Hunsupanga Stanislas ZEBA by Ecole Inter-Etats des Sciences et Médecine Vétérinaires (EISMV Dakar)

UNIVERSITE CHEIKH ANTA DIOP DE DAKAR ********* ECOLE INTER ETATS DES SCIENCES ET MEDECINE VETERINAIRES (EISMV)

ANNEE 2015

N° 34

PREVALENCE DES SOUCHES D’ESCHERICHIA COLI ANTIBIORESISTANTES DANS LES FERMES AVICOLES DES ZONES D’ABIDJAN ET D’AGNIBILEKROU (COTE D’IVOIRE) THESE Présentée et soutenue publiquement le 27 Juillet 2015 à 15h devant la FACULTE DE MEDECINE, DE PHARMACIE ET D’ODONTOLOGIE DE DAKAR

Pour obtenir le grade de

DOCTEUR EN MEDECINE VETERINAIRE (DIPLOME D’ETAT) Par Hunsupanga Stanislas ZEBA Né le 14 Aout 1993 à Sidéradougou (Burkina Faso) JURY

PRESIDENT :

Monsieur Bara NDIAYE Professeur à la Faculté de Médecine, de Pharmacie et d’Odontologie de Dakar

DIRECTEUR ET RAPPORTEUR DE THESE :

Madame Rianatou BADA ALAMBEDJI Professeur à l’EISMV de Dakar

MEMBRE:

Monsieur Germain Jérôme SAWADOGO Professeur à l’EISMV de Dakar

CO-DIRECTEUR DE

Monsieur Abdou Moumouni ASSOUMY Maître-Assistant à l’EISMV de Dakar

THESE:

Dédicaces A DIEU LE PERE TOUT PUISSANT, LE CREATEUR ET MAITRE DE TOUTES CHOSES, TOI seul sais pourquoi TU m’as permis d’arriver jusque-là. Je T’en remercie du fond du cœur. Que TON Nom soit glorifié à jamais ! A mon Père Tu nous as quitté il y a bientôt 19 ans. Je sais que d’outre-tombe tu es fier de ton fils ; et cela me remplit de joie. Que DIEU te rende la terre légère et qu’il t’accueille dans le Royaume des Cieux. A ma mère, Tu t’es battue toute ta vie pour nous donner une vie agréable. Reçois par ce travail toute ma reconnaissance et mon amour pour toi. J’espère bientôt prendre le relais et te rendre la vie meilleure à mon tour. A toute ma famille Germaine, Vieux, Sylvie, Serge, Sabine, Simplice, Sylviane, Simone, Solange, Sophie, Simon, Saturnin, et Sévérin Merci pour votre présence et votre soutien. Je vous dédie à tous ce travail A mes tuteur et tutrice Serge et Clarisse Merci pour votre accueil durant les sept années de mon lycée. Que Dieu vous le rende. A toutes mes belles sœurs, Séraphine, clarisse, Carine et mes Beaux Palé, Félix, Bernard, Rodrigue. Merci pour vos soutiens multiples et multiformes. A tous mes neveux et nièces, Géraude, Lionel, Ian, Axel, Nancy, Crésus, Ségolène, Gilles, Rita, Grace, Reine, Ariane, Rayan Je vous dédie à tous ce travail A ma chérie Cléa Ma vie a changé quand je t’ai rencontrée. Ta beauté, la pureté de ton cœur et ton dynamisme m’ont séduit et aujourd’hui, je suis heureux d’avoir réussi à t’avoir auprès de moi malgré tous les obstacles. Seul on va plus vite mais à deux on va plus loin. Que le Seigneur nous garde ensemble encore plus longtemps ! Et que cet enfant que tu portes nous rejoigne en pleine santé avec la grâce de Dieu. Quand il bougera encore dis-lui que papa et maman l’attendent impatiemment, qu’il fait beau sur terre et que l’avenir est radieux !

A mes frères ainés vétérinaires, Elise, Tialla, Zerbo, Dicko, Paton, Gisèle, Mai, Alima, Zabré, Sayouba, Dahourou, Bernadette, Albert, et mon papa Rouamba Vous avez su nous accueillir quand nous sommes arrivés à Dakar. Vos conseils avisés nous ont guidés et permis d’affronter les dures études vétérinaires. Merci pour tout. A tous mes frères de la Communauté des étudiants vétérinaires burkinabè de Dakar J’ai trouvé en vous une famille à Dakar. Recevez toute ma reconnaissance. A mes frères Hermann, Dialenli, Hamidou, Madi, Guy, Moussa Que le Seigneur vous accompagne tous dans cette nouvelle vie professionnelle qui vous attend. A mes amis et frères Hermann, Désiré, Claver, Félix et Saleh L’amitié c’est une seconde fraternité ! Merci pour votre présence. A tous mes amis proches et mes camarades de la PROMOTION FRANCOIS ABIOLA (42ème Promotion) Je crains de ne pouvoir être exhaustif en vous citant, donc je préfère vous dire à tous merci pour les bons moments et les moins bons passés ensemble durant ces 6 longues années. Plus que des promotionnaires nous sommes devenus des frères. A mes amis de la promotion 2014-2015 du master Qualité des Aliments de l’Homme. Recevez toute ma reconnaissance pour les bons moments passés ensemble A tous mes fieuls et fils Zangré, Nadège, Barmini Je vous dédie ce travail. A vous tous qui de différentes manières avez participé à ma formation, Dr Zombré, Dr Ouandaogo Célestin, M. Ouandaogo, Dr Marsat, Dr Gousta et à tout le personnel de la clinique PROMELPHA et la clinique des MONDOUX. Recevez toute ma reconnaissance. A tous mes amis de Bobo, Sansan, IB, Edouard, Zaki A tous mes amis du Saint-Viateur, Ido, Lamine, Latifa, Anita, Schadrack, Armel, Alassane, Arnaud, Aziz, Rachi, Gwladys, Mariam et mon cher ami Romain Recevez toute ma reconnaissance pour les bons moments passés ensemble.

A vous tous qui avez pris un peu de votre prĂŠcieux temps pour venir assister Ă ma soutenance. Recevez toute ma reconnaissance.

iii

Remerciements Mes sincères remerciements : - A mon directeur et rapporteur de thèse Madame Rianatou BADA ALAMBEDJI, - A mon co-directeur de thèse Monsieur Abdou Moumouni ASSOUMY - A Monsieur Moussa SENE qui m’a initié, -Au Directeur des Services Vétérinaires (DSV) de Côte d’Ivoire et ses collaborateurs dans les services décentralisés -Aux Dr COULIBALY Ziekpoho, Dr KOUAKOU Narcisse, Dr KONE Abou et son collaborateur Maxime, Dr SINAN Ehouni, M. COULIBALY Tiecoura Raoul pour leur aide à la récolte des prélèvements - A mon collègue de laboratoire Félix et mon ainé Albert - Au Professeur KONE, pour ce que j’ai appris à ses côtés en tant qu’étudiant et comme moniteur - Au Professeur SAWADOGO - Au Professeur KABORET -Au Dr SOW Adama - Au Dr DAHOUROU -Au Dr OUANDAOGO Célestin -Au Dr ZOMBRE Constant -A M. OUANDAOGO William -A tout le corps enseignant de l’EISMV et à tous ceux, qui de quelque manière que ce soit, ont participé à ma formation et à faire de moi un vétérinaire.

Remerciements

Les travaux de cette thèse vétérinaire ont bénéficié de la contribution financière de la Commission de l’Union Economique et Monétaire Ouest Africaine (UEMOA) à travers son Projet d’Appui à l’Enseignement Supérieur (PAES) et de la Banque Africaine de Développement (BAD). N° DU PROJET : P- Z1 – IAD – 002 N° DU DON

: 2100155007376

Pour rappel, lesdits travaux s’inscrivent dans le cadre des activités du projet EISMV/PAES intitulé : « impact de l’usage des antibiotiques en aviculture sur la santé animale, la santé publique et l’économie des populations en Côte d’Ivoire ».

A nos maîtres et juges A notre Maître et président du Jury, Monsieur Bara NDIAYE, Professeur à la Faculté de Médecine, de Pharmacie et d’Odontologie de Dakar : Vous nous avez fait l’honneur de présider ce jury, malgré votre programme très chargé. Veuillez trouver ici, l’expression de notre profonde gratitude et nos sincères remerciements. Hommage respectueux.

A notre Maître, directeur et rapporteur de thèse, Madame Rianatou BADA ALAMBEDJI, Professeur à l’EISMV de Dakar : Travailler sous votre direction a été pour nous un honneur. Votre disponibilité, votre patience et votre soutien nous ont beaucoup touchés. Les moments passés en votre compagnie, nous ont permis de profiter de vos connaissances et de découvrir en vous l’exemple même de la bienveillance et de l’amour du travail bien fait. Veuillez trouver ici, cher Maître, l’assurance de notre sincère reconnaissance et de notre profonde admiration. Hommage respectueux. A notre Maître et juge, Monsieur Germain Jérôme SAWADOGO, Professeur à l’EISMV de Dakar Vos valeurs intellectuelles et humaines, imposent admiration et respect. Nous vous sommes très reconnaissant d’avoir accepté avec spontanéité de siéger dans ce jury et cela en dépit de vos multiples charges. Veuillez trouver ici, toute notre gratitude et notre grande considération. Sincères remerciements. A notre Co-directeur de thèse, Monsieur Abdou Moumouni ASSOUMY, Maître-Assistant à l’EISMV de Dakar Vous avez su guider d’une main rationnelle le travail que nous présentons aujourd’hui. Les moments passés ensemble nous ont permis de découvrir en vous, l’exemple de la rigueur, de la simplicité, de la bienveillance et de l’amour du travail bien fait. Soyez rassuré de notre éternelle reconnaissance. Sincères remerciements.

Par délibération la Faculté de Médecine, de Pharmacie et d’Odontologie et l’Ecole Inter-Etats des sciences et Médecine Vétérinaires de Dakar ont décidé que les opinions émises dans les dissertations qui leur seront présentées, doivent être considérées comme propres à leurs auteurs et qu’elles n’entendent donner aucune approbation ni improbation

vii

Abréviations et acronymes ADH : Arginin dehydrognase APEC : Avian Pathogenic E. coli (E. coli pathogènes d’origine aviaire) BCP : Bromocresol purple BLSE : Beta-lactamase à spectre étendu CA-SFM : Comité de l’Antibiogramme de la Société Française de Microbiologie CMB : Concentration minimale bactéricide CMI : Concentration minimale inhibitrice DAEC : Diffusely adherent E. coli EAEC : Enteroadherent E. coli (E. coli enteroadhésives) EHEC : Enterohemorragic E. coli (E. coli entérohémorragique) EIEC : Enteroinvasive E. coli (E. coli entéroinvasive) EPEC : Enteropathogenic E. coli (E. coli entéropathogène) ECL-Lab: The reference laboratory for E. coli (Laboratoire de référence pour E. coli) ETEC: Enterotoxigenic E. coli (E. coli entérotoxinogène) ExPEC: Extraintestinal pathogenic E. coli (E. coli pathogène extra-intestinal) FAO : Food and Agriculture Organization (Organisation des Nations Unies pour l’alimentation et l’agriculture) H2S: Sulfure de dihydrogène LDC: Lysine décarboxylase LPS: Lipopolysaccharide MH: Mueller Hinton NMEC: Neonatal meningitis E. coli (E. coli responsable de méningite néonatale) viii

ODC: Ornithine décarboxylase OIE : Organisation mondiale de la santé animale OMS: Organisation mondiale de la santé ONPG: Ornitonitrophenyl-b-galactoside PCR : Polymerase chain réaction (Réaction de polymérisation en chaine) PICRA : Programme intégré canadien de surveillance de la résistance aux antimicrobiens PAES : Projet d’Appui à l’Enseignement Supérieur RAM : Résistance aux antimicrobiens RGPH : Recensement général de la population et de l’habitat RESAPATH : Réseau de surveillance de la résistance des pathogènes d’origine animale FCP : Résumé caractéristiques du produit STEC: Shiga toxin-producing E. coli (E. coli producteur de shiga-toxine) TDA: Tryptone désaminase TRI : TEM resistant inhibitor UPEC: Uropathogénic E. coli (E. coli Uropathogène) UTI : Urinary tractus infection (Infection du tractus urinaire) UEMOA: Union Economique et Monétaire Ouest-Africaine VP : Voges-Proskauer

LISTE DES FIGURES Figure 1 : Voies de contamination de l'homme par les E. coli .................................... 12 Figure 2 : Les trois modes de transmission du matériel génétique : la conjugaison, la transformation et la transduction chez les bactéries (ANDERSSON et HUGHES, 2010)....................................................................................................................... 18 Figure 3 : Carte de la Côte d’Ivoire montrant les deux zones d’étude, Abidjan et Agnibilékrou .......................................................................................................... 34 Figure 4: Principales familles d’antibiotiques utilisées dans la zone d’Agnibilékrou (Cote d’Ivoire) selon DOSSO (2014) .................................................................... 35 Figure 5: Protocole d’identification d’E. coli en galerie classique d’après NDIAYE (2010) ..................................................................................................................... 41 Figure 6 : Prévalence des différents profils de sensibilité des E. coli isolés de prélèvements fécaux avicoles dans la zone d’Abidjan et d’Agnibilékrou (Côte d’Ivoire). n : 169 .................................................................................................... 44 Figure 7: Prévalence des souches d’E. coli multirésistants isolées d’échantillons fécaux avicoles dans la zone d’Abidjan et d’Agnibilékrou. n : 169 ...................... 47 Figure 8: Prévalence des souches sensibles, intermédiaires et résistantes aux antibiotiques issues de prélèvements fécaux avicoles dans la zone d’Abidjan (Côte d’Ivoire). n : 79 ...................................................................................................... 47 Figure 9 : Prévalence de la multirésistance des souches d’E. coli isolées de prélèvements fécaux avicoles dans la zone d'Abidjan (Côte d’ Ivoire). n : 79...... 49 Figure 10 : Prévalences des différents profils de sensibilité des souches d’E. coli isolées de prélèvements fécaux avicoles dans la zone d'Agnibilékrou (Côte d'Ivoire) n : 90 ........................................................................................................ 50 Figure 11: Comparaison des prévalences de la résistance des souches d’E. coli issues de prélèvements fécaux avicoles dans les deux zones d’étude. ............................. 52 Figure 12 : Prévalence de la multirésistance des souches d’E. coli isolées de prélèvements fécaux avicoles dans la zone d’Agnibilékrou). n :90 ...................... 54

LISTE DES TABLEAUX Tableau I : Caractères biochimiques d’ E. coli .................................................... 6 Tableau II : Taux de résistance d’E. coli d’origine aviaire aux antibiotiques observés par différentes études à travers le monde entre 2004 et 2012. ............. 29 Tableau III : Liste des antibiotiques utilisés et répartis par famille .................. 38 Tableau IV : Proportion d' E. coli multirésistants isolés d'échantillons fécaux avicoles dans la zone d'Abidjan et d'Agnibilékrou (Côte d’Ivoire). n : 169 ....... 46 Tableau V : Proportion d’E. coli multirésistants isolés d’échantillons fécaux avicoles dans la zone d’Abidjan (Côte d’ Ivoire). n: 79 ..................................... 48 Tableau VI : Analyse statistique de différences de prévalence constatées dans les zones d’Abidjan et d’Agnibilékrou ............................................................... 52 Tableau VII : Proportion d’E. coli multirésistants isolés d’échantillons fécaux avicoles dans la zone d’Agnibilékrou (Côte d’ Ivoire). n : 90............................ 53

TABLE DES MATIERES INTRODUCTION ................................................................................................................................... 1

PREMIERE PARTIE : ETUDE BIBLIOGRAPHIQUE ......................................................................... 4

CHAPITRE I : GENERALITES SUR LES ESCHERICHIA COLI ...................................................... 5 I.1

Définition et taxonomie ........................................................................................................... 5

I.2

Caractères culturaux et biochimiques ...................................................................................... 6

I.3

Caractéristiques antigéniques .................................................................................................. 7

I.4

Plasticité du génome d’E. coli et pathogénicité....................................................................... 8

I.4.1

Les souches pathogènes d’E. coli ........................................................................................ 8

I.4.2

Pathogènes intestinaux ........................................................................................................ 9

I.4.3

Pathogènes extra-intestinaux ............................................................................................. 10

I.5

Importance des E. coli ........................................................................................................... 11

I.5.1

Importance des E. coli en aviculture ................................................................................. 11

I.5.2

Importance de E. coli en santé publique ............................................................................ 11

CHAPITRE II : LA RESISTANCE BACTERIENNE AUX ANTIBIOTIQUES ................................ 14 II.1

Définitions ............................................................................................................................. 14

II.2

Types de résistance ................................................................................................................ 14

II.2.1

Résistance naturelle ....................................................................................................... 15

II.2.2

Résistance acquise ......................................................................................................... 15

II.3

Supports et mécanismes de la résistance bactérienne aux antibiotiques ............................... 16

II.3.1

Supports de la résistance bactérienne aux antibiotiques ................................................ 16

II.3.2

Mécanismes biochimiques de la résistance bactérienne aux antimicrobiens ................ 18

II.4

Méthodes d’étude de la résistance bactérienne aux antibiotiques ......................................... 19

II.4.1

Concentrations minimales et classification des souches ............................................... 19

II.4.2

Concentrations critiques et l’antibiogramme ................................................................. 21

CHAPITRE III : LA RESISTANCE DES ESCHERICHIA COLI AUX ANTIBIOTIQUES ............... 24 III.1

Types de résistance et mécanismes de résistance des E. coli aux antibiotiques .................... 24

III.1.1

Résistance naturelle ....................................................................................................... 24 xii

III.1.2 III.2

Modalité d’acquisition de nouveaux phénotypes résistants chez E. coli ....................... 24

Epidémiologie de l’antibiorésistance des E. coli aviaires ..................................................... 26

DEUXIEME PARTIE : ETUDE EXPERIMENTALE ......................................................................... 31

CHAPITRE I : CARACTERISTIQUES DE LA ZONE D’ETUDE .................................................... 32 I.1

Eléments sur l’Aviculture en Côte d’Ivoire........................................................................... 32

I.2

Antibiotiques utilisés en Aviculture en Côte d’ivoire ........................................................... 35

CHAPITRE II : MATERIEL ET METHODES .................................................................................... 36 II.1

Eléments de base de l’étude .................................................................................................. 36

II.2

Matériel d’étude .................................................................................................................... 37

II.2.1

Matériel d’isolement et d’identification ........................................................................ 37

II.2.2

Matériel utilisé pour l’antibiogramme et la cryoconservation ....................................... 37

II.3

Méthodes d’étude .................................................................................................................. 39

II.3.1

Méthode d’échantillonnage et de prélèvement .............................................................. 39

II.3.2

Méthode d’isolement à partir des échantillons fécaux .................................................. 40

II.3.3

Méthode d’identification à partir des échantillons fécaux ............................................. 40

II.3.4

Méthode utilisée pour la réalisation et l’interprétation de l’antibiogramme ................. 41

II.3.5

Enregistrement et analyse des données ......................................................................... 42

CHAPITRE III : RESULTATS ............................................................................................................. 44 III.1

Résultats globaux .................................................................................................................. 44

III.2

Résultats en fonction de la zone d’étude ............................................................................... 47

II.2.1 Résultats de la zone d’Abidjan ............................................................................................ 47 II.2.2 Résultats de la zone d’Agnibilékrou .................................................................................... 50

CHAPITRE IV : DISCUSSION ET RECOMMANDATIONS ............................................................ 56 IV.1

Discussion de la méthode ...................................................................................................... 56

IV.1.1

Discussion de la méthode d’échantillonnage et d’analyse ............................................ 56

IV.1.2

Discussion de la technique utilisée pour l’antibiogramme ............................................ 56

IV.2

Discussion des résultats ......................................................................................................... 57

IV.3

Recommandations et perspectives ......................................................................................... 60 xiii

CONCLUSION GENERALE ............................................................................................................... 62

BIBLIOGRAPHIE ................................................................................................................................... I

xiv

INTRODUCTION Au cours des 50 années qui ont suivi l’arrivée des médicaments antimicrobiens sur le marché, de nombreuses espèces de bactéries ont évolué et ont développé des mécanismes qui leur permettent de résister aux effets néfastes de ces médicaments. Cette résistance acquise est devenue un important problème pour les soins de santé chez les humains et les animaux. Il s’agit d’abord, d’une augmentation de la fréquence des bactéries résistantes mais aussi une augmentation de leur multirésistance. L’augmentation

constante

présence

multirésistantes

constitue

double

risque :

élevage pour

des

l’élevage

bactéries (échecs

thérapeutiques) et pour l’homme. En effet, la résistance aux antimicrobiens provenant de sources animales, peut affecter négativement la santé humaine, directement ou indirectement. Les effets directs résultent de la résistance dans les infections transmises des animaux aux hommes (zoonoses) habituellement par les aliments. Les effets indirects surviennent lorsque des gènes de résistance provenant de bactéries des animaux sont transférés à des bactéries pathogènes humaines. Dans l’Union Européenne, environ quatre millions de patients souffrent chaque année d’une infection associée aux soins de santé

(COMMISION

EUROPEENNE, 2011) et les souches résistantes sont responsables de 25.000 décès par an (OMS, 2014). On observe surtout la résistance bactérienne lorsque les antibiotiques sont utilisés abondamment et que les bactéries peuvent rapidement se transmettre entre individus. Les élevages avicoles où les antibiotiques sont utilisés dans un but thérapeutique, préventif ou comme stimulateur de croissance sont donc d’excellents environnements pour le développement de l’antibiorésistance. Escherichia coli est l’une des bactéries les plus fréquentes dans ces élevages.

En effet, les Escherichia coli sont retrouvés dans la microflore de la volaille. On y trouve des clones comprenant des souches pathogènes (voire zoonotiques) et des souches commensales non pathogènes. L’intérêt porté sur la résistance des bactéries aux agents antimicrobiens a suscité de nombreux travaux à travers le monde. C’est ainsi que de fortes prévalences de résistance aux antimicrobiens (RAM) ont été trouvées chez E. coli provenant de volailles en bonne santé (GYLES, 2008). Il en est de même au Sénégal où plusieurs études ont été menées sur les souches d’E. coli aviaires de différentes origines. Au nombre de ces études figurent celle conduite par FOFANA et al. (2006) qui a porté sur des souches isolées de carcasses de poulets, ou encore celle de VOUNBA (2012) qui a concerné des souches issues d’eau d’abattage, d’eau d’abreuvement, d’écouvillons de carcasse et de fèces. Mais à l’instar d’autres pays africains, la Côte d’Ivoire dispose de peu de données sur la résistance aux antimicrobiens chez les bactéries d’origine animale en général et en particulier celles rencontrées en aviculture. Les rares études disponibles sur la prévalence de la résistance d’E. coli aux antibiotiques ont porté sur des souches d’origine humaine, issues d’effluents d’hôpitaux (GUESSEND et al. 2012). C’est dans ce contexte que la présente étude a été entreprise. Elle s’insère dans un projet global portant sur : «L’impact de l’usage des antibiotiques en aviculture sur la santé animale, la santé publique et l’économie des populations en Côte d'Ivoire ». Elle a pour objectif général de déterminer la prévalence des souches d’E. coli antibiorésistantes dans les élevages avicoles d’Abidjan et d’Agnibilékrou.

De manière spécifique, ce travail consiste à :  isoler des souches d’E. coli à partir de prélèvements de prélèvements de fèces;  tester la sensibilité de ces souches isolées vis-à-vis d’une gamme d’antibiotiques ;  évaluer la résistance de ces souches aux antibiotiques testés. Ce travail comporte deux parties :  La première partie est consacrée à la revue bibliographique et est composée de trois chapitres qui abordent d’abord les généralités sur les E. coli, ensuite l’antibiorésistance de façon générale et enfin la résistance des E. coli aux antibiotiques.  La deuxième partie est consacrée à l’étude expérimentale et comprend quatre chapitres. Le premier décrit les zones d’étude ; le deuxième, le matériel et la méthode utilisés. Le troisième chapitre expose les résultats obtenus et le quatrième concerne la discussion et les recommandations.

PREMIERE PARTIE : ETUDE BIBLIOGRAPHIQUE

CHAPITRE I : GENERALITES SUR LES ESCHERICHIA COLI I.1 Définition et taxonomie L’espèce Escherichia coli a été isolée pour la première fois par Théodore Escherich en 1885 à partir de cas de diarrhées de nourrissons, sous le nom de Bacterium coli commune. Elle sera renommée en 1919 par Astellani et Chalmers. C’est une bactérie appartenant à la famille des Enterobacteriaceae qui sont des bacilles à GRAM négatif, non sporulés, aéro-anaérobies facultatifs et oxydase négative. Le genre Escherichia rassemble des entérobactéries à métabolisme respiratoire et fermentaire, fermentant le glucose avec production de gaz le plus souvent, catalase positive et nitrate réductase positive, mobiles grâce à une ciliature péritriche et parfois capsulés. Ce genre compte six (6) espèces : E. blattae, E. fergussonii, E. vulneris, E. hermanii, E. albertii et E. coli qui est l’espèce type; la plus abondante de ce genre et aussi un hôte normal du tube digestif chez l’homme et la plupart des animaux. L’espèce E. coli est donc commensale de l'intestin mais aussi des voies génitourinaires inférieures de l'homme et des animaux. Dans l’intestin (où elle compose environ 80 % de la flore aérobie), elle est en équilibre avec les autres germes, et participe aux fonctions de cette flore intestinale. C’est la rupture de cet équilibre, et surtout une défaillance accidentelle locale ou générale de l'organisme, qui donnera au colibacille, normalement peu ou pas du tout pathogène, la possibilité de le devenir vis-à-vis de l'organisme hôte (MOLLARET, 2015). Les manifestations cliniques des infections dues à E. coli vont des atteintes digestives avec de la diarrhée, aux affections systémiques caractérisées par un syndrome hémolytique et urémique chez l’homme. Le premier facteur de

classification chez les E. coli est le sérotype qui dépend des antigènes de surface. I.2

Caractères culturaux et biochimiques

Les E. coli sont des bactéries aéro-anaérobies facultatives, de culture facile sur milieux ordinaires ou lactosés à une température optimale de 37°C. Sur milieux solides, les colonies sont visibles après 18-24h ; elles sont arrondies, d’aspect lisse à bords réguliers et de 2 à 3 mm de diamètre. E. coli se cultive également sur des milieux sélectifs pour entérobactérie de type Mac Conkey ou Drigalski. Le tableau I résume les caractères biochimiques d’E. coli. Tableau I : Caractères biochimiques d’ E. coli Adapté de Fiche technique : Escherichia Coli, Centre Toulousain pour le Contrôle de qualité en Biologie clinique Caractères d’une entérobactérie Lactose Glucose + ONPG Nitratase +

H2S Citrate VP Gélatine Malonnate Inositol

Caractères propres à E. Coli + +

Mannitol Sorbitol

Indole Urée TDA ou APP Adonitol LDC ODC ADH

+ + sauf les souches EHEC + Variable Variable -

On connait également des souches atypiques parmi lesquelles existent des variantes agazogènes et immobiles, des variantes qui peuvent être indole -, ONPG -, Urée+ ou encore H2S+. Certaines souches se présentent également sous forme de colonies naines sur des milieux simples comme le pourpre de Bromocrésol (Bromocresol purple ou BCP) ou le Mueller Hinton (MH). 6

I.3

Caractéristiques antigéniques

Escherichia coli est caractérisé par quatre types d’antigènes qui sont O, H, K et F. L’antigène O, encore appelé antigène somatique, est retrouvé au niveau des lipopolysaccharides de la paroi bactérienne. L’antigène H est dit antigène flagellaire car il se situe dans la structure du flagelle. L’antigène K, ou antigène de capsule, se situe au niveau de la surface de la paroi mais sa présence n’est pas constante. L’antigène F, se situe sur certains appendices de surface de la bactérie, plus courts que les flagelles dénommés pili ou fimbriae. On le retrouve chez les bactéries pathogènes L’antigène O fait partie du lipopolysaccharide (LPS) de la membrane externe, il contient un grand nombre d’unités répétées d’oligosaccharides de 3 à 6 sucres dont la combinaison détermine la diversité des antigènes. L’antigène O permet le sérogroupage des souches d’E. coli par agglutination en présence de sérums spécifiques à ces différentes spécificités antigéniques. Plus de 176 antigènes somatiques différents ont été identifiés (DIALLO, 2013). Cependant, cette technique de sérotypage ne donne pas toujours des résultats fiables pour deux raisons (ROBINEAU et MOALIC, 2010) :  cela peut être dû à la mauvaise qualité des réactifs (anti-sérum produit à partir des lapins) ;  ou à un défaut d’agglutination vue que certains APEC (Avian Pathogenic E. coli) n’agglutinent pas nécessairement avec le sérum de référence. En l’absence d’antigène O, ou en cas de résultats non fiables, le sérotypage ne peut être réalisé que par des méthodes d’étude du génome qui s’intéressent alors aux gènes codant pour les enzymes impliquées dans la synthèse de l’antigène O. Pour cela, le laboratoire de référence de l’Organisation Mondiale de la Santé Animale (O.I.E) pour E. coli (EcL) (http://www.ecl-lab.com), préconise le recours à la « Polymerase Chain Reaction » (PCR) pour détecter les sérotypes. 7

I.4

Plasticité du génome d’E. coli et pathogénicité

Le patrimoine génétique de la souche E. coli de laboratoire non pathogène, a été entièrement séquencé en 1997. Son génome comprend 4,6 millions de paires de bases codant environ 4 200 protéines (BLATTNER et al. 1997). En 2001, le génome d'une souche d’E. coli entéro-hémorragique (provoquant la maladie du hamburger) a été séquencé. Il comprend 5,5 millions de paires de bases codant 5 400 protéines. L'année suivante, le génome d'une souche d'E. coli provoquant des infections urinaires (cystite, pyélonéphrite) et des méningites néonatales, a été séquencé. Il comprend 5,2 millions de paires de bases codant 5 300 protéines. La comparaison des génomes de ces trois souches d’E. coli révèle que seulement 40 % de leurs gènes sont communs. Par ailleurs, la séquence complète du génome de plusieurs souches d’E. coli montre la présence de nombreuses séquences d’insertion (IS), de séquences bactériophagiques, ainsi que d'autres plages de séquences inusuelles. Tout ceci témoigne de l’extraordinaire plasticité du génome et du remarquable potentiel évolutif de ce taxon bactérien. En effet, les souches d’E. coli pathogènes ont acquis au cours de l’évolution un répertoire de gènes de virulence, qui leur permettent de coloniser de nouvelles niches écologiques en contournant les mécanismes de défense de l’hôte. L’expression d’un répertoire spécifique de facteurs de virulence est corrélée à une pathologie particulière et permet de définir différents pathotypes. I.4.1 Les souches pathogènes d’E. coli La plupart des E. coli sont commensaux, c’est-à-dire qu’ils résident dans l’intestin sans être un danger pour leur hôte. Seule une infime proportion des souches sont pathogènes, du fait de la possession de propriétés ou de la production de facteurs spécifiques de virulence. En plus de ces deux groupes, 8

certains E. Coli possèdent des gènes de virulence dont le lien avec la maladie est inconnu, ils sont donc considérés comme potentiellement pathogènes. Les souches pathogènes sont classiquement divisées en souches à tropisme intestinal et en souches à tropisme extra-intestinal (uropathogènes et invasives). Les souches à tropisme intestinal comprennent 6 pathovars (CROXEN et FINLAY, 2010) classés en fonction de la maladie et des facteurs de virulence associés : les E. coli entérotoxinogènes

(ETEC), les E. coli entéro-

hémorragiques (EHEC), les E. coli entéro-pathogènes (EPEC), les E. coli à adhérence diffuse (DAEC), les E. coli entéro-agrégatives (EAEC) et les E. coli entéro-invasives (EIEC). Les souches à tropisme extra intestinal (ExPEC) sont subdivisées en 2 pathovars responsables d’infections urinaires (UPEC), de méningites néonatales (NMEC) ou de septicémies (MOKADY, GOPHNA, et RON, 2005). I.4.2 Pathogènes intestinaux Les EIEC sont responsables de syndrome dysentérique caractérisé par une forte fièvre, des crampes abdominales et des nausées, accompagnés d’une diarrhée aqueuse évoluant rapidement vers une dysenterie. Elles sont classées dans le même groupe que les shigelles. Les ETEC sont à l’origine d’épisodes de diarrhée aqueuse, modérée à sévère, peu fébriles, associés à des nausées et à des crampes abdominales. Ils sont aussi rencontrés chez les porcelets en post sevrage très sensibles à l’infection. Les DAEC quant à eux, sont responsables de diarrhée chez les enfants entre 5 et 18 mois d’âge et d’infections urinaires chez l’adulte.

Les EAEC sont avec les ETEC, responsables de diarrhée du voyageur. Pathogènes émergents, ils sont aussi incriminés dans des diarrhées épidémiques et endémiques dans le monde.

Les souches EPEC, elles, sont rencontrées chez l’homme, le bovin, le chien, le chat, le lapin, le porcelet, la chèvre et le mouton. Chez l’homme, elles sont responsables de diarrhée de l’enfant essentiellement dans les pays en voie de développement. Les EHEC sont des bactéries pathogènes et zoonotiques d’origine alimentaire et hydrique. Elles sont responsables de diarrhée, de colite hémorragique et de syndrome

urémique

hémolytique

chez

l'homme,

les

animaux

étant

essentiellement des réservoirs. On dénombre dans ce pathotype, plus de 100 sérotypes classés en « O157 », le plus connu, et en « non O157 ». Le « O157:H7 » est le plus souvent incriminé. Il a été isolé en 1982 lors d’une épidémie de colite hémorragique à la suite de consommation de viande pas assez cuite dans des restaurants « fast food » (LIBBEY, 2000). I.4.3 Pathogènes extra-intestinaux Ce sont des E. coli qui ont acquis la capacité de franchir la barrière intestinale et coloniser d’autres systèmes. On compte dans ce groupe de pathovars, les E. coli uropathogènes (UPEC), les E. coli responsables de méningites et septicémie (NMEC), et les E. coli pathogènes aviaires (APEC). Les UPEC sont les bactéries les plus impliquées dans les infections du tractus urinaire (70% des cas). Les infections urinaires sont d’une grande importance en santé publique, avec environ 150 millions de cas dans le monde, dont près de 2 millions en France (LOBEL et SOUSSY, 2007). Les NMEC quant à eux, sont la première cause de méningites dans le monde. Ils sont capables, par des mécanismes, de traverser la barrière hémato-méningée et entrainer une infection du système nerveux central. Les APEC, encore désignés sous le vocable « ExPEC aviaires », sont responsables d’atteintes pathologiques chez les oiseaux : septicémie, maladie

respiratoire chronique, infection du vitellus, salpingite, péritonite, infection chronique de la peau, ostéomyélite, syndrome du gonflement de la tête. I.5

Importance des E. coli

I.5.1 Importance des E. coli en aviculture Le groupe des APEC rassemble les souches de E. coli responsables de la colibacillose aviaire. La colibacillose aviaire est une pathologie naturellement extra intestinale qui se manifeste par différentes formes cliniques allant des aérosacculites à la septicémie ou la cellulite. Elle est très dévastatrice en production avicole ; à titre d’exemple, en Algérie la colibacillose est la première cause de pertes en termes de mortalité, morbidité et saisies des carcasses de volailles. Elle constitue donc la première cause de traitement par les antibiotiques (RODRIGUEZ-SIEK et al. 2004), d’où son importance également dans l’apparition des phénotypes multi résistants. I.5.2 Importance de E. coli en santé publique La contamination humaine par les E. Coli zoonotiques se fait à partir de l’alimentation et de l’eau de boisson, mais aussi par la promiscuité avec les animaux de production. La contamination s’entretient chez les animaux de production par la transmission entre animaux et à travers l’environnement souillé par les fèces (figure 1). Les E. coli producteurs de Shiga-toxine (STEC), encore appelés E. coli vérotoxinogènes, ne sont pas souvent responsables de pathologies chez les animaux mais sont responsables de diarrhée liquide, de colite hémorragique et de syndrome hémolytique urémique chez l’homme. Les STEC zoonotiques appartiennent au sérotype « O157:H7 » et à quelques sérotypes « non O157:H7 ». Les bovins et les ruminants en général, sont la première source de STEC zoonotique. L’homme se contamine par ingestion d’aliments ou d’eau 11

contaminée par les fèces ou par contact direct avec les animaux infectés, ou leur environnement. Les voies de contamination sont pratiquement les mêmes chez l’animal :

l’eau

boisson,

l’aliment

l’environnement

immédiat

(FAIRBROTHER et NADEAU, 2006). Les voies de contaminations humaines sont illustrées par la Figure 1.

Figure 1 : Voies de contamination de l'homme par les E. coli Source : http://www.ecl-lab.com/fr/ecoli/

Chaque année 130 à 175 millions d’infections du tractus urinaire (UTI) sont diagnostiquées chez l’homme à travers le monde dont 6 à 8 millions aux Etats Unis. Ces infections du tractus urinaire peuvent aboutir à des maladies graves dont la pyélonéphrite et la septicémie.

Concernant les STEC, de nombreuses espèces animales sont connues pour être des sources. Ainsi, FAIRBROTHER et NADEAU (2006) répartissent les STEC en quatre types avec chacun, des réservoirs animaux :  le type zoonotique (correspondant au sérotype O157) dont les réservoirs animaux sont les bovins, les caprins, les ovins et les porcins ;  les types zoonotiques non-O157 (correspondant aux sérotypes O26, O111, O103, O113 et O145) qui ont pour hôtes réservoirs : les bovins, les ovins, les caprins, les porcins et les poulets ;  les types potentiellement zoonotiques (incluant les sérotypes O17, O56, O87, O108, O109, O130, O136 et O149) ayant pour hôtes réservoirs : les bovins, les ovins, les caprins et les porcins;  enfin les types propres aux animaux (comprenant les sérotypes O138, O139 et O141) dont l’espèce réservoir est le porc. Concernant les ETEC, KERN-BENAIBOUT (2006), rapporte que les ETEC des animaux ne sont pas directement pathogènes pour l’homme. Selon cet auteur, les sources animales des ETEC sont les porcs, les veaux, les agneaux et les chevreaux diarrhéiques. Pour ce qui est des EPEC, WALES et al. (2005) citent les bovins, les petits ruminants et les carnivores comme étant les principales sources animales. Les UPEC et les ExPEC autres qu’aviaires ont pour hôtes réservoirs : les bovins et les porcins (MAINIL et VAN-BOST, 2004) ; même si l’essentiel des contaminations humaines dues aux ExPEC sont issues de la viande de volaille. Les ExPEC sont la première cause de ces UTI avec plus de 85% des cas (BERGERON et al. 2012). La source principale des APEC est la volaille, plus précisément les animaux de moins de trois semaines (STORDEUR et MAINIL, 2002). Aucune étude n’a, à ce jour, fait état du portage des APEC par des espèces animales autres que les volailles. Certains APEC partagent les même facteurs de virulence avec les 13

ExPEC de l’homme (BAUCHART et al. 2010), ainsi parmi les pathogènes aviaires transmissibles à l’homme, le colibacille figure en bonne place (KABIR, 2010)

CHAPITRE II : LA RESISTANCE BACTERIENNE AUX ANTIBIOTIQUES II.1 Définitions On considère une souche bactérienne comme résistante à un antibiotique donné lorsque sa concentration minimale inhibitrice (CMI) est plus élevée que celle qui inhibe le développement de la majorité des autres souches de la même espèce. Les CMI utilisées pour déterminer la sensibilité, la sensibilité intermédiaire ou la résistance des bactéries par rapport aux antibiotiques, sont déterminées sur le plan international par le Clinical and Laboratory Standards Institute (CLSI) mais aussi par le Comité de l’Antibiogramme de la Société Française de Microbiologie (CA-SFM) et mises à jour régulièrement. Une souche résistante est une souche capable de supporter des concentrations d’antibiotique plus élevées que celles que l’on peut atteindre in vivo à la suite d’un traitement (CARLE, 2009). On parle de résistance croisée lorsque la résistance à un antibiotique confère de la résistance un autre antibiotique. La résistance peut être naturelle, dans ce cas, elle concerne toutes les souches de l’espèce. Les bactéries peuvent être ainsi multi-résistantes, lorsqu’à la suite d’une accumulation de résistances naturelles et acquises, elles ne sont plus sensibles qu’à un petit nombre d’antibiotiques. II.2 Types de résistance Une bactérie développe une résistance à la suite d’une exposition à un antibiotique donné. A grande échelle, cette résistance se développe par sélection des organismes résistants, puis par élimination progressive des bactéries 14

normales sensibles. Ensuite, il y’a colonisation par ces souches résistantes et passage d’un sujet à un autre (animal ou homme). La dissémination globale survient après transmission à l’environnement. La résistance bactérienne peut être naturelle ou acquise. II.2.1 Résistance naturelle La résistance naturelle est intrinsèque à l’espèce bactérienne. C’est un caractère présent chez toutes les souches appartenant à la même espèce. Les gènes de résistance font partie du patrimoine génétique de la bactérie (LOZNIEWSKI et al. 2010). Pour un antibiotique donné, ce type de résistance est déterminé dès les premières études et contribue à définir le spectre d’activité. Cette résistance peut être due à l’inaccessibilité de la cible pour l’antibiotique, à une faible affinité de la cible pour l’antibiotique ou encore à l’absence de la cible. C’est une résistance d’origine chromosomique, permanente et stable; elle est transmise de façon verticale lors de la division cellulaire, mais généralement elle est non transférable d’une bactérie à une autre (CARLE, 2009). Par exemple, la résistance des entérobactéries et du Pseudomonas aux macrolides ou des bactéries à GRAM négatif à la vancomycine est naturelle. En plus de cette résistance naturelle, moins problématique, il y’a la résistance qui est acquise. II.2.2 Résistance acquise Une bactérie préalablement sensible à un antibiotique peut développer une résistance suite à un contact prolongé avec ce même antibiotique. Cette résistance acquise implique des changements génétiques chez les souches résistantes, allant de la mutation chromosomique spontanée à l’acquisition de gènes exogènes. La mutation chromosomique spontanée constitue un mécanisme de résistance aux antibiotiques chez environ 10 à 20 % des bactéries. Une mutation n’affecte qu’un caractère, et la résistance ne concerne généralement qu’un antibiotique ou 15

qu’une famille d’antibiotiques ayant le même mécanisme d’action. Par exemple, la résistance à la rifampicine et aux quinolones résulte toujours d’une mutation. L’utilisation d’une association de deux ou de plusieurs antibiotiques semble pouvoir prévenir l’émergence de mutants résistants (CARLE, 2009). La résistance par acquisition de matériel génétique exogène concerne essentiellement les transferts de plasmide par conjugaison. Cette forme de résistance est transférable d’une bactérie à une autre et même des bactéries d’espèces différentes. Le transfert d’un seul plasmide peut être à l’origine d’une résistance à plusieurs molécules (DIALLO, 2013).

II.3 Supports et mécanismes de la résistance bactérienne aux antibiotiques II.3.1 Supports de la résistance bactérienne aux antibiotiques La résistance bactérienne aux antibiotiques a un support génétique qui peut être chromosomique ou extra-chromosomique. II.3.1.1

Résistance chromosomique

La résistance peut être le fait de mécanismes biochimiques codés par des gènes chromosomiques ; dans ce cas elle est stable et transmissible à la descendance. La résistance chromosomique résulte généralement d’une mutation au niveau de l’ADN chromosomique. Dans ce cas, elle affecte spécifiquement le mécanisme d’action d’un antibiotique ou d’un groupe d’antibiotiques. Cette résistance se caractérise, selon GUILLOT (1990), par :  sa faible fréquence d’apparition de l’ordre du milliardième au millionième. Ainsi, la résistance chromosomique à plusieurs antibiotiques à la fois, a une très infime probabilité d’apparition ;  sa spontanéité car elle apparaît en absence d’antibiotique ;

 sa stabilité et son aspect héréditaire : lors de la division bactérienne, la bactérie mutée transmet son caractère antibiorésistant aux bactéries filles. II.3.1.2

Résistance extra-chromosomique ou plasmidique

Les gènes de résistance peuvent également se trouver dans des éléments mobiles comme les plasmides, les éléments transposables ou intégrons ; ce type de résistance est transmissible par voie horizontale (COURVALIN, 2007). Les plasmides sont des structures extra-chromosomiques constituées d’ADN bicaténaire circulaire, se répliquant de façon autonome. Leur transmission, stable au cours des générations, peut se faire entre des bactéries de la même espèce ou d’espèces différentes (GUILLOT, 1990). L’une des conséquences de cette facilité de transmission intra et interspécifique est que la résistance plasmidique peut intéresser plusieurs antibiotiques à la fois (multirésistance due au plasmide R) et elle représente 90% des cas d’antibiorésistance. Leur transmission d'une cellule bactérienne à une autre peut s'effectuer par conjugaison transformation ou transduction (figure 2). La conjugaison est un transfert d'ADN entre une bactérie donatrice et une bactérie réceptrice, qui nécessite le contact et l'appariement entre les bactéries, à travers des pili sexuels. La transduction correspond au transfert d'ADN bactérien par l'intermédiaire de bactériophages (GILBERT, 2010). Il est également important de noter que la résistance plasmidique ne concerne pas que les antibiotiques car elle est étendue aux métaux lourds (GUILLOT, 1990).

Figure 2 : Les trois modes de transmission du matériel génétique : la conjugaison, la transformation et la transduction chez les bactéries (ANDERSSON et HUGHES, 2010) II.3.2 Mécanismes biochimiques de la résistance bactérienne aux antimicrobiens Actuellement, quatre mécanismes conférant à la bactérie une résistance aux antibiotiques sont connus : l’inhibition enzymatique, la réduction de la perméabilité cellulaire, l’altération des sites de liaison ciblés par l’antibiotique et les pompes à efflux.  On parle d’inhibition enzymatique lorsque le micro-organisme produit une enzyme qui détruit ou inactive l’antibiotique (exemple : la production de bêta-lactamases par les entérobactéries résistantes aux bêtalactamines). Ce type de résistance peut être inductif ou constitutif selon que l’inhibition enzymatique intervienne suite à une exposition à un 18

facteur ou s’exprime constamment même en l’absence de tout antibiotique (PIEBOJI, 2007)  La diminution de la perméabilité de la membrane interne ou externe de la bactérie fait suite à une altération des porines et est à l’origine de la diminution de l’entrée de l’antibiotique sur son site d’action. (Exemple : la résistance de Pseudomoas aeuruginosa à l’imipenème). Cette forme de résistance peut s’exercer à l’endroit de plusieurs antibiotiques ou n’en concerner qu’un seul selon le nombre de molécules qui passent par cette porine (GRALL et al., 2011).  La modification des sites de liaison entraine une baisse de l’affinité de l’antibiotique pour son site d’action (exemple : l’altération des sites de liaison ribosomaux peut conférer une résistance aux macrolides, à la clindamycine,

aux

aminosides

encore

chloramphénicol)

(QUINCAMPOIX et MAINARDI, 2001).  Les transporteurs d’efflux empêchent l’antibiotique d’atteindre sa cible par pompage actif ; l’antibiotique est refoulé à l’extérieur de la cellule bactérienne après son entrée. En général, les transporteurs d’efflux sont des composants normaux de la cellule bactérienne. Ils contribuent ainsi pour une large part à la résistance naturelle des bactéries à de nombreux agents antibactériens (MESSAROS et al. 2005). II.4 Méthodes d’étude de la résistance bactérienne aux antibiotiques II.4.1 Concentrations minimales et classification des souches Plusieurs techniques d’étude peuvent être utilisées en laboratoire pour étudier la résistance d’une bactérie à l’action d’un antibiotique. Mais toutes ses techniques reposent sur la détermination de deux paramètres : la concentration minimale inhibitrice de l’antibiotique (CMI) et la concentration minimale bactéricide de l’antibiotique (CMB).

Pour un antibiotique donné, la CMI et la CMB sont définies en fonction de son activité sur une souche bactérienne. La CMI est définie par le Comité de l’Antibiogramme de la Société Française de Microbiologie (CA-SFM) comme étant la plus faible concentration d’une gamme de dilutions d’antibiotique de demi en demi qui entraîne l’inhibition de toute croissance bactérienne visible (BURNICHON et TEXIER, 2003). Il existe plusieurs méthodes pour la détermination de la CMI : la dilution successive en milieu solide, la dilution successive en milieu liquide, l’utilisation de bandelettes ou E-Test. La méthode par dilution successive en milieu solide est la méthode de référence pour déterminer la sensibilité bactérienne aux antibiotiques. La CMB est la plus faible concentration d'antibiotique pour laquelle l'effet bactéricide est de 99,99 % (soit 0,01% de survivants), les conditions de culture étant standardisées. Pour l’étude de la sensibilité des bactéries à l’action des antibiotiques, la concentration minimale inhibitrice (CMI) est le paramètre le plus utilisé. La CMI explore uniquement l’effet bactériostatique, mais cela n’a rien de limitatif puisqu’en bactériologie clinique, le but le plus souvent recherché est l’inhibition de la prolifération bactérienne, dans la mesure où l’organisme est capable de se défendre contre les bactéries. Une caractérisation des souches en fonction de la sensibilité exige également une classification en catégories de sensibilité. Trois catégories cliniques ont été retenues par le Comité de l'Antibiogramme

de la Société Française de

Microbiologie (CA-SFM) : Sensible (S), Résistant (R) et Intermédiaire (I).

•Les souches catégorisées S sont celles pour lesquelles la probabilité de succès thérapeutique est forte dans le cas d'un traitement par voie systémique avec la posologie recommandée dans le résumé des caractéristiques du produit (RCP). •Les souches catégorisées R sont celles pour lesquelles il existe une forte probabilité d'échec thérapeutique quel que soit le type de traitement et la dose d'antibiotique utilisée. •Les souches catégorisées I sont celles pour lesquelles le succès thérapeutique est imprévisible. Ces souches forment un ensemble hétérogène pour lequel les résultats obtenus in vitro ne sont pas prédictifs d'un succès thérapeutique. In vitro, on utilise des gradients de concentration de l’antibiotique testé auxquels est soumise la souche bactérienne. Ces gradients de concentration s’organisent autour de deux valeurs, la concentration critique inférieure (c) et concentration critique supérieure (C). II.4.2 Concentrations critiques et l’antibiogramme Lorsqu’un antibiotique est utilisé en thérapeutique, en fonction de la posologie suivie, sa concentration sérique prend différentes valeurs. Les concentrations critiques des antibiotiques sont établies sur la base de ces concentrations sériques. La concentration critique inférieure (c) est celle obtenue après administration d’une posologie « usuelle », et la concentration critique supérieure (C) est celle obtenue après administration de la posologie maximale tolérée. Pour un couple bactérie-antibiotique, la souche bactérienne est dite sensible (S) lorsque sa CMI est inférieure à la concentration critique inférieure de l’antibiotique, à contrario, elle est dite résistante (R) lorsque sa CMI est supérieure à la concentration critique supérieure de l’antibiotique. Pour une CMI se situant entre les deux valeurs de concentration critique c et C, la souche est 21

dite intermédiaire. La détermination de la CMI d’un antibiotique pour une souche bactérienne donnée passe par l’antibiogramme. Un antibiogramme est une technique de laboratoire visant à tester la sensibilité d'une souche bactérienne vis-à-vis d'un ou plusieurs antibiotiques supposés ou connus. Le principe consiste à placer la culture de bactéries en présence du ou des antibiotiques et à observer les conséquences sur le développement et la survie de celle-ci. La réalisation de l’antibiogramme utilise deux types de méthodes classiques, les méthodes de dilution et les méthodes de diffusion. La méthode de dilution consiste à mettre un inoculum bactérien standardisé au contact de concentrations croissantes d'antibiotiques selon une progression géométrique de raison 2. Les méthodes de dilution sont effectuées en milieu liquide ou en milieu solide. En milieu liquide, l'inoculum bactérien est distribué dans une série de tubes (méthode de macrodilution) ou de cupules (méthode de microdilution) contenant l'antibiotique. Après incubation, la CMI est indiquée par le tube ou la cupule qui contient la plus faible concentration d'antibiotique où aucune croissance n'est visible. En milieu solide, l'antibiotique est incorporé dans un milieu gélosé coulé en boîtes de Pétri. La surface de la gélose est ensemencée avec un inoculum des souches à étudier. Après incubation, la CMI de chaque souche est déterminée par l'inhibition de la croissance sur le milieu contenant la plus faible concentration d'antibiotique. La méthode de dilution en milieu gélosé, réalisée avec une gamme de concentrations en progression géométrique de raison 2 est la méthode de référence. Cette méthode est beaucoup moins utilisée au profit de la seconde : la méthode de diffusion.

La méthode de diffusion ou antibiogramme standard consiste à placer des disques de papier buvard, imprégnés des antibiotiques à tester, à la surface d'un milieu gélosé, préalablement ensemencé avec une culture pure de la souche à étudier. Dès l'application des disques, les antibiotiques diffusent de manière uniforme si bien que l’on a des gradients de concentration d’antibiotique autour du disque inversement proportionnels à la distance d’avec le centre du disque. Après incubation, les disques s'entourent de zones d'inhibition circulaires correspondant à une absence de culture. Lorsque la technique est parfaitement standardisée, les diamètres des zones d'inhibition dépendent uniquement de la sensibilité du germe. À la limite des zones d'inhibition, il existe dans la gélose des concentrations d’antibiotique égales aux CMI. La méthode par diffusion réalise le classement en utilisant la relation entre la CMI et le diamètre d’inhibition autour du disque d’antibiotique ; la lecture est donc relativement directe. Chaque antibiotique a ses concentrations critiques propres, donc ses diamètres critiques propres. Les diamètres critiques inférieurs (d) et supérieurs (D) correspondent respectivement aux concentrations critiques hautes (C) et basses (c). Pour une bactérie et un antibiotique donnés, le diamètre d’inhibition mesuré est comparé aux diamètres critiques :  En dessous d’un diamètre critique inférieur d (donc au-dessus de la concentration critique supérieur C), la souche est classée résistante (R).  Au-dessus du diamètre critique supérieur D (donc en dessous de la concentration critique inférieur c), la souche est classée sensible (S).  Entre les deux valeurs de diamètres critiques, la souche est dite intermédiaire (I).

CHAPITRE III : LA RESISTANCE DES ESCHERICHIA COLI AUX ANTIBIOTIQUES III.1 Types de résistance et mécanismes de résistance des E. coli aux antibiotiques III.1.1

Résistance naturelle

Escherichia coli est naturellement sensible aux antibiotiques actifs sur les bactéries à GRAM négatif. Néanmoins, elle présente comme toutes les entérobactéries une résistance naturelle aux glycopeptides et à la pénicilline G. Elle appartient avec Proteus mirabilis, Salmonella, et Shigella, au groupe 1 de sensibilité aux bêta-lactamines. Toutes ces espèces sont naturellement sensibles à l’ensemble des bêta-lactamines. Toutefois comme Shigella, Escherichia coli produit à très bas niveau une céphalosporinase chromosomique qui ne se traduit en pratique par aucun phénotype particulier (SECK, 2005). III.1.2

Modalité d’acquisition de nouveaux phénotypes résistants chez

E. coli Certaines souches d’E. coli ont acquis de nouveaux phénotypes de résistance leur permettant d’échapper aux antibiotiques. Ces mécanismes sont de trois ordres :  diminution de la quantité d’antibiotique atteignant la cible par diminution de la perméabilité ou par apparition de systèmes d’efflux ;  modification de la cible de l’antibiotique soit par une mutation soit par acquisition de gènes exogènes ;  inactivation de l’antibiotique, qui est le mécanisme le plus fréquent. Il peut s’agir d’une destruction de l’antibiotique, ou d’une modification de la molécule par ajout de radicaux. Dans le cas des bêta-lactamines, la résistance acquise est due à une inactivation de l’antibiotique par l’acquisition d’enzymes. Trois principaux types d’enzyme sont connus : 24

 les pénicillinases qui sont d’origine plasmidique : elles peuvent être de bas niveau et donc responsables d’une résistance aux aminopénicillines, aux carboxypénicillines et aux uréidopénicillines, ou de haut niveau et donc responsables d’une résistance non seulement aux 3 antibiotiques cités mais aussi aux molécules possédant des inhibiteurs de bêtalactamases, ainsi qu’aux céphalosporines de première et deuxième génération.  Les enzymes dites TRI (pour TEM Résistant Inhibiteur) qui hydrolysent le cycle bêta-lactame, mais aussi l’inhibiteur des bêta-lactamases et qui sera donc responsable d’une résistance aux aminopénicillines, aux uréidopénicillines, aux carboxypénicillines et aux inhibiteurs de bêtalactamases.  Les céphalosporinases : Escherichia coli possède une céphalosporinase chromosomique qui contrairement à celle d’Enterobacter est rarement déréprimée (BEAUCHERON, 2003) Environ 50% des E. coli ont acquis une pénicillinase qui modifie l’activité des inhibiteurs de pénicillinase en fonction du niveau de production (acide clavulanique et tazobactam). Des mutations de gènes codant pour ces enzymes, peuvent modifier leur site d’action, aboutissant à un élargissement de la résistance aux céphalosporines (Bêta-lactamases à spectre étendu ou BLSE). Environ 1% des E. coli produisent des BLSE, à des niveaux divers. (ARCHAMBAUD et CLAVE, 2006). E. coli est naturellement sensible aux aminosides. Le mécanisme de résistance le plus fréquent est une inactivation enzymatique des aminosides : synthèse d’enzymes qui vont modifier la structure de l'aminoside par phosphorylation. (ARCHAMBAUD et CLAVE, 2006). Les quinolones sont actives sur E. coli. Tous les mécanismes de résistance acquise proviennent de mutations chromosomiques, aboutissant le plus souvent 25

à une modification de la cible. Les premières mutations touchent principalement la sous unité A de l’ADN gyrase. La résistance est croisée mais son intensité est fonction de la molécule. Les résistances de haut niveau sont la résultante de plusieurs mutations : soit au niveau des gènes des topoisomérases, soit au niveau des gènes des porines ou d’efflux : on parle de résistance combinatoire (ARCHAMBAUD et CLAVE, 2006). III.2 Epidémiologie de l’antibiorésistance des E. coli aviaires Les familles d’antibiotiques les plus concernées par le développement de phénomènes de résistance des E. coli sont les tétracyclines, les bêta-lactamines, les sulfonamides, les quinolones et les aminosides. En France, les tétracyclines sont les plus concernées par la résistance des coliformes, ainsi que l’amoxicilline et le sulfamide-triméthoprime. Pour ces trois antibiotiques, il a été enregistré des taux de sensibilité respectifs de 16,1%, 45,6%, et 55,9% concernant les E. coli pathogènes avicoles (JOUY, 2002). Ailleurs dans le monde, au Bangladesh par exemple, les résistances de cette bactérie

sont

dirigées

contre

triméthoprime-sulfaméthoxazole

tétracycline

(26,7%),

(45,5%),

l'acide

l’association

nalidixique

(25,7%),

l’ampicilline (25,7%), et la streptomycine (20,8%). Dans une moindre mesure, des résistances ont également été observées contre certains antibiotiques comme la ciprofloxacine (12,9%), le chloramphénicol (8,9%), et la gentamicine (2%) (HASAN, 2011). En Chine, des taux élevés de résistance d’E. coli sur des souches d’origine avicoles et porcines ont été enregistrés concernant l'ampicilline (99,5%), la doxycycline

(95,6%),

tétracycline

(93,4%),

triméthoprime-

sulfaméthoxazole (74,3%), l'amoxicilline (65,1%), la streptomycine (54,7%), et le chloramphénicol (50,2%). La résistance aux céphalosporines, quinolones et les aminoglycosides étaient également assez répandues avec une forte

prévalence de la multirésistance (80%), le plus souvent à 5-6 antibiotiques différents (JIANG et al. 2011). En chine encore, WANG et al. (2010), font état de forts taux de résistance après l’étude de 148 isolats prélevés entre 2005 et 2008, issus de cas de colibacillose aviaire. Ces résistances concernaient la tétracycline (97%), le sulfaméthoxazole (93%), le chloramphénicol (74%), et le florfénicol (66%), les fluoroquinolones dont la ciprofloxacine (87%) et l'enrofloxacine (84%).

Au Sénégal, les travaux réalisés par SOUMAILA-GARBA (2012), donnent les résultats suivants : les antibiotiques pour lesquels on note un faible niveau de résistance sont la kanamycine (7%), la gentamicine (5%), le ceftiofur (3%), l’amoxicilline (0%), le ceftriaxone (0%), l’amikacine (0%) et la céfoxitine (0%). Par contre, pour d’autres antibiotiques on note un niveau de résistance moyen; ce sont le chloramphénicol (22%) et la ciprofloxacine (14%). Enfin, pour six antibiotiques on notait un haut niveau de résistance ; ce sont la tétracycline (95%), le sulfisoxazole (90%), l’ampicilline (78%), la streptomycine (71%), l’association trimétroprime-sulfaméthoxazole (65%) et l’acide nalidixique (48%). Dans l’étude réalisée par VOUNBA (2012), qui a porté sur 173 isolats du Sénégal (issus d’eau d’abattage, d’eau d’abreuvement, d’écouvillons de carcasse et de fèces), les taux de résistance les plus élevés ont été enregistrés pour la tétracycline (94%), le sulfisoxazole (90%) et le triméthoprime-sulfaméthoxazole (85%) alors que les plus faibles niveaux de résistance concernaient l’amikacine (1%) et l’amoxicilline (2%), suivis du ceftriaxone, de la cefoxitine et de la gentamycine (chacun à 3%). Des taux de résistance plus élevés ont été obtenus pour le chloramphénicol (24%), la ciprofloxacine (23%) et l’acide nalidixique (41%). Les plus hauts niveaux de résistance concernaient l’ampicilline (49%) parmi les bêta-lactamines tandis que dans les familles des aminoglycosides et 27

des sulfonamides, c’est respectivement la streptomycine (59%), et le sulfisoxazole (90%) qui étaient concernés. Cette étude a conclu également à de fortes proportions de multi-résistance : 94% des cas de résistance portaient sur au moins 2 antibiotiques, 31% concernaient 4 antibiotiques, certains isolats étant résistants même à 14 antibiotiques différents. Ailleurs en Afrique, d’autres études ont conclu à de forts taux de résistance concernant les E. coli. En Côte d’Ivoire, dans une étude portant sur 17 isolats issus d’effluents d’hôpitaux, GUESSENND et al. (2012) rapporte des taux de résistance élevés portant sur l’amoxicilline-acide clavulanique (100%), le céfotaxime (100%), le ceftriaxome (100%), le ceftazidime (100%), le cefepime (100%), l’aztroenam (100%), l’acide nalidixique (100%), le ciprofloxacine (100%), la gentamicine (76,5%), le nétilmicine (82,4%). Parmi les antibiotiques testés, seul l’imipenème n’enregistrait aucune souche résistante. Le tableau II résume les résultats de quelques études qui ont porté sur la résistance des E. coli entre 2004 et 2012.

Tableau II : Taux de résistance d’E. coli d’origine aviaire aux antibiotiques observés par différentes études à travers le monde entre 2004 et 2012 (en %).

FOFANA 2004 ANTIBIOTIQUES Aminoglycosides

YANG et al.

DIOUF 2006

PICRA 2009

NDIAYE 2010

2004

JOHNSON et

VOUNBA

SOUMAILA-

al. 2011

2012

GARBA 2012

Streptomycine

56,67

80,1

52,3

45,02

44,5

Gentamicine

3,33

11,69

17,1

Amikacine

Kanamycine

14,62

18,1

Ampicilline

55,56

41,61

43,27

74,08

26,5

Amoxicilline

31,57

75,93

Ceftriaxone

30,99

12,6

Céfoxitine

31,57

12,6

Ceftiofur

30,99

12,6

Phénicolés

Chloramphénicol

8,18

9,2

Quinolones

Ciprofloxacine

0,2

Acide nalidixique

54,44

100

4,5

4,3

Sulfisoxazole

Triméthoprime-

Triméthoprime

73,33

87,69

9,35

7,3

Tétracycline

88,89

100

90,76

43,85

98,15

49,1

Bêta-lactamines

Sulfonamides

sulfaméthoxazole Diaminopyrimidin es Cyclines

ND : Donnée non disponible 29

Il est important de noter que la plupart de ces résultats sont issus d’études ponctuelles, avec un nombre limité de souches. Des données plus fiables sur la résistance aux antimicrobiens des bactéries d’origine animale, ne peuvent être générées que par la mise en place d’un véritable système de surveillance, à l’image du PICRA (Programme intégré canadien de surveillance de la résistance aux antimicrobiens) au Canada et du RESAPATH (Réseau de surveillance de la résistance des pathogènes d’origine animale) en France. La surveillance de la résistance des agents pathogènes des animaux, particulièrement, ceux présents dans la chaine alimentaire de l’homme, est nécessaire pour déterminer l’impact possible sur la santé humaine, des médicaments utilisés pour la santé des animaux destinés à l’alimentation humaine. Dans ces pays qui possèdent des réseaux de surveillance de l’antibiorésistance, les bactéries sélectionnées à des fins de surveillance sont des pathogènes d’origine alimentaire (Campylobacter, Salmonella), des pathogènes entériques commensaux à GRAM négatif (E. coli) et des bactéries commensales à GRAM positif (Enterococcus). E. coli est considéré comme étant un exemple générique de bactérie robuste, à GRAM négatif, colonisatrice de l’intestin, qui peut atteindre l’homme par l’entremise de la chaine alimentaire et par d’autres moyens. En raison de sa capacité à coloniser l’intestin humain, E. coli peut constituer une source de gènes de résistance pour les agents pathogènes chez l’homme ; et même être à l’origine d’infections opportunistes. C’est pourquoi, cette espèce bactérienne a été ciblée dans notre étude expérimentale, objet de la deuxième partie.

DEUXIEME PARTIE : ETUDE EXPERIMENTALE

CHAPITRE I : CARACTERISTIQUES DE LA ZONE D’ETUDE I.1

Eléments sur l’aviculture en Côte d’Ivoire

Cette étude s’est déroulée en Côte d’Ivoire dans le département d’Abidjan et le département d’Agnibilékrou (Figure 3), qui sont d’importantes zones d’aviculture en Côte d’Ivoire (DOSSO (2014). L’aviculture ivoirienne, représentée par un secteur traditionnel fermier et un secteur commercial intensif, a connu un essor considérable au cours de ces dernières années. Les productions de viande de volailles et d’œufs de consommation étaient respectivement de 10 000 tonnes et de 600 millions d’unités en 2007 (DJE, 2007). L’aviculture moderne s’est particulièrement développée en fonction du marché potentiel des villes. Ainsi, plus de 32% des exploitations sont localisées dans le département d’Abidjan (ESSOH, 2006). Les aviculteurs sont plus ou moins spécialisés soit dans l’élevage des poules pondeuses, soit dans l’élevage des poulets de chair ; bien qu’on y trouve des élevages mixtes. Ainsi, dans la zone d’Abidjan, plus de la moitié des unités sont spécialisées dans l’élevage des poulets de chair et à Agnibilékrou, les spéculations « ponte » sont les plus pratiquées (KONE, 2007). Ces unités de production sont caractérisées par une utilisation abusive et non cadrée des antibiotiques. Ainsi, DOSSO (2014) affirme que dans la zone d’Agnibilékrou, l’automédication est pratiquée à 79% et l’administration des antibiotiques aux animaux se fait à 88% par les volaillers qui ne sont pas des personnes formées pour les soins de santé animale. Même dans les cas où les fermes sont suivies par un agent de santé animale, ce suivi reste intermittent. En effet selon le même auteur, seules 57% des fermes suivies restent en contact avec l’agent de santé animale après le traitement.

Les deux départements, Abidjan et Agnibilékrou sont les zones sur lesquelles porte notre étude et elles ont été choisies en fonction de leur importance en termes de production et en termes de spéculation. En effet, ce sont de grandes zones d’aviculture et les deux types de spéculations y sont représentés : les pondeuses

majoritairement

Agnibilékrou

les

poulets

chair,

essentiellement à Abidjan. Cela permettra de porter un jugement sur l’importance de l’antibiorésistance en fonction du type de spéculation, et de juger de l’intensité de l’utilisation des antibiotiques en fonction de la spéculation. Abidjan est la capitale économique de la Côte d'Ivoire, dont la capitale administrative et politique est Yamoussoukro. C’est une ville située sur la côte atlantique. Elle est également la ville la plus peuplée de l'Afrique de l'Ouest francophone. Elle comptait, en 2014, 4 707 000 habitants soit 20% de la population totale du pays, et représenterait 60% du produit intérieur brut du pays (RGPH, 2014). Le département d’Agnibilékrou quand à lui, est à 270 km au nord-est d'Abidjan. Il est situé dans le moyen Comoé et fait frontière avec le Ghana (Figure 3).

Figure 3 : Carte de la Côte d’Ivoire montrant les deux zones d’étude, Abidjan et Agnibilékrou Source : maps.google.sn (captures d’écran du 23 juillet 2015) 34

I.2

Antibiotiques utilisés en aviculture en Côte d’ivoire

En Côte d’Ivoire, les antibiotiques utilisés en santé animale peuvent être regroupés en 7 familles : ce sont les bêta-lactamines, les macrolides, les tétracyclines, les aminosides, les diaminopyrimidines, les quinolones, les polypeptides (Figure 4). Dans le cas d’une antibioprévention, la famille des tétracyclines est la plus utilisée (DOSSO, 2014). En cas de pathologie digestive, les familles des bêta-lactamines, polypeptides et diaminopyrimidines sont les plus utilisées pour un traitement de 1ère intention tandis qu’en 2ème intention, ce sont les bêta-lactamines, quinolones et aminosides qui sont les familles les plus utilisées. En cas de pathologie respiratoire, les familles des macrolides et des tétracyclines sont les plus utilisées pour un traitement de 1ère intention alors que pour un traitement de 2ème intention, la famille des quinolones représente la famille d’antibiotique la plus utilisée par les agents de santé animale (DOSSO, 2014).

Figure 4: Principales familles d’antibiotiques utilisées dans la zone d’Agnibilékrou (Côte d’Ivoire) selon DOSSO (2014)

CHAPITRE II : MATERIEL ET METHODES II.1 Eléments de base de l’étude Cette étude s’inscrit dans le cadre du projet d’évaluation de « l’impact de l’usage des antibiotiques en aviculture sur la santé animale, la santé publique et l’économie des populations en Côte d'Ivoire » qui se déroule en Côte d’Ivoire sur une durée de 2 ans. Ce projet a été financé par l’Union Economique et Monétaire Ouest-Africaine (UEMOA) à travers son « Projet d’Appui à l’Enseignement Supérieur dans les pays de l’UEMOA » (PAES). Ce projet a pour objectifs de : • caractériser les modalités de distribution, d’usage puis contrôler la qualité des antibiotiques destinés à l'aviculture en Côte d’Ivoire ; • recenser les suspicions d’inefficacité et d'effets indésirables des antibiotiques rencontrées en aviculture ; • rechercher les résidus d'antibiotiques dans les denrées d'origine avicole (œufs et viande) ; • rechercher les souches d’Escherichia coli et Salmonella antibiorésistantes dans les fermes avicoles ; • évaluer les risques associés à l’usage en aviculture des antibiotiques sur la santé animale et la santé publique ; • estimer l’impact économique des risques liés à l’usage des antibiotiques en aviculture en Côte d’Ivoire. Notre travail a porté sur les souches d’Escherichia coli antibiorésistantes. Les prélèvements ont été faits en Côte d’Ivoire dans la zone d’Abidjan et d’Agnibilékrou qui sont, comme mentionné plus haut, de grandes zones d’aviculture en Côte d’Ivoire (ESSOH, 2006).

II.2 Matériel d’étude II.2.1 Matériel d’isolement et d’identification Le matériel biologique est constitué de 100 prélèvements de fèces effectués dans les fermes avicoles de la périphérie d’Abidjan et d’Agnibilékrou. Le matériel d’analyse de laboratoire est constitué par du matériel lourd et du petit matériel. o Matériel lourd : autoclave, système de chauffage à gaz, incubateur, réfrigérateur, congélateur, balance de précision, casserole. o Petit matériel : bécher, éprouvettes graduées, bec bunsen, anse à usage unique, boîtes de Pétri, parafilm, entonnoir muni de potence, tubes de bactériologie à vis, tubes à hémolyse, pipettes Pasteur, portoirs, marqueurs. o Milieux de cultures et réactifs : eau peptonnée tamponnée, gélose MacConkey, gélose nutritive, Citrate de Simmons, Hajna Kligler, Mannitol mobilité, disques oxydase, Urée indole, réactif de Kovacs. II.2.2 Matériel utilisé pour l’antibiogramme et la cryoconservation Matériel d’analyse : boites de Pétri, écouvillons, tubes à hémolyse, portoirs, distributeurs

disques

d’antibiotique,

double

décimètre,

tubes

cryoconservation à vis. Réactifs et milieux de culture : eau distillée, eau physiologique, disques d’antibiotique, glycérol. Le tableau III donne les détails sur les antibiotiques utilisés pour l’antibiogramme.

Tableau III : Liste des antibiotiques utilisés et répartis par famille Familles

Antibiotiques

Codification Charge du disque utilisé

Quinolones

Fluméquine

UBN30

30ug

Tétracyclines

Doxycycline

DOX30

30ug

Tétracycline

TET30

30ug

Sulfamides

Sulfonamides

SUL200

200ug

Nitrofuranes

FTN300

300ug

Aminoglycosides

Gentamicine

GMI15

15ug

Streptomycine

SMN10

10ug

Cefuroxime

CXM30

30ug

Ceftriaxone

CRO30

30ug

Ampicilline

AMP10

10ug

Betalactamines

Polymixines

Colistine

CST50

50ug

Phénicolés

Chloramphénicol

CHL30

30ug

Associations

Amoxicilline-

AMC30

20/10ug

SXT25

1,25/23,75ug

 Betalactamines (pénicillines) –

acide clavulanique

Inhhibiteur de a betalactamase  Diaminopyrimidines-

TrimétoprimeSulfamethoxazole

Sulfamides

II.3 Méthodes d’étude II.3.1 Méthode d’échantillonnage et de prélèvement L’échantillonnage a été fait sur la base d’un total de 508 fermes à savoir 382 à Abidjan et 126 à Agnibilékrou ; un niveau de confiance de 95% a été considéré et une marge d’erreur de 10% a été retenue pour l’ensemble des deux zones d’étude. En l’absence d’étude similaire portant sur la zone de couverture qui puisse donner une prévalence attendue, un niveau de prévalence attendue de 50% a été considéré. Avec ces données, le calcul de taille de l’échantillon avec le logiciel Win épiscope version 2.0 donne une taille d’échantillon de 81 fermes. Mais les prélèvements ont été faits dans 150 fermes au lieu de 81, pour pallier d'éventuels défauts de qualité de certains prélèvements. La matière prélevée était les fèces. A l’intérieur de chaque ferme retenue, un seul prélèvement est réalisé lorsque la ferme ne contient qu’un bâtiment. Pour les fermes composées de plus de deux bâtiments, deux prélèvements sont réalisés dans deux bâtiments différents. Chaque prélèvement est composé d’un pool de cinq prises; dont quatre sont prélevées aux quatre coins du bâtiment et la 5ème au milieu. Les prélèvements ont été faits au moyen d’abaisse-langues et emballés dans des sachets stériles. Ils ont ensuite été stockés dans des glacières contenant des accumulateurs de froid sur le terrain avant d’être transférés au site de stockage et congelés à – 20°C. Ils ont enfin été transportés jusqu’à l’EISMV sans rupture de la chaine de froid et stockés à la même température de congélation jusqu’au jour des analyses. Les prélèvements ont été analysés au Laboratoire de Microbiologie de l’EISMV de Dakar.

II.3.2 Méthode d’isolement à partir des échantillons fécaux  Chaque échantillon a été pesé puis homogénéisé dans de l’eau peptonnéetamponnée (EPT) contenue dans un sachet stomacher à filtre, selon le rapport 1/10 (10 ml d’EPT pour 1 g de fèces).  Le filtrat a été prélevé et ensemencé sur la gélose Mac Conkey par la méthode des quatre cadrans et en utilisant un écouvillon à usage unique, afin de produire la culture primaire de chaque échantillon fécal.  La gélose et le sachet de bouillon fécal ont ensuite été incubés à 37°C pendant 18 à 20h.  A l’issue de l’incubation, quatre colonies caractéristiques (colonies lactose positif de couleur rose) ont été prélevées et ensemencées individuellement sur de la gélose nutritive en tube incliné, pour chacune des boites présentant une croissance bactérienne suffisante. Les tubes ont ensuite été incubés à 37°C pendant 18 à 20h. Toutes les colonies ont été prélevées pour les boites présentant moins de quatre colonies caractéristiques. Les échantillons n’ayant pas cultivé, ont été repris à partir du filtrat incubé pour être sûr qu’ils sont positifs ou définitivement négatifs. Ces colonies ainsi isolées ont ensuite été identifiées. II.3.3 Méthode d’identification à partir des échantillons fécaux Les cultures pures en tube ont été soumises au test de l’oxydase. Toutes les cultures négatives au test de l’oxydase ont été identifiées à partir de la galerie d’identification classique ; celle-ci comprenant les milieux Citrate de Simmons, Hajna Kligler, Mannitol mobilité, et Urée indole. Ont été retenus comme E. coli, les souches présentant, à l’issue d’une incubation à 37°C pendant 18 à 20h, les caractères suivants : Citrate négatif, Lactose

positif, Glucose positif, Gaz positif, SH2 négatif, mobilité positive, mannitol positif, Urée négatif et indole positif (Figure 5). Les isolats retenus comme étant Escherichia coli ont été testées en les soumettant à l’action de 14 antibiotiques de 9 familles différentes (Tableau III)

Figure 5: Protocole d’identification d’E. coli en galerie classique d’après NDIAYE (2010)

II.3.4 Méthode utilisée pour la réalisation et l’interprétation de l’antibiogramme L’antibiogramme a porté sur la totalité des souches isolées. La méthode utilisée est celle de la diffusion sur gélose des disques d’antibiotiques, telle que décrite par le Comité de l’Antibiogramme de la société Française de Microbiologie

(CA-SFM). La méthode utilisée pour l’interprétation des diamètres d’inhibition est celle spécifiée par les recommandations 2014 du CA-SFM. Tous ces antibiotiques sont utilisés en médecine vétérinaire et/ ou en médecine humaine sauf le chloramphénicol dont l’usage est interdit dans beaucoup de pays aussi bien en médecine humaine que vétérinaire à cause du risque d’aplasie médullaire qu’il induit (http://www.codage.ext.cnamts.fr, 2007). Une petite quantité de chaque isolat positif à l’identification a été inoculé après cette incubation dans un tube contenant 10 ml d’eau distillée stérile. Après incubation, le contenu du tube est homogénéisé pendant quelques secondes. La suspension a été prélevée avec un coton-tige et ensemencée en tapis sur toute la surface d’une gélose Mueller-Hinton. Le milieu Mueller-Hinton ainsi ensemencé a été par la suite séché pendant 5 mn à la température ambiante et, après dépôt des disques d’antibiotiques, le milieu a été incubé à 37°C pendant 18 à 20h. La lecture a été faite en mesurant le diamètre du halot claire formé autour des disques, témoin de l’inhibition de la croissance bactérienne. L’interprétation a été faite qualitativement pour chaque antibiotique et chaque souche bactérienne, en comparant le diamètre mesuré au standard donné par les recommandations 2014 du Comité de l’Antibiogramme de la Société Française de Microbiologie (CA-SFM). II.3.5 Enregistrement et analyse des données Les données ont été enregistrées dans le tableur Microsoft Excel 2010 qui a également servi au calcul des taux, à la construction des graphiques et des tableaux. Elles ont ensuite été transférées dans le logiciel d’analyse R version 3.1.2 pour la réalisation des tests statistiques servant à comparer les taux dans les deux zones Abidjan et Agnibilékrou. Pour les tests statistiques, un niveau de confiance de 95% a été considéré donc un degré de signification de 5%. Quand 42

les fréquences attendues étaient supérieures à 5, le test de Khi carré est réalisé. Mais quand les fréquences attendues étaient inférieures à 5, le test exact de Fisher est réalisé. La différence est dite significative si la p value obtenue est inférieure à 5%.

CHAPITRE III : RESULTATS III.1 Résultats globaux Au total, 175 isolats ont fait l’objet d’un test de sensibilité à 14 antibiotiques différents. Ces isolats proviennent de 100 échantillons fécaux prélevés de 85 fermes (pour 15 fermes, il a été prélevé 2 échantillons par ferme). Des niveaux variables de résistance ont été enregistrés pour 13 des 14 antibiotiques concernés (figure 6). Toutefois, lorsque pour un même échantillon, 2 isolats présentaient les mêmes profils de sensibilité, il n’a été pris en compte dans le calcul de la prévalence, qu’un seul isolat. Ainsi, sur les 175 isolats testés, les résultats cidessous ne concernent plus que 169. Pour l’ensemble des isolats testés, les taux de résistance les plus élevés ont été obtenus pour les tétracyclines (99%), les sulfonamides

(83%),

triméthoprime-sulfaméthoxasole

(78%),

streptomycine (73%). Des taux de résistance moyens ont été enregistrés pour la fluméquine (57%), l’ampicilline (50%); pour les six antibiotiques restants, des taux de résistance faibles ont été enregistrés. Ils concernent la colistine (31%), l’amoxicilline-acide clavulanique (21%), le chloramphénicol (20%), la gentamycine (4%), la nitrofurantoine (1%). Seul le ceftriaxone (0%) n’était concerné par aucune résistance comme l’indique la figure 6. Il est important de noter que les cinq plus forts taux de résistance enregistrés concernaient trois familles : celle des cyclines (doxycycline, tétracycline), celle des sulfamides (sulfonamides et thriméthoprime-sulfaméthoxasole) et la famille des aminoglycosides (streptomycine). Par ailleurs, le deuxième représentant de cette dernière famille (la gentamycine) enregistre un taux assez faible (4%) par rapport à la streptomycine (73%) (Figure 6).

Ceftriaxone Nitrofuranes Sulfonamides Tétracycline Doxycycline Trimétoprimesulfamethoxasole Flumequine Amoxicilline Streptomycine Céfuroxime Chloramphénicol Ampicilline Sensibles Intermediaires

Colistine

Résistants Gentamycine 0

100

120

Figure 6 : Prévalences des différents profils de sensibilité des souches d’E. coli isolées de prélèvements fécaux avicoles dans la zone d'Abidjan et d’Agnibilékrou (Côte d'Ivoire) n : 169

De façon globale, une forte prévalence de la multirésistance a été enregistrée. La totalité des 169 isolats était résistante à au moins deux antibiotiques. On constate que 6% des isolats sont résistants à moins de quatre antibiotiques et que le quart (25%) est résistant à 4 à 5 antibiotiques. Presque la moitié (45%) des souches multirésistantes concerne 6 à 7 antibiotiques tandis que seulement 21% des souches sont résistantes à 8 ou 9 antibiotiques. Enfin, un seul isolat était résistant à 10 antibiotiques. Le tableau IV donne les détails de la répartition de la multirésistance en fonction du nombre d’antibiotique et la figure 7 en représente la synthèse.

Tableau IV : Proportion d' E. coli multirésistants isolés d'échantillons fécaux avicoles dans la zone d'Abidjan et d'Agnibilékrou (Côte d’Ivoire). n : 169

RESISTANTS A 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 TOTAL

NOMBRE D’ISOLATS RESISTANTS 6 4 16 26 41 39 24 12 1 0 0 0 0 169

PREVALENCE DE LA MULTIRESISTANCE (%) 4 2 10 16 24 22 14 7 1 0 0 0 0 100

Plus de 9 antibiotiques 1%

Moins de 4 antibiotiques 6%

8à9 antibiotiques 21%

4à5 antibiotiques 25%

6à7 antibiotiques 47%

Figure 7: Prévalence des souches d’E. coli multirésistants isolées d’échantillons fécaux avicoles dans la zone d’Abidjan et d’Agnibilékrou (Côte d’ Ivoire) n : 169 III.2 Résultats en fonction de la zone d’étude En analysant les résultats séparément en fonction de la zone d’étude on observe une même tendance quant aux valeurs des taux de résistances. II.2.1 Résultats de la zone d’Abidjan Pour la zone d’Abidjan, les plus fortes prévalences ont été enregistrées pour les cyclines (99%), les sulfonamides (82%) le sulfamide-triméthoprime (80%), la streptomycine (70%) ; viennent ensuite la fluméquine (57%), et l’ampicilline (54%). Trois antibiotiques enregistrent des taux moyens, ce sont : la colistine (36%), l’amoxicilline-acide clavulanique (23%) et le chloramphénicol (18%). Les plus faibles prévalences concernaient la Gentamycine (6%), le céfuroxime (4%) la nitrofurantoine (0%), et le ceftriaxone (0%). La figure 8 présente ces taux de résistance, ainsi que les taux de prévalence des souches intermédiaires et des souches sensibles pour la zone d’Abidjan.

Ceftriaxone

Nitrofurantoines

Sulfonamides

Tétracyclline

Doxycycline TrimétoprimeSulfamethoxasole Fluméquine Amoxycilline-Acide clavulanique Streptomycine

Céfuroxime

Chloramphénicol

Ampicilline

Sensibles Intermediaires

Colistine

Résistants Gentamycine 0

100

120

Figure 8: Prévalence des souches sensibles, intermédiaires et résistantes aux antibiotiques issues de prélèvements fécaux avicoles dans la zone d’Abidjan (Côte d’Ivoire) n : 79 48

Concernant la multirésistance, dans la zone d’Abidjan, la totalité des isolats était résistante à au moins 2 antibiotiques. Seulement 3% des souches étaient résistantes à 2 ou 3 antibiotiques (moins de 4 antibiotiques). Plus du quart (27%) des souches s’est révélée résistante à 4 à 5 antibiotiques pendant que 44 % des souches l’étaient pour 6 à 7 antibiotiques. Pour 8 à 9 antibiotiques, une prévalence de 25% a été obtenue. Enfin, aucune souche ne s’est révélée résistante à plus de 9 antibiotiques. Ces résultats sont présentés en détails par le tableau V et également illustrés par la figure 9.

Tableau V : Proportion d’E. coli multirésistants isolés d’échantillons fécaux avicoles dans la zone d’Abidjan (Côte d’ Ivoire). n: 79 RESISTANTS A 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 TOTAL

NOMBRE D’ISOLATS RESISTANTS 2 1 7 14 21 14 14 6 0 0 0 0 0 79

PREVALENCE DE LA MULTIRESISTANCE (%) 2 1 9 18 26 18 18 8 0 0 0 0 0 100

moins de 4 antibiotiques 4% 8à9 antibiotiques 25%

4à5 antibiotiques 27%

6à7 antibiotiques 44%

Figure 9 : Prévalence de la multirésistance des souches d’E. coli isolées de prélèvements fécaux avicoles dans la zone d'Abidjan (Côte d’ Ivoire). n : 79 II.2.2 Résultats de la zone d’Agnibilékrou Dans la zone d’Agnibilékrou, les plus forts taux de résistance concernaient les mêmes antibiotiques, de même que les résistances moyennes et les plus faibles prévalences. C’est ainsi que pour les cyclines, il a été enregistré les plus fortes prévalences de résistance (100%) ; elles sont suivies par les sulfonamides (84%), la streptomycine

(77%),

l’association

sulfamide-triméthoprime

(76%),

fluméquine (57%), et l’ampicilline (47%). Les taux de prévalence moyens ont été notés pour la colistine (27%), l’amoxicilline-acide clavulanique (19%). Enfin, les plus faibles prévalences ont porté sur la gentamycine (2%), le céfuroxime (1%), et le ceftriaxone (0%) qui n’était concerné par aucune souche résistante. Ces valeurs sont illustrées par la figure 10 et la figure 11 présente une comparaison de ces taux avec ceux de la zone d’Agnibilékrou. 50

Ceftriaxone

Nitrofurantoines

Sulfonamides

Tétracyclline

Doxycycline

TrimétoprimeSulfamethoxasole Fluméquine Amoxycilline-Acide clavulanique Streptomycine

Céfuroxime

Chloramphénicol Sensibles Intermediaires

Ampicilline

Résistants Colistine

Gentamycine 0

100

120

Figure 10 : Prévalences des différents profils de sensibilité des souches d’E. coli isolées de prélèvements fécaux avicoles dans la zone d'Agnibilékrou (Côte d'Ivoire) n : 90 51

100 90 80 70 60 50

40 30 20 10 0

AGNIBILEKROU U ABIDJAN

Figure 11: Comparaison des prévalences de la résistance des souches d’E. coli issues de prélèvements fécaux avicoles dans les deux zones d’étude. Abidjan : 79 isolats / Agnibilékrou : 90 isolats

En comparant les deux zones d’étude, on se rend compte d’une répartition similaire des taux de prévalence (figure 11). Néanmoins de légères différences se dégagent notamment pour la gentamycine (Abidjan 6%, Agnibilékrou 1%), la streptomycine

(Abidjan

70%,

Agnibilékrou

77%),

l’amoxicilline-acide

clavulanique (Abidjan 23%, Agnibilékrou 19%), et le triméhoprimesulfaméthoxasole (Abidjan 80%, Agnibilékrou 76%).

Ces différences de 52

prévalence restent minimes et ne dépassent guerre 7%. En outre, l’analyse statistique a montré qu’il n’existe aucune différence significative entre les prévalences observées dans la zone d’Abidjan et celles observées dans la zone d’Agnibilékrou au niveau de confiance de 95% (Tableau VI). Tableau VI : Analyse statistique des différences de prévalence constatées dans les zones d’Abidjan et d’Agnibilékrou

Amoxicilline P value

Fluméquine

p value

Sensibilité

0.5329

ABIDJAN

AGNIBILEKROU 17

0.3011

TriméthoprimeSulfaméthoxazole R NR

p value 0.629

Gentamycine

p value

Colistine

p value

Ampicilline

p value

Sensibilité

0.2538

0.2174

0.9427

ABIDJAN

AGNIBILEKROU

Chloramphénicol Sensibilité R. ABIDJAN 14 AGNIBILEKROU 19

NR 65 71

p value

Céfuroxime

p value

Streptomycine

0.2174

R 3 1

0.5792

R. 55 69

NR 76 89

p value

NR 24 21

0.3011

Doxycycline P value Tétracycline

p value

sulfonamides

p value

Sensibilité

0.4675

0.7055

ABIDJAN

AGNIBILEKROU 90

Nitrofurane Sensibilité R NR ABIDJAN 0 79 AGNIBILEKROU 2 88

0 ,4675 R

p value 0.4992

Ceftriaxone R NR 0 79 0 90

p value 0.4992

Pour p value < 0 ,05 la différence est dite significative et dans le cas contraire, elle est dite non significative. Pour tous les 14 antibiotiques testés, la différence observée entre la zone d’Abidjan et celle d’Agnibilékrou est non significative. Pour ce qui est de la multirésistance, dans la zone d’Agnibilékrou également, la totalité des isolats était résistant à au moins 2 antibiotiques. Seulement 4% des souches étaient résistantes à 2 ou 3 antibiotiques (moins de 4 antibiotiques). Près du quart (23%) des souches s’est révélé résistant à 4 à 5 antibiotiques pendant que la moitié (50 %) des souches l’était pour 6 à 7 antibiotiques. Pour 8 à 9 antibiotiques, une prévalence de 18% a été obtenue. Enfin, une seule souche s’est révélée résistante à plus de 9 antibiotiques (10 antibiotiques). Ces résultats sont présentés en détails par le tableau VII et également illustrés par la figure 12.

Tableau VII : Proportion d’E. coli multirésistants isolés d’échantillons fécaux avicoles dans la zone d’Agnibilékrou (Côte d’ Ivoire). n : 90 RESISTANTS A 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 TOTAL

NOMBRE D’ISOLATS RESISTANTS 4 3 9 12 20 25 10 6 1 0 0 0 0 90

PREVALENCE DE LA MULTIRESISTANCE (%) 5 4 10 13 22 28 11 7 1 0 0 0 0 100

Plus de 9 antibiotiques 1% 8à9 antibiotiques 18%

moins de 4 antibiotiques 8%

4à5 antibiotiques 23%

6à7 antibiotiques 50%

Figure 12 : Prévalence des souches d’E. coli multirésistants isolées d’échantillons fécaux avicoles dans la zone d’Agnibilékrou (Côte d’ Ivoire). n :90

CHAPITRE IV : DISCUSSION ET RECOMMANDATIONS IV.1 Discussion de la méthode IV.1.1

Discussion de la méthode d’échantillonnage et d’analyse

Les échantillons de fèces ont été choisis parce que les E. coli sont pour l’essentiel d’origine digestive. Les fèces jouent également un

rôle de

dissémination de bactéries entrainant une contamination environnementale qui affecte la santé publique. L’étude porte au total sur 100 échantillons provenant de 85 fermes (Pour 15 fermes il a été prélevé 2 échantillons par ferme), les résultats obtenus sont provisoires vue que les prélèvements ont porté sur un total de 150 fermes dans le projet de recherche. L’échantillon représentatif étant de 81 fermes selon nos calculs, les résultats bien que provisoires du fait du nombre des échantillons, restes néanmoins représentatifs. Les analyses de laboratoire ont été toutes effectuées selon des techniques standardisées. Les échantillons récoltés dans les fermes de la zone d’Abidjan et d’Agnibilékrou ont été congelés, transportés au Sénégal et analysés au Laboratoire de microbiologie de l’EISMV de Dakar. Cette étude qui reste ponctuelle, donne une image de l’antibiorésistance en un moment précis. Une étude longitudinale sur plusieurs mois, donc couvrant les différentes saisons donnerait une meilleure évaluation de cette antibiorésistance. IV.1.2

Discussion de la technique utilisée pour l’antibiogramme

Les tests d’antibiogramme ont été effectués également à l’EISMV selon les règles générales édictées par le Comité de l’Antibiogramme de la Société Française de Microbiologie (CA-SFM). Les 14 antibiotiques ont été choisis, à l’exception du chloramphénicol, en fonction de leur importance économique ou hygiénique. En effet, il s’agit de molécules couramment utilisées en médecine humaine et / ou vétérinaire, ou utilisées uniquement en cas d’échec thérapeutique. Le choix du chloramphénicol 56

se justifie par le fait que c’est une molécule interdite d’usage chez les animaux de production. Il s’agit donc de vérifier si cette interdiction est respectée ou si au contraire la molécule est toujours utilisée; le développement des résistances étant étroitement lié à l’usage de l’antibiotique. IV.2 Discussion des résultats La résistance a été observée vis-à-vis de 13 antibiotiques parmi les 14 testés. Les taux de résistance les plus élevés ont été obtenus pour les cyclines (99%), les sulfonamides

(83%),

triméthoprime-sulfaméthoxasole

(79%),

streptomycine (73%) ; tandis que les taux les plus faibles ont été enregistrés pour la gentamycine (4%), la nitrofurantoine (1%) et le ceftriaxone (0%). Nos résultats sont similaires à ceux rapportés par de nombreux auteurs dont les études ont porté sur les mêmes antibiotiques. En effet, au Sénégal, plusieurs études (FOFANA et al. 2006 ; DIOUF, 2006 ; SOUMAILA-GARBA, 2012 ; VOUNBA, 2012) ont rapporté des taux de résistances comparables à ceux que nous avons obtenus pour les tétracyclines, la streptomycine, le triméthoprime-sulfaméthoxazole et la gentamycine. L’étude de FOFANA et al. (2006) rapporte des taux de prévalence de 89% pour la tétracycline et 56% pour la streptomycine sur un total de 102 isolats. DIOUF (2006) donne des prévalences de 91% pour la tétracycline et 52% pour la streptomycine après caractérisation de 85 isolats. Toutes ces deux études ont porté sur des souches issues de viande de poulet de chair. Quant à SOUMAILA-GARBA (2012), après avoir testé 58 souches issues de cas de colibacillose aviaire et isolées par NDIAYE (2010), enregistre les prévalences suivantes : 95% pour la tétracycline, 90% pour les sulfonamides, 65% pour le triméthoprime-sulfamethoxasole et 71% pour la streptomycine.

Enfin, sur un total de 173 isolats testés (issus d’eau d’abattage, d’eau d’abreuvement, d’écouvillons de carcasse et de fèces), VOUNBA (2012) donne des prévalences élevées pour la tétracycline (94%), les sulfonamides (90%), le triméthoprime-sulfaméthoxasole (85%), la streptomycine (59%). Nos résultats sont conformes aux données issues de cette étude. Nous notons également que ces résultats obtenus sont conformes à l’utilisation des molécules étudiées, en Côte d’Ivoire. En effet, selon DOSSO (2014), parmi les antibiotiques les plus utilisés en aviculture en Côte d’Ivoire, en termes de quantité, figurent les tétracyclines (46%) et les sulfonamides (10%). Ces familles d’antibiotiques correspondent à celles pour lesquelles nous enregistrons de fortes prévalences de l’antibiorésistance des E. coli (tétracycline 99%, sulfonamides 83%). Les familles d’antibiotiques à faible niveau de résistance selon notre étude, sont caractérisées par de faibles fréquences d’utilisation dans l’étude de DOSSO (2014). C’est le cas des bêta-lactamines et des nitrofuranes, qui sont utilisées respectivement à 5 et 4% en termes de quantité selon le même auteur et pour lesquels nous avons obtenu des taux de résistance faible (ceftriaxone 0%, céfuroxime 2%, nitrofuranes 1%). Cela suggère un lien étroit entre l’utilisation abusive des antibiotiques en Côte d’ivoire et l’émergence des souches d’E. coli résistantes. Partant de là, la forte prévalence obtenue pour le chloramphénicol (20%) qui est interdit d’utilisation, signifierait que cet antibiotique continue d’être utilisé et à une proportion non négligeable, par les éleveurs de volailles en Côte d’ivoire. Ce résultat est par ailleurs conforme à celui obtenu par YANG et al. (2004) en Chine soit 24%, VOUNBA (2012) soit 21% et SOUMAILA GARBA (2012) soit 21% au Sénégal.

Les fortes prévalences obtenues pour les tétracyclines, les sulfamides et les diaminopyrimidines, pourraient se justifier par l’ancienneté de ces molécules en thérapeutique dans l’aviculture en plus de l’utilisation abusive. Dans la famille des aminosides, un fort taux a été enregistré pour la streptomycine (73%) contre seulement 4% pour la gentamycine. Le taux de la gentamycine pourrait s’expliquer par le fait que les aminosides demeurent moins utilisés en aviculture en Côte d’Ivoire (6,43%) en termes de quantité pour la famille des aminosides) ainsi que l’a rapporté DOSSO (2014). Le fort taux de la streptomycine s’expliquerait par l’ancienneté de la molécule en thérapeutique. Quant aux quinolones, la prévalence obtenue (57%) pour la fluméquine qui fait partie de la première génération est au-dessus de celle obtenue par NDIAYE (2010) soit 31,48 %. En ce qui concerne la multirésistance, notons que tous les isolats testés se sont révélés résistants à au moins 2 antibiotiques et que ce résultat est similaire à celui rapporté par DIOUF (2010) qui révèle une prévalence de 100% pour au moins 1 antibiotique mais pour un nombre d’isolats plus modeste (85 au total). Nos résultats corroborent également ceux obtenus par SOUMAILA-GARBA (2012). Cet auteur donne une prévalence de 88 % pour une multirésistance intéressant au moins 4 antibiotiques et un seul de ses 58 isolats s’est révélé résistant à 9 antibiotiques. Par contre, nous observons une différence entre nos résultats et ceux obtenus par d’autres études comme celles faites par le PICRA (2009) au Canada et par JOHNSON et al. (2011) aux U.S.A. Ces publications rapportent des prévalences respectives de 43,85% et 49,10% pour les tétracyclines et pour la streptomycine, de 45,0% et 44,5% respectivement. Ces différences dans les résultats seraient liées à des fréquences d’utilisation différentes des antibiotiques dans la prophylaxie et les traitements selon les 59

pays, mais aussi pourraient avoir été influencés par les nombres d’isolat qui sont assez différents d’une étude à une autre. Les résultats obtenus dans cette étude permettent de documenter les profils de résistance aux antimicrobiens des bactéries d’origine aviaire en Côte d’Ivoire. IV.3 Recommandations et perspectives La propagation de bactéries pathogènes résistantes aux antibiotiques est une des menaces les plus sérieuses pour un traitement efficace d’une maladie. La menace existe dans les pays développés et en particulier dans les pays en voie de développement où l’automédication est courante. Les hauts niveaux de résistance observés dans la présente étude concernent les antibiotiques fréquemment employés en médecine vétérinaire mais aussi humaine. Pour un pays comme la Côte d’Ivoire où l’aviculture semi-industrielle est en pleine expansion, il importe au plus haut point et dans la droite ligne du concept d’une seule santé «One Health », que soient mis en place des moyens permettant de réglementer l’usage des antibiotiques. Cela est indispensable afin que l’utilisation de ces molécules ne soit pas un tremplin à la propagation de souches résistantes et multirésistantes. Au vu des différents résultats que nous avons obtenus dans la présente étude, nous formulons les recommandations suivantes à l’endroit : manque d’hygiène et au danger de l’utilisation incontrôlée des antibiotiques. Il est aussi important de mettre en place un réseau de surveillance de l’antibiorésistance à l’image du PICRA qui aura pour tâche de contrôler l’émergence et la propagation des souches résistantes ; éleveurs : promouvoir l’hygiène dans les élevages afin d’éviter une utilisation abusive d’antibiotiques et de mettre sur le marché des denrées ne répondant pas aux exigences de santé publique ;

ne : renforcer la collaboration en vue d’une synergie d’action dans le contrôle des zoonoses et d’une surveillance intégrée de la résistance aux antimicrobiens (RAM) des bactéries d’origine humaine, animale et alimentaire. recherches sur les résistances bactériennes aux antibiotiques afin de mieux connaitre ce phénomène et pouvoir proposer des solutions de maîtrise efficaces aux acteurs publics, du domaine des productions animales et de la santé publique. Cette étude n’ayant portée que sur 100 échantillons, il convient de la poursuivre afin d’analyser tous les échantillons prélevés et avoir ainsi une meilleure vue de l’état de la multirésistance dans les zones d’Abidjan et d’Agnibilékrou. Aussi, les souches multirésistantes isolées dans la présente étude doivent faire l’objet d’investigations plus poussées, notamment en caractérisant les gènes et supports de cette multirésistance.

CONCLUSION GENERALE Depuis les années 50, les antibiotiques sont utilisés pour le traitement des maladies infectieuses d’origine bactérienne chez les animaux et les hommes. Ils constituent la première classe de médicaments vétérinaires utilisés. Mais cette prépondérance des antibiotiques a entrainé un usage abusif, qui est à l’origine de la sélection des souches résistantes chez les animaux et chez l’homme. En effet, leur utilisation constante induit une pression de sélection qui est à l’origine de multiples risques. D’abord il s’agit des échecs de traitement chez l’animal; ensuite, du développement de souches zoonotiques résistantes aux antibiotiques. Enfin, l’émergence de la résistance bactérienne aux antibiotiques contribue à la constitution d’un réservoir de gènes de résistance, capables d’être transmis par différents véhicules, à des souches pathogènes pour l’homme à travers l’alimentation et l’environnement. Escherichia coli, qui est un hôte commun des réservoirs digestifs des humains et des animaux, fait partie de ces bactéries dont la résistance aux antibiotiques pose un problème de santé publique. Son étude est donc d’une importance capitale. E. coli, en plus d’être impliqué dans les pertes économiques en aviculture, présente un potentiel zoonotique et joue un rôle important dans l’émergence et la propagation de la résistance bactérienne aux antibiotiques. La colibacillose est l’une des principales causes de pertes économiques en aviculture en termes de morbidité, mortalité et de saisies de carcasses. Les souches zoonotiques d’E. coli sont responsables de la plupart des cas d’infections du tractus urinaire chez l’homme dans le monde. En plus, E. coli développe aisément des résistances lorsqu’il est mis en contact avec des antimicrobiens. Il peut surtout être un vecteur potentiel de gènes de résistance pour les autres bactéries de la flore digestive ; aussi bien les pathogènes que les commensales. Cela est dû à sa grande plasticité génomique ; d’où l’intérêt qu’il 62

suscite dans le monde de la recherche sur les résistances bactériennes aux antibiotiques. L’antibiorésistance d’E. coli a fait donc l’objet de plusieurs publications. Mais contrairement au reste du monde, en Afrique et plus particulièrement en Côte d’ivoire, il existe peu de travaux sur ce sujet. Notre étude qui s’inscrit dans l’optique de combler cette lacune, vise à déterminer la prévalence des souches d’E. coli antibiorésistantes dans les élevages avicoles d’Abidjan et d’Agnibilékrou, qui sont les deux principales zones d’aviculture en Côte d’Ivoire. Nos travaux ont porté sur 100 prélèvements issus de 85 fermes avicoles situées dans les zones d’étude; ensuite, à partir de ces prélèvements, ont été isolées 175 souches d’E. coli. Enfin, ces isolats ont été soumis au test de sensibilité avec 14 antibiotiques, choisis selon leur importance en aviculture et en santé publique. Les résultats obtenus ont été analysés globalement, mais aussi en tenant compte de la zone de prélèvement. Les résultats de l’antibiogramme ont montré, une résistance des E. coli à 13 des 14 antibiotiques testés. Les taux de résistance les plus élevés ont été enregistrés avec les tétracyclines (99%), les sulfonamides (83%), le triméthoprimesulfaméthoxasole (78%), et la streptomycine (73%) ; tandis que les taux les plus faibles l’ont été pour la gentamycine (4%), la nitrofurantoine (1%). Le ceftriaxone qui est un antibiotique de seconde intention en médecine humaine s’est révélé fort heureusement efficace sur la totalité des isolats. Par contre, concernant

le chloramphénicol, qui est pourtant un antibiotique interdit

d’utilisation, la prévalence des souches résistantes s’élevait à 20%. L’antibiogramme a également révélé une forte prévalence de la multirésistance. C’est ainsi que 94 % des isolats testés étaient résistants à au moins 4 antibiotiques. Presque la moitié des souches (48%), étaient résistantes à 6 ou 7 antibiotiques.

Une analyse statistique des prévalences dans les deux zones d’étude et pour chacun des 14 antibiotiques a conclu à une différence non significative à un niveau de confiance de 95%. Au vu de ces résultats, il apparait clairement que les souches d’E. coli isolées de poulets cliniquement sains en Côte d’Ivoire constituent une potentielle source de dissémination de la résistance aux antibiotiques. De ce fait, des mesures rigoureuses d’hygiène et une utilisation plus rationnelle des antibiotiques dans les élevages sont à promouvoir. Cela passe par la sensibilisation des populations et surtout des aviculteurs, afin de limiter les risques zoonotiques et les pertes économiques dues à la maladie et à l’émergence des résistances. En plus de ces mesures d’hygiène, des recherches complémentaires méritent d’être conduites afin de caractériser davantage les E. coli aviaires qui sévissent dans les zones d’étude en Côte d’Ivoire. Ces études pourraient consister à déterminer la prévalence des gènes d’antibiorésistance, et éventuellement des gènes de virulence ; notamment pour les souches multirésistantes isolées dans cette étude. Par la suite, il conviendra de faire un séquençage génétique de ces souches afin d’en connaître les groupes phylogénétiques.

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d’antibiorésistance des Escherichia coli dans les fermes de poulets de chair de la zone péri-urbaine de Dakar (Sénégal). Mém. Master, EISMV, 3 V

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47 WALES A. D., WOODWARD M. J. ET PEARSON G. R., 2005 - Attachingeffacing bacteria in animals. J. of Comp. Pathol., 132 (1) : 1-26

48 YANG H., CHEN S., WHITE D. G., ZHAO S., MCDERMOTT. WALKER R. ET MENG J., 2004 - Characterisation of multiple antimicrobial-resistant Escherichia coli isolates from diseased chickens and swine in China. J. of clinical Microbiol., 42 (8) : 3483-3489

49 http://www.techno-science.net/?onglet=glossaire&definition=1002 consulté le 07 mai 2015

50 http://www.ecl-lab.com/fr/ecoli/ consulté le 30 mars 2015

ANNEXES

SERMENT DES VETERINAIRES DIPLOMES DE DAKAR « Fidèlement attaché aux directives de Claude BOURGELAT, fondateur de l’enseignement vétérinaire dans le monde, je promets et je jure devant mes maîtres et mes aînés: d’avoir en tous moments et en tous lieux le souci de la dignité et de l’honneur de la profession vétérinaire ; d’observer en toutes circonstances les principes de correction et de droiture fixés par le code de déontologie de mon pays; de prouver par ma conduite, ma conviction, que la fortune consiste moins dans le bien que l’on a, que dans celui que l’on peut faire ; de ne point mettre à trop haut prix le savoir que je dois à la générosité de ma patrie et à la sollicitude de tous ceux qui m’ont permis de réaliser ma vocation.

Que toute confiance me soit retirée s’il advient que je me parjure »

Résumé

Abstract

L’objectif de cette étude était de déterminer la prévalence des souches d’E. coli antibiorésistantes dans les élevages avicoles d’Abidjan et d’Agnibilékrou en Côte d’Ivoire.

The aim of this study was to determine the prevalence of antibiotic resistance of Escherichia coli in poultry farms in Abidjan and Agnibilékrou in Côte d’Ivoire.

Pour cela, 100 échantillons de fèces issus de 85 fermes ont été analysés. Au total 175 souches d’Escherichia coli ont été isolées après identification par une batterie de tests biochimiques. Ces isolats ont été testés par antibiogramme avec 14 antibiotiques différents en vue de déterminer leur sensibilité.

For that purpose, 100 feces samples sourced from 85 farms were analysed. A Total of 175 E. coli strains were isolated following the identification by a range of biochemical tests. These solates were subjected to the antibiotic susceptibility testing with 14 antibiotics, in order to determine their susceptibility.

Des niveaux variables de résistance ont été enregistrés pour 13 antibiotiques. Les plus fortes prévalences concernaient la doxycycline et la tétracycline (99 %), les sulfonamides (83 %), le triméthoprime-sulfaméthoxasole (78 %), la streptomycine (73 %). Des taux de résistance moyens ont été enregistrés pour la fluméquine (57 %), l’ampicilline (50 %). Les antibiotiques les moins concernés par la résistance étaient la colistine (31 %), l’amoxicilline-acide clavulanique (21 %), le chloramphénicol (20 %), la gentamycine (4 %), la nitrofurantoine (1 %). Seul le ceftriaxone (0%) n’était concerné par aucune résistance. Cette étude n’a déterminé que l’antibiorésistance ; elle mérite d’être complétée par une caractérisation des gènes de résistance et de virulence pour une meilleure connaissance des groupes phylogénétiques d’E. coli qui circulent en dans cette zone de la Côte d’Ivoire. Mots clés : antibiorésistance, Escherichia coli, Côte d’Ivoire AUTEUR : ZEBA Hunsupanga Stanislas ADRESSE : Ouagadougou secteur 29 Burkina Faso Tél : +221 77 387 99 57/ +226 50 36 30 89 Email : stanislas.zeba@yahoo.fr

Different levels of antibiotic resistance were noted and were concerned 13 antibiotics. The highest rates were concerned doxycycline and tetracycline (99%), sulphonamide (83%), trimethoprim-sulfamethoxasole (78 %), and streptomycin (73 %). The intermediate rates focused on flumequine (57 %), and ampicillin (50 %). Lastly, the lowest rates were concerned colistine (31 %), amoxicillinclavulanic acid (21 %), chloramphenicol (20 %), gentamycin (4 %), nitrofurantoin (1 %). Only the ceftriaxone (0%) was concerned by no resistance. This study has investigated only the antibiotic resistance. It is necessary to compete it by a characterization of the genes of virulence and resistance in order to know more about the phylogenetic groups of E. coli which are presents in Cote d’Ivoire.

Keys words: antibiotic resistance, Escherichia coli, Côte d’Ivoire AUTHOR: ZEBA Hunsupanga Stanislas ADDRESS : Ouagadougou sector 29 Burkina Faso Tel : +221 77 387 99 57/ +226 50 36 30 89 Email : stanislas.zeba@yahoo.fr 3