DULA Denis Delphine Michel by Ecole Inter-Etats des Sciences et Médecine Vétérinaires (EISMV Dakar)

UNIVERSITE CHEIKH ANTA DIOP DE DAKAR ********* ECOLE INTER ETATS DES SCIENCES ET MEDECINE VETERINAIRES

(EISMV)

ANNEE 2015

N° 47

MÉTHODES DE DIAGNOSTIC DES AFFECTIONS RESPIRATOIRES CHEZ LES ÉQUIDÉS : ÉTUDE BIBLIOGRAPHIQUE

THESE Présentée et soutenue publiquement le Samedi 21 Novembre 2015 à 10H devant la Faculté de Médecine, de Pharmacie et d'Odonto-Stomatologie de Dakar Pour obtenir le grade de DOCTEUR EN MEDECINE VETERINAIRE (DIPLOME D’ETAT) Par DULA Denis Delphine Michel Né le 18 juin 1989 à Besançon (France)

JURY Président:

Madame Nafissatou O. TOURE BADIANE Maître de Conférences Agrégé à la Faculté de Médecine, de Pharmacie et d’Odonto-Stomatologie de Dakar

Directeur et

Monsieur Yaghouba KANE

Rapporteur de thèse:

Maître de Conférences Agrégé à l’EISMV de Dakar

Membre :

Monsieur Serge Niangoran BAKOU Maître de Conférences Agrégé à l’EISMV de Dakar

ECOLE INTER-ETAT DES SCIENCES ET MEDECINE VETERINAIRE DE DAKAR BP 5077 – DAKAR (Sénégal) Tél. (221) 33 865 10 08 – Télécopie (221) 825 42 83

COMITE DE DIRECTION

Le directeur général Professeur Louis Joseph PANGUI

Les coordonnateurs Professeur Germain SAWADOGO Coordonnateur des Stages et des formations Post-Universitaires : Professeur Yalacé Y. KABORET Coordonnateur de la Coopération Internationale : Professeur Serges N. BAKOU Coordonnateur des études et de la vie estudiantine : Professeur Yaghouba KANE Coordonnateur Recherches / Développement

Année Universitaire 2015-2016

LISTE DES MEMBRES DU CORPS ENSEIGNANT Directeur Général : Professeur Louis Joseph PANGUI Le Coordonnateur des Stages et des formations Post-Universitaires : Professeur Germain SAWADOGO Coordonnateur de la Coopération Internationale : Professeur Yalacé Y. KABORET Coordonnateur des études et de la vie estudiantine : Professeur Serges N. BAKOU Coordonnateur Recherches / Développement : Professeur Yaghouba KANE

DEPARTEMENT DES SCIENCES BIOLOGIQUES ET PRODUCTIONS ANIMALES Chef du département : Papa El Hassane DIOP, Professeur PHYSIOLOGIE-PHARMACODYNAMIETHERAPEUTIQUE M. Moussa ASSANE, Professeur M. Rock Allister LAPO, Maître de Conférences agrégé M. Wilfried OYETOLA, Moniteur

ANATOMIE-HISTOLOGIE-EMBRYOLOGIE M. Serge Niangoran BAKOU, Maître de Conférences agrégé M. Gualbert Simon NTEME ELLA, Maître-Assistant M. Félix NIMBONA, Moniteur CHIRURGIE-REPRODUCTION M. Papa El Hassane DIOP, Professeur M. Alain Richi KAMGA WALADJO, Maître de Conférences agrégé M. Moussa WANE, Moniteur

PHYSIQUE ET CHIMIE BIOLOGIQUES MEDICALES M. Germain Jérôme SAWADOGO, Professeur M. Adama SOW, Maître-Assistant M. Miguiri KALANDI, Attaché Temporaire d’Enseignement et de Recherche M. Grégorie BAZIMO, Moniteur M. Hamidou OUANDAOGO, Moniteur

ECONOMIE RURALE ET GESTION M. Walter OSSEBI, Assistant M. Guy ILBOUDO, Moniteur

ZOOTECHNIE-ALIMENTATION M. Ayao MISSOHOU, Professeur M. Simplice ASSIWEDE Maître-Assistant M. Raoul ATIKPAKPE, Moniteur M. Bernard NGUESSAN, Moniteur

DEPARTEMENT DE SANTE PUBLIQUE ET ENVIRONNEMENT Chef du département : Rianatou BADA ALAMBEDJI, Professeur HYGIENE ET INDUSTRIE DES DENREES ALIMENTAIRES D'ORIGINE ANIMALE (HIDAOA) M. Serigne Khalifa Babacar SYLLA, Maître-Assistant Mme. Bellancille MUSABYEMARIYA, Maître-Assistante M. Anicet ZOBO, Moniteur M. Mady SAVADOGO, Moniteur

PATHOLOGIE MEDICALE-ANATOMIE PATHOLOGIQUE- CLINIQUE AMBULANTE M. Yalacé Yamba KABORET, Professeur M. Yaghouba KANE, Maître de conférences agrégé Mme. Mireille KADJA WONOU, Maître-Assistante M.Omar FALL, Vacataire M. Alpha SOW, Vacataire M. Abdoulaye SOW, Vacataire M. Ibrahima WADE, Vacataire M. Charles Benoît DIENG, Vacataire M. Kablan Roger N’ZI, Moniteur M. Geoffroy DJOSSA

MICROBIOLOGIE-IMMUNOLOGIE-PATHOLOGIE INFECTIEUSE Mme. Rianatou BADA ALAMBEDJI, Professeur M. Philippe KONE, Maître de Conférences agrégé M. Zé Albert TRAORE, Vacataire M. Stanislas ZEBA, Moniteur PARASITOLOGIE-MALADIES PARASITAIRESZOOLOGIE APPLIQUEE M. Louis Joseph PANGUI, Professeur M. Oubri Bassa GBATI, Maître de Conférences agrégé M. Dieudonné DAHOUROU, Attaché Temporaire d’Enseignement et de Recherche

PHARMACIE-TOXICOLOGIE M. Assiongbon TEKO AGBO, Chargé de recherche M. Gilbert Komlan AKODA, Maître-Assistant M. Adbou Moumouni ASSOUMY, Maître-Assistant M. Pierre Claver NININAHAZWE, Moniteur

DEPARTEMENT COMMUNICATION Chef du département : Yalacé Yamba KABORET, Professeur BIBLIOTHEQUE Mme. Mariam DIOUF, Ingénieur Documentaliste Mme. Ndella FALL, Bibliothécaire

OBSERVATOIRE DES METIERS DE LELEVAGE (OME)

SERVICE AUDIO-VISUEL M. Bouré SARR, Technicien

SCOLARITE M. Théophraste LAFIA, Chef de la Scolarité M. Mohamed Makhtar NDIAYE, Agent administratif Mme. Astou BATHILY, Agent administratif

REMERCIEMENTS

Je remercie vivement tous ceux qui, de près comme de loin, m’ont soutenu durant ces longues années d’études ; et je dédie ce travail particulièrement : A ma famille, merci de m’avoir soutenu et encouragé tout au long de ce périple. A mes parents, sans qui rien n’aurait été possible. Ce rêve auquel aujourd’hui j’accède, c’est en grande partie grâce à vous. A ma grand-mère, la personne qui comptait le plus à mes yeux, tu m’as quitté trop vite. Il ne se passe pas un jour sans que je ne pense à toi. J’espère que tu me vois de là où tu es et que tu es fière de moi. A ma sœur, puisses-tu réaliser tes rêves comme j’ai pu réaliser le mien. A Raki et Bernard, sans qui ce projet n’aurait pas pu aboutir. Merci de votre soutien depuis mon premier jour au Sénégal. Je vous en suis éternellement reconnaissant. J’espère ne pas vous décevoir et vous rendre la pareille un jour. A la famille du député Monsieur Samba Djouldé Thiam, qui a toujours été là pour moi, merci pour votre soutien et vos encouragements au quotidien. J’ai compris grâce à vous ce que Téranga voulait dire. Au club des Caïmans, une seconde famille pour moi. J’espère ne vous avoir pas trop déçu suite à ces nombreuses blessures et à Salima une kiné extraordinaire. A Jean-François, Isabelle, et Guigui, not forgetting Fatou ! Mes plus belles rencontres au Sénégal. Je ne sais comment vous remercier. A Olivier, tu es une personne merveilleuse et tu resteras un exemple pour moi. A mes amis et amies de Dakar, aux groupes salsa-kizomba de Dakar pour ces soirées latina. iii

A mes amis et amies de France, A mon meilleur ami Antoine, toi qui a toujours été là quand j’en avais besoin, merci pour ton soutien et tes encouragements depuis le début de cette belle aventure. Merci d’avoir pris le temps nécessaire à la relecture de cette thèse. Gonzo, Puce, Alié, Nein, Ines, nous ne comptons plus les années et pourtant notre amitié est toujours la même. Au père Paret et au Dzan, que de bons souvenirs ensemble. Vous m’avez permis de m’épanouir et de découvrir le monde rural. Revenez vite dans votre belle région que je m’installe définitivement. A Stèle, ma binôme de classe prépa, merci pour ces délires. N’oublie pas que nous faisons le plus beau métier du monde. Au groupe Numéro Uno, pour ces bons moments partagés en classe prépa.

A NOS MAITRES ET JUGES

A notre Ma tre et Président de jury, Madame Nafissatou O. TOURE BADIANE, Ma tre de Conférences agrégé à la faculté de Médecine, de Pharmacie et d’Odonto-Stomatologie de Dakar. Vous nous faites l’immense honneur de présider notre jury de thèse malgré vos occupations prenantes. Votre abord facile et la spontanéité avec laquelle vous avez réagi face à notre sollicitation, nous ont profondément touchés. Soyez assuré de notre sincère reconnaissance et de nos hommages très respecteux.

A notre Ma tre et rapporteur de thèse Monsieur Yaghouba KANE, Ma tre de Conférences agrégé à L’EISMV de Dakar. Vous avez accepté avec enthousiasme l’encadrement de notre thèse et c’est avec cette rigueur qui vous caractérise que vous avez su vous rendre disponible pour guider et orienter notre travail. Toujours à la pointe des nouveautés scientifiques, votre organisation et votre efficacité tout au long de la réalisation, vous ont demandé une extrême patience et de méticuleuses lectures qui suscitent respect et admiration. Soyez assuré de notre profonde gratitude et nos sincères remerciements.

A notre Ma tre et Juge, Monsieur Serge Niangoran BAKOU, Ma tre de Conférences agrégé à L’EISMV de Dakar. Vous nous faites l’honneur de siéger dans notre jury. En quête de nouveautés scientifiques, votre engouement et vos travaux sucitent tout notre intérêt et admiration. Soyez assuré de notre profonde estime et de notre reconnaissance.

“Par délibération, la faculté et l’école ont décidé que les opinions émises dans les dissertations qui leur sont présentées, doivent être considérées comme propres à leurs auteurs et qu’elles n’entendent leur donner aucune approbation, ni improbation.”

vii

LISTE DES ABREVIATIONS

Pour cent

°C

Degré celcius

Micron

µm

Micromètre

ADN

Acide désoxyribonucléique

APUD

Amine precursor uptake decarboxylation

AVEF

Association vétérinaire équine française

BALT

Bronchus-associated lymphoid tissue

BPOC

Broncho-pneumonie obstructive chronique

CHUVM :

Centre Hospitalier Universitaire Vétérinaire de Montréal

Centimètre

CO2

Dioxyde de carbone

DDVP

Déplacement dorsal du voile du palais

DRS

Dynamic respiratory scope

EDTA

Ethylène diamine tétraacétique

EIC

Espace intercostal

ELISA

Enzyme-linked immunosorbent assay

Gauge

H2S

Sulfure d’hydrogène

HPIE

Hémorragie pulmonaire induite à l’exercice

IAD

Inflammatory airway disease viii

IgA

Immunoglobulines A

IgE

Immunoglobulines E

IgG

Immunoglobulines G

Intramusculaire

IRM

Imagerie par résonnance magnétique

Intraveineuse

Kilogramme

Kilovolts

LAPVSO :

Laboratoire d’Anatomie Pathologique Vétérinaire du Sud-Ouest

LBA

Lavage broncho-alvéolaire

Mètre

Mètre carré

Milligramme

MHz

Mégahertz

Millilitre

Millimètre

mmHg

Millimètre de mercure

Azote

NaCl

Chlorure de sodium

NH3

Ammoniac

Dioxygène

OIE

Office international des épizooties

OVF

Office vétérinaire fédéral ix

PCR

Polymerase chain reaction

PNE

Polynucléaires éosinophiles

PNN

Polynucléaires neutrophiles

Per os

pO2

Pression partielle en oxygène

Perfusion pulmonaire

RAO

Recurrent airway obstruction

RT-PCR :

Reverse transcription polymerase chain reaction

Vertèbre thoracique

Unité internationale

Ventilation alvéolaire

LISTE DES FIGURES

Figure 1

: Cavité nasale du cheval .................................................................. 4

Figure 2

: Projection topographique de la poche gutturale gauche ............... 6

Figure 3

: Morphologie et rapports de la poche gutturale .............................. 7

Figure 4

: Larynx du cheval ............................................................................. 9

Figure 5

: Larynx du cheval, vue latérale gauche ......................................... 11

Figure 6

: Coupe médiane d'un larynx de cheval (vue médiale de la moitié droite) ................................................................................. 12

Figure 7

: Moulage interne de l’arbre bronchique d’un cheval (vue ventrale) ........................................................................................ 15

Figure 8

: Poumons de cheval, vue ventrale ................................................. 16

Figure 9

: Schéma d'un lobule pulmonaire et ses vaisseaux ........................ 20

Figure 10 : Poumon gauche du cheval, vue médiale ....................................... 22 Figure 11 : Schéma de la plèvre chez le cheval ............................................... 23 Figure 12 : Coupe transversale de la cavité thoracique et des plèvres du cheval ............................................................................................ 25 Figure 13 : Caractéristiques

structurales

des

cellules

épithéliales

respiratoires .................................................................................. 26 Figure 14 : Coupe transversale de la trachée de cheval ................................ 28 Figure 15 : Structure de la trachée de cheval.................................................. 29 Figure 16 : Histologie topographique des bronches intra-pulmonaires ......... 30 Figure 17 : Zones de transition et d’échanges gazeux du poumon ................. 33 Figure 18 : Illustration schématique d’éléments

de trois alvéoles

adjacentes...................................................................................... 34 xi

Figure 19 : Paroi alvéolaire............................................................................. 36 Figure 20 : Schéma des phénomènes chimiques résultant de l’échange des gaz entre les poumons et les tissus ......................................... 38 Figure 21 : Rôle de filtre de l’arbre respiratoire ............................................. 42 Figure 22 : Altération de l’ascenseur mucociliaire lors de la maladie ........... 44 Figure 23 : Rôle des macrophages alvéolaires : ils assurent le nettoyage et la clairance des particules déposées au niveau des alvéoles ... 45 Figure 24 : Jetage nasal visqueux chez un cheval atteint de la forme respiratoire de la rhinopneumonie................................................ 49 Figure 25 : Fœtus avorté attaché au placenta ................................................. 49 Figure 26 : Cheval ataxique retrouvé en décubitus puis relevé....................... 50 Figure 27 : Œdème du scrotum chez un cheval atteint d’artérite virale équine ............................................................................................ 54 Figure 28 : Hypertrophie des nœuds lymphatiques rétropharyngiens chez un cheval atteint de gourme .......................................................... 59 Figure 29 : Jetage muco-purulent chez un cheval atteint de morve ................ 63 Figure 30 : Poumon d'un poulain mort de la broncho-pneumonie à Rhodococcus equi ........................................................................ 65 Figure 31 : Chondroïdes sur le plancher du compartiment médial de la poche gutturale ............................................................................. 67 Figure 32 : Mycose en regard de l’artère carotide interne ............................. 68 Figure 33 : Dictyocaulus arnfieldi au sein des poumons d’un cheval atteint de la Dictyocaulose............................................................ 71 Figure 34 : Ligne de pousse chez un cheval atteint d’une BPOC ................... 73 Figure 35 : Hématome de l’ethmoïde chez un cheval ...................................... 77 xii

Figure 36 : Déplacement dorsal du voile du palais......................................... 81 Figure 37 : Hémiplégie laryngée gauche de grade 3 ...................................... 83 Figure 38 : Epistaxis chez un cheval atteint d’HPIE sévère ........................... 85 Figure 39 : Projection des sinus frontaux et maxillaires chez le cheval en vue frontale (A) et latérale gauche (B) ......................................... 92 Figure 40 : Aire d'auscultation pulmonaire ..................................................... 94 Figure 41 : Cliché thoracique d'un poulain. Bronchite aigüe avec image en anneau ................................................................................... 106 Figure 42 : Cliché thoracique d'un poulain. Pneumonie interstitielle sévère........................................................................................... 107 Figure 43 : Cliché radiographique d'un pneumothorax bilatéral chez un cheval adulte ............................................................................... 107 Figure 44 : Cliché radiographique caudodorsal du thorax typique du saignement pulmonaire induit à l'exercice avec une densification interstitielle diffuse (flèches noires) dans l’angle costodiaphragmatique................................................................. 108 Figure 45 : Cliché radiographique d'un abcès pulmonaire Les petites flèches indiquent l’abcès pulmonaire, la grosse flèche montre l’interface air-liquide .................................................................. 109 Figure 46 : Image échographique d'un poumon de cheval adulte (sonde sectorielle de 3,5MHz) ................................................................ 111 Figure 47 : Image échographique d'un poumon de cheval adulte (sonde linéaire de 7,5MHz) .................................................................... 111 Figure 48 : Image échographique d'un épanchement pleural anéchogène: transsudat (sonde sectorielle, 5MHz) ......................................... 112

xiii

Figure 49 : Image échographique d’un épanchement pleural échogène : hémothorax d’origine traumatique (sonde sectorielle, 5MHz) .. 112 Figure 50 : Image échographique d'une région de pneumonie (sonde sectorielle, 5MHz) ....................................................................... 113 Figure 51 : Image échographique de pneumonie interstitielle aigüe chez un poulain (sonde sectorielle, 7,5MHz) ...................................... 114 Figure 52 : Image échographique d'abcès pulmonaire chez un poulain atteint par Rhodococcus equi (sonde sectorielle, 7,5MHz) ........ 114 Figure 53 : Image échographique d'une tumeur pulmonaire prise dans le 3ème espace intercostal (sonde sectorielle, 2,5MHz)................. 115 Figure 54 : Sinusocentèse du sinus maxillaire rostral ................................... 118 Figure 55 : Aires de projection et sites de trépanation des sinus frontal et maxillaires ................................................................................... 120 Figure 56 : Ecouvillon naso-pharyngé ......................................................... 122 Figure 57 : Prélèvement transtrachéal avec un cathéter de type centracath ................................................................................. 124 Figure 58 : Mise en place d'un trocart après une anesthésie locale au niveau de la trachée ................................................................... 125 Figure 59 : Représentation schématique de la technique de lavage broncho-alvéolaire à l'aide d'une sonde ..................................... 130 Figure 60 : Images de LBA rosâtre d’un cheval présentant des hémorragies pulmonaires induites par l’exercice récentes ........ 131 Figure 61 : Image de LBA avec un sédiment brunâtre d’un cheval avec des HPIE anciennes .................................................................... 132

xiv

LISTE DES TABLEAUX

Tableau I : Classification des crépitements ou râles (Fanuel, 1997) ................. 96 Tableau II: Classification des sifflements (Fanuel, 1997) .................................. 96 Tableau III: Graduation de l'hyperplasie lymphoïde folliculaire (Maurin, 2010) .................................................................................................................... 99 Tableau IV: Evaluation de la présence de mucus dans la trachée (Robinson et al., 2003) ........................................................................................................ 101 Tableau V: Evaluation de la présence de sang dans la trachée (Pascoe et al., 1981)............................................................................................................ 102 Tableau VI: Méthode recommandée pour la prise de clichés pulmonaires chez le cheval (Venner et Deegen, 2004) .......................................................... 104 Tableau VII: Centrage des clichés radiographiques pour l'image pulmonaire chez le cheval (Venner et Deegen, 2004) ....................................... 105 Tableau VIII: Avantages et inconvénients des deux techniques de prélèvement trachéal (D’Ablon, 2004).............................................................. 127 Tableau IX: Interprétation de l'analyse cytologique d'un lavage bronchoalvéolaire (Maurin 2010). ................................................................................. 133 Tableau X: Analyses possibles et leur utilité chez l'adulte et le poulain (Fortier et Couroucé-Malblanc 2010) .............................................................. 134 Tableau XI: Bactéries possiblement pathogènes et contaminants probables isolés dans le lavage trachéal de chevaux contre-performants (Lekeux et al., 2010)............................................................................................................ 137

TABLE DES MATIERES INTRODUCTION ............................................................................................... 1 PREMIERE PARTIE : RAPPELS ANATO-PHYSIOLOGIQUES DE L’APPAREIL RESPIRATOIRE DES EQUIDES ............................................ 3 I. ANATOMIE DE L’APPAREIL RESPIRATOIRE SUPERIEUR ...................... 4 1. Les cavités nasales ......................................................................................... 4 2. Le pharynx ..................................................................................................... 5 2.1. Situation anatomique ............................................................................... 5 2.2. Conformation extérieure.......................................................................... 5 2.3. Conformation intérieure .......................................................................... 5 3. Les poches gutturales ..................................................................................... 5 4. Le larynx ........................................................................................................ 8 4.1. Situation anatomique ............................................................................... 8 4.2. Conformation extérieure........................................................................ 10 4.3. Conformation intérieure ........................................................................ 11 5. La trachée ..................................................................................................... 13 5.1. Conformation ......................................................................................... 13 5.2. Trajet – rapports..................................................................................... 13 II. ANATOMIE DE L’APPAREIL RESPIRATOIRE PROFOND...................... 14 1. Les bronches ................................................................................................ 14 1.1. Organisation générale de l’arbre bronchique ........................................ 14 1.2. Bronches du poumon droit .................................................................... 14 1.3. Bronches du poumon gauche ................................................................ 15 2. Les poumons ................................................................................................ 16 2.1. Caractéristiques physiques .................................................................... 17 2.2. Conformation ......................................................................................... 17 2.3. Moyens de fixité .................................................................................... 18 2.4. Topographie ........................................................................................... 19 xvi

2.5. Structure ................................................................................................ 19 2.6. Vaisseaux et nerfs .................................................................................. 20 III. LES PLEVRES.............................................................................................. 23 1. Plèvre viscérale ............................................................................................ 23 2. Plèvre pariétale............................................................................................. 24 IV.

RAPPELS

HISTO-PHYSIOLOGIQUES

L’APPAREIL

RESPIRATOIRE DU CHEVAL .......................................................................... 26 1. Voies respiratoires supérieures ..................................................................... 27 1.1. Les naseaux ........................................................................................... 27 1.2. Les cavités nasales................................................................................. 27 1.3. Le pharynx ............................................................................................. 27 1.4. Le larynx ................................................................................................ 27 1.5. La trachée .............................................................................................. 28 2. Système broncho-pulmonaire ...................................................................... 30 2.1. Bronches souches (bronches extra-pulmonaires) .................................. 30 2.2. Appareil broncho-pulmonaire................................................................ 30 2.2.1. Voies aériennes intra-pulmonaires .................................................. 30 2.2.2. Zone d’échanges gazeux ................................................................. 32 V. LES GRANDES FONCTIONS DE L’APPAREIL RESPIRATOIRE ............ 37 1. Les échanges gazeux .................................................................................... 37 2. Rapport ventilation/perfusion ...................................................................... 39 3. Mécanismes de défense du tractus respiratoire ........................................... 40 3.1. Mécanismes de défense spécifiques ...................................................... 40 3.2. Mécanismes de défense non spécifiques ............................................... 41 DEUXIEME PARTIE : LES PRINCIPALES AFFECTIONS DE L’APPAREIL RESPIRATOIRE DES EQUIDES .......................................... 47 I. AFFECTIONS D’ORIGINE VIRALE ............................................................ 48 1. La Rhinopneumonie ..................................................................................... 48 2. La Grippe équine.......................................................................................... 51 xvii

3. L’artérite virale équine ................................................................................. 53 4. Pneumonie à Morbillivirus .......................................................................... 55 II. AFFECTIONS D’ORIGINE BACTERIENNE.............................................. 58 1. La Gourme ................................................................................................... 58 2. La Morve ...................................................................................................... 62 3. La Rhodococcose équine ............................................................................. 64 4. Empyème des poches gutturales .................................................................. 66 III. AFFECTIONS D’ORIGINE MYCOSIQUE ET PARASITAIRE ................ 68 1. Mycose des poches gutturales...................................................................... 68 2. Bronchite vermineuse à Dictyocaulus arnfieldi .......................................... 69 IV. AFFECTIONS ALLERGIQUES, TOXIQUES ET TUMORALES ............. 72 1. La Broncho-pneumonie Obstructive Chronique (BPOC) ........................... 72 2. Maladie inflammatoire des voies respiratoires profondes .......................... 75 3. L’hématome progressif de l’ethmoïde ......................................................... 77 4. Tumeurs........................................................................................................ 78 4.1. Tumeurs des cavités nasales, des sinus et des poches gutturales .......... 78 4.2. Tumeurs pharyngées .............................................................................. 79 4.3. Tumeurs laryngées ................................................................................. 79 4.4. Tumeurs pulmonaires et pleurales ......................................................... 80 V. AUTRES AFFECTIONS ................................................................................ 81 1. Déplacement dorsal du voile du palais (DDVP) ......................................... 81 2. L’hémiplégie laryngée.................................................................................. 82 3. Hémorragie pulmonaire induite à l’exercice (HPIE) ................................... 84 TROISIEME PARTIE : METHODES DE DIAGNOSTIC DES AFFECTIONS RESPIRATOIRES DES EQUIDES ...................................... 87 I. EXAMEN CLINIQUE..................................................................................... 88 1. Anamnèse et commémoratifs ....................................................................... 88 2. Inspection ..................................................................................................... 88 3. Palpation/pression ........................................................................................ 90 xviii

4. Percussion .................................................................................................... 91 5. Auscultation ................................................................................................. 92 II. EXAMENS COMPLEMENTAIRES ............................................................. 98 1. Endoscopie ................................................................................................... 98 2. Radiographie .............................................................................................. 102 3. Echographie ............................................................................................... 109 4. Thoracocentèse........................................................................................... 116 5. Sinusocentèse ............................................................................................. 117 6. Les examens de laboratoire........................................................................ 121 6.1. Les prélèvements ................................................................................. 121 6.2. Les techniques ..................................................................................... 136 CONCLUSION ................................................................................................ 144 BIBLIOGRAPHIE .......................................................................................... 148

xix

INTRODUCTION Les affections de l’appareil respiratoire sont considérées comme le deuxième motif de consultation en pratique équine. Elles représentent environ 20% des consultations (Amory, 2010). Plusieurs raisons peuvent expliquer cette prévalence relativement élevée de ces affections. En effet, les conditions climatiques, la fréquence élevée des affections virales, la promiscuité, les conditions de vie stressantes sont autant de facteurs de risque de pathologies de l’arbre respiratoire chez le cheval. L’atteinte de l’appareil respiratoire résulte principalement de deux catégories d’agents: les agressions physiques (aérocontaminants et pneumallergènes, climat et microclimat) et les agressions microbiologiques au sens large (virus, bactéries, parasites, champignons). A noter aussi que l’appareil respiratoire est sujet à des néoplasies. Les principaux signes d’alerte de l’atteinte respiratoire sont le plus souvent la toux, le jetage, les difficultés respiratoires mais aussi une contre-performance et/ou une intolérance à l’effort. Comme l’étiologie est multifactorielle et les signes cliniques sont peu spécifiques, l’approche clinique doit donc être méthodique et rigoureuse afin d’aboutir à une orientation diagnostique. Cette approche ou démarche fait appel aux connaissances anatomophysiologiques et physiopathologiques permettant de différencier les affections respiratoires profondes de celles de l’appareil respiratoire supérieur (Cadoré, 2004). Cependant, la clinique est parfois peu concluante et nécessite la mise en œuvre d’examens complémentaires permettant de déterminer l’origine et la nature précises de l’affection en cours. Ainsi, ces dernières années, la sémiologie, l’épidémiologie et la thérapeutique des affections respiratoires du cheval ont considérablement évolué et ce grâce à l’imagerie médicale, d’une part, mais également par une meilleure compréhension des mécanismes pathogéniques des 1

affections respiratoires. En effet, le vétérinaire peut recourir, actuellement, à une batterie d’examens complémentaires ; néanmoins, il convient de les choisir à bon escient et de savoir orienter les recherches du laboratoire. Afin de mieux cerner les moyens de diagnostic complémentaires actuels disponibles pour les vétérinaires en cas d’affections respiratoires du cheval, cette étude se fixe comme objectif général de faire l’état des lieux avec des données actualisées les différentes méthodes de diagnostic à mettre en œuvre pour une meilleure prise en charge des maladies respiratoires du cheval Comme objectifs spécifiques, il s’agira de : - passer en revue les différentes méthodes applicables, - cerner les avantages et les inconvénients de chaque méthode selon les cas, - s’imprégner de l’évolution des méthodes de diagnostic en cours. Le document est présenté en 3 parties principales. - La première partie traite les bases anatomo-physiologiques de l’appareil respiratoires des équidés ; - Une deuxième partie est consacrée aux principales affections respiratoires du cheval ; - Enfin, une troisième partie est axée sur diagnostiques disponibles en pratique équine..

les principales méthodes

PREMIERE PARTIE : RAPPELS ANATO-PHYSIOLOGIQUES DE Lâ&#x20AC;&#x2122;APPAREIL RESPIRATOIRE DES EQUIDES

I. ANATOMIE DE L’APPAREIL RESPIRATOIRE SUPERIEUR 1. Les cavités nasales Au nombre de deux, les cavités nasales sont séparées par une cloison médiane à la fois cartilagineuse et osseuse, le septum nasal. Situées dorsalement au palais dur, elles ont pour rôle d’assurer le passage de l’air (Collin, 2010). Chaque cavité nasale ou fosse nasale s’ouvre rostralement par le biais d’un orifice extérieur, le naseau, et se prolonge caudalement au nasopharynx par la choane correspondante ainsi que par l’ethmoïde. Sur la paroi latérale des fosses nasales s’insèrent les cornets nasaux ventraux et dorsaux qui séparent les méats (dorsal, moyen et ventral) (figure 1). Les sinus paranasaux sont annexés aux cavités nasales et constituent des cavités anfractueuses avec lesquelles elles communiquent (Collin, 2010).

Figure 1 : Cavité nasale du cheval (Barone, 2009)

2. Le pharynx 2.1. Situation anatomique Carrefour des voies digestives et respiratoires, le pharynx est une structure tubulaire musculo-membraneuse qui fait suite aux choanes et à l’isthme du gosier et se prolonge caudalement par l’œsophage au-delà de l’entrée du larynx. Il est situé entre les arcs de suspension de l’os hyoïde et communique latéralement avec les trompes auditives (Denoix, 1989). 2.2. Conformation extérieure Le pharynx est élargi à sa partie moyenne, légèrement rétréci au niveau des choanes et beaucoup plus à son extrémité opposée ; ce qui lui confère une forme générale en entonnoir. D’une manière générale, il est élargi d’un coté à l’autre et déprimé dorso-ventralement contre le larynx. On lui reconna t 4 faces et 2 extrémités. 2.3. Conformation intérieure La cavité du pharynx peut être subdivisée en 3 étages selon sa topographie : - La partie rostrale et supérieure, située dorsalement au palais mou, est entièrement respiratoire et constitue le nasopharynx. Chaque face latérale laisse apparaître une longue fente oblique: l’ostium pharyngien de la trompe auditive. - La partie intermédiaire, nommée oropharynx, prolonge l’extrémité caudale de la bouche. Elle s’étend du gosier jusqu’à l’épiglotte. - La partie caudale, appelée laryngopharynx, fait suite au larynx et se continue par l’œsophage. Sa paroi ventrale est représentée par un orifice: l’entrée du larynx (Barone, 2009). 3. Les poches gutturales La poche gutturale est un diverticule de la trompe auditive qui se trouve entre la base du crâne et le bord dorsal du pharynx. Sa paroi est formée par une 5

expansion de la muqueuse de la trompe auditive. Elle a une capacité de 300 à 500 ml d’air (figure 2).

Figure 2 : Projection topographique de la poche gutturale gauche (Denoix, 1982)

Sur le plan médian, les poches gutturales sont séparées des structures dorsales par les muscles droits de la tête, et latéralement par les glandes parotides et mandibulaires, puis les muscles ptérygoïdiens recouvrent chaque poche. Médialement, les 2 poches ne communiquent pas et sont séparées par un septum médian. Ventralement, chaque poche gutturale repose sur l’os stylohyal (arc de suspension de l’hyoïde) qui divise de manière incomplète la poche en deux compartiments: - un compartiment latéral, appelé aussi partie externe, pré-hyoïdienne. - un compartiment médial ou partie interne, post-hyoïdienne, de plus grande taille (Denoix, 1989).

Figure 3 : Morphologie et rapports de la poche gutturale (Denoix, 1982)

Le compartiment latéral, qui présente une forme pyramidale, est compris entre l’os stylohyoïde médialement et les muscles masticateurs et la glande parotide latéralement. Vers l’avant, on retrouve la corde tu tympan, le nerf mandibulaire ainsi que le nerf auriculo-temporal. 7

Le compartiment médial est sous forme de triangle rectangle dont l’angle droit est représenté par le cul-de-sac sous-condylien et dont la base repose sur le pharynx. La face latérale en région ventrale est marquée par la trifurcation carotidienne. Le sillon de l’artère carotide interne croise ceux des nerfs glosso-pharyngien et hypoglosse. Sur la face latérale, il y a l’artère carotide interne, le ganglion cervical crânial du système sympathique de même que les nerfs glosso-pharyngien, vague, accessoire et hypoglosse (Denoix, 1989) (figure 3). 4. Le larynx 4.1. Situation anatomique Le larynx est un organe creux suspendu à l’os hyoïde, qui débute en haut dans le pharynx et se prolonge en bas et en arrière par la trachée. Il est constitué de 5 cartilages mobiles que sont le cricoïde, le thyroïde, l’épiglotte et les aryténoïdes qui sont les 2 cartilages pairs. Ils sont réunis entre eux par des ligaments et mobilisés par une musculature particulière (Barone, 2009) (figure 4).

Figure 4 : Larynx du cheval (Frandson et al., 2009) Légende : A) vue latérale de l’ensemble du larynx ; B) cartilages individuels du larynx de cheval ; C) Anatomie interne du larynx.

4.2. Conformation extérieure - Face dorsale : la face dorsale laisse appara tre les processus corniculés des cartilages aryténoïdes de même que le muscle arythénoïdien transverse en partie rostrale. Caudalement, on trouve les 2 muscles cricoaryténoïdiens qui divergent crânialement. - Face ventrale : dans le sens rostro-caudal il y a la membrane thyrohyoïdienne, la proéminence laryngée du cartilage thyroïde, le ligament cricothyroïdien, l’arc du cartilage cricoïde et le ligament crico-trachéal. Les muscles thyro-hyoïdien et crico-thyroïdien encadrent le bord ventral du larynx. - Faces latérales : sur chacune des faces il y a les muscles thyro-hyoïdien et crico-thyroïdien, de même que la terminaison du muscle sterno-thyroïdien. Dorsalement, sont visibles les lames du cartilage thyroïde avec ses 2 cornes, la corne caudale couvrant le cartilage cricoïde. Ces différents cartilages sont couverts par les insertions des muscles hyo-, thyroet crico-pharyngiens (figure 5).

Figure 5 : Larynx du cheval, vue latérale gauche (Barone, 2009)

4.3. Conformation intérieure La cavité du larynx communique vers l’avant avec le pharynx et vers l’arrière avec la trachée. Elle est rétrécie en son milieu par la saillie des cordes vocales et la base des cartilages aryténoïdes. Il s’agit de la glotte qui délimite 2 régions distinctes: l’une supraglottique et l’autre infraglottique. La partie supraglottique, brève, forme le vestibule du larynx. Au contact du pharynx se trouve une ouverture, l’entrée du larynx, qui est limitée en bas et en avant par l’épiglotte et de chaque côté par les plis ary-épiglottiques jusqu’au sommet des cartilages aryténoïdes. Caudalement à l’entrée du larynx, la paroi du vestibule du larynx est soulevée par un pli vestibulaire. Entre ce dernier et la corde vocale se trouve ce que l’on 11

appelle le ventricule du larynx. Sous la base de l’épiglotte se présente une dépression ventrale et médiane de la muqueuse du vestibule, c’est le récessus médian du larynx. La glotte délimite un espace de forme losangique, la fente de la glotte entre les cordes vocales et la base des cartilages aryténoïdes. La partie infraglottique du larynx située caudalement à la glotte est formée par une cavité infraglottique large qui se poursuit sans démarcation nette avec la cavité de la trachée. Cette cavité est limitée par le cartilage cricoïde et le ligament crico-thyroïdien (figure 6).

Figure 6 : Coupe médiane d'un larynx de cheval (vue médiale de la moitié droite) (Barone, 2009) 12

5. La trachée 5.1. Conformation La trachée est un tube cylindrique, flexible et béant, qui fait suite au larynx et se termine dorsalement au cœur, en deux bronches principales. Elle a une longueur moyenne de 75 cm (Barone, 2009). Elle est maintenue ouverte par la présence d’anneaux cartilagineux qui lui confèrent un aspect annelé. Légèrement aplatie dorso-ventralement, sa face dorsale constitue la paroi membranacée. Elle se termine par la bifurcation trachéale qui donne les deux bronches principales, destinées chacune à un poumon. La surface interne de la trachée est lisse, tapissée par une muqueuse recouverte de mucus. Au niveau de la bifurcation trachéale fait saillie un éperon vertical et médian encore nommé carina. 5.2. Trajet – rapports Dans sa partie cervicale, elle est enveloppée par une épaisse couche de tissu conjonctif lâche qui lui assure une grande mobilité. Ventralement se trouvent les muscles sterno-hyoïdiens et sterno-thyroïdiens ainsi que les muscles sternocéphaliques. Elle est en rapport avec d’autres formations importantes : -

les glandes thyroïdes de part et d’autres de la trachée les deux artères carotides communes le tronc vagosympathique le nerf récurrent les nœuds lymphatiques cervicaux profonds

Dans sa partie thoracique, la trachée suit la courbure cervico-thoracique. A l’entrée de la poitrine, elle occupe la plus grande partie de l’étage dorsal compris entre les 2 premières côtes. L’œsophage se situe à sa gauche. Dans le médiastin moyen, elle est unie à la base du cœur par un abondant tissu conjonctivo-fibreux. Elle est alors accompagnée à sa face dorsale par l’œsophage (Collin, 2010). 13

II. ANATOMIE DE L’APPAREIL RESPIRATOIRE PROFOND 1. Les bronches Les bronches se ramifient à partir de la bifurcation bronchique de la trachée en une multitude de rameaux pour former l’arbre bronchique au niveau des poumons. L’arbre bronchique est le support du parenchyme pulmonaire et leur distribution détermine l’architecture pulmonaire (Barone, 2009). 1.1. Organisation générale de l’arbre bronchique Au nombre de deux, gauche et droite, les bronches principales résultent de la bifurcation de la trachée. Chacune d’elles pénètre immédiatement dans le poumon par son hile et se divise en bronches lobaires qui sont placées dans l’axe des lobes pulmonaires. Chaque bronche lobaire émet des bronches segmentaires, de disposition alternante et à peu près régulière, desservant chacune un territoire de ventilation indépendant. Dans ce territoire, la bronche segmentaire donne naissance à des rameaux subsegmentaires d’où procèdent les bronchioles dont les divisions ultimes portent les lobules pulmonaires. 1.2. Bronches du poumon droit La séparation des 2 bronches se fait selon un angle de 60 degrés environ (Collin, 2010). La bronche principale droite se détache en une bronche lobaire crâniale ou bronche apicale pour l’apex du poumon droit. Cette dernière donne 5 bronches segmentaires dorsales et ventrales. Médialement, située à un centimètre avant la terminaison de la branche souche, il y a la bronche lobaire accessoire ou lobe azygos du poumon droit. La bronche principale se termine par une bronche lobaire moyenne qui ne porte pas un lobe distinct et par une bronche lobaire caudale, la plus volumineuse de toutes, qui est en fait sa simple continuation. 14

1.3. Bronches du poumon gauche De ce côté, la bronche lobaire crâniale prend origine plus caudalement qu’à droite, et que la bronche accessoire fait défaut ainsi que le lobe lui-même. La distribution des 3 bronches lobaires gauche s’effectue de manière identique à celle du poumon droit ; le cheval ayant un arbre bronchique et des poumons à peu près symétriques (figure 7).

Figure 7 : Moulage interne de l’arbre bronchique d’un cheval (vue ventrale) Légende : 1) Trachée - 2) Bronche principale droite - 3) Bronche principale gauche - 4) Bronche lobaire crâniale droite - 5) Bronche lobaire crâniale gauche - 6) Bronche lobaire caudale droite - 7) Bronche lobaire caudale gauche - 8) Bronche du lobe accessoire - 9,9) De chaque côté, première bronche segmentaire ventrale du lobe caudale - V,V) Autres bronches segmentaires ventrales des deux lobes caudaux - D,D) Bronches segmentaires dorsales de ces mêmes lobes (Barone, 2009)

2. Les poumons Les poumons sont les organes essentiels de la respiration, siège de l’hématose. Ils occupent la majeure partie de la cavité thoracique et sont entourés par les plèvres. Au nombre de deux, on reconna t un poumon droit et un poumon gauche reliés entre eux par la racine du poumon (figure 8).

Figure 8 : Poumons de cheval, vue ventrale (Barone, 2009)

2.1. Caractéristiques physiques Chez le cheval adulte, le poumon est de couleur rosée ; sa teinte peut néanmoins varier suivant la quantité de sang qu’il renferme ou le degré d’insufflation. Il est de consistance spongieuse et élastique : c’est justement cette élasticité qui provoque l’affaissement de l’organe dès que le thorax est ouvert avec la rupture du vide pleural. Cet affaissement porte le nom de collapsus. C’est également cette élasticité qui assure les modifications de volume des poumons au cours de la respiration. Le poids du poumon est variable en fonction de la quantité de sang qu’il contient. Il est en général de 3,9 kg pour le poumon droit contre 3,3 kg pour le poumon gauche (Collin, 2010). La densité des poumons est très faible du fait de la présence de l’air dans les alvéoles. Elle est de 0,5. Par conséquent le tissu pulmonaire flotte sur l’eau (Barone, 2009). 2.2. Conformation Lorsqu’ils sont dilatés, les poumons ont grossièrement une forme pyramidale à sommet crânial et à base caudale. Contrairement aux autres mammifères où il est possible de bien différencier les différents lobes par des fissures et scissures plus ou moins profondes, les poumons du cheval ont un aspect massif sans scissures profondes. L’agencement lobaire n’est retrouvé qu’au niveau des structures profondes. Chaque lobe reçoit une bronche lobaire qui lui est propre. Seul le poumon droit présente un lobe accessoire. L’échancrure cardiaque permet de faire la distinction entre un volumineux lobe caudal et un lobe crânial plus faible. Néanmoins, il n’est pas possible de distinguer le lobe moyen. Chaque poumon présente une face costale, une face médiale, un bord dorsal, un bord ventral, une base et un sommet. La face costale, latérale, est moulée sur la face interne des côtes, si bien qu’elle est convexe et présente l’empreinte des côtes. 17

La face médiale est verticale. Elle est séparée de celle du poumon opposé par le médiastin. Au regard du cœur, l’empreinte cardiaque se matérialise sous la forme d'une large dépression. Au bord dorso-caudal se trouve le hile du poumon occupé par la racine du poumon. Elle est formée par la bronche principale et les vaisseaux qui l’accompagnent. Un peu dorsalement au hile se trouve l’empreinte de l’aorte. La présence de la trachée, de l’œsophage et des gros vaisseaux satellites crée une empreinte longitudinale crânialement à l’empreinte cardiaque. La partie caudale au hile principal montre une empreinte oesophagienne qui forme un sillon peu profond. Cette partie montre également le ligament pulmonaire qui provient de l’accolement des deux feuillets pleuraux (Barone, 2009). Le bord dorsal occupe la gouttière costo-vertébrale ou sillon pulmonaire de la cavité thoracique. Il est épais et arrondi. Le bord ventral est mince et tranchant. Il est très court et placé dans le récessus costo-médiastinal. Il est échancré par l’incisure cardiaque, qui est beaucoup plus marquée sur le poumon gauche que le poumon droit. La base du poumon concave est oblique en bas et en avant. Sa face diaphragmatique se moule sur une surface lisse qu’est le diaphragme. La partie latérale, également mince, constitue le bord basal du poumon, logé dans le récessus costo-diaphragmatique. Le sommet ou apex occupe la coupole pleurale. Il forme une sorte d’appendice épais et arrondi. 2.3. Moyens de fixité Chaque poumon est uni au médiastin par deux formations: la racine du poumon et le ligament pulmonaire. La racine du poumon est constituée de la bronche principale et le faisceau vasculo-nerveux qui l’accompagne. Ce dernier est formé de l’artère pulmonaire, des veines pulmonaires et de l’artère bronchique en contact avec les ganglions lymphatiques bronchiques. 18

Le ligament pulmonaire, encore appelé mésopulmonum, n’est autre que le méso qui met en continuité la plèvre du médiastin et celle du poumon. 2.4. Topographie Crânialement, l’aire d’auscultation du poumon est limitée par la masse du triceps brachial qui n’est explorable qu’à partir de la sixième côte. La partie dorsale des poumons est logée contre les corps vertébraux tandis que le bord basal et le bord ventral sont cachés par les muscles pectoraux. La partie caudale est appliquée contre le diaphragme. La ligne de projection du bord basal du poumon est constituée par le sommet de la 17ème côte, le milieu de la 13ème et la 7ème articulation chondro-costale. 2.5. Structure L’architecture des poumons est représentée par une charpente conjonctivoélastique souple, le tout englobé par le feuillet viscéral de la plèvre. De l’enveloppe conjonctivo-élastique partent de minces cloisons qui divisent le parenchyme en segments broncho-pulmonaires, territoires de ventilation, subdivisés en sub-segments puis en lobules. Ces cloisons permettent aussi la transmission des actions mécaniques exercées au niveau de la plèvre par les mouvements respiratoires : ce qui confère une élasticité à l’ensemble de l’organe. Les lobules pulmonaires constituent les unités anatomiques du parenchyme. D’un volume moyen d’un centimètre cube, ils ont la forme d’une pyramide (Collin, 2010). A l’entrée de chaque lobule se trouve une bronchiole supralobulaire, de petit calibre, accompagnée d’une artériole pulmonaire. En pénétrant dans le lobule, elle devient une bronchiole intralobulaire qui va se diviser en bronchioles terminales qui donneront naissance par la suite les sacs alvéolaires. Ceux ci sont formés de plusieurs alvéoles pulmonaires, lieu de l’hématose (figure 9).

Figure 9 : Schéma d'un lobule pulmonaire et ses vaisseaux (Barone, 2009)

2.6. Vaisseaux et nerfs Le poumon est un organe très richement vascularisé. Les artères pulmonaires apportent le sang chassé par le ventricule droit et destiné à subir l’hématose, provenant du tronc pulmonaire. Elles pénètrent dans le poumon à la face ventrale de la bronche qu’elles croisent ensuite obliquement dans le hile. Les divisions artérielles ainsi que leurs trajets restent satellites des bronches jusqu’au réseau capillaires de l’hématose. Ce sont les veines pulmonaires qui sont chargées de ramener le sang hématosé à l’oreillette gauche du cœur. Elles n’ont, chez les équidés, aucun trajet extrapulmonaire, et c’est le parenchyme qui les enveloppe jusqu’au contact du cœur. 20

Elles ne sont satellites ni des artères ni des bronches et, par conséquent, elles ont une répartition inter-segmentaire bien distincte. Les veines pulmonaires des lobes crâniaux et moyens restent indépendantes des deux côtés contrairement aux veines pulmonaires des lobes caudaux qui s’unissent dans le plan médian en un tronc commun. Concernant l’irrigation de la paroi des bronches ainsi que le conjonctif du poumon, un réseau vasculaire est en place, souvent anastomosé au réseau précédant. Les rameaux bronchiques provenant de l’aorte descendante sont localisés à la face dorsale de la bronche principale qu’elles accompagnent suivant des flexuosités. Quand aux veines bronchiques, elles forment en général deux réseaux: l’un profond drainant la paroi des bronches et aboutissant aux grosses veines pulmonaires, et l’autre superficiel situé sous la plèvre. Les poumons sont drainés par un important réseau lymphatique. Le premier, superficiel, est issu de la plèvre viscérale. Quant au second, profond, il emprunte les cloisons conjonctives par lesquelles il communique aussi avec le superficiel, où sort des lobules en contact avec les bronches par le hile. Les nœuds lymphatiques pulmonaires, trachéo-bronchiques et médiastinaux ainsi que quelques vaisseaux lymphatiques accompagnant en outre l’œsophage et aboutissant aux nœuds gastriques et coeliaques sont responsables du drainage lymphatique des poumons. Les nerfs des poumons sont issus des nerfs vagues et du nerf sympathique. Les ramifications des nerfs vaguent passent par la face dorsale de la bronche principale qu’ils contournent pour rejoindre ceux fournis par les ganglions sous trachéaux du système sympathique. L’ensemble forme le plexus bronchique dont les divisions accompagnent celles des bronches et des artères (figure 10).

Figure 10 : Poumon gauche du cheval, vue mĂŠdiale (Barone, 2009)

III. LES PLEVRES Les plèvres représentent les deux séreuses des poumons dont le rôle est de faciliter le glissement sur les parois de la cavité thoracique pendant les mouvements respiratoires. Chaque sac pleural est constitué par une plèvre pariétale appliquée contre la paroi de la cavité thoracique, et par une plèvre viscérale qui entoure le poumon. Le ligament pulmonaire correspond au méso situé entre le feuillet pariétal et le feuillet viscéral. L’affrontement des 2 feuillets pariétaux à proximité du plan médian participe à la formation du médiastin, cloison qui sépare les deux hémithorax. La cavité pleurale est l’espace compris entre les plèvres pariétale et viscérale. 1. Plèvre viscérale La plèvre viscérale recouvre l’ensemble du poumon et se met en continuité avec la plèvre médiastinale en regard du hile et par le ligament pulmonaire.

Figure 11 : Schéma de la plèvre chez le cheval (Jacob, 2008)

2. Plèvre pariétale Ce feuillet est nommé à partir des régions qu’il recouvre. On décrit ainsi une plèvre costale, une plèvre diaphragmatique et une plèvre médiastinale (Barone, 2009) (figure 12). La plèvre costale tapisse la paroi costale par l’intermédiaire du fascia endothoracique, auquel elle adhère faiblement. Elle se réfléchit sur le diaphragme et le médiastin en formant des culs-desac ou récessus pleuraux. C’est ainsi qu’au niveau de l’ouverture crâniale du thorax se trouve un cul-de-sac arrondi, plus saillant à droite qu’à gauche et qui s’étend un peu au-delà de la première côte: la coupole pleurale ou sinus pleural crânial. Le récessus costo-diaphragmatique situé caudalement entre la paroi costale et le diaphragme, forme un angle étroit mais allongé. A son extrémité dorsale, le récessus lombo-diaphragmatique se situe entre le diaphragme et le plafond de la cavité thoracique. Enfin, le raccordement de la plèvre costale à la partie ventrale de la plèvre médiastinale forme un récessus costo-médiastinal. La

plèvre

diaphragmatique,

par

l’intermédiaire

fascia

endothoracique, est très adhérente au centre phrénique du diaphragme. Un méso triangulaire se détache de la plèvre droite: le pli de la veine cave caudale s’insérant sur le diaphragme. A la partie ventrale du médiastin caudal, il délimite une loge rétrocardiaque ou récessus du médiastin dans lequel vient se loger le lobe accessoire du poumon droit. La plèvre médiastinale

recouvre toute la face correspondante du

médiastin.

Figure 12 : Coupe transversale de la cavitĂŠ thoracique et des plĂ¨vres du cheval (Barone, 2009)

IV. RAPPELS

HISTO-PHYSIOLOGIQUES

L’APPAREIL

RESPIRATOIRE DU CHEVAL D’un point de vue histologique, il faut noter que l’ensemble des voies aériennes est recouvert d’une muqueuse commune aux différents étages : la muqueuse respiratoire. Cette muqueuse est composée de: un épithélium pseudo-stratifié, cylindrique, contenant des cellules mucipares caliciformes et des cellules ciliées, de même que des cellules à bordure en brosse, des cellules basales de remplacement et des cellules neuroendocrines (système APUD : Amine Precursor Uptake and Decarboxylation) (figure 13). un chorion qui contient des glandes tubulo-acineuses séro-muqueuses et des formations lymphoïdes (BALT: bronchus-associated lymphoid tissue). Une tunique musculeuse lisse englobe l’ensemble, c’est le muscle bronchique de Reissessen. la bronchiole terminale contient en plus des cellules sécrétantes appelées cellules de Clara.

Figure 13 : Caractéristiques structurales des cellules épithéliales respiratoires (Dellmann et Adams, 1998) 26

1. Voies respiratoires supérieures 1.1. Les naseaux Les naseaux et les vestibules naseaux sont soutenus par une charpente cartilagineuse. Ils ont la particularité d’être très dilatables, notamment grâce au muscle dilatateur des naseaux. Ce qui leur permet de contrôler l’admission de l’air en fonction de leur diamètre, et de s’adapter parfaitement en fonction de l’effort physique (Hodgson et Rose, 1994). 1.2. Les cavités nasales Les cavités nasales sont tapissées par une muqueuse nasale, encore appelée membrane pituitaire. La membrane de Schneider ou région respiratoire occupe la majeure partie des cavités nasales à l’exception du labyrinthe ethmoïdal, recouvert par la muqueuse olfactive qui renferme des glandes nasales (Collin, 2010). Les cavités nasales permettent le passage de l’air ainsi que le contrôle de sa qualité : filtration des poussières, humidification et réchauffement. 1.3. Le pharynx Le pharynx est un conduit musculo-membraneux servant de carrefour aérodigestif (Denoix, 1989). Le palais mou se divise en un oropharynx composé d’une muqueuse bucco-pharyngée et d’un nasopharynx présentant une muqueuse pituitaire. Il a un rôle passif dans la respiration et sert de protection des régions susceptibles d’entrer en contact avec les aliments. 1.4. Le larynx La muqueuse du larynx tapisse toute la cavité de l’organe. Elle est en continuité avec celle du pharynx et se poursuit dorsalement par celle de la trachée. Elle repose sur une sous-muqueuse et forme ce qu’on appelle la membrane fibroélastique du larynx. Il contrôle le transit de l’air à travers le volume d’air inspiré ou expiré et intervient aussi dans la protection des voies respiratoires profondes. Lors de la déglutition, le larynx s’élève et l’épiglotte se rabat caudalement pour fermer 27

hermétiquement l’entrée du larynx. Après passage du bol alimentaire dans l’œsophage, le larynx et l’épiglotte retrouvent leurs positions initiales. La sensibilité de sa muqueuse est à l’origine de la toux, phénomène reflexe empêchant la pénétration de corps étrangers dans les voies respiratoires. La glotte, quant à elle, est le siège de la phonation. 1.5. La trachée La structure de la trachée comprend, de l’extérieur vers l’intérieur, une adventice, une tunique fibro-cartilagineuse, une musculeuse et une muqueuse (figure 14).

Figure 14 : Coupe transversale de la trachée de cheval (Barone, 2009)

Les anneaux cartilagineux sont unis entre eux par une membrane fibreuse et formant les ligaments annulaires. Le muscle trachéal forme le plan dorsal du conduit. La tunique interne est formée par la muqueuse trachéale.

Figure 15 : Structure de la trachée de cheval. 1) Epithélium Ŕ 2) Sa surface ciliée Ŕ 3) Propria mucosae (Barone, 1976)

La muqueuse de la trachée repose sur une sous muqueuse : la propria mucosae, dans laquelle elle délègue des glandes trachéales. L’épithélium est de type pseudo-stratifié cilié, formé de cellules prismatiques hautes ainsi que de cellules caliciformes synthétisant le mucus (figure 15). La muqueuse sert essentiellement à la conduction et à l’épuration de l’air entre le larynx et les bronches principales. Les poussières inhalées sont retenues par le mucus couvrant la muqueuse et sont ramenées vers le larynx par les battements des cils qui la tapissent. De même, les glandes trachéales synthétisent des enzymes bactéricides et participent donc directement à la défense de l’organisme au même titre que les lymphocytes produits au niveau du chorion (Dellmann et Adams, 1998 ; Gabriel et al. 2013).

2. Système broncho-pulmonaire 2.1. Bronches souches (bronches extra-pulmonaires) Les bronches souches, encore nommées bronches principales, ont, au départ, une structure histologique comparable à celle de la trachée, à savoir, des cartilages unis par une membrane fibro-élastique, revêtue extérieurement de tissu conjonctif et intérieurement par une sous-muqueuse et une muqueuse. Toutefois, les cartilages bronchiques sont moins réguliers que les cartilages trachéaux et sont disposés en plaques cartilagineuses irrégulières. 2.2. Appareil broncho-pulmonaire 2.2.1. Voies aériennes intra-pulmonaires Les bronches : leurs caractéristiques structurales sont les mêmes que celles de la trachée. Néanmoins, cette structure se simplifie sensiblement au fur et à mesure que les bronches se ramifient (Collin, 2010) (figure 16).

Figure 16 : Histologie topographique des bronches intra-pulmonaires (Reyes-Gomez, 2014)

De l’extérieur vers l’intérieur, il y a : l’adventice qui renferme un tissu conjonctif lâche. une charpente cartilagineuse : formée d’anneaux de cartilage hyalin incomplets disposés autour du conduit et rendus solidaire les uns aux autres par une membrane fibro-élastique faisant suite à celle de la trachée. Cette membrane est particulièrement riche en fibres élastiques chez les équidés et se dispose tout autour de la couche des cartilages (Barone, 2009). Les cartilages deviennent de plus en plus petits au fur et à mesure que les bronches diminuent de calibre, pour disparaitre complètement au niveau des bronchioles qui sont alors entièrement membraneuses. Cette fragmentation des pièces cartilagineuses permet aux conduits de s’adapter aux phénomènes de dilatation et de resserrement des poumons lors de la respiration. la sous-muqueuse : elle contient des glandes bronchiques qui sont assez rares chez le cheval (Barone, 2009) la muscularis mucosae : ou musculeuse, puissante, est représentée par le muscle bronchique (anciennement muscle de Reissessen). Il est constitué de fibres lisses circulaires ou spiroïdes, auxquels se mélangent des fibres élastiques. Il se poursuit jusque dans les bronchioles terminales. la muqueuse : l’épithélium est de type respiratoire, cylindrique, ciliée, et d’apparence pluristratifié sur les grosses bronches. Il est composé principalement de cellules caliciformes et de cellules indifférenciées. Il devient par la suite unistratifié et cubique dans les petites bronches. Le chorion est fibro élastique, richement vascularisé, et contient un tissu lymphoïde associé aux bronches (B.A.L.T). Le rôle des bronches est d’assurer la conduction de l’air depuis la trachée jusqu’aux lobules pulmonaires. Alors que les bronches se divisent et que leurs 31

diamètres diminuent vers les lobules pulmonaires, l’augmentation croissante de leur nombre favorise un accroissement progressif de la capacité totale de l’arbre aérifère (Collin, 2010). Ce qui a pour conséquence, au niveau des bronchioles, de ralentir la circulation de l’air, et donc de favoriser les échanges gazeux au niveau des alvéoles. Les bronchioles : elles présentent un épithélium simple cubique, composé de cellules ciliées qui ont tendance à diminuer lorsqu’on se rapproche des bronchioles terminales ; tandis que c’est l’inverse pour les cellules de Clara (cellules cubiques sécrétrices). La propria mucosae de la muqueuse est très mince et parsemée de tissu conjonctif lâche. Les fibres élastiques sont orientées longitudinalement pour la plupart et les fibres musculaires lisses surtout transversalement. Les bronchioles terminales sont dépourvues de cartilage et de glandes. 2.2.2. Zone d’échanges gazeux C’est au sein du parenchyme respiratoire que s’effectuent les divers échanges gazeux. L’acinus pulmonaire représente l’unité fonctionnelle de cette zone tandis que le lobule forme l’unité structurelle. L’acinus, encore nommé l’arbre alvéolaire, regroupe les bronchioles respiratoires terminales, les conduits alvéolaires, les sacs alvéolaires ainsi que les alvéoles pulmonaires (figure 17).

Figure 17 : Zones de transition et d’échanges gazeux du poumon (Banks, 1981)

Chaque acinus pulmonaire est suspendu à une bronchiole terminale qui est à l’origine de conduits, plus larges, dont la fine paroi présente quelques bosselures irrégulières : ce sont les bronchioles respiratoires. Elles ont une structure histologique comparable aux bronchioles terminales : toutefois leur paroi est régulièrement interrompue par des alvéoles. Les fibres musculaires lisses bordent l’épithélium cubique simple. De larges canaux, ramifiés et bosselés émanent des bronchioles respiratoires : ce sont les canaux alvéolaires. Ils se composent d’une succession d’alvéoles et leur paroi comporte encore quelques fibres élastiques ainsi que quelques fibres musculaires lisses. Les conduits alvéolaires finissent en groupes de plusieurs alvéoles pulmonaires : ce sont les sacs alvéolaires. Le carrefour de plusieurs sacs alvéolaires conduit à 33

l’atrium. Les alvéoles pulmonaires sont les conduits terminaux de l’arbre aérifère. Ils sont tapissés par un dense réseau de capillaires au niveau desquels ont lieu les échanges gazeux entre l’air alvéolaire et le sang. Les alvéoles constituent une très grande extension de surface puisque leur surface peut atteindre 80m2. La paroi des alvéoles comporte l’épithélium respiratoire, les septa interalvéolaires ainsi que le réseau de l’hématose (figure 18).

Figure 18 : Illustration schématique d’éléments de trois alvéoles adjacentes. Pneumocyte de type I (I), Pneumocyte de type II (II), Septum interalvéolaire (is), Capillaire pulmonaire (pc), Macrophage alvéolaire (am). Noter l’imbrication de la lame basale du capillaire pulmonaire et de l’alvéole adjacente (*) (Dellmann et Adams, 1998)

l’épithélium respiratoire est extrêmement mince, de type simple pavimenteux.

La distinction entre sa membrane basale et celle des

capillaires de l’hématose n’est pas nette, si bien que ça facilite au maximum les échanges entre l’air alvéolaire et le sang. 34

Cet épithélium se compose de 2 types de cellules : - les pneumocytes de type I, encore nommés épithéliocytes respiratoires, représentent 90% de la surface. Ce sont des cellules pavimenteuses dont l’épaisseur est de l’ordre de 0,02 à 0,05 µm. Outre leur rôle dans les échanges gazeux, ils interviennent dans l’activité endocrine en sécrétant prohormones et hormones. - les pneumocytes de type II ou gros épithéliocytes sont de forme cubique, plus épais et parsemés en petits groupes ou seules. Bien moins nombreux, ils assurent la sécrétion de surfactant. Il s’agit d’une substance tensio-active complexe qui tapisse la paroi alvéolaire

empêchant

l’affaissement

collapsus

lors

l’expiration. En outre, on retrouve des macrophages alvéolaires à la surface de l’épithélium. Ils ont pour fonction de capter les poussières et autres éléments étrangers parvenus jusqu’aux alvéoles. Après captation, ils traversent l’épithélium pour emprunter la voie lymphatique ou en direction des bronchioles afin d’être évacués par les voies respiratoires supérieures grâce aux mouvements de battement des cils de l’épithélium. les

septa

inter-alvéolaires

composent

fibres

collagènes,

précollagènes et élastiques. Très fins, ils supportent le réseau capillaire et l’épithélium respiratoire. le réseau de l’hématose, enchevêtrés de nombreux capillaires couvrant plus de la moitié de la surface extérieure des alvéoles. Ce sont les divisions ultimes des artères pulmonaires, et dans une moindre mesure, celles de l’artère bronchique qui alimentent ce réseau. Le diamètre des capillaires ne permet néanmoins que le passage des hématies. Il a pour rôle d’activer les échanges respiratoires (figure 19).

Figure 19 : Paroi alvéolaire. Un capillaire dans lequel on voit les hématies (+) est logé dans la paroi qui sépare deux alvéoles. Noter l’extrême minceur de la membrane respiratoire qui le sépare de chacune des cavités alvéolaires. Les noyaux des gros alvéolocytes (flèches) font saillie dans ces dernières (Barone, 2009)

V. LES GRANDES FONCTIONS DE L’APPAREIL RESPIRATOIRE 1. Les échanges gazeux Les échanges gazeux entre le sang et l’air alvéolaire dans les poumons se font au niveau de la paroi des alvéoles (Banks, 1981). La distribution de l’oxygène au sein des différents tissus est réalisée par l’activité complémentaire du système cardiovasculaire et du système respiratoire. L’oxygène traverse la barrière air-sang pour être transporté par le sang vers les tissus. L’oxygénation du sang à l’intérieur des capillaires pulmonaires dépend de plusieurs facteurs qui sont : - la quantité d’oxygène dans l’air inspiré - l’intégrité de la barrière air-sang - la quantité de sang circulant au sein de la circulation pulmonaire - la quantité d’oxygène dissous dans le sang - la quantité d’hémoglobine ainsi que son affinité pour l’oxygène (Banks, 1981).

Figure 20 : Schéma des phénomènes chimiques résultant de l’échange des gaz entre les poumons et les tissus (Banks, 1981)

L’air est un gaz complexe comprenant environ 79% d’azote (N2), 21% de dioxygène (02) ainsi que 0,04 % de dioxyde de carbone (CO2) et d’autres gaz rares en quantités très faibles. La somme des pressions partielles de chacun des gaz représente la pression totale de l’air, qui est de 760 mmHg au niveau de la mer. La pression partielle en oxygène (PO2) est, par exemple, de 159 mmHg dans l’air sec, contre 150 mmHg dans les voies aériennes, du fait que l’air est saturé en eau : ce qui réduit légèrement les pressions partielles de chacun des autres gaz. Entre les tissus et le sang, la règle veut que chaque gaz diffuse du compartiment 38

ayant la plus forte pression partielle pour ce gaz vers le compartiment ayant la plus faible pression partielle. Ainsi, l’O2 diffuse de l’air alvéolaire vers le sang, et du sang vers les tissus périphériques consommant de l’O2. A l’inverse, le CO2 diffuse des tissus périphériques produisant du CO2 vers le sang, puis du sang vers l’air alvéolaire (Banks, 1981). Dans les conditions physiologiques, les pressions partielles ont le temps de s’équilibrer au niveau pulmonaire, si bien que l’on mesure les pressions partielles suivantes : - Pour l’O2 : 100mmHg dans l’air alvéolaire et le sang hématosé, 40mmHg dans les tissus périphériques et le sang non hématosé. - Pour le CO2 : 40mmHg dans l’air alvéolaire et le sang hématosé, 46mmHg dans les tissus périphériques et le sang non hématosé (Banks, 1981) (figure 20). 2. Rapport ventilation/perfusion La ventilation se définit comme l’oxygénation du sang à l’intérieur des capillaires pulmonaires, alors que la perfusion correspond au mouvement du sang à travers les capillaires (Banks, 1981). Les échanges gazeux se produisent au niveau de la barrière air-sang quand la ventilation alvéolaire (V) correspond à la perfusion pulmonaire (Q) et s’exprime par le rapport V/Q. Physiologiquement, à l’échelle des poumons, le rapport V/Q (c’est à dire débit ventilatoire/débit circulatoire) se situe aux environs de 1. Pour une hématose efficace, il est nécessaire qu’il soit optimal au niveau de chaque alvéole. Notons que les alvéoles situées en position dorsale sont généralement sousperfusées par rapport à celles en position ventrale (Banks, 1981). Lors d’atteinte de la ventilation ou de la perfusion, on va avoir une altération du rapport V/Q : 39

- Le ratio tend vers zéro lorsque l’alvéole n’est plus ventilée correctement. On assiste à la création d’un shunt droite-gauche, avec retour de sang non hématosé vers le cœur gauche. Par la suite, on assiste physiologiquement à une réaction de vasoconstriction pulmonaire hypoxique avec anoxie (PO2 réduite) et cyanose (muqueuses bleues). - Inversement, le ratio est élevé lorsque la perfusion d’une alvéole fait défaut, de l’espace mort alvéolaire est créé. Cet espace mort correspond au volume d’air contenu qui ne participe pas aux échanges gazeux avec le sang. 3. Mécanismes de défense du tractus respiratoire Le système respiratoire du cheval est constamment exposé à l’air ambiant contenant de nombreuses particules potentiellement nuisibles comme les virus, bactéries, allergènes, poussières et autres agents physico-chimiques. Pour prévenir les affections pulmonaires, de nombreux mécanismes sont mis en jeu dans le but de limiter la pénétration des particules inhalées en direction des poumons, puis dans un second temps de veiller à leur neutralisation et à leur élimination. Ainsi, la clairance pulmonaire dépend de ces différents mécanismes, et c’est le site du dépôt de particules qui déterminent le mécanisme de clairance mis en jeu ainsi que leur vitesse d’élimination. Certains systèmes de défense sont nonspécifiques et capables d’éliminer les particules sans identifier l’agent en cause ; d’autres mécanismes sont spécifiques et la reconnaissance de l’agent agresseur est nécessaire avant que la clairance pulmonaire ne commence (Van Erck et Perrin, 1998). 3.1. Mécanismes de défense spécifiques Ce sont les cellules de l’immunité ainsi que les tissus lymphoïdes associées aux bronches (BALT) qui assurent cette fonction de défense spécifique. Ainsi les formations lymphoïdes élaborent en majeure partie des IgA dans les voies 40

respiratoires supérieures assurant ainsi une immunité locale. Au niveau de l’appareil respiratoire profond, ce sont les alvéoles, qui par le biais des IgG qu’elles contiennent, garantissent la quasi-stérilité du milieu (Van Erck et Perrin, 1998). 3.2. Mécanismes de défense non spécifiques Il s’agit de moyens mécaniques comme la filtration des particules inhalées et leur épuration par l’ascenseur muco-ciliaire, du phénomène de toux ainsi que l’activité phagocytaire par les macrophages alvéolaires. - La filtration : le tractus respiratoire agit comme un filtre physiologique en s’opposant à la pénétration de particules inhalées. Elle s’exerce par inertie, par gravité (pesanteur) et par projection des particules sur les parois des volutes des cornets naseaux où elles se fixent. En fonction de la nature (hydrophile ou hydrophobe), de leur forme et de leur taille, le dépôt des particules ne s’effectue pas au même niveau du système respiratoire (Art et Lekeux, 2004) (figure 21).  Particules ≥ 5μ: Au repos, 95% d’entre elles ne dépassent pas les voies respiratoires supérieures (cornets naseaux, pharynx et bifurcation des bronches). Puis elles s’impactent par inertie. Elles sont ensuite éliminées lors de leur dépôt sur l’épithélium des voies respiratoires supérieures.  Particules de 0,5 à 5μ: Elles se retrouvent au niveau des bronchioles respiratoires et terminales par gravité. Lorsqu’elles sont trop abondantes, allergisantes ou encore irritantes, elles peuvent être à l’origine d’une inflammation.  Particules ≤ 0,5μ: La majorité de ces particules sont évacuées au moment de l’expiration. Toutefois, celles dont le diamètre est inférieur à 0,1 μ peuvent diffuser jusqu’aux alvéoles pulmonaires (Art et Lekeux, 2004). 41

A noter que l’amplitude et la fréquence des mouvements respiratoires jouent un rôle majeur dans la localisation des particules. Ainsi, lors d’exercice physique ou lorsque les températures extérieures sont élevées, il y a une augmentation de la ventilation pulmonaire qui augmente la quantité d’air transitant par les poumons, et par conséquent favorisent le dépôt de particules (Art et Lekeux, 2004).

Figure 21 : Rôle de filtre de l’arbre respiratoire (Art et Lekeux, 2004)

- L’épuration par l’ascenseur muco-ciliaire : ce mécanisme est le résultat du glissement du film muqueux qui s’effectue depuis la profondeur des voies aériennes vers le carrefour laryngo-pharyngé. Chez le cheval, un épithélium pseudo-stratifié cilié recouvre la muqueuse respiratoire de la trachée jusqu’aux bronchioles respiratoires. Il contient entre autres des cellules et glandes à mucus qui produisent un film séromuqueux en surface des cellules épithéliales. La composition du mucus du tractus respiratoire revêt d’une grande importance pour un fonctionnement ciliaire optimal. Ainsi, il est composé à 95% d’eau et 5% d’un mélange de glycoprotéines, de protéoglycanes, de lipides, de 42

carbohydrates et de sels minéraux (Art et Lekeux, 2004). Le mucus recouvrant l’épithélium est composé de 2 couches de viscosité différente. Une couche superficielle, collante, visqueuse, qui piège les particules déposées. Elle glisse sur une couche profonde, liquide, facilitant les mouvements de battements des cils qui l’entraine avec elle vers l’extérieur. Les bronchioles terminales sont dépourvues de cellules à mucus, et le mouvement liquidien s’opère à partir des secrétions des cellules de Clara (lysozyme) et du surfactant. L’efficacité de ce mécanisme de nettoyage est étroitement liée à la fonction ciliaire d’une part, et à la qualité et quantité de mucus, d’autre part. Lors d’infection respiratoire virale, la cytotoxicité des virus est à l’origine de lésions cellulaires et de pertes de cils altérant la clairance. Lors de pousse, encore appelée obstruction récurrente des voies respiratoires, il y a une multiplication des cellules à mucus, entrainant une altération des cils et l’épithélium est progressivement remplacé

par des cellules

indifférenciées non ciliées (Art et Lekeux, 2004) (figure 22).

Figure 22 : Altération de l’ascenseur mucociliaire lors de la maladie (Art et Lekeux, 2004)

La fonction ciliaire peut être altérée par la température ou l’humidité, la présence de poussières à l’origine de stimulations mécaniques, ou encore certains médicaments (β-agonistes, parasympatholytiques, anesthésiques). De même, l’inflammation chronique des voies respiratoires entra ne une métaplasie des cellules ciliées et une hyperplasie des cellules à mucus (Art et Lekeux, 2014 ; Couroucé-Malblanc, 2004). - La toux : c’est un mécanisme réflexe, qui correspond à l’expulsion soudaine de l’air présente dans les poumons, permettant ainsi l’évacuation rapide des substances agglutinées sur le mucus de l’escalator mucociliaire (Art et Lekeux, 2004). La contraction réflexe des muscles des voies respiratoires, des muscles intercostaux et diaphragmatiques est provoquée par la stimulation de récepteurs présents dans l’épithélium respiratoire de la trachée et des bronches (Reed et al., 1998 ; Couroucé-Malblanc, 2004). C’est un mécanisme très efficace, notamment lorsqu’il y a une destruction des cils comme c’est le cas lors d’infections virales, et qui permet un 44

nettoyage en profondeur jusqu’à la quatrième, voire la cinquième génération de bronches. Compte tenu du fait que c’est un mécanisme de clairance, les antitussifs ne doivent être utilisés que dans de très rares cas (Art et Lekeux, 2004). - La phagocytose : elle est assurée par les macrophages alvéolaires qui ont pour fonction de défendre les voies respiratoires profondes qui sont dépourvues d’épithélium cilié. Ils participent donc au nettoyage et à la clairance des particules déposées au niveau des alvéoles (Art et Lekeux, 2004). Ces cellules sont issus de cellules septales (histiocytes) et des monocytes sanguins en provenance de la moelle osseuse hématopoïétique, puis migrent vers des tissus par voie sanguine. Une fois la phagocytose des particules effectuée, les macrophages sont éliminés par l’ascenseur muco-ciliaire, ou pénètrent de nouveau l’interstitium en direction des ganglions trachéo-bronchiques par voie lymphatique (figure 23).

Figure 23 : Rôle des macrophages alvéolaires : ils assurent le nettoyage et la clairance des particules déposées au niveau des alvéoles (Art et Lekeux, 2004)

Dans certaines circonstances, la fonction des macrophages alvéolaires peut être altérée. C’est le cas lors de l’emploi de corticoïdes, l’inhalation 45

de certains gaz ou encore d’hypoxie alvéolaire lors d’obstruction des petites voies respiratoires (Art et Lekeux, 2004).

DEUXIEME PARTIE : LES PRINCIPALES AFFECTIONS DE Lâ&#x20AC;&#x2122;APPAREIL RESPIRATOIRE DES EQUIDES

A l’instar d’autres espèces animales domestiques, les affections respiratoires des équidés sont nombreuses, d’origine diverse et certaines ont un impact économique et sanitaire important. I. AFFECTIONS D’ORIGINE VIRALE 1. La Rhinopneumonie La rhinopneumonie est une maladie virale, fortement contagieuse, à l’origine de troubles respiratoires, d’avortements et de troubles neurologiques chez les équidés (Zoetis, 2015). La maladie est due à deux herpès virus qui sont l’herpès virus équin type 1 (EHV-1 (responsable des formes abortive, nerveuse et respiratoire) et l’herpès virus équin type 4 EHV-4 (responsable essentiellement de la forme respiratoire) ; ces deux types sont étroitement liés (Daix et Pronost, 2014). Épidémiologie Il s’agit d’une maladie extrêmement répandue dans le monde entier et fréquemment diagnostiquée en France (Pitel et al., 2015). La contamination se fait par voie aérienne par le biais des sécrétions respiratoires des chevaux atteints de la forme respiratoire ou par contact avec un avorton ou les sécrétions utérines dans la forme abortive. Après infection, le virus peut rester en latence dans l’organisme pendant longtemps et se réactiver, lorsque les conditions sont favorables, pour provoquer une nouvelle excrétion virale (Zoetis, 2015). Signes cliniques Il existe 3 formes cliniques : - Forme respiratoire (due à EHV-1 et EHV-4) La forme respiratoire de la rhinopneumonie est similaire à celle de la grippe équine mais touche surtout les sujets jeunes. Ainsi, après une phase d’hyperthermie de courte durée, l’animal présente un jetage mucopurulent bilatéral et parfois de la toux (figure 24). Les symptômes 48

régressent en 10 à 15 jours en l’absence de surinfection bactérienne (Rossier et al., 1997).

Figure 24 : Jetage nasal visqueux chez un cheval atteint de la forme respiratoire de la rhinopneumonie (Petit, 2014)

- Forme abortive (due à EHV-1) Elle affecte plus particulièrement les juments gestantes non immunisées et après contamination, l’avortement survient le plus souvent entre 7 et 11 mois de gestation (figure 25). Parfois, le poulain nait vivant et meurt suite à des difficultés respiratoires dans les 3 jours (Pitel et al., 2015).

Figure 25 : Fœtus avorté attaché au placenta (Petit, 2014)

- Forme nerveuse (due à EHV-1) Elle débute par une paralysie du train postérieur pouvant s’atténuer ou au contraire progresser de façon ascendante conduisant à la mort par paralysie respiratoire (figure 26).

Figure 26 : Cheval ataxique retrouvé en décubitus puis relevé (Petit, 2014)

Diagnostic La maladie peut être suspectée en se basant sur les symptômes cliniques respiratoires associés à une vague d’avortements en fin de gestation au sein d’un élevage équin. Le diagnostic de laboratoire peut se faire par des techniques virologiques appliquées sur

des écouvillons naso-pharyngés, des prélèvements de tissus

nécropsiques et de l’avorton ou par sérologie avec une cinétique à 15 jours d’intervalle (Maurin, 2010). Traitement Il repose sur l’administration d’antibiotiques à large spectre (prévenir les surinfections bactériennes), d’anti-inflammatoires et d’antiviraux contre l’herpèsvirus afin de soulager les symptômes cliniques.

Prophylaxie La mise en quarantaine de tout nouvel animal arrivant dans un élevage durant 3 semaines doit être la règle. Il faut également séparer les poulinières des autres chevaux pour éviter tout risque de contamination et lors d’avortement ou de naissance de poulains faibles. Il faut aussi bien désinfecter l’environnement de même que le matériel. Il existe une prophylaxie médicale avec un vaccin inactivé afin de prévenir la forme abortive de la rhinopneumonie. Après une primovaccination (2 injections à un mois d’intervalle), il est recommandé un rappel à 6 mois puis 1 à 2 fois par an et avant chaque poulinage (Pitel et al. 2015). 2. La Grippe équine La grippe est une maladie virale, très contagieuse, affectant les équidés, et due à un virus influenza de type A (Orthomyxoviridae), de sous types H 3N8 et H7N7 (OIE, 2015). Épidémiologie Il s’agit d’une maladie présente dans le monde entier, surtout saisonnière et survenant sous forme épizootique pendant l’hiver. La contamination se fait par voie aérienne, le plus souvent par transmission directe d’un animal malade à un animal sain, mais aussi de manière indirecte par le biais du matériel ou encore des vêtements contaminés (Maurin 2010). Signes cliniques La période d’incubation est de 1 à 5 jours. La maladie se manifeste, le plus souvent, chez des équidés non immunisés et elle débute par une fièvre intense (40-41°C) et un abattement. Puis, quelques jours plus tard, appara t une toux caractéristique (sèche, quinteuse, intense, non productive) associée à un jetage séreux et une tachypnée. D’autres signes peuvent être observés tels que de l’épiphora, des douleurs musculaires ainsi que 51

des œdèmes des membres. En l’absence de complications, les signes cliniques s’estompent en 10 à 15 jours (Rossier et al., 1997). Cette forme peut se compliquer d’une infection bactérienne secondaire. Dans ce cas, il y aura un jetage muco-purulent (sinusite) accompagné d’une bronchopneumonie ou d’une pneumonie interstitielle se manifestant par une dyspnée, des craquements et des sifflements à l’auscultation pulmonaire (Maurin, 2010). Il existe aussi une forme fruste chez des animaux ayant été vaccinés de façon insuffisante et irrégulière avec des signes cliniques discrets. Diagnostic Les symptômes et l’évolution de la grippe au sein d’un élevage sont typiques: l’hyperthermie est en général plus intense que dans les autres affections respiratoires d’origine virale de même que la contagiosité (Barrier et al., 2014). Néanmoins, le diagnostic définitif repose sur l’analyse sérologique (cinétique à 15 jours d’intervalle) ou l’isolement du virus (écouvillonnages naso-pharyngés collectés le plus tôt possible) (Maurin 2010). Traitement Il n’existe pas de traitement spécifique contre la grippe équine. Seule l’utilisation d’antiviraux donne des résultats satisfaisants mais non compatibles avec la pratique vétérinaire du fait de leur coût élevé (Barrier et al., 2014). Un traitement symptomatique à l’aide d’anti-inflammatoires pour lutter contre la fièvre ainsi qu’une antibiothérapie, en cas de surinfection bactérienne comme une pneumonie par exemple, peuvent être administrés. Les chevaux malades seront isolés dans un box dépourvu de poussières et bien ventilé. Prophylaxie - Prophylaxie sanitaire: Elle consiste à la mise en quarantaine de tout nouvel animal pour au moins 4 semaines. De plus, il faut un nettoyage et une

désinfection des boxes, du matériel de soin et des véhicules de transport après guérison de tous les chevaux. - Prophylaxie médicale: Elle se traduit par la vaccination de tous les équidés compte tenu de la forte contagiosité de la maladie et de la gravité des symptômes. Le protocole vaccinal recommandé est le suivant : - Primo-vaccination des poulains : 2 injections à un mois d’intervalle. Concernant les poulains issus de mère vaccinée, la primo-vaccination se fait à partir de l’âge de 5 à 6 mois avec un rappel vaccinal à 5 mois après la 2 ème injection de primo-vaccination (poulains vaccinés à partir de 6 mois). Pour les poulains issus de mère non vaccinée, la primo-vaccination se fait à partir de l’âge de 2 mois. Chez les très jeunes poulains vaccinés avant 6 mois, on conseille de faire une 3ème injection, un mois après la 2ème de primo-vaccination (Barrier et al., 2014). - Rappels vaccinaux si possible tous les 6 mois, car l’immunité dure entre 6 et 12 mois pour une protection optimale. Concernant les poulinières, il faut veiller à faire un rappel dans les 4 à 6 semaines précédant le poulinage. 3. L’artérite virale équine L’artérite virale équine, est une maladie virale contagieuse des équidés causée par un Arterivirus de la famille des Arteriviridae (OIE, 2008). Épidémiologie Il s’agit d’une maladie à répartition mondiale avec cependant des taux de prévalence variables. La transmission se fait par voie aérienne en inhalant des sécrétions respiratoires des chevaux infectés, mais aussi par voie vénérienne lorsque les juments sont saillies par un étalon infecté ou inséminée avec du sperme infecté. Les principales sources de virus sont le jetage, les larmes, l’urine, les crottins, le 53

sang et le sperme (Ferry et al. 2013). Signes cliniques Il existe une grande variabilité quant à la nature des signes et leur gravité. La maladie se manifeste, tout d’abord, par de l’hyperthermie, de l’anorexie et de l’abattement, puis un jetage séreux associé à une congestion de la muqueuse nasale et une toux. D’autres signes comme une conjonctivite avec des larmoiements et des oedèmes des membres (en « chaussettes ») et du scrotum peuvent être observés (Rossier et al., 1997) (figure 27).

Figure 27 : Œdème du scrotum chez un cheval atteint d’artérite virale équine (Timoney, 2013)

Chez les juments gestantes, l’infection peut conduire à des avortements dans les 2 à 4 semaines qui suivent la contamination par voie respiratoire. Diagnostic Cliniquement, l’artérite virale équine peut être suspectée lors des cas d’avortements associés à de la fièvre et de la toux ainsi que la contagiosité de la maladie. Le diagnostic de laboratoire est le seul à pouvoir confirmer avec certitude la maladie. Habituellement, la sérologie permet d’identifier les anticorps antiviraux spécifiques, mais l’isolement du virus peut aussi se faire à partir d’un 54

écouvillonnage naso-pharyngé ou d’un échantillon de sperme ou de tissu fœtal/placentaire (Zoetis, 2015). Traitement Il n’y a pas de traitement spécifique. Le traitement sera donc symptomatique mais les animaux peuvent aussi guérir sans traitement. Les juments et les hongres se débarrassent du virus après guérison. A l’inverse, il existe, chez certains étalons, un phénomène de persistance du virus et de son excrétion par le sperme pour longtemps (Ferry et al., 2013). Prophylaxie - Prophylaxie sanitaire: la mise en quarantaine de 3 semaines lors de l’introduction d’un nouvel animal au sein d’un élevage est la règle. L’isolement des malades est indispensable pour éviter la propagation du virus. Pour les étalons mis à la reproduction, une sérologie négative est nécessaire compte tenu de l’existence d’étalons porteurs sains. Si la sérologie est positive, le virus est recherché dans le sperme (Ferry et al. 2013). - Prophylaxie médicale: il existe un vaccin utilisé aux Etats-Unis et en Suède. A noter que la vaccination est interdite en France (Rossier et al., 1997 ; Maurin, 2010) 4. Pneumonie à Morbillivirus C’est une pneumonie virale suraiguë et souvent mortelle des équidés qui est à l’origine d’une zoonose émergente (Daix et Tritz, 2015). Jusqu’à présent, la maladie n’est apparue qu’en Australie. Elle est aussi appelée pneumonie due au virus Hendra (Hendra est le nom du haras où la maladie est apparue pour la première fois à Brisbane en Australie). L’agent infectieux est le virus Hendra appartenant à la famille des Paramyxoviridae.

Épidémiologie Les chauves-souris frugivores constituent le réservoir naturel du virus. La maladie se transmet essentiellement par contact direct avec les animaux infectés. La contamination des équidés se fait par l’excrétion de matières fécales et des urines des chauves-souris dans les pâtures. La transmission d’animal à animal n’a jamais été observée (OVF, 2013). Chez l’Homme, la contamination peut se faire par inhalation d’aérosols ou par contact avec du matériel contaminé comme par exemple les sécrétions nasales, la salive ou le sang d’animaux infectés. Signes cliniques D’évolution suraiguë chez le cheval, les signes cliniques se manifestent par la fièvre (41°C), l’anorexie, un écoulement nasal et pulmonaire mousseux, la toux traduisant une pneumonie qui peut conduire à la mort dans les quatre à huit jours après infection (OVF, 2015). D’autres chevaux peuvent présenter surtout des symptômes nerveux. Diagnostic Après une suspicion clinique, plusieurs techniques de laboratoire permettent de détecter le virus Hendra. - Par culture cellulaire à partir d’un homogénat de tissus (foie, poumons, rate, rein), - Par test ELISA et test de séroneutralisation avec mise en évidence des anticorps, - Par PCR-RT avec mis en évidence directe du virus (Daix et Tritz, 2014). Traitement Aucun traitement spécifique n’existe. Seul un traitement de soutien peut être mis en œuvre.

Prophylaxie - Prophylaxie sanitaire: la mise en quarantaine est efficace pour contenir la propagation du virus. - Prophylaxie médicale: un vaccin recombinant destiné aux chevaux a reçu une autorisation partielle en Australie (Daix et Tritz, 2015).

II. AFFECTIONS D’ORIGINE BACTERIENNE 1. La Gourme La gourme est une affection aiguë du tractus respiratoire supérieur et des nœuds lymphatiques satellites, due à la bactérie Streptococcus equi sub equi (bactérie Gram positif, streptocoque β-hémolytique). Elle est spécifique aux équidés et touche surtout les jeunes de moins de 5 ans (Maurin 2010). Épidémiologie La maladie affecte généralement les chevaux de un à cinq ans. La contamination se fait principalement par voie respiratoire, par pénétration du germe au niveau de la muqueuse des cavités nasales et du pharynx. La transmission se fait par contact direct et indirect. Le principal problème de cette maladie provient des porteurs sains qui abritent l’infection pendant plusieurs mois dans les poches gutturales. Ils constituent donc une source de germes au même titre que les chevaux en incubation et les chevaux malades (Hewetson et Couroucé-Malblanc, 2013). Signes cliniques La période d’incubation est de 3 à 14 jours suivie de plusieurs formes cliniques: - Forme catarrhale Forme la plus fréquente de la maladie (90%) et se traduit par une fièvre (40°C) avec abattement et inappétence. Avec la progression de la maladie, le jetage séreux devient rapidement purulent et abondant. Ensuite, il y a une lymphadénite au niveau des nœuds lymphatiques sousmandibulaires et rétropharyngiens qui sont indurés, hypertrophiés et douloureux (figure 28). L’inflammation des nœuds lymphatiques rétropharyngiens peut entrainer des troubles fonctionnels (dyspnée par obstruction du pharynx, toux douloureuse, dysphagie). Avec l’évolution, les nœuds lymphatiques deviennent mous et fluctuants suite à l’abcédation en quelques jours. 58

Figure 28 : Hypertrophie des nœuds lymphatiques rétropharyngiens chez un cheval atteint de gourme (Lane, 2014)

Enfin, environ deux semaines après l’apparition des premiers symptômes, une rupture des abcès vers l’extérieur (nœuds lymphatiques sous-mandibulaires) et/ou dans les poches gutturales (nœuds lymphatiques rétropharyngiens) pouvant conduire à un empyème des poches gutturales. A ce stade, l’amélioration clinique coïncide avec la cicatrisation des abcès. Cependant, il peut y avoir des complications telles qu’une sinusite ou une hémiplégie laryngée (Maurin, 2010). - Forme pyogénique Elle est rencontrée dans 8% des cas et appara t directement ou suite à une complication de la forme catarrhale (Maurin, 2010). Elle se traduit par des abcès multiples sur différents organes (peau, articulations, poumons, foie), et par une adénite satellite (nœuds lymphatiques mandibulaires). - Purpura hémorragique Une vascularite est observée chez des chevaux plus âgés après une vaccination ou une seconde infection. Elle appara t 2 à 4 semaines après la forme initiale. Elle se manifeste par l’urticaire suivi d’un syndrome « anasarque » (Maurin, 2010) qui se traduit par des muqueuses présentant des pétéchies, des oedèmes bien délimités au niveau de la tête, des membres et de l’abdomen. Puis, il y a 59

l’évolution vers l’exsudation et l’ulcération cutanée avec formation de croûtes. Cette forme s’accompagne d’une atteinte des muscles squelettiques, du cœur, de l’appareil digestif, des reins et des poumons. Diagnostic Les symptômes cliniques de la gourme permettant de la suspecter sont assez évocateurs. Touchant préférentiellement les jeunes, la maladie se manifeste par de la fièvre, un jetage et une lymphadénomégalie. De plus, son caractère contagieux permet de conforter le diagnostic de suspicion (Fortier et al., 2011). Cependant, seul l’isolement du germe permettra d’obtenir un diagnostic de certitude. Le diagnostic bactériologique se fait à partir de différents prélèvements (écouvillonnage naso-pharyngé, lavage trachéo-bronchique, ponction d’un abcès ou encore lavage des poches gutturales) et il permet aussi de dépister les porteurs asymptomatiques (Fortier et al. 2011). Le diagnostic sérologique est également possible en utilisant la méthode ELISA. Le diagnostic différentiel se fait avec les maladies respiratoires d’origine virale en phase précoce (grippe équine, rhinopneumonie) mais aussi la morve ou encore l’anémie infectieuse lors d’anasarque. Traitements - Antibiothérapie L’emploi de la pénicilline procaïne est la molécule de choix ou encore l’association sulfamides-triméthoprime. Les protocoles sont variables en fonction de la forme et du stade d’évolution de la maladie. Au stade initial de la maladie (hyperthermie, jetage débutant), il faut instaurer l’antibiothérapie dans les 24 heures. Lors de la maturation des abcès, il faut favoriser l’abcédation à l’aide de soins locaux et attendre que les abcès aient percé pour entreprendre une 60

antibiothérapie, car les antibiotiques retardent la maturation des abcès. En outre, on peut réaliser une antibioprophylaxie lorsqu’un cheval sain est exposé à un cheval malade contagieux (Maurin 2010). - Traitement local Ce traitement consiste à faire mûrir les abcès par application de compresses chaudes alcoolisées, de cataplasmes ou encore de vésicatoire. Une fois les abcès mûrs, il faudra les débrider et les drainer. Après ouverture, il est recommandé de les flusher deux fois par jour avec une solution de povidone iodée à 3-5 % (Maurin 2010). Les anti-inflammatoires non stéroïdiens seront utilisés pour diminuer les symptômes et accélérer la récupération des animaux. A titre d’exemples, on peut employer la phénylbutazone, la flunixine ou le dypirone. Pour le traitement du syndrome anasarque, il faut recourir à une corticothérapie à l’aide de dexaméthasone (0,2 mg/kg/jour en IV ou IM pendant 3 jours, avec administration à des doses décroissantes par la suite), ensuite une antibiothérapie par pénicilline procaïne, et enfin traiter les œdèmes des parties déclives par des marches en main, une douche des membres ainsi que la pose de bandes de repos (Maurin 2010). Prophylaxie - Prophylaxie sanitaire En milieu sain, il faut une mise en quarantaine des animaux nouvellement introduits pendant 3 à 4 semaines ainsi qu’un examen clinique régulier. Le dépistage des porteurs chroniques est aussi important pour la prévention des épidémies de gourme. En milieu contaminé, il faut isoler les animaux malades jusqu’à guérison complète ainsi qu’une désinfection poussée des locaux, du matériel et du personnel et finir une destruction des litières contaminées. Les chirurgies de convenance comme une castration sont à bannir dans un 61

effectif gourmeux (Maurin, 2010). - Prophylaxie médicale Il existe un vaccin vivant efficace contre la gourme qui s’administre par voie sous-muqueuse (face interne de la lèvre supérieure). Le protocole consiste en primovaccination en 2 injections à un mois d’intervalle, puis un rappel tous les trois mois. Le protocole peut être mis en œuvre dès l’âge de 4 mois (Fortier et al. 2011). 2. La Morve La Morve est une maladie infectieuse, très contagieuse, touchant les équidés et due à une bactérie Burkholderia mallei produisant une endotoxine nécrosante. La morve est transmissible à l’Homme et engendre une maladie souvent mortelle (OIE). Répartition géographique La Morve est rare de nos jours. Elle a été éradiquée en Europe, Amérique du Nord et en Australie grâce aux mesures de dépistage, d’élimination des animaux infectés ainsi que les contrôles à l’exportation. Néanmoins, elle est périodiquement signalée en Afrique, en Asie, au Moyen-Orient et en Amérique latine (OIE, Daix et al., 2014). Épidémiologie Les équidés sont les réservoirs naturels de la maladie, l’âne étant plus sensible que le cheval. Les matières virulentes sont les excrétions et les sécrétions comme le pus, le jetage, les larmes, la salive, l’urine et les fèces. La voie de pénétration est soit digestive (ingestion d’eau ou de nourriture contaminées et les aérosols), soit cutanée (par contact avec des lésions de la peau ou par les muqueuses) (Daix et al., 2014).

Signes cliniques La période d’incubation est d’une semaine à un mois. Trois formes cliniques sont habituellement décrites. - Syndrome pulmonaire chronique Il est caractérisé par une toux, un jetage muco-purulent jaune-verdâtre, une formation de vésicules-pustules sur la muqueuse pituitaire qui évoluent en ulcères et en chancre associées à une lymphadénomégalie (nœuds lymphatiques sous-maxillaires).

Figure 29 : Jetage muco-purulent chez un cheval atteint de morve (Derzelle, 2014)

- Forme cutanée Elle est caractérisée par l’apparition d’abcès volumineux dans les tissus cutanés et sous-cutanés le long des vaisseaux lymphatiques, appelée Farcin (Daix et al., 2014). - Forme septicémique grave Elle est caractérisée par des frissons et une prostration conduisant à la mort en 1 à 2 semaines (Daix et al., 2014). Cette forme touche plus souvent les ânes et les mulets, tandis que les chevaux développent généralement une forme chronique ou asymptomatique avec un abattement progressif, de la toux, un jetage et des difficultés respiratoires avec une fièvre intermittente et des ulcères.

Diagnostic Le diagnostic repose sur des données épidémiologiques, cliniques et des analyses bactériologiques. Le dépistage repose sur un diagnostic sérologique par mise en évidence des anticorps par fixation du complément ou hémagglutination indirecte (RESPE, 2012). Traitement À ce jour, aucun traitement médicamenteux vétérinaire n’est capable de soigner la morve (OIE). Prophylaxie - Prophylaxie sanitaire: le contrôle de cette maladie repose sur le dépistage des animaux infectés et l’abattage systématique des cas confirmés. - Prophylaxie médicale: il n’existe, pour le moment, aucun vaccin car la bactérie est peu immunogène (Daix et al., 2014). 3. La Rhodococcose équine La Rhodococcose est une maladie infectieuse majeure chez les poulains de moins de 6 mois, due à Rhodococcus equi, bactérie très résistante dans l’environnement (Maurin 2010). C’est une maladie essentiellement respiratoire, souvent mortelle chez les poulains. Épidémiologie L’agent pathogène est qualifié d’ubiquitaire dans l’environnement (Daix et al., 2014). En effet, il est présent dans les poussières, les sols, l’air mais aussi les crottins (présent dans le tube digestif des chevaux adultes), et persiste longtemps dans le milieu extérieur. La transmission se fait majoritairement par voie respiratoire lorsque les poussières contaminées sont inhalées par les poulains.

Signes cliniques Le poulain présente généralement une fièvre ondulante avec une perte d’appétit et de l’abattement. L’atteinte respiratoire se manifeste par une toux productive, des difficultés respiratoires avec un jetage inconstant. A l’auscultation thoracique, des râles humides sont entendus en région péri-hilaire (Maurin, 2010). D’autres signes sont également décrits comme une diarrhée fréquente, une polysynovite non septique (évocateur de la maladie chez le poulain), une polyarthrite et une ostéomyélite consécutive à une bactériémie. Diagnostic La Rhodococcose peut être suspectée lorsqu’un poulain de plus d’un mois présente une fièvre, une toux, une dyspnée ainsi qu’une polyarthrite. La radiographie thoracique met en évidence la présence de nombreux abcès dans les poumons avec un aspect cotonneux de l’image (Maurin 2010) (figure 30). Le diagnostic de certitude passe par l’identification de la bactérie suite à une analyse de sang, de liquide articulaire ou d’un lavage trans-trachéal par la sérologie, bactériologie ou PCR (Barrier et al., 2014).

Figure 30 : Poumon d'un poulain mort de la broncho-pneumonie à Rhodococcus equi (Prescott, 1996) 65

Traitement Le traitement de la Rhodoccocose est d’autant plus efficace qu’il sera mis en place précocement. Néanmoins, il est long, couteux et fastidieux. L’antibiothérapie de choix est l’association érythromycine (25mg/kg, PO, 3×/jour) et rifampicine (5-10mg/kg, PO, 2×⁄jour) pendant deux à trois mois. L’avantage de la voie orale est la facilité d’administration sur une longue durée. Compte tenu de son prix et du risque de diarrhée liée à l’érythromycine, il peut être également proposé l’azithromycine (10mg/kg, PO, 1×⁄jour) ou la clarithromycine (7,5 mg/kg, PO, 2×⁄jour) seule ou associée à la rifampicine (Maurin, 2010). En cas de besoin, on peut y associer une réhydratation et/ou une oxygénothérapie. Prophylaxie Il s’agira de diminuer la pression infectieuse et les possibilités d’inhalation de la bactérie chez les poulains par une bonne ventilation des bâtiments, une bonne hygiène générale et en évitant la surpopulation des pâtures par une rotation des pâtures (Barrier et al., 2014). La détection, l’isolement et le traitement précoce des malades est indispensable. Ces mesures pourront être complétées par l’administration de sérum hyperimmun dans les premières semaines de vie des poulains (Maurin 2010). 4. Empyème des poches gutturales L’empyème des poches gutturales est l’accumulation de pus dans l’une ou les deux poches gutturales faisant suite à une infection des voies respiratoires supérieures comme la gourme. Signes cliniques L’animal affecté présente un jetage nasal uni- ou bilatéral (surtout du côté atteint) mucopurulent, abondant, accentué le plus souvent lorsque il baisse la tête. 66

Il y a également une dyspnée et un trouble de la déglutition (dysphagie) lié à un dysfonctionnement ou une irritation des nerfs crâniens présents dans la poche gutturale (Couroucé-Malblanc et AVEF, 2010). Diagnostic La méthode de choix reste l’endoscopie qui permet de mettre en évidence des sécrétions mucopurulentes dans les poches gutturales et parfois des chondroïdes qui sont des structures provenant de la solidification du pus (Couroucé-Malblanc et AVEF 2010; Paul-Jeanjean, 2013 ) (figure 31).

Figure 31 : Chondroïdes sur le plancher du compartiment médial de la poche gutturale (Piat, 2008)

En outre, une culture bactériologique accompagnée d’un antibiogramme peut être réalisée à partir d’un prélèvement de l’exsudat sous contrôle endoscopique. Traitement Le traitement consiste en une irrigation locale quotidienne de soluté isotonique de type NaCl ou Ringer Lactate®, éventuellement additionné d’antibiotique soluble (pénicilline sodique), jusqu’à ce que la solution de lavage soit claire. Une antibiothérapie, par voie générale, comme la pénicilline G procaïne peut être administrée. Dans les cas les plus graves ou les formes chroniques, un drainage chirurgical peut s’avérer nécessaire (Maurin, 2010). 67

III. AFFECTIONS D’ORIGINE MYCOSIQUE ET PARASITAIRE 1. Mycose des poches gutturales La mycose des poches gutturales est la présence de champignons dans la ou les poches gutturales. Elle fait suite, le plus souvent, à l’envahissement de la muqueuse et de la paroi carotidienne en partie dorsale du compartiment médial de la poche par Aspergillus nidulans, sous forme de plaque mycosique (Cadoré et Deniau, 2014). Signes cliniques Les manifestations cliniques sont la conséquence de la nature des structures anatomiques (vasculaires ou nerveuses) situées sous la plaque mycosique, mais aussi du stade d’érosion de la muqueuse (Paul-Jeanjean, 2013).

Figure 32 : Mycose en regard de l’artère carotide interne (Piat, 2008)

L’épistaxis est le motif de consultation le plus fréquent ; il est abondant, uni- ou bilatéral, parfois seul signe présent. Il peut être noté également une dysphagie, un jetage mucopurulent ou alimentaire et/ou un désordre neurologique (hémiplégie laryngée, paralysie faciale, syndrome de Claude Bernard-Horner).

Diagnostic L’endoscopie est la méthode la plus sûre afin de mettre en évidence les lésions mycosiques sous forme de pseudo-membranes nécrotiques de couleur jaune à noirâtre (figure 32). Elle doit être combinée à l’anamnèse et aux signes cliniques (Paul-Jeanjean, 2013 ; Cadoré et Deniau 2014). Traitement Il existe différentes approches thérapeutiques des mycoses des poches gutturales. - Traitement chirurgical: c’est le traitement de référence qui consiste en l’occlusion des vaisseaux concernés. L’embolisation intra-artérielle sera réalisée dans un centre de chirurgie et sous anesthésie générale. - D’autres techniques plus simples, réalisables sur le terrain, consistent à une ligature la carotide interne. - Traitement médical: il consiste à administrer, localement et de façon répétée, des antifongiques (énilconazole, amphotéricine B). C’est un traitement long et qui peut paraître parfois décevant. Néanmoins, il permet une disparition complète des lésions sans opération chirurgicale (Maurin, 2010). 2. Bronchite vermineuse à Dictyocaulus arnfieldi C’est une affection parasitaire de l’appareil respiratoire, peu fréquente, mais responsable d’une toux chronique causée par Dictyocaulus arnfieldi. Elle appara t lorsque des chevaux cohabitent avec des ânes qui constituent le principal réservoir du parasite. La bronchite vermineuse est encore appelée strongylose bronchique des équidés ou dictyocaulose. D. arnfieldi est un parasite des bronches et des bronchioles des équidés pouvant être à l’origine de troubles respiratoires intenses due à une broncho-pneumonie lors d’infestation massive (Villeneuve, 2010).

Épidémiologie Ce parasite est fréquent chez l’âne qui est un porteur asymptomatique. Les poulains sont plus sensibles à cette affection respiratoire que les adultes. Les sources de contamination sont les ânes porteurs asymptomatiques, les chevaux infestés ainsi que les pâturages où sont disséminées les larves. Ce parasite possède une répartition mondiale mais est surtout présent dans les régions à climat humide. Cycle biologique Après ingestion, la larve L3 pénètre la paroi intestinale puis gagne le poumon par la voie lymphatique ou sanguine et s’arrête dans les capillaires autour des alvéoles. Une fois dans les alvéoles pulmonaires, elles remontent aux bronchioles en subissant de nombreuses mues avant de se transformer en adultes (Villeneuve, 2010). Modes d’infestation Le cheval s’infecte en pâturant avec un âne, lors d’ingestion des herbes contaminées par des L3 du parasite. Signes cliniques La dictyocaulose se traduit, dans sa forme chronique, par des épisodes de toux, du jetage et une dyspnée. Lors d’infestation massive, on note une bronchopneumonie et une pneumonie liée à la présence des larves dans les alvéoles pulmonaires entrainant une inflammation, parfois associée à des infections bactériennes secondaires (figure 33).

Figure 33 : Dictyocaulus arnfieldi au sein des poumons d’un cheval atteint de la Dictyocaulose (Merial)

L’état général de l’animal se dégrade conduisant à un amaigrissement rapide et pouvant aller jusqu’à la cachexie (Kaufmann, 1996 ; Bowman et Kersey, 1999). Diagnostic Il est basé sur des données épidémiologiques et cliniques (cohabitation avec un âne, troubles respiratoires). La mise en évidence des larves ou des œufs embryonnés dans les excréments permet de confirmer le diagnostic, et le lavage trachéal révèlera de nombreux granulocytes éosinophiles. Il est aussi possible de visualiser les parasites par endoscopie des voies respiratoires supérieures (Desjardins, 2006). Traitement L’Ivermectine (0.2mg/kg, PO) en une seule administration est très efficace contre les adultes et les larves L4. Le Mébendazole (20mg/kg/j) pendant 5 jours est aussi actif contre les adultes (Villeneuve, 2010). Prophylaxie Dans la mesure du possible, il faudra éviter de faire pâturer les ânes et les chevaux ensemble en zones endémiques. Le ramassage des crottins sur les parcelles est une méthode contraignante mais qui donne d’excellents résultats. 71

IV. AFFECTIONS ALLERGIQUES, TOXIQUES ET TUMORALES 1. La Broncho-pneumonie Obstructive Chronique (BPOC) Encore appelée la pousse, la BPOC est une maladie inflammatoire chronique des voies respiratoires profondes qui touchent les chevaux d’âge mûr et qui est caractérisée par une toux chronique, une intolérance à l’effort et des difficultés respiratoires (Maurin 2010). Étiologie L’étiologie reste encore discutée mais cette maladie multifactorielle serait, sans doute, causée par une hypersensibilité envers la poussière et les moisissures (Aspergillus fumigatus, Micropolyspora faeni) présentes dans le foin et la paille moisis (Maurin, 2010). Face à ces allergènes de pâture, il en résulte une réaction d’hypersensibilité de type 1 ou 3 avec comme conséquences: - un bronchospasme systématique, - une hyperréactivité bronchique (bronchoconstriction), - une augmentation de la production de mucus et une diminution de la clairance muco-ciliaire conduisant à la formation de bouchons de mucus, - un épaississement de la paroi des bronches. Tout cela aboutit donc à une obstruction des petites voies respiratoires profondes (Lecoq, 2013). Épidémiologie Cette maladie touche généralement les chevaux de 8 ans et plus, vivant au box. Il existe une prédisposition génétique chez les poulains de parents atteints de pousse (Maurin 2010). De même, la mauvaise hygiène est aussi un facteur favorisant de cette maladie. Signes cliniques Ils sont variables en fonction de la sévérité de la maladie. Ils se traduisent par 72

une toux chronique (modérée à sévère), une intolérance à l’effort, une dyspnée expiratoire et un jetage mucopurulent (inconstant). La fréquence respiratoire est normale à augmenter. Au stade chronique, il appara t une « ligne de pousse » sur le flanc correspondant à une hypertrophie du muscle oblique externe, suite à une expiration forte et difficile répétitive (figure 34).

Figure 34: Ligne de pousse chez un cheval atteint d’une BPOC (Lane, 2014)

L’auscultation au sac est mal tolérée et il est noté, en auscultation, des sifflements en fin d’inspiration et expiratoires, ainsi que des crépitements en périphérie du poumon (Maurin, 2010 ; Rush, 2014) Les symptômes se manifestent surtout à l’exercice et sont parfois asymptomatiques au repos. L’évolution se fait par crises entrecoupées de périodes de rémission. Diagnostic La maladie est suspectée lorsque des chevaux de plus de 8 ans présentent une toux chronique et une dyspnée expiratoire en l’absence de fièvre et qui vivent dans un environnement confiné et se nourrissant avec un foin moisi. L’examen de choix est le lavage broncho-alvéolaire lorsque la clinique est douteuse. Il permet de mettre en évidence l’inflammation pulmonaire, de la 73

quantifier et de déterminer les types de cellules inflammatoires présentes. Dans le cas de pousse, typiquement, il y a entre 50 et 90% de polynucléaires neutrophiles, une lymphopénie, une monocytopénie et une augmentation de mucus (Maurin, 2010 ; Lecoq, 2013). L’endoscopie des voies respiratoires permet de faire un prélèvement pour la cytologie, et montre un exsudat mucopurulent dans la trachée. Le diagnostic différentiel se fait avec: - l’inflammation chronique des voies respiratoires (suspectée chez les jeunes chevaux à l’entrainement), - la bronchite vermineuse (suspectée chez les chevaux pâturant avec des ânes), - la pneumonie interstitielle suite à d’autres infections diverses (Maurin 2010). Traitement Les mesures à prendre visent à soulager l’animal mais surtout à le retirer de l’environnement qui le rend malade. En effet, le traitement hygiénique est le plus important et, parfois, il sera suffisant à obtenir une rémission complète s’il est correctement suivi. - Traitement médical Les anti-inflammatoires stéroïdiens (corticoïdes) sont utilisés pour diminuer rapidement l’inflammation pulmonaire. A titre d’exemples, on peut employer la Dexaméthasone (0,1mg/kg/jour, IM en dose d’attaque) ou la Prednisolone (1mg/kg/jour, PO, en dose d’attaque). Lors de crise sévère, il faudra préférer la voie systémique. Les bronchodilatateurs de type Clenbutérol, par voie orale, donnent de très bons résultats lors de l’utilisation à long terme. Les mucolytiques ou expectorants (acétylcystéine, bromhexine, dembrexin) peuvent être utilisés, mais leur efficacité reste discutée 74

Les inhibiteurs de la dégranulation des mastocytes, le cromoglycate de sodium, peut être utilisée, en aérosol, lorsque la cytologie révèle un pourcentage élevé de mastocytes (Maurin, 2010 ; Lecoq, 2013). - Traitement hygiénique L’idéal serait de mettre ces chevaux en prairie la plupart du temps. Si cela est impossible, il faut veiller à les placer dans des box aérés, mis à l’écart de la réserve de foin et de paille. La litière doit être non poussiéreuse, et pour cela, il faut utiliser des copeaux dépoussiérés ou une paille d’excellente qualité. Concernant l’alimentation, le foin étant la première source de particules, il sera impératif de le remplacer par d’autres types de fourrages (herbe, cube de luzerne). En cas d’impossibilité, il faut choisir un foin non moisi et non poussiéreux à tremper une demi-heure minimum avant de le distribuer. Un autre procédé consiste à traiter thermiquement le foin (Maurin, 2010). 2. Maladie inflammatoire des voies respiratoires profondes Appelée aussi « Inflammatory Airway Disease » (IAD) dans la littérature anglophone, il s’agit d’une inflammation non septique des voies respiratoires profondes à l’origine d’une intolérance à l’effort chez les jeunes chevaux athlètes, de 2 à 3 ans, lors de leur mise à l’entrainement (Maurin, 2010 ; PaulJeanjean, 2012). Étiologie De nombreux facteurs favorisants sont à l’origine de ce syndrome comme le stress, l’inhalation de particules et de gaz irritants (H2S, NH3) ou une infection virale persistante. Le facteur prédisposant reste les jeunes chevaux mis précocement à l’entra nement, tandis que leur appareil respiratoire reste encore immature d’un point de vue fonctionnel et immunologique (Maurin, 2010).

Signes cliniques La diminution de performances et la mauvaise récupération sont souvent les seuls signes présents en début d’évolution. Elle s’accompagne, par la suite, d’une toux productive intermittente et d’une augmentation des sécrétions respiratoires. Néanmoins, il n’y a pas de fièvre et l’auscultation pulmonaire est normale au repos (Paul-Jeanjean, 2012). Diagnostic Cette affection est suspectée chez les jeunes chevaux à l’entrainement qui présentent une contre-performance associée à une toux chronique et à un jetage en l’absence de fièvre. L’endoscopie montre un excès de mucus dans le pharynx, la trachée et les bronches. Le diagnostic de certitude repose sur l’analyse cytologique du lavage bronchoalvéolaire où 3 types de profils peuvent être trouvés. - Profil mixte : augmentation de la population cellulaire totale avec un taux de neutrophiles proche de 15%, une lymphocytose et une monocytose (N5%). - Taux de mastocytes supérieur à 2% (N1%) - Taux d’éosinophiles compris entre 5 et 40% (N3%) (il conviendra de faire attention au diagnostic différentiel avec la bronchite vermineuse) (Maurin, 2010). Traitement Les mesures hygiéniques sont les mêmes que celles de la BPOC et visent à améliorer l’environnement du cheval, en réduisant les particules en suspension dans l’air ambiant susceptibles d’irriter les voies respiratoires (Paul-Jeanjean, 2012). Le traitement médical vise à lever tout phénomène d’obstruction avec le recours aux bronchodilatateurs (clenbutérol) ou mucomodificateurs. 76

En fonction des résultats du lavage broncho-alvéolaire, il est conseillé l’administration interféron-α (50-100 UI/jour PO pendant 5 jours) lors d’inflammation mixte ; des corticoïdes (dexaméthasone, prednisolone) par voie générale ou par nébulisation lors d’éosinophilie ; du cromoglycate de sodium par nébulisation (200μg 2×/jour pendant 7 jours) lors de mastocytose (Maurin, 2010 ; Paul-Jeanjean 2012). 3. L’hématome progressif de l’ethmoïde L’hématome progressif de l’ethmoïde est une masse qui grossit, ressemblant à un hémangiome, et provenant de l’ethmoïde ou parfois des sinus. Il se manifeste surtout chez les chevaux adultes et âgés. Étiologie L’étiologie reste inconnue. On pense qu’il pourrait être dû à un traumatisme, à une infection ou encore d’origine congénitale ou néoplasique (Vrins et Amory 1998). Signes cliniques Il s’agit d’apparition lente et progressive d’une masse qui grossit et saigne avec une épistaxis intermittente unilatérale, surtout après l’exercice et d’un jetage séro-hémorragique (figure 35).

Figure 35: Hématome de l’ethmoïde chez un cheval (Abutarbush, 2014)

L’obstruction de la cavité nasale, partielle ou totale, aura pour conséquence une dyspnée et un cornage à l’effort. Il peut être noté aussi une déformation faciale et des colonnes d’air asymétriques (Vrins et Amory 1998 ; Maurin 2010). Diagnostic Il est basé sur des données cliniques complétées par l’endoscopie des voies respiratoires supérieures qui met en évidence, dans la région de l’ethmoïde, une masse protubérante de taille variable, jaune ou verte et de surface lisse, qui saigne facilement. La radiographie permet aussi de délimiter la masse et de voir s’il existe une compression au niveau du septum ou un envahissement du sinus maxillaire (Moine, 2007). Une biopsie ou l’extraction de la masse permet un examen histopathologique qui apportera un diagnostic de certitude. Traitement Le traitement de choix consiste à réaliser des infiltrations répétées de formol à 10%, 3 à 5 fois à 1 mois d’intervalle. Néanmoins les récidives sont fréquentes (Moine, 2007 ; Couroucé-Malblanc et AVEF, 2010). L’excision chirurgicale est possible, mais, compte tenu des risques de complications non négligeables, elle n’est que rarement réalisée en pratique. 4. Tumeurs 4.1. Tumeurs des cavités nasales, des sinus et des poches gutturales L’incidence des tumeurs des cavités nasales et des sinus maxillaires est généralement faible. Les tumeurs malignes sont représentées par les épithéliomas spinocellulaires et des sarcomes, alors que les autres tumeurs sont assez rares en Europe (Wintzer, 1994). Lors de tumeurs des sinus maxillaires, il y a un jetage unilatéral mucopurulent et une déformation faciale. La sténose des cavités nasales est à l’origine d’une 78

dyspnée et de bruits respiratoires, voire une intolérance à l’effort. L’épithélioma du sinus maxillaire fait, en outre, appara tre une lymphadénomégalie des nœuds lymphatiques mandibulaires qui sont irréguliers et fermes. Le diagnostic se fait par différentes techniques d’imagerie médicale comme l’endoscopie des sinus, le scanner ou encore l’imagerie par résonnance magnétique (IRM). Le diagnostic de certitude est réalisé par l’examen histologique. Le diagnostic précoce est essentiel pour une bonne prise en charge des affections ; malheureusement, la détection est souvent effectuée tardivement lorsque la tumeur est déjà envahissante au niveau des sinus (Neveux, 2012). Le traitement se fait essentiellement par excision chirurgicale. 4.2. Tumeurs pharyngées Il s’agit de lymphomes et de carcinomes qui sont généralement rares. Les symptômes dépendent de la taille et de la localisation de ces tumeurs, et sont principalement un jetage, de la dyspnée et une dysphagie. Le diagnostic se fait par endoscopie, radiographie ainsi que par des analyses histo-pathologiques (Wintzer, 1994). 4.3. Tumeurs laryngées Quelques tumeurs bénignes ressemblant à des kystes sont trouvées à proximité du larynx et sont responsables de bruits de sténose. Les épithéliomas spinocellulaires représentent les rares tumeurs laryngiennes malignes à l’origine d’une sténose et donc responsables de bruits inspiratoires et expiratoires notamment pendant le repas. Le diagnostic se fait par endoscopie des voies aériennes, et confirmé par l’histologie. Le traitement est chirurgical (Wintzer, 1994).

4.4. Tumeurs pulmonaires et pleurales Les tumeurs pulmonaires existent mais sont très rares chez le cheval. La suspicion se fait lors d’un phénomène de stase accompagné de la formation d’oedèmes et éventuellement d’un hydrothorax. Il est possible de les diagnostiquer par radiographie. La plèvre peut aussi être sujette au développement de tumeurs comme le mésothéliome de la plèvre, conduisant à la formation d’un abondant exsudat inflammatoire. Le diagnostic se fait par cytologie du liquide inflammatoire et l’histologie (Wintzer, 1994).

V. AUTRES AFFECTIONS 1. Déplacement dorsal du voile du palais (DDVP) Cette pathologie touche principalement les chevaux de course. C’est une maladie obstructive des voies respiratoires supérieures se traduisant par le passage brutal du voile du palais au-dessus de l’épiglotte (figure 36). Elle se manifeste généralement en fin de course et s’accompagne de l’apparition d’un bruit respiratoire (Rossier et al., 1997).

Figure 36: Déplacement dorsal du voile du palais (Maurin, 2010)

Étiologie L’origine de cette maladie reste encore largement méconnue, mais il existe plusieurs facteurs prédisposants. Le déplacement serait favorisé par une position de la tête en flexion excessive ou encore des chevaux soumis au stress entrainant une contracture des muscles sternohyothyroïdiens qui auraient tendance à exercer une traction du larynx vers l’arrière (Vila, 1994). Signes cliniques Des bruits expiratoires de ronflement à l’effort se manifestent, accompagnés d’une intolérance à l’effort et d’une position ouverte de la bouche. D’autres signes permanents, comme de la toux pendant l’alimentation, une fausse déglutition et de la dysphagie avec jetage alimentaire sont aussi présents (Maurin, 2010).

Diagnostic Le diagnostic se fait par endoscopie, directement en post-exercice ou à l’effort sur tapis roulant, permettant la visualisation du phénomène pathologique. Il est conseillé, si possible, de ne pas sédater les chevaux ; en effet, la sédation pourrait être à l’origine de faux positifs (Maurin, 2010). Traitement En fonction de l’origine, une technique chirurgicale de déplacement rostrale du larynx (Tie-forward) avec pose de prothèse et/ou une technique de laser afin de stabiliser le voile du palais pourront être réalisées (CHUVM, 2015). 2. L’hémiplégie laryngée L’hémiplégie laryngée (ou cornage) fait suite à une paralysie d’un des cartilages aryténoïdes du larynx, consécutif à une dégénérescence du nerf récurrent (en général le gauche) qui innerve le muscle dilatateur du larynx (muscle cricoaryténoïdien) (figure 37). C’est la première cause de bruit respiratoire à l’exercice. Étiologie Le plus souvent, cette affection est idiopathique. Elle est parfois secondaire à une injection péri-vasculaire, une infection des poches gutturales, des tumeurs, un traumatisme ou encore un abcès para-laryngé (Maurin, 2010). Habituellement, cette affection concerne les chevaux en début de travail (trois ans) avec une prédisposition chez les grands chevaux à longue encolure. Signes cliniques Un bruit inspiratoire appara t à l’exercice, secondairement à la vibration d’une corde vocale détendue, et disparait au repos. Ce bruit s’intensifie avec l’augmentation de la durée et de l’intensité de l’exercice. L’intolérance à l’effort se manifeste notamment chez les chevaux de course et de sport soumis à des exercices intenses (Ivancich-Richer, 2002).

Diagnostic Le diagnostic de suspicion repose sur un bruit de sifflement à l’inspiration pendant l’effort. La palpation du larynx révèle une atrophie du muscle cricoaryténoïdien dorsal. Le slap-test (ou test d’abduction) est négatif du coté atteint (Couroucé-Malblanc et AVEF, 2010). Le diagnostic endoscopique reste le moyen le plus sûr et permet d’exclure toute autre cause de cornage. Idéalement, il doit être réalisé au repos ainsi qu’après l’effort. L’objectif est d’évaluer la symétrie et la synchronisation des mouvements d’abduction et d’adduction des aryténoïdes. L’évaluation de la fonction laryngée est chiffrée selon 4 grades :  Grade 1: mouvements normaux des aryténoïdes (synchronisation et abduction complète).  Grade 2: mouvements asynchrones des aryténoïdes mais abduction complète après une déglutition ou une inspiration forcée provoquée par l’occlusion des naseaux.  Grade 3: mouvements asynchrones pendant la respiration et abduction incomplète même après une inspiration forcée.  Grade 4: absence de mouvement de l’aryténoïde du côté atteint (IvancichRicher, 2002 ; Maurin, 2010).

Figure 37: Hémiplégie laryngée gauche de grade 3 (à droite sur la photo) (Maurin, 2010) 83

Traitement Le traitement est exclusivement chirurgical. Plusieurs techniques sont actuellement utilisées pour corriger l’hémiplégie laryngée. - La ventriculo-cordectomie correspond à une exérèse du ventricule et de la corde vocale gauche (ou droit en fonction du coté atteint). Effectuée seule, elle permet de diminuer le bruit respiratoire, mais elle est généralement insuffisante pour améliorer le flux aérien. - La laryngoplastie consiste à introduire une prothèse synthétique remplaçant le muscle crico-aryténoïdien dorsal défectueux, afin de remettre l’aryténoïde du côté atteint en abduction permanente. C’est l’unique technique efficace pour traiter l’intolérance à l’effort due à l’hémiplégie laryngée. En associant ces 2 techniques, une réussite à 75% a été notée (Maurin, 2010). Néanmoins, il existe quelques complications fréquentes comme une dysphagie, une toux et des fausses déglutitions. 3. Hémorragie pulmonaire induite à l’exercice (HPIE) L’hémorragie pulmonaire induite par l’exercice est un trouble des voies respiratoires profondes observé principalement les chevaux de courses (trotteurs, galopeurs) ainsi que les chevaux de concours complet. Elle se manifeste par une hémorragie pulmonaire à l’effort signalée par la présence de sang soit au niveau des naseaux (épistaxis dans les cas les plus graves), soit limité à la trachée (Depecker et Richard, 2015) (figure 38). Étiologie Les grandes différences de pression subies par la membrane alvéolo-capillaire, lors d’un effort intense, peuvent conduire à sa rupture, et, par conséquent, au passage de sang dans les voies respiratoires (Maurin, 2010; Depecker et Richard 2015). Signes cliniques La présence de sang, dans la partie ventrale de l’arbre trachéo-bronchique, 84

visible à l’endoscopie, est le symptôme prédominant de l’HPIE (Rossier et al., 1997). L’intolérance à l’effort est possible, de même que l’épistaxis dans les cas les plus graves.

Figure 38: Epistaxis chez un cheval atteint d’HPIE sévère (Depecker et Richard, 2015)

Diagnostic L’HPIE est suspectée chez un cheval s’il présente un jetage sanguin bilatéral pendant ou après l’effort. Le diagnostic endoscopique repose sur la mise en évidence de sang dans la trachée, qui doit être réalisé dans les 30 à 90 minutes après l’exercice. Le lavage broncho-alvéolaire permet, quant à lui, de diagnostiquer des hémorragies,

plusieurs

semaines

après

l’effort,

par

détection

d’hémosidérophages (macrophages contenant les produits de dégradation des globules rouges) (Maurin, 2010). Traitement Il n’existe aucun traitement spécifique à l’heure actuelle. L’utilisation du furosémide (diurétique) permet de diminuer l’incidence de l’HPIE sur les chevaux de courses dans les pays où il est autorisé (Amérique du 85

Nord et du Sud), bien que l’on ignore son mode d’action précis (Wintzer, 1994 ; (Rossier et al., 1997 ; Depecker et Richard, 2015) Les mesures hygiéniques sont très importantes afin de limiter les inflammations pulmonaires (comme la pousse par exemple), en mettant le cheval sur copeaux et foin mouillé. Enfin, il est préconisé l’utilisation d’antibiotiques si l’hémorragie est importante.

TROISIEME PARTIE : METHODES DE DIAGNOSTIC DES AFFECTIONS RESPIRATOIRES DES EQUIDES

Le diagnostic des affections respiratoires des équidés comprend plusieurs étapes dont chacune a son importance. La succession logique des étapes permet d’affiner les orientations diagnostiques souvent jusqu’au diagnostic final. I. EXAMEN CLINIQUE 1. Anamnèse et commémoratifs Lors du recueil des commémoratifs et de l’anamnèse, il est indispensable d’être d’abord informé sur le signalement du cheval (sexe, âge, race, utilisations et types d’activités, environnement, etc.). L’âge est une notion importante car les plus jeunes sont fréquemment touchés par des maladies infectieuses telle que la rhodococcose, les poulains sevrés et les chevaux jeunes le sont par la rhinopneumonie alors que les chevaux plus âgés souffrent généralement de maladies chroniques comme la broncho-pneumonie obstructive chronique et les tumeurs (Rose et Hodgson, 1993). De même, le lieu de vie (au box ou au pré), la ration, l’environnement, le statut vaccinal du cheval, le programme de vermifugation ainsi que ses antécédents médicaux sont autant de détails qu’il convient de ne pas négliger. Lors d’une atteinte de l’appareil respiratoire, les motifs de consultation les plus fréquents sont le jetage, la toux et autres bruits respiratoires, la dyspnée, l’intolérance à l’effort ou encore la dysphagie. Il est utile de chercher à déterminer la date et les modalités d’apparition des symptômes (changement d’environnement ou d’alimentation, stress, transport), leur durée et leur évolution, mais aussi les conditions d’observation (au repos ou à l’exercice, pendant la distribution des repas, la saison), le caractère contagieux de l’affection, les traitements instaurés et la réponse aux traitements (Perrin, 1997 ; Maurin, 2010). 2. Inspection Une évaluation initiale de l’état général du cheval atteint d’une affection respiratoire doit être mise en œuvre comme la température rectale, les 88

fréquences cardiaque et respiratoire, la qualité du pouls et l’état d’hydratation. L’inspection se fait à distance puis de façon plus rapprochée et permet d’observer l’attitude de l’animal, la présence de jetage et de toux, les mouvements et bruits respiratoires ou encore la présence de dissymétries. Le jetage correspond à l’écoulement de sérosités au niveau des naseaux. Il est physiologique en début de travail, il doit normalement être clair et peu abondant (Perrin, 1997). Néanmoins, lorsqu’il est systématiquement présent, il convient de noter ses caractéristiques. Il peut être unilatéral ou bilatéral, séreux (généralement lors d’infections respiratoires virales), muqueux, purulent ou mucopurulent

(infections

bactériennes),

hémorragique

(hémorragies

pulmonaires) ou alimentaire, abondant ou non, lorsque le cheval mange et a la tête baissée (fréquent lors d’empyème des poches gutturales) (Maurin 2010). Il convient d’observer successivement la face, la région de l’auge et encore le thorax à la recherche de déformations. Les affections sinusales ou encore l’affection des arcades molaires sont souvent à l’origine d’une dissymétrie de la face. Au niveau de l’auge, il faut rechercher une hypertrophie des nœuds lymphatiques sous mandibulaires et/ou rétropharyngiens (adénopathie, affection des glandes parotides et de la glande tyroïde, affection des poches gutturales) (Maurin, 2010). L’observation d’une hypertrophie du muscle oblique externe « ligne de pousse » révèle une dyspnée expiratoire chronique. Dans le cas où l’examinateur observe la présence de toux, il devra noter sa fréquence ainsi que son caractère. Enfin, l’examen des mouvements respiratoires se décompose en quatre temps : - la fréquence : normale entre 8 et 15 mouvements par minute chez le cheval adulte. Au-delà de 24, on parle de polypnée ; - le type respiratoire : la respiration normale du cheval est costoabdominale. Elle s’apprécie en regardant les variations de volume au

niveau du thorax et de l’abdomen, ainsi que leurs mouvements synchrones au cours d’un cycle respiratoire ; - la courbe respiratoire : c’est l’analyse des durées respectives de l’inspiration et de l’expiration ; - l’amplitude des mouvements : elle s’apprécie à travers l’observation des naseaux et l’expansion thoracique. Ainsi, toute dilatation nasale (tirage nasal), tout soulèvement des côtes ou de l’hypochondre (tirage costal), ou mouvement de pompe de l’anus sont anormaux (Fanuel, 1997). Ainsi, l’examen des mouvements respiratoires permet de faire la distinction entre une dyspnée inspiratoire (trouble des voies aériennes supérieures) matérialisée par un tirage nasal ou costal, et une dyspnée expiratoire (trouble des voies aériennes profondes) avec une expiration en deux temps, une phase active avec participation des muscles abdominaux (Maurin 2010). 3. Palpation/pression Cette étape débute en plaçant la main devant les naseaux afin de détecter toute inégalité de flux d’air au niveau des cavités nasales, puis palper les narines afin d’identifier d’éventuelles anomalies (Amory, 2010). La palpation de la zone de projection des sinus permet de vérifier qu’il n’y a pas de dissymétrie ou de chaleur. Les nœuds lymphatiques mandibulaires sont palpables, contrairement aux nœuds lymphatiques rétro-pharyngiens, et toute augmentation de volume est synonyme d’une inflammation des voies respiratoires supérieures. Lors de la gourme, il peut y avoir une abcédation de ces derniers. La palpation de la région parotidienne permet notamment de détecter une distension des poches gutturales (Perrin, 1997). La palpation des cartilages du larynx se fait à 2 mains afin d’apprécier toute asymétrie pouvant être consécutive à une atrophie musculaire dans le cas d’une hémiplégie laryngée ou à une calcification des cartilages lors de chondrite. 90

La palpation du larynx peut déclencher la toux chez le cheval sain. Dans ce cas, il faut décrire sa force ainsi que son caractère (ample, quinteuse, douloureuse, grasse) (Perrin, 1997 ; Maurin, 2010). Le test d’adduction laryngée (« slap test ») permet de vérifier l’absence d’hémiplégie laryngée. Pour se faire, il faut taper doucement sur un côté du garrot, et sentir alors un mouvement de l’aryténoïde controlatéral sur un cheval sain (Maurin, 2010). La palpation de la trachée se fait afin d’exclure toute anomalie de forme, que ce soit une masse ou un œdème. L’intérêt de la palpation du thorax se justifie essentiellement chez le nouveau-né souffrant d’une insuffisance respiratoire où il peut être mis en évidence éventuellement une fracture de côte. 4. Percussion La percussion s’effectue sur l’aire de projection des sinus frontaux et maxillaires (figure 39). Elle permet de détecter la présence de fluide ou d’une masse lors d’un son sourd parfois associé à une sensibilité (Perrin, 1997 ; Savage, 1997 ; Maurin, 2010). La qualité du son est améliorée lorsque la bouche du cheval est ouverte, en plaçant un doigt dans l’espace interdentaire tout en percutant.

Figure 39: Projection des sinus frontaux et maxillaires chez le cheval en vue frontale (A) et latérale gauche (B) (Amory, 2010). 1) sinus frontal ; 2) sinus maxillaire rostral ; 3) sinus maxillaire caudal ; 7) trou sous-orbitaire ; 8) trou sus-orbitaire; 9) orbite.

La percussion des poumons peut être immédiate (au doigt) ou médiate (marteau ou cuvette plessimétrique). C’est une méthode qui est simple, et l’aire de percussion se réfère à l’aire de projection acoustique des poumons. Elle permet de détecter une zone de matité qui indique la présence d’un épanchement, d’une affection pleuro-pulmonaire ou lobaire (Maurin, 2010). 5. Auscultation L’auscultation est une étape clé de l’examen clinique de l’appareil respiratoire des équidés. Néanmoins, elle demande une bonne connaissance des sons habituels. Elle s’effectue à l’aide d’un stéthoscope dans un environnement calme. Elle doit être débutée par l’auscultation de la trachée, puis la région des grosses bronches (région cranioventrale du thorax) tout en remontant et en progressant vers la région diaphragmatique pour les voies respiratoires distales. Ensuite, l’examinateur revient vers l’avant en auscultant de bas en haut au niveau des 92

espaces intercostaux. Chez le cheval, il peut être entendu le bruit des viscères intestinaux (borborygmes) lors de l’auscultation pulmonaire (Fanuel, 1997). Lors de cette auscultation, il doit être comparé le côté droit au côté gauche, sachant que dans les conditions normales, les bruits respiratoires sont plus forts durant la phase inspiratoire et du côté droit (Rose et Hodgson, 1993 ; Maurin, 2010) et correspondent à un murmure vésiculaire. L’air d’auscultation pulmonaire forme un triangle dont le côté antérieur est délimité par le bord caudal des muscles scapulo-huméraux, le côté supérieur par le bord inférieur des muscles dorso-lombaires et le côté postérieur par une ligne imaginaire semi-courbe passant par (figure 40) : - l’intersection entre le 16ème espace intercostal (EIC) et l’horizontale passant par la pointe de la hanche, - l’intersection entre le 14ème EIC et l’horizontale passant par la pointe de la fesse, - l’intersection entre le 10ème EIC et l’horizontale passant par la pointe de l’épaule, - la pointe du coude (Maurin, 2010).

Figure 40: Aire d'auscultation pulmonaire (Maurin, 2010)

Les bruits respiratoires sont difficilement audibles chez l’adulte au repos, à l’inverse du poulain. C’est pourquoi on fait une auscultation au sac plastique (15-20 litres) afin d’intensifier les bruits respiratoires et d’explorer les régions normalement silencieuses. Pour se faire, le sac plastique est placé sur le nez du cheval en faisant attention à ne pas obstruer les naseaux, puis il est retiré lorsque l’amplitude a augmenté. C’est au moment du retrait du sac que l’auscultation est particulièrement intéressante, durant les 3 à 4 inspirations profondes (Maurin 2010). L’hyperventilation provoquée par l’auscultation au sac peut aussi être déclenchée en obstruant les naseaux du cheval ou en le mettant à l’effort. Les bruits respiratoires normaux sont produits par les turbulences de l’air dans les voies aériennes d’un diamètre minimal de 2 mm (Fanuel, 1997). Ils sont donc plus forts au niveau de la trachée et, par conséquent, atténués lors de l’auscultation pulmonaire. Il existe quelques variations physiologiques, comme le format de l’animal où les bruits sont d’autant plus atténués qu’un cheval est en surpoids. 94

L’auscultation pulmonaire permet de déceler une modification des bruits normaux, pouvant varier en intensité, mais aussi des bruits surajoutés anormaux comme des crépitements (ou râles crépitants), des sifflements ou des bruits de friction qui signalent une atteinte de l’appareil respiratoire inférieur (profond). On parle de bruits respiratoires augmentés lorsque les sons sont rugueux et d’une intensité similaire à ceux perçus au niveau de la trachée, avec les sons expiratoires aussi audibles que les sons inspiratoires. Cet aspect traduit la présence d’une infiltration cellulaire et la lumière des bronches reste ouverte (ex : pneumonie avec consolidation). En effet, le tissu pulmonaire, une fois consolidé, transmet mieux les bruits respiratoires que le tissu pulmonaire normal. Une diminution localisée des bruits est perçue lors d’œdème pulmonaire ou d’abcès. La disparition des bruits, en partie ventrale, peut faire suspecter un épanchement pleural, tandis que celle, en partie dorsale, pourrait incriminer un pneumothorax (Maurin, 2010). Parmi les bruits respiratoires surajoutés il y a :  Les crépitements qui sont des bruits discontinus et audibles à l’un ou l’autre temps de la respiration. Ils sont dus à la levée soudaine d’un obstacle entre deux compartiments gazeux de pression différente (Fanuel 1997). Selon la localisation et la phase respiratoire où ils sont produits, il peut être en déduit certaines informations (tableau I).

Tableau I : Classification des crépitements ou râles (Fanuel, 1997) Temps respiratoire

Caractères Crépitements fins

Fin d’inspiration

Crépitements fins

Début d’inspiration ou d’expiration

Crépitements grossiers

Irréguliers, inégaux, inspiratoires et expiratoires, modifiés par la toux

Physiopathologie Diminution de la compliance pulmonaire Provoqués par la réouverture brusque des bronches

Signification

Causes possibles

Affection pulmonaire restrictive

Congestion pulmonaire, œdème, fibrose

Affection pulmonaire obstructive

Bronchopneumonie

Encombrement des grosses bronches par des sécrétions abondantes

Bronchite catarrhale

 Les sifflements sont des bruits continus, assez longs, correspondant au passage de l’air dans un conduit rétréci. Ils peuvent être aigus (sibilants) ou graves (ronchi). Il y a des sifflements monophoniques lorsqu’ils ont un seul site de production (exemple: rétrécissement d’une grosse bronche) à l’inverse des sifflements polyphoniques qui sont la conséquence d’obstructions diverses des petites bronches et bronchioles, surtout audibles à l’expiration (tableau II) (Fanuel, 1997 ; Eyraud 2010). Tableau II: Classification des sifflements (Fanuel, 1997) Caractères Sifflement aigu, monophonique, localisé Sifflement aigu monophonique diffus

Temps respiratoire physiopathologie Bruit fixe, inspiratoire ou au deux temps de la respiration Bruit expiratoire (si fin d’inspiration et associé à des râles : fibrose interstitielle)

Sifflement aigu polyphonique

expiratoire

Sifflement grave

Inspiratoire et expiratoire, modifié par la toux

Vibration de haute fréquence

signification

Causes possibles

Rétrécissement de la bronche

Tumeur ou corps étranger

Réduction du diamètre des bronches

Bronchiolite chronique Bronchopathie obstructive

Vibration des sécrétions 96

Sécrétion encombrant les grosses bronches

bronchite

 Les bruits de frottement sont audibles dans le cas d’une pleurésie, lors de friction entre la plèvre pariétale et la plèvre viscérale fortement enflammées. Ce bruit s’apparente au frottement d’un papier de verre. Les résultats de l'auscultation permettent surtout d'identifier un problème respiratoire. Afin de confirmer le problème et d’arriver à identifier la nature et l’étiologie des affections respiratoires, on doit recourir aux examens cliniques complémentaires.

II. EXAMENS COMPLEMENTAIRES 1. Endoscopie C’est un examen non invasif qui a pour objectif l’exploration des voies respiratoires supérieures (cavités nasales, méats ventraux et moyens, pharynx, poches gutturales, larynx) et le début des voies respiratoires profondes (trachée, carina, début des bronches). L’endoscopie se réalise, le plus souvent, au repos, mais elle peut aussi se dérouler à l’effort lorsqu’on dispose d’un tapis roulant. Matériel et personnel Le matériel est un endoscope à fibres optiques, souple, d’une longueur et d’un diamètre variable, muni d’un canal opérateur permettant l’introduction d’instruments telle une pince à biopsie endoscopique. Il est généralement de 1,40 m de long, il peut atteindre 2m pour une bronchoscopie (diamètre de 8 à 12 mm). Il peut aussi être utilisé une colonne vidéo (si vidéo-endoscope) ou une source lumineuse (Couroucé-Malblanc, 2004). A rappeler que la désinfection systématique du matériel doit être respectée avant chaque utilisation. Concernant le personnel, une personne est à la tête du cheval, une autre est en charge de faire progresser l’endoscope, tandis qu’une autre oriente l’extrémité à l’aide des manettes. Contention Il est conseillé, dans la mesure du possible, de ne pas tranquilliser le cheval en première intention afin d’effectuer un examen fonctionnel du larynx. Le cheval est placé dans une barre avec l’utilisation du tord-nez (Couroucé-Malblanc, 2004 ; Maurin, 2010).

Technique, observations et tests fonctionnels Endoscopie des voies respiratoires supérieures La technique commence par introduire l’endoscope dans l’un des naseaux. Pour se faire, une main guide l’endoscope, tandis que l’autre le plaque ventralement et médialement dans le naseau. Puis, on le fait progresser dans le méat ventral, tout en observant les méats moyen et dorsal, les volutes de l’ethmoïde et du cornet dorsal. Une fois l’endoscope dans le pharynx, il faut vérifier son bon fonctionnement par instillation d’eau afin de tester le réflexe de déglutition (Couroucé-Malblanc, 2004). De même, la présence de salive et de débris alimentaires, à ce niveau, peut être un signe de parésie ou paralysie. Dès lors, il suffit de toucher la paroi à l’aide de l’endoscope afin de confirmer ou d’infirmer une éventuelle paralysie. A noter aussi s’il y a présence ou non de follicules lymphoïdes dans le cas d’une hyperplasie lymphoïde pharyngée (ou pharyngite) qui peut être graduée (tableau III) (Maurin, 2010). Tableau III: Graduation de l'hyperplasie lymphoïde folliculaire (Maurin, 2010) Evaluation de la présence de follicules lymphoïdes dans le pharynx Grade Description 0

Normale

Petits follicules blanchâtres sur la paroi dorsale, absence d’inflammation

Extension sur les parois latérales

Parois latérales et dorsale

Follicules oedémateux coalescents

Afin d’explorer les poches gutturales, l’opérateur doit se placer à l’entrée et passer un guide semi-rigide dans le canal de l’endoscope (cathéter endoscopique, pince à biopsie) que l’on engage sous le clapet cartilagineux de la trompe auditive. Il faut rappeler qu’il y a deux poches gutturales, totalement 99

indépendantes, de part et d’autre du larynx et du pharynx. Le bout de la sonde est introduit donc du même côté de naseau où l’endoscope est entré. Puis, on suit ce guide avec l’endoscope pour le faire entrer dans la poche gutturale ; ce qui permet de mettre en évidence une éventuelle affection comme un empyème ou une mycose des poches gutturales. A noter que d’importantes structures anatomiques se trouvent dans les poches gutturales : nerfs crâniens (VII, IX, X, XI, XII), ganglion cervical crânial, artère carotide externe et interne dont les anomalies peuvent être à l’origine d’autres dysfonctionnements (Maurin, 2010). L’examen du larynx (cartilages aryténoïdes, cordes vocales, ventricule, replis ary-épiglottiques) est effectué idéalement sur un cheval non tranquillisé. Son fonctionnement est évalué par différents tests permettant de vérifier la symétrie, le synchronisme de même que les mouvements d’abduction et d’adduction des cartilages aryténoïdes (Couroucé-Malblanc, 2004). Le slap-test consiste à donner une claque sur l’une des faces du garrot afin d’obtenir une adduction controlatérale de l’aryténoïde ; ce qui permet d’exclure une affection médullaire cervicale ou une atteinte du nerf laryngé récurrent. Le test d’occlusion nasale permet d’évaluer la capacité d’abduction totale des aryténoïdes lors d’une inspiration forcée (détection d’une hémiplégie laryngée) ainsi que l’aptitude de l’épiglotte à maintenir en place le voile du palais (détection d’un DDVP) en obstruant les naseaux avec une main pendant 20 secondes puis en relâchant subitement (Maurin, 2010). Concernant l’épiglotte, aspect et taille sont inspectés de même que la recherche d’une éventuelle hypoplasie, de kystes sous-épiglottiques ou encore d’ulcères. Le test de déglutition consiste à faire déglutir, plusieurs fois, le cheval en exerçant une légère pression sur le voile du palais à l’aide de l’endoscope. Ce test permet de détecter le déplacement dorsal du voile du palais (DDVP) lorsque celui-ci est situé au-dessus de l’épiglotte (Maurin, 2010). Pour finir, l’endoscopie est indispensable pour confirmer la suspicion d’atteintes des cartilages aryténoïdes (chondrite (déformation, gonflement du cartilage) ou 100

d’asymétrie de mouvement (hémiplégie laryngée). Endoscopie des voies respiratoires profondes Elle permet de voir la trachée (parois et lumière) à la recherche de signes d’inflammations, de sécrétions anormales (mucus, pus, sang) (tableau IV), de corps étrangers ou encore de malformations (trachéotomie antérieure, tumeurs). Tableau IV: Evaluation de la présence de mucus dans la trachée (Robinson et al., 2003)

Evaluation de la présence de mucus dans la trachée Grade

Description

Pas de mucus visible

Petites gouttes de mucus

Nombreuses gouttes de mucus partiellement confluentes

Mucus confluent dans la partie ventrale de la trachée ou nombreuses gouttes présentes sur tout le pourtour de la trachée

Accumulation importante de mucus dans la partie ventrale de la trachée

Quantité importante de mucus occupant plus de 25% de la trachée

L’endoscope chemine jusqu’à la bifurcation des bronches (carina) pour apprécier le degré d’inflammation, la présence d’œdème ainsi que le déclenchement de la toux lors du passage du matériel. L’endoscopie permet de préciser le diagnostic, comme dans le cas d’affections obstructives des voies respiratoires, en visualisant et en quantifiant la présence de mucus (Couroucé-Malblanc, 2004). Lors d’hémorragie pulmonaire induite par l’exercice, très fréquente chez les chevaux de course, il peut être apprécié, à l’aide de l’endoscope, la présence de sang dans la trachée et la quantifier (tableau V).

101

Tableau V: Evaluation de la présence de sang dans la trachée (Pascoe et al., 1981) Evaluation de la présence de sang dans la trachée Grade

Enfin,

Description

Normale

Traces de sang

Petite quantité de sang

Quantité de sang moyenne

Quantité de sang importante

l’endoscopie

peut

révéler

présence

d’éléments

parasitaires

(Dictyocaulus arnfieldi), la forme adulte étant présente au niveau des bronches chez l’âne, alors que chez le cheval, il y a juste la présence d’un mucus jaunâtre, car les vers demeurent petits et immatures (Couroucé-Malblanc, 2004). Certaines affections respiratoires sont impossibles à détecter au repos et ne peuvent être diagnostiquées qu’à l’effort, dans des circonstances qui reproduisent un travail intense. C’est ainsi que le développement, très récent, d’endoscopes

DRS

« Dynamic

Respiratory

Scope »

soit

littéralement

« Endoscopie Respiratoire Dynamique », permet d’examiner les voies respiratoires des chevaux lors d’un effort en conditions réelles. Elle est principalement utilisée lors d’une contreperformance inexpliquée ou d’un bruit respiratoire anormal à l’effort (Frippiat et al., 2010). 2. Radiographie C’est une technique d’imagerie médicale facile à mettre en œuvre, et peu onéreuse, qui utilise les rayons X. Elle est utilisée afin de compléter l’investigation des voies respiratoires supérieures et inférieures. Si l’examen radiographique des voies respiratoires supérieures peut être fait avec un appareil portatif, seules les cliniques équines spécialisées peuvent se doter d’appareils capables d’effectuer des clichés pulmonaires chez le cheval adulte (Amory, 2010). 102

Radiographie des sinus Les cavités nasales et les sinus peuvent être explorés lors de jetage, d’une asymétrie de la face, et pour vérifier l’absence de masses. Les sinus remplis d’air constituent un moyen de contraste naturel pour l’examen radiographique. Néanmoins, lorsqu’il est recherché un niveau liquidien dans les sinus, il va falloir préalablement fixer une seringue remplie à moitié de produit de contraste sur le chanfrein pour créer un niveau liquidien de référence (Maurin 2010). Un appareil portable, haute fréquence (100kV), et des cassettes 24×30cm ou 30×40cm équipées de couples écran-film rapides sont nécessaires (Morgan et al., 1991). Le cheval est en station debout, le licol est placé autour du cou afin de ne pas gêner la réalisation des clichés. Une légère sédation est souvent utile afin que le cheval ne bouge pas. Les incidences latéro-latérale, dorso-ventrale et obliques sont classiquement réalisées. La lecture d’une radiographie des sinus est délicate, et compte tenu d’une modification anatomique des sinus suivant l’âge du cheval, l’interprétation doit être faite en fonction de l’âge de l’animal. Radiographie du pharynx, larynx et des poches gutturales En raison de la faible épaisseur des structures osseuses et de la densité aérique des poches gutturales, un appareil portable est suffisant. La tête du cheval devra être dans sa position naturelle et bien parallèle à la cassette afin d’éviter les artefacts. Cet examen permet de mesurer les différentes structures, d’étudier les rapports entre elles comme par exemple l’épiglotte et le voile du palais. Il peut être repéré une hypertrophie des nœuds lymphatiques rétropharyngiens ou encore des collections au niveau des poches gutturales (Maurin, 2010). Au niveau de ces dernières, il peut être observé les contours des compartiments médiaux et latéraux, l’épaisseur de leur plancher, leur contenu, leur rapport avec les tissus 103

mous environnants. L’intégrité de l’os hyoïde peut aussi être évaluée. La technique simple peut être complété par une radiographie avec un produit de contraste à l’intérieur de l’une ou des deux poches gutturales, permettant ainsi d’apprécier, davantage, leur forme, leur contenance et leur rapport, et la présence d’éventuelles masses ou fistules (Perrin, 1997). Radiographie thoracique C’est un examen facile à réaliser chez le poulain, d’autant plus que le décubitus latéral est possible alors que chez l’adulte, la partie antérieure du thorax n’est pas toujours facile à visualiser et demande un appareil plus puissant. L’examen s’effectue sur cheval debout et les clichés radiographiques du poumon sont des vues latéro-latérales prises, la plupart du temps, en fin d’inspiration. La technique permet de diagnostiquer les affections bronchiques, pulmonaires et pleurales, mais aussi de préciser la sévérité de l’affection et ainsi objectiver son évolution à la suite d’un traitement (Venner et Deegen, 2004). Matériel et méthodes Quatre clichés de profil sont nécessaires afin de visualiser l’ensemble de l’air pulmonaire. Pour se faire, on utilise une cassette 30×40cm munie d’une grille fine permettant d’obtenir des images de bonne définition. Une tension de 120kV chez l’adulte (90kV chez le poulain) est indispensable compte tenu du diamètre important du thorax du cheval (tableau VI) (Venner et Deegen, 2004). Tableau VI: Méthode recommandée pour la prise de clichés pulmonaires chez le cheval (Venner et Deegen, 2004) Position de la

Distance

cassette

foyer/film

Rayonnements Cheval

Côté gauche

150 cm

Poulain (70kg)

adulte

120 à 140kV 90 kV

104

Foyer

1,2mm

Moment du déclenchement Fin de l’inspiration

En pratique courante, la réalisation de clichés caudodorsaux et caudoventraux suffisent dans la majorité des cas. Lors de la prise d’un cliché, le rayon central doit être situé au croisement de lignes horizontales et de lignes verticales comme préconisé dans le tableau VII. Tableau VII: Centrage des clichés radiographiques pour l'image pulmonaire chez le cheval (Venner et Deegen, 2004) Ligne verticale ème

côte

Ligne horizontale

Cliché caudodorsal

Ligne de l’ischium

Cliché caudoventral

7ème côte

Ligne de l’épaule

Cliché craniodorsal

5ème côte

10cm en dessous de la ligne de l’ischium

Cliché cranioventral

2ème à 3ème côte

Ligne de l’épaule

Les voies respiratoires inférieures sont mises en évidence sur le cliché radiographique caudoventral. L’aorte, de densité liquidienne, est située ventralement à la colonne vertébrale. Les artères pulmonaires sont, quant à elles, parallèles aux bronches. Le cliché radiographique craniodorsal permet de voir la trachée, les bronches principales, la courbure de l’aorte, la veine cave crâniale et le départ des artères pulmonaires ; le cliché caudodorsal montre les bronches, l’aorte, les artères pulmonaires (Sanderson et O’Callaghan, 1983). Les clichés permettent de fournir une évaluation globale de la condition pulmonaire et un grand nombre d’affections. Ainsi, il peut être identifié des anomalies de structure (bronchite) ou de densité de certaines zones (pneumonie interstitielle, emphysème, pneumothorax, pleurésie), des formations anormales (abcès, tumeurs, anses intestinales en cas de hernie diaphragmatique) (Maurin, 2010).

105

 Bronchite Les signes radiographiques dans le cas d’une bronchite aigüe sont plus facilement repérables chez les jeunes chevaux. Ces signes apparaissent sous forme d’épaississement de la paroi des bronches suite à l’inflammation et l’œdème des voies respiratoires. Sur le cliché, apparait une image en anneaux des bronches avec un trajet linéaire épaissi, d’où l’appellation d’images en rail de chemin de fer (figure 41) (Myer, 1980).

Figure 41: Cliché thoracique d'un poulain. Bronchite aigüe avec image en anneau (flèche blanche) (Venner et Deegen, 2004)

 Pneumonie interstitielle Dans ce cas, on observe une densification diffuse étendue sur une grande partie du cliché, rendant le contour des bronches et des gros vaisseaux flou. L’image, dite en lignes de Kerley ou alvéoles d’abeille, résulte de l’accumulation de liquide inflammatoire dans les septums intervalvéolaires (figure 42). Le cliché révèle une densification de type interstitiel, diffuse sur la quasi-totalité de l’aire pulmonaire. De plus, les contours des vaisseaux sanguins et les parois bronchiques sont flous (Venner et Deegen, 2004).

106

Figure 42: Cliché thoracique d'un poulain. Pneumonie interstitielle sévère (Venner et Deegen, 2004)

 Pneumothorax Il s’agit d’une perte du vide pleural consécutif à l’intrusion d’air entre les deux feuillets pleuraux. Le cliché radiographique est caractéristique avec le bord dorsal du poumon collabé et une augmentation de la densité de la trame réticulée de ce dernier (figure 43). Le pneumothorax peut être uni- ou bilatéral (Venner et Deegen, 2004).

Figure 43: Cliché radiographique d'un pneumothorax bilatéral chez un cheval adulte (Venner et Deegen, 2004)

Légende : Les flèches noires signalent le bord dorsal d’un poumon, tandis que les flèches jaunes marquent le bord dorsal de l’autre poumon. 107

 Hémorragie pulmonaire induite à l’exercice L’hémorragie appara t dans les jours qui suivent un effort intense et se manifeste, à l’examen radiographique, par une densification de type interstitiel en région caudodorsal dans l’angle costodiaphragmatique (figure 44) superposée à la silhouette de l’aorte et des artères pulmonaires (O’Callaghan et al., 1987).

Figure 44: Cliché radiographique caudodorsal du thorax typique du saignement pulmonaire induit à l'exercice avec une densification interstitielle diffuse (flèches noires) dans l’angle costodiaphragmatique (Reed et al., 2004).

 Abcès pulmonaire L’abcès peut être unique ou multiple ; il se matérialise, sur le cliché, par une ou plusieurs densifications avec un contour généralement bien défini et de densité liquidienne (figure 45). S’il s’agit d’un abcès consécutif à un germe pathogène anaérobie, il appara t une phase ventrale liquidienne et une phase dorsale gazeuse (Venner et Deegen, 2004).

108

Figure 45: Cliché radiographique d'un abcès pulmonaire Les petites flèches indiquent l’abcès pulmonaire, la grosse flèche montre l’interface air-liquide (Reed et al., 2004).

 Tumeur pulmonaire La tumeur est visible à la radiographie seulement si son diamètre dépasse 1,5 cm, et elle se présente sous forme unique ou nodulaire avec un contour net ou mal défini (Venner et Deegen, 2004). 3. Echographie L’échographie est une méthode d’exploration non invasive qui repose sur l’utilisation des ultrasons. Cette technique est simple et facile à mettre en œuvre lors de l’examen du thorax chez le cheval. Du fait de la diminution de la quantité d’air contenue dans le parenchyme pulmonaire lors d’une affection, la transmission des ultrasons dans la région touchée est possible, à condition que la zone affectée soit voisine de la plèvre. Ainsi, une broncho-pneumonie, un abcès pulmonaire ou une tumeur, en contact avec la plèvre, ou encore un épanchement pleural sont visibles à l’échographie thoracique (Stadler et Venner, 2004). Matériel et méthode Les appareils échographiques disponibles, à l’heure actuelle, sont parfaitement adaptés à l’évaluation de l’appareil respiratoire. Il existe deux types de sondes 109

permettant de visualiser la plèvre viscérale. -

La sonde sectorielle, d’une fréquence en général de 2,5 à 5MHz, fournit

une image en part de gâteau. Ce type de sonde permet une pénétration plus en profondeur dans l’organe ; néanmoins, le principal inconvénient, pour les sondes à basse fréquence, est de transmettre une image de résolution moyenne. -

La sonde linéaire transmet une image de très bonne résolution du fait de

leur fréquence qui est souvent comprise entre 5 et 8 MHz. Cependant, l’épaisseur de la sonde ne doit pas excéder 2 cm afin de l’appliquer dans l’espace intercostal (Stadler et Venner, 2004). L’image qui en résulte est linéaire, et la limite de la profondeur de l’image transmise est fonction de la fréquence et de la profondeur de l’organe à examiner. Avant de commencer l’examen échographique, il faut, au préalable, tondre les poils des deux côtés du thorax sur la surface représentant l’air de percussion pulmonaire. Par la suite, il faut dégraisser la peau à l’aide d’alcool puis appliquer le gel échographique sur la surface à examiner. L’examen s’étend des processus transverses des vertèbres dorsales Th6 à Th13/Th14 jusqu’au diaphragme en région ventrale. Ainsi, le poumon est visible entre le 4ème et le 14ème espace intercostal (Stadler et Venner, 2004). Signes échographiques  Images normales L’air réfléchit les ondes ultrasonores dans leur totalité, si bien que l’image de la surface pleurale qui recouvre un poumon normal est une ligne droite hyperéchogène (Reef, 1998). En profondeur, il est noté des artéfacts de réverbération parallèles et équidistants à la ligne de la plèvre, sous forme de lignes hyperéchogènes (figures 46 et 47).

110

Figure 46: Image échographique d'un poumon de cheval adulte (sonde sectorielle de 3,5MHz) (Stadler et Venner, 2004)

Figure 47: Image échographique d'un poumon de cheval adulte (sonde linéaire de 7,5MHz) (Stadler et Venner ,2004).

 Épanchement pleural L’échographie est un examen de choix pour le diagnostic, le suivi et la gestion thérapeutique d’un épanchement pleural (Deniau et al., 2008). Lorsqu’il y a une accumulation de liquide au sein de l’espace pleural, le poumon est repoussé en région dorsale. 111

L’image échographique lors d’un épanchement pleural est normale en partie dorsale ; par contre, en région ventrale, on observe un liquide plus ou moins échogène en fonction de sa nature : anéchogène lorsqu’il s’agit d’un transsudat (figure 48), hypoéchogène lors d’exsudat (Byars et Halley, 1986).

Figure 48: Image échographique d'un épanchement pleural anéchogène: transsudat (sonde sectorielle, 5MHz) (Stadler et Venner, 2004)

L’image échographique d’un hémothorax est celle d’un fluide hétérogène et échogène (figure 49).

Figure 49: Image échographique d’un épanchement pleural échogène : hémothorax d’origine traumatique (sonde sectorielle, 5MHz) (Stadler et Venner, 2004)

Une atélectasie est habituellement observable dans la partie ventrale du poumon. Son extension est fonction de la durée de l’épanchement et de la quantité du 112

fluide. Ainsi, la partie du poumon concernée ne contient plus d’air et l’image échographique montre un tissu homogène d’échogénicité moyenne similaire à celle du foie (Reef, 1998).  Broncho-pneumonie Lorsque la région pulmonaire atteinte par la broncho-pneumonie est au contact de la plèvre viscérale, on observe une discontinuité de la ligne hyperéchogène de la surface pulmonaire habituelle (figure 50) et les ultrasons renvoient l’image d’une région échogène (Rantanen, 1986).

Figure 50: Image échographique d'une région de pneumonie (sonde sectorielle, 5MHz) (Stadler et Venner, 2004)

Si l’affection touche une partie comprenant une bronche, l’image échographique qui en résulte prend une forme de branche d’arbre parmi une région pulmonaire d’échogénicité homogène ou hétérogène

en fonction de la nature de la

consolidation pulmonaire (Stadler et Venner, 2004).  Pneumonie interstitielle L’image de la pneumonie interstitielle est visible sous sa forme aigüe chez le poulain (figure 51), et chronique chez le cheval adulte. L’image résultante lors d’une accumulation de matériel inflammatoire dans les parois inter-alvéolaires est celle de queue de comète débutant à la surface pleurale que l’inflammation soit locale ou généralisée (Stadler et Venner, 2004). 113

Figure 51: Image échographique de pneumonie interstitielle aigüe chez un poulain (sonde sectorielle, 7,5MHz) (Stadler et Venner, 2004)

Lorsque cette image est observée, à plusieurs reprises, elle ne peut pas être confondue à un artéfact  Abcès pulmonaire Ils ne sont visibles à l’échographie que dans le cas où ils sont au contact de la plèvre. Une forme ronde faisant penser à une caverne (figure 52), se déplaçant en région dorso-ventrale de façon synchrone à la respiration est l’image typique d’un abcès pulmonaire (Reef, 1998).

Figure 52: Image échographique d'abcès pulmonaire chez un poulain atteint par Rhodococcus equi (sonde sectorielle, 7,5MHz) (Stadler et Venner, 2004)

114

 Tumeur pulmonaire La tumeur va souvent de pair avec un épanchement. Dans ce cas, si elle se trouve au même endroit que ce dernier, elle sera certainement visible en profondeur à travers le fluide (figure 53). Toutefois, une tumeur n’est visible à l’échographie que lorsqu’elle est située au contact de la surface pleurale (Sweeney et Maxson, 1995).

Figure 53: Image échographique d'une tumeur pulmonaire prise dans le 3ème espace intercostal. Le membre du cheval est tenu vers l'avant par un aide (sonde sectorielle, 2,5MHz) (Stadler et Venner, 2004).

S’il s’avère que l’échographie est une aide au diagnostic des affections pulmonaires, et que la détection des lésions fréquentes est relativement aisée, elle nécessite néanmoins une bonne connaissance des artéfacts nécessaire à interprétation pertinente des images observées. Technique d’échographie interventionnelle L’échographie est une méthode non invasive, rapide et au résultat immédiat. Par ailleurs, de nombreux actes thérapeutiques invasifs peuvent se réaliser sous guidage échographique. C’est le cas, par exemple, lorsqu’on veut réaliser une paracentèse thoracique ou placer un trocart lors d’épanchement pleural, et le faire sous contrôle échographique reste la méthode la plus sûre. De même, lors 115

d’une suspicion de tumeur thoracique, il est conseillé de faire une biopsie de la masse thoracique à l’aide de l’échographe. Enfin, l’examen échographique permet de réévaluer l’état d’un animal au cours d’un traitement, lors d’une pleuropneumonie par exemple (Stadler et Venner, 2004). 4. Thoracocentèse Ce terme désigne la ponction d’un liquide dans la paroi du thorax, à l’aide d’un trocart. Principe et indications La thoracocentèse a pour objectif de prélever le liquide pleural accumulé en vue d’une analyse cytologique et bactériologique (Roy et Lavoie, 2003 ; Maurin, 2010). Elle s’effectue à la suite d’une suspicion d’épanchement pleural, détecté à l’auscultation et à la percussion et confirmée à l’échographie. Chez le cheval, la plupart des épanchements pleuraux sont consécutifs à une pleurésie secondaire (conséquence d’une pneumonie, d’abcès pulmonaires ou d’une néoplasie) (D’Ablon, 2004). Matériel et équipement Ils comprennent : - un anesthésique local (Lidocaïne), - une lame de bistouri, - une canule mousse 12 ou 14 G de 6 à 7 cm de long, - un robinet 3 voies, - des tubes EDTA ainsi que des flacons stériles pour une hémoculture aérobie et anaérobie. Technique L’opérateur commence par une tonte et une préparation chirurgicale du site : une zone de 4 cm × 4 cm entre le 6ème et le 8ème espace intercostal à droite ou entre le 7ème et 9ème espace intercostal à gauche. Les repères horizontaux pouvant servir 116

sont : - 10 cm au-dessus de la pointe de l’olécrane ; - 1 à 2 cm au-dessus de la veine thoracique latérale ; - 3 à 4 cm au-dessus de la jonction costo-chondrale (D’Ablon, 2004). Par la suite, une anesthésie locale, à l’aide de lidocaïne, est réalisée avec 15 à 30 ml injectés stérilement, en sous-cutané, dans les muscles intercostaux et la plèvre pariétale. Ensuite, une petite incision cutanée de 2-3 mm est effectuée au niveau du bord crânial de la côte. Puis la canule est engagée avec le robinet 3 voies monté dessus, qu’on pousse perpendiculairement à travers les muscles intercostaux jusqu’à traverser la plèvre pariétale (sensation de résistance vaincue) (Maurin, 2010). Lorsque l’espace pleural contient du liquide, ce dernier s’écoule librement. Il ne reste plus qu’à le récupérer à l’aide des tubes à prélèvement. Précautions à prendre pour éviter des complications Il faut veiller à ne pas léser le complexe vasculo-nerveux situé en face caudale des côtes. La ponction se fera aussi sous contrôle échographique afin d’éviter une ponction pulmonaire ou abdominale. Par précaution, si l’espace pleural ne contient pas de liquide, il convient de fermer le robinet afin de ne pas laisser entrer d’air dans l’espace pleural (D’Ablon 2004). Pose d’un drain thoracique La technique est identique à la différence que, dans ce cas, on utilise un drain thoracique (avec valve anti-retour) préalablement monté sur un trocart. Puis on fait progresser le drain d’environ 10 cm dans l’espace pleural avant de le fixer à la peau grâce à un lacet chinois (Maurin 2010). 5. Sinusocentèse Cette technique est réalisée lors d’une suspicion de sinusite ou de kyste sinusal et elle a pour objectif de prélever du liquide sinusal afin de réaliser une analyse 117

cytologique et bactériologique (Maurin, 2010). Matériel Le matériel comprend : - une lame de bistouri n°24, - un cathéter 13 G, - un marteau, - une broche de Kirschner de 5 mm, - un anesthésique local, - une aiguille 22 G, - des seringues stériles de 10 ml, - une agrafeuse, - des gants stériles, - des tubes EDTA et un tube avec milieu de transport stériles. L’acte se réalise sur un cheval debout, et une anesthésie locale du site d’intervention sera faite ainsi qu’une sédation couplée à un analgésique. Un aide contentionnera le cheval avec un tord-nez.

Figure 54: Sinusocentèse du sinus maxillaire rostral (Maurin, 2010).

Technique Elle débute par une préparation chirurgicale et une anesthésie locale du site. Etant donné que le sinus frontal draine à l’intérieur, le site de prédilection pour 118

une sinusocentèse est le sinus maxillaire caudal. Après repérage de l’air de projection du sinus choisi, on réalise une petite incision au niveau du site. Puis on place, perpendiculairement à l’os, la broche maintenue fermement d’une main, tandis que l’autre main donne des coups sec avec le marteau afin d’enfoncer la broche dans l’os (figure 54). On arrête lorsque l’os est transpercé, matérialisé par une sensation de perte de résistance. Ensuite, on retire la broche pour la remplacer par le cathéter et le liquide sinusal est aspiré à l’aide d’une seringue (Maurin 2010). L’opération se termine par la pose d’une agrafe afin de fermer la plaie cutanée. Soins Au besoin, des lavages sinusaux quotidiens sont réalisés à l’aide d’une solution de povidone iodée diluée à 0,1% dans du sérum physiologique qui sera déposée à l’aide d’un perfuseur et d’un cathéter. Trépanation sinusale Elle est utilisée lors de prélèvements en vue d’analyses bactériologiques ou cytologiques, lors d’une sinusoscopie ou encore un drainage des sinus (Desmaizières, 2004). L’animal est tout d’abord tranquillisé, puis une tonte et une préparation chirurgicale du site est effectuée. Une anesthésie locale est pratiquée avant l’incision cutanée. Le trépan est positionné contre le périoste découvert, et pénètre ce dernier par des mouvements de rotation (figure 55). Enfin, après retrait du trépan, on peut introduire soit un drain, soit un endoscope, soit un cathéter selon l’objectif de l’intervention (Desmaizières 2004). La cicatrisation est rapide et se fait par seconde intention via un nettoyage quotidien du site, et le préjudice esthétique est inexistant (Ruggles et al., 1991). Si des irrigations sont nécessaires, il faut veiller à boucher l’orifice de trépanation à l’aide d’un tampon de gaz stérile afin d’éviter une cicatrisation trop rapide (Maurin, 2010). 119

Figure 55: Aires de projection et sites de trépanation des sinus frontal et maxillaires (Maurin, 2010)

I : Aire de projection du sinus frontal II : Aire de projection des sinus maxillaires 1 : Site de trépanation du sinus frontal : 0,5cm au-dessus de la ligne rejoignant les deux canthus médiaux, légèrement plus proche du canthus médial que de la ligne médiale. 2 : Site de trépanation du sinus maxillaire caudal : 3cm au-dessus de la crête faciale et 3cm rostralement au canthus médial. 3 : Site de trépanation du sinus maxillaire rostral : 3cm au-dessus de la crête faciale et 3cm caudalement au foramen infra-orbitaire.

120

6. Les examens de laboratoire 6.1. Les prélèvements  L’écouvillonnage naso-pharyngé C’est une technique qui consiste à introduire un écouvillon stérile spécial dans le naseau d’un cheval, par le méat ventral, afin de récolter des sécrétions dans un but diagnostique (D’Ablon, 2004) Indications Il est essentiellement effectué lors d’une suspicion de maladie virale (grippe équine, rhinopneumonie) ou bactérienne (gourme, rhodococcose). Il faut réaliser un prélèvement en phase aiguë de la maladie, au plus tard 3 jours après le pic d’hyperthermie et le début de l’écoulement nasal (D’Ablon 2004 ; Maurin, 2010 ; Marcillaud-Pitel 2013). Matériel Il comprend : - un écouvillon de gaze de 40cm de long - des tubes stériles avec milieu de transport spécifique aux virus (type Virocult) ou aux bactéries (type Amiès) (D’Ablon, 2004 ;

Maurin,

2010). Technique La contention de l’animal est minimale et la sédation est généralement inutile. La technique débute, tout d’abord, par apprécier la profondeur d’introduction nécessaire, correspondant à la distance entre le naseau et l’angle médial de l’œil. Ensuite, on introduit un écouvillon naso-pharyngé spécifique dans le naseau par le méat ventral et on le fait progresser en profondeur. L’écouvillon est appliqué contre la muqueuse pharyngée et il est laissé en place une minute avant de le ressortir en lui imprimant un mouvement de vissage pour charger au maximum le coton (figure 56). Enfin, on sectionne l’extrémité cotonnée de l’écouvillon qui est placé directement dans un tube stérile avec milieu de transport. 121

Si l’écouvillon est destiné à une recherche virale uniquement, on peut y ajouter 3ml de sérum physiologique additionné de 100 UI/ml de pénicilline, 0,1 mg/ml de streptomycine et 1g/ml d’amphotéricine B, et le prélèvement sera expédié rapidement, sous régime du froid, au laboratoire (Maurin, 2010).

Figure 56: Ecouvillon naso-pharyngé (Marcillaud-Pitel et al., 2013)

 Lavage trachéal Le lavage trachéal (ou d’aspiration trachéale) a pour objectif de prélever des sécrétions trachéales chez le cheval afin de réaliser une analyse cytologique et bactériologique. Indications Compte tenu de l’origine diverse des sécrétions accumulées dans la trachée (trachée, bronches et voies respiratoires profondes), les échantillons collectés peuvent servir pour la mise en évidence d’organismes pathogènes variés (virus, bactéries, mycoplasmes, éléments fongiques et parasitaires) et pour des analyses cytologiques (Sweeney, 1999 ; Christmann et al., 2011). Ils peuvent permettre 122

aussi de déterminer le type et la sévérité de l’inflammation. Ainsi, les indications majeures sont la pneumonie, la broncho-pneumonie, et la tumeur (Hodgson, 2003a) et (Hodgson, 2003b). Méthodes de réalisation Il en existe deux : l’aspiration transtrachéale percutanée et l’aspiration trachéale sous endoscopie. L’aspiration transtrachéale est la technique de référence pour les prélèvements destinés à la microbiologie (Hodgson, 2003, Hodgson, 2003b). En effet, elle limite le risque de contamination de l’échantillon par la flore résidente de l’appareil respiratoire supérieur car le cathéter est introduit directement dans la trachée (figure 57). L’aspiration trachéale sous endoscopie est, de plus en plus, utilisée car elle est non invasive, plus simple et bien tolérée par le cheval. De plus, elle est souvent réalisée en même temps que l’examen endoscopique grâce au développement de cathéters transendoscopiques qui permettent la réalisation de prélèvements stériles. Ces cathéters contiennent des systèmes télescopiques protégés à leur extrémité par un bouchon de gélose stérile. L’endoscope doit préalablement être désinfecté par immersion dans une solution adaptée (type CIDEX) et rincé abondamment (D’Ablon, 2004) L’aspiration transtrachéale Matériel Le matériel comprend : - une aiguille 14 G et une sonde urinaire pour chien de 50 cm, ou un cathéter spécifique pour lavage trachéal (Cook, 75cm avec une aiguille amovible 14 G) - une lame de bistouri n°15, - une solution de NaCl à 0,9% stérile (30 ml), 123

- une seringue de 50ml, - un anesthésique local (lidocaïne), - des gants stériles, - des compresses, une bande adhésive à pansement, - des tubes secs et tubes EDTA.

Figure 57: Prélèvement transtrachéal avec un cathéter de type centracath (Fortier et Couroucé-Malblanc, 2010)

Préparation de l’animal et du site opératoire Si nécessaire, une sédation légère du cheval peut être réalisée avec un 2agoniste. Un aide sera placé à la tête du cheval avec un tord-nez. Une tonte d’un carré de 6×6cm est réalisée à mi- encolure puis une préparation aseptique du site est effectuée. Enfin, une anesthésie locale est réalisée, en sous cutanée, entre deux anneaux trachéaux (Christmann et al., 2011). Technique Tout en immobilisant la trachée d’une main, une petite incision cutanée est effectuée sur la ligne médiale entre deux anneaux trachéaux. Ensuite, l’aiguille est implantée dans la lumière de la trachée, le biseau dirigé vers le bas, avant de l’incliner vers le bas. En fonction du matériel utilisé, on fait avancer le cathéter (figure 58) ou la sonde à travers l’aiguille sur 30 à 50 cm jusqu’à atteindre la carina (le réflexe de toux est déclenché à ce moment). On injecte ensuite 20 à 30 124

ml de sérum physiologique stérile qui sont ré-aspirés après. Si l’opération n’est pas concluante, la maintenir tout en remontant la sonde ou le cathéter (Maurin, 2010). Par précaution, il faut toujours retirer l’aiguille avant le cathéter pour éviter de le sectionner avec le biseau de l’aiguille. Pour finir, on met en place un pansement sur l’encolure.

Figure 58: Mise en place d'un trocart après une anesthésie locale au niveau de la trachée (Fortier et Couroucé-Malblanc, 2010). Du sérum physiologique stérile est poussé via le cathéter stérile dans la trachée.

Complications Lors de la section du cathéter dans la trachée par le biseau de l’aiguille, ce dernier est expulsé rapidement par le réflexe de toux dans les 15 minutes. Une infection locale est aussi possible lorsque le prélèvement est septique. Dans ce cas, on procède à une antibiothérapie et à un drainage local (Beech, 1981 ; Maurin 2010). L’aspiration trachéale Matériel Le matériel comprend : - un tord-nez, - un sédatif (2-agoniste), - un endoscope de 1,20 à 1,40 m, 125

- une seringue de 50 ml. - une solution de NaCl à 0,9% stérile (30 ml), - des tubes secs et tubes EDTA stériles. Contention Le cheval est maintenu dans un travail ou un box à l’aide d’un tord-nez. Une légère sédation est réalisée. Technique Selon les instructions relatives au produit, le cathéter transendoscopique doit être préparé stérilement. Il est alors introduit dans le canal de biopsie de l’endoscope jusqu’à l’ouverture terminale, en prenant soin de ne pas le faire dépasser. Le praticien le fait passer par le méat ventral des cavités nasales pour le faire progresser jusque dans le nasopharynx et la trachée. On peut alors noter ou quantifier la présence de sécrétions trachéales (mucus, sang). Habituellement, le lieu de prédilection pour le lavage et le prélèvement est la partie déclive de la trachée, juste avant l’entrée du thorax, car c’est à cet endroit que s’accumulent les secrétions trachéales (Christmann et al. 2011). A partir de ce moment, le praticien avance le cathéter transendoscopique jusqu’à ce qu’il dépasse l’endoscope et qu’il soit enfin visible. Il instille alors 20 à 30 ml de solution NaCl 0,9 % stérile puis il avance le cathéter afin de ré-aspirer le liquide injecté. Pour finir, le praticien retire le cathéter puis l’endoscope. Que l’on choisisse l’aspiration transtrachéale ou transendoscopique, le liquide de prélèvement est alors placé dans un tube sec pour l’analyse bactériologique (à +4°C) et dans un tube EDTA pour l’analyse cytologique ; le prélèvement doit parvenir au laboratoire dans les plus brefs délais (Fortier et Couroucé-Malblanc, 2010). Choix d’une méthode La première des choses à définir est le type d’examen qu’on souhaite faire en priorité : bactériologie ou cytologie. Puis il faudra prendre en compte un certain 126

nombre de facteurs comme la proximité d’une compétition, le caractère du cheval ou encore les possibilités de contention, le coût, etc. Il faut tenir compte aussi les avantages et inconvénients des méthodes (tableau VIII) (D’Ablon, 2004).L’aspiration transtrachéale est incontournable lorsque le praticien ne dispose pas d’un endoscope. A noter qu’une étude a comparé ces deux méthodes sans observer de différences significatives quant à la contamination des échantillons (Christley et al., 1999). Enfin, il faudra avertir le laboratoire du choix de la méthode afin d’en tenir compte au moment de l’interprétation des résultats. Tableau VIII: Avantages et inconvénients des deux techniques de prélèvement trachéal (D’Ablon, 2004)

Aspiration transtrachéale (percutanée) Économique

Aspiration trachéale (à l’endoscope) Coûteuse (endoscope, cathéters spécifiques)

Invasive

Non invasive

Procédé « aveugle »

Examen concomitant

Bonne fiabilité du prélèvement pour la Possibilité de contamination ; bactériologie

nécessité de cathéters spécifiques

Très utile chez le poulain

Difficile chez le jeune poulain

Nécessité d’une anesthésie locale +/- sédation (problèmes des risques et

Pas de sédation

des résidus pour la compétition) Analyses La bactériologie est la principale indication de ce type de prélèvement. Pour information, la cytologie du liquide trachéal d’un cheval sain donne les résultats suivants (Maurin, 2010):  30-80 % de cellules épithéliales 127

 20-60 % de macrophages  2-10 % de lymphocytes  5-30 % de granulocytes neutrophiles (GN)   2 % de granulocytes éosinophiles (GN) Dans la mesure du possible, l’analyse bactériologique doit s’accompagner d’une analyse cytologique de ce même liquide pour une interprétation optimale des résultats obtenus (Fortier et Couroucé-Malblanc, 2010).  Lavage broncho-alvéolaire (LBA) C’est une véritable technique de lavage qui consiste à injecter dans les bronches et les alvéoles pulmonaires une certaine quantité de sérum physiologique (NaCl 0,9%) avant de le récupérer par aspiration (Roy et Lavoie, 2003). Il permet une évaluation cytologique représentative des voies respiratoires profondes. Indications Comme le lavage broncho-alvéolaire donne des informations sur les voies respiratoires profondes (petites bronches, bronchioles, alvéoles), il permet ainsi de dépister une inflammation broncho-pulmonaire, une hémorragie pulmonaire induite à l’exercice et un processus néoplasique suite à un examen cytologique (Maurin, 2010). Matériel Il faut prévoir : - une sonde à LBA stérile (Bivona ou Cook) de 2 à 3 m de long avec un ballonnet gonflable, ou endoscope de 2,20 à 3 m de long, - un robinet 3 voies branché à l’extrémité de la sonde, - des seringues de 60 ml (5) remplies de sérum physiologique tiède (NaCl 0,9 %), - un anesthésique local (lidocaïne) (15 ml), - une seringue de 5 ml. - des tubes secs et tubes EDTA. 128

- un tord-nez - des sédatifs. Contention et Technique Le cheval est placé dans un travail ou un box contentionné à l’aide d’un tordnez. Il sera sédaté avec un 2-agoniste éventuellement associé à du butorphanol. Avant toute chose, le praticien commence par mettre de la lidocaïne dans la sonde et fermer le robinet. Il engage la sonde par le méat nasal ventral et l’a fait avancer dans la trachée tout en prenant soin de mettre la tête du cheval en extension. Quand le cheval commence à tousser, il injecte doucement 10 à 15 ml de sérum physiologique afin de pousser la lidocaïne contenue dans la sonde, tout en avançant celle-ci (Maurin, 2010). Au moment où la sonde bloque, c’est à dire jusqu’à ce qu’elle arrive au niveau d’une bronche de diamètre similaire, il faut gonfler le ballonnet avec une seringue sèche (4 ml d’air environ). Puis l’opérateur insère la première seringue de sérum physiologique et ouvre le robinet. De même, il injecte doucement l’ensemble des seringues de sérum physiologique tout en fermant le robinet entre chaque chaque seringue de sérum physiologique administrée. Après avoir injecté un volume total de 300 ml, il récupère aussitôt le liquide par aspiration avec les seringues (40 à 60 % du liquide injecté environ) qu’il répartit dans les différents tubes à prélèvements (figure 59) (Hoffman, 2008 ; Maurin, 2010).

129

Figure 59: Représentation schématique de la technique de lavage broncho-alvéolaire à l'aide d'une sonde (Rose et Hodgson, 1993).

Contre-indications La technique est contre-indiquée lors de : - tachypnée ou dyspnée sévère, - cyanose, - faiblesse, - toux paroxystique, - animal trop jeune ou trop âgé (Christmann et al., 2011). Lorsqu’on réalise un LBA à l’aide d’un endoscope, il est possible de l’orienter dans une région particulière du poumon lorsque :  l’auscultation des poumons a révélé des bruits respiratoires anormaux plus intenses d’un côté du thorax que de l’autre ;  l’examen

endoscopique

montré

des

sécrétions

provenant

majoritairement d’un poumon ;  une région pulmonaire préférentiellement atteinte par une affection, comme par exemple, la région dorso-caudale lors d’une suspicion d’hémorragie pulmonaire induite à l’exercice (Christmann et al., 2011).

130

Analyses A noter que les analyses des échantillons collectés doivent être réalisées dans les 24 heures suivant le prélèvement. Avant même de procéder à une analyse cytologique, on doit, dans un premier temps, évaluer l’aspect macroscopique du liquide. Le prélèvement doit laisser appara tre, à sa surface, une légère mousse blanchâtre (liée à la présence de surfactant) confirmant un lavage de la région alvéolaire. La couleur, la transparence et la présence de floculats de mucus sont notées (Christmann et al., 2011). Le liquide respiratoire prélevé peut être trouble dans le cas d’une inflammation ou coloré (rose, orangé) lors d’hémorragies pulmonaires induites à l’exercice récentes (figure 60).

Figure 60: Images de LBA rosâtre d’un cheval présentant des hémorragies pulmonaires induites par l’exercice récentes (Christmann et al., 2011).

Le prélèvement prend une couleur brunâtre liée à la présence d’hémosidérine lors d’HPIE anciennes (figure 61).

131

Figure 61: Image de LBA avec un sédiment brunâtre d’un cheval avec des HPIE anciennes (Christmann et al., 2011).

L’analyse cytologique s’effectue après coloration au Wright-Giemsa (Maurin, 2010) permettant de faire une numération totale et une description morphologique des cellules présentes. Une recherche de bactéries est possible, néanmoins il est presque impossible de réaliser un LBA sans contamination naso-pharyngé (Richard et al., 2011) ; donc il faudra se méfier lors de l’interprétation des résultats. La numération cellulaire normale du LBA d’un cheval sain est la suivante (Maurin, 2010): - cellularité : environ 300 cellules/l ; -  5 % de granulocytes neutrophiles (GN) ; - 40-80 % de monocytes ; - 30-40 % de lymphocytes ; -  1 % de granulocytes éosinophiles (GE) et mastocytes. - absence de globules rouges. L’évaluation cytologique du LBA d’un cheval sain montre des macrophages uniformes et présentant peu de vacuolisation, une population lymphocytaire avec une majorité de lymphocytes T et des GN non dégénérés (Maurin 2010). L’examen cytologique permet aussi de révéler, lors d’infestation par D. arnfieldi, une augmentation du nombre d’éosinophiles, ainsi que la mise en évidence de larves de stade L5 après centrifugation (Clayton et Murphy, 1980 ; George et al., 1981). 132

Interprétation (tableau IX) Une bonne maitrise des techniques de collecte de ces prélèvements ainsi qu’une compréhension des facteurs influençant la qualité des échantillons sont nécessaires pour une bonne interprétation des résultats. Ainsi, le volume total de sérum physiologique injecté intervient, car plus la quantité est importante et plus le taux « normal » de neutrophiles diminue. Ensuite, l’intensité de l’entrainement du cheval est un facteur non négligeable, car les chevaux à l’entrainement « intensif » ont plus de neutrophiles que ceux travaillant en endurance. Enfin, le moment de prélèvement par rapport à l’exercice influence les résultats. Il a été montré qu’un prélèvement, réalisé après l’effort, révèlerait des neutrophiles en quantités plus importantes (Fortier et Couroucé-Malblanc, 2010). En résumé, les principaux prélèvements respiratoires, chez le cheval, sont l’écouvillon naso-pharyngé, le lavage trachéal et le lavage broncho-alvéolaire. Les analyses de liquides respiratoires chez le cheval sont utiles (tableau X), malgré leurs limites. C’est avant tout l’examen clinique qui permet d’orienter le diagnostic clinique, donc le type de prélèvement à effectuer et ainsi l’analyse à demander au laboratoire pour confirmation ou infirmation (Fortier et CouroucéMalblanc, 2010). Tableau IX: Interprétation de l'analyse cytologique d'un lavage broncho-alvéolaire (Maurin 2010). Observations Présence de globules rouges libres et d’hémosidérophages Augmentation du nombre de PNN ( 50%) avec lymphopénie et monocytopénie Eosinophilie si  3% PNE Lymphocytose, monocytose, neutrophilie légère (15% de PNN)

Résultats Hémorragie pulmonaire induite à l’exercice Obstruction récurrente des voies respiratoires profondes » (pousse) Bronchite vermineuse (Dictyocaulus arnfieldi), migration parasitaire, inflammation chronique des voies respiratoires, pneumonie interstitielle éosinophilique Inflammation chronique des voies respiratoires

133

Tableau X: Analyses possibles et leur utilité chez l'adulte et le poulain (Fortier et CouroucéMalblanc 2010) Prélèvement

Utilité chez l’adulte

Ecouvillon nasopharyngé, virologie (milieu de transport)

Si hyperthermie, jetage, herpèsvirus (1, 2, 4, 5), artérite virale équine, grippe

Ecouvillon nasopharyngé, bactériologie (milieu de transport)

Non, sauf dans des cas de gourmes (ganglion rétropharyngé, poches gutturales)

Lavage trachéal (tubes sec et EDTA) bactériologie, virologie et cytologie

Maladie inflammatoire (++) et infectieuse (+++) des voies respiratoires, herpèsvirus (1, 2, 4), grippe

Lavage bronchoalvéolaire (tube EDTA), cytologie et virologie

Maladie inflammatoire (+++) et/ou obstructive des voies respiratoires profondes. Penser à l’herpèsvirus EHV-5 dans le cas de maladies inflammatoires chroniques évocatrices (Williams et al., 2007). Possibilité de rechercher éventuellement l’herpèsvirus EHV-2. Hémorragie pulmonaire induite à l’exercice (+++)

Utilité chez le poulain Hyperthermie, jetage, herpèsvirus (1, 2, 4, 5), artérite virale équine, grippe, rhinovirus, adénovirus

remarques

Prélever également d’autres chevaux présentant les mêmes signes ou des débuts de symptômes Recherche de rhodococcose par Oui, dans le cas de sérologie Elisa + rhodococcose par autres examens exemple (numération formule, fibrinogène) Aspiration transtrachéale (sauf en cas de A associer avec un dyspnée) pour lavage bronchobactériologie alvéolaire chez (Rhodococcus l’adulte equi), et viroses diverses

Sans objet

A associer avec un lavage trachéal chez l’adulte

 Biopsie pulmonaire C’est une technique chirurgicale consistant à prélever un ou plusieurs fragments de tissu pulmonaire en vue d’une analyse histologique. Indications Elle intervient généralement quand les autres examens complémentaires, moins invasifs, n’ont pas réussi à fournir assez d’informations permettant un diagnostic 134

de certitude. La biopsie pulmonaire est indiquée dans le cas de pneumopathies diffuses ou localisées (masses isolées détectées à la radiographie ou à l’échographie) d’étiologie inconnue. L’analyse histopathologique de l’échantillon de tissu pulmonaire permet confirmer la nature inflammatoire ou tumorale des processus en cours (D’Ablon, 2004). Méthodes de réalisation Il en existe deux : la biopsie percutanée échoguidée et la biopsie transbronchique sous contrôle endoscopique (Maurin, 2010). Biopsie percutanée Matériel et équipement Il comprend : - une lame de bistouri, - une aiguille à biopsie de tissus mous 14 G de 15 cm (type Trut-Cut), - un échographe. - un anesthésique local (lidocaïne), - un flacon contenant du formol à 10%, - des gants stériles. Technique L’opérateur commence par raser et désinfecter une zone de 4 cm × 4 cm au niveau du 7e ou 8e espace intercostal et au-dessus de la pointe du coude. Il réalise une anesthésie locale de la peau, des muscles intercostaux et de la plèvre pariétale, pratiquée stérilement. Il effectue, ensuite, une petite incision cutanée, en avant de la côte la plus caudale, avant d’introduire l’aiguille à biopsie entre deux côtes, sous contrôle échographique. Enfin, l’opérateur l’enfonce de 2 cm dans le tissu pulmonaire afin de prélever 2 ou 3 échantillons (Maurin, 2010).

135

Biopsie transbronchique Matériel Il comprend : - un endoscope de 1,80 m minimum, - un anesthésique local (lidocaïne), - un flacon contenant du formol à 10%, - une pince à biopsie. Technique Le praticien engage l’endoscope par le méat ventral des cavités nasales, puis le fait progresser dans le nasopharynx puis dans la trachée. Au moment où le cheval tousse, il instille un peu d’anesthésique local (lidocaïne diluée à 0,5 %) puis il avance jusqu'à atteindre une bronche du plus petit diamètre possible. La pince à biopsie, passée par le canal opératoire, est enfoncée le plus loin possible pendant l’inspiration, maintenue ouverte puis refermée lors de l’expiration. Le prélèvement est ensuite placé dans le flacon contenant du formol (D’Ablon, 2004). Complications Quelle que soit la technique utilisée, une légère hémoptysie est présente. La biopsie percutanée présente d’autres complications rares, mais potentiellement graves, comme des hémorragies, un pneumothorax, et un hémothorax (Maurin, 2010). 6.2. Les techniques  Bactériologie L’analyse bactériologique est un ensemble de techniques permettant d’isoler et de caractériser des agents bactériologiques afin de confirmer une affection d’origine bactérienne. Elle s’effectue à partir d’un lavage trachéal ou d’un lavage broncho-alvéolaire. De façon succincte, les techniques de bactériologie de routine permettent le 136

dénombrement et l’identification des colonies après une période d’incubation de 24 heures à 6 jours (Richard et al., 2011). Ensuite, les agents pathogènes peuvent être répartis dans différentes catégories comme des bactéries potentiellement pathogènes, levures et moisissures, et des contaminants probables (tableau XI) (Richard et al., 2011). Enfin, l’antibiogramme permettra de tester la sensibilité des bactéries identifiées vis à vis d’un ou de plusieurs antibiotiques afin de choisir l’antibiotique adapté à la bactérie mise en évidence. Tableau XI: Bactéries possiblement pathogènes et contaminants probables isolés dans le lavage trachéal de chevaux contre-performants (Lekeux et al., 2010) Agents bactériens pathogènes Contaminants probables courants - Streptococcus equi - Staphylococcus plasma coagulasezooepidemicus négatif - Actinobacillus equuli equuli - Streptococcus -hémolytique - Actinobacillus equuli - Pseudomonas spp. haemolyticus - Staphylococcus aureus - Pasteurella spp. - Bacillus spp. - Mycoplasma spp. - Proteus spp. - Escherichia coli - Micrococcus spp. - Klebsiella pneumoniae - Streptococcus equi equi L’analyse bactériologique est indiquée soit dans le diagnostic, soit lors du suivi d’une infection traitée (cas lors d’échec après un traitement de première intention). Elle présente de nombreux avantages, à savoir l’identification des colonies bactériennes, la quantification bactérienne intervenant de façon primordiale dans l’interprétation de sa pathogénicité (Burrell et al., 1996 ; Richard et al., 2011). De plus, elle comprend des recherches complémentaires systématiques de mycoplasmes et de champignons (Hary et al., 2004). Néanmoins, l’inconvénient majeur de cette technique réside dans l’interprétation du résultat bactériologique. En effet, il peut y avoir une contamination accidentelle du prélèvement lors du passage dans les voies respiratoires 137

supérieures. Dans ce cas, l’analyse cytologique (présence de cellules malphigiennes de l’appareil respiratoire supérieur) permet de vérifier si le prélèvement a pu être contaminé (par l’endoscope notamment) et de guider l’interprétation (Hary et al., 2004).  Virologie/ Sérologie L’analyse virologique est importante compte tenu de la fréquence des affections virales en médecine respiratoire équine. L’identification précise du virus responsable de la pathologie suspectée est nécessaire et le prélèvement de choix est l’écouvillon naso-pharyngé puisque les voies respiratoires supérieures représentent la région majoritairement impliquée dans la réplication de nombreux virus (Richard et al., 2011). Même si l’identification du virus responsable représente peu d’intérêt thérapeutique, elle demeure importante pour les mesures sanitaires prophylactiques à entreprendre. Plusieurs méthodes permettent de mettre en évidence les principaux virus responsables des affections respiratoires des équidés (Herpès virus, virus Influenza, artérivirus, adénovirus, réovirus, rhinovirus) par culture cellulaire ou par culture sur œufs embryonnés, mais également par la recherche d’antigènes viraux. En outre, il peut aussi être recherché une réponse immunitaire spécifique (anticorps spécifiques contre des antigènes du virus) par des tests sérologiques. La recherche de virus par culture cellulaire est souvent utilisée, car elle présente l’avantage d’être moins restrictive que la biologie moléculaire (amplification génomique par PCR) et rend possible l’isolement d’un agent viral indépendamment de ses éventuelles mutations. La culture cellulaire est néanmoins une méthode assez longue (compter entre 1 à 3 semaines en moyenne), fastidieuse et manquant parfois de sensibilité. L’inconvénient majeur est que l’isolement viral est souvent limité dans le temps à la phase d’hyperthermie et/ou de jetage séreux (2 à 6 jours en général). Il est donc primordial que le prélèvement soit fait le plus tôt possible (Richard et al., 2011). De plus, l’examen virologique ne peut être objectivement interprété seul. Il 138

convient donc de faire une cytologie et de signaler toute anomalie morphologique des cellules épithéliales, première cible de réplication pour les virus (Hary et al., 2004).  Biologie moléculaire (PCR) La biologie moléculaire dispose de plusieurs outils permettant de détecter rapidement des agents pathogènes. C’est le cas de l’amplification génomique par PCR (Polymerase Chain Reaction) qui donne la possibilité d’amplifier spécifiquement et, d’une manière exponentielle, une séquence d’ADN donné. L’amplification génomique par PCR, actuellement, est la méthode la plus utilisée en routine pour la détection d’agents viraux dans les voies respiratoires. Elle est également employée dans la détection de certaines bactéries, à savoir Streptococcus equi ss equi, Streptococcus equi ss zooepidemicus ou Rhodococcus equi (Richard et al., 2011). Cette technique a l’avantage d’être extrêmement sensible, spécifique et rapide (réponse en 48 heures) avec un coût modéré, d’où son utilisation de plus en plus routinière. Au départ spécifique d’un agent pathogène, il se développe maintenant des méthodes dites « multiplex » permettant une détection rapide de plusieurs agents ou familles viraux ou bactériens (Wang et al., 2007). Le principal inconvénient de l’amplification génomique par PCR est de pouvoir amplifier aussi des génomes viraux latents présents dans les cellules lymphocytaires associées aux bronches (bronchiolar associated lymphatic tissus ou BALT) ou dans les lymphocytes alvéolaires (Murray et al., 1996). Cet inconvénient accentue le caractère essentiel d’un examen cytologique pour affiner le diagnostic. Par ailleurs, la PCR étant extrêmement sensible, et il convient d’interpréter les résultats avec prudence, car on ne dispose pas d’informations sur le statut biologique (latent, réplicatif, lytique) du virus détecté (Richard et al., 2011).

139

 Histo-cytologie L’analyse histologique correspond à l’examen morphologique microscopique des cellules au sein de leur contexte tissulaire ainsi qu’à l’étude topographique et architecturale de ce tissu. Elle s’effectue à partir de biopsies ou de pièces d’exérèse fixées dans le formol à 4 ou 10 %. Elle est indiquée principalement dans le diagnostic de néoplasies, mais elle peut être utile dans le diagnostic des affections parasitaire et allergiques ou émergentes (LAPVSO). L’analyse

cytologique

(formule

cellulaire,

description

des

anomalies

morphologiques, éléments étrangers) se réalise sur des liquides biologiques (lavage broncho-alvéolaire, épanchement cavitaire) ou sur des frottis après étalement du produit d’une cytoponction à l’aiguille fine, d’un écouvillonnage ou tout simplement après dépôt d’une tranche de tissu sur une lame de verre. Elle peut être réalisée seule dans le cas d’un prélèvement de liquide respiratoire afin de confirmer une suspicion de maladie inflammatoire. Cependant, il convient, comme dans toutes les autres techniques, de toujours fournir au laboratoire les commémoratifs complets, car les techniques de prélèvements, entre autres, peuvent influencer sensiblement les résultats (Hary et al., 2004). A noter que la combinaison de ces deux techniques d’analyse est plus intéressante, car l’une permet de fournir les détails au niveau cellulaire (cytologie), tandis que l’autre informe sur l’architecture du tissu initial, le mode de croissance de la lésion ainsi que ses marges (histologie). Ainsi, elles permettent conjointement d’apporter le diagnostic définitif de la lésion présente et éventuellement la maladie (LAPVSO).  Biologie clinique (analyse des gaz sanguins artériels) La biologie est un examen permettant d’objectiver la qualité des échanges gazeux pulmonaires en mesurant la pression partielle en oxygène (O2) et en gaz carbonique (CO2). Pour se faire, plusieurs prélèvements sont réalisés en un laps de temps donné, sur une artère superficielle. L’examen s’effectue, le plus souvent, sur un cheval à l’effort, dans un centre spécialisé, disposant d’un tapis 140

roulant. La principale indication de cette analyse est l’intolérance à l’effort. La mesure des gaz sanguins artériels est un moyen d’évaluer les répercussions fonctionnelles à l’effort d’un éventuel trouble respiratoire. Elle est donc considérée comme un outil diagnostique lors de l’examen du cheval contreperformant (Art et Van Erck, 2009) ; c’est une aide à la détection d’un dysfonctionnement pulmonaire, car plusieurs troubles fonctionnels peuvent être à l’origine d’une perturbation des échanges gazeux (hypoventilation, shunts pulmonaires,

troubles

diffusion,

inadéquations

rapport

ventilation/perfusion) (Art et Van Erck, 2009). Néanmoins, c’est une méthode qui présente quelques inconvénients. Si la modification des gaz sanguins exprime un trouble respiratoire ou circulatoire pulmonaire, tous les troubles respiratoires ne s’accompagnent pas de modifications des gaz sanguins. En cas de maladies respiratoires, il est fréquent que plusieurs troubles fonctionnels coexistent. Outre la lourdeur de la procédure et son coût, l’interprétation des résultats est un problème majeur, notamment le choix de la norme, car il serait inapproprié de comparer un groupe témoin composé seulement de chevaux pur-sang à un groupe principal composé de trotteurs et de chevaux d’autres disciplines (Durando et al., 2006).  Parasitologie La recherche de parasites peut se faire de deux manières : directe par la mise en évidence du parasite lui-même ou indirecte par la recherche de témoins spécifiques de l’infection. L’examen parasitologique, dans le cas d’affections respiratoires, s’effectue à partir d’un lavage trachéal, d’un lavage broncho-alvéolaire, d’une sérologie ou plus simplement par la mise en évidence de larves dans les fèces (technique Baerman) ou dans la trachée (par endoscopie). (Reed et al., 2004) Les méthodes d’analyses indirectes disponibles permettent : 141

- la recherche d’anticorps spécifiques (techniques d’immuno-sérologie, ELISA), - la recherche d’antigènes parasitaires, - la recherche de séquences spécifiques du génome parasitaire (la PCR). Comme chez les virus et bactéries, la PCR permet la sélection d’une partie spécifique du matériel génétique du parasite recherché et son amplification pour permettre la détection par fluorescence : c’est une méthode ultrasensible. Néanmoins, la mise en évidence de certaines séquences spécifiques au niveau de l’ADN parasitaire doit être interprétée avec prudence, car elle indique en général le passage de l’agent parasitaire, mais elle ne permet en rien de juger de sa viabilité (un parasite en voie de résorption au niveau des tissus peut libérer une foule d’antigènes et du matériel nucléaire).  Allergologie L’allergologie a pour but d’étudier les affections liées à des réactions allergiques.

L’allergie

est

une

réaction

d’hypersensibilité

d’origine

immunologique qui provoque des symptômes initiés par l’exposition à un stimulus qui, à la même dose, ne provoque rien chez un animal sain (BIOVAC, 2014). Les méthodes allergologiques sont indiquées dans le cas d’affections respiratoires d’origine allergique comme l’obstruction récurrente des voies respiratoires, due à une réaction d’hypersensibilité à certains allergènes environnementaux présents dans la paille et/ou le foin. Elles ont pour but de mettre en évidence et d’identifier l’allergène afin d’établir une thérapie étiologique adaptée (Tabon et al., 2004). Le diagnostic des maladies allergiques équines est réalisé à partir de différents tests d’allergie fondés sur : - la dégranulation des basophiles ou mastocytes, - la détection d’IgE spécifique à un allergène dans le sérum et les liquides pulmonaires, 142

- les tests intradermiques. Il faut noter que les tests de dégranulation des basophiles et la détection d’IgE indiquent seulement la présence de réaction de type immédiat (type I) ; tandis que les tests intradermiques peuvent aussi identifier des réactions de type retardé (type III) et tardif (type IV) si leur lecture est effectuée dans les quarante-huit heures (Tabon et al., 2004). Dans le cadre de l’obstruction récurrente des voies respiratoires, on observe que la dégranulation des basophiles et la détection d’IgE ont une faible sensibilité et spécificité dans le diagnostic. Ce qui peut s’expliquer par le fait que les réactions allergiques de type immédiat ne jouent pas un rôle prépondérant dans la pathogénèse de cette affection (Tabon et al., 2004). L’utilisation de ces tests devrait se limiter à la confirmation d’une suspicion de maladie allergique mise en évidence par la symptomatologie compatible avec une pathologie allergique ainsi que par une provocation et une élimination de la source allergénique (Tabon et al., 2004).

143

CONCLUSION En plus d’autres activités équestres, depuis une quinzaine d’année, l’engouement du grand public pour l’équitation de sport et de loisir est très net. En conséquence, la population équine conna t un accroissement considérable mais avec de nombreuses contraintes dont les maladies. Ces dernières sont diverses et dont certaines ont une importance économique et/ou sanitaire. Parmi les maladies du cheval, les affections respiratoires sont dominantes avec des répercussions néfastes considérables telles que la baisse des performances chez les chevaux de course et de trait, et la mortalité lors des épizooties comme la peste équine et la gourme. Compte tenu de l’importance de ces maladies, le praticien équin a une lourde tache dans la prise en charge correcte des chevaux malades. Cette prise en charge passe tout d’abord par de bonnes connaissances théoriques et pratiques mais également par le recours aux examens complémentaires. En pratique équine, les affections respiratoires du cheval constituent un motif de consultation très fréquent. Ces affections sont également la deuxième cause de contreperformance du cheval après les boiteries. En consultation, comme tout autre examen clinique, l’examen d’un cheval à problème respiratoire requiert une démarche méthodique et rigoureuse qui comprend un examen général suivi d’un examen spécial et des examens complémentaires. En effet, le praticien accordera une attention particulière aux commémoratifs et à l’anamnèse comme le contexte épidémiologique, l’âge de l’animal et ses antécédents pathologiques, les conditions environnementales et le suivi sanitaire. Ainsi, le praticien disposera des éléments auxquels il confrontera les données qu’il recueillera après examen clinique du cheval malade. En effet, 144

l’examen clinique (général et spécial) est une étape très importante car il permet de collecter, d’une part, des informations sur l’état général du cheval, sur la nature et la sévérité des signes cliniques et, d’autre part, des données permettant d’orienter le diagnostic clinique. Cependant, le seul examen clinique est souvent insuffisant pour poser un diagnostic

définitif,

d’où

nécessité

recourir

des

examens

complémentaires permettant d’affiner le diagnostic. L’examen complémentaire a au moins un objectif triple : (i) voir directement telle ou telle lésion, (ii) utiliser les rayons X ou les ultrasons afin de visualiser l’image des lésions suspectées, (iii) réaliser des prélèvements pour déterminer la cause de l’affection suspectée. C’est pourquoi la réalisation de prélèvements est aussi une étape très importante, car les résultats permettent au clinicien de formuler, au mieux, son choix thérapeutique et d’évaluer justement le pronostic. Néanmoins, face au nombre important de ces examens, le clinicien est appelé à faire un choix raisonné et ne doit pas tomber dans une mise en œuvre systématique. De ce fait, il doit s’appuyer sur les données collectées pour bien orienter ses hypothèses diagnostiques et choisir judicieusement l’investigation la plus informative, tout en tenant compte des limites de celle-ci. Il s’agit donc de raisonner en fonction de l’affection suspectée, de l’utilisation présente et future du cheval, des impératifs financiers et de la disposition de matériel spécifique. Ainsi, l’endoscopie représente l’examen de choix lors de la toux, car elle permet l’exploration des voies respiratoires supérieures, mais également le début des voies respiratoires profondes. Par ailleurs, l’échographie a prouvé son intérêt dans la détection et la caractérisation des épanchements pleuraux, la différenciation entre la consolidation et l’atélectasie pulmonaire et l’identification des abcès périphériques.

145

Ces deux techniques d’imagerie deviennent courantes lors de l’examen de l’appareil respiratoire en pratique vétérinaire équine. Elles ne constituent pas seulement des examens complémentaires efficaces, mais elles sont aussi un guide pour d’autres actes diagnostiques (prélèvements de qualité) ou thérapeutiques invasifs (thoracocentèse, mise en place d’un trocart lors d’épanchements, biopsie pulmonaires). La radiographie permet, quant à elle, de préciser la sévérité d’une affection et d’objectiver son évolution sous l’effet d’un traitement. Cependant, elle ne peut se réaliser que dans des structures spécialisées disposant du matériel compte tenu du format du cheval adulte. Pour la réalisation des prélèvements, plusieurs techniques existent et méritent d’être choisies à bon escient. Ainsi, l’aspiration trachéale est indiquée pour des affections plutôt aigües et de nature infectieuse ; tandis que le lavage broncho-alvéolaire (LBA) est réalisé pour le diagnostic cytologique d’affections diffuses, souvent subcliniques et chroniques de l’appareil respiratoire profond. L’écouvillonnage naso-pharyngé demeure l’examen de choix lors de maladies virales. Il convient, en revanche, d’interpréter les résultats avec prudence (notamment pour la rhinopneumonie) car les analyses par PCR mettent en évidence des portages latents. En cas d’épanchement pleural, la thoracocentèse est une technique de base. Par contre, la biopsie pulmonaire est une technique plus rarement utilisée. En résumé, les examens complémentaires ainsi que les techniques de prélèvements sont susceptibles de varier en fonction des maladies suspectées, du matériel disponible, des conditions de terrain et des compétences du praticien. A titre d’exemple, l’utilisation de l’imagerie médicale nécessite, de la part du praticien, une formation complémentaire indispensable pour l’acquisition des 146

compétences pour réaliser la technique et interpréter les résultats afin de poser un diagnostic le plus précis possible. Le plus important est que le clinicien, après examen clinique, devra bien orienter son diagnostic clinique afin de choisir l’examen (ou les examens) complémentaire (s) à envisager avec ou sans réalisation de prélèvements. Il faut souligner l’importance de l’interprétation des résultats obtenus car ces résultats doivent être confrontés et aux données de terrain et aux données cliniques et que la qualité des résultats de laboratoire dépend en grande partie de la qualité des échantillons soumis. C’est pourquoi le savoir, le savoir-faire et le savoir être demeurent des valeurs cardinales que tout praticien, surtout équin, doit considérer durant toute sa pratique afin de mieux prendre en charge des affections respiratoires des chevaux au profit du bien-être des chevaux et leurs propriétaires.

147

BIBLIOGRAPHIE

ABUTARBUSH SM., 2014. Diseases of the paranasal sinuses in horses en ligne. Accès Internet : http://www.merckvetmanual.com/mvm/respiratory_system/respiratory_diseases _of_horses/diseases_of_the_paranasal_sinuses_in_horses.html (Page consultée le 20/10/2015). ADAMS D.R. et DELLMANN D.H., 1998. Respiratory system (148-163) In : Dellmann DH, Eurell JA editeurs. Textbook of veterinary histology.  5ème ed.  Londres : Wiley-Blackwell.  416 p. AMORY H., 2010. Propédeutique dans l’espèce équine en ligne. Accès Internet : http://orbi.ulg.ac.be/bitstream/2268/123597/1/Notes%20examen%20general%20 et%20digestif.pdf (page consultée le 30/07/2015). ART T. et LEKEUX P., 2004. Gestion de l’environnement du cheval soufrant de troubles respiratoires. Prat. Vét. Equine, 36 : 115-122. ART T. et VAN ERCK E., 2009. L'analyse des gaz sanguins artériels dans l'examen du cheval contre-performant. Prat. Vét. Equine. 41 : 57-64. BANKS W.J., 1981. Respiratory system (439-455) In : Applied veterinary histology.  2ème ed.  Londres : Williams & Wilkins.  540 p. BARONE R., 1955. Anatomie des équidés domestiques  Tome II  Splanchnologie et angeiologie  Fascicule II : appareil respiratoire.  Lyon : ENV.  632 p.

148

BARONE R., 1976. Anatomie comparée des mammifères domestiques  Tome III  Splanchnologie : fœtus et ses annexes  Fascicule I : appareil digestif  appareil respiratoire.  Lyon : ENV.  878 p. BARONE R., 2009. Anatomie comparée des mammifères domestiques  Tome III  Splanchnologie I : appareil digestif et appareil respiratoire.  4ème ed.  Paris : Vigot 853 p. BARRIER I., FERRY B., DOLIGEZ P. et al. 2014. Rhodococcose des poulains

en

ligne.

Accès

Internet :

http://www.haras-

nationaux.fr/information/accueil-equipaedia/maladies/maladiesinfectieuses/rhodococcose-du-poulain.html (Page consultée le 17/07/2015). BARRIER I., FERRY B., DOLIGEZ P. et al. 2014. Rhodococcose des poulains

en

ligne.

Accès

Internet :

http://www.haras-

nationaux.fr/information/accueil-equipaedia/maladies/maladiesinfectieuses/rhodococcose-du-poulain.html (Page consultée le 17/07/2015). BARRIER I., RESPE, AVEF et al. 2014. La grippe équine en ligne. Accès Internet : http://www.haras-nationaux.fr/information/accueilequipaedia/maladies/maladies-infectieuses/grippe-equine.html (Page consultée le 16/07/2015). BEECH J., 1981. Technique of tracheobronchial aspiration in the horse. Equine Vet. J., 13 : 136-137. BIOVAC, 2014. La maitrise de l’allergie vétérinaire en ligne. Accès Internet : http://allergie.biovac.fr/images/telechargement/plaquette_biogenix.pdf consultée le 24/07/2015).

149

(Page

BOWMAN D.D. et KERSEY R., 1999. Georgis' parasitology for veterinarians.  7ème ed.  Philadelphie : Saunders.  414 p. BURRELL M.H., WOOD J.J.N., WHITWELL K.E et al. 1996. Respiratory disease in thoroughbred horses in training: the relationships between disease and viruses, bacteria and environment. Vet. Rec.,139 : 308-313. BYARS T.D. et HALLEY J., 1986. Uses of ultrasound in equine internal medicine. Vet. Clin. North Am. Equine Pract., 2 (1) : 253-258. CADORE J.L. et DENIAUX V., 2014. Les mycoses des poches gutturales. Sem. Vét., (1608) : 54. CHRISTLEY R.M., HODGSON D.R., ROSE R.J., et al. 1999. Comparison of bacteriology and cytology of tracheal fluid samples collected by percutaneous transtracheal aspiration or via an endoscope using a plugged, guarded catheter. Equine Vet. J., 31 : 197-202. CHRISTMANN U., RICHARD E., DUPUIS-TRICAUD M-C., et al. 2011. Les liquides respiratoires chez le cheval athlète : prélèvement, conservation et acheminement. Prat. Vét. Equine., 43 : 15-21. CHUVM, 2015. Le déplacement dorsal intermittent du voile du palais en ligne.

Accès

Internet :

http://chuv.umontreal.ca/le-chuv/hopital-

equin/ressources-hopital-equin/articles-equins/le-deplacement-dorsalintermittent-du-voile-du-palais-ddivp/ (Page consultée le 22/07/2015). CLAYTON H. et MURPHY J., 1980. The coughing horse. In Pract., 2 : 25-34. COLLIN B., 2010. Anatomie du cheval.  Liège : Derouaux-Ordina.  700 p. COUROUCE-MALBLANC A. et AVEF., 2010. Maladies des chevaux.  2ème ed.  Paris : Editions France agricole.  341 p. 150

COUROUCE-MALBLANC A., 2004. Approche clinique du cheval lors de toux. Prat. Vét. Equine, 36 : 7-14. COUROUCE-MALBLANC A., 2004. L’endoscopie dans le cadre de l’examen d’un cheval tousseur. Prat. Vét. Equine, 36 : 51-56. D’ABLON X., 2004. Prélèvements de l'appareil respiratoire lors de toux: choix des techniques. Prat. Vét. Equine., 36 : 21-30. DAIX C. et PRONOST S., 2014. Rhinopneumonie en ligne. Accès Internet : http://www.respe.net/system/files/20140610_N_HVE4-Rhinopneumonie-GP.pdf (Page consultée le 16/07/2015). DAIX C. et TRITZ P., 2014. Virus Hendra équine en ligne. Accès Internet : http://www.respe.net/system/files/20140626_N_Hendra-GP.pdf (Page consultée le 16/07/2015). DAIX C., DERZELLE S. et LAROUCAU K., 2014. Morve en ligne. Accès Internet : http://www.respe.net/system/files/20140122_N_Morve-GP.pdf (Page consultée le 17/07/2015). DAIX C., TAPPREST J. et PETRY S., 2014. Rhodococcose en ligne. Accès Internet : http://www.respe.net/system/files/20140618_N_Rhodococcose-GP.pdf (Page consultée le 17/07/2015). DENIAUX V., COUROUCE-MALBLANC A. et ROSSIGNOL F., 2008. Utilisation de l'échographie thoracique dans l'examen respiratoire du cheval. Prat. Vét. Equine., (157) : 51-53. DENOIX J.M., 1982. Reflexion anatomique sur les diverses techniques de paracentèse de la poche gutturale. Les entretiens de Bourgelat, Tome II.  Maisons-Alfort : Edition du point vétérinaire.  366 p. 151

DENOIX J.M., 1989. Guide de dissection des mammifères domestiques, dissection de la tête.  Maisons Alfort : ENV  Laboratoire d’anatomie.  48 p. DEPECKER M. et RICHARD E., 2015. L’hémorragie pulmonaire induite par l’exercice en ligne. Accès Internet : http://fondation-hippolia.org/lhemorragiepulmonaire-induite-par-lexercice-hpie/ (page consultée le 16/07/2015). DERZELLE S. et al., 2014. La morve des équidés en ligne. Accès Internet : http://www.lepointveterinaire.fr/publications/pratique-veterinaireequine/resumes/la-morve-des-equides.html (Page consultée le 20/10/2015). DESMAIZIERES L.M., 2004. Geste chirurgical: techniques de sinusocentèse chez le cheval. Nouv. Prat. Vét. Equine., 1 : 49-50. DURANDO M.M., MARTIN B.B., DAVIDSON E.J. et al. 2006. Correlations between exercising arterial blood gas values, tracheal wash findings and upper respiratory tract abnormalities in horses presented for poor performance. Equine Vet. J. Suppl., (36) : 523-528. EYRAUD B., 2010. L’auscultation pulmonaire et trachéale : Réalisation et interprétation contribution à l’étude de la caractérisation, de la genèse et de la signification pathologique des sons pulmonaires et trachéaux chez les mammifères domestiques et réalisation d’un CD-ROM concernant le chien. Thèse : Méd. Vét. : Lyon ; 70. FANUEL P., 1997. Examen clinique et sémiologie de l'appareil respiratoire du cheval: trachée, bronches, poumons (197-205) In : Proceeding du congrès des GTV : Les maladies respiratoires. Vichy. 21 à 23 mai 1997. FARROW C.S., 1994. Neck and Thorax : the larynx, pharynx and trachea. (347-365) In : Thrall D.E. editeur. Textbook of veterinary diagnostic radiology.  2ème ed.  Philadelphie : Saunders.  663 p. 152

FERRY B., RESPE, BARRIER I. et al. 2013. L’artérite virale équine en ligne.

Accès

Internet :

http://www.haras-nationaux.fr/information/accueil-

equipaedia/maladies/maladies-infectieuses/arterite-virale.html (Page consultée le 16/07/2015). FFE.,

2015.

Principaux

chiffres

en

ligne.

http://www.ffe.com/journaliste/Publications/Statistiques

Accès (page

Internet :

consultée

22/10/2015). FORTIER G. et COUROUCE-MALBLANC A., 2010. Les analyses de liquides respiratoires du cheval sont utiles, malgré leurs limites. Sem. Vét, (1408) : 48-51. FORTIER G., GENAIN J.L., BARRIER I. et al. 2011. La gourme en ligne. Accès

Internet :

http://www.haras-nationaux.fr/information/accueil-

equipaedia/maladies/maladies-infectieuses/gourme.html

(Page

consultée

17/07/2015). FRANDSON R.D., WILKE W.L. et FAILS A.D., 2009. Anatomy and physiology of farm animals. 7ème ed.  Londres : Wiley-Blackwell.  512 p. FRIPPIAT T., ART T. et VAN ERCK E., 2010. Comparaison de l’endoscopie d’effort sur le terrain et sur tapis roulant chez le cheval de selle. Prat. Vét. Equine., 42 : 23-29. GABRIEL A., HONTOIR F., VAN GALEN G. et al. 2013. Trachéotomie temporaire chez le cheval. Ann. Méd. Vét., 157 : 45-51. GEORGE L.W., TANNER M.L., ROBERSON E.L. et al. 1981. Chronic respiratory disease in a horse infected with Dictyocaulus arnfieldi. J. Am. Vet. Med. Assoc., 179 (8) : 820-822.

153

HARY C., FORTIER G., MAILLARD K. et al. 2004. Liquides respiratoires: apport du laboratoire. Prat. Vét. Equine., 36 : 31-40. HEWETSON M. et COUROUCE-MALBLANC A., 2013. Traitement et prévention de la gourme : de nouvelles perspectives. Prat. Vét. Equine, 45 : 1927. HODGSON D.R., ROSE J.R., 1994. The athletic horse: Principles and practice of equine sports medicine.  Philadelphia : Saunders.  509 p. HODGSON J.L. et HODGSON D.R., 2003. Tracheal aspirates : Indications, technique, and interpretation. (401-406) In : Current therapy in equine medicine.  5ème ed.  Philadelphie : Saunders.  960 p. HOFFMAN A.M., 2008. Bronchoalveolar lavage: sampling technique and guidelines for cytologic preparation and interpretation. Vet. Clin. North Am. Equine Pract., 24 : 423-435. IVANCICH-RICHER S. 2002. Les affections laryngo-pharyngées chez le cheval induisant un bruit respiratoire à l’exercice, appelé cornage. Thèse : Méd. Vét. : Maisons-Alfort. JACOB P. 2008. Apport de l’échographie pulmonaire chez les équidés sains et pathologiques. Thèse : Méd. Vét. : Nantes. KAUFMANN J., (1996). Parasitic infections of Domestic Animals: a diagnostic manual.  Basel : Birkhäuser Verlag.  423 p.

154

LANE T., 2014. Chronic obstructive pulmonary disease with "heave line"en ligne. Accès Internet : http://www.merckvetmanual.com/mvm/multimedia/v4740494.html?Ref=t&Item Id=v4740494&RefId=respiratory_system/respiratory_diseases_of_horses/recurr ent_airway_obstruction_in_horses&Speed=256&Plugin=WMP&Error=

(Page

consultée le 20/10/2015). LANE

T.,

2014.

Strangles

horses

en

ligne.

Accès

Internet :

http://www.merckvetmanual.com/mvm/multimedia/v4740485.html?Ref=t&Item Id=v4740485&RefId=respiratory_system/respiratory_diseases_of_horses/strang les_in_horses&Speed=256&Plugin=WMP&Error=

(Page

consultée

20/10/2015). LAPVSO, s.d. Couplez la cytologie et l’histologie en ligne. Accès Internet : http://www.lapvso.com/couplez-la-cytologie-et-lhistologie-cest-unecombinaison-gagnante/ (Page consultée le 24/07/2015). LAPVSO, s.d. Histologie en ligne. Accès Internet : http://www.lapvso.com/aufait-cest-quoi-lhistologie/ (Page consultée le 24/07/2015). LECOQ L., 2013. RAO, Reccurent Airway Obstruction en ligne. Accès Internet :

http://www.medecineinternechevaux.com/espace-client/fiches-

techniques/le-rao/# (Page consultée le 18/07/2015). LEKEUX P.M., VAN ERCK E., FORTIER G. et al. 2010. Laboratory findings in respiratory fluids of the poorly-performing horse. Vet. J., 185 : 115122. MARCILLAUD-PITEL C., D’ABLON X., COUROUCE-MALBLANC A. et al. 2013. Le Respe et son sous-réseau “syndrome respiratoire aigu”. Prat. Vét. Equine., (178) : 34-36. 155

MAURIN E., 2010. Guide pratique de médecine équine.  2ème ed.  Paris : Med’Com.  287 p. MERIAL,

s.d.

Dictyocaulus

arnfieldi

en

ligne.

Accès

Internet :

https://www.1cheval.com/magazines/magazine-cheval/parasitescheval/dictyocaulus.htm (Page consultée le 22/07/2015). MOINE M. 2007. Module d’enseignement informatisé et interactif sur l ‘épistaxis du cheval. Thèse : Méd. Vét. : Lyon ; 79 MORGAN J.P., NEVES J. et BAKER T., 1991. Equine radiography.  Iowa : State University Press.  374 p. MURRAY M.J., EICHORN E.S., DUBOVI E.J. et al. 1996. Equine herpesvirus type 2: prevalence and seroepidemiology in foals. Equine Vet. J., 28 : 432-436. MYER C.W., 1980. Radiography review : The interstitial pattern of pulmonary disease. Vet. Radiol., 21 : 18-23. NEVEUX M., 2012. Tumeurs des sinus chez le cheval âgé. Sem. Vét., (1491) : 54. O’CALLAGHAN M.W., PASCOE J.R., O’BRIEN T.R. et al. 1987. Exerciseinduced pulmonary haemorrhage in the horse: results of a detailed clinical, post mortem and imaging study. VI. Radiological/pathological correlations. Equine. Vet. J., 19 (5) : 419-422. OIE,

2008.

Artérite

virale

équine

en

ligne.

Accès

Internet :

http://web.oie.int/fr/normes/mmanual/pdf_fr/Volume%202_pdf/Chap%202.5.10. _AVE_2008.pdf (Page consultée le 17/07/2015).

156

OIE, s.d. Grippe équine : fiche d’information générale sur les maladies en ligne. Accès Internet : http://www.oie.int/doc/ged/D14003.PDF (Page consultée le 16/07/2015). OIE, s.d. Morve : fiche d’information générale sur les maladies en ligne. Accès Internet : http://www.oie.int/doc/ged/D13970.PDF (Page consultée le 17/07/2015). OVF, 2015. Pneumonie due au virus Hendra en ligne. Accès Internet : http://www.blv.admin.ch/themen/02794/02829/02873/index.html?lang=fr (Page consultée le 20/07/2015). PASCOE J.R., FERRARO G.L., CANNON J.H. et al. 1981. Exerciseinduced pulmonary hemorrhage in racing thoroughbreds: A preliminary study. Am. J. Vet. Res., 42 (5) : 703-707. PAUL-JEANJEAN S., 2012. Diagnostic et traitement du syndrome d'inflammation des voies respiratoires profondes. Sem. Vét., (1519) : 51. PAUL-JEANJEAN S., 2012. La maladie inflammatoire des voies respiratoires profondes. Sem. Vét., (1517) : 51. PAUL-JEANJEAN S., 2013. Les affections des poches gutturales chez le cheval. Sem. Vét., (1565) : 54. PERRIN R., 1997. Les voies respiratoires supérieures du cheval : Sémiologie, examens complémentaires, traitements (179-193) In : Proceeding du congrès des GTV : Les maladies respiratoires. Vichy, 21 à 23 mai 1997. PETIT A. 2014. Rhinopneumonie équine : point sur les récentes émergences. Thèse : Méd. Vét. : Maisons-Alfort.

157

PIAT P., 2008. Proposition d’une méthode standardisée de reconnaissance des éléments anatomiques visibles lors de l’examen endoscopique des poches gutturales chez le cheval. Implication dans la prise en charge de leurs affections. Thèse : Méd. Vét. : Lyon ; 27. PITEL Ch., LAUGIER C. et BARRIER I., 2015. La rhinopneumonie en ligne.

Accès

Internet :

http://www.haras-nationaux.fr/information/accueil-

equipaedia/maladies/maladies-infectieuses/rhinopneumonie-ehv1-ehv4.html (Page consultée le 16/07/2015). PRESCOTT J.F., 1996. La broncho-pneumonie du poulain (ou pneumonie à Rhodococcus equi) en ligne. Accès Internet : http://www.omafra.gov.on.ca/french/livestock/horses/facts/96-212.htm

(page

consultée le 20/10/2015). RANTANEN N.W., 1986. Diseases of the thorax. Vet. Clin. North Am. Equine Pract., 2 (1) : 49-56. REED S.M., BAYLY W.M. et KOHN C.W., 1998. Equine Internal Medicine.  Philadelphia : Saunders.  1092 p. REED S.M., BAYLY W.M. et SELLON D.C., 2004. Equine Internal Medicine.  2ème ed.  Philadelphie : Saunders.  1659 p. REEF V., 1998. Thoracic ultrasonography : noncardiac imaging. (187-214) In : Equine diagnostic ultrasound.  Philadelphie : Saunders.  560 p. RESPE,

2012.

en

morve

ligne.

http://www.haras-

nationaux.fr/information/accueil-equipaedia/maladies/maladiesinfectieuses/morve.html (Page consultée le 17/07/2015).

158

REYES-GOMES E., 2014. UC 52 : Histologie et physiologie des appareils circulatoire, respiratoire et urinaire. Polycopié.  Maisons-Alfort : ENV  Unité d’embryologie, histologie et d’anatomie pathologique.  76 p. RICHARD E., MAILLARD K., LEGRAND L. et al. 2011. Les liquides respiratoires chez le cheval athlète : évaluation microbiologique. Prat. Vét. Equine., 43 : 25-29. ROBINSON NE., BERNEY C. et EBERHART G., 2003. Coughing, mucus accumulation, airway obstruction, and airway inflammation in control horses and horses affected with recurrent airway obstruction. Am. J. Vet. Res., 64 (5) : 550-557. ROSE R.J. et HODGSON D.R., 1993. Manual of practice equine.  Philadelphie : Saunders.  544 p. ROSSIER E. 1997. Maladies des chevaux.  Paris : Editions France agricole, 279 p.  (manuel pratique). ROY M.F. et LAVOIE J.P., 2003. Tools for the diagnosis of equine respiratory disorders. . Vet. Clin. North Am. Equine Pract., 19 (1) : 1-17. RUGGLES A.J., ROSS M.W. et FREEMAN D.E., 1991. Endoscopic Examination of Normal Paranasal Sinuses in Horses. Vet. Surg., 20 (6) : 418423. RUSH RB., 2014. Reccurent airway obstruction in horses en ligne. Accès Internet : http://www.merckvetmanual.com/mvm/respiratory_system/respiratory_diseases _of_horses/recurrent_airway_obstruction_in_horses.html (Page consultée le 18/07/2015).

159

SANDERSON G.N. et O’CALLAGHAN M.W., 1983. Radiographic anatomy of the equine thorax as a basis for radiological interpretation. N. Z. Vet. J., 31 (8) : 127-130. SAVAGE C.J., 1997. Evaluation of the equine respiratory system using physical examination and endoscopy. Vet. Clin. North Am. Equine pract., 13 (3) : 443463. STADLER P. et VENNER M., 2004. L'échographie thoracique non cardiaque chez le cheval. Prat. Vét. Equine., 36 : 57-61. SWEENEY C.R. et MAXSON A.D., (1995). Equine pleuropneumonia: the value of thoracic ultrasonography in diagnosis and management. Equine Vet. Educ., 7 : 330-333. SWEENEY C.R., 1999. Evaluating the lungs. Proceedings Am. Ass. Eq.Pract., (45) : 290-293. TABON L., BASELGIA S. et MARTI E., 2004. Tests sanguins et allergologie lors d'obstruction récurrente des voies respiratoires. Prat. Vét. Equine., 36 : 6977. TIMONEY P.J., 2013. Overview of equine viral arteritis en ligne. Accès Internet : http://www.merckvetmanual.com/mvm/generalized_conditions/equine_viral_art eritis/overview_of_equine_viral_arteritis.html (Page consultée le 20/10/2015). VAN ERCK P. et PERRIN R., 1998. Les affections chroniques des voies respiratoires profondes. Dépêche Tech, (60) : 15-26. VENNER M., DEEGEN E., 2004. La radiographie thoracique chez le cheval. Prat. Vét. Equine., 36 : 45-50.

160

VILA T., 1994. Origines et conséquences des bruits respiratoires à l’effort. EquAthlon., 6 : 3-9. VILLENEUVE A., 2010. Les parasites du cheval en ligne. Accès Internet : http://www.medvet.umontreal.ca/servicediagnostic/parasitologie/PDF/Parasites %20du%20cheval.pdf (Page consultée le 17/07/2015). VRINS A. et AMORY H., 1998. Pathologies du système respiratoire du cheval en ligne. Accès Internet : https://www.google.com/url?sa=t&rct=j&q=&esrc=s&source=web&cd=11&cad =rja&uact=8&ved=0CE4QFjAKahUKEwiK2bYhtbIAhXDaxQKHQpYCuo&url=http%3A%2F%2Fpa.rz.free.fr%2Fsyllabi%2 FAmaury%2FRESPAMA%2FRespiratoire%2520Amaury%2520totalement%2520termin%25C3%2 5A92.doc&usg=AFQjCNGbM5DjewHtsKjDIQbsNMYNaAbacg&bvm=bv.105 814755,d.d24 (Page consultée le 18/07/2015). WANG L., RAIDAL S.L., PIZZIRANI A. et al. 2007. Detection of respiratory herpesviruses in foals and adult horses determined by nested multiplex PCR. Vet. Microbiol. 121 : 18-28. WINTZER H-J., 1994. Maladies du cheval. Pairs : Maloine Editeur.  494 p. ZOETIS, 2015. Artérite virale équine équine en ligne. Accès Internet : https://www.zoetis.fr/pathologies/chevaux/arterite-virale-equine.aspx

(Page

consultée le 16/07/2015). ZOETIS, 2015. Herpèsvirus équin (EHV-1 et EHV 4) en ligne. Accès Internet :

https://www.zoetis.fr/pathologies/chevaux/herpesvirus-equin.aspx

(Page consultée le 16/07/2015).

161

SERMENT DES VETERINAIRES DIPLOMÉS DE DAKAR « Fidèlement attachée aux directives de Claude BOURGELAT, fondateur de l’enseignement vétérinaire dans le monde, je promets et je jure devant mes maîtres et mes aînés : 

D’avoir en tous moment et en tous lieux le souci de la dignité et de l’honneur de la profession vétérinaire ;



D’observer en toutes circonstances les principes de correction et de droiture fixés par le code de déontologie de mon pays ;



De prouver par ma conduite, ma conviction, que la fortune consiste moins dans le bien que l’on a, que dans celui que l’on peut faire ;



De ne point mettre à trop haut prix le savoir que je dois à la générosité de ma patrie et à la sollicitude de tous ceux qui m’ont permis de réaliser ma vocation.

Que toute confiance me soit retirée s’il advient que je me parjure ».

MÉTHODES DE DIAGNOSTIC DES AFFECTIONS RESPIRATOIRES CHEZ LES ÉQUIDÉS : ETUDE BIBLIOGRAPHIQUE

RÉSUMÉ Les équidés, en général, et les chevaux, en particulier, occupent une place importante dans tous les pays en raison d’immenses services qu’ils rendent à travers diverses activités (production agricole, transport, loisirs, etc.). Malgré cette importance, ces animaux souffrent d’affections diverses parmi lesquelles les maladies respiratoires qui sont la cause principale de baisse de performance après les troubles locomoteurs. C’est pourquoi une bonne prise en charge de ces maladies est une impérieuse nécessité afin d’atténuer leur impact néfaste sur les performances des chevaux. Cette prise en charge passe par un bon examen clinique complété par des examens complémentaires efficients. Ces derniers sont divers et variés et sont de plus en plus sophistiqués comme l’imagerie et l’examen cytologique. Comme la filière équine est en essor continu et que les propriétaires des chevaux sont de plus en plus informés et sont prêts à soigner leurs animaux, le praticien équin est davantage sollicité pour des services de qualité. C’est la raison pour laquelle il doit être compétent et bien outillé pour répondre aux exigences de ses clients. Pour ce faire, il doit adopter une démarche diagnostique rigoureuse et complète en associant l’examen clinique, les

examens

complémentaires

comme

l’imagerie,

les

techniques

prélèvements adéquats, et diverses analyses de laboratoires ainsi qu’une interprétation adéquate des résultats obtenus. Ainsi, le praticien pourra poser un diagnostic précis et choisir son protocole thérapeutique conséquent permettant une meilleure prise en charge des affections respiratoires des chevaux. Mots-clés : affections respiratoires – méthodes de diagnostic - chevaux DULA Denis Delphine Michel 3C Rue de la fontaine 25640 Braillans Denis.dula@laposte.net