NIMBONA Félix

UNIVERSITE CHEIKH ANTA DIOP DE DAKAR

ECOLE INTER-ETATS DES SCIENCES ET MEDECINE VETERINAIRES DE DAKAR

Année 2015

N° 57

PREVALENCE ET ANTIBIORESISTANCE DES SALMONELLES

DANS LES ELEVAGES AVICOLES DES ZONES D’ABIDJAN ET D’AGNIBILEKROU (REPUBLIQUE DE COTE D’IVOIRE) THESE Présentée et soutenue publiquement le 29 décembre 2015 à 15 heures, devant la faculté de Médecine, de Pharmacie et d’Odontologie de Dakar pour obtenir le grade de : DOCTEUR EN MEDECINE VETERINAIRE (DIPLOME D’ETAT)

Par NIMBONA Félix Né le 29 juillet 1988 à Nyakibande (BURUNDI)

Jury Président :

Monsieur Alassane WELE Professeur à la Faculté de Médecine, de Pharmacie et d’Odontologie de Dakar

Directeur et rapporteur de thèse : Madame Rianatou BADA- ALAMBEDJI Professeur à l’EISMV de Dakar Membre :

Monsieur Malang SEYDI Professeur émérite à l’EISMV de Dakar

Co-directeur de thèse :

Monsieur Abdou Moumouni ASSOUMY Maître-assistant à l’EISMV de Dakar

Dédicaces

•

A DIEU le Père, l’omnipotent et l’omniscient Toi seul sais d’où tu m’as appelé et moi seul sais d’où tu m’a fais sortir! Tu fais bien toute chose à ton temps et moi je suis, et je resterai toujours confiant. Que ton nom soit glorifié à jamais !

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A ma mère SINGIRANKABO Agrippine et mon père MINANI Pierre, pour la patience qu’ils ont toujours bien voulu garder face à mes initiatives et pour les sacrifices qu’ils se sont imposés ; recevez ici le témoignage de tout ce que je vous dois et de tout l’amour que je vous porte.

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A tous mes frères et sœurs Jean Marie, Chantal, Francine, Richard, Fabrice et Belyse ; Je vous dédie ce travail.

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A mes oncles : Pasteur MINANI Boniface, NGENDAKURIYO Laurent, mes tantes, et à tous les membres de ma famille élargie, trouvez en ce travail mon estime et ma profonde gratitude.

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A tous mes frères membres de Burundian vet student of Dakar, j’ai trouvé en vous une famille à Dakar. Recevez toute ma reconnaissance.

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A mes promotionnaires et ex-voisins du 30 A : Dr Raoul N. ATIKPAKPE et Dr DJOSSA D. Géoffroy pour toutes ces années et ces fous rires qu’on a partagés à L’EISMV, je vous souhaite bonne chance dans la vie professionnelle.

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A mes aînés de la communauté des étudiants vétérinaires Rwandais de Dakar, pour leurs conseils et leur soutien.

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A mon meilleur ami Augustin Eric DJETTIN, le hasard a fait que nous nous sommes croisés, devenant ainsi meilleurs amis, plus rien au monde ne pourra nous séparer.

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A mes frères et ami Dr Pierre Claver, Dr Florentin et Dr Désiré Que le Seigneur vous accompagne tous dans cette nouvelle vie professionnelle qui vous attend.

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A mes amis et frères Dr NDISANZE, Dr KURAWIGE, Dr HAKIZIMANA, Dr i

HAKIZIMANA Omar, Dr Souroukou SABI, Dr OUANDAOGO, Dr HABIMANA Richard, VAMARA Traoré, Dr ZOBO Aristide, NIYONSABA, DJETTIN, NDAYISENGA, Faustin, YANKURIJE, Dr NDAYONGEJE, Dr Stanislas ZEBA, KEREKOU, Dr Oyetola W. et ADOUM Saleh L’amitié c’est une seconde fraternité !

Merci pour votre présence.

•

A tous les étudiants de S3-S4 et S5-S6 promotion 2014-2015 Que le Seigneur vous accorde la réussite ici à l’EISMV de Dakar et dans la vie professionnelle qui vous attend.

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A tous mes amis proches et mes camarades de la PROMOTION FRANCOIS ABIOLA (42ème Promotion). Venus des horizons différents, nous avons su construire ensemble, chacun à sa manière, des souvenirs indélébiles qui, au-delà des promotionnaires, nous unissent comme des frères à part entière. Craignant de ne pas pouvoir exhaustivement vous citer, je vous dis à tous merci pour toutes les situations vécues ensemble durant ces 6 années de dur labeur.

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A mes promotionnaires 2014-2015 du master productions animales et développement durable. Recevez toute ma reconnaissance pour les bons moments passés ensemble.

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A vous tous qui de différentes manières avez participé à ma formation, Dr Simon Gualbert NTEME ELLA, MAKERE Ernest, NIKUZE Georges, NSABIMANA Patrick, NYANDWI Daniel, NDORERAHO Jean Marie Ted et Dr Anna S. SOW DIALLO gérante cabinet vétérinaire ESPACE VETO. Recevez toute ma reconnaissance.

•

A tous mes amis de MUDOMA, Nyakibande, Nyambuye Rushubi et Gitega et mon cher ami NDAYIGENDEREKO Damien. Recevez toute ma reconnaissance pour les bons moments passés ensemble.

•

A

toutes

mes

amies

NIYIZONKIZA

Esthérine,

Nadège

MINOUGOU,

NDARIBWIRIMANA Odette, IRAGUHA Roselyne, Mise, Espérance, Gloriose, Triphine, Marie Rose, Violette, Betty et Odile.

ii

Merci pour votre amitié.

Remerciements Je rends grâce à Dieu qui m’a prêté vie et bonne santé jusqu'à ce que ce travail soit accompli.

Mes sincères remerciements : • Au Directeur Général de l’EISMV de Dakar, •

A mon directeur et rapporteur de thèse Professeur Rianatou BADA-ALAMBEDJI, pour avoir accepté de diriger ce travail, pour votre disponibilité et vos bons conseils prodigués tout au long de l’élaboration de ce travail, sincères remerciements.

• Au Professeur Alassane WELE, qui nous a fait l’honneur d’accepter la présidence du jury de thèse. Remerciements et hommage respectueux.

• Au Professeur Serge Niangoran BAKOU, pour m’avoir accepté comme moniteur et pour tout ce que j’apprends dans le service dont la responsabilité vous est confiée. Merci pour tout ce que vous faites pour moi.

• A mon co-directeur de thèse Docteur Abdou Moumouni ASSOUMY, pour m’avoir confié ce sujet de thèse. Sincères remerciements.

• A Monsieur Moussa SENE technicien au service de MIPI qui m’a initié aux analyses bactériologiques, grand merci.

• A Madame DIAGNE Khady technicienne au service de MIPI qui a supervisé la réalisation de l’antibiogramme, grand merci.

• Aux autorités administratives de l’Institut Pasteur de Dakar pour m’avoir autorisé de réaliser le sérotypage dans l’établissement dont la direction leurs est confiée.

• A toute l’équipe du laboratoire de biologie médicale de l’Institut Pasteur pour l’accueil chaleureux et leur parfaite collaboration.

• A monsieur BISSILA Armel Vivien de l’Institut Pasteur de Dakar qui m’a beaucoup appris et guidé dans le sérotypage des salmonelles.

• A mes parents, pour m’avoir offert une enfance de rêve et une entrée dans la vie d’adulte pleine d’écoute et de soutien. Merci d’avoir été si parfaits à chacune des étapes de ma vie •

Au Directeur des Services Vétérinaires (DSV) de Côte d’Ivoire et ses collaborateurs dans les services décentralisés.

• Aux Dr COULIBALY Ziekpoho, Dr KOUAKOU Narcisse, Dr KONE Abou et son collaborateur Maxime, Dr SINAN Ehouni, Dr TIECOURA Raoul pour leur aide à la récolte des prélèvements. iii

• A mon collègue et ami Dr Stanislas ZEBA, Merci pour tous ces fous rires et déboires partagés.

• A mon ami et voisin Dr Omar HAKIZIMANA, merci pour vos sages conseils et pour les corrections que vous avez gentiment apportées à mon document.

• A mon meilleur ami Augustin Eric DJETTIN, merci pour avoir lu mon document.

• A mes amis et voisin du couloir : SAFIATOU, YAMEOGO et Dr NDAYONGEJE, merci pour tous.

• A mes amis et ainés Dr Gaspar NDUYAWO, Dr Félix TUNGUHORE, Berry NIBOGORA, SADIKI, NAHIMANA Grégoire, MANIRAKIZA et Epimaque. Merci pour votre amitié et tous ces moments partagés.

• Aux étudiants vétérinaires Burundais de Dakar HABONIMANA, NDAYIKEZA, KABURA, BISEKERE, NIYONSABA, MIGABO IRIBAGIZA, Dr NJEJIMANA, Dr NDAYONGEJE et Dr NININAHAZWE, Merci pour le soutien tant moral que matériel.

• A toute la communauté des Burundais de Dakar • A l’amicale des étudiants vétérinaires de Dakar.

• A ma Patrie, le BURUNDI. • A ma terre d’accueil, le Sénégal.

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Remerciements

Les travaux de cette thèse vétérinaire ont bénéficié de la contribution financière de la Commission de l’Union Economique et Monétaire Ouest Africaine (UEMOA) à travers son Projet d’Appui à l’Enseignement Supérieur (PAES) et de la Banque Africaine de Développement (BAD).

N° DU PROJET : P-Z1–IAD-002 P N° DU DON : 2100155007376 Pour rappel, lesdits travaux s’inscrivent dans le cadre des activités du projet EISMV/PAES/UEMOA intitulé : « impact de l’usage des antibiotiques en aviculture sur la santé animale, la santé publique et l’économie des populations en Côte d’Ivoire ».

Nous remercions emercions l’EISMV qui est l’institution d’accueil dudit projet. Nous remercions également l’institut Pasteur asteur de Dakar pour nous avoir autorisés dee réaliser le sérotypage dans son laboratoire de référence. .

v

A nos maîtres et juges

A notre Maître et Président de jury, Monsieur Alassane WELE, Professeur à la faculté de Médecine, de Pharmacie et d'Odontologie de Dakar Nous sommes très sensibles à l’honneur que vous nous faites en acceptant spontanément de présider ce jury de thèse, malgré vos multiples occupations. Vos grandes qualités humaines et scientifiques sont connues et reconnues de tous. Nous vous renouvelons, M. le président du jury, l’expression de nos remerciements les plus sincères et de notre profonde reconnaissance.

A notre Maître, Directeur et Rapporteur de thèse, Madame Rianatou BADAALAMBEDJI, Professeur à l’E.I. S.M.V. de Dakar Vous avez dirigé et assisté ce travail de son idée à sa réalisation. Vos qualités intellectuelles et votre stricte rigueur dans le travail bien fait nous ont marqué. Veuillez trouvez ici l’expression de notre profond respect et de notre gratitude.

A notre Maître et juge, Monsieur Malang SEYDI, Professeur émérite à l’EISMV de Dakar En dépit de votre emploi du temps très chargé, vous avez accepté de juger ce travail. Nous gardons de vous, l’image d’une personne humble, attentionnée et dévouée. Sincères remerciements et profonde reconnaissance.

A notre Maître et Co-directeur de thèse, Monsieur Abdou Moumouni ASSOUMY, Maître-assistant à l’EISMV de Dakar Vous avez dirigé ce travail avec diligence et abnégation. Vos remarques et conseils nous ont enrichis. Vos qualités humaines et votre amour pour le travail bien fait nous ont marqué. Nous exprimons notre reconnaissance à votre endroit. Veuillez accepter cher maître nos respectueuses considérations. Sincères remerciements et profonde reconnaissance.

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« Par délibération la Faculté de Médecine, de Pharmacie et d’Odontologie et l’Ecole Inter-Etats des Sciences et Médecine Vétérinaires de Dakar ont décidé que les opinions émises dans les dissertations qui leur seront présentées, doivent être considérées comme propres à leurs auteurs et qu’elles n’entendent donner aucune approbation ni improbation »

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LISTE DES ABREVIATIONS °C: Degré Celsius µg : microgramme ADH : Arginine Dihydrolase Amd: Amendement ANSES : Agence nationale de sécurité sanitaire de l'alimentation, de l'environnement et du travail ANSM : Agence Nationale de Sécurité du Médicament et des Produits de Santé CA-SFM : Comité de l’Antibiogramme de la Société Française de Microbiologie CDC: Centers for Disease Control and prevention CEDEAO : Communauté Economique des Etats de l’Afrique de l’Ouest CNR-IP : Centre National de Référence des Escherichia coli, Shigella et Salmonella à l’Institut Pasteur.

CSAO : Club du Sahel et de l’Afrique de l’Ouest E.I.S.M.V : Ecole Inter-Etats des Sciences et Médecine Vétérinaires FAO : Food and Agriculture Organization (Organisation des Nations Unies pour l’Alimentation et l’Agriculture) FCFA : Franc de la Communauté Financière Africaine FIRCA : Fonds Interprofessionnel pour la Recherche et Conseil Agricole g : Gramme H2S: sulfure d’hydrogène ICSB : Commission of the Inter-national Committee on Systematic Bacteriology INRA : Institut National de la Recherche Agronomique INS : INSTITUT NATIONAL DE LA STATISTIQUE IPCI : Institut Pasteur de Côte d’Ivoire IPD: Institut Pasteur de Dakar IPRAVI : Intrer Profession Avicole Ivoirienne ISO: International Organization Standardization KCN: cyanure de potassium Kg : Kilogramme KH: Kligler-Hajna LDC: Lysine décarboxylase viii

LPS : Lipopolysaccharide MH: Mueller Hinton MIPI: Microbiologie Immunologie et Pathologie Infectieuse ODC: Ornithine decarboxylase OIE : Organisation Internationale des Epizooties (mondiale de la santé animale) OMS : Organisation Mondiale de la Santé ONPG: Orthonitrophenyl β D Galactopyranoside ORMICI : Observatoire de la Résistance des Micro-organismes aux anti Infectieux en Côte d ’Ivoire RM : Rouge de Méthyle SIPRA : Société Ivoirienne de Production Animale SODEPRA : Société de Production Animale TDA: Tryptophane désaminase TIAC : Toxi-infections Alimentaires Collectives UEMOA: Union Economique et Monétaire Ouest-Africaine VP : Voges-Proskauer XLD : Xylose-Lysine-Désoxycholate.

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Liste des tableaux Tableau I : Caractéristiques biochimiques communes aux salmonelles ............................................21 Tableau II : Pourcentage des Salmonella résistantes aux antibiotiques isolées à partir des viandes de poulet de chair dans les marchés d’Abidjan. ......................................................................................26 Tableau III. Critères microbiologiques applicables aux Viandes de volailles, de petits gibiers d'élevage à plumes et à poils, de ratites et de certains de leurs produits ............................................37 Tableau IV : Catégorisation des différents antibiotiques utilisés au cours de l’étude. ........................46 Tableau V : Prévalence des salmonelles en fonction de la localité dans les fermes avicoles d’Abidjan et Agnibilékrou .................................................................................................................48 Tableau VI : Tableau comparatif des sérovars isolés dans les élevages avicoles des zones périurbaines d’Abidjan et Agnibilékrou .............................................................................................50 Tableau VII : Analyse statistique des différences de prévalence constatées dans les zones d’Abidjan et d’Agnibilékrou ...............................................................................................................................53 Tableau VIII: Profils de résistance des souches de Salmonella isolées dans les élevages de poulets de chair d’Abidjan et Agnibilékrou. ...................................................................................................55

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Liste des figures Figure 1 : Tuerie de type II au marché de Port-Bouët II ................................................................... 8 Figure 2 : Tuerie de type III au marché Gouro (ABIDJAN) ............................................................. 9 Figure 3 : Volailles à même le sol dans des cages au marché de Sicogi (ABIDJAN) ...................... 9 Figure 4 : Préparation de lapins et de volailles au marché Sicogi (ABIDJAN) ................................ 9 Figure 5 : Maladies parasitaires en élevages périurbains d’Abidjan ............................................... 11 Figure 6 : Maladies bactériennes en élevages périurbains d’Abidjan ............................................. 12 Figure 7 : Maladies virales dans les élevages périurbains d’Abidjan ............................................. 12 Figure 8 : Principaux mécanismes de résistance acquise aux antibiotiques .................................... 28 Figure 9 : Cycle de diffusion des salmonelles dans l'environnement ............................................. 31 Figure 10 : Présentation de la zone d’étude .................................................................................... 40 Figure 11: Répartition des sérovars de Salmonella dans les élevages des zones périurbaines d’Abidjan et Agnibilékrou ............................................................................................................... 49 Figure 12 : Prévalences des différents profils de sensibilité des souches de Salmonella isolées dans les élevages avicoles des zones périurbaines d’Abidjan et Agnibilékrou ........................................ 51 Figure 13 : Pourcentages de résistance aux antibiotiques des souches en fonction de leur zone d’origine. .......................................................................................................................................... 52

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Table des matières INTRODUCTION................................................................................................................................1 PREMIERE PARTIE : SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE ..............................................................4 CHAPITRE I. PRATIQUES DE L’AVICULTURE EN CÔTE D’IVOIRE .......................................5 I.1. Présentation générale .....................................................................................................................5 I.2. Systèmes d’élevage ........................................................................................................................5 I.2.1. Aviculture traditionnelle .............................................................................................................5 I.2.2. Aviculture moderne.....................................................................................................................6 I.3. Circuits de commercialisation et de distribution des produits avicoles .......................................10 I.4. Principales pathologies rencontrées .............................................................................................11 I.4.1. Maladies parasitaires .................................................................................................................11 I.4.2. Maladies bactériennes ...............................................................................................................11 I.4.3. Maladies virales ........................................................................................................................12 I.4.4. Autres maladies .........................................................................................................................13 I.5. Utilisation des antibiotiques .........................................................................................................13 I.5.1. Fréquence d’utilisation..............................................................................................................13 I.5.2. Antibiotiques utilisés en Aviculture en Côte d’ivoire ...............................................................14 I.5.3. Conséquence de l’usage des antibiotiques en aviculture ..........................................................14 I.5.3.1. Antibiorésistance et résidus d’antibiotiques ..........................................................................14 I.6. Surveillance de la résistance aux antimicrobiens .........................................................................16 CHAPITRE II : ETUDE GENERALE DES SALMONELLES ........................................................17 xii

II.1. Historique ...................................................................................................................................17 II.2. Nomenclature et Classification ...................................................................................................17 II.3. Caractères bactériologiques des salmonelles ..............................................................................20 II.3.1. Caractères structuraux et morphologiques. .............................................................................20 II.3.2. Caractères culturaux ................................................................................................................20 II.3.3 Caractères biochimiques ...........................................................................................................20 II.3.4. Caractères antigéniques ...........................................................................................................21 II.3.5. Schéma de Kaufmann-White ...................................................................................................23 II.4. Habitat et spécificité de l'hôte .....................................................................................................23 II.4.1. Habitat .....................................................................................................................................23 II.4.2. Spécificité de l’hôte .................................................................................................................23 II.5. Pouvoir pathogène ......................................................................................................................24 II.6. Résistance aux antibiotiques .......................................................................................................25 II.6.1. Epidémiologie de la résistance des salmonelles aux antibiotiques ..........................................25 II.6.2. Supports génétiques et mécanismes de résistance ...................................................................27 CHAPITRE III : PLACE DES SALMONELLES EN SANTE PUBLIQUE ....................................29 III.1. Salmonelloses aviaires ..............................................................................................................29 III.1.1. Pullorose et typhose................................................................................................................29 III.1.2. Paratyphoses ...........................................................................................................................29 III.1.3. Excrétion des salmonelles dans les fientes .............................................................................30 III.2. Origine de Contamination des élevages et productions avicoles ..............................................30 xiii

III.3. Importance des salmonelles en santé publique..........................................................................31 III.3.1. Salmonelloses humaines.........................................................................................................32 III.3.2. Toxi-infections alimentaires collectives .................................................................................33 II.3.2.1. Fréquence..............................................................................................................................33 II.3.2.2. Facteurs de risques................................................................................................................33 III.4. Prophylaxie et moyens de lutte .................................................................................................35 III.5. Aspects réglementaires ..............................................................................................................36 DEUXIEME PARTIE : ETUDE EXPERIMENTALE ......................................................................38 CHAPITRE I : MATERIEL ET METHODES ..................................................................................39 I.1

Eléments de base de l’étude ....................................................................................................39

I.2. Description de la zone d’étude .....................................................................................................39 I.3. Cadre d’étude ...............................................................................................................................41 I.4. Matériel ........................................................................................................................................41 I.5. Méthodes ......................................................................................................................................42 I.5.1. Echantillonnage et prélèvements ..............................................................................................42 I.5.2. Recherche de salmonelles dans les fèces ..................................................................................43 I.5.3. Sérotypage.................................................................................................................................44 I.5.4. L’antibiogramme................................................................................................................. 45 I.5.5. Analyses statistiques des résultats.............................................................................................47 CHAPITRE II: RESULTATS ET DISCUSSION..............................................................................48 II.1. RESULTATS..............................................................................................................................48 xiv

II.1.1. Prévalence de la contamination par Salmonella ......................................................................48 II.1.2. Répartition des sérovars ...........................................................................................................49 II.1.3. Résistance aux antibiotiques ....................................................................................................50 II.1.3.1. Résistance aux antibiotiques en fonction des localités .........................................................52 II.1.3.2. Profils de résistance aux antibiotiques des sérovars .............................................................54 II.2. DISCUSSION.............................................................................................................................56 II.2.2. Méthodologie ...........................................................................................................................56 II.2.3. Antibiotiques testés ..................................................................................................................57 II.2.4. Prévalence de la contamination par Salmonella ......................................................................57 II.2.5. Prévalence et distribution des sérovars ....................................................................................59 II.2.6. Résistance aux antibiotiques ....................................................................................................60 II.2.7. Profils de résistance aux antibiotiques des sérovars ................................................................61 CHAPITRE III. RECOMMANDATIONS ET PERSPECTIVES .....................................................65 III.1. RECOMMANDATIONS ........................................................................................................65 III.1.1.

Recommandations aux pouvoirs publics .............................................................................65

III.1.2. Recommandations aux vétérinaires ........................................................................................66 III.1.2.

Recommandations aux aviculteurs ......................................................................................66

III.2. PERSECTIVES .........................................................................................................................67 CONCLUSION GENERALE ............................................................................................................68 REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES ...........................................................................................71

xv

INTRODUCTION Suite aux sécheresses qui ont sévi de 1969 à 1974 dans les régions sahéliennes au Nord de la République de Côte d’Ivoire (LE GUEN, 2004), le besoin d’assurer la sécurité alimentaire de sa population croissante est depuis lors, devenu une impérieuse nécessité.

C’est ainsi que dans sa politique d’autosuffisance alimentaire, la Côte d’Ivoire s’est intéressée, dans les années 80, au secteur de l’élevage en vue de couvrir les besoins de la population en protéines d’origine animale (MINAGRA, 1999). Cette politique a permis la création, dans le secteur avicole, de la société ivoirienne des productions animales (SIPRA) dont la principale mission était de créer une filière avicole moderne.

L’aviculture est actuellement pratiquée sur toute l’étendue de la Côte d’Ivoire mais, les zones d’Abidjan et d’Agnibilékrou fournissent à elles seules 80% de la production en viande de poulet et 90% en œufs de consommation (KONE, 2007). Malgré l’essor spectaculaire qu’il a connu ces quinze dernières années (IPRAVI, 2013), le secteur avicole ivoirien connaît jusqu’à présent un certain nombre de contraintes parmi lesquelles figurent les contraintes sanitaires (KONAN, 2013). Ces problèmes sanitaires dans les élevages avicoles sont en partie liés aux salmonelloses. En effet, selon ARBELOT (1997), les salmonelloses entraînent dans les élevages avicoles, une mortalité au démarrage de 18% et une chute de ponte de 11% pendant la période de ponte.

Une étude des isolats des Salmonella d’origine diverse, sérotypés de 2003 à 2009 à l’Institut Pasteur de Côte d’Ivoire, a montré que sur 35 sérovars 19 étaient d’origine aviaire.

Au cours de l’étude, trois sérovars communs à l’homme et aux poulets (S.Typhimurium, S.Enteritidis, S.Essen) ont été identifiés avec des profils d’antibiorésistance variables. Les 60 souches testées ont présenté un taux de résistance de 90,82% pour l’amoxicilline, 100% pour la tétracycline, 92,66% pour l’acide nalidixique et 11,11% pour la ciprofloxacine (COULIBALY et al., 2010). Une autre étude menée en 2011 a montré que 99 gésiers sur 160 prélevés au marché d’Abidjan, étaient contaminés par des salmonelles. Dans cette étude, 360 souches de salmonelles ont été isolées. Ce qui a permis aux auteurs de conclure que le gésier cru de poulet, supposé être exempté de tout germe, héberge en son sein des salmonelles. Une présence qu’ils ont justifiée par une mauvaise pratique d’hygiène du vendeur au moment de l’éviscération du poulet (BONNY et al., 2011).

La résistance aux antimicrobiens est une autre menace qui pèse de plus en plus lourd 1

sur la santé publique mondiale (CANADA, 2014). D’après LE HELLO et al. (2011), depuis l’émergence d’un isolat de S. enterica sérotype Kentucky (en 2002), multi-résistant aux antibiotiques de recours, la propagation des salmonelles et l'augmentation de résistance préoccupent les acteurs de la santé. Cette préoccupation est bel et bien fondée puisque 50% des antibiotiques produits dans le monde sont destinés aux animaux (OMS, 2015) et que les gènes de résistance provenant de bactéries des animaux sont transférés à des bactéries pathogènes humaines (BADA-ALAMBEDJI, 2006). Ces premières ayant acquis les gènes de résistance en élevage, les transmettent aux bactéries humaines par un transfert du matériel génétique mobile (MORITZ, 2001). Ce transfert dit« horizontal » contribue plus efficacement à la propagation des gènes de résistance puisqu’il consiste en un transfert de gènes entre différentes cellules non reliées phylogénétiquement et pouvant appartenir à des espèces

ou

des

genres

différents

(TARGANT,

2010).

Les

nouvelles

formes

d’antibiorésistance ainsi acquises peuvent traverser les frontières internationales et se répandre entre les continents, parfois avec des vitesses remarquables (CDC, 2013). De surcroît, ces dernières années, les problèmes liés aux salmonelles se sont considérablement amplifiés, tant du point de vue de l’incidence de la salmonellose, que de la gravité des cas humains. Dans certains pays, le nombre des cas de salmonellose a été multiplié par 20 entre les années 80 et les années 90 (COMMISSION EUROPEENNE, 2004).

Selon FOSSE (2008), les dangers représentés par les zoonoses alimentaires, peuvent être maîtrisés par une détection précoce des agents pathogènes chez l’animal vivant (au niveau de la production primaire), ou à l’abattoir. Cette détection précoce est également une des recommandations du département des maladies transmissibles - surveillance et action à l’OMS, qui justifiait en 2000 la surveillance des salmonelloses comme : « seul moyen qui permet une identification rapide des agrégats de cas et pouvant orienter les enquêtes sur les cas dus à la souche épidémique ». Ce qui conduit à une meilleure identification des facteurs de risque et des aliments impliqués (OMS, 2000).

De nos jours, une absence totale des salmonelles dans les produits alimentaires est exigée par les consommateurs et les lois alimentaires. En plus, les conséquences commerciales des salmonelles dans un élevage ne sont pas à négliger. En effet, au niveau d’une ferme, d’un produit, d’une filière, les retombées médiatiques suite à une intoxication alimentaire peuvent être dramatiques (MATROT, 2004). A noter également que les contaminations alimentaires représentent un enjeu de santé publique mais également économique car la qualité sanitaire des aliments sert souvent de “barrière commerciale” non tarifaire (INRA., 2012).

2

Etant donné le risque de salmonellose transmise par les poulets et leurs produits, vu également la place qu’occupent actuellement les salmonelles et l’antibiorésistance dans les préoccupations de la santé publique, un suivi régulier de la résistance aux antibiotiques des salmonelles dans l’aviculture s’impose. C’est dans cette optique que s’inscrit le présent travail dont l’objectif général est de déterminer la prévalence de la contamination des élevages avicoles par les salmonelles antibiorésistantes dans le district d’Abidjan et le département Agnibilékrou.

Plus spécifiquement, il s’agit de : •

isoler les souches des salmonelles à partir des fèces prélevées dans les fermes avicoles du district d’Abidjan et du département d’Agnibilékrou ;

•

caractériser et évaluer le niveau de contamination de ces fermes par les salmonelles ;

•

identifier les différents sérovars des souches des salmonelles isolées ;

•

déterminer le profil de leur sensibilité aux antibiotiques ; Pour atteindre ces objectifs, nous avons choisi d’articuler ce travail sur deux grandes

parties : une première partie consacrée à la synthèse bibliographique, dans laquelle seront décrites respectivement les pratiques de l’aviculture en Côte d’Ivoire, l’étude générale des salmonelles et enfin la place des salmonelles en santé publique. La deuxième partie aborde le travail expérimental, partie dans laquelle seront présentés le matériel et les méthodes utilisés, les résultats obtenus et enfin la discussion et les recommandations.

3

PREMIERE PARTIE : SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE •

PRATIQUES DE L’AVICULTURE EN CÔTE D’IVOIRE

•

ETUDE GENERALE DES SALMONELLES

•

PLACE DES SALMONELLES EN SANTE PUBLIQUE

4

CHAPITRE I. PRATIQUES DE L’AVICULTURE EN CÔTE D’IVOIRE I.1. Présentation générale La Côte d’Ivoire est un pays qui connaît depuis quelques années une croissance démographique importante accentuée surtout dans les grandes villes. Cette population est en effet, passée de 16,13 en 2000 à 21,30 millions d’habitants en 2015, soit une hausse de 32 % en seulement 15 ans. La population urbaine est estimée à 52% en 2013 (FAOSTAT, 2015).

L’aviculture moderne en Côte d’Ivoire est réalisée par plus de 1500 éleveurs exploitants individuels et assure près de 15000 emplois directs (FIRCA, 2011). Elle fournit environ 8 millions de poussins de chair et 3 millions de pondeuses par an, avec une base de production solide et des intrants fournis localement (CSAO-OCDE / CEDEAO, 2008). Mais, Selon ESSOH (2006), quoique la production nationale de la viande de volaille reste constamment supérieure à celle des autres viandes, la production en viandes n’a jamais été quantitativement suffisante. La Côte d’Ivoire dépend encore en partie des pays voisins, en ce qui concerne les poulets traditionnels, appelés poulets bicyclettes (FAO, 2008) mais également en viandes de volailles modernes. Par exemple, 1143 tonnes de viandes de poulets de chair ont été importées au cours de l’année 2013 (IPRAVI, 2013).

L’objectif de ce chapitre est d’appréhender et de ressortir les pratiques actuelles de l’aviculture ivoirienne qui pourraient favoriser la contamination des élevages et la dissémination des salmonelles antibiorésistantes.

I.2. Systèmes d’élevage Deux types d’aviculture coexistent en Côte d’Ivoire : l’aviculture traditionnelle et l’aviculture moderne.

I.2.1. Aviculture traditionnelle L’aviculture traditionnelle occupe une place importante dans les pays d’Afrique subsaharienne (FAO, 2013). En Côte d’Ivoire, ce type d’élevage vise moins la rentabilité financière que le besoin de disposer d’une basse-cour pour l’alimentation familiale et pour les sacrifices lors des cérémonies traditionnelles. Les produits de cette aviculture sont toutefois vendus sur les marchés en temps de « soudure économique », pour fournir à la famille un appoint 5

financier (HORMAN, 2004).

Selon N’GUESSAN (2009), l’aviculture traditionnelle ivoirienne se caractérise par l’exploitation d’animaux de souche locale, communément appelés poulets bicyclettes. Elle se caractérise également par la reproduction naturelle, un manque ou une surveillance lâche, avec un faible contrôle de la reproduction et le mélange des espèces et des catégories. AYSSIWEDE et al. (2013) ont souligné que ce genre d’élevage, malgré son importance nutritionnelle, socioculturelle et économique, son essor reste encore limité par diverses contraintes : la divagation des volailles et un suivi sanitaire hasardeux au moyen de la pharmacopée traditionnelle. De plus, ces volailles sont exposées, en dehors des maladies et des prédateurs, à un problème de déficit alimentaire quantitatif et qualitatif, ce qui fragilise leur résistance aux parasites et aux maladies.

I.2.2. Aviculture moderne L’histoire de l’aviculture moderne en Côte d’Ivoire a commencé en 1934, par la création de la première ferme avicole, et la mise en place d’une couveuse (ADAMA, 1989). Vingt ans plus tard, le service d’élevage a encouragé l’initiative d’un pionnier, qui tentait de développer une aviculture moderne. Plusieurs éleveurs tentèrent de suivre son exemple, mais les résultats ont été catastrophiques. Eu égard à cet échec, des études sérieuses et spécifiques furent menées, et aboutirent finalement à la mise en place de deux sociétés dont entre autres, la SODEPRA (1972) et la SIPRA (1976).

Actuellement, l’aviculture moderne connaît principalement trois types de spéculation que sont : la spéculation « chair », la spéculation « ponte » et la spéculation « mixte ». Mais, dans la région d’Abidjan, plus de la moitié des unités sont spécialisées dans l’élevage des poulets de chair alors qu’à Agnibilékrou, ce sont les pondeuses qui prédominent (KONE, 2007).

I.2.2.1. Alimentation Les aliments utilisés en aviculture ivoirienne sont fournis par les fabriques locales spécialisées en alimentation des volailles et du bétail. Ces unités de fabrication d’aliments utilisent les sous-produits agricoles, produits localement comme les tourteaux d’arachide, de coton, de coprah, les sons de mil, de riz (KONE, 2007).

6

Cependant, dans le département d’Abidjan, une analyse des aliments de poulets de chairs, menée en 2000, a montré que les aliments vendus sur le marché ne remplissaient pas les qualités nécessaires. En effet, seulement 11% des échantillons analysés avaient un niveau protéino-énergétique, et des teneurs en cellulose et en humidité satisfaisants (M’BARI, 2000).

Une alimentation non conforme peut avoir des effets néfastes sur le plan sanitaire des animaux et leurs produits. La contamination bactérienne des aliments pour animaux aura comme conséquences, la contamination des animaux entrainant par la suite la contamination de leurs produits.

I.2.2.2. Abreuvement A Abidjan, la plupart des éleveurs (plus de 97%) utilisent l’eau des puits sans avoir demandé au préalable des analyses bactériologiques (M’BARI, 2000).

Cette situation est presque la même que celle qui prévaut à Agnibilékrou où, lors de ces travaux, DOSSO (2014) a montré que le système d’abreuvement pour volailles présentait quelques manquements. En effet, selon ses résultats d’enquêtes, l’eau utilisée pour abreuver les poulets était la même que celle utilisée pour administrer les antibiotiques. Cette eau provenant des puits (69%) ou des forages (31%), n’était jamais analysée et moins de 60% des éleveurs traitent cette eau avant son utilisation dans les élevages.

Or, plus les élevages sont intensifs, plus les animaux sont sensibles à la qualité microbiologique de l’eau. Les germes impliqués dans l’altération de la qualité de l’eau étant les germes totaux, les coliformes fécaux, les entérocoques, les salmonelles et les parasites (NDIAYE, 2010).

I.2.2.3. Hygiène des systèmes d’abattage et gestion des cadavres I.2.2.3.1. Hygiène des systèmes d’abattage BOKA (2009), a classé les tueries de volailles dans le district d’Abidjan en 3 catégories (types) selon les types d’infrastructures, d’équipements présents, des effectifs des abatteurs et des animaux abattus par jour.

7

•

Les tueries de type I Elles se distinguent par leur bonne conception et construction. Elles sont plus petites et

moins équipées qu’un abattoir moderne, et accueillent en moyenne 393,75 oiseaux par jour.

•

Les tueries de type II La volaille est abattue à ciel ouvert, et le lieu d’abattage est plus ou moins cimenté. Le

niveau de production est estimé à 158,75 carcasses de volailles/jour et par tuerie. Le matériel de travail est très diversifié et de fabrication artisanale (Figure 1).

Figure 1 : Tuerie de type II au marché de Port-Bouët II Source : BOKA, 2009 •

Les tueries de type III

Elles sont en nombre plus important. Mis à part le fait que le lieu d’abattage des oiseaux est sur un sol nu, ces tueries ont les mêmes équipements et les mêmes conditions de préparation des volailles que celles du type II (Figure 2)

8

Figure 2 : Tuerie de type III au marché Gouro (ABIDJAN) Source : BOKA, 2009 Dans les marchés, les lieux de vente sont parfois malpropres, et les sites d’abattage sont particulièrement insalubres dans les marchés (Figure 3 et 4).

Source : BOKA, 2009 Figure 3 : Volailles à même le sol dans des

cages

au

marché

Figure 4 : Préparation de lapin et de

de Sicogi

volailles au marché Sicogi (ABIDJAN)

(ABIDJAN).

Source : BOKA, 2009 9

I.2.2.3.2. Gestion des cadavres Les cadavres dans les fermes avicoles ne sont pas systématiquement brulés ou enterrés. DOSSO (2014) a révélé dans son étude, à Agnibilékrou, que les cadavres issus des élevages sont soit rejetés dans la nature (38%), soit enfouis (5%) ou servent à l’autopsie (1%).

A Abidjan, selon N’GUESSAN (2009), les cadavres de volailles sont dans 22,7% des cas jetés à l’air libre.

I.3. Circuits de commercialisation et de distribution des produits avicoles En Côte d'Ivoire, comme un peu partout ailleurs en Afrique, il existe deux principaux circuits de distribution des productions avicoles. Selon le bulletin d’information du Fonds Interprofessionnel pour la Recherche et Conseil Agricole FIRCA (2011), les 2 circuits sont entre autre le circuit moderne et le circuit traditionnel organisés de la manière suivante : •

le circuit moderne assure la distribution de près de 50% de la production de volailles, à travers une chaîne d’abattage et la distribution d’environ 10% de la production d’œufs de consommation en produits conditionnés.

•

le circuit traditionnel assure également la distribution de 50% de la production de volailles en produits vifs et la distribution de près de 90% de la production d’œufs de consommation. Selon FOFANA (2009), dans ce circuit les œufs et les animaux sont issus de tous les types d'élevage. Ils sont transportés d'un endroit à un autre par divers moyens (paniers, cages, vélo, moto ou en camion) et parfois même sur de longues sans aucune application de mesures de biosécurité. Les conséquences peuvent être des manipulations des produits sans les moindres mesures hygiéniques, les mélanges des produits venant des fermes qui n’ont pas les mêmes statuts sanitaires et un défaut de traçabilité des produits sur le marché. Ce qui demande une attention particulière car certains acteurs véreux pourraient tenter d’écouler des produits normalement insalubres.

10

I.4. Principales pathologies rencontrées Les investigations faites par BITTY (2013) au Laboratoire Central Vétérinaire de Bingerville (Côte d’Ivoire), permettent de classer les pathologies rencontrées en : maladies parasitaires, maladies bactériennes, maladies virales et autres.

I.4.1. Maladies parasitaires Les maladies parasitaires en aviculture contribuent directement ou indirectement dans la baisse de la productivité et de la rentabilité d’une exploitation. En Côte d’Ivoire, BITTY (2013) a montré que parmi les maladies parasitaires, les coccidioses venaient en tête avec 48% à elles seules (Figure 5).

Figure 5 : Maladies parasitaires en élevages périurbains d’Abidjan Source : BITTY, 2013 I.4.2. Maladies bactériennes Les maladies bactériennes occupent une place importante en santé animale et en hygiène alimentaire. BITTY (2013) a montré que les colibacilloses sont les plus fréquentes (59%). Les salmonelles viennent en troisième position avec une part de 12% (Figure 6).

11

Figure 6 : Maladies bactériennes en élevages périurbains d’Abidjan Source : BITTY, 2013 I.4.3. Maladies virales Les maladies virales sont toujours sévères en aviculture. Certaines sont inéluctablement mortelles tandis que d’autres entraînent des morbidités importantes. Les plus importantes sont la maladie de Gumboro, la maladie de Newcastle ou pseudo peste aviaire, la variole aviaire, les leucoses aviaires, la bronchite infectieuse et la maladie de Marek (Figure 7).

Figure 7 : Maladies virales dans les élevages périurbains d’Abidjan Source : BITTY, 2013 12

I.4.4. Autres maladies Les autres maladies rencontrées en aviculture ivoirienne, comme un peu partout ailleurs, sont surtout d’ordre carentiel. Il s’agit notamment des avitaminoses, des carences en minéraux,…

Elles ne sont pas non plus à négliger du fait qu’elles peuvent directement ou indirectement influencer négativement sur la santé et les productions avicoles.

I.5. Utilisation des antibiotiques Dans les élevages en général, les antibiotiques ne sont pas utilisés uniquement pour traiter les maladies déjà présentes. Ils sont également utilisés à des doses sous-thérapeutiques en prévention, mais aussi comme promoteurs de croissance.

Les observations faites par CHAUVIN et al. (2010) ont permis de constater que l’usage des antibiotiques en aviculture est fortement lié à des déterminants non seulement sanitaires mais également socio-économiques.

I.5.1. Fréquence d’utilisation En Côte d’Ivoire, l’utilisation des antibiotiques dans les fermes avicoles est une pratique courante. La durée de traitement la plus observée se situe entre 1 et 3 jours avec une fréquence de 50%. La voie orale (eau de boisson et aliment) représente 99% des voies d’administration (DOSSO, 2014). Cette voie d’administration des antibiotiques peut poser des problèmes notamment par des sous dosages ou des surdosages qui peuvent être dangereux pour les animaux.

D’autres études ont montré l’existence d’une pratique d’automédication dans les fermes avicoles. Les dernières, récemment conduites par DOSSO en 2014 et TIECOURA (2015) ont montré que l’automédication était pratiquée dans 79% et 59,70% respectivement à Agnibilékrou et Abidjan. Selon BADA-ALAMBEDJI (2008), dans ce genre de traitement, même si le type de molécules utilisées sont des fois les mêmes que celles des vétérinaires, les notions sur les conditions et les quantités à administrer ou les délais d’attente sont souvent absentes.

13

I.5.2. Antibiotiques utilisés en Aviculture en Côte d’ivoire En Côte d’ivoire, les antibiotiques utilisés en santé animale peuvent être regroupés en 7 familles que sont : les β-lactamines, les macrolides, les tétracyclines, les aminosides, les diaminopyrimidines, les quinolones, les polypeptides. Dans le cas d’une antibioprévention, la famille des tétracyclines est la plus utilisée. En cas de pathologie digestive, les familles des βlactamines, polypeptides et diaminopyrimidines sont les plus utilisées pour un traitement de prémière intention tandis qu’en deuxième intention, ce sont les β-lactamines, quinolones et aminosides qui sont les familles les plus utilisées (DOSSO, 2014).

Certains antibiotiques considérés comme « critiques », retiennent de plus en plus l’attention des acteurs de la santé publique vétérinaire et humaine. La réunion mixte des experts FAO/OMS/OIE (2007) a estimé que les antibiotiques « critiques » regroupent à la fois ceux qui sont particulièrement générateurs de résistance bactérienne et ceux qui présentent un intérêt particulier en traitement dit de « dernier recours ». C’est ainsi que selon l’agence Française de sécurité des médicaments et des produits de santé, ANSM (2013), l’utilisation doit être rigoureusement contrôlée pour les antibiotiques suivants : •

les antibiotiques particulièrement générateurs de résistance bactérienne. il s’agit : de l’association amoxicilline-acide clavulanique, des céphalosporines (en particulier les spécialités administrées par voie orale plutôt que par voie injectable ; les céphalosporines de troisième et quatrième générations, la ceftriaxone) et les fluoroquinolones.

•

les antibiotiques dits "de dernier recours" : vis à vis des cocci à Gram positif (la daptomycine, le linézolide), vis à vis des bactéries à Gram négatif (la colistine injectable, la tigécycline, les pénèmes, la fosfomycine injectable, les phénicolés, la témocilline).

I.5.3. Conséquence de l’usage des antibiotiques en aviculture I.5.3.1. Antibiorésistance et résidus d’antibiotiques L’antibiorésistance ou la résistance aux antimicrobiens est une baisse d'efficacité des médicaments antimicrobiens utilisés pour lutter contre un microbe donné. Cette résistance s’établit progressivement jusqu'à ce que ces antimicrobiens deviennent totalement impuissants en raison des mutations biologiques du microbe : ce dernier résiste dorénavant au traitement (CANADA, 2014). Certaines bactéries sont intrinsèquement insensibles aux antibiotiques, et 14

l’étaient même avant la généralisation de ces produits. Mais, les bactéries peuvent développer une résistance à pratiquement n’importe quel antibiotique en réponse à son utilisation (MORITZ, 2001). D’autres auteurs disent que c’est chaque antibiotique qui sélectionne des bactéries résistantes à lui-même (ANSM, 2013). Ce qui est pire est que ces microbes résistants aux antimicrobiens se déplacent et se propagent de la même manière que tous les microbes qui entraînent des maladies infectieuses (CANADA, 2014).

Les résidus d’antibiotiques sont tous les principes actifs ou leurs métabolites qui subsistent dans les viandes ou autres denrées alimentaires provenant de l’animal auquel le médicament en question a été administré. Les risques peuvent être la toxicité, l’allergie, la sélection et la dissémination de résistance bactérienne aux antibiotiques au sein des populations humaines et animales (COMMISSION EUROPEENNE, 1981).

I.5.3.2. Conséquences sur les animaux Les conséquences de l’usage des antibiotiques sur l’animal se résument surtout aux accidents et échec de l’antibiothérapie. Ceci arrive dans les cas d’une détection tardive des malades, d’une erreur d’identification des agents bactériens en cause ou d’une erreur de prescription. C’est également dans le cas d’une mauvaise conservation des formulations antibiotiques ou d’une mauvaise observance du traitement (CHATELLET, 2007).

I.5.3.3. Conséquences sur l’environnement Outre la sélection immédiate de résistance chez les animaux exposés, les usages abusifs concourent à enrichir l’environnement en bactéries résistantes susceptibles de persister dans les bâtiments d’élevage et de contaminer les lots ultérieurs (CHAUVIN et al., 2010).

I.5.3.4. Conséquences sur l’homme Selon CHATELLET (2007), l’administration d’un antibiotique à un animal peut, par l’intermédiaire de la présence de résidus, présenter des risques. Ces risques sont accrus lorsque, accidentellement ou intentionnellement, le temps d’attente n’est pas respecté. De plus, la flore intestinale des animaux peut constituer un réservoir de bactéries antibiorésistantes capables d’infecter les hommes par la chaîne alimentaire (MORITZ, 2001). Ce qui entraîne par la suite, les traitements des infections zoonotiques plus difficile et plus coûteux et des maladies plus 15

graves et de plus longue durée (BADA-ALAMBEDJI, 2006).

I.6. Surveillance de la résistance aux antimicrobiens Le développement de la résistance chez les bactéries des animaux pouvant conduire à des infections d’origine alimentaire (Salmonella, Campylobacter) est à surveiller dans le contexte d’une approche de santé publique globale (SANDERS et al., 2012). La surveillance de résistance aux antibiotiques devient de plus en plus nécessaire si on ne veut pas, à long terme, nous retrouver sans aucun moyen efficace pour traiter certaines infections animales et humaines.

En Côte d’Ivoire, l’Observatoire de la Résistance des Micro organismes aux anti Infectieux en Côte d ’Ivoire (ORMICI) a été créée en 2002 avec comme principales missions, la formation et information des professionnels de santé et population, constitution d’une base de données et notification des cas de résistance aux autorités sanitaires (GUESSENND, 2013).

16

CHAPITRE II : ETUDE GENERALE DES SALMONELLES II.1. Historique Selon LE MINOR et al. (1989), le tableau clinique qui caractérise une atteinte par la fièvre typhoïde a été décrit en 1813 par PETIT et SERES. Puis en 1868, PETTENKOFFER a mis en évidence le rôle de l’eau dans la transmission de cette pathologie. En 1880, EBERTH décrit l’agent responsable à partir de coupes histologiques, réalisées sur les ganglions et la rate d’une personne morte de la fièvre typhoïde. Il a fallu attendre alors l’année 1884 pour avoir une première culture de cet agent par GAFFKY. Le nom de Salmonella a été donné par LIGNIERES en 1900 en l’honneur d’un vétérinaire et bactériologiste Américain du nom de Daniel Elmer Salmon. Ce dernier, avec Smith en 1885, isola une bactérie qui porte actuellement le nom de Salmonella Choleraesuis sur des porcs atteints de Hogcholera.

En 1918, WEIL et FELIX furent une analyse antigénique des salmonelles, en particulier les antigènes somatiques et flagellaires O et H. En 1925, WHITE jeta les bases de la différentiation sérotypique des salmonelles fondée sur l’identification des facteurs antigéniques somatiques (O) et flagellaires (H) des salmonelles.

Ce travail de classification a été poursuivi par KAUFMAN en 1930 (LE MINOR et al., 1989).

II.2. Nomenclature et Classification Depuis leur découverte vers les années 1880, la nomenclature et la classification des salmonelles ont énormément évolué et restent particulièrement complexe, car faisant toujours l'objet de perpétuelles controverses et confusions.

Selon les récits de LIN-HUI et al. (2007), CROSA et al. (1973), LE MINOR et al.

(1982, 1989), GRIMONT et al. (2007), lorsque Salmon et Smith l’isolèrent en 1885, le bacille fut appelé Bacillus choleraesuis. En 1900, LIGNIERES l’appela Salmonella choleraesuis. Les résultats de sérotypage ont, par la suite, permis de différencier plusieurs types (sérovars) de salmonelles, qui furent considérés comme nouvelle espèce du genre Salmonella, sur proposition de KAUFFMAN. Certains sérovars avaient dans leur nomenclature les noms des pathologies qu’elles entraînent (Salmonella Typhi), les noms des espèces animales à partir desquelles le 17

bacille a été isolé (Salmonella Gallinarum), ou même les noms des lieux où ces germes ont été découverts (Salmonella Panama).

En raison de la multiplicité des sérovars, considérés jusque là comme des espèces à part entière de Salmonella, il fut proposé de subdiviser le genre Salmonella en 3 espèces dont : Salmonella choleraesuis (l’espèce type), “Salmonella thyphosa ” (Salmonella typhi), et “ Salmonella kauffmannii”. En 1970, Kauffmann recommanda de considérer Salmonella kauffmannii comme sous genre I, Salmonella salamae comme “sous genre” II, Salmonella arizonae comme “sous genre” III, et Salmonella houtenae comme “sous genre” IV. Il a été finalement démontré que ces sous genres ont en réalité le rang taxonomique de sous espèces et que le «sous genre» III comprend deux sous espèces. Pour ne pas bouleverser la nomenclature de Kauffman, elles ont été dénommées IIIa et IIIb et elles sont aussi différentes l’une de l’autre qu’elles le sont des autres sous espèces (LE MINOR et al. ,1993).

En 1973, une hybridation ADN-ADN démontra que tous les sérovars des salmonelles pouvaient appartenir à une même espèce. Ainsi, en 1982 LE MINOR et al., se basant sur la taxonomie numérique et les résultats des études des ADN, proposèrent le nom “ Salmonella choleraesuis” pour regrouper tous les sérovars connus jusque-là, et six sous espèces furent identifiées à savoir : Salmonella choleraesuis subsp.Choleraesuis, Salmonella choleraesuis subsp.salamae,

Salmonella

choleraesuis

subsp.arizonae,

Salmonella

choleraesuis

subsp.diarizonae, Salmonella choleraesuis subsp.houtenae et Salmonella choleraesuis subsp. bongori. En 1989, une différence basée sur l’ADN a été démontrée entre Salmonella choleraesuis subsp.bongori et les autres sous espèces. REEVES et al. élevèrent alors la sous espèce bongori au rang d’espèce. En 1999, Euzéby formula une requête demandant l’utilisation de “ Salmonella enterica ” comme l’espèce type de Salmonella. La Commission Judiciaire l’a analysée en 2002 et l’a finalement approuvée en 2005 (JCICSP, 2005).

Depuis 2004, une nouvelle espèce, “ Salmonella subterranea ” a été décrite par SHELOBOLINA

et

al.

et

approuvée

par

cette

même

commission

judiciaire

(SHELOBOLINA et al., 2004 ; OIE, 2008). Mais l’OMS ne reconnaît que les 2 premières espèces (GRIMONT et al., 2007, AGBAJE et al., 2011).

En règle générale, les noms des bactéries (en latin) sont écrits en italique. Cette nomenclature est binomiale : le premier nom correspond au genre et commence par une 18

majuscule, le second correspond à l’espèce et commence par une minuscule. Quand une espèce comprend plusieurs sous espèces, le nom de celles-ci, écrit en latin et en italique, est précédé de «subsp», abréviation de «subspecies», écrit en caractères romains. La nomenclature des sérovars conforme au code devrait se faire en indiquant le nom d’espèce, le nom des sous-espèces avant le sérovar, ce qui est inutilisable en raison de sa longueur (LE MINOR et al. ,1993). Mais, puisque plus de 99.5% des sérovars appartiennent à la sous espèce enterica et seuls ces sérovars ont un nom, les noms de sérovars de la sous espèce enterica ne sont plus écrits en italique et la première lettre doit être une majuscule. Pour S. enterica subsp.enterica, le nom de la sous espèce (subsp. enterica) peut ne pas être mentionné dans la nomenclature de ses sérovars. Les sérovars des autres sous - espèces de S. enterica et ceux de S. bongori sont désignés uniquement par leur formule antigénique (GRIMONT et al., 2007).

En résume on retient qu’à l’heure actuelle: le genre Salmonella comporte 3 espèces: Salmonella enterica, Salmonella bongori et Salmonella subterranea. l'espèce principale est S. enterica qui comprend elle-même six sous-espèce à savoir: Salmonella enterica subsp. arizonae; Salmonella enterica subsp. diarizonae; Salmonella enterica subsp. enterica; Salmonella enterica subsp. houtenae; Salmonella enterica subsp. indica; Salmonella enterica subsp. salamae. la sous espèce la plus fréquente est Salmonella enterica subsp enterica qui compte environ 2600 sérovars représentant à peu près 99.5% des sérovars isolés. dans le nouveau système de nomenclature, les noms de sérovars de la sous espèce enterica ne sont plus écrits en italique et la première lettre doit être une majuscule. Pour des raisons pratiques on écrit plus « Salmonella enterica subsp enterica serovar Enteritidis » mais plutôt « Salmonella Enteritidis » ou Salmonella serovar Enteritidis.

19

II.3. Caractères bactériologiques des salmonelles II.3.1. Caractères structuraux et morphologiques (LE MINOR et al., 1989).

Les salmonelles, comme toutes les bactéries et avec les algues bleues (cynophiles) constituent l’ensemble des procaryotes. Cet ensemble se distingue des eucaryotes par plusieurs caractères, mais l’absence d’une membrane nucléaire est le principal caractère de distinction entre les deux ensembles.

Sur le plan morphologique, les salmonelles sont des bacilles à Gram négatif, non sporulant et mobiles par une ciliature peritriche (excepté Salmonella Gallinarum Pullorum). Elles se présentent sous formes de bâtonnets avec une taille entre 2 et 5µm de longueur et 0.7 à 1.5µm de largeur.

II.3.2. Caractères culturaux Les salmonelles appartiennent à la famille des Enterobacteriaceae et elles sont des bactéries aéro-anaérobies facultatives et mésophiles. Elles peuvent se développer à des températures comprises entre 4 °C et 47°C, avec néanmoins un optimum situé entre 35 et 40°C. Une température de réfrigération de 5°C inhibe seulement leur croissance mais ne les tue pas. Par contre, un traitement de congélation en tue une partie et inhibe le développement des autres (GLEDEL, 1992). Si elles peuvent résister à la réfrigération, elle sont en revanche très sensibles à la pasteurisation : elles sont détruites en 15 secondes à 72°C (SHERRY et al., 2002).

II.3.3 Caractères biochimiques Sur le plan biochimique les salmonelles possèdent les caractères communs aux entérobactéries, famille à laquelle elles appartiennent. Les entérobactéries sont des bacilles à Gram négatif, oxydase négative, catalase positive (sauf pour Shigella dysenteriae sérovar 1).

Elles réduisent les nitrates en nitrites (à l’exception de certaines souches d’Erwinia) et fermentent le glucose (LE MINOR et al., 1993 ).

Au sein de cette grande famille, les caractères biochimiques communs aux bactéries du genre Salmonella et qui permettent leur distinction avec les autres genres sont consignés dans le tableau I. 20

Tableau I : Caractéristiques biochimiques communes aux salmonelles Salmonelles

Caractéristiques biochimiques

Toutes

Uréase Tryptophane désaminase

En majorité

ONPG Gaz en présence de glucose.

Expression +

H2S.

+

Lactose.

-

L.D.C.

+

Indole.

Citrate de Simmons.

Gélatine.

D-tartrate (en plusieurs jours).

+ +

Exception : •

S. Typhimurium est agazogène, H2S+ faible et Citrate de Simmons –

•

S. Paratyphi : L.D.C.-, Citrate de Simmons– et H2S– le plus souvent.

•

S. Abortus-equi et Salmonella Abortus-ovis : H2S -

•

S. Senftenberg : Lactose+ (Source : PILET et al., 1997).

La très grande majorité (99.8%) des souches des salmonelles isolées de l’homme et des

animaux à sang chaud appartiennent à la sous espèce I (l’équivalent actuel de S. enterica) dont le profil biochimique est le suivant : Lactose-, ONPG-, H2S+, gaz+, LDC+, ODC+, ADH-, Uréase-, TDA-, Indole-, gélatinase-, DNase-, VP-, RM+, Citrate de Simmons+, Adonitol-, glycérol-, galacturonate– (LE MINOR et al., 1993).

II.3.4. Caractères antigéniques Les salmonelles possèdent plusieurs types d'antigènes, mais seuls trois d’entre eux présentent un intérêt diagnostique. Il s’agit des antigènes de type : somatique (O), flagellaire (H) et de virulence (Vi). C’est la combinaison de ces antigènes somatiques O, d’antigènes flagellaires H et d’antigènes de surface Vi, suivant le schéma de Kauffmann-White-LeMinor, qui définit le sérotype de Salmonella (EVA, 2013).

21

II.3.4.1.Antigènes somatiques O Les antigènes O somatiques, au nombre de 67, correspondent aux polyosides fixés sur les lipopolysaccharides (LPS). Ces antigènes sont thermostables (2 h à 100 °C) et alcoolostables. Ils constituent l’endotoxine des Salmonella, et on les détermine par agglutination sur lame à l’aide d’immuns sérums spécifiques. Les facteurs O peuvent être classés en : •

facteurs O majeurs : les souches qui ont en commun un facteur O majeur sont classées dans un même groupe.

•

facteur O accessoires : ils ont un intérêt diagnostic mineur car ils sont toujours liés à un facteur O majeur caractéristique du groupe (LE MINOR et al., 1989).

II.3.4.2. Antigènes flagellaires H Ils sont de nature protéique, thermolabiles et se présentent parfois sous deux aspects ou phases dénommées 1 et 2. Certaines salmonelles dites monophasiques ne possèdent qu’une phase de ces antigènes (1 le plus souvent), les autres, beaucoup plus fréquentes, sont diphasiques et possèdent les antigènes des 2 phases. Les antigènes H définissent complètement les sérotypes dans les differents groupes. On remarquera par exemple que S. Paratyphi B et S. Typhimurium se distinguent l’une de l’autre par le seul antigène H de la phase I : b pour S. Paratyphi B, i pour S.Typhimurium (BUTTIAUX et al., 1969).

C’est sur la base de ces 2 antigènes O et H que plus de 2500 sérovars ont été caractérisés.

II.3.4.3. Antigène Vi Il est de nature glucidique et masque le plus souvent l’antigène O. Il est peu répandu chez les salmonelles et n’est connu que chez trois sérotypes que sont : Salmonella Typhi, S. Paratyphi C et S. Dublin (LE MINOR et al., 1989). Cet antigène a été découvert en 1934 et a été ainsi nommé en raison de son association avec les gènes de virulence. Comme pour toutes les entérobactéries porteuses d’un polysaccharide capsulaire, les souches des salmonelles disposant de cet antigène ne sont pas agglutinables avec le sérum O. Le chauffage à 100°C pendant 60 min permet d’éliminer l’effet de masque de l’Antigène Vi, révélant ainsi l’antigène somatique O (RYCROF, 2013).

22

II.3.5. Schéma de Kaufmann-White Selon LE MINOR et al. (1989), le schéma de Kaufmann-White est un tableau représentant les formules antigéniques des sérovars de Salmonella où sont indiqués dans l’ordre : les facteurs O, l’antigène d’enveloppe Vi éventuellement, les antigènes H phases 1 et 2. Par exemple celle du sérovar Typhi s’écrit 9,12, [Vi] : d : -, ce qui signifie qu’il possède les facteurs 0 : 9 (majeur) et 12 (accessoire), qu’il peut posséder l’antigène Vi, mais aussi en être démuni, fait qui est signalé par la mise en crochet de [Vi]. Deux points séparent ces antigènes de ceux rétrouvés sur les flagelles : S.Typhi possède un antigène H de phase 1 ayant la spécificité et ne possède pas de phase 2 de l’antigène H, ce qui est signalé par un tiret.

II.4. Habitat et spécificité de l'hôte II.4.1. Habitat Les salmonelles sont essentiellement des parasites intestinaux des animaux vertébrés. Les cultures isolées des animaux à sang chaud pour lesquels elles sont fréquemment pathogènes appartiennent à la sous espèce I (actuellement dénommée enterica). Au contraire, les cultures des sous-espèces II et III sont retrouvées chez les animaux à sang froid. Elles semblent dans ce cas démunies de pouvoir pathogène et faire partie de la flore normale (LE MINOR et al., 1989).

Outre cette localisation intestinale, les salmonelles peuvent être disséminées dans l’environnement. Si elles ne peuvent s’y multiplier de manière significative, elles peuvent en revanche y survivre, en particulier dans le sol, pendant plusieurs semaines ou même plusieurs mois en fonction des conditions de température, de pH et d’humidité (AZELE, 1982).

II.4.2. Spécificité de l’hôte Selon FEDORKA et al. (2000), le genre Salmonella est considéré comme «agent pathogène universel », car pouvant se retrouver presque chez tous les vertébrés et certains insectes. La spécificité pathogénique de chaque sérovar est fonction de sa capacité à s’adapter dans l’environnement de son hôte. Quoique tous les animaux soient sensibles aux différents sérovars des espèces de salmonelles, la gravité des signes cliniques est spécifique au sérovar et à l’espèce animale (DE LAPPE, 2009).

Les facteurs déterminants la spécificité de l’hôte et l’adaptation dans le genre Salmonella 23

ne sont pas encore bien connus. Toutefois, en fonction de l’adaptation et de la spécificité des différents sérovars de salmonelles, l’OMS (1988) a identifié trois groupes des sérovars : •

le premier groupe comprend des sérovars comme Salmonella Typhi, S. Paratyphi A et C qui n’infecte que l’homme et se transmettent de l’homme à l’homme soit directement ou indirectement (par l’intermédiaire des aliments et de l’eau).

•

le second groupe est celui des sérovars spécifiquement adaptés à des espèces particulières, comme S. Gallinarum pour la volaille, S. Abortus-ovis pour le mouton, S. Abortus-equi pour le cheval,…

•

le troisième groupe, quant à lui, est constitué des sérovars qui n’ont pas d’hôtes préférentiels. Ils affectent aussi bien l’homme que l’animal. Ces sérovars dits ubiquistes sont

entre

autres

:

Salmonella

Typhimurium,

Salmonella

Enteritidis,…

(EVANGELOPOULOU et al., 2013). Ce sont ces derniers qui sont responsables des toxiinfections alimentaires collectives (LOMBARD et al., 1993).

II.5. Pouvoir pathogène Les salmonelles constituent un vaste groupe d’entérobactéries à tropisme digestif, pathogènes pour l’homme et l’animal. Elles sont subdivisées en 2 sous groupes : •

les salmonelles dites majeures responsables des fièvres typhoïdes et paratyphoides : ce sont S. Typhi, S. Paratyphi A, B, C (AUBRY, 2013).

•

le second est composé des salmonelles dites mineures à l’origine des toxi-infections alimentaires : ce sont S. Typhimirium, S. Enteritidis, ...

Le pouvoir pathogène est différent pour les salmonelles typhiques, paratyphiques et

pour les salmonelles non typhiques. La plupart des sérotypes de salmonelles sont pathogènes pour l’homme, l’animal ou bien les deux, comme Salmonella Typhimurium ou S. Enteritidis (MILLEMANN, 1998).

Selon TARGANT (2010), une fois parvenues au niveau de l’intestin grêle, les salmonelles se multiplient et détruisent la bordure en brosse des cellules intestinales, puis pénètrent dans les cellules épithéliales par une invagination de la membrane. Les bactéries poursuivent leur multiplication intracellulaire à l’intérieur des vacuoles. L’invasion intestinale par les salmonelles induit une réponse inflammatoire causant des ulcérations responsables de la sécrétion d’eau et 24

d’électrolytes.

Lors des salmonelloses typhoïdiques, les bactéries arrivent au niveau des nœuds lymphatiques mésentériques, puis se multiplient avant qu’une partie de la population bactérienne passe dans le courant lymphatique puis sanguin causant une infection systémique.

II.6. Résistance aux antibiotiques Sous la pression sélective imposée par les agents anti microbiens, les bactéries du genre Salmonella ont acquis une large gamme de gènes complexes ou développé des mutations qui leurs permettent de résister à ces agents antimicrobiens (MICHAEL et al., 2013).

La résistance aux antibiotiques est devenue un réel problème de santé publique, notamment par l’augmentation de fréquence de la pentarésistance [R-type ACSSuT] principalement chez S. Typhimurium, la diminution de sensibilité des souches aux quinolones et l’apparition de souches produisant des β-lactamases à spectre étendu (BERTRAND et al., 2010)).

Cette résistance de type R-type ACSSuT se manifeste chez les souches du lysotype DT104 qui présentent un phénotype comprenant une résistance à des antibiotiques appartenant à cinq familles différentes incluant l’ampicilline (β-lactamines), le chloramphénicol et le florfénicol (phénicolés), la streptomycine et la spectinomycine (aminosides), les sulfamides et les tétracyclines (TARGANT, 2010).

II.6.1. Epidémiologie de la résistance des salmonelles aux antibiotiques Les données issues des différents outils de surveillance de l’Agence française pour la sécurité sanitaire des aliments montrent un taux faible de souches de salmonelles résistantes aux quinolones pour les bactéries isolées de la filière avicole et l’isolement de quelques souches résistantes aux céphalosporines dans cette filière. La résistance à ces deux classes d’antibiotiques est rare pour les souches isolées d’autres filières de production. Les pourcentages de résistance varient de manière importante entre les sérovars de salmonelles allant de « très sensibles aux antibiotiques » pour le sérovar Enteritidis à des sérovars résistants à plusieurs antibiotiques comme Typhimurium ou Hadar (BECQUART, 2010) Cependant, en Côte d’Ivoire, les études ont montré l’existence des salmonelles antibiorésistantes isolées sur les carcasses ou les morceaux de poulets de chairs (Tableau II).

25

D’autres études réalisées en Afrique de l’Ouest ont montré des taux de résistance des souches de Salmonella isolées dans la filière avicole. Au Sénégal par exemple, des études conduites par FOFANA (2004), DIOUF (2006) et COMBARI (2014) nous ont permis de noter la multirésistance des souches isolées dans la filière avicole. La dernière récemment conduite par COMBARI (2014) a montré que les pourcentages de résistance les plus importants sont obtenus avec la tétracycline (50%), l’acide nalidixique (34,52%) et le triméthoprimesulfaméthoxazole (32,14%). Un taux de 60,7% des souches (n=51) a été résistant à un antibiotique ou plus, parmi lesquelles 13,09% (n=11) ont présenté une résistance multiple à 5 antibiotiques et plus.

En Côte d’Ivoire, plusieurs facteurs contribuent à l’émergence de la multirésistance.

L’existence d’un marché parallèle de ventes non autorisées d’anti-infectieux et l’utilisation des antibiotiques comme moyen de prophylaxie, d’antistress et d’élément de croissance dans les filières animales viennent en tête parmi ces facteurs (IPCI, 2012).

Tableau II : Pourcentage des Salmonella résistantes aux antibiotiques isolées à partir des viandes de poulet de chair dans les marchés d’Abidjan.

ANTIBIOTIQUES

COULIBALY

BONNY

et al., 2010

et

KAROU

al., et

2014

2013

KOFFI et

al., al., 2014

Amoxicilline + acide clavulanique

52,5

7,69

63,09

43,24

Ampicilline

52,27

ND

67,76

48,65

Céfalotine

45,45

9,62

ND

40,54

Acide nalidixique

36,36

35,58

70,39

ND

Ciprofloxacine

0

30,77

ND

13,51

Gentamicine Chloramphénicol

0 15,9

10,58 29,81

8,55 ND

0 8,11

Cotrimoxazole Colistine Tetracycline Ticarcilline

27,27 ND ND ND

93,37 ND 73,08 46,15

3,29 ND 94,08 ND

ND 0 10,81 16,22

Sulfaméthoxazole + Triméthoprime

ND

ND

ND

13,51

ND : donnée non disponible 26

II.6.2. Supports génétiques et mécanismes de résistance Selon MORITZ (2001), Les gènes de résistance sont codés soit par les chromosomes, soit en dehors de ceux-ci par des plasmides, des transposons et des intégrons.

La résistance peut être intrinsèque ou acquise et dans les deux cas les mécanismes de résistance sont mis en jeux. La résistance intrinsèque est une résistance aux antibiotiques due aux propriétés intrinsèques physiologiques, biochimiques ou structurales de la bactérie qui sont indépendantes de tout contact avec un antibiotique. C’est le cas par exemple des deux membranes phospholipidiques des bactéries à gram négatif dont font partie les salmonelles.

Ces deux membranes sont séparées par un espace périplasmique contenant une très fine couche de peptidoglycane et dans lequel on trouve des β-lactamases. La membrane externe présente une perméabilité limitée qui contribue à ralentir l’entrée des antibiotiques. Cependant, elle comporte également des canaux non spécifiques, les porines, qui permettent une entrée plus facile des petites molécules chargées et notamment les antibiotiques. Or, pour parvenir à leurs cibles, certains antibiotiques doivent franchir toutes ces barrières physiques qui constituent le principal mécanisme de résistance intrinsèque (TARGANT, 2010).

Pour la résistance acquise, SANDERS et al. (2012) soutiennent qu’elle est liée à la présence de mutations chromosomiques ou à l’acquisition de gènes de résistance. Ces derniers sont souvent portés par des éléments génétiques mobiles, qui permettent à la bactérie de survivre voire de se multiplier malgré la présence d’un antimicrobien particulier. Ces modifications du patrimoine génétique s’accompagnent souvent d’un coût biologique pour la bactérie, qui peut se traduire par une moindre croissance in vitro ou des capacités de colonisation, de transmission ou un pouvoir pathogène réduit. Mais les bactéries développent fréquemment des mutations compensatoires ou des stratégies qui leur permettent de réduire ce fardeau et de retrouver leur compétitivité (figure 8).

La facilité de transfert du matériel génétique joue un rôle important dans la propagation de l’antibiorésistance d’une souche bactérienne à une autre. Il existe trois mécanismes principaux de transfert horizontal d’éléments génétiques (TARGANT, 2010) : •

la transformation : un ADN libre provenant d’une bactérie lysée est intégré au chromosome ou à un plasmide d’une bactérie réceptrice.

•

la conjugaison : un élément génétique mobilisable est transféré d’une bactérie 27

donatrice à une bactérie réceptrice via un processus sexuel nécessitant un contact et un appariement entre deux bactéries de sexes différents.

•

La transduction : un segment d’ADN est transféré d’une bactérie à une autre par l’intermédiaire d’un bactériophage qui est un virus des bactéries.

Figure 8 : Principaux mécanismes de résistance acquise aux antibiotiques SOURCE : TARGANT, 2010.

28

CHAPITRE III : PLACE DES SALMONELLES EN SANTE PUBLIQUE III.1. Salmonelloses aviaires Selon DAYON et al. (1997), les différents types de salmonelles déterminent différentes pathologies chez les volailles. Ainsi ; •

Salmonella Pullorum est responsable de la Pullorose chez les jeunes,

•

Salmonella Gallinarum est responsable de la typhose chez les adultes,

•

Salmonella Enteritidis, Typhimurium, Hadar, Berta,Virchow,… sont responsables des paratyphoses.

III.1.1. Pullorose et typhose La typhose et la pullorose sont deux maladies distinctes et spécifiques aux espèces aviaires, dues respectivement aux biovars Gallinarum et Pullorum du sérovar Gallinarum de Salmonella (DIA et al., 2012). Elles ont été éradiquées en aviculture industrielle dans tous les pays du Nord mais par contre, elles continuent de sévir en Afrique en aviculture villageoise.

Elles sont généralement transmises par l’œuf et apparaissent sous forme aiguë chez les jeunes (Pullorose) et sous forme chronique chez les adultes (Typhose). Généralement, le pic de mortalité est observé à l’âge de 2 à 3 semaines (jusqu’à 100% de morts). Les poussins sont fatigués, frileux et manquent d’appétit. La diarrhée blanchâtre ou verdâtre souille le derrière des poussins. Parfois, des difficultés respiratoires peuvent être observées.

Le traitement à base d’antibiotiques peut légèrement pallier les pertes économiques, mais ne permet pas d’éliminer l’infection. Il y a une vingtaine d’années, les Furanes (furoxone et furazolidone) ont aidé à enrayer la Pullorose. De nouvelles familles d’anti-infectieux sont de plus en plus utilisées : l’association Sulfamides-triméthoprime, la Colistine ou 1’Enrofloxacine (très coûteux).

III.1.2. Paratyphoses Chez les jeunes, les paratyphoses entraînent des mortalités, de l’indolence, le plumage est ébouriffé, les poussins sont frileux et présentent une diarrhée liquide, blanchâtre, des symptômes respiratoires, des omphalites et des retards de croissance importants. Chez les 29

adultes, la maladie se traduit par une prostration, un assoiffement, de la diarrhée, des retards de croissance, des troubles respiratoires et nerveux et des accidents de ponte.

III.1.3. Excrétion des salmonelles dans les fientes Dans les élevages, les volailles s’infectent par voie orale et l’intestin est le lieu privilégié de colonisation puis de persistance des salmonelles. Dans l’intestin et plus particulièrement les caeca qui sont deux « sacs » présents dans la partie la plus distale de l’intestin grêle, les bactéries persistent pendant plusieurs semaines à un niveau très élevé (PAYANT et al., 2012).

La persistance s’accompagne d'une forte excrétion fécale voisine d’un million de bactéries par gramme de fiente (8.5×104 Salmonella /g) (DUCHET-SUCHAUX et al., 1995) et l'excrétion peut être intermittente, c'est-à-dire s'annuler pendant un certain temps ; il s'agit alors d'un porteur inapparent (HUMBERT et al., 1997).

L'excrétion fécale des salmonelles constitue donc la cause principale de la diffusion de ces bactéries au sein des effectifs animaux et les tests de dépistage de l'infection doivent en premier lieu être effectués à partir de matières excrémentielles (BORNERT, 2000 ; HUMBERT et al., 1997 ).

III.2. Origine de Contamination des élevages et productions avicoles La contamination des volailles est principalement observée lors de la première semaine après l’éclosion, quand la réponse immune et la flore intestinale des poussins sont encore immatures (INRA, 2012). Les animaux peuvent être infectés après contact avec d’autres animaux atteints de salmonellose qui excrètent des salmonelles dans leurs fèces. Ils peuvent également être infectés suite à une contamination de leur nourriture ou de leur environnement (TARGANT, 2010).

Il existe un certain nombre de points critiques dans le poulailler et aux alentours de celui- ci où le risque d’une contamination par Salmonella est plus élevé. Par exemple, des points critiques dans l’espace destiné aux animaux sont les systèmes d’alimentation et d’abreuvement ainsi que les bouches d’évacuation. Bien que cela puisse paraître contradictoire, le bac ou tapis de désinfection constitue souvent une source de contamination. La raison peut être notamment un renouvellement insuffisant de leur contenu et l’utilisation d’une concentration trop faible en 30

produit désinfectant. Enfin, les excréments des rongeurs et des animaux domestiques (chiens, chats) représentent également un facteur de risque important (EVA et al., 2012).

III.3. Importance des salmonelles en santé publique Il existe un cycle d’infection zoonotique qui fait des salmonelles un problème de santé publique. Dans ce cycle, la transmission des germes de l’homme à l’animal (et vice versa) et leur dissémination dans l’environnement sont très complexe. Les animaux peuvent être infectés après contact avec d’autres animaux atteints de salmonellose qui excrètent des salmonelles dans leurs fèces. Puis, divers facteurs internes ou externes à l’élevage favorisent la contamination de l’homme et de l’environnement (Figure 9).

Figure 9 : Cycle de diffusion des salmonelles dans l'environnement Source : OMS, 1988

31

III.3.1. Salmonelloses humaines Selon AUBRY (2013), les salmonelles entraînent deux principaux types d’infections : d’une part, la fièvre typhoïde et les fièvres paratyphoïdes qui sont dues respectivement à S. enteritica, sérovar Typhi et à Paratyphi (A, B et C). Ce sont les quatre sérovars de Salmonella majeures, strictement humains et antigéniquement distincts mais de pouvoir pathogène similaire. Les bactéries arrivent au niveau des nœuds lymphatiques mésentériques, passent dans le courant lymphatique puis sanguin causant une infection systémique (TARGANT, 2010). C’est la raison pour laquelle l’hémoculture est un examen très capital dans le diagnostic pour un sujet présentant les signes cliniques de ces salmonelloses. Elle est toujours positive au cours de la première mais la sensibilité diminue avec la durée de la maladie. La coproculture est négative au cours de la première semaine, positive au cours de la deuxième et elle reste plus longtemps positive que les hémocultures (OMS, 2003). d’autre part, les salmonelloses non typhiques (ou non typhoïdiques). Les germes en cause sont des bactéries responsables des toxi-infections d'origine alimentaire.

L’impact économique annuel de ces salmonelloses chez l’homme est non négligeable.

Aux Etats-Unis par exemple les dépenses liées aux salmonelles, en 2004, étaient estimées entre 500.000.000 et 2.300.000.000 dollars américains, couvrant respectivement les frais de 16.000 personnes hospitalisées et de 500 personnes décédées (KENNEDY, 2004). Les données mondiales les plus récentes font état de plus de 20 millions de cas annuels de fièvre typhoïde, et de plus de 200 000 morts (INSTITUT PASTEUR, 2013).

En Côte d’Ivoire, selon Conférence régionale FAO/OMS sur la sécurité sanitaire des aliments pour l’Afrique, l’une des maladies d’origine alimentaire en forte recrudescence est la fièvre typhoïde. Cette maladie sévit sous forme endémique avec une forte endémicité dans des zones précaires de certaines communes du district d’Abidjan (Koumassi, Abobo et PortBouët). En 2001, une étude sur le coût par cas de fièvre typhoïde et portant sur 103 cas , a montré que le coût total du traitement variait de 20 000 à 450 000 FCFA par cas (REPUBLIQUE DE CÔTE D’IVOIRE, 2005).

32

III.3.2. Toxi-infections alimentaires collectives Les toxi-infections alimentaires collectives (TIAC) se définissent comme étant des maladies humaines causées par l’ingestion d’un aliment contenant un agent pathogène non présent naturellement, et/ou sa (ses) toxine(s), et/ou les déchets de son métabolisme. Le caractère collectif est établi lorsqu’au moins deux cas peuvent être reliés à une même origine alimentaire (CARLIER, 2012). Cependant, la part de la transmission alimentaire de ces infections n’est pas toujours bien déterminée, certaines pouvant également être transmises par l’eau, de personne à personne, par contact direct avec des animaux ou par d’autres voies (DE VALK et al., 2012).

Les toxi-infections alimentaires à salmonelles se manifestent par une gastro-entérite avec une fièvre de 39°C-40°C, des douleurs abdominales, des nausées, des vomissements et un syndrome diarrhéique fait de selles liquides et fétides. L’évolution des infections est le plus souvent favorable en 3 à 5 jours mais varie selon l’âge, le statut immunitaire de l’hôte et la virulence du sérotype (TARGANT, 2010).

II.3.2.1. Fréquence Les salmonelles sont les premiers agents de toxi-infections alimentaires collectives dans les pays développés. Le sérotype Typhimurium est situé en seconde place par ordre de fréquence derrière le sérotype Enteritidis (CADOT, 2001). En France par exemple, Les salmonelles sont à l’origine de 41% des foyers de TIAC et de 22,9% des cas avec une place dominante occupée par Salmonella Typhimurium 25,8% et S. Enteritidis 22,5%, les Salmonella indéterminées étant à l’origine de 48,3% des foyers de salmonelloses (DE VALK et al., 2012).

II.3.2.2. Facteurs de risques Le poulet de chair est le principal type de volaille consommée dans de nombreux pays (FAO /OMS, 2001). En Côte d’Ivoire, la consommation des poulets de chairs est passée de 0,46 kg /habitat/an en 2005 à 1,61 kg en 2013 (IPRAVI, 2013). Or, un pourcentage élevé de ces poulets est colonisé par des salmonelles durant la croissance, ce qui entraine la contamination de la peau et la chair des carcasses par le pathogène durant l'abattage et la transformation. De surcroît, les germes de S. Enteritidis ont la capacité inhabituelle de coloniser le tissu ovarien des poules et d'être présent dans le contenu d'œufs en coquille 33

intactes (FAO/OMS, 2001).

L’étude conduite au Sénégal par BADA-ALAMBEDJI et al. (2006), a montré que 75 échantillons de carcasses sur 120 prélevées au total, étaient contaminés par des salmonelles.

D’autres études conduites par BONNY et al. (2011) et COULIBALY et al. (2010), en Côte d’Ivoire, abordent dans le même sens en montrant respectivement que 99 sur 160 (61,8%) gésiers prélevés au marché, étaient contaminées par des salmonelles et 44 sur 300 foies (14,66%) prélevés au marché, étaient positifs.

Les volailles et leurs produits jouent donc un rôle prépondérant en tant que vecteurs de transmission dans les cas de salmonellose humaine. Il a été rapporté par exemple, que l’émergence de S. Infantis en Israël dans des cas d’infections humaines depuis 2007, est corrélée à une fréquence plus élevée d’isolement de ce même sérovar chez les volailles dans ce pays depuis 2006 (GAL-MOR et al., 2010 ). L’étude conduite par BRENDAN et al. (2013) aux Etats Unis de 1998 à 2008, abonde dans le même sens en montrant que sur les 403 cas d’infections aux salmonelles étudiés, les œufs étaient les premiers incriminés dans 112 cas, soit 36% à eux seuls. Les poulets venaient en deuxième position (64 cas), suivis du porc (37 cas).

Cependant, les viandes de volailles sont rarement mises en cause en tant qu'aliments à l'origine de toxi-infections alimentaires. Bien que très fréquemment contaminées par des salmonelles, ces denrées sont habituellement consommées très cuites, la cuisson constituant généralement un traitement assainissant efficace (BORNERT, 2000). C’est surtout en raison des contaminations croisées que les volailles sont incriminées. Ces contaminations croisées se font notamment par l'intermédiaire des mains des opérateurs, ustensiles de cuisine, les effluents d’élevage, les eaux usées et tout matériel pouvant être sujet à une contamination fécale (BORNERT, 2000 ; OIE, 2005).

KROUPITSKI et al., (2009) et SCHIKORA et al., (2008) ont soulevé, dans leurs travaux, des inquiétudes énormes en rapport avec les salmonelles. En effet, d’après leurs travaux, les salmonelles sont capables d’infecter et de se multiplier, dans le mésophylle de certains végétaux comme Arabidopsis thaliana, ou encore la salade, et demeurent toujours virulentes pour les animaux, après l’infection des plantes.

En Côte d'Ivoire, la fertilisation des cultures maraîchères se fait avec des fientes de volaille (KOFFI-NEVRY et al., 2012) et l’arrosage se fait avec des eaux, le plus souvent contaminées 34

par les effluents d’élevage. Les travaux de SACKOU et al. (2006) réalisés en Côte d’Ivoire, ont montré que 44% des consommateurs des légumes n’utilisent aucun désinfectant pour le lavage des légumes consommables crus.

III.4. Prophylaxie et moyens de lutte Certes, l’antibiothérapie peut guérir les malades, mais ces derniers deviennent parfois des porteurs de germe. LE MINOR et al. (1989), affirment qu’indépendamment de la thérapie antibiotique utilisée, 5 à 10% deviennent des porteurs temporaires et 2 à 3% deviennent des porteurs chroniques des germes.

Des progrès considérables ont été faits ces dernières années aussi bien dans la mise au point des stratégies et techniques nouvelles de lutte contre les salmonelles animales que dans l’abattage et les systèmes de traitement de viande (OMS, 1988). Cependant, la lutte contre les salmonelles devient de plus en plus complexe. L'efficacité des traitements reste toujours limitée, par l’acquisition par les Salmonella, de gènes plasmidiques de résistance, ou encore par l’apparition de mutations, qui induisent une résistance spécifique à toute une famille d'antibiotiques, ou des résistances croisées à plusieurs familles d'antibiotiques (BELLATIF et al. ,1994).

Chez les volailles, la prévention et le contrôle de la maladie dans une ferme passe d’abord par la mise en place de poussins non contaminés. (DAYON et al., 1997).

Dans les élevages traditionnels, la transmission verticale est considérée comme la voie principale de contamination par Salmonella et est plus difficile à maîtriser, tandis que la transmission horizontale peut être réduite de manière efficace par le nettoyage et la désinfection de l'environnement (FAO/OMS, 2001).

35

III.5. Aspects réglementaires En Afrique, malgré que de nombreux pays francophones aient adopté la loi alimentaire héritée de la France, la sécurité sanitaire des produits alimentaires reste toujours limitée et tributaire de certaines contraintes juridique, économique et normative (SEYDI, 2003).

Dans les pays industrialisés en général, et en particulier la France dont on a hérité de nos lois alimentaires, que ce soit pour les élevages, les viandes des volailles, les viandes des autres animaux domestiques et sauvages, les ovoproduits et autres produits agroalimentaires, il existe des lois et des directives. En France par exemple, l’arrêté du 24 avril 2013 relatif à la lutte contre les infections à salmonelles, en son article 5, fixe les dispositions pour un dépistage obligatoire des infections à Salmonella, dans les troupeaux de poulets de chair et de dindes d’engraissement. Il est clairement mentionné en son point II, que chaque bâtiment ou chaque enclos de l'exploitation, fait l'objet d'un prélèvement. Il est interdit de transférer un troupeau à l'abattoir, avant notification du résultat de recherche de Salmonella par les laboratoires agréés, ou reconnus. Toutes les mesures à prendre en cas de suspicion ou de confirmation sont mentionnées dans les chapitres 3,4 et 5 de cet arrêté.

La loi DGAL/SDHA/N2001-8090 du 27 juin 2001 relative aux critères microbiologiques applicables aux aliments, quant à elle, est particulièrement très exigeante en ce qui concerne les salmonelles (Tableau III). En effet, elle exige l’absence totale de germes de salmonelles dans les viandes de volailles, et les ovoproduits, alors que certains autres germes comme E coli, Stapylocoques et Clostridium perfringens sont parfois tolérés jusqu’ à un seuil pouvant atteindre 104 /gr (REPUBLIQUE DE France, 2001).

36

Tableau III. Critères microbiologiques applicables aux Viandes de volailles, de petits gibiers d'élevage à plumes et à poils, de ratites et de certains de leurs produits DESIGNATION

E. coli

Stapylocoques à

(par gr)

Coagulase positive (/gr)

Clostridium perfringens (/gr)

Foies gras crus de canard ou d’Oie nu ou 10

102

SALMONELLA 30

conditionné, sous vide ou non.

Abats crus de volailles ou autres que le foie 104

Absence

dans

25

grammes 103

100

Absence dans 1 g

5.102

30

Absence

gras conditionnés ou non.

Pièces de découpes crues des viandes de 103 volailles ou des gibiers d’élevages à plumes

dans

1

dans

25

dans

10

gramme

avec peau conditionnée ou pas.

Rôtis cuits entiers ou tranchés et paupiettes 3.105

102

10

cuites ou précuites Pièces de découpes de volailles fumées, 10

Absence grammes

102

30

salées conditionnées sous vide ou non, à

Absence grammes

consommer en l’état.

SOURCE : REPUBLIQUE DE France, 2001

37

DEUXIEME PARTIE : ETUDE EXPERIMENTALE

•

MATERIEL ET METHODES

•

RESULTATS ET DISCUSSION

•

RECOMMANDATIONS ET PERSPECTIVES

38

CHAPITRE I : MATERIEL ET METHODES I.1

Eléments de base de l’étude

Cette étude s’inscrit dans le cadre du projet d’évaluation de « l’impact de l’usage des antibiotiques en aviculture sur la santé animale, la santé publique et l’économie des populations en Côte d'Ivoire » qui se déroule en Côte d’Ivoire sur une durée de 2 ans. Ce projet a été financé par l’Union Economique et Monétaire Ouest-Africaine (UEMOA) à travers son « Projet d’Appui à l’Enseignement Supérieur (PAES) dans les pays de l’UEMOA ».

Ce projet comporte 6 objectifs dont l’un est celui de rechercher les souches d’Escherichia coli et Salmonella antibiorésistantes dans les fermes avicoles. Notre travail a porté sur les souches de Salmonella antibiorésistantes.

I.2. Description de la zone d’étude Les prélèvements ont été faits en Côte d’Ivoire dans le district d’Abidjan et le département d’Agnibilékrou (figure 10). Les 2 zones fournissent à elles seules 80% de la production en viande de poulet et 90% en œufs de consommation. (KONE, 2007) Le district d’Abidjan est une mégalopole moderne qui englobe, depuis 2001, dix communes urbaines et trois nouvelles sous-préfectures que sont : Anyama, Songon et Bingerville.

En 2012, selon les autorités du pays, la ville d’Abidjan comptait, 4.707.000 habitants soit 20% de la population totale du pays et s’étend sur une superficie de 2.119 Km2, soit 0,6% du territoire national (INS, 2014).

Agnibilékrou est un département Frontalier avec le Ghana. Il est situé à 270 km au nord-est d'Abidjan, dans la région du Moyen-Comoé.

Le climat y est généralement chaud et humide avec une température qui oscille autour de 28°C en moyenne. C’est une zone de forte production avicole (ESSOH, 2006).

39

.

Figure 10 : Carte de la République de Côte d’Ivoire montrant les deux zones d’étude, Abidjan et Agnibilékrou Source : maps.google.sn (captures d’écran du 17 décembre 2015)

40

I.3. Cadre d’étude Une partie du travail expérimental de notre étude a été réalisée dans le laboratoire du service de microbiologie et pathologies infectieuses de l’EISMV de Dakar. L’autre partie qui concernait le sérotypage a été réalisée au centre national de référence des salmonelles de l’institut Pasteur de Dakar.

I.4. Matériel I.4.1. Matériel biologique Il est constitué uniquement des fientes des poulets de chair et des poules pondeuses.

I.4.2. Matériel de laboratoire Au cours de notre étude, le matériel suivant a été utilisé : •

matériel amortissable : des étuves à 37°C et 41,5°C, plaque chauffante à gaz, autoclave, balance de précision ;

•

verrerie : béchers, éprouvettes graduées, plaque (pour les agglutinations du sérotypage) ;

•

petit matériel : bec Bunsen, anse à usage unique, pipettes Pasteur, pipettes graduées, boîtes de Pétri, entonnoir muni de potence, tubes de bactériologie à vis, portoirs, casserole, sachets filterbag, tubes à hémolyse, turbidimètre, écouvillons, pinces, règles graduées ; distributeurs automatiques de disque d’antibiotiques.

I.4.3. Milieux de culture et réactifs •

Milieux et réactifs pour l’identification des caractères biochimiques -

Eau peptonée ;

-

Eau distillée pour la préparation des milieux ;

-

Bouillon Rappaport Vassiliadis ;

-

Géloses XLD, Hektoen et la gélose nutritive ;

-

Réactifs pour la coloration de Gram ;

-

Disques d’oxydase ;

-

Mini-galerie pour entérobactéries : milieu urée-indole, milieu Kligler-Hajna (KH), 41

milieu citrate de Simmons, mannitol-mobilité nitrates ; •

•

Galerie API®20E.

Milieux et réactifs pour le sérotypage -

Milieu Mueller Hinton ; Rambach (gélose) et Kligler-Hajna ;

-

Immuns sérums anti O et anti H des salmonelles ;

-

Gélose Sven Gard.

Disques d’antibiotiques Des disques d’antibiotiques ont été utilisés pour cette expérimentation. Il s’agit de :

Ampicilline (AM), Amoxicilline (AMX), Ceftriaxone (CRO), Céfuroxime (CXM), Gentamicine (GMI), Streptomycine (SMN), Colistine (CST), Tétracycline (TET), Doxycycline (DOX), Fluméquine (UBN), Nitrofurantoïne (FTN), Sulfonamides (SUL), Triméthoprime + sulfaméthoxazole (SXT), Chloramphénicol (CHL) I.5. Méthodes I.5.1. Echantillonnage et prélèvements L’échantillonnage a été fait sur la base d’un total de 508 fermes dont 382 à Abidjan et 126 à Agnibilékrou ; un niveau de confiance de 95% a été considéré et une marge d’erreur de 10% a été retenue pour l’ensemble des deux zones d’étude. En l’absence d’étude similaire portant sur la zone de couverture qui puisse donner une prévalence attendue, un niveau de prévalence attendue de 50% a été considéré. Avec ces données, le calcul de taille de l’échantillon avec le logiciel Win épiscope version 2.0 donne une taille d’échantillon de 81 fermes dont 60 fermes à Abidjan et 21 à Agnibilékrou. Mais les prélèvements ont été faits dans 124 dont 78 fermes à Abidjan pour palier à d’éventuels défauts de qualité de certains prélèvements.

Les échantillons ont été prélevés au mois de septembre à octobre 2014. A l’intérieur de chaque ferme retenue, un unique prélèvement est réalisé lorsque la ferme ne contient qu’un bâtiment. Pour les fermes composées de plus de deux bâtiments, deux prélèvements sont réalisés dans deux bâtiments différents. Chaque prélèvement est composé d’un pool de cinq 42

prises de fientes fraîches : quatre sont prélevées aux quatre coins du bâtiment et la cinquième au milieu. Les prélèvements ont été faits au moyen d’abaisse-langues et emballés dans des sachets stériles. Les échantillons ont été congelés et ensuite envoyés sans rupture de chaîne du froid au laboratoire de microbiologie, immunologie et pathologies infectieuses (MIPI) de l’EISMV de Dakar puis conservés à – 20 °C jusqu’au jour des analyses.

I.5.2. Recherche de salmonelles dans les fèces Les analyses ont débuté en octobre 2014 au laboratoire de MIPI de l’EISMV de Dakar.

Elles ont été clôturées au mois de novembre 2015 parce que des temps d’arrêt ont été observés pour des retards de livraison de réactifs et consommables par les fournisseurs. Elles ont été faites selon la norme ISO 6579 : 2002/Amd.1 : 2007. En nous conformant à cette dernière, nous avons suivi les 4 étapes nécessaires pour la recherche des salmonelles : •

pré-enrichissement : c’est une étape permettant la revivification des bactéries qui peuvent être stressées. Chaque échantillon a donc été pesé, dilué au dixième dans de l'eau peptonée tamponnée (EPT) (1ml par gramme de fèces pesé), puis incubé à 37°C pendant 18h.

•

l’enrichissement : cette étape fait intervenir des milieux dits «sélectifs», dont les formulations ont été spécialement mises au point pour favoriser la multiplication des salmonelles au détriment de la flore compétitrice. Ainsi, 0,1ml de chaque suspension mère de pré-enrichissement ont été enrichis dans 10ml de Rappaport-Vassiliadis (RV).

Chaque suspension « fille » d’enrichissement a été incubée à 41,5°C pendant 24h. Les tubes dans lesquels la culture s’est avérée négative après 24h, ont été ré-incubés pendant 24h supplémentaires.

•

l’isolement : avec une anse à usage unique et à partir des cultures obtenues lors de l’enrichissement, des boîtes de Pétri contenant les milieux sélectifs XLD et Hektoen ont été ensemencées, puis incubées à 37°C pendant 24h. Cette étape permet de visualiser les colonies caractéristiques qui sont rouges à centre noir sur XLD et vertes à centre noir sur Hektoen.

•

la confirmation : les colonies caractéristiques des salmonelles ont été purifiées sur gélose nutritive. Puis nous avons procédé à la confirmation biochimique à travers : -

l’ensemencement progressif de la mini-galerie: d’abord le test de l’urée-indole a été 43

fait. Puis, les colonies à uréase et indole négatives ont été ensemencées sur milieu Citrate de Simmons, milieu Mannitol-Mobilité-Nitrate et milieu Kligler-Hajna (KH).

Sur ce dernier milieu, après une incubation de 18-24h à 37°C, les cultures de salmonelles apparaissent en forme de pente alcaline (rouge) et un culot acide (jaune), avec formation de gaz (environ 90% de cas) et de sulfure d’hydrogène (noircissement de la gélose) -

la galerie API®20E: les salmonelles présumées obtenues à partir de la mini-galerie ont été ensemencées sur galerie API®20E, pour plus d’affinage. Des colonies fraîches (de 24h), ont été utilisées pour la réalisation de la suspension ayant servi à l’ensemencement. Après incubation, les réactions se sont traduites par des changements spontanés de coloration révélés par l’addition ou non de réactifs. La lecture s’est faite à l’aide du catalogue analytique API®20E.

I.5.3. Sérotypage Cette partie a été effectuée au Centre National de Référence des salmonelles de l’Institut Pasteur de Dakar (IPD). Le sérotypage des Salmonella est réalisé grâce à une technique d'agglutination directe sur lame. Il a nécessité : •

une culture pure de la souche de Salmonella sur MH et KH ;

•

des sérums spécifiques : -

sérums anti-O mélanges: OMA (anticorps des groupes O:2, O:4, O:9, O:3 , O:21), OMB (anticorps des groupes O:8, O:11, O:13, O:6,14), OMC (anticorps des groupes O:16, O:17, O:18, O:21, O:28, O:30, O:35, O:38) ;

-

sérums anti-O mono, di ou trivalents ;

-

sérums anti-H polyvalents et monovalents.

La technique consiste à déposer une goutte d'antisérum sur une plaque de verre. A l’aide d’un ensemenceur stérile à usage unique, on prélève un peu de culture bactérienne qu’on dépose à côté de la goute (pour l'identification des antigènes H, on prélève le liquide de condensation présente à la base de la gélose inclinée). On mélange délicatement avec l’ensemenceur puis la plaque est ensuite agitée par des mouvements lents et circulaires afin de pouvoir observer l'apparition d'agglutinats : fins, granulaires ou floconneux.

44

Le sérotypage a été réalisé en deux étapes : •

le typage des antigènes somatiques (O) à partir de colonies fraîches : les sérums anti O mélangés sont d’abord utilisés (OMA, OMB, OMC, OMD…), puis les sérums tri, di ou monovalents. L'utilisation des sérums monovalents anti-O permet de préciser le groupe auquel appartient la salmonelle.

•

le typage des antigènes flagellaires (H) à partir de colonies obtenues sur Kligler-Hajna à l’aide des sérums poly et monovalents anti H. La phase H comprend 2 phases (1 et 2).

Généralement ces 2 phases n’apparaissent pas de façon simultanée. Dans ce cas, il faut procéder à une inversion de phase. Cela consiste à bloquer la phase qui est apparue sur de la gélose Sven Gard afin de révéler l’autre. On dépose pour cela des antigènes au centre d’une boîte de Pétri contenant la gélose Sven Gard puis on dépose une goutte de suspension bactérienne provenant de Kligler-Hajna. On incube à 37 ° C pendant 16 à 24 heures puis on prélève les souches mobiles vers la périphérie de la boîte.

Après la détermination de la formule antigénique par le sérotypage, le tableau de Kauffmann et White, est utilisé pour l’interprétation des résultats du sérotypage I.5.4. L’antibiogramme Les antibiogrammes ont été réalisés au Laboratoire de MIPI de l’EISMV de Dakar. Ils ont été réalisés selon la méthode de diffusion en milieu gélosé Mueller- Hinton Agar, selon les recommandations du Comité de l'antibiogramme de la société française de microbiologie (CASFM). Quatorze (14) antibiotiques appartenant à huit (8) familles différentes ont été utilisés (tableau IV).

45

Tableau IV : Catégorisation des différents antibiotiques utilisés au cours de l’étude.

Familles

Antibiotiques (codes) Ampicilline (AM) Pénicillines

Amoxicilline (AMX)

B-Lactamines

Ceftriaxone (CRO) Céphalosporines

Céfuroxime (CXM) Gentamicine (GMI)

Aminosides (ou aminoglycosides)

Streptomycine (SMN) Colistine (CST)

Polypeptides

Tétracycline (TET)

Tétracyclines

Doxycycline (DOX)

Quinolones

Fluméquine (UBN)

Nitrofuranes

Nitrofurantoïne (FTN)

Sulfamides

Sulfonamides (SUL)

Phénicolés

Chloramphénicol (CHL)

Association Diaminopyrimidine-Sulfamide

Triméthoprime + sulfaméthoxazole (SXT)

Après une culture bactérienne de 18 à 24 h en gélose nutritive à 37 °C, des géloses « Mueller Hinton » ont été ensemencées avec les suspensions bactériennes au moyen des écouvillons. Des disques contenant une quantité diffusible de 15 µg de Gentamicine (GMI), 25 µg d’Amoxicilline (AMX),30 µg de Fluméquine (UBN), 50 µg de Colistine (CST), 30 µg de Ceftriaxone (CRO), 30 µg Céfuroxime (CXM), 30 µg de Doxycycline (DOX), 1,25 µg de Triméthoprime + 23,75 µ g de Sulfaméthoxazole (SXT), 10 µg d’ Ampicilline, 30 µg de Chloramphénicol, 10 µg de Streptomycine (SMN), 30 µg de Tétracycline (TET), 200 µg de Sulfonamides (SUL) et 300ug de Nitrofuranes (FTN) ont été déposés dans les boîtes précédemment ensemencées au moyen d’un distributeur automatiques des disques d’antibiotiques.

Les mesures des diamètres des zones d'inhibition ont été réalisées au moyen d’une règle graduée, puis les résultats sont interprétés selon les critères de 2014 du comité de l'antibiogramme de la société française de microbiologie (CA-SFM).

46

I.5.5. Analyses statistiques des résultats Les résultats d’analyse bactériologique ont été saisis sur le logiciel Excel pour la confection des graphiques et tableaux. Des tests statistiques notamment le test exact de Fischer ont été utilisés. L’objectif était de comparer le pourcentage de résistance aux antibiotiques de deux lots d’échantillons provenant respectivement Abidjan et Agnibilékrou. Notre hypothèse nulle (H0) était: p1=p2=p. Etant donné que p1-p2=0, l’hypothèse alternative H1 était p1-p2 ≠ 0 donc p1≠p2. p1 représente la proportions des souches isolées à Abidjan, p2 celles isolées à Agnibilékrou, p est la moyenne de fréquence de deux proportions. En termes plus clairs, l’hypothèse nulle considérait que la résistance des souches des salmonelles par rapport à un antibiotique ne diffère pas entre les souches isolées dans les échantillons d’Abidjan et les souches isolées dans les échantillons d’Agnibilékrou. L’hypothèse alternative (H1) considérait que la résistance des souches des salmonelles par rapport à un antibiotique diffère entre les souches isolées dans les échantillons d’Abidjan et les souches isolées dans ceux d’Agnibilékrou. Nous avons exécuté ce test avec le logiciel Rcommander dans sa version R2.13.0. Le résultat du test est considéré comme significatif si p-value est inférieur à 0,05.

47

CHAPITRE II: RESULTATS ET DISCUSSION II.1. RESULTATS II.1.1. Prévalence de la contamination par Salmonella Au terme de notre étude, 231 échantillons provenant de 124 fermes différentes ont été analysés. Parmi les 231 échantillons, 139 provenaient des fermes d’Abidjan, et les 92 restants d’Agnibilékrou. Parmi les fermes, 78 fermes sont localisées à Abidjan alors que 46 autres se trouvent à Agnibilékrou. Sur les 231 échantillons analysés, 36 souches de Salmonella Spp ont été isolées et sérotypées. Les 36 souches étaient issues de 32 échantillons provenant de 30 fermes différentes (Tableau V). Certains échantillons positifs provenaient de 2 bâtiments différents d’une même ferme.

Le taux de contamination des fermes est de 24,19% (30/124) tandis que le taux d’isolement est de 13,85% (32/231).

Le test de comparaison des proportions (test exact de Fischer) a montré que la différence entre les taux d’isolement dans les 2 zones n’est pas significative (p-value = 0.8473) au seuil de 5%. Il en est de même pour les taux de contamination des fermes (p-value = 1).

Tableau V : Prévalence des salmonelles en fonction de la localité dans les fermes avicoles d’Abidjan et Agnibilékrou Elevages

Echantillons

Enquêtés

Contaminés

Analysés

Positifs

N

N

%

N

N

%

Abidjan

78

19

24 ,35

139

20

14,38

Agnibilékrou

46

11

23,91

92

12

14,04

Total

124

30

24.19

231

32

13,85

Localité

48

II.1.2. Répartition des sérovars Au cours de notre étude, nous avons isolé et sérotypé 36 souches de salmonelles. Six sérovars différents ont été identifiés avec une répartition plus ou moins inégale (Figure 11). Il s’agissait de : Salmonella Agama (O : 4,12 : i : 1,6), Salmonella Djugu (O ; 6,7 : Z10 : e, n, x), Salmonella Kentucky (O : 8, 20: i : z6), Salmonella Mbandaka (O : 6, 7, 14 : Z10 : e, n, Z15), Salmonella Poona (O : 1, 13,22 : Z : 1,6) et Salmonella Sandiego (O : 1,4, [5] ,12 : e, h / e, n, Z15).

Figure 11: Répartition des sérovars de Salmonella dans les élevages avicoles des zones périurbaines d’Abidjan et Agnibilékrou Notre étude nous a permis de constater une variabilité de la répartition des sérovars selon la localité (Tableau VI). Ainsi nous avons noté que sur les six sérovars, il y en avait 5 à Abidjan et 4 à Agnibilékrou. Les 2 zones avaient en commun 3 sérovars que sont S. Kentucky, S. Agama et S. Poona. Les sérovars S. Djugu et S. Sandiego ont été retrouvés uniquement dans les échantillons en provenance des fermes d’Abidjan alors que S. Mbandaka était uniquement retrouvé dans les échantillons prélevés à Agnibilékrou.

49

Tableau VI : Tableau comparatif des sérovars isolés dans les élevages avicoles des zones périurbaines d’Abidjan et Agnibilékrou Abidjan

Agnibilékrou

Sérovars

Nombre

Proportion

Nombre

Proportion

S. Agama

1

1/23

2

2/13

S. Mbandaka

0

0

2

2/13

S. Djugu

3

3/23

0

0

S. Kentucky

8

8/23

7

7/13

S. Poona

1

1/23

2

2/13

S. Sandiego

10

10/23

0

0

Total

23

0

13

II.1.3. Résistance aux antibiotiques Au total, 36 souches de salmonelles ont été isolées avec six (06) sérovars différents. La sensibilité aux antibiotiques de ces 36 souches a été étudiée à l’exception de l’antibiotique de la famille nitrofuranes (FTN) sur lequel, seules 25 souches ont été testées en raison du manque des disques suffisants pour toutes les 36 souches.

Les résultats globaux du test de la sensibilité aux antibiotiques sont résumés sur la figure 12. D’une manière générale, une seule (01) souche a été sensible à tous les antibiotiques testés, alors que 47,22% (n=17) avaient une résistance contre 1 à 5 antibiotiques. Le reste, 50% (n=18), avait une résistance à plus de 5 antibiotiques. Une forte résistance à la doxycycline (94,4%), aux sulfonamides (86,1%) et à la tétracycline (86,1%) ont été observées. Un taux de résistance relativement supérieur à la moyenne a été enregistré pour la fluméquine (66,7%) alors que le taux de résistance moyen était noté pour la streptomycine (52,8%). La résistance la plus faible a été observée avec le chloramphénicol (2,8%), la colistine (2,8%) et la céfuroxime (5.6%). Aucune souche ne s’est révélée résistante à la ceftriaxone et la nitrofurantoïne.

A l’exception des nitrofuranes, au moins une salmonelle résistante a été observée pour chacune des autres familles d’antibiotiques utilisées. Toutefois, nous avons noté une différence au niveau des taux de résistance pour toutes les familles d’antibiotiques utilisées. Les taux de résistance les plus faibles ont été observés avec les antibiotiques de la famille des polypeptides 50

(n=1) et des phénicolés (n=1).

En revanche, les pourcentages les plus élevés ont été obtenus avec l’antibiotiques de la famille des tétracyclines soit 94,4% pour la doxycycline et 86,1% pour la tétracycline. Pour la famille des β-lactamines, une différence a été observée entre les antibiotiques la classe des pénicillines et ceux de la classe des céphalosporines. En effet, pour les pénicillines, nous avons noté que 33,3% et 44,4% des souches étaient résistantes respectivement à l’ampicilline et l’amoxicilline. Alors que pour les céphalosporines, aucune souche n’était résistante à la ceftriaxone (n=0) et 5,6% des souches étaient résistantes au céfuroxime (n=2).

Amoxicilline

Chloramphénicol

Ceftriaxone

Colistine

Ampicilline

Céfuroxime Intermediaires (%)

Streptomycine

Résistantes (%) Doxycycline Sensibles (%) Tétracycline

Sulfonamides

Fluméquine

Trimethoprime + sulfamethoxazole

Antibiotiques

Nitrofurantoïne

Gentamicine 0,0 10,0 20,0 30,0 40,0 50,0 60,0 70,0 80,0 90,0 100,0

Figure 12 : Prévalences des différents profils de sensibilité des souches de Salmonella isolées dans les élevages avicoles des zones périurbaines d’Abidjan et Agnibilékrou

51

Sensibilité des souches (%)

II.1.3.1. Résistance aux antibiotiques en fonction des localités Les résultats de l’antibiogramme nous ont permis de constater des fluctuations de la résistance des 36 souches en fonction de leurs zones d’origine (figure 13). D’une manière générale, toutes les souches ont présenté une forte résistance par rapport à la doxycycline avec toutefois une différence de pourcentage en fonction de leur origine. En effet, par exemple à Abidjan, cent pour cent (100%) des souches isolées sont résistantes à la doxycycline, 9 1 , 3 % s o n t r é s i s t a n t e s à l a f o i s aux sulfonamides et à la tétracycline alors qu’à Agnibilékrou, les pourcentages des souches résistantes à ces antibiotiques sont respectivement de 84,63% pour la doxycycline et 76,9% à la fois pour les sulfonamides et la tétracycline.

100,0 90,0

Résisntace (en %)

80,0 70,0 60,0 50,0 40,0 30,0 20,0 10,0 0,0

Antibiotiques

Souches d'Abidjan

Souches d'Agnibilekrou

Figure 13 : Pourcentages de résistance aux antibiotiques des souches en fonction de leur zone d’origine.

Les tests statistiques ont montré une différence significative de résistance pour l’association triméthoprime-sulfaméthoxazole entre les souches isolées à Abidjan et les souches isolées à Agnibilékrou. Cette différence était non significative pour tous les autres antibiotiques (Tableau VII).

52

Tableau VII : Analyse statistique des différences de prévalence constatées dans les zones d’Abidjan et d’Agnibilékrou Gentamicine Sensibilité Abidjan Agnibilekrou Tétracycline Sensibilité Abidjan Agnibilekrou Céfuroxime Sensibilité Abidjan Agnibilekrou Chloramphénicol Sensibilité Abidjan Agnibilekrou Amoxicilline Sensibilité Abidjan Agnibilekrou

R 9 8 R 21 10 R 2 0

NR 14 5 NR 2 3 NR 21 13

P value 0,2994

Nitrofurantoïne R NR 0 13 0 12

P value -

Sulfonamides R NR 21 2 10 3

P value 0,3282

P value 0,3282

Doxycycline R NR 23 0 11 2 Ampicilline R NR 7 23 5 13 Triméthoprime+ Sulfaméthoxazole R NR 13 23 2 13

P value 0,1238

Streptomycine R NR 10 13 9 3 Colistine R NR 0 23 1 12 Fluméquine

P value 0.1771

P value 0,5254

P value R 0 1 R 11 5

NR 23 12 NR 23 13

0,3611

P value 0,7314

Ceftriaxone R NR 0 23 0 13

53

P value 0,7199

P value 0,03284

P value -

R 16 8

NR 7 5

P value 0,3611

P value 0,7199

II.1.3.2. Profils de résistance aux antibiotiques des sérovars Les résultats de l’antibiogramme nous ont permis de constater que la résistance aux antibiotiques est variable d’un sérovar à un autre. Mais également, nous avons observé qu’au sein d’un même sérovar, les différentes souches peuvent avoir des profils d’antibiorésistance différents (tableau VIII).

Les souches de S. Kentucky (n=15), S. Poona (n=3) et S. Sandiego (n=10) sont toutes multirésistantes aux antibiotiques. Parmi les souches de S. Kentucky, une seule souche a été résistante à moins de 5 antibiotiques. Douze (12) souches étaient résistantes à plus de 8 antibiotiques et le reste à 6 antibiotiques. Neuf souches de S. Poona et S. Sandiego ont présenté une résistance multiple mais inferieurs à 5 antibiotiques, et 4 autres souches dont 2 de S. Poona ont présenté une résistance multiple allant jusqu’à 9 antibiotiques (Annexe 1).

En analysant les résultats séparément en fonction de la zone d’étude, on observe une différence entre les profils de résistance des sérovars isolés à Abidjan et Agnibilékrou (annexe 2).

54

Tableau VIII: Profils de résistance des souches de Salmonella isolées dans les élevages de poulets de chair d’Abidjan et Agnibilékrou.

Sérovars

Profils de résistance

Nombre

S. Agama

DOX-CXM-AMX DOX

1d'isolats 1

-

1

SUL-TET-DOX-SMN SMN

1 1

DOX SUL-TET-DOX-AMX

1 1

UBN- SUL-TET-DOX-AMX

1

GMI-UBN- SUL-TET-DOX-SMN-AMP-AMX GMI-SXT-UBN- SUL-TET-DOX-SMN-AMP-AMX GMI-SXT-UBN- SUL-TET-DOX-SMN-AMX

10 1 1

SUL-TET-DOX-CST

1

GMI-UBN- SUL-TET-DOX-SMN

2

SXT-UBN- SUL-TET-DOX GMI-SXT-UBN- SUL-TET-DOX-SMN-AMP-CHL

1 1

GMI-SXT-UBN- SUL-TET-DOX-AMX

1

SXT- SUL-TET-DOX SXT-UBN- SUL-TET-DOX

4 4

GMI-SXT-UBN- SUL-TET-DOX-SMN

1

SXT-UBN- SUL-TET-DOX-SMN-CXM

1

S. Mbandaka

S. Djugu

S. Kentucky

S. Poona

S. Sandiego

GMI = Gentamicine, AMP = Ampicilline, FTN = Nitrofurantoïne, CST = Colistine, SXT = triméthoprime + sulfamides, CRO = Ceftriaxone, UBN = Fluméquine, CHL = Chloramphénicol, SUL = Sulfonamides, AMX = amoxicilline, TET = Tétracycline, DOX = Doxycycline, SMN = Streptomycine, CXM = Céfuroxime.

55

II.2. DISCUSSION II.2.1. Zones d’étude Le choix des localités pour notre étude sur les salmonelles d’origine avicole n’est pas l’effet du hasard. Il se justifie en effet par le fait que la majorité des élevages avicoles sont concentrés dans ces localités (KONE, 2007). Ces élevages fournissent à elles seules 80% de la production de viande de poulet et 90% d’œufs de consommation.

Agnibilékrou est l’une des deux grandes zones avicoles de la République de Côte d’Ivoire. Située à la frontière avec le Ghana, les échanges transfrontaliers y sont intenses (DOSSO, 2014). Quant au district d’Abidjan, c’est une zone de forte croissance démographique. Son climat subéquatorial et l’existence des différents maillons de la filière avicole moderne à savoir les accouveurs, les provendiers et les grossistes importateurs de médicaments font d’elle la zone favorable à l’aviculture moderne (BITTY, 2014).

Par ailleurs, l’une des maladies d’origine alimentaire en forte recrudescence à Abidjan est la fièvre typhoïde. Cette maladie dont l’agent responsable est Salmonella Typhi, sévit sous forme endémique avec une forte endémicité dans des zones précaires de certaines communes du district d’Abidjan notamment Koumassi, Abobo et Port-Bouët (REPUBLIQUE DE COTE D’IVOIRE, 2005). De 2003 à 2009, une étude de la biodiversité des Salmonella sérotypées à l’Institut Pasteur d’Abidjan a été conduite par COULIBALY et al. (2010). Elle a permis d’identifier 36 sérotypes parmi lesquels S. Typhimurium (27%) et S. Enteritidis (7%) qui sont deux pathogènes majeurs responsables des toxi-infections alimentaires.

II.2.2. Méthodologie Les échantillons de fèces ont été choisis parce que les salmonelles colonisent et persistent pour l’essentiel dans le tube digestif. Leur persistance s’accompagne d'une forte excrétion fécale voisine d’un million de bactéries par gramme de fiente (DUCHET-SUCHAUX et al., 1995). Or, ces fèces sont utilisées pour fertiliser les sols et des fois pour l’alimentation des poissons, jouant par là un rôle non négligeable dans la dissémination des salmonelles dans l’environnement.

Pour la recherche et l'identification bactériologique, nous avons utilisé l’annexe D de la 56

norme ISO 6579 : 2002/Amd.1 : 2007. Cette dernière est une norme internationale conçue principalement pour la recherche des Salmonella spp. dans les produits pour l’alimentation humaine et animale. L’annexe D est spécialement conçue pour la recherche des salmonelles dans les matières fécales d’animaux et les échantillons d’environnement comme la poussière.

Cependant, les biovars de Salmonella immobile que sont Salmonella Gallinarum biovar gallinarum et Salmonella Gallinarum biovar pullorum ne survivent pas longtemps dans les échantillons de fèces ou environnementaux. Ils sont donc très rarement détectés quelle que soit la méthode utilisée (ISO 6579 : 2002/Amd.1 : 2007).

La méthodologie de l'antibiogramme ainsi que son interprétation s'est appuyée sur les recommandations du comité de l’antibiogramme de la société française de microbiologie (CASFM).

Le sérotypage a été réalisé au sein d’un centre national de référence des salmonelles de l'Institut Pasteur de Dakar.

II.2.3. Antibiotiques testés Les molécules testées dans cette étude font partie des grandes familles d'antibiotiques utilisés en médecine vétérinaire et ou en médecine humaine. C'est ainsi que pour certaines familles, 2 à 3 antibiotiques ont été choisis. Le chloramphénicol et les nitrofuranes sont interdits chez les animaux de production.

La ceftriaxone, comme la plupart des antibiotiques utilisés au cours de notre étude, fait partie de la liste des « antibiotiques critiques » telle que définie et expliquée par l’Agence Française de sécurité des médicaments et des produits de santé ANSM (2013).

II.2.4. Prévalence de la contamination par Salmonella Nos résultats montrent qu’à Abidjan et Agnibilékrou, respectivement 20 sur 139 et 12 sur 92 échantillons de fèces sont positifs aux salmonelles. Ceci nous donne un taux d’isolement de 14,38% à Abidjan et 14,13% à Agnibilékrou soit une prévalence globale de 13,04%. Ce taux d’isolement que nous avons trouvé est très proche de celui de COMBARI (2014) qui a obtenu un taux d’isolement de 17,53% à partir des 268 échantillons dans les élevages avicoles péri urbains de Dakar (Sénégal).

57

Par contre, nous avons trouvé 24,19% (30/124) des fermes avicoles contaminées par les salmonelles, un résultat très bas par rapport à la prévalence de 70% et 58,33% trouvée respectivement par COMBARI (2014) à Dakar et TATSADJIEU et al. (2009) dans les fermes avicoles de Ngaoundéré (Cameroun). Cette différence s’expliquerait d’une part par le niveau de développement et les pratiques de l’aviculture entre la Côte d’Ivoire, le Cameroun et le Sénégal. En effet, TRAN (2010) estime que les bonnes pratiques de production et d’hygiène, ainsi que les programmes de détection et délimitation des troupeaux infectés participent au relatif succès du contrôle des infections causées par les bactéries du genre Salmonella dans les fermes. Etant donné que l’aviculture de la Côte d’Ivoire fait partie des modèles dans la sous région de l’UEMOA (HORMAN, 2004), nous soutenons l’hypothèse selon la quelle cet écart observé est lié aux conditions d’élevage.

D’autre part, cette différence pourrait trouver son explication par rapport à la période de l’année (mois ou la saison) durant laquelle les prélèvements ont été réalisés. En effet, l’étude longitudinale conduite par COMBARI (2014), dans les élevages avicoles péri urbains de Dakar (Sénégal), a montré des fortes prévalences au mois d’août et d’octobre alors qu’une baisse de la prévalence était observée de décembre jusqu’au mois de février. Dans cette dernière étude, un pic a été observé au mois de mars, avant que la prévalence ne baisse en avril et connaisse une légère hausse aux mois de mai et juin. Ceci démontre donc qu’il existe un caractère saisonnier de la contamination des élevages par les salmonelles qui a d’ailleurs été signalé par BERTRAND et al. (2010). Ces derniers ont constaté que le nombre de salmonelloses fluctue considérablement en fonction de la saison. Dans leurs résultats, pendant les mois de janvier à juillet, entre 222 et 295 isolats de Salmonella ont été rapportés par mois.

Une augmentation du nombre d’isolats a été constatée à partir du mois d’août passant de 295 au mois de juillet à 535 et 528 respectivement au mois d’août et septembre pour redescendre à 340 et 254 respectivement au mois d’octobre et novembre. Notre étude ponctuelle, elle a été conduite sur des échantillons prélevés au mois de Septembre et octobre 2014. Cette période correspond à la période du début de chute de la prévalence des salmonelles dans les études de COMBARI (2014) et BERTRAND et al. (2010). Ce qui nous laisse supposer que le caractère saisonnier de la contamination des élevages par les salmonelles a influé sur la différence de nos résultats.

Enfin la différence entre nos résultats et ceux obtenus par COMBARI (2014) et 58

TATSADJIEU et al. (2009) pourrait s’expliquer par les conditions dans lesquelles les analyses ont été faites. Pour nos analyses, les échantillons étaient conservés au congélateur depuis leur arrivés à Dakar jusqu’au moment de la décongélation à température ambiante avant les analyses. Or, il a été rapporté qu’un traitement de congélation et de décongélation peut détruire une partie des salmonelles (GLEDEL, 1992). Ce faible taux serait donc en relation avec le stress qu’auraient subi les salmonelles pendant toute cette période de conservation, réduisant ainsi la probabilité d’isoler des salmonelles dans les fèces particulièrement ceux qui étaient faiblement contaminées.

Nos résultats sont également très bas si on regarde ceux de BONNY et al. (2011) qui ont trouvé, lors de leur étude à Abidjan, 99 sur 160 échantillons de gésiers crus positifs aux salmonelles, soit un taux de portage de 61,875%. Ils sont aussi inferieurs à ceux de KAROU et al. (2013) et KOFFI et al. (2014) qui ont trouvé respectivement une prévalence de Salmonella de 52% et 27% dans les échantillons de gésier et carcasse de poulets de chairs prélevés aux marchés d’Abidjan. Etant donné que notre étude se situe au niveau de la production primaire (au niveau de la ferme), nous estimons que cet écart constaté entre nos résultats est dû aux contaminations croisées lors du processus d’abattage. Leurs études n’ont pas commencé en amont, elles ont été faites sur des carcasses alors que notre étude a été faite en amont, au niveau de la ferme. Les travaux de la commission mixte FAO/OMS (2001) ont montré qu’à partir de point d’abattage jusqu’à la consommation, des modifications surviennent dans la taille de la population de Salmonella sur chaque poulet. BELL et al. (2002) l’ont bien explicité en soutenant que la prévalence en élevage est toujours amplifiée en abattoir car, selon eux, les contaminations surviennent tout au long de la chaîne d’abattage.

II.2.5. Prévalence et distribution des sérovars Le sérotypage des différentes souches nous a permis de distinguer six sérovars. Ce nombre est proche des sept (07) trouvés par ELGROUD (2009) en Algérie. Au Burkina Faso, KAGAMBEGA et al. (2013), ont trouvé à l’issue de leur étude plus de 40 sérovars différents chez la volaille alors qu’au Sénégal, seize sérovars différents ont été identifiés dans l’étude conduite par COMBARI (2014). Nous considérons que ces différences observées seraient essentiellement dues au niveau de développement de l’aviculture de chacun de ces pays. Au Burkina Faso l’élevage traditionnel des volailles est beaucoup plus développé que celui moderne. Dans ce genre d’élevage, certaines contraintes comme la divagation des volailles, un 59

suivi sanitaire hasardeux au moyen de la pharmacopée traditionnelle, un déficit alimentaire quantitatif et qualitatif fragilisent leur résistance aux parasites et aux maladies (AYSSIWEDE et al., 2013).

Le nombre de sérovars que nous avons trouvé diffère de celui de BONNY et al. (2011) et KOFFI et al. (2014) qui en ont trouvé respectivement 11 et13 sur les carcasses et les morceaux de volailles vendues à Abidjan. Nous pensons que cette différence aux contaminations croisées. Ces derniers ayant travaillé sur des morceaux et des carcasses de volailles

vendues

aux

marchés

d’Abidjan,

des

souches

d’origine

humaine

ou

environnementales pourraient avoir une incidence sur le nombre de sérovars à isoler.

Les sérovars identifiés ne sont pas inconnus dans la filière avicole en Côte d’ivoire. A part le sérovar S. Sandiego, les différents sérovars avaient déjà été identifiés sur les carcasses, les gésiers et les morceaux de viandes de volailles vendues sur les différents marchés en Côte d’Ivoire (COULIBALY et al., 2010 ; BONNY et al., 2014 ; KAROU et al., 2013 ; KOFFI et al., 2014). Le sérovar S. Kentucky, le plus isolé dans notre étude (42%), est de plus en plus trouvé dans toutes les études en Côte d’Ivoire, signe d’un sérotype en pleine expansion (KOFFI et al., 2014). L’expansion et l’acquisition des résistances aux antibiotiques de ce sérovar ont d’ailleurs fait l’objet d’alarme en 2011 au niveau de l’équipe Pasteurienne chargée de la collaboration internationale. Leur étude avait révélé l’émergence de S. Kentucky dans les pays africains et au Moyen-Orient et identifié comme réservoir principal en Afrique, la volaille (poulets et dindes), et comme véhicules secondaires, les fruits de mer et les épices (INSTITUT PASTEUR, 2013).

Le sérovar S. Sandiego n’est pas non plus nouveau en Afrique de l’Ouest. Il représentait en effet, 10% des souches isolées au Sénégal par COMBARI (2014).

II.2.6. Résistance aux antibiotiques La résistance la plus élevée a été observée au niveau de la famille des tétracyclines et celle des sulfamides. Dans la famille des tétracyclines, 94,4% et 86,1% des souches isolées ont été résistantes respectivement à la doxycycline et la tétracycline alors que la famille des sulfamides 86,1% des souches étaient résistantes à ces mêmes molécules. Même si les proportions ne sont pas les mêmes, nos résultats pour la tétracycline corroborent ceux obtenus 60

par DIOUF (2006) et KAROU et al. (2013) qui sont respectivement de 73,4% et 94,08% des souches d’origine aviaire résistantes à cette molécule. Le premier auteur, dans ses travaux sur la résistance des salmonelles au Sénégal, a obtenu les proportions de résistance les plus importantes pour la tétracycline tandis que les seconds les ont obtenus en Côte d’Ivoire dans leur étude de la prévalence des Salmonella et la distribution des sérovars isolés à partir des gésiers crus des poulets de chairs. Cette forte résistance aux antibiotiques de la famille des tétracyclines pourrait s’expliquer par différents arguments. L’étude conduite par TATSADJIEU et al. (2009) a montré que les antibiotiques les plus utilisés et les plus vendus appartiennent à la classe des tétracyclines. En Côte d’Ivoire, DOSSO (2014), lors de ses travaux d’analyse des pratiques avicoles et de l’usage des antibiotiques en aviculture a constaté que c’est la famille des tétracyclines qui est la plus utilisée et cela même dans le cas d’une antibioprévention. Elle est suivie de celles des Sulfamides et Macrolides et ces 3 familles représentent ±70% des ventes. Or, l’exposition des bactéries à des antimicrobiens conduit à une multiplication sélective de bactéries résistantes qui peuvent persister et remplacer les bactéries sensibles (JACOBY et al., 1991). Ces forts taux de résistance observés par rapport aux tétracyclines et aux sulfamides seraient donc en relation avec l’ancienneté de ces molécules en thérapeutique dans l’aviculture en plus de l’utilisation abusive caractérisée par l’automédication qui est une pratique courante en aviculture en Côte d’Ivoire. De plus, les tétracyclines, tout comme le chloramphénicol, l’amoxicilline et l’association Triméthoprmie/ Sulfamide, font parties des antibiotiques dont le spectre d’action est très large et seraient donc victimes de leurs succès. A Abidjan, les acteurs impliqués dans le geste thérapeutique recourent systématiquement aux antibiotiques à large spectre comme les tétracyclines, considérés comme les antibiotiques à “ tout faire “ (TIECOURA, 2015).

II.2.7. Profils de résistance aux antibiotiques des sérovars Notre étude a révélé une multirésistance chez le sérovar S. Kentucky qui a été le plus isolé. En effet, toutes les souches du sérotype S. Kentucky sont résistantes aux sulfonamides, la tétracycline, la doxycycline. Une seule souche a été résistante à moins de 5 antibiotiques et douze (12) souches sont résistantes à plus de 8 antibiotiques. Ceci n’est pas un fait nouveau car LE HELLO et al. (2012) avaient déjà signalé l’inquiétante émergence d’une multirésistance chez ce sérovar. AUBRY (2013) a noté une expansion spectaculaire de S. Kentucky en Afrique noire, au Moyen- Orient, et récemment en Inde et en Asie du sud- Est. Selon lui, ce sérovar est 61

résistant à plusieurs antibiotiques (fluoroquinolones, céphalosporines de troisième génération) en raison de sa présence massive dans la filière volaille (poulets et dindes), et au recours massif aux antibiotiques dans les élevages.

Nos résultats pour ce sérovar ne diffèrent pas de ceux qui ont été trouvés par COMBARI (2014). En effet, même si les antibiotiques utilisés par cet auteur ne sont pas tous les mêmes que ceux que nous avons utilisé dans notre étude, ses résultats au Sénégal, ont démontré la multirésistance aux antibiotique de ce sérovar. Dix (10) sur douze (12) souches du sérovar Kentucky présentaient une résistance à plus de 10 antibiotiques appartenant à des familles différentes. Cette résistance concernait les familles d’antibiotiques suivantes : Pénicillines (ampicilline, ticarcilline, amoxicilline + acide clavulanique, céfalotine), Céphalosporines (céfoxtine, céfotaxime et céftazidime), Carbapénèmes (imipénème), Aminosides

(gentamicine),

Macrolides

(érythromycine),

Tétracycline

(tétracycline),

Quinolones (acide nalidixique, norfloxacine) et les Fluoroquinolones (ciprofloxacine). Des résistances multiples aux antibiotiques ont été observées également par DIOUF (2006) sur des souches du sérovar S. Kentucky isolées de la viande de poulet de chair au Sénégal.

Selon le rapport de CNR-IP (2013), la multirésistance aux antibiotiques des souches du sérotype S. Kentucky a considérablement augmenté depuis 2001. Les auteurs du rapport affirment que c’est un phénomène observé sur le plan international et qui serait vraisemblablement consécutif à l’utilisation des C3G (Céphalosporines de troisième génération) dans la filière animale.

Par contre, notre étude n’a montré aucune résistance des souches de ce sérovar par rapport aux antibiotiques de la famille des phénicolés (Chloramphénicol), des Nitrofuranes (Nitrofurantoïne) et les Céphalosporines (Ceftriaxone, Céfuroxime). Une faible résistance a été observée pour la famille des polypeptides (Colistine) et l’association DiaminopyrimidinesSulfamides (SXT) avec respectivement 1 et 2 souches de ce sérovar résistantes. Nos résultats pour les phénicolés sont semblables à ceux obtenus par FOFANA (2004) et COMBARI (2014) qui ont noté respectivement 0 et 1 souche résistante au chloramphénicol. Ceci pourrait s’expliquer par le fait que ces molécules ne font pas partie des molécules couramment utilisées en aviculture des zones concernées par notre étude (DOSSO, 2014 ; TIECOURA, 2015). Le chloramphénicol est interdit d’emploi chez les animaux de production car aucune limite maximale de résidu n’est fixée dans les denrées d’origine animale pour cet antibiotique 62

(CHATAIGNER, 2004). Les céphalosporines (en particulier les spécialités administrées par voie orale plutôt que par voie injectable ; les céphalosporines de troisième et quatrième générations, la ceftriaxone) sont sur la liste des antibiotiques « critiques » et particulièrement générateurs de résistance bactérienne, donc leur utilisation doit être rigoureusement contrôlée (ANSM, 2013). Aucun antibiotique appartenant aux céphalosporines ou aux phénicolés n’est donc autorisé chez les volailles (TOKO, 2010).

La totalité des souches de S. Sandiego sont résistantes au Triméthoprime + sulfaméthoxazole, aux sulfonamides, à la tétracycline et à la doxycyline et 8 souches sur les 10 isolées sont résistantes à moins de 5 antibiotiques. Ces résultats sont légèrement différents de ceux avancés par COMBARI (2014) qui avait trouvé une résistance de ce sérovar pour les Triméthoprime + sulfaméthoxazole, la tétracycline et l’acide nalixidique. Etant donné que la doxycycline et les sulfamides ne faisaient pas partie des antibiotiques testés dans son étude nous pensons que nos résultats ne diffèrent que par les antibiotiques utilisés.

Le sérovar S. Poona a présenté un profil de résistance qui suscite des inquiétudes. En effet, 3 sur les 3 souches isolées de ce sérovar sont résistantes au Triméthoprime + sulfaméthoxazole, la fluméquine, aux sulfonamides, à la tétracycline et à la doxycyline. Au moins une souche parmi les trois a été résistante à la gentamicine, la streptomycine, la céfuroxime, l’ampicilline, le chloramphénicol et l’amoxicilline. Nos résultats sont nettement supérieurs à ceux obtenus par DIOUF (2006) qui avait eu, au Sénégal, une résistance à un seul antibiotique pour ce sérovar. Nous croyons que cette différence est due au niveau de développement, aux variations de pratiques avicoles et surtout à l’usage des antibiotiques en aviculture entre le Sénégal et la Côte d’Ivoire. D’autre part, Ce sérovar fait partie des sérovars en forte augmentation qui étaient, autrefois, rares en pathologie humaine aux Etats-Unis (QUINET, 2010), leur augmentation s’accompagnant par l’acquisition de résistance aux antibiotiques.

Deux sur trois souches du sérovar S. Agama isolées ont été résistantes à moins de 5 antibiotiques et la troisième n’a présenté aucune résistance. Ce sérovar a été caractérisé en 1956 comme un nouveau sérovar de Salmonella enterica à partir d’un lézard du genre agama (Agama agama) au Nigeria (COLLARD et al., 1957). Nos résultats pour ce sérovar rejoignent ceux décrits par BELARD et al. (2007), résultats selon lesquels, le sérovar était sensible aux βlactamines (ampicilline, cefotaxime, céfuroxime, ceftriaxone), aminosides (gentamicine), 63

carbapénèmes (imipénème), fluoroquinolones (ciprofloxacine), association triméthoprimesulfaméthoxazole et les quinolones (fosfomycine), mais résistant à la clarithromycine qui est une molécule appartenant à la famille des macrolides.

Les sérovars S. Mbandaka et S. Djugu ont présenté un faible pourcentage de résistance aux antibiotiques utilisés. Une souche de S. Mbandaka isolée a été résistante à la streptomycine tandis que l’autre souche, en plus de la streptomycine, a été résistante à trois antibiotiques que sont : Sulfonamides, tétracycline et doxycycline. Ce résultat est supérieur au résultat de COULIBALY et al. (2010) qui avaient trouvé 0% de résistance chez ce sérovar. La différence entre nos deux résultats pourrait s’expliquer par la différence des molécules utilisées dans les 2 études. Nous avons constaté la résistance des souches à la streptomycine alors que COULIBALY et al. (2010) n’avaient pas utilisé cette molécule dans leur étude. Aucune résistance pour ce sérovar n’a été observée pour les molécules que nos 2 études avaient en communs (l’ampicilline, la céfalotine, la gentamicine, et le chloramphénicol).

Aucune souche n’a montré de résistance à la nitrofurantoïne sur les 25 souches testées (seules 25 souches ont été testées à la nitrofurantoïne). Cette molécule, à l’instar du chloramphenicol et la furaltadone, est interdite chez les animaux de rente. Elles sont toutefois disponibles avec une autorisation de mise sur marché pour le chien.

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CHAPITRE III. RECOMMANDATIONS ET PERSPECTIVES III.1. RECOMMANDATIONS Au vu de nos résultats, il est important de formuler quelques recommandations s’adressant aux pouvoirs publics, aux vétérinaires et aux aviculteurs.

III.1.1. Recommandations aux pouvoirs publics L’Etat Ivoirien, a jusqu’ici fourni des efforts louables en matière de sécurité sanitaire.

Ceci notamment par la mise en place des textes réglementaires et des structures de santé publique comme l’INHP (Institut National d’Hygiène Publique), l’ORMICI,… Ce qui n’est pas le cas dans certains autres pays en voie de développement.

Eu égard aux résultats de notre étude, nous recommandons aux pouvoirs publics de : •

mettre en place une politique nationale qui réglemente l’usage des antibiotiques dans les élevages en général, et en aviculture en particulier. Cette politique doit intégrer dans son plan le retrait des antimicrobiens stimulateurs de croissance dans les aliments des volailles ;

•

encourager l’installation des vétérinaires en clientèle privée pour garantir une bonne couverture sanitaire et un meilleur suivi des éleveurs, afin de lutter contre l’automédication source de développement de l’antibiorésistance ;

•

renforcer le dispositif de suivi et de mise en application des directives des règlements communautaires pour l’autorisation de mise sur le marché et la surveillance des médicaments ;

•

accorder une place importante au contrôle des salmonelloses dans les élevages avicoles.

Les élevages situés dans les régions à forte prévalence ou dans des zones d’habitations doivent être soumis à un contrôle des salmonelles et des mesures doivent être prises en fonction de l’évolution épidémiologique.

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III.1.2. Recommandations aux vétérinaires Aux regards de nos résultats, nous recommandons aux vétérinaires de : •

mettre en place un système d’accompagnement des aviculteurs, à travers des formations et des sensibilisations, pour leur permettre de bien utiliser les médicaments vétérinaires et les encourager à abandonner l’automédication dans les élevages ;

•

préconiser un usage adéquat et raisonné des antimicrobiens : leur prescription doit être basée sur un diagnostic bien précis, idéalement validé par une analyse au laboratoire et suivi d’un antibiogramme. Certains antibiotiques comme la ceftriaxone et la colistine qui ont montré peu de résistance dans notre étude et qui figurent par ailleurs sur la liste des antibiotiques critiques, doivent être utilisés en seconde intention pour éviter la résistance à ces antibiotiques dits de recours ;

•

Promouvoir la surveillance nationale de la sensibilité aux antibiotiques des isolats d’origine animale et alimentaire. Cette surveillance devra concerner spécialement les antibiotiques dits de dernier recours comme la colistine et toutes les céphalosporines de troisième génération. Ceci pourra se faire par l’élaboration d’une base des données informatique centralisée qui permettra aux chercheurs et tous les acteurs de la santé animale et humaine de s’informer sur l’évolution de la résistance par rapport aux antibiotiques afin de les évaluer.

III.1.2. Recommandations aux aviculteurs Il est impératif d’intégrer dans leurs pratiques avicoles les mesures de biosécurité afin d’éviter l’apparition de certaines maladies dans les élevages, à l’origine de l’automédication qui est une pratique qu’il faut bannir pour un élevage qui s’inscrit dans le contexte du développement durable.

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III.2. PERSECTIVES Les résultats de notre étude peuvent servir d’ébauche pour une étude plus ambitieuse.

Cette étude pourra comparer d’une part, l’antibiorésistance des salmonelles d’origine aviaire et celles d’origine humaine en Côte d’Ivoire, et d’autre part, la prévalence des sérotypes de salmonelles et leur profil d’antibiorésistance dans la sous région. L’autre perspective pour cette étude concerne la mise en place d’un réseau ivoirien de surveillance des salmonelloses en santé publique et vétérinaire. La surveillance sera basée sur la notification obligatoire des cas d’intoxications alimentaires et les cas faisant suspecter les salmonelloses en aviculture. Enfin, des études pourront être faites pour rechercher les gènes de virulence, notamment pour les souches multirésistantes isolées dans cette étude. Par la suite, il conviendra de faire une étude sur les facteurs de risque associés à la transmission de ces bactéries multirésistantes à l’homme et étudier les supports génétiques impliqués dans ces résistances observées.

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CONCLUSION GENERALE La sécheresse de 1969 à 1974 et la politique d’autosuffisance alimentaire qui s’en est suivie dans les années 80, ont inspiré une filière avicole moderne et dynamique dans la République de Côte d’Ivoire. Actuellement, l’aviculture est pratiquée sur toute l’étendue du pays mais, les zones d’Abidjan et d’Agnibilékrou fournissent à elles seules 80% de la production en viande de poulet, et 90% en œufs de consommation.

Si les salmonelles constituent une menace à l’aviculture, la résistance aux antimicrobiens en est une autre qui pèse de plus en plus lourd, à la fois sur l’élevage et la santé publique. La capacité d’adaptation, ainsi que d’autres phénomènes de sélection croisée ou de co-sélection dont disposent les bactéries, font redouter la persistance de résistance même après l’abandon de l’utilisation de certains antibiotiques et nous incite à un usage raisonné de ces derniers.

La présente étude s’inscrivait dans le cadre d’un programme portant sur l’estimation de l’impact de l’usage des antibiotiques en aviculture sur la santé animale, la santé publique et l’économie des populations en Côte d’Ivoire. Elle a consisté à analyser les fèces en provenance des fermes périurbaines d’Abidjan et d’Agnibilékrou pour rechercher des souches de salmonelles d’origine aviaire afin d’étudier leur sensibilité aux antibiotiques. Les objectifs de ce travail étaient de déterminer le degré de contamination par les salmonelles des fermes localisées dans les deux principales zones d’aviculture en Côte d’Ivoire, puis le profil de leur sensibilité aux antibiotiques.

Pour atteindre ces objectifs, 231 échantillons de fientes de volailles ont été prélevés à partir de 124 fermes dont 78 sont localisées à Abidjan. Ils ont été analysés suivant la norme ISO 6579:2002/Amd 1: 2007. Les isolats ont été sérotypés au Centre National de Référence des salmonelles de l’Institut Pasteur de Dakar et le test de sensibilité aux antibiotiques a été réalisé suivant les recommandations du Comité de l’Antibiogramme de la Société Française de Microbiologie. Sur les 231 échantillons analysés, 36 souches de Salmonella Spp ont été isolées et sérotypées. Les 36 souches étaient issues de 32 échantillons provenant de 30 fermes différentes dont 19 à Abidjan. Le taux de contamination des fermes était de 24,19% (30/124) tandis que le taux d’isolement était de 13,85% (32/231). Une différence non significative a été observée entre les taux de contamination des fermes dans les 2 zones.

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Six sérovars différents ont été identifiés avec une répartition qui variait en fonction de la localité. Les 2 zones avaient en commun 3 sérovars que sont S. Kentucky, S. Agama et S. Poona. Les sérovars S. Djugu et S. Sandiego ont été retrouvés uniquement dans les échantillons en provenance des fermes d’Abidjan tandis que S. Mbandaka était uniquement retrouvé dans les échantillons prélevés à Agnibilékrou.

La sensibilité aux antibiotiques de ces 36 souches a été étudiée à l’exception d’un antibiotique de la famille des nitrofuranes (FTN) pour lequel seules 25 souches ont été testées.

D’une manière générale, une seule (01) souche a été sensible à tous les antibiotiques testés, alors que 47,22% (n=17) avaient une résistance contre 1 à 5 antibiotiques. Le reste, 50% (n=18), avait une résistance à plus de 5 antibiotiques. Une forte résistance à la doxycycline (94,4%), aux sulfonamides (86,1%) et à la tétracycline (86,1%) ont été observées. Un taux de résistance relativement supérieur à la moyenne a été enregistré pour la fluméquine (66,7%) alors que le taux de résistance moyen était noté pour la streptomycine (52,8%). La résistance la plus faible a été observée avec le chloramphénicol (2,8%), la colistine (2,8%) et la céfuroxime (5,6%). Aucune souche ne s’est révélée résistante à la ceftriaxone et la nitrofurantoïne.

A l’exception des nitrofuranes, au moins une salmonelle résistante a été observée pour chacune des autres familles d’antibiotiques utilisés. Les taux de résistance les plus faibles ont été observés avec les antibiotiques de la famille des polypeptides et les phénicolés (n=1). En revanche, les pourcentages de résistance les plus fortes ont été obtenus avec l’antibiotique de la classe des tétracyclines. Pour la famille des β-lactamines, une différence significative a été observée entre les antibiotiques de la classe des pénicillines et ceux de la classe des céphalosporines. Pour les pénicillines, nous avons noté que 33,3% et 44,4% des souches étaient résistantes respectivement à l’ampicilline et l’amoxicilline. Alors que pour les céphalosporines, aucune souche n’était résistante à la ceftriaxone (n=0) et 5,6% des souches étaient résistantes à la céfuroxime (n=2).

Les résultats de l’antibiogramme nous ont permis de constater des fluctuations de la résistance des souches en fonction de leur origine. De façon globale, toutes les souches ont présenté une forte résistance par rapport à la doxycycline avec toutefois une différence de pourcentage en fonction de leur origine. Les tests statistiques ont montré que cette différence était significative uniquement pour l’association triméthoprime-sulfaméthoxazole.

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Nous avons constaté que la résistance aux antibiotiques est variable d’un sérovar à un autre. Mais également, au sein d’un même sérovar, les différentes souches peuvent avoir des profils d’antibiorésistance différents. Les souches de S. Kentucky, S. Poona et S. Sandiego ont été toutes multirésistantes aux antibiotiques. Parmi les souches de S. Kentucky, une seule a été résistante à moins de 5 antibiotiques, douze (12) souches sont résistantes a plus de 8 antibiotiques.

La Côte d’Ivoire a fait sienne la politique de sécurité sanitaire des aliments. Mais, malgré beaucoup d’efforts louables déjà déployés, les résultats de notre étude montrent que des efforts restent à fournir pour atteindre les critères microbiologiques qui garantissent cette sécurité. Il est capital d’accentuer la surveillance de l’utilisation des antibiotiques, notamment dans la filière avicole, dans le but de prévenir l’augmentation de la résistance aux molécules récentes. Les pouvoirs publics, les responsables vétérinaires, les éleveurs et les consommateurs doivent travailler de concert pour limiter au maximum, en amont des stades de distribution et de consommation, l’acquisition de la résistance par les salmonelles et leur dissémination. Un suivi régulier et une sensibilisation sur les bonnes pratiques d’hygiène dans les élevages peuvent réduire ou freiner considérablement la propagation des salmonelles résistantes dans les élevages. Il revient à l’Etat de fournir tous les moyens nécessaires et efficaces aux centres et structures chargés de faire les analyses des aliments en général et d’origine aviaire en particulier.

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82

ANNEXE Annexe 1: Résistance des différents sérovars de Salmonella spp aux 14 antibiotiques testés Sérovars

Nbr

Antibiotiques

Récapitulatif

isolé

GMI FTN SXT UBN SUL TET DOX SMN CXM AMP CST CRO CHL AMX 0R 1-5R 5+R

S.Agama

3

0

0

0

0

0

0

2

0

1

0

0

0

0

1

1

2

0

S.Djugu

3

0

0

0

1

2

2

3

0

0

0

0

0

0

2

0

3

0

14

0

2

14

15

15

15

14

0

11

1

0

0

12

0

1

14

S.Mbandaka 2

0

0

0

0

1

1

1

2

0

0

0

0

0

0

0

2

0

3

2

0

3

3

3

3

3

1

0

1

0

0

1

1

0

1

2

S.Kentucky

S.Poona

15

S.Sandiego

10

1

0

10

6

10

10

10

2

1

0

0

0

0

0

0

8

2

Total

36

17

0

15

24

31

31

34

19

2

12

1

0

1

16

1

17

18

i

Annexe 2 : Tableau comparatif des profils de résistance des sérovars isolés dans les élevages avicoles des zones d’Abidjan et Agnibilékrou.

Sérovars isolés à Abidjan

N

Sérovars isolés à Agnibilékrou

N

DOX- CXM-AMX

1

DOX

1

-

0R

1

S.

-

SUL-TET-DOX-SMN

1

Mbandaka

-

SMN

1

S. Agama

DOX

1

-

SUL-TET-DOX-AMX

1

-

UBN- SUL-TET-DOX-AMX

1

-

S.

GMI-SXT-UBN-SUL-TET-DOX-SMN-AMP-AMX

1

GMI-UBN-SUL-TET-DOX-SMN-AMP-AMX

4

Kentucky

GMI-UBN-SUL-TET-DOX-SMN-AMP-AMX

6

SUL-TET-DOX-CST

1

GMI-UBN-SUL-TET-DOX-SMN-AMX

1

GMI-UBN-SUL-TET-DOX-SMN

2

SXT-UBN-SUL-TET-DOX

1

GMI-SXT-UBN-SUL-TET-DOX-SMN-AMP-CHL

1

-

-

GMI-SXT-UBN-SUL-TET-DOX-AMX

1

SXT-UBN-SUL-TET-DOX

4

-

-

SXT-SUL-TET-DOX

4

-

-

SXT-UBN-SULF—TET-DOX-SMN-CXM

1

-

-

GMI-SXT-UBN-SUL-TET-DOX-SMN

1

-

-

S. Djugu

S. Poona

S. Sandiego

ii

SERMENT DES VETERINAIRES DIPLÔMES DE DAKAR « Fidèlement attaché aux directives de Claude BOURGELAT, fondateur de l’Enseignement Vétérinaire dans le monde, je promets et je jure devant mes Maîtres et mes Aînés : D’avoir en tous moments et en tous lieux le souci de la dignité et de l’honneur de la profession Vétérinaire ; D’observer en toutes circonstances les principes de corrections et de droiture fixés par le code de déontologie de mon pays ; De prouver par ma conduite, ma conviction, que la fortune consiste moins dans le bien que l’on a, que dans celui que l’on peut faire ; De ne point mettre à trop haut prix le savoir que je dois à la générosité de ma patrie et à la sollicitude de tous ceux qui m’ont permis de réaliser ma vocation.

Que toute confiance me soit retirée s’il advient que je me parjure »

PREVALENCE ET ANTIBIORESISTANCE DES SALMONELLES DANS LES ELEVAGES AVICOLES DES ZONES D’ABIDJAN ET D’AGNIBILEKROU (COTE D’IVOIRE Résumé En aviculture, le développement de la résistance chez les bactéries responsables des zoonoses comme les salmonelles est à surveiller dans le contexte d’une approche de santé publique globale. A l’inverse des pays industrialisés, la surveillance des salmonelles et leur antibiorésistance en élevages ne sont pas obligatoires et ne font donc pas objet d’un suivi régulier en Afrique. Cette étude intervient en ce sens pour combler ces lacunes. L’objectif de cette étude est de déterminer la prévalence de la contamination des élevages avicoles par les salmonelles antibiorésistantes dans les zones d’Abidjan et d’Agnibilékrou en Côte d’Ivoire.

Pour ce faire, 231 échantillons de fientes de volailles ont été prélevés à partir de 124 fermes dont 78 sont localisées à Abidjan. Ils ont été analysés suivant la norme ISO 6579:2002/Amd 1: 2007. Le sérotypage a été effectué au Centre National de Référence des salmonelles de l’Institut Pasteur de Dakar et le test de sensibilité aux antibiotiques suivant les recommandations du Comité de l’Antibiogramme de la Société Française de Microbiologie. Les résultats ont montré un taux de contamination des fermes de 24,19% (30/124) tandis que le taux d’isolement était de 13,85% (32/231). Trente six (36) souches de salmonelles ont été isolées avec six sérovars que sont : S. Kentucky (n=15), S. Sandiego (n=10), S. Djugu (n=3), S. Agama (n=3), S. Poona (n=3) et S. Mbandaka (n=2). Une seule (01) souche a été sensible à tous les antibiotiques testés, alors que 47.22% (n=17) et avaient une résistance contre 1 à 5 antibiotiques. Le reste, 50% (n=18), avait une résistance à plus de 5 antibiotiques. Des fortes résistances à la doxycycline (94,4%), aux sulfonamides (86,1%) et à la tétracycline (86,1%) ont été observées.

Des recommandations ont été faites sur la base des résultats obtenus.

Mots clés : Salmonelle, Sérovar, Antibiorésistance, Volaille, Côte d’Ivoire Auteur : NIMBONA Félix Email : felix.nimbona@yahoo.fr

Tél : 00221 77 8829688 (Dakar)

BP 640 BUJUMBURA/Isale/ Zone Nyambuye /Tél : +257 71103500