Sobrepasando los límites by economiasaavedra

SOBREPASANDO LOS LÍMITES

David Martínez Madrid Marta Molina Romero León Muñoz Pérez 2º Bach C

ÍNDICE 1.1. RESUMEN………………………………………………………………………………………………….3 1.2. ABSTRACT…………………………………………………………………………………………………3 2. INTRODUCCIÓN…………………………………………………………………………………………….3 3. ANTECEDENTES: COMPOSICIÓN DE LOS ABONOS…………………………………………………...4 4. HIPÓTESIS Y OBJETIVOS…………………………………………………………………………………..8 5.1. MATERIALES Y MÉTODOS………………………………………………………………………………8 5.2. ANÁLISIS DE AGUA………………………………………………………………………………………10 5.3. ANÁLISIS DE TIERRA…………………………………………………………………………………….12 5.4. INTERPRETACIÓN DE DATOS…………………………………………………………………………...14 6. RESULTADOS Y CONCLUSIONES…………………………………………………………………………16 7. AGRADECIMIENTOS………………………………………………………………………………………..19 8. BIBLIOGRAFÍA Y WEBGRAFÍA……………………………………………………………………………19 9. ANEXOS……………………………………………………………………………………………………….21

1.1. RESUMEN Nuestro trabajo de investigación se basa en el elaborado el año pasado: “Comparación de los abonos más vendidos sobre cultivos de Agrostis stolonjikarpfera”. Mediante la observación del desarrollo de las plantas a lo largo de su crecimiento, concluimos que el fertilizante líquido y la ceniza fueron los mejores abonos de los cuatro utilizados. Este año, hemos orientado el trabajo hacia dos nuevos objetivos: el primero es verificar las cantidades óptimas de fertilizante líquido y ceniza para el césped, según estudiamos en el proyecto anterior, contrastándolas con otras plantaciones cultivadas simultáneamente, bajo las mismas condiciones atmosféricas, en las que hemos multiplicado las cantidades. El segundo trata de comprobar el impacto medioambiental que producen estos abonos sobre el entorno, así como sobre las propias plantas; es decir, buscar las desventajas que presentan. Para esta parte del estudio, hemos llevado a cabo análisis de agua (posibles microorganismos y fragmentos de células vegetales) y de tierra (contenido en nitrógeno, fósforo y potasio; pH). Respecto al trabajo de campo referido al cultivo de césped, los métodos empleados se han realizado de manera similar al precedente, pero con pequeñas variaciones en pos de una mejora de resultados y eficiencia a la hora de recopilar datos. 1.2. ABSTRACT Our research project is based on the one we did last year: “Comparison of the most sold fertilizers on Agrostis stolonjikarpfera’s crops”. Through the observation of the plants’ development alongside their growth, we concluded that the liquid fertilizer and the ash were the best ones of the four that we had used. This year, we have oriented our work towards two new goals: the first one is about verifying the optimum quantities of the liquid fertilizer and the ash for the grass, as we studied in last project, making contrast with other plantations grown simultaneously, under the same atmospheric conditions, on which quantities were multiplied. The second one aims to test these fertilizers’ environmental impact on the surroundings, as well as on the plants themselves, that is to say, to look for the drawbacks that they present. Soil (nitrogen, phosphorus and potassium content; pH) and water (possible microorganisms and plant cells fragments) analysis have been carried out for this part of the study. As for the field work referred to the grass cultivation, the employed methods have been used a similar way to the previous one, but with a few changes in order to improve the results and efficiency when it comes to gather data. 2. INTRODUCCIÓN Nuestro trabajo de investigación se basa en el realizado el año pasado: “Comparación de los abonos más vendidos sobre cultivos de Agrostis stolonjikarpfera”. Por ello hemos decidido continuar con dicho trabajo intentando verificar nuestra hipótesis anterior, a partir de la cual abstrajimos algunas conclusiones como que el fertilizante líquido y el abono de ceniza provocaron un mayor crecimiento en los cultivos, demostrando que eran los más efectivos en la gama probada. La continuación de este trabajo consiste en la comparación de los fertilizantes que mostraron mejores resultados, a fin de averiguar cuál es el más efectivo. Pero ello no cesa aquí: nos propusimos comprobar no solo la efectividad de los abonos, sino también si la cantidad recomendada por las marcas es de hecho aquella que produce el mejor efecto. Además, estudiamos el impacto medioambiental que tienen los fertilizantes sobre el agua con la que regamos las macetas y la tierra de las mismas. Los motivos que nos han llevado a querer cumplir tales objetivos radican esencialmente en la preocupación por el medio ambiente, debido a que lo consideramos un tema muy importante a nivel global, que nos afecta a todos, y que, sin embargo, se halla infravalorado, o mejor dicho, existen entidades influyentes que dan la espalda a los problemas medioambientales con tal de obtener beneficios o cumplir sus propios intereses.

Hay que matizar que actualmente nos encontramos en una situación de movilización mundial por parte de diversos grupos de cada vez más países, cuyo fin es luchar contra el cambio climático, lo cual nos proporciona la esperanza de que poco a poco este y otros dilemas relacionados sean abordados con seriedad por las instituciones pertinentes. Asimismo, el movimiento nos inspira para aportar nuestro apoyo a través de esta investigación en favor de que se realice un consumo responsable de los fertilizantes, así como que la veracidad de las empresas con respecto a las garantías de sus productos sea una realidad 3. ANTECEDENTES: COMPOSICIÓN DE LOS ABONOS

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Nitrógeno (N) dividido en N2O, NH3 y nitrógeno ureico (que se transforma en amoníaco):

El nitrógeno amoniacal, también conocido como amoniaco, suele aparecer en el agua como ion amonio NH4 . Es un componente transitorio de la planta, y aparece como forma de absorción del ciclo del nitrógeno. Su influencia radica en el cambio del pH del suelo donde se encuentra la planta, tratando de modificar dicho pH hasta ser neutro y facilitar de este modo el crecimiento de la planta hasta el nivel óptimo. +

El pH del suelo puede ser básico o ácido, siendo el básico un suelo con un pH superior a 7’5. Este tipo de suelo presenta una serie de desventajas como: la dificultad de asimilar compuestos como el hierro (Fe), el manganeso (Mn) y el fosfato de calcio (Ca 3(PO4)2), y problemas de impermeabilidad y compactación del medio sólido, visto en el ejemplar 2.1. El pH ácido es menor a 6’5 y presenta dificultades en el desarrollo radicular, y se presenta carencia en el magnesio (Mg) y en el potasio (K), aparte de que la asimilación del fósforo es menor a la de los suelos básicos. Esta reducción del fósforo absorbido provoca la generación de oligoelementos como el manganeso, el hierro, y el aluminio en formas insolubles, que pueden resultar la principal razón de una intoxicación en la muestra. El nitrógeno atmosférico se absorbe por medio de iones independientes, pero se presenta en forma de amonio (NH4+) y nitrato (NO3-) lo cual provoca un proceso intermediario entre la absorción y la fijación de nitrógeno en el suelo. Este proceso puede desarrollarse de distinta manera dependiendo de factores como la temperatura, la acidez y la humedad. Los cultivos necesitan de nitrógeno para llevar a cabo la nutrición, por lo cual cuando aplicamos fertilización con nitrógeno tenemos que ser muy cautos y seleccionar de antemano la clase de propósito que queremos para nuestros cultivos. En nuestro caso es la experimentación, por lo cual la aportación de fertilizante se llevará a cabo siguiendo las indicaciones del paquete del fertilizante. Para tener en cuenta la aportación de nitrógeno pensamos en calcular el nitrógeno total, entendiéndolo como el nitrógeno en todas sus formas, sean asimilables o no. El cálculo del nitrógeno asimilable por las plantas es realizado mediante los factores edafoclimáticos, a saber, altitud, temperatura, viento, luminosidad. La complejidad del cálculo del nitrógeno asimilable, recae en los numerosos procesos por los que se pierde, tales como desnitrificación, lixiviación, y volatilización, así como por la ambigüedad del proceso de disposición atmosférica (proceso de absorción del nitrógeno). El proceso principal de absorción del nitrógeno es la mineralización, existen tantos otros que se producen de forma complementaria al ya mencionado que no son tan significativos como este. Con respecto a la mineralización, en nuestro caso nos interesa pensar en suelos áridos y semiáridos, ya que la temperatura a la que se desarrollan este tipo de suelos son las mismas que en nuestros cultivos. Se reconoce a este elemento como un limitante del crecimiento y la productividad de la planta. Como hemos mencionado antes, las formas de absorción del nitrógeno son el NO 3- y el NH4+, estas moléculas se absorben con el objetivo de que las plantas puedan sintetizarlas por medio de bacterias nitrificantes, cuya función tiene dos estados: el primero es la actuación de las bacterias nitrosomas para transformar el amonio en nitrito. Posteriormente, una vez el nitrógeno se presenta en forma de nitrito, las bacterias nitrobacter oxidan el nitrito en nitrato.

La mineralización se desarrolla en forma de parches, es decir, en islas fértiles, como en el caso de los árboles y arbustos. Estas islas fértiles se sitúan en las zonas inferiores, que conectan directamente con el sistema radicular, se encuentran en posesión de más nutrientes.

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Pentaóxido de fósforo (P2O5):

El pentaóxido de fósforo es un compuesto que reacciona de forma corrosiva, ya que al diluirse en agua se vuelve un ácido potente. Además, reacciona con los metales y puede llegar a producir oxidaciones. El fósforo, en general, es introducido en las plantas por las capas externas de las células de los pelos radiculares. Por tanto, el pentaóxido de fósforo es un elemento que desarrolla el sistema radicular. Está comprobado que el P2O5 es un elemento que incrementa la resistencia estructural de la anatomía de la planta, lo que en nuestro caso es de vital importancia ya que le permite soportar el temporal bajo el que ha crecido, aparte de facilitar la descomposición de la materia orgánica y la absorción del nitrógeno atmosférico. El fósforo se absorbe en forma de H2PO4-, compuesto muy escaso en el suelo, y con el hecho de que forma parte del conjunto de elementos necesarios, reduce su capacidad de aparición en el ambiente. La planta por sí sola desarrolla adaptaciones para adquirir más fósforo y de forma más eficiente. Al ser el pentaóxido de fósforo el compuesto encargado de la formación radicular, es importante que su introducción sea al comienzo del cultivo, ya que aportará la principal base de la nutrición de la planta. Si la cantidad de fósforo es la adecuada podremos ver cómo la planta crece sin problemas y tiene dotes como el color de las hojas (en el caso de que sean verdes la cantidad será adecuada). Cuando se origina un fallo en el proceso de la fotosíntesis, adquieren un color violáceo, cambio que no debe ser confundido con el que se produce debido a las antocianinas (pigmentos hidrosolubles que actúan respecto a la variación de pH). La deficiencia de fósforo se puede identificar visualmente de forma sencilla, en cambio, el verdadero problema transcurre en el interior de la propia planta, a nivel molecular y estructural. Como primer síntoma notaremos un cambio de color en las hojas, generalmente colores como el azul y verde extremadamente oscuro (casi asemejándose al marrón), en cambio, como hemos mencionado antes las antocianinas también provocan un cambio de color en las hojas por eso es importante diferenciar los colores que estas producen. El segundo síntoma más inmediato es el tamaño de las hojas, mientras que los filamentos más antiguos habrán cambiado el color, los más nuevos no mostrarán un cambio de color, pero sí un cambio significativo en el tamaño. El tercer síntoma es más difícil de observar, y consiste en la relación tallo raíz, es decir, que el tamaño del tallo será menor respecto al crecimiento del sistema radicular. Ante la deficiencia de fósforo es aconsejable esperar, ya que de por sí mismas, las plantas han desarrollado distintas adaptaciones como la respuesta hormonal o el cierre de los poros del sistema radicular, de modo que las células del sistema radicular morirán reduciendo así el volumen superficial de este y aumentando la relación tallo-raíz. •

Quelato de Hierro (Fe) y Magnesio (Mg):

Para comprender la composición, primero tenemos que saber qué es un quelato: consiste en la unión por varios puntos de un metal pesado y un ligando. El ligando (molécula orgánica) rodea al ion metálico y se coordina cuando se enlaza con este. Aquellos que forman un solo enlace con el ion central son llamados monodentados, los que forman más de un enlace se denominan bidentados, tridentados... (su nombre varía según la cantidad de enlaces que componga). Esta combinación puede hacer que ciertos compuestos que no sean solubles, se conviertan en compuestos solubles fácilmente asimilables por las plantas. En nuestra investigación, los fertilizantes están compuestos por quelato de hierro y quelato de manganeso. En ocasiones las plantas presentan problemas para asimilar el hierro del suelo. Esto ocurre porque a veces al introducir el hierro en el suelo, se forman sales de hierro que al ponerse en contacto con el oxígeno del aire o al combinarse con el pH del suelo, forman compuestos altamente insolubles y por lo tanto difícilmente asimilables por las plantas. Es así que se utilizan los quelatos de hierro.

El hierro es un oligoelemento esencial para las plantas. El déficit de este puede provocar clorólisis, que provoca un color amarillo. Puede ocasionar la pérdida de la planta, ya que el hierro interviene en procesos como la fotosíntesis, respiración por transpiración y se encuentra presente en la clorofila. Por lo que, si la planta no puede realizar estas funciones, muere. La falta de hierro se debe por un pH elevado del suelo, porque el suelo es excesivamente calizo o contiene altas cantidades de fósforo. En cuanto al quelato de manganeso, en ocasiones, debido al pH del suelo, el manganeso se encuentra como dióxido de manganeso (MnO2), una forma del elemento que resulta insoluble para las plantas. Al combinarse con una molécula orgánica y convertirse en un quelato o en ion manganeso (Mn 2+), las plantas tienen mayor facilidad para absorberlo.

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Óxido de Potasio (K2O):

El potasio se encuentra en la conocida “santa trinidad” de los nutrientes vegetales (formándose por nitrógeno, fósforo, y potasio). En el caso del potasio, la función principal se da en la hidratación de la planta gracias al ión K+ las estomas se abren y se cierran permitiendo el paso del agua a las partes superficiales de las hojas y raíces. Esta apertura de estomas permite resistencia al estrés hídrico (demanda de agua que supera a la cantidad disponible). A la hora de tener en cuenta la temperatura a la que se van a ver expuestos nuestros cultivos, el potasio puede ser un componente muy interesante ya que gracias a él se llevan a cabo la mayoría de respuestas a las bajas temperaturas y las heladas. Permite que las células vegetales resistan a los cristales de hielo por medio de la climatización, proceso por el cual las células que forman parte en la ósmosis, como son el potasio y la glucosa, actúen como un anticongelante que elimina estos cristales. También gracias al control de las estomas de las plantas, el potasio evita que la planta “muera de sed” debido a las heladas y la evaporación excesiva. En este caso el potasio tiene un parecido con el fósforo, el potasio también potencia el crecimiento del sistema radicular, permitiendo la resistencia al desgarro de las raíces (producido por la variación de volumen del agua en el suelo, esta ocurre en el caso de que haya heladas parciales como las de primavera, en las que el agua se congela en el suelo de los cultivos, luego se deshiela y el volumen de este aumenta estirando las raíces y rompiéndolas). Gracias al potasio las raíces se mantienen consistentes. En la fisiología de la planta el potasio también forma parte, como en procesos metabólicos tipo síntesis, translocación, y almacenamiento de carbohidratos. La deficiencia del potasio se manifiesta de forma visual sencilla, cuando los bordes de las hojas se ven con un color marrón grisáceo y se continúan con un tono amarillento siguiendo el recorrido de los nervios. Aunque en todos los casos no podemos fiarnos en que la razón de este cambio de la coloración de los filamentos, sea una cantidad de potasio menor a la demandada, podemos asociar dicho cambio de color a la propia falta de hidratación en la planta, en este caso notaremos los filamentos secos.

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Molibdeno (Mo):

Es un oligoelemento que supone una parte muy muy pequeña de la composición del abono, el principal motivo es porque el molibdeno es un oligoelemento necesario en la nutrición de la planta. Esta molécula es necesaria para la transformación del nitrato a nitrito y después a amoniaco, por medio de dos enzimas. El amoniaco que se genera por este proceso se utiliza sintetizar los aminoácidos de la planta, a parte de las bacterias simbiontes fijadoras del nitrógeno atmosférico. Cuando pensamos en el molibdeno su relación con el nitrógeno es más que evidente, por lo cual la deficiencia de molibdeno será muy similar respecto a los síntomas, mostrándose en filamentos con cambios de color y distintas tonalidades en los extremos. Aunque como síntoma característico el cambio de los bordes de los filamentos de verde oscuro a dorado. El déficit de molibdeno puede significar la esterilidad del suelo en el que crecen los cultivos, por lo cual cumple su función de oligoelemento, a pesar de tener una demanda muy baja la importancia que este tiene es muy grande.

Siempre se ha dicho que los extremos son malos, por lo cual tanto el déficit como el exceso de molibdeno es casi imposible que se presenten efectos, en el caso de las plantas ni siquiera se ha podido encontrar, incluso en plantaciones cuyo suelo estaba situado en minas y se había registrado una cantidad de 200 mg por cada kilogramo de materia seca en hoja nunca se llegaron a detectar síntomas en las plantas. En cambio, el ganado puede sufrir un exceso de molibdeno al comer plantas con alta cantidad de este que desembocara en fuertes trastornos intestinales.

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Quelato de Zinc (Zn):

El zinc es un oligoelemento, por lo cual la pequeña cantidad que encontramos en el abono es acorde a la necesidad de la planta, y principalmente podemos encontrarlo en el tejido foliar. Tanto su déficit como su exceso no son comunes, pero en el hipotético caso de que hubiera una cantidad inadecuada de zinc esta se tendría que corregir antes de que los síntomas fueran irreversibles. La importancia del zinc recae en su aporte a la síntesis de determinadas proteínas, en la formación de clorofila y carbohidratos, y en su función como conversor de almidón en azúcares. La formación de las auxinas también está condicionada por la cantidad de zinc de la que disponga la planta, gracias a estas hay un crecimiento del tallo regulado. Sin las auxinas encontraríamos un crecimiento menor del necesario de los filamentos que provocaría fallos en el funcionamiento de la planta. También podemos observar que el zinc participa en el mantenimiento de las membranas celulares a partir del aporte en la resistencia de agente patógenos. La deficiencia se manifiesta en los nuevos filamentos, y puede ser u factor cómplice de la clorólisis. De modo macroscópico las plantas presentan filamentos cada vez más pequeños y torcidos hacia arriba o enrollados, con manchas necróticas (manchas concéntricas producidas por el patógeno septoria lycopersici) que van desde un color marrón en el centro hasta un amarillo claro en los bordes). Debido a la falta de zinc también se produce la falta de auxinas, y el resultado son tallos con entrenudos muy cortos que aportan a la planta un aspecto de escarapela. Es característico que las hojas adquieran una textura aceitosa. La toxicidad del zinc se presenta pasados los 200 ppm (partes por millón / los miligramos que hay en un kilogramo) y sus síntomas son muy similares a los que podemos encontrar en el déficit de las hojas. Se conoce que la toxicidad actúa reprimiendo la fijación del CO 2 y el transporte de los hidratos de carbono por el floema. Las diferencias más notables son la localización de las manchas necrosadas y el déficit de hierro, manganeso, y fósforo. Las manchas necrosadas se encuentran en la punta de los filamentos en vez de en el centro de la hoja, haciendo que el extremo del filamento se seque y que los alrededores adquieran un color amarillento. El déficit de manganeso, de hierro, y de fósforo se da debido a que la abundancia de fósforo compite con el resto de metales que se mueven por el floema, por eso los oligoelementos se encuentran en un delicado equilibrio que mantiene a estos en las cantidades adecuadas. Los síntomas más difíciles de observar en la toxicidad son: la variación en la impermeabilidad de la membrana celular, y perturbación de los movimientos estomáticos.

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Trióxido de Azufre (SO3):

Se trata de un sólido incoloro en condiciones estándar (25ºC y 1 atm) y se manifiesta como un gas que adquiere un color blanco opaco. A nivel vegetal se considera un elemento secundario a pesar de ser tan importante como el nitrógeno. La interacción del azufre en los organismos se mantiene en un rango molecular, desde pequeñas hasta grandes como polímeros y proteínas. Las propias enzimas dependen de la presencia de grupos sulfhídricos (SH) para llevar a cabo las acciones catalíticas, estos grupos son la forma de añadir a la molécula metales fisiológicamente importantes. La asimilación de las plantas del azufre se da de dos maneras: a nivel atmosférico y a nivel radicular. La absorción atmosférica se encarga de incorporar a la planta el dióxido de azufre, y la absorción radicular (y foliar) aporta sulfato (localizado en los tejidos fotosintéticos, debido a que la asimilación por reducción del SO 42- es un proceso del cual se encargan los cloroplastos). La relación entre el nitrógeno y el azufre es muy estrecha ya que la incorporación del S y N se dan en las proteínas cuando las cantidades de estos elementos son las adecuadas.

Cuando el sulfato es absorbido por medio del sistema radicular se lleva a cabo un proceso metabólico liderado por proteínas acarreadoras (proteínas con función de transporte situadas en la membrana celular que forman una red de canales y bombas) que se sujetan a un control negativo de su actividad mediante el control de la presencia de sulfato en las células. Este mecanismo de control es simplemente visual, es decir, que no lleva a cabo ningún tipo de actividad en contra del exceso de SO 42- en las células, así que las plantas desarrollan sistemas de regulación alternos, como el ciclo intracelular del azufre. Toda esta asimilación del dióxido de azufre y de sulfato se resume en que como objetivo es la obtención de SO 3. El SO3 se utiliza principalmente para constituir moléculas orgánicas, proteínas y hormonas vegetales. La deficiencia de azufre se presenta con síntomas muy similares a los del nitrógeno, debido a su estrecha relación. La diferencia radica en que los filamentos afectados son tanto los más nuevos como los antiguos, ya que el azufre es un elemento movible en los vasos de la planta y al carecer de este empezará a distribuir de forma uniforme la cantidad de la que disponga. Se mostrarán cambios de color como el déficit de nitrógeno y se producirá la clorólisis ya que los procesos fotosintéticos, al depender en parte del azufre, no se llevarán a cabo en su totalidad. 4. HIPÓTESIS Y OBJETIVOS Anteriormente comentábamos que este trabajo no está hecho desde cero, es decir, la hipótesis sobre la cual efectuábamos nuestra investigación no es completamente nueva, sino que se fundamenta en la que planteábamos el año pasado, de forma que en el presente nos centramos en cotejar las conclusiones a las que habíamos llegado después de trabajar bajo tal hipótesis, que, como hemos explicado, se resumían en que el fertilizante líquido y la ceniza eran los dos mejores abonos para los cultivos utilizados en cuanto al rendimiento del crecimiento de los mismos. Por tanto, el principal objetivo al que nos encomendábamos se encaminaba en constatar cuál es el que posee mayor efectividad. Ahora bien, nos parecía poco ambicioso y bastante plano, así que para ofrecer un sentido de peso al proyecto, acordamos darle un enfoque medioambiental por el que descubriríamos las propiedades beneficiosas, perjudiciales o neutras que dichos abonos tendrían en las plantaciones, a través de un análisis del agua regada y otro de la tierra en la que sembramos. No solo eso, yendo más allá, compararíamos las cantidades aconsejadas por las empresas empleando estas en una plantación, y en otra distinta el doble. Así pues, recapitulando los objetivos, esperábamos dar con una solución a las siguientes preguntas: -¿Cuál es el fertilizante más eficaz? -¿Qué efecto tienen sobre el medio ambiente? -¿Es verdaderamente la cantidad recomendada por las marcas la mejor para el crecimiento de las plantas Llevando a cabo nuestro proyecto de investigación podemos responder a las cuestiones, concienciar al mundo a fin de que haga un uso adecuado de los abonos, y, finalmente, impulsar la labor investigadora en la sociedad. 5.1. MATERIALES Y MÉTODOS •

Recogida de temperaturas:

Medimos tres veces la temperatura a lo largo del día: una por la mañana, otra por la tarde y una última por la tarde-noche. A la hora de documentarlo, apuntamos en las tablas de recogidas de datos en el apartado de temperaturas, la temperatura mínima, la máxima y la media de las tres. •

Tablas de recogida de datos:

Utilizamos las del año pasado haciendo pequeñas modificaciones: para observar el crecimiento seguiremos haciendo las mismas mediciones: cada cierto tiempo mediremos 10 filamentos (o más) y haremos la media de estos. Cuando medimos, hacemos una fotografía para obtener información de manera visual (añadiendo la fecha de cuando se tomó la foto). En las nuevas tablas añadiremos un apartado de observaciones (si hay algo importante que señalar) y en el apartado de temperaturas, pondremos un color distinto cuando llueva con el fin de obtener conclusiones más sólidas.

Este segundo trabajo de campo ha tenido mucho más peso que el primero por la simple razón de que nos basamos en nuestra documentación ya recabada el año pasado. Por tanto, en vez de realizar cuatro cultivos con distintos tipos de abonos, nos hemos centrado en los dos mejores (fertilizante líquido y ceniza). •

Materiales: -6 maceteros (dos son de diferente tamaño). -Ceniza casera (madera de olivo incinerada). -Fertilizante líquido: abono universal (Marca “MASSO GARDEN”). -Semillas de césped (geolia). -Tierra fértil (Marca “COMPO SANA semilleros”).

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Procedimiento:

En primer lugar, limpiamos los maceteros y colocamos una piedra en el agujero del fondo para que actuase como filtrador del agua, (aunque son de barro, por lo que su base también filtra el agua y la humedad). Lo siguiente fue etiquetar cada uno de acuerdo al tipo y la cantidad de abono utilizado. Tras ello, añadimos la tierra fértil en todos los maceteros, concretamente 900 g para empezar, según lo que habíamos establecido en el planning. Sin embargo, pronto nos dimos cuenta de que se trataba de una cantidad insuficiente, especialmente porque quedaba muy baja con respecto al borde de los recipientes e impedía una correcta medición de los filamentos de césped. Más tarde veremos esta parte con detalle. Luego, ahondamos un poco la superficie lisa, que no compacta, para depositar los 20 g de semillas, esparcidas por toda el área, y a fin de que estuvieran resguardadas del frío y de posibles ataques de pájaros e insectos, las tapamos con unos 30 g de tierra. Acto seguido, regamos con 500 ml de agua, describiendo círculos suavemente. Debido a la alta probabilidad de que las semillas salieran a flote, pudiendo entonces congelarse, acabamos por poner una última capa de tierra de 30 g también. A partir del segundo día, y en los sucesivos, fuimos regando con 300 ml en días alternativos. Por otro lado, desde que brotaron y comenzaron a crecer los filamentos, los medimos de cinco en cinco días (o más tiempo) con tal de obtener una media del crecimiento, la cual determinaría los datos de las gráficas de comparación, nuestro verdadero fin. A continuación, el procedimiento se bifurca en dos variantes, correspondientes a cada tipo de abono, pues requieren preparaciones específicas. Al margen de esto, tan solo difieren en un rango de valores no significativo de temperatura y humedad. Así, distinguimos entre la plantación con ceniza y aquella con fertilizante líquido. •

Plantación 1 (ceniza):

Tal como mencionábamos antes, al ver que 900 g no bastaban, sumamos hasta 220 g más de tierra en las macetas que llevaban ceniza. Realmente, dicho abono implicaba ser mezclado desde el principio con la tierra, llegando a una cantidad original de 1000 g. Por tanto, habíamos de utilizar 100 g de ceniza, que era el total que encontramos adecuado, ateniéndonos al trabajo anterior, y después pondríamos 900 g de tierra para alcanzar la mezcla de 1000 g. Así se hizo en una de las macetas, mientras que, en la otra, con el objetivo de comparar resultados y averiguar si se obtenía una mayor productividad, agregamos 200 g de ceniza, el doble, incorporando, esta vez, 800 g de tierra, lo que hace igualmente 1000 g totales. El abonado se ajustó proporcionalmente, pues la planta que tenía 100 g de ceniza se abonó con 15 g de la misma cada diez días exactos, cuando en la de 200 g se hacía con 30 g. A su vez, tras espolvorear la ceniza repartiéndola, se incluían 300 ml de agua, independientemente de que tocara o no regar.

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Plantación 2 (fertilizante líquido):

En el caso de las macetas que contenían fertilizante líquido, aumentamos la cantidad de tierra hasta casi 2000 g en total. El abono en cuestión necesitaba ser incorporado junto a los 500 ml de agua iniciales, volumen que consideramos óptimo. Como con la ceniza, se dispusieron dos macetas: una se abonaría con 6 ml de fertilizante, lo más recomendado por el vendedor, y en la otra se duplicaría a 12 ml. En ambas mantuvimos el mismo volumen de agua para diluir el fertilizante, 500 ml, de tal manera que comparásemos exclusivamente el efecto de la concentración de soluto. Cada quince días justos, se realizó el abonado con las respectivas cantidades en los 500 ml de agua, también sin ceñirse al día de regar. •

Mejoras en el trabajo de campo:

Entre nuestras conclusiones del primero vimos que el período de riego era demasiado constante y las plantas terminaban inundándose, por lo que para solucionarlo nos pareció adecuado alternar los días. Además, las bajas temperaturas nos hicieron perder la segunda plantación, razón por la cual construimos invernaderos caseros y habilitamos plantaciones auxiliares. Finalmente, en las macetas de ceniza descubrimos que, al diluirla en agua, se creaba una capa superficial compacta que dificultaba el regadío y la oxigenación de las plantas, por eso optamos por añadir la ceniza en seco.

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Plantación auxiliar:

Temiendo que no germinasen las semillas, plantamos césped en otros dos maceteros solo para el fertilizante líquido. Los recipientes eran el doble de grandes, así que nos pareció viable duplicar las cantidades de todos los elementos: tierra, semillas, fertilizante, y respecto al agua conservamos los 500 ml, incluso regando. Se entiende que las macetas quedaron abonadas, una con 12 ml, y la otra con 24 ml. Puesto que al final las plantaciones originales salieron adelante, decidimos no apartar las auxiliares e incrementar estas a 24 ml y 48 ml respectivamente. •

Invernadero:

Gracias a él nos aseguramos de evitar la congelación de las plantas, ya que hemos tenido que cultivarlas en pleno invierno, generando un ambiente suficientemente templado como para que no se afectaran, cuidándose además del viento. El invernadero consta de una base, una plancha de madera con apoyos que la elevan. Debajo de cada maceta se hizo un agujero para que el agua filtrada cayese por este reteniéndose en un bote. Se utilizó un alambre que sostendría la estructura sobre la cual colocar paredes de plástico. 5.2. ANÁLISIS DE AGUA Al regar los cultivos es inevitable que el agua se filtre a través del suelo. Cuando realizamos el experimento en las macetas, el agua acaba en la base del macetero, pero si esto se aplica a cultivos masivos e industriales las cantidades de agua serán mayores y los efectos, por tanto, igual de grandes. Los principales efectos de los fertilizantes en el agua que se filtra son la acidez y la nitrificación. La acidez daña el sistema radicular de la planta, afectando directamente a la nutrición de la planta. Los valores que puede afectar a los sistemas se encuentran superiores a 6’5 e inferiores a 5; entre ellos, los nutrientes son asimilables.

El efecto que puede producir la acidez del suelo es la pérdida de la capacidad tampón (cantidad de ácido o base necesario para variar una unidad de pH), provocando pérdida de elementos. Algunos de estos elementos como el hierro o el manganeso se ven afectados respecto a su solubilidad, si el pH es muy alto (es decir, un medio básico) la solubilidad disminuirá y los nutrientes serán menos asequibles para la planta. En cambio, si el pH es superior a los 6’5 la formación de precipitados, de elementos como hierro o el manganeso, intoxican el agua afectando a las formas de vida. Generalmente, las aguas de los cultivos industriales derivan a cauces públicos, que son utilizados en el consumo humano doméstico. De esta forma, la importancia de la contaminación de las aguas reside en cómo puede acabar afectando al bienestar de la sociedad, y en su efecto sobre la vida autóctona de los suelos. La nitrificación es otra consecuencia de los abonos. La composición nítrica de los abonos emite concentraciones de moléculas de nitrógeno que son asimilables fácilmente por los microorganismos. De esta forma se aumenta la presencia de vida en los suelos sometidos. Este efecto es beneficioso en el suelo, pues permite la existencia de vida, eso siempre que hablemos en términos de importancia medioambiental. En el caso de que hablemos del rendimiento a nivel industrial la existencia de estos microorganismos será un factor negativo a considerar, pues el consumo de nitrógeno de la vida puede increpar en la nutrición de la planta, perjudicándola. •

Experimento:

Para medir el pH de las muestras de agua utilizaremos cintas indicadoras de pH. En estas cintas pondremos una gota de la muestra o dos dependiendo de si no notamos un cambio en la cinta. A partir del color que adquieran estas cintas, determinaremos un valor de pH u otro. (IMAGEN A). Cuando recolectamos datos, nombramos cada maceta con un número,: Ceniza 30 gramos (1), ceniza 15 gramos (2), fertilizante líquido 12 mL (3), fertilizante líquido 24 mL (4), fertilizante líquido 48 mL (5), fertilizante líquido 6 mL (6); conseguimos los resultados de la IMAGEN B, en los que podemos observar que las muestras 1, 2, 3, y 6 son más básicas que las 4, y 5. Las muestras que estás sometidas a una mayor cantidad de fertilizante líquido presentan un carácter más ácido, posiblemente provocado por la cantidad de componentes químicos del fertilizante. En cambio, el 3 y el 6 están sometidos al mismo tipo de fertilizante en menor cantidad, y muestran valores más cercanos al 10 o 9, mientras que el pH de las cintas de las muestras 4 y 5 se encuentra radicalmente más cercano a valores de 4. Para la observación de los microorganismos de las muestras posicionamos una gota de la muestra del agua en un porta-objetos. Este se coloca bajo la lente del microscopio y se procede a una observación de la muestra. Si se observan microorganismo teñimos la muestra de agua con azul de metileno, un tinte para así observar los microorganismos con mayor claridad. De esta forma cada vez que presenciamos microorganismos en una muestra esta se tiñe. Los resultados de estos experimentos mostraron que ambas macetas de ceniza presentaron algún tipo de microorganismo, así como el fertilizante líquido de 48 mL. En cambio, el resto de fertilizantes líquidos no mostraron ninguno. Fotográficamente se pudieron documentar algunos de los microorganismos. En la IMAGEN C se puede identificar un pequeño microorganismo. Este no mostraba ningún tipo de movimiento, por lo que no podemos asegurar que estuviese vivo. De todas maneras, puede ser parte de los restos de los microorganismos que se encontraban en la muestra antes de ser guardados en los recipientes para el análisis. En la IMAGEN D aparece un filamento que indica la idea de que el agua ha producido abrasión física en el sistema radicular de la planta. Si ha sido capaz de afectar a este sistema, habrá podido afectar a los microorganismos que había en el cultivo. De esta forma la ausencia de microorganismos se puede justificar con el efecto que ha tenido el agua sobre el cultivo. Siguiendo esta línea de razonamiento, ninguno de los cultivos podría presentar microorganismos, y aún así los hemos observado.

La IMAGEN E presenta un medio básico, en el que la existencia de microorganismos sería posible. Además, se encontraron varios restos de células vegetales. Después de encontrar estos restos de células se comenzó una tinción de la muestra, para así poder apreciar mejor las partículas. El resultado fue el de la IMAGEN F, en la que se pueden apreciar mejor los restos del sistema radicular sin ninguna alteración. Una vez recogidos los datos, podemos hacernos una idea del efecto de los fertilizantes sobre el agua. Si ampliamos estos datos a una escala mayor comprenderemos cómo los fertilizantes llegan a afectar a cultivos de gran tamaño. De todas maneras, estos datos nos sirven para comprender el crecimiento de los cultivos utilizados en este trabajo. El agua resulta un componente fundamental a la hora de analizar el crecimiento de un vegetal, ya que a partir de estas podemos identificar el efecto del fertilizante en el sistema radicular (Parte básica en la nutrición de las plantas). 5.3. ANÁLISIS DE TIERRA El análisis de tierra también supone una parte importante en la comprensión del crecimiento de los cultivos. La tierra es el medio por el cual las plantas absorben los nutrientes y elementos necesarios para su crecimiento como el nitrógeno, el potasio, o el azufre. Si el efecto de los fertilizantes es negativo sobre la tierra, reduciendo sus cantidades de elementos esenciales, o afectando a su pH, se puede considerar como un efecto negativo para el medio. En principio, la adición de fertilizantes y abonos debería aportar nutrientes y mejorar la calidad de la tierra, pero este trabajo consiste en averiguar el verdadero efecto de estos abonos. Para ello llevamos a cabo el siguiente experimento.

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Experimento:

El experimento fue realizado con el kit para análisis de tierra de NatCare. Este kit de análisis nos permitía analizar la concentración de nitrógeno, potasio, fósforo, y el pH de cada muestra de tierra. De esta forma, podíamos concebir una idea de la calidad del suelo en el que crecían las muestras, y así comprender mejor su crecimiento. Podemos dividir el experimento en cuatro puntos: Análisis de pH, análisis de nitrógeno, análisis de potasio, y análisis de fósforo. El único que contaba con una realización distinta era el análisis de pH, ya que no se necesitaba preparar una disolución previa de la muestra. Las muestras de la tierra junto a la probeta en la que se elaboró en análisis de pH se encuentran en la documentación fotográfica.

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Análisis de pH: (IMAGEN G)

El análisis consistía en la preparación de una disolución de tierra con un compuesto (pH 1) a la que se añadía otro compuesto, en polvo (pH 2), que actuaba como un indicador de pH. La mezcla de ambos se dejaba reposar durante 5 minutos, tras los cuales se teñía de un determinado color correspondiendo al patrón de pH mostrado en esta página. Los resultados de las distintas muestras fueron: -Ceniza de 15 gramos: pH= 8’5 -Ceniza de 30 gramos: pH= 7’5 -Fertilizante líquido 6mL: pH= 7’5 -Fertilizante líquido 12mL: pH= 6’5 -Fertilizante líquido 24mL: pH= 4’5 -Fertilizante líquido 48mL: pH= 4’5 Una vez recogidos los datos de pH podemos presenciar la acidez del suelo. Si el suelo resulta ser muy ácido el mayor riesgo es la toxicidad de los metales pesados que se encuentran en la tierra. Todas las tierras presentan una pequeña cantidad de metales pesados, que en presencia de aguas ácidas se liberan, afectando negativamente a la planta.

Como vemos en los resultados, los fertilizantes líquidos de mayor concentración muestran un pH muy ácido, por lo que los cultivos podrán mostrar indicios de toxicidad debido a la acidez. En cambio, el resto de muestras poseen un pH más cercano a la neutralidad, siendo este más beneficioso para la nutrición de la planta.

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Análisis de N: (IMAGEN H)

El análisis de nitrógeno seguía el mismo modelo de trabajo que el resto de análisis. Este consistía en la preparación de una disolución de la tierra en un compuesto diferente para cada análisis, en el análisis de nitrógeno N1, dentro de un émbolo. Una vez preparada se traspasaba del émbolo a una probeta distinta en la que se añadía un segundo compuesto, en el análisis de nitrógeno N2, que actúa como indicador del elemento que queramos analizar. Para las distintas muestras del cultivo se llevaron a cabo varios experimentos, en cada uno se seguía el proceso mencionado. Los resultados obtenidos fueron: -Fertilizante Ceniza de 15 gramos: Medio -Fertilizante Ceniza de 30 gramos: Medio -Fertilizante Líquido 6mL: Bajo -Fertilizante Líquido 12mL: Bajo-medio -Fertilizante Líquido 24mL: Bajo -Fertilizante Líquido 48mL: Bajo Podemos observar como la mayoría de los datos recogidos están en un intervalo entre bajo y medio. En ninguno de los casos encontramos niveles altos. Por lo que la baja presencia de nitrógeno en la mayoría de los cultivos condicionará el crecimiento de la planta. A pesar de esto, como hemos explicado al principio del trabajo, la presencia de elementos en la tierra siempre debe respetar cierto equilibrio. De otra forma, podemos encontrar saturada la tierra y la planta, obstaculizando la entrada de otros elementos y afectando negativamente al crecimiento de la planta. Es más eficiente y beneficiosos que el nivel de nitrógeno sea medio, ya que no compite con el resto de nutrientes ni escasea. La baja presencia de nitrógeno en las muestras de los cultivos de fertilizante líquido de 24 y 48 mL nos indica que una alta concentración de fertilizante reduce la cantidad de nitrógeno en comparación que el fertilizante de ceniza. Aunque el fertilizante de 12 mL se encuentra en un nivel bajo-medio el resto de las muestras con fertilizante líquido sí muestran un nivel bajo. Por lo que una teoría válida de momento es que el fertilizante líquido reduce la cantidad de nitrógeno.

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Análisis de P: (IMAGEN I)

El análisis de fósforo sigue la misma metodología que el resto de análisis. En este caso se introducía la disolución de P1 y tierra en émbolo, que después de mezclar se trasladaba a otra probeta donde se añadía P2, que actuaba con un mismo código de color como en el resto de análisis. Los resultados registrados son los siguientes: -Fertilizante Ceniza de 15 gramos: Medio-alto -Fertilizante Ceniza de 30 gramos: Medio -Fertilizante Líquido 6mL: Medio -Fertilizante Líquido 12mL: Medio-alto -Fertilizante Líquido 24mL: -Fertilizante Líquido 48mL: Mientras realizábamos el experimento nos encontramos con un inconveniente: debido a que no conocíamos el procedimiento con claridad, perdimos parte del compuesto P1 en pruebas fallidas, tal que no fue suficiente para hacer análisis de todas las muestras, dejando sin analizar los fertilizantes de 24 y 48 mL.

Interpretando los resultados podemos apreciar un nivel entre medio y alto de fósforo, lo cual si podría afectar de cierta manera a la planta. Una gran cantidad de fósforo no significará una competencia con el resto de elementos ya que este actúa en la formación de la raíz, aportando una mayor superficie cuando mayor cantidad de elemento se aporte. Si en las valoraciones finales observamos un crecimiento mayor por parte de las muestras con mayor cantidad de fósforo podremos comprobar esta relación directa.

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Análisis de K: (IMAGEN J)

El análisis de potasio muestra una diferencia con el resto de los análisis, y esto se debe a que la forma de medir la cantidad de potasio no sigue un código de color, sino una prueba de turbidez. Cuanto mayor sea la turbidez, mayor será la cantidad de potasio. Por eso nos guiamos a través de un esquema de puntos. Los resultados obtenidos fueron: -Fertilizante Ceniza de 15 gramos: Bajo-medio -Fertilizante Ceniza de 30 gramos: Medio -Fertilizante Líquido 6mL: Alto -Fertilizante Líquido 12mL: Medio-alto -Fertilizante Líquido 24mL: -Fertilizante Líquido 48mL: En este experimento ocurrió los mismo que con el fósforo: la necesidad de practicar antes de realizar la prueba provocó que faltara compuesto P1 para seguir realizando los análisis de las muestras de fertilizante líquido de 24 y 48 mL. Por ello no se ven representados en los resultados. El potasio es un elemento fundamental a la hora de controlar los estomas, y con ello evitar que la planta se deshidrate. Los fertilizantes líquidos muestran una cantidad mayor, de manera que podemos afirmar que confieren más resistencia a la planta. Mientras, los abonos de ceniza no aportan una cantidad muy alta de potasio, lo cual puede no ser suficiente para esta función, al igual que otras como el almacenamiento de carbohidratos. 5.4. INTERPRETACIÓN DE DATOS La GRÁFICA K representa todas las medias de las medidas que se tomaron, cada cinco días, de los filamentos de césped de la maceta abonada con 15 g de ceniza. Al principio, observamos un crecimiento considerable, que enseguida se va estabilizando conforme entramos en invierno. En casi dos meses (de diciembre a febrero), apenas se desarrollan más de unos 6 cm, experimentando incluso una ligera recesión el 23 de enero. Esto se debe a que, dado el gran número de filamentos, se fueron escogiendo siempre diez al azar de los más largos, pero las pequeñas variaciones de milímetros han podido provocar este resultado. A partir del 7 de febrero en adelante, en menos de dos semanas crecieron unos 5 cm, lo cual tiene relación directa con el notable aumento de temperatura en esos días. Es más, durante las bajas temperaturas, tal como se muestra en las fotos de los anexos, las plantas se llegaron a poner un tanto mustias, pero cuando el tiempo mejoró, recobraron su verdor y vitalidad. La GRÁFICA L representa lo mismo que la precedente, aunque en la maceta de 30 g de ceniza. En las primeras mediciones vemos un crecimiento muy igualado. Sin embargo, pronto se estabiliza y, a lo largo del período igual de dos meses, tan solo alcanzan unos 4 cm de diferencia, sufriendo una recesión más duradera por las razones antes explicadas. Ni siquiera en los últimos días los filamentos crecen de una forma tan pronunciada como en los de 15 g.

Hay que considerar, no obstante, ciertos factores que han podido variar los resultados: destacar que, debido a un error en el sembrado, las semillas acabaron quedando demasiado al descubierto, propiciando el ataque de mirlos, que se comieron una parte. Por ende, hubo menos filamentos que elegir, y menor variedad de longitudes. Añadir que el hecho de doblar la cantidad de ceniza provocó a largo plazo que se compactara y creara una capa sobre la superficie de la tierra, efecto que habíamos intentado evitar. Haciendo la comparación (GRÁFICA M), vemos claramente el papel decisivo que ha jugado el total de gramos de ceniza, al margen de las variables inesperadas. El césped con 15 g ha sido mucho más fructífero que el de 30 g. Aun así, si contrastamos esta gráfica con las del año pasado, sabremos que ambas macetas se han desarrollado en mayor medida en este. De hecho, aquí se recogen en febrero longitudes similares a las recopiladas en marzo en el trabajo anterior, lo que corrobora lo que acabamos de afirmar, pues posiblemente, de haber llegado este año a marzo, los filamentos tendrían una altura que distaría bastante del primer trabajo. La GRÁFICA N representa las medidas de longitud de filamentos de una maceta abonada con fertilizante líquido. Respecto a la cantidad utilizada en cada abonado, se utilizaban 6 mL por cada 500 mL de agua, cantidades acordes con las recomendadas por el fabricante. Si observamos con atención, el crecimiento es exponencial, en ningún momento se alcanza un crecimiento máximo y se mantiene. En el trabajo anterior se realizaron dos plantaciones de las cuales la segunda fue la más exitosa y de la cual extrajimos nuestras conclusiones principales. En comparación con esas medidas el crecimiento de esta plantación ha sido mucho mayor, alcanzando la planta una longitud de filamento de 26,65 cm mientras que en la segunda plantación del primer trabajo alcanzaron los 17,22 cm en la última medida. Es cierto que el segundo trabajo de campo duró mucho más tiempo y el tiempo podría haber afectado en los resultados. Si cogemos la medida del segundo trabajo que coincidan en días con la última medida del primer trabajo, más o menos las longitudes son iguales. La GRÁFICA Ñ representa el crecimiento del cultivo abonado con el fertilizante líquido de 12 mL. Para llevar a cabo el abono de este cultivo se incorporan 12 mililitros de fertilizante líquido por cada 500 mL de agua, doblando la cantidad recomendada por el fabricante. De esta forma podemos comparar con la cantidad recomendada por el fabricante y ver cuál de las dos es más eficiente. Podemos apreciar que el crecimiento de estos cultivos es mucho mayor al del trabajo anterior superando los veinte centímetros. Podemos considerar que el tiempo ha sido un factor clave en este. Aun así, vemos que el crecimiento no ha sido lineal en todos los casos, sino que en la cuarta medición mostró una pequeña variación. Correspondiendo a las fechas, sabemos que se realizó en una época donde comenzaba el descenso de las temperaturas, provocando dificultad para el crecimiento. De todas maneras, se aprecia un crecimiento fluido en el resto de la medición. En la comparación (GRÁFICA O) podemos observar el crecimiento del fertilizante de 6 mL es mucho más efectivo que el de 12 mL, por lo tanto, la recomendación del fabricante es más efectiva que doblar esta dosis. En contraste con el trabajo anterior podemos decir que nos encontramos ante una mejora considerable, pues este cultivo ha alcanzado los 26 cm mientras que el primer trabajo llegó solo hasta los 12 cm. Considerando que la plantación del primer trabajo duró más tiempo trasladando los datos unos meses más adelante podemos imaginar que los resultados doblarán a los del primer trabajo. Recalcar que los datos y conclusiones de las plantaciones de fertilizante líquido de 24 mL y 48 mL no son tan sólidos como los de las otras plantaciones porque que el tiempo es mucho menor; además no se han llegado a hacer un análisis de tierra sobre ambas plantaciones. Fueron unas plantaciones de reserva, por sospecha de que las originales no llegasen a germinar. La característica principal que las diferencias de las otras plantaciones es que son el doble de grandes, es decir, el macetero era el doble de grande por lo que tuvimos que duplicar las cantidades de tierra, agua, semillas y por supuesto abono.

Se observa en la GRÁFICA P un crecimiento exponencial de los filamentos de césped. En comparación con las otras plantaciones estas tenían mucho menos tiempo, pero las semillas no tardaron en germinar y empezar a crecer. Una de las principales razones podría ser por la época en la que se plantaron, ya que fueron plantadas una vez avanzado el invierno mientras que las otras plantaciones sufrieron la entrada y mucha mayor duración del invierno. Otra razón posible de este buen comienzo podría ser por recibir una mayor cantidad de agua y abono, aunque esta teoría no es muy fiable ya que la cantidad de semillas y la superficie de tierra también es mucho mayor. Lo curioso de esta plantación es que a pesar del poco tiempo llega a alcanzar a las plantaciones originales abonadas con fertilizante líquido (6mL y 12mL), incluso las llega a superar con una gran diferencia. La razón podría ser que la cantidad de abono (despreciando la cantidad de semillas y superficie de tierra) influya en el crecimiento de los filamentos positivamente, si aumentamos la concentración de este. En la GRÁFICA Q podemos concluir que ocurre algo parecido a lo comentado en la anterior, aunque se podría reforzar: “La razón podría ser que la cantidad de abono (despreciando la cantidad de semillas y superficie de tierra) influya en el crecimiento de los filamentos positivamente, si aumentamos la concentración de este”. Como se observa en los gráficos los filamentos de la plantación abonada con 48mL de fertilizante alcanzan unas medidas menores que la 24mL por lo tanto la teoría quedaría completa de la siguiente forma: “Al aumentar la cantidad de abono (despreciando la cantidad de semillas y superficie de tierra), influye de forma positiva sobre el crecimiento de los filamentos, sin embargo, al aumentar demasiado el efecto no es tan positivo”. Existen por tanto unas cantidades idóneas para que el crecimiento sea mucho más rápido (todo esto despreciando el efecto medioambiental que podría producir este aumento de abono sobre la planta). 6. RESULTADOS Y CONCLUSIONES A la hora de hacer las conclusiones de este trabajo debemos unir todos los datos recogidos en los análisis, para así conseguir una visión global del efecto de los fertilizantes sobre los cultivos. Y aunque el objetivo de este trabajo sea dar un resultado desde el punto de vista medioambiental, no podemos dar resultados a gran escala, sino, que podemos trasladar los resultados a una escala mayor y proponer un marco teórico. •

Fertilizante de ceniza 15 gramos:

Para comenzar la identificación de la muestra mencionamos el análisis de agua. El pH del agua de esta muestra es de 10 aproximadamente, si seguimos el patrón de color por lo que es un medio muy básico. A parte, encontramos resto de microorganismos, por lo que es un medio de todas maneras válido para la vida de estos. En el análisis de tierra mostraba un pH de 8’5, por lo que seguía siendo un medio básico. Su nivel de nitrógeno es alto, su nivel de fósforo medio-alto, y su nivel de potasio bajo-medio. El alto nivel de nitrógeno es compresible teniendo en cuenta su pH, por lo que este habrá aumentado con el fin de transformarse en iones amonio con el fin de aumentar el pH a uno más neutro. El nivel de potasio es bajo ya que durante el invierno las temperaturas fueron bastante frías, lo suficiente para hacer los estomas de la planta se abrieran evitando la congelación, por lo que sus reservas de potasio habrán disminuido a lo largo del experimento. El fertilizante dio lugar a un buen crecimiento y lineal. Sin mostrar descensos demasiado notables, teniendo en cuenta el margen de error de la recogida de datos. •

Fertilizante de ceniza 30 gramos:

Presenta un análisis de agua con un pH de 9, un medio básico. También en la muestra de agua del cultivo encontramos presencia de restos de microorganismos, así como un filamento. Como se ha escrito antes, el agua puede haber sido un medio abrasivo que haya afectado a los microorganismos que se encuentran en el interior de la planta. El análisis de tierra del cultivo muestra un pH de 7’5, un nivel muy neutro y correcto para el desarrollo de la planta. El resto de análisis de fósforo, nitrógeno y potasio encontramos un nivel medio en todos. El nitrógeno es compresible que sea un nivel menor, que el de ceniza de 15 gramos, ya que al estar en un medio más neutro el sistema requerirá menos de este elemento. El resto de niveles se mantienen dentro de un parámetro normal.

El crecimiento del cultivo no presenta muchas variaciones, excepto un decrecimiento desde mediados de enero hasta el final de este mismo mes. Si el descenso fuese más pronunciado, o más puntual (como en el caso del fertilizante de 15 gramos) podríamos decir que se debe al margen e error que se puede experimentar a la hora de la recogida, en cambio, al ser un decrecimiento más gradual podemos asegurar que se debe a las condiciones climáticas de esos días. En definitiva, la teoría válida para este cultivo es que la falta de potasio, al ser un nivel medio, ha afectado a la resistencia de la planta, provocando que durante la época de más frío las estomas de la planta no funcionen adecuadamente.

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Fertilizante líquido 6 mL:

Muestra en los análisis de agua un medio básico aproximadamente del 9. En cambio, no presenta microorganismos, ni restos de estos, por lo que podemos decir que no es un medio válido para la vida. Para ampliar esta teoría continuaremos con el resto de los análisis. El análisis de tierra muestra un pH de la misma acidez, 7’5, siendo un medio muy cercano a la neutralidad; mientras que los resultados de los elementos muestran distintos niveles. El análisis de nitrógeno muestra un nivel bajo, el de fósforo un nivel medio, y el de potasio un nivel alto. A pesar del alto nivel de potasio apreciamos un descenso del crecimiento a mediados de enero, como había ocurrido con el fertilizante de ceniza de 30 gramos. Por lo que podemos asumir un gran efecto de las temperaturas, incluso con la presencia de potasio. Este cultivo no presenta ninguna anomalía distinta del resto de los cultivos, por lo que no es tan significativo a la hora de valorarlo como conclusiones.

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Fertilizante líquido 12 mL:

Este cultivo dio lugar a un análisis de tierra igual al de 6 mL, un pH de 9 aproximadamente, y sin presencia de restos de microorganismos. Por lo que el análisis anterior es igual de válido para esta muestra. Centrándonos en el análisis de tierra vemos que ha dado lugar a un pH de 6’5, ligeramente más ácido que el de 6 mL, por lo que el efecto de la concentración de fertilizante se empieza a hacer visible. Los niveles de los elementos se encuentran un rango válido para el crecimiento del cultivo. Posee un nivel bajo-medio de nitrógeno, medio-alto de fósforo y de potasio. El nivel bajo de nitrógeno se puede deber a que al encontrar se en un medio ácido no haya actuado. Los niveles medio-alto de fósforo y potasio a diferencia de los otros se puede deber a la doble dosis de fertilizante. En la gráfica a diferencia del resto de los fertilizantes el decrecimiento de los filamentos no se a mediados de enero, sino, a mediados de diciembre. El nivel alto-medio de potasio pudo haber afectado en la época de inicio del descenso de las temperaturas, mediados de diciembre, y por lo tanto condicionar el resto de crecimiento. La hipótesis final para este cultivo es que la sobredosis de fertilizante condiciona a la planta provocando una sobre saturación de nutrientes y la acidificación del suelo. De esta forma, la dosis correcta es la recomendada por el fabricante (6 mL). •

Fertilizante Líquido 24 mL:

Tanto el fertilizante de 24 mL como el de 48 mL son de menor importancia pues, aunque sean más interesantes en cuanto al impacto medioambiental, nos presentan datos menos claros y más difíciles de interpretar. A esto se le suma el factor de que en el análisis de tierra no se pudieron realizar en el caso del fósforo y es potasio, ya que faltaba compuesto P1 y K1, por eso no se puede realizar una conclusión completa de estos al mismo nivel que el resto de muestras. El fertilizante líquido de 24 mL presenta un pH en su muestra de agua de 4 aproximadamente. Es un medio ácido, en el que la vida es imposible, por ello no encontramos muestras de microorganismos en la observación con el microscopio.

En sus análisis de tierra encontramos un pH de 4’5, manteniendo el carácter ácido. En su análisis de nitrógeno se presenta un nivel bajo. Al analizar su gráfica presenciamos que el posee un crecimiento lineal y sin anomalías, pero con la característica de que superan los 30 centímetros. Alcanzando mayor tamaño que el resto de cultivos. Al llegar a estos niveles sabemos que poseerá un puesto importante en las conclusiones finales. •

Fertilizante Líquido 48 mL:

Este fertilizante fue el caos más extremo que nos planteamos, ya que octuplicábamos la cantidad recomendada, viendo así los efectos que presentaba en la planta, a pesar de que se intuya que son muy agresivos. En el análisis de agua presenta un pH ácido, de aproximadamente 4. Siendo un medio muy ácido, en el que sorprendentemente se encontraron restos de microorganismos. Gracias a esto podemos asumir una presencia de seres vivos en el agua durante un periodo al menos, siendo posible la vida. En los análisis de tierra podemos apreciar un pH de 4’5, siguiendo el medio ácido. Y un nivel de nitrógeno bajo. Es comprensible ya que la acidez puede haber provocado un déficit en la asimilación de nutrientes. Analizando su gráfica observamos peores resultados. El crecimiento es lineal, pero se interrumpe a mediados de enero, como en la mayoría de cultivos. Aun así, casi alcanza al final de las mediciones los 30 centímetros. Un poco menor que con 24 mL. Podemos considerar esta concentración como el inicio del descenso de las plantaciones. •

Conclusiones finales:

Después de la recopilación de datos y de la agrupación de estos podemos sacar varias ideas claras de la experiencia realizada. La primera conclusión corresponde al objetivo de nuestro trabajo, el fertilizante con mejor resultados en comparación con el resto: “El fertilizante líquido de 6mL es el más efectivo a la hora de aportar un factor de crecimiento mayor a la especie”. La segunda conclusión está orientada al punto de vista medioambiental que nos propusimos al comienzo de la investigación: “El fertilizante de 48 mL es el más efectivo para fomentar el crecimiento de la planta, pero es demasiado contaminante ya que genera un grado de acidez peligroso para los organismos. Por esto, el abono que produce mejores resultados sin afectar negativamente al medio ambiente es el fertilizante líquido de 6 mL.” La tercera conclusión de nuestro trabajo relaciona el efecto d ellos nutrientes de los fertilizantes: “Los fertilizantes con una mayor cantidad de potasio ofrecerán una cualidad de resistencia mayor que los que posean niveles bajos. La presencia de este no significa la resistencia completa a cualquier efecto, sino una capacidad mayor de regenerarse tras efectos como el de frío.”

7. AGRADECIMIENTOS Con mucho gusto, querríamos agradecer a las siguientes personas por su colaboración y apoyo, sin las cuales este trabajo no se hubiera podido realizar correctamente: •

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Virginia Verdú, nuestra profesora de la asignatura Investigación Aplicada: un año más, nos ha guiado y mantenido informados de todas las novedades, fechas de entrega y posibles cambios; así como, al reorganizarnos, nos ha permitido formar un nuevo equipo en el cual hemos trabajado cómodamente, con entendimiento y compañerismo. Por supuesto, nos ha proporcionado el acceso regular a Internet y otras herramientas de trabajo. María Dolores Gálvez, nuestra profesora de Química: accedió voluntariamente a ser la tutora del trabajo y supervisarlo. Departamento de Biología: nos prestaron desinteresadamente el Laboratorio de Biología para llevar a cabo los distintos análisis. Andrea Gaona, profesora de Economía: tuvo la amabilidad de hacerse cargo de nosotros los jueves desde las 14:25 h hasta las 15:20 h mientras trabajábamos en el Laboratorio de Biología. Así pues, aludir a Jefatura, por dejarnos ir allí en dicho horario. Profesorado de la ETSIA, UPCT: nos asesoraron acerca de cómo analizar la tierra de las plantaciones a un modo asequible pero con cierta propiedad. Gracias al mismo, supimos de la existencia del kit NatCare, el cual nos valió perfectamente. Fernando Muñoz y Juan José Molina, padres de los alumnos e integrantes de este grupo León Muñoz y Marta Molina, respectivamente: aportaron la principal subvención económica en cuanto a la tierra (Marca “COMPO SANA semilleros”) y el kit NatCare. 8. BIBLIOGRAFÍA Y WEBGRAFÍA

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AGRI-NOVA.COM. MANGANESSE QUELAT. Quelato de Manganeso en forma EDTA - ABONO CE. <http://www.agri-nova.com/productos/quelato_de_manganeso_en_forma_EDTA.htm> [Consulta: 13 de febrero de 2018] AGROES.ES. PH del suelo agrícola. <http://www.agroes.es/agricultura/el-suelo/148-ph-del-sueloagricultura> [consulta: 30 de enero de 2018] AGROMATICA.ES. La (gran) importancia del nitrógeno en las plantas. <https://www.agromatica.es/importancia-del-nitrogeno-en-las-plantas/> [Consulta: 3 de abril de 2018] BAYERGARDEN.ES. La clorosis férrica. <http://www.bayergarden.es/Cuida-de-tus-plantas/Plagas-delJardin/Clorosis-Ferrica> [Consulta: 13 de marzo de 2018] BUECHEL, T. Beneficios del uso de quelatos de hierro. (12 septiembre 2017) <https://www.pthorticulture.com/es/centro-de-formacion/beneficios-del-uso-de-quelatos-de-hierro/> [Consulta: 13 de marzo de 2018] CANNA RESEARCH. Influencia de la temperatura ambiental en las plantas. <http://www.canna.es/ influencia_temperatura_ambiental_en_las_plantas> [Consulta: 9 de abril de 2018] CASIERRA POSADA, F. Y POVEDA, J. La toxicidad por exceso de Mn y Zn disminuye la producción de materia seca, los pigmentos foliares y la calidad del fruto en fresa (Fragaria sp. cv. Camarosa). <http://www.scielo.org.co/pdf/agc/v23n2/v23n2a13.pdf > [Consulta: 2 de abril de 2018] CHEN LÓPEZ, J. La función del manganeso en el cultivo de plantas. (21 marzo 2018). <https://www.pthorticulture.com/es/centro-de-formacion/la-funcion-del-manganeso-en-el-cultivo-deplantas/> [Consulta: 13 de marzo de 2018] CHEN LÓPEZ, J. La función del zinc en el cultivo de las plantas. (21 marzo 2018). https://www.pthorticulture.com/es/centro-de-formacion/la-funcion-del-zinc-en-el-cultivo-de-plantas/ [Consulta: 1 de abril de 2018] CHEN LÓPEZ, J. La influencia de la luz en el crecimiento del cultivo. <https://www.pthorticulture.com/es/centro-de-formacion/la-influencia-de-la-luz-en-el-crecimiento-delcultivo/> [Consulta: 9 de abril de2018] CHEN LÓPEZ, J. Principios básicos de los sustratos. (10 enero 2018). <http://www.pthorticulture.com/es/centro-de-formacion/principios-basicos-de-los-sustratos/> [consulta: 19 de diciembre de 2017]

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9. ANEXOS

IMAGEN A

IMAGEN B

De izquierda a derecha: IMAGEN C (Ceniza 15 g) IMAGEN D (Ceniza 30 g) IMÁGENES E y F (F.L. 48 Ml)

De izquierda a derecha: IMÁGENES G, H, I y J

GRÁFICA K

GRÁFICA L

GRÁFICA M

GRÁFICA N

GRÁFICA Ñ

GRÁFICA O

GRÁFICA P

GRÁFICA Q