphibians outside Natural Protected Areas: Threats and conservation status

César Aguilar, César Ramírez, Dani Rivera, Karen Siu-Ting, Juana Suarez y Claudia Torres

Biota acuática en la Amazonia Peruana: diversidad y usos como indicadores ambientales en el Bajo Urubamba (Cusco – Ucayali)

Aquatic biota in the Peruvian Amazon: diversity and uses as environmental indicators in the lower Urubamba (Cusco – Ucayali)

Hernán Ortega, Luisa Chocano, Carlos Palma e Iris Samanez

Diversidad y variación estacional de peces en la cuenca baja del río Nanay, Perú

Fishes species diversity and seasonal variation in the lower basin of Nanay River, Peru

Ericka Correa y Hernán Ortega

Glándula pediosa de moluscos terrestres y sus implicancias evolutivas, con énfasis en Megalobulimus

Pediose gland in land snails and its evolutionary implications, with emphasis on Megalobulimus

Victor Borda, Rina Ramírez y Pedro Romero

Analysis of the secondary structure of mitochondrial LSU rRNA of Peruvian land snails (Orthalicidae: Gastropoda)

Análisis de la estructura secundaria del LSU rRNA mitocondrial de caracoles terrestres peruanos (Orthalicidae: Gastropoda)

Jorge Ramirez, Rina Ramírez

Identificación de Yarrowia lipolytica (Ascomycota: Hemiascomycetes) como contaminante en la obtención de amplificados del gen 28S rRNA de moluscos

Identification of Yarrowia lipolytica (Ascomycota: Hemiascomycetes) as a contaminant in obtaining amplified 28S rRNA gene of mollusks

Jenny Chirinos, Carlos Congrains, Rina Ramírez, Pablo Ramírez

La familia Conidae en el mar peruano

The family Conidae from Peruvian Sea

Carlos Paredes, Franz Cardoso, Katherine Altamirano, Paul Baltazar y Leonardo Romero

Clave de géneros de larvas de Trichoptera (Insecta) de la Vertiente Occidental de los Andes, Lima, Perú

Genera key to Trichoptera (Insecta) larvae from Western slope of the Andes, Lima, Peru.

Ana A. Huamantinco y Willington Ortiz

Characterization of leaf anatomy in species of Astrocaryum and Hexopetion (Arecaceae)

Caracterización de la anatomía foliar de especies de Astrocaryum y Hexopetion (Arecaceae)

Betty Millán y Francis Kahn

Flora y vegetación de suelos crioturbados y hábitats asociados en la Cordillera Blanca, Ancash, Perú

Flora and vegetation of cryoturbed soils and associated habitats in the Cordillera Blanca, Ancash, Peru

Asunción Cano, Wilfredo Mendoza, Susy Castillo, Marybel Morales, María. I. La Torre , Hector Aponte, Amalia Delgado, Niels Valencia y Nanette Vega

105

Flora vascular y vegetación del humedal de Santa Rosa (Chancay, Lima)

Vascular flora and vegetation of Santa Rosa wetland (Chancay, Lima)

Damaso W. Ramirez, Hector Aponte y Asuncion Cano

111

Estado de la diversidad de la flora vascular de los Pantanos de Villa (Lima - Perú)

State of vascular flora diversity from Pantanos de Villa (Lima - Peru)

Dámaso W. Ramirez y Asunción Cano

(Continúa...) 1

115

Notas sobre tres especies de Gigartinaceae (Rhodophyta) del litoral peruano

Notes on three species of Gigartinaceae (Rhodophyta) from Peruvian coast

Martha Calderón, María Eliana Ramírez y Danilo Bustamante

123

Caracterización biológica y acción de inhibidores de una fosfolipasa A2 del veneno de Lachesis muta

Biological characterization and inhibitors action of Phospholipase A2 from Lachesis muta venom

Rosalina Inga, Dan Vivas, Pedro Palermo, Julio Mendoza, Fanny Lazo y Armando Yarlequé

129

Aislamiento y caracterización de un péptido antibacteriano del veneno de Centruroides margaritatus

Isolation and characterization of antibacterial peptide from Centruroides margaritatus venom

Carlos Rivera, Lidia Flores, Carmen Pantigoso y Enrique Escobar

133

Biodegradación de polietileno de baja densidad por acción de un consorcio microbiano aislado de un relleno sanitario, Lima, Perú

Biodegradation of low density polyethylene by the action of a microbial consortium isolated from a landfill, Lima, Peru

Diego Uribe, Daniel Giraldo, Susana Gutiérrez y Fernando Merino

137

Contaminación producida por piscicultura intensiva en lagunas andinas de Junín, Perú

Pollution produced by intensive fish farming in Andean lagoons, Junín, Peru

Mauro Mariano, Pedro Huaman, Egma Mayta, Haydee Montoya y Magda Chanco

Fe de errata

141

Los virus Influenza y la nueva pandemia A/H1N1

Influenza virus and the new Influenza A/H1N1

Miguel Talledo y Kattya Zumaeta

Rev. peru. biol. 17(1): 003- 004 (Abril 2010)

Editorial ISSN 1561-0837

EDITORIAL

El editorial del número de otoño Leonardo Romero Editor Jefe, Instituto de Investigación de Ciencias Biológicas Antonio Raimondi, Facultad de Ciencias Biológicas, Universidad Nacional Mayor de San Marcos. Apartado 11-0058, Lima 11, Perú. Email: lromeroc@unmsm.edu.pe Publicado impreso: 20/10/2010 Publicado online: 29/09/2010

Lo evidente para un editor Los primeros meses del año 2010 surgieron diferentes publicaciones y pronunciamientos sobre el caso del doctor Ernesto Bustamante Donayre, genetista, Vicedecano del Colegio de Biólogos del Perú, e importante científico peruano comprometido con el desarrollo de la biotecnología en el Perú (http:// en.wikipedia.org/wiki/Ernesto_Bustamante). Fue acusado y sentenciado por injuria y difamación, por emitir un juicio sobre un trabajo de investigación que afirmaba las presencias de un promotor P34S y los transgenes NK603 y BT11 en 14 de 42 muestras de maíz provenientes de la zona de Barranca. El tema mereció una nota en Nature Biotechnology (Laursen, L., 2010. Peruvian GM advocate faces criminal charges. Nat Biotech, 28(2), 110), la solidaridad de investigadores de varios países y los pronunciamientos a favor de Bustamante de la Academia Nacional de Ciencias del Perú y del Colegio de Biólogos del Perú. En junio, con un mayor número de muestras, un informe reveló que no habría evidencias de maíz transgénico en el valle de Barranca, aunque aún no se ha hecho visible (http://www.scidev.net/en/ news/gm-report-adds-twist-to-peruvian-defamation-case.html). Los científicos tienen responsabilidades muy duras y serias con la sociedad, el compromiso de nuestros resultados puede pasar desapercibido pero existe siempre. Nuestra tarea científica consiste en demostrar las afirmaciones realizadas sobre las observaciones, debemos ser claros y probarlas en todo nivel, sobre todo en las posibilidades de cometer errores. Por lo general los científicos utilizan las revistas como los medios más adecuados para presentar sus trabajos. En lo comentado arriba se excluyeron dos aspectos básicos del quehacer de las revistas científicas. (1) El análisis crítico de un trabajo es una tradición en la ciencia, y sus revistas lo practican y conocen como la revisión de pares; interpretándose como una primera aceptación de la comunidad científica. (2) Pero además la edición de una revista científica debe considerar diversos aspectos éticos como son los conflictos de intereses (revisar: http://www.icmje.org/urm_main.html); esto es un segundo elemento ausente en el caso comentado. Como investigador me solidarizo con Bustamante, y como editor de una revista científica observo con preocupación que, además en todo esto subyace en nuestras comunidades científicas la falta de organización y la formación necesaria para plasmar nuestras investigaciones en artículos de revistas científicas; construir un circuito de investigación - publicación que produzca la documentación que cimiente la ciencia en el Perú, asequible y criticable por la sociedad. Son problemas importantes sobre los que todos debemos trabajar. Desde el año 2006 al 2009 El año 2009 el Instituto de Investigaciones en Ciencias Biológicas Antonio Raimondi (ICBAR) dedico su XVIII Reunión Rev. peru. biol. 17(1): 003- 004 (April 2010)

Científica, a dos fechas importantes para ciencia en general y en especial la biología. El 12 de febrero de 2009 se celebró los 200 años del nacimiento de Charles Darwin y el 24 de noviembre los 150 años de su libro El origen de las especies (On the origin of species by means of natural selection or the preservation of favoured races in the struggle for life). La Reunión Científica fue organizada en base a simposios y mostró principalmente los trabajos de investigación del instituto, los cuales naturalmente coinciden en investigaciones sobre biodiversidad, taxonomía y su problemática. Los artículos en este número son parte de los trabajos expuestos. Esta es la segunda vez que se publican trabajos extensos de los presentados a una Reunión Científica, considerando que las reuniones son anuales, debemos entender que los organizadores juegan un rol importante en la intención de llevar a cabo la transformación de un trabajo de investigación previo a uno extenso y completo artículo en revista científica. El número de ponencias presentadas a las Reuniones Científicas está alrededor de 150, con amplia cobertura y participación de la comunidad científica nacional y colaboradores internacionales (L. Romero. 2007. Desde una reunión científica a la publicación de unos avances de las ciencias biológicas en el Perú. Rev. peru. biol. número especial 13(3): 147 - 149). Sin embargo en la primera reunión sólo 22 ponencias se convirtieron en artículos en un número dedicado; en este número únicamente 18 trabajos. No ha sido evaluado el porcentaje de las ponencias que se convierten en artículos científicos, sin embargo puedo presumir que es muy bajo. Si las ponencias a las Reuniones Científicas son la discusión de nuestros primeros resultados, las expectativas sobre hipótesis, sueños, posibilidades, etc. y los artículos en revistas científicas son la producción científica, la materia para discusiones, los documentos para otras investigaciones, la información formal que la sociedad leerá, aprovechará y evaluará; ¿Por qué no es una preocupación o política de nuestra comunidad lograr que una mayor cantidad de ponencias se conviertan en artículos? Percibo también aquí un problema en la organización de una comunidad científica, en este caso del ICBAR, falta de decisión en el desarrollo de investigaciones documentadas y visibles a otras comunidades científicas. Cambios en la Rev peru biol en el 2010 La Revista comenzará su vida cuatrimestral, tres números al año, en abril, agosto y diciembre. El incremento en números por año se debe principalmente a la demanda de publicaciones, por un lado el número de trabajos recibidos por mes, que se han incrementado en los últimos años; y por otro la exigencia de los autores en la prontitud en la publicación de los trabajos, aspecto muy sensible para los investigadores y comprensible en el ideario cienciométrico de “publicar o morir”. Paradójicamente, diferentes problemas han amontonado los números de la Rev

Editorial

peru biol para el último trimestre del año, indicando lo frágil que aun es su organización ante eventualidades. Cambiará su soporte por INTERNET a Open Journal System. El año 2010 se inició la migración de la colección digital de revistas de San Marcos a un sistema dinámico, y que además permitiría a las revistas de la UNMSM tener una herramienta de edición con posibilidades de realizar los diferentes procesos (revisión por pares, transparencia, comunicación, alertas, etc.) con una alta calidad. La Rev peru biol será una de las primeras en utilizar este soporte el cual se prevé ser lanzado a fines del 2010. La implementación de los procesos editoriales será realizada durante el 2011.

La Rev peru biol será difundido por ProQuest. Una de las principales bases de datos del mundo ha acogido los trabajos publicados por la Rev peru biol para difundirlas dentro de sus productos. Estamos seguros que esto permitirá aumentar la visibilidad de la Revista, pero a su vez nos indica la calidad, importancia y recepción de los trabajos ya publicados, así como la confianza en la selección editorial de los mismos y de la comunidad científica de la que somos el medio de difusión. Como se pude apreciar este número aparece con un retraso bastante grande y esperamos haber superado las dificultades, por lo menos la mayoría de ellas, tal vez sólo las más importantes o aunque sea las más urgentes y continuar con los cambios que está teniendo la Rev peru biol.

Rev. peru. biol. 17(1): 003- 004 (Abril 2010)

Rev. peru. biol. 17(1): 005- 028 (Abril 2010) © Facultad de Ciencias Biológicas UNMSM

Anfibios andinos del Perú fuera de Áreas Naturales ISSN Protegidas 1561-0837

Resumen Presentamos una lista actualizada de los anfibios presentes en Perú y para las especies andinas (con distribución altitudinal sobre los 1000 m de altitud) se informa sobre su categoría según la UICN, los endémicos de Perú, sus amenazas y su presencia dentro del SINANPE. Hasta el año 2010 se conocen 538 especies de anfibios; 110 especies fueron registradas entre el año 2003 y el 2010; aproximadamente una especie descrita por mes. De las 110 especies descritas desde el 2003, 77 fueron andinas y 64% de éstas se encuentran fuera del SINANPE. En total son reconocidas 235 especies andinas, el 80% son endémicas de Perú y 58% de éstas se encuentran fuera del SINANPE. Noventaiun especies andinas están en categorías de amenaza y en la categoría de Casi Amenazado, y 53% de éstas se encuentran fuera del SINANPE. Los géneros Telmatobius y Atelopus, así como las familias Centrolenidae y Strabomantidae, presentan los porcentajes más altos de especies andinas con categorías de amenaza y Casi Amenazado. Para 83 (36%) especies de anfibios andinos presentes en Perú, la principal amenaza es la pérdida del hábitat. Otras amenazas que se presentan en menores porcentajes son la quitridiomicosis, degradación del hábitat y sobrexplotación. Se recomienda el fomento de áreas de conservación privadas para las especies de anfibios andinos presentes en Perú con categorías de amenaza, endémicas y que no están dentro del SINANPE. Palabras Clave: Anfibios andinos, UICN, endémicos, amenazas, SINANPE, Perú.

Abstract

Trabajo presentado a la XVIII Reunión Científica del Instituto de Investigaciones en Ciencias Biológicas Antonio Raimondi, “200 años del nacimiento de Charles Darwin y el 150 aniversario de la publicación de On the Origin of Species by Means of Natural Selection”. Del 19 al 21 de agosto de 2009.

Publicado impreso: 20/10/2010 Publicado online: 29/09/2010

We present an updated list of amphibians occurring in Peru, and for Andean amphibians (those which are found above 1000 m of altitude) IUCN categories, number of endemic species, threats and presence in SINANPE (National System of Protected Areas of Peru) are mentioned. 538 species of amphibian are recognized in Peru at 2010, 110 species were registered since 2003 to 2010, one species per month. Of those 110 species, 77 were Andean species and 64% of them occur outside SINANPE. A total of 235 Andean species are recognized, 80% are endemic to Peru and 58% of these endemic species are outside SINANPE. A total of 91 Andean species are in threatened and Near Threatened categories, and 53% of them occur outside SINANPE. Genera Telmatobius and Atelopus, as well as, families Centrolenidae and Strabomantidae occurring in Peru, show the highest percentage of Andean species categorized as threatened and Near Threatened by the IUCN. For 83 (36%) Andean peruvian amphibians, the main threat is habitat loss. Other threats are chytridiomycosis, habitat degradation and overexploitation, but they are present at lower percentages. We recommend the promotion of private conservation areas for Andean peruvian amphibians, which are in threatened categories, are endemics and occurs outside SINANPE. Keywords: Andean amphibians, IUCN, Endemics, Threats, SINANPE, Peru.

Introducción El Perú es uno de los países con mayor diversidad de anfibios en Sudamérica, ocupando hasta hace algunos años el quinto lugar con 398 especies (Young et al. 2004). Últimamente, el número de especies de anfibios en el Perú se ha incrementado debido a la descripción de nuevas especies y análisis taxonómicos que son resultado del incremento de colecciones de anfibios, así como investigaciones científicas a lo largo del Perú que han servido para cubrir vacíos de información. Aunque la diversidad de anfibios en Perú ha aumentado, a nivel mundial se reporta desapariciones o disminuciones de las poblaciones de anfibios, así como nuevas amenazas para los anfibios, que no eran conocidas en décadas anteriores (Young et al. 2004). Son pocos los estudios en el Perú sobre la disminución poblacional y las amenazas que se encuentran afectando a los anfibios. Los pocos estudios realizados son de von May et al. (2008), quienes presentan un análisis del estado de conservación de los anfibios peruanos amenazados, y sugieren cambios en las categorías de la Unión Internacional para la Conservación de la Naturaleza (UICN) para especies que están experimentando disminuciones en parte de su rango geográfico, o amenazas como la quitridiomicosis. Lötters et al. (2005) y Angulo (2008b) evaluaron el estado del conocimiento sobre la conservación de las ranas arlequines (Atelopus) y las ranas altoandinas acuáticas (Telmatobius), respectivamente. Ellos Rev. peru. biol. 17(1): 005- 028 (April 2010)

sugirieron más investigaciones sobre las especies y sus hábitats, así como recomendaciones sobre su conservación. Estos estudios más uno reciente sobre las ranas de la familia Strabomantidae en Perú (Duellman & Lehr 2009), indican que en estos grupos de anfibios las especies que presentan categorías de amenaza segun la UICN son precisamente habitantes de los Andes. Existe abundante información disponible en páginas web sobre las nuevas especies de anfibios que se describen para Perú o sobre sus amenazas (Frost et al. 2010, UICN 2010), pero no contamos con un trabajo de investigación, que compile toda la información sobre las especies de anfibios andinos con sus categorías de la UICN, sus amenazas y presencia o no en el Sistema Nacional de Áreas Naturales Protegidas del Perú (SINANPE). La información sobre la presencia o no de anfibios en el SINANPE es importante en términos de conservación, debido a las amenazas antrópicas como son la pérdida y degradación de hábitat que estarían experimentando los anfibios que residen en áreas fuera del SINANPE. En este sentido, el objetivo del presente estudio es actualizar la lista de especies de anfibios de Perú para luego analizar las especies andinas que han sido recientemente descritas, teniendo en cuenta si son endémicas, sus categorías segun la UICN y su presencia dentro del SINANPE. También se presenta

Aguilar et al.

información sobre los grupos de anfibios andinos con mayor riesgo y sus amenazas, y se discuten las recomendaciones para su conservación. Material y métodos La actualización de las especies de anfibios presentes en el territorio peruano se hizo utilizando a Frost (2010) y Perez-Peña et al. (2010). No se incluyeron aquellas especies cuya distribución en Perú es considerada como probable según la página web del “Amphibian Species of the World” (ASW) (Frost 2010). Tampoco se incluyó a Rhinella arequipensis (Vellard 1959) porque es considerado un sinónimo de R. spinulosa (Córdova 1999, Aguilar & Gamarra 2004). Para los análisis posteriores se separaron aquellas especies que se distribuyen en los Andes peruanos, cuyo rango altitudinal es de, y/o arriba de, 1000 m de altitud. Esto se realizó con la información obtenida de páginas web (Frost 2010, UICN 2010) y publicaciones que incluyen información sobre el rango altitudinal de las especies (Perez-Peña et al. 2010, y las que se mencionan para cada especie en el ASW (Frost 2010)). Para algunas especies no fue posible conseguir la información sobre su distribución altitudinal, señalandolas con “?”. La lista de especies de anfibios presentes en Perú con sus nombres completos y su rango altitudinal se muestra en la Tabla 1. Las especies sin distribución altitudinal o sin certeza no fueron incluidas en los análisis posteriores. El criterio para tomar 1000 m como límite altitudinal inferior de las especies presentes en los Andes, se basó en una evaluación preliminar de los grupos de anfibios que se encuentran en categorías de amenaza por la UICN (Lötters et al. 2005, Angulo 2008b, Duellman & Lehr 2009). Los resultados de esta evaluación indicaron que varias de las especies de Atelopus, Telmatobius y Strabomantidae, en categorías de amenaza, se distribuyen en los Andes y por encima de los 1000 m. Para el presente trabajo, son “andinos” aquellos anfibios cuya distribución altitudinal es de o arriba de 1000 m. A partir de esta selección de especies andinas, se determinó cuales son las especies endémicas de Perú y las que tienen su distribución restringida a un solo departamento; así como sus categorías en la UICN, sus amenazas y su presencia o ausencia dentro del SINANPE. Para este fin se utilizó también páginas web (Frost 2010, UICN 2010) y se completó con información procedente de la literatura (Perez-Peña et al. 2010) y las que se mencionan para cada especie en el ASW (Frost 2010). Las categorías de la UICN se abrevian de la siguiente manera: En Peligro Crítico (CR), En Peligro (EN), Vulnerable (VU), Casi Amenazado (NT), Preocupación Menor (LC) y Datos Deficientes (DD). Las especies andinas no evaluadas por la UICN fueron señaladas con “?”. Se consideraron especies dentro del SINANPE, no solamente aquellas que están registradas ahí, sino también aquellas que por su distribución probablemente están dentro del SINANPE (UICN 2010). Las especies andinas con sus categorías de la UICN, endémicas de Perú o que se conocen para un solo departamento, así como su presencia en el SINANPE se muestran en la Tabla 2. Las especies andinas y sus amenazas fueron ordenadas en una matriz. Las amenazas que mencionadas por la UICN (2010) fueron resumidas en 5 grupos (pérdida de hábitat, quitridiomicosis, degradación de hábitat, sobrexplotación, introducción de especies, y otros). Cuando la información sobre una amenaza estaba disponible para una especie se codificó con “1”. Si la amenaza para una especie era

probable se codificó con “1*”. Si la información sobre la amenaza para una especie no estaba disponible, no estaba indicada explícitamente, o si la especie todavía no ha sido evaluada por la UICN, se codificó con “0”. Hyalinobatrachium lemur se considera conespecífico de H. pellucidum (Cisneros-Heredia & McDiarmid 2007). Hasta antes de este cambio taxonómico, H. pellucidum no estaba presente en Perú y H. lemur era endémico de Perú, y en este estado taxonómico fue evaluado por la UICN (2010). Sin embargo, este cambio todavía no ha sido incluido en la página web de la UICN (2010) y son tratados como especies distintas. En el presente trabajo, la información sobre la distribución altitudinal, estado de conservación y amenazas para las poblaciones de H. pellucidum presentes en Perú son las que se encuentran en la UICN (2010) para H. lemur. Resultados Especies nuevas El último recuento de especies de anfibios para el Perú, dio como resultado un total de 538 especies, de las cuales 110 fueron descritas después del año 2003 (Tabla 1). Desde el 2003 hasta el presente, la riqueza de especies de anfibios del Perú se ha incrementado a una tasa de una especie descrita por mes. De las 110 especies recientemente descritas, 77 (70%) son andinas. De éstas 77 especies, 49 (64%) corresponden a localidades fuera del SINANPE. La mayor parte de estas especies andinas y recientemente descritas (69%), pertenecen a la familia Strabomantidae (Tabla 1), grupo de anuros con desarrollo directo (sin estadio larval). Especies endémicas andinas De las 538 especies registradas actualmente para el territorio peruano, 235 especies son andinas (Tabla 2). De estas 235, 187 especies (80%) son endémicas de Perú. Del total de las 187 especies endémicas, 108 (58%) se encuentran fuera del SINANPE (Tabla 2). Cuando se incluyen datos de distribución por departamentos, los porcentajes de los análisis se elevan. De las 187 especies andinas endémicas de Perú, 148 (79%) especies tienen una distribución que se restringe a un solo departamento. De estas 148 especies, 96 (65%) se encuentran fuera del SINANPE. Los departamentos donde habitan la mayor cantidad de especies cuya distribución geográfica se restringe a un solo departamento, son Pasco (27 especies), Cusco (21), Huánuco (20), Amazonas (18), San Martín, Piura y Cajamarca (11 especies cada uno). Anfibios andinos con categorías de amenaza según la UICN De las 235 especies de anfibios andinos presentes en Perú, 91 (39%) están en categorías de amenaza (CR, EN y VU) y en NT. Este porcentaje es mayor que las especies que se encuentran en LC (11%) (Tabla 2). Sin embargo, 99 (42%) especies están categorizadas como DD y 19 (8%) todavía no han sido evaluadas por la UICN. De los 91 anfibios andinos presentes en Perú con categorías de amenaza y en NT, 22 (24%) se encuentran en CR, 31 (34%) en EN, 31 (34%) como VU y sólo 7 (8%) como NT. De estas 91 especies, 48 (53%) están fuera del SINANPE. De los anfibios andinos endémicos de Perú (187 especies), 74 (39%) de éstos, están en categorías de amenaza y en NT. De Rev. peru. biol. 17(1): 005- 028 (Abril 2010)

Anfibios andinos del Perú fuera de Áreas Naturales Protegidas

estas 74 especies, 20 (27%) están en CR, 28 (38%) en EN, 21 (28%) en VU y sólo 5 (7%) como NT. Además, de estos 74 endémicos de Perú que están en categorías de amenaza o casi amenazados, 35 (47%) están fuera del SINANPE. Si sólo se considera a las especies andinas cuya distribución se restringe a un solo departamento (153 especies), se tiene que 49 (32%) anfibios están con categorías de amenaza. De estas 49 especies, 14 (29%) están en CR, 22 (45%) en EN, 13 (27%) en VU y ninguno como NT. Además, 30 (61%) de estos anfibios que sólo se conocen para un solo departamento y que están amenazados, no forman parte del SINANPE. Grupos de anfibios andinos más amenazados Los grupos de anfibios andinos con mayor número de especies amenazadas o en NT son las ranas andinas acuáticas (Telmatobius), las ranas arlequines (Atelopus), las ranas de cristal (Centrolenidae) y las ranas de la familia Strabomantidae (Tabla 2). Veintiuno (84%) de las 25 especies de Telmatobius, 11 (79%) de las 14 especies andinas de Atelopus, 9 (45%) de las 20 especies andinas de centrolenidos, y 38 (32%) de las 118 especies andinas de strabomantidos; están en categorías de amenaza y en la categoría de NT (Tabla 2). Especies de la familia Microhylidae, tienen varios representantes en la cuenca amazónica, pero las dos únicas especies andinas (Melanophryne barbatula como VU y M. carpish como EN) están con categorías de amenaza. Otros grupos de anfibios tienen pocas especies andinas con categorías de amenaza. Por ejemplo, la mayoría de las ranas de la familia Hylidae se distribuyen por debajo de los 1000 m, y sólo ocho especies son andinas, de estas una está categorizada como NT (Scinax oreites), y otra como EN (Phyllomedusa baltea). De las 19 especies andinas de la familia Dendrobatidae, sólo una especie se encuentra dentro de una categoría de amenaza (Ameerega planipaleae como CR). Del mismo modo, de las 19 especies andinas del género Gastrotheca (familia Hemiphractidae), solamente tres se encuentran dentro de la categorización de especies amenazadas: G. excubitor como VU, G. stictopleura como EN y G. zeugocystis como CR. Dentro de los anfibios andinos de la familia Bufonidae, los géneros Rhinella y Nannophryne presentan especies amenazadas. En el caso de Rhinella, de las siete especies andinas tres están amenazadas: Rhinella chavin como EN, R. manu y R. yanachaga como VU. El género Nannophryne, cuenta con dos especies andinas, donde N. corynetes se encuentra categorizada como VU y N. cophotis, en LC. Amenazas para los anfibios andinos De todas las amenazas para los anfibios andinos, la pérdida de hábitat es compartida por 83 (36%) especies, pero si se incluyen aquellos que tienen a esta amenaza como probable, el número se eleva a 111 (48%) (Tabla 3). Otra amenaza importante, observada principalmente en las ranas arlequín y andinas acuáticas es la quitridiomicosis. Sin embargo, sólo una especie de anfibio andino presente en Perú tiene reportada esta enfermedad. La página web de la UICN (2010) menciona 34 (15%) especies andinas probablemente con está enfermedad, pero se necesita su confirmación (Tabla 2). Después de la quitridiomicosis, la degradación del hábitat es la tercera amenaza más importante para 33 (14%) de los anfibios andinos peruanos (Tabla 3). Esta degradación está relacionada principalmente con las contaminación producida por actividades Rev. peru. biol. 17(1): 005- 028 (April 2010)

agrícolas y mineras (UICN 2010). Otra amenaza que afecta especialmente a las ranas andinas acuáticas, es la sobreexplotación como alimento para el consumo humano (Tabla 3). En total 10 (4%) de las especies de anfibios andinos tienen reportada esta amenaza, pero si se incluye a las especies que tienen esta amenaza como probable el número se eleva a 16 (7%). En el caso particular de las ranas acuáticas, 8 de las 25 especies de Telmatobius tienen reportada esta amenaza, pero si se incluye a las especies que tienen esta amenaza como probable el número se eleva a 13. Sólo una especie de anfibio andino (Telmatobius macrostomus) presenta como amenaza la introducción de especies exóticas. Este número aumenta a 3 si se incluyen las especies que tienen esta amenaza como probable. Discusión Especies amenazadas y amenazas El número de especies amenazadas de Atelopus puede aumentar si se incluyen las especies recientemente descritas como A. eusebiodiazi y A. patazensis. Estas especies no han sido categorizadas todavía por la UICN, pero se ha sugerido su inclusión en categorías de especies amenazadas (Venegas et al. 2008). Aunque Nannophryne cophotis no está en una categoría de amenaza por la UICN, ha sido observada en números de no más de dos individuos posmetamórficos en tres localidades de las regiones de La Libertad (en el año 2003), Ancash (2004) y Cajamarca (2005) (Aguilar et. al. en preparación). Estas tres localidades fueron otra vez evaluadas en el 2005–2007 (Ancash), 2006-2007 (Cajamarca) y el 2008 (La Libertad), pero en ninguno de los casos ha vuelto a ser registrada (Aguilar et. al. en preparación). Una de las principales amenazas de N. cophotis, es la pérdida de hábitat y la contaminación de los cuerpos de agua por actividades mineras (Aguilar et. al. en preparación). Estas amenazas se deben a la presencia, en casi todo su rango de distribución, de concesiones mineras formales pero extensas; o extracción minera de menor escala, pero informal (Aguilar et. al. en preparación). Sin embargo, no se descarta la posibilidad que otras amenazas (quitridiomicosis y calentamiento global) hayan actuado en sinergia. Varios anfibios descritos recientemente habitan regiones donde la pérdida de hábitat es una amenaza constante. Los hábitats de varias especies nuevas del género Pristimantis (Strabomantidae) que se descubrieron en concesiones mineras en proceso de exploración, estaban rodeadas de pastizales y campos agrícolas que anteriormente fueron bosques montanos. Las ranas arlequín y ranas de cristal descritas en los últimos años (Guayasamin et al. 2006, Venegas et al. 2008), proceden de áreas donde la destrucción de hábitat es una amenaza sin control (Venegas et al. 2008; observación personal de CA, JS y CT). La quitridiomicosis es producida por el hongo Batrachochrytium dendrobatidis. Este quitridio es el único miembro del phylum Chytridiomycota que parasita vertebrados (Kriger y Hero 2006). Este hongo infecta la parte queratinizada de la piel de los adultos, y partes queratinizadas del disco oral de los renacuajos (Kriger & Hero 2006). Cuando un anuro posmetamórfico presenta quitridiomicosis muestra signos de letargo y pérdida de reflejos (Daszak et al. 1999). Uno de los casos más dramáticos son las ranas arlequín. Por ejemplo, Atelopus patazensis, una

Aguilar et al.

especie descrita en el 2008 a partir de material depositado en el Museo de Historia Natural de la Universidad de San Marcos y conocida sólo para el departamento de La Libertad, fue observada por última vez en el 1999. Varios de los individuos observados de esta especie ya estaban muertos o casi muertos, y en dos individuos a los que se les hizo un examen histológico de la piel, se observaron esporangios de B. dendrobatidis (Venegas et al. 2008). Otras desapariciones de ranas arlequín son enigmáticas, aunque es probable que la propagacion del hongo esté involucrado con los cambios de temperatura y precipitación relacionados al calentamiento global (Pounds et al. 2006) La presencia del quitridio también se ha reportado en una especie de rana acuática (Telmatobius marmoratus) a altitudes de casi 5300 m, en la cordillera de Vilcanota, Cusco (Seimon et al. 2007). Telmatobius marmoratus junto con Rhinella spinulosa y Pleurodema marmoratum aprovecharon, para reproducirse, los nuevos cuerpos de agua formados por los deshielos de los glaciales (producidos por el calentamiento global) (Seimon et al. 2007). De las tres especies, P. marmoratum y T. marmoratus dieron positiva la presencia del quitridio, pero sólo T. marmoratus mostró la enfermedad y la dramática disminución en el número de renacuajos y posmetamórficos (Seimon et al. 2007). Entre agosto de 2003 y julio de 2004, el número de renacuajos disminuyo en más del 85% en una de las localidades del área de estudio, y en otra el 100% de renacuajos y 90% de posmetamórficos. Otro resultado interesante del estudio de Seimon et al. (2007) fue el registro del quitridio a más de 5000 m de altitud sobrepasando las predicciones sobre su distribución altitudinal realizadas en base a modelos de nicho ecológico (Ron 2005). Otras especies de Telmatobius pueden también estar infectadas por quitridiomicosis. Al menos una población de T. mayoloi mostró renacuajos sin partes queratinizadas en el disco oral y no se ha vuelto a encontrar esta especie en la localidad tipo (Observación personal de CA y JS). Asimismo, las ranas acuáticas que son vendidas en el mercado de Cusco estarían infectadas con el quitridio (Comunicación personal de T. Koch y A. Catenazzi). La degradación del hábitat debido al uso de fertilizantes químicos y pesticidas es extendida en los Andes de Perú, especialmente en los bosques montanos (observación personal de CA). Sin embargo, son pocos los estudios que han demostrado un impacto negativo directo o indirecto de los fertilizantes y pesticidas sobre los anfibios presentes en los Andes peruanos. Las actividades mineras también son muy difundidas en los Andes peruanos y es inevitable la contaminación de los cuerpos de agua donde se reproducen los anfibios. En aquellos casos cuando se han realizado evaluaciones herpetológicas consecutivas en áreas con actividades mineras, se ha observado disminución de anfibios (Aguilar et al. en preparación). Esto ha ocurrido especialmente en los anfibios andinos que tienen un estadio de larva acuática y que utilizan cuerpos de agua con corriente lenta como las especies de Telmatobius, Nannophryne, Rhinella y Pleurodema (Aguilar et al. en preparación). La sobrexplotación es una de la amenazas más intensas para las dos especies del género Telmatobius: la rana del lago Junín (T. macrostomus) y la del lago Titicaca (T. culeus). La sobrexplotación de la rana del lago Junín ha llegado a un punto tal, que es difícil encontrarla en su hábitat natural, y su demanda ha sido sustituida por la rana del Titicaca. La sobrexplotación de la rana del Titicaca empieza con su captura por pescadores

artesanales y venta la 0,10 soles (aproximadamente US$ 0,03) por individuo a los distribuidores mayoristas. Varios cientos de ranas son transportadas en cajas de madera desde Puno hasta su destino final, uno de los cuales es Lima (observación personal de CA). En Lima, una rana puede costar alrededor de 2,5 soles (aproximadamente US$ 0,9) y las ranas son usadas para preparar caldos o extractos (Lehr 2000, observación personal de CA). La explotación de las ranas acuáticas también ha sido reportada en las regiones de Cusco, Ancash y Apurímac (Angulo 2008a, Lehr 2000, observación personal de CA). En un mercado de Cusco, por ejemplo, una vendedora de “caldo de rana” y “rana frita” usa aproximadamente 180 ranas diarias (posiblemente T. culeus o T. marmoratus) de las 1200 o 2400 que ordena a la semana (Angulo 2008a). Otra especie de rana andina acuática (T. jelskii) también es consumida directamente por comuneros locales en el departamento de Apurímac. Las ranas son consumidas como una fuente de proteína. Esta caza de ranas ocurre principalmente en los ríos o riachuelos cerca de asentamientos humanos donde también suele haber reiterada introducción de la trucha (Oncorhynchus sp.). Aunque sólo es evidencia circunstancial la depredación de los renacuajos de Telmatobius por la trucha, la introducción de este pez exótico podría ser otra de las amenazas para las ranas andinas acuáticas. Estudios sobre el declive de Telmatobius en Ecuador y Argentina sugieren que la introducción de especies exóticas de salmónidos (comúnmente conocidas como truchas) puede ser una de las causas de su declive (Merino-Vitteri et al. 2005, Barrionuevo y Ponssa 2008). Áreas no protegidas y recomendaciones La introducción de especies exóticas y la sobrexplotación son amenazas que han ocurrido incluso en algunos tipos de áreas protegidas, como la Reserva Nacional de Junín y la del lago Titicaca. Como en estas reservas está permitido el uso de los recursos naturales, esto ha generado una presión sobre las ranas acuáticas hasta el punto de llevar a la extinción a la rana de Junín y en un futuro próximo, al probable declive de la rana del Titicaca. Peor aún, la quitridiomicosis y el calentamiento global son amenazas que pueden ocurrir indistintamente en Áreas Naturales Protegidas o no. Probablemente, el efecto más importante de las áreas protegidas en Perú sobre los anfibios andinos que las habitan, ha sido evitar la pérdida y degradación de sus hábitats. Sin embargo, como se ha visto en párrafos anteriores, sólo la mitad o menos de los anfibios andinos (endémicos y/o amenazados) están en este tipo de áreas. Frente a esta situación se han planteado algunas propuestas para evitar las amenazas de los anfibios endémicos y en categorías de amenaza en las áreas no protegidas. Dos propuestas sugeridas por von May et al. (2008) son fomentar las concesiones de áreas privadas de conservación y de extensas redes de reservas municipales. Esta última opción puede ser difícil de alcanzar cuando la medida de establecer reservas no es políticamente popular y las autoridades municipales en vez de proteger áreas naturales poco impactadas, terminan cediéndolas a las presiones de sus electores para transformarlas en terrenos para la agricultura y ganadería, o sometiéndolas a intereses económicos para llevar a cabo actividades extractivas de gran escala. Por el contrario, las concesiones de áreas privadas para conservación estarían exentas de estas presiones y son una mejor opción para proteger a los anfibios andinos endémicos y amenazados, y que actualmente Rev. peru. biol. 17(1): 005- 028 (Abril 2010)

Anfibios andinos del Perú fuera de Áreas Naturales Protegidas

no forman parte del SINANPE. Estas áreas de conservación deberían basarse, en la medida de lo posible, en el análisis de vacío, es decir, en el uso de la información geográfica para determinar las áreas donde están las especies endémicas y amenazadas, y que no coinciden con las áreas protegidas ya establecidas, mejorando una de las limitaciones de las áreas protegidas que forman parte del SINANPE. Con excepción de las últimas áreas que han sido incorporadas al SINANPE, las anteriores fueron establecidas para proteger principalmente la diversidad de ecosistemas en Perú (Dourojeuanni 2009), pero sin la información fundamental de la diversidad de especies que las albergan.

de K. Ramirez). Esto a su vez han tenido como consecuencia la falta de estudios sistemáticos destinados a evaluar rigurosamente los límites precisos entre especies relacionadas, sus relaciones de parentesco y toda la información relevante para la conservación de la biodiversidad que se desprende de este tipo de estudios. Los estudios de sistemática documentan patrones de especiación que señalan los procesos evolutivos que dan origen a estos patrones y por lo tanto a la biodiversidad, y permiten descubrir especies cripticas, además de suministrar información sobre el potencial evolutivo de la biodiversidad que se planea conservar (Maclaurin & Sterelny 2008).

Para las especies peruanas amenazadas como las de Atelopus y Telmatobius se han recomendado medidas de conservación que incluyen 1) estudios taxonómicos con herramientas moleculares, ya sea para delimitar las especies conocidas y para descubrir nuevas especies, 2) expediciones de campo en áreas con vacíos de información, 3) monitoreo de especies y poblaciones así como la evaluación de sus amenazas, 4) conservación ex-situ y 5) compromiso de los pobladores locales en su conservación (Lötters et al. 2005, Angulo 2008b).

Nota Después de la aceptación y antes de recibir la prueba de este artículo se describieron 4 especies nuevas de anfibios más para Perú: Hybsiboas aguilari Lehr, Faivovich & Jungfer, 2010, Bryophryne abramalagae Lehr & Catenazzi, 2010, Bryophryne flammiventris Lehr & Catenazzi, 2010 y Atelopus podocarpus Coloma, Duellman, Almendariz, Ron, Terán-Valdez y Guayasamin, 2010. Las cuatro especies son andinas, y todas excepto A. podocarpus son endémicas de Perú (Coloma et al. 2010, Lehr & Catenazzi 2010, Lehr et al. 2010).

Los pobladores locales han sido testigos de excepción del declive de los anfibios andinos peruanos. Ante la falta de recursos de los herpetólogos nacionales para realizar monitoreos a largo plazo, los pobladores andinos han sido prácticamente la única fuente de información disponible. Aunque su participación en la conservación de los anfibios es más bien controversial. Por un lado, muestran bastante preocupación por la ausencia de anfibios, que ha sido uno de sus principales reclamos frente a, por ejemplo, las empresas mineras. Por otro lado, algunos pobladores andinos explotan indiscriminadamente a los anfibios (como las ranas de Junín y del Titicaca) o destruyen sus hábitats cuando los convierten en campos para la agricultura y ganadería. Estos aspectos negativos pueden solucionarse proponiendo alternativas donde los pobladores locales sean los principales actores del cambio. Su participación en las actividades de las áreas de conservación privadas así como en las del turismo ecológico o vivencial, puede disminuir la presión por el consumo y la destrucción de los hábitats de los anfibios andinos. También se propone la participación de la población en talleres educativos o la inclusión de estos temas en los currículos escolares y universitarios. Otras medidas de conservación como los estudios taxonómicos básicos, incluyendo el uso de características moleculares, exploración de áreas con vacíos de información, monitoreo de las poblaciones y conservación ex-situ; necesitan de la participación tanto del sector estatal como del privado. Los recursos para estas actividades de conservación pueden provenir de los organismos no gubernamentales conservacionistas, de la cooperación con instituciones científicas extranjeras y las empresas privadas. Por otro lado, el sector estatal (representado principalmente por los ministerios del Ambiente y Agricultura) debe fomentar las investigaciones taxonómicas, filogeográficas y filogenéticas a nivel molecular, cuyos resultados serían sustentarian las decisiones sobre la conservación de la biodiversidad en general y de los anfibios andinos en particular. Actualmente, estos estudios tienen severas limitaciones por las restricciones que le impone el Reglamento de Acceso a los Recursos Genéticos. Estas restricciones han generado la disminución de los estudios sobre biodiversidad que implican el uso de recursos genéticos (Comunicación personal Rev. peru. biol. 17(1): 005- 028 (April 2010)

Hybsiboas aguilari probablemente está presente en el Parque Nacional Yanachaga-Chemillén (observación personal de CA) y B. abramalagae se encuentra en un área de conservación privada (Lehr & Catenazzi 2010). Atelopus podocarpus está considerada como posiblemente extinta, y los últimos individuos de esta especie en Perú fueron registrados en 1980 (Coloma et al. 2010). Agradecimientos Los autores agradecen de manera especial a Rina Ramírez por la invitación al simposio “Enfoques Biológicos sobre Ecosistemas Costeros y Andinos” de la XVIII Reunión Científica del Instituto de Investigación en Ciencias Biológicas “Antonio Raimondi” a partir del cual nació la iniciativa de publicar este trabajo. A Jesús Córdova por brindar espacio para la realización de este trabajo. A Víctor Morales, Carlos Paredes, Rocío Gamarra y un revisor anónimo por sus comentarios al manuscrito. Margarita Medina, Juan Carlos Jordán, Floro Ortiz, Carlos Miranda y Daniel Rodríguez apoyaron en el trabajo de campo y/o con información inédita. El trabajo de campo en áreas no protegidas y la comunicación con los pobladores andinos no habría sido posible sin la invitación a los proyectos de Golder Associates Perú S.A. La Asociación Peruana para la Conservación de la Naturaleza/Conservación Internacional-Perú “Iniciativa de Especies Amenazadas María Koepcke” otorgó becas a CA, KST, JS y CT. La visita de CA a la Estación Biológica Lechucita Bigotona de la Asociación de Ecosistemas Andinos (ECOAN) inspiró algunas ideas sobre el rol de las áreas de conservación privadas. Literatura citada Aguilar C & R. Gamarra. 2004. Descripción de dos renacuajos y una clave para las larvas conocidas del grupo Bufo spinulosus (Anura: Bufonidae) de Perú. Revista Peruana de Biología 11(1): 31-36. Angulo A. 2008a. Consumption of Andean Frogs of the Genus Telmatobius in Cusco, Peru: Recommendations for their Conservation. Traffic Bulletin 21 (3): 95-97 Angulo A. 2008b. Conservation Needs of Batrachophrynus and Telmatobius Frogs of the Andes of Peru. Conservation and Society 6(4): 328-333 Barrionuevo S & M. Ponssa. 2008. Decline of three species of the

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Tabla 1. Lista de especies de anfibios reportados para Perú y su distribución altitudinal. Las especies marcadas con un asterisco son aquellos anfibios andinos descritos entre el 2003-2010 y que se encuentran fuera del SINANPE.

1. 2. 3. 4. 5. 6. 7. 8. 9. 10. 11. 12. 13. 14. 15. 16. 17.

Especies de anfibios presentes en Perú Orden Anura Familia Aromobatidae Allobates alessandroi (Grant & Rodriguez, 2001) Allobates conspicuus (Morales, 2002) Allobates craspedoceps (Duellman, 2004) Allobates femoralis (Boulenger, 1884) Allobates fuscellus (Morales, 2002) Allobates marchesianus (Melin, 1941) Allobates melanolaemus (Grant & Rodriguez, 2001) Allobates ornatus (Morales, 2002) Allobates sumtuosus (Morales, 2002) Allobates trilineatus (Boulenger, 1884) Allobates zaparo (Silverstone, 1976) Familia Bufonidae Atelopus andinus Rivero, 1968 Atelopus bomolochos Peters, 1973 Atelopus dimorphus Lötters, 2003* Atelopus epikeisthos Lötters, Schulte, & Duellman, 2005* Atelopus erythropus Boulenger, 1903 Atelopus eusebiodiazi Venegas, Catenazzi, Siu-Ting, & Carrillo, 2008*

Elevación (m) 820-1480 250 500 300-1000 60-250 0-800 <200 350-680 <1000 100-250 <550 1000-2000 2500-2800 1650-1800 2010 1800-2500 2950 (continúa....)

Rev. peru. biol. 17(1): 005- 028 (Abril 2010)

Anfibios andinos del Perú fuera de Áreas Naturales Protegidas Especies de anfibios presentes en Perú Orden Anura 18. 19. 20. 21. 22. 23. 24. 25. 26. 27. 28. 29. 30. 31. 32. 33. 34. 35. 36. 37. 38. 39. 40. 41. 42. 43. 44. 45. 46. 47. 48. 49. 50. 51. 52. 53. 54. 55. 56. 57. 58. 59. 60. 61. 62. 63. 64. 65. 66. 67. 68. 69. 70. 71. 72. 73. 74. 75. 76.

Atelopus oxapampae Lehr, Lötters, & Mikael, 2008* Atelopus patazensis Venegas, Catenazzi, Siu-Ting, & Carrillo, 2008 Atelopus peruensis Gray & Cannatella, 1985 Atelopus pachydermus (Schmidt, 1857) Atelopus pulcher Boulenger, 1882 Atelopus pyrodactylus Venegas & Barrio, 2006* Atelopus reticulatus Lötters, Haas, Schick, & Böhme, 2002 Atelopus seminiferus Cope, 1874 Atelopus siranus Lötters & Henzl, 2000 Atelopus spumarius Cope, 1871 Atelopus tricolor Boulenger, 1902 Dendrophryniscus minutus (Melin, 1941) Nannophryne cophotis (Boulenger, 1900) Nannophryne corynetes (Duellman & Ochoa, 1991) Nannophryne variegata Günther, 1870 Rhaebo glaberrimus (Günther, 1869) Rhaebo guttatus (Schneider, 1799) Rhinella arborescandens (Duellman & Schulte, 1992) Rhinella castaneotica (Caldwell, 1991) Rhinella ceratophrys (Boulenger, 1882) Rhinella chavin (Lehr, Köhler, Aguilar, & Ponce, 2001) Rhinella dapsilis (Myers & Carvalho, 1945) Rhinella festae (Peracca, 1904) Rhinella fissipes (Boulenger, 1903) Rhinella inca (Stejneger, 1913) Rhinella iserni (Jiménez de la Espada, 1875) Rhinella limensis (Werner, 1901) Rhinella manu Chaparro, Pramuk, & Gluesenkamp, 2007 Rhinella margaritifera (Laurenti, 1768) Rhinella marina (Linnaeus, 1758) Rhinella multiverrucosa (Lehr, Pramuk, & Lundberg, 2005)* Rhinella nesiotes (Duellman & Toft, 1979) Rhinella poeppigii (Tschudi, 1845) Rhinella proboscidea (Spix, 1824) Rhinella roqueana (Melin, 1941) Rhinella spinulosa (Wiegmann, 1834) Rhinella vellardi (Leviton & Duellman, 1978) Rhinella veraguensis (Schmidt, 1857) Rhinella yanachaga Lehr, Pramuk, Hedges, & Córdova, 2007 Truebella skoptes Graybeal & Cannatella, 1995 Truebella tothastes Graybeal & Cannatella, 1995 Familia Centrolenidae Centrolene azulae (Flores & McDiarmid, 1989) Centrolene buckleyi (Boulenger, 1882) Centrolene fernandoi Duellman & Schulte, 1993 Centrolene hesperium (Cadle & McDiarmid, 1990) Centrolene lemniscatum Duellman & Schulte, 1993 Centrolene muelleri Duellman & Schulte, 1993 Cochranella croceopodes Duellman & Schulte, 1993 Cochranella euhystrix (Cadle & McDiarmid, 1990) Cochranella mariae (Duellman & Toft, 1979) Cochranella midas (Lynch & Duellman, 1973) Cochranella ocellata (Boulenger, 1918) Cochranella resplendens (Lynch & Duellman, 1973) Cochranella ritae (Lutz in Lutz & Kloss, 1952) Hyalinobatrachium bergeri (Cannatella, 1980) Hyalinobatrachium carlesvilai Castroviejo et al. 2009 Hyalinobatrachium iaspidiense (Ayarzagüena, 1992) Hyalinobatrachium pellucidum Lynch & Duellman, 1973 Hyalinobatrachium ruedai Ruiz-Carranza & Lynch, 1998

Elevación (m) 1700-2200 2500-3000 2800-4200 2600 600-900 2860 1600 1000 2000-2400 0-600 600-2500 0-1000 3160-4100 2000-3200 0-2000 300-1400 50-860 2400 <1000 <1350 2600-3072 100-300 200-1700 800-2500 900-1900 ? 70-2830 2700-2800 0-2400 0-3000 2600-3000 600-2000 350-2000 ? 200-1000 >1000 >1000 500-2100 2600 2742-3283 2438 1500 2100-3300 1080 1500-1800 2000 2000 730-800 1800-2610 1550-2000 200-300 1200-1700 300-400 <1000 300-2000 200-1080 95 1080 400-800 (continúa....)

Rev. peru. biol. 17(1): 005- 028 (April 2010)

Aguilar et al. Especies de anfibios presentes en Perú Orden Anura 77. 78. 79. 80. 81. 82. 83. 84. 85. 86. 87. 88. 89. 90.

Nymphargus chancas (Duellman & Schulte, 1993) Nymphargus mixomaculatus (Guayasamin, Lehr, Rodríguez, & Aguilar, 2006)* Nymphargus phenax (Cannatella & Duellman, 1982) Nymphargus pluvialis (Cannatella & Duellman, 1982) Nymphargus posadae (Ruiz-Carranza & Lynch, 1995) Nymphargus siren (Lynch & Duellman, 1973) Nymphargus truebae (Duellman, 1976) Rulyrana erminea (Torres-Gastello, Suárez-Segovia, & Cisneros-Heredia, 2007) Rulyrana mcdiarmidi Cisneros-Heredia, Venegas, Rada, & Schulte, 2008* Rulyrana saxiscandens (Duellman & Schulte, 1993) Rulyrana spiculata (Duellman, 1976) Rulyrana tangarana (Duellman & Schulte, 1993) Teratohyla midas (Lynch & Duellman, 1973) Vitreorana oyampiensis (Lescure, 1975) Familia Ceratophryidae 91. Ceratophrys cornuta (Linnaeus, 1758) 92. Ceratophrys stolzmanni Steindachner, 1882 93. Telmatobius arequipensis Vellard, 1955 94. Telmatobius atahualpai Wiens, 1993 95. Telmatobius brachydactylus Peters, 1873 96. Telmatobius brevipes Vellard, 1951 97. Telmatobius brevirostris Vellard, 1955 98. Telmatobius carrillae Morales, 1988 99. Telmatobius colanensis Wiens, 1993 100. Telmatobius culeus (Garman, 1876) 101. Telmatobius degener Wiens, 1993 102. Telmatobius hockingi Salas & Sinsch, 1996 103. Telmatobius ignavus Barbour & Noble, 1920 104. Telmatobius intermedius Vellard, 1951 105. Telmatobius jelskii (Peters, 1873) 106. Telmatobius latirostris Vellard, 1951 107. Telmatobius macrostomus Peters, 1873 108. Telmatobius marmoratus (Duméril & Bibron, 1841) 109. Telmatobius mayoloi Salas & Sinsch, 1996 110. Telmatobius necopinus Wiens, 1993 111. Telmatobius peruvianus Wiegmann, 1834 112. Telmatobius punctatus Vellard, 1955 113. Telmatobius rimac Schmidt, 1954 114. Telmatobius sanborni Schmidt, 1954 115. Telmatobius thompsoni Wiens, 1993 116. Telmatobius timens De la Riva, Aparicio, & Ríos, 2005 117. Telmatobius truebae Wiens, 1993 Familia Dendrobatidae 118. Ameerega altamazonica Twomey & Brown, 2008 119. Ameerega bassleri (Melin, 1941) 120. Ameerega cainarachi (Schulte, 1989) 121. Ameerega hahneli (Boulenger, 1884) 122. Ameerega ignipedis Brown & Twomey, 2009 123. Ameerega labialis (Cope, 1874) 124. Ameerega macero (Rodriguez & Myers, 1993) 125. Ameerega parvula (Boulenger, 1882) 126. Ameerega pepperi Brown & Twomey, 2009 127. Ameerega peruviridis Bauer, 1986 128. Ameerega petersi (Silverstone, 1976) 129. Ameerega picta (Bibron in Tschudi, 1838) 130. Ameerega planipaleae (Morales & Velazco, 1998) 131. Ameerega pongoensis (Schulte, 1999) 132. Ameerega rubriventris (Lötters, Debold, Henle, Glaw, & Kneller, 1997) 133. Ameerega silverstonei (Myers & Daly, 1979) 134. Ameerega simulans (Myers, Rodriguez, & Icochea, 1998)

Elevación (m) 1080 2625-2750 1840 1820-2000 1100-2800 1310-1700 1700 370 1100-1200 700-800 1200-1700 1080 <1000 90-900 0-400 0-100 2000-4000 2600 4000 2000-3520 2000-3600 3950-4000 2410 3810 3290 2700 1840-3080 3300 2700-4500 2620 3200-4300 3000-5000 3515-4150 2050 3300 2300-3000 2000-4000 3100-3800 3290 3450-3750 2150-3470 401 270-1200 <600 400-1500 240 <1000 <500 200-1200 380-980 ? 274-800 200-1200 2100 1000 300-550 1330 300-600 (continúa....)

Rev. peru. biol. 17(1): 005- 028 (Abril 2010)

Anfibios andinos del Perú fuera de Áreas Naturales Protegidas Especies de anfibios presentes en Perú Orden Anura 135. Ameerega smaragdina (Silverstone, 1976) 136. Ameerega trivittata (Spix, 1824) 137. Ameerega yoshina Brown & Twomey, 2009 138. "Colostethus" poecilonotus Rivero, 1991 139. Epipedobates anthonyi (Noble, 1921) 140. Adelphobates quinquevittatus (Steindachner, 1864) 141. Excidobates captivus (Myers, 1982) 142. Excidobates mysteriosus (Myers, 1982) 143. Ranitomeya amazonica (Schulte, 1999) 144. Ranitomeya benedicta Brown, Twomey, Pepper, & Sanchez-Rodriguez, 2008 145. Ranitomeya biolat (Morales, 1992) 146. Ranitomeya cyanovittata Perez-Peña, Chávez, Twoney & Brown, 2010 147. Ranitomeya duellmani (Schulte, 1999) 148. Ranitomeya fantastica (Boulenger, 1884) 149. Ranitomeya flavovittata (Schulte, 1999) 150. Ranitomeya ignea (Melin, 1941) 151. Ranitomeya imitator (Schulte, 1986) 152. Ranitomeya intermedia (Schulte, 1999) 153. Ranitomeya lamasi (Morales, 1992) 154. Ranitomeya reticulata (Boulenger, 1884) 155. Ranitomeya rubrocephala (Schulte, 1999) 156. Ranitomeya sirensis (Aichinger, 1991) 157. Ranitomeya summersi Brown, Twomey, Pepper, & Sanchez-Rodriguez, 2008 158. Ranitomeya uakarii (Brown, Schulte, & Summers, 2006) 159. Ranitomeya vanzolinii (Myers, 1982) 160. Ranitomeya variabilis (Zimmermann & Zimmermann, 1988) 161. Ranitomeya ventrimaculata (Shreve, 1935) 162. Ranitomeya yavaricola Perez-Peña, Chávez, Twoney & Brown, 2010 163. Hyloxalus aeruginosus (Duellman, 2004)* 164. Hyloxalus argyrogaster (Morales & Schulte, 1993) 165. Hyloxalus azureiventris (Kneller & Henle, 1985) 166. Hyloxalus chlorocraspedus (Caldwell, 2005) 167. Hyloxalus elachyhistus (Edwards, 1971) 168. Hyloxalus eleutherodactylus (Duellman, 2004) 169. Hyloxalus idiomelus (Rivero, 1991) 170. Hyloxalus insulatus (Duellman, 2004)* 171. Hyloxalus leucophaeus (Duellman, 2004)* 172. Hyloxalus littoralis (Péfaur, 1984) 173. Hyloxalus mittermeieri (Rivero, 1991) 174. Hyloxalus nexipus (Frost, 1986) 175. Hyloxalus patitae (Lötters, Morales, & Proy, 2003) 176. Hyloxalus peruvianus (Melin, 1941) 177. Hyloxalus pulcherrimus (Duellman, 2004) 178. Hyloxalus sordidatus (Duellman, 2004) 179. Hyloxalus spilotogaster (Duellman, 2004)* 180. Hyloxalus sylvaticus (Barbour & Noble, 1920) 181. Hyloxalus utcubambensis (Morales, 1994) Familia Eleutherodactylidae 182. Adelophryne adiastola Hoogmoed & Lescure, 1984 Familia Hemiphractidae 183. Gastrotheca abdita Duellman, 1987 184. Gastrotheca antoniiochoai (De la Riva & Chaparro, 2005) 185. Gastrotheca atympana Duellman, Lehr, Rodríguez, & von May, 2004* 186. Gastrotheca carinaceps Duellman, Trueb, & Lehr, 2006 187. Gastrotheca excubitor Duellman & Fritts, 1972 188. Gastrotheca galeata Trueb & Duellman, 1978 189. Gastrotheca griswoldi Shreve, 1941 190. Gastrotheca lateonota Duellman & Trueb, 1988 191. Gastrotheca longipes (Boulenger, 1882) 192. Gastrotheca marsupiata (Duméril & Bibron, 1841)

Elevación (m) 400 500 261-310 500-1000 153-1769 <1000 213-600 900-1100 200 150-405 200-300 206-257 200-500 200-600 120 <1000 200-700 200 400-1200 <200 600-1500 750-1000 684 100-220 <300 900-1200 <400 120 1980-2180 400-1700 700 <210 600-1800 360 1620 1260-2600 2400 665-2180 1620 500-1550 210-800 600-1000 2620 500 2326 2469-3100 2391 200 2970-3330 2800-3300 1540 2200 2000-3000 1740-2130 3000-4200 2770 250-1200 1500-4230 (continúa....)

Rev. peru. biol. 17(1): 005- 028 (April 2010)

Aguilar et al. Especies de anfibios presentes en Perú Orden Anura

Elevación (m)

193. Gastrotheca monticola Barbour & Noble, 1920 194. Gastrotheca ochoai Duellman & Fritts, 1972 195. Gastrotheca ossilaginis Duellman & Venegas, 2005* 196. Gastrotheca pacchamama Duellman, 1987 197. Gastrotheca peruana (Boulenger, 1900) 198. Gastrotheca phalarosa Duellman & Venegas, 2005* 199. Gastrotheca rebeccae Duellman & Trueb, 1988 200. Gastrotheca stictopleura Duellman, Lehr, & Aguilar, 2001 201. Gastrotheca testudinea (Jiménez de la Espada, 1870) 202. Gastrotheca weinlandii (Steindachner, 1892) 203. Gastrotheca zeugocystis Duellman, Lehr, Rodríguez,& von May, 2004* 204. Hemiphractus bubalus (Jiménez de la Espada, 1870) 205. Hemiphractus helioi Sheil & Mendelson, 2001 206. Hemiphractus proboscideus (Jiménez de la Espada, 1870) 207. Hemiphractus scutatus (Spix, 1824) Familia Hylidae 208. Dendropsophus acreanus (Bokermann, 1964) 209. Dendropsophus allenorum (Duellman & Trueb, 1989) 210. Dendropsophus aperomeus (Duellman, 1982) 211. Dendropsophus bifurcus (Andersson, 1945) 212. Dendropsophus bokermanni (Goin, 1960) 213. Dendropsophus brevifrons (Duellman & Crump, 1974) 214. Dendropsophus coffeus (Köhler, Jungfer, & Reichle, 2005) 215. Dendropsophus haraldschultzi (Bokermann, 1962) 216. Dendropsophus koechlini (Duellman & Trueb, 1989) 217. Dendropsophus leali (Bokermann, 1964) 218. Dendropsophus leucophyllatus (Beireis, 1783) 219. Dendropsophus marmoratus (Laurenti, 1768) 220. Dendropsophus minutus (Peters, 1872) 221. Dendropsophus miyatai (Vigle & Goberdhan-Vigle, 1990) 222. Dendropsophus parviceps (Boulenger, 1882) 223. Dendropsophus rhodopeplus (Günther, 1858) 224. Dendropsophus riveroi (Cochran & Goin, 1970) 225. Dendropsophus rossalleni (Goin, 1959) 226. Dendropsophus sarayacuensis (Shreve, 1935) 227. Dendropsophus schubarti (Bokermann, 1963) 228. Dendropsophus triangulum (Günther, 1869) 229. Ecnomiohyla tuberculosa (Boulenger, 1882) 230. Hyloscirtus albopunctulatus (Boulenger, 1882) 231. Hyloscirtus armatus (Boulenger, 1902) 232. Hyloscirtus phyllognathus (Melin, 1941) 233. Hypsiboas andinus (Müller, 1924) 234. Hypsiboas balzani (Boulenger, 1898) 235. Hypsiboas boans (Linnaeus, 1758) 236. Hypsiboas calcaratus (Troschel, 1848) 237. Hypsiboas cinerascens (Spix, 1824) 238. Hypsiboas fasciatus (Günther, 1858) 239. Hypsiboas geographicus (Spix, 1824) 240. Hypsiboas lanciformis Cope, 1871 241. Hypsiboas melanopleura (Boulenger, 1912) 242. Hypsiboas microderma (Pyburn, 1977) 243. Hypsiboas nympha Faivovich, Moravec, Cisneros-Heredia, & Köhler, 2006 244. Hypsiboas palaestes (Duellman, De la Riva, & Wild, 1997) 245. Hypsiboas punctatus (Schneider, 1799) 246. Nyctimantis rugiceps Boulenger, 1882 247. Osteocephalus buckleyi (Boulenger, 1882) 248. Osteocephalus cabrerai (Cochran & Goin, 1970) 249. Osteocephalus castaneicola Moravec, Aparicio, Guerrero-Reinhard, Calderón, Jungfer, & Gvodík, 2009 250. Osteocephalus deridens Jungfer, Ron, Seipp, & Almendáriz, 2000 251. Osteocephalus elkejungingerae (Henle, 1981) 252. Osteocephalus heyeri Lynch, 2002

1900-3130 2700-2800 3000-3100 3710-4600 2300 3435 2620 2500-3090 400-2000 1100-2370 2920 300-2000 300-2000 100-1200 <1000 200-1200 <200 1330-1850 200-1200 100-800 340 550-800 <300 200-280 <450 <600 <1000 <1800 <300 <1300 200-1200 100-200 <700 <1200 <300 <800 200-600 300 1000-2500 410-1810 500-3000 450-2210 0-1000 400-1000 500-1000 <450 500-1200 <1500 1900 100-250 <600 1005-1840 <1400 200-1200 <1200 <700 <1000 200-450 300-1100 100-200 (continúa....)

Rev. peru. biol. 17(1): 005- 028 (Abril 2010)

Anfibios andinos del Perú fuera de Áreas Naturales Protegidas Especies de anfibios presentes en Perú Orden Anura 253. Osteocephalus leoniae Jungfer & Lehr, 2001 254. Osteocephalus mimeticus (Melin, 1941) 255. Osteocephalus mutabor Jungfer & Hödl, 2002 256. Osteocephalus pearsoni (Gaige, 1929) 257. Osteocephalus planiceps Cope, 1874 258. Osteocephalus taurinus Steindachner, 1862 259. Osteocephalus verruciger (Werner, 1901) 260. Osteocephalus yasuni Ron & Pramuk, 1999 261. Pseudis paradoxa (Linnaeus, 1758) 262. Scarthyla goinorum (Bokermann, 1962) 263. Scinax chiquitanus (De la Riva, 1990) 264. Scinax cruentommus (Duellman, 1972) 265. Scinax funereus (Cope, 1874) 266. Scinax garbei (Miranda-Ribeiro, 1926) 267. Scinax ictericus Duellman & Wiens, 1993 268. Scinax iquitorum Moravec et al. 2009 269. Scinax oreites Duellman & Wiens, 1993 270. Scinax pedromedinae (Henle, 1991) 271. Scinax ruber (Laurenti, 1768) 272. Sphaenorhynchus carneus (Cope, 1868) 273. Sphaenorhynchus dorisae (Goin, 1957) 274. Sphaenorhynchus lacteus (Daudin, 1800) 275. Sphaenorhynchus platycephalus (Werner, 1894) 276. Trachycephalus coriaceus (Peters, 1867) 277. Trachycephalus jordani (Stejneger & Test, 1891) 278. Trachycephalus resinifictrix (Goeldi, 1907) 279. Trachycephalus venulosus (Laurenti, 1768) 280. Agalychnis hulli (Duellman & Mendelson, 1995) 281. Cruziohyla craspedopus (Funkhouser, 1957) 282. Phyllomedusa atelopoides Duellman, Cadle, & Cannatella, 1988 283. Phyllomedusa baltea Duellman & Toft, 1979 284. Phyllomedusa bicolor (Boddaert, 1772) 285. Phyllomedusa camba De la Riva, 1999 286. Phyllomedusa coelestis (Cope, 1874) 287. Phyllomedusa duellmani Cannatella, 1982 288. Phyllomedusa palliata Peters, 1873 289. Phyllomedusa tarsius (Cope, 1868) 290. Phyllomedusa tomopterna (Cope, 1868) 291. Phyllomedusa vaillantii Boulenger, 1882 Familia Leiuperidae 292. Edalorhina nasuta Boulenger, 1912 293. Edalorhina perezi Jiménez de la Espada, 1870 294. Engystomops freibergi (Donoso-Barros, 1969) 295. Engystomops petersi Jiménez de la Espada, 1872 296. Engystomops pustulatus (Shreve, 1941) 297. Pleurodema cinereum Cope, 1878 298. Pleurodema marmoratum (Duméril & Bibron, 1840) 299. Pseudopaludicola ceratophryes Rivero & Serna, 1985 Familia Leptodactylidae 300. Hydrolaetare schmidti (Cochran & Goin, 1959) 301. Leptodactylus andreae Müller, 1923 302. Leptodactylus bolivianus Boulenger, 1898 303. Leptodactylus didymus Heyer, García-Lopez, & Cardoso, 1996 304. Leptodactylus diedrus Heyer, 1994 305. Leptodactylus discodactylus Boulenger, 1884 306. Leptodactylus elenae Heyer, 1978 307. Leptodactylus fuscus (Schneider, 1799) 308. Leptodactylus griseigularis (Henle, 1981) 309. Leptodactylus hylaedactylus (Cope, 1868) 310. Leptodactylus knudseni Heyer, 1972 311. Leptodactylus labrosus Jiménez de la Espada, 1875

Rev. peru. biol. 17(1): 005- 028 (April 2010)

Elevación (m) 730-1000 260-1650 200-1200 200-1000 200-700 <1250 ? 100-250 <1000 50-200 <450 340 1100 <1000 200 120 1600-2400 200 0-2600 50-140 50-300 0-300 ? 0-300 0-1000 0-450 0-800 <450 50-600 <200 1280 0-800 450 <800 1850-1910 100-400 0-450 0-500 0-450 220-1000 100-1100 ? 89-1200 0-325 1600-4200 3200-4480 100-300 0-200 0-400 <1400 <450 <400 100-1150 <500 <1700 100-1800 0-800 0-1800 0-400 (continúa....)

Aguilar et al. Especies de anfibios presentes en Perú Orden Anura 312. Leptodactylus latrans (Steffen, 1815) 313. Leptodactylus leptodactyloides (Andersson, 1945) 314. Leptodactylus lineatus (Schneider, 1799) 315. Leptodactylus macrosternum Miranda-Ribeiro, 1926 316. Leptodactylus mystaceus (Spix, 1824) 317. Leptodactylus ocellatus (Linnaeus, 1758) 318. Leptodactylus pascoensis Heyer, 1994 319. Leptodactylus pentadactylus (Laurenti, 1768) 320. Leptodactylus petersii (Steindachner, 1864) 321. Leptodactylus rhodomystax Boulenger, 1884 322. Leptodactylus rhodonotus (Günther, 1869) 323. Leptodactylus rhodostima (Cope, 1874) 324. Leptodactylus riveroi Heyer & Pyburn, 1983 325. Leptodactylus stenodema Jiménez de la Espada, 1875 326. Leptodactylus ventrimaculatus Boulenger, 1902 327. Leptodactylus wagneri (Peters, 1862) Familia Microhylidae 328. Altigius alios Wild, 1995 329. Melanophryne barbatula Lehr & Trueb, 2007 330. Melanophryne carpish (Lehr, Rodriguez, & Córdova, 2002) 331. Syncope antenori Walker, 1973 332. Syncope carvalhoi Nelson, 1975 333. Syncope tridactyla (Duellman & Mendelson, 1995) 334. Chiasmocleis anatipes Walker & Duellman, 1974 335. Chiasmocleis bassleri Dunn, 1949 336. Chiasmocleis devriesi Funk & Cannatella, 2009 337. Chiasmocleis magnova Moravec & Köhler, 2007 338. Chiasmocleis ventrimaculata (Andersson, 1945) 339. Ctenophryne geayi Mocquard, 1904 340. Elachistocleis ovalis (Schneider, 1799) 341. Hamptophryne boliviana (Parker, 1927) Familia Pipidae 342. Pipa pipa (Linnaeus, 1758) 343. Pipa snethlageae Müller, 1914 Familia Ranidae 344. Lithobates bwana (Hillis & de Sá, 1988) 345. Lithobates catesbeianus (Shaw, 1802) 346. Lithobates palmipes (Spix, 1824) Familia Strabomantidae 347. Bryophryne bustamantei (Chaparro, De la Riva, Padial, Ochoa, & Lehr, 2007)* 348. Bryophryne cophites (Lynch, 1975) 349. Bryophryne gymnotis Lehr & Catenazzi, 2009* 350. Bryophryne hanssaueri Lehr & Catenazzi, 2009 351. Bryophryne nubilosus Lehr & Catenazzi, 2008 352. Bryophryne zonalis Lehr & Catenazzi, 2009* 353. Noblella duellmani (Lehr, Aguilar, & Lundberg, 2004)* 354. Noblella heyeri (Lynch, 1986) 355. Noblella lochites (Lynch, 1976) 356. Noblella lynchi (Duellman, 1991) 357. Noblella myrmecoides (Lynch, 1976) 358. Noblella peruviana (Noble, 1921) 359. Noblella pigmaea Lehr & Catenazzi, 2009 360. Psychrophrynella bagrecito (Lynch, 1986) 361. Psychrophrynella boettgeri (Lehr, 2006)* 362. Psychrophrynella usurpator De la Riva, Chaparro, & Padial, 2008 363. Hypodactylus araiodactylus (Duellman & Pramuk, 1999) 364. Hypodactylus fallaciosus (Duellman, 2000) 365. Hypodactylus lucida (Cannatella, 1984) 366. Hypodactylus lundbergi (Lehr, 2005)* 367. Hypodactylus nigrovittatus (Andersson, 1945)

Elevación (m) <1000 15-700 <1800 10 <1000 0-1400 780-2500 0-1200 <600 0-500 200-2050 <1000 90-450 <1200 0-1400 200-1800 <200 2500 2750-2960 200-1000 <200 190-350 200-400 <300 102 120 <400 0-600 <500 <400 <400 ? 300-700 ? 0-1000 3555-3950 3400 3272‑3354 3266-3430 2712 3129-3285 2900 1700-3000 1138 2870 100-1200 2800-3500 3025-3190 2740 3466 2800-3500 3370 3160 3710 1800-2760 200-900 (continúa....)

Rev. peru. biol. 17(1): 005- 028 (Abril 2010)

Anfibios andinos del Perú fuera de Áreas Naturales Protegidas Especies de anfibios presentes en Perú Orden Anura 368. Lynchius flavomaculatus (Parker, 1938) 369. Lynchius nebulanastes (Cannatella, 1984) 370. Lynchius parkeri (Lynch, 1975) 371. Oreobates cruralis (Boulenger, 1902) 372. Oreobates granulosus (Boulenger, 1903) 373. Oreobates lehri (Padial, Chaparro, & De la Riva, 2007) 374. Oreobates pereger (Lynch, 1975) 375. Oreobates quixensis Jiménez de la Espada, 1872 376. Oreobates saxatilis (Duellman, 1990) 377. Phrynopus auriculatus Duellman & Hedges, 2008 378. Phrynopus ayacucho Lehr, 2007* 379. Phrynopus barthlenae Lehr & Aguilar, 2002 380. Phrynopus bracki Hedges, 1990 381. Phrynopus bufoides Lehr, Lundberg, & Aguilar, 2005* 382. Phrynopus dagmarae Lehr, Aguilar, & Köhler, 2002 383. Phrynopus heimorum Lehr, 2001 384. Phrynopus horstpauli Lehr, Köhler, & Ponce, 2000 385. Phrynopus juninensis (Shreve, 1938) 386. Phrynopus kauneorum Lehr, Aguilar, & Köhler, 2002 387. Phrynopus kotosh Lehr, 2007 388. Phrynopus lechriorhynchus Trueb & Lehr, 2008* 389. Phrynopus miroslawae Chaparro, Padial, & De la Riva, 2008 390. Phrynopus montium (Shreve, 1938) 391. Phrynopus nicoleae Chaparro, Padial, & De la Riva, 2008 392. Phrynopus oblivius Lehr, 2007* 393. Phrynopus paucari Lehr, Lundberg, & Aguilar, 2005* 394. Phrynopus peruanus Peters, 1873 395. Phrynopus pesantesi Lehr, Lundberg, & Aguilar, 2005* 396. Phrynopus tautzorum Lehr & Aguilar, 2003* 397. Phrynopus thompsoni Duellman, 2000 398. Phrynopus tribulosus Duellman & Hedges, 2008 399. Pristimantis aaptus (Lynch & Lescure, 1980) 400. Pristimantis achuar Elmer & Cannatella, 2008 401. Pristimantis acuminatus (Shreve, 1935) 402. Pristimantis adiastolus Duellman & Hedges, 2007* 403. Pristimantis albertus Duellman & Hedges, 2007* 404. Pristimantis altamazonicus (Barbour & Dunn, 1921) 405. Pristimantis altamnis Elmer & Cannatella, 2008 406. Pristimantis amydrotus (Duellman & Lehr, 2007)* 407. Pristimantis anemerus (Duellman & Pramuk, 1999) 408. Pristimantis aniptopalmatus (Duellman & Hedges, 2005) 409. Pristimantis aquilonaris Lehr, Aguilar, Siu-Ting, & Jordán, 2007* 410. Pristimantis ardalonychus (Duellman & Pramuk, 1999) 411. Pristimantis atrabracus (Duellman & Pramuk, 1999) 412. Pristimantis avicuporum (Duellman & Pramuk, 1999) 413. Pristimantis bearsei (Duellman, 1992) 414. Pristimantis bellator Lehr, Aguilar, Siu-Ting, & Jordán, 2007 415. Pristimantis bipunctatus (Duellman & Hedges, 2005) 416. Pristimantis bromeliaceus (Lynch, 1979) 417. Pristimantis buccinator (Rodriguez, 1994) 418. Pristimantis caeruleonotus Lehr, Aguilar, Siu-Ting, & Jordán, 2007* 419. Pristimantis cajamarcensis (Barbour & Noble, 1920) 420. Pristimantis caliginosus (Lynch, 1996) 421. Pristimantis carvalhoi (Lutz in Lutz & Kloss, 1952) 422. Pristimantis ceuthospilus (Duellman & Wild, 1993) 423. Pristimantis chimu Lehr, 2007* 424. Pristimantis citriogaster (Duellman, 1992) 425. Pristimantis colodactylus (Lynch, 1979) 426. Pristimantis condor (Lynch & Duellman, 1980) 427. Pristimantis conspicillatus (Günther, 1858)

Elevación (m) 2215-3200 2770 2770-3100 200-2000 1829 2430-2800 2460-2650 100-1000 360-680 2600 3411 3680 2300-2700 3850-4100 3070-3380 3420-3430 3030 2800-3820 2600-3020 2950 2740-2800 3363 2600-2750 3589 3210-3220 3600 3825 4280-4390 3770 3290 2600 <200 239 100-900 1200 1970 200-1200 680 1500 2770 2300-2600 2000-2500 680-1200 2963-3330 1700-2030 500-730 1900-3100 2060-2120 1500-2622 350-850 2500-2900 1800-3100 1650 <1000 1500-1840 3000-3100 600-800 2195-3140 1500-1975 0-600 (continúa....)

Rev. peru. biol. 17(1): 005- 028 (April 2010)

Aguilar et al. Especies de anfibios presentes en Perú Orden Anura 428. Pristimantis cordovae (Lehr & Duellman, 2007)* 429. Pristimantis coronatus Lehr & Duellman, 2007* 430. Pristimantis corrugatus (Duellman, Lehr, & Venegas, 2006)* 431. Pristimantis cosnipatae (Duellman, 1978) 432. Pristimantis croceoinguinis (Lynch, 1968) 433. Pristimantis cruciocularis (Lehr, Lundberg, Aguilar, & von May, 2006) 434. Pristimantis cryptomelas (Lynch, 1979) 435. Pristimantis cuneirostris (Duellman & Pramuk, 1999) 436. Pristimantis danae (Duellman, 1978) 437. Pristimantis delius (Duellman & Mendelson, 1995) 438. Pristimantis diadematus (Jiménez de la Espada, 1875) 439. Pristimantis divnae Lehr & von May, 2009 440. Pristimantis eurydactylus (Hedges & Schlüter, 1992) 441. Pristimantis exoristus (Duellman & Pramuk, 1999) 442. Pristimantis fenestratus (Steindachner, 1864) 443. Pristimantis flavobracatus (Lehr, Lundberg, Aguilar, & von May, 2006) 444. Pristimantis galdi Jiménez de la Espada, 1870 445. Pristimantis imitatrix (Duellman, 1978) 446. Pristimantis incomptus (Lynch & Duellman, 1980) 447. Pristimantis infraguttatus (Duellman & Pramuk, 1999) 448. Pristimantis lacrimosus (Jiménez de la Espada, 1875) 449. Pristimantis lanthanites (Lynch, 1975) 450. Pristimantis leucorrhinus Boano, Mazzotti, & Sindaco, 2008 451. Pristimantis lindae (Duellman, 1978) 452. Pristimantis lirellus (Dwyer, 1995) 453. Pristimantis lucasi Duellman & Chaparro, 2008* 454. Pristimantis luscombei (Duellman & Mendelson, 1995) 455. Pristimantis lymani (Barbour & Noble, 1920) 456. Pristimantis lythrodes (Lynch & Lescure, 1980) 457. Pristimantis malkini (Lynch, 1980) 458. Pristimantis martiae (Lynch, 1974) 459. Pristimantis melanogaster (Duellman & Pramuk, 1999) 460. Pristimantis mendax (Duellman, 1978) 461. Pristimantis meridionalis (Lehr & Duellman, 2007)* 462. Pristimantis metabates (Duellman & Pramuk, 1999) 463. Pristimantis minutulus Duellman & Hedges, 2007 464. Pristimantis muscosus (Duellman & Pramuk, 1999) 465. Pristimantis nephophilus (Duellman & Pramuk, 1999) 466. Pristimantis ockendeni (Boulenger, 1912) 467. Pristimantis olivaceus (Köhler, Morales, Lötters, Reichle, & Aparicio, 1998) 468. Pristimantis orcus (Lehr, Catenazzi & Rodriguez, 2009) 469. Pristimantis ornatus (Lehr, Lundberg, Aguilar, & von May, 2006)* 470. Pristimantis pardalinus (Lehr, Lundberg, Aguilar, & von May, 2006)* 471. Pristimantis pataikos (Duellman & Pramuk, 1999) 472. Pristimantis pecki (Duellman and Lynch, 1988) 473. Pristimantis percnopterus (Duellman & Pramuk, 1999) 474. Pristimantis peruvianus (Melin, 1941) 475. Pristimantis petrobardus (Duellman, 1991) 476. Pristimantis phalaroinguinis (Duellman & Lehr, 2007)* 477. Pristimantis pharangobates (Duellman, 1978) 478. Pristimantis phoxocephalus (Lynch, 1979) 479. Pristimantis pinguis (Duellman & Pramuk, 1999) 480. Pristimantis platydactylus (Boulenger, 1903) 481. Pristimantis proserpens (Lynch, 1979) 482. Pristimantis quaquaversus (Lynch, 1974) 483. Pristimantis reichlei (Padial et al, 2009) 484. Pristimantis rhabdocnemus (Duellman & Hedges, 2005) 485. Pristimantis rhabdolaemus (Duellman, 1978) 486. Pristimantis rhodoplichus (Duellman & Wild, 1993) 487. Pristimantis rhodostichus (Duellman & Pramuk, 1999)

Elevación (m) 3400-4010 2850 3000-3300 1580-1700 200-400 1330-1850 2470-3100 1700 200-1800 183 <1000 250-300 800-1380 665-1830 <1900 1770 1000-1975 200 1300-1910 2000-2180 100-900 200-1630 2500 1700 470-1200 2790 185-312 1600-3200 20 100-500 100-1300 3300-3470 200-2200 2290 525 300-1200 1800-2000 1080-2180 100-2000 350-1300 158 2400-3000 2640 3470 1138-1700 1138-2400 200-1750 1800-2500 1800 1180-2750 1800 3050-3760 950-3470 1750 200-1900 220 2600-2900 1000-2400 2770-3050 1080 (continúa....)

Rev. peru. biol. 17(1): 005- 028 (Abril 2010)

Anfibios andinos del Perú fuera de Áreas Naturales Protegidas Especies de anfibios presentes en Perú Orden Anura 488. Pristimantis royi (Morales, 2007) 489. Pristimantis rufioculis (Duellman & Pramuk, 1999) 490. Pristimantis sagittulus (Lehr, Aguilar, & Duellman, 2004) 491. Pristimantis salaputium (Duellman, 1978) 492. Pristimantis schultei (Duellman, 1990) 493. Pristimantis scitulus (Duellman, 1978) 494. Pristimantis seorsus Lehr, 2007* 495. Pristimantis serendipitus (Duellman & Pramuk, 1999) 496. Pristimantis simonsii (Boulenger, 1900) 497. Pristimantis skydmainos (Flores & Rodriguez, 1997) 498. Pristimantis spectabilis Duellman & Chaparro, 2008 499. Pristimantis sternothylax (Duellman & Wild, 1993) 500. Pristimantis stictoboubonus (Duellman, Lehr, & Venegas, 2006)* 501. Pristimantis stictogaster (Duellman & Hedges, 2005) 502. Pristimantis tantanti (Lehr, Torres-Gastello, & Suárez-Segovia, 2007) 503. Pristimantis tanyrhynchus Lehr, 2007* 504. Pristimantis toftae (Duellman, 1978) 505. Pristimantis variabilis (Lynch, 1968) 506. Pristimantis ventriguttatus Lehr & Köhler, 2007* 507. Pristimantis ventrimarmoratus (Boulenger, 1912) 508. Pristimantis versicolor (Lynch, 1979) 509. Pristimantis vilarsi (Melin, 1941) 510. Pristimantis vilcabambae Lehr, 2007* 511. Pristimantis w-nigrum (Boettger, 1892) 512. Pristimantis wagteri (Venegas, 2007)* 513. Pristimantis wiensi (Duellman & Wild, 1993) 514. Pristimantis zeuctotylus (Lynch & Hoogmoed, 1977) 515. Pristimantis zimmermanae (Heyer & Hardy, 1991) 516. Yunganastes mercedesae (Lynch & McDiarmid, 1987) 517. Strabomantis sulcatus (Cope, 1874) Orden Caudata Familia Plethodontidae 518. Bolitoglossa altamazonica (Cope, 1874) 519. Bolitoglossa digitigrada Wake, Brame, & Thomas, 1982 520. Bolitoglossa peruviana (Boulenger, 1883) Orden Gymnophiona Familia Caeciliidae 521. Caecilia attenuata Taylor, 1968 522. Caecilia bokermanni Taylor, 1968 523. Caecilia corpulenta Taylor, 1968 524. Caecilia disossea Taylor, 1968 525. Caecilia gracilis Shaw, 1802 526. Caecilia inca Taylor, 1973 527. Caecilia mertensi Taylor, 1973 528. Caecilia tentaculata Linnaeus, 1758 529. Oscaecilia bassleri (Dunn, 1942) 530. Oscaecilia koepckeorum Wake, 1984 531. Siphonops annulatus (Mikan, 1820) 532. Nectocaecilia petersii (Boulenger, 1882) 533. Potomotyphlus kaupii (Berthold, 1859) 534. Typhlonectes compressicauda (Duméril & Bibron, 1841) Familia Rhinatrematidae 535. Epicrionops bicolor Boulenger, 1883 536. Epicrionops lativittatus Taylor, 1968 537. Epicrionops peruvianus (Boulenger, 1902) 538. Epicrionops petersi Taylor, 1968

Rev. peru. biol. 17(1): 005- 028 (April 2010)

Elevación (m) 330 1138-2180 2200 1700 2400-2850 2620 3350 1700-1850 3200 200-300 3300 1735-1840 3000-3130 2600 321 2050 200 100-600 1800 <1700 665-1750 <250 2050 1000-3300 2870-3000 1600-1735 10-300 10 1690-1950 200-950

<1500 1000 200-800

200-1000 <200 <1000 300 ? ? ? <1000 100-800 200 <800 100 <500 0-200 1750-2000 ? 2000-2500 2000

Aguilar et al. Tabla 2. Estado de conservación de los anfibios andinos presentes en Perú. En Peligro Crítico (CR), En Peligro (EN), Vulnerable (VU), Casi Amenazado (NT), Preocupación Menor (LC), Datos Deficientes (DD). Las especies andinas no evaluadas por la UICN fueron señaladas con “?”. Anfibios Andinos presentes en Perú

1. 2. 3. 4. 5. 6. 7. 8. 9. 10. 11. 12. 13. 14. 15. 16. 17. 18. 19. 20. 21. 22. 23. 24. 25. 26. 27. 28. 29. 30. 31. 32. 33. 34. 35. 36. 37. 38. 39. 40. 41. 42. 43. 44. 45. 46. 47. 48. 49. 50. 51. 52. 53. 54.

Orden Anura Familia Bufonidae Atelopus andinus Atelopus bomolochos Atelopus dimorphus Atelopus epikeisthos Atelopus erythropus Atelopus eusebiodiazi Atelopus oxapampae Atelopus pachydermus Atelopus patazensis Atelopus peruensis Atelopus pyrodactylus Atelopus reticulatus Atelopus seminiferus Atelopus siranus Nannophryne cophotis Nannophryne corynetes Rhinella arborescandens Rhinella chavin Rhinella manu Rhinella multiverrucosa Rhinella spinulosa Rhinella vellardi Rhinella yanachaga Truebella skoptes Truebella tothastes Familia Centrolenidae Centrolene azulae Centrolene buckleyi Centrolene fernandoi Centrolene hesperium Centrolene lemniscatum Centrolene muelleri Cochranella euhystrix Cochranella mariae Cochranella ocellata Hyalinobatrachium pellucidum Nymphargus chancas Nymphargus mixomaculatus Nymphargus phenax Nymphargus pluvialis Nymphargus posadae Nymphargus siren Nymphargus truebae Rulyrana mcdiarmidi Rulyrana spiculata Rulyrana tangarana Familia Ceratophryidae Telmatobius arequipensis Telmatobius atahualpai Telmatobius brachydactylus Telmatobius brevipes Telmatobius brevirostris Telmatobius carrillae Telmatobius colanensis Telmatobius culeus Telmatobius degener

Categoría UICN

Endémico de Perú

Distribuido en un solo Departamento

Presente en el SINANPE

CR CR EN CR CR ? EN CR ? CR CR CR CR DD LC VU DD CR VU DD LC DD VU DD DD

Sí Sí Sí Sí Sí Sí Sí No Sí Sí Sí Sí Sí Sí Sí Sí Sí Sí Sí Sí No Sí Sí Sí Sí

No No Sí (Huánuco) Sí (Amazonas) No Sí (Piura) Sí (Pasco) No Sí (La Libertad) No Sí (Amazonas) Sí (Ucayali) Sí (San Martín) Sí (Huánuco) No Sí (Cusco) Sí (Amazonas) Sí (Huánuco) Sí (Cusco) Sí (Pasco) No Sí (Cajamarca) Sí (Pasco) Sí (Junín) Sí (Ayacucho)

Sí Sí No No Sí No No Sí No Sí No Sí Sí Sí No Sí No No Sí No Sí No No No Sí

EN VU EN VU DD DD DD EN NT DD DD DD DD DD VU VU DD DD NT DD

Sí No Sí Sí Sí Sí Sí Sí Sí No Sí Sí Sí No No No Sí No Sí Sí

Sí (Huánuco) No Sí (San Martín) Sí (Cajamarca) No No Sí (Cajamarca) Sí (Huánuco) No No Sí (San Martín) Sí (Huánuco) Sí (Ayacucho) No No No Sí (Cusco) No No Sí (San Martín)

Sí No No No Sí Sí No Sí Sí No No No No Sí No No Sí No Sí No

VU DD EN EN EN VU EN CR EN

Sí Sí Sí Sí Sí Sí Sí No Sí

No No No No Sí (Huánuco) No Sí (Amazonas) No Sí (La Libertad)

Sí Sí Sí No No Sí Sí Sí No (continúa....)

Rev. peru. biol. 17(1): 005- 028 (Abril 2010)

Anfibios andinos del Perú fuera de Áreas Naturales Protegidas

Anfibios Andinos presentes en Perú 55. 56. 57. 58. 59. 60. 61. 62. 63. 64. 65. 66. 67. 68. 69. 70.

Telmatobius hockingi Telmatobius ignavus Telmatobius intermedius Telmatobius jelskii Telmatobius latirostris Telmatobius macrostomus Telmatobius marmoratus Telmatobius mayoloi Telmatobius necopinus Telmatobius peruvianus Telmatobius punctatus Telmatobius rimac Telmatobius sanborni Telmatobius thompsoni Telmatobius timens Telmatobius truebae Familia Dendrobatidae 71. Ameerega planipaleae 72. Ameerega pongoensis 73. Ameerega silverstonei 74. Hyloxalus aeruginosus 75. Hyloxalus idiomelus 76. Hyloxalus insulatus 77. Hyloxalus leucophaeus 78. Hyloxalus mittermeieri 79. Hyloxalus pulcherrimus 80. Hyloxalus spilotogaster 81. Hyloxalus sylvaticus 82. Hyloxalus utcubambensis Familia Hemiphractidae 83. Gastrotheca abdita 84. Gastrotheca antoniiochoai 85. Gastrotheca atympana 86. Gastrotheca carinaceps 87. Gastrotheca excubitor 88. Gastrotheca galeata 89. Gastrotheca griswoldi 90. Gastrotheca lateonota 91. Gastrotheca marsupiata 92. Gastrotheca monticola 93. Gastrotheca ochoai 94. Gastrotheca ossilaginis 95. Gastrotheca pacchamama 96. Gastrotheca peruana 97. Gastrotheca phalarosa 98. Gastrotheca rebeccae 99. Gastrotheca stictopleura 100. Gastrotheca weinlandii 101. Gastrotheca zeugocystis Familia Hylidae 102. Dendropsophus aperomeus 103. Hyloscirtus armatus 104. Hypsiboas melanopleura 105. Hypsiboas palaestes 106. Scinax funereus 107. Scinax oreites 108. Phyllomedusa baltea 109. Phyllomedusa duellmani Familia Leiuperidae 110. Pleurodema cinereum

Categoría UICN

Endémico de Perú

Distribuido en un solo Departamento

Presente en el SINANPE

VU EN DD NT EN EN VU EN EN VU CR LC VU EN DD EN

Sí Sí Sí Sí Sí Sí No Sí Sí No Sí Sí No Sí No Sí

Sí (Ancash) Sí (Piura) Sí (Ayacucho) No Sí (Cajamarca) No No Sí (Ancash) Sí (Amazonas) No Sí (Huánuco) No No Sí (La Libertad) No Sí (Amazonas)

No No Sí Sí Sí Sí Sí Sí No No No No No No No No

CR DD DD ? DD ? ? DD ? ? DD DD

Sí Sí Sí Sí Sí Sí Sí Sí Sí Sí Sí Sí

Sí (Pasco) Sí (San Martín) Sí (Huánuco) Sí (San Martín) Sí (Amazonas) Sí (Amazonas) Sí (Amazonas) Sí (San Martín) Sí (Cajamarca) Sí (Amazonas) No Sí (Amazonas)

Sí No Sí No No No No No Sí No No No

DD DD DD DD VU DD LC DD LC LC DD DD DD LC DD DD EN DD CR

Sí Sí Sí Sí Sí Sí Sí Sí No No Sí Sí Sí Sí Sí Sí Sí No Sí

No Sí (Cusco) Sí (Junín) Sí (Pasco) Sí (Cusco) Sí (Piura) No Sí (Piura) No No Sí (Cusco) Sí (San Martín) Sí (Ayacucho) No Sí (San Martín) Sí (Ayacucho) No No Sí (Huánuco)

Sí Sí Sí Sí Sí No No No Sí Sí Sí No No Sí No No No No No

LC LC DD DD LC NT EN DD

Sí No Sí Sí No Sí Sí Sí

No No Sí (Pasco) Sí (Ayacucho) No No Sí (Huánuco) Sí (Amazonas)

Sí Sí No No Sí Sí Sí Sí

Sí (continúa....)

Rev. peru. biol. 17(1): 005- 028 (April 2010)

Aguilar et al.

Anfibios Andinos presentes en Perú 111. Pleurodema marmoratum Familia Microhylidae 112. Melanophryne barbatula 113. Melanophryne carpish Familia Strabomantidae 114. Bryophryne bustamantei 115. Bryophryne cophites 116. Bryophryne gymnotis 117. Bryophryne hanssaueri 118. Bryophryne nubilosus 119. Bryophryne zonalis 120. Noblella duellmani 121. Noblella heyeri 122. Noblella lochites 123. Noblella lynchi 124. Noblella peruviana 125. Noblella pigmaea 126. Psychrophrynella bagrecitoi 127. Psychrophrynella boettgeri 128. Psychrophrynella usurpator 129. Hypodactylus araiodactylus 130. Hypodactylus fallaciosus 131. Hypodactylus lucida 132. Hypodactylus lundbergi 133. Lynchius flavomaculatus 134. Lynchius nebulanastes 135. Lynchius parkeri 136. Oreobates granulosus 137. Oreobates lehri 138. Oreobates pereger 139. Phrynopus auriculatus 140. Phrynopus ayacucho 141. Phrynopus barthlenae 142. Phrynopus bracki 143. Phrynopus bufoides 144. Phrynopus dagmarae 145. Phrynopus heimorum 146. Phrynopus horstpauli 147. Phrynopus juninensis 148. Phrynopus kauneorum 149. Phrynopus kotosh 150. Phrynopus lechriorhynchus 151. Phrynopus miroslawae 152. Phrynopus montium 153. Phrynopus nicoleae 154. Phrynopus oblivius 155. Phrynopus paucari 156. Phrynopus peruanus 157. Phrynopus pesantesi 158. Phrynopus tautzorum 159. Phrynopus thompsoni 160. Phrynopus tribulosus 161. Pristimantis adiastolus 162. Pristimantis albertus 163. Pristimantis amydrotus 164. Pristimantis anemerus 165. Pristimantis aniptopalmatus 166. Pristimantis aquilonaris 167. Pristimantis atrabracus 168. Pristimantis avicuporum

Categoría UICN

Endémico de Perú

Distribuido en un solo Departamento

Presente en el SINANPE

Sí

VU EN

Sí Sí

Sí (Pasco) No

Sí No

EN EN ? ? ? ? ? DD NT DD DD ? VU EN EN DD DD CR DD VU DD EN ? LC CR DD DD VU EN DD CR CR VU CR CR DD ? ? EN ? DD DD DD DD CR DD DD DD DD DD DD DD LC DD DD

Sí Sí Sí Sí Sí Sí Sí No No Sí Sí Sí Sí Sí Sí Sí Sí Sí Sí No Sí Sí Sí Sí Sí Sí Sí Sí Sí Sí Sí Sí Sí Sí Sí Sí Sí Sí Sí Sí Sí Sí Sí Sí Sí Sí Sí Sí Sí Sí Sí Sí Sí Sí Sí

Sí (Cusco) Sí (Cusco) Sí (Cusco) Sí (Cusco) Sí (Cusco) Sí (Cusco) Sí (Pasco) No No Sí (Amazonas) Sí (Cusco) Sí (Cusco) Sí (Cusco) Sí (Puno) Sí (Cusco) Sí (Amazonas) Sí (Amazonas) Sí (Ayacucho) Sí (Pasco) No Sí (Piura) No Sí (Puno) Sí (Cusco) Sí (Cusco) Sí (Pasco) Sí (Ayacucho) Sí (Huánuco) Sí (Pasco) Sí (Pasco) Sí (Huánuco) Sí (Huánuco) Sí (Huánuco) No Sí (Huánuco) Sí (Huánuco) Sí (Huánuco) Sí (Pasco) No Sí (Pasco) Sí (Junín) Sí (Pasco) Sí (Junín) Sí (Pasco) Sí (Huánuco) Sí (La Libertad) Sí (Pasco) Sí (Pasco) Sí (Pasco) Sí (Cajamarca) Sí (Piura) Sí (Pasco) Sí (Piura) Sí (Amazonas) Sí (Amazonas)

No Sí No Sí Sí No No No No Sí Sí Sí No No Sí No No No No No No Sí Sí Sí Sí Sí No No Sí No No No Sí No No No No Sí No Sí No No No No No No Sí No No No No Sí No Sí No (continúa....)

Rev. peru. biol. 17(1): 005- 028 (Abril 2010)

Anfibios andinos del Perú fuera de Áreas Naturales Protegidas

Anfibios Andinos presentes en Perú 169. Pristimantis bellator 170. Pristimantis bipunctatus 171. Pristimantis bromeliaceus 172. Pristimantis caeruleonotus 173. Pristimantis cajamarcensis 174. Pristimantis caliginosus 175. Pristimantis ceuthospilus 176. Pristimantis chimu 177. Pristimantis colodactylus 178. Pristimantis condor 179. Pristimantis cordovae 180. Pristimantis coronatus 181. Pristimantis corrugatus 182. Pristimantis cosnipatae 183. Pristimantis cruciocularis 184. Pristimantis cryptomelas 185. Pristimantis cuneirostris 186. Pristimantis flavobracatus 187. Pristimantis galdi 188. Pristimantis incomptus 189. Pristimantis infraguttatus 190. Pristimantis leucorrhinus 191. Pristimantis lindae 192. Pristimantis lucasi 193. Pristimantis lymani 194. Pristimantis melanogaster 195. Pristimantis meridionalis 196. Pristimantis muscosus 197. Pristimantis nephophilus 198. Pristimantis ornatus 199. Pristimantis pardalinus 200. Pristimantis pataikos 201. Pristimantis pecki 202. Pristimantis percnopterus 203. Pristimantis petrobardus 204. Pristimantis phalaroinguinis 205. Pristimantis pharangobates 206. Pristimantis phoxocephalus 207. Pristimantis pinguis 208. Pristimantis proserpens 209. Pristimantis rhabdocnemus 210. Pristimantis rhabdolaemus 211. Pristimantis rhodoplichus 212. Pristimantis rhodostichus 213. Pristimantis rufioculis 214. Pristimantis sagittulus 215. Pristimantis salaputium 216. Pristimantis schultei 217. Pristimantis scitulus 218. Pristimantis seorsus 219. Pristimantis serendipitus 220. Pristimantis simonsii 221. Pristimantis spectabilis 222. Pristimantis sternothylax 223. Pristimantis stictoboubonus 224. Pristimantis stictogaster 225. Pristimantis tanyrhynchus 226. Pristimantis ventriguttatus 227. Pristimantis vilcabambae 228. Pristimantis w-nigrum

Categoría UICN

Endémico de Perú

Distribuido en un solo Departamento

Presente en el SINANPE

LC DD VU DD LC DD VU DD VU VU VU DD LC EN LC EN DD DD NT VU DD ? DD DD LC DD DD DD VU LC DD VU DD NT DD DD ? LC DD EN DD LC EN VU DD ? DD VU DD DD VU CR DD DD DD DD DD VU DD LC

Sí Sí No Sí No Sí Sí Sí No No Sí Sí Sí Sí Sí No Sí Sí No No No Sí Sí Sí No Sí Sí No No Sí Sí No No Sí Sí Sí No No Sí No Sí Sí No No Sí Sí Sí No Sí Sí No Sí Sí Sí Sí Sí Sí Sí Sí No

No Sí (Pasco) No Sí (Piura) No Sí (Huánuco) Sí (Piura) Sí (Cajamarca) No No Sí (La Libertad) Sí (Piura) No Sí (Cusco) No No Sí (Amazonas) Sí (Pasco) No No No No No No No No Sí (Ancash) No No Sí (Pasco) Sí (Junín) No No No Sí (Cajamarca) Sí (Cajamarca) No No Sí (Cajamarca) No Sí (Pasco) No No No No Sí (Pasco) Sí (Cusco) No Sí (Ayacucho) Sí (Junín) No No Sí (Pasco) No Sí (San Martín) Sí (Pasco) Sí (Junín) Sí (Cajamarca) Sí (Junín) No

Sí Sí Sí No Sí Sí No No Sí Sí No No No Sí Sí Sí Sí No Sí No Sí Sí Sí Sí Sí Sí No Sí No No No No Sí Sí No No Sí Sí No Sí Sí Sí No No Sí Sí Sí No No No Sí No Sí No No Sí No No No Sí (continúa....)

Rev. peru. biol. 17(1): 005- 028 (April 2010)

Aguilar et al.

Anfibios Andinos presentes en Perú

Categoría UICN

Endémico de Perú

Distribuido en un solo Departamento

Presente en el SINANPE

DD DD DD

Sí Sí No

Sí (San Martín) Sí (Piura) No

No No No

Sí

Sí (Ayacucho)

LC DD LC

No Sí No

Sí (Cusco) No No

Sí No Sí

229. Pristimantis wagteri 230. Pristimantis wiensi 231. Yunganastes mercedesae Orden Caudata Familia Plethodontidae 232. Bolitoglossa digitigrada Orden Gymnophiona Familia Caeciliidae 233. Epicrionops bicolor 234. Epicrionops peruvianus 235. Epicrionops petersi

Tabla 3. Amenazas de los anfibios andinos presentes en Perú. Información sobre una amenaza disponible=1. Amenaza probable= 1*. Amenaza no disponible, no era explícita, o no evaluada por la UICN= 0.

Anfibios Andinos presentes en Perú

Amenazas Destrucción de habitat

Quitridiomicosis

Degradación de habitat

Sobre explotación

Especies Exóticas

Otros

0 0 0 1 0 0 1 1 0 0 1 1* 0 0 0 0 0 1 0 1 0 0 0 0 0

1* 1* 1* 1* 1* 0 1* 1* 0 1* 0 1* 1* 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 1 0 0 0 0

0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0

0 1* 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 Turismo 0 0 0 0 0 0

1 0 1

0 0 0

29. Centrolene hesperium

30. 31. 32. 33. 34. 35. 36. 37.

1* 1* 1* 1 1 1* 1* 0

1* 1* 0 0 0

0 0 0 0 1

0 0 0 0 0

0 0 0 Cambio climático 0 0 0 0 0

0 0

1. 2. 3. 4. 5. 6. 7. 8. 9. 10. 11. 12. 13. 14. 15. 16. 17. 18. 19. 20. 21. 22. 23. 24. 25. 26. 27. 28.

(continúa....)

Rev. peru. biol. 17(1): 005- 028 (Abril 2010)

Anfibios andinos del Perú fuera de Áreas Naturales Protegidas

Anfibios Andinos presentes en Perú 38. 39. 40. 41. 42. 43. 44. 45. 46. 47. 48. 49. 50. 51. 52. 53. 54. 55. 56. 57. 58. 59. 60. 61. 62. 63. 64. 65. 66. 67. 68. 69. 70. 71. 72. 73. 74. 75. 76. 77. 78. 79. 80. 81. 82. 83. 84. 85. 86. 87. 88. 89. 90. 91. 92.

Nymphargus phenax Nymphargus pluvialis Nymphargus posadae Nymphargus siren Nymphargus truebae Rulyrana mcdiarmidi Rulyrana spiculata Rulyrana tangarana Familia Ceratophryidae Telmatobius arequipensis Telmatobius atahualpai Telmatobius brachydactylus Telmatobius brevipes Telmatobius brevirostris Telmatobius carrillae Telmatobius colanensis Telmatobius culeus Telmatobius degener Telmatobius hockingi Telmatobius ignavus Telmatobius intermedius Telmatobius jelskii Telmatobius latirostris Telmatobius macrostomus Telmatobius marmoratus Telmatobius mayoloi Telmatobius necopinus Telmatobius peruvianus Telmatobius punctatus Telmatobius rimac Telmatobius sanborni Telmatobius thompsoni Telmatobius timens Telmatobius truebae Familia Dendrobatidae Ameerega planipaleae Ameerega pongoensis Ameerega silverstonei Hyloxalus aeruginosus Hyloxalus idiomelus Hyloxalus insulatus Hyloxalus leucophaeus Hyloxalus mittermeieri Hyloxalus pulcherrimus Hyloxalus spilotogaster Hyloxalus sylvaticus Hyloxalus utcubambensis Familia Hemiphractidae Gastrotheca abdita Gastrotheca antoniiochoai Gastrotheca atympana Gastrotheca carinaceps Gastrotheca excubitor Gastrotheca galeata Gastrotheca griswoldi Gastrotheca lateonota Gastrotheca marsupiata Gastrotheca monticola

Amenazas Destrucción de habitat

Quitridiomicosis

Degradación de habitat

Sobre explotación

Especies Exóticas

Otros

1* 0 1 1 0 1 1 1

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0 0 1 1 0 0 0 0

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1* 1* 0 1* 1* 1* 1* 0 1* 1* 1* 1* 1* 1* 0 1 1* 1* 1* 0 1* 0 1* 1* 1*

1 0 0 1 1 1 0 1 0 0 1* 0 1 1 1 1 1 0 1 1 1 0 0 0 0

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0 0 0 0 Turismo 0 0 0 0 0

(continúa....) Rev. peru. biol. 17(1): 005- 028 (April 2010)

Aguilar et al.

Anfibios Andinos presentes en Perú 93. Gastrotheca ochoai 94. Gastrotheca ossilaginis 95. Gastrotheca pacchamama 96. Gastrotheca peruana 97. Gastrotheca phalarosa 98. Gastrotheca rebeccae 99. Gastrotheca stictopleura 100. Gastrotheca weinlandii 101. Gastrotheca zeugocystis Familia Hylidae 102. Dendropsophus aperomeus 103. Hyloscirtus armatus 104. Hypsiboas melanopleura 105. Hypsiboas palaestes 106. Scinax funereus 107. Scinax oreites 108. Phyllomedusa baltea 109. Phyllomedusa duellmani Familia Leiuperidae 110. Pleurodema cinereum 111. Pleurodema marmoratum Familia Microhylidae 112. Melanophryne barbatula 113. Melanophryne carpish Familia Strabomantidae 114. Bryophryne bustamantei 115. Bryophryne cophites 116. Bryophryne gymnotis 117. Bryophryne hanssaueri 118. Bryophryne nubilosus 119. Bryophryne zonalis 120. Noblella duellmani 121. Noblella heyeri 122. Noblella lochites 123. Noblella lynchi 124. Noblella peruviana 125. Noblella pigmaea 126. Psychrophrynella bagrecitoi 127. Psychrophrynella boettgeri 128. Psychrophrynella usurpator 129. Hypodactylus araiodactylus 130. Hypodactylus fallaciosus 131. Hypodactylus lucida 132. Hypodactylus lundbergi 133. Lynchius flavomaculatus 134. Lynchius nebulanastes 135. Lynchius parkeri 136. Oreobates granulosus 137. Oreobates lehri 138. Oreobates pereger 139. Phrynopus auriculatus 140. Phrynopus ayacucho 141. Phrynopus barthlenae 142. Phrynopus bracki 143. Phrynopus bufoides 144. Phrynopus dagmarae 145. Phrynopus heimorum 146. Phrynopus horstpauli 147. Phrynopus juninensis

Amenazas Destrucción de habitat

Quitridiomicosis

Degradación de habitat

Sobre explotación

Especies Exóticas

Otros

1 0 0 0 0 0 1 1 1

0 0 0 0 0 0 0 0 0

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(continúa....)

Rev. peru. biol. 17(1): 005- 028 (Abril 2010)

Anfibios andinos del Perú fuera de Áreas Naturales Protegidas

Anfibios Andinos presentes en Perú 148. Phrynopus kauneorum 149. Phrynopus kotosh 150. Phrynopus lechriorhynchus 151. Phrynopus miroslawae 152. Phrynopus montium 153. Phrynopus nicoleae 154. Phrynopus oblivius 155. Phrynopus paucari 156. Phrynopus peruanus 157. Phrynopus pesantesi 158. Phrynopus tautzorum 159. Phrynopus thompsoni 160. Phrynopus tribulosus 161. Pristimantis adiastolus 162. Pristimantis albertus 163. Pristimantis amydrotus 164. Pristimantis anemerus 165. Pristimantis aniptopalmatus 166. Pristimantis aquilonaris 167. Pristimantis atrabracus 168. Pristimantis avicuporum 169. Pristimantis bellator 170. Pristimantis bipunctatus 171. Pristimantis bromeliaceus 172. Pristimantis caeruleonotus 173. Pristimantis cajamarcensis 174. Pristimantis caliginosus 175. Pristimantis ceuthospilus 176. Pristimantis chimu 177. Pristimantis colodactylus 178. Pristimantis condor 179. Pristimantis cordovae 180. Pristimantis coronatus 181. Pristimantis corrugatus 182. Pristimantis cosnipatae 183. Pristimantis cruciocularis 184. Pristimantis cryptomelas 185. Pristimantis cuneirostris 186. Pristimantis flavobracatus 187. Pristimantis galdi 188. Pristimantis incomptus 189. Pristimantis infraguttatus 190. Pristimantis leucorrhinus 191. Pristimantis lindae 192. Pristimantis lucasi 193. Pristimantis lymani 194. Pristimantis melanogaster 195. Pristimantis meridionalis 196. Pristimantis muscosus 197. Pristimantis nephophilus 198. Pristimantis ornatus 199. Pristimantis pardalinus 200. Pristimantis pataikos 201. Pristimantis pecki 202. Pristimantis percnopterus 203. Pristimantis petrobardus 204. Pristimantis phalaroinguinis 205. Pristimantis pharangobates 206. Pristimantis phoxocephalus

Rev. peru. biol. 17(1): 005- 028 (April 2010)

Amenazas Destrucción de habitat

Quitridiomicosis

Degradación de habitat

Sobre explotación

1 0 0 0 1 0 1 0 0 0 1 1* 0 0 0 0 1 0 0 1* 1* 0 0 1 0 1 0 1 0 1 1 1 1 0 1 1 1 1* 1 1 1 1 0 0 0 1 0 0 1* 1 1 1 1 1 1 1* 0 ? 1

0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 ? 0

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Especies Exóticas

0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 ? 0 (continúa....)

Otros 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 ? 0

Aguilar et al.

Anfibios Andinos presentes en Perú

Destrucción de habitat

Quitridiomicosis

Degradación de habitat

Sobre explotación

Especies Exóticas

Otros

1* 1 0 0 1 1 0 0 0 1 0 0 1 1 0 1* 0 0 0 0 0 0 1* 1* 1

0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

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Total de especies por amenaza probable

Total de especies por amenaza

112

207. Pristimantis pinguis 208. Pristimantis proserpens 209. Pristimantis rhabdocnemus 210. Pristimantis rhabdolaemus 211. Pristimantis rhodoplichus 212. Pristimantis rhodostichus 213. Pristimantis rufioculis 214. Pristimantis sagittulus 215. Pristimantis salaputium 216. Pristimantis schultei 217. Pristimantis scitulus 218. Pristimantis seorsus 219. Pristimantis serendipitus 220. Pristimantis simonsii 221. Pristimantis spectabilis 222. Pristimantis sternothylax 223. Pristimantis stictoboubonus 224. Pristimantis stictogaster 225. Pristimantis tanyrhynchus 226. Pristimantis ventriguttatus 227. Pristimantis vilcabambae 228. Pristimantis w-nigrum 229. Pristimantis wagteri 230. Pristimantis wiensi 231. Yunganastes mercedesae Orden Caudata Familia Plethodontidae 232. Bolitoglossa digitigrada Orden Gymnophiona Familia Caeciliidae 233. Epicrionops bicolor 234. Epicrionops peruvianus 235. Epicrionops petersi

Amenazas

Rev. peru. biol. 17(1): 005- 028 (Abril 2010)

Rev. peru. biol. 17(1): 029- 035 (Abril 2010) © Facultad de Ciencias Biológicas UNMSM

Biota acuática: usos como indicadores ambientales en elISSN Bajo 1561-0837 Urubamba

Biota acuática en la Amazonia Peruana: diversidad y usos como indicadores ambientales en el Bajo Urubamba (Cusco – Ucayali) Aquatic biota in the Peruvian Amazon: diversity and uses as environmental indicators in the lower Urubamba (Cusco – Ucayali) Hernán Ortega, Luisa Chocano, Carlos Palma e Iris Samanez 1 Departamento de Ictiología. Museo de Historia Natural. Universidad Nacional Mayor de San Marcos (UNMSM). Av. Arenales 1256, Jesús María. Lima, Perú. Email Hernán Ortega: hortega@terra.com.pe

Publicado impreso: 20/10/2010 Publicado online: 29/09/2010

Resumen En el presente trabajo se aplican índices biológicos de calidad ambiental y conservación, basados en el monitoreo biológico realizado entre año 2003 y 2009, en cinco localidades del río Bajo Urubamba. Fueron estudiadas las comunidades del plancton, bentos y peces. La diversidad del plancton comprendió 170 especies, basadas principalmente en Chlorophyta y Bacillariophyta. El bentos incluyó 112 especies, principalmente larvas y adultos de Arthropoda (Insecta). La diversidad de peces, incluye 176 especies, representadas por 26 familias y seis órdenes. El Índice Ephemeroptera + Plecoptera + Trichoptera (%EPT), califico el área de estudio entre normal a muy buena calidad. El índice de Integridad Biológica (IBI) que determina el estado de conservación de los ambientes acuáticos, dio los mayores valores en Miaría y Sepahua. La elevada diversidad de las comunidades estudiados estaría relacionada a la heterogeneidad de hábitats y mayores recursos observados en la parte baja del área de estudio. Palabras claves: comunidades biológicas, peces, riqueza, ambientes acuáticos, conservación

Abstract In this paper we apply biological indices of environmental quality and conservation, based on biological monitoring conducted between 2003 and 2009 in five localities of the Bajo Urubamba River. Communities of plankton, benthos and fishes were studied. The diversity of plankton was 170 species, mainly based on Chlorophyta and Bacillariophyta. The benthos included 112 species, mainly larvae and adults of Arthropoda (Insecta). 176 fish species were recorded, represented by 26 families and six orders. The quality of the study area ranged from normal to very good, according to the index %ETP. The conservation index of aquatic environments (IBI) gave the higher values for Miari and Sepahua. The high diversity of the communities studied could be related to the heterogeneity of habitats and greater resources than are observed in the lower part of the study area.

Palabras claves: biological communities, richness, fishes, aquatic habitats, conservation

Introducción Los cuerpos de agua dulce constituyen un recurso natural invalorable en diversos aspectos: económico, cultural, estético, científico y educacional; en la actualidad, estos ecosistemas están experimentando cambios en su biodiversidad, calidad y cantidad por diversas actividades humanas que ocasionan contaminación, destrucción y degradación de hábitats. La cuenca amazónica es el reservorio de la biota acuática más diversa del mundo, pero a su vez los cuerpos de agua dulce son ecosistemas muy sensibles y amenazados, y considerados en peligro en todo el mundo, por lo que se debe incidir en el conocimiento de su biodiversidad. Se reconoce que el conocimiento de la biodiversidad acuática amazónica en nuestras latitudes es incompleto (Dudgeon et al. 2005), y prioritario para cumplir los programas internacionales como los declarados por el Decenio Internacional para la Acción, “El agua, fuente de vida”, 20052015 de la UNESCO. Uno de los grupos mejor conocidos son los peces, reconociéndose 4500 especies en las aguas neotropicales continentales (Lévêque et al. 2007); para las aguas continentales peruanas son registradas mil especies (Ortega & Hidalgo 2008). Algunas zonas del Perú están mejor estudiadas, por ejemplo la ictiofauna del río Biabo (De Rham et al. 2001), el río Yavari (Ortega et al. 2003), el río Bajo Urubamba (Ortega et al., 2001) y la región sureste del Perú (Barthem et al. 2004, Goulding et al. 2004). Otros grupos de los cuerpos de agua amazónicos estudiados son los del plancton de Madre de Dios (Samanez & Zambrano 1995, Riofrio et al. 2003), microalgas de Pucallpa (Samanez Rev. peru. biol. 17(1): 029- 035 (April 2010)

1979) y San Martín (Drouet et al. 1966), los rotíferos de Ucayali (Samanez 1988, Samanez & Riofrio 1995, Samanez 2002) y Loreto (Samanez 1991). También han contribuido al conocimiento de la biodiversidad en la cuenca Amazónica evaluaciones generales de biodiversidad en el río Camisea (Ortega 1996), en el Bajo Urubamba (Salcedo et al. 1998) y sobre temas de conservación (Ortega et al. 2007) y protocolos limnológicos (Ortega et al. 1998). El presente trabajo informa los resultados del monitoreo biológico realizado entre el año 2003 y 2009, en las comunidades de plancton, bentos y peces, de cinco localidades del Bajo Urubamba, y aplica índices biológicos de calidad ambiental y conservación. Material y métodos Área de estudio El estudio comprendió ambientes acuáticos lóticos y lénticos de cinco localidades (Tabla 1) en el sistema del río Bajo Urubamba (Ucayali-Cusco). En cada localidad se establecieron tres estaciones de muestreo. Tabla 1. Ubicación de las localidades de estudio en Coordenadas UTM . Localidades

Shivankoreni Kirigueti Miaría Sepahua Timpia

18L 0725843 18L 0703749 18L 0718774 18L 0713458 18L 0737076

8704492 8720403 8750414 8766918 8663648

Ortega et al.

de parámetros fisicoquímicos básicos: oxigeno disuelto, temperatura, transparencia, CO2, pH, STD y conductividad. El plancton se colectó filtrando 20 litros de agua con una red estándar de 45 micras de abertura. La muestra fue fijada con formol 5%. Para el muestreo del bentos se usó la red Surber (marco metálico de 30 x 30 cm, malla de 1 mm), colocándola en posición inversa a la corriente. Se realizaron tres réplicas en cada estación y la muestra fue fijada de inmediato con etanol 70%. Los peces se colectaron utilizando redes de arrastre a la orilla de 10 x 3 m y malla 5 mm. La colecta se realizó efectuando cinco lances en cada estación. El material fue fijado directamente en una solución de formol 10% por 48 horas, pasando luego a una solución de etanol 70% y para su transporte en bolsas plásticas envueltas en gasa húmeda de etanol. Cada muestra obtenida llevo adjunto los datos de campo propios y el análisis respectivo fue realizado en el Museo de Historia Natural de la UNMSM.

Figura 1. Cuenca del Bajo Urubamba y localidades de estudio. Cusco – Ucayali, Perú.

Shivankoreni: Ubicada en la margen derecha de los ríos Camisea y Urubamba. Estaciones: 1) a 300 m aguas arriba del puerto principal, 2) a 300 m aguas abajo y 3) a 500 m cerca de la desembocadura en el río Urubamba. Kirigueti: Ubicada en el margen izquierdo del río Urubamba. Las estaciones: 1) tramo final del río Picha, 2) un brazo del río Urubamba, denominado “laguna temporal” porque parte del año se encuentra aislada y aun en creciente conserva su carácter léntico y 3) Quebrada Pitoniari, afluente en el margen izquierdo del río Urubamba, aguas abajo de la comunidad. Miaría: Ubicada en el margen izquierdo del río Urubamba. Estaciones: 1) Quebrada Charapa, afluente de la margen izquierdo del río Urubamba 2) Quebrada Shimbillo, afluente de la margen derecha del río Urubamba y 3) río Miaría, tributario de la margen izquierda y evaluado cerca de su desembocadura en el río Urubamba. Sepahua: Ubicada entre los márgenes derechos de los ríos Sepahua y Urubamba. Estaciones: 1) río Mishahua, afluente de la margen derecha del río Urubamba, aguas arriba de Sepahua; 2) río Sepahua, margen izquierda y 3) Quebrada Kumarillo, tributario del margen izquierdo del Urubamba, aguas arriba de Sepahua. Timpia: Ubicada en el margen derecho del río Urubamba y comprende los ríos Timpia y Shihuaniro. Estaciones: 1) río Shihuaniro, sector final antes de su unión con el río Timpia 2) río Timpia, a 300 m antes de conectarse con el río Urubamba y 3) río Urubamba, márgenes del río o playas de la isla, frente al caserío de la comunidad. En el campo se procedió a la descripción física y ecológica del hábitat, según Ortega et al. (1998), incluyendo el registro

Las muestras fueron analizadas empleando un microscopio y estereoscopio. Las muestras de peces fueron separadas y lavadas por lotes, identificadas, preservadas en etanol 70%, rotuladas, y depositadas en la Colección Ictiológica (MUSM). La clasificación siguió el orden según Reis et al. (2003) y Ortega & Hidalgo (2008). Para el análisis de la información biológica y determinación del estado de conservación de comunidades y ecosistemas acuáticos se emplearon los índices ecológicos: %EPT (El Índice Ephemeroptera + Plecoptera + Trichoptera). Es la relación existente entre la cantidad de organismos que son indicadores de aguas limpias o de buena calidad, exigentes en altos valores de oxígeno. De acuerdo al porcentaje observado en las diferentes muestras de la presencia y magnitud de estos grupos indicadores se obtendrá una calificación del estado de conservación del ambiente acuático en estudio, según Roldan (1997) IBI (Índice de Integridad Biológica). Sistema de calificación de hábitat diseñado por Karr (1981) para evaluar la condición de los cursos de agua en el hemisferio norte, adaptado a la composición y estructura de las poblaciones de peces amazónicos, y aplicado en una evaluación ictiológica entre Tarapoto (San Martín) y Yurimaguas (Loreto), de acuerdo con Ortega et al. (2007). Se emplean consideraciones de Riqueza (criterio 1), número de especies registradas en cada localidad y la composición (criterios 2, 3 y 4) que involucra órdenes representativos (Characiformes, Siluriformes y Gymnotiformes). En los criterios 5 y 6, presencia de peces periféricos (origen marino) y secundarios (tolerantes). En la categoría de estructura trófica (criterios 7, 8 y 9), presencia de peces omnívoros, detritívoros y carnívoros, respectivamente. Finalmente, la abundancia (criterio 10), número de ejemplares colectados, buena apariencia (criterio 11) y condición saludable de los peces (criterio 12). Resultados Derivados del monitoreo biológico que comprende 14 evaluaciones, desde septiembre 2003 hasta abril 2009. Descripción física de los ambientes acuáticos Agrupados por el tipo de agua y ambiente lótico, tenemos: Rev. peru. biol. 17(1): 029- 035 (Abril 2010)

Biota acuática: usos como indicadores ambientales en el Bajo Urubamba

Quebradas de agua clara: Kumarillo, Charapa, Pitoniari. Transparencia entre 0,05 m y total. Amplitud de cauce de 4 a 20 m y profundidad de 0,5 a 1,5 m, entre vaciante y creciente. Con orillas amplias, desprotegidas, con escasa cobertura vegetal. De sustrato mixto, formado por canto rodado, grava, arena y limo, con hojarasca y mesohábitats formados por rápidos, pozas y vegetación sumergida. Laguna temporal, brazo del río Urubamba, con agua blanca, transparencia entre 0,05 y 0,45 m. Con amplitud de cauce de 27 a 80 m, y profundidad entre 0,8 y 2,4 m, entre vaciante y creciente. Presenta orillas moderadas, con cobertura vegetal herbácea y arbustiva. De sustrato mixto, con arena, limo y además de canto rodado; con hojarasca y vegetación sumergida. Quebrada de agua blanca-clara: Shimbillo. Transparencia entre 0,05 y 0,50 m. Amplitud de cauce de 4 a 10 m y profundidad de 0,3 a 2,5 m, entre vaciante y creciente. Presenta orillas estrechas, moderadamente protegidas, con cobertura vegetal de bosque secundario. Cauce con sustrato mixto, compuesto por canto rodado, grava, arena y limo, presenta micro hábitats formados por rápidos, pozas, troncos y vegetación sumergida. La vegetación observada en las márgenes de los ríos fue de bosque ribereño compuesto principalmente por Tessaria integrifolia (pájaro bobo), Gynerium spp. (caña brava), Cecropia spp. (cetico) y Ficus spp. (ojé). Plancton

Division

SEPAHUA

MIARIA

KIRIGUETI

SHIVANKORENI

TIMPIA

Ríos de agua clara: Camisea, Picha y Shihuaniro. Presentan transparencia entre 0,15 m y total; color verde claro a esmeralda, con variaciones entre la época lluviosa y seca, amplitud de cauce entre 15 y 70 m, profundidad variable de 0,2 a 5 m. Orillas de estrechas a amplias, desprotegidas o con cobertura vegetal moderada. De sustrato mixto, compuesto por arena, limo, canto rodado, piedras y rocas y, presenta hábitats formados por playas arenosas, remansos y rápidos.

Tabla 3. Riqueza (S) del plancton por Division y localidades. Bajo Urubamba. Junio 2004 - abril 2009.

Bacillariophyta

Chrysophyta

Chlorophyta

Cyanophyta

Euglenophyta

Pyrrhophyta

Rodophyta

106

115

100

105

Total

Los resultados obtenidos por localidades, señalan que la riqueza total fue mayor en Miaría y menor en Kirigueti y Timpia. Por divisiones el mayor registro de Chlorophyta fue en Sepahua, el de Bacillariophyta en Timpia y el de Cyanophyta en Kirigueti y Miaría. Las Euglenophyta fueron más diversas en Sepahua (Tabla 3). Durante las evaluaciones hubo fluctuaciones de la riqueza, relacionados con las épocas de vaciante y creciente. Sin embargo, entre localidades como Miaría y Timpía aunque se registra una leve tendencia al incremento de especies, la riqueza acumulada es muy diferente (Fig. 2). Miaria S Timpia S

140

Miaria Ac Timpia Ac

120 100

No. de especies

Ríos de agua blanca: Urubamba, Timpia, Miaría, Mishahua y Sepahua. Presentan transparencia entre 0,02 y 0,15 m. Amplitud de cauce de 30 a 80 m y profundidad desde 0,4 a 4,5 m, entre vaciante y creciente. Orillas amplias, desprotegidas o con moderada cobertura vegetal. De sustrato duro: arcilla, arena, grava, canto rodado y rocas; presenta rápidos y remansos, como también micro hábitats formados por troncos sumergidos.

80 60 40 20 0

El fitoplancton registró 170 especies reunidas en seis Divisiones. La mayor diversidad fue observada en Chlorophyta, seguido por Bacillariophyta y Cyanophyta, mientras que Rhodophyta, Pyrrhophyta y Chrysophyta presentaron valores mínimos (Tabla 2). Tabla 2. Riqueza total del plancton por Division. Bajo Urubamba. Junio 2004 - abril 2009 Division Bacillariophyta Chrysophyta Chlorophyta Cyanophyta Euglenophyta Pyrrhophyta Rodophyta Total Rev. peru. biol. 17(1): 029- 035 (April 2010)

Riqueza total 35 5 86 34 6 3 1 170

Jun - Sep- Ene- Abr - Oct - Feb- Ago - Mar- Oct - Abr - Oct - Abr 04 04 05 05 05 06 06 07 07 08 08 09 Evaluaciones

Figura 2. Riqueza (S) del plancton por evaluaciones en Miaria y Timpia. Bajo Urubamba. Junio 2004 - abril 2009.

Bentos La riqueza total del bentos llega al registro de 112 especies, representando a 14 órdenes en tres phyla (Annelida, Arthropoda y Mollusca). Entre los ordenes son mas diversos los Trichoptera, seguido por Coleoptera y Ephemeroptera y resultando escasa la diversidad para los Oligochaeta, Megaloptera, Plecoptera y Unionoida (Tabla 4). La mayor riqueza por órdenes fue registrada en Miaría y la menor en Timpia. Trichoptera, Coleoptera y Ephemeroptera fueron muy diversos en todas las localidades (Tabla 5).

Ortega et al. Tabla 4. Riqueza total del bentos por Ordenes. Bajo Urubamba. Setiembre 2003 - abril 2009. Riqueza total 1 3 18 13 16 12 2 1 13 2 1 22 1 7 112

No. de especies

ORDENES Oligochaeta Decapoda Coleoptera Diptera Ephemeroptera Hemiptera Lepidoptera Megaloptera Odonata Orthoptera Plecoptera Trichoptera Unionoida Basomatophora Total

Miaria S

Miaria Ac

Timpia S

Timpia Ac

70 60 50 40

20 10 0 Sep- Dic- Jun- Sep-Ene- Abr- Oct- Feb- Ago-Mar- Oct- Abr- Oct- Abr03 03 04 04 05 05 05 06 06 07 07 08 08 09

Evaluaciones

Sepahua

Miaria

Kirigueti

Shivankoreni

Timpia

Ordenes

Tabla 5. Riqueza (S) del bentos por Ordenes y localidades. Bajo Urubamba. Setiembre 2003 - abril 2009.

Oligochaeta Decapoda Coleoptera Diptera Ephemeroptera Hemiptera Lepidoptera Megaloptera Odonata Orthoptera Plecoptera Trichoptera Unionoida Basomatophora Total

100

0 1 10 5 13 7 2 1 8 1 1 15 1 3 68

1 2 13 12 13 10 2 1 9 1 1 20 0 4 89

1 0 9 6 10 7 2 1 6 1 1 14 0 2 60

1 1 13 8 10 5 2 0 5 2 1 11 0 2 61

0 1 5 6 10 7 2 1 9 0 1 16 0 1 59

Figura 3. Riqueza (S) y riqueza acumulada (AC) del bentos por evaluaciones en Miaria y Timpia. Bajo Urubamba, Septiembre 2003 - abril 2009.

De acuerdo a las evaluaciones realizadas hubo fluctuaciones en la riqueza, relacionadas a las temporadas de vaciante y creciente. Destacándose que en las localidades de Miaría y Timpía se registra una leve tendencia al incremento de especies aunque la riqueza acumulada difiere notablemente (Fig. 3). En relación al Índice Ephemeroptera + Plecoptera + Trichoptera (%EPT), entre 2003 y 2009 aplicado en 51 de 210 evaluaciones, los valores fueron ubicadas en el rango superior (75 – 100) indicando la presencia de aguas de calidad optima y además, 41 evaluaciones (50 – 75) indicando aguas de buena calidad (normal) (Tabla 6). Peces La riqueza total durante la evaluación fue de 176 especies, resultando mas diversos los Characiformes, y los Siluriformes, siendo escasamente representados los peces de origen marino: Myliobatiformes, Beloniformes y Synbranchiformes (Tabla 7).

Tabla 6. Valores del Indice Ephemeroptera + Plecoptera + Trichoptera (%EPT) por evaluaciones y estaciones. Bajo Urubamba. Septiembre 2003 - abril 2009.

Charapa

Miaría

Picha

Lag. Temporal

Pitoniari

Camisea 1

Camisea 2

Camisea 3

Shihuaniro

Timpia

Urubamba

Timpia

Shimbillo

Shivankoreni

Kumarillo

Sep-03 Dic-03 Jun-04 Sep-04 Ene-05 Abr-05 Oct-05 Feb-06 Ago-06 Mar-07 Oct-07 Abr-08 Oct-08 Abr-09

Kirigueti

Sepahua

%EPT

Miaria

Mishahua

Sepahua

96 40 86 36 93 0 82 0 44 0 54 15 92 0

62 12 100 17 93 53 79 100 58 0 57 100 17 0

36 46 49 22 0 40 56 8 44 97 65 97 63 92

84 43 43 60 45 13 21 50 79 64 64 96 12 66

15 86 58 100 40 32 0 0 57 67 68 90 65 24

52 19 12 74 34 87 66 51 30 25 88 100 17 0

40 0 0 12 99 32 50 0 15 67 50 100 78 0

90 0 94 86 25 0 92 100 88 67 27 12 12 0

46 37 8 20 106 6 16 64 42 0 74 85 59 45

13 39 12 13 0 0 0 50 8 61 67 21 86 0

97 0 22 55 0 100 11 100 59 0 90 0 64 0

46 0 37 14 0 54 100 100 100 17 67 10 48 0

88 58 46 42 91 48 19 83 77 68 93 0 0 0

0 0 0 16 100 100 0 0 12 42 72 0 58 0

100 97 43 0 0 0 52 0 99 63 63 0 0 100

Rev. peru. biol. 17(1): 029- 035 (Abril 2010)

Biota acuática: usos como indicadores ambientales en el Bajo Urubamba

102

Clupeiformes

Gymnotiformes

Perciformes

Pleuronectiformes

Siluriformes

Synbranchiformes

Total

Myliobatiformes Beloniformes Characiformes Clupeiformes Gymnotiformes Perciformes Pleuronectiformes Siluriformes Synbranchiformes TOTAL

176

Por localidades, la riqueza total fue mayor en Sepahua y Miaría y menor en Shivankoreni y Timpia.

Sobre el Índice de Integridad Biológica (IBI). Los valores obtenidos durante la evaluación oscilan entre 33 y 52. Los mayores valores corresponden a Sepahua y Miaría, mientras que los menores se registran para Timpia. Por otro lado, los valores intermedios corresponden a Kirigueti y Shivankoreni. También fluctúan en relación a los periodos de vaciante y creciente (Tabla 9). Discusión Los ambientes acuáticos estudiados fueron en su mayoría lóticos, excepto la estación Laguna temporal (Kirigueti) que presenta características de aguas lénticas parte del año. En general, las temperaturas fueron similares; existen variaciones en las profundidades, transparencia y en el tipo de sustrato y

140

0 1 76 2 4 7 2 38 1 131

0 1 74 1 2 7 0 37 0 122

0 1 57 2 1 2 0 23 0 86

0 1 44 2 0 3 0 22 0 72

1 1 49 1 0 0 1 22 0 75

Miaria S

Miaria Ac

Timpia S

Timpia Ac

120

No. de especies

Durante las evaluaciones hubo fluctuaciones de la riqueza, relacionados con las épocas de vaciante y creciente. Sin embargo, entre localidades como Miaría y Timpía, aunque se registra una leve tendencia al incremento de especies, la riqueza acumulada entre ambas localidades es muy diferente (Tabla 8, Fig. 4).

Timpia

Characiformes

Shivankoreni

Beloniformes

Kirigueti

Myliobatiformes

Miaria

Riqueza total

Ordenes

Tabla 8. Riqueza (S) del necton por Ordenes y localidades. Bajo Urubamba. Setiembre 2003 - abril 2009. Sepahua

Tabla 7. Riqueza total del necton por Ordenes. Bajo Urubamba. Septiembre 2003 - abril 2009.

100 80 60 40 20 0 Sep- Dic- Jun- Sep- Ene- Abr- Oct- Feb- Ago- Mar- Oct- Abr- Oct- Abr03 03 04 04 05 05 05 06 06 07 07 08 08 09

Evaluaciones

Figura 4. Riqueza (S) y riqueza acumulada (AC) del Necton por evaluaciones en Miaria y Timpia. Bajo Urubamba, Septiembre 2003 - abril 2009.

Tabla 9. Valores del Indice de Integridad Biologica (IBI) por evaluaciones y estaciones. Bajo Urubamba. Septiembre 2003 - abril 2009. Sepahua

Charapa

Miaría

Picha

Lag. Temporal

Pitoniari

Camisea 1

Camisea 2

Camisea 3

Shihuaniro

Timpia

Urubamba

Timpia

Shimbillo

Shivankoreni

Kumarillo

Kirigueti

Sepahua

Sep-03 Dic-03 Jun-04 Sep-04 Ene-05 Abr-05 Oct-05 Feb-06 Ago-06 Mar-07 Oct-07 Abr-08 Oct-08 Abr-09

Miaria

Mishahua

IBI

44 40 44 52 52 52 52 50 44 50 46 40 43 42

44 44 42 48 50 44 42 44 42 32 42 33 52 37

48 44 46 48 52 50 50 48 42 48 43 39 44 38

48 44 48 42 44 44 46 42 40 46 40 39 41 48

50 50 48 38 40 38 42 48 44 48 38 35 45 39

44 46 42 52 44 52 50 44 38 44 38 31 47 44

40 46 36 48 52 42 40 40 42 38 35 31 36 39

46 44 36 50 46 40 42 38 46 38 37 34 36 40

40 46 44 40 36 42 34 34 32 40 39 34 37 29

48 46 40 46 44 44 44 42 40 30 38 39 42 39

46 44 42 48 42 40 46 36 42 42 43 31 44 40

50 46 36 42 46 38 38 38 38 38 42 35 41 29

38 40 50 40 40 38 40 36 34 44 40 37 37 44

34 36 32 40 36 42 38 36 36 34 38 32 40 36

38 36 32 36 36 34 40 30 32 44 38 30 36 36

Rev. peru. biol. 17(1): 029- 035 (April 2010)

Ortega et al.

diferencias más notorias en relación al declive y la ubicación geográfica (altitud) de las localidades en evaluación. Timpía y Shivankoreni, ubicadas aguas arriba presentaron ambientes con mayor declive y torrencialidad, mientras que Sepahua y Miaria, aguas abajo, presentaron ambientes con menor declive y caudal con velocidad moderada a lenta, lo cual podría sustentar la existencia de mayor variedad de hábitats acuáticos, aspecto también conocido como mayor heterogeneidad de espacio y recursos (Welcomme 1985). La diversidad registrada del plancton se sustenta en la variedad de Chlorophyta (algas verdes), Bacillariophyta (diatomeas) y Cyanophyta (algas azul-verdes), aun cuando la transparencia fue mínima y marcada velocidad en la mayoría de ambientes acuáticos evaluados. Destacando como mas diversos los ambientes de Miaría y Sepahua, probablemente por la mayor transparencia en las quebradas y existencia de mayor variedad de hábitats, confirmado por la riqueza acumulada en Miaría y Timpía. En Chlorophyta el resultado fue cercano al registrado en Pucallpa (Samanez 1979). En el bentos, la mayor riqueza la presentó Arthropoda, dominada por larvas y adultos de insectos acuáticos. Entre localidades, una mayor riqueza en Miaría por presentar mayor heterogeneidad y la menor en Timpia. Entre los ordenes de insectos registrados destacan: Trichoptera, Coleoptera y Ephemeroptera. En el necton, la riqueza total es comparable al registrado en el Bajo Río Huallaga (Ortega et al. 2007) se basa en la diversidad de peces con escamas (Characiformes), y los peces de cuero (Siluriformes), como sucede en distintos lugares de la Amazonia (Ortega et al. 2007, Goulding et al. 2004) y la mayoría de tamaño menudo a mediano. La mayor diversidad observada en Sepahua tendría relación directa con la mayor heterogeneidad de hábitats y la disponibilidad de recursos favorables en la parte baja del sistema estudiado. Entre las microalgas, las diatomeas son indicadoras de calidad de sistemas lóticos, pero exige un conocimiento al nivel de especies para ser aplicado (Lobo et al. 2004). Los valores encontrados de %EPT indicaron aguas de muy buena calidad en 51 estimaciones (24%), y en 44 evaluaciones (21%) confirman aguas normales. Por otro lado, considerando que los valores mínimos fueron registrados en la época lluviosa, cuando es difícil localizar los insectos indicadores, los valores de %EPT obtenidos no implicarían necesariamente que la calidad de las aguas fuera muy distinta a la normal. En cuanto al estado de conservación basado en los peces y los valores del IBI, los valores obtenidos por localidad y por evaluación demuestran que en el Bajo Urubamba, especialmente en Miaría y Sepahua, existen condiciones entre buena y muy buena, que demuestra mejores condiciones de conservación que los obtenidos para los ambientes acuáticos evaluados entre Tarapoto y Yurimaguas (Ortega et al. 2007). Agradecimientos Esta evaluación, ha sido posible gracias a la colaboración importante de B. Rengifo, M. Velásquez, R. Quispe, V. Palacios, Isabel Corahua y Alex Mendoza; miembros del Departamento de Ictiología del MHN-UNMSM. Nuestro especial reconocimiento a los Gerentes de ERM PERU S.A. por las facilidades recibidas y a PLUSPETROL por el auspicio de la investigación.

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Ortega et al.

Rev. peru. biol. 17(1): 029- 035 (Abril 2010)

Rev. peru. biol. 17(1): 037- 042 (Abril 2010) © Facultad de Ciencias Biológicas UNMSM

Diversidad de peces en la cuenca baja del1561-0837 río Nanay ISSN

Diversidad y variación estacional de peces en la cuenca baja del río Nanay, Perú Fishes species diversity and seasonal variation in the lower basin of Nanay River, Peru Ericka Correa1 y Hernán Ortega1 1 Departamento de Ictiología. Museo de Historia Natural, Universidad Nacional Mayor de San Marcos, Av. Arenales 1256, Jesús María, Apartado 14-0434 Lima 14, Perú. Email Ericka Correa: evanessa.correa@gmail.com

Publicado impreso: 20/10/2010 Publicado online: 29/09/2010

Resumen El presente trabajo informa sobre la diversidad de peces en la cuenca baja del rio Nanay, tributario del río Amazonas. Esta zona está sometida a la extracción indiscriminada de peces con usos ornamentales y de consumo directo. Utilizando redes de arrastre (10 x 2,5 m, 5 mm de luz de malla), se realizaron capturas en época de vaciante (agosto y setiembre de 2007) y creciente (febrero de 2008), en tres lugares del rio Nanay. Se colectaron 1626 individuos, correspondientes a 86 especies, de 23 familias y cinco órdenes. El número de especies vario entre 13 y 21 en época de vaciante y entre 18 y 26 especies en época de creciente. Predominaron los Characiformes, Siluriformes y Perciformes. El 76% de los individuos con tamaños menores de 10 cm. El 65% de las especies registradas tienen uso ornamental. Palabras clave: Peces ornamentales, Amazonía, estacionalidad, pesca, Loreto.

Abstract This paper reports on the diversity of fish in the lower basin of the Nanay River, a tributary of the Amazon River. This area is subjected to indiscriminate harvesting of fish for ornamental purposes and for direct consumption. Using trawl nets (10 x 2.5 m, 5 mm mesh), we fished in the dry season (August and September 2007) and wet season (February 2008) in three places in the Nanay River. 1626 individuals were collected, corresponding to 86 species of 23 families and five orders. The number of species varied between 13 and 21 in the dry season and between 18 and 26 species during the growing season. Characiformes, Siluriformes and Perciformes were the dominant orders. 76% of individuals had small sizes. 65% of the recorded species have ornamental use. Keywords: Ornamental fish, Amazon, seasonality, fishing, Loreto.

Introducción Uno de los principales tributarios del río Amazonas en territorio peruano es el río Nanay, ubicado en el departamento de Loreto, caracterizado por ser un río de agua negra (Roldán 1992, Sioli 1984, Ortega & Castro 1998), y comprende muchos tipos de microhábitats que albergan gran diversidad de peces importantes para el consumo humano y de uso ornamental, además de presentar en las áreas cercanas (riberas y planicies inundables) con un alto nivel de endemismo (Hidalgo & Willink 2007). Entre los problemas que se han observado en relación al río Nanay, se encuentra la extracción indiscriminada de peces ornamentales, alentado por el comercio acuarista existente en la zona y que satisface las grandes demandas provenientes de países de Europa, Norteamérica y Asia. Así, el centro de exportación de peces de acuario en el Perú es Iquitos, donde el comercio ha estado activo desde la década de 1950 (Gerstner et al. 2006). La presión en cuanto a la extracción de peces ornamentales en el río Nanay es elevada, sobretodo en la parte baja (Tello & Cánepa 1991, Souza et al. 2004, Gerstner et al. 2006). En el presente trabajo se informa de la composición taxonómica y la estructura comunitaria de peces de la cuenca baja del río Nanay, en épocas de creciente y vaciante; y se actualiza la información de la diversidad de peces del río Nanay, concocimiento que permitirá reforzar las medidas de conservación. Materiales y métodos El área de estudio se localiza en el Departamento de Loreto, provincia de Maynas, cerca a la ciudad de Iquitos. Se colectaron las muestras en la cuenca baja del río Nanay, que comprende desde el caserío de Salvador de Pava hasta su desembocadura en la margen izquierda del Río Amazonas (IIAP, 2002). Se eligieron las localidades Las Camelias, Pampachica, Nina Rumi y Puerto Almendras cercanas a la ciudad de Iquitos (03°45’S, Rev. peru. biol. 17(1): 037- 042 (April 2010)

73°14’W, entre 84 y 92 m altitud), ubicadas en el distrito de San Juan Bautista, las dos últimas con acceso desde la carretera Iquitos-Nauta, a la altura del kilometro siete, al suroeste de la ciudad de Iquitos. Las colectas fueron realizadas en los lugares frecuentados por los pescadores de peces ornamentales, como son las orillas, palizadas (formada por ramas); árboles sumergidos y vegetación flotante, que se entrelazan en las curvas de los meandros, de los canales de los ríos o en las “tahuampas” (Souza et al., 2004); “gramalotales”, comunidades de gramíneas herbáceas robustas compuestas por varias especies que ocupan los bordes de las playas y bancos de arena planos o de suave declive (Kahn et al. 1993). Estos lugares presentan diferentes niveles de presión de extracción de peces ornamentales, según Souza et al. (2004). También se colectó en el hábitat de sustrato arenoso. En cada localidad se realizaron cinco lances por estación, en época de vaciante, agosto y setiembre de 2007 y creciente, febrero de 2008. Se utilizó una red de arrastre a la orilla de 10 x 2,5 m y 5 mm de apertura de malla. Los peces fueron fijados en formol al 10% y preservados en etanol al 70% en el campo. Fueron identificados, catalogados y depositados en la colección científica del Museo de Historia Natural de la Universidad Nacional de San Marcos (UNMSM). Se realizó la descripción de los hábitats, con información de temperatura del aire, temperatura del agua, pH, transparencia, conductividad y oxígeno disuelto. Se determinó la composición taxonómica y abundancia relativa de la comunidad de peces. Los valores de abundancia relativa, se obtuvieron en base a la presencia y frecuencia de ocurrencia (Ortega, 2007).

Correa & Ortega Tabla 1. Descripción de hábitat y parámetros fisicoquímicos de los cuerpos de agua evaluados en la cuenca baja del Río Nanay. Vaciante Características Cuerpo de agua Hábitat

Creciente

Pampachica

Las Camelias

Puerto Almendras

Ninarumi

Lotico

Lentico

Lotico

Puerto Pampachica Las Camelias Almendras Lotico

Lotico

Gramalotal

Laguna con macrofitas

Palizada

Gramalotal

Playa arenosa

Laguna

Moderada

Nula

Lenta

Nula

Tipo de agua

Negra

Color de agua

Té oscuro

Amplitud de cauce

115

110

100

Área de muestreo (m²)

400

200

400

300

200

300

Profundidad (m)

1,1

0,8

1,5

1,55

1,35

Arenoso

Arenofangoso

Arenoso

Arenofangoso

Arbustiva

Herbáceaarbustiva

Herbácea

Herbáceaarbustiva

Herbácea

T. del aire (ºC)

34,5

T. del agua (ºC)

27,5

28,5

29,4

28,5

28,75

30,5

26,8

6,98

7,06

6,53

6,74

6,4

6,54

7,03

8,27

Conductividad (μS/cm)

7,65

7,03

8,2

9,1

8,16

8,03

11,3

Transparencia (cm)

Oxígeno disuelto (ppm)

3,82

3,8

3,86

3,7

3,58

3,63

3,5

Velocidad de Corriente

Substrato Vegetación

Playa arenosa Playa arenosa

Ninarumi

Se realizó un análisis de similaridad comparando los lugares de estudio y las épocas de muestreo (Manly, 1985). Se uso las la Distancia Euclidiana entre los casos, y se elaboro un dendrograma. El índice de abundancia fue estimado de acuerdo al esfuerzo realizado, es decir por lances y estaciones, teniendo en cuenta que fueron 5 lances por estación (nº de individuos/lance) y 4 estaciones por épocas (nº de individuos/estación) (Ortega 2007). Se compararon también las abundancias relativas entre estaciones, hábitat, épocas y zona de estudio, considerando las proporciones obtenidas en cada orden y familia. Resultados Los parámetros fisicoquímicos muestran cuerpos de agua con características propias de ambientes acuáticos de agua negra, de ligera acidez –a excepción de una de las estaciones-, baja conductividad, temperatura de 28,5 °C en promedio, transparencia de 0,5 m y bajo oxígeno disuelto. En la descripción de los hábitats, observamos que las estaciones estuvieron caracterizadas por distintos microhábitat: ambientes lóticos con orillas arenosas, gramalotales y palizadas, así como el ambiente de ‘cocha’ con sustrato areno-fangoso y fangoso; con diferencias entre épocas (Tabla 1). Fueron colectados 1626 individuos, correspondientes a 86 especies, pertenecientes a 60 géneros, 21 familias y cinco órdenes, de los cuales los órdenes Characiformes y Siluriformes conforman más del 75% tanto en número de individuos como en número de especies, géneros y familias (Tabla 2). Del total de especies identificadas, se registran tres nuevos géneros para la cuenca del rio Nanay, Dysichthys, Pseudoloricaria (Siluriformes) y Laetacara (Perciformes), en total fueron 17

especies registradas por primera vez para la zona. En el Tabla 3 se presenta la lista de especies para la cuenca baja del río Nanay, tanto para época de vaciante como para época de creciente; las familias fueron ordenadas según Reis et al.(2003) y los géneros y especies en orden alfabético dentro de las familias. Moenkhausia aff. ceros, Curimatella sp. y Hemiodus sp. del orden Characiformes (52,5%) y Amblydoras nauticus del orden Siluriformes (9%) conforman el 61,5% de la abundancia total encontrada. En época de vaciante predomina Amblydoras nauticus, constituyendo el 28,5% de los individuos en dicha época, mientras que las especies Moenkhausia aff. ceros y Curimatella sp. destacan en época de creciente, con un 65,8%. El orden con mayor riqueza específica fue Characiformes, con el 66% del número de especies, siguiendo Siluriformes, con 18%. La familia con el mayor número de especies fue Characidae, representando el 36%, seguida por Cichlidae (14%), Curimatidae (10%), Loricariidae (6%), para luego dar paso a las otras 18 familias que juntas conforman aproximadamente el 34%. En cuanto a la abundancia, el orden con el mayor número de individuos fue Characiformes, que obtuvo un 80% del total Tabla 2. Número de familias, especies e individuos por órdenes registrados en la cuenca baja del río Nanay. Orden

Familias

Géneros

Especies

Individuos

Characiformes Siluriformes Perciformes Beloniformes Clupeiformes Total

12 6 1 1 1 21

34 13 11 1 1 60

56 16 12 1 1 86

1297 205 108 3 13 1626

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Diversidad de peces en la cuenca baja del río Nanay Tabla 3. Lista Sistemática y abundancia total de las especies de peces de la cuenca baja del río Nanay por estaciones y épocas (V: Vaciante, Cr: Creciente; C: Consumo, O: Ornamental, OP: Con Potencial Ornamental, NR: Nuevos Registros). OrdenFamilia

Especies

Characiformes Curimatidae

Curimata vittata Curimatella meyeri Curimatella sp. Curimatopsis macrolepis Cyphocharax spilurus Psectrogaster sp. Psectrogaster essequibensis Steindachanerina aff. guentheri Steindachnerina sp. Prochilodontidae Prochilodus nigricans Semaprochilodus theraponura Anostomus sp. Anostomidae Leporinus agassizi Leporinus friderici Chilodus punctatus Chilodontidae Chilodus sp. Characidum etheostoma Crenuchidae Hemiodus sp. Hemiodontidae Gasteropelecidae Carnegiella myersi Astyanax bimaculatus Characidae Brycon pesu Bryconops melanurus Bryconops sp. Chalceus sp. Cheirodon ortegai Ctenobrycon sp. Hemigrammus hyanuari Hemigrammus levis Hemigrammus pulcher Iguanodectes spilurus Knodus sp. Moenkhausia aff. ceros Moenkhausia aff. collettii Moenkhausia aff. comma Moenkhausia aff. cotinho Moenkhausia aff. dichroura Moenkhausia aff. intermedia Moenkhausia chrysargyrea Moenkhausia colletti Moenkhausia dichroura Moenkhausia intermedia Moenkhausia jamesi Moenkhausia lepidura Moenkhausia oligolepis Moenkhausia sp. Myleus rubripinnis Serrasalmus aff. rhombeus Serrasalmusaff. nattereri Tetragonopterus argenteus Triportheus elongatus Acestrorhynchidae Acestrorhynchus falcirostris Hoplerythrinus unitaeniatus Erythrinidae Hoplias malabaricus Pyrrhulina brevis Lebiasinidae Boulengerella cuvieri Ctenolucidae Boulengerella maculata Siluriformes Dysichthys sp. Aspredinidae Trichomycteridae Ochmacanthus sp. Megalechis thoracata Callichthyidae Limatulichthys punctatus Loricariidae Limatulichthys sp. Oxyropsis sp. Pseudoloricaria sp. Rineloricaria morrowi Pimelodella cristata Heptapteridae Pimelodella gracilis Goeldiella aff. eques Pimelodidae Pimelodus maculatus Pimelodus tetramerus Amblydoras nauticus Doradidae Nemadoras trimaculatus Physopixys lyra Perciformes Acaronia nassa Cichlidae Aequidens sp.

Pampachica V

Las Camelias Pto. Almendras

21 9

V 6

6 5 4 3

12 4 5 5

42 1

13 2

4 2

10 7 3

2 2 3

3 192

120 1 16

5 5 15

1 2

2 2 3

8 30 7

212

130

6 34

2 1 6 3

1 2 1 8

1 1 1

1 1

1 1 1

13 2 2 6

2 1 1 4 1

1 1

142

4 7

1 1 1

4 1

5 16

Total Usos

9 70

Nina Rumi

9 21 330 1 36 5 15 5 15 3 12 6 4 3 5 6 11 100 2 2 1 4 2 6 3 11 8 30 10 1 9 424 7 14 13 34 2 3 2 2 4 2 29 4 39 4 3 1 1 1 3 1 20 1 4 3

O-C OP O O-C OP C C OP C O-C O-C O O-C O-C O OP O C O O O C O-C O OP O O O O O-C O O O O O O O O O O O O O O O O-C O-C O-C O O O-C O-C C O O OP

1 1 1 11 13 4 2 4 6 1 1 1 4 146 1 8

OP OP OP OP OP OP OP OP OP OP O O O-C O OP O

19 17

O O-C

X X X X X X X X X X X . . . X

continua... Rev. peru. biol. 17(1): 037- 042 (April 2010)

Correa & Ortega Tabla 3.

2 2

Potamorrhaphis sp.

6 6

Anchoviella sp. 86

138 600

500

400

300

200

100

147

0 Las Camelias

Puerto Almendras

Nina Rumi

S- Vaciante

S- Creciente

N - Vaciante

N - Creciente

Pampachica

2 2 1

Número de individuos (N)

Número de especies (S)

Beloniformes Belonidae Clupeiformes Engraulididae 5 21

Aequidens tetramerus Apistogramma luelingi Biotodoma cupido Cichla monoculus Cichlasoma amazonarum Crenicichla anthurus Heros apendiculatus Laetacara thayeri Mesonauta mirificus Satanoperca jurupari

Figura 1. Riqueza (S) y abundancia (N) de peces en la cuenca baja del río Nanay.

de individuos colectados; seguido de Siluriformes con un 13%, Perciformes con el 7%, Clupeiformes con el 1% y finalmente Beloniformes. Characidae fue también la familia con el mayor porcentaje en el número de individuos (42% del total). En época de vaciante se capturaron 512 individuos pertenecientes a 58 especies, 45 géneros, 19 familias y cinco órdenes, mientras que en época de creciente fueron colectados 1114

248

1 72

2 3 8

7 568

7 1

1 54

1 7

4 326

13 6 3 2 4 4 1 2 11 26

O-C OP O O-C O O O OP O O-C

13 1626

ejemplares, identificándose 48 especies, 34 géneros, 13 familias y cuatro órdenes. En época de vaciante, los órdenes Characiformes, y Siluriformes fueron los predominantes en cuanto a riqueza de especies, mientras que en creciente los Characiformes y Perciformes fueron los ordenes resaltantes, con 31 y 11 especies. En relación al número de individuos, los Characiformes también fueron los que tuvieron los mayores valores, con 256 individuos en época de vaciante y 1041 en época de creciente. Las familias Characidae y Cichlidae fueron las mejor representadas en época de vaciante; mientras que Characidae y Cichlidae presentaron los mayores valores en número de especies. Doradidae presento más individuos en época de vaciante, y Characidae en época de creciente. Variantes con respecto a riqueza y abundancia entre épocas y estaciones las podemos observar en la Figura 1. El dendrograma en la Figura 2 reúne a todas las estaciones en todas las épocas, en el que podemos dar cuenta de la formación de un grupo claro de las estaciones en Pampachica, Puerto Almendras y Nina Rumi en época de vaciante y Las Camelias en época de creciente. La estación en la localidad de Pampachica en época de creciente tendría similitud con el grupo formado anteriormente. Se observó similitud entre las estaciones de Nina Rumi y Puerto Almendras en época de creciente, y hallamos que la más diferente entre todas las locaciones fue la estación en Las Camelias, en época de creciente. Discusión En general se confirma la predominancia de Characiformes y Siluriformes (Super Orden Ostariophysi en la cuenca baja del río Nanay), la cual sigue el patrón perteneciente a las aguas con-

Pampachica -vaciante Las Camelias -creciente Puerto Almendras -vaciante Nina Rumi - vaciante Pampachica -creciente Puerto Almendras -creciente Nina Rumi -creciente Las Camelias -vaciante 0

60 80 Linkage distance

100

120

140

160

Figura 2. Dendrograma de los grupos formados por todas las estaciones de muestreo en ambas épocas (Distancia Euclidiana). Cuenca baja del río Nanay (2007-2008).

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Diversidad de peces en la cuenca baja del río Nanay

tinentales de la Región Neotropical (Lowe-McConnell, 1987). Las familias Characidae y Cichlidae son las predominantes en riqueza y conforman el 50% de las especies. Estos resultados coinciden con aquellos publicados por el IIAP (2002). La predominancia de carácidos puede ser explicada por la variedad de microhábitat encontrados en el río Nanay; los hábitos alimenticios y los diferentes tipos de dientes entre las especies y sus diversos hábitos reproductivos estarían adecuados a dicha variedad de microhábitat. La presencia de varias especies de cíclidos se debería a sus hábitos reproductivos, su territorialismo y cripticismo -importante en agua negra. La lista de especies (Tabla 3) actualiza la información sobre los peces de la cuenca baja del río Nanay. Así, el 27,9% de las especies identificadas fueron nuevos registros y el 8,14% del total de las especies fueron reportadas por primera vez, es decir el 19,8% de las especies identificadas en el presente trabajo fueron nuevos registros. La estructura comunitaria está basada en especies de porte pequeño (<10cm), representando el 61,5% de los individuos, en su mayoría Characiformes; esto puede deberse a que dichas especies tienen una relación más estrecha con las orillas, remansos de los ríos y los ambientes de baja velocidad creados en época de creciente, en los que también se forman diversos microhábitat. Resultados parecidos obtuvo el IIAP (2002). La representatividad de familias Characiformes en abundancia, se explicaría por la variedad y disponibilidad de alimento, como al material en semidescomposición, propio de ríos de agua negra, encontrado en el fondo del río sobre el material arenoso; además de los hábitos de formación de asociaciones entre las especies de dichas familias (Géry 1977). El mayor número de individuos en época de creciente (1114), podría responder a la formación de ambientes lénticos temporales y a las planicies inundables donde se albergan juveniles de muchas especies (Géry 1977). El dendrograma muestra que la estación de Las Camelias, en época de creciente, es similar a las otras tres estaciones en época de vaciante, esto podría ser explicado por el aporte y al intercambio de especies existente entre el río y el cuerpo léntico existente en época de creciente; la composición, estructura, y abundancia relativa de especies fundamentan dicho agrupamiento. Por otro lado durante la época de creciente las diferencias en composición y estructura se hacen más notables entre los lugares estudiados. El índice de abundancia (41 individuos/lance en promedio), obedece tanto a características etológicas de los peces tales como el gregarismo (Géry 1977), así como a factores ambientales tales como el ciclo hidrológico. Así, podemos ver que en las estaciones con un mayor número de especies Characiformes, especialmente de las familias Characidae, Curimatidae y Hemiodontidae, son aquellas en las que la abundancia fue mayor, lo que se debería a sus hábitos gregarios. Se encontraron diferencias entre épocas, siendo la época de creciente la que muestra una mayor abundancia relativa tanto en sumatoria como en promedio. La estación de Las Camelias presento la diversidad más baja en la época de creciente, lo que podría atribuirse principalmente a la intensa pesca de peces de uso ornamental, en especial de Symphysodon aequifasciatus, actividad que se realiza tanto en época de vaciante como en época de creciente. Rev. peru. biol. 17(1): 037- 042 (April 2010)

La captura de peces de uso ornamental se realiza en toda la cuenca baja y media del río Nanay, especialmente desde aquellos lugares cercanos a la ciudad de Iquitos, con acceso desde la carretera Iquitos-Nauta. La captura se realiza con malla mosquitera, de 1 a 3 mm de abertura; capturando indiscriminadamente peces ornamentales y juveniles de peces de consumo. Esta captura es realizada de pequeña a mediana escala por las empresas acuaristas e informalmente por pobladores de caseríos asentados a orillas del río. El proceso de comercialización fue descrito en su totalidad por Tello y Cánepa (1991). En la Tabla 3 podemos observar que la mayoría de las especies tienen uso ornamental (56 especies solo ornamentales, indicados con O en la lista, y 19 especies tanto ornamentales como de consumo, representadas por O-C). También se identificaron peces con potencial ornamental (OP), que reúnen características tales como el porte pequeño, colores brillantes o vistosos, comportamiento o hábitos especiales y fáciles de criar en espacios pequeños. Gran parte de las familias, en este estudio, incluyen a peces ornamentales, siendo solo tres aquellas que no incluyen a este tipo de peces (Tabla 3). Agradecimientos A los Doctores Mark Sabaj (Academia de Ciencias Naturales de Filadelfia) y Flavio Lima (Museo de Zoología de la Universidad de Sao Paulo) por su ayuda en la identificación de especies de las familias Doradidae y Characidae, respectivamente. Al Departamento de Ictiología del Museo de Historia Natural de la Universidad Nacional Mayor de San Marcos por el ambiente y equipos prestados. Literatura citada Castello L. 2007. Lateral migration of Arapaima gigas in floodplains of the Amazon. Ecology of freshwater fish. Singapur. 1-9 pp. Chang F. & H. Ortega. 1995. Additions and Corrections to the List of Freshwater Fishes of Peru. Publ. Mus. Hist. Nat. UNMSM (A) 50:1-12. Gerstner C., H. Ortega, W. Graham & H. Sánchez. 2006. Effects of the freshwater aquarium trade on wild fish populations in differentially-fished areas of the Peruvian Amazon. Journal of Fish Biology. U.S.A. 68 (3): p. 862-875. Géry J. 1977. Characoids of the World. TFH Publications. Neptune City, New Jersey. U.S.A. 672 pp. Hidalgo M. &. P. Willink. 2007. Peces/Fishes. In: Vriesendorp et. al. eds. Perú: Nanay-Mazan-Arabela. Rapid Biological Inventories Report 18. The Field Museum. Chicago, U.S.A. 56-62 pp. IIAP (Instituto de Investigaciones de la Amazonia Peruana). 2002. Propuesta de Zonificación Ecológica Económica de la Cuenca del Río Nanay. Programa de Ordenamiento Ambiental. IIAP. Iquitos, Perú. Vol. I-IV. Kahn F.; B. León & K.R. Young (Compiladores). 1993. Las plantas vasculares en las aguas continentales del Perú. IFEA. Lima-Perú. 357 pp. Lowe-Mcconnell R.S. 1987. Ecological Studies in Tropical Fish Communities. New York. Cambridge University Press. 381pp. Manly B. F.J. 1985. Multivariate Statistical Methods, A primer. Chapman and Hall. U.S.A. pp. 1-159. Ortega H. 2007. Composición, Distribución y Conservación de la Comunidad de Peces en la Zona Reservada del Parque Nacional Manu. Universidad Nacional Mayor de San Marcos. Tesis para obtener el Grado Académico de Magíster en Zoología. Lima, Perú. 1-99 pp.

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Rev. peru. biol. 17(1): 037- 042 (Abril 2010)

Rev. peru. biol. 17(1): 043- 052 (Abril 2010) © Facultad de Ciencias Biológicas UNMSM

Morfologia de la glándula pediosa de Megalobulimus ISSN 1561-0837

Glándula pediosa de moluscos terrestres y sus implicancias evolutivas, con énfasis en Megalobulimus Pediose gland in land snails and its evolutionary implications, with emphasis on Megalobulimus Victor Borda1,2, Rina Ramírez1,2 y Pedro Romero1,2 1 Instituto de Investigación de Ciencias Biológicas Antonio Raimondi (ICBAR). Facultad de Ciencias Biológicas, Universidad Nacional Mayor de San Marcos. 2 Museo de Historia Natural, Universidad Nacional Mayor de San Marcos. Av. Arenales 1256, Apartado 14-0434, Lima-14, Perú. Email Victor Borda: vic_bp@yahoo.es Email Rina Ramírez: rina_rm@yahoo.com

Publicado impreso: 20/10/2010 Publicado online: 29/09/2010

Resumen Se describe la anatomía de la glándula pediosa de cinco especies de Megalobulimus (Megalobulimidae), y son comparadas con gastrópodos pulmonados Succineidae, Orthalicidae, Helicidae y Veronicellidae. Una sinapomorfía considerada para el clado Stylommatophora es la presencia de una membrana que aísla a la glándula pediosa de la cavidad visceral. Las especies estudiadas mostraron un grado variable de sujeción de la glándula al pie, desde apenas sujeta por escasa fibras (Megalobulimus) hasta aquella totalmente aislada por una membrana (Cantareus) pasando por grados intermedios (Succinea y Bostryx). La glándula pediosa en la seudobabosa Heterovaginia limayana (Systellommatophora) no está adherida al piso de la cavidad visceral. En Megalobulimus, la parte glandular es voluminosa y pende del techo de la cápsula, a diferencia de las otras especies en que los acinos glandulares están uniformemente adosados a la pared interna de la cápsula. Se describen nuevos caracteres para la glándula pediosa que mejoran la diagnosis del género Megalobulimus y su evaluación filogenética. Palabras claves: Megalobulimidae, Succinea peruviana, Bostryx conspersus, Heterovaginina limayana, sinapomorfía.

Abstract We describe the anatomy of pediose gland in five species of Megalobulimus (Megalobulimidae) and contrast them with those of succineid, orthalicid and helicid gastropods. The presence of a membrane that isolates the pediose gland from the visceral cavity is a synapomorhy of the Stylommatophora clade. A variable range of fixation of the gland to the muscular foot is observed in studied species, from a gland barely held by few fibers (Megalobulimus) to a totally isolated gland (Cantareus), passing through different intermediate grades (Succinea and Bostryx). The pediose gland in Heterovaginina limayana (Systelomatophora) is not attached to the bottom of the visceral cavity. The glandular portion is a voluminous structure that dangles from the capsule roof in Megalobulimus, whereas in other species it is attached to the capsule internal wall. We describe new pediose gland characteristics that reinforce diagnosis of the genus Megalobulimus and provide more phylogenetic information. Keywords: Megalobulimidae, Succinea peruviana, Bostryx conspersus, Heterovaginina limayana, synapomorphy.

Introducción Las dos sinapomorfías que sustentan al clado Stylommatophora son los tentáculos retráctiles y la presencia de una membrana que aísla la glándula pediosa de la cavidad visceral. En contraste, los Systellommatophora presentan tentáculos contráctiles y la glándula pediosa libre en la cavidad visceral (Dayrat & Tillier 2002 y 2003). La glándula pediosa, también llamada glándula pedal o suprapediosa (Barker 2001), es un órgano propio de los gastrópodos, de origen ectodérmico (Chandra 1962). Corresponde a una glándula del tipo exocrino; está encargada de producir la baba, sustancia mucosa que le ayuda en la locomoción y además provee al animal de protección frente a la pérdida de humedad (Barr 1926). La baba de caracol está compuesta por alantoína, vitaminas, colágeno, elastina, ácido glicólico (Bascuñan 1992, apud Cáceres 2006), mucopolisacáridos y agua (Levene 1925). En los últimos tiempos, la baba de caracol ha tomado gran importancia comercial, por supuestas propiedades cosméticas, con comprobado efecto humectante (Cáceres 2006). La morfología e histología de esta glándula es poco conocida. La referencia más detallada proviene de André (1894), es para especies europeas. En América del sur, la única descripción detallada corresponde a Hylton-Scott (1939) realizada en Megalobulimus lorentzianus; otras descripciones se refieren a la apariencia externa (Thomé et al. 1994, Pena et al. 2004).

Rev. peru. biol. 17(1): 043- 052 (April 2010)

El objetivo del presente trabajo es evaluar las características morfológicas de la glándula pediosa de cinco especies de Megalobulimus y compararlas con otras de cuatro especies de diferente posición evolutiva (Succinea, Bostryx, Cantareus y Heterovaginina), en la búsqueda de caracteres que mejoren la diagnosis y el análisis filogenético del género Megalobulimus. Materiales y métodos Se utilizaron especímenes adultos de cinco especies de Megalobulimus de distintos departamentos de Perú. La especie M. capillaceus (Pfeiffer, 1885) (Fig. 1A) es la que presenta la concha de menor tamaño (altura: 58–77 mm); tiene el labio rojo por lo que es conocido con el nombre vulgar de “pucashimi” en el Departamento de San Martín (Ramírez & Cáceres 1991). La siguiente en tamaño es M. lichtensteini (Albers, 1854) (Fig. 1B) (altura: 72-86 mm), procedente del Dpto. Amazonas. Las restantes tres especies tienen las conchillas más grandes y son conocidas con el nombre vulgar de “congompe”: M. maximus (Sowerby, 1825) (Fig. 1C) (altura: 106–154 mm) y M. thammianus (Martens, 1876) (Fig. 1D) (altura: 88–116 mm) procedentes del Dpto. Madre de Dios y M. popelairianus (Nyst, 1845) (Fig. 1E) (altura: 110–163 mm) de los Dptos. Madre de Dios y San Martín. También se emplearon especímenes adultos de Succinea peruviana (Philippi, 1867) (Fig. 1F) y Bostryx conspersus (Sowerby, 1833) (Fig. 1G) procedentes del ecosistema de Lomas del Dpto.

Borda et al.

Figura 1. Conchas e individuos de las especies estudiadas. (A) Megalobulimus capillaceus. (B) M. lichtensteini. (C) M. maximus. (D) M. thammianus. (E) M. popelairianus. (F) Succinea peruviana. (G) Bostryx conspersus. (H) Cantareus aspersus. (I) Heterovaginina limayana.

Lima y de Cantareus aspersus (Müller, 1774) (=Helix aspersa) (Fig. 1H) y la seudobabosa Heterovaginina limayana (Lesson, 1829) (Fig. 1I) procedentes del jardín del Museo de Historia Natural de la Universidad Nacional Mayor de San Marcos (MUSM) (Tabla 1). El material estudiado se encuentra custodiado en la Colección Malacológica del Departamento de Malacología y Carcinología del MUSM. Los ejemplares fueron sacrificados por ahogamiento en recipientes con agua herméticamente cerrados por 24 horas. Los ejemplares fueron fijados y preservados en etanol 96º. Algunos especímenes fijados fueron inyectados con azul de metileno por la abertura externa de la glándula pediosa, para una mejor visualización de las estructuras. Las disecciones se iniciaron, en el caso de caracoles, mediante un corte longitudinal en el lado derecho de la pared del cuerpo. En la cavidad visceral, se

levantó el bulbo bucal y se separó cuidadosamente las ramificaciones de los ganglios cerebroides (Beaumont & Cassie 1970), visualizándose así la glándula pediosa. En las seudobabosas, las disecciones fueron realizadas a partir de un corte por el surco pedal del lado derecho (Thomé & Lopes 1973). La parte interna de la glándula se dejó al descubierto mediante un corte longitudinal en su pared lateral derecha. Las estructuras fueron analizadas al estereomicoscopio y fotografiadas con una cámara digital. Se tomaron las medidas del largo y ancho máximo de la glándula pediosa, además de algunas características internas de la glándula, así como del largo y ancho del pie de los individuos analizados, empleando un calibrador vernier. Resultados En las especies estudiadas, la glándula pediosa se abre al exterior mediante una abertura ubicada en el fondo de un repliegue Rev. peru. biol. 17(1): 043- 052 (Abril 2010)

Morfologia de la glándula pediosa de Megalobulimus Tabla 1. Datos de colecta y material biológico analizado en el presente estudio

Especie

No. ind.

Procedencia

Coordenadas

Altitud (m)

Colector

Phylum Mollusca, Clase Gastropoda, Subclase Pulmonata, Orden Eupulmonata, Suborden Stylommatophora Infraorden Sigmurethra, Familia Megalobulimidae Megalobulimus capillaceus

Dpto. San Martín: Juan Guerra

06º35’16”S, 76º18’50”W

237

R. Ramírez, C. Calderón & V. Borda. 2008

Megalobulimus lichtensteini

Dpto. Amazonas: Naranjillo

05º49’19,2”S, 78º16’30,6”W

489

V. Borda & C. Calderón. 2008

Megalobulimus thammianus

Dpto. Madre de Dios: Reserva Amazónica 12º35’S, 69º05’W INKATERRA

200

R. Ramírez, V. Borda & P. Romero. 2008 – 2009

Megalobulimus maximus

Dpto. Madre de Dios: Reserva Amazónica 12º35’S, 69º05’W INKATERRA

200

V. Borda & P. Romero. 2008

Dpto. Madre de Dios: Comunidad Nativa “El infierno”

198

C. Díaz. 1988

200

R. Ramírez. 1988

06º56’07,2”S 76º46’16,2”W

311

A. Ruiz & R. Ramírez. 2008

Dpto. Lima: Lomas “El Paraiso”

12º08’20”S, 76º55’23”W

500

R. Ramírez. 2001

Dpto. Lima: Jardín del Museo de Historia Natural

12º04’38,3”S, 77º02’12.6”W

122

V. Borda. 2009

12º15’22”S, 76º47’16”W

400

R. Ramírez. 2001

12º04’38,3”S, 77º02’12,6”W

122

V. Borda. 2009

Megalobulimus popelairianus

12°46’15,10”S, 69°14’28,70”W

Dpto. Madre de Dios: Reserva Amazónica 12º35’S, 69º05’W INKATERRA (ex Cuzco Amazónico) (2 ind) Dpto. San Martín: Saposoa-Chambira (1 ind)

Infraorden Sigmurethra, Familia Orthalicidae Bostryx conspersus

Infraorden Sigmurethra, Familia Helicidae Cantareus aspersus

Infraorden Elasmognatha, Familia Succineidae Succinea peruviana

Dpto. Lima: Lomas “El Lúcumo”

Phylum Mollusca, Clase Gastropoda, Subclase Pulmonata, Orden Eupulmonata, Suborden SystellommatophoraFamilia Veronicellidae Heterovaginina limayana

Dpto. Lima: Jardín del Museo de Historia Natural

Tabla 2. Medidas básicas de la glándula pediosa en las diferentes especies de moluscos terrestres estudiadas.

Especie

Largo del pie (mm)

Largo de la glándula (mm)

Ancho de la glándula (mm)

Surco del techo de la glándula (mm)

Cresta del piso de la glándula (mm)

Surco del piso de la glándula (mm)

Megalobulimus capillaceus (n=5)

38,77 ± 6,82

23,45 ± 2,37

4,38 ± 0,887

14,41 ± 3,72

4,71 ± 0,217

—

M. lichtensteini (n=2)

56,79 ± 6,92

24,6 ± 0,537

6,68 ± 1,159

14,86 ± 3,082

6,83 ± 2,05

—

M. thammianus (n=2)

64,42 ± 4,58

18,88 ± 1,301

6,35 ± 0,947

6,36 ± 0,961

—

M. maximus (n=2)

52,27 ± 2,76

22,66 ± 3,62

7,02 ± 1,103

4,56 ± 0,509

7,02 ± 0,141

—

M. popelairianus (n=3)

83,17 ± 11,95

24,19 ± 2,866

6,54 ± 1,981

4,94 ± 1,276

8,09 ± 3,353

—

Succinea peruviana (n=4)

8,09 ± 1,02

3,66 ± 0,603

1,22 ± 0,517

—

≈ 1,83

Bostryx conspersus (n=4)

14,76 ± 1,92

7,71 ± 0,721

2,2 ± 0,65

—

≈ 3,855

Cantareus aspersus (n=5)

32,29 ± 2,87

18,56 ± 2,211

2,54 ± 0,245

—

12,46

Heterovaginina limayana (n=5)

44,7 ± 6,57

8,17 ± 0,932

1,97 ± 0,15

—

Rev. peru. biol. 17(1): 043- 052 (April 2010)

Borda et al.

entre la boca y el extremo anterior del pie. Se ubica en el eje antero–posterior del animal, debajo del bulbo bucal, entre dos ramas de nervios que provienen de los ganglios cerebroides. Entre el bulbo bucal y la glándula pediosa, en la posición más anterior, se encuentran dos haces musculares oblicuos que van de lado a lado de la pared del cuerpo y que cubren parte del tercio anterior de la glándula. Presenta las tres partes típicas de una glándula exocrina: cápsula, lumen y cuerpo glandular propiamente dicho. Características de la glándula pediosa por especies Megalobulimus capillaceus (Figs. 2A y B) La glándula pediosa en M. capillaceus se caracteriza por ser una estructura alargada, deprimida y su longitud (23,45 mm) (Tabla 2) abarca todo el largo de la cavidad visceral. Presenta forma triangular alargada y bordes ondulados. El tercio anterior es de ancho constante que va disminuyendo hacia el extremo posterior, que es delgado y romo. Tan solo la parte dorsal de su tercio anterior, entre los dos haces de músculos oblicuos y el primer par de ramas nerviosas en relación a los ganglios cerebroides, se encuentra cubierto por un delgado tejido conectivo, quedando el resto libre hasta su extremo posterior. Su tercio posterior está sujeto al pie por escasas fibras que provienen de sus bordes laterales. Los dos haces musculares oblícuos son de menor espesor en comparación a las de otras especies de Megalobulimus aquí estudiadas.

Región posterior

Cuerpo glandular

Surco

Apertura Cresta Pie

(A)

Cuerpo glandular

Piso de la cápsula Techo de la cápsula

5 mm Proyecciones de la cápsula

1 mm Piso de la cápsula

Figura 2. Glándula pediosa de Megalobulimus capillaceus. (A) Glándula parcialmente abierta, (B) Detalle del cuerpo glandular.

El cuerpo glandular (Fig. 2A) propiamente dicho es tan prominente que oblitera casi todo el lumen; pende del techo de la cápsula por 14–16 proyecciones sujetas al techo y sus superficies láterales (Fig. 2B). Es de color cremoso y superficie lisa, presenta un surco longitudinal medio que se extiende a todo lo largo. La profundidad del surco disminuye hacia la parte posterior. En cuatro de los cinco individuos estudiados, se observó que el surco se extendía en todo el largo de la glándula, mientras que en el otro individuo estaba interrumpido a la mitad quedando como dos surcos, uno a continuación de otro. En el interior del cuerpo glandular se observan acinos glandulares separados por las proyecciones del techo de la cápsula. El piso de la cápsula es liso y presenta un pequeño levantamiento a lo largo de la línea media de su tercio anterior (Fig. 2A), coincidiendo con el surco del cuerpo glandular. Megalobulimus lichtensteini (Figs. 3) La glándula pediosa en M. lichtensteini es alargada, deprimida y con bordes ondulados, su largo (24,6 mm) (Tabla 2) abarca casi toda la longitud de la cavidad visceral. Su ancho mayor se ubica entre los tercios anterior y medio de la glándula y su extremo posterior es romo y delgado. Una delgada membrana transparente cubre dorsalmente su tercio anterior, entre los dos haces de músculo oblicuo y el primer par de ramas nerviosas en relación a los ganglios cerebroides. Su tercio posterior está sujeto al pie por escasas fibras que provienen de sus bordes laterales. La cápsula es semitransparente, que permite ver el cuerpo glandular propiamente dicho desde el exterior. El lumen tiene un ancho reducido, pero abarca toda la longitud de la glándula. El cuerpo glandular propiamente dicho es prominente y está sujeto al techo y paredes laterales de la cápsula por delgadas proyecciones, cuyos puntos de inserción se intercalan en el borde libre colindante con la cápsula, formando entre 11 y 17 aberturas estrechas (Figs. 3). Es de color cremoso y superficie lisa, presenta un surco longitudinal que se extiende en los dos tercios anteriores de la glándula y su profundidad disminuye conforme avanza al extremo posterior. En el interior se observan acinos glandulares separados por las proyecciones del techo de la cápsula. Estas separaciones son incompletas ya que los acinos pueden llegar a tener contacto. La porción ventral de la cápsula es delgada, pero más gruesa con respecto a la de M. capillaceus. El piso de la cápsula es liso y presenta a lo largo de la línea media un pequeño levantamiento que va desde la abertura hasta el tercio medio de la glándula. Ésta coincide con el surco del cuerpo glandular.

Surco

(B)

La cápsula de la glándula es semitransparente, por lo que el cuerpo glandular puede ser apreciado desde el exterior. El lumen es reducido, abarca toda la longitud de la glándula y su ancho varia según el ancho de ésta.

Megalobulimus maximus (Figs. 4A y B) La glándula pediosa de M. maximus es alargada, tiene forma de daga, con el extremo posterior romo, es deprimida y tiene bordes irregulares. Su longitud (22,66 mm) (Tabla 2) abarca casi toda la longitud de la cavidad visceral, el ancho mayor se ubica Rev. peru. biol. 17(1): 043- 052 (Abril 2010)

Morfologia de la glándula pediosa de Megalobulimus

Cuerpo glandular

Surco

Piso de la cápsula

Región posterior

5 mm

Orificios

Figura 3. Glándula pediosa de Megalobulimus lichtensteini. El piso de la cápsula está abierto, dejando ver el cuerpo glandular en su interior.

en su tercio anterior. La pared de la glándula es relativamente gruesa y no permite visualizar el interior. Dorsalmente, el tercio medio de la glándula se encuentra cubierto por una delgada membrana transparente, asociada y limitada posteriormente a las dos primeras ramas nerviosas provenientes de los ganglios cerebroides, mientras que el tercio posterior se encuentra libre, por su cara dorsal, en la cavidad visceral, pero sujeta al pie por escasas fibras desde sus bordes laterales. El cuerpo glandular propiamente dicho está sujeto por proyecciones emitidas desde el techo y los lados del piso de la cápsula, que se presentan en número de 9 a 11. La superficie del cuerpo glandular es lisa, de color amarillento cremoso, y en el centro existe un surco longitudinal ancho y poco profundo que se extiende en el tercio anterior de la glándula (Fig. 4B). En sus bordes laterales se observan entre 9 y 11 aberturas grandes. En el interior existen acinos glandulares, los cuales están separados por las proyecciones del techo de la cápsula. El lumen ocupa todo el

Cuerpo glandular

largo de la glándula y su ancho es reducido, pero es proporcionalmente mayor al lumen de M. lichtensteini y M. thammianus. El piso de la cápsula es liso y presenta un levantamiento longitudinal que se extiende desde la abertura hasta la mitad del tercio anterior de la glándula (Fig. 4A); coincide con el surco de la parte glandular. Megalobulimus popelairianus (Figs. 5A y B) La glándula pediosa de M. popelairianus tiene forma de daga, alargada, deprimida y bordes irregulares. Su longitud (24,19 mm) (Tabla 2) abarca casi toda la longitud de la cavidad visceral. El ancho mayor se ubica en el tercio anterior. Dorsalmente, el tercio medio de la glándula se encuentra cubierto por una delgada y transparente membrana, asociada posteriormente a las dos primeras ramas nerviosas y limitada

Cuerpo glandular Surco

5 mm Surco

Techo de la cápsula

Piso de la cápsula Orificios

(A)

Cresta

(B)

Orificios

Proyecciones

1 mm

Figura 4. Glándula pediosa de Megalobulimus maximus. (A) Glándula abierta por la pared lateral, (B) Detalle de región anterior del cuerpo glandular.

Rev. peru. biol. 17(1): 043- 052 (April 2010)

Borda et al.

Orificios

Región posterior

Cuerpo glandular

(A)

Cuerpo glandular

Surco

Piso de la cápsula

5 mm

Surco

Orificios

1 mm

(B)

Figura 5. Glándula pediosa de Megalobulimus popelairianus en vista ventral. (A) Detalle del interior de la glándula con el piso de la cápsula abierto. (B) Detalle de la región anterior del cuerpo glandular

anteriormente por los dos haces musculares oblicuos ubicados por encima de su extremo anterior. Tales haces musculares son los más gruesos dentro de las cinco especies de Megalobulimus estudiadas. Su tercio posterior está libre en la cavidad visceral, por su cara dorsal, pero sujeta al pie por escasas fibras que provienen de sus bordes laterales. La cápsula de la glándula es más gruesa que la de M. maximus, que no permite apreciar su interior (Fig. 5A). El lumen es reducido, abarca toda la longitud de la glándula y es el más estrecho entre las cinco especies de Megalobulimus aquí descritas. El cuerpo glandular propiamente dicho está sujeto por proyecciones emitidas del techo y de los lados del piso de la cápsula, las proyecciones del piso son proporcionalmente más cortas que en las otras especies de Megalobulimus, de modo que las aberturas (entre 10 y 13) a lo largo de sus bordes laterales colindantes con la cápsula se ven muy estrechas, a manera de hojales (Fig. 5B). La superficie del cuerpo glandular es lisa, de color amarillento cremoso, y en el centro existe un surco longitudinal que se extiende en el tercio anterior de la glándula. El interior del cuerpo glandular está formado por acinos glandulares separados por las proyecciones del techo de la cápsula.

El piso de la cápsula es liso y presenta un levantamiento de longitud variable (5–14 mm) a lo largo de la línea media de su porción anterior. Ésta coincide con el surco del cuerpo glandular. Megalobulimus thammianus (Fig. 6) La glándula pediosa de M. thammianus es alargada, deprimida y con bordes lisos. Su longitud (18,8 mm) (Tabla 2) abarca casi toda la cavidad visceral. El ancho es constante en casi todo su largo y presenta el extremo posterior romo. El tercio medio de la glándula se encuentra cubierto por un delgado tejido conectivo asociado a las ramas nerviosas, mientras que el tercio posterior, por su cara dorsal, se encuentra libre en la cavidad visceral. Escasas fibras la sujetan al pie, desde sus bordes laterales. La pared de la glándula es relativamente gruesa y no permite visualizar su interior. El cuerpo glandular propiamente dicho es prominente con sólo parte de su cara ventral libre y el resto sujeto a la cápsula por proyecciones, por ende, el lumen es muy reducido. Las proyecciones ventrales son más gruesas y largas en la región anterior que en la posterior. Los puntos de inserción de las

Orificios

Surco

Cuerpo glandular

Región posterior

5 mm

Proyecciones de la cápsula

Piso de la cápsula

Figura 6. Glándula pediosa de Megalobulimus popelairianus var. thammianus Martens en vista ventral.

Rev. peru. biol. 17(1): 043- 052 (Abril 2010)

Morfologia de la glándula pediosa de Megalobulimus

proyecciones del piso se intercalan con los puntos de inserción de las proyecciones del techo, formando entre 8 y 13 aberturas estrechas, a lo largo de los bordes laterales colindantes con la cápsula. La superficie del cuerpo glandular es lisa, de color amarillento, en el centro existe un surco longitudinal que se extiende en el tercio anterior de la glándula. La profundidad del surco disminuye conforme avanza al extremo posterior. En uno de los especímenes el surco se presentó hasta el extremo posterior, interrumpido en la parte central (Fig. 6). En el interior se observan acinos glandulares. El piso de la cápsula es liso y no presenta el levantamiento longitudinal de las otras especies de Megalobulimus, sino un casi imperceptible engrosamiento en la línea media de su tercio anterior.

Bandas musculares

Fibras

Glándula pediosa

1 mm

Succinea peruviana (Fig. 7) La glándula pediosa de S. peruviana es alargada, deprimida cuya longitud (3,66 mm) (Tabla 2) abarca casi todo el piso de la cavidad visceral del animal. El ancho se mantiene constante en toda su longitud. El extremo de la región posterior es romo. Presenta una consistencia algodonada. Se encuentra sujeta por algunas fibras procedentes de sus bordes laterales. Dos haces musculares oblicuos pequeños y poco conspicuos, cubren parte del tercio anterior de la glándula. La cápsula es bastante delgada exponiendo claramente los acinos glandulares, que le dan a la glándula su apariencia algodonosa. La parte glandular está adosada a la cápsula; en la mitad anterior se presenta como una capa delgada, mientras que en la mitad posterior la masa del cuerpo glandular se incrementa conformando un cuerpo más compacto. El lumen presenta un ancho constante hasta la mitad de la glándula en que disminuye drásticamente y se prolonga así hasta el extremo posterior. En el piso de la glándula se observa un surco conspicuo, angosto y profundo (Fig. 7). El techo es liso. Bostryx conspersus (Figs. 8A y B) La glándula pediosa en B. conspersus es alargada (7,71 mm) (Tabla 2), delgada, presenta bordes ligeramente lobulados y se extiende en casi toda la longitud de la cavidad visceral. La región anterior es ligeramente más ancha que la posterior. Su extremo posterior es romo. Su consistencia es algodonosa, como la de S. peruviana. Fibras la sujetan por sus lados al pie (Fig. 8a). Los dos

Techo de la cápsula

Piso de la cápsula

1 mm

Surco

Región posterior

Figura 8. Glándula pediosa de Bostryx conspersus. (A) Detalles de la glándula sujeta al piso de la cavidad visceral, (B) Interior de la glándula abierta parcialmente a lo largo del lado izquierdo.

haces musculares transversales son conspicuos y cubren el tercio anterior de la glándula (Fig. 8A). Estos pueden ser levantados con facilidad por su parte media, mientras que los laterales se encuentran adheridos a la superficie dorsal de la glándula. La cápsula es bastante delgada y transparente. El cuerpo glandular propiamente dicho está adosado a la cápsula; puede ser observado desde el exterior por la transparencia de la cápsula, y es la que le da a la glándula su apariencia algodononosa. En la mitad anterior de la glándula, el cuerpo glandular se presenta como una capa delgada, mientras que en la mitad posterior la masa del cuerpo glandular se incrementa conformando un cuerpo más compacto. El lumen es amplio en la mitad anterior de la glándula, en la mitad posterior el ancho se reduce bruscamente y continúa así hasta el extremo posterior. Se observa un surco

Techo de la cápsula

Región posterior

Piso de la cápsula

Surco

1 mm

Figura 7. Interior de la glándula pediosa de Succinea peruviana abierta parcialmente por su lado derecho. Rev. peru. biol. 17(1): 043- 052 (April 2010)

Borda et al.

conspicuo y poco profundo en la mitad anterior del piso de la glándula (Fig. 8B). El techo es liso. Cantareus aspersus (Figs. 9A y B) La glándula pediosa de C. aspersus está situada en la base de la cavidad visceral y no es vista inmediatamente luego del primer plano de disección, ya que está completamente aislada de la cavidad visceral, como si estuviera embebida en el pie (Fig. 9A). Una membrana muy delgada, conformada por numerosas fibras, se adosa a toda su superficie dorsal así como al pie. Los

(A)

Glándula pediosa

dos haces musculares transversales oblicuos observados por encima de la región anterior de la glándula en otras especies, aqui son inconspícuos y están adheridos a la superficie dorsal de la glándula. La glándula pediosa de C. cantareus no es compacta, para evidenciarla mejor fue necesario inyectarle azul de metileno. Es una estructura sacular, aplanada, se extiende en toda la longitud de la cavidad visceral. Su longitud promedio es 18,56 mm (Tabla 2). La cápsula es muy delgada y transparente, permite observar los acinos. El cuerpo glandular propiamente dicho está adosado a la cápsula; se presenta como una lámina delgada. El lumen es amplio y se extiende hasta casi el extremo posterior de la glándula. En la línea media de la mitad posterior del piso presenta un surco longitudinal que se prolonga hasta el extremo posterior de la glándula (Fig. 9B). Tanto el techo como el piso de la glándula presentan una superficie ligeramente rugosa. Heterovaginina limayana (Figs. 10A, B y C) La glándula pediosa de H. limayana es de apariencia vermiforme y su longitud promedio (8,17 mm) (Tabla 2) corresponde a menos de la quinta parte del largo de la cavidad visceral. Existen unas delgadas fibras que sujetan la superficie ventral media de la glándula al pie, pero son tan pocas y delgadas que suelen pasar desapercibidas; fuera de esto, no existe otro tipo de unión con el pie. La región posterior de la glándula, junto con los ganglios cerebroides y el esófago, se encuentran cubiertos por abundante conectivo laxo semitransparente (Fig. 10A). Se presentan dos haces musculares oblicuos que van de lado a lado de la pared del cuerpo y cubren el tercio anterior de la glándula. En la región anterior de la glándula se nota por transparencia una pequeña área triangular, con un vértice posterior, y sin apariencia secretora (Figs. 10B y C). La parte glandular propiamente dicha está adherida a toda la superficie interna de la cápsula.

3 mm

(B) Techo de la cápsula

Surco

Piso de la cápsula

1 mm

Figura 9. Glándula pediosa de Cantareus aspersus. (A) Vista del piso de la cavidad visceral. La glándula pediosa, inyectada con azul de metileno, se ubica debajo de una membrana que la separa de la cavidad. (B) Vista interna de la glándula pediosa, abierta a lo largo del lado derecho.

Discusión Dayrat y Tillier (2002) emplearon la glándula pedal como carácter para la reconstrucción filogenética de gastrópodos eutineuros; la presencia de una membrana que separa a la glándula pediosa de la cavidad visceral fue el carácter designado a todos los Stylommatophora, entre ellos Succinea y Cantareus. En el presente trabajo pudimos corroborar la existencia de una membrana propiamente dicha sólo en Cantareus aspersus. En el caso de las especies de Megalobulimus, Succinea y Bostryx aquí estudiadas, se observó un grado creciente de sujeción de la glándula pediosa al pie, sin llegar a formar en ningún caso una membrana de separación total. Barr (1926) enfatizó que en Milax sowerbii, otro estilomatóforo, la glándula pediosa no está embebida al pie sino que está sujeta a él por pequeños músculos. La sinapomorfía en los Systellommatophora es que la glándula está libre (Dayrat y Tillier 2002); en el presente trabajo se observó que efectivamente la glándula pediosa de Heterovaginina limayana no está separada de la cavidad visceral, ni sujeta al pie, pero tampoco es un órgano que flota libremente. La porción glandular de la glándula pediosa en pulmonados terrestres es de estructura variable, como lo demostró André (1894) para diversas especies europeas. Para las cinco especies de Megalobulimus aquí estudiadas, la parte glandular es voluminosa y presenta un surco longitudinal medio, carácter observado sólo Rev. peru. biol. 17(1): 043- 052 (Abril 2010)

Morfologia de la glándula pediosa de Megalobulimus

en otra especie de Megalobulimus (M. loretzianus) (Hylton–Scott 1939), por lo que podría constituir una sinapomorfía para el género Megalobulimus. Otro carácter observado en Megalobulimus es la presencia de un pequeño levantamiento a lo largo de la línea media del piso de la cápsula, denominado “cresta” por (Hylton–Scott 1939). Por el contrario, en Bostryx conspersus, Succinea peruviana y Cantareus aspersus, colectados en el Departamento de Lima (Perú), se observa un surco de longitud variable en la línea media del piso de la cápsula, carácter que fue descrito para Cantareus aspersus de Europa por André (1894). En la filogenia molecular de los Stylommatophora (Wade et al. 2006), los Orthalicoidea (Bostryx) y Elasmongnata (Succinea) forman un clado; esa relación evolutiva cercana parece estar reflejada también en la glándula pediosa. Se ha encontrado similitud en la distribución del cuerpo glandular, el lumen y el grado de sujeción de la glándula pediosa al pie de Bostryx conspersus y Succinea peruviana.

(A)

Región posterior

Las diferencias macroscópicas de las glándulas pediosas de las especies aquí estudiadas se correlacionarían con diferencias a nivel histológico y con las características químicas de la baba, cuyas diferencias a nivel interespecífico ya han sido observadas en otros caracoles pulmonados (Skingsley 2000). Agradecimientos El material biológico utilizado en el presente trabajo fue obtenido en la realización de proyectos financiados por la Universidad Nacional Mayor de San Marcos (VRI-PEM2007B28; VRI-CSI-091001041) y la ONG Inka Terra Asociación. Agradecemos al Dr. W.E. Duellman, Director del Progama BIOTROP, Universidad de Kansas, Laurence, USA, por el apoyo brindado en Cuzco Amazónico. Al INRENA por los permisos para trabajo en áreas reservadas. A J. Purisaca y H. Méndez por el apoyo logístico en INKATERRA, a C. Calderón y L. Ruiz en San Martín y a F. Ramírez, N. Medina y T. Ramos en las lomas de Lima. Quedamos agradecidos a C. Díaz por el material biológico cedido; a M. Quispe y D. Fernández por el cuidado de los caracoles vivos y a J. Ramírez por facilitarnos material bibliográfico. Literatura citada

Pie Nervios

Glándula pedal

1 mm

Apertura

1 mm Región posterior

(B)

Techo de la cápsula

Apertura

Piso de la cápsula

1 mm

(C)

André E. 1894. Recherches sur la glande pedieuse des Pulmones. Rev. Suisse Zool. 2 : 291-353. Barker G.M. 2001. Gastropods on Land: Phylogeny, Diversity and Adaptive Morphology. In G.M. Barker, eds. The biology of terrestrial molluscs. CABI Publishing, Oxon, UK. Pp.1-146. Barr R.A. 1926. Some Observations on the Pedal Gland of Milax. Quarterly Journal of Microscopical Science 70(2): 647667. Beaumont A. & P. Cassier, 1970. Travaux pratiques de Biologie animale. DUNOD. 480pp. Cáceres P.A. 2006. Estudio comparativo de la Capacidad Humectante de la piel de activos cosméticos naturales respecto al aceite de Emú utilizando el Corneometer® CM 825. Memoria para obtener el Título de Químico Farmacéutico de la Universidad de Chile. Santiago, Chile. 61pp. Chandra K. 1962. Morphogenesis of the pedal gland in the giant land snail Achatina fulica Bowdich. Current Science 32: 167-168. Dayrat B. & S. Tillier. 2002. Evolutionary relationships of euthyneyran gastropods (Mollusca): a cladistic re-evaluation of morphological characters. Zoological Journal of the Linnean Society 135: 403–470. Dayrat B. & S. Tillier. 2003. Goals and limits of phylogenetics: the euthyneuran gastropods. In C. Lydeard and D. R. Lindberg, eds. Molecular Systematics and Phylogeography of Mollusks. Smithsonian Institution, Washington, DC. Pp. 161-184. Hylton–Scott, M.L. 1939. Estudio anatómico de Borus “Strophocheilus lorentzianus” (Doer) (Mol. Pulm.). Revista del Museo de La Plata, nueva serie, 1(7): 217-278. Levene P.A. 1925. The mucoproteins of the snails, Helix aspersa, Helix pomatia. J. biol. Chem. 65: 683-700. Pena M.S., N.C. Salgado & A.C.S. Coelho. 2004. Recharacterization of Strophocheilus miersi Da Costa (Mollusca, Pulmonata, Strophocheilidae). Rev. Bras. Zool. 21(1): 45-50. Ramírez R. & S. Cáceres. 1991. Caracoles terrestres (Mollusca, Gastropoda) comestibles en el Perú. Boletín de Lima (77): 67-74.

Figura 10. Glándula pediosa de Heterovaginina limayana. (A) Posición de la glándula en la cavidad visceral, (B) Vista dorsal de la glándula, (C) Vista interna de la porción anterior de la glándula. Rev. peru. biol. 17(1): 043- 052 (April 2010)

Borda et al. Skingsley D.R., A.J. White & A. Weston. 2000. Analysis of pulmonate mucus by Infrared Spectroscopy. J. Mollus. Stud. 66: 363-372. Thomé J.W. & V.L.R. Lopes. 1973. Aulas práticas de Zoologia, I. Dissecação de um molusco gastrópode desprovido de concha. Iheringia 3: 34-45.

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Rev. peru. biol. 17(1): 043- 052 (Abril 2010)

Rev. peru. biol. 17(1): 053- 057 (Abril 2010) © Facultad de Ciencias Biológicas UNMSM

Secondary structure of mitochondrial LSU rRNA of land snails ISSN 1561-0837

Analysis of the secondary structure of mitochondrial LSU rRNA of Peruvian land snails (Orthalicidae: Gastropoda) Análisis de la estructura secundaria del LSU rRNA mitocondrial de caracoles terrestres peruanos (Orthalicidae: Gastropoda) Jorge Ramirez1, 2, Rina Ramírez1, 2 1 Facultad de Ciencias Biológicas, Universidad Nacional Mayor de San Marcos. 2 Museo de Historia Natural, Universidad Nacional Mayor de San Marcos. Av. Arenales 1256, Apartado 14-0434, Lima-14, Perú. Email Jorge Ramirez: jolobio@hotmail.com

Abstract The alignment of ribosomal genes is difficult due to insertion and deletion events of nucleotides, making the alignment ambiguous. This can be overcome by using information from the secondary structure of ribosomal genes. The aim of this study was to evaluate the utility of the secondary structure in improving the alignment of the 16S rRNA gene in land snails of the family Orthalicidae. We assessed 10 Orthalicid species (five genera). Total DNA was isolated and the partial 16S rRNA gene was amplified and sequenced using internal primers. The sequences were aligned with ClustalX and manually corrected, in DCSE format, using the 16S rRNA secondary structure of Albinaria caerulea (Pulmonata: Clausiliidae). The sequences obtained ranged from 323 to 345 bp corresponding to parts of both domains IV and V of the 16S rRNA gene. The secondary structure was recovered by homology using RnaViz 2.0. Most stems are conserved, and in general the loops are more variable. The compensatory mutations in stems are related to maintenance of the structure. The absence of a bulge-stem-loop in domain V places the family Orthalicidae within the Heterobranchia. Keywords: 16S rRNA, Mollusca, Bulimulinae, DCSE, Compensatory Mutations.

Publicado impreso: 20/10/2010 Publicado online: 29/09/2010

Resumen El alineamiento de genes ribosomales es dificultoso debido a eventos de inserción y deleción de nucleótidos, convirtiendo el alineamiento en ambiguo; esto puede ser superado utilizando la información de la estructura secundaria. El objetivo del presente trabajo es evaluar la utilidad de la estructura secundaria en mejorar el alineamiento del gen 16S rRNA de caracoles terrestres de la familia Orthalicidae. Se evaluaron 10 especies de Orthalicidos (5 géneros). El ADN total fue aislado y parte del gen 16S rRNA fue amplificado y secuenciado usando primers internos. Las secuencias fueron alineadas con ClustalX y corregidas a mano, en formato DCSE, usando la estructura secundaria del 16S rRNA de Albinaria caerulea (Pulmonata: Clausiliidae). Las secuencias obtenidas variaron de 323 a 345 pb correspondiendo a partes del dominio IV y V del gen 16S rRNA. Se pudo recuperar por homología la estructura secundaria para los Orthalicidos usando RnaViz 2.0. La mayoría de las hélices son conservadas, siendo en general los bucles más variables. El fenómeno de mutaciones compensatorias en las hélices, estaría relacionado con la conservación de la estructura. La ausencia de un “bulge-stem-loop” en el dominio V ubica a la familia Orthalicidae dentro de Heterobranchia. Palabras claves: 16S rRNA, Mollusca, Bulimulinae, DCSE, Mutaciones Compensatorias.

Introduction Phylogenetic molecular studies aim to recover the historical signal stored along the evolution in the sequences of nucleotides or amino acids. The alignments of these sequences are hypotheses that allow us to infer phylogenetic relationships among a set of species. Correct alignment is essential for the reconstruction and recovery of phylogenetic signals leading to a correct evolutionary hypothesis. The alignment of many genes with abundant phylogenetic information, such as 16S rRNA, becomes difficult by the presence of insertion and deletion events which increase in number with the inclusion of more divergent species, making the alignment ambiguous (Lydeard et al. 2000). These difficulties can be overcome by using additional information, such as the secondary structure of rRNA. Ribosomal RNA sequences form complex secondary structures based on complementarity of the bases along the molecule (Lydeard et al. 2002). Most models of known secondary structure of rRNA have been determined by comparative sequence analysis (Woese et al. 1980; Noller et al. 1981; Gutell et al. 1994). The molecule of the large subunit rRNA (LSU rRNA or 16S RNA) can be divided in the 5' and 3' sections, each with three main structural domains (labeled I-VI) (Gutell et al. 2002) and in turn the stems are listed with letters and numbers (Wuyts et al. 2001). Several studies have shown the phylogenetic value of the rRNA secondary structure (Titus & Frost 1996; Lydeard et al. 2000; 2002), one of the most significant being the absence Rev. peru. biol. 17(1): 053- 057 (April 2010)

or reduction of three regions of the 16S rRNA for all Heterobranchia (Lydeard et al. 2000; 2002). These regions include a stem of domain II, the entire domain III (reduced to a single stem in some mollusks) and part of a stem in Domain V (G16) (Lydeard et al. 2002). Heterobranchia is one of the main clades of gastropods, containing the largest number of species, which includes Pulmonata, Opisthobranchia and the Lower Heterobranchia (Bouchet & Rocroi, 2005). The Family Orthalicidae (Heterobranchia: Pulmonata: Stylommatophora) is the most diverse group of endemic land snails from Peru and South America. Other genera of the superfamily Orthalicoidea are also found in Oceania and Africa (Herbert & Mitchell 2009). Based on the 16S rRNA mitochondrial marker, Ramirez et al. (2009) found this family to be a monophyletic group,of the “non-achatinoid clade” within a global phylogeny of Stylommatophora, demonstrating the efficiency of this marker to resolve evolutionary relationships. The aim of this study was to evaluate the utility of the information provided by the secondary structure to improve the alignments of the 16S rRNA gene in several species of land snails of the family Orthalicidae. Materials and methods We used 10 species of the family Orthalicidae (belonging to five different genera) from different ecosystems of Peru (Table 1 and Fig. 1). Voucher specimens are deposited in the scientific

Ramirez & Ramírez Table 1. Pulmonate land snail species, collection data and Genbank accession number for the sequences of the 16S rRNA used. Species

Localities

Bostryx aguilari Weyrauch 1967

Atocongo

Lima

Bostryx conspersus (Sowerby, 1833)

Atocongo

Bostryx modestus (Broderip, 1832) Bostryx turritus (Broderip, 1832) Bostryx scalariformis (Broderip, 1832) Bostryx sordidus (Lesson, 1826) Scutalus versicolor (Broderip, 1832) Drymaeus sp. Neopetraeus sp. Naesiotus sp.

Department Coordinates

Collectors

Accession number

12º12´23.8"S, 76º53´43"W

C. Congrains, J. Ramirez, A. Chumbe.

HM057172

Lima

12º12´23.8"S, 76º53´43"W

C. Congrains, J. Ramirez, A. Chumbe.

HM057173

Atocongo

Lima

12º12´23.8"S, 76º53´43"W

C. Congrains, J. Ramirez, A. Chumbe.

HM057174

Santa Eulalia

Lima

11º52'58"S, 76º 39'12"W

D. Fernández, C. Congrains, J. Ramirez, P. Matos, A. Chumbe

HM057175

Pasamayo

Lima

11º38´36.2"S, 77º12´11.9"W

P. Romero.

HM057181

Iguanil

Lima

11º23’55”S, 77º14’01.5”W

N. Medina, P. Romero, J. Ramirez, A. Chumbe.

HM057176

Manzano

Lima

12º11’43.2”S, 76º50’03.2”W

D. Fernández, J. Ramirez, A. Chumbe.

HM057177

Juan Guerra

San Martín

06º35’18.8”S, 76º18’59”W

V. Borda, C. Calderón.

HM057178

Piurog

Ancash

09º11'50.6"S, 76º57'25.1"W

R. Ramírez, A. Cano.

HM057179

Juan Guerra

San Martín

06º34'54,4"S, 76º18'50,6"W

V. Borda, C. Calderón.

HM057180

5 mm

Figure 1. Species of Peruvian Orthalicidae. A: Bostryx aguilari. B: B. conspersus. C: B. modestus. D: B. sordidus. E: B. scalariformis. F: B. turritus G: Scutalus versicolor. H: Drymaeus sp. I: Neopetraeus sp. J: Naesiotus sp. Photos: A, H and I: J. Ramirez. B-G: A. Chumbe. J: V. Borda.

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Secondary structure of mitochondrial LSU rRNA of land snails

U G U GCU A A G G U A G C A U A A U uA

E27

E24

a gG

A [0-2]

A A G UA

G U G UU C U G G C G C g U G U U U uAA

E28

E21 - E18

Results The sequences obtained ranged from 323 to 345 base pairs and the alignment had 373 positions. It corresponds to part of domains IV and V of the 3' end of the 16S rRNA gene (position 557 - 873 in the Albinaria caerulea sequence), including stems E27, E28, F1, G2, G3, G6, G7, G9 and G16. Stems E26, E24, E21, E18, G1 and G17 did not form due to the small size of the fragment analyzed (Fig. 2).

6 E2 C

C U G U C U

[3-10]

[1-12]

a u

c C U A G G G G gC U g c C [0-4] G A u U [0-4] A U u u u u u [1-2] u U A au a u a U U a

t A A

[1-3]

F1 u

AA UU [0-5]

a A [0-2]

A G A u U C AC C

GAA U A U G A G A C U [0-3] a a C uU [0-1] a

A g A a A G AC GA

UA C C [1-6] [0-4] U U A G G G A

G17

UU U G G A

[9-14]

G16

A [0-1] G C A U A UU a u GUGU A Uu UA A C C U

Figure 2. A consensus secondary structure of the partial LSU rRNA based on ten Orthalicid species. Nucleotides in uppercase letters correspond to conserved sites, lowercase letters are conserved in 9 or 8 sequences, solid circles are conserved in 7 sequences, and open circles are conserved in less than 7 sequences. Positions with indels are shown with arcs; the arc labels indicate the number of nucleotides within the variable region. The stems are numbered after Wuyts et al. (2001). Gray numbers indicate position of stems not formed here due to the small size of the analyzed fragment.

collections of the Natural History Museum of San Marcos University. DNA was isolated by a modified CTAB method (Doyle & Doyle 1987; RamĂrez 2004). Amplification was carried out using polymerase chain reaction (PCR) (Saiki et al. 1988). Primers developed by RamĂrez (2004) were used for amplification of a segment of the 16S rRNA gene: 16SF-104 (5'-GACTGTGCTAAGGTAGCATAAT-3') and 16SR-472 (5'-TCGTAGTCCAACATCGAGGTCA-3'). The PCR products were purified and sequenced for both strands using the commercial services of MACROGEN USA (www.macrogen.com). The sequences obtained were edited and proofread using chromatograms with Chromas (McCarthy, 1996). Consensus sequences were obtained with CAP3WIN (Huang & Madan, 1999). Sequences were deposited in GenBank (Accession numbers HM057172-HM057181). Global alignment was carried out with ClustalX 2.0 (Larkin et al. 2007). The alignment was corrected using as template the secondary structure of the 16S rRNA of Albinaria caerulea (Pulmonata: Clausiliidae) (Lydeard et al. 2000). We employed the DCSE format, which incorporates special symbols indicating the secondary structure in an RNA sequence alignment (De Rijk & De Wachter, 1993) in a text editor. We checked the formation of each of the stems by homology between the template and the other sequences in the alignment. The structure was plotted using the program RnaViz 2.0 (http://rnaviz.sourceforge.net) (De Rijk et al. 2003).

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The secondary structure was recovered by homology for the 10 species studied (Fig. 2). The structure of the partial 16S rRNA sequence of B. aguilari is shown in Figure 3. Most of the stems are preserved and in general the loops are more variable (Figs. 2 and 3). The more conserved stems were E27 and E28. Stems F1, G2, G6, G7, G9 and G16 were variable but kept their size and shape; these stems present the phenomenon of compensatory mutations, and form the main phylogenetic information of this gene (Fig. 4). Stem G3 and its loop were extremely variable, with numerous unconventional bonds and variation in loop size from 2 to 10 bases. The loops formed by stems E28 and F1 showed minimal variation (one base) in the sequence. Loop G6 was preserved while loop G7 showed variation of 9 to 19 bases. Stem G16 (which is small in Heterobranchia) showed a 23-24 bases size with great variability in the area of the loop. Discussion The importance of alignment in phylogenetic reconstruction has been highlighted by various authors (Gatesy et al. 1993; Kjer 1995; Hickson et al. 1996). The use of information provided by the secondary structure of rRNA, combined with bioinformatic packages, results in better recovery of the phylogenetic signal

C U G U GCU A A G G U A G C A U A A U AC UU

E27

A A GG U A G A CA A U G U UA CG U G UC G U A U G G G C G G C G U A G U A U U U UA A U A C U G U C U C A A U U U U A U U A A U A UUAAUA U A A AU UU GAA UU U A U G U A G U A C U A G A C A U G CU A AU A A G U UU UU C A A A GA A A G ACGA

E28

G7 A AC UAU AU U U U U U G C C A G U A A A U A C C A U U A G U A G GC U A A U G U A G U G G C AA A U A C G A U A G C C G A UA A A U U A AU U A U UU U U A U A U AU U U AU UU A U A C U U U GU UA U C G A UA A A U A UU A U A UA A A G CC U UA C A U U G U A C G C C G G A U A A C A G A U C A U A U U A UU G U G U C A UA AA UA A C C U C G A G UU U G G A

G16

Figure 3. Two-dimensional structure of the 16S rRNA gene of Bostryx aguilari obtained by homology with the structure of Albinaria caerulea (Lydeard et al., 2000). The shaded parts correspond to the conserved segments in shape and size.

Ramirez & Ramírez G7

UA UAA C AC A U U A U A A A A C U AC G G G A U G GC U A U G C U A U A G C U U U A

A AC AU U U U C A G A A C C U A G G GC U A G G A U U G C U A C G G C C A U A

Bostryx aguilari

B. conspersus

G G G G GC U U G G C U A

U A

U U C A A A

A A G U U U

U A A C

B. modestus

G7 U U UU A A A A A C C U A GG G U A G GC C G U G C C G A U G C A U U A

B. scalariformis

G7 A U A C U G G G A G GC C U G A U A C G U A A

A A C

A U A C U U

Drymaeus sp. Bsca_K11583 Bsor_Ig14a Bmod_Atoc74f Dry_SM59e Naes_Jgue18g Neo_RA62e Sver_Mon41 Btur_Seu1f Bcons_Ato23f Bag_atoc25f

G7 G6

A A A C

Naesiotus sp.

A A A C

G G G G GC U C G G C U A

AUU U U C G A A

A A G C U U

A A C

B. sordidus

G7 G A UU A A U U A G G GC A U G G U A U G U C G A U G C A U U A

B. turritus

Scutalus versicolor

G7 A A A C

G7 G GU AA G G G U A C A A C C U A G G GC A U G G U A U G C U A A U G C U A U A

G U AU U U A A A A C C U A G G GC A U G G U A U G C U A G C G C C C U A

G7 U UGU U U A A A A C C U A GG G A U C G G U A U G C U A A U G C A U U A

Neopetraeus sp.

TGCTGGGGCGGCAAAGCTTCA--------AATTTTAACAAGCTT TGCTGGGGCGGCAAAGCTTCA---------AAATTAACAAGCTT TGTTGGGGCGGCAAAACTTCA---------AATATAACAAGTTT TGTTGGGGCGACAAAGCATCA-----------TATAACATACTT TGCTGGGGCAGCAAAGTATCA--------AAGATTAATATATTT TGTTGGGGCGACAAAGTATCA-------ATTTGTTAACATACTT TGTTGGGGCGACACGGTATCA-------ATTGATTAACATACCC TGTTGGGGCGACATAGTATCA----CTGAAGGTGGAACATACTA TGTTGGGGCGACATTGTATCAAATACTATAACATTAACATACAT TGTTGGGGCGACACCGATTCA---GCTATAAC-TTAACAATCGG -G6-------G6'--G7-----------------------G7'-

Figure 4. A. Two-dimensional structure for the stems G6 and G7 of the 16S rRNA for ten Orthalicid species. B. Alignment of the sequences of the partial 16S rRNA gene, only the region of stems G6 and G7 is shown; shaded bases indicate compensatory mutations.

compared with the alignments obtained only by bioinformatic programs (Titus & Frost, 1996). We reached the same conclusions in our analysis for Orthalicidae land snails. During the evolution of rRNA, due to its function, its structure is more conservative than the sequence itself (Gutell et al. 1994). Compensatory mutations in stems are related to the maintenance of the structure. In contrast, the unpaired regions depend specifically on its sequence, making them more difficult to accept mutations (Smit et al. 2007). It is true that highly conserved regions tend to be unpaired, but unpaired regions are not always conserved; in eukaryotic rRNA, loops evolve faster than stems (Smit et al. 2007). This same pattern was observed for the 16S rRNA gene in our analysis for Orthalicidae land snails. Despite using the secondary structure as a guide for alignment, stem G3 was extremely variable, complicating the alignment. Studying different taxa of molluscs, Lydeard et al. (2000) showed a variation from 8 to 96 bases in this stem. This would demonstrate heterogeneity between rates of evolution of different structures (stems, loops, bulges, etc.) (Smit et al. 2007). Absence of a bulge-stem-loop in stem G16 (domain V) is a synapomorphy for all Heterobranchia, with a reduced stem size of 20 to 30 bases, while stem size for the rest of mollusks is 41 to 43 bases. This indel has been reported previously in phylogenetic studies (Thollesson 1999, Lydeard et al. 2000). Absence of this bulge-stem-loop in the G16 stem placed Orthalicidae within Heterobranchia, consistent with the current classification (Bouchet & Rocroi 2005). Loss and reduction of these structures

explains why Heterobranchia have the shortest mitochondrial genome among the metazoans (Kurabayashi & Ueshima 2000). Acknowledgments We thank A. Chumbe, C. Congrains, D. Fernández, J. Chirinos, N. Medina, P. Matos, P. Romero, V. Borda and C. Calderón for assistance during laboratory and field work. We are grateful to P. Ramírez for his molecular logistic help and to E. Cano for his logistic help in Ancash. This study is part of Project 061001071 funded by Vicerrectorado de Investigación de la Universidad Nacional Mayor de San Marcos (VRI). Field work in San Martín was carried out as part of Project PEM2007B28 (VRI) and in Ancash with Project 051001041 (VRI). Dr. Lamas provided critical comments that helped to improve the final version of the manuscript. Literatura cited Bouchet P. & J. Rocroi. 2005. Classification and Nomenclator of Gastropod Families. Malacologia 47 (1-2): 1-397. De Rijk P. & R. De Wachter. 1993. DCSE, an interactive tool for sequence alignment and secondary structure research. Computer Applications in the Biosciences 9: 735-740. De Rijk P., J. Wuyts & R. De Wachter. 2003. RnaViz2: an improved representation of RNA secondary structure. Bioinformatics 19(2): 299-300. Doyle J.J. & J.L. Doyle. 1987. A rapid DNA isolation procedure for small amounts of fresh leaf tissue. Phytochemical Bulletin 19: 11-15. Gatesy J., R. Desalle & W. Wheeler. 1993. Alignment-ambiguous nucleotide sites and the exclusion of systematic data. Molecular Phylogenetics and Evolution 2: 152–157. Gutell R., N. Larsen & C. Woese. 1994. Lessons from an evolving rRNA: 16S and 23S rRNA structures from a comparative perspective. Microbiological Reviews 58: 10–26. Gutell R., J. Lee & J. Cannone. 2002. The accuracy of ribosomal RNA comparative structure models. Current Opinion in Structural Biology 12, 301–310. Herbert D & A. Mitchell. 2009. Phylogenetic relationships of the enigmatic land snail genus Prestonella: the missing African element in the Gondwanan superfamily Orthalicoidea (Mollusca: Stylommatophora). Biological Journal of the Linnean Society Lond 96: 203–221. Hickson R., C. Simon, A. Cooper, et al. 1996. Conserved sequence motifs, alignment, and secondary structure for the third domain of animal 12S rRNA. Molecular Biology and Evolution 13: 150–169. Huang X. & A. Madan. 1999. CAP3: A DNA Sequence Assembly Program. Genome Research 9: 868-877. Kjer K. 1995. Use of rRNA secondary structure in phylogenetic studies to identify homologous positions: An example of alignment and data presentation from the frogs. Molecular Phylogenetics and Evolution 4: 314–330. Kurabayashi A. & R. Ueshima. 2000. Complete sequence of the mitochondrial DNA of the primitive opisthobranch Pupa strigosa: systematic implication of the genome organization. Molecular Biology and Evolution, 17: 266-277. Larkin M., G. Blackshields, N. Brown, et al. 2007. Clustal W and Clustal X version 2.0. Bioinformatics 23, 2947–2948. Lydeard C., W. Holznagel, M. Schnare & R. Gutell. 2000. Phylogenetic analysis of molluscan mitochondrial LSU rDNA sequences and secondary structures. Molecular Phylogenetics and Evolution 15: 83–102. Lydeard C., W. Holznagel, R. Ueshima & A. Kurabayashi. 2002. Systematic implications of extreme loss or reduction of mitochondrial LSU rRNA helical-loop structures in gastropods. Malacologia 44: 349–352. Rev. peru. biol. 17(1): 053- 057 (Abril 2010)

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Ramirez & RamĂrez

Rev. peru. biol. 17(1): 053- 057 (Abril 2010)

Rev. peru. biol. 17(1): 059- 064 (Abril 2010) © Facultad de Ciencias Biológicas UNMSM

Identificación in silico de hongo contaminante en amplificados del gen1561-0837 28S rRNA ISSN

Identificación de Yarrowia lipolytica (Ascomycota: Hemiascomycetes) como contaminante en la obtención de amplificados del gen 28S rRNA de moluscos Identification of Yarrowia lipolytica (Ascomycota: Hemiascomycetes) as a contaminant in obtaining amplified 28S rRNA gene of mollusks Jenny Chirinos1,2, Carlos Congrains1,2, Rina Ramírez1,2, Pablo Ramírez3 1 Laboratorio de Sistemática Molecular y Filogeografía. Facultad de Ciencias Biológicas, Universidad Nacional Mayor de San Marcos. 2 Departamento de Malacología y Carcinología, Museo de Historia Natural, Universidad Nacional Mayor de San Marcos. Av. Arenales 1256, Apartado 14-0434, Lima-14, Perú. 3 Laboratorio de Microbiología Molecular y Biotecnología, Facultad de Ciencias Biológicas, Universidad Nacional Mayor de San Marcos. Email Jenny Chirinos: jennymartha.2609@gmail.com, Email Rina Ramírez: rina_rm@yahoo.com Trabajo presentado a la XVIII Reunión Científica del Instituto de Investigaciones en Ciencias Biológicas Antonio Raimondi, “200 años del nacimiento de Charles Darwin y el 150 aniversario de la publicación de On the Origin of Species by Means of Natural Selection”. Del 19 al 21 de agosto de 2009.

Publicado impreso: 20/10/2010 Publicado online: 29/09/2010

Resumen En el presente trabajo se identifica una secuencia de DNA no esperada proveniente de los amplificados del gen 28S rRNA de moluscos terrestres. Las extracciones de DNA se realizaron del tejido del pie de caracoles terrestres por el método del CTAB modificado. Las PCRs fueron llevadas a cabo con primers universales para el gen COI e iniciadores diseñados para moluscos, para el marcador 16S rRNA, 28S rRNA y la región ITS-2. Los tamaños aproximados de las bandas de los amplificados de moluscos fueron de 706 pb para el COI, 330 pb para el 16S rRNA, 900 pb para el ITS-2 y 583 pb para el 28S rRNA; un amplificado del último marcador fue de una longitud inesperada, ~340 pb. Las secuencias de DNA fueron comparadas con la base de datos del GenBank mediante el programa BLASTn y la muestra con la banda de tamaño inesperado resultó en un 100% de identidad y cobertura del 99% con el gen 26S rRNA de la levadura Yarrowia lipolytica. El análisis filogenético con Neighbour-Joining y los valores de divergencia confirmaron la identificación, proporcionando resultados que apoyan la ubicación taxonómica de la especie dentro del clado de los Hemiascomycetes. Palabras claves: 26S rRNA, Gastropoda, fungi, código de barras de DNA.

Abstract In this paper we identify an unexpected DNA sequence from the amplicons of 28S rRNA gene of terrestrial mollusks. DNA extractions were performed from foot tissues of land snails using a modified CTAB protocol. PCRs were carried out with universal primers for COI gene and oligonucleotides designed for molluscs, for the markers 16S rRNA, 28S rRNA, and ITS-2. Amplified lengths were 706 pb for COI, 330 pb for 16S rRNA, 900 pb for ITS-2, and 583 pb for 28S rRNA. One amplicon of the last marker was of an unexpected length, ~340 pb. DNA sequences were compared in the GenBank database through the BLASTn program and the sample, with the unexpected length, resulted in 100% identity and 99% query coverage with 26S rRNA gene of the yeast Yarrowia lipolytica. Phylogenetic analysis with Neighbour-Joining and the divergence values confirmed the identification, providing results that support the taxonomic placement of the species within the Hemiascomycetes clade. Keywords: 26S rRNA, Gastropoda, fungi, DNA barcode.

Introducción Las técnicas moleculares basadas en el análisis del DNA constituyen herramientas muy poderosas que permiten establecer las relaciones filogenéticas y la identificación de especies. La técnica de PCR emplea primers universales y específicos para amplificar genes o segmentos de genes, siendo los primeros muy conservados en un amplio rango de especies (Liew et al. 1998, Palumbi 1996). El gen RNA ribosomal (rRNA) está presente en todas las especies existentes y presumiblemente se remonta a las primeras formas de vida, por lo tanto, reflejaría la historia evolutiva de la vida y dilucidaría las relaciones evolutivas entre todas las especies de la tierra (Pace 1997). La unidad repetitiva del rDNA presenta diferentes regiones que varían en su tasa de mutación, proporcionando información para el análisis filogenético de poblaciones, especies y niveles taxonómicos superiores (Jorgensen & Cluster 1988, Schaal & Learn 1988). Las regiones codificantes constituyen secuencias muy conservadas y poseen la tasa más baja de divergencia. Los ITS muestran un nivel intermedio de variabilidad, mientras que los IGS presentan las regiones de evolución más rápida (Zhou et al. 1996). El rRNA constituye el componente estructural de los ribosomas. En moluscos, la subunidad mayor del rRNA nuclear es el 28S, mientras que en hongos es 25S-28S. Estudios realizados por Markmann y Tautz (2005), proponen a la región D3–D5 del 28S rRNA como marcador adecuado en la discriminación de una amplia gama de taxa. Los primers empleados en dicho estudio parecen ser universalmente aplicables a todos los taxa eucariotas. Sugieren además, que la región que comprende los dominios D1 y D2 podría discriminar taxa muy estrechamente relacionados. Rev. peru. biol. 17(1): 059- 064 (April 2010)

El tipo de RNA más abundante en las células es el ribosomal. Los hongos poseen cien o más copias de genes ribosomales en su genoma (Maleszka & Clark-Walker 1993). Esta característica, aunada a la naturaleza altamente conservada de la molécula y a la alta sensibilidad de la técnica de PCR, puede conducirnos a resultados falso-positivos, en casos de contaminación con DNA de levaduras. En el presente trabajo, mediante métodos in silico, es identificada una secuencia de DNA no esperada en los amplificados del gen 28S rRNA de moluscos. Materiales y métodos Entre los meses de enero y junio de 2009, en el laboratorio de Sistemática Molecular y Filogeografía de la Facultad de Ciencias Biológicas de la Universidad Nacional Mayor de San Marcos (Lima-Perú), se obtuvieron amplificados de DNA nuclear y mitocondrial de distintas especies de moluscos terrestres de la familia Scolodontidae y de los géneros Megalobulimus (Megalobulimidae) y Bostryx (Orthalicidae). Se realizaron extracciones de DNA empleando una modificación del método del CTAB (Ramírez 2004). Para la remoción de las proteínas se utilizó cloroformo-alcohol isoamílico (96:4). El DNA fue precipitado usando etanol absoluto frío y acetato de amonio. El pellet obtenido fue lavado en alcohol absoluto y secado a temperatura ambiente. Luego se resuspendió en agua bidestilada y finalmente fue conservado a -20 ºC. La amplificación de las secuencias siguió el método de reacción en cadena de la polimerasa (PCR) (Saiki et al. 1988). Las PCRs fueron realizadas con primers universales para el gen mito-

Chirinos et al.

condrial COI (Folmer 1994) e iniciadores diseñados específicamente para moluscos, para el marcador de los genes ribosomales mitocondrial, 16S rRNA (Ramírez 2004) y nucleares, 28S rRNA y la región ITS-2 (Wade & Mordan 2000). La detección de los productos de amplificación se realizó mediante electroforesis submarina en geles de agarosa al 1% en buffer TBE 0,5X. Las bandas se visualizaron por tinción con bromuro de etidio en un transiluminador y sus tamaños fueron determinados por comparación con un marcador de tamaño molecular GeneRuler 100bp DNA Ladder (Fermentas). Los amplificados fueron purificados y secuenciados en Macrogen USA (http://www.macrogenusa.com/). La muestra problema, codificada como cP13, fue secuenciada con el primer LSU4. Dicha secuencia se obtuvo de un amplificado con los primers LSU2 y LSU4, para el 28S rDNA de un individuo de Systrophia eatoni (Gastropoda, Scolodontidae), una especie procedente del bosque tropical lluvioso del Departamento de Madre de Dios (Perú); posteriormente se obtuvo de este mismo espécimen un segmento amplificado del tamaño esperado. Los electroferogramas, obtenidos en formato AB1, fueron evaluados con ayuda del programa Chromas (McCarthy 1996). Las Tabla 1. Especies de levaduras ascomicetas y caracol terrestre, con pais de procedencia y número de accesión en el GenBank, para secuencias de LSU rDNA empleadas en el presente estudio. Especie

País

Nº accesión

Gen rRNA

Fungi, Ascomycetes: Clado Hemiascomycetes (Orden Saccharomycetales) Candida albicans Candida deformans Candida glabrata Candida tropicalis Clavispora lusitaniae Debaryomyces hansenii

España Australia Bélgica Bulgaria China Reino Unido China China EE.UU.

Kluyveromyces marxianus Lachancea thermotolerans Pichia angusta Pichia anomala Saccharomyces cerevisiae Tanzania Saccharomyces servazzii China Yarrowia lipolytica China Yarrowia lipolytica Países Bajos Yarrowia lipolytica Francia Yarrowia lipolytica Rusia Yarrowia lipolytica Antartica Reino Yarrowia lipolytica Unido Yarrowia lipolytica China Yarrowia lipolytica China Yarrowia lipolytica China Yarrowia lipolytica China Yarrowia lipolytica Bulgaria Zygoascus hellenicus Tailandia cP13 * Perú

FJ627956 EF405984 FN393990 HM627137 GQ179987

26S 26S 26S 26S 26S

FM200044

26S

GU565207 HM191681 U75524 U74592 FJ972219 GQ227689 AJ616903 AM268436 AM268457 AM268458 EU304244

26S 26S 26S 26S 26S 26S 26S 26S 26S 26S 26S

FM212452

26S

FJ357148 FJ480852 FJ219597 GQ121611 HM627078 AB557757 HQ148659

26S 26S 26S 26S 26S 26S 26S

secuencias editadas fueron comparadas con la base de datos del GenBank en el programa BLASTn (Altschul et al. 1997). La secuencia en estudio está depositada en el GenBank con el número de accesión HQ148659, así como la del molusco Systrophia eatoni (HM116229). Para el análisis filogenético, se levantó un total de 24 secuencias de especies de levaduras (Tabla 1) de la base de datos del GenBank. Las secuencias fueron sometidas a alineamiento múltiple usando el programa ClustalX2 (Larkin et al. 2007). Para la presentación de alineamientos de las figuras 2 y 3 se usó el programa BOXSHADE 3.21 (http://www.ch.embnet.org/ software/BOX_form.html). El programa MEGAv4.0 (Tamura et al. 2007) se usó para la obtención de la frecuencia de bases nucleotídicas, distancias genéticas, reconstrucción filogenética por el método Neighbour-Joining (NJ) con corrección de distancias genéticas con el modelo de substitución nucleotídica Kimura 2-parámetros (Kimura 1980), y el método de bootstrap con 1000 réplicas para evaluación de la consistencia del árbol filogenético. Los gaps no fueron considerados en la obtención de la filogenia; el árbol fue enraizado con una secuencia del archiascomyceto Schizosaccharomyces pombe, siguiendo a Kurtzman y Robnett (1998). Resultados Los tamaños de las bandas obtenidas en la amplificación de marcadores mitocondriales, fueron de 706 pb para el COI y alrededor de 330 pb para el 16S rRNA. Para los marcadores nucleares, se amplificaron segmentos de alrededor de 900 pb para el ITS-2 y 583 pb para el 28S rRNA, evidenciando para este último marcador una muestra de tamaño inesperado con ~340pb (Fig. 1). Luego de contrastar las secuencias con la base de datos del GenBank, sólo la muestra con la banda de tamaño inesperado

Fungi, Ascomycetes: clado Archiascomycete Schizosaccharomyces pombe

AY048171

26S

HM116229

28S

Mollusca, Gastropoda, Scolodontidae Systrophia eatoni *

Perú: Dpto. Madre de Dios

*Secuencias obtenidas en el presente estudio.

Figura 1. Electroforesis en gel de agarosa de amplificados de caracoles terrestres de la familia Scolodontidae. En el carril 1 se observa una banda de DNA correspondiente al amplificado del gen 28S rRNA con 583 pb, el carril 2 es el marcador de tamaño molecular, el carril 3 corresponde a secuencias de la región ITS-2 de aproximadamente 900 pb, y el carril 4 corresponde a amplificados de la secuencia reportada con aproximadamente 340 pb. Rev. peru. biol. 17(1): 059- 064 (Abril 2010)

Identificación in silico de hongo contaminante en amplificados del gen 28S rRNA

Yarrowia lipolytica Yarrowia lipolytica Yarrowia lipolytica Yarrowia lipolytica Yarrowia lipolytica Yarrowia lipolytica cP13 HQ148659 Systrophia eatoni

FJ219597 EU304244 GQ121611 FJ357148 AJ616903 HM627078

GAGTTGTTTGGGAATGCAGCTCAAAGTGGGTGGTAAACTCCATCTAAAGC GAGTTGTTTGGGAATGCAGCTCAAAGTGGGTGGTAAACTCCATCTAAAGC GAGTTGTTTGGGAATGCAGCTCAAAGTGGGTGGTAAACTCCATCTAAAGC GAGTTGTTTGGGAATGCAGCTCAAAGTGGGTGGTAAACTCCATCTAAAGC GAGTTGTTTGGGAATGCAGCTCAAAGTGGGTGGTAAACTCCATCTAAAGC GAGTTGTTTGGGAATGCAGCTCAAAGTGGGTGGTAAACTCCATCTAAAGC GGGTTGTTTGGGAATGCAGCTCAAAGTGGGTGGTAAACTCCATCTAAAGC HM116229 GGGTTGTTTGGGAATGCAGCCCAAAGCGGGTGGTAAACTCCATCTAAGGC

Figura 2. Alineamiento en ClustalX2 de dos secuencias obtenidas con los primers espcíficos para el gen 28S rRNA de moluscos, junto con secuencias del gen 26S rRNA de la levadura ascomiceta Yarrowia lipolytica obtenidas del GenBank. El recuadro corresponde al primer forward LSU2 en la secuencia en estudio (cP13) y en el caracol terrestre. Los sitios variables están sombreados. Los códigos corresponden a números de accesión de las secuencias en el GenBank.

Yarrowia lipolytica Yarrowia lipolytica Yarrowia lipolytica Yarrowia lipolytica Yarrowia lipolytica Yarrowia lipolytica cP13 HQ148659 Systrophia eatoni

FJ219597 EU304244 GQ121611 FJ357148 AJ616903 HM627078

AATCCAC---CCATTTCACCCGTCTTGAAG-ACGGACCCAAAATATGTAA AATCCAC---CCATTTCACCCGTCTTGAAACACGGACC-----------AATCCAC---CCATTTCACCCGTCTTGAAACACGGACC-----------AATCCAC---CCATTTCACCCGTCTTGAAACACGGACCAAA--------AATCCAC---CCATTTCACCCGTCTTGAAACACGGACCAAGGAGTCTAAT AATCCAC---CCATTTCACCCGTCTTGAAACACGGACCAAGGAGTCTAAT AATCCAC------------------------------------------HM116229 TGTCGGCATTCCACCCGACCCGTCTTGAAACACGGACCAAGGAGTCTAAC

Figura 3. Alineamiento en ClustalX2 de dos secuencias obtenidas con los primers específicos para el gen 28S rRNA de moluscos, junto con secuencias del gen 26S rRNA de la levadura ascomiceta Yarrowia lipolytica obtenidas del GenBank. El recuadro corresponde a la reversa complementaria del primer reverse LSU4 en la secuencia del caracol terrestre; el amplificado cP13 fue secuenciado con este primer por lo que falta nucleótidos de su extremo 3´. Los sitios variables están sombreados. Los códigos corresponden a números de accesión de las secuencias en el GenBank.

(cP13) no fue identificada como gastrópodo, mostrando un porcentaje de identidad del 100% y cobertura del 99% con el gen 26S rRNA de la levadura Yarrowia lipolytica (GQ121611). Los primers que flanquean tal fragmento se ubican en los sitios 252–271 (LSU2) y 599–580 (LSU4) de la secuencia completa del gen 26S rRNA de Yarrowia lipolytica (AJ616903); ambos primers difieren en un solo nucleótido de sus extremos 5´ con esta secuencia de Y. lipolytica (Figs. 2 y 3).

Tabla 2. Frecuencias nucleotídicas (%) y tamaño de secuencias del gen 26S rRNA de levaduras ascomicetas empleadas en el presente estudio.

Yarrowia lipolytica AM268458

20,2 20,5 29,3 30,0

307

La secuencia de 583 pb del gen 28S rRNA del molusco terrestre Systrophia eatoni (HM116229) tiene sus extremos coincidentes con dos regiones conservadas del gen 26S rRNA de la levadura ascomiceta Yarrowia lipolytica, 138 sitios en su extremo 5´ y apenas 40 sitios en su extremo 3´ (Figs. 2 y 3).

Yarrowia lipolytica AJ616903

20,5 20,5 29,2 29,9

308

Yarrowia lipolytica HM627078

20,1 20,5 29,2 30,2

308

El alineamiento de la secuencia problema junto con otras 24 secuencias del gen 26S rRNA de levaduras ascomicotas obtenidas del GenBank constó de 342 sitios (sólo incluye el primer LSU2), con 157 sitios conservados y 178 sitios variables, de los cuales 138 correspondieron a sitios parsimoniosamente informativos. En cuanto al contenido nucleotídico, la secuencia cP13 presenta 20,2% de timina, 20,5% de citosina, 29% de adenina y 30% de guanina, semejante al de Y. lipolytica, con un alto contenido de C+G (51%) para el gen 26S rRNA, a diferencia de la de otras levaduras (Tabla 2). El árbol filogenético NJ mostró un clado muy robusto que agrupó las secuencias de la especie Yarrowia lipolytica y la secuencia en estudio con un valor de bootstrap del 99% (Fig. 4). En relación a la distancia genética, la secuencia cP13 presenta una mínima divergencia (0,3%) con la especie Yarrowia lipolytica y un 10,7% con Candida deformans; con las demás tiene una alta divergencia que varía de 36,2% (Candida albicans) a 45,5% (Schizosaccharomyces pombe) (Tabla 3). Rev. peru. biol. 17(1): 059- 064 (April 2010)

T cP13 HQ148659 *

20,2 20,5 29,0 30,3

Total 307

Yarrowia lipolytica AM268457

20,2 20,5 29,3 30,0

307

Yarrowia lipolytica EU304244

20,2 20,5 29,3 30,0

307

Yarrowia lipolytica GQ121611

20,2 20,5 29,3 30,0

307

Yarrowia lipolytica FJ357148

20,2 20,5 29,3 30,0

307

Yarrowia lipolytica FJ219597

20,2 20,5 29,3 30,0

307

Yarrowia lipolytica FM212452

20,2 20,5 29,3 30,0

307

Yarrowia lipolytica FJ480852

20,2 20,5 29,3 30,0

307

Yarrowia lipolytica AM268436

20,2 20,5 29,3 30,0

307

Candida deformans EF405984

23,4 17,5 31,4 27,7

303

Clavispora lusitaniae GQ179987

20,8 18,8 29,2 31,3

288

Zygoascus hellenicus AB557757

25,5 14,5 32,4 27,7

318

Candida albicans FJ627956

23,6 17,1 27,0 32,3

322

Candida tropicalis HM627137

27,1 14,6 27,4 30,8

321 323

Debaryomyces hansenii FM200044

27,6 15,2 27,6 29,7

Pichia anomala U74592

28,9 14,5 28,0 28,6

325

Pichia angusta U75524

28,3 14,5 28,3 28,9

318

Candida glabrata FN393990

22,1 18,8 27,3 31,8

330

Saccharomyces cerevisiae FJ972219

25,9 15,1 29,0 29,9

324

Saccharomyces servazzii GQ227689

24,2 17,1 28,0 30,7

322

Kluyveromyces marxianus GU565207

25,3 14,8 29,0 31,0

297

Lachancea thermotolerans HM191681

24,1 16,4 28,4 31,2

324

Schizosaccharomyces pombe AY048171

25,6 15,0 29,4 30,0

340

*Secuencia obtenida en el presente estudio.

Chirinos et al. cP13 HQ148659 Yarrowia lipolytica EU304244 Yarrowia lipolytica HM627078 Yarrowia lipolytica FM212452 Yarrowia lipolytica FJ219597 99 Yarrowia lipolytica AM268436 Yarrowia lipolytica AM268458 Yarrowia lipolytica AM268457 Yarrowia lipolytica FJ357148 Yarrowia lipolytica FJ480852 Yarrowia lipolytica GQ121611 Yarrowia lipolytica AJ616903 Candida deformans EF405984

99 22

66 51

63 66

96 54

Clavispora lusitaniae GQ179987 Zygoascus hellenicus AB557757 Candida albicans FJ627956 Candida tropicalis HM627137 Debaryomyces hansenii FM200044 Clado B Pichia anomala U74592 Pichia angusta U75524 Candida glabrata FN393990 Saccharomyces cerevisiae FJ972219 Clado C Saccharomyces servazzii GQ227689 Kluyveromyces marxianus GU565207 Lachancea thermotolerans HM191681 Schizosaccharomyces pombe AY048171

Clado A

0,05

Figura 4. Árbol filogenético NJ basado en un segmento de los dominios D1/D2 del gen 26S rRNA de levaduras ascomicetas, enraizado con S. pombe. Se muestran los valores de bootstrap; la escala representa 5% de distancia. El taxon al que corresponde la secuencia reportada en este estudio (cP13 HQ148659) forma parte del clado de la especie Yarrowia lipolytica. Los clados A-C corresponden a grupos monofiléticos formados con las secuencias completas de los dominios D1/D2 (Kurtzman & Robnett 1998).

Discusión Yarrowia lipolytica es el único taxón conocido del género. Según estudios realizados con el gen 18S rRNA (Barns et al. 1991) y el gen 26S rRNA (Kurtzman y Robnett 1998; Kurtzman y Robnett 1995) se ha demostrado que la especie se encuentra dentro del linaje Hemiascomycetes, que contiene grupos de levaduras ascomicotas muy divergentes, las cuales difieren en varias propiedades, tales como el alto contenido de C+G en el DNA nuclear (Kurtzman & Fell 1998), y en la organización genómica única de los genes del rRNA (Fournier et al. 1986). Sin embargo, posee regiones conservadas coincidentes con el gen 28S rRNA de moluscos, lo que permitió su amplificación

con los primers LSU2 y LSU4 (Wade & Mordan 2000), como lo aquí reportado. En el análisis filogenético NJ, la secuencia problema (cP13) se ubicó en el clado de Yarrowia lipolytica. Ello indicaría que el segmento de 340 pb obtenido de entre amplificados del marcador 28S rRNA de moluscos terrestres corresponde al gen 26S rRNA de Yarrowia lipolytica. Al mismo tiempo, este segmento que corresponde parcialmente a los dominios D1 y D2 del gen 26S rRNA, ha sido suficiente como para agrupar a las especies utilizadas en los mismos clados que formaron en una filogenia de los dominios D1/D2 de levaduras ascomicetas, con ~600 pb (Kurtzman & Robnett 1998).

Tabla 3. Distancia genética por deleción a pares de secuencias del marcador 26S rRNA de hongos ascomicetos, debajo de la diagonal en número de diferencias y encima con el modelo de substitución nucleotídica Kimura-2p. Las celdas sombreadas corresponden a las comparaciones de la secuencia en estudio (cP13) con Yarrowia lipolytica [

[ 1] cP13 HQ148659 [ 2] Yarrowia lipolytica EU304244 [ 3] Yarrowia lipolytica AJ616903 [ 4] Yarrowia lipolytica HM627078 [ 5] Candida deformans EF405984 [ 6] Clavispora lusitaniae GQ179987 [ 7] Zygoascus hellenicus AB557757 [ 8] Candida albicans FJ627956 [ 9] Candida tropicalis HM627137 [10] Debaryomyces hansenii FM200044 [11] Pichia anomala U74592 [12] Pichia angusta U75524 [13] Candida glabrata FN393990 [14] Saccharomyces cerevisiae FJ972219 [15] Saccharomyces servazzii GQ227689 [16] Kluyveromyces marxianus GU565207 [17] Lachancea thermotolerans HM191681

1 1 1 30 80 92 86 92 91 99 86 90 91 89 87 89

[18] Schizosaccharomyces pombe AY048171

103

0,003 0,003 0 0 0 0 29 29 79 80 91 92 85 86 91 92 90 91 98 99 85 86 89 90 90 91 88 89 86 87 88 89 102

103

0,003 0,107 0,373 0,403 0,362 0,397 0,394 0,436 0,369 0,38 0 0,104 0,367 0,397 0,356 0,391 0,387 0,43 0,363 0,374 0 0,104 0,372 0,401 0,36 0,395 0,392 0,434 0,367 0,378 0,104 0,367 0,397 0,356 0,391 0,387 0,43 0,363 0,374 29 0,383 0,366 0,34 0,38 0,365 0,359 0,362 0,357 79 81 0,198 0,189 0,198 0,193 0,216 0,221 0,226 91 85 48 0,244 0,24 0,187 0,225 0,206 0,218 85 81 47 65 0,1 0,126 0,17 0,191 0,183 91 88 49 64 30 0,138 0,186 0,18 0,184 90 85 48 52 37 40 0,146 0,172 0,144 98 85 53 61 48 52 42 0,14 0,202 85 84 53 57 53 50 48 40 0,185 89 85 56 60 52 52 42 57 52 90 87 56 59 52 47 51 54 40 33 88 86 53 63 52 43 50 60 44 29 86 83 54 53 43 40 41 49 42 26 88 87 57 60 56 47 46 59 43 30 102

101

0,389 0,383 0,387 0,383 0,372 0,234 0,213 0,185 0,166 0,18 0,192 0,138 0,11

0,38 0,374 0,378 0,374 0,369 0,22 0,232 0,186 0,151 0,177 0,218 0,154 0,097 0,052

16 21 25

0,391 0,377 0,455 0,385 0,371 0,448 0,389 0,375 0,452 0,385 0,371 0,448 0,372 0,37 0,448 0,221 0,237 0,279 0,209 0,219 0,312 0,161 0,201 0,299 0,149 0,165 0,281 0,153 0,16 0,284 0,188 0,212 0,297 0,161 0,15 0,322 0,094 0,099 0,29 0,075 0,083 0,316 0,088 0,062 0,318 24 0,094 0,25 19 26 0,309

Rev. peru. biol. 17(1): 059- 064 (Abril 2010)

Identificación in silico de hongo contaminante en amplificados del gen 28S rRNA

Las estrategias de identificación basadas en secuencias constituyen el nuevo gold standard en la identificación de especies (Hebert et al. 2003, Hajibabaei et al. 2006). El DNA barcoding es una nueva técnica de diagnóstico molecular que emplea una corta secuencia de DNA para la identificación a nivel de especie (CBOL: www.barcoding.si.edu). En el presente, la metodología que emplea esta técnica se basa en la asignación de identidad referida a una mínima distancia genética con la secuencia consultada (Ratnasingham & Hebert 2007). En este contexto, se han propuesto valores estimativos para el mtDNA del 1–2% de variación intraespecífica y valores mayores para separar especies. Estudios utilizando la región D1/D2 del gen 26S rRNA para identificar especies de Candida mostraron un rango de variación de 0 a 2 nucleótidos (Kurtzman & Robnett, 1997), menos del 1% de divergencia en Issatchenkia, Pichia y Saccharomyces (Peterson & Kurtzman, 1991). Aunque al presente aun no hay consenso en el marcador “universal” para obtener código de barras de DNA en hongos, la región D1/D2 del 26S rDNA ofrece buena resolución en análisis filogenéticos (Kurtzman & Robnett 1998), y sirvió, en este trabajo, también para identificar un fragmento de 307 pb, que fue prácticamente idéntico al de Yarrowia lipolytica, con apenas 0,3% de divergencia. Cabe mencionar que la especie Candida deformans se mostró muy relacionada a Yarrowia lipolytica y a la secuencia problema, tanto en el árbol filogenético NJ, como en los valores de divergencia (10,4 y 10,7%, respectivamente). Mediante comparaciones fenotípicas, Candida deformans fue considerada como un sinónimo de Y. lipolytica (Kurtzman & Fell 1998; Barnett et al. 2000). Los resultados del presente estudio demuestran que Y. lipolytica y C. deformans forman taxa diferentes aunque muy relacionados, coincidente con lo obtenido por Bigey et al. (2003) y Knutsen et al. (2007). Además, sugieren un claro ejemplo de la utilidad del DNA Barcoding en la identificación de especies pertenecientes a taxa difícilmente diagnosticables sobre la base morfológica. Yarrowia lipolytica es un habitante común de materia en descomposición y tiene una amplia distribución geográfica y de hábitats, tal como lo evidencia el trabajo realizado por Knutsen et al. (2007). Su población puede verse incrementada en condiciones de humedad elevada. Aunque este factor pudo haber influenciado en los resultados obtenidos en este estudio, no fue determinante, ya que de un total de 60 amplificados empleando DNA de moluscos terrestres, 10 de ellos designados para el marcador 28S rRNA, sólo se detectó un caso de contaminación. Sin embargo, cabe la posibilidad de que haya sido un contaminante que estuvo en el pie del caracol (Systrophia eatoni), y que aun luego de los lavados con etanol 96º no fue removido. Un caso semejante ha sido reportado entre amplificados de las regiones ITS y 5,8S del rDNA de bambús (Bambuseae) con hongos no-ascomycetos, por lo que los autores remarcan la posibilidad de amplificaciones por PCR de DNAs contaminantes en estudios filogenéticos, particularmente cuando son usados primers universales (Zhang et al. 1997). Agradecimientos Este trabajo fue parte del proyecto 091001041, financiado por el Vicerrectorado de Investigación de la Universidad Nacional Mayor de San Marcos. Agradecemos a V. Borda por la edición de las figuras.

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Rev. peru. biol. 17(1): 065- 073 (Abril 2010) © Facultad de Ciencias Biológicas UNMSM

Familia Conidae enISSN el mar peruano 1561-0837

La familia Conidae en el mar peruano The family Conidae from Peruvian Sea Carlos Paredes1,2, Franz Cardoso1,2, Katherine Altamirano, Paul Baltazar y Leonardo Romero1 1 Laboratorio de Biología y Sistemática de Invertebrados Marinos, Facultad de Ciencias Biológicas, Universidad Nacional Mayor de San Marcos, Apdo. 11-0058, Lima, 11, Perú. Email Carlos Paredes: cparedesq@unmsm.edu.pe 2 Departamento de Malacología, Museo de Historia Natural, Universidad Nacional Mayor de San Marcos, Apdo. 14-0434, Lima 14, Perú.

Publicado impreso: 20/10/2010 Publicado online: 29/09/2010

Resumen En el presente trabajo se describe y proporciona información sobre las especies del género Conus (Neogastropoda: Conidae) mantenidas en el Laboratorio de Biología y Sistemática de Invertebrados Marinos de la Facultad de Ciencias Biológicas (LaBSIM) y en el Departamento de Malacología y Carcinología del Museo de Historia Natural de la Universidad Nacional Mayor de San Marcos (MUSM). Se estudió material colectado en 9 localidades del Departamento de Tumbes, y 16 del Departamento de Piura. La colecta intensiva se llevó a cabo en abril del año 2007 y fue esporádica en los años posteriores. De las 16 especies reportas para Perú hasta antes de este estudio, se cuenta con material correspondiente a 11 de ellas: Conus (Conus) gladiator Broderip, 1833; Conus (Asprella) arcuatus Broderip & Sowerby, 1829; Conus (Cylinder) lucidus Wood, 1828; Conus (Leptoconus) poormani Berry, 1968; Conus (L.) recurvus Broderip, 1833; Conus (Pyruconus) fergusoni Sowerby, 1873; Conus (P.) patricius Hinds, 1843; Conus (Ximeniconus) mahogani Reeve, 1843; Conus (X.) perplexus Sowerby, 1857; Conus (X.) tornatus Sowerby II, 1833; y Conus (X.) ximenes Gray, 1839. No se tiene material de Conus (C.) princeps Linnaeus, 1758; Conus (C.) tiaratus Sowerby, 1833; Conus (Chelyconus) purpurascens Sowerby, 1833; Conus (Leptoconus) regularis Sowerby, 1833; y Conus (L.) virgatus Reeve, 1849. Conus kohni MacLean & Nybakken, 1979 y Conus xanthicus Dall, 1910 son reportadas por primera vez, con lo cual aumenta a 18 el número de especies registradas para el mar tropical del Perú. Palabras claves: Mollusca, Gastropoda, Caenogastropoda, Conoidea, nuevos registros, Perú.

Abstract This paper describes and provides information on the species of the genus Conus (Neogastropoda:Conidae) preserved in the Laboratorio de Biología y Sistemática de Invertebrados Marinos de la Facultad de Ciencias Biológicas (LaBSIM) y el Museo de Historia Natural de la Universidad Nacional de San Marcos (MUSM). The material was collected at the Department of Tumbes (9 locations) and Piura (16 locations). Intesive collect was realized in April 2007 and occasional in posterior years. Of the 16 reported species it is counted with material corresponding to 11 of them: Conus (Conus) gladiator Broderip, 1833; Conus (Asprella) arcuatus Broderip & Sowerby, 1829; Conus (Cylinder) lucidus Wood, 1828; Conus (Leptoconus) poormani Berry, 1968; Conus (L.) recurvus Broderip, 1833; Conus (Pyruconus) fergusoni ;Sowerby, 1873; Conus (P.) patricius Hinds, 1843; Conus (Ximeniconus) mahogani Reeve,1843; Conus (X.) perplexus Sowerby, 1857; Conus (X.) tornatus Sowerby, 1833 and Conus (X.) ximenes Gray, 1839. There are no material of Conus (C.) princeps Linnaeus, 1758; Conus (C.) tiaratus Sowerby, 1833; Conus (Chelyconus) purpurascens Sowerby, 1833; Conus (Leptoconus) regularis Sowerby, 1833 and Conus (L.) virgatus Reeve, 1849. Conus kohni MacLean & Nybakken, 1979 and Conus xanthicus Dall, 1910, are reported for the first time, wich increases to 18 the number of species registered for the tropical sea of Peru. Keywords: Mollusca, Gastropoda, Caenogastropoda, Conoidea, new records, Perú.

Introducción La Familia Conidae ( Prosobranchia: Neogastropoda) está constituida actualmente por 546 taxa específicos y subespecíficos del género Conus, que se distribuyen en la zona tropical de los océanos del mundo, la mayoría en el Indopacífico y el Pacífico Occidental (Röckel et al. 1995, Tucker 2004). La forma y la coloración de una especie de Conus puede variar de una localidad a otra, pero manteniendo algunos caracteres relativamente uniformes (Keen 1971, Keen & Coan 1975), lo cual ha ocasionado mucha confusión y conflictos taxonómicos (Díaz et al. 2005), así como dificultades en la caracterización de especies nuevas, e innumerables casos de sinonimia. Tomlin (1937) incluyó en su catálogo más de 2700 nombres para las especies vivientes y fósiles; ahora hay más de 2000 nombres para la designación de las especies vivientes de Conus y otro tanto para las fósiles (Tucker 2004). López (2001) señala que Conus es el género de invertebrados marinos con el mayor número de especies vivientes, lo que es consecuencia de su gran éxito evolutivo, basado principalmente en el sofisticado método de alimentación depredadora que les permite cazar la presa, paralizarla y en muchos casos, engullirla casi instantáneamente utilizando la rádula toxoglosa provista de dientes marginales que tienen forma de arpón e inyectan veneno. Rev. peru. biol. 17(1): 065- 073 (April 2010)

No obstante el gran número de especies de la familia, los intentos para establecer una clasificación genérica han fracasado debido a la relativa uniformidad de la forma de las conchas, y hay muchas clasificaciones propuestas, faltando información anatómica que posibilite la revisión del género (Rosenberg 1992). La tendencia actual es mantener al género como una unidad indivisible (Walls 1979, Khon 1990), considerando que las subdivisiones propuestas se basan en caracteres externos sin valor filogenético. Los estudios de biología molecular contribuirán a la solución de este problema (Díaz et al. 2005). Los cónidos como integrantes del bentos marino, habitan diversos tipos de sustrato, incluyendo fondos rocosos, arenosos, fangosos, arrecifes de coral, fondos cubiertos de vegetación, etc., desde la zona intermareal hasta los 1000 m de profundidad (Dance & Cosel 1977), alimentándose en la noche de moluscos, gusanos y peces (Keen 1971). Se ha sugerido una clasificación basada en el tipo de presa, considerándose especies vermívoras (poliquetos, equiuridos, y hemicordados), las cuales son mayoría (unas 300), especies moluscívoras y piscívoras (unas 50); entre estas últimas están las que son peligrosas para el hombre como Conus geographus, del Indo

Paredes et al.

Pacífico (Díaz et al. 2005). Los dientes radulares de cada uno de estos grupos presentan un morfología similar, lo cual pudo ser un punto de partida para la creación de otros géneros. Sin embargo Nybakken (1970), quien estudió la rádula de muchas especies, encontró posteriormente cambios ontogenéticos en los tipos de rádula, otorgándoles significado en sistemática y ecología (Nybakken 1988, 1990). Cabe aquí señalar que se debe tener mucho cuidado al coger con la mano ejemplares vivos de cónidos, por razones obvias. En el Pacífico Oriental Tropical, dentro de los límites de la Provincia Panameña, se han registrado 29 especies de Conus (Keen 1971; Abbott 1974), y más recientemente 40 especies (Skoglund 2002). En el Perú se conocen 16 especies del género Conus para el mar tropical peruano (Peña 1970, Alamo & Valdivieso 1987, 1997, Rivadeneira & Injoque 1990, Paredes et al. 1999, Mogollón & Vargas 1999). Actualmente hay mucho interés en el estudio de las conotoxinas presentes en el veneno de estos gasterópodos depredadores, el cual es inyectado cada vez por un único diente desechable y en forma de arpón de la rádula toxoglosa, que también sirve para la captura de la presa. Las conotoxinas son herramientas ideales en los estudios de neurofisiología debido a su elevada especificidad y posibilidad de sintetizarlas químicamente; y se considera que en el futuro próximo podrían ser de utilidad en el tratamiento de enfermedades del sistema nervioso (López 2001). En el presente trabajo se describe y proporciona información sobre las especies del género Conus mantenidos en el Laboratorio de Biología y Sistemática de Invertebrados Marinos de la Facultad de Ciencias Biológicas (LaBSIM) y el Museo de Historia Natural de la Universidad Nacional Mayor de San Marcos (MUSM). Material y métodos El material analizado fue colectado mediante buceo autónomo con el apoyo de buzos artesanales en abril del año 2007, en los Departamentos de Tumbes (9 localidades) y Piura (16 localidades). Los especimenes de Conus kohni y C. xanthicus fueron colectados en septiembre 2008. Además se revisaron muestras colectadas antes del 2007 y en el año 2009, depositadas en las colecciones del Museo de Historia Natural de la Universidad Nacional Mayor de San Marcos (MUSM). Las muestras fueron fijadas en formol al 7% neutralizado con bórax, y conservadas en alcohol etílico al 70%. El ordenamiento supraespecífico está basado en Skoglund (2002), y la determinación taxonómica se realizó con la bibliografía especializada. Las fotografías fueron tomadas utilizando una cámara digital. El material fue depositado en el Laboratorio de Biología y Sistemática de Invertebrados Marinos de la Facultad de Ciencias Biológicas (LaBSIM) y el Museo de Historia Natural de la Universidad Nacional Mayor de San Marcos (MUSM). Resultados y discusión La Colección de Referencia del género Conus, en la Universidad Nacional Mayor de San Marcos está constituida por 14 especies, distribuidas en 48 lotes y 130 especímenes. Consideramos que el inventario del genero Conus en el Perú aún está incompleto debido a las dificultades para colectar en el sublitoral. Las especies que faltan en el Colección de Referencia son: Conus (Conus) princeps Linnaeus, 1758; Conus (Conus) tiaratus Sowerby, 1833; Conus (Chelyconus) purpuracens Sowerby, 1833; Conus (Leptoconus) regularis Sowerby, 1833; y Conus virgatus

Reeve, 1849. Conus xanthicus Dall, 1910 y Conus kohni MacLean & Nybakken, 1979 se registran por primera vez para la fauna malacológica marina del Perú, con lo cual se incrementa a 18 el número de especies del género Conus que viven en nuestro mar tropical. Taxonomía Superfamilia Familia Género Subgénero

Conoidea Conidae Conus Linnaeus, 1758 Conus, s. s.

Conus (Conus) gladiator Broderip, 1833 Figura 1 Conus gladiator Broderip, 1833. Proc. Zool. Soc. Lond., p. 54; Abbott, 1974:258. Conus (Conus) gladiator, Peña, 1970; Keen, 1971: 661, fig. 1493; Alamo & Valdivieso, 1987: 81; Paredes et al., 1999: 29; Skoglund, 2002: 161.

Concha con espira baja y amplia abertura, más abierta en el extremo anterior; vuelta corporal con coronaciones débiles en los hombros, las que se pueden reconocer en las vueltas de la espira, y líneas espirales débiles, más conspicuas en el extremo anterior; color del fondo blanco con dos bandas espirales de color pardo claro; periostraco fibroso en el sentido longitudinal y de color pardo oscuro; el interior de la abertura es blanco. Longitud 43,2 mm; diámetro 27,4 mm. Distribución: Bahía Magdalena, Baja California, Golfo de California; Ecuador a Paita, Perú (Alamo & Valdivieso 1987). Hábitat: Mediolitoral rocoso (Alamo & Valdivieso 1987). Localidades: Tumbes (Zorritos, El Abejal). Material examinado: 3 lotes, 5 ejemplares; fondo arenoso en el intermareal (Keen 1971). Subgénero

Asprella Schaufuss, 1869

Conus (Asprella) arcuatus Broderip & Sowerby, 1829 Figura 2 Conus arcuatus Broderip & Sowerby, 1829. Zool. Jour., 4: 379; Hendrickx & Toledano, 1994: 59; Díaz et al., 2005: 77. Conus (Asprella) arcuatus, Keen, 1971: 663, fig. 1496; Mogollón & Vargas, 1999: 21-26; Skoglund, 2002: 161. Conus (Lithoconus) arcuatus, Abbott, 1974: 258.

La altura de la espira es algo más de un tercio que la de la vuelta corporal, termina aguzada y su perfil es cóncavo; vuelta corporal con hombros carinados y el área bajo la sutura es ligeramente cóncava; abertura con canal posterior profundo, labio externo curvado sobre la abertura y reflejado dorsalmente en su extremo anterior; el amplio canal sifonal se levanta ligeramente hacia el lado derecho; la escultura presenta costillas espirales evidentes en toda la vuelta corporal; la coloración es blanca con tres zonas de manchas pardas, el interior de la abertura es blanco con manchas oscuras en el borde; el periostraco es fino y de color amarillo verdoso. Longitud 40,9 mm; diámetro 18,7 mm. Distribución: Bahía de San Carlos, Sonora, México; Esmeraldas, Ecuador, y hacia el sur hasta Punta Mal Pelo, Tumbes, Perú (Skoglund 2002).

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Familia Conidae en el mar peruano

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Figuras 1 - 8. (1) Conus (Conus) gladiator; (2) Conus (Asprella) arcuatus; (3) Conus (Cylinder) lucidus; (4) Conus (Leptoconus) poormani; (5) Conus ( Leptoconus) regularis; (6) Conus (Pyruconus) fergusoni; (7) Conus ( Pyruconus) patricius; (8) Conus (Ximeniconus) mahogani.

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Paredes et al.

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(13) Figuras 9 – 13. (9) Conus (Ximeniconus) perplexus; (10) Conus (Ximeniconus) tornatus; (11) Conus (Ximeniconus) ximenes; (12) Conus kohni; (13) Conus xanthicus.

Hábitat: Sublitoral arenoso. Entre 61 y 109 m de profundidad (Hendrickx & Toledano 1994). Localidades: Tumbes (Quebrada Seca, Las Salinas), Piura (El Ñuro). Material examinado: 3 lotes, 3 ejemplares; fondo arenofangoso, 24 − 30 m de profundidad.

(10)

Subgénero

Cylinder Montfort, 1810

Conus (Cylinder) lucidus Wood, 1828 Figura 3 Conus lucidus Wood, 1828. Ind. Test. Suppl. p.8, pl. 3, fig. 4; Dall, 1909: 207; Abbott, 1974: 258, pl. 15, fig. 2825. Conus (Cylindrus) lucidus, Keen, 1971: 664, fig. 1503; Alamo & Valdivieso, 1987: 81, fig. 170. Conus (Cylinder) lucidus, Paredes et al. 1999: 29; Skoglund, 2002: 162.

(11)

Espira alta de perfil recto, vuelta corporal con los hombros redondeados; abertura con seno posterior somero, más abierta en el canal anterior, borde del labio externo ligeramente crenulado; escultura consiste en costillas espirales bien separadas por interespacios ligeramente cóncavos, en casi la mitad anterior de la vuelta corporal, las que alcanzan el labio interno; color de la conchilla violeta pálido, con una malla de líneas espirales y axiales irregulares de color pardo oscuro, que recuerda los diseños de la antigua China; manchas grandes irregulares de color pardo oscuro forman una banda espiral en el centro de la vuelta corporal; la espira con manchas tipo flama y de color pardo oscuro; interior de la abertura de color violeta pálido brillante; el periostraco es delgado, sedoso y de color pardo claro. Longitud 32,0 mm; diámetro 19,6 mm. Distribución: Bahía Magdalena, Baja California, Golfo de California; Ecuador a Punta Capones, Perú (Alamo & Valdivieso 1987). Hábitat: Sublitoral rocoso, 1 a 5 m de profundidad (Cantera et al. 1979; Cosel 1984; Blanco & Cantera 1994).

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Localidades: Piura (Peña Parada). Material examinado: 2 lotes, 2 ejemplares fondo arenoso con rocas pequeñas, 13 m de profundidad. Rev. peru. biol. 17(1): 065- 073 (Abril 2010)

Familia Conidae en el mar peruano

Subgénero

Leptoconus Swainson, 1840

Conus (Leptoconus) poormani Berry, 1968 Figura 4 Conus (Leptoconus) poormani Berry, 1968. Notices of new eastern Pacific Mollusca-VII. Leaflets in Malacol., 1(25): 156; Keen, 1971: 665, fig. 1505; Abbott, 1974: 258, Nº 2812; Alamo y Valdivieso, 1987: 81; Skoglund, 2002: 163.

La espira es baja, aguzada y de perfil cóncavo, con una altura algo menor a la novena parte de la longitud total; la sutura es acanalada y la superficie bajo la misma es cóncava en las tres últimas vueltas y aún más en la vuelta corporal, la cual tiene los hombros carinados y los lados ligeramente cóncavos que terminan rectos en los hombros; la abertura presenta un canal posterior profundo, no es muy amplia y en su mitad anterior se abre terminando en un canal anterior muy amplio, debido a que el labio externo curvado se refleja hacia dorsalmente; color del fondo blanquecino brillante con estrías axiales y espirales, estas últimas más fuertes en el tercio anterior de la conchilla, hay gruesas manchas irregulares de color pardo claro amarillento, no muy densas en la vuelta corporal y en la espira, el color interior de la abertura es blanco opaco; periostraco delgado color pardo claro y piloso en los hombros y el area bajo la sutura de la vuelta corporal.Longitud 57,5 mm; diámetro 28,4 mm. Distribución: Sonora, Mexico; Bahía Octavia, Colombia (Keen 1971) a Paita, Perú (Alamo & Valdivieso 1987). Hábitat: Infralitoral areno fangoso en profundidades de 55 a 70 m (Keen 1971) y hasta 165 m (Shasky 1997). Localidades: Tumbes (Puerto Pizarro). Material examinado: 1 lote, 1 ejemplar varado en el intermareal arenoso.

Localidades: Tumbes (Puerto Pizarro, ensenada El Bravo, Quebrada Seca, Las Salinas), Piura (Máncora, La Bocana del Estero). Material examinado: 6 lotes, 22 ejemplares; fondo fango arenoso, 24 − 30 m de profundidad. El ejemplar de Puerto Pizarro, varado. Subgénero

Pyruconus Olsson, 1967

Conus (Pyruconus) fergusoni Sowerby, 1873 Figura 6 Conus fergusoni Sowerby, 1873. Proc. Zool. Soc. Lond. p. 145, pl. 15, fig. 2; (Dall, 1909): 207; McLean & Nybakken, 1979: 135-139, figs. 5-12, text. figs. 1-2; Kerstitch, 1989: 52, fig. 110; Hendrickx & Toledano, 1994: 59. Conus (Lithoconus) fergusoni, Peña, 1970: 169; Keen, 1971: 667, fig. 1511; Abbott, 1974: 258, pl. 15, fig. 2829; Alamo & Valdivieso, 1987: 82; Paredes et al., 1999:29 . Conus (Pyruconus) fergusoni, Skoglund, 2002: 164.

La concha muy pesada tiene la espira baja comparado con los ejemplares de Panamá; vuelta corporal con hombros carinados, los espacios bajo la sutura ligeramente cóncavos; abertura amplia con seno posterior no muy profundo, el labio externo suavemente redondeado en su extremo posterior se abre en su tercio distal para formar un amplio canal anterior; coloración de la concha blanco, algunos ejemplares presentan dos bandas amarillentas rodeando la base de la vuelta corporal; periostraco aterciopelado muy adherente y de color pardo opaco; interior de la abertura blanco. Longitud 142,6 mm; diámetro 82,4 mm. Distribución: Bahía Bartolomé, Baja California, Golfo de California; Santa Elena, Ecuador a Cherres, Perú (Alamo & Valdivieso 1987).

Conus (Leptoconus) recurvus Broderip, 1833

Hábitat: Infralitoral areno fangoso (Alamo & Valdivieso 1987). Entre 4,6 y 152,4 m de profundidad (Kerstitch 1989).

Figura 5

Localidades: Tumbes (Cancas), Piura (Los Órganos, Sechura, Parachique, Las Delicias, y frente a Lobos de Tierra).

Conus recurvus Broderip & Sowerby, 1833. Proc. Zool. Soc. Lond. p. 54; Dall, 1909: 207; Hendrickx & Toledano, 1994: 59. Conus (Leptoconus) recurvus, Keen, 1971: 665, fig. 1506; Alamo & Valdivieso, 1987: 81, fig. 171; Paredes et al., 1999: 29; Skoglund, 2002: 163. Conus (Lithoconus) recurvus, Abbott, 1974: 258, pl.15, fig. 2831.

La espira es ligeramente alta, de perfil cóncavo y aguzada, el área bajo la sutura es cóncavo; vuelta corporal con los lados algo cóncavos, los hombros fuertemente carinados hasta angulares; abertura amplia con in profundo canal posterior; labio externo oblicuo y flexionado por lo que la abertura es mas amplia en su tercio anterior, formando un canal muy abierto y algo flexionado dorsalmente; color del fondo blanco con bandas axiales irregulares pardo oscuras; interior de la abertura blanco violaceo; el periostraco delgado y liso, es de color pardo claro. Longitud 65,4 mm; diámetro 34,6 mm. Distribución: Bahía Magdalena, Baja California, Golfo de California; Colombia a Banco de Máncora, Perú (Alamo & Valdivieso 1987). Hábitat: Sublitoral areno-fangoso (Alamo & Valdivieso 1987). Entre 0 y 91 m de profundidad (Hendrickx & Toledano 1994). Rev. peru. biol. 17(1): 065- 073 (April 2010)

Material examinado: 7 lotes, 14 ejemplares; fondo arenoso, 3 − 10 m de profundidad. Observaciones: Esta especie es la que alcanza mayor tamaño entre los cónidos del Pacífico Oriental. Conus (Pyruconus) patricius Hinds, 1843 Figura 7 Conus patricius Hinds, 1843. Ann. Mag. Nat. Hist., 11, p.256; Díaz et al., 2005:79. Conus (Pyruconus) patricius, Keen, 1971: 667, fig. 1513; Abbott, 1974: 258, pl. 15, fig. 2813; Alamo & Valdivieso, 1987: 82, fig. 173; Paredes et al., 1999: 29; Skoglund, 2002: 164.

La espira es baja y aguzada en los ejemplares pequeños y muy baja en los adultos; vuelta corporal en forma de pera con hombros subcarinados en los juveniles y carinados en los adultos; abertura amplia con seno posterior profundo en los adultos y poco desarrollado en los juveniles; el canal anterior se levanta ligeramente hacia el lado derecho; escultura con suaves costillas espirales en la vuelta corporal de los juveniles; conchilla de color blanquecino en los adultos y anaranjado pálido en los juveniles; el interior de la abertura es ligeramente azulado y el borde del

Paredes et al.

labio externo es liso; periostraco de color pardo claro, con un patrón de arrugas entrelazadas, más notorio en los juveniles. Longitud 35,2 mm; diámetro 19,3 mm, en un juvenil; 92,8 mm y 58,6 mm en un adulto. Distribución: Nicaragua; Ecuador a banco de Máncora, Perú (Alamo & Valdivieso 1987). Hábitat: Sublitoral arenoso, fangoso, rocoso; 5 a 25 m de profundidad (Cosel 1984, Blanco & Cantera 1994). Localidades: Piura (Sechura, Plataforma Cabo Blanco, Lobos de Tierra). Material examinado: 3 lotes, 4 ejemplares; fondo arenoso, 21 m de profundidad. Los dos ejemplares de Lobos de Tierra, varados. Subgénero

Ximeniconus Emerson & Old, 1962

Conus (Ximeniconus) mahogani Reeve, 1843 Figura 8 Conus mahogani Reeve, 1843. Proc. Zool. Soc. Lond. p. 169; Keen, 1971; Díaz et al., 2005: 79. Conus ( Ximeniconus) mahogani, Keen, 1971: fig., 1517; Skoglund, 2002: 164.

La concha es más esbelta que en Conus ximenes , casi bicónica por la mayor altura de la espira, cuyo perfil varía entre recto y ligeramente cóncavo con una altura aproximada a un tercio de la longitud total de la conchilla; vuelta corporal con hombros redondeados; abertura ancha sin canal posterior y con amplio canal anterior; la escultura de la vuelta corporal se inicia como en Conus ximenes, algo bajo la mitad de la vuelta, y el número de surcos o mas bien canales, es similar, más anchos cerca del extremo anterior, donde los surcos están muy juntos; la espira presenta manchas irregulares de color pardo oscuro en cada vuelta, y un patrón similar de hileras de manchas rectangulares y cuadradas en la vuelta corporal, el tamaño de estas motas o puntos varía según lo ejemplares pudiendo ser desde regularmente espaciados hasta muy densos cuando las manchas son pequeñas; también se presentan, por lo general, manchas irregulares axiales de color pardo oscuro en la vuelta corporal y una hilera de puntos se ubica típicamente bajo los hombros; el interior de la abertura es blanco azulado y el color de fondo de la conchilla es blanquecino. Longitud 49,2 mm; diámetro 22,7 mm. Distribución: Golfo de California a Panamá (Keen 1971) y las islas Galápagos, Ecuador (Finet 1991), hasta Máncora, Perú (Peña 1970, como Conus ximenes). Hábitat: En el intermareal y sublitoral arenoso. Hasta 17 m de profundidad (Hutsell 1993). Localidades: Tumbes (Zarumilla), Piura (Sechura, Parachique, Vichayo). Material examinado: 3 lotes, 20 ejemplares; fondo arenoso, 10 m de profundidad. El ejemplar de Zarumilla, varado. Observaciones: Según Tucker (2007) algunos tienen dudas sobre la identidad específica de ésta especie y Conus (X.) ximenes, pero se ratifica en su posición de que son dos especies relacionadas pero fáciles de diferenciar, no solamente por la morfología y coloración de la conchilla, sinó también porque C. ximenes carece de opérculo y C. mahogani si lo tiene. Además señala que

hay diferencias estadísticas significativas en los parámetros de la conchilla, luego de medir 38 ejemplares de C. mahogani y 35 de C. ximenes, coincidiendo con los resultados de Chaney (1987). Nosotros hemos diferenciado las dos especies solamente por la forma y coloración de la conchilla. Conus (Ximeniconus) perplexus Sowerby, 1857 Figura 9 Conus perplexus Sowerby, 1857. Thes. Conch., vol. 3, p. 20, pl. 200 [Conus pl. 14], fig. 324; Abbott, 1974: 58, pl. 15, fig. 2820; Díaz et al., 2005: 79. Conus (Ximeniconus) perplexus, Keen, 1971: 669, fig. 1515; Alamo & Valdivieso, 1987: 82; Paredes et al., 1999: 29; Rivadeneira & Arias, 1999: 88-92; Skoglund, 2002: 164.165.

La espira es baja con los espacios bajo la sutura suavemente cóncavos; vuelta corporal con los hombros subcarinados; abertura con seno posterior profundo y amplio canal anterior excavado dorsalmente hacia la izquierda, el labio externo es delgado, liso y transluce en su borde las manchas de la concha; vuelta corporal lisa, pero en el tercio anterior presenta costillas espirales anchas separadas por surcos, las cuales alcanzan el labio interno; color de la concha blanco violáceo con numerosas hileras espirales de manchas rectangulares y cuadradas de color pardo oscuro, grandes manchas irregulares del mismo color se localizan bajo los hombros y también en las vueltas de la espira; interior de la abertura violeta oscuro o claro; periostraco delgado, liso y de color pardo claro. Longitud 28,5 mm; diámetro 16,6 mm. Distribución: Bahía Magdalena, Baja California, Golfo de California; Golfo de Guayaquil e islas Galápagos, Ecuador (Finet 1985; Cruz 1992), hasta El Rubio, Tumbes, Perú (Alamo & Valdivieso 1987). Hábitat: Infralitoral en fondo de arena gruesa, 36 a 73 m (Shasky 1997). Localidades: Tumbes (Punta Mero, Punta Sal, Las Salinas), Piura (Bocana del Estero, Máncora, Cerro del Encanto). Material examinado: 12 lotes, 23 ejemplares; fondo arenoso y areno fangoso, 11 − 30 m de profundidad . Observaciones: Según Kameya et al. (1991), esta especie puede encontrarse formando parte de la fauna acompañante de los langostinos litorales del Perú. Cruz (1992) lo encontró en el Golfo de Guayaquil (48 ejemplares en 5 estaciones) en sedimento de arena fina entre 10 y 15 m de profundidad. Conus (Ximeniconus) tornatus Sowerby II, 1833, ex Broderip MS. Figura 10 Conus tornatus Sowerby, 1833. The Conch. Illust. pt. 29, fig. 25; Dall, 1909:207; Abbott, 1974: 258; Hendrickx & Toledano, 1994: 59; Rivadeneira & Injoque, 1990: 35-36, fig. 1. Conus (Ximeniconus) tornatus, Keen, 1971: 669, fig. 1516; Rivadeneira & Arias, 1999: 88; Skoglund, 2002:165.

Concha relativamente pequeña y frágil. La espira aguzada y de perfil recto alcanza una altura de, aproximadamente, un tercio de la longitud total; los espacios bajo la sutura son cóncavos; vuelta corporal con hombros carinados, rasgo que se puede apreciar

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Familia Conidae en el mar peruano

en las vueltas de la espira; la abertura es estrecha y el borde del labio externo es delgado; seno posterior somero y canal anterior ligeramente levantado hacia la derecha: escultura consiste en costillas espirales separadas por surcos, que cubren los dos tercios distales de la vuelta corporal; el color es blanquecino y está moteado por manchas pardo oscuras rectangulares espirales grandes y pequeñas, una hilera de las manchas grandes se localiza en los hombros carinados de la vuelta corporal y también permanece en las vueltas de la espira por encima de la sutura; abertura con seno posterior somero y canal anterior algo levantado hacia la izquierda, el interior es blanquecino y el labio externo trasluce las manchas externas. Longitud 25,5 mm; diámetro 11,0 mm. Distribución: Islas Cedros, Baja California, a través del Golfo de California y sur de Ecuador (Keen 1971), y Bocapán, Tumbes, Perú (Rivadeneira & Injoque 1990). Hábitat: Sublitoral en fondo areno fangoso a 24 m de profundidad (Rivadeneira & Injoque 1990). Según Mulliner (1996), entre 50 y 60 m de profundidad. Localidades: Tumbes (Las Salinas), Piura (La Bocana del Estero). Material examinado: 2 lotes, 2 ejemplares; fondo fango arcilloso y areno fangoso, 24 − 30 m de profundidad. Conus (Ximeniconus) ximenes Gray, 1839 Figura 11 Conus ximenes Gray, 1839. Zool. Beechey´s Voyage : p. 119, pl. 3, fig. 2; Dall, 1909: 207; Abbott, 1974: 258, pl. 15, fig. 2823; Kerstitch, 1989: 53, fig.113; Hendrickx & Toledano, 1994: 59. Conus (Chelyconus) ximenes, Peña, 1970: 169. Conus (Ximeniconus) ximenes, Keen, 1971: 669, fig. 1517; Alamo & Valdivieso, 1987:82; Paredes et al., 1999: 29; Rivadeneira & Arias, 1999: 88; Skoglund, 2002: 165.

Concha algo más baja que en C. mahogani, la espira de perfil ligeramente cóncavo, mide aproximadamente la cuarta parte de la longitud de la conchilla; vuelta corporal con hombros no carinados; abertura amplia sin seno posterior y con amplio canal anterior; vuelta corporal presenta siete surcos anchos espirales espaciados que nacen en el labio columelar y terminan en el borde del labio externo, el resto de la concha es liso, espira con una serie de manchas irregulares, y el color de fondo de la conchilla es blanco violáceo con algunas bandas irregulares de color pardo oscuro, y en toda la vuelta corporal se distinguen hileras espirales de manchas pequeñas cuadradas y rectangulares, una hilera de manchas cuadradas algo más grandes, en los hombros y también bajo la sutura la sutura; interior de la abertura color lavanda pálido. Longitud 54,8 mm; diámetro 27,3 mm. Distribución: Golfo de California; Panamá (Keen, 1971): islas Galápagos y Provincia del Guayas, Ecuador (Finet 1985, Cruz 2007) a Sechura, Perú (Alamo & Valdivieso 1987). Hábitat: Infralitoral areno-fangoso (Alamo & Valdivieso 1987). Hasta los 91,4 m de profundidad (Kerstitch 1989). Localidades: Tumbes (Zarumilla, Bocapán), Piura (Sechura, Vichayo). Material examinado: 4 lotes, 32 ejemplares; fondo arenoso, 10 m de profundidad.

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Género

Conus, s.l.

Conus kohni MacLean & Nybakken, 1979 Figura 12 Conus kohni MacLean & Nybakken, 1979. The Veliger Vol. 22 (2): 135-144, figs. 24-29, text fig. 4. ; Skoglund, 2002: 165; Tucker, 2008: 7-10, figs. 1-3, 2a, text fig. f.

Concha más esbelta y con la espira más alta y aguzada que C. xanthicus, perfil de la espira ligeramente cóncavo, superficie de las tres últimas vueltas suavemente cóncavos, sutura bajo los hombros marcadamente acanalada; vuelta corporal con lados casi rectos, ligeramente convexos bajo los hombros que son subcarinados; abertura más ancha que en C. xanthicus, canal posterior de mediana profundidad, el labio columelar deprimido en su mitad distal amplía la abertura, y el labio externo se refleja dorsalmente; la concha es lisa y sólo presenta estrías vestigiales en el tercio distal de la vuelta corporal, no hay estrías en las vueltas de la espira; el color general es amarillo anaranjado con dos bandas discontinuas blanquecinas irregulares y un círculo de pequeñas motas claras en los hombros de la vuelta corporal, las mismas que se amplían en las vueltas de la espira, el interior de la abertura es blanco; no se observan restos de periostraco. Longitud 42,6 mm; diámetro 19,7 mm. Distribución: Isla Espíritu Santos, Golfo de California. Baja California sur, Mexico (Tucker 2008), Islas Galápagos, Ecuador (MacLean & Nybakken 1979). Hábitat: En una variedad de tipos de fondo, en profundidades entre 18 y 100 m, conjuntamente con C. xanthicus (MacLlean & Nybakken 1979). Nueva localidad: Tumbes (03°34,5385´S − 81°11,309´W). Material examinado: Un lote, un ejemplar, fondo rocoso a 121 m de profundidad (LaBSIM). Colector: Edgardo Enríquez (Lab. de Bentos Marino, IMARPE). Fecha: 10.09.2008. Observaciones: Conus kohni MacLean & Nybakken, 1979, fue considerado sinónimo de C. xanthicus (Walls 1980), pero Tucker (1985) sostuvo que es una especie válida, y finalmente Tucker (2008) estableció claramente las diferencias entre las dos especies. El hallazgo de Conus kohni MacLean & Nybakken, 1979, es un nuevo registro para la malacofauna marina del Perú. Conus xanthicus Dall, 1910 Figura 13 Conus xanthicus Dall, 1910. Pro. U. S. Nat. Mus. Vol. 38 (1741): 225; Keen,1971: 667, fig. 1511, derecha (como sinónimo de C. fergusoni); Skoglund,2002: 165; Tucker, 2008: 7-10, figs. 5, 5a, 6; figs. de texto, B, C.

Concha sólida, con espira baja de perfil ligeramente cóncavo; lados de la vuelta corporal casi rectos, ligeramente convexos cerca de los hombros que son subcarinados; superficie de las tres últimas vueltas de la espira algo cóncavas, la sutura bajo los hombros poco hundida; abertura con seno anal de mediana profundidad y labio externo curvado, más abierto en su extremo anterior; escultura con suave estriación espiral en las vueltas de la espira, y con estrías en, aproximadamente, el tercio anterior de la vuelta corporal, las estrías rodean la vuelta desde el labio interno hasta el borde del labio externo, el resto de la concha

Paredes et al.

es liso; coloración de la conchilla es anaranjada oscura con dos bandas amarillentas irregulares interrumpidas y un círculo de motas del mismo color bajo los hombros, el interior de la abertura es blanco, la espira presenta un color más oscuro que el de la vuelta corporal debido a la presencia de manchas axiales de color pardo oscuro; periostraco pardo aterciopelado, más grueso en la espira. Longitud 39,4 mm; diámetro 19,4 mm. Distribución: Morro Colorado, Sonora, México, hasta Colombia; islas Revillagigedo, México; islas Galápagos, Ecuador; incluye isla Danzante, Golfo de California, México (Skoglund 2002). Hábitat: Infralitoral rocoso hasta 162 m de profundidad (Mulliner 1996). Nueva localidad: Tumbes (03°34,5385’S − 81°11,309’W). Material examinado: Un lote, Un ejemplar; fondo rocoso, a 121 m de profundidad. (LaBSIM). Colector Edgardo Enríquez (Lab. de Bentos Marino, IMARPE). Fecha: 10.09.2008. Observaciones: Dall (1910) describió la especie colectada frente a Guaymas, Mexico, a 71 brazas de profundidad en fondo arenoso. Conus chrysocestus Berry, 1968 es ahora sinónimo de Conus xanthicus Skoglund, 2002). Conus kohni MacLean & Nybakken, 1979, también fue considerado sinónimo (Walls 1980), pero Tucker (1985) aclaró que es una especie válida. El hallazgo de Conus xanthicus Dall 1910, es un nuevo registro para la malacofauna marina del Perú. Agradecimientos Los autores agradecen al Instituto del Mar del Perú por haber propiciado la participación de Katherine Altamirano en la expedición a la costa norte del país el año 2007, dentro del Proyecto Caballito de Mar, actividad de la Unidad de Investigaciones en Biodiversidad, lo cual posibilitó la colecta de parte del material estudiado. Igualmente expresamos nuestro reconocimiento al Doctor Dimitri Gutiérrez Jefe del Laboratorio de Bentos Marino del Instituto del Mar del Perú, y al Blgo. Edgardo Enríquez, por habernos proporcionado los ejemplares de cónidos que fueron determinados como nuevos registros para el mar peruano. Asimismo, agradecemos al Consejo Superior de Investigaciones de la Universidad Nacional Mayor de San Marcos por el apoyo económico a los estudios sobre la diversidad de los moluscos marinos del Perú. Literatura citada Abbott R.T. 1974. American Seashells. Second edition. Van Nostrand Reinhold Company, New Cork, 663 pp. 24 pls. Adams C.B. 1852. Catalogue of shells collected at Panama, with notes on their synonymy, station and geographical distribution. New York. 334 pp. Alamo V. & V. Valdivieso. 1987. Lista sistemática de moluscos marinos del Perú. Bol. Inst. Mar. Perú. Vol. extraordinario: 1-205. Alamo V. & V. Valdivieso. 1997. Lista sistemática de moluscos marinos del Perú. Bol. Inst. Mar. Perú. Vol. extraordinario: 1-183. Berry S. S. 1968. Notices of new eastern Pacific Mollusca- VII. Leaflets in Malacol., 1(25): 155-158. Blanco J.F. & J.R. Cantera. 1994. La familia Conidae (Mollusca: Gastropoda) en el Pacífico Colombiano. Boletín Ecotrópica 27: 19-39.

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Paredes et al.

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Géneros de larvas de Trichoptera en la Vertiente Occidental de1561-0837 los Andes ISSN

Clave de géneros de larvas de Trichoptera (Insecta) de la Vertiente Occidental de los Andes, Lima, Perú Genera key to Trichoptera (Insecta) larvae from Western slope of the Andes, Lima, Peru. Laboratorio de Ecología, Facultad de Ciencias Biológicas, Universidad Nacional Mayor de San Marcos. Apartado 11-0058, Lima 11, Perú. Email Ana Huamantinco: ahuamantincoa1@unmsm.edu.pe Email Willington Ortiz: wil_om07@hotmail.com Trabajo presentado a la XVIII Reunión Científica del Instituto de Investigaciones en Ciencias Biológicas Antonio Raimondi, “200 años del nacimiento de Charles Darwin y el 150 aniversario de la publicación de On the Origin of Species by Means of Natural Selection”. Del 19 al 21 de agosto de 2009. Publicado impreso: 20/10/2010 Publicado online: 29/09/2010

Ana A. Huamantinco y Willington Ortiz Resumen Se presenta una clave para identificación de larvas de Trichoptera en el último estadio de desarrollo. El material biológico fue colectado en quebradas situadas en la cuenca media y alta de ríos del departamento de Lima, Vertiente Occidental de los Andes. Se presenta una sinopsis de los géneros y especies para el Perú de las familias encontradas en este estudio. Palabras clave: insectos acuáticos, taxonomía, Andes occidentales.

Abstract A key for identification of Trichoptera larvae of the last development instar is proposed. The biological material was collected in streams located in the middle and high river basins of Lima, Western Slope of the Andes. A synopsis for genera and species for Peru is presented for each family found in this study. Keywords: Aquatic insects, taxonomy, western Andes.

Introducción Las larvas del orden Trichoptera son importantes componentes de la fauna de invertebrados bentónicos de ríos y quebradas. Cumplen un importante rol intermediario en las cadenas tróficas de ríos y arroyos (Wiggins & Mackay 1978). En las últimas décadas han recibido mayor atención debido a que diversos estudios han demostrado su sensibilidad a las alteraciones ambientales, en especial a contaminación orgánica, lo que las hace buenas indicadoras de calidad de agua (Rosenberg & Resh 1993, de Moor 1999). Recientemente han sido estudiadas como indicadoras de la degradación estructural en cursos de agua influenciados por prácticas agrícolas inadecuadas y por deforestación (Chakona et al. 2009). Existen aproximadamente 13000 especies de Trichoptera a nivel mundial (Holzenthal et al. 2007) y 2196 especies en la Región Neotropical (Flint et al. 1999). La región Oriental y Neotropical muestran la mayor diversidad de especies, evidenciando que este orden diversifico ampliamente en regiones tropicales sobretodo montañosas y de alta pluviosidad. En relación a endemismos de géneros de Trichoptera, la región Neotropical ocupa el segundo lugar a nivel mundial con 69% de géneros endémicos (de Moor & Ivanov 2008). Pocos estudios de la fauna de Trichoptera han sido realizados en el Perú. El primero fue el realizado por Martynov (1912), donde describe 24 especies, 12 de ellas nuevas para la ciencia. Posteriormente, Flint (1975, 1980) publicó el registro de especies de las expediciones realizadas al sur del Perú. El único trabajo sobre Trichoptera de la Vertiente occidental de los Andes del Perú, La libertad, fue realizado por Flint y Reyes (1991). En 1996, Flint publico el mayor trabajo de registro de especies de Trichoptera para el Perú donde reporta 77 especies de Cuzco y Madre de Dios. Flint, Holzenthal & Harris (1999) publican el primer catalogo de Trichoptera para la región Neotropical, en este trabajo consignan 185 especies para Perú. Posteriores publicaciones (Calor & Holzenthal 2008; Harris & Flint 2002; Harris et al. 2002a 2002b; Prather 2003, 2004; Robertson & Holzenthal 2008) incrementan el numero de especies a 210, ubicadas en Rev. peru. biol. 17(1): 075- 080 (Abril 2010)

47 géneros y 11 familias. La mayoría de las especies registradas fueron del sudeste de Perú. La presente clave pretende servir de ayuda para los interesados en la entomofauna acuática como base en estudios de taxonomía y ecología de éste orden, así como también para quienes hacen evaluaciones de calidad de agua basados en macroinvertebrados acuáticos. Morfología y biología de las larvas Las larvas de Trichoptera presentan pequeño tamaño, entre pocos milímetros hasta 30 mm. Tienen la cabeza esclerosada y presentan tres pares de patas torácicas, estos dos caracteres sin embargo pueden confundirla con larvas de Coleoptera. El carácter diagnostico más importante para larvas de Trichoptera es la presencia de un par de falsas patas anales (Wiggins 1996), que según las familias, muestran diversos tamaños pero siempre están presentes. El pronoto siempre está esclerosado mientras que el mesonoto y metanoto presentan grado variable de esclerosación, cuando las branquias están presentes se ubican a veces en el tórax pero casi siempre en el abdomen, que es membranoso. Las larvas de Integripalpia construyen estuches transportables y se desplazan siempre con él, usualmente son tubulares hechos de granos de arena, piedritas o material vegetal. Las larvas de Annulipalpia construyen refugios con una red de captura, el refugio suele tener forma de embudo o de bolsa y está construido de arena y material vegetal. Muy importante es la presencia de la red de captura con abertura de malla de variados tamaños, donde es atrapado el detrito y organismos pequeños transportados por la corriente. La larva pasta, cada cierto tiempo, el material atrapado. Un tercer grupo de larvas Spicipalpia presentan familias que construyen estuches fijos o transportables, mientras que otras son de vida libre y apenas tejen un hilo de seda para anclarse y evitar ser arrastradas por la corriente. Las larvas de la familia Hydroptilidae (Spicipalpia), los Trichoptera más pequeños (alrededor de 1,5 – 5,0 mm ), presentan un desarrollo hipermetamórfico (Angrisano 1995), por el cual, sólo construyen estuches transportables o adheridos al substrato, en el último estadio larval (quinto). Además durante ésta última

Huamantinco & Ortiz

etapa larval, agrandan el abdomen y disminuyen el tamaño de las falsas patas anales tomando una apariencia diferente a la de los estadios precedentes.

de Cailloma para el Perú. Las larvas fueron encontradas en área de rápidos en substrato piedras ocupando el mismo hábitat que Atopsyche pero en menor número.

Las larvas de Trichoptera suelen preferir ambientes lóticos en ríos y arroyos de montaña, pero también se les encuentra en las pozas de los ríos o en lagunas y pantanos.

La familia Hydropsychidae es de distribución mundial, presenta una gran cantidad de especies, ocupa el tercer lugar en razón al número de especies descritas (Holzenthal et al. 2007). Son típicas de áreas de rápidos y a menudo muy abundantes. En el Perú se han registrado 6 géneros de esta familia: Centromacronema, Leptonema, Macronema, Macrostemum, Smicridea y Synoestropsis. El género Smicridea es uno de los más ricos en especies, construye refugios de seda con una red de captura para obtener su alimento. Para el Perú se han registrado 16 especies de éste género. Las larvas en éste estudio, fueron encontradas en áreas de rápidos con similar preferencia por substratos de musgos y piedras.

Sinopsis de las familias y géneros encontrados en la Vertiente Occidental de los Andes, Lima En colectas realizadas en la sierra de Lima, entre 2172 – 3700 m de altitud, en quebradas de pequeño orden, fueron identificados diez géneros de Trichoptera: Helicopsyche Siebold (Helicopsychidae), Mortoniella Ulmer (Glossosomatidae), Atopsyche Banks (Hydrobiosidae), Cailloma Ross & King (Hydrobiosidae), Smicridea McLachlan (Hydropsychidae), Metrichia Ross (Hydroptilidae), Neotrichia Morton(Hydroptilidae), Nectopsyche Müller (Leptoceridae), Anomalocosmoecus Schmid (Limnephilidae) y Chimarra Stephens (Philopotamidae). La familia Glossosomatidae es cosmopolita, según Holzenthal et al. (2007) el estudio de la diversidad de esta familia en la región Neotropical es todavía muy incompleto. Prácticamente los 13 géneros neotropicales son endémicos de ésta región. Las larvas construyen estuches transportables con forma de caparazón de tortuga y se alimentan raspando el perifiton de la superficie de las rocas. Estuvieron registrados tres géneros en Perú (Flint et al. 1999): Mexitrichia, Protoptila y Mortoniella. Recientemente Blahnik & Holzenthal (2008) sinonimizaron Mexitrichia a Mortoniella. Mortoniella está distribuido desde México hasta Argentina y tiene registradas cuatro especies para Perú (Flint et al. 1999; Blahnik & Holzenthal 2008). La larva considerada en esta clave presenta una seta muy engrosada en la base de la uña tarsal anterior. Este es un carácter apomorfico que podría pertenecer solamente al grupo de especies de Mortoniella bilineata Ulmer 1906 o a todo el género (Blahnik & Holzenthal 2008) esta confirmación aguarda mas estudios de asociación larva-adulto. Estas larvas son escasas en las quebradas estudiadas, fueron encontradas en áreas de rápidos en substrato de piedras de diverso tamaño. La familia Helicopsychidae es una familia primariamente tropical. El género Helicopsyche es de distribución cosmopolita. Todas las larvas conocidas construyen estuches transportables con forma de concha de caracol y usan en su construcción granos de arena. Probablemente sean raspadoras de perifiton en quebradas tanto en rápidos como en pozas. Para el Perú se han descrito 7 especies de éste género. En éste estudio las larvas fueron encontradas en rápidos y pozas, en substrato de piedras pequeñas a medianas. La familia Hydrobiosidae presenta larvas de vida libre y depredadoras. Muy característico en ellas es la pata anterior que está modificada para formar una quela, útil para sujetar la presa. Para el Perú se han registrado dos géneros Atopsyche y Cailloma. Atopsyche es el género con mayor número de especies en la familia, en el Perú se han registrado 11 especies de éste género. En el presente estudio se encontraron gran número de estas larvas en áreas de rápidos tanto en musgos como en piedras. Según Flint (1974) el género Cailloma es el único Hydrobiosidae distribuido tanto en la subregión Chilena como en la Brasileña donde pertenece Perú. Solo ha sido descrita una especie

La familia Hydroptilidae se encuentra en todas las regiones faunales del mundo. Se han registrado 1679 especies de ésta familia, siendo la más diversa dentro del orden (de Moor & Ivanov 2008). Construyen refugios de seda o arena en el último estadio larval. Para el Perú se han registrado 13 géneros de ésta familia: Alisotrichia, Bredinia, Ceratotrichia, Costatrichia, Flintiella, Hydroptila, Metrichia, Neotrichia, Ochrotrichia, Orthotrichia, Oxyethira, Rhyacopsyche y Zumatrichia. El género Metrichia fue considerado hasta hace poco, un subgénero de Ochrotrichia debido a que aparentemente carecía de diagnosis larval congruente. Wiggins (1996) propone una diagnosis para este género, donde se definen caracteres que son usados en éste trabajo. Las larvas se encuentran en áreas de rápidos y asociadas a algas filamentosas, construyen un estuche aplanado oval de seda asociado con arena o material vegetal. Para el Perú este género tiene registradas 7 especies. En el presente estudio, se encontraron abundantes larvas en zonas de rápidos tanto en piedras como musgos, pero con una marcada preferencia por éste último substrato donde suelen anclar sus estuches pupales. Neotrichia, es uno de los géneros neotropicales con mayor número de especies. Las larvas construyen pequeños estuches tubulares de granos de arena y viven en rápidos de quebradas o ríos. Para el Perú se han descrito 9 especies de éste género. En este estudio se encontraron pocas larvas de éste género, se les colectó tanto en piedras como en musgos en zonas de rápidos. La familia Leptoceridae es de distribución cosmopolita y ocupa el segundo lugar en número de especies (1549) dentro del orden (de Moor & Ivanov 2008). Las larvas construyen estuches tubulares de variedad de materiales minerales y vegetales o completamente de seda y se alimentan principalmente como detritívoros u omnívoros. Para Perú se han registrado 9 géneros de ésta familia: Achoropsyche, Amphoropsyche, Grumichella, Nectopsyche, Notalina, Oecetis, Osflintia, Triaenodes y Triplectides. El género Nectopsyche es rico en especies, restringidas al nuevo mundo. Las larvas habitan ambientes tanto loticos como lenticos, se les clasifica según su modo de alimentación, como cortadoras y colectoras de deposito. Este género tiene registradas 12 especies en Perú. En el presente estudio, las larvas fueron encontradas en áreas de rápidos y pozas siendo mayor la abundancia en este último hábitat. La familia Limnephilidae, es el grupo dominante en la mayor parte del Hemisferio Norte, muestra su mayor diversidad en las Rev. peru. biol. 17(1): 075- 080 (Abril 2010)

Géneros de larvas de Trichoptera en la Vertiente Occidental de los Andes

áreas temperadas de la región Holartica y es también la familia de Trichoptera con mayor diversidad ecológica (Holzenthal et al. 2007). En el Perú solo se ha registrado el género Anomalocosmoecus que es endémico de Sudamérica y conocido de grandes elevaciones en los Andes, desde Argentina hasta Colombia (Flint 1982). En Perú, se conocen tres especies de éste género. En este estudio, se evidenció que su distribución parece estar fuertemente influenciada por la altitud, se les encontró en rápidos con substrato de piedras. La familia Philopotamidae se encuentra en todas las regiones del mundo, la larva construye redes tubulares largas usualmente ancladas a objetos por debajo de la superficie, estas redes filtran materia orgánica fina del agua la cual le sirve de alimento. Para Perú se han descrito 3 géneros de esta familia: Chimarra, Chimarrhodella y Wormaldia. El género Chimarra se encuentra en todas las regiones del mundo, es uno de los géneros más grandes en el orden Trichoptera (Holzenthal et al. 2007). Para el Perú se han descrito 23 especies de Chimarra. En éste estudio, se encontraron pocos ejemplares de estas larvas, colectadas en rápidos tanto en musgo como en piedras. En esta sinopsis se han considerado las ocho familias encontradas en la zona de estudio. Existen además otras tres familias registradas para el Perú Anomalopsychidae, Calamoceratidae y Polycentropodidae. Las larvas de Anomalopsychidae se caracterizan porque la cabeza posee una carena que rodea el vertex hasta el margen anterior del frontoclipeo. En el pronoto también existe una carena cerca al margen posterior, que se prolonga anterolateralmente como un lóbulo redondeado o en punta. La uña anal posee numerosos dientes accesorios ubicados en un lóbulo que emerge de la uña. Construyen estuches transportables tubulares (Holzenthal & Flint, 1995). Para el Perú solo ha sido registrado el género Contulma (Flint et al., 1999). Las larvas de Calamoceratidae se caracterizan porque el labro presenta una hilera transversal de aproximadamente 16 setas largas y gruesas. El pronoto presenta a veces lóbulos anterolaterales prominentes, mientras que el mesonoto esta mayormente cubierto por placas esclerosadas usualmente pigmentadas. El abdomen presenta branquias individuales o ramificadas y algunos géneros se distinguen por una banda de finos filamentos laterales. Construyen estuches transportables de material vegetal (Wiggins, 1996). En el Perú han sido registrados los géneros Banyallarga y Phylloicus (Flint et al., 1999).

altitud. El clima es semiárido – templado cálido con temperatura media anual 17 – 12 °C y promedio anual de precipitación pluvial de 250 – 450 mm. La vegetación típica es de herbáceas, arboles como Schinus molle y cactáceas. Durante la época de lluvias veraniegas emergen hierbas efímeras, que se asocian con la vegetación arbustiva y algunas cactáceas que existen permanentemente. Las quebradas de mayor altitud se encuentran en la zona de vida Estepa – Montano Tropical (e-MT) ubicada entre 3000 –4000 m. El clima es subhúmedo – templado frio con temperatura media anual de 12 – 6°C y promedio anual de precipitación pluvial de 350 – 500 mm. La cobertura vegetal consiste de vegetación graminal de pradera altoandina asociado con cactáceas del género Opuntia (Inrena, 2000). Las colectas fueron realizadas entre el año 2005 al 2009, en los siguientes sitios de estudio: tributario de segundo orden 18L 0281443 UTM 8845669, 3700 m y de tercer orden 18L 0278280 UTM 8850251, 2902 m en la cuenca del río Pativilca (Cajatambo). Tributario de tercer orden 18L 0351835 UTM 8577827, 2912 m; tributario de segundo orden 18L 0343270 UTM 8684690, 2172 m y tributario de primer orden 18L 0352434 UTM 8688316, 3144 m en la cuenca del río Rímac (Huarochirí). Tributario de tercer orden 18L 0347841 UTM 8674068, 3010 m en la cuenca del río Lurín (Huarochirí). Los tributarios de segundo orden de la cuenca del Rímac y de tercer orden de la cuenca del Lurín fueron muestreados mensualmente durante un año, mientras que los otros tributarios lo fueron estacionalmente también por un periodo anual. Fueron analizadas 8,520 larvas de Trichoptera de substrato preferentemente piedras en áreas de rápidos, eventualmente también se colectó en correderas y pozas y en substratos de naturaleza orgánica como hojas retenidas en la corriente, musgos, raíces de berro y algas. Se uso una red Surber (180 µm, 30x30 cm) y el material fue fijado en alcohol al 80%. Fueron observados, siempre que fue posible, un mínimo de diez especímenes de cada género. Los caracteres usados en esta clave se seleccionaron atendiendo a su fácil visualización y definición y están basados en los trabajos de Wiggins (1996), Flint (1963, 1974) y Fernández & Domínguez (2001). Para las ilustraciones, los especímenes completos y estructuras de valor taxonómico, fueron fotografiados con una cámara digital acondicionada a un microscopio estereoscópico o compuesto. El trazo final en tinta china, fue realizado sobre una mesa de luz en papel Canson de dibujo colocado sobre la foto impresa. Clave para familias de larvas de Trichoptera

En Polycentropodidae, las larvas se distinguen por que el trocantin anterior es puntiagudo y fusionado al episterno. Sólo el pronoto esta esclerosado. Construyen redes de captura con forma de embudo (Wiggins, 1996). Cuatro géneros de esta familia han sido registrados para el Perú Cernotina, Cyrnellus, Polycentropus y Polyplectropus (Flint et al., 1999).

1 Estuche transportable de forma helicoidal. Uña anal con varios dientes que le da un aspecto de peine. Fuera del estuche, la larva presenta el abdomen enrollado dorsoventralmente. Helicopsychidae

Material y métodos El material biológico para el estudio fue colectado en diversas quebradas de la sierra de Lima (2172-3700 m altitud), sin aparente impacto antropogénico. Las quebradas de menor altitud, se encuentran en la zona de vida Estepa espinosa - Montano Bajo Tropical (ee-MBT) caracterizada por la presencia de valles y laderas de la vertiente occidental entre 2000 – 3000 m de

2 (1) Los tres notos torácicos esclerosados

Rev. peru. biol. 17(1): 075- 080 (Abril 2010)

Helicopsyche. Mandíbulas fuertes de forma triangular. Pro y meso noto con placas esclerosadas, metanoto con pequeñas escleritas débilmente pigmentadas. Placa de pequeñas espinas a ambos lados del primer segmento abdominal (Fig.1).

Estuche transportable no helicoidal o no construye estuche

2 3

Pronoto esclerosado, meso y meta noto con variados grados de esclerosación. 4 3 (2) Con branquias en la superficie ventral del abdomen, mechón de setas largas cerca al ápice de la pata anal. No construyen estuches transportables pero si refugios con red de captura. Hydropsychidae

Huamantinco & Ortiz Smicridea. Dorso del abdomen con setas aplanadas. Los filamentos branquiales emergen de un tallo central poco evidente (Fig.2). Branquias ausentes. Larvas pequeñas, 2 – 3 mm longitud. En el último estadio construyen estuches transportables de variadas formas, en la más típica está constituida de dos valvas de seda que pueden incorporar arena u otros materiales del medio. Hydroptilidae 4 (2)Mesonoto con placas esclerosadas, estuche transportable cilíndrico adelgazándose hacia el extremo posterior. 5 Mesonoto sin placas o con pequeñas escleritas poco esclerosadas. Sin estuche transportable, o cuando presente en forma de caparazón de tortuga. 6 5 (4) Cuerno prosternal presente. Abundantes setas gruesas y negras en el primer segmento abdominal. Con branquias abdominales individuales o múltiples. Limnephilidae Anomalocosmoecus. Cabeza con carena dorsolateral y ápice de la mandíbula sin dientes (Fig.3). Cuerno prosternal ausente. Patas posteriores más largas que las anteriores. Primer segmento abdominal con escleritas espinosas en las jorobas laterales. Leptoceridae Nectopsyche. Esclerita espinosa en el primer segmento abdominal con un área circular y barra esclerosada (Fig.4). 6 (4) Pronoto en vista dorsal mas ancho en su parte media. Mesonoto con pequeñas escleritas poco esclerosadas. Mitad basal de pata anal ampliamente unida con el segmento IX. Uña anal con al menos una uña accesoria. Estuche transportable en forma de caparazón de tortuga. Glossosomatidae Mortoniella. Uña de la pata anal con 4 uñas accesorias. Seta corta lobular en la base de las uñas tarsales (Fig.5). Pronoto en vista dorsal no es mas ancho en su parte media. Meso y meta noto no esclerosados. Pata anal libre del segmento IX. Uña anal sin uña accesoria. No construye estuche transportable. 7 7 (6)Primer par de patas torácicas forman un apéndice quelado. Son de vida libre. Hydrobiosidae Primer par de patas torácicas no forman un apéndice quelado. Labro membranoso, que cuando está proyectado tiene forma de T. Philopotamidae Chimarra. Con una muesca notoria en el margen anterior del apotoma frontoclipeal. Proceso largo, como espina, en la coxa de la pata anterior (Fig.6). Clave para géneros de larvas de Hydroptilidae 1 Cabeza piriforme alargada anteriormente. Patas torácicas medias y posteriores mas largas que las anteriores, seta basal en todas las uñas tarsales. Patas anales relativamente largas, se proyectan libremente por fuera del cuerpo. Estuche transportable tubular adherido de granos de arena (Fig.7). Neotrichia Cabeza no alargada. Patas torácicas aproximadamente de la misma longitud, seta basal solo en la uña tarsal media y posterior. Patas anales cortas no proyectadas por fuera del cuerpo. Estuche constituido de dos valvas de seda a veces adherido de arena, algas filamentosas o brácteas de musgos (Fig.8). Metrichia Clave para géneros de larvas de Hydrobiosidae 1 Tibia y tarso de la pata anterior fusionados, extensión distal del fémur delgada. Esclerita prosternal angosta (Fig.9). Cailloma Tibia y tarso de la pata anterior no fusionados, extensión distal del fémur ancha. Esclerita prosternal ancha (Fig.10). Atopsyche

Agradecimientos Agradecemos a Jorge L. Nessimian y Allan P. Santos (Departamento de Zoología, Instituto de Biología, Universidad Federal de Río de Janeiro, Brasil) y a tres revisores anónimos por la lectura crítica del manuscrito. También agradecemos a Diana Alcántara, Juan Carlos Cusi, Rosmery Huaman, Gissela Pascual, Jorge Peralta Argomeda, Ernesto Razuri, Edwin Sifuentes y Darwin Valcárcel, por la ayuda en las colectas.

Literatura citada Angrisano, E.H. 1995. Insecta Trichoptera. In: E.C. Lopretto y G Tell, eds. Ecosistemas de Aguas Continentales: Metodologias para su estúdio, Tomo III, Identificación de organismos. Ediciones Sur, La Plata. Pp. 1199-1237. Blahnik R.J. & R.W. Holzenthal. 2008. Revision of the Mexican and Central America species of Mortoniella (Trichoptera: Glossosomatidae: Protoptilinae). Zootaxa 1711: 1-72. Calor, A.R. & R.W. Holzenthal. 2008. Phylogeny of Grumichellini Morse, 1981 (Trichoptera: Leptoceridae) with the description of a new genus from southeastern Peru. Aquatic Insects 30(4): 245–259. Chakona A., C. Phiri & J.A. Day. 2009. Potential for Trichoptera communities as biological indicators of morphological degradation in riverine systems. Hydrobiologia 621: 155-167. de Moor, F.C. 1999. The use of Trichoptera to assess biodiversity and conservation status of South African river systems. In: Proc. 9th Int. Symp. Trichop. Chiang Mai. Pp. 237-244. de Moor, F.C. & V.D. Ivanov. 2008. Global diversity of Caddisflies (Trichoptera: Insecta) in freshwater. Hydrobiologia 595: 393-407. Fernandez H.R. & E. Dominguez. 2001. Guía papa la determinación de los artrópodos bentónicos sudamericanos. Serie: Investigaciones de la Universidad Nacional de Tucumán Editorial Universitaria de Tucumán. 282pp. Flint, O. S., Jr. 1963. Studies of Neotropical caddisflies, I: Rhyacophilidae and Glossosomatidae (Trichoptera). Proc. U.S. Nat. Mus. 114(3473): 453-477. Flint, O.S., Jr. 1974. Studies of Neotropical caddisflies, XIX: The genus Cailloma (Trichoptera: Rhyacophilidae). Proc. Biol. Soc. Wash. 87(41): 473-484. Flint, O.S., Jr. 1975. Studies of Neotropical caddisflies, XX: Trichoptera collected by the Hamburg South-Peruvian Expedition. Entomologische Mitteilungen aus dem Zoologischen Museum Hamburg 4 Band Nr.90: 565-573. Flint, O.S. Jr. 1980. Trichoptera VI. In: S. W. Roback, eds. The results of the Catherwood Foundation Bolivian-Peruvian Altiplano Expedition. Part I Aquatic Insects except Diptera. Proc. Acad. Nat. Sci. Philadelphia. 132: 213-217. Flint, O.S., Jr. 1982. Studies of Neotropical caddisflies, XXX: Larvae of the genera of South American Limnephilidae (Trichoptera). Smithson. Contr. Zool. 355: 1-30. Flint, O.S., Jr. 1996. The Trichoptera Collected on the Expeditions to Parque Manu, Madre de Dios, Peru. In: Don Wilson & A. Sandoval, eds. Manu The Biodiversity of Southeastern Peru. Pp. 369-430. Flint, O.S., Jr. & L.A. Reyes. 1991. Studies of Neotropical caddisflies, XLVI: the Trichoptera of the rio Moche basin, department of La Libertad, Peru. Proc. Biol. Soc. Wash. 104(3): 474-492. Flint, O.S. Jr., R.W. Holzenthal & S.C. Harris. 1999. Catalog of the Neotropical Caddisflies (Insecta: Trichoptera). Ohio Biological Survey, Columbus, iv+239p. Harris, S.C. & O.S. Flint, Jr. 2002. New Alisotrichia (Trichoptera: Hydroptilidae) from Central and South America and the Greater Antilles. Proc. Ent. Soc. Wash. 104(1): 195-210. Harris, S.C., O.S. Flint, Jr. & R.W. Holzenthal. 2002a. Review of the Neotropical genus Flintella (Trichoptera: Hydroptilidae: Stactobiini). J. New York. Entomol. Soc. 110(1): 65-90. Harris, S.C., R.W. Holzenthal. & O.S. Flint, Jr. 2002b. Review of the Neotropical genus Bredinia(Trichoptera: Hydroptilidae: Stactobiini). Annals of Carnegie Museum. 71(1): 13-45.

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Géneros de larvas de Trichoptera en la Vertiente Occidental de los Andes

1c 2

Figuras 1 – 6. (1a) Helicopsyche sp. (Helicopsychidae), larva de último estadio. (1b) Estuche transportable. (1c) Uña anal, vista lateral. (2) Smicridea sp. (Hydropsychidae), larva de último estadio, vista lateral. (3) Anomalocosmoecus sp. (Limnephilidae), larva de último estadio, vista lateral. (4) Nectopsyche sp. (Leptoceridae), larva de último estadio, vista lateral. (5a) Mortoniella sp. (Glossosomatidae), larva de último estadio. (5b) Uña tarsal, vista lateral. (5c) Uña anal, vista lateral. (6) Chimarra sp. (Philopotamidae), larva de último estadio, cabeza y pronoto, vista dorsal. Rev. peru. biol. 17(1): 075- 080 (Abril 2010)

Huamantinco & Ortiz

9a 9b

10a

10b

Figuras 7 – 10. (7) Neotrichia sp. (Hydroptilidae), larva de último estadio, vista lateral. (8) Metrichia sp. (Hydroptilidae), larva de último estadio, vista lateral. (9a) Cailloma sp. (Hydrobiosidae), pata anterior en vista lateral. (9b) Esclerita prosternal, vista ventral. (10a) Atopsyche sp. (Hydrobiosidae), pata anterior, vista lateral. (10b) Esclerita prosternal, vista ventral.

Holzenthal, R.W. & O.S. Flint, Jr. 1995. Studies of Neotropical Caddisflies, LI: Systematics of the Neotropical Caddisflies Genus Contulma (Trichoptera: Anomalopsychidae). Smithson. Contrib. Zool. 575: 1-59. Holzenthal, R.W., R.J. Blahnik, A.L. Prather & K.M. Kjer. 2007. Order Trichoptera Kirby, 1813 (Insecta), caddisflies. Zootaxa 1668: 639-698. Inrena (Instituto Nacional de Recursos Naturales). 2000. Base de datos de recursos naturales e infraestructura para el desarrollo socioeconómico del Perú (Departamento de Lima). Dirección general de estudios y proyectos de recursos naturales. Ministerio de Agricultura. 119pp. Martynov, A.B. 1912. On two collections of Trichoptera from Peru. Annu. Mus. Zool. Acad. Imp. Sci. St Petersbourg 17: 1-40. Prather, A.L. 2003. Revision of the Neotropical caddisfly genus Phylloicus (Trichoptera: Calamoceratidae). Zootaxa 275: 1-214.

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Leaf anatomy of Astrocaryum and ISSNHexopetion 1561-0837

Characterization of leaf anatomy in species of Astrocaryum and Hexopetion (Arecaceae) Caracterización de la anatomía foliar de especies de Astrocaryum y Hexopetion (Arecaceae) Betty Millán1 y Francis Kahn2 1 Museo de Historia Natural. Universidad Nacional Mayor de San Marcos (UNMSM). Av. Arenales 1256, Jesús María. Lima, Peru. Email Betty Millán: bmillans@unmsm.edu.pe 2 IRD, UMR188-DIAPC, DYNADIV, Casilla 18-1209, Lima, Peru. Email Francis Kahn: francis. kahn@ird.fr Trabajo presentado a la XVIII Reunión Científica del Instituto de Investigaciones en Ciencias Biológicas Antonio Raimondi, “200 años del nacimiento de Charles Darwin y el 150 aniversario de la publicación de On the Origin of Species by Means of Natural Selection”. Del 19 al 21 de agosto de 2009. Publicado impreso: 20/10/2010 Publicado online: 29/09/2010

Abstract Leaf anatomy of 23 species of the genus Astrocaryum and of the two species of the genus Hexopetion is described. A total of 109 characters with at least one difference between species are reported from the lamina (83), main rib (11), petiole (9) and sheath (6). An identification key to species is given based on leaf anatomy. Distribution of the characters is discussed in order to evaluate their taxonomic relevance. Keywords: palms, leaf, stomata, vessels, fibers.

Resumen Se describe la anatomía foliar de 23 especies del género Astrocaryum y de las dos especies del género Hexopetion. Se identifican 109 caracteres diferenciales del limbo (83), de la nervadura principal (11) del pecíolo (9) y de la vaina (6). Se elabora una clave de identificación de las especies a partir de los caracteres anatómicos de hoja. Se discute la distribución de los caracteres en los grupos infragenéricos de Astrocaryum a partir de las especies estudiadas para evaluar su importancia taxonómica. Palabras clave: palmeras, hoja, estomas, haces conductores, fibras.

Introduction Astrocaryum and Hexopetion are two closely related palm genera (Burret 1934a, b). The former with 40 species is found in most ecosystems in Tropical South-America; it is well diversified in habit, either caespitose or solitary, and develops either large palms, or medium-sized to short-trunked palms with large leaves, or slender palms with medium-sized leaves, or acaulescent palms with large or with short leaves (Kahn 2008). The latter includes only two slender species with medium-sized leaves (Pintaud et al. 2008). There are few data available on leaf anatomy of these genera. Tomlinson (1961) described the leaf anatomy of Astrocaryum rostratum (=Hexopetion mexicanum), including the fibers near the hypodermis and the large vascular vessels in the mesophyll towards each surface. He also described the leaf anatomy of Astrocaryum sclerophyllum (considered a species dubia by Burret 1934a). Schlüter et al. (1993) pointed out that both leaf sides of the riparian Astrocaryum jauari are covered with a heavy wax layer that protects them from flooding. Henderson (2006) gave a first description of leaf anatomy of Astrocaryum alatum (=Hexopetion alatum). The most recent study on evolutionnary trends in lamina anatomy based on 161 palm genera does not include Astrocaryum (Horn et al. 2009). Pintaud et al. (2008) used morphological and anatomical characters to differentiate the two species of Hexopetion (H. alatum y H. mexicanum) from those of Astrocaryum. We present the major features of leaf anatomy of 23 species of Astrocaryum and of the two species of Hexopetion. Differential characters are listed to illustrate the high diversity of leaf anatomy and to emphasize the differences among species, as well as between the two genera. A key for identification of the species based on leaf anatomy is given. Anatomical character distribution in Astrocaryum species is evaluated by using similarity methods and discussed in relation to the infrageneric classification. Material and methods Five individuals of each of the two species of Hexopetion and 23 species of Astrocaryum were sampled for the study. Materiel was collected from bifid leaves of seedlings or from juvenile leaves Rev. peru. biol. 17(1): 081- 094 (Abril 2010)

divided into a few pinnae; leaf material from an adult plant was used in Astrocaryum minus, a very rare species, only known from two living individuals and from the type specimen (Kahn & Granville 1998); fruit and seedlings of this species are still unknown. Flowering and/or fruiting individuals were collected for identifying the species. Vouchers are deposited in the herbaria USM (Lima, Peru), CAY (Cayenne, French Guiana) and UFA (Acre, Brazil). Material from Hexopetion was collected in the Fairchild Tropical Botanical Garden, Miami, USA. Botanical references and material used — Astrocaryum: A. huaimi (F. Kahn 4464, Bolivia, USM; from juvenile); A. jauari (B. Millán 422, 423, 424, Peru, USM; from seedling); A. standleyanum (B. Millán 407, 408, Ecuador, USM; from seedling); A. vulgare (J.-J. de Granville 10004, French Guiana, CAY; from seedling); A. chambira (B. Millán 411, Ecuador, USM; B. Millán 412, 413, Peru, USM; from seedling); A. gynacanthum (J.-J. Granville 8223, French Guiana, CAY; from seedling); A. minus (J.-J. de Granville and F. Kahn 12921, French Guiana, CAY; from adult); A. paramaca (J.-J. de Granville and F. Kahn 5407, French Guiana, CAY; from juvenile); A. rodriguesii (J.-J. de Granville and F. Kahn 11199, French Guiana, CAY; from seedling); A. sciophilum (Oldeman 1088, French Guiana, CAY; from juvenile); A. carnosum (B. Millán and F. Kahn 631, 634, 638, Peru, USM; from seedling); A. ciliatum (B. Millán and F. Kahn 1315, Colombia, USM; from seedling). A. faranae (B. Millán and F. Kahn 648, Peru, USM; from seedling); A. scopatum (B. Millán and F. Kahn 531, 532, 536, Peru, USM; from seedling); A. huicungo (B. Millán and J.-C. Pintaud 448, Peru, USM; from seedling); A. javarense (B. Millán 414, 416, 417, 418, Peru, USM; from seedling); A. macrocalyx (B. Millán 428, 429, 430, Peru, USM; from seedling); A. gratum (B. Millán and J. Lingán 499, 500, Peru, USM; from seedling); A. perangustatum (B. Millán, J.-C. Pintaud, C. Vegas and R. Montúfar 831, 834, 842, Peru, USM; from seedling); A. urostachys (B. Millán 409, 410, Ecuador, USM; from seedling); A. chonta (B. Millán 420, 421, 425, Peru, USM; from seedling); A. murumuru (J.-J. de Granville and F. Kahn 11201, French Guiana, CAY; from seedling); A. ulei (J. Ribamar and E. Ferreira, Acre, Brazil, UFA;

Millán & Kahn

F. Kahn 4459, 4460, 4461, Peru, USM; from seedling). Hexopetion: H. alatum (J.-C. Pintaud 92350A, cultivated, Miami, FTG; from juvenile); H. mexicanum (J.-C. Pintaud 0653A, cultivated, Miami, FTG; from juvenile). Optical microscopy. Fresh portions of 0.5–1 cm taken from apical, middle and basal portions of the bifid leaf of seedling or of pinnae of juvenile, and portions of 1 cm from petiole and sheath were conserved in FAA solution (formalin-aceticethanol). For Astrocaryum minus, a fresh portion of 1 cm was taken from the midpart of medial pinnae of adult leaves. Ten histological slides were prepared from each sample. Transverse sectioning was done by hand and processed using a modification of the standard procedure (Johansen 1940). Microscope preparations were made of either unstained sections or sections bleached for 15–20 min in 50% commercial bleach (sodium hypochlorite), washed in water, and stained with safranin and cresil violet (1%); temporary preparations were mounted in gelatin-glycerin. Microphotographs were taken with Canon PS 5.5 mp equipment at 4x, 10x y 40x using a Leica binocular microscope. The images were adjusted for contrast and color level in Adobe Photoshop CS. Optical microscopy was used for describing transerve sections of the lamina, main rib, petiole and sheath. The petiole was not described in Hexopetion alatum and H. mexicanum, nor was the sheath in Astrocaryum minus, A. paramaca, A. sciophilum, H. alatum and H. mexicanum. Some quantitative characters were not taken into account because they increase with age; these include: adaxial and abaxial prominency of the main rib, number of layers of parenchyma cells, of fibrous strands under the adaxial and above the abaxial hypodermis, of layers of sclereids, of chlorenchyma and spongious parenchyma. Scanning electron microscope. Portions of 1 cm of bifid seedling leaf or pinnae conserved in FAA solution were used to extract the adaxial and abaxial epidermis. Wax of the abaxial side was first eliminated with petroleum ether. Material was fixed in Carnovski, post fixation in osmium, dehydratation in alcohol, dessicating in a critical point dryer with carbon dioxide, and coated with gold-palladium. Observations at 100x, 250x, 500x y 1000x were made with SEM Philips XL 30 at Geological School of San Marcos University. SEM was used to describe the shape of epidermal cells as well as stomata (shape of guard cells, number, location and form of subsidiary cells, and stomata arrangement in the epidermis). Analysis of phenotypic data. For cluster analysis, the data including 109 differencial characters (Tab. 1) were converted into a binary matrix, where the digit 1 represents the presence of a phenotypic character, and the digit 0 its absence. The similarity matrix was generated by Euclidean distances, which were used to build a tree with the unweighted pair group mean averages (UPGMA) algorithm. Analysis of phenotypic data was performed using the software PAST (Hammer et al. 2001). One thousand resamplings were used to evaluate robustness of the inferred trees. Results Characters common to all the species. Several anatomical characters are common to all the species studied: Lamina. Leaf surface with epidermal cells and guard cells of stomata polygonal in shape, stomata only present on abaxial side; in tranverse section, adaxial epidermis cells more or less

rectangular in shape with inner wall thin, hypodermis with only one layer of cells; non-vascular fibers with estegmata, silica bodies cap-shaped; presence of chlorenchyma and spongious parenchyma in mesophyll; major vascular bundle with small vessels of protoxylem towards the adaxial side; vascular bundles of the sheath with only one layer of parenchymatic cells. Main rib. Cells of adaxial and abaxial hypodermis similar to that of the lamina; colorless parenchyma located in the inner part with the collateral vascular bundles, these including xylem, vessels of protoxylem and metaxylem, xylematic parenchyma and fibers; phloem is composed of sieve cells and phloematic fibers. Petiole and sheath. Inner wall of epidermic cells are thin; parenchyma composed of polyhedral cells; collateral bundles with a set of sclerenchyma fibers are located at the periphery, each collateral bundle includes two lateral strands of phloem, a central bundle composed of small strands of phloem surrounded with phloematic fibers, a large vessel of metaxylem, several small vessels of protoxylem and xylematic parenchyma. Differential characters. 109 characters with at least one difference among species are described. The number given in parenthesis in the text below refers to the numeration of the characters in Appendix 1. 1. Astrocaryum Lamina (Figs. 1–3). 83 binary-coded characters from epidermis, hypodermis, mesophyll, and vascular tissues: Epidermis — Differences are found in the shape and thickness of outer and inner wall of the cells; epidermal cells on adaxial side with outer wall thin (1) or thick (2); abaxial epidermis with cells round in outline (3), rectangular (4), or oval (5), with outer wall thin (6) or thick (7); epidermal indumentum is absent (8) or present, either papillate (9) or composed of cone-shaped hairs with pluricellular base (10). Stomata present six structural patterns. The first is made of only 2 lateral subsidiary cells around the two guard cells, no terminal cells at the ends of guard cells (11). The other five include 6 subsidiary cells, 4 of them laterally disposed (2 on each side: lateral inner and lateral outer) and two terminal cells (13): (i) the two terminal cells are superimposed only on the extremities of the outer lateral subsidiary cells and rise above them (25, 30); they are shortly triangular (14), round in outline (15), long kidney-shaped (17); (ii) the two terminal cells are superimposed on the major part of the outer lateral subsidiary cells (28); they are long V-shaped (19) and their extremities do not rise above them, or rise above them (33); they are short kidney-shaped (18) and their extremities do not rise above them, or rise above them (33); (iii) the two terminal cells are superimposed on the major part of the inner lateral subsidiary cells (29) and rise above them (34), they are lobed (21); (iv) the two terminal cells are superimposed on the extremities of both outer and inner lateral subsidiary cells (27) and their extremities do not rise above them; they are short V-shaped (20); or their extremities rise above them (32), they are then either long Yshaped (23), or short Y-shaped (22), or short V-shaped (20), or round in outline (15), or oval (16); (v) the two terminal cells are superimposed on the extremities of the inner lateral subsidiary cells (26) and their extremities rise above them (31); they are short V-shaped (20), or long V-shaped (19). The stomata are laid out regularly or irregularly in the epidermis (35, 36). Hipodermis with cells variable in size (37–39) and in thickness of Rev. peru. biol. 17(1): 081- 094 (Abril 2010)

Leaf anatomy of Astrocaryum and Hexopetion

(A)

(B)

(D)

(E)

(C)

(F)

Figure 1. Lamina: (A) Astrocaryum jauari, (B) A. gynacanthum, (C) A. huaimi, (D) A. minus, (E) A. rodriguesii, (F) Hexopetion alatum. Abbreviations – ad.e.: adaxial epidermis; ad.h.: adaxial hypodermis; ab.h.: abaxial hypodermis; m.v.b.: minor vascular bundles; p.c.: palisade cells; st.: stegmata. Shape of fibrous strands – a.f.: arrosetate, c.f.: column-shaped, r.f.: raceme-shaped, ro.f.: round in outline.

inner and outer walls (40–47). Fibrous strands located under the adaxial hypodermis have only one shape (48 columned-shaped, 49 arrosetate, 50 raceme-shaped variable in size), or several shapes (51 column-shaped with raceme-shaped, 52 arrosetate with raceme-shaped, 53 arrosetate with column-shaped and raceme-shaped, 54 round in outline with raceme-shaped). Fibrous strands located above the abaxial hypodermis are absent (55) or present forming one or two rows with one or several shapes (56 arrosetate, 57 round in outline variable in size, 58 raceme-shaped, 59 arrosetate mixed with round in outline); chlorenchyma is continuous above abaxial hypodermis (60) or discontinuous, then outer fibrous strands are directly above the hypodermis. Vascular tissue — Four shapes of major vascular bundle are observed: ovoid (63), rhomboid (64), elliptical (65), Rev. peru. biol. 17(1): 081- 094 (Abril 2010)

round in outline (66); one or more vessels of metaxylem are located either in the central part or in the lower part of the major vascular bundle (67, 68); location of phloem, only in the lower part of xylem (69), or surrounding it partially, either U-shaped (70) or half-moon shaped (71); fibers in major vascular bundle are either mostly located at the bottom (72), or located at the two extremities with a few laterally (73), or exclusively located at the extremities (74). Bundle sheath extension is absent (77) or present and composed of parenchyma cells and/or with fibers forming columns (75). Five shapes of minor vascular bundles are found: arrosetate (78), round in outline (79), elliptical (80), ovoid (81), or mixed round in outline and elliptical (82); idioblasts with rachids are present or absent (83).

MillĂĄn & Kahn

(A)

(B)

(C)

(D)

(E)

(F)

Figure 2 â&#x20AC;&#x201D; Stomata. (A) Astrocaryum chambira with two lateral subsidiary cells. (B) Hexopetion mexicanum with four subsidiary cells (two lateral, two terminal). (C) Astrocaryum jauari, with six subsidiary cells (four lateral, two terminal), terminal cells superimposed only on the extremities of the outer lateral cells. (D) Astrocaryum ulei, terminal cells superimposed only on the extremities of the inner lateral cells; (E) Astrocaryum macrocalyx, terminal cells superimposed on the extremities of inner and outer lateral cells; (F) Astrocaryum minus, terminal cells superimposed on the major part of the outer lateral cells. Abbreviations: g.c.: guard cells, l.s.: lateral subsidiary cells, o.c.: occlusive cells, t.c.: terminal cells.

Main rib (Fig. 4). Eleven differential characters are identified. These include: hypodermis with expansion cells in only one or in the two angles with the lamina, on abaxial and adaxial sides (84, 85); vascular tissue without (86) or with discontinuous perivascular sheath of sclerified fibers, either rhomboid (87) or triangular (88), or divided in two cap-shaped parts located in adaxial and abaxial position, respectively (89); fibrous strands with stegmata (91); aeripherous parenchyma absent (92) or present and located under the vascular bundles (93) or in the central part of the main rib (94). Petiole. Nine differential characters: epidermal cells rectangular (95), oval (96), round in outline (97), with outer wall thick or thin (98, 99); hypodermis with parenchyma (100), sclereids (101) or septate fibers (102); fibrous strands with stegmata (103).

Sheath. Six differential characters: epidermal cells rectangular (104), oval (105) or round in outline (106) with outer wall thick (107) or thin (108); hypodermis with sclereid cells (109). 2. Hexopetion The two species are distinguished using several characters of stomata, lamina and vascular vessels: (i) stomata with terminal cells like dumbbells (24, Hexopetion mexicanum), or like short V (20, Hexopetion alatum); (ii) adaxial epidermis cells with thin outer wall (1, Hexopetion mexicanum), with thick outer wall (2, Hexopetion alatum); (iii) under the adaxial hypodermis, fibrous strands are arrosetate and raceme-shaped (52, Hexopetion mexicanum), or round in outline and raceme-shaped (54, Hexopetion alatum); (iv) minor vascular bundles ovoid (81, Hexopetion mexicanum) or round in outline (79, Hexopetion alatum). Rev. peru. biol. 17(1): 081- 094 (Abril 2010)

Leaf anatomy of Astrocaryum and Hexopetion

(A)

(C)

(B)

(D)

Figure 3. Major vascular bundle: (A) Astrocaryum scopatum, ovoid; (B) Astrocaryum standleyanum, rhomboid; (C) Astrocaryum murumuru, elliptical; (D)Astrocaryum gynacanthum, round in outline. Abbreviations: f: fibers, mx: metaxylem, px: protoxylem, ph: phloem, s.e.: sheath extension.

3. Astrocaryum versus Hexopetion Four anatomical characters separate the 23 species of Astrocaryum from the two species of Hexopetion: (i) stomata (Fig. 2) with 2 or 6 subsidiary cells around guard cells in Astrocaryum, 4 in Hexopetion (11–13); (ii) chlorenchyma with palisade cells composed of short cells in Hexopetion and of long cells in Astrocaryum (61–62); (iii) fibers of bundle sheath extension (Fig. 5) forming a short beak in Hexopetion (76), when present in Astrocaryum extension forms a column composed of parenchyma cells and/or fibers (75); (iv) Hexopetion develops a continuous sclerified perivascular sheath in the main rib (90, Fig. 4), while this sheath is either discontinuous, or divided in two parts, or absent in Astrocaryum (86–89, Fig. 4). Rev. peru. biol. 17(1): 081- 094 (Abril 2010)

4. Result of phenetic analysis The phenogram is shown in Fig. 6. The species are distributed in two clusters, corresponding to Astrocaryum and Hexopetion, respectively. Astrocaryum is divided into two main clusters: one groups A. gynacanthym, A. paramaca, A. rodriguesii, A. minus and A. sciophilum, the other is divided into two groups, one with A. vulgare, A. chambira, A. jauari, A. standleyanum, and A. huaimi; the other group includes two clusters, one with A. chonta, A. murumuru and A. ulei, the other with three subgroups: (i) A. urostachys and A. macrocalyx, (ii) A. javarense, A. perangustatum, A. gratum and A. huicungo, (iii) A. scopatum, A. ciliatum, A. faranae and A. carnosum.

MillĂĄn & Kahn

(A)

(B)

(C)

(D)

Figure 4. Main rib, sclerified perivascular sheath: (A) Astrocaryum huicungo, sheath absent; (B) Astrocaryum minus, sheath discontinuous (d.p.s), rhomboid; (C) Astrocaryum sciophilum, sheath divided in two cap-shaped parts (p.s.); (D) Hexopetion alatum, sheath continuous (c.p.s.). Other abbreviations: f: fibers, mx: metaxylem, p: parenchyma, ph: phloem, px: protoxylem, v.b.: vascular bundles.

(A)

(B)

Figure 5. Hexopetion alatum (A) and H. mexicanum (B), short palisade cells and bundle sheath extension composed of fibers forming a short beak. Abbreviations â&#x20AC;&#x201C; f: fibers, p.c.: palisade cells, mx: metaxylem, px: protoxylem, s.e., sheath extension.

Rev. peru. biol. 17(1): 081- 094 (Abril 2010)

Leaf anatomy of Astrocaryum and Hexopetion

5. Key to Astrocaryum and Hexopetion species based on anatomical characters of the leaf

6a. Major vascular bundle ovoid

— Astrocaryum faranae

6b. Major vascular bundle romboid

—7

1a. Stomata with 4 subsidiary cells; sclerified perivascular sheath continuous —2

7a. Fibrous strands round in outline, no layer of chlorenchyma above the abaxial hypodermis — Astrocaryum huicungo

1b. Stomata�� with 2 or 6 subsidiary cells; sclerified perivascular sheath discontinuous —3

7b. Fibrous strands raceme-shaped, with a layer of chlorenchyma above the abaxial hypodermis — Astrocaryum javarense

2a. Adaxial epidermal cells with outer wall thin; under the adaxial hypodermis, fibrous strands arrosetate and raceme-shaped; minor vascular bundles ovoid; stomata with subsidiary cells like dumbbells — Hexopetion mexicanum

8a. Under the adaxial hypodermis, fibrous strands raceme-shaped only, or raceme-shaped and column-shaped —9

2b. Adaxial epidermal cells with outer wall thick; under the adaxial hypodermis, fibrous strands round in outline and raceme-shaped; minor vascular bundles round in outline; stomata with subsidiary terminal cells short V-shaped — Hexopetion alatum 3a. Stomata with 2 lateral subsidiary cells, no terminal cells — Astrocaryum chambira 3b. Stomata with 6 subsidiary cells, two of them terminal

—4

4a. Terminal cells superimposed on both outer and inner lateral subsidiary cells —5 4b. Terminal cells superimposed on outer or on inner lateral subsidiary cells — 15

8b. Under the adaxial hypodermis, fibrous strands arrosetate and racemeshaped — 10 9a. Terminal cells not oval (short V-shaped, short or long Y-shaped, round in line); under the adaxial hypodermis, fibrous strands raceme-shaped only — 11 9b. Terminal cells oval; under the adaxial hypodermis, fibrous strands racemeshaped and column-shaped — Astrocaryum huaimi 10a. Above the abaxial hypodermis, fibrous strands round in outline — Astrocaryum scopatum 10b. Above the abaxial hypodermis, fibrous strands arrosetate and round in outline — Astrocaryum carnosum

5a. Extremities of the terminal cells do not rise above the lateral cells —6

11a. Terminal cells short V-shaped

— 12

11b. Terminal cells not V-shaped

— 13

5b. Extremities of the terminal cells rise above the outer and inner lateral cells —8

12a. Above the abaxial hypodermis, fibrous strands round in outline — Astrocaryum ciliatum 12b. Above the abaxial hypodermis, fibrous strands arrosetate — Astrocaryum perangustatum 13a. Without a discontinuous layer of chlorenchyma above the abaxial hypodermis; terminal cells long Y-shaped; major vascular bundle ovoid — Astrocaryum urostachys

Similarity 0,2

0,3

0,4

0,5

0,6

0,7

0,8

0,9

1,0 ALA

MEX CAR

CIL SCO

HUI

26 38

9 6

FAR

GRA PER JAV MAC

URO CHO MUR

ULE

VUL CHA

64 18 69

JAU

STA HUA GYN

PAR

59 78

ROD MIN SCI

Figure 6. Phenogram based on leaf characters (Appendix 1). Genus Astrocaryum — HUA: Astrocaryum huaimi, JAU: A. jauari, STA: A. standleyanum, VUL: A. vulgare; CHA: A. chambira, GYN: A. gynancanthum, MIN: A. minus, PAR: A. paramaca, ROD: A. rodriguesii, SCI: A. sciophilum, CAR: A. carnosum, CIL: A. ciliatum; FAR: A. faranae; HUI: A. huicungo; JAV: A. javarense; SCO: A. scopatum, GRA: A. gratum; MAC: A. macrocalyx; PER: A. perangustatum; URO: A. urostachys, CHO: A. chonta; MUR: A. murumuru; ULE: A. ulei. Genus Hexopetion — ALA: H. alatum; MEX: H. mexicanum. Rev. peru. biol. 17(1): 081- 094 (Abril 2010)

13b. With a continuous layer of chlorenchyma above the abaxial hypodermis; terminal cells short Y-shaped or round in outline; major vascular bundle not ovoid —14 14a. Terminal cells short Y-shaped; major vascular bundle elliptical — Astrocaryum macrocalyx 14b. Terminal cells round in outline; major vascular bundle rhomboid — Astrocaryum gratum 15a. Terminal cells superimposed on the outer lateral cells

— 16

15b. Terminal cells superimposed on the inner lateral cells

— 22

16a. Terminal cells superimposed on the major part of the outer lateral cells — 17 16b. Terminal cells superimposed only on the extremities of the outer lateral cells — 20 17a. Terminal cells long V-shaped

— 18

17b. Terminal cells shortly kidney-shaped

— 19

18a. Terminal cell extremities rise above the lateral cells; under the adaxial hypodermis, fibrous strands raceme-shaped and column-shaped; above the abaxial hypodermis, fibrous strands round in outline; major vascular bundle elliptical — Astrocaryum minus 18b. Terminal cell extremities do not rise above the lateral cells; under the adaxial hypodermis, fibrous strands arrosetate; above the abaxial hypodermis, fibrous strands absent; major vascular bundle round in outline — Astrocaryum gynacanthum 19a. Terminal cell extremities rise above the lateral cells; under the adaxial hypodermis, fibrous strands arrosetate, column-shaped and raceme-shaped — Astrocaryum rodriguesii 19b. Terminal cell extremities do not rise above the lateral cells; under the adaxial hypodermis, fibrous strands arrosetate and raceme-shaped — Astrocaryum paramaca 20a. Major vascular bundle romboid 20b. Major vascular bundle ovoid

— 21 — Astrocaryum jauari

Millán & Kahn 21a. With fibrous strands raceme-shaped under the adaxial hypodermis — Astrocaryum vulgare 21b. With fibrous strands arrosetate under the adaxial hypodermis — Astrocaryum standleyanum 22a. Terminal cells lobed, superimposed on the major part of the inner lateral cells — Astrocaryum sciophilum 22b. Terminal cells short or long V-shaped, superimposed only on the extremities of the inner lateral cells — 23 23a. Terminal cells short V-shaped; above abaxial hypodermis, fibrous strands round in outline — 24 23b. Terminal cells long V-shaped; above the abaxial hypodermis, fibrous strands arrosetate and round in outline — Astrocaryum murumuru 24a. Without a layer of chlorenchyma above the abaxial hypodermis — Astrocaryum chonta 24b. With a layer of chlorenchyma above the abaxial hypodermis — Astrocaryum ulei

Discussion A good diagnostic character is one shared exclusively by all the elements of a taxon. The character closely related to environmental factors cannot be a good diagnostic character because it appears in different groups under the same contraints. The leaves are parts of the plant immediately in contact with the environment. They constitute the interchange surfaces where light is absorbed and water is lost. The leaf can be reasonably thought to be more reactive to a changing environment, and its structure more variable as a result, than organs that appear over a short period, such as the perianth of the fruit or the calyx and corolla of the flowers. Horn et al. (2009) conclude that evolution of the lamina anatomy of palms is highly homoplasious, but not at random as indicated by the recurrent evolution of different cohorts of correlated character states. That fact also suggests that leaf anatomy should be able to provide some characters useful for identifying species and for supporting a typological classification. The anatomical description of vegetative parts of palms was formerly proposed by von Mohl (1824), Solereder and Meyer (1928), Zawanda (1890) and Pfister (1892). More recently, Cheadle and Uhl (1948) highlighted the presence of two characteristic types of vascular vessels in Roystonea regia and Acoelorrhaphe wrightii. Tomlinson (1959) described sclereids in several palm genera. By examining 250 species of 137 genera, he concluded that the great sub-groups of palms could be distinguished by a combination of anatomical characters (Tomlinson 1961). Stebbins and Khush (1961) analyzed the variation of stomata in species of Calamus and Caryota. Read (1968) pointed out similarities between Pseudophoenix and Ceroxylon. Barfod (1988, 1991) studied leaf anatomy of the genera Ammandra, Palandra, Phytelephas and identified two groups: the first includes Ammandra decasperma and Aphandra natalia, with small guard cells, thick cuticle and sclerenchyma sheath around vacular bundles; the second joins together Palandra (=Phytelephas) aequatorialis and Phytelephas karstenii, P. microcarpa, P. macrocarpa, P. schottii, P. seemanni y P. tumacana, with large guard cells, thin cuticle and thin sheath around vascular bundles. Anatomical characters were also used in cladistics of the Euterpeinae (Henderson 1999). Dransfield et al. (2008) used leaf anatomy to describe Tahina, a new palm genus from Madagascar, known from one species, T. spectabilis; Tahina differs from the other genera of Chuniophoeniceae (Coryphoideae) by having non-vascular fibers, frequently solitary, always free

in the mesophyll and located alongside the abaxial side of the lamina. Hexopetion shares the continuous sclerified perivascular sheath with the genera Acrocomia, Aiphanes, Bactris and Desmoncus, while Astrocaryum is an exception in Bactridinae with a discontinuous perivascular sclerified sheath or without sclerified sheath (Pintaud et al. 2008). The present study shows that the 23 Astrocaryum species differ from Hexopetion species by three other differential characters. Glassman (1972) dealing with 51 species of Syagrus provided the most extensive species-level analysis of leaf anatomy in palms. He separated the species by combining forms and organization of several tissus; these included: non-vascular fibrous strands, vascular bundles, expansion tissue, abaxial and adaxial hypodermis and epidermis. Read (1975) in Thrinax found that anatomical characters of the lamina can be used to distinguish the species, such as the presence of palisade tissue and the shape of guard cells. Uhl (1978) pointed out differential characters in terminal subsidiary cells, intermediate veins, fibrous strands and hypodermis, as well as combinations of characters to separate Hyophorbe verschaffeltii, H. indica, H. lagenicaulis, H. amaricaulis, H. vaughanii. The two species of Hexopetion differ in outer wall thickness of adaxial epidermal cells, in the shape of fibrous strands under the adaxial hypodermis, of minor vascular bundles and of subsidiary terminal cells. Some trends can be drawn from the distribution of anatomical characters of the leaf in relation to infrageneric classification in Astrocaryum (Kahn 2008). The sample of 23 species includes (Appendix 1): (i) 5 of 16 species in subgenus Astrocaryum — 4 of 15 species from section Astrocaryum, 1 species of the monotypic section Euchambira; (ii) all of the 4 species of subgenus Munbaca — the 2 species of section Munbaca, and the 2 species of section Mumbacusu; (iii) 14 of 20 species of subgenus Monogynanthus — 1 of 3 from section Monogynanthus, 13 of 15 from section Huicungo (with 6 of 7 from subsection Huicungo, 4 of 5 from subsection Sachacungo, and the 3 species of subsection Murumuru); no species were studied from the monotypic sections Ayri and Guatinajo. Only a few characters, essentially those of stomata, are distributed according to the infrageneric classification. The four species of subgenus Munbaca present the same pattern (28, subsidiary terminal cells superimposed on the major part of the outer lateral cells). In subgenus Monogynanthus, the three species of subsection Murumuru develop the same pattern (26, subsidiary terminal cells superimposed only on the extremities of the inner lateral cells), while another pattern is shared by the species of the two subsections Huicungo and Sachacungo (27, subsidiary terminal cells superimposed only on the extremities of the inner and outer lateral cells). This pattern is also found in one species of subgenus Astrocaryum (A. huaimi); the other species of subgenus Astrocaryum develop two different patterns: (i) 25, subsidiary terminal cells superimposed only on the extremities of the outer lateral cells, found in three species of section Astrocaryum, and (ii) 11, only two lateral subsidiary cells, no terminal cells, found in the monotypic section Euchambira. The other anatomical characters of lamina, main rib, petiole and sheath cannot be related to infrageneric groups. However, combinations of several characters make it possible to separate the species as shown in the key. Besides the characters of the stomata, the combinations include: fibrous strands disposition and shape under adaxial and above abaxial hypodermis, presence of chlorenchyma above abaxial hypodermis, and shape of the major vascular bundle. Rev. peru. biol. 17(1): 081- 094 (Abril 2010)

Leaf anatomy of Astrocaryum and Hexopetion

The phenetic analysis based on leaf anatomy only partially recognizes the infrageneric classification, which is essentially based on flower and fruit characters. The species of Astrocaryum are distributed in two main clusters : (i) One is divided in two groups that join together the five species of subgenus Astrocaryum and the 13 species of section Huicungo (subgenus Monogynanthus). In this section, the three species of subsection Murumuru form a group apart, while the species of the two other subsections, Huicungo and Sachacungo, are distibuted in three subgroups, one with two closely related species of subsection Sachacungo (Astrocaryum macrocalyx and A. urostachys, Pintaud & Kahn 2002, Vargas & Pintaud 2008), one with four species of subsection Huicungo, and the third group with four species, two of each subsection. (ii) The other main cluster is composed of the four species of subgenus Munbaca associated with Astrocaryum sciophilum (subgenus Monogynanthus, section Monogynanthus). This similarity in leaf anatomy between subgenus Munbaca and A. sciophilum can be related to the similarity in leaf morphology. Pinnae are plicate in subgenus Munbaca (except for A. paramaca), as well as in the three species of section Monogynanthus (of which only A. sciophilum is studied here), while they are not plicate in the species of section Huicungo, nor in the species of subgenus Astrocaryum. Acknowledgments This work was supported by the agreement between San Marcos National University, Peru and IRD-Research Institute for Development (UMR DIAPC), France. Data were formerly presented by B. Millán in a doctoral dissertation at San Marcos National University, Lima, Peru. We thank J.-C. Pintaud and Kenneth Young for their helpful comments on the manuscript, and Nancy Rojas for the preparation of specimens for SEM. Literature cited Barfod A. 1988. Leaf anatomy and its significance in phytelephantoid palms (Arecaceae). Nord. J. Bot. 8 (4): 341-348. Barfod A. 1991. A monographic study of the subfamily Phytelephantoideae (Arecaceae). Opera Bot. 105: 1–73. Burret M. 1934a. Die Palmengattung Astrocaryum G.F.W. Meyer. Repert. Spec. Nov. Regni Veg., 35: 114–158. Burret M. 1934b. Palmae neogeae. Notizblatt Bot. Gart. Mus. BerlinDahlem, 12: 151–159. Cheadle V.I. & N.W. Uhl. 1948. Types of vascular bundles in the Monocotyledoneae and their relation to the late metaxylem conducting elements. Am. J. Bot., 35 (8): 486–496. Dransfield J., M. Rakotoarinivo, W.J. Baker, R.P. Bayton, J.B. Fisher, J.W. Horn, B. Leroy & X. Metz. 2008. A new Coryphoid palm genus from Madagascar. Bot. J. Linn. Soc., 156: 79 –91. Glassman S.F. 1972a. Systematics studies in the leaf anatomy of palm genus Syagrus. Am. J. Bot., 59 (8): 775-788. Hammer Ø., D.A.T. Harper & P.D. Ryan. 2001. PAST: paleontological statistics software package for education and data analysis. Palaeont. Electr. 4:1-9.

Rev. peru. biol. 17(1): 081- 094 (Abril 2010)

Henderson A. 1999. A phylogenetic analysis of the Euterpeinae (Palmae; Arecoideae; Areceae) based on morphology and anatomy. Brittonia, 51 (1): 106-113. Henderson F.M. 2006. Morphology and anatomy of palm seedlings. Bot. Rev. 72 (4): 273-329. Horn J.W., J.B. Fischer, P.B. Tomlinson, C.E. Lewis & K. Laubengayer. 2009. Evolution of lamina anatomy in the palm family (Arecaceae). Am. J. Bot. 96 (8): 1462–1486. Johansen D.A. 1949. Plant microtechnique. Mac Graw – Hill Book co. Inc. New York. Kahn F. 2008. The genus Astrocaryum (Arecaceae). Rev. peru. biol. 15 (supl. 1): 31–48. Kahn, F. & J.-J. de Granville. 1998. Astrocaryum minus Trail (Palmae), rediscovered in French Guiana. Principes, 42: 171–178. Mohl, H. von. 1824. De structura Palmarum in Von Martius. Historia Naturalis Palmarum. Pfister, R. 1892. Beitrag zür vergleichender Anatomie der SabaleenBlatter. Diss. Zürich. Pintaud J.-C. & F. Kahn. 2002. Endémisme et spéciation radiative chez les palmiers de forêt dense humide : les Iguanurinae de Nouvelle-Calédonie et le genre Astrocaryum en Amazonie. Biosystema, 20 : 81-88. Pintaud J.-C., B. Millán & F. Kahn. 2008. The genus Hexopetion. Rev. peru, Biol. 15, supl. 1: 49–54. Read R.W. 1968. A study of Pseudophoenix (Palmae). Gentes Herb. 10: 169–213. Read R.W. 1975. The genus Thrinax (Palmae: Coryphoideae). Smithsonian Contr. Bot. 19: 1–96. Schlüter U.B., B. Furch & C.A. Joly. 1993. Physiological and anatomical adaptations by young Astrocaryum jauari Mart. (Arecaceae) in periodically inundated biotopes of Central Amazonia. Biotropica 25(4): 384-396. Solereder H. & F.J. Meyer. 1928. Palmae in Heft 3. Systematische Anatomie der Monokotiledonen: 3-85. Stebbins G.L. & G.S. Khush. 1961. Variation in the organization of the stomatal complex in the leaf epidermis of monocotyledons and its bearing on their phylogeny. Am. J. Bot., Vol. 48 (1): 51-59. Tomlinson P.B. 1959. Structure and distribution of sclereids in the leaves of palms. New Phytologist, Vol. 58 (3): 253-266. Tomlinson, P.B. 1961. Anatomy of Monocotyledons. II Palmae. Oxford University Press. Uhl N.W. 1978. Leaf anatomy in the species of Hyophorbe (Palmae). Gentes Herb., 11 (4): 268-283. Vargas V. & J.-C. Pintaud. 2008. Caracterización de una zona de contacto parapátrico entre Astrocaryum macrocalyx y Astrocaryum urostachys en el límite entre la planicie Marañon-Pastaza y el Arco de Iquitos. Rev. peru, Biol. 15, supl. 1: 79–83. Zawanda K. 1890. Das anatomische Verhalten der Palmenblätter dem System dieser Familie. Diss. Erlangen.

Millán & Kahn

Aaa-HUA

Aaa-JAU

Aaa-STA

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Ae--CHA

Mm--GYN

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Nhu-CHO

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ALA

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Appendix 1. Leaf anatomy: list of differential characters. Genus Astrocaryum — A: Subgenus Astrocaryum; aa: section and subsection Astrocaryum — HUA: A. huaimi, JAU: A. jauari, STA: A. standleyanum, VUL: A. vulgare; e: section Euchambira — CHA: A. chambira; M: Subgenus Munbaca, m: section Munbaca — GYN: A. gynancanthum, MIN: A. minus; c: section Mumbacusu — PAR: A. paramaca, ROD: A. rodriguesii; N: subgenus Monogynanthus, n: section Monogynanthus — SCI: A. sciophilum; hh: section and subsection Huicungo — CAR: A. carnosum; CIL: A. ciliatum; FAR: A. faranae; HUI: A. huicungo; JAV: A. javarense; SCO: A. scopatum; s: subsection Sachacungo — GRA: A. gratum; MAC: A. macrocalyx; PER: A. perangustatum; URO: A. urostachys; u: subsection Murumuru — CHO: A. chonta; MUR: A. murumuru; ULE: A. ulei. Genus Hexopetion — ALA: H. alatum; MEX: H. mexicanum.

1- cells with outer wall thin

2 – cells with outer wall thick

3 - cells round in outline

4 – cells rectangular

5 – cells oval

6 – cells with outer wall thin

7 – cells with outer wall thick

8 - absent

9 - papillate

10 - cone-shaped hairs with pluricellular base

11 - two lateral subsidiary cells, no terminal cells

12 - four subsidiary cells: two lateral and two terminal cells

13 - six subsidiary cells: two outer lateral, two inner lateral, two terminal cells

14 - short triangular

15 - round in outline

16 - oval

17 - long kidney-shaped

18 - short kidney-shaped

19 - long V-shaped

20 - short V-shaped

21 - lobed

22 - short Y-shaped

Characters

Lamina Adaxial epidermis

Abaxial epidermis

Epidermal indumentum

Number of subsidiary cells around guard cells

Shape of terminal cells

Rev. peru. biol. 17(1): 081- 094 (Abril 2010)

Leaf anatomy of Astrocaryum and Hexopetion

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ALA

MEX

Appendix 1. (Continuation)

23 - long Y-shaped

24 - dumbbell-shaped

25 - superimposed only on the extremities of outer lateral subsidiary cells

26 - superimposed only on the extremities of inner lateral subsidiary cells

27 - superimposed on the extremities of inner and outer lateral subsidiary cells

28 - superimposed on the major part of outer lateral subsidiary cells

29 - superimposed on the major part of inner lateral subsidiary cells

30 - terminal cell extremities rise above those of 0 outer lateral subsidiary cells

31 - terminal cell extremities rise above those of 0 inner lateral subsidiary cells

32 - terminal cell extremities rise above those of 1 outer and inner lateral subsidiary cells

33 - terminal cell extremities rise above the major part of outer lateral subsidiary cells

34 - terminal cell extremities rise above the major part of inner lateral subsidiary cells

35 - regularly laid out in lines

36 - irregularly laid out in lines

37- cells of adaxial hypodermis larger than those of abaxial hypodermis

38 - adaxial and abaxial hypodermis cells with same size

39 - cells of adaxial hypodermis smaller than those of abaxial hypodermis

40 - outer cell wall thick on adaxial side

41 - outer cell wall thin on adaxial side

42 - inner cell wall thin on adaxial side

43 - inner cell wall thick on adaxial side

44 - outer cell wall thick on abaxial side

45 - outer cell walls thin on abaxial side

46 - inner cell wall thin on abaxial side

47 - inner cell wall thick on abaxial side

Characters

Location of terminal cells

Stomata arrangement in epidermis

Hypodermal cells

Shape of fibrous strands under the adaxial hypodermis 48 - column-shaped

Rev. peru. biol. 17(1): 081- 094 (Abril 2010)

Millรกn & Kahn

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Nhs-PER

Nhs-URO

Nhu-CHO

Nhu-MUR

Nhu-ULE

ALA

MEX

Appendix 1. (Continuation)

49 - arrosetate

50 - raceme-shaped, same or different sizes

51 - column-shaped and raceme-shaped

52 - arrosetate and raceme-shaped

53 - arrosetate, column-shaped and racemeshaped

54 - round in outline and raceme-shaped

55 - no fibers

56 - arrosetate

57 - round in outline

58 - raceme-shaped

59 - arrosetate and round in outline

60 - presence of a continuous layer of parenchyma between hypodermis and fibers strands

61 - with very short cells

62 - with long cells

63 - ovoid

64 - rhomboid

65 - elliptical

66 - round in outline

67- one or more vessels of metaxylem in central 1 part of the bundle

68 - one or more vessels of metaxylem in lower part of the bundle

69 - only in the lower part of xylem

70 - with shape of a U surrounding xylem partially

71 - with shape of an half-moon surrounding xylem partially

Characters

Presence and shape of fibrous strands above the abaxial hypodermis

Chlorenchyma with palisade cells

Major vascular bundle

Location of xylem in major vascular bundle

Location of phloem in major vascular bundle

Fibers in major vascular bundle

Rev. peru. biol. 17(1): 081- 094 (Abril 2010)

Leaf anatomy of Astrocaryum and Hexopetion

Aaa-HUA

Aaa-JAU

Aaa-STA

Aaa-VUL

Ae--CHA

Mm--GYN

Mm--MIN

Mc--PAR

Mc--ROD

Nn--SCI

Nhh-CAR

Nhh-CIL

Nhh-FAR

Nhh-HUI

Nhh-JAV

Nhh-SCO

Nhs-GRA

Nhs-MAC

Nhs-PER

Nhs-URO

Nhu-CHO

Nhu-MUR

Nhu-ULE

ALA

MEX

Appendix 1. (Continuation)

72 - mostly located at the bottom

73 - mostly located at the two extremities, with a few laterally

74 - exclusively located at the two extremities

75 - composed of parenchyma and/or fibers forming a column

76 - composed of fibers forming a short beak

77 - without extension

78 - arrosetate

79 - round in outline

80 - elliptical

81 - ovoid

82 - round in outline and elliptical

83 - presence of ideoblasts with raphids

84 - adaxial side, presence of expansion cells in the angle with the lamina on only one or on each side of the rib

85 - abaxial side, presence of expansion cells in the angle with the lamina on only one or on each side of the rib

86 - without perivascular sheath

87 - sclerified perivascular sheath discontinuous, rhomboid

88 - sclerified perivascular sheath discontinuous, triangular

89 - sclerified perivascular sheath divided into two cap-shaped parts located in abaxial and adaxial position

90 - sclerified perivascular sheath continuous

Characters

Bundle sheath extension

Minor vascular bundles

Main rib Hypodermis

Vascular tissue

Fibrous strands 91 - presence of stegmata Aeripherous parenchyma 92 â&#x20AC;&#x201C; absent

Rev. peru. biol. 17(1): 081- 094 (Abril 2010)

Millán & Kahn

Aaa-HUA

Aaa-JAU

Aaa-STA

Aaa-VUL

Ae--CHA

Mm--GYN

Mm--MIN

Mc--PAR

Mc--ROD

Nn--SCI

Nhh-CAR

Nhh-CIL

Nhh-FAR

Nhh-HUI

Nhh-JAV

Nhh-SCO

Nhs-GRA

Nhs-MAC

Nhs-PER

Nhs-URO

Nhu-CHO

Nhu-MUR

Nhu-ULE

ALA

MEX

Appendix 1. (Continuation)

93 - located under the vascular bundles

94 - located in the center of the main rib

95 - rectangular

96 - oval

97 - round in outline

98 – with outer wall thick

99 – with outer wall thin

100 - presence of parenchyma

101 - presence of sclereids

102 - presence of septate fibers

104 - rectangular

105 - oval

106 - round in outline

107 – with outer wall thick

108 – with outer wall thin

Characters

Petiole Epidermal cells

Hypodermis

Fibrous strands 103 - presence of stegmata Sheath Epidermal cells

Hypodermis 109 - with sclereid cells

Rev. peru. biol. 17(1): 081- 094 (Abril 2010)

Rev. peru. biol. 17(1): 095- 0103 (Abril 2010) © Facultad de Ciencias Biológicas UNMSM

Flora y vegetación de suelos crioturbados ISSN 1561-0837

Flora y vegetación de suelos crioturbados y hábitats asociados en la Cordillera Blanca, Ancash, Perú Flora and vegetation of cryoturbed soils and associated habitats in the Cordillera Blanca, Ancash, Peru Asunción Cano1,2, Wilfredo Mendoza1, Susy Castillo1, Marybel Morales1, María. I. La Torre1,3 , Hector Aponte1, Amalia Delgado1, Niels Valencia1,2 y Nanette Vega1 1 Museo de Historia Natural. Universidad Nacional Mayor de San Marcos (UNMSM). Av. Arenales 1256, Jesús María. 2 Instituto de Investigación de Ciencias Biológicas Antonio Raimondi (ICBAR). UNMSM. Email Asunción Cano: acanoe@unmsm.edu.pe, ashuco@yahoo.com 3 Facultad de Ciencias Naturales y Matemática. Universidad Nacional Federico Villarreal.

Publicado impreso: 20/10/2010 Publicado online: 29/09/2010

Resumen Entre los años 2006 y 2008, se llevaron a cabo estudios florístico y de vegetación de los suelos crioturbados y hábitats asociados en cuatro localidades de la Cordillera Blanca (Ancash, Perú) localizadas por encima de los 4500 m. Se realizaron recolectas botánicas además de transectos de intersección-línea, en los cuales se midió el espacio (en cm) ocupado por cada especie. Fueron determinadas 136 especies de plantas vasculares, agrupadas en 65 géneros y 26 familias. Las Magnoliópsida (dicotiledóneas) fueron las más diversas con 97 especies, seguidas de las Liliópsidas (Monocotiledóneas) con 36. La mayor diversidad está concentrada en las familias Asteraceae y Poaceae (40,63%). Los géneros con mayor riqueza de especies fueron Senecio (18) y Calamagrostis (12). Se registraron 76 especies (54,82%) en suelos crioturbados y hábitats asociados; mientras que 60 especies (44,11%) fueron colectadas en la vegetación adyacente. El 95,56% de las especies reportadas fueron hierbas perennes. Se caracterizaron cuatro tipos de comunidades vegetales: a) comunidad de suelos crioturbados propiamente dicha, b) comunidad de suelos crioturbados asociada a pajonal, c) comunidad de suelos crioturbados asociada a roquedal seco y d) comunidad de suelos crioturbados asociadas a roquedal húmedo. Se indícan las especies características de cada comunidad. Palabras claves: flora, suelos crioturbados, Cordillera Blanca, Ancash, Perú.

Abstract Since 2006 to 2008, floristic and vegetational studies on cryoturbed soils and its associated habitats were carried out in four sites above 4500 m, at Cordillera Blanca (Ancash, Peru). Botanical collections and intersection-line transects were made. The space (in cm) occupied by each species were measurement. A total of 136 species, in 65 genera and 26 families, were recorded. Magnoliopsida (Dicots) were the most diverse (97 spp.), followed by the Liliopsida (Monocots) (36 spp.). The highest species richness was found in the Asteraceae and Poaceae families (40,63%). The most diverse genera was Senecio (18) and Calamagrostis (12 ). We registered 76 species (54,82%) in cryoturbed soils and associates habitats, while 60 species (44,11%) were recorded for the adjacent vegetation. From the total, 95,56% of the species were perennials herbs. Four types of plants comunities were characterized: a) community of cryoturbed soil proper, b) community of cryoturbed soil associated with grassland, c) community of cryoturbed soil associated with dry rocky areas, and d) community of cryoturbed soil associated with humid rocky areas. Species associated to each community are given. Keywords: Flora, Cryoturbed soil, Cordillera Blanca, Ancash, Peru.

Introducción La cordillera de los Andes proporciona una gran variedad de hábitats y diversidad biológica al Perú. Entre los ecosistemas andinos de gran interés están la puna y la jalca situados por encima de los 3300 m de altitud (Young et al. 1997) y el páramo, entre los 3800 y los 4000 m (Cabrera 1968, Weberbauer 1945). Suelos crioturbados son aquellos sometidos a una secuencia de hielo y deshielo; fenómeno que ocurre diariamente en la parte alta de los Andes tropicales y que provoca el desplazamiento de partículas, modificando su distribución en las capas del suelo. Esta condición, sumada a las bajas temperaturas, la intensa radiación solar, y otros factores edáficos y climáticos, hacen que la vegetación que colonizan estos suelos sea diferente a la encontrada en hábitats circundantes, principalmente respecto a su diversidad, estructura, fisiología y ecología.

2003, Hodkinson et al. 2003, Epstein et al. 2004). En Sudamérica la información disponible se encuentra principalmente referida a las regiones Antártica y Subantártica (Brancaleoni et al. 2003, Gidekel et al. 2003, Bockheim & Hall 2002). Los Andes son considerados uno de los centros criogénicos más importantes de Sudamérica (Bockheim 2005); a pesar de ello, son escasos los estudios de las comunidades vegetales de estos habitats. Podemos mencionar los de Pavlich y Tovar (1977), que estudiaron la ecomorfología de algunas plantas de la puna, sin hacer énfasis en el tipo de suelos en los que crecían; y recientemente, Tupayachi (2008) que presentó una breve lista de plantas sobre suelos crioturbados, en un estudio sobre la flora de la Cordillera de Vilcanota. El presente trabajo tuvo como objetivo estudiar la flora y vegetación que se desarrolla en los suelos crioturbados de los Andes centrales del Perú, específicamente en el departamento de Ancash.

El calentamiento global está afectando actualmente la capa congelada del suelo (permafrost), lo que repercute en la distribución del carbono en el suelo y sus propiedades físicas y químicas (Tarnocai 2002). Estos procesos están muy relacionados a las poblaciones vegetales que habitan estos ambientes, esperando cambios en su composición, adaptaciones y estrategias biogeográficas.

Area de estudio Durante los años 2006 y 2008 se realizaron recolectas y toma de datos en las siguientes localidades: Punta Olímpica (Asunción), Abra de Cahuish (Recuay), Antamina (Huari) y Abra de Yanashallash (Bolognesi) (Fig. 1, Tabla 1).

Diversos estudios acerca de estos ambientes han sido realizados en la región Ártica (Gough et al. 2000, Cannone & Gerdol

1. La Punta Olímpica, a 4900 m, es el abra situada a mayor altitud en la Cordillera Blanca, por donde atraviesa la carretera

Rev. peru. biol. 17(1): 095- 0103 (April 2010)

Cano et al.

Huaylas con el de Conchucos (con la provincia de Huari en el extremo sur). La zona de estudio se situó entre los 4500 y 4700m. En esta localidad se pudo encontrar pequeñas extensiones de suelos crioturbados, intercalados con pajonal ralo y algunos arbustos de Loricaria, oconales y vegetación de roquedal, la que asciende por lo menos hasta los 4800 m (Fig. 2b).

09° S

o n a é c O

ANCASH Yungay

o c i f í c a P

10° S

3. Antamina. Esta localidad de muestreo se encuentra en la provincia de Huari (distrito de San Marcos), sobre las cumbres cercanas al campamento de la Compañía Minera Antamina S. A. Las recolectas botánicas y los transectos de evaluación se ubicaron por encima de los 4500 m en laderas rocoso-pedregosas; intercalados con suelos crioturbados de regular extensión. Estos suelos están rodeados por un pajonal ralo (Fig. 2c). También hay grandes afloramientos rocosos en la cumbre, donde destaca la presencia de Ranunculus macropetalus DC.

Asunción Carhuaz Huari Huaraz

2 Recuay

4 Bolognesi

4. El Abra Yanashallash, situados entre los distritos de Chiquian y Huallanca, en la provincia de Bolognesi. Los muestreos fueron realizados entre los 4600 y los 4900 m, sobre cumbres, de pendientes moderadas, que presentan las mayores extensiones de suelos crioturbados, intercalados con afloramientos rocosos. Se encuentra un pajonal en la parte inferior y se puede observar plantas aisladas hasta los 4950 m en los intersticios de las rocas (Fig. 2d).

77° W

79° W

Metodos Estudio de la composición florística

Figura 1. Mapa de ubicación de las localidades de estudio. 1. La Punta Olímpica, 2. El Abra de Cahuish, 3. Antamina y 4. El Abra Yanashallash

que une a la provincia de Carhuaz (Callejón de Huaylas) y Asunción (Callejón de Conchucos). El estudio se realizó en la ladera que pertenece al distrito de Chacas (provincia de Asunción). La zona estudiada se encuentra entre los 4800 y 4940 m, caracterizada por un gran macizo rocoso, con grandes rocas sueltas, piedras y pequeñas áreas de suelo crioturbado. La vegetación es muy rala y frecuentemente asociada a vegetación de roquedales, la que asciende hasta los 5000 m. También hay partes muy húmedas, debido al deshielo, con vegetación semejante a la de oconales (Fig. 2a). 2. El Abra de Cahuish, situado en la provincia de Recuay. Se encuentra atravesado por un túnel que comunica el Callejón de

Para la colecta, herborización y manejo posterior de especimenes de plantas vasculares se emplearon técnicas estándares (Bridson & Forman 1992). Para determinar la diversidad total se realizó una búsqueda completa en el área de muestreo. La determinación taxonómica de los taxa (familias, géneros y especies) se realizó mediante claves y descripciones disponibles en la literatura botánica, teniendo como base el trabajo de Macbride et al. (1936 y siguientes). También se realizaron consultas en las colecciones del Herbario San Marcos (USM) del Museo de Historia Natural y de otros herbarios nacionales, asi como se recurrió a diversos especialistas en los diferentes taxa. Estudio de Comunidades Vegetales Se realizaron un total de 15 transectos lineales de 50 metros, los cuales fueron ubicados de forma sistemática en las diferentes comunidades de plantas sobre suelos crioturbados. En cada transecto se utilizó el método de intersección - línea, en el cual se registró el espacio (en centímetros) que ocupa una especie determinada en el transecto (Matteucci & Colma 1982). En los casos en que fue imposible determinar las especies de pastos por la ausencia de floración o por que se encontraban muy mezclados, este conjunto fue registrado como "gramíneas”. Los musgos no fueron determinados, sin embargo, fueron registrados en los transectos como "musgos".

Tabla 1. Localidades de estudio, indicando fecha, transectos, rango altitudinal y coordenadas (UTM). Fechas

Provincia

Localidad

Mayo 2006 Noviembre 2006 Noviembre 2006 Mayo 2008 Mayo 2008

Huari Recuay Asunción Recuay Bolognesi

Antamina, Abra de Cahuish Punta Olímpica Abra de Cahuish Abra Yanashallash

Mayo 2008

Asunción

Punta Olímpica

Transectos

Altitud (m)

1, 2, 3 4, 5, 6 7 8, 9, 10 11, 12, 13, 14

4699 - 4761 4524 - 4712 4800 - 4940 4585 - 4658 4694 - 4867

277520, 8940386, 277317, 8936530 252817, 8928544, 252919, 8928758 223917, 8989254 252439, 8929656, 252632, 8928960 272175, 8909398, 269330, 8911400

Coordenadas UTM

4800 - 4899

224033, 8989170 Rev. peru. biol. 17(1): 095- 0103 (Abril 2010)

Flora y vegetación de suelos crioturbados

Análisis de datos

Se registraron un total de 136 especies de plantas vasculares que crecen en zonas de alta montaña, sobre suelos crioturbados y vegetación asociada (circundante); agrupadas en 65 géneros y 26 familias. Tabla 2 y 3. Los pteridófitos están representados solamente por dos especies en igual número de géneros y familias. Para las gimnospermas, únicamente registramos a Ephedra rupestris Benth. Las magnoliopsidas (dicotiledóneas) fueron el

Pteridófitos

Especies

Resultados Diversidad florística

Géneros

Tabla 2. Resumen de la diversidad de familias, géneros y especies registradas para los diferentes grupos de plantas vasculares en suelos crioturbados y hábitats asociados en la Cordillera Blanca, Ancash, Perú. Familias

Los datos fueron colocados en una matriz transecto/especie y analizados mediante un Análisis de Correspondencia (CA). Asimismo se determinó el valor de dominancia y cobertura en cada transecto. Para ello se utilizó el software PAST 1.89 (Hammer et al. 2001).

Gimnospermas

Magnoliopsidas (dicotiledóneas)

Liliopsidas (monocotiledóneas)

Total

136

Tabla 3. Familias y especies registradas (en orden alfabético) en el estudio, indicando además la forma de crecimiento, presencia en suelos crioturbados (C) y las registradas en la vegetación asociada, Pa: páramo, Ro: roquedal, RoHu: Roquedal húmedo Familia

Especie

Forma de crecimiento

Especies en suelos crioturbados

Alstroemeriaceae Apiaceae Apiaceae Apiaceae Asteraceae Asteraceae Asteraceae Asteraceae Asteraceae Asteraceae Asteraceae Asteraceae Asteraceae Asteraceae Asteraceae Asteraceae Asteraceae Asteraceae Asteraceae Asteraceae Asteraceae Asteraceae Asteraceae Asteraceae Asteraceae Asteraceae Asteraceae Asteraceae Asteraceae Asteraceae Asteraceae Asteraceae Asteraceae Asteraceae Asteraceae Asteraceae Asteraceae Asteraceae Asteraceae Asteraceae Asteraceae Asteraceae Asteraceae Asteraceae Boraginaceae Brassicaceae Brassicaceae Brassicaceae Brassicaceae Brassicaceae Brassicaceae Brassicaceae Brassicaceae

Bomarea dulcis (Hook.) Beauverd Azorella multifida (Ruiz & Pav.) Pers. Niphogeton scabra (H. Wolff) J.F. Macbr. Oreomyrrhis andicola (Kunth) Endl. ex Hook. f. Baccharis caespitosa (Ruiz & Pav.) Pers. Belloa longifolia (Cuatrec. & Aristeg.) Sagást. & M.O. Dillon Chaetanthera cochlearifolia (A. Gray) B.L. Rob. Chaetanthera stuebelii Hieron. Chersodoma antennaria (Wedd.) Cabrera Chersodoma deltoidea M.O. Dillon & Sagást. Chersodoma ovopedata (Cuatrec.) Cuatrec. Erigeron sp.1 Loricaria ferruginea (Ruiz & Pav.) Wedd. Lucilia kunthiana (DC.) Zardini Misbrookea strigosissima (A. Gray) V.A. Funk Mniodes pulvinata Cuatrec. Novenia acaulis (Benth. & Hook. f. ex B.D. Jacks.) S.E. Freire & F.H. Hellw. Oritrophium hieracioides (Wedd.) Cuatrec. Oritrophium sp.1 Perezia coerulescens Wedd. Senecio adenophyllus Meyen & Walp. Senecio bolivarianus Cuatrec. Senecio calvus Cuatrec. Senecio campanellifer Cuatrec. Senecio canescens (Bonpl.) Cuatrec. Senecio comosus Sch. Bip. Senecio danai A. Gray Senecio evacoides Sch. Bip. Senecio expansus Wedd. Senecio hypsiandinus Cuatrec. Senecio nivalis (Kunth) Cuatrec. Senecio nutans Sch. Bip. Senecio rufescens DC. Senecio sanmarcosensis H. Beltrán Senecio scrobicarioides DC. Senecio serratifolius (Meyen & Walp.) Cuatrec. Senecio sp.1 Senecio sublutescens Cuatrec. Werneria aretioides Wedd. Werneria nubigena Kunth Werneria pumila Kunth Werneria pygmaea Gillies ex Hook. & Arn. Xenophyllum dactylophyllum (Sch. Bip.) V.A. Funk Xenophyllum decorum (S.F. Blake) V.A. Funk Hackelia sp.1 Brayopsis alpaminae Gilg & Muschl. Brayopsis calycina (Desv.) Gilg & Muschl. Brayopsis sp.1 Catadysia rosulans O.E. Schulz Descurainia athroocarpa (A. Gray) O. E. Schulz Draba argentea O.E. Schulz Draba brackenridgei A. Gray Draba cryptantha Hook. f.

Hierba Hierba Hierba Hierba Subarbusto Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Arbusto Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Subarbusto Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Subarbusto Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba

C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C

Rev. peru. biol. 17(1): 095- 0103 (April 2010)

Especies en vegetación asociada Pa, Ro Pa, RoHu Pa Ro Pa Pa Ro Ro Pa, Ro Pa, RoHu RoHu Ro Pa, RoHu Pa, RoHu RoHu Ro Pa Ro RoHu Pa Ro Ro Ro Ro Pa, Ro Ro Ro Pa Ro Ro Ro Ro Ro Pa RoHu RoHu RoHu Ro, RoHu Ro Pa , RoHu Pa RoHu RoHu Ro Pa Pa Ro Ro Ro Ro Ro Continua...

Cano et al. Tabla 3. Brassicaceae Brassicaceae Brassicaceae Brassicaceae Brassicaceae Brassicaceae Brassicaceae Bromeliaceae Campanulaceae Caryophyllaceae Caryophyllaceae Caryophyllaceae Caryophyllaceae Caryophyllaceae Caryophyllaceae Caryophyllaceae Ephedraceae Ericaceae Fabaceae Fabaceae Gentianaceae Gentianaceae Gentianaceae Geraniaceae Grammitidaceae Juncaceae Juncaceae Juncaceae Malvaceae Malvaceae Malvaceae Malvaceae Orobanchaceae Orobanchaceae Orobanchaceae Orobanchaceae Poaceae Poaceae Poaceae Poaceae Poaceae Poaceae Poaceae Poaceae Poaceae Poaceae Poaceae Poaceae Poaceae Poaceae Poaceae Poaceae Poaceae Poaceae Poaceae Poaceae Poaceae Poaceae Poaceae Poaceae Poaceae Poaceae Poaceae Poaceae Poaceae Poaceae Poaceae Portulacaceae Pteridaceae Ranunculaceae Ranunculaceae Rosaceae Rosaceae Rubiaceae Saxifragaceae Scrophulariaceae Valerianaceae Valerianaceae Valerianaceae Valerianaceae Valerianaceae Valerianaceae Valerianaceae

Draba ochropetala O.E. Schulz Draba sp. 1 Draba sp. 2 Draba sp. 3 Englerocharis peruviana Muschl. Weberbauera sp. Weberbauera spathulifolia (A. Gray) O.E. Schulz Puya sp. Lysipomia sphagnophila Griseb. ex Wedd. Arenaria boliviana R.O. Williams Paronychia weberbaueri Chaudhri Plettkea cryptantha Mattf. Pycnophyllum aschersonianum Muschl. Pycnophyllum glomeratum Mattf. Pycnophyllum molle Remy Silene thysanodes Fenzl Ephedra rupestris Benth. Vaccinium floribundum Kunth Astragalus micranthellus Wedd. Astragalus uniflorus DC. Gentianella dombeyana (Wedd.) Zaruchhi Gentianella thyrsoidea (Hook.) Fabris Gentianella weberbaueri (Gilg) Fabris Geranium jaekelae J.F. Macbr. Melpomene flabelliformis (Poir.) A.R. Sm. & R.C. Moran Distichia muscoides Nees & Meyen Luzula chilensis Nees & Meyen ex Kunth Luzula racemosa Desv. Nototriche antoniana M. Chanco Nototriche artemisioides Hill Nototriche coccinea Hill. Nototriche pinnata (Cav.) Hill Bartsia adenophylla Molau Bartsia diffusa Benth. Bartsia elachophylla Diels Bartsia patens Benth. Agrostis breviculmis Hitchc. Agrostis tolucensis Kunth Anatherostipa hans-meyeri (Pilg.) Peñailillo Bromus lanatus Kunth Calamagrostis chrysantha (J. Presl) Steud Calamagrostis eminens (J. Presl) Steud. Calamagrostis fuscata (J. Presl) Steud. Calamagrostis macrophylla (Pilg.) Pilg. Calamagrostis minima (Pilg.) Tovar Calamagrostis nitidula Pilg. Calamagrostis ovata (J. Presl) Steud. Calamagrostis pungens Tovar Calamagrostis rauhii Tovar Calamagrostis recta (Kunth) Trin. ex Steud. Calamagrostis rigida (Kunth) Trin. ex Steud. Calamagrostis tarmensis Pilg. Dielsiochloa floribunda (Pilg.) Pilg. Dissanthelium macusaniense (E.H.L. Krause) R.C. Foster & L.B. Sm. Dissanthelium peruvianum (Nees & Meyen) Pilg. Festuca dolichophylla J. L. Presl. Festuca rigidifolia Tovar Festuca subulifolia Benth. Festuca weberbaueri Pilg. Muhlenbergia peruviana (P. Beauv.) Steud. Nassella brachyphylla (Hitchc.) Barkworth Poa brevis Hitchc. Poa gilgiana Pilg. Poa humillima Pilg. Poa pratensis L. Poa spicigera Tovar Trisetum spicatum K. Richt. Calandrinia acaulis Kunth Eriosorus sp. Krapfia sp.1 Ranunculus macropetalus DC. Lachemilla frigida (Wedd.) Rothm. Lachemilla pinnata (Ruiz & Pav.) Rothm. Galium corymbosum Ruiz & Pav. Saxifraga magellanica Poir. Ourisia muscosa Benth. Phyllactis rigida (Ruiz & Pav.) Pers. Stangea henrici Graebn. Valeriana globularis A. Gray Valeriana nivalis Wedd. Valeriana sp. 1 Valeriana sp. 2 Valeriana weberbaueri Graebn.

Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Subarbusto Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Subarbusto Arbusto Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba Hierba

C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C

Pa Ro Ro Ro Ro Ro Pa, Ro Ro RoHu RoHu Ro Ro Ro Ro Pa , Ro Ro Ro Ro Pa Pa Pa Pa RoHu Pa Ro RoHu Ro Pa, RoHu Ro Ro Pa, Ro Ro Ro Ro Ro Pa Pa, RoHu Pa Pa Pa, RoHu Pa Pa Pa Pa Pa Pa Pa Pa, RoHu Pa Pa, RoHu Pa Ro Pa Pa Pa Pa Pa Pa Pa Pa Pa Pa Pa Pa Pa Pa Pa Ro Ro Ro Pa Pa Pa RoHu RoHu Pa Ro Ro Ro Ro Ro

Rev. peru. biol. 17(1): 095- 0103 (Abril 2010)

Flora y vegetación de suelos crioturbados Tabla 4. Familias con mayor número de géneros y especies en suelos crioturbados y hábitats asociados en la Cordillera Blanca, Ancash, Perú. Familia Asteraceae Poaceae Brassicaceae Caryophyllaceae Valerianaceae Malvaceae Orobanchaceae Apiaceae Juncaceae Gentianaceae Total

Géneros

Especies

15 11 6 5 3 1 1 3 2 1 48

40 31 15 7 7 4 4 3 3 3 117

grupo con mayor riqueza, con 97 especies, distribuidas en 47 géneros y 19 familias. Las familias mas diversas son Asteraceae (15 géneros/ 40 especies), Brassicaceae (6/15) y Caryophyllaceae (5/7). Tabla 4. El género que tiene un mayor número de especies fue Senecio (Asteraceae) con 18 especies. Tabla 5. Para las liliopsidas (monocotiledóneas) registramos 36 especies, en 15 géneros y 4 familias, correspondiendo la mayoría de ellas a las Poaceae (11/31). Los géneros más diversos en esta familia fueron Calamagrostis (12), Poa (5) y Festuca (4) (Tabla 5). Las diez familias con tres o más especies albergaron el 73,84% al

Tabla 5. Géneros con mayor número de especies en la Cordillera Blanca, Ancash, Perú. Géneros Senecio Calamagrostis Draba Poa Valeriana Bartsia Festuca Werneria Brayopsis Chersodoma Gentianella Pycnophyllum Total

Especies 18 12 7 5 5 4 4 4 3 3 3 3 71

nivel de géneros y el 86,03% en especies. Las familias Asteraceae y Poaceae, en conjunto, representaron el 40,63% (26) del total de géneros reportados y el 52,59% (71) de las especies (Tabla 3). Los 12 géneros con tres o más especies representan en 52,59% del total reportado en este estudio (Tabla 5). De las 136 especie registradas, 76 (56,29%) están presentes en los suelos crioturbados y muchos de ellos también en la vegetación asociada. Pero solamente cuatro especies (5,26%) han sido registradas solamente sobre suelos crioturbados. Estas especies son: Stangea henrici Graebn., Xenophyllum decorum (S.F.

Figura 2. Localidades de estudio: a) Punta Olímpica (Chacas - Asunción), b) Abra de Cahuish (Recuay), c) Antamina (San Marcos – Huari) y d) Abra de Yanashallash (Bolognesi). Rev. peru. biol. 17(1): 095- 0103 (April 2010)

Cano et al.

Figura 3. Especies propias de suelos crioturbados: a) Stangea henrici (Valerianaceae), b) Xenophyllum decorum (Asteraceae), c) X. dactyllophyllum y d) Nototriche antonina (Malvaceae).

Blake) V.A. Funk, Nototriche antoniana M. Chanco, y Brayopsis sp. (Figs. 3a, 3b y 3d). Una especie que estuvo muy bien representada en este tipo de suelos fue Xenophyllum dactylophyllum (Sch. Bip.) V.A. Funk (Fig. 3c), aunque también fue observada en roquedales. Las restantes 60 (44,11%) especies fueron registradas en la vegetación asociada. La vegetación de los roquedales tuvo la mayor diversidad con 55 especies, seguidas por el pajonal con 47 (Tabla 3). En lo que se refiere a las formas de crecimiento, el 95,56% de las especies registradas fueron hierbas perennes, el 3,70% fueron subarbustos y 1,48% arbustos (S) (Tabla 3). Comunidades Vegetales El análisis de comunidades (Tabla 6) muestra que la cantidad de taxones, la dominancia y la cobertura en cada transecto fueron variables; registrándose hasta 16 taxones por transecto, siendo el transecto 3 (Antamina) el que presentó mayor diversidad. Un

100

Tabla 6. Número de taxones, cobertura y dominancia en los 15 transectos analizados sobre comunidades vegetales de suelos crioturbados. Transecto

Taxones

%Cobertura

Dominancia

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15

14 12 16 5 3 4 1 11 6 5 6 6 3 5 12

61,26 62,42 18,74 6,44 5,82 4,04 8,8 24,62 7,98 4,34 4,94 5,88 4,68 4,84 10,26

0,66 0,57 0,22 0,38 0,60 0,42 1,00 0,21 0,45 0,34 0,24 0,39 0,82 0,73 0,21

Promedio

7,27

15,67

0,48

Rev. peru. biol. 17(1): 095- 0103 (Abril 2010)

Flora y vegetación de suelos crioturbados

transecto registró 60 especies lo que representa el 44,12% del total de especies. En su mayoría los transectos muestran baja dominancia (promedio de dominancia 0,48), siendo pocos los transectos de alta dominancia (transectos 7, 13 y 14). La cobertura fue igualmente un parámetro variable, en cada transecto siendo en promedio 15,67% de cobertura para los transectos analizados y llegando a un máximo de 62,42% de cobertura para el transecto 2 (Antamina).

ocupa las mayores extensiones en el Abra de Yanashallash. (Fig. 2d y Fig. 4).

El resultado obtenido a partir del análisis de correspondencia y las observaciones de campo podemos diferenciar cuatro tipos de comunidades (Fig. 2):

b. Comunidad de crioturbados asociada al pajonal: Esta comunidad se caracteriza por presentar áreas de pajonal de puna y zonas descubiertas (suelos crioturbados), donde la crioturbación se hace más evidente. Las especies más frecuente de esta comunidad son: Calamagrostis pungens Tovar, C. tarmensis Pilger, Festuca dolichophylla J. L. Presl, Gentianella dombeyana (Wedd.) Zaruchhi, Perezia coerulescens Wedd., Pletckea cryptantha Mattf. y Senecio rufescens DC. Esta comunidad está presente en la localidad de Antamina (transectos 1 y 2). (Fig. 2c y Fig. 4).

a. Comunidad de crioturbados propiamente dicha: Esta comunidad se caracteriza por encontrase en suelos crioturbados con escasa cobertura vegetal y presentar especies de porte bajo (postradas). Esta compuesta principalmente por especies como Calamagrostis nitidula Pilg., Nototriche antoniana M. Chanco, Poa brevis Hitchc. y Stangea henrici Graebn. Entre las principales especies acompañantes se tiene a Calamagrostis chrysantha (J. Presl) Steud., Descurrainia athroocarpa (A. Gray) O. E. Schulz, Dielsiochloa floribunda (Pilg.) Pilg., Senecio evacoides Sch. Bip., y Senecio rufescens DC. Esta comunidad es la más común y

c. Comunidad de crioturbados asociada a roquedal: Esta es una comunidad que se caracteriza por presentar áreas de suelos crioturbados asociados a suelos rocosos. Las principales especies registradas en esta comunidad son: Baccharis caespitosa (Ruiz & Pav.) Pers., Dielsochloa floribunda (Pilg.) Pilg., Draba argentea O.E. Schulz, Ephedra rupestris Benth., Niphogeton scabra (H. Wolff) J.F. Macbr., Paronychia Weberbaueri Chaudhri, Senecio nivalis (Kunth) Cuatrec., S. nutans Sch. Bip. y Xenophyllum decorum (S.F. Blake) V.A. Funk. Esta comunidad ha sido registrada en la localidad de Antamina (transecto 3). (Fig. 2c y Fig. 4).

0,8 0,4 0 -0,4 -0,8

SM PAJ 1 2 GD CP VS1, PC, PCY, DO, CT, BY1

DR, ES1, FD, HS1

SCR 4 7 CHO SS 15 XD GW LK AB 5 WN CRI SS1

AT CR CHD 9 LF 8 LR CC

OS1 BL AM2

SR WP DA

SE PW

-1,2

TS DCR

-1,6

11 PB CN AU

-2 -2,4

-2,8 -0,9

-0,6

-0,3

0,3

AM1 BC BRL CM CHA DAR ER SNU ST XDE

0,6

0,9

1,2

1,5

Figura 4. Resultados del análisis de correspondencia utilizando los transectos realizados en las diferentes localidades de estudio. Se aprecian los ejes 1 y 2 por contener la mayor variabilidad. Los números de 1 al 14 corresponden a los transectos realizados en las diferentes localidades. Se aprecian la comunidad de crioturbados asociada al pajonal (rectángulo), comunidad de crioturbados asociado a roquedal (círculo), comunidad de crioturbados propiamente dicha (paralelogramo) y la comunidad de crioturbados asociado a roquedal húmedo (triángulo). Las especies relacionadas a cada transecto están codificadas de la siguiente forma: AT= Agrostis tolucensis; AB=Arenaria boliviana; AM1=Astragalus micranthellus; AU=Astragalus uniflorus; AM2=Azorella multifida; BC=Baccharis caespitosa; BD=Bartsia difussa; BL=Belloa longifolia; BY1=Brayopsis sp.1; BRL=Bromus lanatus; CC=Calamagrostis chrysantha; CM=Calamagrostis macrophylla; CN=Calamagrostis nitidula; CP=Calamagrostis pungens; CR=Calamagrostis rauhii; CRI=Calamagrostis rigida; CT=Calamagrostis tarmensis; CHA=Chersodoma antenaria; CHD=Chersodoma deltoidea; CHO=Chersodoma ovopedata; DA=Descurainia athroocarpa; DF=Delsiochloa floribunda; DAR=Draba argéntea; DCR=Draba cryptantha; DO=Draba ochropetala; DR=Draba sp.1; ER=Ephedra rupestris; ES1=Erigeron sp.1; FD=Festuca dolichophylla; GD=Gentianella dombeyana; GW=Gentianella weberbaueri; HS1=Hackelia sp1; LF=Loricaria ferruginea; LK=Lucilia kunthiana; LR=Luzula racemosa; NS=Niphogeton scabra; NA=Nototriche antoniana; OS1=Oritrophium sp1; PW=Paronichia weberbaueri; PC=Perezia coerulescens; PCY=Plettkea cryptantha; PB=Poa brebis; SM=Saxifraga magellanica; SE=Senecio evacoides; SN=Senecio nivalis; SNU=Senecio nutans; SR=Senecio rufescens; SCR=Senecio scrobicarioides; SS1=Senecio sp.1; SS=Senecio sublutescens; ST=Silene thysanodes; SH=Stangea henrici; TS=Trisetum spicatum; VS1=Valeriana sp.1; WN=Werneria nubigena; WP=Weneria pumilla; XD=Xenophyllum dactylophyllum; XD=Xenophyllum decorum. Rev. peru. biol. 17(1): 095- 0103 (April 2010)

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d. Comunidad de crioturbados asociada a roquedal húmedo: Esta comunidad se caracteriza porque los suelos crioturbados alternan o son contiguos a zonas rocosas de mayor humedad, debido al deshielo y las filtraciones. En los roquedales húmedos, debido a la presencia constante de agua, se forma una vegetación a manera de un “micro-oconal”. En esta comunidad las especies más frecuentes son: Agrostis toluscensis Kunth, Calamagrostis chrysantha (J. Presl) Steud, C. rauhii Tovar, C. rigida (Kunth) Trin. ex Steud., Chersodoma deltoidea M.O. Dillon & Sagást., Ch. ovopedata (Cuatrec.) Cuatrec., Dielsochloa floribunda (Pilg.) Pilg., Gentianella weberbaueri (Gilg) Fabris, Luzula racemosa Desv., Senecio rufescens DC., S. sublutescens Cuatrec. y Xenophyllum dactylophyllum (Sch. Bip.) V.A. Funk. Esta comunidad ha sido reportada para las localidades de Punta Olímpica y Abra de Cahuish (Figs. 2A, 2B, y Fig. 4). Discusión y conclusiones El presente estudio reporta un total de 136 especies de plantas vasculares, creciendo en suelos crioturbados y vegetación asociada, en altitudes por encima de los 4500 m. Siendo aun escasos los estudios, en el Perú, que aborden en forma particular la flora y vegetación de las altas cumbres, consideramos que los resultados son un aporte importante y referente para otros estudios. Particularmente en el caso de la vegetación en suelos crioturbados, nuestro estudio es prácticamente es el pionero a nivel de país, ya que no solo hemos evaluado la composición florística, sino que se ha caracterizado la vegetación mediante un análisis cuantitativo. Reportamos 76 especies de plantas vasculares que crecen en suelos crioturbados; de las cuales solo cuatro especies se pueden considerar propias o exclusivas de este hábitat; las demás especies (72) ocurren en uno o más tipos de la vegetación asociada. El número de especies registradas en el presente trabajo en suelos crioturbados en la Cordillera Blanca (Ancash) es bastante mayor a las 18 especies reportadas por Tupayachi (2005) para la Cordillera de Vilcanota (Cusco), para este mismo hábitat. La diferencia encontrada entre ambas localidades pueden deberse a varios factores, entre los que se puede señalar la distribución latitudinal de las especies, el factor geológico y el diseño del estudio. Ambas floras comparten siete especies: Ephedra rupestris, Xenophyllum dactylophyllum, Senecio canescens, Draba cryptantha, Calamagrostis ovata, Saxifraga magellanica y Valeriana nivalis. Pero entre estas especies compartidas no se encuentra a ninguna de las cuatro especies que reportamos como exclusivas de suelos crioturbados. También nuestros resultados confirman un patrón biogeográfico para la flora altoandina, como es la importancia de algunas familias. Gentry (1993) mencionó que las Asteraceae (20%) y Poaceae (7 − 14%) son la familias dominantes y más especiosas sobre el límite superior de los bosques; así mismo señaló que más de la mitad de las especies de las floras altoandinas perteneden a las 10 familias más ricas en especies. En este estudio reportamos la presencia de 40 especies de Asteraceae y 31 de Poaceae, que representan el 29,42% y 22,79%, respectivamente; además entre ambas familias representan el 52,59% del total reportado. Así mismo las 10 familias más especiosas en nuestro estudio, presentan el 86,03% del total de las especies. Respecto a la vegetación, con los resultados obtenidos, ha sido posible apreciar la variabilidad de las comunidades de acuerdo a la zona de colecta y a las características del área. De las cuatro localidades estudiadas, se han logrado identificar cuatro comuni-

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dades distintas, siendo el Abra de Cahuish y Punta Olímpica las localidades que presentaron mayor similitud en la composición de especies de los transectos. Se trata de comunidades que en su mayoría ocupan áreas reducidas, por la difíciles condiciones topográficas. El muestreo en más localidades permitirá conocer mejor la estructura de las comunidades en suelos crioturbados. Con el estudio de transectos podemos confirmar algunas de las características fisionómicas que poseen las comunidades en suelos crioturbados. Tanto la cobertura como el número de especies son bajas en las comunidades de suelos crioturbados propiamente dichos, y aumentan de forma significativa en los transectos cercanos al pajonal, roquedal y roquedal húmedo. Los recientes cambios climáticos podrían ocasionar la pérdida del ciclo hielo – deshielo, lo cual afectaría el ciclo de nutrientes. Algunos estudios muestran que este tipo de cambios en el ciclo de nutrientes favorece la presencia de algunas especies, teniendo consecuencias sobre la estructura de las comunidades de estas zonas. Es así que, la dinámica de estas comunidades se convierte en un indicador potencial de cambios ambientales (Kelley & Epstein, 2009) y son un factor a considerar en futuros estudios en zonas altoandinas. Concluimos que la vegetación sobre suelos crioturbados presenta una diversidad, dominancia y cobertura baja, con solamente cuatro especies que consideramos exclusivas este tipo de hábitats, las demás especies son propias de la vegetación asociada al pajonal, roquedal y roquedal húmedo Agradecimientos Expresamos nuestro reconociendo al Vicerrectorado de Investigación de la Universidad Nacional Mayor de San Marcos por el apoyo económico a través de los Estudios de Investigación 061001011 y 081001161. También expresamos nuestra sincera gratitud a nuestro colega José Roque por la preparación del mapa de la zona de estudio y las figuras; a Mónica Arakaki, Blanca León y Kenneth R. Young por la revisión del manuscrito y sus valiosas sugerencias al mismo. Literatura citada Bockheim, J. G. & K. J. Hall. 2002. Permafrost, active-layer dynamics and periglacial environments of continental Antarctica. South African Journal of Science 98, January/ February 2002. pp:82-90 Bockheim, J. G. 2005. Final Report, International Workshop on Antarctic Permafrost and Soils. November 14-18, 2004, University of Wisconsin, Madison, WI. Office of Polar Programs, Antarctic Section. National Science Foundation. Brancaleoni, L., J. Strelin & R. Gerdol. 2003. Relationships between geomorphology and vegetation patterns in subantartic Andean tundra of Tierra del Fuego. Polar Biology 26: 404-410. Bridson, D. & L. Forman. 1992. Herbarium Handbook. Royal Botanical Gardens, Kew. p 303. Cabrera, A. L. 1968. Ecología vegetal de la puna. In Troll, C. (ed.), Geo-Ecology of the mountainous region of the tropical Andes. Colloquium Geographicum 9, Bonn. Pp. 91-116. Cannone, N. & R. Gerdol. 2003. Vegetation as an ecological indicator of surface inestability in rock glaciers. Artic, Antartic, and Alpine Research, 35(3): 384-390. Epstein, H. E., J. Beringer, W. A. Gould, A. H. Lloyd, c. D. Thompson, F. S. Chapin III, G. J. Michaelson, C. L. Ping, T. S. Rupp & D. A. Walker. 2004. The nature of spatial transitions in The Artic. Journal of Biogeography 31: 1917-1933. Rev. peru. biol. 17(1): 095- 0103 (Abril 2010)

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Cano et al.

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Flora vascular y vegetación del humedal de Santa Rosa ISSN 1561-0837

Flora vascular y vegetación del humedal de Santa Rosa (Chancay, Lima) Vascular flora and vegetation of Santa Rosa wetland (Chancay, Lima) Damaso W. Ramirez1, Hector Aponte1 y Asuncion Cano1, 2 1 Museo de Historia Natural – Laboratorio de Florística. Universidad Nacional Mayor de San Marcos. Av. Arenales 1256 Jesús María. LimaPerú. Email Damaso Ramirez: wilsonxviii@Gmail.com 2 Instituto de Investigación de Ciencias Biológicas Antonio Raimondi (ICBAR), Facultad de Ciencias Biologicas, Universidad Nacional Mayor de San Marcos.

Publicado impreso: 20/10/2010 Publicado online: 29/09/2010

Resumen El presente trabajo muestra los resultados de un estudio de la flora y vegetación del humedal de Santa Rosa (Chancay, Lima) realizado entre los años 2007 y 2009. La flora vascular estuvo conformada por 66 especies agrupadas en 57 géneros y 26 familias. Las Poaceae (16), Cyperaceae (6) y Asteraceae (6) fueron las familias más diversas y constituyeron el 42% de la flora total. En comparación con los principales humedales de Lima, Santa Rosa presenta un mayor número de especies (Pantanos de Villa (65), Paraíso (26) y Medio Mundo (16)). El análisis de similitud florística muestra que Santa Rosa es más semejante a Los Pantanos de Villa (Lima). El Análisis de Correspondencia (AC) determinó tres comunidades vegetales predominantes: a) Comunidad de acuáticas flotantes, b) Totoral y asociadas y c) Vega Mixta. Se considera que los cambios en la estructura de las comunidades vegetales y el número de especies introducidas son indicadores del impacto antrópico al que está sometido este ecosistema. Se identifican las fuentes de impacto humano y se considera a la agricultura como la principal amenaza del humedal. Palabras clave: Acuáticas, Antropización, desierto costero, Agricultura, Perú.

Abstract The present work shows the results of flora and vegetation study made between 2007 and 2009 on Santa Rosa wetland (Chancay - Lima). The vascular flora was composed for 66 species, grouped on 57 genus and 26 families. The Poaceae (16), Cyperaceae (6) and Asteraceae (6) are the more diverse families and represent the 42% of the flora. A comparison between the principal wetlands of Lima shows that Santa Rosa has more plant species (Pantanos de Villa (65), Paraíso (26) and Medio Mundo (16)). The analysis of floristic similarity between those localities shows that Santa Rosa is more similar to Pantanos de Villa (Lima) than the other localities. Using a Correspondence Analysis (CA), it was possible to recognize just three kinds of plant communities: a) Floating aquatic plants community, b) Totoral with associated species and c) Mixed Vega. It is considered that the changes on the plant community structure and the quantity of invasive species are indicators of the anthropic impact on the area. Human impact sources were identified and agriculture is considered the most important menace of this ecosystem. Keywords: Aquatics, anthropization, coastal desert, agriculture, Peru.

Introducción Los humedales son ecosistemas en constante relación con masas de agua donde se encuentran plantas adaptadas a estas condiciones (Mitsch & Gosselink 1993). Estos ecosistemas son considerados entre los más importantes del mundo por las funciones medio ambientales que realizan, como controlar los cursos de las corrientes de agua, participar en la regulación del carbono global, proporcionar hábitat a centenares de especies animales y vegetales, y poseer un importante valor cultural y recreacional (Clarkson et al. 2004). Comprender cómo estos ecosistemas han evolucionado frente al impacto humano ha sido objeto de múltiples investigaciones (Young 1998, USDA 2000, Christophenson 1994, Clarkson et al. 2004, Cooke et al. 1990). Los humedales de Lima son parte de un corredor biológico a lo largo del desierto costero del Perú. La mayor parte de estos ambientes tienen recursos que son explotados, como por ejemplo el junco Schoenoplectus americanus que es utilizado para la fabricación de diversas artesanías (León & Young 1996, León et al. 1998). La coexistencia de los humedales con las poblaciones humanas ocasionan su deterioro, tanto por las actividades que se realizan en ellos como por la contaminación (vertimiento de efluentes domésticos, depósitos de basura) (Young 1998). Varias investigaciones acerca de estos ecosistemas costeros han sido realizados (Cano et al. 1998, León et al. 1995, León et al. 1997, Montoya 1998, Arana & Salinas 2003), sin embargo, estudios de las comunidades vegetales y del estado de conservación en los humedales no protegidos son escasos. El presente trabajo estudia la flora y la composición de las comunidades vegetales del humedal de Santa Rosa, uno de los humedales no protegidos, ubicado al norte de la ciudad de Lima. Rev. peru. biol. 17(1): 105- 110 (Abril 2010)

Área de estudio El humedal de Santa Rosa (11º36’01,4”S – 77º15’54,0”W) se encuentra al norte de la ciudad de Lima, Provincia de Huaral, distrito de Chancay (Fig. 1); tiene un área aproximada de 32 hectáreas, con un cuerpo de agua en la zona central, una pe-

Supe

Medio mundo 11°S Huacho

Paraiso

Chancay

Área de estudio

12°S

Océano Pacífico

Santa Rosa

Callao

Pantanos de Villa

78°W

77°W

Figura 1. Mapa del área de estudio, Humedal de Santa Rosa. Se indica la ubicación de los humedales costeros de Paraíso, Medio Mundo, Pantanos de Villa y Santa Rosa.

105

Ramirez et al.

queña laguna al lado oeste y un canal principal que lo abastece de agua, proveniente del rió Chancay. El humedal se encuentra rodeado por varias fuentes de impacto antropogénico. Al sur (Peralvillo y Salinas Alta) se encuentran campos de cultivo de algodón, camote, fresas y zapallo. Al oeste podemos encontrar botaderos de basura y criaderos de cerdos. Al este y norte se encuentran la zona urbana de Santa Rosa. La zona este del humedal es utilizada frecuentemente como área de pastoreo ovino y vacuno. Materiales y métodos Estudio de la flora del humedal Entre marzo del 2007 y enero del 2009, fueron realizadas colectas en los diferentes hábitats del humedal utilizando técnicas estandarizadas (Bridson & Forman 1992). Se registró la forma de crecimiento (Wittaker 1975). Las determinaciones taxonómicas fueron realizadas en el Laboratorio de Florística del Museo de Historia Natural de la Universidad Nacional Mayor de San Marcos, empleando claves y descripciones publicadas en literatura especializada (Sagastegui 1973, León 1993, Tovar 1993), además de consultas a especialistas. Las muestras fueron contrastadas con especímenes depositados en el Herbario San Marcos (USM). Se consideró como especies introducidas a todas aquellas provenientes de otros habitas que no estén naturalizadas, e invasoras a los provenientes de los campos de cultivos. Los ejemplares colectados fueron depositados en el Herbario San Marcos (USM). Estudio de las comunidades vegetales del humedal Con la finalidad de determinar la composición y dominancia de las distintas comunidades vegetales del humedal, se realizaron un total de 15 transectos en enero del 2009. Los transectos se ubicaron de forma sistemática sobre las comunidades vegetales del humedal, identificadas por su fisonomía (Cano et al. 1998). En cada transecto se aplicó el método de intersección de puntos modificado (BOLFOR et al. 2000); que caracteriza la vegetación a partir de mediciones de cobertura y es adecuado para comunidades vegetales donde es difícil discriminar individuos (hierbas, pastizales, bofedales, césped de puna). Cada transecto tuvo una longitud de 10 m. Se tomo un total de 50 puntos por transecto, en cada punto se registraron las especies que tocaron una varilla de 1,5 m. Asimismo se anotó la cantidad de veces que cada especie era tocada por una varilla a fin de obtener una idea de la cobertura total en el punto y la sumatoria de los 50 puntos se consideró como su medida de cobertura. Si no se encontraba nada en ese punto se consideró vacío. Los datos obtenidos de la evaluación de transectos fueron evaluados mediante un análisis de correspondencia (CA) utilizando el software PAST 1.89 (Hammer et al. 2001). Comparación de la flora entre humedales Se construyó una matriz de presencia-ausencia de las especies encontradas en el humedal de Santa Rosa (11°35’S, 77°16’W) para compararla con otros humedales de la costa central Pantanos de Villa (Lima, 12°11’S, 76°59’W); la laguna El Paraíso (Huacho, 11°11’S, 77°35’W) y la albufera de Medio Mundo (Vegueta, 10°55’S, 77°40’W) (Cano et al. 1998). Con estos datos se realizó un análisis de agrupamiento haciendo uso del índice de Jaccard mediante el software PAST 1.89 (Hammer et al. 2001).

106

Resultados Flora del humedal de Santa Rosa Fueron determinadas un total de 66 especies, agrupadas en 57 géneros y 26 familias (Apéndice 1). Las Liliopsidas (Monocotiledóneas) representaron el 53% de las especies, las Magnoliopsidas (Dicotiledóneas) el 44% y los Pteridófitos el 3%. Las familias con mayor número de especies fueron Poaceae (16), Cyperaceae (6) y Asteraceae (6) que constituyen el 42% de la flora. Cinco familias (Apiaceae, Chenopodiaceae, Lemnaceae, Onagraceae y Polygonaceae) contienen tres especies cada una, otras cuatro (Aizoaceae, Araceae, Lamiaceae y Verbenaceae) presentan dos y el resto de familias presentan una especie cada una. Es importante mencionar que el 50% (33 especies) de la flora total fueron consideradas como introducidas. La forma de crecimiento predominante fueron las hierbas, las cuales constituyeron el 96% de la flora total (63 especies), los arbustos sólo representaron el 4% (3 especies), las hierbas acuáticas flotantes están representadas con 6 especies, las emergentes y las sumergidas con 2 y 1 especie respectivamente. Análisis de comunidades El análisis de correspondencia (CA) permitió identificar tres tipos de comunidades vegetales presentes en el humedal de Santa Rosa (Fig. 2): Comunidad de acuáticas flotantes: Esta comunidad está asociada a gran parte de los espejos de agua y canales de la zona; la especie predominante es el repollito de agua Pistia stratiotes, acompañado de Hydrocotyle ranunculoides, que es una hierba arrigida emergente y raramente asociada con otras especies. Mediante observaciones de campo, se pudo apreciar que esta comunidad se encuentra asociada a Eichhornia crassipes que forma pequeños camalotales junto con esta comunidad. Totoral y especies asociadas: Esta comunidad se desarrolla en sustratos inundados hacia el lado sur oeste del humedal. Las especies predominantes son Typha domingensis y Enhydra sessilifolia, ambas especies emergentes y en los alrededores encontramos Eichhornia crassipes una flotante libre. Una especie emergente (Myriophyllum aquaticum) tuvo una presencia importante en esta comunidad al inicio del estudio, sin embargo, fue escasa al momento de hacer los transectos. Vega mixta: Esta comunidad se desarrolla en suelos pantanosos contiguos a los cuerpos de agua y se caracteriza por su porte bajo, se encuentran asociadas a zonas de pastoreo. Esta compuesta por múltiples especies entre las que predominan las ciperáceas (Cyperus laevigatus, Eleocharis geniculata, Schoenoplectus americanus), especies anfibias (Baccopa monnieri, Hydrocotyle ranunculoides, Paspalum vaginatum), y especies del gramadal (Distichlis spicata, Sarcocornia nei). También se encuentran gran parte de las especies consideradas como introducidas (Apéndice 1) entre las que se encuentran Medicago lupulina, Oxalis corniculatra y Eleusine indica. De igual manera hacia el borde de esta comunidad es posible apreciar el crecimiento de Colocasia esculenta y Tessaria integrifolia (pájaro bobo) que forma pequeños grupos y representaría una zona arbustiva relicto a lado del canal principal en el límite sur este. Rev. peru. biol. 17(1): 105- 110 (Abril 2010)

Flora vascular y vegetación del humedal de Santa Rosa

3,5

3 2,5

Eje 2

14 Hr

2 1,5 1 0,5

Pm 7

Bm 93 5 2 Cl 113 158 10 6 Eg Ds Sf

-0,5 -1

Sa Pv Ms Ln Cf Cs Ti Td

-0,8

-0,4

0,4

0,8

1,2

1,6

Td Ec 12

2,8

2,4

Eje 1 Figura 2. Comunidades obtenidas mediante el análisis de correspondencia (AC) utilizando el software PAST 1.89. Ec=Eichornia crassipes; Es=Enydra sessiflora; Td=Typha domingensis; Ps=Pistia stratiotes; Bm=Baccopa monnieri; Sa=Schoenoplectus americanus; Cd=Cynodon dactylon; Ds=Distichlis spicata; Sf=Sarcocornia nei; Pv=Paspalum vaginatum; Ms=Mentha spicata; Cl=Cyperus laevigatus; Eg=Eleocharis geniculata; Hr=Hydrocotyle ranunculoides; Ln=Lippia nodiflora; Pm=Plantago major; Cf=Conmelinna fasciculata; Cs=Colocassia esculenta; Ti=Tessaria integrifolia. Los números del 1 al 15 corresponden a los transectos evaluados.

Comparación de la flora entre humedales La Tabla 1 muestra un cuadro comparativo entre los humedales de Santa Rosa, Pantanos de Villa, Paraíso y Medio Mundo. Las cuatro localidades presentan un patrón similar en la composición de familias, siendo las predominantes las Poáceas Cyperáceas y Asteráceas. Los dos humedales de mayor cantidad de taxones son el humedal de Santa Rosa y los Pantanos de Villa. La mayor similitud se observa entre Santa Rosa y los Pantanos de Villa (34%, índice de Jaccard, Fig. 3) compartiendo 34 especies, que corresponde al 51% del total de especies registradas en el humedal de Santa Rosa (Tabla 1). Menor relación se encontró entre el humedal de Santa Rosa y los humedales de Paraíso y Medio Mundo, los cuales compartieron 16 y 9 especies respectivamente con el humedal de Santa Rosa (Apéndice 1). Estas dos últimas localidades forman un grupo aparte con un 54% de similitud y comparten un total de 13 especies. Discusión La flora vascular de Santa Rosa presenta un patrón similar a los otros humedales costeros en relación a las familias más dominanTabla 1. Comparación del número de especies de las principales familias en los humedales de Santa Rosa, Pantanos de Villa , Paraíso y Medio Mundo. 1Basado en Cano, et al. (1998) corregido. Familias

Santa Rosa

Pantanos Paraíso1 de Villa1

Medio Mundo1

Poaceae Cyperaceae Asteraceae Apiaceae Chenopodiaceae Lemmnaceae Onagraceae Poligonaceae Resto de Familias

16 6 6 3 3 3 3 3 23

9 8 6 3 2 4 4 1 28

7 4 4 0 2 0 0 0 8

3 4 0 0 2 0 0 0 7

Total

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tes; Poaceae, Cyperaceae, y Asteraceae. Santa Rosa actualmente presenta un número de especies elevado tomando en cuenta el área que ocupa es menor que los otros humedales estudiados; Pantanos de Villa, Medio Mundo, y Paraíso. Sin embargo, esto no indica que sea el mas diverso en cuanto a flora nativa de humedales, ya que varias de las especies presentes en este humedal fueron consideradas invasoras de cultivo tales como; Chenopodium ambrossoides, Killinga brevifolia, Echinochloa cruspavonis, Echinochloa oryzoides, Eleusine indica, Rumex obtusifolius, entre otras. La presión antrópica sobre este humedal puede asociarse a la elevada proporción de especies introducidas (50%). Trabajos previos en Pantanos de Villa (Lima) señalan formaciones vegetales como el totoral, vega, gramadal, acuáticas y zona arbustiva (Young 1998; Cano et al 1998). En el humedal de Santa Rosa solo se identificaron tres formaciones vegetales (acuáticas flotantes, totoral, y vega mixta), lo cual indica una reestructuración de las comunidades originalmente presentes. La reducción de formaciones como el gramadal y vega dan origen a lo que llamamos una vega mixta la cual es consecuencia directa del impacto agrícola y ganadero. El pastoreo impide que las Similaridad (Jaccard) 0,2

0,3

0,4

0,5

0,6

0,7

0,8

0,9

PAR

Figura 3. Dendograma de similitud entre la flora de los humedales costeros de Paraíso (PAR), Medio Mundo (MM), Pantanos de Villa (PV) y Santa Rosa (SR) a partir de una matriz de presencia / ausencia del total de las especies reportadas.

107

Ramirez et al.

especies dominantes (p.e. Schoenoplectus americanus) ocupen su extensión potencial, creando una competencia determinada por la reproducción clonal. La estructura en macollos de Eleocharis geniculata y Cyperus laevigatus es resistente y permite regenerarse y competir frente al ramoneo. Las especies acuáticas aprovechan los espacios vacíos dejados por el consumo ganadero y despliegan su hábito de corto tamaño y de extensión clonal. Igualmente, las especies oportunistas e invasoras ocupan estos nichos potenciales. La actividad agrícola no solo ocasiona la presencia de especies invasoras en el humedal, también afecta a la comunidad de plantas acuáticas, probablemente aportando nutrientes a la laguna, los cuales llegarían por escorrentía desde los campos de cultivo adyacentes, cuando estos son fertilizados y regados, causando el incremento de las poblaciones de especies acuáticas como; Pistia stratiotes, Eichhornia crassipes y Lemna gibba los cuales actualmente destacan por la alta densidad poblacional cubriendo gran parte de los cuerpo de agua del humedal. Este fenómeno no se presenta en los otros humedales costeros mencionados. El presente estudio muestra que la composición florística y la estructuración de comunidades son indicadores que deben considerarse dentro de los planes de manejo y conservación de áreas naturales como esta. Agradecimientos Agradecemos a Efraín Arana por su ayuda en las colectas iníciales. Queremos agradecer a María I. La Torre, Marybel Morales y Jorge Lingán colegas del Museo de Historia Natural, quienes nos ayudaron con la identificación de las especies colectadas. Literatura citada Arana C. & L. Salinas. 2003. Flora vascular de los Humedales de Chimbote, Perú. Rev peru Biol, 10(2): 221-224. BOLFOR, B. Mostacero & T.S. Frederickstein. 2000. Manual de Métodos Básicos de muestreo y análisis en Ecología Vegetal. BOLFOR. Editora El País, Santa Cruz, Bolivia. Pp. 16-17. Bridson D. & L. Forman. 1992. Herbarium Handbook. Royal Botanical Gardens, Kew. 303pp Cano A., M.I. La Torre, B. León, et al. 1998. Estudio Comparativo de la Flora vascular de los Principales Humedales de las Zona Costera del Departamento de Lima, Perú. En: A. Cano y K.R. Young (Eds.) Los Pantanos de Villa: Biología y Conservación. Serie de Divulgación Nº 11, Museo de Historia Natural, Universidad Nacional Mayor de San Marcos, Lima: 181–190. Clarkson B.R., B. Sorrell, P. Reeves, P. et al. 2004. Handbook for Monitoring Wetland Conditions. Ministry for the Environment Sustainable Management Fund Project (5105). (http://www.landcareresearch.co.nz/research/biocons/ restoration/docs/handbook2004.pdf) (Acceso: 1/nov/2009)

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Cooke J., A. Cooper & N. Clunie. 1990. Changes in the Water, Soil, and Vegetation of a Wetland after a decade of Receiving a Sewage Effluent. New Zealand Journal of Ecology. Vol. 14. :37-47. Hammer O., D.A.T. Harper & P.D. Ryan. 2001. PAST: Paleontological Statistics Software package for education and data analysis. Paleontologia Electrónica 4(1): 9pp. León B. & K.R. Young. 1996. Aquatic plants of Perú: diversity, distribution and conservation. Biodiversity and Conservation 5: 1169-1190. León B. 1993. Catálogo anotado de las fanerógamas acuáticas del Perú. En: F. Kahn, B. León & K.R. Young (eds.), Las Plantas Vasculares en las Aguas Continentales del Perú. Travaux de l'Institut Francais d'Etudes Andines Tomo 75. IFEA (Institut Francais d'Etudes Andines), Lima-Peru. 357 pp. León B., A. Cano & K.R. Young. 1995. La flora vascular de los Pantanos de Villa, Lima, Perú: Adiciones y guía para las especies comunes. Publicaciones del Museo de Historia Natural-UNMSM. (B) 38: 1-39. León B., K.R. Young & A. Cano. 1997. Fitogeografía y Conservación de la Costa Central del Perú. En: R. Valencia & H. Balslev (Eds) Estudios Sobre Diversidad y Ecología de plantas (Memorias del II Congreso Ecuatoriano de Botánica) Pontificia Universidad católica de Ecuador, Quito. Pp.129-142. León B., K.R. Young & A. Cano. 1998. Uso Actual de la Flora y Vegetación en los Humedales de la Costa Central del Perú. En: A. Cano y K.R. Young (Eds.) Los Pantanos de Villa: Biología y Conservación. Serie de Divulgación Nº 11, Museo de Historia Natural, Universidad Nacional Mayor de San Marcos, Lima:181–204. Mitsch W.J. & J.G. Gosselink. 1993. Wetlands, 2nd Edition. Van Nostrand Reinhold Co., New York, NY, USA. 722 pp. Montoya H. 1998. La Diversidad de Algas y sus Roles en el Ecosistema. En: A. Cano y K.R. Young (Eds.) Los Pantanos de Villa: Biología y Conservación. Serie de Divulgación Nº 11, Museo de Historia Natural, Universidad Nacional Mayor de San Marcos, Lima: 21-40. Sagástegui A. 1973. Manual de las Malezas de la Costa Norperuana. Primera Edición. Universidad Nacional de Trujillo. Trujillo, Perú. 480 pp. Tovar O. 1993. Las Gramíneas (Poáceas) del Perú. Ruizia, tomo 13, Madrid. 481 pp. USDA. 2000. Activity Report: Kika de la Garza Plant Material Center, Kingsville, Texas. United States Department of Agriculture Natural Resources Conservation Service. Plant Material Program. Wittaker R.H. 1975. Communities and ecosystems. Macmillan Publishing Co., Inc. Edition 2a. 385 pp Young K.R: 1998. El Ecosistema. En: A. Cano y K. Young (Eds.) Los Pantanos de Villa: Biología y Conservación. Serie de Divulgación, Museo de Historia Natural-UNMSM. 11:3-20.

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Flora vascular y vegetación del humedal de Santa Rosa Apéndice 1. Lista de familias y especies de la Flora Vascular del Humedal Santa Rosa, indicando la forma de crecimiento (FC): H: Hierba; A: Arbusto. Dentro de las hierbas acuáticas se especifica si son Flotantes (FL); Emergente (E); Sumergida (S). Igualmente se especifica si corresponde a una especie Introducida o Nativa (I o N) en humedales.

ESPECIE 1. 2. 3. 4. 5. 6. 7. 8. 9. 10. 11. 12. 13. 14. 15. 16. 17. 18. 19. 20. 21. 22. 23. 24. 25. 26. 27. 28. 29. 30. 31. 32. 33. 34. 35. 36. 37. 38. 39.

ADIANTACEAE Adiantum digitatum Hook. AIZOACEAE Sesuvium portulacastrum (L.) L. Trianthema portulacastrum L. APIACEAE Hydrocotyle bonariensis Lam. Hydrocotyle ranunculoides L.f. Cyclospermun laciniatum (DC.) Constance ARACEAE Pistia stratiotes L. Colocasia esculenta (L.) Schott ASTERACEAE Aster exilis Elliott Ambrosia artemisiifolia L. Conyza bonariensis L. Eclipta prostrata (L.) L. Tessaria integrifolia Ruiz & Pav. Enydra sessilifolia (Ruiz & Pav.) Cabrera AZOLLACEAE Azolla filiculoides Lam. BORAGINACEAE Heliotropium curassavicum L. BRASSICACEAE Nasturtium officinalle R. Br. CHENOPODIACEAE Chenopodium ambrossoides L. Chenopodium murale L. Sarcocornia neei (Lag.) M.A. Alonso & M.B. Crespo. CONMELINACEAE Commelina fasciculata Ruiz & Pav. CYPERACEAE Cyperus articulatus L. Cyperus laevigatus L. Torulinium odoratum (L.) S.S. Hooper Eleocharis geniculata (L.) Roem. & Schult. Killinga brevifolia Rottb. Schoenoplectus americanus (Pers.) Volkart ex Schinz & R. Keller FABACEAE Medicago lupulina L. HALORAGIDACEAE Myriophyllum aquaticum (Vell.) Verdc. LAMIACEAE Mentha aff. viridis Mentha spicata (L.) LEMNACEAE Lemna gibba L. Lemna minuta Kunth. Wolffia columbiana H. Karst. ONAGRACEAE Ludwigia peploides (Kunth) P.H. Raven Ludwigia peruviana (L.) Hara Ludwigia octovalvis (Jacq.) P.H. Raven OXALIDACEAE Oxalis corniculata L. PLANTAGINACEAE Plantago major L.

I/N

H H H H H H H(FL) H H H H H A H H(FL) H H H H H H H H H H H H H H(E) H H H(FL) H(FL) H(FL) H H H H H

I N I N N I N I I I I I N N N N I I N N I N N I N I N I N I I N N N N N N I I Continúa...

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Ramirez et al. Apéndice 1.

40. 41. 42. 43. 44. 45. 46. 47. 48. 49. 50. 51. 52. 53. 54. 55. 56. 57. 58. 59. 60. 61. 62. 63. 64. 65.

POACEAE Arundo donax L. Cynodon dactylon (L.) Pers. Distichlis spicata (L.) Greene Echinochloa cruspavonis (Kunth) Schult. Echinochloa oryzoides (Ard.) Fritsch Eleusine indica (L.) Gaertn. Eriochloa procera (Retz.) Leptochloa uninervia (J. Presl) Hitchc. & Chase Paspalidium geminatum (Forssk.) Stapf Paspalum conjugatum P.J. Bergius Paspalum lividum Trin. ex Schltdl. Paspalum vaginatum Swartz. Polypogon elongatus Kunth Polypogon semiverticillatus (Forssk.) Hyl. Setaria geniculata (Willd.) P. Beauv. Sporobolus virginicus (L.) Kunth POLYGONACEAE Rumex obtusifolius L. Rumex crispus L. Polygonum hydropiperoides Michx. PONTEDERIACEAE Eichhornia crassipes (Mart.) Solms_Laubach SCROPHULARIACEAE Bacopa monnieri (L.) Wettst. SOLANACEAE Solanum americanum Mill. Acnistus arborescens (L.) Schltdl. THYPHACEAE Typha domingensis Pers. VERBENACEAE Lippia nodiflora (L.) Michx Verbena bonariensis L. ZANNICHELIACEAE

66. Zannichellia palustris L.

110

A H H H H H H H H H H H H H H H H H H H(FL) H H A H(E) H H

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H(S)

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Estado de la diversidad de la flora vascular de los Pantanos de Villa ISSN 1561-0837

Estado de la diversidad de la flora vascular de los Pantanos de Villa (Lima - Perú) State of vascular flora diversity from Pantanos de Villa (Lima - Peru) Dámaso W. Ramirez1 y Asunción Cano1, 2 1 Museo de Historia Natural – Laboratorio de Florística. Universidad Nacional Mayor de San Marcos. Av. Arenales 1256, Jesús María. Lima –Perú. Email:Wilsonvxiii@ gmail.com 2 Instituto de Investigación de Ciencias Biológicas Antonio Raimondi (ICBAR). Universidad Nacional Mayor de San Marcos.

Publicado impreso: 20/10/2010 Publicado online: 29/09/2010

Resumen Se presentan los resultados del estudio de la flora vascular de los Pantanos de Villa realizadas en el 2007 y se analiza los cambios florísticos en los últimos años. Se registraron 47 especies silvestres comprendidas en 43 géneros y 27 familias. Las familias con mayor numero de especies fueron Poaceae (7), Cyperaceae (4) y Asteraceae (4). Se reportan 7 especies silvestres como nuevos registros para el humedal: Alternanthera pubiflora, Alternanthera halimifolia, Limnobium laevigatum, Colocasia esculenta, Rumex obtusifolius, Elodea potamogeton, Plantago major. Se encontraron 11 especies cultivadas en el ecosistema. En comparación con estudios anteriores, los resultados muestran una disminución en la riqueza florística, principalmente de las especies acuáticas. El análisis de similitud con anteriores estudios indica un cambio en la composición de la flora en el tiempo. Palabras claves: Humedal, nuevos registros, desierto costero, Ramsar, Perú.

Abstract This work shows the results of the vascular flora inventory of Pantanos de Villa carried out in 2007, also, the floristic changes of the last years are analyzed. 47 wild species have been registered, included in 43 genus and 27 families. The higher species number were found in Poaceae (7), Cyperaceae (4) and Asteraceae (4). We reported 7 wilds species as new records for the wetland: Alternanthera pubiflora, Alternanthera halimifolia, Limnobium laevigatum, Colocasia esculenta, Rumex obtusifolius, Elodea potamogeton, Plantago major. Also we found 11 cultivated species in the wetland. The results show a decrease in species richness compared with previous studies, mainly of aquatic species. Similarity analysis with previous studies indicates a change in the composition of the flora in time. Keywords: Wetland, new records, coastal desert, Ramsar, Peru.

Introducción Los humedales son ecosistemas ricos en diversidad de especies, altamente productivos, con diversas funciones ecosistémicas y considerados importantes en la conservación de la biodiversidad (Pulido 1998, Ramsar 1989).

en campo en 1991; León et al. (1995) reportaron 67 especies silvestres documentadas con material de herbario de las cuales solo 55 fueron encontradas en campo; finalmente Cano en un trabajo recapitulativo (Cano & Young 1998) documenta 65 especies de plantas silvestres, comprendidas en 57 géneros y 35 familias.

En los humedales, las características físicas y químicas del agua determinan la variedad de habitas interiores y por lo tanto su biodiversidad. Sin embargo, los impactos antrópicos como la destrucción del hábitat (producido por el crecimiento urbano, la agricultura, ganadería, etc.) la introducción de especies exóticas y la contaminación amenazan la existencia de estos ecosistemas.

Una característica interesante de la flora de los Pantanos de Villa es que la mayoría de géneros (59) y familias (26) presentan una especie, y la mayor parte de ellas tiene una amplia distribución en otros países pero una distribución restringida en el Perú (Arana 1998).

En el Perú a pesar del impacto antrópico sobre los humedales costeros (León & Young 1996) aún existen humedales importantes, de los cuales el más estudiado y mejor conservado es los Pantanos de Villa, ubicado dentro de la ciudad de Lima; y reconocido desde el 20 de febrero de 1997 como humedal de importancia internacional o sitio Ramsar. Actualmente la administración y conservación de los Pantanos de Villa son coordinados entre SERPAR (Servicios de Parques de Lima Metropolitana) administrado por PROHVILLA (Autoridad Municipal de los Pantanos de Villa, de la Municipalidad Metropolitana de Lima), SERNANP (Servicio Nacional de Áreas Naturales Protegidas) y las municipalidades de Chorrillos, Surco, San Juan de Miraflores y Villa el Salvador. En setiembre de 2006 mediante decreto supremo Nº 055-2006-AG se recategorizó a los Pantanos de Villa como Refugio de Vida Silvestre. Los Pantanos de Villa es uno de los humedales más estudiados del Perú; y su diversidad biológica ha sido bien documentada por Cano & Young (1998). Cano et al. (1993) describieron su flora y comunidades vegetales, identificando 62 especies en base a muestras de herbario, de las cuales solo 52 fueron encontradas Rev. peru. biol. 17(1): 111- 114 (April 2010)

Durante los últimos doce años no se han realizado estudios documentados de la flora de los Pantanos de Villa, por este motivo el presente trabajo informa del estado de la diversidad de la flora vascular de los Pantanos de Villa y analiza los cambios en los ultimos años. Área de estudio El Refugio de Vida Silvestre, Los Pantanos de Villa está ubicado en el Departamento y Provincia de Lima, en el distrito de Chorrillos, entre los kilómetros 18 y 21 de la antigua carretera panamericana sur (12°11’42” − 12°13’18”S y 76°58’42” − 76°59’42”W); se encuentra rodeado de zonas residenciales, un club campestre y una universidad. Los Pantanos de Villa se ubican en una depresión circundada de colinas que alcanzan entre 100 y 300 m de altitud y frente al Océano Pacífico, adquiriendo características microclimáticas propias (INRENA, 1998); comprende una superficie de 276 ha (Resolución Ministerial Nº 0909-2001); 5 espejos de agua de diferentes tamaños; canales de agua alimentados por dos puquios que abastecen al humedal; zonas pantanosas con abundante materia orgánica de origen vegetal y terrenos calcáreos-arenosos. El agua que llega a los pantanos es parte del flujo subterráneo del rió Rimac y su acuífero (Elmore 1904).

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Ramirez & Cano 284000

285000

m na Pa

tera P

r Su

Carre

na ica er

Zona de amortiguamiento

Lima

8649000

Área protegida

a Sur

anam erican

8650000

8648000

Océano Pacífico Figura 1. Mapa de ubicación de los Pantanos de Villa.

Material y métodos Para el estudio de la flora, se realizaron colectas por cada tipo de vegetación: Totoral, Vega, Gramadal, Zona arbustiva y Acuáticas durante los meses de febrero - abril y octubre - diciembre de 2007. Se tomaron registro de la forma de crecimiento (Wittaker 1975). La técnica de colecta y herborización fue siguiendo métodos estandarizados (Cerrate 1969). Los especímenes fueron identificados utilizando claves y descripciones (Sagastegui 1973, León 1993, León et al. 1995, Tovar 1993), en el laboratorio de Florística del Museo de Historia Natural de la Universidad Nacional Mayor de San Marcos. También se consulto las colecciones del Herbario San Marcos (USM). Todos los ejemplares estudiados se encuentran depositados en el Herbario USM. Con la finalidad de conocer la similaridad de la flora en diferentes momentos de los Pantanos de Villa, se construyó una matriz de presencia-ausencia de especies reportadas por Cano et al. (1993), León et al. (1995) y en el presente trabajo. El análisis se realizo con el software PAST 1.89 (Hammer et al. 2001) utilizando el índice de Jaccard. Resultados y discusión Se determinaron 47 especies comprendidas en 43 géneros y 27 familias. Las Liliopsida comprendieron el 47% (22) de los taxones, las Magnoliópsida el 51% (24) y los Pteridófitos el 2%(1). Las familias dominantes fueron Poaceae (7 especies), Cyperaceae (4) y Asteraceae (4) y juntas acumulan el 32% de la flora. Una familia (Lemnaceae) contiene tres especies, otras seis (Solanaceae, Apiaceae, Chenopodiaceae, Araceae, Hydrocharitaceae, Amaranthaceae) presentan dos especies y el resto de familias (17) una sola especie. La forma de crecimiento predominante fueron las hierbas, las cuales representan el 94% (44 especies) del total de los taxones, los bambusiformes representaron el 4% (dos) y los arbustos el 2% con un solo taxón. Siete especies fueron nuevos reportes para el área de estudio; cinco fueron encontradas en los canales, sumergidas o en los bordes: Plantago major, Rumex obtusifolius, Limnobium laevigatum, Elodea potamogeton, Colocasia esculenta, Alternanthera haliimifolia, Alternanthera pubiflora. La riqueza florística encontrada en este trabajo fue menor a las reportadas anteriormente. Quince especies menos que las 55 mencionadas por León et al. (1995) y 12 menos de las 52 registradas por Cano et al. (1993). Al comparar la riqueza de

112

especies a través del tiempo (Fig. 2), se encuentra una tendencia a la disminución: encontrándose 52 especies en 1993, 55 en 1995 y 47 en 2007. De igual manera se observa que la similitud florística está disminuyendo atraves del tiempo, lo que indica un cambio en la composición de la flora. Se encontró una alta similaridad florística entre los Pantanos de Villa 1993-1995 (91%), probablemente por la cercanía temporal. Sin embargo la similaridad disminuye drásticamente (65%) cuando se compara Villa 1995-2007 y llega a su punto más bajo (60%) cuando se confronta Villa 2007-1993. Se observaron poblaciones muy pequeñas de Eleocharis geniculata, Vigna luteola y Eclipta postrata con una distribución muy restringida. Leon et al. (1995) encontró pequeñas poblaciones de Eichornia crassipes, Pistia stratiotes y Paspalidium geminatum, en este trabajo fueron más frecuentes en algunos canales y cuerpos de agua. Cladium jamaicense, característica de la zona arbustiva, también fue observado en algunos sectores del totoral formando poblaciones muy densas. Schoenoplectus americanus, característico de la vega de ciperáceas, fue observado en una zona del gramadal frente al centro de interpretación. En los Pantanos de Villa pueden encontrarse 11 especies cultivadas, cuatro reportadas por León et al. (1995) y siete en el presente trabajo: Casuarina equisetifolia, Myoporum acuminatum, Nerium oleander, Acacia aroma, Schinus terebinthifolius, Eucalyptus sp., Prosopis sp., Washingtonia robusta, Phoenix dactylifera, Mesembryanthemus sp. y Pinus sp.; la mayoría de ellas encontradas en el gramadal, rezagos de cercos vivos, fallidos intentos de arborizar o cultivar en el humedal (Young 1998). Algunas especies cultivadas se están logrando naturalizar, tal es el caso de Cassuarina equisetifolia en el gramadal (León et al. 1995) y Schinus terebinthifolius cultivada alrededor de una laguna artificial y que actualmente se está expandiendo. Actualmente hay 58 especies de flora vascular en los Pantanos de Villa, 47 silvestres (81%) y 11 cultivadas (19%). El porcentaje de especies cultivadas es un indicador de la presión antropica a la que esta sometido el humedal. Con respecto al registro histórico, para la flora de los Pantanos de Villa, hay 65 especies silvestres documentadas con especímenes de herbario, éstas más los siete nuevos reportes del presente estudio, hacen una lista de 72 especies silvestres (Apéndice 1). Las familias dominantes (Poaceae, Cyperaceae y Asteraceae) siguen siendo las mismas que anteriores estudios; sin embargo la riqueza florística ha disminuido en comparación con reportes 56

1,0

1993-1995

0,9

0,8

0,7 1995-2007

50 48

2007-1993

0,6 0,5 0,4 0,3

0,2

Similaridad de Jaccard

ra te rre ca

8651000

283000

ua ti g An

8652000

282000

Número de especies

281000

0,1

42 1993 Número de Especies

0,0 1995 2007 Índice de Similaridad de Jaccard

Figura 2. Número de especies silvestres registradas en campo e índice de similitud de Jaccard evaluado en tres tiempos diferentes en los Pantanos de Villa. Rev. peru. biol. 17(1): 111- 114 (Abril 2010)

Estado de la diversidad de la flora vascular de los Pantanos de Villa

anteriores, principalmente en las especies acuáticas. También ha ocurrido una variación en la composición de la flora, la cual se evidencia con la disminución de la similaridad florística en el tiempo y la llegada de otras siete especies al humedal. Podemos esperar que la flora siga cambiando mientras persistan o aumenten los impactos causado por el hombre. Por lo cual es necesario tomar medidas urgentes para su conservación. Agradecimientos Agradecemos a los trabajadores de Prohvilla, señor Carlos Bramon y guarparques de SERNANP (ex-INRENA), Julio y Fernando, por la ayuda brindada y la información compartida en el trabajo de campo, asimismo a las instituciones mencionadas atraves de sus respectivos jefes Ing. Franco Fernández Santa María (Prohvilla) e Ing. Eduardo Ubillus (INRENA) un agradecimiento por las autorizaciones para desarrollar el presente estudio. Literatura citada Arana C. 1998. Relaciones fitogeograficas de la flora vascular de los Pantanos de Villa. En: A. Cano y K.R. Young (Eds.) Los Pantanos de Villa: Biología y Conservación. Serie de Divulgación Nº 11, Museo de Historia Natural, Universidad Nacional Mayor de San Marcos, Lima: 3-20. Cano A., B. Leon & K.R. Young. 1993. Plantas vasculares de los Pantanos de Villa, Lima. En: F. Kahn, B. León & K.R. Young (comp.). Las Plantas Acuáticas en las Aguas Continentales del Perú. Instituto Francés de Estudios Andinos (IFEA), Tomo 75, Lima. pp 177-207. Lima. Cano A. & K.R. Young. 1998. Los pantanos de villa biología y conservación. Serie de Divulgación Nº 11. Universidad Nacional Mayor de San Marcos. Lima, Perú: 238 pp. Cerrate E. 1969. Maneras de preparar plantas para un herbario. Museo de Historia Natural, Botánica. Serie de divulgación nº 1. Lima. 10 pp.

Elmore T. 1904. Régimen de las aguas filtrantes del Rimac. Boletín del Cuerpo de Ingenieros de Lima 13: 9-128. Hammer O.; D.A.T. Harper & P.D. Ryan. 2001. PAST: Paleontological Statistics Software package for education and data analysis. Paleontologia Electrónica 4(1): 9 pp. INRENA 1998. Plan Maestro de los Pantanos de Villa. Ministerio de Agricultura. Lima-Perú. 83 pp. León B. 1993. Catálogo anotado de las fanerógamas acuáticas del Perú. En: F. Kahn, B. León & K.R. Young (eds.), Las Plantas Vasculares en las Aguas Continentales del Perú. Travaux de l'Institut Francais d'Etudes Andines Tomo 75. IFEA (Institut Francais d'Etudes Andines), Lima-Peru. 357 pp. León B.; A. Cano & K. Young, 1995. La flora vascular de los Pantanos de Villa, Lima, Perú: Adiciones y guía para las especies comunes. Publicaciones del Museo de Historia Natural, Universidad Nacional Mayor de San Marcos. (B) 38: 1-39. León B. & K.R Young. 1996. Aquatic plants of Perú: diversity, distribution and conservation. Biodiversity and Conservation 5: 1169-1190. Pulido V. 1998. La zona reservada de los pantanos de villa en el contexto de la conservación de los humedales en el Perú. En: A. Cano y K.R. Young (Eds.) Los Pantanos de Villa: Biología y Conservación. Serie de Divulgación Nº 11, Museo de Historia Natural, Universidad Nacional Mayor de San Marcos, Lima: 3-20. Ramsar 1989. La Convención Ramsar. Suiza. 14pp. Sagástegui A. 1973. Manual de las Malezas de la Costa Norperuana. Primera Edición. Universidad Nacional de Trujillo. Trujillo, Perú. 480 pp. Tovar O. 1993. Las Gramíneas (Poáceas) del Perú. Ruizia, tomo 13, Madrid. 481 pp. Wittaker R.H. 1975. Communities and ecosystems. Macmillan Publishing Co. Edition 2a. 385 pp. Young K.R. 1998. El Ecosistema. En: A. Cano y K.R. Young (Eds.) Los Pantanos de Villa: Biología y Conservación. Serie de Divulgación Nº 11, Museo de Historia Natural, Universidad Nacional Mayor de San Marcos, Lima:3-20.

Leon et al. (1995)

Cano et al. (1993)

Taxa

Presente Estudio

Apéndice 1. Lista de la flora vascular de los Pantanos de Villa, indicando el nombre vulgar, la forma de crecimiento (FC): H: Hierba, Ar: Arbusto, B: Bambusiforme. Dentro de las hierbas acuáticas se especifica si son: EE: Enraizada Emergente, FL: Flotante Libre, ES: Enraizada Sumergida, EF: Enraizada Flotante. El asterisco (*) denota especies no registradas en campo y solo reportadas con especimenes de herbarios tanto para el presente estudio como para Leon et al. (1995) y Cano et al. (1993). (X): indica especies registradas en campo.

H H

X X

Apio Paraguita Paraguita

H (EE) H (EE) H (EE)

* X X

X X X

Oreja de elefante Lechuga de agua

H (EE) H (FL)

X X

H H (EF) H H H

X X * X X

X X

H (EE)

H (ES)

Nombre vulgar

1. 2. 3. 4. 5. 6. 7. 8. 9. 10. 11. 12. 13. 14. 15. 16. 17.

AIZOACEAE Sesuvium portulacastrum (L.) L. ALISMATACEAE Sagittaria montevidensis Cham. & Schltdl. AMARANTHACEAE Alternanthera halimifolia (Lam.) Standl. ex Pittier Alternanthera pubiflora (Benth.) Kuntze APIACEAE Apium graveolens L. Hydrocotyle bonariensis Comm. ex Lam. Hydrocotyle ranunculoides L. f. ARACEAE Colocasia esculenta (L.) Schott & Endl. Pistia stratiotes L. ASTERACEAE Eclipta prostrata (L.) L. Enydra sessilifolia (Ruiz & Pav.) Cabrera Erigeron leptorhizon DC. Picrosia longifolia D. Don Spilanthes leiocarpa DC. BORAGINACEAE Heliotropium curassavicum L. BRASSICACEAE Nasturtium aquaticum (L.) Hayek CERATOPHYLLACEAE Ceratophyllum demersum L.

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Berro

X X

X X (Continúa...)

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Ramirez & Cano CONVOLVULACEAE 18. Calystegia sepium (L.) R. Br. CYPERACEAE 19. Cladium jamaicense Crantz 20. Cyperus alternifolius L. 21. Cyperus laevigatus L. 22. Eleocharis elegans (Kunth) Roem. & Schult. 23. Eleocharis geniculata (L.) Roem. & Schult. 24. Scirpus californicus (C.A. Mey.) Steudel 25. Schoenoplectus americanus (Pers.) Volkart ex Schinz & R. Keller 26. Torulinium odoratum (L.) Hooper CHENOPODIACEAE 27. Chenopodium macrospermum Hook. f. 28. Sarcocornia neei (Lag.) M.A. Alonso & M.B. Crespo. EQUISETACEAE 29. Equisetum giganteum L. FABACEAE 30. Vigna luteola (Jacq.) Benth. HALORAGIDACEAE 31. Myriophyllum aquaticum (Vell.) Verdc. HYDROCHARITACEAE 32. Elodea potamogeton (Bert.) Espinosa 33. Limnobium laevigatum (Humb. & Bonpl. ex Willd.) Heine JUNCAGINACEAE 34. Triglochin striatum Ruiz & Pav. LAMIACEAE 35. Mentha aquatica L. LEMNACEAE 36. Lemna gibba L. 37. Lemna minuta Kunth 38. Spirodela intermedia W. Koch 39. Wollfia columbina Karst. LENTIBULARIACEAE 40. Utricularia gibba L. LYTHRACEAE 41. Lythrum maritimum Kunth MYRSINACEAE 42. Myrsine manglilla (Lam.) R. Br. NAJADACEAE 43. Najas guadalupensis (Sprengel) Magnus ONAGRACEAE 44. Ludwigia octovalvis (Jacq.) Raven 45. Ludwigia peploides (Kunth) Raven 46. Ludwigia peruviana (L.) H. Hara PLANTAGINACEAE 47. Plantago major L. POACEAE 48. Brachiaria mutica (Forsk.) Stapf. 49. Cynodon dactylon (L.) Pers. 50. Distichlis spicata (L.) Greene 51. Gynerium sagittatum (Aubl.) P. Beauv. 52. Luziola peruviana J.F. Gmel. 53. Paspalidium geminatum (Forssk.) Stapf 54. Paspalum vaginatum Sw. 55. Phragmites australis (Cav.) Trin. ex Steud. 56. Polypogon semiverticillatus (Forsk.) Hylander 57. Sporobolus virginicus (L.) Kunth POLYGONACEAE 58. Rumex obtusifolius L. 59. Polygonum hydropiperoides Michx. PONTEDERIACEAE 60. Eichhornia crassipes (Mart.) Solms POTAMOGETONACEAE 61. Potamogeton pusillus L. 62. Potamogeton striatus Ruiz & Pav. PRIMULACEAE 63. Samolus valerandi L. RUBIACEAE 64. Galium hypocarpium (L.) Endl. ex Grisebach RUPPIACEAE 65. Ruppia maritima L. SALVINIACEAE 66. Azolla filiculoides Lam. SCROPHULARIACEAE 67. Bacopa monnieri (L.) Pennell SOLANACEAE 68. Solanum americanum Mill. 69. Solanum pimpinellifolium L. THYPHACEAE 70. Typha domingensis Pers. VERBENACEAE 71. Lippia nodiflora (L.) Michx. ZANNICHELLIACEAE 72. Zannichellia palustris L.

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Corta-corta Junquillo Junquillo Junco

Salicornia

Frejolillo

Elodea Trebol de agua

Lenteja de agua Lenteja de agua Lenteja de agua

Manglillo

Llanten Pata de perdis Grama salada

Grama dulce Carricillo Grama salada

Lirio de agua

Helecho de agua

Papa silvestre Tomate silvestre Totora

B H H H (EE) H H H H (EE)

X * X * X * X *

X X X * X * X X

X X X * X

H H

X X

H (EE)

H (ES) H (FL)

X X

H (EE)

H (FL) H (FL) H (FL) H (FL)

X X * X

H (EE)

H (ES)

H H H

* X *

X X X

H H H B H H H B H H

* X X * * X X X X X

* X X * * X X X X

H H (EE)

X *

H (FL)

H (ES) H (ES)

* *

X X

H (EE)

H (ES)

H (FL)

H (EE)

H H

X X

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H (ES)

X X

Rev. peru. biol. 17(1): 111- 114 (Abril 2010)

Tres especies de Gigartinaceae del ISSN litoral peruano 1561-0837

Notas sobre tres especies de Gigartinaceae (Rhodophyta) del litoral peruano Notes on three species of Gigartinaceae (Rhodophyta) from Peruvian coast Martha Calderón1, María Eliana Ramírez2 y Danilo Bustamante1 1 Facultad de Ciencias Biológicas, Universidad Nacional Mayor de San Marcos. Ciudad Universitaria, Lima 1. Perú. Email Martha Calderón: marthacalderonrios@ gmail.com 2 Laboratorio Algas Marinas, Área Botánica, Museo Nacional de Historia Natural. Casilla 787 Santiago, Chile. Email María Eliana Ramírez: mramirez@mnhn.cl Trabajo presentado a la XVIII Reunión Científica del Instituto de Investigaciones en Ciencias Biológicas Antonio Raimondi, “200 años del nacimiento de Charles Darwin y el 150 aniversario de la publicación de On the Origin of Species by Means of Natural Selection”. Del 19 al 21 de agosto de 2009. Publicado impreso: 20/10/2010 Publicado online: 29/09/2010

Resumen La gran variabilidad morfológica de la familia Gigartinaceae ha producido constantes cambios taxonómicos en sus especies miembros. Tradicionalmente su taxonomía ha estado basada en caracteres de la morfología externa; sin embargo, recientes estudios morfológicos, respaldados con trabajos moleculares, han delimitado los géneros en base a al desarrollo del cistocarpo y de los tetrasporangios. El presente trabajo revisa y comenta sobre las estructuras morfológicas vegetativas y reproductivas de tres especies presentes en Perú: Chondracanthus chamissoi, Mazzaella denticulata y Chondrus canaliculatus. Palabras clave: Género, morfología, reproductivo, distribución, taxonomía

Abstract Gigartinaceae family has been under constant taxonomic changes due to the high morphologic variability of the species. Conventionally its taxonomy has been based in external morphology; nevertheless, recent morphologic studies, supported in molecular studies, have delimited the genus of this family on the basis of cystocarp development and the tetrasporangia. The vegetative and reproductive structures of three common species of the family present in the coast of Peru are described and commented: Chondracanthus chamissoi, Mazzaella denticulata and Chondrus canaliculatus. Keywords: Genera, morphology, reproductive, distribution, taxonomy

Introducción La Familia Gigartinaceae está caracterizada por: 1) Talo multiaxial con filamentos medulares y una corteza de pequeñas células. 2) El procarpo esta constituido por una célula de soporte, la rama carpogonial y un filamento lateral vegetativo. 3) La rama carpogonial posee 3 células que nacen de una célula de soporte la cual sirve de célula auxiliar. 4) Los filamentos gonimoblásticos se ramifican libremente a través de la medula y de filamentos secundarios, o penetran la envoltura del cistocarpo si está presente. 5) El tetrasporangio está dividido cruciadamente (Kylin 1932, Hommersand et al. 1993). Gigartinaceae incluye a siete géneros Sarcothalia, Gigartina, Iridaea, Rhodoglossum, Chondracanthus, Mazzaella y Chondrus. La más reciente clasificación genérica de las Gigartinaceae sugerida por Hommersand et al. (1993), trajo consigo cambios taxonómicos para las especies presentes en el Perú. Las especies del género Gigartina Stackhouse pasaron a formar parte del reestablecido género Chondracanthus Kützing por no diferenciarse una hilera externa e interna en la envoltura que rodea el cistocarpo, la formación de grupos de carposporangios a manera de racimos de uva y tetrasporangios formados en el límite entre la corteza y la médula (Hommersand et al. 1993, Hommersand et al. 1999). Por otro lado, las especies pertenecientes al género Rhodoglossum pasaron al también al reestablecido género Mazzaella G. De Toni. La presencia de una envoltura alrededor de la célula auxiliar, que luego es desplazada o reemplazada por los filamentos gonimoblásticos irregularmente ramificados, y la disposición única de los tetrasporangios en hileras derechas, formadas a partir de repetidas divisiones de células corticales superficiales hacia el interior del talo, constituyen los dos principales caracteres de diagnosis del género Rhodoglossum. Rev. peru. biol. 17(1): 115- 121 (April 2010)

Mazzaella es distinguida por carecer de una envoltura alrededor del cistocarpo y por la presencia de filamentos tubulares que conectan los filamentos gonimoblásticos con células medulares y corticales internas. Las especies pertenecientes a la familia Gigartinaceae presentes en el Perú son Chondracanthus chamissoi (C. Agardh) Kützing, Chondracanthus glomeratus (Howe) Guiry, Mazzaella hancockii (Dawson) Fredericq, Mazzaella denticulata (Dawson, Acleto et Foldvik) Fredericq y “Chondrus” canaliculatus (Homersand et al. 1993). Con excepción de “Chondrus” canaliculatus (C. Agardh) Greville, las Gigartinaceae, en el Perú, han limitado sus caracterizaciones a descripciones del hábito y de la estructura vegetativa, sin considerar otros caracteres para su identificación, tales como el desarrollo morfológico de las estructuras reproductivas. Por tal motivo, el presente estudio se enfoca en tres especies , Chondracanthus chamissoi, Mazzaella denticulata y “Chondrus” canaliculatus, caracterizándolas morfológicamente y en función al desarrollo de las estructuras reproductivas. Materiales y métodos El material estudiado proviene de la Colección de Algas del Herbario del Museo Nacional de Historia Natural (SGO) de Santiago de Chile pertenecientes a las localidades de Nazca (bahía de San Juan) y Pisco (playa Mendieta). Además se realizaron colectas en la localidad de Lima (playas San Francisco, Ancón y playas de Barranco). El análisis morfológico y morfoanatómico se realizó en material herborizado y en muestras conservadas en formalina/agua de mar 5%. Se realizaron cortes microscópicos hechas a mano alzada, teñidas con azul de anilina 1% y montadas en Syrup Karo 30%. Las estructuras vegetativas y reproductivas fueron observadas y fotografiadas bajo un microscopio.

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Calderón et al.

Resultados Chondracanhus chamissoi (C. Agardh) Kützing Hábito El talo es de consistencia membranácea a cartilaginosa, presenta una coloración que va desde rojo purpúreo al verde oscuro, puede alcanzar los 36 cm de largo y hasta 1 cm de ancho (Fig. 1 y 2). El talo esta constituido por un pequeño disco basal de fijación el cual puede llegar a medir 3 mm de diámetro, del cual emergen uno o varios estípites cilíndricos que van aplanándose hacia el ápice, el cual es agudo; puede ramificarse subdicotómicamente o no. En los márgenes laterales, presenta proliferaciones cuyo tamaño varían entre 0,1 cm y 11 cm y que también presentan pequeñas proliferaciones secundarias, variando en tamaño según la longitud de los diferentes ejemplares. Las proliferaciones presentan pequeñas pinnas dispuestas de manera alterna u opuesta. Los estípites de esta especie son variables en ancho, altura y grosor. Los talos pueden presentar márgenes dentados y pequeñas papilas en el centro del talo. Al igual que los demás miembros de la familia, presenta un ciclo de vida isomórfico y trifásico, con alternancia de gametofitos y tetrasporofitos erectos. Los gametofitos son dioicos. Estas plantas se distribuyen en el intermareal inferior y submareal superior, adheridas al sustrato rocoso, conchas de bivalvos y otros moluscos. Crece tanto en regiones expuestas al oleaje como protegidas. Esta especie es endémica de la costa del Pacifico Temperado Sudamericano, distribuyéndose desde Piura, en el norte del Perú, hasta Chiloé, al sur de Chile. Morfología vegetativa El talo es multiaxial y su espesor es de 319 – 326 μm. La corteza esta constituida por 5 a 7 capas de células fuertemente pigmentadas de función fotosintética. Las primeras capas conformadas por células corticales superficiales de forma elipsoidal de 1,2 – 2,4 μm de ancho y 3,2 – 6,4 μm de largo. Las capas restantes están constituidas por células corticales internas pequeñas y redondas, de 3,2 – 6,4 μm de ancho y 3,6 – 4,4 μm de largo. Estas células están interconectadas con células vecinas y con células medulares a través de conexiones primarias y secundarias, lo que les confiere una forma más o menos estrellada. El grosor de la corteza varía entre 25,2 – 46 μm. La medula esta formada por filamentos medulares de 12,8 – 34,8 μm de largo y 3,2 – 6,4 μm de ancho, que se interconectan unas a otras por conexiones secundarias formando una especie de malla laxa (Fig. 3). Morfología reproductiva El gametófito femenino presenta las estructuras reproductivas principalmente dispuestas en las pinnas de las proliferaciones primarias y secundarias; los cistocarpos, esféricos y notorios, se distribuyen en los márgenes de dichas proliferaciones (Fig. 1). El procarpo se forma por modificación de una célula cortical interna para dar lugar a una célula de soporte que origina una rama carpogonial, compuesta por 3 células, y una rama estéril o filamento lateral vegetativo. La célula de soporte, que cumple la función de célula auxiliar, se fusiona con el carpogonio y recibe el núcleo diploide, modificando su forma y tamaño. No se observó la formación de protuberancias. La célula auxiliar es rodeada por filamentos medulares secundarios que formaran

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la envoltura interna que rodea el cistocarpo y que aparecen en estadios tempranos del desarrollo, inclusive antes de la aparición del primer filamento gonimoblásticos (Fig. 4). Más adelante la célula auxiliar da origen a los filamentos gonimoblásticos (Fig. 5). La envoltura interna, laxa y difusa, tiene un grosor aproximado de 8 – 15,6 μm, y esta compuesta por una hilera externa e interna. La hilera externa esta conformada por células grandes ricas en citoplasma, que se tiñen fuertemente, y están enlazadas por conexiones secundarias a células corticales internas y medulares. La hilera interna, a su vez, esta formada por células más delgadas y hialinas que se encuentran enlazadas directamente a los filamentos gonimoblásticos que dan origen a los grupos de carposporangios (Fig. 7). El cistocarpo maduro tiene forma ovoide y mide aproximadamente 150,4 – 181,6 μm de diámetro, esta constituido por abundantes carposporas de 1,6 – 6,4 µm de diámetro y por dos ostiolos bien definidos (Fig. 6). En el tetrasporofito, al igual que el gametofito femenino, las estructuras reproductivas están confinadas a los márgenes de las proliferaciones, son de forma alargada y son ligeramente sobresalientes (Fig. 2). Los tetrasporangios están agrupados en la corteza formando un soro tetrasporangial de forma esférica, que mide entre 135,3 – 198,9 µm de diámetro (Fig. 8). Los tetrasporangios están divididos cruciada o decusadamente, y se forman a partir de células corticales internas (Fig. 9 y 10). Miden 43,5 – 63,2 µm de diámetro. No se observaron ejemplares masculinos. Discusión Chondracanthus chamissoi tiene una morfología altamente variable. Algunos autores (Dawson et al. 1964) optaron por clasificar las distintas formas en dos grupos morfológicos, el grupo “lessonii” que corresponde a la forma de talo estrecho entre los 3 – 5 mm, y el grupo “chauvinii” referido a las formas de talo ancho, de 25 mm o más. Según lo mencionado, los especimenes estudiados en este trabajo corresponderían a una forma intermedia; sugiriendo más estudios para determinar su posición taxonómica. El cistocarpo de Chondracanthus chamissoi es considerado como de tipo intermedio (Hommersand et al., 1999; Hommersand et al., 1993). En un cistocarpo de tipo primitivo (p.e. C. chapmanii de Nueva Zelanda), las células no modificadas de la envoltura presentan el núcleo haploide pequeño y el diploide alargado. Un cistocarpo de tipo avanzado (p.e. C. teedei de Europa) tiene la célula auxiliar con un núcleo largo, niveles amplificados de DNA y células de la envoltura alargadas conteniendo numerosos núcleos haploides. Sin embargo en este trabajo no se ha podido determinar al cistocarpo de Chondracanthus chamissoi como característico del tipo intermedio. Por otro lado, el cistocarpo de los especimenes estudiados, está más o menos compartimentalizado, siendo morfológicamente intermedio entre Chondracanthus, donde los carposporangios forman un denso tejido (Hommersand et al. 1993, fig. 22- 24; Hughey & Hommersand 2008, fig. 9- 16) y Gigartina, que es completamente compartimentalizado (Hommersand et al. 1999, fig. 27). Según lo observado, la envoltura que rodea al cistocarpo no es completamente compacta, los largos filamentos medulares secundarios que la conforman se disponen de manera laxa y Rev. peru. biol. 17(1): 115- 121 (Abril 2010)

Tres especies de Gigartinaceae del litoral peruano

Figuras 1 — 10. Chondracanthus chamissoi. (1) Hábito del gametofito femenino. (2) Planta tetrasporofítica. (3) Estructura vegetativa del talo mostrando las células corticales externas (cce), células corticales internas (cci) y células medulares (cm). (4 y 5) Estadio temprano de desarrollo de la célula auxiliar (ca) después de la fertilización originando filamentos gonimoblásticos iniciales (gi). Nótese que se encuentra rodeada por filamentos medulares primarios (fm). (6) Cistocarpo maduro rodeado de una envoltura (env), mostrando dos ostiolos (ost) y carposporas (cp) agrupadas. (7) Filamentos gonimoblasticos (fg) que originan grupos de carposporas (cp) y se enlazan a las células de la hilera interna (hi) de la envoltura; he: células de la hilera externa de la envoltura. (8) Formación de tetrasporocitos a partir de filamentos primarios de células corticales internas; trp1 y trp2: tetrasporocitos en diferentes estadios de desarrollo. (9 y 10) Soro tetrasporangial ubicado en la corteza interna.

difusa, no correspondiendo a lo descrito por Hommersand et al. (1993), para el género Chondracanthus, sin embargo los caracteres restantes caen dentro de dicha descripción. El género Gigartina difiere principalmente de Chondracanthus, en que la envoltura no esta diferenciada en una hilera externa e interna, la formación de grupos de carposporangios a manera de racimos de uva, los tetrasporangios se forman en el limite entre la corteza y la medula, generalmente a partir de Rev. peru. biol. 17(1): 115- 121 (April 2010)

filamentos secundarios, y las estructuras reproductivas femeninas están formadas sobre ramas secundarias, mientras que en Chondracanthus, se forman sobre ramas ordinarias (Hommersand et al. 1993; Hommersand et al. 1999). Finalmente, se puede concluir en base al material analizado, que Chondracanthus chamissoi presenta una envoltura laxa y difusa que rodea el cistocarpo, dicha envoltura se puede diferenciar en dos hileras según el tamaño y contenido de los filamentos que

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Calderón et al.

la integran, y el cistocarpo es más o menos compartimentalizado, ya que los carposporangios forman pequeños grupos separados por filamentos gonimoblásticos alargados y hialinos. Según lo analizado en el presente estudio, Chondracanthus chamissoi exhibe caracteres intermedios entre los géneros Chondracanthus y Gigartina, lo que motivará el desarrollo de futuros estudios, morfológicos y moleculares, que develen la posición taxonómica de esta especie. Mazzaella denticulata (Dawson, Acleto et Foldvik) Fredericq Hábito Talo solitario, de coloración rojo vinoso purpúreo a negruzco; presenta un pequeño disco basal de fijación menor de 1 mm de diámetro, del cual deriva erguida una estípite cilíndrica corta de 1 – 2 mm de largo, continuado en una lámina foliácea en forma de cinta de 15,9 – 47,8 cm de largo y 0,8 – 2,9 cm de ancho (Fig. 11 y 12). Presenta ramificación irregular, dicotómicamente o no, con proliferación y ramas marginales en los bordes que llegan a medir 13,4 cm de largo y 8 mm de ancho. El margen es entero, la superficie lisa y la consistencia cartilaginosa. Esta planta se encuentra localizada en la zona de intermareal inferior y submareal superior, en zonas expuestas fuertemente al oleaje, lo que dificulta su recolección. Se adhieren al sustrato rocoso. En ocasiones pueden encontrarse algunos ejemplares varados en las playas arenosas. Esta especie es endémica a la costa del Pacifico Temperado Sudamericano. En la costa peruana solo se han colectado ejemplares en las playas de Barranco, Lima, localidad tipo de esta especie. En la costa chilena, esta especie ha sido reportada, en la Isla Alacrán, en la región de Arica. Por lo tanto esta especie se distribuiría desde Lima, en el centro del Perú, hasta Arica en el norte de Chile. Morfología vegetativa El talo es multiaxial, cuyo espesor es de 87,6 – 103,2 μm. Esta constituido por una corteza de 23,6 – 28,6 μm de grosor, con 4 – 7 capas de células. La corteza externa la conforman 4 – 5 capas de células isodiamétricas de 1,6 – 3,0 μm de largo y 1,6 – 2,4 μm de ancho, que van aumentando de tamaño hacia el interior del talo y adoptando una forma estrellada, por las conexiones primarias y secundarias que tiene con células vecinas. Estas células conforman la corteza interna con 2 – 3 capas de células, de 1,6 – 2,4 μm de largo y 3,2 – 3,4 μm de ancho. La médula esta conformada por largas y pocas células filamentosas de 21,6 – 31,2 μm de largo y 0,6 – 1,0 μm de ancho, enlazadas unas con otras por conexiones secundarias, constituyendo así una médula laxa y suelta (Fig. 13). Morfología reproductiva Las estructuras reproductivas femeninas se encuentran distribuidas en toda la superficie de la lámina sobresaliendo notoriamente de la misma (Fig. 11). El procarpo se forma a partir de divisiones seriadas de una célula cortical interna, el cual da lugar a la célula de soporte, la célula inicial de la rama carpogonial y la célula inicial del filamento estéril. La célula de soporte es la de mayor tamaño, más basal y la más teñida. La rama carpogonial esta formada por 3 células, siendo el carpogonio la célula apical que origina un tricógeno largo y de contenido hialino (Fig. 14). La célula de soporte, que cumple la función de célula

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auxiliar, se fusiona con el carpogonio y recibe el núcleo diploide, modificando su forma y tamaño observándose pequeñas protuberancias que darán origen a los gonimoblastos iniciales (Fig. 15). A medida que se va desarrollando el cistocarpo, las células gonimoblásticas dan origen a cadenas de carposporangios de dos a tres células de largo. El cistocarpo no presenta una envoltura que la rodea (Fig. 17); sin embargo se observa que los filamentos gonimoblásticos, que son altamente ramificados, se enlazan a las células corticales y medulares internas por medio de filamentos tubulares delgados, desde estadios tempranos del desarrollo del cistocarpo (Fig. 16 y 18). Los cistocarpos maduros, de 149,2 – 189,6 μm de diámetro, tienen forma elíptica y se encuentran inmersos en el talo. Están constituidos de abundantes carposporas de 1,6 – 4,8 μm de diámetro. En el tetrasporofito, al igual que el gametofito femenino, las estructuras reproductivas están dispersas en la superficie de la lámina, sobresaliendo ligeramente (Fig. 12). Los tetrasporangios están agrupados en la medula formando un soro tetrasporangial, de forma elíptica que mide entre 94,6 – 134,8 µm de diámetro, y que se ubica en la medula (Fig. 20). Los tetrasporangios están divididos cruciada o decusadamente, formándose a partir de filamentos corticales internos secundarios; además, se encuentran enlazados a otras células por conexiones secundarias (Fig. 19). Los tetrasporangios miden 2,2 – 7,8 µm de diámetro. No se observaron ejemplares masculinos. Discusión El cistocarpo carece de envoltura; sin embargo, en algunas ocasiones se presentan células medulares primarias que la rodean parcialmente y que se forman en los últimos estadios del desarrollo del carposporofito. Por otro lado, los filamentos gonimoblásticos de la periferia, se unen a estas células medulares primarias y a células corticales internas, que cumplen una función nutritiva, a través de filamentos largos hialinos de poco contenido citoplasmático, algunos delgados y otros tubulares. Generalmente, los filamentos gonimoblásticos se enlazan a las células corticales internas por medio de numerosos filamentos delgados, mientras que cuando se enlazan a células medulares lo hacer por medio de los filamentos tubulares. Mazzaella denticulata, al igual que M. californica, especie holotipo, no presenta filamentos gametofititos secundarios; a diferencia de M. splendens que si los presenta, sin embargo coincide con este ultimo en el tamaño del cistocarpo, siendo pequeño en M. californica. Por otro lado, M. denticulata forma los tetrasporangios sólo a partir de filamentos corticales internos secundarios, a diferencia de M. affinis que los desarrolla enteramente de filamentos corticales primarios, o de M. splendens que los forma de filamentos primarios y secundarios. Esto concuerda parcialmente con lo referido por Hommersand et al. (1999), quienes mencionan que las especies de Sudamérica y Sudáfrica poseen el cistocarpo con escasos filamentos secundarios, y los tetrasporangios son formados enteramente de filamentos secundarios. Los caracteres antes mencionados para M. denticulata, como la falta de una envoltura alrededor del cistocarpo, filamentos gonimoblásticos muy ramificados, límite distinguible entre gonimoblastos y células vegetativas, y la presencia de cadenas carpogoniales originadas de células gonimoblásticas, concuerdan con los caracteres de diagnosis del género Mazzaella; sin emRev. peru. biol. 17(1): 115- 121 (Abril 2010)

Tres especies de Gigartinaceae del litoral peruano

Figuras 11 − 20. Mazzaella denticulata. (11) Hábito del gametofito femenino. (12) Planta tetrasporofítica. (13) Estructura vegetativa del talo mostrando la corteza y la medula filamentosa. (14) Procarpo formado por una célula de soporte (cs), un filamento estéril (fe) y la rama carpogonial que contiene al carpogonio (c) que origina al tricógino (t). (15) Célula auxiliar (ca) que origina numerosas protuberancias que darán lugar a los gonimoblastos iniciales (gi). (16) Cistocarpo en desarrollo mostrando célula auxiliar (ca) y filamentos gonimoblásticos (fg). (17) Cistocarpo maduro con ausencia de una envoltura. (18) Filamentos que unen los filamentos gonimoblásticos a células de la corteza interna (f1) y a células medulares (f2). (19) Tetrasporocitos (tpc) formados a partir de los filamentos corticales secundarios internos. (20) Soro tetrasporangial ubicado en la región medular.

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bargo, a diferencia de otras especies, posee pocas protuberancias que originan gonimoblastos iniciales y carecen de filamentos secundarios o filamentos gametofititos secundarios. Este es el segundo reporte en el Perú desde su descripción (como Rhodoglossum denticulatum) y es el primero como Mazzaella denticulata. “Chondrus” canaliculatus (C. Agardh) Grevile Hábito Talo membranáceo y cartilaginoso, de color verde oscuro a rojo purpúreo; presenta un pequeño disco de fijación de 1 – 2 mm de diámetro, que origina un pequeño estípite erecto y cilíndrico, de 1,6 – 2,4 mm de largo, que origina una fronda aplanada (Fig. 21 y 22). El talo mide 11,2 – 24,1 cm de longitud y 0,5 – 1,3 cm de ancho. Presenta ramificación subdicotómica de hasta 10 órdenes, en algunas ocasiones sin patrón de ramificación definido. Las ramas miden entre 5,8 – 10,8 cm de largo y 0,6 – 1,1 cm de ancho y presentan pequeñas proliferaciones en los márgenes enteros de las ramas. La morfología de esta especie es variable en largo, ancho y grosor. Esta especie se encuentra ubicada en la zona intermareal inferior y submareal superior, de zonas protegidas y poco expuestas al oleaje. Se adhieren fuertemente al sustrato rocoso y valvas de moluscos. Esta especie es endémica a la costa del Pacifico Temperado Sudamericano, distribuyéndose desde las islas Chincha, en la costa central del Perú, hasta Chiloé, en el sur de Chile. Morfología vegetativa El talo es de construcción multiaxial, cuyo espesor es de 169,6 – 190,4 μm; conformado por una corteza de 13,2 – 15,2 μm de grosor, con 5 a 6 capas de células. Las células corticales más externas, de forma alargada, de 1,2 – 2,2 μm de largo y 0,4 – 0,8 μm de ancho, forman de 4 a 5 capas. Las células corticales internas, de 1,0 – 1,6 μm de largo y 2,0 – 3,2 μm de ancho, con 1 a 2 capas; adquieren una forma estrellada debido a las conexiones secundarias con células vecinas. La médula es filamentosa y laxa, conformada por células de 10,8 – 24,4 μm de largo y 0,6- 0,8 μm de ancho (Fig. 23). Morfología reproductiva Las estructuras reproductivas femeninas son globosas y sobresalientes, se encuentran distribuidas en la cara externa superficie de la fronda del gametofito (Fig. 21). El procarpo lo conforman una célula de soporte, que más adelante actúa de célula auxiliar, un filamento estéril, y la rama carpogonial de tres células (Fig. 24). Una vez ocurrida la fertilización, el carpogonio se fusiona con la célula auxiliar, que modifica su forma y tamaño para dar paso a la formación de muchas protuberancias que originaran los gonimoblastos iniciales que crecen y forman los filamentos gonimoblásticos (Fig. 25). La célula auxiliar esta rodeada por una envoltura más o menos compacta, de 15,2 – 25,2 μm organizada a partir de filamentos secundarios originados de las células medulares vegetativas del gametofito (Fig. 26). Los filamentos gonimoblásticos no penetran la envoltura ni se unen a las células que la conforman. Las células gonimoblásticas originan cadenas de carposporangios. Los cistocarpos maduros, de 117,2 – 183,2 μm de diámetro, son elípticos y están inmersos en la médula. Las carposporas miden 1,6 – 2,8 μm de diámetro.

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En el tetrasporofito las estructuras reproductivas, también protuberantes y sobresalientes, se encuentran en las ramas cerca de los ápice (Fig. 22). Los tetrasporangios están agrupados en soros elípticos de 126,6 μm de diámetro (Fig. 28). Los tetrasporangios, de 3,2 – 5,2 μm de diámetro, se forman a partir de filamentos medulares secundarios, en la medula externa y están divididos cruciada y decusadamente (Fig. 27). No se observaron ejemplares masculinos. Discusión Esta especie fue tratada y estudiada ampliamente por Arakaki et al. (1997), mencionando que “Chondrus” canaliculatus de Chile y Perú no corresponden con los caracteres de diagnosis para el género Chondrus, basados sobre la especie holotipo Chondrus crispus Stackhouse, ni a otros géneros de la familia. Hommersand et al. (1999), refieren que “Ch”. canaliculatus morfológicamente es intermedio entre Mazzaella y el clado Iridea/Sarchotalia de Chile, Nueva Zelanda y Sudáfrica, ya que los filamentos de la envoltura desarrollan gradualmente y son más difusos que en Iridea o Sarcothalia, además que el tetrasporangio se forma en filamentos secundarios en la médula externa, como en Sarcothalia. La presencia de una envoltura alrededor del cistocarpo y el origen de los tetrasporangios a partir de filamentos secundarios de la medula externa son los dos principales caracteres en conflicto que sugieren que “Ch”. canaliculatus debe ser removida del género Chondrus y constituir un nuevo género dentro de la familia Gigartinaceae. Agradecimientos Al Consejo Nacional de Ciencia, Tecnología e Innovación Tecnológica (CONCYTEC) de Perú y al Programa de Movilidad Estudiantil del Vicerrectorado Académico de la Universidad Nacional Mayor de San Marcos, por el financiamiento de viajes y manutención. Al Museo Nacional de Historia Natural de Santiago Chile por las facilidades otorgadas para la realización de este trabajo. Un especial agradecimiento a la Prof. Olga Riofrio por el incentivo y sugerencias. Literatura citada Arakaki N., M.E. Ramírez & C. Córdova. 1997. Desarrollo morfológico y taxonomía de Chondrus canaliculatus (C. Ag.) Greville (Rhodophyta, Gigartinaceae) de Perú y Chile. Bol. Mus. Nac. Hist. Nat. Chile 46:7-22 Dawson E.Y., C. Acleto & N. Foldvik. 1964. The seaweeds of Perú. Beihefte Nova Hedwigia 13: 1-111, 81 plates. Hommersand M.H. & S.fredericq. 1990. Sexual reproduction and cystocarp development. In Cole& Sheath (eds.). Biology of the red algae. New York, Cambridge University Press. P 305-345 Hommersand M.H., M. Guiry, S. Fredericq & G. Leisler. 1993. New perspectives in the taxonomy of the Gigartinaceae (Gigartinales, Rhodophyta). Hidrobiologia 260/261: 105-120 Hommersand M.H., S. Fredericq & W. Freshwater. 1994. Phylogenetics systematics and biogeography of the Gigartinaceae (Gigartinales, Rhodophyta) based on sequence analysis of rbcL. Botanica Marina. 37: 193-203. Hommersand M.H., S. Fredericq, D.W. Freshwater & J. Hughey. 1999. Recent development in the systematics of the Gigartinaceae (Gigartinales, Rhodophyta) based on rbcL sequences analysis and morphological evidence. Phyclogical Research 47: 139-151

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Tres especies de Gigartinaceae del litoral peruano

Figuras 21 — 28. Chondrus canaliculatus. (21) Hábito del gametofito femenino (Ica: Pisco, leg. César Acleto 17- VIII- 1978, SGO 136498). (22) Planta tetrasporofítica (Ica: Pisco, leg. César Acleto 17- VIII- 1978, SGO 136500). (23) Estructura vegetativa del talo mostrando las células corticales externas (cce), células corticales internas (cci) y células medulares (cm). (24) Procarpo formado por una célula de soporte (cs), un filamento estéril (fe) y una celula inicial (c1) que dará origen a la rama carpogonial. (25) Cistocarpo en formación mostrando la célula auxiliar (ca). (26) Cistocarpo maduro rodeado de una envoltura (env). (27) Tetrasporocitos (cabeza de flechas) formados a partir de filamentos medulares secundarios. (28) Soro tetrasporangial ubicado en la médula.

Hughey J.R. & M.H. Hommersand. 2008. Morphological and molecular systematics stuffy of Chondracanthus (Gigartinaceae, Rhodophyta) from Pacific North America. Phycologia 47 (2): 124-155.

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Kylin H. 1932. Studien ubre die Entwicklunschichte der Florideen. K. Sv. Vet. Akad. ANLD. 63 (11): 1’ 139, 82 figs.

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Calder贸n et al.

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Características de una fosfolipasa A2 del veneno ISSN de Lachesis muta 1561-0837

Caracterización biológica y acción de inhibidores de una fosfolipasa A2 del veneno de Lachesis muta Biological characterization and inhibitors action of Phospholipase A2 from Lachesis muta venom Rosalina Inga, Dan Vivas, Pedro Palermo, Julio Mendoza, Fanny Lazo y Armando Yarlequé Laboratorio de Biología Molecular, Facultad de Ciencias Biológicas, Universidad Nacional Mayor de San Marcos. Apartado 11-0058, Lima 11, Perú. Email Rosalina Inga: rosalin_47@hotmail.com

Publicado impreso: 20/10/2010 Publicado online: 29/09/2010

Resumen El presente trabajo informa de la purificación y caracterización bioquímica y biológica de la fosfolipasa A2 (PLA2) de Lachesis muta (Linnaeus, 1766). La purificación se realizó por cromatografía liquida (CL) usando CM-Sephadex C-50 y Sephadex G-50, obteniéndola al estado homogéneo con un peso molecular de 18749 Da. Los ensayos con PLA2 realizados sobre fosfolípidos de yema de huevo y lecitina comercial, mostraron que los agentes EDTA, PMSF, glutatión y cisteína, inhibieron la actividad con valores mayores al 50%. La PLA2 de L. muta produjo un notable efecto anticoagulante, observándose un retardo de 2’30” en el tiempo de coagulación con 9,6 µg de la enzima. La hemólisis indirecta sobre eritrocitos humanos dio un equivalente de 4,35 µg como dosis hemolítica media (HD50). Los valores de dosis edemática media y dosis miotóxica mínima fueron de 91,5 µg y 125,89 μg/mL respectivamente; valores por debajo de PLA2 de otros venenos. No se registró actividad hemorrágica directa. Las pruebas de inmunodifusión e inmunoelectroforésis revelaron que PLA2 de L. muta tuvo reactividad inmunogénica contra el antiveneno lachésico monovalente (INS-Perú). Sin embargo, la neutralización por el antiveneno fue parcial. Palabras claves: Fosfolipasa A2, enzima, ofidio, toxicidad, inhibición

Abstract In the present study, phospholipase A2 (PLA2) from Lachesis muta (Linnaeus, 1766), is isolated, purified and characterized biochemically and biologically. Purification was performed by liquid chromatography (LC) using CM-Sephadex C-50 and Sephadex G-50, homogenized enzyme had a molecular weight of 18749 Da. Trials with egg yolk phospholipids, and commercial lecithin showed that EDTA, PMSF, glutathione and cysteine inhibited the activity with values greater than 50%. The PLA2 had a significant anticoagulant effect, showing a delay of 2'30" on the coagulation time with 9.6 µg of the enzyme. The indirect impact on human erythrocyte hemolysis gave an equivalent of 4.35 µg as HD50. Mean edematic dose and minimum myotoxic dose were 91.5 mg and 125.89 mg / mL respectively, these values were below enzymes phospholipase A2 from others poisons. There was no hemorrhagic activity. Immunodiffusion tests and immunoelectrophoresis revealed that the PLA2 of L. muta was immunogenic reactivity against lachesic monovalent antivenom (INS-Peru). However, the neutralization by the antivenom was partial. Keywords: Phospholipase A2 , enzyme, snake, toxicity, inhibition.

Introducción Muchos de los envenenamientos ofídicos que ocurren en la selva alta y baja del Perú son causados por especies de la familia Viperidae, siendo Lachesis muta “Shushupe” la serpiente Crotalinae que ocasiona un cuadro clínico severo, con daños locales y sistémicos como: cólico abdominal, diarrea, edema, dolor local intenso, nauseas, anormalidades hemostáticas, hipotensión, sangrado, necrosis, signos neurotóxicos, coagulopatias, choque cardiovascular e insuficiencia renal aguda; todo ello atribuido al complejo enzimático del veneno. Dentro de este complejo enzimático se encuentran las fosfolipasas (EC 3.1.1.4), enzimas hidrolazas de los fosfolípidos que actúan sobre los enlaces acil-éster de una gran variedad de fosfoglicéridos. La fosfolipasa A2 (PLA2 )conocida también como fosfatidasa A o lectinasa A, es la fosfolipasa comun en venenos de serpientes. Más de cien fosfolipasas procedentes de serpientes y de otras fuentes han sido caracterizadas y purificadas (Kini & Evans, 1989). Entre las características de esta enzima se conoce el efecto anti-coagulante, hemorrágico, inhibidor de la agregación plaquetaria, neurotóxico, convulsivo y miotóxico, (Soares & Giglio 2003, Kini 2003). Estas enzimas están involucradas en los procesos fisiopatológicos del reumatismo, osteoartritis, psoriasis, shock séptico, sindrome distress respiratorio y asma (Touqui & Alaoui-El-azher 2001, Murakami & Kudo, 2002). También se conoce de efectos bactericidas, anti-HIV, anti-tumoral, antiparasitario y anti-malarico (Soares & Giglio 2003, Kini 2003). Rev. peru. biol. 17(1): 123 - 128 (April 2010)

Las homologías estructurales de las fosfolipasas de venenos de serpientes no están relacionadas con sus efectos biológicos, y puede existir isoformas de PLA2 en un mismo veneno con funciones biológicas totalmente distintas, por lo que el estudio de estas proteínas adquiere singular importancia. Las proteínas aisladas y caracterizadas del veneno de L. muta de Perú son las enzimas similar a trombina (Yarleque et al. 1989), proteinasa (Rodríguez & Yarleque 1990), fibrinogenasa (Escobar 1992) y fosfolipasa (Mejia et al. 2006). Considerando la gran variabilidad de la acción biológica e inmunológica de las fosfolipasas A2 y tomando en cuenta el poco conocimiento de sus inhibidores; en el presente trabajo realizamos un estudio de su acción biológica como: anticoagulante, hemolítica, hemorrágica, miotóxica y edemática, así como estudios de la acción de sus inhibidores y su reactividad inmunogénica frente al antiveneno especifico producido por el Instituto Nacional de Salud-Perú. Materiales y métodos Venenos y antiveneno. Se empleo veneno liofilizado de Lachesis muta procedente de Satipo, Junín; mantenidos en cautiverio en el serpentario Oswaldo Meneses de la UNMSM-Lima. El antiveneno fue el suero antilachésico monovalente líquido, producido por el Instituto Nacional de Salud-Lima. La cuantificación de proteínas fue estimada por el método de Warburg y Christian, (1941) y por el método de Lowry et al. (1951), utilizando como proteína estándar albúmina bovina.

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Inga et al.

La Purificación de la enzima Se realizó por el método de Mejia et al. (2006) con variaciones. Cien miligramos de veneno liofilizado fueron disueltos en 2 mL de buffer acetato de amonio 0,05M a pH 5,0; se centrifugó a 4000 rpm por 15 min para eliminar los residuos insolubles. El sobrenadante fue aplicado en una resina de intercambio catiónico CM-Sephadex C-50 (45 x 1,2 cm), equilibrado con el mismo buffer, colectándose fracciones de 3 mL a razón de 7 mL/h a temperatura ambiente. La elución de las proteínas retenidas se realizó con el mismo buffer conteniendo NaCl 0,3M y 0,6M respectivamente. Cada fracción fue analizada, en cuanto a su actividad enzimática (Fosfolipasa A2) y las fracciones con mayor actividad fueron reunidas, concentradas y aplicadas a una columna de filtración Sephadex G-50 (45 x 1,2cm), equilibrado en buffer acetato de amonio 0,05M a pH 5,0 y colectándose fracciones de 1,5 mL a razón de 7 mL/h a temperatura ambiente. Se analizó cada fracción en su actividad enzimática reuniendo las fracciones con mayor actividad para su posterior caracterización. Actividad enzimática de fosfolipasa A2. Se determinó la actividad enzimática empleando los métodos de: Vidal y Stoppani (1971), y el método de De Oliveira y Palma (1998). Propiedades bioquímicas de la enzima Evaluación de la pureza y peso molecular, se realizó una electroforésis en gel de poliacrilamida con dodecil sulfato de sodio (PAGE-SDS) al 12% en condiciones reductoras y no reductoras de acuerdo al método de Laemmli (1970). Se empleo 20 µg de la enzima purificada y como patrones de peso molecular: Lisozima (14300 Da), Inhibidor de tripsina (21500 Da), Ovoalbúmina (45000 Da) y Albumina (66000 Da). Adicionalmente la pureza también fue evaluada por inmunodifusión e inmunoelectroforesis. Efecto de inhibidores enzimáticos. Se analizaron los efectos de inhibidores enzimáticos: PMSF, DTT, Iodoacetato, EDTA, TLCK, 2β-Mercaptoetanol, a concentraciones finales de 2,5; 5; 10 y 20 mM. Igualmente se evaluó el efecto de algunos aminoácidos: cisteína, ácido aspártico, ácido glutámico y el péptido glutation a las mismas concentraciones anteriormente señaladas. Se preincubó la enzima con cada inhibidor por 10 min a 37 ºC. Propiedades biológicas de la enzima Determinación de la actividad hemolítica a) Actividad Hemolítica en Tubo Se evaluó la hemólisis directa al mezclar 0,8 mL de buffer isotónico, 0,1 mL de glóbulos rojos lavados (GRL) y 0,1 mL de la enzima a diferentes concentraciones, fue incubado a 37 ºC por 2 horas, se detuvo la reacción con 5 mL de NaCl al 0,9% pH 7,3 con EDTA 1 mM fría; luego fue centrifugada a 1000 rpm por 5 min y la hemoglobina liberada fue leída a 540 nm. El grado de hemólisis total se expresó como porcentaje de hemoglobina liberada de 0,1 mL de GRL hemolizados con 5,9 mL de agua destilada (Condrea et al. 1964). Se determino la Dosis Hemolítica Media (DH50), la cual se define como la concentración de veneno en µg/mL que es capaz de lisar el 50% de los glóbulos rojos, (Castañon et al., 1993). Para la hemolisis indirecta se adiciono además 0,1 mL de fosfolípidos de yema de huevo al 6,4% (Condrea et al., 1964).

124

b) Actividad hemolítica Indirecta en placa Se prepararon placas de agar sangre (agar 1,5% en PBS a pH 7,4, GRL al 3%, yema de huevo al 5% y CaCl2 10 mM) donde se fabricaron pocillos colocándose las muestras de veneno y enzima purificada, usándose como control solución salina. Se midieron los halos hemolíticos formados a las 0, 12 y 24 horas (Gutiérrez et al. 1988). Actividad miotóxica. Se determino por la prueba de cuantificación de Creatina Kinasa (CK) sérica. Inyectandose 0,1 mL de la fosfolipasa A2 a diferentes concentraciones a ratones albinos (18 – 22 g) en el músculo gastrocnemius; se uso como control negativo solución salina. Después de 2 horas se obtuvo el plasma. La actividad de creatina kinasa fue medida con 25 μL del plasma sobre 1 mL del kit para creatina kinasa (Pointe Scientific, USA), midiendo los incrementos en la absorbancia a 340 nm por minuto. La actividad se expresó en UI/L. (Gutiérrez et al. 1980). Se determinó la Dosis Miotóxica Mínima (DMM) que corresponde a la cantidad de enzima que produce un valor de CK 4 veces mayor al control negativo, (WHO 1981). Actividad edemática. Fue determinado por el método de Yamakawa et al., (1976), inyectándose 0,05 mL de fosfolipasa A2 a distintas concentraciones en el cojinete de la pata posterior derecha de ratones albinos (18 – 22 g), y en la pata posterior izquierda solución salina (control negativo). Después de 3 horas se sacrificaron los animales y las patas inyectadas fueron pesadas comparándolas con su propio control negativo y evaluando la diferencia de pesos entre ellos. La dosis edemática media (DEM) se expresa en microgramos de proteína capaz de producir una diferencia de peso entre el miembro tratado y no tratado, equivalente al 30%., (WHO 1981). Determinación de la actividad hemorrágica. Se realizó según el Método de Kondo et al. (1960); ratones (18 – 22 g) fueron inyectados intraperitonealmente con 0,1 mL de la muestra, luego de 2 horas se sacrificaron. Retirándose la piel y evaluando el área hemorrágica formada. La actividad hemorrágica se expresó como la dosis hemorrágica mínima (DHM), definida como la cantidad de veneno o enzima que induce un área hemorrágica de 10 mm de diámetro. Actividad anticoagulante. Se determinó por el método descrito por Yarlequé et al. (1989). La mezcla de reacción contenía 0,2 mL de plasma humano y 0,1 mL de la enzima, se incubaron a 37 ºC por 5 min para luego agregarles 0,1 mL de CaCl2 25 mM midiéndose el tiempo de recalcificación. La actividad anticoagulante se determinó por el retardo en la coagulación o la incoagulabilidad del plasma con respecto al tiempo de coagulación del blanco. Pruebas inmunológicas y de neutralización Inmunodifusión directa (IDD) e inmunoelectroforesis La inmunogenicidad de la enzima purificada fue determinada siguiendo la metodología de Ouchterlony y Nilsson (1967), sobre geles de agarosa al 1% en PBS. Ensayo de neutralización para la actividad enzimática Se utilizaron mezclas que contenían 4,35 µg de la enzima en estudio con diferentes concentraciones del suero antilachésico monovalente equivalentes a 0,5; 1 y 2 dosis las cuales fueron preincubadas a 37 ºC por 30 min para luego medir la actividad Rev. peru. biol. 17(1): 123 - 128 (Abril 2010)

Características de una fosfolipasa A2 del veneno de Lachesis muta

Tiempo de recalcificación

% Hemólisis

120 100 80 60 40 20 0

0,00

0,50

1,00

1,50

2,00

2,50

175

125 95

100 75 50

60 41

3,00

Log. µg Veneno total

158,5

150

1,6

Fosfolipasa A

3,2

6,4

9,6

µg de fosfolipasa

Figura 1. Curva dosis-respuesta. Actividad hemolítica indirecta del veneno total y la fosfolipasa A2 de Lachesis muta.

de fosfolipasa. Una dosis neutralizante equivale a 10 mL de suero que neutraliza 24 mg de veneno lachésico. Ensayo de neutralización para la actividad hemolítica Se preparó una solución de agar al 1,5% en PBS a pH 7,4, GRL al 3%, yema de huevo al 5% y CaCl2 10 mM. Luego de su gelificación se realizaron pocillos y se colocaron las muestras del antiveneno y la enzima preincubadas a 37 ºC por 30 min a concentraciones equivalentes a 0,5; 1 y 2 dosis, se evaluó a las 12 y 24 horas observándose el grado de neutralización por la reducción del halo de hemólisis. Resultados Purificación de la enzima El veneno crudo de Lachesis muta fue fraccionado en 4 picos al ser pasado por una resina de CM-Sephadex C-50, en condiciones isocráticas, representando el 42,4% del total de la proteína colocada. Eluyeron adicionalmente 3 picos con NaCl 0,3 M y 2 picos con NaCl 0,6 M representando 42,6% y 15% respectivamente. La actividad de fosfolipasa A2 estuvo presente en la caída del tercer pico del volumen isocrático que representó el 2,1% del total de proteína. En el segundo pasó cromatográfico en Sephadex G-50, se resolvieron 2 picos, encontrándose la fosfolipasa en el primero. Como se muestra en la Tabla 1, la metodología empleada nos permitió la purificación de la PLA2 con un rendimiento del 34,1% y una purificación de 55,3 veces representando el 0,62% del total de proteína. Al evaluar la fosfolipasa A2 por PAGE-SDS, bajo condiciones reductoras y no reductoras, se observo en ambos casos que la enzima mostró una sola banda homogénea indicándonos que la proteína es monomérica con un peso molecular de 18749 Da.

Figura 2. Actividad anticoagulante de la fosfolipasa A2 de Lachesis muta.

Efecto de inhibidores enzimáticos El EDTA y el PMSF tuvieron un efecto inhibitorio mayor, aunque no total; para que los otros agentes inhibitorios logren un efecto similar es necesario el incremento de su concentración. Por otro lado, las pruebas con los aminoácidos y el glutatión dieron como resultado que este ultimo inhibe en mayor grado la actividad de la enzima seguido por la cisteína sin diferir mucho de los otros aminoácidos que presentan inhibición parcial al emplearse concentraciones altas. Propiedades biológicas de la enzima En cuanto a las actividades biológicas la enzima mostró una elevada actividad hemolítica indirecta con una Dosis Hemolítica media (DH50) de 4,35 µg para la enzima purificada y de 67,6 µg para el veneno total (Fig. 1). Los valores de Dosis Miotóxica Mínima (DMM) y Dosis Edemática Mínima fueron de 125,89 μg/mL y de 91,5 µg respectivamente. La enzima purificada retardo el tiempo de recalcificación del plasma humano como se muestra en la Figura 2. Produciendo un retraso de 158 segundos con 9,60 µg de enzima. La enzima no presentó actividad hemolítica directa sobre los eritrocitos humanos así como actividad hemorrágica a las concentraciones de 5, 15 y 30 µg, al inocularse en piel de ratones albinos. Pruebas inmunológicas y ensayos de neutralización Las pruebas de inmunodifusión e inmunoelectroforesis demostraron la inmunogenicidad de la fosfolipasa A2 purificada y del veneno de L. muta, al ser reconocidas por el suero antilachésico monovalente comercial, observándose un solo arco de precipitación para la PLA2 purificada y varios arcos para el veneno total.

Tabla 1. Purificación de la fosfolipasa A2 del veneno de Lachesis muta. Actividad Específica: min. de retardo/min. Incubación/mg proteína Proteina total

Procedimiento

Actividad especifica

Unidades totales de actividad

Rendimiento %

Purificación (veces)

110,1

100

1,6

171,7

100

CM-SEPHADEX C-50

2,3

2,07

59,8

136,3

79,4

388,3

SEPHADEX G-50

0,68

0,62

86,3

58,5

34,1

55,3

Inicial (Veneno crudo)

Rev. peru. biol. 17(1): 123 - 128 (April 2010)

125

Inga et al. Tabla 2. Efecto de algunos agentes sobre la actividad de la fosfolipasa A2 del veneno de Lachesis muta. DDT: ditiotreitol, TLCK: tosil-lisil-clorometil-cetona, PMSF:fenil metil solfonul fluoruro, EDTA: Etilensiaminotetraacetico. Actividad específica (%)

Agente quimico

2,5 mM

5 mM

90,3 89,5 92,6 88,0 68,1 70,8 98,0 90,9 80,3 78,1

73,0 81,7 81,0 76,1 53,0 52,4 77,5 69,2 54,9 48,9

10 mM

20 mM

100%

Control DTT 2-Mercaptoetanol Iodoacetato TLCK PMSF EDTA Ácido aspártico Ácido glutámico Cisteína Glutation

65,0 72,4 63,7 58,1 42,4 35,8 64,4 51,3 41,6 36,4

62,0 59,4 55,3 49,5 39,9 32,7 62,1 47,7 31,6 30,0

El suero antilachésico no neutralizó completamente la acción enzimática de la fosfolipasa A2 purificada reduciéndola hasta un 41,7% cuando se emplea la mayor dosis del antiveneno (Fig. 3). De la misma manera la actividad hemolítica indirecta de la enzima solo fue neutralizada parcialmente con la dosis mayor de antiveneno, hasta un 60% de acción hemolítica. Discusión Purificación de la enzima y determinación del peso molecular Una isoforma de fosfolipasa A2, aislada del veneno de la serpiente peruana Lachesis muta, fue purificada por medio de dos pasos cromatográficos que involucraron secuencialmente el empleo de una resina intercambio catiónico CM sephadex C-50 y una resina de exclusión molecular Sephadex G -50. La enzima es de carácter ácido al ser eluída en el volumen isocrático del primer paso cromatográfico. En trabajos previos realizados en veneno de L. muta de Brasil han caracterizado cuatro isoformas de PLA2, siendo dos ácidas y dos básicas (Fuly et al. 2002, Damico et al. 2005), con características bioquímicas y biológicas distintas a las encontradas en la enzima purificada en este trabajo.

% de neutralización

Actividad hemolítica Actividad enzimática

60 50

41,7 41,7

32,5

22,7

25,0

20 10 0

4,2 0,5

Dosis de suero antilachésico Figura 3. Neutralización de la actividad enzimática y hemolitica de la fosfolipasa A2 purificada de Lachesis muta.

126

Los análisis por PAGE SDS así como las pruebas de inmunodifusión confirmaron la pureza de la proteína. El peso molecular de la enzima purificada tanto en condiciones reductoras como no reductoras fue de 18749 Da, peso similar fue encontrado para la PLA2 de L. muta de Brasil (Fuly et al. 2002), encontrándose dentro del rango de fosfolipasas en venenos de serpientes (Kini 2003). La presencia de una sola banda en condiciones reductoras indica que la proteína es de naturaleza unicatenaria. Efecto de inhibidores enzimáticos Como se muestra en la Tabla 2, el EDTA es el mayor inhibidor de la actividad enzimática porque es un agente quelante que atrapa todos los cationes divalentes presentes en el medio, dejando a la enzima sin su activador. Esto permite afirmar que la enzima requiere de iones como calcio para potenciar su actividad (Hseu et al. 1999). Así mismo, debemos resaltar el hecho que los ácidos aspártico y glutámico logran inhibir a la PLA2 a altas concentraciones, por lo que se sospecha que el mecanismo de acción comprendería la atracción del ion ligado a la enzima por tales aminoácidos ácidos, causando con ello un descenso en la afinidad PLA2-fosfolipidos. Los efectos del PMSF y TLCK evidenciarían la presencia de los aminoácidos serina e histidina y/o cisteína como residuos fundamentales en la estructura catalítica. Por otro lado, los resultados de inhibición con mercaptoetanol y el DDT indican que los puentes disulfuros no parecen estar involucrados en la conformación del sitio activo de la enzima pero si son necesarios en la estructura conformacional de la misma (Yang & King 1980). Un efecto similar tiene el aminoácido cisteína el cual logra inhibir a la enzima en 68,4% de su actividad; ambos, glutation y cisteína, modificarían la estructura conformacional de la enzima ya sea por ruptura de puentes disulfuros como es el caso del glutation o por la formación de nuevos puentes por encontrarse cisteína libre en el medio. Sin embargo son necesarios estudios cinéticos más profundos para determinar el modo probable de acción de los agentes mencionados Caracterización biológica Las PLA2 pueden actuar directamente sobre los eritrocitos para causar hemolisis (Kemparaju et al. 1994). Trabajos previos han sugerido la presencia de componentes que permiten esta actividad como el factor lítico directo, FLD (Martin et al. 1975) o el desoxicolato (Hendon & Fraenkel-Conrat 1971). Sin embargo, el mecanismo responsable para esta actividad no está del todo entendido. La enzima aislada no presenta una actividad hemolítica directa, la hemolisis producida es el resultado de la actividad de la lisolecitina liberada por la enzima al actuar sobre los fosfolipidos libres, atribuyendo de esta manera una actividad hemolítica indirecta que es superior al del veneno crudo y al reportado por Castañon et al. (1993). No se ha encontrado una actividad miotóxica significante por parte de la enzima aislada lo que sugiere que pertenecería al grupo de las PLA2 que presentan el residuo D-49 y no al grupo que presenta el residuo K-49 (Ownby et al. 1999). Tampoco fue identificada una actividad edematizante significativa, la cual si es producida por las PLA2 de Lachesis muta stenophrys y Crotalus durissus durissus (Lomonte 1985) y B. asper (Lomonte y Gutierrez 1989), sin embargo esta actividad si está presente en el veneno crudo de L. muta lo que sugiere la existencia de otro componente en el veneno responsable para tal actividad. Rev. peru. biol. 17(1): 123 - 128 (Abril 2010)

Características de una fosfolipasa A2 del veneno de Lachesis muta

Una de las diferencias resaltantes de la isoforma aislada en este trabajo con la reportada por Mejia et al. (2006) es la presencia del notable efecto anticoagulante, la cual alarga el tiempo de recalcificación del plasma, probablemente por hidrólisis de fosfolípidos, indispensable para que funcione la cascada de coagulación por la vía intrínseca (Bofa et al. 1982) esta actividad también esta presente en varias PLA2 aisladas (Kemparaju et al. 1994, Boffa & Boffa 1976, Condrea et al. 1981, Teng et al. 1984 y Prado-Franceschi et al. 1998). Inmunogenicidad y neutralización La reactividad inmunológica de la PLA2 indica que esta proteína, a pesar de su menor tamaño, puede inducir la producción anticuerpos. Investigaciones previas dan a conocer que las PLA2 pueden llegar a alcanzar hasta el 68% del veneno crudo (la crotoxina de C. durissus terrificus) por lo que al neutralizar al mayor componente del veneno, se estaría neutralizando la letalidad del mismo (Da Silva & Guilherme 1982). Los resultados de neutralización muestran que, independientemente de su inmunogenicidad, los anticuerpos anti-PLA2 presentes en el antiveneno comercial no son neutralizantes de su actividad enzimática. Por otro lado, los ensayos in vitro para probar la potencia del antiveneno sobre la actividad de PLA2, existen como alternativa con el objetivo de aminorar el uso de animales para experimentación (Habermann & Hardt 1972, Gutiérrez et al. 1988). En conclusión se ha aislado una nueva isoforma de PLA2 del veneno de la serpiente peruana Lachesis muta, que presenta una notable actividad anticoagulante y acción hemolítica indirecta, los principales inhibidores son agentes quelantes y reductores de aminoácidos específicos de sitio activo. Literatura citada Boffa M., J. Dachary, H. Verheij, et al. 1982. Do we know: why some phospholipase A2 are anticoagulant? Toxicon 20, 305. Boffa M. & M. Boffa. 1976. A PLA2 whit anticoagulant activity. Inhibition of the fosfolipid activity in coagulation. Biochem. Biophys. Acta 4, 29. Castañón Y., A. Zavaleta, M. Salas, et al. 1993. Efectos letal, hemorrágico, coagulante, fosfolipásico y hemolítico de los venenos de las serpientes peruana Lachesis muta muta y Bothrops barnetti. Boletín de la Sociedad Química del Perú Lima 59 pp. 38-48 Condrea E., M. Barzilay & A. De Vries, 1964. Hemolysis and spliting of human erotrocyte phospholipids by snake venom. Biochem. Biophys. Acta 84, 60. Condrea E., C. Ynga, & P. Rosemberg. 1981. Lack of correlation between anticoagulant activity and phospholipids hydrolysis by snake venom phospholipases A. Thromb. Haemost. 45, 82. Damico D., S. Lilla, G. De Nuca, et al. 2005. Biochemical and enzymatic characterization of two basic Asp 49 phsopholipase A2 isoforms from Lachesis muta muta (Surucucu) venom. Biochim. Biophys. Acta 1726: 75-86. Da Silva M. & O.Guilherme. 1982. Titration of antiserum to South American rattlesnake (Crotalus durissus terrificus) venom by measuring inhibition of phospholipase A2 activity. Toxicon. 20, 563-569. De Oliveira M.R. & M.S. Palma. 1998. Polybitoxins: A group pf phospholipase A2 from the venom of the neotropical social wasp paulistina (Polybia paulista).Toxicon 36. 189-199.}

Rev. peru. biol. 17(1): 123 - 128 (April 2010)

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Rev. peru. biol. 17(1): 123 - 128 (Abril 2010)

Un péptido antibacteriano del veneno de Centruroides ISSNmargaritatus 1561-0837

Publicado impreso: 20/10/2010 Publicado online: 29/09/2010

Resumen En este trabajo se ha aislado y caracterizado parcialmente un péptido con actividad antibacteriana del veneno del escorpión Centruroides margaritatus (Gervais, 1841) (Scorpiones: Buthidae). Este péptido fue aislado a partir de 50 mg de veneno crudo, y la purificación fue inicialmente realizada por cromatografía de intercambio iónico en CM-Sephadex C-25, obteniéndose siete picos de proteína. El pico III de esta separación fue purificado por cromatografía de filtración en Sephadex G-75, obteniéndose dos picos de proteína, de los cuales el segundo mostró ser el péptido antibacteriano. Este péptido representa aproximadamente el 3% de la proteína total del veneno y por PAGE-SDS, se determinó que tiene un peso molecular de 7,3 kDa. El péptido antibacteriano inhibe el crecimiento de Bacillus cereus, Staphylococcus aureus, Pseudomonas aeruginosa y Serratia marcencens, en microplacas con medio mínimo de Davies, pero los ensayos en agar Müller-Hinton, no mostraron halos de inhibición significativos, concluyéndose que el péptido tiene actividad bacteriostática pero no bactericida. Además, no mostró acción sobre Enterococcus faecalis, Escherichia coli, Salmonella choleraesuis y Klebsiella pneumoniae. El péptido antibacteriano también fue capaz de inhibir el crecimiento de Aspergillus níger y Candida albicans durante 48 horas, pero no tiene actividad hemolítica sobre eritrocitos humanos. Palabras claves: escorpión, antibacteriano, péptido

Abstract In this work, from the venom of Centruroides margaritatus (Gervais, 1841) (Scorpiones, Buthidae), one peptide with antibacterial activity was isolated and characterized. This peptide was isolated from 50 mg of whole venom, the purification was initially performed by chromatography on CM-Sephadex C-25 obtaining protein peaks seven. The peak III of this separation was purified by gel filtration on Sephadex G-75, yielding protein peaks two, the second of which proved to be the antibacterial peptide. This peptide represents about 3 % of whole venom protein and by PAGE-SDS, was determinate it has 7,3 kDa of molecular weight. The antibacterial peptide inhibits the growth of Bacillus cereus, Staphylococcus aureus, Pseudomonas aeruginosa y Serratia marcencens, in microplates with minimal media Davies, but in assays in Muller-Hinton agar, showed no significant inhibition halos; concluding that peptide has bacteriostatic activity but not bactericidal activity. In addition has not activity on Enterococcus faecalis, Escherichia coli, Salmonella choleraesuis and Klebsiella pneumoniae. Antibacterial peptide also inhibited the growth of Aspergillus níger and Candida albicans during 48 hours, but has not hemolytic activity. Keywords: scorpion, antibacterial, peptide

Introducción Los antibióticos son muy utilizados para combatir infecciones bacterianas; sin embargo, el fenómeno de resistencia bacteriana ha limitado su uso y ha generado la necesidad de hallar nuevos agentes antibacterianos. En diversas secreciones de organismos se han hallado péptidos con actividad antimicrobiana que pueden actuar sobre bacterias, virus, protozoarios, levaduras y hongos (Csordas & Michl 1969, Steiner et al. 1981, Bulet et al. 1999, Broekaert et al. 1995, Nicolas & Mor 1995, Ganz y Lehrer 1998, Hoffmann et al. 1999). La mayoría de estos péptidos son de naturaleza básica, tienen pesos moleculares entre 2 y 5 kDa y son capaces de formar poros en la membrana celular afectando la permeabilidad y fisiología celular; además, muchos de ellos tienen actividad hemolítica (Torres-Larios et al. 2000, Sitaram & Nagaraj 2002). En venenos de escorpiones se han encontrado péptidos capaces de formar poros en las membranas de algunos microorganismos y dañarlas, produciendo de esta manera un efecto antimicrobiano. La mayoría de estos péptidos carecen de cisteína y son de naturaleza α-helicoidal, mientras que otros contienen cisteína y puentes disulfuro. Algunos de estos péptidos son la parabutoporina de Parabuthus schlechteri (Verdonck et al. 2000), la scorpina de Pandinus imperator (Conde et al. 2000), la hadrurina de Hadrurus aztecus (Torres-Larios et al. 2000), la IsCTs Rev. peru. biol. 17(1): 129 - 132 (April 2010)

de Opisthacanthus madagascariensis (Dai et al. 2001 y 2002) y las pandininas 1 y 2 de Pandinus imperator (Corzo et al. 2001). En algunos venenos de escorpiones del Perú no sólo se han aislado algunas toxinas con acción sobre roedores e insectos (Escobar et al. 2002, Escobar et al. 2003, Velásquez & Escobar 2004), sino además también se han identificado algunos péptidos antibacterianos (Escobar et al. 2008). En general, estos péptidos forman parte del sistema inmune y actúan como un mecanismo de defensa contra microorganismos invasores, y su estudio es importante por su potencial uso en el diseño de principios activos contra infecciones bacterianas resistentes a antibióticos. Material y métodos Veneno de escorpión.- Se colectaron escorpiones adultos de ambos sexos de Centruroides margaritatus (Gervais, 1841) (Scorpiones: Buthidae), en la provincia de Zarumilla (Tumbes). En el laboratorio, los escorpiones fueron mantenidos aislados en cubetas plásticas de 10 x 6 x 10 cm con agua ad libitum y alimentados quincenalmente con grillos y arañas (Candido y Lucas 2004). El veneno fue obtenido por estimulación eléctrica con 22 voltios y se desecó al vacío, conservándose en refrigeración hasta su uso.

129

Rivera et al.

A (280nm)

2,6

1,95 1,3 II

0,65

III

NaCl 0,25M

NaCl 0,6M IV

VII

0 0

50 60 No. de tubo

100

110

Figura 1. Perfil cromatográfico del veneno de Centruroides margaritatus en CM-Sephadex C-25. Se obtuvieron 7 picos (del I a l VII). Con excepción del primer pico, todos los demás mostraron actividad antibacteriana, siendo la asociada al pico III la que se continuó purificando.

Cepas bacterianas.- Gram positivas: Bacillus cereus ATCC 14579, Enterococcus faecalis y Staphylococcus aureus ATCC 25923. Gram negativas: Escherichia coli ATCC 25922, Pseudomona aeruginosa ATCC 15442, Salmonella choleraesuis ATCC 14028, Klebsiella pneumoniae y Serratia marcencens.

filtro impregnados con el péptido antimicrobiano (hasta 10 µg) y se incubó a 37 ºC por 24 horas. Este ensayo se realizó para cada bacteria y por cuadruplicado. La actividad bactericida se determinó por la aparición de halos de inhibición alrededor del cultivo bacteriano.

Hongos.- Candida albicans ATCC 10231 y esporas de Aspergillus niger ATCC 9372.

Actividad antimicótica.- La actividad sobre A. niger, se evaluó en microplacas con pocillos, mezclando 10 µL de una suspensión de 2 x 105 esporas/mL en agua destilada, 70 µL de Caldo Saboraud conteniendo 250 ppm de cloranfenicol y 20 µL del péptido antimicrobiano (Moerman et al. 2002). Se incubó a temperatura ambiente y el crecimiento se evaluó a las 24, 48, 72 y 120 horas.

Cuantificación de proteína.- Fue estimada por absorción de luz ultravioleta a 280 nm (Warburg & Christian 1941). Fraccionamiento del veneno.- 50 mg del veneno de C. margaritatus fueron disueltos en 2 mL de buffer acetato de amonio 0,05M a pH 7, y los restos insolubles fueron eliminados por centrifugación a 10000 rpm durante 15 minutos. Del sobrenadante, se aplicó 1,6 mL a una columna de CM-Sephadex C-25 (1,1 x 17,4 cm) equilibrada con el mismo buffer y las proteínas retenidas fueron eluidas con el buffer conteniendo NaCl 0,25M y 0,6M. Para continuar la purificación del péptido antibacteriano de interés, se realizó una cromatografía de filtración en Sephadex G-75 (1,1 x 33 cm) también calibrada con buffer acetato de amonio 0,05M a pH 7. Electroforesis en gel de poliacrilamida.- La pureza y el peso molecular del péptido aislado se evaluó por electroforesis en gel de poliacrilamida en condiciones denaturantes con dodecil sulfato de sodio (PAGE-SDS) de acuerdo al método de Schägger y Von Jagow (1987). Como proteínas estándares se usaron lisozima (14,3 kDa) y aprotinina (6,5 kDa). La electroforesis se realizó a voltaje constante (100V) durante 1,5 horas. La naturaleza básica del péptido se verificó por electroforesis en gel de poliacrilamida en condiciones nativas, según el método de Reisfeld et al. (1962). En este sistema se empleó voltaje constante (120V) durante 5 horas. Actividad antibacteriana.- La actividad antibacteriana se ensayó en microplacas de 96 pocillos, en los que se colocó 90 µL del cultivo bacteriano en medio mínimo de Davies (con una absorbancia inicial a 600 nm de 0,02) y 10 µL de la fracción respectiva. Luego de 24 horas a 37 ºC se determinó el crecimiento bacteriano por la turbidez desarrollada en cada pocillo. El efecto inhibidor se determinó por la ausencia de turbidez. El efecto bactericida se evaluó en placas petri con medio enriquecido (agar Müller-Hinton), donde se sembraron cultivos bacterianos en la escala dos de Mc Farland, por diseminación, según el protocolo estándar. Luego se colocaron discos de papel

130

En el caso de C. albicans, la inhibición del crecimiento también se midió en microplacas con pocillos, mezclando 80 µL de un cultivo celular en fase logarítmica diluido con caldo Saboraud conteniendo 250 ppm de cloranfenicol, hasta una absorbancia a 600 nm de 0,002, más 20 µL del péptido antibacteriano. Todo se incubó a temperatura ambiente y la evaluación se realizó a las 24, 48, 72 y 120 horas. Actividad hemolítica.- Se ensayó sobre glóbulos rojos humanos. Nueve mililitros de sangre se mezclaron con 1 mL de citrato de sodio 3,8% y se centrifugó a 3000 rpm durante 15 minutos. Se eliminó el sobrenadante y el paquete de glóbulos rojos se lavó 3 veces con buffer fosfato 0,05 M con NaCl 0,9% a pH 7,4. Finalmente de una suspensión al 0,5%, se tomó 0,9 mL y se incubó con 0,1 mL de la fracción respectiva durante 1 hora a 37 °C, luego de lo cual se evaluó la hemólisis producida. Resultados Separación del péptido y actividad antibacteriana.- Al pasar el veneno crudo de Centruroides margaritatus por la columna de CM-Sephadex C-25, se obtuvo un perfil cromatográfico con siete picos proteicos, de los cuales los dos primeros eluyeron con el buffer inicial de corrida; los 4 picos siguientes fueron eluidos con el buffer conteniendo NaCl 0,25M y el último pico se obtuvo con NaCl 0.6M en el mismo buffer (Fig. 1). Al evaluar la actividad antimicrobiana se encontró que, con excepción del primer pico, todos los demás inhibieron el crecimiento de ciertas cepas bacterianas. En particular el tercer pico, el cual tuvo el mayor porcentaje de proteína (20%), inhibió el crecimiento de las bacterias Bacillus cereus, Staphylococcus aureus, Pseudomonas aeruginosa y Serratia marcencens. Este efecto se detectó con 3,84 µg de proteína. Rev. peru. biol. 17(1): 129 - 132 (Abril 2010)

Un péptido antibacteriano del veneno de Centruroides margaritatus Tabla 1. Acción del péptido antibacteriano sobre algunas bacterias. Bacteria

Actividad

Gram-positiva Bacillus cereus Staphylococcus aureus Enterococcus faecalis Gram-negativas Pseudomona aeruginosa Serratia marcencens Escherichia coli Salmonella choleraesuis Klebsiella pneumoniae

+ + + + -

Al pasar este pico por la columna de Sephadex G-75, se obtuvieron dos picos de proteína (Fig. 2); de los cuales, el segundo mostró actividad antimicrobiana sobre las mismas cepas de bacterias indicadas (Tabla 1). Al evaluar la actividad bactericida en placas petri con agar Müller-Hinton, se encontró que el péptido antibacteriano produjo un ligero halo de inhibición de 4 mm sólo sobre S. aureus, y no afectó a Bacillus subtilis, Pseudomonas aeruginosa y Serratia marcencens. Este resultado indica que el péptido posee un efecto bacteriostático, más no bactericida. Electroforesis en gel de poliacrilamida.- La PAGE-SDS del péptido antibacteriano, según el método de Schägger y Von Jagow (1987), mostró la presencia de una sola banda proteica de 7,3 KDa de peso molecular. Adicionalmente, la electroforesis en condiciones nativas mostró que el péptido corresponde a una banda proteica de migración catódica (Fig. 3). Actividad antimicótica.- El péptido antimicrobiano inhibió totalmente el desarrollo de Candida albicans y Aspergillus níger hasta las 48 horas de evaluación. Sin embargo, a las 120 horas de evaluación se observó un desarrollo en los cultivos. Actividad hemolítica.- El péptido aislado no mostró actividad hemolítica. Discusión Debido a que los venenos de escorpiones tienen un alto contenido de péptidos de naturaleza básica, y todos los péptidos antimicrobianos hallados en estos venenos también lo son, la cromatografía de intercambio catiónico permite la separación 0,28

A (280 nm)

0,21 0,14 0,07

No. de tubo Figura 2. Al pasar el tercer pico de proteína del primer paso de purificación por la columna de Sephadex G-75, se obtuvieron dos picos de proteína, de los cuales el segundo mostró actividad antibacteriana. Rev. peru. biol. 17(1): 129 - 132 (April 2010)

Figura 3. A la izquierda se muestra la PAGE-SDS del péptido antibacteriano: el primer carril contiene las proteínas estándares lisozyma (14,3 kDa) y aprotinina (6,5 kDa), mientras que en el segundo carril se tiene el péptido antibacteriano (7,3 kDa). A la derecha se muestra el patrón electroforético en condiciones nativas del péptido, observándose una banda proteica con migración hacia el cátodo.

de dichos péptidos. Así por ejemplo en algunos venenos de escorpiones se han purificado diversos péptidos mediante una combinación de cromatografía de intercambio iónico y cromatografía de filtración y/o HPLC (Conde et al. 2000, Torres-Larios et al. 2000). En este trabajo mediante dos pasos cromatográficos, uno de intercambio catiónico y otro de filtración, se ha logrado aislar un péptido antimicrobiano del veneno de C. margaritatus. Cuando el veneno crudo de C. margaritatus se pasó por la columna de CM Sephadex C-25, se obtuvieron 7 picos proteicos, siendo notable el hecho de que 6 de ellos tienen actividad antibacteriana. Sin embargo sólo la actividad antibacteriana asociada al pico 3 fue estudiada y adicionalmente purificada en Sephadex G-75, donde se obtuvo un perfil con dos picos proteicos: el primero mas grande que el segundo. En este segundo pico se detecto la actividad antibacteriana pero sólo localizada en el pico mismo y la fracción siguiente. Estos resultados más los obtenidos de la electroforesis en condiciones denaturantes, permiten deducir que luego del primer paso de purificación en la columna de CM Sephadex C-25, el péptido antibacteriano de interés tiene algunos contaminantes proteicos de mayor peso, que son separados luego de la cromatografía de filtración en Sephadex G-75. Así, luego del segundo paso de purificación, el primer pico que eluye contiene las proteínas contaminantes de mayor tamaño, mientras que el péptido antibacteriano sale en el segundo pico. Los péptidos con actividad antimicrobiana, obtenidos de venenos de escorpiones, son de bajo peso molecular, variando entre 1,5 y 8,3 kDa. Además todos los péptidos antimicrobianos que se han aislado de venenos de escorpiones son de naturaleza básica, y entre ellos se pueden mencionar las pandininas de Pandinus imperator (Corzo et al. 2001), la hadrurina de Hadrurus aztecus (Torres-Larios et al. 2000) y la parabutoporina de Parabuthus schleteri (Verdonck et al. 2000). El péptido aislado en este estudio también es de naturaleza básica, por ello a pH 7 interactúa mediante sus cargas positivas con las cargas negativas del CM Sepahdex C-25, y sólo se puede eluir al aplicar NaCl 0,2M. Asimismo, su naturaleza básica queda en evidencia por su migración hacia el polo negativo en un campo eléctrico en condiciones nativas.

131

Rivera et al.

La acción antibacteriana del péptido aislado, en los ensayos en microplacas con medio mínimo de Davies, fue evidente tanto sobre bacterias Gram-positivas (Bacillus cereus y Staphylococcus aureus), como Gram-negativas (Pseudomonas aeruginosa y Serratia marcencens). Sin embargo en los ensayos en placas petri con medio enriquecido (agar Müller-Hinton), no hubo ningún efecto inhibitorio en el crecimiento de las mismas bacterias, lo cual indica que este péptido tiene un efecto bacteriostático pero no bactericida. Otros péptidos de venenos de escorpiones también se caracterizan por inhibir el crecimiento de bacterias Gram-positivas y Gramnegativas, aunque algunos como el péptido IsCT aislado del veneno de Opisthacanthus madagascariensis y las pandininas de Pandinus imperator, tienen acción preferencial sobre bacterias Gram-positivas (Dai et al. 2001, Corzo et al. 2001). En relación a los resultados de la acción antimicótica, el péptido aislado fue capaz de inhibir completamente el crecimiento de Aspergillus niger y Candida albicans durante 48 horas. Ya que a las 120 horas se observó un crecimiento de ambos microorganismos, se puede decir que el efecto antimicótico es temporal, pues el desarrollo se retarda pero no se inhibe definitivamente. A diferencia de otros péptidos antimicrobianos de venenos de escorpiones como la hadrurina, la pandinina 2 e IsCT, el péptido estudiado no es hemolítico. Respecto al mecanismo de acción de estos péptidos, se ha propuesto que debido a su naturaleza catiónica, pueden interactuar por afinidad electrostática con la membrana plasmática de bacterias, hongos u otras células, y formar poros que dañan la permeabilidad celular (Hancock et al. 2006). Por otro lado el péptido antibacteriano llamado scorpina, aislado del veneno de Pandinus imperator, exhibe además un potente efecto inhibitorio sobre el desarrollo de los ookinetos y gametos de Plasmodium berghei (Conde et al. 2000). Literatura citada Broekaert W.F., F.R. Terras, B.P. Cammue & R.W. Osborn. 1995. Plant defensins: novel antimicrobial peptides as components of the host defense system. Plant Physiol. 108, 1353-1358. Bulet P., J. Hetru, J. Dimarcq & D. Hoffmann. 1999. Antimicrobial peptides in insects; estructure and function. Development and Comparative Inmunology. 23: 329 – 344. Candido D. & S. Lucas. 2004. Maintenance of scorpions of the genus Tityus Koch (Scorpiones, Buthidae) for venom obtention at Instituto Butantan, Sao Paulo, Brazil. J. Venom. Anim. Toxins incl. Trop. Dis. 10: 86-97. Conde R., M. Zamudio, M.H. Rodríguez & L.D. Possani. 2000. Scorpine, an anti-malaria and anti-bacterial agent purified from scorpion. FEBS Letters 471: 165-168. Corzo G., P. Escoubas, E. Villegas, et al. 2001. Characterization of unique amphipathic antimicrobial peptides from venom of the scorpion Pandinus imperator. Biochem. J. 359, 35–45. Csordas A. & H. Michl. 1969. Primary structure of two oligopeptides of the toxin of Bombina variegata. Toxicon 7 (2) : 103-108.

132

Dai L., G. Corzo, H. Naoki, M. Andriantsiferana & T. Nakajima. 2002. Purification, structure-function analysis, and molecular characterization of novel linear peptides from scorpion Opisthacanthus madagascariensis. Biochem. Biophys. Res. Commun. 293, 1514–1522. Dai L., A. Yasuda, H. Naoki, et al. 2001. IsCT a novel cytotoxic linear peptide from scorpion Opisthacanthus madagascariensis. Biochem. Biophys. Res. Commun. 286, 820– 825. Escobar E., L. Velásquez &. C. Rivera. 2003. Separación e identificación de algunas toxinas del veneno de Centruroides margaritatus (Gervais, 1841). Revista peruana de biología. 10 (2) : 217-220. Escobar E., L. Flores & C. Rivera. 2008. Péptidos antibacterianos de los venenos de Hadruroides mauryi y Centruroides margaritatus. Rev. peru. biol. 15(1): 139-142. Escobar E., C. Rivera, C., L. Tincopa & D. Rivera. 2002. Purificación parcial de las toxinas Hl1, Hl2 y Hl3 del veneno del escorpión Hadruroides lunatus Koch, 1867. Revista peruana de biología. 9 (1) : 310. Ganz T. & R.I. Lehrer. 1998. Antimicrobial peptides of vertebrates. Curr. Opin. Immunol. 10 : 41-44. Hancock E. W., H. Jenssen & P. Hamill. 2006. Peptide Antimicrobial Agents. Clinical Microbiology Review. 19(3): 491-511. Hoffmann J. A., F. C. Kafatos, C. A. Janeway & R.A. Ezekowitz. 1999. Phylogenetic perspectives in innate immunity. Science (Washington, D.C.) 284: 1313-1318. Moerman L., S. Bosteels, W. Noppe, et al. 2002. Antimicrobial antifungal properties of α-helical, cationic peptides in venom of scorpions from sourthen Africa. Nicolas P. & A. Mor. 1995. Peptides as weapons against microorganisms in the chemical defense system of vertebrates. Annu. Rev. Microbiol. 49: 277-304. Reisfeld A., J. Lewis, & F. Williams. 1962. Disk electrophoresis of basic proteins and peptides on polyacrylamide gels. Nature. 195 : 281-283. Schägger H. & G.V. Jagow. 1987. Tricine – Sodium Dodecyl SulfatePolyacrylamide gel Electrophoresis for the Separation of Proteins in the Range from 1 to 100 kDa. Analitical Biochemistry . 166: 368- 379. Sitaram N. & R. Nagaraj. 2002. Antimicrobial Peptides as Novel Therapeutic Agents to Combat Drug-Resistant Microbial Infections. Current Medicinal Chemistry - Anti-Infective Agents.1 (4): 413-430. Steiner H., D. Hultmark, A. Engstrom, H. Bennich & H.G. Boman, 1981. Sequence and specificity of two antibacterial proteins involved in insect immunity. Nature 292 (5820): 246-248. Natue (London) 292, 246-248. Torres-Larios A., G.B. Gurrola, F.Z. Zamudio & L.D. Possani. 2000. Hadrurin, a new antimicrobial peptide from the venom of the scorpion Hadrurus aztecus. Eur. J. Biochem. 267, 5023–5031. Velásquez L. & E. Escobar. 2004. Purificación y caracterización parcial de una toxina (Hm3) del veneno de Hadruroides mauryi (Francke y Soleglad, 1980) (Scorpiones, Iuridae). Revista peruana de biología. 11 (2): 153-160. Verdonck F., S. Bosteels, J. Desmet, et al. 2000. A novel class of poreforming peptides in the venom of Parabuthus schlechteri Purcell (Scorpions: Buthidae). Cimbebasia 16 (24) : 7–260. Warburg O. & W. Christian. 1941. Isolierung and Kristalisation der Garungs ferments enolase. Biochem. Z. Vol. 310 : 384-421.

Rev. peru. biol. 17(1): 129 - 132 (Abril 2010)

Biodegradación de polietileno de baja1561-0837 densidad ISSN

Biodegradación de polietileno de baja densidad por acción de un consorcio microbiano aislado de un relleno sanitario, Lima, Perú Biodegradation of low density polyethylene by the action of a microbial consortium isolated from a landfill, Lima, Peru Diego Uribe, Daniel Giraldo, Susana Gutiérrez y Fernando Merino Laboratorio de Microbiología y Biotecnología Microbiana, Facultad de Ciencias Biológicas, Universidad Nacional Mayor de San Marcos. Apartado 110058, Lima 11, Perú. Email Diego Uribe: diegour24@yahoo.com

Publicado impreso: 20/10/2010 Publicado online: 29/09/2010

Resumen En el presente trabajo describimos el aislamiento y la actividad de biodegradación de microorganismos sobre polietileno de baja densidad. Los microorganismos fueron aislados de materiales plásticos con evidencias de deterioro procedentes de un relleno sanitario de Lima. Las muestras fueron filtradas y preseleccionadas en medio de sales minerales a pH 5,5 y 7, para hongos y bacterias respectivamente. Se aislaron 6 cepas, identificadas como Pseudomonas sp. MP3a y MP3b, Penicillium sp. MP3a, Rhodotorula sp. MP3b, Hyalodendron sp. MP3c y una levadura no identificada. La acción degradativa del consorcio microbiano aislado fue evidenciada por variaciones en el espectro infrarrojo del polietileno con respecto al polímero sin tratamiento, observándose la reducción del índice de carbonilo (83,89% a pH 7 y 4,08% a pH 5,5) y de terminaciones con dobles enlaces (19,77% a pH 7 y 6,47% a pH 5,5). Finalmente se determinó el porcentaje de peso perdido por el polietileno sometido a las cepas aisladas, observándose una disminución de 5,4% a pH 7 y 4,8% a pH5,5. Palabras claves: Espectroscopia, Polietileno, Plásticos, Biodegradación, Polímeros.

Abstract In this paper, we describe the isolation and biodegradation activity of microorganisms on low density polyethylene. The microorganisms were collected from plastic materials with evidence of deterioration from a landfill. The samples were filtered and selected in a mineral salts medium at pH 5.5 and 7 for bacteria and fungi respectively. Six strains were isolated, identified as Pseudomonas sp. Hyalodendron sp., Penicillium sp. and Rhodotorula sp. Microbial activity was evidenced by changes in the infrared spectrum of polyethylene with respect to the polymer without treatment. Reduction of carbonyl index (83.89% at pH 7 and 4.08% at pH 5.5) and double bonds index (19.77% at pH 7 and 6.47% at pH 5.5) were observed. Finally we determined the percentage of weight lost by the polyethylene subjected to activity of the strains, with a decrease of 5.4% at pH 7 and 4.8% at pH5, 5. Keywords: Spectroscopy, Polyethylene, Plastics, Biodegradation, Polymers.

Introducción En la actualidad, los plásticos son productos muy utilizados y fabricados en grandes cantidades; sin embargo, debido a su difícil mineralización son uno de los contaminantes más importantes de los suelos y océanos (Allsopp et al. 2007). Las investigaciones frente al problema de los plásticos, están dirigidas a la búsqueda de diferentes alternativas de reúso o degradación. Han sido producidos variantes de plásticos que contienen pro-oxidantes o polímeros biológicamente degradables, y que permiten su completa mineralización (Burgess-Cassler et al. 1991; Scott 1990; Johnson et al. 1993). En la actualidad, adquieren especial importancia las investigaciones de bacterias, actinomicetos y hongos (Lee et al. 1990) que biodegradan de manera óptima estos polímeros, o determinan las condiciones que favorecerían esta acción en el medio ambiente (Bonhommea et al. 2003; Orhan et al. 2004). Por otro lado, se investigan microorganismos capaces de sintetizar polímeros biodegradables para crear nuevos plásticos (Martins & Marconato 2006), y microorganismos que producen enzimas extracelulares que alteran las propiedades físicas y químicas del polímero (Burgess-Cassler et al. 1991; Pometto et al. 1992; Iman y Gould 1990; Ishigaki et al. 2000). El presente trabajo investiga muestras de material plástico deteriorado, en la búsqueda de microorganismos con capacidad biodegradativa sobre el polietileno de baja densidad (PEBD) y evalúa en condiciones controladas su actividad. Materiales y métodos Colecta.- Tres muestras de materiales plásticos con signos de deterioro fueron colectados entre los 15 y 20 cm de profundidad, Rev. peru. biol. 17(1): 133 - 136 (Abril 2010)

fueron colectados de la plataforma Nº1 del Relleno Sanitario Portillo Grande en Lurín, Lima. Las muestras fueron trasladadas con material refrigerante al laboratorio para su procesamiento. Enriquecimiento selectivo.- Las muestras fueron sumergidas en solución salina (0,85% NaCl) agitando vigorosamente el contenido para resuspender los microorganismos adheridos al plástico; posteriormente fueron filtradas con Papel Whatman de diferente porosidad, finalmente se concentró en un filtro de membrana de 0,45 µm; el cual sirvió de inóculo para los medios de enriquecimiento a pH 7,0 para el aislamiento de bacterias y a pH 5,5 para la selección de hongos y levaduras. Los microorganismos con capacidad biodegradativa fueron preseleccionados en un medio de sales minerales (MSM) (Bonhommea et al. 2003), compuesto de (g.L-1) MgSO4(7H2O), 0,5 g; KH2PO4, 0,5 g; Na2HPO4(12H2O), 2,52 g; NH4Cl, 1 g; CaCl2, 0,002 g; MnSO4(7H2O), 0,007 g; FeSO4(7H2O), 0,001 g y ZnSO4(7H2O), 0,007 g. Suplementado con extracto de levadura 0,02% y con 20 g de perlas de polietileno de baja densidad químicamente puro (única fuente de carbono), desinfectado en una solución de detergente e hipoclorito de sodio al 10% (v/v), agua estéril temperada a 80 ºC y alcohol etílico de 70º. Identificación.- Los cultivos se desarrollaron en recipientes con cierre hermético, ocupando menos del primer tercio del volumen total del frasco (100 mL); incubados durante 45 días a temperatura ambiente (20 ºC). Se consideraron controles sin inoculación para ambas condiciones (pH 7,0 y pH 5,5). Después de 45 días, 10 mL del cultivo de enriquecimiento fueron trasladados a un nuevo medio MSM + PEBD, pero sin extracto de levadura. Este cultivo fue desarrollado por 60 días.

133

Uribe et al. Tabla 1. Identificación de las cepas obtenidas en el aislamiento del consorcio MP3.

% Transmitancia

Polietileno (control)

Aislamiento a pH 7,0

Cepas aisladas

Microorganismo identificado

MP3a MP3b MP3a MP3b MP3c MP4d

Pseudomonas sp. Pseudomonas sp. Penicillium sp. Rhodotorula sp. Hyalodendron sp. Levadura no identificada

pH 7,0

Aislamiento a pH 5,5 pH 5,5

nar la cantidad de peso perdido en un periodo de incubación de 2 meses, de una lámina de PEBD previamente pesada.

4000

3000

2000

1000

Wavenumbers (cm-1) Alcanos (1645 cm-1)

Alquenos (1340 - 1410 cm-1)

Carbonilos (1700 - 1735 cm-1)

Figura 1. Análisis cualitativo de los espectros IR del PEBD de MP3, por superposición de gráficas.

Los microorganismos seleccionados en el enriquecimiento fueron sembrados por agotamiento en agar nutritivo, los cultivos a pH 7,0, y en agar glucosado Sabouraud los correspondientes a pH 5,5. Los microorganismos obtenidos de cada aislamiento fueron conservados en agar TSA y ASG en plano inclinado, para los grupos microbianos encontrados.

Para esto se realizaron suspensiones de células en solución salina, compatibles al tubo 2 de McFarland, con las cepas aisladas correspondientes a cada consorcio, las cuales se inocularon en medio MSM (100 mL) con discos de PEBD previamente esterilizados y pesados en una balanza analítica (±0,001 g). Las condiciones de incubación fueron similares a las mencionadas, durante 60 días. Al final de la incubación se desinfectó el PEBD para eliminar el biofilm generado en la superficie, se pesaron los discos de plástico y se determinó el porcentaje de peso perdido. El pesado se realizó por triplicado. Resultados y discusión Durante los últimos 2 meses de incubación, se observó en la muestra número 3 (MP3) el desarrollo de micelas sobre la superficie de las perlas del PEBD y la aparición de películas muy tenues, como evidencia de un posible ataque microbiano.

Para la identificación de los géneros se realizaron pruebas bioquímicas para microorganismos Gram positivos (catalasa, tinción de esporas, motilidad, asimilación de carbohidratos) y API 20NE para Gram negativos aislados. Los hongos se identificaron mediante el desarrollo de microcultivos en ASG para el reconocimiento de estructuras reproductivas.

Se aislaron dos cepas en el cultivo a pH 7,0 y 4 cepas a pH 5,5 del cultivo desarrollado para MP3 (Tabla 1).

Análisis FTIR del polietileno de baja densidad.- Como un paso previo a la evaluación cuantitativa, se realizó un análisis por espectroscopia infra-roja de las perlas del PEBD utilizadas en uno de los cultivos de enriquecimiento, con el objetivo de constatar la existencia de un ataque microbiano por las cepas durante el proceso de pre-selección. Se utilizó un equipo FTIR (Fourier Transform Infrared Spectroscopy) donde se analizó el PEBD para obtener los grupos funcionales característicos y los índices de reducción de C-O y C=C que denotan efectos de biodegradación sobre el polímero.

Los espectros mostraron variaciones significativas en los grupos C-O (control 1726,17 cm-1; pH 5,5, 1727,97 cm-1; pH 7,0, 1721,10 cm-1) y C=C (control 1371,77 cm-1; pH 5,5, 1371,05 cm-1; pH 7,0, 1371,85 cm-1) (Figs. 2, 3 y 4). Este cultivo fue elegido para esta prueba porque mostró evidencias de actividad microbiana por la aparición de micelas y pequeñas biopelículas en la superficie. El FTIR permitió evidenciar una reducción del 83,89% de la fuente de carbono correspondiente al grupo funcional C-O para pH 7,0 y de la misma forma para C=C con un índice de reducción de 19,77% a pH 5,5 (Tabla 2).

Prueba cuantitativa de degradación de PEBD.- La prueba cuantitativa de la capacidad biodegradativa consistió en determi-

Estos datos fueron obtenidos estableciendo una relación entre, la absorbancia del pico de los grupos funcionales C-O (cercano

El análisis cualitativo del FTIR de las perlas de PEBD de los cultivos MP3, denotó variaciones en los picos correspondientes a los grupos funcionales presentes en el polietileno (polímero de etileno), los cuales son de naturaleza invariante (Fig. 1).

Tabla 2. Reducción del índice del grupo funcional carbonilo y del índice de terminaciones con dobles, durante el periodo de enriquecimiento de la muestra de plástico 3.

134

Ac-o / A cH2

% de Carbonilo

Reducción del índice de Carbonilo

PEBD sin tratamiento PEBD + MP3* pH 5,5 PEBD + MP3* pH 7,0

0,0132 / 0,2441 = 0,0540 0,0123/ 0,2373 = 0,0518 0,0021/ 0,2403 = 0,0087

100% 95,92% 16,11%

4,08% 83,89%

Ac=c / A CH2

% de C=C

Reducción del índice de C=C

PEBD sin tratamiento PEBD + MP3* pH 5,5

0,0861 / 0,2441 = 0,0540 0,0783/ 0,2373 = 0,0518

100% 93,53%

6,47%

PEBD + MP3* pH 7,0

0,0680/ 0,2403 = 0,0087

80,23%

19,77% Rev. peru. biol. 17(1): 133 - 136 (Abril 2010)

Biodegradación de polietileno de baja densidad 110

110

Polietileno

105

100

95 90

T=97% A=0,0132

80 75 70

1371,77

1465,32

CH2

C=C

T=82% A=0,0861

T=57% A=0,2441

T=99,5% A=0,0021

75 70 60

T=85,5% A=0,0680

55 50

1465,59

CH2

T=57,5% A=0,2403

3000

2000

1000

115 105 95 1727,97

T=97,2% A=0,0123

1371,05

C=C

T=83,5% A=0,0783

1465,03

C H2

T=57,9% A=0,2373

25 3000

2000

1000

Wavenumbers (cm-1) Figura 3. Análisis FTIR del PEBD después de 2 meses incubación con el consorcio MP3 a pH 5,5.

a 1700-1735 cm-1) y C=C (cercano a 1340-1410 cm-1), y la absorbancia del pico de CH2 (cercano a 1465). Se obtuvo una reducción de 5,4% del peso total de polietileno bajo la acción del consorcio conformado solo por bacterias (pH 7,0). El porcentaje de peso perdido obtenido mediante el empleo de las levaduras y los hongos aislados fue de 4,8% (pH 5,5), que si bien es menor, es un resultado significativo para las condiciones en las que se desarrolló la prueba. Las pruebas realizadas utilizaron una única fuente de carbono durante todo el periodo de incubación, principal característica de toda prueba de biodegradación. Esto se aplicó desde la pre-selección de las cepas para realizar el aislamiento. Para el primer cultivo de enriquecimiento decidimos emplear además de la fuente de carbono, un porcentaje muy pequeño (0,02%) de extracto de levadura en el medio; ya que anteriormente fue probado con buenos resultados, aunque otros autores consideran Rev. peru. biol. 17(1): 133 - 136 (Abril 2010)

4000

3000

2000

1000

Wavenumbers (cm-1)

Figura 2. Análisis FTIR del PEBD sin inoculación, utilizado como patrón inicial.

1371,85

C=C

Wavenumbers (cm-1)

% Transmitancia

4000

% Transmitancia

% T ransmitancia

1726,17

4000

1721,10

Figura 4. Análisis FTIR del PEBD después de 2 meses incubación con el consorcio MP3 a pH 7,0.

el uso de glucosa u otra fuente de carbono, que es suprimida del cultivo mediante pasajes sucesivos en determinados tiempos. Ante esto, inferimos que el empleo de un precursor de crecimiento en mínimas concentraciones ayudaría a “proponer” el desarrollo de un crecimiento moderado de los microorganismos presentes en la muestra, para que luego estos sean recuperados eficazmente en un posterior periodo de selección con la fuente de carbono en prueba, en este caso el polietileno de baja densidad. Durante la segunda etapa de enriquecimiento, en el cual se empleo sólo MSM + PEBD, se pudo observar el desarrollo de micelas y una biopelícula formada en la superficie de las perlas del polímero, lo cual resaltó la importancia de esta muestra para el posterior aislamiento de sus consorcios. El desarrollo de biopelículas o micelas en la superfice del polietileno indicaría la acción deteriorante o degradativa de microorganismos. El FTIR corresponde a una alternativa rápida y de costo moderado para evaluar la acción degradativa de algún agente sobre los polímeros sintéticos (Lucas et al. 2008), mediante la cuantificación de la reducción de los índices de grupos funcionales característicos del PEBD. El espectro infra-rojo (IR) se analiza separando dos zonas referenciales; la primera es llamada la región de los grupos funcionales que va de 1200 a 3600 cm-1 y la segunda denominada región de huella digital que se despliega desde 600 a 1200 cm-1; esta última es una zona muy específica, donde los picos son invariantes para un polímero, a menos que este haya sufrido el efecto de algún agente químico, físico o biológico (Gulmine 2002). Es por esto que, por una simple superposición de los espectros podemos observar el efecto de los microorganismos sobre el polietileno tanto a pH 7,0 y pH 5,5. El espectro IR denota cuantitativamente la reducción de los índices de carbonilo (C-O) y de las terminaciones con doble enlace (C=C). Durante el proceso de degradación, el grupo funcional carbonilo es liberado por acción de la luz UV y rápidamente asimilado como fuente de energía por los microorganismos, que a su vez podría permitir la mayor degradación de la estructura principal de la molécula del polietileno, también compuesta por cadenas de enlaces dobles. Es por esto que la reducción del índice de carbonilo obtenida en los cultivos a pH 7,0 guarda relación

135

Uribe et al.

con la disminución del índice de terminaciones C=C, aunque en esto también está involucrado el tipo de microorganismos presentes en el cultivo. Los géneros identificados en los consorcios del cultivo para MP3, son microorganismos mencionados en trabajos relacionados con biodegradación y biodeterioro de plásticos; así tenemos a diferentes especies Pseudomonas, que son capaces de ejercer actividad degradativa sobre polímeros como el poliuretano (Howard 2002) y el cloruro de polivinilo, entre otras moléculas, como el polietilen-glicol (Obradors & Aguilar 1991), que también son presa de la versatilidad metabólica de esta cepa (Wasserbauer et al. 1990). Diferentes especies de Bacillus son capaces de producir una exoenzima que afecta al acetato de celulosa, material empleado para los revelados de Rayos X en medicina (Ishigaki et al. 2000). Especies de Penicillium muestran su actividad degradativa sobre polietileno en asociación con Bacillus sp. (Seneviratne et al. 2006). También han sido reportado biodeterioro ejercido por algas, y otras especies de microorganismos como Sphingomonas sp., Arthrobacter sp. (Imam & Gould 1990), Streptomyces sp. (Lee et al. 1990), Brevibacillus sp. (Hadad et al. 2005) y Flavobacterium sp. (Koutny 2009). A esta lista, nuestro trabajo reporta Hyalodendron sp. La actividad microbiana sobre los plásticos está dada por una acción enzimática, muchos autores proponen que la misma enzima iniciadora de la degradación de hidrocarburos (alcano monoxigenasa) es la responsable del ataque microbiano sobre la superficie de los polímeros sintéticos (Seneviratne 2006). Cabe recalcar que la recuperación de una cepa en un consorcio de degradación, no necesariamente indica que esta es capaz de mineralizar por sí sola el polímero en su plenitud. Se han realizado estudios que indican que la presencia de hongos en este tipo de consorcios, genera la posibilidad de una duda en cuanto a su capacidad degradativa; y es que son tan versátiles bioquímicamente, que podrían estar tomando como fuente de carbono, los productos de degradación de las demás cepas integrantes del consorcio, por lo cual, sería importante la elaboración de pruebas de biodegradación individualizadas para cada microorganismo encontrado. Agradecimientos Los autores agradecemos al Dr. Pedro Castellanos, por la ayuda en la identificación de los hongos. Literatura citada Allsopp M., A. Walters, D. Santillo, et al. 2007. Contaminación por plásticos en los océanos del mundo. GreenPeace.< http://www.greenpeace.org/raw/content/espana/reports/ contaminaci-n-por-plasticos-en.pdf> (access: 16/01/2010) Bonhommea S., A. Cuerb, A.M. Delortb, et al. 2003 Environmental biodegradation of polyethylene. Polymer Degradation and Stability 81:441–452.

136

Burgess-Cassler A., S.H. Imam & J.M. Gould 1991. High-Molecular-Weight Amylase Activities from Bacteria Degrading Starch-Plastic Films. Applied And Environmental Microbiology 57:612-614. Gulmine J.V., P.R. Janissek, H.M. Heise, et al. 2002. Polyethylene characterization by FTIR. Polymer Testing 21 : 557–563. Hadad D., S. Geresh & A. Sivan 2005. Biodegradation of polyethylene by the thermophilic bacterium Brevibacillus borstelensis. Journal of Applied Microbiology 98: 1093–1100. Howard G.T. 2002. Biodegradation of polyurethane: a review. International Biodeterioration & Biodegradation 49: 245 – 252. Imam S.H. & Gould J.M. 1990. Adhesion of an Amylolytic Arthrobacter sp. To Starch-Containing Plastic Films. Applied and Environmental Microbiology 56: 872-876 Ishigaki T., W. Sugano, M. Ike, et al. 2000. Enzymatic degradation of cellulose acetate plastic by novel degrading bacterium Bacillus sp. S2055. Journal of Bioscience and Bioengineering 90(4): 400-405. Johnson K. E., A.L. Pometto III & Z.L. Nikolov 1993. Degradation of degradable starch-polyethylene plastics in a compost environment. Applied And Environmental Microbiology 59: 1155-1161. Koutny M., P. Amato, M. Muchova, et al. 2009. Soil bacterial strains able to grow on the surface of oxidized polyethylene film containing prooxidant additives. International Biodeterioration & Biodegradation 63: 354–357. Lee B., A.L. Pometto III, A. Fratzke, et al. 1990. Biodegradation of degradable plastic polyethylene by Phanerochaete and Streptomyces species. Applied And Environmental Microbiology 57: 678-685. Lucas N., C. Bienaime, C. Belloy , et al. 2008. Polymer biodegradation: Mechanisms and estimation techniques. Chemosphere 73: 429–442 Martins S. M. & J.C. Marconato 2006. Polímeros Biodegradáveis – uma Solução Parcial Para Diminuir a Quantidade Dos Resíduos Plásticos. Quim. Nova 29(4): 811-816. Obradors N. & J. Aguilar 1991. Efficient Biodegradation of HighMolecular-Weight Polyethylene Glycols by Pure Cultures of Pseudomonas stutzeri. Applied And Environmental Microbiology 57 (8): 2383-2388 Orhan Y., J. Hrenović & H. Büyükgüngör. 2004. Biodegradation of Plastic Compost bags under controlled soil conditions. Acta Chim. Slov. 51: 579−588. Pometto III A.L., B. Lee & K.E. Johnson 1992. Production of an Extracellular Polyethylene-Degrading Enzyme(s)by Streptomyces Species. Applied And Environmental Microbiology 58:731-733. Scott G. 1990. Photo-biodegradable Plastics: Their Role in the Protection of the Environment. Polymer Degradation and Stability 29: 135-154. Seneviratne G., N. S. Tennakoon, M. L. M. A. W. Weerasekara et al 2006. Polyethylene biodegradation by a developed Penicillium–Bacillus biofilm. Current Science 90 (1): 20-21. Wasserbauer R., M. Beranovti & D. Vancurovk 1990.Biodegradation of polyethylene soils by bacterial and liver homogenates. Biomaterials 11:36-40

Rev. peru. biol. 17(1): 133 - 136 (Abril 2010)

Contaminación en lagunas andinas por piscicultura intensiva ISSN 1561-0837

Contaminación producida por piscicultura intensiva en lagunas andinas de Junín, Perú Pollution produced by intensive fish farming in Andean lagoons, Junín, Peru Mauro Mariano1, Pedro Huaman1, Egma Mayta1, Haydee Montoya2 y Magda Chanco2 1 Laboratorio de Fauna Dulceacuícola, Facultad de Ciencias Biológicas, Universidad Nacional Mayor de San Marcos. Apartado postal 110058, Lima 11, Perú. Email Mauro Mariano: mauroeg2002@yahoo.es 2 Museo de Historia Natural, Universidad Nacional Mayor de San Marcos. Trabajo presentado a la XVIII Reunión Científica del Instituto de Investigaciones en Ciencias Biológicas Antonio Raimondi, “200 años del nacimiento de Charles Darwin y el 150 aniversario de la publicación de On the Origin of Species by Means of Natural Selection”. Del 19 al 21 de agosto de 2009.

Publicado impreso: 20/10/2010 Publicado online: 29/09/2010

Resumen Se reportan los cambios producidos por el cultivo intensivo de la trucha Oncorhynchus mykiss en siete lagunas andinas. Las observaciones se realizaron en el año 1996, y entre el 2002 – 2007 y permitieron observar el proceso de deterioro de las lagunas, caracterizado por el incremento en las concentraciones de fosforo total y la disminución del oxigeno disuelto y la transparencia. La comunidad béntica fue evaluada en las siete lagunas en el 2007, resultando el número de especies y los índices de diversidad bajos (H’<1,26; <8 spp.). La abundancia varió entre 7 y 35 ind./0,04m2. La materia orgánica y carbonatos en fondo fueron altos (30,22 – 42,45%). Palabras clave: contaminación, lagunas andinas, cultivo de truchas, especies introducidas.

Abstract We report the changes produced by intensive farming of rainbow trout Oncorhynchus mykiss in seven Andean lagoons. The observations were made in 1996 and between 2002–2007 and allowed to observe the deterioration of the lakes, characterized by the increase in total phosphorus concentrations and decreased dissolved oxygen and transparency. The benthic community was evaluated in seven lakes in 2007, resulting low number of species and diversity indices (H '<1,26; <8 spp.). The abundance ranged from 7 to 35 ind. /0,04 m2. Organic matter and carbonates were high in the bottom (from 30,22 to 42,45%). Keywords: contamination, Andean lagoon, trout culture, alien species.

Introducción Las lagunas altoandinas son un rasgo fisiográfico muy importante de la región Junín, en ellas se desarrollan diferentes actividades económicas. Algunas de ellas se han visto afectadas como consecuencia de los cultivos intensivos de trucha arco iris (Oncorhynchus mykiss) que en ellas se realizan.

en el que alcanzan el máximo nivel y periodo seco (mayo – setiembre) (SEDAPAL, 1999). La precipitación anual oscila entre 80 y 110 mm anuales, la temperatura varía desde los –2 hasta 16 ºC. La temperatura de las lagunas varía entre 10 y 12 ºC, las profundidades son mayores de 10 m, turbidez baja y buena

Las lagunas Tranca Grande, Cucancocha, Ayhuin, Pomacocha, Tipicocha, Habascocha y Huascacocha, localizados entre las vertientes orientales de la cuenca alta del Perene y occidentales de la cuenca del Mantaro, tuvieron un impacto humano moderado hasta hace unos años; sin embargo desde 1996 se inició el cultivo de trucha en jaulas flotantes, y engordadas con alimentos balanceados peletizados los cuales sumados a los desechos fecales constituyen un importante aporte de materia orgánica al ecosistema de las lagunas. Cornell & Whoriskey (1993) y Buschmann (2001) reportaron casos de contaminación de lagos donde se cultivaban salmones y truchas arco iris en sistemas de jaulas y que resultaron en la eutrofización del ecosistema y el fracaso de la empresa.

Lago Junín

Satipo

La Oroya

Todas las lagunas están ubicadas entre 4310 y 4330 m de altitud; el clima presenta dos periodos: lluvioso (octubre–abril), Rev. peru. biol. 17(1): 137 - 140 (April 2010)

4 3

Jauja

11°42’

Concepción

En el presente trabajo se describe el deterioro observado desde 1995 al 2007 en siete lagunas andinas donde se realiza cultivo intensivo de trucha Áreas de estudio Siete lagunas andinas fueron estudiadas desde 1996 hasta el 2007. Las lagunas se sitúan en el departamento de Junín, en los Andes Centrales del Perú, en la cuenca alta del Perene (Tranca Grande, Habascocha, Pomacocha, Tipicocha, Huascacocha) y del Mantaro (Cucancocha y Ayhuin). Alrededor de ellas se desarrolla una ganadería extensiva (ovino, vacuno y auquénido). Con escasa vegetación natural tanto en áreas alejadas de las lagunas como alrededor de éstas. (Fig. 1; Tabla 1)

Cuenca del Perené

75°18’

HUANCAYO Chupaca

Cuenca del Mantaro 7

Junín

km 0

HUANCAVELICA Figura 1. Ubicación de las cuencas del Perene y Mantaro mostrando las lagunas estudiadas: 1) Tranca Grande, 2) Habascocha,3) Pomacocha, 4) Tipicocha, 5) Huascacocha, 6) Cucancocha y 7) Ayhuin.

137

Mariano et al. Tabla 1. Principales características morfométricas de las lagunas altoandinas estudiadas, en Junín, Perú. Lagunas Tranca grande Habascocha Pomacocha Huascacocha Tipicocha Cucancocha Ayhuin

Posición geográfica 11°46’57S 11°47’26S 11°44’50S 11°43’45S 11°43’40S 12°08’19S 12°06’39S

75°14’42W 75°13’42W 75°13’40W 75°13’44W 75°15’08W 75°36’37W 75°38’01W

oxigenación, son lagunas polimicticas y su volumen y extensión variables. En todas las lagunas se observó la presencia de parches de macrofitas en la zona litoral y un sedimento arenoso. Se registraron peces nativos en varios muestreos; por ejemplo Orestias agassii estuvo presente en las lagunas de Tranca Grande, Cucancocha y Ayhuin. El cultivo en jaulas fue iniciado en Tranca Grande en el año 1995, y en las otras seis lagunas en 1996. Todas las lagunas en estudio son administradas por particulares, excepto Tranca Grande que lo es por la Dirección Regional de Producción (DIREPRO). Las jaulas tienen volúmenes entre 56 m3 (para alevines y juveniles) y de 87,5 m3 (engorde), se ubican en la zona pelágica, con 6 a 20 m aproximadamente entre el fondo y la jaula. Están construidas con palos de eucaliptos o caña de Guayaquil, red–bolsa, mallas de nylon y cilindros de aluminio o plástico. El nivel de producción es de 10 a 20 Tm/año. La conversión alimenticia de 1,3:1; el tiempo de crianza en la laguna para ser comercializado de diez meses promedio. Las condiciones de cultivo para la fase de producción de engorde fueron: densidades de siembra (alevinaje) de 126 kg/ m3 (153 truchas/kg de 8 cm), de 10 a 12 ºC de temperatura del agua, 40 a 80 ppm de dureza, con valores mínimos de 7 mg/L de oxígeno disuelto y pH de 7 a 8. Las tallas comerciales se lograron a los 10 meses de cultivo con 250 g, observándose supervivencia de 90 a 95% y una tasa de conversión alimenticia de 1,4. Material y métodos Se realizaron colectas de agua para determinar fosforo total, oxigeno disuelto, transparencia, y de sedimento para determinar el tamaño de grano, en febrero, mayo, agosto y octubre; de los años 1996 al 2007; en una estación fija en la zona de mayor profundidad de las lagunas (aproximadamente a 50 m de las jaulas de cultivo). Las mediciones del fósforo total se realizaron por el método del ácido ascórbico luego de una digestión con persulfato de potasio (APHA 1993). La concentración del oxígeno disuelto con el método de Winkler modificado por Carrit & Carpenter (1966). La transparencia empleando el disco de Secchi. La materia orgánica y los carbonatos se determinaron mediante el método de Dean (1974). El tamaño de partícula del sedimento (µm) se analizó de acuerdo a Krumbein & Pettijohn (1938) calculadas con las ecuaciones obtenidas a partir de la velocidad de asentamiento de Stokes. El macrobentos y materia orgánica total y carbonatos fueron determinados en las siete lagunas solamente el año 2007. Para la colecta se utilizó una draga Ekman (0,04 m2), con tres replicas por estación; cada replica fue tamizada con mallas 0,5 mm y conservados en formol al 10% en frascos para su posterior de-

138

Altitud (m)

Área de la laguna (ha)

Profundidad media (m)

Desarrollo de línea de costa

4 320 4 330 4 310 4 330 4 320 4 320 4 320

164 80 120 110 90 110 105

25 12 9 11 10 15 15

2,28 1,30 1,40 1,60 1,45 2,05 1,78

terminación taxonómica y análisis cualitativos y cuantitativos (Huamán et al. 2002). Una de las réplicas de sedimento fue utilizada para determinar el tamaño de grano, la materia orgánica y los carbonatos. Los recuentos de organismos fueron realizados bajo microscopio estereoscopio en el laboratorio. Los valores de abundancia del macrobentos fueron expresados en individuos/0,04 m2 Los índices de diversidad H' de Shannon, equitabilidad J' de Pielou, el índice de Margalef para la riqueza de especies y el índice de dominancia de Berger–Parker fueron calculados según Magurran (1988). El análisis de agrupamiento se realizo a partir de la matriz de abundancia de macrobentos y utilizando la distancia Euclidiana y el algoritmo UPGMA. Resultados y discusión Las concentraciones del fosforo total se incrementaron desde 1996 al 2007; en el mismo periodo, el oxígeno disuelto y la transparencia disminuyeron en todas las lagunas. Los rangos de variación fueron los siguientes: fosforo total de 1 – 152 µg/L, oxígeno disuelto en el fondo de 0,7 – 8 mg/L y la transparencia de 0,4 – 7,4 m (Tabla 2). Durante el periodo de estudio, el tamaño de grano disminuyó de 960 µm, en 1996, a menor de 62 µm (cieno) en el 2007 (Tabla 2). El cieno fue de coloración blanca y desprendía un fuerte olor a ácido sulfhídrico. En las lagunas Habascocha, Pomacocha, Huascacocha y Tipicocha la materia orgánica total y los carbonatos en el sedimento se fueron 42,45 y 37,63% respectivamente. En las lagunas Tranca grande, Cucancocha y Ayhuin tuvieron porcentajes menores, la materia orgánica fue 30,22 y los carbonatos 26,20%. La macrofauna estuvo conformada por diez especies: Dugesia sp. (Turbellaria); Tubifex tubifex, Limnodrilus sp. (Oligochaeta); Hellobdella sp. (Hirudinea); Insecta (Chironomus sp., Ephemeroptera, Trichoptera); Hyalella sp. (Amphipoda) y Physa venustula (Gastropoda); Sphaerium sp. (Bivalvia); tolerantes al enriquecimiento orgánico y concentraciones bajas de oxígeno, a excepción de los Amphipoda y los insectos con larvas tubicolas. El número de individuos por laguna varió entre 7 y 35, y se observó las mayores abundancias en las lagunas Tranca grande, Cucancocha y Ayhuin al igual que el número de especies (7 a 8) y la diversidad (H') (1,22 a 1,26) (Tabla 3). El análisis de agrupamiento de las lagunas acuicolas (Fig. 2) permite diferenciar dos grupos, de condiciones de mesotrofia y eutrofia. El primer grupo estuvo formado por las lagunas Tranca Grande, Cucancocha y Ayhuin, las cuales se encuentran en Rev. peru. biol. 17(1): 137 - 140 (Abril 2010)

Contaminación en lagunas andinas por piscicultura intensiva Tabla 2. Valores promedios (febrero, mayo, agosto y octubre) para diferentes parámetros limnológicos en las lagunas altoandinas con cultivo intensivo de trucha, Junín, Perú, entre el año 1996 y el 2007.

2002

2003

2004

2005

2006

2007

6 26 12 12 26 1 1

30 32 32 30 140 10 10

30 88 86 86 143 12 14

28 98 98 96 143 18 20

28 110 110 108 148 25 28

25 128 126 110 152 28 28

25 140 136 120 152 28 28

1996

2002

2003

2004

2005

2006

2007

4,8 7,0 8,0 4,8 3,0 6,9 6,9

4,5 1,2 1,8 2,0 2,0 4,9 4,9

4,3 1,0 1,0 1,0 1,0 4,3 4,3

4,0 1,0 1,0 1,0 1,0 4,0 4,0

2,1 0,9 0,9 0,9 0,9 2,1 2,1

0,9 0,7 0,7 0,7 0,7 2,1 2,1

0,9 0,7 0,8 0,7 0,9 1,6 1,6

Oxígeno disuelto (mg/L) Tranca Grande Habascocha Pomacocha Huascacocha Tipicocha Cucancocha Ayhuin

Transparencia (m) Tranca Grande Habascocha Pomacocha Huascacocha Tipicocha Cucancocha Ayhuin

1996

2002

2003

2004

2005

2006

2007

7,4 3,7 4,1 3,7 3,7 7,0 6,8

5,6 0,6 1,1 0,6 0,6 5,5 5,8

4,7 0,5 0,5 0,5 0,5 4,8 5,0

4,6 0,5 0,5 0,5 0,5 4,6 4,6

4,8 0,5 0,5 0,5 0,5 4,8 4,8

4,4 0,4 0,4 0,4 0,4 4,2 4,0

4,4 0,4 0,4 0,4 0,4 3,8 3,4

Tamaño de grano (µm) Tranca Grande Habascocha Pomacocha Huascacocha Tipicocha Cucancocha Ayhuin

1996

2002

2003

2004

2005

2006

2007

960 600 650 550 300 -

100 100 100 100 100 1050 1050

90 90 90 90 90 900 900

80 80 80 80 80 560 450

76 76 76 76 76 110 120

<62 <62 <62 <62 <62 <62 <62

Spp/0,04m2

Ind/0,04m2

Riqueza de spp.

Diversidad (H’)

Dominancia

Equitabilidad (J’)

Tabla 6. Características del macrobentos en las lagunas altoandinas con cultivo intensivo de trucha, Junín, Perú, año 2007. Índice de riqueza de especies de Margalef, Indice de diversidad de Shannon (H’), índice de dominancia de Berger–Parker y equitabilidad (J') de Pielou.

Tranca Grande

1,42

1,22

0,94

0,44

Habascocha

0,22

0,00

0,62

0,00

Tipicocha

0,12

0,01

0,37

0,43

Huascacocha

0,00

0,2

0,36

0,00

Pomacocha

0,14

0,00

0,40

0,20

Cucancocha

1,52

1,24

0,82

0,48

Ayhuin

1,84

1,26

0,92

0,52

Lagunas

Rev. peru. biol. 17(1): 137 - 140 (April 2010)

Distancia Euclidiana

1996

L1 L6 L7

Tranca Grande Habascocha Pomacocha Huascacocha Tipicocha Cucancocha Ayhuin

L2 L3 L4 L5

Fósforo total (µg/L)

15 Figura 5. Dendrograma correspondiente al análisis de agrupamiento, de las lagunas altoandinas, Junín, Perú. Realizado con una matriz de densidades de macrobentos, distancia Euclideana y UPGMA. (1) Tranca grande, (2) Habascocha, (3) Tipicocha, (4) Huascacocha, (5) Pomacocha, (6) Cucancocha y (7) Ayhuin.

condiciones de mesotrofia y con profundidades mayores de 15 m. El segundo grupo estuvo formado las Lagunas Habascocha, Tipicocha, Huascacocha y Pomacocha, las cuales se encuentran en condiciones de eutrofia y profundidades menores de 15 m. Un problema importante en lagos y lagunas de alta montaña tropical, es el reciclado de la materia orgánica en los sedimentos (Dejoux & Iltis 1991). En lagos andinos, con temperatura media de 11 ºC, el reciclaje se procesa de manera mucha más lenta que en otros lagos tropicales. Callisto & Esteves (1996) y Claude & Oporto (2000) mencionan que en los lagos tropicales existe una rápida descomposición de la materia orgánica por las altas temperaturas de sus aguas (>20 ºC), favorecidas por la turbulencia, sus cubetas pocas profundas, además, que la mayor parte de la materia orgánica es degradada en la columna de agua antes de alcanzar el sedimento. La piscicultura intensiva puede tener un impacto negativo sobre el ecosistema lagunar, entre otras cosas por la acumulación de materia orgánica sobre los fondos, procedente de las excretas, materia orgánica muerta y la fracción de alimento no consumido (Buschmann, 2001). El aumento de materia orgánica en los fondos produce hipoxia y anoxia que conlleva a la disminución de la diversidad de las especies bentónicas y la predominancia de otras más tolerantes (Cornell & Whoriskey 1993). En el caso del cultivo de salmones, alrededor de un 75% del nitrógeno, fósforo y carbono que ingresa al sistema como alimento, se pierde como alimento no ingerido, fecas y otros productos de excreción. Solo un 25% se convierte en carne para comercio. El fósforo se acumula principalmente en los sedimentos que se encuentran bajo las jaulas de cultivo, por lo que resulta un buen indicador de contaminación (Buschmann & Fortt 2005). El tamaño de grano menor de 62 µm del sedimento, encontrado en el presente estudio, guarda relación con el tamaño

139

Mariano et al.

fino del alimento balanceado tipo peletizado. Tacon & Cruz (1998), Kiang (1999) y Buschmann (2001) reportan la acumulacion en los sedimentos bajo jaulas de cultivo intensivo, la presencia de los alimentos balanceados peletizados, atribuyendo sus caracteristicas de rápido hundimiento, poca compactación y menor digestibilidad, representando un riesgo importante en el desarrollo de la acuicultura. Agradecimientos El presente trabajo fue financiado por el Vicerrectorado de Investigación de la UNMSM (proyectos CSI 961001201, 021001201, 031001045, 051001121, 061001041, 071001081). Igualmente nuestro agradecimiento a los Biólogos: Víctor Manuel Raez Oyola, Manuel Bedriñana Sosa, Milagros Ponce, Martín Silvera Solís, Andrés Mendoza, de la Dirección Regional de Producción, Junín, por la asistencia en campo. Al Dr. Enrique Vinatea Jaramillo por su invalorable colaboración en los trabajos de campo. Agradecemos a la Dirección Regional de Producción de Junín, por el préstamo de la embarcación y del transporte para los trabajos de campo. Literatura citada APHA, AWWA, WPCF. 1993. Métodos Normalizados para el análisis de agua potables y residuales. 17a ed. Ediciones Díaz de santos S.A. 1–1 a 10–220 pp Buschmann A.H. 2001. Impacto ambiental de la acuicultura. El estado de la investigación en Chile y el Mundo. Registro de Problemas Públicos N°4. Terram Publicaciones. 67 pp. Buschmann A.H. & A. Fortt. 2005. Efectos ambientales de la acuicultura intensiva y alternativas para un desarrollo sustentable Revista Ambiente y Desarrollo 21(3): 58–64. Callisto M. & F. A. Esteves. 1996. Composição granulométrica do sedimento de um lago amazônico impactado por rejeito de bauxita e um lago natural. Acta Limnologica Brasiliensia 8: 115–126. Carrit D. & J. Carpenter. 1966. Comparison and evaluation of currently employed modifications of the Winkler method for determining dissolved oxygen in sea water. J. Mar. Res., 24:286–318.

140

Claude M. & J. Oporto. 2000. Salmonicultura en Chile: Aspectos Sociales, economicos y ambientales. Colección Sin norte. Lom Ediciones. 72 pp Cornell G.E. & F.G.Whoriskey. 1993. The effects of rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) cage culture on the water quality, zooplankton, benthos, benthos and sediments of Lac du Passage, Quebec. Aquaculture 109: 101–117. Dean W.C. 1974. Determination of carbonate and organic matter in calcareous sediments by on ignition: comparision with other methods. Jour. Sed. Petrology 44: 242–248. Dejoux C. & A. Iltis. 1991. El Lago Titicaca. Síntesis del Conocimiento Limnológico. Actual ORSTM Imp. Talleres Gráficos Hisbol. La Paz– Bolivia. 578 pp. Hansen P.V., A.D. Ervick, F.H.Schaanming, et al. 2001. Regulating the local environmental impact of intensive marine fish farming. The concept of the Mom System (modeling Ongrowing fish form–Monitoring). Acuaculture 194:75–92. Huaman M.P., M.G. Mariano, M.E. Chanco, et al. 2002. Estructura del macrobentos de la laguna de Paca, Junín. Rev peru biol. 9(1):29–38. Kiang J.K. 1999. The principles of extruding fishfeeds, Feed Tech 3(6): 48–49. Krumbein W.C. & F.J. Pettijohn. 1938. Manual of sedimentary petrography. 91–181. Magurran A.E. 1988. Ecological diversity and its measurement, Taylor & Francis. 198 pp. Ministerio de Pesquería. 1997. Pesca y Medio Ambiente en el Titicaca. Manual de Capacitación. Proyecto Padespa. Edic. MMD. Phillips M.J., M.C.M. Beveridge & L.G. Ross. 1985. The environmental impact of salmonid cage culture on inland fisheries: present status and future trends. Journal of Fish Biology 27(sa): 123–137. SEDAPAL. 1999. El País de las lagunas. Historia y Ecología de la Puna de Junín. Sedapal. Taller Gráfica Biblios. Lima, Perú. Tacon, A., E. Cruz. 1999. Gestión de la Acuicultura ″Alimentación y Nutrición″. En: Acuicultura Sostenible: Desarrollo y Comercio. Lima, Perú, 9–11 Junio, 1999. 36pp.

Rev. peru. biol. 17(1): 137 - 140 (Abril 2010)

FE DE ERRATA ISSN 1561-0837

FE DE ERRATA

Los virus Influenza y la nueva pandemia A/H1N1 Influenza virus and the new Influenza A/H1N1 Miguel Talledo1,2 y Kattya Zumaeta2 1 Laboratorio de Fagotipia y Virología General. Facultad de Ciencias Biológicas. Universidad Nacional Mayor de San Marcos. Email Miguel Talledo: mtalledor@unmsm.edu.pe 2 Instituto Peruano de Biología Molecular. Email Kattya Zumaeta: kattya_zumaeta@ipbiomol.com

El editor informa a los lectores a las siguientes erratas en el articulo mencionado arriba (Rev. peru. biol. 16(2): 227 - 238 (Diciembre 2009)):

Dice:

En el texto se repite 148 veces la palabra: Influeza

Debe decir:

Influenza

Publicado impreso: 20/10/2010 Publicado online: 29/09/2010

Rev. peru. biol. 17(1): 141 - 142 (Abril 2010)

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FE DE ERRATA

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Rev. peru. biol. 17(1): 141 - 142 (Abril 2010)

Colof贸n

Suscripciones y Canje Subscriptions and Exchange programs La Revista Peruana de Biología aparece con una periodicidad semestral y esta dedicada a la publicación de los resultados de investigaciones originales e inéditas en las áreas de Biodiversidad, Biotecnología, Manejo ambiental, Ecología y Biomédicas. Los trabajos recibidos son evaluados por árbitros según criterios internacionales de calidad, creatividad, originalidad y contribución al conocimiento. The Revista Peruana de Biología has a semester periodicity and publishes the results of original research in Biodiversity, Biotechnology, Environmental management, Ecology and Biomedical areas. Papers in Spanish or English are peer-reviewed using international criteria of quality, creativity, originality and the knowledge contribution.

Revista Peruana de Biología Suscripción anual, volumen 16 con dos números, costo incluye envío. Annual subscription one volume and two numbers, mailing is included. Perú 50 nuevos soles Other countries US$ 40

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PAUTAS PARA LA PRESENTACIóN DE LOS ARTíCULOS EN LA REVISTA PERUANA DE BIOLOGíA Enero 2009

1. La Revista Peruana de Biología es una publicación científica arbitrada y es editada por el Instituto de Investigaciones de Ciencias Biológicas Antonio Raimondi, Facultad de Ciencias Biológicas, Universidad Nacional Mayor de San Marcos, Lima, Perú. Tiene una periodicidad semestral y los números aparecen en agosto y diciembre, tanto en su versión impresa como Online. 2. La Revista Peruana de Biología recibe artículos completos, originales e inéditos en los temas de biodiversidad, biotecnología, ecología, manejo ambiental y biomedicina, elaborados según las normas indicadas en las presentes pautas. 3. Los artículos pueden ser presentados en idioma inglés o castellano. 4. Los artículos serán evaluados por árbitros según criterios internacionales de calidad, creatividad, originalidad y contribución al conocimiento. El artículo es aceptado luego del proceso de revisión por árbitros y las modificaciones indicadas. El artículo aceptado será editado y una prueba enviada al autor para la aceptación y consentimiento de publicación. 5. El artículo deberá ser presentado acompañado de una carta dirigida al Editor Jefe, firmada por el responsable del trabajo con quien se tendrá comunicación, indicando además el carácter inédito, original y completo del artículo presentado y su disposición para que sea revisado y editado. 6. El artículo puede ser enviado por correo común; en este caso por triplicado y además los archivos digitales apropiados. El artículo comprende el texto, con las páginas numeradas correlativamente. Las ilustraciones, en hojas aparte, comprenden las tablas y figuras. 7. El artículo también puede ser enviado por email al Editor Jefe. Los archivos deben ser enviados de acuerdo a las pautas indicadas en el presente documento. 8. El texto del artículo debe ser escrito en tipo Courier 12 puntos, doble espacio, en A4. En general todos los artículos deben de tener: Título (en inglés y castellano), nombre y apellido de los autores, institución de los autores, dirección postal y correo electrónico de los autores, Resumen no mayor de 250 palabras (en inglés y castellano), 5 palabras clave (en inglés y castellano). 9. El título no debe de exceder de 20 palabras y debe expresar el contenido real del trabajo, si incluye un nombre genérico o específico se indicarán los taxa de referencia. 10. Los Agradecimientos deben dedicarse solamente a las personas e instituciones que colaboraron directamente en la realización del trabajo. 11. La Revista cuenta con las siguientes secciones: a. Trabajos originales. Son artículos primarios, inéditos que exponen los resultados de trabajos de investigación y constituyen aportes al conocimiento. Deben contener las siguientes partes: Título, autores, Resumen (en inglés y castellano), palabras clave (en inglés y castellano), Introducción, Material y métodos, Resultados, Discusión, Agradecimientos y Literatura citada. Todo el artículo debe tener un texto promedio de 20 páginas, las ilustraciones deben ser sólo las necesarias para una mejor exposición de los resultados. b. Notas científicas. Son artículos primarios, reportes de resultados cuya información es de interés para la comunidad científica. La extensión del texto no será mayor de 8 páginas. Esta sección debe tener las siguientes partes: Título, autores, Resumen (en inglés y castellano), palabras clave (en inglés y castellano), cuerpo de la Nota, Agradecimientos y Literatura citada. c. Artículos de Revisión. Son artículos primarios, en esta sección se incluyen trabajos que constituyen una exhaustiva revisión del tema de investigación del autor, se incluyen aquí tesis, revisiones taxonómicas y recapitulaciones. Deben contar las siguientes partes: Título, autores, Resumen (en inglés y castellano), palabras clave (en inglés y castellano), Introducción, cuerpo de la revisión, Agradecimientos y Literatura citada. Todo el artículo debe tener un texto promedio de 35 páginas. Las ilustraciones deben ser sólo las necesarias para una mejor exposición de los resultados. d. Comentarios. Son artículos donde se discute y exponen temas o conceptos de interés para la comunidad científica. Se incluyen aquí ensayos de opinión y monografías. Deben contar con las siguientes partes: Título, autores, cuerpo del comentario, y Literatura Citada. Todo el artículo debe tener un texto promedio de 10 páginas. e. Comentarios de Libros. Son artículos que comentan recientes publicaciones de interés para la comunidad científica. Puede solicitarse al Comité Editor la elaboración de un comentario enviando dos copias del libro a la dirección postal de la Revista Peruana de Biología. 12. Cuando el artículo exponga sobre experimentos con humanos y animales, los procedimientos deben de ceñirse a la Declaración de Helsinki de 1975 y a las leyes peruanas vigentes (Ley 27265). Deben ser presentadas las declaraciones pertinentes y mencionadas en el texto. 13. Cuando el artículo exponga sobre nuevas especies, nuevos registros, ampliaciones biogeográficas o inventarios taxonómicos debe indicarse el depósito de los ejemplares en un centro de referencia taxonómico. 14. Cuando los especímenes hallan sido colectados en áreas protegidas, debe de indicarse los respectivos permisos. 15. Los nombres científicos del género y especie irán en cursivas. La primera vez que se cita un organismo deberá hacerse con su nombre científico completo (género, especie y autor); posteriormente podrá citarse solamente la inicial del nombre genérico y el nombre específico completo. 16. Deben usarse los símbolos de las unidades del Sistema Internacional de Medidas. Si fuera necesario agregar medidas en otros sistemas, las abreviaturas correspondientes deben ser definidas en el texto. Decimales con coma, no punto (ejemplo correcto: 0,5; incorrecto: 0.5). 17. Las citas en el texto deben incluir el apellido del autor y año (ejemplo: (Carrillo 1988) o « ... de acuerdo a Sánchez (1976) …» o (Chávez y Castro 1998, Rios 1999, Piedra 2001)). Si hay varios trabajos de un autor en un mismo año, se citará con una letra en secuencia adosada al año (ejemplo: Castro 1952a). Cuando hay más de dos autores se citará al primer autor y se colocará et al. (Ejemplo: (Smith et al. 1981) o «según Smith et al. (1981)»). (Continúa....)

18. La Literatura citada incluirá todas las referencias citadas en el texto dispuestas solamente en orden alfabético y sin numeración. La cita se inicia con el apellido del primer autor a continuación, sin coma, las iniciales del nombre con puntos y sin espacio. El segundo y tercer autor deben de tener las iniciales de los nombre y a continuación el apellido. El último autor se diferenciara por que le antecede el símbolo &. Si hubiesen más de tres autores pueden ser indicados con la abreviatura et al. En la literatura citada solamente se usa letra tipo normal, no itálica, no versalita. Ejemplos: a. Montgomery G.G., R.C. Best & M. Yamakoshi. 1981. A radio-tracking study of the American manatee Trichechus inunguis (Mammalia: Sirenia). Biotropica 13: 81 -85. b. Buhrnheim C.M. & L.R. Malabarba. 2006. Redescription of the type species of Odontostilbe Cope, 1870 (Teleostei: Characidae: Cheirodontinae), and description of three new species from the Amazon basin. Neotrop. ichthyol. 4 (2): 167-196. c. Nogueira R.M.R., M.P. Miagostovich, H. G. Schatzmayr, et al. 1995. Dengue type 2 outbreak in the south of the State of Bahia, Brazil: laboratorial and epidemiological studies. Rev. Inst. Med. trop. S. Paulo 37 (6): 507-510. d. McLachlan A. & A.C Brown. 2006. The Ecology of Sandy Shores. Elsevier Science & Technology Books. 373pp. e. Crawford D.J. 1983. Phylogenetic and systematic inferences from electrophoretic studies. In: S.D. Tanksley and T.J. Orton, eds. Isozymes in plant genetics and breeding, Part A. Elsevier, Amsterdam. Pp. 257-287. f. Pianka E.R. 1978. Evolutionary ecology. 2nd edn. New York: Harper & Row. g. Carroll S.B. 2005. Evolution at Two Levels: On Genes and Form. PLoS Biol 3(7): e245. <http://biology. plosjournals.org/ archive/1545-7885/3/7/pdf /10.1371_journal.pbio.0030245-S.pdf >. Acceso 31/07/2005. h. Food and Drug Administrations (FDA). 2001. Fish and Fishery Products Hazards and Controls Guidance. Third Edition June 2001. <http://www.cfsan.fda.gov/~comm/haccp4.html> (acceso 24/12/07). i. CONAM. 2005. (en línea). Informe nacional del estado del ambiente 2001. <http://www.conam.gob.pe /sinia/INEA2001. shtml>. Acceso 31/07/2005. j. IMARPE. 2002. (en línea). Segundo informe del BIC José Olaya Balandra. Paita – Salaverry. 24 febrero- 05 Marzo 2002. <http:// www.imarpe.gob.pe /imarpe/informeolaya02-032002.php>. Acceso 01/07/2005. k. Solari S.A. 2002. Sistemática de Thylamys (mammalia: didelphimorphia: marmosidae). Un estudio de las poblaciones asignadas a Thylamys elegans en Perú. Tesis, Magíster en Zoología, mención Sistemática y Evolución. Facultad de Ciencias Biológicas Universidad Nacional Mayor de San Marcos. <http://www.cybertesis.edu.pe/sisbib/2002/solari_ts /html/indexframes.html>. Acceso 31/07/2005 19. Las citas de artículos en prensa deben incluir el volumen, el año y el nombre de la revista donde saldrán publicados; de lo contrario deberán ser omitidos. 20. Deben evitarse las citas a resúmenes de eventos académicos (congresos y otros) y las comunicaciones personales. 21. Las Figuras (mapas, esquemas, diagramas, dibujos, gráficos, fotos, etc.) serán numeradas correlativamente con números arábigos; de igual manera las Tablas. Las leyendas de las figuras deben presentarse en hoja separada del texto y deben ser suficientemente explicativas. Cada tabla debe llevar un título descriptivo en la parte superior. 22. Cuando el trabajo es enviado por correo postal, las figuras serán presentadas en papel Canson y con tinta china, en un tamaño A4, montados sobre cartulina blanca. Los dibujos y fotos de estructuras y organismos deben llevar una escala gráfica para facilitar la determinación del aumento. Los mapas deben llevar las respectivas coordenadas. Las fotografías deben tener 15x10 cm de tamaño como mínimo, en papel liso, con amplio espectro de tonos y buen contraste, montados sobre una cartulina blanca A4. Costos por fotografías a color deberán ser asumidos por el autor. 23. Si las figuras fuesen escaneadas, deben guardarse en un archivo TIFF, tamaño natural, 600 dpi. Las gráficas de origen electrónico deben de enviarse en formato nativo editable (achivo.xls, archivo.wmf, archivo.svg, archivo.eps). Los mapas en formatos SHP. Fotos de cámaras digitales en formato JPGE mayor a 3Mpixel. Otros archivos independientes en formato TIFF, BMP, Ai, PSD. Costos por ilustraciones a color serán asumidos por el autor. 24. Los archivos deben presentarse por separado, esto es, un archivo con el texto y leyendas en formato MS-Word. Otro archivo para las tablas en MS-Excel o como tablas en MS-Word. Otros archivos en formatos nativos, no como imágenes insertadas en otros archivos (por ejemplo no enviar imágenes pegadas en una hoja de MS-Word o Excel). 25. Sólo se aceptan fotos e imágenes digitales de alta calidad. 26. El material enviado no será devuelto, por lo que los autores deben tomar sus precauciones. 27. Una prueba del trabajo revisado, editado y diagramado además del costo por impresión será enviado al autor para su aprobación. 28. El autor principal podrá solicitar cuatro ejemplares de la revista. Un número de separatas adicional podrá ser solicitado antes de la impresión teniendo en cuenta los costos respectivos. Comité Editor Email: lromeroc@unmsm.edu.pe Correo postal: Leonardo Romero (Editor) Revista Peruana de Biología UNMSM-FCB Apartado 11-0058 Lima 11 Perú

(continúación...)

129 133

Aislamiento y caracterización de un péptido antibacteriano del veneno de Centruroides margaritatus Isolation and characterization of antibacterial peptide from Centruroides margaritatus venom Carlos Rivera, Lidia Flores, Carmen Pantigoso y Enrique Escobar Biodegradación de polietileno de baja densidad por acción de un consorcio microbiano aislado de un relleno sanitario, Lima, Perú Biodegradation of low density polyethylene by the action of a microbial consortium isolated from a landfill, Lima, Peru Diego Uribe, Daniel Giraldo, Susana Gutiérrez y Fernando Merino 137 Contaminación producida por piscicultura intensiva en lagunas andinas de Junín, Perú Pollution produced by intensive fish farming in Andean lagoons, Junín, Peru Mauro Mariano, Pedro Huaman, Egma Mayta, Haydee Montoya y Magda Chanco Fe de errata 141

Los virus Influenza y la nueva pandemia A/H1N1 Influenza virus and the new Influenza A/H1N1 Miguel Talledo y Kattya Zumaeta

Revista Peruana de Biología Rev. peru. biol. ISSN 1561-0837

Volumen 17

Abril, 2010

Número 1

Contenido Editorial 3

El editorial del número de otoño Leonardo Romero

Trabajos originales 5 29 37 43 53 59 65 75 81 95 105 111 115 123

Anfibios andinos del Perú fuera de Áreas Naturales Protegidas: amenazas y estado de conservación Peruvian Andean amphibians outside Natural Protected Areas: Threats and conservation status César Aguilar, César Ramírez, Dani Rivera, Karen Siu-Ting, Juana Suarez y Claudia Torres Biota acuática en la Amazonia Peruana: diversidad y usos como indicadores ambientales en el Bajo Urubamba (Cusco – Ucayali) Aquatic biota in the Peruvian Amazon: diversity and uses as environmental indicators in the lower Urubamba (Cusco – Ucayali) Hernán Ortega, Luisa Chocano, Carlos Palma e Iris Samanez Diversidad y variación estacional de peces en la cuenca baja del río Nanay, Perú Fishes species diversity and seasonal variation in the lower basin of Nanay River, Peru Ericka Correa y Hernán Ortega Glándula pediosa de moluscos terrestres y sus implicancias evolutivas, con énfasis en Megalobulimus Pediose gland in land snails and its evolutionary implications, with emphasis on Megalobulimus Victor Borda, Rina Ramírez y Pedro Romero Analysis of the secondary structure of mitochondrial LSU rRNA of Peruvian land snails (Orthalicidae: Gastropoda) Análisis de la estructura secundaria del LSU rRNA mitocondrial de caracoles terrestres peruanos (Orthalicidae: Gastropoda) Jorge Ramirez, Rina Ramírez Identificación de Yarrowia lipolytica (Ascomycota: Hemiascomycetes) como contaminante en la obtención de amplificados del gen 28S rRNA de moluscos Identification of Yarrowia lipolytica (Ascomycota: Hemiascomycetes) as a contaminant in obtaining amplified 28S rRNA gene of mollusks Jenny Chirinos, Carlos Congrains, Rina Ramírez, Pablo Ramírez La familia Conidae en el mar peruano The family Conidae from Peruvian Sea Carlos Paredes, Franz Cardoso, Katherine Altamirano, Paul Baltazar y Leonardo Romero Clave de géneros de larvas de Trichoptera (Insecta) de la Vertiente Occidental de los Andes, Lima, Perú Genera key to Trichoptera (Insecta) larvae from Western slope of the Andes, Lima, Peru. Ana A. Huamantinco y Willington Ortiz Characterization of leaf anatomy in species of Astrocaryum and Hexopetion (Arecaceae) Caracterización de la anatomía foliar de especies de Astrocaryum y Hexopetion (Arecaceae) Betty Millán y Francis Kahn Flora y vegetación de suelos crioturbados y hábitats asociados en la Cordillera Blanca, Ancash, Perú Flora and vegetation of cryoturbed soils and associated habitats in the Cordillera Blanca, Ancash, Peru Asunción Cano, Wilfredo Mendoza, Susy Castillo, Marybel Morales, María. I. La Torre , Hector Aponte, Amalia Delgado, Niels Valencia y Nanette Vega Flora vascular y vegetación del humedal de Santa Rosa (Chancay, Lima) Vascular flora and vegetation of Santa Rosa wetland (Chancay, Lima) Damaso W. Ramirez, Hector Aponte y Asuncion Cano Estado de la diversidad de la flora vascular de los Pantanos de Villa (Lima - Perú) State of vascular flora diversity from Pantanos de Villa (Lima - Peru) Dámaso W. Ramirez y Asunción Cano Notas sobre tres especies de Gigartinaceae (Rhodophyta) del litoral peruano Notes on three species of Gigartinaceae (Rhodophyta) from Peruvian coast Martha Calderón, María Eliana Ramírez y Danilo Bustamante Caracterización biológica y acción de inhibidores de una fosfolipasa A2 del veneno de Lachesis muta Biological characterization and inhibitors action of Phospholipase A2 from Lachesis muta venom Rosalina Inga, Dan Vivas, Pedro Palermo, Julio Mendoza, Fanny Lazo y Armando Yarlequé

(Continúa...)