Kiswend-sida Mikhaïlou DERA by Ecole Inter-Etats des Sciences et Médecine Vétérinaires (EISMV Dakar)

UNIVERSITE CHEIKH ANTA DIOP DE DAKAR ************ ECOLE INTER-ETATS DES SCIENCES ET MEDECINE VETERINAIRES DE DAKAR (E.I.S.M.V)

ANNEE: 2016

N°13

EVALUATION DE LA METHODE FAMACHA POUR LE DIAGNOSTIC DE L’ANEMIE CLINIQUE DUE AUX STRONGYLOSES GASTROINTESTINALES CHEZ LES OVINS DJALLONKE AU BURKINA FASO

THESE Présentée et soutenue publiquement le Mercredi 08 Juin 2016 à 15 heures devant la Faculté de Médecine, de Pharmacie et d’Odontologie de Dakar Pour obtenir le grade de DOCTEUR EN MEDECINE VETERINAIRE (DIPLOME D’ETAT) Par : Kiswend-sida Mikhaïlou DERA Né le16 Septembre 1992 à Ouagadougou (Burkina Faso) JURY Président :

M. Djibril FALL Professeur à la Faculté de médecine, Pharmacie et d’Odontologie

Co-Directeur et rapporteur de Thèse :

M. Oubri Bassa GBATI Maitre de Conférences Agrégé à l’EISMV de Dakar

Membre :

M. Yalacé Yamba KABORET Professeur titulaire à l’E.I.S.M.V. de Dakar

Directeur de Thèse:

Docteur Amadou TRAORE Maître de Recherche, INERA, (CNRST)

« Par la grâce de Dieu, je suis ce que je suis, et sa grâce envers moi n’a pas été vaine ; loin de là, j’ai travaillé plus qu’eux tous, non pas moi toutefois, mais la grâce de Dieu qui est en moi » 1 Corinthiens 15 v 10

DEDICACES A l’Eternel des armées, mon Dieu, mon Roi Tendre père éternel merci pour la vie, pour la santé, pour ton soutien durant ces années. C’est grâce à toi que je suis arrivé jusque-là. Seigneur malgré la difficulté et l’adversité, tu as été à mes côtés et toujours fidèle en répondant à mes prières. Merci pour toutes tes grâces. Reçoit la louange et l’adoration qui te sont dues dans les siècles des siècles. Amen A mon Père, J’ai pu apprendre de vous, des vertus telles que la confiance en soi, l’ardeur au travail, l’amour du travail bien fait. Merci pour cette éducation « à la militaire », stricte, qui a fait de moi ce que je suis. Très souvent on vous en voulait car nous vous trouvions trop dure, mais maintenant je vois que tout cela était pour forger en moi ce mental de conquérant. Trouvez en ce document le fruit de votre travail. A ma Mère, Maman les mots me manquent pour vous exprimer ma gratitude. L’amour et la tendresse dont j’ai bénéficié à vos côtés m’ont été indispensables non seulement pour la réussite de mes études mais aussi et surtout pour la réalisation de ce travail. Merci pour vos encouragements sans faille tout au long de ces années difficiles, qui m’ont permis de voir enfin le bout du tunnel. Ce travail est la récompense de vos nombreux sacrifices. A mon Grand frère, Roland Tu as toujours été pour moi l’exemple à suivre, tant bien sur le terrain de football que dans la vie. Tes multiples conseils, encouragements et prières m’ont toujours remonté et permis de surpasser de nombreuses difficultés. Saches que tous tes efforts ne seront pas vains et que ce document en est déjà la preuve.

A ma Grande sœur, Lieutenant DERA Merci sister pour ton immense soutien. Depuis le primaire jusqu’à l’obtention du bac, j’ai beaucoup appris de toi car étant très souvent ensemble. J’ai toujours vu en toi une femme battante, qui obtient toujours ce qu’elle voulait, même avec Papa. Tu as su me transmettre ta joie de vivre et ton humanisme. Merci pour ton soutien multiple surtout ces dernières années. D’ici que je t’offre la voiture que je t’ai promise, trouves en ce document le fruit de tes nombreux efforts. A mes petits frères et sœurs, Bouba, Leila et Ranyah Ces dernières années, je n’ai pas toujours été là pour vous, mais vous n’avez point cessez de m’encourager et de me soutenir. Cela dénote de la grande affection que vous avez pour moi. Soyez réconfortés par ce document, le meilleur reste à venir. A mon oncle Dr DERA et à sa famille Merci tonton de m’avoir encouragé à suivre tes pas dans la profession vétérinaire. Comme promis, on est devenu collègue. Saches que tes efforts ne seront pas vains. A mes Grands-parents, maternels et paternels, merci pour vos prières et bénédictions. A tous mes Oncles et Tantes, merci pour vos soutiens et conseils, ce travail est le vôtre. A mes cousins et cousines, Au Colonel Cheikh Amadou Tidiane Touré et toute sa famille Merci de m’avoir accueilli dans votre famille comme votre fils. Par vous, j’ai vraiment senti la téranga sénégalaise dont on parle tant. Puisses le tout puissant vous rendre au centuple tout ce que vous avez fait pour moi.

iii

A mes promotionnaires burkinabès, Yoda Wilfried, Aristide KABORE, Dieudonné ILLY, Arnaud TAPSOBA et Hélène YAMEOGO, malgré que je sois le plus jeune, vous m’avez considéré comme votre égal et ne m’avez point exclut. Merci pour vos multiples conseils et encouragements. Puisses Dieu permettre que les liens que nous avons tissés perdurent encore très longtemps. A mes promotionnaires de la 43ième promotion, Nous avons formé une famille et nous nous sommes serrés les coudes du début jusqu’à la fin. Merci pour votre amitié et l’ambiance joyeuse dans laquelle nous avons travaillé. A Paterne Faga, plus qu’un ami, tu es devenu comme un frère pour moi. Merci pour ces nombreuses années de complicité aussi bien sur le terrain qu’en dehors. Tu seras toujours pour moi le plus fort. A ma plus belle trouvaille, mon émeraude Gisèle Comme un rayon de soleil, tu as su donner la lueur qui a éclairé mes voies depuis notre rencontre. Ta présence m’a toujours apporté soutien, confiance et surtout beaucoup de joie de vivre et de bonheur. Je n’ai pas toujours été droit, mais ta patience, ta compréhension et surtout ton amour a toujours fait chaviré mon cœur et le ramener sur le droit chemin. Soit rassurée de mon amour et de ma profonde gratitude pour tous tes sacrifices. A mes amis du véto Paterne, Yoda, Aristide, Jules, Dieudo, Arnaud, Hélène, Bibo, Vamara, Marie Reine, Tulgeat, Singa, Anicet, Penoukou, Abass, Sahidi, Khady, Ndiaye, Kébé, Franck, Brice, Annita, Mariam, Nadège, Ruffine, Nda, Soul, Boulkass, Gnali, et tous ceux que je ne pourrai citer de peur d’en oublier des noms A mes amis du quartier Miguel, Privat, Alex, Emi, Appo, Dr Bouda, Dr Annaêl, Pierre, Jean Marie, Bognini, A mes amis de Ouaga, Osé, Daniel, Jacques, Jacob, Yannick, Hyacinthe, Héma, Mounir, Ibra, Parfait, Jean Michael, Théophile, Bingo, Dérick, Jeanine, Fabrice,

A mes footballeurs Paterne, Yoda, Bibo, Brice, Kadré, Penoukou, Bakary, Adrien, Daniel, Mouslim, Boulkassim, Kassé, Kourtou, A ma promotion 2010 de la Tle D du Collège Protestant de Ouagadougou (CPO), A mes frères de la famille lumière, Parfait, Théophile, Jean-Michael, Solange A l’Eglise des Assemblées de Dieu de Pikine, pasteur Abel Ouedraogo et sa femme, Caleb, Mika, Moïse, Pierre, Hamidou, Lauraine Au temple Evangélique de Dakar, pasteurs Joel DIOUF et Kwessi GUNN, merci pour vos enseignements qui nous ont toujours fortifié, puisses Dieu continuer à œuvrer à travers vous et bénir votre ministère. A la Jeunesse du Temple Evangélique (JTE), jeunes gens, « FIRE » A la famille PAUL, ex famille ASER et son adorable maman Monica Au GBU Véto A la 43ième Promotion A notre professeur accompagnateur, le Professeur Yalacé Yamba KOBORET Directeur Général de l’EISMV. A notre parrain, Idrissa NASSA Directeur Général de Coris Bank International A l’Amicale des Etudiants Vétérinaires Burkinabè de Dakar (AEVBD) A tous mes cadets de l’EISMV, Que le seigneur vous donne le courage et la santé afin que vous puissiez y arriver. A l’Amicale des Etudiants Vétérinaires de Dakar (AEVD) A mes filleuls de l’EISMV Kadré et Gilbert A tous ceux que j’ai omis de citer, sachez que ce travail est le vôtre.

A mon pays le Burkina Faso Au Sénégal mon pays hôte

REMERCIEMENTS Nous adressons nos sincères remerciements et notre profonde gratitude : A DIEU, le tout puissant pour nous avoir accordé la santé et la force nécessaire à l’accomplissement de ce travail ; A toutes la grande famille DERA et COMPAORE pour l’éducation et l’assistance A mes oncles et tantes maternels et paternel ; Au Professeur Yalacé Yamba KABORET Directeur Général de l’EISMV pour ses conseils et son soutien ; Au Professeur Germain Jérôme SAWADOGO et au Dr Adama SOW pour leurs conseils et leurs soutiens ; A tous nos maîtres de l’EISMV pour la qualité des enseignements reçus ; A tout le personnel administratif, technique et de service de l’EISMV ; A Nos encadreurs : pour leurs conseils et leurs soutiens : Pr Yalacé Yamba KABORET, Directeur Général de l’EISMV Pr Hamidou Hamadou TAMBOURA Pr Oubri Bassa GBATI Dr Amadou TRAORE Dr Dieudonné L. DAHOUROU Au Professeur Hamidou Hamadou TAMBOURA, pour l’attention et la grande disponibilité accordée à notre travail, ce fut un réel plaisir de travailler à votre côté, de bénéficier de vos qualités scientifiques et de côtoyer votre grande modestie et humanisme sans mesure. vii

Au Dr Adama TRAORE pour la confiance qu’il m’a accordée en acceptant de m’encadrer, j’ai beaucoup appris en rigueur scientifique et en qualité du travail bien fait ; Au Technicien du Département des Productions Animales de l’IN.E.R.A Moumouni SANOU pour sa contribution lors des sorties sur le terrain. Aux personnels du Laboratoire National de l’Elevage du Ministère des Ressources Animales pour l’accueil et le soutien dont j’ai été l’objet durant mon séjour dans leur Laboratoire. A Mr SANOU merci pour votre aide, votre disponibilité et votre contribution dans la réalisation de ce travail, que le seigneur vous le rende au centuple ; A Mme DIOUF, pour son aide ; AU Dr TRAORE, Dr MINOUNGOU, Dr ZABRE, Dr Khady SENGHOR pour les moments de stage ; A mes ainés de l’EISMV Dr TIALLA, Dr SIE, Dr PARE, Dr ZERBO, Dr DICKO, Dr TAPSOBA, Dr GUIGMA, Dr DAHOUROU, Dr OUEDRAOGO, Dr ZABRE, Dr ZOUGBARE, Dr COMBARI, Dr ROUAMBA, Dr TRAORE, Dr ILBOUDO, Dr OUANDAOGO Hamidou, Dr SAVADOGO, Dr BAZIMO, Dr ZEBA, Dr KAMBOULOUGOU, Dr YODA, Dr KABORE ; A Mr OUEDRAOGO Philipe chef du service vétérinaire de la zone d’Aménagement Pastoral de Gaongho, merci pour l’encadrement technique reçu. A tous ceux qui ont apporté leur contribution pour l’établissement de ce document, Bruno, Idrissa, Arnaud, Yoda, Aristide, Vamara, Au Parrain de la 43ème promotion, Mr Idrissa NASSA A la 43ème promotion A tous mes amis burkinabés de Dakar viii

Au GBU Véto A l’Eglise évangélique de Dakar, et surtout à la Jeunesse A tous mes amis A l’AEVD A l’AEVBD A l’Ambassade du Burkina Faso A tous ceux qui de loin ou de près ont contribué à la réalisation de ce document.

A NOS MAÎTRES ET JUGES

A notre Maître et Président de Jury, Monsieur Djibrill FALL Professeur à la faculté de Médecine, de Pharmacie et d’Odontologie de Dakar C’est un grand privilège que vous nous faites en président notre jury de thèse. Votre approche cordiale et la facilité avec laquelle vous avez répondu favorablement à notre sollicitation nous ont marqué. Soyez assuré, honorable président, de notre profonde reconnaissance. Veillez accepter nos respectueuses considérations.

A notre Maître, Co-Directeur et rapporteur de thèse, Monsieur Oubri Bassa GBATI Maître de conférences Agrégé à l’EISMV de Dakar

Vos qualités intellectuelles et humaines ont guidé notre choix sur votre service pour la préparation de notre thèse. Vos qualités humaines et votre rigueur scientifiques forcent notre admiration. Nous prions Dieu qu’il vous garde longtemps et vous donne la force de continuer dans votre travail. Trouvez ici, l’expression du grand respect et de toute notre reconnaissance pour cet insigne privilège que vous nous faites en acceptant d’encadrer et de rapporter ce travail.

A notre Maître et juge Monsieur Yalacé Yamba KABORET Professeur à l’EISMV de Dakar La spontanéité avec laquelle vous avez accepté de juger ce travail malgré votre emploi du temps très chargé témoigne de vos qualités intellectuelles et humaines qui nous ont toujours marqué. Le temps passé à votre côté nous a permis de connaitre un homme, travailleur, infatigable et simple. Ces nombreuses qualités qui vous caractérisent vous ont permis d’occuper ce prestigieux mais très responsable poste de Directeur Général de l’EISMV. Veillez trouver ici l’expression de la profonde gratitude et l’admiration que nous vous portons.

A notre Maître et Co-Directeur de thèse Monsieur Amadou TRAORE Maître de Recherche, INERA, (CNRST) C’est avec plaisir que nous avons accepté de nous guider tout au long de nos travaux au sein de l’INERA. Le temps de stage passé à vos côtés nous ont permis de connaitre un homme travailleur, rigoureux et généreux. Puisses Dieu vous aider dans vos ambitions.

A notre Maître et Encadreur de thèse Monsieur Dieudonné Labani DAHOUROU Attaché Temporaire d’Enseignement et de Recherche à l’EISMV de Dakar C’est avec une rigueur scientifique, un dynamisme, une disponibilité constante et l’amour du travail bien fait que vous avez encadré ce travail. Puisses Dieu vous offrir une belle carrière. Veillez trouver ici l’expression de nos sincères remerciements et notre profonde gratitude.

« Par délibération la Faculté de Médecine, de Pharmacie et d’OdontoStomatologie et l’Ecole InterEtats de Sciences et Médecine Vétérinaires de Dakar ont décidé que les opinions émises dans les dissertations qui leur seront présentées, doivent être considérées comme propres à leurs auteurs et qu’elles n’entendent donner aucune approbation ni improbation »

xii

SIGLES ET ABREVIATIONS CEEELCP

Contribution de l’élevage à l’économie et à la lutte pauvreté

CONEDD

Conseil National pour l’Environnement et le Développement Durable

Coefficient de Variation

DEP

Direction

e.s

Erreur standard

fam

Famacha

GMQ

Gain Moyen Quotidien

Hématocrite

Ht28

Hématocrite à J28

Ht35

Hématocrite à J35

lnOPG :

Logarithme népérien de l’OPG

lnOPG28 :

Logarithme népérien de l’OPG à J28

lnOPG35 :

Logarithme népérien de l’OPG à J35

MAH

Ministère de l’Agriculture et de l’Halieutique

Max

Maximum

Min

Minimum

MMC

Moyenne des moindres carrés

MRA

Ministère des Ressources Animales

Nord

Nombre

OPG

Œufs Par Gramme

OPG28

Œufs Par Gramme à J28

OPG35

Œufs Par gramme à J35 xiii

contre la

PAPISE

Plan d’Action et Programme d’Investissement du Soussecteur de l’Elevage

Potentiel Hydrogène

PIB

Produit Intérieur Brut

PNDE

Programme National de Développement de l’Elevage

PRAPS

Projet Régional d’Appui au Pastoralisme au Sahel

Poids Vif

PV28

Poids Vif à J28

PV35

Poids Vif à J35

Sensibilité

Spécificité

VPN

Valeur Prédictive Négative

VPP

Valeur Prédictive Positive

xiv

LISTE DES FIGURES Figure 1

: Mouton peulh ou sahélien ..................................................................... 8

Figure 2

: Mouton de race djallonké ..................................................................... 8

Figure 3

: Mouton de race mossi ........................................................................... 9

Figure 4

: Localisation agroécologique des races de petits ruminants au Burkina Faso ....................................................................................... 10

Figure 5

: Répartition des petits ruminants par région en 2012 .......................... 13

Figure 6

: Principales causes de mortalité chez les petits ruminants .................. 19

Figure 7

: Cycle biologique général des Trichostrongles gastro-intestinaux chez les ovins ...................................................................................... 24

Figure 8

: Grille d’évaluation du Dag scoring .................................................... 34

Figure 9

: Carte FAMACHA ............................................................................... 47

Figure 10

: Mise en évidence de la muqueuse oculaire ........................................ 48

Figure 11

: Comparaison de la couleur de la muqueuse oculaire avec la carte FAMACHHA ..................................................................................... 48

Figure 12

: Carte de la zone d'étude ...................................................................... 55

Figure 13

: Moutons étudiés .................................................................................. 55

Figure 14

: Matériel de pesée ................................................................................ 56

Figure 15

: Matériel de prélèvement de sang et matières fécales ......................... 56

Figure 16

: Prélèvement de matières fécales ......................................................... 57

Figure 17

: Balance sartorius ................................................................................. 57

Figure 18

: Spatules, tamis, bécher ....................................................................... 57

Figure 19

: Microscope optique ............................................................................ 57

Figure 20

: Centrifugeuse à Hématocrite .............................................................. 58 xv

Figure 21

: Plasticine ............................................................................................. 58

Figure 22

: Hématimètre ....................................................................................... 58

Figure 23

: Prélèvements sanguins ........................................................................ 58

Figure 24

: Identification des animaux.................................................................. 60

Figure 25

: Déparasitage des animaux .................................................................. 60

Figure 26

: Technique de pesée ............................................................................. 60

Figure 27

: Prélèvement de fèces .......................................................................... 62

Figure 28

: Trituration des fèces dans une solution de NaCl ................................ 62

Figure 29

: Observation sur lame Mac Master au microscope.............................. 62

Figure 30

: Grille de notation FAMACHA ........................................................... 62

Figure 31

: Fréquence du score FAMACHA à chaque date d'évaluation ............. 68

xvi

LISTE DES TABLEAUX

Tableau I

: Répartition des ménages en fonction des types d’élevage par espèce d’animaux de la filière bétail viande .................................................................................... 5

Tableau II

: Paramètres zootechniques des petits ruminants.................. 11

Tableau III

: Evolution des effectifs des ovins par région de 2007 à 2011..................................................................................... 12

Tableau IV

: Evolution des effectifs de petits ruminants vaccinés de 2007 à 2011 ......................................................................... 20

Tableau V

: Classification

des

parasites

responsables

des

principales strongyloses chez les ovins. ............................. 22 Tableau VI

: Localisation et description des différentes espèces ............ 23

Tableau VII

: Principaux anthelminthiques utilisés .................................. 40

Tableau VIII

: Recettes traditionnelles préconisées au Burkina Faso par les tradipraticiens dans le traitement des parasitoses digestives des petits ruminants ........................................... 43

Tableau IX

: Corrélation entre la note FAMACHA et l’Hématocrite ..... 49

Tableau X

: Conduite à tenir en fonction de la note FAMACHA .......... 50

Tableau XI

: Statistiques descriptives de l'OPG et de l'hématocrite en fonction du temps ........................................................... 66

Tableau XII

: Valeurs

moyennes

ajustées

(±

écart

type)

l’hématocrite et de l’OPG en fonction du sexe, du temps et de l'interaction sexe*temps. ................................. 67

xvii

Tableau XIII

: Variation du score FAMACHA dans le temps chez les mâles et les femelles ........................................................... 69

Tableau XIV

: Evolution

score

FAMACHA

associée

l’hématocrite(Ht), l’OPG et du poids vif (PV) en fonction du temps................................................................ 70 Tableau XV

: Score FAMACHA associé à l'OPG .................................... 71

Tableau XVI

: Score FAMACHA associé à l'hématocrite ......................... 72

Tableau XVII

: Corrélation entre les différents paramètres ......................... 73

Tableau XVIII : Coefficient de corrélation de Pearson entre le poids vif, l’OPG, la transformation logarithmique de l’OPG [lnopg=(opg+25)],

l’hématocrite

score

FAMACHA obtenues à J28 et J35 après le déparasitage des animaux. ....................................................................... 75 Tableau XIX

: Prévalence, sensibilité, spécificité, VPP et VPN associées à un seuil d’hématocrite = 19 et de note FAMACHA ≥ 3 .................................................................. 77

Tableau XX

: Prévalence, sensibilité, spécificité, VPP et VPN associées à un seuil d’hématocrite = 19 et de note FAMACHA ≥ 4 .................................................................. 77

Tableau XXI

: Tableau : Prévalence, sensibilité, spécificité, VPP et VPN associées à un seuil d’hématocrite = 20 et de note FAMACHA ≥ 3 .................................................................. 78

Tableau XXII

: Tableau : Prévalence, sensibilité, spécificité, VPP et VPN associées à un seuil d’hématocrite = 20 et de note FAMACHA ≥ 4 .................................................................. 78

xviii

Tableau XXIII : Prévalence, sensibilité, spécificité, VPP et VPN associées à un seuil d’hématocrite = 21 et de note FAMACHA ≥ 3 .................................................................. 79 Tableau XXIV : Tableau : Prévalence, sensibilité, spécificité, VPP et VPN associées à un seuil d’hématocrite = 21 et de note FAMACHA ≥ 4 .................................................................. 79 Tableau XXV

: Prévalence, sensibilité, spécificité, VPP et VPN associées à un seuil d’hématocrite = 22 et de note FAMACHA ≥ 3 .................................................................. 80

Tableau XXVI : Prévalence, sensibilité, spécificité, VPP et VPN associées à un seuil d’hématocrite = 22 et de note FAMACHA ≥4 ................................................................... 80

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TABLE DES MATIERES

INTRODUCTION .................................................................................................................... 1 PREMIERE PARTIE : SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE .............................................. 4 Chapitre I : Généralités sur l’élevage ovin au Burkina Faso ...................................................... 5 I.

Caractéristiques de l’élevage ovin au Burkina Faso ........................................................... 5 1. Systèmes d’élevage des ovins ........................................................................................... 5 1.1. Système traditionnel .................................................................................................. 5 1.1.1. La transhumance ................................................................................................. 6 1.1.2. Le sédentarisme .................................................................................................. 6 1.1.3. Le nomadisme ..................................................................................................... 6 1.2. Système moderne ....................................................................................................... 7 2. Principales races ovines au Burkina Faso ......................................................................... 7 3. Répartition du cheptel ovin au BF .................................................................................. 11

II. Importance et potentialités de l’élevage au Burkina Faso................................................. 13 III. Contraintes de l’élevage au Burkina Faso ......................................................................... 15 1. Contraintes techniques .................................................................................................... 15 1.1. Contraintes alimentaires .......................................................................................... 15 1.2. Contraintes génétiques ............................................................................................. 16 1.3. Contraintes commerciales ........................................................................................ 16 2. Contraintes institutionnelles, politiques et juridiques ..................................................... 17 3. Contraintes socio-économiques ...................................................................................... 18 4. Contraintes environnementales ....................................................................................... 18 5. Contraintes sanitaires ...................................................................................................... 19 Chapitre II : Strongyloses gastro-intestinales chez les ovins ................................................... 21 I.

Généralités......................................................................................................................... 21

II. Strongles gastro-intestinaux des ovins .............................................................................. 21 1. Classification .................................................................................................................. 21 2. Description des parasites ................................................................................................ 23 3. Biologie et cycle évolutif ................................................................................................ 24 III. Epidémiologie ................................................................................................................... 25 1. Sources de parasites ........................................................................................................ 25 xx

2. Mode d’infestation .......................................................................................................... 26 3. Résistance des parasites .................................................................................................. 27 4. Facteurs de réceptivité et de sensibilité .......................................................................... 27 5. Causes favorisantes ......................................................................................................... 29 IV. Aspects cliniques et lésionnels .......................................................................................... 30 1. Pathogénie ....................................................................................................................... 30 2. Symptômes ...................................................................................................................... 31 3. Lésions ............................................................................................................................ 32 V. Diagnostic des parasitoses gastro-intestinales des ovins .................................................. 33 1. Diagnostic de terrain ....................................................................................................... 33 1.1. Diagnostic épidémio-clinique .................................................................................. 33 1.2. « Dag scoring » ........................................................................................................ 33 1.3. Gain moyen quotidien (GMQ)................................................................................. 34 2. Diagnostic de laboratoire ................................................................................................ 34 2.1. Méthodes directes : la coprologie ............................................................................ 34 2.2.1. Examen coproscopique ..................................................................................... 34 2.1.1.1. Méthodes de coprologie qualitative ............................................................ 35 2.1.1.1.1. Sédimentation ....................................................................................... 35 2.1.1.1.2. Flottation............................................................................................... 35 2.1.1.2. Méthodes de coprologie quantitative .......................................................... 35 2.2.2. Coproculture ..................................................................................................... 36 2.2. Méthodes indirectes ................................................................................................. 36 2.2.1. Dosages sériques ............................................................................................... 36 2.2.2. Diagnostic immunologique ............................................................................... 37 3. Diagnostic nécropsique ................................................................................................... 38 VI. Lutte contre les strongles gastro-intestinaux des ovins ..................................................... 38 1. Principe de la lutte .......................................................................................................... 38 2. Lutte moderne ................................................................................................................. 38 2.1. Principaux anthelminthiques utilisés ....................................................................... 39 2.2. Résistances de strongles aux anthelminthiques utilisés ........................................... 41 3. Lutte traditionnelle .......................................................................................................... 41 4. Prévention agronomique ................................................................................................. 44 Chapitre III : Diagnostic de l’anémie clinique due aux parasites gastro-intestinaux par la méthode FAMACHA ............................................................................................................... 45 xxi

Généralités......................................................................................................................... 45

II. Contexte nécessitant son application ................................................................................ 46 1. Conditions climatiques ................................................................................................... 46 2. Espèces ............................................................................................................................ 46 III. Application ........................................................................................................................ 46 1. Evaluation clinique ......................................................................................................... 46 2. Instruction d’utilisation de la table FAMACHA ............................................................ 47 3. Corrélation entre la note FAMACHA et l’hématocrite .................................................. 49 4. Conduite à tenir ............................................................................................................... 49 5. Avantages et inconvénients de la méthode FAMACHA ................................................ 50 5.1. Avantages ................................................................................................................ 50 5.2. Inconvénients ........................................................................................................... 51 DEUXIEME PARTIE : ETUDE EXPERIMENTALE ...................................................... 53 Chapitre I : MATERIEL ET METHODE ................................................................................ 54 I.

Zone d’étude...................................................................................................................... 54

II. Matériel ............................................................................................................................. 55 1. Matériel biologique ......................................................................................................... 55 2. Matériel de pesée ............................................................................................................ 56 3. Matériel de prélèvement des fèces et du sang ................................................................. 56 4. Matériel et réactifs de laboratoire ................................................................................... 57 4.1. Matériel de coprologie ............................................................................................. 57 4.2. Matériel du score FAMACHA ................................................................................ 58 4.3. Matériel pour l’hématocrite ..................................................................................... 58 III. Méthodologie .................................................................................................................... 59 1. Expérimentation sur les animaux .................................................................................... 59 1.1. Echantillonnage et Choix des animaux .................................................................... 59 1.2. Protocole expérimental ............................................................................................ 59 2. Technique de pesée des animaux .................................................................................... 60 3. Technique de coprologie ................................................................................................. 61 4. Technique de FAMACHA .............................................................................................. 62 5. Technique de l’hématocrite ............................................................................................ 63 IV. Traitement des données ..................................................................................................... 64 Chapitre II : RESULTATS ....................................................................................................... 66 1. OPG et Hématocrite ........................................................................................................ 66 xxii

2. Score FAMACHA .......................................................................................................... 68 3. Coefficient de corrélation de Pearson ............................................................................. 73 4. Détermination de la sensibilité et de la spécificité de la méthode FAMACHA ............. 76 Chapitre III : Discussion et recommandations ......................................................................... 82 I.

Discussion ......................................................................................................................... 82 1. Elément de méthodologie ............................................................................................... 82 2. Paramètres phénotypiques .............................................................................................. 83 3. Score FAMACHA .......................................................................................................... 84 4. Corrélations ..................................................................................................................... 85 5. Sensibilité et spécificité .................................................................................................. 86

II. Recommandations et Perspectives .................................................................................... 88 CONCLUSION ....................................................................................................................... 90 BIBLIOGRAPHIE ................................................................................................................. 93 ANNEXES ............................................................................................................................. 101 ANNEXE I : Fiche de prélèvements de sang et de fèces ANNEXE II : Fiche de collecte des données ANNEXE III : fiche de parasitologie ANNEXE IV : fiche d’hématocrite ANNEXE V : Détails de certains parasites adultes décrits

xxiii

INTRODUCTION L’élevage au Burkina Faso joue un rôle très important dans l’économie. Il constitue la deuxième ressource du secteur primaire et contribue à 27,2% de la valeur ajoutée. Il est le second pilier du développement socio-économique du Burkina Faso, contribuant pour 12% du PIB. Il figure également au second rang des recettes des exportations avec 26%, soit 35 milliard de F CFA (MRA, 2008). Le cheptel ovin est numériquement important avec environ 8 490 513 têtes en 2011 (MRA, 2012). Ces ovins jouent un rôle important tant sur le plan économique que socio-culturel. En effet, sur le plan économique, ils constituent une importante source financière aussi bien pour les populations rurales par la vente, que pour l’économie nationale en contribuant pour 11,7% de la part de la participation de l’élevage au PIB en 2008 (MRA, 2008). Sur le plan socio-culturel, les ovins sont utilisés lors de certaines cérémonies coutumières aussi bien sociales que religieuses, notamment les funérailles, les mariages, les fêtes comme la tabaski etc. L’élevage ovin est pratiqué suivant un système extensif ou intensif. Cependant, cet élevage est soumis à certaines pathologies, qui entravent son épanouissement. Parmi ces pathologies, les parasitoses gastro-intestinales sont très récurrentes, et ont d’importantes conséquences. Ces parasites se fixent sur les ovins et ne vivent qu’au dépend de ces derniers qui deviennent leur hôte. Les strongyloses constituent l’une des parasitoses les plus rencontrées chez les ovins au Burkina Faso (Belem et al., 2000). Elles sont dues à la présence d’helminthes dans le tractus digestif des ruminants, dans la lumière ou dans la paroi. La présence massive de ces parasites dans le tractus digestif de leur hôte et leur action entrainent des effets néfastes sur ces derniers. En effet, il est observé des troubles digestifs causés par l’inflammation de la muqueuse intestinale avec des diarrhées, une dégradation de l’état général, et dans les cas graves de l’anémie due aux hémorragies créées. Les mortalités sont très souvent notées lorsque des mesures ne sont pas prises très tôt. Ainsi, tout cela conduit à des pertes économiques non négligeables dues aux mortalités, au retard de croissance et à la baisse notable des performances. Face à ces parasitoses, certains traitements sont mis en œuvre et sont essentiellement basés sur l’utilisation de molécules 1

anthelminthiques, dans le but de limiter l’impact de ces parasitoses dans les élevages. Toutefois, pour mettre en place ces traitements, un diagnostic précoce de ces atteintes parasitaires est nécessaire. En pratique, plusieurs méthodes sont utilisées pour diagnostiquer une atteinte parasitaire. Le clinicien peut se baser sur les signes cliniques, notamment la dégradation de l’état général de l’animal, l’anémie, la diarrhée… Aussi, il est possible d’utiliser le « dag scoring », l’intensité d’excrétion des œufs (OPG : œuf par gramme de matières fécales), le GMQ (gain moyen quotidien) qui a été utilisé par Coop et al., en 1977 puis par Hubert et al., en 1979. Par ailleurs, une autre méthode appelée FAMACHA a été mise en place en Afrique de sud et se base sur le degré de gravité de l’anémie des animaux consultés (Bath et al., 1996). Ainsi, en fonction de la coloration de la muqueuse oculaire, on peut estimer le degré d’anémie de l’animal en la comparant à la carte FAMACHA et lui assignant une note. Des études ont été également réalisées aux Etats Unis (Kaplan et al., 2004), au Nigeria (Glaji et al., 2014) et ont donné des résultats satisfaisants sur son utilisation. Au Burkina Faso, la carte FAMACHA a déjà été utilisée lors d’études sur la résistance des ovins aux parasites gastro-intestinaux. Mais cette méthode n’a pourtant pas fait l’objet d’études préalables sur sa validité. Ainsi, avant qu’elle ne puisse être utilisée à grande échelle, il serait important de savoir si cette méthode dans nos conditions est appropriée pour diagnostiquer l’anémie clinique. C’est dans ce cadre que la présente recherche, vise à valider la méthode FAMACHA comme technique permettant de diagnostiquer l’anémie clinique due aux parasites gastro-intestinaux chez les ovins au Burkina Faso. De façon spécifique, il s’agira de : -

mesurer les paramètres phénotypiques de résistance des ovins aux parasites gastro-intestinaux ;

déterminer les différentes relations existantes entre ces paramètres et le score FAMACHA

estimer la sensibilité et la spécificité concernant la détermination des animaux à traiter.

Le travail réalisé pour atteindre ces résultats est présenté en deux grandes parties. Dans la première, nous ferons une synthèse bibliographique où nous passerons en revue d’abord l’élevage des ovins au Burkina Faso, puis les parasitoses gastro-intestinales chez cette espèce en particulier celles dues aux strongles gastro-intestinaux, et la méthode FAMACHA à tester. Dans la deuxième partie qui constitue l’étude expérimentale, nous présenterons d’abord le matériel et la méthodologie utilisée, puis les résultats obtenus, pour enfin discuter ses résultats avec ceux des recherches précédemment réalisées.

PREMIERE PARTIE : SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE

Chapitre I : Généralités sur l’élevage ovin au Burkina Faso I. Caractéristiques de l’élevage ovin au Burkina Faso 1. Systèmes d’élevage des ovins Au Burkina Faso, deux grands systèmes coexistent dans l’élevage des petits ruminants : le système traditionnel (extensif) et le système amélioré semi-intensif et intensif (Kagoné 2004, MRA 2006, MRA/PNDE, 2010). Le tableau I montre la répartition des ménages en fonction du type d’élevage. Tableau I: Répartition des ménages en fonction des types d’élevage par espèce d’animaux de la filière bétail viande Types d’élevage (%) Espèces

Traditionnel transhumant

Amélioré

Sédentaire

semi-intensif

Intensif

Petits ruminants ▪ Ovins

3,0

86,2

10,5

0,3

▪ Caprins

2,1

90,5

7,4

0,0

Source : MAH, 2011

1.1. Système traditionnel C’est le système d’élevage le plus pratiqué, où évolue 86% des troupeaux ovins et 90% des troupeaux caprins (Kaboré, 2015). Les acteurs de ce système sont des éleveurs sans formation, qui pratiquent en général un élevage familial. De type extensif, ce système est basé sur une exploitation extensive des ressources naturelles comme les pâturages sans grand recours aux sous-produits agricoles et industriels (PRAPS, 2015). Le besoin en espaces pastoraux est considérable. Les effectifs sont faibles avec des locaux rustiques pour abriter les animaux. La majorité des éleveurs (environ 80%) n’a malheureusement pas accès aux crédits; seuls ceux qui pratiquent l’embouche traditionnelle nécessitant des intrants zootechniques et vétérinaires ont accès au crédit (Kaboré, 2015). Les systèmes extensifs d’élevage qui concernent la presque totalité du cheptel paient un lourd tribut à la sécheresse et sont menacés par la 5

restriction de l’espace parce qu’ils dépendent surtout des ressources naturelles. Ceci a pour conséquence la permanence du risque de conflits entre éleveurs et autres utilisateurs des ressources naturelles (MRA, 2005). Le système traditionnel comporte trois (3) variantes : la transhumance le sédentarisme et le nomadisme. 1.1.1. La transhumance La transhumance est un déplacement pendulaire de va-et-vient saisonniers des animaux entre les pâturages de saison sèche et les pâturages de saison des pluies. Le point fixe est, d’une façon générale, le campement de base de saison des pluies (Bernus, 1986). Elle est surtout pratiquée pour les bovins mais est retrouvée également chez les ovins (MRA/PNDE 2010). Les systèmes pastoraux transhumants se pratiquent sur toute l’étendue du territoire national, avec une forte prépondérance dans les régions du Sahel, de l’Est et dans le bassin cotonnier situé à l’ouest du pays (MRA 2011) par les éleveurs agro-pastoraux peulhs du Nord du Burkina Faso, en quête de meilleurs pâturages naturels et de point d’abreuvement des animaux pour maintenir l’effectif et assurer la survie du troupeau. 1.1.2. Le sédentarisme Les systèmes d’élevage extensifs sédentaires sont des systèmes dans lesquels les animaux se déplacent à une distance qui ne dépasse pas une journée de marche du parc de nuit (MRA/CEELCP 2015). Dans la zone périurbaine de Ouagadougou, 45% de cet élevage concerne les ovins. Ce système fournit des produits (viande, cuirs et peaux, fumier) dont certains sont vendus, notamment pour subvenir aux besoins des ménages (MRA/DEP, 2003). 1.1.3. Le nomadisme Le nomadisme est le déplacement anarchique, totalement imprévisible et présentant de très grandes variations (Akakpo, 1994). Il est le fait d’éleveurs se déplaçant au cours de l’année au gré des informations sur la disponibilité des ressources (eau et pâturage) pour les animaux. 6

1.2. Système moderne A côté des systèmes traditionnels, il faut noter l’émergence de systèmes d’élevage améliorés, surtout en zones périurbaines (MRA/PNDE 2010) constitués du système intensif et semi-intensif. Dans ces systèmes, les éleveurs investissent des moyens plus conséquents en intrants, infrastructures et travail, ce qui permet aux animaux de mieux extérioriser leurs performances (MRA/CEELCP 2011). Ce sont des systèmes dans lesquels se retrouvent l’embouche familiale, l’embouche commerciale (MRA/CEELCP/2011). Ces initiatives sont le fait de nouveaux acteurs (fonctionnaires, retraités, commerçants, hommes d’affaires, décideurs politiques, etc) qui investissent dans l’élevage à visée commerciale (MRA/CEELCP 2011 ; MRA/PNDE 2010) et font recours souvent à des spécialistes (zootechniciens, vétérinaires…) (Kaboré 2015). 2. Principales races ovines au Burkina Faso L’espèce ovine comporte trois races au Burkina Faso : le mouton peulh ou sahélien, le mouton mossi et le mouton djallonké (MRA 2003).  Les moutons de race sahélienne Le mouton sahélien (figure 1) est un animal de grand format dont le poids varie entre 35 et 50 kg pour le mâle et entre 30 et 40 kg pour la femelle et la taille au garrot comprise entre 60 et 80 cm. La tête est longue et lourde, avec une dépression centrale chez le mâle (Sangaré 2005 ; Traoré et al., 2006 ; Traoré et al., 2009 ).

Figure 1: Mouton peulh ou sahélien Source : Bengyendé, 2015

 Les moutons de race djallonké Le mouton djallonké (figure 2) est un mouton caractérisé par sa petite taille, avec une hauteur au garrot entre 30 et 50 cm. Le mâle pèse entre 25 et 35 kg tandis que la femelle elle, pèse entre 23 et 25 kg. Il a un profil droit et un aplomb de type rectiligne (Sangaré 2005 ; Traoré et al., 2006 ;Traoré et al., 2009).

Figure 2: Mouton de race djallonké Source : Gbangboché, 2005

 Les moutons de race mossi Le mouton mossi (figure 3) est un métis issu des races sahélienne et djallonké. Il a un poids compris entre 18 et 28 kg pour une hauteur au garrot de 53 à 65 cm. Il a en général une robe noir-blanche et des poils ras avec des oreilles courtes et tombantes (Traoré et al., 2006).

Figure 3: Mouton de race mossi Source : Bengyendé, 2015

Les conditions et phénomènes climatiques influencent beaucoup la répartition de ces différentes races sur le territoire burkinabè. Ainsi, dans la partie Sud du pays, plus humide et infestée de tsé-tsé, se trouve le Djallonké, et plus au nord, la région sahélienne constitue le berceau du mouton peulh, qui est le plus adapté au climat sec et à la rareté des ressources. Les moutons mossis eux sont rencontrés en général au centre du pays, dans la région soudano-sahélienne (Sangaré 2005 ; Traoré et al., 2008 ; Traoré et al., 2009).

La figure 4 présente la répartition climatique du Burkina Faso, et donc donne un aperçu de la distribution des différentes races de moutons sur le territoire. Ainsi, on retrouve dans le climat sahélien les moutons sahéliens, les mossis dans le climat soudano-sahélien, et les djallonkés dans le climat soudanien.

Figure 4: Localisation agroécologique des races de petits ruminants au Burkina Faso Source : Kaboré 2009

Les performances zootechniques de ces différentes races sont données dans le tableau II.

Tableau II: Paramètres zootechniques des petits ruminants Paramètres zootechniques

Ovins

Caprins

Taille moyenne des troupeaux

30±6

26±5

Composition des troupeaux

Mâles

Femelles

Mâles

Femelles

Jeunes

19,8%

22,6%

22,4%

26,3%

Elèves (après sevrage)

6,1%

10,8%

4,8%

11,2%

Adultes

3,5%

37,2%

2,2%

33,1%

Age à la première mise bas

23 mois

20 mois

11,65 mois

13 mois

Taux de fécondité

1,05

1,40

Taux de fertilité

0,8

0,9

Taux de prolificité

1,8

11,3

1,21 agneau/brebis

1,32 chevreaux/chèvre

0 à 1 an

17,3

18,3

1 à 2 ans

7,5

6,5

2 à 3 ans

9,2

3,8

0 à 1 an

18,1

23,2

1 à 2 ans

37,4

52,4

2 à 3 ans

10,9

38,9

Intervalle entre mise bas

Taux de reproduction annuel Taux de mortalité

Taux d’exploitation

Source : MRA 2012

3. Répartition du cheptel ovin au BF Sur la base des résultats de l’enquête nationale sur les effectifs du cheptel (ENEC) de 2003, par rapport à 2011, l’effectif du cheptel estimé à l’année 2012 au niveau national

s’est accru de 3% pour les petits ruminants (MRA 2015). Cette évolution présentée dans le tableau III, même si reste constante est faible. Tableau III: Evolution des effectifs des ovins par région de 2007 à 2011 2007

2008

2009

2010

2011

Boucle du Mouhoun

619 126

637 696

656 824

676 526

696 816

Cascades

191 940

197 698

203 627

209 735

216 026

Centre

182 181

187 646

193 275

199 073

205 045

Centre-Est

594 638

612 475

630 848

649 772

900 956

Centre-Nord

834 7511

859 792

885 585

912 151

939 513

Centre-Ouest

838 729

863 889

889 803

916 495

943 989

Centre-Sud

324 843

334 587

344 623

354 960

133 915

Est

772 355

795 523

819 387

843 967

869 283

Hauts Bassins

691 475

712 218

733 583

755 589

778 255

Nord

748 690

771 148

794 280

818 106

842 648

Plateau Central

469 202

483 276

497 773

512 705

528 084

1 058 112

1 089 854

1 122 549

1 156 224

1 190 908

217 750

224 281

231 007

237 935

245 0772

7 543 792

7 770 083

8 003 164

8 243 238

8 490 513

Sahel Sud-Ouest Burkina Faso Source : MRA 2012

Les régions du sahel (15,7%) et du centre-ouest (11,7%) sont celles qui comptent le plus de têtes de petits ruminants (ovins, caprins). Les régions avec les plus bas effectifs comme le montre la figure 5 sont les cascades (2,0%), le centre (2,4%) et le sud-ouest (3,8%) (MRA 2012).

Sud-Ouest Sahel Plateau Central Nord Hauts Bassins Est Centre-Sud Centre-Ouest Centre-Nord Centre-Est Centre Cascades Boucle du Mouhoun 0

500 000

1 000 000

1 500 000

2 000 000

2 500 000

3 000 000

Figure 5: Répartition des petits ruminants par région en 2012 Source : MRA 2015

II. Importance et potentialités de l’élevage au Burkina Faso (MRA 2011 ; MRA/PNDE, 2010) Le sous-secteur de l’élevage est un puissant moyen de développement économique et humain pour le Burkina Faso. Sur le plan économique, c’est une source potentielle de croissance économique accélérée et soutenue car il contribue à la création de richesses (18,8% au moins), aux exportations (14,2%), à la résorption du déficit de la balance des paiements (12%) ainsi qu’à la formation des revenus monétaires des ménages ruraux (38,8%) (MRA/PNDE, 2010). Dans l’économie nationale, le sous-secteur de l’élevage joue un rôle de soutien aux principales fonctions macroéconomiques, à savoir la création de valeur ajoutée directement ou à travers son soutien à d’autres secteurs économiques clés, la formation du capital fixe utilisé dans l’agriculture, le transport et la production de produits d’élevage, la réduction du déficit extérieur, le soutien à la consommation intérieure à travers les revenus distribués aux ménages. Cette caractéristique fait du sous-secteur de l’élevage un important levier dans l’amortissement des chocs adverses sur la situation macroéconomique national. En 2008 par exemple, l'élevage des

animaux a généré 555,8 milliards de FCFA, pour une valeur ajoutée de 430,5 milliards (MRA/PNDE, 2010). Parallèlement, l’élevage contribue énormément au bien-être des ménages ruraux. En effet, il participe fortement à la sécurité alimentaire et nutritionnelle des ménages ruraux en permettant à plus de la moitié d’entre eux de faire face à leur déficit alimentaire, d’accroître la couverture des besoins en énergie, en lipides et protéines des populations rurales et, ainsi, d’améliorer l’état nutritionnel des enfants et des adultes à travers l’augmentation de la consommation de produits d’élevage. Aussi, le sous-secteur de l’élevage joue le rôle d’un pseudo-système d’assurance santé en permettant à plus de 42% des ménages ruraux d’assurer la couverture des soins de santé. Egalement, environ 16% des ménages ruraux ont recours à l’élevage pour les dépenses de scolarité des enfants (MRA/PNDE, 2010). Enfin, l’élevage est un levier d’emploi en milieu rural, car il permet aux ménages ruraux des zones les plus arides de réduire considérablement leur niveau de sousemploi (MRA, 2012). Ce sous-secteur de l’élevage peut compter sur différents facteurs et ces nombreuses potentialités pour se développer. Entre autre, il y a (MRA/PNDE, 2010): -

la volonté politique de plus en plus forte de soutenir le sous-secteur de l’élevage considéré comme un des piliers de l’économie nationale : la création et le maintien d’un ministère dédié à l’élevage atteste de cette dynamique ;

la présence d’un cheptel numériquement important et diversifié ;

l’importance socio-économique de l’élevage ;

la situation géographique et l’existence d’un réseau important de zones pastorales et d’aires villageoises de pâtures à préserver ;

l’existence d’un savoir-faire traditionnel en matière d’élevage, surtout des ruminants : les éleveurs sont traditionnellement très proches de leurs animaux, ce qui en facilite la gestion ;

l’engagement de plus en plus fort des partenaires techniques et financiers à soutenir le sous-secteur de l’élevage.

III. Contraintes de l’élevage au Burkina Faso (MRA/PAPISE, 2010) 1. Contraintes techniques Le développement de l’élevage est confronté à plusieurs difficultés techniques majeures qui limitent l’accroissement de la productivité et des productions animales. Il s’agit de contraintes d’ordre alimentaire, génétique et commercial. 1.1. Contraintes alimentaires La faible productivité des animaux est en grande partie liée à deux facteurs alimentaires.  Le déficit fourrager et nutritionnel Cela affecte le cheptel surtout en saison sèche. L’analyse faite par l’Initiative Elevage Pauvreté Croissante (IEPC) en 2005 révèle un déficit estimé à 31% pour la Matière Sèche (MS) et les Unités Fourragères (UF) et à 40% pour les Matières Azotées Digestibles (MAD). Les principales causes de ce déficit sont : -

la faible productivité des pâturages naturels, la réduction des parcours et des espaces pâturables qui sont également causées par le front agricole, l’urbanisation, l’obstruction des pistes d’accès aux zones de pâture, les feux de brousses, etc ;

la faible valorisation des sous-produits agricoles ;

la faible pratique des cultures fourragères ;

les difficultés d’accès aux Sous-Produits Agro-Industriels (SPAI) et la non maitrise des techniques de rationnement.

 Le déficit hydrique Ce déficit est estimé à environ 50% en saison sèche. Malgré le nombre important de points d’eau au niveau national, ceux destinés aux usages pastoraux sont quantitativement insuffisants pour les besoins du cheptel. De plus, leur répartition est très disparate et ils font l’objet d’utilisations concurrentielles. Les plans d’eau (fleuves, marres, barrages etc.) tarissent précocement et les points d’eau (forages, puits et 15

puisards) font l’objet de sollicitations diverses qui privent les animaux des ressources en eau. 1.2. Contraintes génétiques La faible valorisation du potentiel génétique des races locales limite leurs performances. Cette situation s’explique d’une part, par l’absence d’un schéma raisonné de sélection massale, qui par conséquent inhibe l’extériorisation réelle des caractères recherchés. D’autre part, par l’absence d’un cadre technique et règlementaire sur l’introduction de gènes exotiques. Par ailleurs, les nombreuses campagnes d’insémination artificielle entreprises pour améliorer les productions n’ont pas encore données des résultats satisfaisants. Ces croisements présentent s’ils ne sont pas bien contrôlés des risques car peuvent entrainer la disparition future de nos races locales. 1.3. Contraintes commerciales Ces contraintes sont celles de la compétitivité et de mise sur le marché de produits. La faible liaison production-marché est caractérisée par l’irrégularité de l’offre, et la qualité des produits mis sur le marché. Ces contraintes peuvent s'expliquer par : -

l’insuffisance d’infrastructures structurantes ;

le manque de professionnalisme des acteurs qui sont peu outillés (investissement et techniquement) pour répondre aux exigences du marché (exigences de régularité et de normes, de qualités sanitaires, etc.)

l’insuffisance de communication et de marketing au profit des produits animaux.

Par ailleurs, au Burkina Faso, il y a une faible transformation des produits d’origine animale, ce qui fait que les producteurs locaux vendent les produits de base qui auraient pu être valorisés par la transformation. En outre, au niveau national, la vente de bétail sur pied constitue également une perte énorme de ressources.

2. Contraintes institutionnelles, politiques et juridiques Les plus importantes sont : -

la faible structuration et professionnalisation des acteurs ;

la faiblesse du financement du sous-secteur de l’élevage :

Malgré son importance socio-économique, le sous-secteur de l’élevage bénéficie d’une très faible part des investissements publics. Celle-ci est estimée à 11,3% des dépenses d’investissement de l’Etat au cours de la période 1995-2006 (MRA/PNDE 2010). Par rapport au secteur primaire, il ne reçoit que 2 à 11% du budget que l’Etat alloue à ce secteur, loin derrière les secteurs de la production végétale (36 à 50%), de l’eau et de l’aménagement hydro agricole (18 à 38%) et de l’environnement (6 à 26%). Quant au budget du ministère, il est en moyenne de 2,265 milliards par an sur la période 19982009 avec une variation très forte d’une année à l’autre (MRA/PNDE, 2010). -

La faiblesse en matière de planification :

Le ministère chargé de l’élevage est limité par de faibles capacités, tant en matière de planification que de mise en œuvre des programmes. Ceci résulte de ressources humaines insuffisantes ou incomplètes en termes de certaines qualifications comme les économistes, la faiblesse d’informations statistiques précises et détaillées, et de ressources financières très faibles. Cette situation se traduit par une insuffisance de continuité et de cohérence d’un programme à l’autre et même quelques fois, par l’expérimentation de solutions peu adaptées au contexte des éleveurs ruraux. -

Les impacts négatifs des politiques sur la compétitivité des produits animaux :

Au titre de la valorisation des productions animales, la faible compétitivité des produits animaux constitue une contrainte majeure. -

Les difficultés liées à la faible application des textes au niveau national et sous régional :

Au niveau de la sous-région ouest africaine, les engagements pris par les Etats tardent à se traduire par des actes concrets en matière de mise en œuvre de politique agricole et d’élevage. 17

3. Contraintes socio-économiques Malgré son importance dans le quotidien des populations, l’élevage reste tributaire des contraintes sociales et économiques suivantes : -

l’insécurité foncière :

La pérennité des systèmes de production est compromise en raison de l’accroissement des compétitions et des pressions exercées sur les ressources naturelles, la réduction drastique des espaces pâturables, la disparition de zones stratégiques (bas-fonds, bourgoutières, etc) essentielles au pastoralisme. -

l’occupation des zones spécifiquement et juridiquement dédiées au pastoralisme ;

l’analphabétisme des éleveurs :

Les faibles taux d’instruction et d’alphabétisation sont préjudiciables à l’adoption de technologies améliorées et constituent un handicap pour le développement. 4. Contraintes environnementales Pays sahélien, le Burkina Faso est très exposé aux impacts négatifs des changements climatiques. Le Programme d’Action National d’Adaptation (PANA) à la variabilité et aux changements climatiques indique que, dans le domaine de l’élevage, l’impact de l’augmentation de la température et de la diminution de la pluviosité va se traduire surtout par (CONEDD, 2006): -

une réduction drastique et la dégradation des pâturages ;

un déficit du bilan pastoral et alimentaire ;

une aggravation des conditions d’abreuvement du bétail.

Il en résultera une baisse de la productivité animale et un déficit d’approvisionnement sur l’ensemble des produits d’élevage (MRA, 2005). L’élevage est identifié comme l’un des secteurs les plus vulnérables à la variabilité et aux changements climatiques dans le document du PANA (MECV 2007, cité par MRA/PAPISE 2010).

5. Contraintes sanitaires Malgré les importants résultats enregistrés dans le domaine de la santé animale, les maladies animales continuent d’être une contrainte pour la productivité du cheptel et le développement de l’élevage au Burkina Faso. La principale cause de morbidité chez les petits ruminants est la pasteurellose. Le pic des cas de morbidité dûe à cette maladie a été atteint en 2008 (MRA, 2015). Les pasteurelloses et la peste des petits ruminants sont les principales causes de mortalité d’ovins et de caprins au cours de ces dernières années (figure 6). En 2012, il y a eu l’apparition de la clavelée qui a occasionné des pertes d’environ 312 petits ruminants et c’est au Sahel, au Centre-Ouest, au Plateau Central et à l’Est que ces mortalités ont été les plus importantes (MRA, 2015).

Figure 6: Principales causes de mortalité chez les petits ruminants Source : MRA, 2015

Les vaccinations contre le charbon symptomatique et le charbon bactérien sont peu effectuées et en général, les éleveurs ne font vacciner leurs animaux que lorsqu’il y’a des mortalités importantes (MRA, 2015). Cependant, le nombre d’animaux vaccinés augmente chaque année comme l’illustre le tableau IV.

Tableau IV: Evolution des effectifs de petits ruminants vaccinés de 2007 à 2011 2007

2008

2009

2010

2011

Charbon bactérien

255

1 016

1 111

604

1 432

Charbon symptomatique

3 727

305

1 077

4 219

827

Pasteurellose

263 722

339 335

355 511

360 693

386 673

Source : MRA, 2012

En termes de déparasitage, les effectifs d’animaux déparasités sont en croissance mais reste relativement faible. La nécessité du déparasitage des animaux est bien perçue par les éleveurs mais ils sont confrontés aux problèmes ci-après : -

la faible accessibilité aux antiparasitaires recommandés ;

le faible niveau d’équipement des producteurs en matériel de déparasitage ;

Ainsi, il ressort que l’élevage au Burkina Faso, bien qu’il soit très important pour l’économie nationale, est soumis à de nombreuses contraintes qui ralentissent son épanouissement. En parlant des contraintes sanitaires, l’un des problèmes majeurs des ovins au Burkina Faso est le parasitisme gastro intestinaux, en occurrence les strongles digestifs. Ceux-ci entrainent de nombreuses pertes dans les élevages. Dans, le chapitre 2, nous présentons un résumé de l’étude des strongyloses gastrointestinales.

Chapitre II : Strongyloses gastro-intestinales chez les ovins I. Généralités Les strongyloses gastro-intestinales des ruminants sont des helminthoses digestives dues à la présence et au développement de Nématodes Strongylidea dans la paroi ou dans la lumière de la caillette, de l’intestin grêle et/ou du gros intestin (Chartier et al., 2000 ; Lefèvre et al., 2003). Ce sont des maladies saisonnières, évoluant le plus généralement pendant la période de pâture, et se traduisant essentiellement soit par des troubles gastro-entériques avec diarrhée rebelle, soit par l’évolution d’un syndrome anémique (Bussieras et Chermette, 1995). Les strongyloses gastro-intestinales revêtent une grande importance économique car elles causent de fortes baisses de production, des retards de croissance chez les agneaux, et obligent la mise en œuvre de mesures de prophylaxie couteuses (traitements systématiques). Ce sont des maladies cosmopolites connues dans toutes les régions d’élevage, mais particulièrement dans les zones à climat humide, les zones marécageuses et boueuses (Bussieras et Chermette, 1995 ; Chartier et al., 2000, Lefèvre et al., 2003). II. Strongles gastro-intestinaux des ovins 1. Classification Les strongles sont des parasites appartenant à l’embranchement des Nématodes. Ces Nématodes sont des vers cylindriques, non segmentés, pseudo-coelomates. Ils ont un tube digestif complet avec les deux sexes bien séparés. Il comporte 2 classes : les Secernentea et les Adénophorea (Bussieras et Chermette, 1995). En matière de strongylose gastro-intestinaux, les différentes espèces en cause appartiennent à 3 principales familles, faisant toutes parties de l’ordre des Strongylidea et de la classe des Secernentea (Chartier et al., 2000). Le tableau V donne la classification des parasites responsables des principales strongyloses chez les ovins.

Tableau V: Classification des parasites responsables des principales strongyloses chez les ovins. Embranchement

Némathelminthes

Sous-Embranchement

Nématodes

Classe

Secernentea

Ordre

Strongylida

Super famille

Trichostrongyloidea

Famille Genres

Trichostrongylidea Haemonchus,

Trichostrongylus,

Cooperia,

Teladorsagia,

Nematodirus Super famille Famille Genres Famille Genres

Strongyloidea Strongylida Oesophagostomum, Chabertia Ancylostromatidea Bunostomum, Gaigeri

Source : Bussieras et Chermette, 1995 ; Chartier et al., 2000 Les illustrations de certains de ces parasites sont données dans l’annexe V.

2. Description des parasites Tableau VI: Localisation et description des différentes espèces Localisation Caillette

Intestin grêle

Famille Trichostrongylidés

Trichostrongylidés

Ancylostomatidés

Gros intestin

Strongylidés

Espèce Haemoncus concortus

Description Ver filiforme de couleur rougeâtre, taille de 15-30mm

Téladorsagia circumcinta Trichostrongylus axei

Petit ver de 7,5 à 15mm de couleur brun sombre à l’état frais Petite taille 3,5-5,5mm, couleur rosée, spicules courts, épais et inégaux, courte pointe effilée au milieu du bord interne

Trichostrongylus spp

Idem que T axei, taille de 4-7mm, absence de capsule buccale

Cooperia curticei

Petite taille 7-9mm, striations cuticulaires transversales sur l’extrémité antérieure

Nematodirus spp

Ver très fin, 10-30 mm de long, couleur rougeâtre, vésicule céphalique en région antérieure

Bunostomum trigonocephalum

Ver jaunâtre légèrement rosé, striation transversale sur le corps, taille de 9 à 26 mm, présence d’un gubernaculum

Gaigeria pachysceli

Corps cylindrique de 10-30 mm, blanc jaunâtre, lames tranchantes sur l’extrémité antérieure, stries transversales sur la cuticule

Oesophagostomum spp

12-20 mm de long, blanc grisâtre, vésicule céphalique en arrière la capsule buccale sur l’extrémité antérieure

Charbetia ovina

Blanc parfois rouge sang, cylindrique, 13-20 mm, ornement de denticules sur l’extrémité antérieure

Sources : Graber et Perrotin, 1983 ; Bussieras et Chermette, 1995 ; Chartier et al., 2000 ; Lefèvre et al., 2003

3. Biologie et cycle évolutif Les strongles se localisent dans presque toutes les parties du tube digestif. Ces parasites sont soient des hématophages (forme adulte de Haemonchus sp et Trichostrongylus sp) soient des chymovores (Cooperia sp.). Les strongles gastrointestinaux des ovins ont un cycle monoxène (qui se déroule en deux phases : une phase libre dans le milieu extérieur ou phase externe et une phase parasitaire chez l’hôte ou phase interne (figure 7).

Figure 7: Cycle biologique général des strongles gastro-intestinaux chez les ovins Source :http://www2.vetagrosup.fr/etu/copro/sommaire/diagnostic_par_especes/bovins/fiche_para/f _str_dig.htm

La phase libre ou exogène débute avec l’élimination des œufs pondus par les vers femelles dans les matières fécales de l’hôte. Ces œufs s’embryonnent, donnent naissance à des larves de stade 1 (L1) qui muent ensuite en 1 ou 2 jours en larves L2 (Bussieras et Chermette, 1995). Les larves L2 évoluent par la suite en larves infestantes L3 au cours d’une deuxième mue incomplète. En effet, cette dernière reste 24

dans une gaine (ou exuvie de L2) qu’elle perdra lors de son passage dans le tractus digestif de l’hôte. Les larves de stade L3 sont très résistantes dans l’environnement puisque protégées par leur exuvie. Elles peuvent survivre plusieurs mois sur une pâture grâce à leurs réserves lipidiennes. La durée de la phase libre dépend étroitement des conditions de température et d’humidité ambiantes. Ces conditions favorables sont une température supérieure à 18°C et un degré d’humidité plus de 70%. L’évolution de l’œuf en larve L3 s’effectue généralement en 8 à 10 jours (Chartier et al., 2000). Pour H. contortus, cette évolution peut se faire plus rapidement (5-6 jours). La phase parasitaire ou endogène proprement dite commence par la pénétration de la larve L3 chez l’hôte. Cette pénétration peut se faire de manière passive par ingestion (Strongylidés et Trichostrongylidés) ou active par voie cutanée (Ancyclostomatidés). Lorsqu’elle se fait par ingestion, les larves pénètrent lors de la consommation de brins d’herbe sur pâturage infesté. Mais, lorsqu’elle se fait par la voie transcutannée, les L3 pénètrent activement par effraction de la peau. Ces derniers arrivent ensuite dans le tube digestif en empruntant la voie cardio-pulmonaire. Ce dernier mode de transmission n’est possible qu’en milieu boueux. En effet, il a été démontré qu’en milieu franchement liquide, les larves étaient incapables de pénétrer à travers la peau (Chartier et al., 2000). Ces larves vont perdre leur exuvie lors du passage dans le rumen ou la caillette puis vont migrer dans la muqueuse digestive. Les larves L 3 y subissent alors une nouvelle mue en larves L4. Les larves L4 évoluent alors en stade 5 dit juvénile, avant de donner des adultes (mâles et femelles). Après fécondation les femelles pondent des œufs qui sont excrétés dans les matières fécales de l’hôte et deviennent une nouvelle source de contamination du pâturage. La durée comprise entre l’ingestion des larves infestantes et la ponte par des femelles se définit comme la période prépatente ; celle-ci est d’environ 3 semaines (Bowman, 1999). III. Epidémiologie 1. Sources de parasites Ce sont essentiellement les animaux hébergeant les vers adultes et rejetant des œufs avec les excréments. L’intensité de cette excrétion dépend néanmoins de plusieurs facteurs (Bussieras et Chermette, 1995). 25

 Degré d’infestation Ce degré d’infestation est corrélé à l’âge des animaux. Les animaux très infestés (sujets jeunes ou immuno-déficients) rejettent de nombreux œufs et sont des sources importantes. Les animaux infestés latents, adultes en bonne santé, rejettent des œufs peu nombreux mais sont rarement suspectés donc rarement traités (Bussieras et Chermette, 1995). En effet, la charge parasitaire est plus élevée chez les jeunes de 1,5 à 2 ans que chez les adultes (Bonfoh, 1993).  Espèces parasitaires Certaines espèces sont très prolifiques. Par exemple, une femelle d’Oesophagostomum rejette 12 000 œufs par jour, contre 5 000 à 10 000 pour une femelle d’Haemonchus (un mouton peut héberger jusqu’à 3000 femelles d’Haemonchus) (Bussieras et Chermette, 1995).  Saison L’intensité d’excrétion des œufs diminue pendant la saison sèche, puis augmente pendant la saison des pluies (Bussieras et Chermette, 1995 ; Achi et al., 2003). Cette augmentation est en relation surtout avec la fin de l’hypobiose qui permet l’apparition de nombreux adultes. En général, la survie de ces vers est limitée, sauf en période de mise bas chez les brebis (Bussieras et Chermette, 1995).  Sexe Il a été démontré que les béliers sont plus excréteurs que les brebis (Achi et al., 2003).  Age L’intensité d’excrétion augmente avec l’âge, contrairement à ce qui se passe dans les pays tempérés (Achi et al., 2003). Cependant, Bonfoh (1993), montre que la charge parasitaire est plus élevée chez les jeunes de 1,5 à 2 ans que chez les adultes. 2. Mode d’infestation L’infestation se fait essentiellement par voie buccale, mais aussi par voie cutanée et même placentaire (Bussieras et Chermette, 1995).

L’infestation par voie buccale se fait par ingestion de L3 avec la nourriture et l’eau de boisson, essentiellement au pâturage et à partir de fourrages récoltés depuis peu. La dispersion est facilitée par la consistance sèche des crottes, et dès l’éclosion des œufs, les larves passent sur l’herbe. L’infestation par voie cutanée est retrouvée chez les Ancyclostomatidés. On parle ici d’infestation sur sol boueux car c’est dans ce cadre que l’on va retrouver les larves infestantes qui vont pénétrer dans l’organisme de l’hôte à travers la peau (Bussieras et Chermette, 1995 ; Chartier et al., 2000). Il a été également été démontré une possible infestation par voie placentaire chez les Ancylostomatidés (Bussieras et Chermette, 1995). 3. Résistance des parasites Chez l’hôte, les vers adultes ont une longévité moyenne de quelques mois seulement. Cependant, l’hypobiose assure la survie des larves en période froide. Dans le milieu extérieur les larves L1 et L2 sont fragiles. Les œufs et les larves L3 sont plus résistants. Par ailleurs, lorsque les conditions deviennent favorables, les œufs évoluent en larves L3 qui s’accumulent dans les pâturages (Bussieras et Chermette, 1995). 4. Facteurs de réceptivité et de sensibilité  Espèce Chez les petits ruminants, les caprins sont en général moins fréquemment infestés que les ovins, en relation probablement avec leur préférence pour les végétaux buissonneux. Cependant, lorsqu’ils sont soumis aux mêmes conditions d’élevage sur les mêmes pâtures, ils sont souvent plus intensément parasités et pendant une durée plus longue. Les chèvres adultes demeurent infestées à un degré notable car elles ne développent pas d’immunité très marquée vis-à-vis des strongles (Lefèvre et al., 2003).  Facteurs génétiques Certaines races et lignées de moutons ont été identifiées plus résistantes que d’autres (Bussieras et Chermette, 1995, Lefèvre et al., 2003). Cette résistance est héréditaire 27

et semble être liée à un caractère dominant. Ainsi, on peut changer le bélier d’un troupeau jugé anormalement réceptif (Bussieras et Chermette, 1995).  Age Les jeunes sont beaucoup plus réceptifs et sensibles (CHARTIER et al., 2000). Ils hébergent généralement des vers plus nombreux, et, présentent des symptômes plus sévères à infestation égale avec les adultes. Cela est très net pour la nématodirose qui frappent les agneaux de 4 à 10 semaines et qu’on ne retrouve pratiquement plus après 3 mois. Les adultes sont beaucoup moins réceptifs, principalement à cause de l’immunité acquise. En effet, l’infestation provoque le déclenchement d’une certaine immunité, qui dépend beaucoup de la production d’immunoglobuline A (Ig A), et celle-ci n’est produite suffisamment qu’à partir de l’âge de 7 mois (Bussieras et Chermette, 1995).  Etat de santé Tous les facteurs qui tendent à affaiblir les animaux tels que la gestation, la lactation, les maladies intercurrentes provoquent une augmentation de la réceptivité (Bussieras et Chermette, 1995 ; Lefèvre et al., 2003).  Alimentation Les états de malnutrition, en diminuant la résistance de l’organisme favorisent l’action pathogène des helminthes (Lefèvre et al., 2003). Les carences en éléments minéraux (Fe, Cu, I, Mn) augmentent la sensibilité, mais les carences en P, Ca, Co affaiblissent non seulement l’hôte, mais aussi les parasites. Un apport de cobalt dans la ration provoque une augmentation de la ponte de Haemonchus concortus. La carence en vitamine A et les excès de protéines augmentent la réceptivité des animaux. Mais inversement, un déficit en protéines influe négativement sur l’établissement de l’immunité (Bussieras et Chermette, 1995).

5. Causes favorisantes  Saison et climat La chaleur et l’humidité sont essentielles au cycle du parasite. Une moyenne quotidienne de +10°C au moins semble indispensable à la réalisation des cycles (Chartier et al., 2000). Ainsi, dans les zones tempérées, le développement exogène ne peut se réaliser en période froide (hiver). Les larves L3 ne pouvant donc pas se percher sur l’herbe se réfugient dans le sol (Bussieras et Chermette, 1995).  Particularités liées à l’espèce ovine Certaines particularités liées à l’espèce ovine augmentent les risques d’infestation. Il s’agit du fait qu’ils broutent l’herbe très ras et qu’ils mangent la journée dans les parties basses des pâturages et des zones les plus humides, donc plus riches en formes larvaires L3 des parasites (Bussieras et Chermette, 1995).  Erreurs d’élevage Le surpeuplement des pâturages est néfaste car augmente l’infestation des prés En effet, le nombre de larves libres sur les végétations augmente comme le carré du nombre des animaux. Le séjour trop prolongé du troupeau sur un même pâturage favorise l’infestation. Plus les animaux restent longtemps sur une pâture, plus celle-ci est ensemencée de parasites. Au contraire, l’abandon temporaire d’un parc pendant 2 mois entraîne une forte diminution de l’infestation (Bussieras et Chermette, 1995 ; Chartier et al., 2000). L’introduction de jeunes animaux sevrés sur une prairie trop infestée est néfaste. Au contraire, les animaux adultes résistants contribuent énormément à la destruction des larves : 10% seulement des larves ingérées se développent chez eux et les vers adultes rejettent alors peu d’œufs (Bussieras et Chermette, 1995).

IV. Aspects cliniques et lésionnels 1. Pathogénie  Action mécanique et irritative Cette action est due à la présence des parasites à la surface de la muqueuse. Egalement, les larves s’enfoncent dans les culs de sac glandulaires, entrainant des irritations (Bussieras et Chermette 1995). Les Ancylostomatidés, armés de crochets et de lames piquent et déchirent la muqueuse. Il en est de même pour Oesophagostomum et Charbetia qui dilacèrent la paroi avec leur cavité buccale. Haemonchus, lui utilise sa lancette buccale pour faire saigner les vaisseaux sanguins (Lefèvre et al., 2003).  Action spoliatrice La spoliation est surtout marquée pour les vers hématophages, dès le stade L4 (Lefèvre et al., 2003). Il s’agit de Haemonchus et Bunostomum, et à un moindre degré les autres Trichostrongylidés. Quatre cents (400) Haemonchus absorbent 60 ml de sang par jour et un agneau très infesté par ce parasite peut perdre deux jours avant sa mort 2,5 fois la quantité de sang qu’il peut contenir (Bussieras et chermette, 1995). L’importance du prélèvement de sang est non moindre du fait de la présence d’une sécrétion par le parasite, à l’origine des saignements même si ce dernier n’est pas fixé (Bussieras et Chermette 1995 ; Lefèvre et al., 2003). Au bout d’un certain temps, les saignements et les ponctions répétées de sang aboutissent à une diminution des réserves en fer de l’organisme, d’où l’incapacité des organes hématopoïétiques à régénérer l’anémie (Lefèvre et al., 2003). La spoliation concerne aussi le chyme stomacal et le mucus de la muqueuse (Oesophagostomum), et les tissus (Charbetia) (Bussieras et Chermette 1995).  Action toxique C’est surtout une action perturbatrice des métabolismes qui est mise en œuvre. La toxicité est l’œuvre de Bunostomum et Haemonchus, qui sécrètent respectivement des toxines hémolytiques et neurotropes (Bussieras et Chermette 1995). Les parasites perturbent le métabolisme en diminuant la digestibilité des aliments, principalement 30

des protéines. En effet, Ostertagia et Trichostrongylus par exemple provoquent une diminution de l’acidité gastrique, et donc une diminution de la transformation du pepsinogène en pepsine. Ostertagia entraine une hypersécrétion de gastrine à l’origine d’une baisse de l’appétit (Bussieras et Chermette, 1995).  Action antigénique Elle est due surtout aux liquides de dégainement de la larve L3, des mues, les enzymes élaborées au cours du développement (Lefèvre et al., 2003). Ces antigènes induisent une immunité, qui se manifeste par (Bussieras et Chermette, 1995): -

une résistance acquise des animaux adultes ;

une baisse de ponte des femelles ;

un ralentissement ou même un blocage du développement des larves.

 Action favorisant les infections De par les microlésions créées par leur action mécanique, irritatives et spoliatrices, les parasites offrent une porte d’entrée aux bactéries et virus, avec donc possibilités de complications (Bussieras et Chermette 1995). 2. Symptômes Les symptômes des strongyloses gastro-intestinales sont celles d’une maladie subaiguë avec deux syndromes majeurs plus ou moins associés, où peuvent prédominer, suivant l’espèce en cause: un syndrome digestif et un syndrome anémique (Chartier et al., 2000).  Syndrome anémique Il est prédominant lorsque les espèces hématophages sont mises en cause. Il s’agit notamment des genres Haemonchus, Bunostomum, Agriostomum, Gaigeria (Chartier et al., 2000). On observe des muqueuses pâles voire blanches, une baisse de l’appétit, un amaigrissement, une faiblesse, un essoufflement et un mauvais état général de l’animal (Bussieras et Chermette 1995 ; Chartier et al., 2000).

Sur le plan hématologique, il y a une baisse de l'hématocrite, une diminution de la quantité d’hémoglobines et de la valeur globulaire moyenne (Bussieras et Chermette 1995, Chartier et al., 2000).  Syndrome digestif Ce syndrome domine lorsque les autres espèces sont en cause (Chartier et al., 2000). On observe une irrégularité de l’appétit et parfois un pica. Le signe le plus marqué est la diarrhée qui est profuse, abondante, liquide, rejetée loin derrière et qui souille la queue et le train postérieur, provoquant une soif intense (Bussieras et Chermette, 1995 ; Chartier et al., 2000). Dans le cas de l’Oesophagostomose larvaire, cette diarrhée est verdâtre et particulièrement violente (en jet liquide) et prolongée (Chartier et al., 2000). Elle est par contre noirâtre chez les agneaux infestés de Nematodorius et Trichostrongylus, surtout si elle est associée à Haemonchus (Bussieras et Chermette 1995).  Evolution des symptômes Dans les cas graves, on observe un amaigrissement progressif jusqu’à la cachexie, avec apparition d’œdèmes dans la région de l’auge (signe de la bouteille) et l’animal succombe après quelques temps. Cependant, dans les cas les moins sévères, si les conditions s’améliorent notamment l’alimentation, les symptômes peuvent s’atténuer voire disparaitre (Bussieras et Chermette 1995 ; Chartier et al., 2000 ; Lefèvre et al., 2003). 3. Lésions Les lésions sont celles d’une gastro-entérite, en général chronique, parfois aiguë (Chartier el al., 2000). Dans le cas de l’Oesophagostomose, les lésions sont caractérisées par la présence de nodules de forme éosinophilique dans la paroi de l’intestin grêle. Ces nodules renferment des larves en état de léthargie (Chartier et al., 2000). Des lésions inflammatoires avec une congestion et une exsudation sont observées en cas d’Haemonchose et Trichostrongylose. Les parasites responsables de ces affections entrainent également des lésions hémorragiques et ulcératives (Bussieras et Chermette, 1995). 32

V. Diagnostic des parasitoses gastro-intestinales des ovins 1. Diagnostic de terrain 1.1. Diagnostic épidémio-clinique Il est difficile car les signes ne sont pas équivoques. On peut suspecter les strongyloses gastro-intestinales lorsqu’on est en présence d’un animal en mauvais état général, anémié et diarrhéique. Cependant, il faut toujours tenir compte du contexte épidémiologique à savoir l’âge, la saison, le climat, etc. (Bussieras et Chermette, 1995 ; Chartier et al., 2000). Aussi, en cas de suspicion de strongylose gastro-intestinale, il faut faire un diagnostic différentiel avec les autres pathologies qui peuvent prêter à confusion. Ainsi, il faut la différencier avec (Chartier et al., 2000) : -

la sous-alimentation : on ne note qu’une baisse plus ou moins marquée de l’état général ;

les entérites bactériennes d’apparition soudaines;

l’entérite para-tuberculeuse : on a une forte diarrhée et une anémie progressive sur un cas isolé ;

les paramphistomoses : on a la présence d’une ruminite chronique lorsque l’affection provient des formes adultes ; 1.2. « Dag scoring »

Il s’agit d’une évaluation subjective de l’état de souillure de l’arrière train des animaux par les fèces. Une note allant de 0 (pas de souillure) à 5 (très souillée) est attribuée après chaque observation comme l’illustre la figure 8 (Young, 2006). Cet état de souillure est rapporté à la charge parasitaire des animaux, notamment la présence de strongles gastro intestinaux. En effet, une corrélation positive a été établie entre le « dag scoring » et l’OPG (Broughan et Wall 2007). Par ailleurs, des études ont mis en cause la fiabilité de cette méthode pour les animaux de plus de 12 mois (Besier, 2008). Par conséquent, il est donc nécessaire de réaliser des recherches plus approfondies sur l’utilisation de cette méthode pour le diagnostic de parasitoses gastro-intestinales.

Figure 8: Grille d’évaluation du Dag scoring Source : Young 2006 1.3. Gain moyen quotidien (GMQ) Comme indiqué précédemment, les strongyloses gastro-intestinales entrainent une atteinte de l’état général, et donc une diminution du gain de poids. En effet, des études ont montré que le GMQ diminue lorsque l’animal est infesté (Coop et al., 1977 ; Hubert et al., 1979). Cette baisse de GMQ est effective avant l’apparition des symptômes généraux chez les agneaux en cas d’infestation par Teladorsagia circumcincta (Coop et al., 1977). 2. Diagnostic de laboratoire 2.1. Méthodes directes : la coprologie 2.2.1. Examen coproscopique L’examen coprologique recherche dans les matières fécales les éléments parasitaires libérés par les helminthes. Il met en jeu deux types de méthodes : -

des méthodes qualitatives, qui permettent de séparer et de différencier les espèces de parasites ;

des méthodes quantitatives qui, après numération des éléments parasitaires, permettent de situer le niveau de l’infestation.

2.1.1.1. Méthodes de coprologie qualitative Elles sont surtout microscopiques dans le cas des strongles gastro-intestinaux. Elles permettent d’isoler dans les fèces des éléments parasitaires (œufs, larves et ookystes) de faible dimension (quelques dizaines à quelques centaines de microns) (Bussieras et Chermette, 1995). 2.1.1.1.1. Sédimentation Le principe de cette méthode est de diluer le prélèvement dans une solution aqueuse de densité inférieure à celle des éléments parasitaires afin de les concentrer dans le culot du tube (tandis que certains débris flottent). Elle est peu efficace pour le diagnostic des strongles car les œufs sont plus ou moins légers (Bussieras et Chermette 1995 ; Beugnet et al., 2004). 2.1.1.1.2. Flottation C’est une technique très utilisée dont le principe consiste à diluer le prélèvement dans une solution de densité élevée afin de faire remonter à la surface du liquide les éléments parasitaires tandis que les débris se déposent au fond. Une lamelle est placée sur le ménisque formé par le liquide pour recueillir les éléments parasitaires et les observer au microscope. Elle est très avantageuse car est facile à mettre en œuvre, rapide, peu couteuse et sensible. Cependant, lorsque la solution est peu dense, les œufs ne flottent pas, et dans le cas où elle est très dense, elle déforme et même lyse les cellules. La solution la plus utilisée est celle de Chlorure de Sodium (NaCl), d’une densité de 1,2. (Bussieras et Chermette 1995 ; Beugnet et al., 2004). 2.1.1.2. Méthodes de coprologie quantitative La coprologie quantitative repose sur la numération des éléments parasitaires (œufs et larves) dans les matières fécales. Elle permet de situer le niveau de l’infestation parasitaire. Elle est également utilisée lors d’essais thérapeutiques destinés à rechercher l’efficacité anthelminthique d’un médicament (Bussieras et Chermette, 1995). Plusieurs méthodes ont été décrites, mais la plus utilisée est celle de Mac 35

Master. Le principe de cette méthode consiste à diluer les matières fécales dans une solution saturée de NaCl comme dans le cas de la méthode de flottation puis, après avoir tamisé, d’évaluer la richesse de l’échantillon en élément parasitaire à l’aide d’une lame de Mac Master ou cellule de Mac Master. La lame de Mac Master est composée de deux compartiments contigus séparés par une cloison, chacun d'entre eux ayant un volume de 0,15 ml. Le plafond de chaque compartiment est divisé en 6 cellules de 1,7 mm de largeur (Chartier 2000). Lorsque la solution est introduite, les œufs remontent se coller au haut de la lame, ce qui facilite leur visibilité et leur énumération. Pour cette numération, on compte le nombre d’œufs présents dans chaque compartiment n1 et n2, respectivement pour le premier et second compartiment, puis on applique la formule

pour déterminer le nombre

d’œufs par gramme (OPG) de matière fécale (Bussieras et Chermette 1995 ; Chartier 2000) 2.2.2. Coproculture L’examen des œufs de strongles permet difficilement de distinguer les espèces parasitaires en cause. Cela est par contre, possible à partir des larves de Strongyloïdes du troisième âge (L3) issues des œufs. Ces larves qui possèdent des caractères morphologiques spécifiques de l’espèce ou tout au moins du genre. C’est dans cette optique que la coproculture a été mise en place. Elle a en effet pour but de faire évoluer ces formes parasitaires du stade œuf jusqu’au stade de larve du troisième âge qui représente l’élément infestant pour les animaux (Bussieras et Chermette 1995 ; Chartier 2000). 2.2. Méthodes indirectes 2.2.1. Dosages sériques Différents paramètres sanguins sont modifiés au cours des strongyloses gastrointestinales, en particulier la concentration sanguine en gastrine, le phosphore et le pepsinogène. En ce qui concerne la gastrine, l’augmentation du pH due à la présence des parasites dans la caillette, entraine une élévation du taux de gastrine sérique. 36

Le dosage du phosphore qui est le seul moyen d’appréciation des lésions intestinale est très peu utilisé en raison du manque de données relatives à son interprétation chez les animaux infestés naturellement. Le dosage du pepsinogène est le plus spécifique et le plus utilisé. Le pepsinogène est transformé en pepsine sous l’action combinée de la température (37°C) et du pH acide. Il agit ensuite sur un substrat riche en acides aminés aromatiques, points de coupure des protéines par l’enzyme. La concentration en pepsinogène sérique varie en fonction des lésions de la muqueuse de la caillette. La migration des larves et la présence des parasites dans cette muqueuse provoquent la destruction d’une partie des glandes fundiques. Ceci a pour conséquence un passage accru du pepsinogène dans le courant sanguin, alors qu’il est normalement excrété en majorité dans la lumière de la caillette. L’augmentation du taux de pepsinogène est proportionnelle à l’intensité des lésions. Celle-ci étant, de façon très majoritaire, dues à la présence de parasites chez les ruminants élevés au pâturage, ce dosage peut être utilisé comme moyen indirect d’appréciation de l’importance des lésions (Hoste et al., 1999 ; Kerboeuf, 2004). 2.2.2. Diagnostic immunologique La présence de parasites dans un organisme animal provoque une réponse immunologique de la part de ce dernier, avec ou sans rejet de parasites. Cette réponse immunitaire de l’hôte est très complexe et se présente sous deux types : humorale et cellulaire. Elle peut être mise à profit pour le diagnostic de certaines helminthoses. Les méthodes utilisées sont le diagnostic sérologique et la mise en évidence des états d’hypersensibilité. Dans le diagnostic sérologique, on met en évidence la présence d’anticorps dans le sérum qui se fixe à un complexe antigénique venant du parasite. Ce principe réactionnel est utilisé pour de nombreux tests dont l’ELISA, la fixation du complément, la floculation, etc, pas seulement en bactériologie mais aussi en virologie. Cependant, les méthodes d’immunofluorescence sont les plus importantes et les plus fréquemment employées. Les tests permettant la mise en évidence des états d’hypersensibilité sont effectués directement sur l’animal suspect. L’antigène est injecté par la voie intradermique 37

(I.D.R=Intra-Dermo-Réaction). On révèle ainsi des états d’hypersensibilité cutanée quelques temps après par observation d’une réaction (Bussieras et Chermette 1995). 3. Diagnostic nécropsique Ce diagnostic se fait par autopsie sur les animaux morts et permet d’effectuer le bilan parasitaire. Ce bilan consiste à énumérer et identifier les populations de strongles présents dans la caillette et dans l’intestin (Mage 2008). VI. Lutte contre les strongles gastro-intestinaux des ovins 1. Principe de la lutte La lutte est fondée en partie sur les mesures sanitaires et zootechniques visant à diminuer le risque d’infestation par les éléments parasitaires exogènes (Lefèvre et al., 2003). Ainsi elle met en jeu plusieurs types de dispositions : -

le contrôle de la densité de population du bétail pour éviter le surpeuplement ;

le suivi de la conduite du pâturage pour minimiser l’infestation des prairies et l’utilisation de pâturages sains ;

le traitement tactique à base d’anthelminthiques : vermifugation périodique.

le traitement anthelminthique stratégique, au moment où les conditions extérieures sont les plus favorables au développement des larves sur les pâturages.

A cela, la prévention agronomique et hygiénique doit être ajoutée avec une désinfection des bâtiments à l’eau bouillante sous haute pression, pour éliminer un certain nombre d’éléments parasitaires tels que les œufs (Mage 2008). 2. Lutte moderne La lutte moderne consiste à utiliser certains médicaments pour combattre les strongyloses gastro-intestinales. Il s’agit essentiellement des anthelminthiques.

2.1. Principaux anthelminthiques utilisés En pratique, de nombreux anthelminthiques sont utilisés dans la lutte contre les strongles gastro-intestinaux. Les principales molécules utilisées sont regroupées dans le tableau VII.

Tableau VII: Principaux anthelminthiques utilisés Groupe BENZIMIDAZOLES Methyl-carbamates

Thiazolyl-benzimidazole Pro-benzimidazole

Voie d’adm

DCI Albendazole* Fenbendazole* Mebendazole Oxibendazole* Luxabendazole Oxfendazzole Thiabendazole Thiophanate Febantel* Netobimin

Pos (mg/Kg) Spectre

PO PO PO PO PO PO PO PO PO PO/SC/IM

5-10 77,5 10 10-15 10 5 50-100 10-15 5-6,5 7,5-20

Ad/L Ad/L Ad Ad Ad/L Ad/L Ad Ad/L Ad/L Ad/L

PO PO/IM/SC/TC

10-15 5-7,5

Ad/L Ad/L

PO PO

12,5 12,5-20

Ad Ad

PO SC/IM SC/IM PO PO PO

30-60 10 5 15 18,7 50-100

PO/TC SC/IM TC TC PO

0,2-0,5 0,2 0,2 0,5 0,2

Ad/L Ad Ad/L Ad/L

PO PO PO PO

500 100-200 30 1 à 3,5

IMIDAZOTHIAZOLES Tetramisole Levamisole* TETRAHYDROPYRIMIDINE Morantel Pyrantel(tartate) HALOGENOPHENOLS et assimilés Bithionoloxide Nitroxinil Closantel Rafoxanide Oxyclosanide Niclosamide LACTONES MACROCYCLIQUES Avermectines Ivermectine* Abamectine M2 Doramectine Eprinomectine Milbémycines Moxidectine Divers Phénothiazine Pipérazine OP Dichlorvos Praziquantel

Source : Jorgan et al., 1995 : Page et al., 1999; Lefèvre et al., 2003

Légende : DCI : Dénomination Commune Internationale, Adm : Administration ; Pos : Posologie ; PO : Per Os ; SC : Sous Cutanée ; TC : Trans-Cutanée ; IM : Intra musculaire ; Ad : Adulte ; L : Larves NB : les molécules marquées d’un « * » sont les plus utilisées. 40

2.2. Résistances de strongles aux anthelminthiques utilisés De nos jours, on assiste de plus en plus à un phénomène récurrent dans nos élevages. Il s’agit de la résistance des strongles aux différents anthelminthiques précédemment cités. Ceci constitue un sérieux handicap au développement des élevages car les traitements restent inefficaces rendant l’infestation persistante. Selon Berrag (2008), les facteurs favorisants l’apparition de ces résistances sont les suivantes : la fréquence d’utilisation des anthelminthiques, le dosage des médicaments, l’alternance des produits, la conduite de l’élevage et surtout la taille de la zone refuge. Cette zone refuge correspond à la proportion de la population de strongles ayant gardée sa sensibilité aux anthelminthiques, dans une population qui est soumise (Berrag 2008, Van Wyk et al., 2002). La détection de ses individus résistants aux anthelminthiques est donc indispensable. 3. Lutte traditionnelle En plus des méthodes de lutte moderne, les éleveurs ont souvent recours à des méthodes traditionnelles. Au Burkina Faso, plusieurs raisons sont avancées par les éleveurs pour expliquer ce recours aux remèdes traditionnels. Il s’agit de l’absence ou de l’indisponibilité de l’agent vétérinaire au moment opportun pour soigner les animaux malades, du coût élevé des médicaments non contrefaits, de l’efficacité reconnue des remèdes traditionnels et surtout de l’inefficacité de certains traitements modernes (Kaboré et al., 2007). Les remèdes traditionnels sont le plus souvent à base de substances d’origine végétale (Pousset 2004, Kaboré et al., 2007). D’autres ingrédients sont parfois ajoutés comme le sel, la potasse, la poudre de charbon végétal, etc. (Kaboré et al., 2007). Les principales parties des plantes utilisées sont essentiellement les feuilles et les écorces (Sofowara, 1996 ; Kaboré et al., 2007) mais peuvent être aussi utilisés les racines, les graines, le latex, etc (Sofowara, 1996). Les remèdes se présentent sous divers formes galéniques. Les plus utilisées sont la macération, la décoction et la poudre mélangée à la ration de l’animal (Sofowara, 1996). Le mode d’administration est principalement la voie orale pour une durée du traitement qui varie en fonction de l’évolution des 41

symptômes. La posologie est également variable et dépend de la forme galénique. Cependant le prix est relativement faible, se résumant le plus souvent à une contribution symbolique (Kaboré et al., 2007). La liste des plantes utilisées dans la lutte contre les parasites gastro-intestinaux est longue. Le tableau VIII présente un résumé des différentes plantes employées dans la région ouest-africaine et au Burkina Faso.

Tableau VIII: Recettes traditionnelles préconisées au Burkina Faso par les tradipraticiens dans le traitement des parasitoses digestives des petits ruminants Organe, mode de préparation et voie d’administration

Plantes ou produits utilisé Espèces ou produits utilisés Loranthus sp

Familles Loranthaceae

Gardenia erubescens

Rubiaceae

Mitragyna inermis*

Rubiaceae

Bleu de methylène Acacia raddiana*

Mimosaceae

Khaya senegalensis*

Meliaceae

Kaolin et charbon de bois Ceiba pentandra* Securidaca longepedunculata* Piliostigma reticulatum

Bombacaceae Polygalaceae

Carica papaya*

Caricaceae

Anogeissus leiocarpus*

Combretaceae

Combretum glutinosum

Combretaceae

Caesalpiniaceae

Daniella oliveri* + Caesalpiniaceae anogeissus leiocarpus* Daniella oliveri* Caesalpiniaceae

Feuilles, macération et ajout de piment ; per os 2fois/jour (matin et soir) pendant 4 jours Feuilles, macération ; per os 2 fois/jour (matin et soir) pendant 4jours Feuille, décoction ; per os 2 fois/jour (matin et soir) pendant 7jours A mélanger dans 1l d’eau de boisson ; 2 cuillerées à soupe per os par jour jusqu’à guérison Ecorce, macération ; per os le matin en une seule prise Ecorce, macération ; per os le matin en une seule prise 2 boules de kaolin à écraser et à mélanger à une quantité égale de charbon de bois, ensuite ajouter un peu d’eau et mélanger à l’aliment servi per os Racine, macération ; per os en une seule fois. Racine, décoction ; per os 2 fois/jour (matin et soir) pendant 3 jours. Feuilles, pilées et mises dans l’eau de boisson dans laquelle 3 piments sont ajoutés et servir per os matin et soir pendant 4 jours. graines séchées, écrasées et mélangées à l’aliment ; per os dans une petite boîte de tomate/jour/adulte pendant 2 jours. - Fruits ou feuilles, écrasé(e)s et mélangé(es) au son de mil ; per os - Fruits ou feuilles, écrasé(e)s et mélangé(es) aux céréales et y ajouter de la potasse; per os - Feuilles, décoction ; per os 1 fois/jour (matin) pendant 3 jours. Fruits ou feuilles, écrasé(e)s et mis(es) dans de l'eau de boisson ; per os Ecorce et feuilles, décoction, sel ; per os en une seule prise. Ecorce, décoction ; per os en une fois par jour pendant 3 jours.

Source : Kaboré et al., 2007 ; Kaboré 2009 NB : les espèces marquées d’un « * » sont celles que l’on utilise dans la sous-région ouest africaine (confer tableau) 43

4. Prévention agronomique Il consiste à interrompre le cycle biologique du parasite et de préférence dans le milieu extérieur, dans le but d’éviter l’infestation de l’animal et la contamination de son lieu de vie (Mage 2008). La conduite des brebis et des agneaux sur des prairies temporaires récente, sur des repousses après foin, ou après ensilage, ou sur des prairies non pâturées depuis un an limitera l’infestation par les strongles gastro-intestinaux. Le repérage de zones humides et leur assainissement supprimeront la limnée tronquée, hôte intermédiaire de la grande douve par exemple. La désinfection de tous les bâtiments d’élevage à l’eau bouillante à haute pression avant l’entrée en bergerie éliminera un grand nombre d’éléments parasitaires tel que les ookystes de coccidies, de cryptosporidies, d’œufs de Strongyloïdes, de poux, d’acariens agents de la gale et de champignons de la teigne (Mage 2008). Toutes ces mesures ci-dessus citées sont très importantes pour la lutte contre les strongles gastro-intestinaux. Cependant, pour une lutte plus efficace, il est primordial de diagnostiquer très tôt les animaux infestés, afin d’entreprendre un traitement dirigé vers ces derniers. C’est dans ce cadre que la méthode FAMACHA a vu le jour. Le chapitre III qui va suivre est dédié à cette méthode.

Chapitre III : Diagnostic de l’anémie clinique due aux parasites gastrointestinaux par la méthode FAMACHA I.

Généralités

La méthode FAMACHA est une nouvelle méthode qui consiste à déterminer de façon subjective le degré d’anémie d’un animal à travers la muqueuse oculaire. Elle permet de mesurer, de façon indirecte, le degré d’infestation parasitaire des animaux notamment lors d’infestation à Haemonchus concortus. Elle évalue et estime le traitement à effectuer sélectivement sur certains animaux. Le système FAMACHA a été développé en Afrique du Sud par un groupe de scientifiques vétérinaires, de l’université de Pretoria. Le nom « FAMACHA » vient de celui qui l’a initié, le Dr. Francois ‘‘Faffa’’ Malan, « FAffa MAlan CHArt » en anglais. L’étude a connue aussi la participation active du Dr. Jan Van Wyk et du Professeur Gareth Bath, tous de la même école. Cette étude fut réalisée en réponse au développement d’une grande résistance aux traitements anthelminthiques en Afrique du Sud (Storey et al., 2008, Postels, communication orale). En 1970, le Dr. François ‘‘Faffa’’ Malan travaillait comme vétérinaire dans la province de Freestate en Afrique du Sud. Dans l’exercice de ses fonctions, il fut confronté à des cas de mortalités presque journalières d’ovins, dues aux parasites du genre Haemonchus. Il chercha donc pendant longtemps une méthode pour identifier les ovins nécessitant un traitement contre ces vers parasites. En 1977, Dr Malan alla travailler dans l’unité de recherche de Hoescht. Il s’y appliquait à tester une large gamme de médicaments dans la ferme de Cliff Wessels dans le district Badplaas de Transvaal. Il décida de traiter uniquement les animaux qui présentaient les signes évidents d’une infestation à Haemonchus, notamment le signe de la bouteille, la pâleur des muqueuses. A sa grande surprise, seulement 20% des animaux nécessitaient un traitement, pourtant tous les animaux présentaient une pâleur de la muqueuse conjonctivale : l’idée de la méthode FAMACHA pris naissance à cet instant. Il commença ainsi à tester l’hématocrite et la coloration des muqueuses conjonctivales et trouva qu’il y’a une corrélation entre ces deux facteurs. Après cela, en partenariat avec

le Dr Jan Van Wyk puis le Dr Gareth Bath, il effectua plusieurs essais et études qui ont aboutis au lancement de la méthode FAMACHA en 1992 (Storey et al., 2008). II. Contexte nécessitant son application 1. Conditions climatiques La méthode FAMACHA est un outil subjectif d’évaluation de l’état d’anémie d’un animal, basé sur l’intensité de pâleur de la muqueuse oculaire, laquelle anémie est supposée être consécutive à une infestation de Haemonchus concortus (Mallan et Van Wyk, 1992; Mallan, 2001 ; Getz 2012, (communication personnelle)). Une des conditions essentielles à l’application de cette méthode est donc un contexte épidémiologique favorable au développement et à la survie de Haemonchus concortus, à savoir toutes les régions dans lesquelles le nématode est présent (Muller et Waller, 2004). Ainsi, le FAMACHA s’applique avec succès, en régions chaudes, aux animaux contaminés par un strongle, surtout hématophage (Bouilhol et al., 2009). 2. Espèces La méthode FAMACHA a été développée au départ sur les ovins (Bath et al., 2001). Cependant des études ont été menées sur les caprins et il s’est avéré que cette méthode est également applicable sur cette espèce, avec des sensibilités plus ou moins élevées : -

67 à 69% (Van Wyk et Bath 2002)

76% et 85% (Vatta et al., 2001)

99% à 100% (Fondraz 2012)

III. Application 1. Evaluation clinique Le principe de la méthode FAMACHA est d’observer la coloration de la muqueuse oculaire, et de la comparer avec une table illustrée présentant les différentes colorations possibles en fonction de l’état d’anémie. Cette table ou carte comparative que la figure 9 illustre a été établie sur la base d’une échelle de 1 à 5, selon que l’animal présente respectivement une muqueuse oculaire de 46

couleur rouge foncée ou blanchâtre. Ces colorations sont celles que peuvent prendre les muqueuses selon l’état d’anémie de l’animal. Ces indications vont de l’absence d’anémie à l’anémie sévère. (Postels, communication personnelle ; Glaji 2014 ; Vatta et al., 2001).

Figure 9: Carte FAMACHA Source : Glaji 2014 2. Instruction d’utilisation de la table FAMACHA (Kaplan et Miller 2004, Menzies (communication personnelle)) Pour utiliser la carte FAMACHA, certaines conditions et mesures doivent être prises. Ces instructions sont les suivantes : -

il faut toujours réaliser l’évaluation de la coloration de la muqueuse à la lumière naturelle, pas sous un hangar ou à la lumière artificielle ;

faire une pression sur la paupière supérieure avec un pouce, et tirer vers le bas la paupière inférieure avec l’autre pouce afin d’en visualiser la muqueuse (figure 10);

réaliser l’évaluation dans un temps court, afin d’éviter que des manipulations trop longues pouvant congestionner artificiellement la muqueuse de la paupière ne faussent la note attribuée;

comparer la couleur de la muqueuse de la paupière inférieure avec celles fournies par l’échelle comparative (figure 11);

si un doute subsiste entre deux graduations, choisir la catégorie inférieure (couleur la plus pâle) pour ne pas prendre le risque de faire un faux diagnostic;

réaliser dans la mesure du possible cette évaluation clinique chaque semaine, et ne pas laisser passer plus de 2 à 3 semaines sans évaluation pendant la période d’incidence maximale du parasite Haemonchus contortus ;

renouveler la table comparative chaque année afin d’éviter sa décoloration à la lumière naturelle ou par d’autres facteurs ;

toujours utiliser la table comparative lors de l’évaluation clinique, ne pas faire confiance à sa mémoire.

Figure 10: Mise en évidence de la muqueuse oculaire Source : Menzies, communication personnelle

Figure 11: Comparaison de la couleur de la muqueuse oculaire avec la carte FAMACHHA Source : Menzies, communication personnelle

3. Corrélation entre la note FAMACHA et l’hématocrite Dans l’objectif d’utiliser à grande échelle la carte FAMACHA pour détecter l’anémie, une corrélation entre la note FAMACHA et le taux d’hématocrite a été mise en évidence. Cette correspondance est présentée dans le tableau IX. Tableau IX: Corrélation entre la note FAMACHA et l’Hématocrite

Note FAMACHA

Classification des couleurs

Taux d’hématocrite (Ht)

Rouge

Ht>28

Rose-foncée

23<Ht<27

Rose

18<Ht<22

Rose-claire

13<Ht<17

Pâle

Ht<12

Source : Schoenian, 2003; Menzies, communication personnelle

4. Conduite à tenir Avant tout, il convient de fixer le seuil de note FAMACHA à partir duquel on considère que le test est « positif ». De même, il faut définir à partir de quelle valeur d’hématocrite l’animal est dit « malade », c’est-à-dire « anémique » dans le cas particulier qui constitue le nôtre. Ainsi, en fonction de la note FAMACHA obtenue, l’opérateur décide donc de traiter ou non l’animal en question. Une conduite à tenir a été recommandée par les auteurs au cours des nombreuses études menées sur les ovins. Le résumé est donné par le tableau X.

Tableau X: Conduite à tenir en fonction de la note FAMACHA Note FAMACHA

Niveau de parasitisme

Conduite à tenir

1 ou 2

Acceptable

Ne pas traiter

Intermédiaire

Décision de traiter ou non appartenant à l’opérateur

4 ou 5

risque

(anémie Traitement

importante)

précoce

indispensable

Source : Bath et al., 2001, Vatta et al., 2001, Schoenin 2003, Myers 2004, Besier 2008 Les animaux ayant obtenus les notes de 4 ou 5 doivent être identifiés afin de faciliter leur suivi. La conduite à tenir en termes de traitement antiparasitaire les concernant dépendra de plusieurs facteurs, comme par exemple leur appartenance ou non à une catégorie dite sensible (jeunes, femelles en fin de gestation ou en début de lactation), ou leur état général (note d’état corporel, appétit…). D’autre part, en cas de signes d’anémie trop importante (œdème de l’auge ou signe de la bouteille) au sein du troupeau, il est conseillé d’inclure dans le protocole de traitement les animaux appartenant à la seconde catégorie, en plus des animaux des catégories 3, 4 et 5 (Van Wyk et Bath 2002). Des essais préliminaires ont montré que les performances de production n’étaient que peu voire pas affectées lors de la mise en place de tels traitements sélectifs guidés par la méthode FAMACHA (Vatta et al., 2001). 5. Avantages et inconvénients de la méthode FAMACHA 5.1. Avantages Ces avantages ont été présentés dans les travaux de Kaplan et Miller (2004). La méthode FAMACHA est un moyen efficace et peu coûteux de contrôler la population d’Haemonchus contortus, parasite réduisant considérablement le potentiel de production des élevages de petits ruminants. 50

Elle permet de réduire les coûts de production au travers d’un programme de déparasitage sélectif, tout en maintenant une population de parasites sensibles aux produits disponibles sur le marché, ralentissant ainsi l’émergence du phénomène de résistance. D’autre part, il s’agit d’un outil applicable à l’échelle de l’élevage, par des personnes de faible niveau scolaire car il ne fait pas appel à des termes techniques d’une grande complexité. De même, la méthode FAMACHA ne nécessite aucune analyse qui impliquerait la présence d’un laboratoire équipé de matériel spécialisé à proximité. Enfin, l’application de cette méthode, associée à la réalisation annuelle d’OPG et de Test de réduction des œufs dans les matières fécales, permet non seulement d’optimiser les résultats obtenus suite au traitement antiparasitaire en ne ciblant que les animaux en ayant vraiment besoin, mais également permet à l’éleveur de sélectionner des animaux génétiquement résistants à Haemonchus contortus, en éliminant les animaux sensibles de la reproduction (Bath et al., 2001). 5.2. Inconvénients En effet, pour des résultats optimaux, il est recommandé de la réaliser toutes les 2 à 3 semaines au moins pendant la période d’incidence maximale des parasites, notamment Haemonchus contortus (Myers 2004, Kaplan et Miller 2004). La méthode FAMACHA n’est applicable que dans le cas des infestations à parasites hématophages, et nécessite en conséquence un contexte épidémiologique particulier. Il est également à souligner que toutes les anémies ne sont pas dues à l’infestation par Haemonchus contortus ; en effet d’autres maladies vectorielles (maladies transmises par les tiques notamment) ainsi que la Fasciolose, particulièrement présente en milieu tropical, sont susceptibles d’engendrer le même tableau clinique. D’autre part, les personnes chargées de réaliser cette évaluation clinique doivent avoir reçu une formation pratique de façon à limiter les erreurs d’interprétation. En effet, toute stratégie nouvelle requiert une formation préalable du personnel avant sa mise en place (Kaplan et Miller, 2004).

Enfin, il s’agit d’une méthode d’évaluation subjective, raison pour laquelle les résultats peuvent légèrement différer d’un opérateur à un autre (Myers, 2004). En effet, des études réalisées en Guadeloupe (Mahieu et al., 2007) rapportent une période « d’appropriation » de la méthode de notation d’environ un an avant d’être pleinement significative.

DEUXIEME PARTIE : ETUDE EXPERIMENTALE

Chapitre I : MATERIEL ET METHODE I.

Zone d’étude

L’étude a été menée de Juin à Aout 2015 à Mangodara, localité située à environ 523 km à l’Ouest de Ouagadougou, dans la région des Cascades (figure 12). Cette zone appartient à la zone soudanienne du Burkina Faso qui couvre le sud du pays (latitude compris entre 9° 3′ N et 11° 3′ N), avec une pluviométrie annuelle supérieure à 900 mm. Les températures varient entre 17 °C et 35 °C. La zone

est caractérisée par deux grandes saisons qui sont : la saison pluvieuse

d’Avril à Octobre et la saison sèche de Novembre à Mars. La diversité de ses sols est sans nul doute un énorme potentiel pour l’activité agricole dans la zone. En raison de sa forte pluviométrie, la zone offre des conditions idéales à la formation d’un couvert végétal très diversifié. En effet, la végétation dans son ensemble est constituée de savanes boisées et de forêts claires hautes de 15 à 20 m entrecoupées de galeries forestières. Il y’a des formations végétales suivantes : les savanes boisées et arborées, les forêts claires et galeries, le tapis graminéen. Les deux principaux cours d’eau de la région (Comoé et Léraba) ont un écoulement permanent, permettant la pratique des cultures maraichères et l’abreuvement de l’élevage. L’élevage dans la région en générale et celui des petits ruminants en particulier est pratiqué dans toutes ses formes (extensif, intensif…).

Figure 12: Carte de la zone d'étude Source : Ouedraogo, 2015

II. Matériel 1. Matériel biologique L’expérimentation s’est faite sur un lot de quatre cent dix(410) ovins de race Djallonké dont 282 femelles et 128 mâles, tous âgés de 2 à 6 mois.

Figure 13 : Matériel biologique (moutons)

2. Matériel de pesée Pour les pesées des animaux une balance de type Salter de 100 kg avec une précision de 50 g a été utilisée. Les pesées ont été effectuées avec des sacs munis de corde. Les données ont été notées sur une fiche conçue à cet effet. Les pesées des matières fécales ont été effectuées à l’aide de balance électronique avec une précision de 0,1g (figure 14).

Figure 14 : Matériel de pesée 3. Matériel de prélèvement des fèces et du sang Pour le prélèvement des matières fécales, des gants stériles, des pots, un marqueur et une glacière contenant la glace ont été utilisés. Des aiguilles, des tubes EDTA, un portoir et un marqueur ont été utilisés pour le prélèvement de sang (figure 15).

Figure 15 : Matériel de prélèvement de sang et matières fécales

4. Matériel et réactifs de laboratoire 4.1. Matériel de coprologie Pour la coprologie, le matériel utilisé est le suivant : -

les prélèvements de fèces ;

des béchers ;

une spatule ;

de petits tamis ;

de micropipettes ;

une balance électronique Sartorius AG d’une portée de 600 g ;

une lame de Mac Master ;

un microscope de marque Leitz ;

des éprouvettes graduées ;

une solution saturée de chlorure de sodium (NaCl).

Figure 16: Prélèvement de matières fécales

Figure 17: Balance sartorius

Figure 18: Microscope optique

Figure 19: Spatules, tamis, bécher 57

4.2. Matériel du score FAMACHA Le score FAMACHA a été noté sur des fiches sur l’ensemble des animaux en utilisant la carte FAMACHA proposée par Van Wyk et Bath (2002). 4.3. Matériel pour l’hématocrite Le matériel utilisé pour l’hématocrite est le suivant : -

les prélèvements de sang ;

des tubes à hématocrite ;

de la pâte à sceller (la plasticine) ;

une centrifugeuse à hématocrite ;

un hématimètre.

Figure 20: Centrifugeuse à Hématocrite

Figure 21: Plasticine

Figure 22: Hématimètre

Figure 23: Prélèvements sanguins

III. Méthodologie 1. Expérimentation sur les animaux 1.1. Echantillonnage et Choix des animaux Le choix des animaux a porté sur des individus âgés de 2 à 6 mois. Ce choix s’est effectué de façon aléatoire dans plusieurs élevages de la zone d’étude. Le choix était guidé par le propriétaire qui maitrise la reproduction et donc connais mieux les animaux se trouvant dans la tranche d’âge. Egalement, en fonction du nombre d’animaux pouvant entrer dans l’étude disponibles dans l’élevage, il était désigné un certain nombre selon la permission de l’éleveur. Les animaux au nombre de 410, ont été identifiés individuellement par des colliers placés à l’encolure et conduits au pâturage tous les jours de 9h à 16h durant toute la phase expérimentale. L’identification des animaux (figure 24) a été notée sur une fiche d’identification. (Annexe I) 1.2. Protocole expérimental Le troupeau expérimental a été suivi pendant 60 jours pour le relevé des paramètres phénotypiques de résistance/sensibilité aux parasitoses gastro-intestinales et les prélèvements de sang. Au début de la saison hivernale, les animaux ont été déparasités (J0) à l’Albendazole (figure 25) à la dose de 5mg/kg de poids vif. Dix jours après l’identification et le déparasitage des animaux, des prélèvements de matières fécales sur 10% des animaux du lot ont été effectués afin de vérifier l’efficacité du traitement parasitaire, et un niveau « 0 » d’OPG était recherché. Après le contrôle de l’efficacité du traitement, les paramètres phénotypiques de résistance aux parasitoses gastro-intestinales ont été collectés et/ou notés à J28 et à J35 compte tenu de la rémanence de l’Albendazole qui est de 14 à 21 jours. Ainsi, ont été noté :  le poids vif;  le prélèvement de matières fécales au niveau du rectum pour la mesure de l’excrétion d’œufs de strongles gastro-intestinaux (OPG) qui a été faite par la technique de Mac-Master décrite et modifiée par Hansen et Perry (1994) 59

utilisant une solution saturée de NaCl d’une densité de 1,2 avec une sensibilité de 50 pour un œuf trouvé ;  la mesure du score FAMACHA par l’utilisation de la carte FAMACHA proposée par Van Wyk et Bath (2002);  la détermination de l’hématocrite après centrifugation du sang total à 3000 tours/mn pendant 5 mn et la lecture à l’aide d’un hématimètre.

Figure 24: Identification des animaux

Figure 25: Déparasitage des animaux

2. Technique de pesée des animaux Les pesées ont été effectuées à l’aide d’une balance de type SALTER de 100 kg et d’un sac accroché à un arbre. On met l’animal dans le sac à peser, puis le tout est accroché à la balance déjà suspendu à un arbre (figure 26). Le poids lu est noté sur une fiche de collecte de données (Annexe I)

Figure 26: Technique de pesée

3. Technique de coprologie La mesure de l’excrétion des œufs de strongles gastro-intestinaux a été faite par la technique de Mac-Master décrite et modifiée par Hansen et Perry (1994) La méthode de Mac Master est une méthode quantitative basée sur le principe de la flottation. Elle consiste à compter le nombre d'éléments parasitaires contenus dans un volume de suspension de matière fécale diluée au 1/15ème et nécessite l'utilisation d'une cellule de Mac Master. La cellule de Mac Master est divisée en deux chambres de 0,5 ml chacune. Sur la face supérieure de chaque chambre est gravé un quadrillage de 1 cm² constitué de 6 colonnes, la hauteur de la chambre est de 1,5 mm, le volume sous chaque quadrillage est de 0,15 ml. Les étapes de la technique sont les suivantes : -

Prélèvement les matières fécales au niveau du rectum;

peser 3g de fèces et écraser ;

y ajouter 45 ml de la solution saturée de NaCl ;

triturer pour mélanger ;

verser le contenu du mélange sur une passoire pour éliminer les débris végétaux et recueillir la phase liquide ;

remplir les deux compartiments de la lame de Mac Master avec le liquide, prélever à l’aide d’une pipette ;

laisser reposer 5mn pour permettre aux œufs de remonter

compter les œufs au microscope au grossissement x 10 ;

Le nombre d’œufs à l’intérieur du réseau est multiplié par 50. Les résultats obtenus sont notés sur une fiche de parasitologie puis rapportés sur la fiche de collecte des données (Annexes II et III)

Figure 27: Prélèvement de fèces

Figure 28: Trituration des fèces dans une solution de NaCl

Figure 29: Observation sur lame Mac Master au microscope

4. Technique de FAMACHA Le système FAMACHA comme déjà détaillée dans la synthèse bibliographique, consiste à déterminer le degré d’anémie d’un animal à travers les muqueuses oculaires Elle permet de mesurer, de façon indirecte, le degré d’infestation des animaux. La note est établie à partir de la carte FAMACHA qui comporte cinq catégories de couleur que la muqueuse oculaire peut prendre selon le degré de l’anémie. Ces indications vont de l’absence d’anémie à l’anémie sévère (figure 30).

Figure 30: Grille de notation FAMACHA Source : Vatta et al., (2001)

Le processus se déroule comme suit : -

mettre une pression légère vers le bas sur l’œil avec le pouce au-dessus ;

presser la paupière inférieure avec l’autre pouce ;

observer et déterminer la couleur de la muqueuse de la paupière inférieure de l’œil ;

utiliser la carte FAMACHA pour comparer la couleur de la muqueuse de l’œil à la carte.

Les différentes notes observées ont été reportées sur la fiche de collecte des données (Annexe II) 5. Technique de l’hématocrite A l’aide d’un tube à EDTA, le sang est prélevé au niveau de la veine jugulaire du mouton et conservé sous glace dans des glacières avant leur transport au laboratoire où il est conservé à +4°c dans un réfrigérateur. La technique de l’hématocrite est la suivante : -

plonger le tube à hématocrite directement dans l’échantillon de sang ;

ce tube se remplie alors par capillarité. La montée du sang dans le tube peut parfois prendre du temps. Pour accélérer cette montée, incliner d’avantage le tube à hématocrite et l’échantillon ;

remplir le tube à hématocrite en laissant environ 1 à 1,5cm d’espace libre ;

maintenir le doigt au sommet du tube afin de ne pas laisser s’échapper le sang du tube.

toujours avec le doigt posé au sommet du tube, enfoncer le dans la pâte à sceller, en occurrence la plasticine, de sorte à fabriquer un bouchon, évitant la fuite de sang. Ce bouchon doit mesurer entre 1 et 1,5cm ;

renouveler l’opération avec un nouveau tube à hématocrite, afin de pouvoir effectuer une moyenne sur les deux tubes, et cela pour un souci de précision ;

placer ensuite les tubes dans la centrifugeuse à hématocrite, en prenant soin de placer le « coté bouchon de plasticine » vers l’extérieur. La centrifugation se fait à 3000 tours/mn pendant 5 mn ; 63

une fois centrifugés, sortir les tubes de l’appareil. On obtient alors 3 couches distinctes :  La couche la plus basse, de couleur rouge, représente les globules rouges ;  La couche supérieure, représente le plasma ;  Une couche intermédiaire située entre les deux couches précédentes, représentant les globules blancs.

La détermination du taux d’hématocrite se fait à l’aide de la lecture du culot qui se fait avec un hématimètre.

Comme pour les paramètres précédents, l’hématocrite calculé a été noté sur une fiche pour Hématocrite, puis sur la fiche de collecte des données (Annexe II et IV) IV. Traitement des données Les données recueillies sur les différentes fiches ont été saisies sur Excel et analysées avec le logiciel R (R Core Team 2015). Les différentes moyennes des paramètres phénotypiques ont été calculées à l’aide du package lsmeans du logiciel R. Ce même package a servi à effectuer des comparaisons multiples des moyennes de ces paramètres phénotypiques aux différents jours d’estimation, avec une p-value inférieure 5% retenue comme variation significative. Des équations de régression ont permis de connaitre l’évolution du score FAMACHA en fonction des paramètres phénotypiques. Pour l’étude de la corrélation, le coefficient de corrélation de pearson fut utilisé. Cependant, les données relatives à l’OPG ne pouvant pas être utilisées dans ses valeurs brutes, une transformation fut utilisée pour les normaliser. Il existe 3 types de transformations possibles sur le logiciel R, à savoir le BOXCOX transformation, la transformation logarithmique et le rank transformation. Ainsi, dans le souci d’avoir la meilleure répartition des données, la transformation logarithmique a été celle retenue. Pour la détermination de la sensibilité, la spécificité et les valeurs prédictives positives et négatives, des valeurs seuil de l’hématocrite (19, 20, 21 puis 22) et du score FAMACHA ont été choisies sur la base des valeurs moyennes de l’hématocrite et la note FAMACHA. Les deux seuils de note FAMACHA testés sont les notes ≥3 et ≥4. La note FAMACHA « seuil » retenue comme référence pour définir un test positif sera 64

celle pour laquelle la sensibilité sera la plus élevée, pour chaque seuil d’hématocrite testé. Les formules utilisées pour calculer les différents paramètres sont les suivantes : Hématocrite

Note

Malade

Sain

Malade

A (VP)

B (FP)

A+B

Sain

C (FN)

D (VN)

C+D

Total

A+C

B+D

A+B+C+D

FAMACHA

VP= Vrais Positif ; FP= Faux Positif ; FN=Faux Négatif ; VN=Vrais Négatifs -

Sensibilité (Se): C’est le pouvoir du test à reconnaître comme malade les animaux qui le sont vraiment.

Spécificité (Sp): c’est le pouvoir du test à reconnaître comme sain les animaux qui le sont réellement.

Valeur Prédictive positive (Vpp) : c’est la probabilité qu’un individu classé malade le soit réellement.

Valeur Prédictive Négative (VPN) : c’est la probabilité qu’un individu classé sain le soit réellement.

Prévalence vraie : c’est la probabilité d’être reconnue malade avant le test

Chapitre II : RESULTATS 1. OPG et Hématocrite Le tableau XI donne les statistiques descriptives de l’OPG et de l’hématocrite en fonction du temps. Entre J28 et J35, la moyenne de l’OPG subit une hausse de l’ordre de 234,4 passant de 615,1 à 849,5. Aussi, la valeur maximale de l’OPG à J35 vaut le double de celle à J28. Par ailleurs, ces valeurs à J28 varient moins qu’à J35 car l’écart type est plus faible (1478,16 à J28 contre 2122,68 à J35). Il en est de même pour lnOPG qui augmente entre J28 et J35. Cependant, l’évolution de la moyenne de l’hématocrite est à la baisse entre J28 et J35, de l’ordre de 2,6. En effet, elle passe de 36,66 à J28 à 34,06 à J35. Mais dans les deux temps d’évaluation c’est-à-dire J28 et J35, les valeurs minimales et maximales n’ont pas évoluées, étant respectivement de 10,00 et 54,00. Tableau XI: Statistiques descriptives de l'OPG et de l'hématocrite en fonction du temps Nb

Moyenne

Écart type

Min

Max

OPG28

410

234,4

1478,16

2,40

0,0

13150,0

OPG35

410

849,5

2122,68

2,49

0,0

26900,0

lnOPG28

410

5,045

1,68

0,33

3,219

9,486

lnOPG35

410

5,221

1,84

0,35

3,219

10,201

Ht28

410

36,66

9,03

0,24

10,00

54,00

Ht35

410

34,06

8,31

0,24

10,00

54,00

Nb=Nombre CV=Coefficient de Variation

Tableau XII: Valeurs moyennes ajustées (± écart type) de l’hématocrite et de l’OPG en fonction du sexe, du temps et de l'interaction sexe*temps. Sexe et temps

OPG

LnOPG

MMC

e.s.

MMC

e.s.

MMC

e.s.

Mâle

34,23a

1,304

1058,86a

277,67

5,31a

0,26

Femelle

36,10a

1,247

801,39a

265,56

4,85a

0,25

J28

36,46

1,27

836,88

271,58

5,00

0,26

J35

33,86b

1,27

1023,37b

271,58

5,17

0,26

FJ28

37,36

1,30

644,37

276,51

4,76

0,26

FJ35

34,83

1,30

958,41

276,51

4,95

0,26

MJ28

35,59

1,41

1029,39

300,30

5,24

0,28

MJ35

32,86

1,41

1088,33

300,30

5,38

0,28

Sexe

Temps

sexe : temps

(a, b,c,d) les moyennes affectées de la même lettre sur la même colonne ne diffèrent pas significativement à p<0,05 Le tableau XII donne une description de la moyenne des moindres carrés (MMC) et de l’erreur standard (e.s.) de l’hématocrite (Ht), de l’OPG et de la transformation logarithmique de l’OPG. En considérant le facteur sexe, l’hématocrite est légèrement plus élevé chez la femelle (36,10) que chez le mâle (34,23), mais avec une marge d’erreur plus faible. Cette 67

différence est significative à un seuil p<0,05 pour les 2 sexes. Il en est de même pour les moyennes de l’OPG et lnOPG qui sont significativement différents mais qui sont nettement plus élevés chez les mâles que chez les femelles. La valeur de l’hématocrite diminue de J28 à J35, en passant d’une valeur moyenne de 36,46 à 33,86. Cette diminution est significative à J35 à p<0,05. Par ailleurs, l’OPG et lnOPG présentent une évolution inverse à celle de l’hématocrite car leurs valeurs augmentent entre J28 et J35. Cette variation de l’OPG est significative dans le temps à p<0,05. L’interaction entre le sexe et le temps laisse voir que l’hématocrite aussi bien chez les femelles que chez les mâles a une tendance à diminuer. Cependant cette diminution est légèrement plus élevée chez les mâles que chez les femelles. Concernant l’OPG, une augmentation du nombre d’œufs comptés est observée dans les 2 sexes, mais elle est plus marquée chez les femelles que chez les males. L’augmentation de lnOPG est très faible et est pratiquement la même dans les deux espèces. 2. Score FAMACHA  Fréquence du score FAMACHA à chaque date d’évaluation 

Figure 31: Fréquence du score FAMACHA à chaque date d'évaluation La figure 31 présente les différentes fréquences du score FAMACHA à chaque date d’évaluation. A J28, sur les 410 animaux évalués, 39,51% avaient un score FAMACHA 68

de 1 ; 41,46% un score de 2 ; 17,56% un score de 3 et 1,46% un score de 4. A J35, les animaux ayant des scores de 1, 3 et 4 ont diminué, passant à respectivement à 36,34%, 17,32% et 0,73%. Il n’en est pas de même pour ceux ayant un score de 2 qui au contraire ont augmenté, atteignant ainsi la fréquence de 45,61%.  Variation du score FAMACHA dans le temps chez les mâles et les femelles Tableau XIII: Variation du score FAMACHA dans le temps chez les mâles et les femelles Interaction

Sexe

Temps

moyenne±écart type

Sexe*temps

J28

1,89±0.123

J35

1,99±0.123

J28

1,93± 0.113

J35

1,91± 0.113

M=Mâle F=Femelle, p-value = 0,924 Le tableau XIII montre que quelques soit le sexe, le temps a un effet sur le score FAMACHA. En effet, chez les mâles, il passe de 1,89 à 1,99 entre J28 et J35. Cependant, chez les femelles le score diminue entre les deux dates d’évaluation mais très légèrement, de l’ordre de 0,02. Par ailleurs, les variations du score FAMACHA entre J28 et J35 pour les deux sexes ne sont pas significatives.

 Evolution du score FAMACHA associée à l’hématocrite(Ht), l’OPG et du poids vif (PV) selon le temps. Tableau XIV: Evolution du score FAMACHA associée à l’hématocrite(Ht), l’OPG et du poids vif (PV) en fonction du temps. PV

FAMACHA Temps moyenne±écart moyenne±écart

OPG moyenne±écart

type

J28

15.220± 0.207

38.077± 0.564

73.851±107.194

J35

15.428± 0.212

35.473± 0.577

342.826±109.691

J28

13.166± 0.202

36.378± 0.551

457.987±104.758

J35

13.374± 0.196a

33.773± 0.536c

726.963±101.770b

J28

12.214± 0.288

34.810± 0.776

1719.599±147.363

J35

12.422± 0.284a

32.206± 0.778a

1988.575±147.670a

J28

11.419± 1.051

28.645± 2.865

6427.008±543.812

J35

11.627± 1.058a

26.041± 2.886b

6695.983±547.768a

J28

J35

(a, b, c, d) les moyennes affectées de la même lettre sur la même colonne ne diffèrent pas significativement à p<0,05. Le tableau XIV présente l’évolution des différents paramètres étudiés en fonction du score FAMACHA et en fonction du temps. Pour le poids vif (PV), plus le score FAMACHA augmente, plus sa valeur ne diminue. Cette variation du poids est significative pour les scores de 2, 3 et 4. Elle passe de 15,220 à 11,419 à J28 pour respectivement des scores FAMACHA de 1 à 4. Egalement, pour les mêmes scores FAMACHA respectifs, à J35 elle passe de 15,428 à 11,627. Cependant, malgré que le

poids vif à J35 soit supérieur à celui de J28, la baisse est légèrement plus élevée à J28 où elle est de l’ordre de 3,801, qu’à J35 où elle s’élève à 3,621. Concernant l’hématocrite, il ressort du tableau que sa valeur diminue lorsque le score FAMACHA augmente. En effet, à J28 les moyennes de l’hématocrite pour les scores FAMACHA de 1, 2, 3 et 4 sont respectivement de 38,07 36,378 34,810 et 28,627. A J35, pour les mêmes valeurs du FAMACHA, les moyennes de l’hématocrite sont respectivement de 35,47 ; 33,77 ; 32,206 et 26,041. Aussi, les moyennes de l’hématocrite à J28 sont supérieures à celles à J35. Par ailleurs, les différentes variations de l’hématocrite sont significatives à un seuil p<0,05 pour les scores FAMACHA de 2 3 et 4 à J35. En considérant l’OPG, le tableau montre une augmentation de ses différentes valeurs lorsque le score FAMACHA augmente. En effet, à J28 l’OPG correspondant aux scores FAMACHA de 1, 2, 3 et 4 sont respectivement de 73,851 457,987 1719,599 et 6427,008. A J35, les valeurs de l’OPG sont plus élevées qu’à J28 et sont pour les mêmes scores FAMACHA respectivement égales à 342,826 ; 726,963 ; 1988,575

6695,983. Cette variation est significative à p<0,05 pour un score égal à 2 3 et 4.  Score FAMACHA associé à l’OPG Tableau XV: Score FAMACHA associé à l'OPG Score

Nb (total)

Moyenne

Médiane

[Min-Max]

Ecart type

OPG 1

326

210,87

[0-3750]

448,13

378

583,73

150

[0-26900]

1661,56

147

1846,25

1100

[0-22800]

3073,03

6516,66

6300

[2000-13150]

4498,95

Il ressort du tableau XV que la moyenne d’œufs excrétés augmente avec la note FAMACHA. Cependant, quelques soit la note FAMACHA, l’écart type est élevé, ce 71

qui signifie que la dispersion est importante, avec des valeurs très éloignées de la moyenne. De même, la médiane est très éloignée de la moyenne sauf pour la note 4.  Score FAMACHA associé Hématocrite Tableau XVI: Score FAMACHA associé à l'hématocrite Score

Nb (total)

Valeur

Moyenne

Médiane

attendue

[Min-

Ecart type

Max]

326

>28

37,57

[10-64]

8,41

378

23-27

35,50

[10-62]

9,42

147

18-22

34,07

[10-60]

10,27

13-17

27,77

[16-40]

8,27

<12

On constate à partir du tableau XVI que la valeur de l’hématocrite diminue avec la note FAMACHA. Par ailleurs, ces valeurs sont plus élevées que les valeurs attendues données par les travaux de Scoenian (2005), particulièrement pour les notes 3 et 4. Par ailleurs, les médianes sont proches de la moyenne.

3. Coefficient de corrélation de Pearson Tableau XVII: Corrélation entre les différents paramètres

FAM

OPG

lnOPG

1.0000

-0.3465

0.1189

-0.2032

-0.1805

<.0001

0.0006

<.0001

1.0000

-0.1587

0.3806

0.4376

<.0001

1.0000

-0.1158

-0.1081

0.0009

0.0019

1.0000

0.6370

P Fam

-0.3465

<.0001

0.1189

-0.1587

0.0006

<.0001

OPG

-0.2032

0.3806

-0.1158

<.0001

0.0009

lnOPG

-0.1805

0.4376

-0.1081

0.6370

<.0001

0.0019

<.0001

<.0001 1.0000

Le tableau XVII présente la corrélation entre le poids vif (PV), le score FAMACHA, l’hématocrite (Ht), l’OPG et la correction de l’OPG par transformation logarithmique lnOPG. Cette corrélation a été obtenue en appliquant le coefficient de corrélation de Pearson entre ces différents paramètres. Il en ressort que le poids vif a une corrélation négative avec le score FAMACHA, l’OPG et lnOPG. Mais il est corrélé positivement avec l’hématocrite. Aussi, le score FAMACHA a une corrélation positive avec l’OPG et lnOPG mais négative avec le poids vif et l’hématocrite. Par ailleurs, l’hématocrite est positivement corrélé au poids vif et inversement au score FAMACHA et à l’OPG. Enfin, l’OPG ainsi que lnOPG sont corrélés positivement avec le score FAMACHA ; leur corrélation avec le poids vif et l’hématocrite étant négative. 73

L’analyse du tableau XVIII ressort les mêmes résultats que ceux du tableau XVII, mais avec plus de précision. En effet, la corrélation entre les différents paramètres par jour d’évaluation y a été établie. Ceci est en accord avec les précédents résultats

Tableau XVIII : Coefficient de corrélation de Pearson entre le poids vif, l’OPG, la transformation logarithmique de l’OPG [lnopg=(opg+25)], l’hématocrite et le score FAMACHA obtenues à J28 et J35 après le déparasitage des animaux.

PV28 P PV35 P Fam28 P Fam35 P OPG28 P OPG35 P Ht28 P Ht35 P lnOPG28 P lnOPG35 P

PV28 1.0000 0.9532 <.0001 -0.3384 <.0001 -0.3028 <.0001 -0.1669 0.0007 -0.2136 <.0001 0.0868 0.0792 0.1255 0.0110 -0.1216 0.0137 -0.2059 <.0001

PV35 0.9532 <.0001 1.0000 -0.3887 <.0001 -0.3561 <.0001 -0.1700 0.0005 -0.2362 <.0001 0.0886 0.0731 0.1635 0.0009 -0.1235 0.0123 -0.2360 <.0001

Fam28 -0.3384 <.0001 -0.3887 <.0001 1.0000 0.5382 <.0001 0.3977 <.0001 0.2266 <.0001 -0.1339 0.0066 -0.1323 0.0073 0.3151 <.0001 0.3089 <.0001

Fam35 -0.3028 <.0001 -0.3561 <.0001 0.5382 <.0001 1.0000 0.1897 0.0001 0.3822 <.0001 -0.1894 0.0001 -0.1876 0.0001 0.2004 <.0001 0.5575 <.0001

OPG28 -0.1669 0.0007 -0.1700 0.0005 0.3977 <.0001 0.1897 0.0001 1.0000 0.3873 <.0001 -0.1443 0.0034 -0.0532 0.2821 0.6756 <.0001 0.3017 <.0001

OPG35 -0.2136 <.0001 -0.2362 <.0001 0.2266 <.0001 0.3822 <.0001 0.3873 <.0001 1.0000 -0.0690 0.1634 -0.0847 0.0869 0.3000 <.0001 0.6197 <.0001

Ht28 0.0868 0.0792 0.0886 0.0731 -0.1339 0.0066 -0.1894 0.0001 -0.1443 0.0034 -0.0690 0.1634 1.0000 0.4890 <.0001 -0.1230 0.0127 -0.1230 0.0997

Ht35 0.1255 0.0073 0.1635 0.0001 -0.1323 0.0073 -0.1876 0.0001 -0.0532 0.2821 -0.0847 0.0869 0.4890 <.0001 1.0000 -0.0736 0.1371 -0.0820 0.0974

lnOPG28 -0.1216 0.0137 -0.1235 0.0123 0.3151 <.0001 0.2004 <.0001 0.6756 <.0001 0.3000 <.0001 -0.1230 0.0127 -0.0736 0.1371 1.0000 0.3767 <.0001

lnOPG35 -0.2059 <.0001 -0.2360 <.0001 0.3089 <.0001 0.5575 <.0001 0.3017 <.0001 0.6197 <.0001 -0.0814 0.0997 -0.0820 0.0974 0.3767 <.0001 1.0000

4. Détermination de la sensibilité et de la spécificité de la méthode FAMACHA Il s’agit ici de déterminer le seuil de note FAMACHA à partir duquel l’animal est considéré comme ayant répondu positivement au test (note FAMACHA à partir de laquelle le traitement anthelminthique est justifié). Pour cela, nous avons calculé les sensibilités et spécificités pour chaque valeur seuil choisie de l’hématocrite (19, 20, 21 et 22) et de la note FAMACHA (3 et 4). Les résultats obtenus sont présentés dans les tableaux qui suivent :

 Pour Ht seuil = 19 Tableau XIX: Prévalence, sensibilité, spécificité, VPP et VPN associées à un seuil d’hématocrite = 19 et de note FAMACHA ≥ 3 Animaux malades

Animaux sains

Ht≤19

Ht>19

Test positif : score FAMACHA 3-4-5

140

152

Test négatif : score FAMACHA 1-2

642

668

Total

782

820

Prévalence

4,63

Sensibilité

31,57

Spécificité

82,09

Valeur prédictive positive

7,89

Valeur prédictive négative

96,1

Total

Tableau XX: Prévalence, sensibilité, spécificité, VPP et VPN associées à un seuil d’hématocrite = 19 et de note FAMACHA ≥ 4 Animaux malades

Animaux sains

Ht≤19

Ht>19

Test positif : score FAMACHA 4-5

Test négatif : score FAMACHA 1-2-3

774

811

Total

782

820

Prévalence

4,63

Sensibilité

2,63

Spécificité

98,97

Valeur prédictive positive

11,11

Valeur prédictive négative

95,43

Total

 Pour un seuil hématocrite = 20 Tableau XXI: Tableau : Prévalence, sensibilité, spécificité, VPP et VPN associées à un seuil d’hématocrite = 20 et de note FAMACHA ≥ 3 Animaux

Animaux

malades

sains

Ht≤20

Ht>20

Test positif : score FAMACHA 3-4-5

135

152

Test négatif : score FAMACHA 1-2

627

668

Total

762

820

Prévalence

7,07

Sensibilité

29,31

Spécificité

82,28

Valeur prédictive positive

11,18

Valeur prédictive négative

93,86

Total

Tableau XXII: Tableau : Prévalence, sensibilité, spécificité, VPP et VPN associées à un seuil d’hématocrite = 20 et de note FAMACHA ≥ 4 Animaux malades

Animaux sains

Ht≤20

Ht>20

Test positif : score FAMACHA 4-5

Test négatif : score FAMACHA 1-2-3

755

811

Total

762

820

Prévalence

7,07

Sensibilité

3,44

Spécificité

99,08

Valeur prédictive positive

22,22

Valeur prédictive négative

93,09

Total

 Pour un seuil Hématocrite = 21 Tableau XXIII: Prévalence, sensibilité, spécificité, VPP et VPN associées à un seuil d’hématocrite = 21 et de note FAMACHA ≥ 3 Animaux malades Animaux sains

Total

Ht≤21

Ht>21

Test positif : score FAMACHA 3-4-5

134

152

Test négatif : score FAMACHA 1-2

624

668

Total

758

820

Prévalence

7,56

Sensibilité

29,03

Spécificité

82,32

Valeur prédictive positive

11,84

Valeur prédictive négative

93,41

Tableau XXIV: Tableau : Prévalence, sensibilité, spécificité, VPP et VPN associées à un seuil d’hématocrite = 21 et de note FAMACHA ≥ 4 Animaux malades

Animaux sains

Ht≤21

Ht>21

Test positif : score FAMACHA 4-5

Test négatif : score FAMACHA 1-2-3

751

811

Total

758

820

Prévalence

7,56

Sensibilité

2,22

Spécificité

96,77

Valeur prédictive positive

22,22

Valeur prédictive négative

92,60

Total

 Pour un seuil hématocrite = 22 Tableau XXV: Prévalence, sensibilité, spécificité, VPP et VPN associées à un seuil d’hématocrite = 22 et de note FAMACHA ≥ 3 Animaux

Animaux

malades

sains

Ht≤22

Ht>22

Test positif : score FAMACHA 3-4-5

132

152

Test négatif : score FAMACHA 1-2

616

668

Total

748

820

Prévalence

8,78

Sensibilité

27,77

Spécificité

82,35

Valeur prédictive positive

13,15

Valeur prédictive négative

92,21

Total

Tableau XXVI: Prévalence, sensibilité, spécificité, VPP et VPN associées à un seuil d’hématocrite = 22 et de note FAMACHA ≥4 Animaux

Animaux sains

malades

Ht>22

Total

Ht≤22 Test positif : score FAMACHA 4-5

Test négatif : score FAMACHA 1-2-3

742

811

Total

748

820

Prévalence

8,78

Sensibilité

4,16

Spécificité

99,19

Valeur prédictive positive

33,33

Valeur prédictive négative

91,49

Il ressort de ces tableaux que quelques soit la limite d’hématocrite seuil choisie (19, 20, 21 et 22), la sensibilité oscille entre 21,77 et 31,57 lorsqu’on choisit une note de 3. En revanche, lorsque la valeur seuil prise en compte est la note de 4, cette sensibilité est très faible et varie entre 2,22 et 4,16. Concernant la spécificité, selon le seuil d’hématocrite pris en compte, elle oscille entre 82,09 et 82,35 pour une note FAMACHA seuil de 3, contre 96,77 et 99,19.

Chapitre III : Discussion et recommandations I. Discussion 1. Elément de méthodologie Pour notre étude, nous avons travaillé sur les ovins de race djallonké. En effet, les races élevées tiennent compte de l’aire géographique de répartition en zone agroécologique, majoritairement constitué de moutons djallonkés en zone soudanienne (Traoré et al, 2006). La tranche d’âge fut choisie sur la base que les jeunes de moins de 6 mois ont une très forte susceptibilité au parasitisme gastro-intestinal. L’analyse des matières fécales pour la détermination du taux d’infestation constitue un élément important dans cette étude. Cependant, nous n’avons évalué que l’OPG c’està-dire le nombre d’œufs par gramme de matière fécale sans déterminer les différents parasites présents par coproculture. Ceci nous aurait permis de connaitre la prévalence de certains parasites gastro-intestinaux, notamment ceux du genre Haemonchus qui serait l’une des principales causes de l’anémie. Cela fut le cas lors des travaux au Burkina Faso (Lompo 2014) et dans d’autres pays notamment au Kenya (Abay et al., 2015 ; en Grèce (Papadopoulos et al., 2013), en Argentine (Fondraz 2012) et aux Etats Unis (Burke et al., 2007). Cependant, la même méthode fut utilisée par Glaji et al., (2014) au Nigéria. La détermination de l’hématocrite s’est effectuée après prélèvement de sang sur les animaux. Pour se faire, un volume de sang de 3 à 4,5ml est nécessaire pour s’assurer d’avoir des résultats satisfaisant (Rosenberger, 1979). Mais la réticence et souvent la non coopération des éleveurs rendaient le travail difficile car, une fois quelques ovins prélevés, certains prenaient peur qu’ils meurent et refusaient les prélèvements de même quantité sur d’autres, voire l’arrêt même de l’opération. Egalement, pour des matières fécales, les prélèvements commençaient tôt le matin et s’étendaient pendant toute la journée. Il s’est trouvé que plus on avançait dans la journée, plus il était difficile d’en obtenir car les animaux avaient déjà déféqués, ce qui fait que la quantité de matières fécales prélevées diminuait avec le temps et sur certains ovins, la quantité requise c’est-à-dire 5g (Beugnet et al, 2004) pour déterminer l’OPG ne fut pas atteinte. 82

2. Paramètres phénotypiques Les paramètres phénotypiques mesurés montrent un poids vif à J35 supérieur à celui de J28. Ce résultat nous montre que malgré l’infestation parasitaire, les moutons de race djallonké arrivent à maintenir leur croissance, traduisant donc d’une plus ou moins bonne résistance aux infestations parasitaires. Ces mêmes observations, même si restent inférieures, ont été faites lors des travaux antérieurs conduits au Burkina Faso sur les mêmes races (Béré, 2011 ; Toé, 2012 ; Lompo, 2014). Par ailleurs, le poids vif des mâles est inférieur à celui des femelles, quelques soit le jour de l’évaluation, ce qui est contraire aux observations de Boujenane et Mharchi (1992), et Traoré et al., (2009). Cette différence pourrait être due au fait que dans l’échantillonnage les femelles avaient une tranche d’âge plus élevée que les mâles, et donc un poids susceptible d’être plus élevé. En ce qui concerne les autres paramètres, la valeur moyenne de l’OPG augmente entre J28 et J35, ce qui est le contraire pour l’hématocrite. Cela fut déjà noté lors de précédents travaux réalisés au Burkina Faso (Toé, 2012 ; Bengyendé, 2015). Ces résultats étaient attendus car après le déparasitage à J0 et mise au pâturage, les animaux étaient en contact permanant avec les parasites notamment ceux gastro-intestinaux. La charge parasitaire augmentant avec le temps, le degré d’infestation caractérisé ici par l’OPG augmente entre J28 et J35. Bussieras et Chermette, (1995) indiquent aussi qu’un séjour prolongé dans un même pâturage augmenterait l’infestation parasitaire. Egalement, cette charge parasitaire est très élevée, avec un OPG allant jusqu’à 22 800. Ces valeurs élevées sont surement dues à la saison. En effet, en saison pluvieuse, l’intensité d’excrétion est très élevée du fait de la fin de l’hypobiose qui permet l’apparition de nombreux adultes (Bussieras et Chermette, 1995). Parallèlement, l’hématocrite qui est susceptible de décroître avec un fort degré d’infestation va diminuer entre ces deux jours de mesure. Cependant, quelques soit le temps, la valeur de l’hématocrite des mâles reste toujours inférieure à celle de femelles, et inversement pour l’OPG. Il en ressort donc que les mâles pourraient être plus sensibles aux strongles gastro-intestinaux que les femelles. Cela pourrait être dû à l’action des hormones androgènes sur les femelles. 83

3. Score FAMACHA Pour cette étude, les conditions d’applications de la méthode FAMACHA telles que définies par les initiateurs en Afrique du Sud nous ont servi de référence à suivre. Nous avons donc naturellement été confrontés à certaines contraintes qui ont été soulignés par les équipes ayants déjà effectuées des travaux similaires. Pour la réalisation pratique de l’évaluation de la coloration de la muqueuse oculaire, nous avons rencontré certaines difficultés concernant l’opérateur. L’opération doit être réalisée par une unique personne ayant suivi une formation préalable afin de garantir la reproductibilité de l’évaluation clinique. En dehors de cette condition requise, l’opération peut prendre beaucoup de temps selon la taille du cheptel, surtout qu’elle doit être répétée chaque mois et individuellement. Ce qui n’a pas été le cas dans notre étude qui a connue au contraire plusieurs observateurs. A J28, un premier observateur évaluait la coloration de la muqueuse et attribuait la note FAMACHA. Mais à J35 un autre observateur a été utilisé. Cela pourrait influencer les résultats obtenus car il n’est pas évident que les deux observateurs aient la même technicité et la même appréciation. Ainsi, l’étude du score FAMACHA nous a révélé un score supérieur chez les femelles que chez les mâles. Ce qui n’a pas été le cas dans les travaux de Lompo (2014) au Burkina Faso. Concernant l’OPG, les valeurs moyennes augmentent avec le score FAMACHA. Ce résultat est similaire à ceux de Fondraz (2012) dans les élevages caprins au Nord de l’Argentine. Dans notre étude, l’association entre les scores FAMACHA et les valeurs d’OPG ne sont pas très évidentes. Ce résultat est similaire à celui de Papadopulous (2013) en Grèce dans les conditions non contrôlées où l’influence d’autres parasites hématophages pourrait être incriminée et aussi à celui obtenu par Burke et al., (2007) aux Etats Unis. Bouilhol et al., (2009), dans le cadre d’une évaluation de trois outils d’estimation de l’infestation par les parasites internes en production biologique d’agneaux d’herbe, n’a pu établir aucune liaison significative entre la note FAMACHA et le degré de contamination parasitaire des agneaux. Ce qui stipulerait

que l’anémie oculaire observée chez certains agneaux pouvait provenir d’une autre cause que du parasitisme seul. L’étude a également montré une diminution des valeurs de l’hématocrite lorsque le score FAMACHA attribué est élevé. Par ailleurs, quel que soit le score FAMACHA attribué, la moyenne d’hématocrite obtenue est nettement supérieure à la limite supérieure des intervalles élaborés par Shoenian (2005). Ces valeurs supérieures montrent qu’il existe en réalité un surclassement allant d’au minimum deux (2) points. En d’autres termes, cela signifie qu’un animal auquel on a assigné une note de 4 suite à l’évaluation clinique devrait avoir en réalité une note de 2 d’après son hématocrite. Ces résultats qui sont similaires à ceux de Fondraz (2012) dans les élevages caprins au Nord de l’Argentine, mais également de Burke (2007) lors de travaux sur les ovins et les caprins aux Etats Unis montrent en réalité la subjectivité de cette méthode. 4. Corrélations L’étude du coefficient de corrélation entre la note FAMACHA et les autres paramètres a donné une corrélation négative avec le poids vif et l’hématocrite, mais positive avec l’OPG. Ces résultats s’expliquent aisément car la note FAMACHA étant rapportée à l’état d’anémie, plus cette note est élevée, plus l’anémie est sévère et par conséquent, l’hématocrite est faible. Parallèlement, une diminution du poids vif pourrait être observée en cas d’aggravation de l’état d’anémie. Par ailleurs, une infestation massive de parasites gastro-intestinaux pourrait entrainer un amaigrissement de l’animal lié à l’action spoliatrice des parasites. Ces résultats ont été également obtenus lors de précédentes études au Burkina Faso sur la race ovine (Béré, 2011 ; Toé, 2012 ; Ouédraogo, 2015) et dans d’autres pays notamment en Grèce (Papadopoulos, 2013) sur les élevages ovins et caprins, aux USA (Notter et al., 2003 ; Burke et al., 2007) et dans les élevages caprins au Nord de l’Argentine (Fondraz 2012). Egalement, les différentes corrélations établies en fonction des jours d’évaluation sont pour chaque paramètre évalué positives et significativement élevées. Cela démontre d’une fiabilité des données recueillies.

5. Sensibilité et spécificité Le but de cette étude est de tester l’application d’une nouvelle méthode de diagnostic de l’anémie clinique due à la présence de parasites gastro-intestinaux. Cette dernière permettra d’entreprendre un traitement antiparasitaire sélectif, qui sera basé sur l’observation de la coloration de la muqueuse oculaire. Pour cela, les paramètres statistiques à savoir la sensibilité, la spécificité, les valeurs prédictives ont été déterminées. L’analyse de l’ensemble des données a montré que le test consistant à regarder la couleur de la muqueuse oculaire était de loin plus spécifique lorsque l’on considère comme note seuil la note FAMACHA de 4. Cette spécificité avoisine les 100% pour une sensibilité variant de 2.22 à 4.16. En considérant comme note seuil une note FAMACHA de 3, la sensibilité oscille entre 27.77 et 31.55. Cela veut dire que dans notre étude le test n’est pas habilité à détecter les individus potentiellement anémiés. En pratique, si l’éleveur décide de traiter tous les individus ayant obtenus un score FAMACHA de 3 après l’examen clinique, il prend le risque de ne traiter qu’une infime partie des animaux nécessitant réellement un traitement. Notre test étant très spécifique, cela signifie qu’il n’a pas tendance à sur diagnostiquer la maladie chez les patients non atteints. En d’autres termes, les individus diagnostiqués non anémiés ont une grande probabilité de l’être réellement. Ce qui se justifie également par une Valeur Prédictive Positive très élevée. Le concept de valeur prédictive est important à considérer ici car la pratique du terrain ne nous donne accès qu’au résultat du test (ici, la note FAMACHA), et c’est à partir de ce résultat que le vétérinaire doit juger si l’animal est malade ou non, c'est-à-dire dans notre cas particulier s’il doit lui administrer ou non un traitement antiparasitaire. Les valeurs prédictives sont intimement liées à la prévalence de la maladie au sein de la population considérée. Si l’association entre la note FAMACHA et anémie est inexistante ou faible, la valeur prédictive positive (VPP) sera de l’ordre de la prévalence. En revanche, plus cette association sera forte, et plus la VPP excédera la prévalence. Dans notre cas, la Valeur Prédictive Positive (VPP) est toujours inférieure à la Valeur Prédictive Négative (VPN). Cependant, quelques soit le seuil 86

d’hématocrite pris comme référence, lorsqu’on choisit la valeur seuil de la note FAMACHA de 3, la VPP est de l’ordre de la prévalence. Mais lorsqu’on choisit un seuil de 4 pour la note FAMACHA, elle est nettement supérieure. Cela tend à montrer que l’association existant entre note FAMACHA et hématocrite est davantage pertinente quand on considère l’animal comme malade à partir d’une note FAMACHA de 4. D’autre part, pour un seuil de note FAMACHA donné, le rapport VPP/prévalence diminue au fur et à mesure que le seuil d’hématocrite choisi augmente. Cela signifie que plus le seuil d’hématocrite choisi est élevé, moins l’association paraît pertinente. Les résultats des déterminations des valeurs prédictives sont semblables à ceux de Fondraz (2012) dans les élevages caprins au Nord de l’Argentine. Cependant, les résultats de calcul de la sensibilité et de la spécificité diffèrent de ceux de plusieurs auteurs (Kaplan et al., 2004 ; Van Wyk et Bath, 2002 ;Vatta et al., 2001) mais corroborent ceux de Burke et al., (2007) aux Etats Unis. Ce dernier estime qu’une sensibilité élevée est plus importante qu’une spécificité élevée car cela veut dire que si on ne traite pas un faux négatif un animal pourrait mourir, alors qu’aucun dommage n’existe si on traite un faux positif. Cette sensibilité faible est due au nombre de faux négatifs élevé c’est-à-dire les anémiés non détectés, et la spécificité élevée au nombre de faux positifs faible. Cette non détection pourrait découler de l’approximation des notes attribuées. En effet, le score attribué découlant d’une méthode subjective, il est normal que ces notes soient approximatives et non toujours exactes. D’après Vatta et al., 2001, il serait possible de diminuer le nombre de faux négatifs et augmenter la sensibilité avec le temps et de l’expérience. Cependant, il est quand même judicieux de considérer les faux négatifs lorsqu’il s’agit des jeunes et des femelles gestantes (Kaplan et al., 2004).

II. Recommandations et Perspectives Nos recommandations vont d’abord à l’endroit des vétérinaires, des éleveurs et toutes autres personnes susceptibles d’utiliser la carte FAMACHA pour le diagnostic de l’anémie clinique puis à l’Etat burkinabè. En ce qui concerne les vétérinaires cliniciens, les éleveurs et toutes autres personnes susceptibles d’utiliser la méthode FAMCHA, nous préconisons de : -

veiller à suivre une formation sur la technique FAMACHA, les modalités de mise en œuvre, les contraintes…

réaliser l’évaluation tous les mois sur tous les animaux individuellement tout en tenant compte des données cliniques ;

associer à la détermination du niveau d’infestation pour l’interprétation des scores FAMACHA obtenus ;

A l’Etat burkinabè, nous recommandons à : -

s’intéresser davantage à la recherche pour améliorer les rendements des effectifs des cheptels ;

favoriser la connaissance et la vulgarisation de cette nouvelle méthode utilisable à grande échelle ;

organiser des sessions de formation gratuites pour les éleveurs désirant s’approprier cette technique ;

suivre les éleveurs surtout pour la thérapie pour éviter l’utilisation massive des médicaments, que cela soit des anthelminthiques ou autres, pour parer aux résistances aux médicaments des animaux ;

Les perspectives s’offrent pour les chercheurs : -

réaliser plus de travaux sur la validation de la méthode FAMACHA au Burkina Faso et les résultats et conclusions de ces études seront synthétisés et mis à la disposition des intervenants du secteur ;

poursuivre les études sur les trois (3) races ovines présentes au Burkina Faso, et étendre l’étude à l’espèce caprine en station et en conditions réelles;

réaliser les études plus approfondies en ne considérant qu’une seule espèce de parasite à savoir Hæmonchus contortus qui est très prévalent dans notre pays. Cela pourrait se faire par le déparasitage initial des animaux en station suivi d’une phase d’infestation expérimentale avec des larves L3 d’Hæmonchus contortus qui peuvent être produites sur place.

la forte viabilité constatée chez les djallonkés malgré l’infestation suggère une bonne résistance de cette race au parasitisme. Il serait intéressant d’étudier les déterminants de cette résistance afin de mieux s’en approprier.

CONCLUSION Au Burkina Faso, l’élevage ovin joue un rôle socio-économique très important dans les ménages. En effet, sur le plan national, cet élevage avec un cheptel de près de 8 500 000 têtes en 2011, contribue à 11,17% de part de l’élevage au PIB. Aussi, posséder un cheptel ovin constitue une source de richesse pour les éleveurs qui, en les commercialisant, arrivent à subvenir aux besoins financiers de leurs familles. Sur le plan social, cette espèce est beaucoup utilisée lors des cérémonies, telles que les mariages, les baptêmes, les funérailles, etc. Cependant, ce grand atout économique n’arrive pas à se développer dans un pays pourtant dominé par les activités agro-pastorales. Cette situation s’explique par plusieurs facteurs, notamment la gestion sanitaire des élevages qui fait que les animaux sont sujets à de nombreuses pathologies, lesquelles pathologies sont à l’origine de pertes directes et indirectes. Parallèlement, les facteurs climatiques du Burkina Faso prédisposent les ovins aux maladies parasitaires. Certains auteurs placent même ces maladies parasitaires, surtout celles gastro-intestinales, comme un facteur limitant de premier ordre, en élevage ovin en milieu rural. Cela s’explique par le fait que ces parasites sont responsables d’énormes pertes économiques notamment par les mortalités qu’elles causent, les baisses de productions, les coûts des traitements et prévention. Pour éviter ces pertes, il est impératif de traiter les animaux malades, lorsque le niveau d’infestation n’est pas encore critique et pour cela, un diagnostic précoce est nécessaire. C’est dans ce cadre qu’une nouvelle méthode de diagnostic basée sur la détection de l’anémie clinique due à ces strongles gastro-intestinaux appelée FAMACHA a été mise en place par des scientifiques sud-africains. Cette méthode eut des résultats satisfaisants dans de nombreux pays en Amérique, en Europe et en Afrique. Au Burkina Faso, elle fut utilisée dans certaines études sans pour autant qu’une étude préalable sur sa validité ne soit effectuée. C’est ainsi que notre étude a été établie dans le but valider la méthode FAMACHA, comme méthode pour diagnostiquer les anémies cliniques dues aux parasites gastro-intestinaux chez les ovins de race djallonké. De façon spécifique, il s’agissait d’évaluer d’abord les différents paramètres phénotypiques de résistance aux parasitoses gastro-intestinales chez les ovins djallonké, puis de déterminer leurs corrélations respectives avec l’outil 90

FAMACHA, pour enfin estimer la sensibilité et la spécificité de la méthode FAMACHA. Ainsi, un échantillon de 410 moutons djallonké âgés de maximum 6 mois a été utilisé pour cette étude qui s’est déroulée de Juin à Août 2015. Après déparasitage à l’albendazole, les animaux ont été mis au pâturage et, des pesées et prélèvements ont été effectués à J28 et J35 pour l’évaluation des paramètres phénotypiques de résistances aux parasitoses gastro-intestinales. Ces prélèvements concernaient les fèces pour déterminer le niveau d’infestation (OPG) et le sang pour l’hématocrite. Egalement, un score FAMACHA allant de 1 à 4 était attribué à chaque animal en utilisant la carte FAMACHA de Van Wyk et Bath et sur la base de la coloration de la muqueuse oculaire (rouge foncée, pâle). Les données ont été recueillies sur des fiches puis saisies sur excel et analysées sur le logiciel R. Les corrélations entre ces différents paramètres ont été déterminées, ainsi que la sensibilité et la spécificité du test. Il ressort de cette étude que : -

En ce qui concerne les paramètres phénotypiques :

Le poids vif à J35 est supérieur à celui de J28. Ce maintien de la croissance des animaux laisse paraître une bonne résistance des Djallonkés au parasitisme gastro-intestinal. Le poids vif des mâles est inférieur à celui des femelles quelques soit le jour d’évaluation. La valeur moyenne de l’OPG a augmenté entre J28 et J35, ce qui n’a pas été le cas pour l’hématocrite. Cependant, quelques soit le temps, la valeur de l’hématocrite des mâles reste toujours inférieure à celle de femelles, et inversement pour l’OPG. Il en ressort donc que les mâles pourraient être plus sensibles aux strongles gastro-intestinaux que les femelles. -

En ce qui concerne la corrélation entre la note FAMACHA et les paramètres phénotypiques calculés :

Les valeurs observées étaient significatives. Ainsi, la corrélation était positive avec l’OPG et négative avec le poids vif et l’hématocrite. En effet, la note FAMACHA étant rapportée à l’état d’anémie, plus celle-ci est élevée, plus l’anémie est sévère et donc l’hématocrite est faible. Parallèlement, une diminution du poids vif pourrait être 91

observée en cas d’aggravation de l’état d’anémie. Cependant, une infestation massive de parasites gastro-intestinaux pourrait entrainer un amaigrissement de l’animal lié à l’action spoliatrice des parasites. -

la sensibilité est faible (31,55) et est obtenue lorsque l’on définit un seuil de note FAMACHA de 3. La spécificité par contre est très élevée (99,19) quand le seuil de note FAMACHA choisi est de 4. Cette sensibilité faible est due à la subjectivité de la méthode FAMACHA qui a fait que lors de nos estimations, les notes attribuées avaient été surclassées d’au moins 2 points.

Ainsi, outre les obstacles observés lors de la mise en place pratique, il ressort de cette étude que la méthode FAMACHA semble être un bon moyen d’identifier les animaux non anémiés que ceux qui le sont réellement. D’autre part, il convient de garder à l’esprit que la méthode FAMACHA est un outil subjectif et une méthode parmi d’autres, pour le développement du concept de traitement sélectif visant à ralentir l’émergence de résistance aux anthelminthiques. Les bénéfices seront optimaux si cette méthode est couplée à d’autres outils comme l’OPG. Il est à noter que les prémices de travaux de recherches complémentaires s’offrent et pourront porter sur les autres races ovines présentes au Burkina Faso, mais surtout sur la recherche de parasites spécifiques hématophages, notamment Haemonchus concortus, qui à la base est le principal parasite pour lequel la méthode FAMACHA a été mise au point pour détecter les animaux infestés. Parallèlement, une résistance relative des moutons djallonké aux parasitoses gastrointestinales a été mise en évidence par l’étude, ce qui peut laisser envisager une sélection de cette race.

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YOUNG M., 2006. Dag Scoring, Sil technical Note, mjy 1-3.

100

ANNEXES

ANNEXE I : Fiche de prélèvements de sang et de fèces N° d’ordre 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20

N° d’identification

date

Age

Sexe

ANNEXE II : Fiche de collecte des données N° d’ordre 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10

N° d’identification

Age

Sexe

Date de déparasitage Jo

Poids vif

FAMACHA

Hématocrite

J28

J35

OPG J28

Observations J35

ANNEXE III : fiche de parasitologie

INERA

Date : …………….....

CREAF/ Kamboiné DPA

Site :

LaBioSA

Fiche de paillasse Nature de l’analyse : Parasitologie(OPG) N° ordre

N° / Nom Animal

Observations

OPG Strongles

Coccidies

Divers

ANNEXE IV : fiche d’hématocrite INERA

Date : …………….....

CREAF/ Kamboiné DPA

Site :

LaBioSA

Fiche de paillasse Nature de l’analyse : Hématocrite (Ht)

N° d’ordre 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10

N° d’identification

Dates

Taux d’hématocrite J28 J35

Observations

ANNEXE V : Détails de certains parasites adultes décrits Haemonchus contortus

Aspect général d’Haemonchus contortus

Représentation de différentes parties d'Haemonchus contortus Extrémité antérieur d’Haemonchus contortus

Téladorsagia circumcinta

Spicule de Teladorsagia circumcincta

Trichostrongylus axei

Spicule de Trichostrongylus

Aspect général de Trichostrongylus axei Cooperia curticei

Aspect général de Cooperia curticei

Extrémité antérieur de

Cooperia curticei

Nematodirus spp

Extrémité postérieur d'un mâle Nematodirus

Aspect général de Nématodirus spp Oesophagostomum spp

Aspect général de Oesophagostomum spp

Représentation des extrémités antérieures d'Oesophagostomum venulosum (à gauche) et d'Oesophagostomum columbianum (à droite)

Charbetia ovina

Aspect général de Charbetia ovina Extrémité antérieure de Chabertia ovina

SERMENT DES VETERINAIRES DIPLOMES DE DAKAR « Fidèlement attaché aux directives de Claude BOURGELAT, fondateur de l’enseignement vétérinaire dans le monde, je promets et je jure devant mes maîtres et mes aînés:  d’avoir en tous moments et en tous lieux le souci de la dignité et de l’honneur de la profession vétérinaire ;  d’observer en toutes circonstances les principes de correction et de droiture fixés par le code de déontologie de mon pays;  de prouver par ma conduite, ma conviction, que la fortune consiste moins dans le bien que l’on a, que dans celui que l’on peut faire ;  de ne point mettre à trop haut prix le savoir que je dois à la générosité de ma patrie et à la sollicitude de tous ceux qui m’ont permis de réaliser ma vocation.

Que toute confiance me soit retirée s’il advient que je me parjure »

EVALUATION DE LA METHODE FAMACHA POUR LE DIAGNOSTIC DE L’ANEMIE CLINIQUE DUE AUX STRONGYLOSES GASTROINTESTINALES CHEZ LES OVINS DJALLONKE AU BURKINA FASO

EVALUATION OF FAMACHA METHOD FOR DIAGNOSIS OF CLINICAL ANAEMIA DUE TO GASTROINTESTINAL STRONGYLOSES IN DJALLONKE SHEEP IN BURKINA FASO

RESUME

ABSTRACT

Les parasites gastro-intestinaux notamment les strongles constituent un problème majeur des élevages ovins au Burkina Faso. Par leurs actions pathogènes, ils sont à l’origine de nombreuses pertes limitant le développement de cet élevage ovin. La méthode FAMACHA qui est une méthode subjective de diagnostic de l’anémie clinique due à ces parasites à partir de la coloration de la muqueuse oculaire permet une détection précoce des animaux infestés en vue d’entreprendre un traitement sélectif. Cette étude sur la validation de cette méthode chez les moutons djallonké a permis de montrer l’existence d’une corrélation positive entre la note FAMACHA et l’OPG, mais négative avec le poids vif et le taux d’hématocrite. Par ailleurs, sa sensibilité est faible contrairement à sa spécificité qui est élevée. Ces résultats dénotent que la méthode FAMACHA peut être utilisée pour le diagnostic de l’anémie clinique chez les ovins, mais étant subjective, il serait judicieux de l’associer à d’autres méthodes quantitatives de diagnostic parasitologique.

Gastrointestinal parasites including strongyles are a major problem for sheep farming in Burkina Faso. Their actions are causing the weak development of the sheep. FAMACHA method that is a subjective method of diagnosis of clinical anemia due to these parasites based on the color of the ocular mucosa allows early detection of infected animals to undertake a selective treatment

This study on the validation of this method in the West African dwarf sheep has shown the existence of a positive correlation between OPG and FAMACHA rating, but negative with liveweight and hematocrit. In addition, its sensitivity is low unlike its specificity which is high. These results indicate that the FAMACHA method can be used for diagnosis of clinical anemia in sheep , but being subjective , it would be wise to combine it with other quantitative methods of parasitological diagnosis

Mots clés : ovins, strongles gastro-intestinaux, Key words : sheep, gastrointestinal strongles, FAMACHA, Burkina Faso FAMACHA, Burkina Faso Auteur : DERA Kiswend-sida Mikhaïlou Adresse : Burkina Faso Ouagadougou/secteur 19 (Somgandé) +226 73 94 45 72 Ouagadougou (Burkina Faso) +221 77 278 26 06 Dakar (Sénégal) Courriel : deravet.mike@gmail.com