KOUMAN Koffi Fofié Anicet by Ecole Inter-Etats des Sciences et Médecine Vétérinaires (EISMV Dakar)

UNIVERSITE CHEIKH ANTA DIOP DE DAKAR ************ ECOLE INTER-ETATS DES SCIENCES ET MEDECINE VETERINAIRES DE DAKAR

(E.I.S.M.V)

ANNEE: 2016

N° 18

SEROPREVALENCE DES MYCOPLASMOSES AVIAIRES DANS LES ELEVAGES AVICOLES MODERNES DE LA ZONE D’AGNIBILEKROU (COTE D’IVOIRE)

THESE Présentée et soutenue publiquement le Lundi 27 Juin 2016 à 10H30 minutes devant la Faculté de Médecine, de Pharmacie et d’Odontologie de Dakar Pour obtenir le grade de DOCTEUR EN MEDECINE VETERINAIRE (DIPLOME D’ETAT) Par : KOUMAN Koffi Fofié Anicet Né le 03 Mai 1991 à Agnibilekrou (Côte d’Ivoire) JURY Président :

M. Emmanuel BASSENE Professeur à la Faculté de Médecine, de Pharmacie et d’Odontologie à l’UCAD

Rapporteur de Thèse :

M. Yalacé Yamba KABORET Professeur titulaire à l’EISMV

Membre :

Mme Rianatou BADA ALAMBEDJI Professeur titulaire à l’EISMV

Directeur de Thèse

Dr. Mireille KADJA WONOU Maître Assistante à l’EISMV de Dakar

Co-Directeur de Thèse:

Dr. Zié Kpoho COULIBALY Docteur vétérinaire / CAVETA

DEDICACES

Je dédie ce travail à :

 Dieu tout puissant : Eternel, tu es mon Dieu; je proclamerai ta grandeur, je célébrerai ton nom, car tu as accompli des merveilles. Tu es parfaitement fidèle aux décisions prises depuis longtemps.  A Jésus christ notre sauveur  A la SAINTE VIERGE MARIE  A mon père KOFFI YA KOUMAN, depuis notre enfance, tu nous as inculqué les vertus du travail bien fait et du courage. Par tes efforts nous n’avons jamais manqué de rien. Tu es pour moi le modèle parfait de père dont tout enfant rêverait d’avoir. Tu as été et tu restes mon modèle, ma source d’inspiration dans le travail, je donnerai tout pour être à ton image c’est à dire un homme

courageux, généreux et

surtout humble. Sache que je prie de toutes mes forces afin que Dieu tout puissant puisse t’accorder une longue vie auprès de nous tes enfants.

 A ma mère Adingra KOSSIA,

pour tous les efforts et sacrifices

fournis pour ma réussite, pour l’éducation, pour m’avoir toujours soutenu lorsque j’en avais besoin, et surtout pour tes conseils ; je te dédie ce travail. Trouve en ce modeste travail l’expression de ma gratitude ainsi que la récompense à tous tes efforts. Merci Maman chérie.

 A mon cousin, DATTE KOUADIO KRA, c’est avec toi que j’ai posé mes valises au Sénégal pour la première fois et tu m’a toujours apporté ton soutien jusqu’à ce jour, l’aboutissement de ce travail est le couronnement de tout ce que tu as fais pour moi. Je te le dédie, qu’il soit à la hauteur de tes attentes.

 A ma Grande sœur, Sr Marthe KOUMAN, tu as toujours été là pour moi, tes qualités humaines m’ont toujours poussé à vouloir être meilleur afin que tu sois fière de moi. Trouve en ce travail toute ma gratitude et mon affection pour toi.  A ma petite sœur KOUMAN DAMASE, que ce travail qui est aussi le tien, soit encore pour toi une source de motivation dans tes études afin que tu puisses faire plus.  A mon Petit Frère KOUMAN Narcisse (Kirikou) que ce travail puisse te galvaniser d’avantages pour que tu puisses faire encore plus, au delà de nos attentes.  A mon Cousin, DATTE Mahizan, tes conseils et ton soutien inconditionnel est pour moi une grande preuve d’affection et de considération à mon égard, tu m’as toujours soutenu, surtout quand l’avancée me paraissait impossible. J’ai encore en tête ta fameuse phrase : « concentre toi et bosse, fait ce que tu as à faire et dis toi que, s’il n’y a que deux personnes qui doivent réussir une épreuve tu dois en faire partie, ne regarde pas la taille de l’épreuve mais plutôt les récompenses qui en découlent », Merci beaucoup pour ton soutien.  A tonton DATTE KOUAME, tu t’es toujours démarqué par ton travail bien fait et ton acharnement à réussir une mission lorsque tu t’engages ; bon nombre de fois sans te l’avouer tu m’as inspiré.

 A mes cousins et cousines: ANGE KOFFI (le blanc), Manzan Evariste (YAO Ministre), Tantie SOLANGE, FLORENCE (Poulette), Grace Bénédicte (Béné), KOUASSI Patrice, KOUAME Donald, KOUADIO

Dimitri,

KOFFI

Djeban,

DIABAN

SERGE,

TAKI

KOSSONOU, KOUAKOU Pascal.  A ma tantie KOSSIA Kouman,

tout au long de mon séjour au

Sénégal, tu n’as cessé de me traduire ton affection et la confiance que tu as pour moi. Tu m’as toujours encouragé à chaque coup de fil. Merci tantie.  A mes neveux et nièces : Christelle, Chanelle, Ange Datté, Geoffroy, Kouamé Emmanuel, Lorraine, Serge Datté, Elisé et Eli (les jumeaux).  A mes frères, Armel KOUMAN et ADOU Paul, la quête du savoir nous a éloigné physiquement mais quand nous nous retrouvons, c’est comme si nous ne sommes jamais perdus de vu. Merci pour votre amitié fraternelle.  A mon ami et frère Raoul TIECOURA Comme tu le sais notre relation a franchi les frontières de l’amitié, nous sommes devenus depuis notre arrivée à Dakar des frères. J’ai toujours pu compter sur toi et tes conseils. Tu as été pour moi à la fois un grand frère et un ami à qui je pouvais tout dire. J’ai encore en mémoire notre première fête de Noel où nous avions partagé ce « pain-omelette » avec une bouteille de Fanta regardant les avions dans le ciel tout en se demandant à quand le retour au pays. Tous ces moments ont consolidé nos relations et je remercie Dieu tout puissant de t’avoir mis sur mon chemin. Qu’il fasse prospérer notre fraternité pour toujours.

iii

 A mon amie et sœur TOKPA Cécile Tu as été pour moi la sœur que je n’ai jamais eue, tendre, gentille, attentionnée, dynamique, forte et surtout une fille au grand cœur. Tu m’as toujours conseillé quand il le fallait, c’est sûr que, si les conditions étaient réunies, tu serais ici, en ce jour pour m’apporter ton soutien inconditionnel comme tu le fais toujours. Je me rappelle de toutes ces fois où tu étais angoissée quand j’avais des problèmes, tu étais prête à tout pour me sortir des faux pas. Sois en sûr que je t’en serai éternellement reconnaissant. Que Dieu nous garde ensemble et qu’il t’accorde tout ce que ton cœur désire.

 A mon Frère Wilfred OYETOLA Tu m’as démontré que tu es une personne formidable sur qui on pouvait compter à tout moment. Ta disponibilité et ta participation à l’élaboration de ce document ont été spectaculaires. Je prie l’éternel des armées afin qu’il te fortifie, te garde et t’accorde l’intelligence nécessaire à ton épanouissement professionnel et social.

 A mon tuteur Dr Isma Ndiaye, sa femme et toute sa famille. Vous m’avez accueilli dans votre maison et m’avez intégré dans votre vie comme un fils, vous n’avez cessé de me témoigner votre grande affection tout au long de mon séjour au Sénégal. Vous avez été pour moi une véritable famille et votre comportement m’a fait comprendre le vrai sens de la TERANGA. Je vous serai éternellement reconnaissant. Veuillez trouver dans ce travail le fruit de votre considération à mon égard.

 A ma Tantie Madeleine et Elisa. Sans me connaître vous avez préparé mon arrivée afin que je ne me sente pas dépaysé dès mon arrivée au Sénégal. Vous avez guidé mes premiers pas à Dakar et m’avez toujours fait bénéficier de vos conseils et de votre expérience. Votre tendresse pour moi est sans équivoque. Que Dieu vous bénisse et vous le rende au centuple.  Au Dr KADJA. Vous m’avez toujours traité comme votre fils et m’avez appris, par vos qualités humaines et scientifiques, à faire la part des choses et surtout à être rigoureux dans le travail. Que la sainte vierge Marie vous assiste et intercède pour vous, auprès du tout puissant afin que vous puissiez avoir une brillante carrière professionnelle.  A Edith KOUASSI. J’ai bénéficié de ton soutien depuis qu’on s’est connu, que Dieu te garde dans sa bonté et sa grâce.  A Dr DOMAGNI Théodore. Pour tes conseils et ton soutien.  M. Ehouni, comme tu le dis toi même je suis « ton produit » et j’en suis fier, trouve en ce travail une satisfaction anticipée de l’aide que tu m’as apportée.  A mes petits Lionel ADOU, Larissa et Letissia pour votre soutien et vos encouragements, ce travail est aussi le vôtre.  A mon associé Habib DOUMBIA. Pour toutes ces années d’étroite collaboration.  A Lissa FALL. Pour ton amitié, ton affection, ton Amour et ton soutien sans faille pendant toutes ces années ; sache que ce travail est aussi le tien.

 Au Ministre KOUASSI Adjoumani, pour ton soutien, l’estime et la confiance que tu m’accordes. J’espère que ce travail sera à la hauteur de tes attentes.  Au professeur ALAMBEDJI, pour la mère rigoureuse que tu as été et continu d’être pour moi. Je prie Dieu afin qu’il te soutienne dans toutes tes entreprises et te bénisse infiniment.  Au professeur accompagnateur de la 43ème promotion : Professeur KABORET Y. YALACE. Vous avez été pour nous un père et vos conseils avisés nous ont conduit sur le chemin du succès. Que Dieu vous garde longtemps parmi nous.  Aux éleveurs de la zone d’Agnibilekrou pour leur coopération.  A M. SEMEVO Hubert, M. Ouattara Siaka et M. Yao Tass pour votre disponibilité pour la visite des fermes.  A mon petit KOUASSI Patrice, tu as été avec moi tout au long de ces travaux sur le terrain, que ce travail puisse t’inspirer afin de te motiver d’avantage.  A toi Raïssa KOFFI, tu as toujours été là pour moi, à m’écouter et à me soutenir. Je ne saurai comment te remercier. Je prie juste l’éternel tout puissant afin qu’il t’accorde une vie heureuse.  A toi Arielle Quenum. ton amitié et ton affection m’ont été profitable dans mes études. Pour tous les services rendus, que Dieu te le rende au centuple.  Au parrain de la 43ème promotion : Monsieur Idrissa NASSA

 A mes ainés. Dr Bitty, Dr Boka, Dr Adjé, Dr Talnan, Dr Zié, Dr Kouakou Narcisse, Dr Koné, Dr Dahourou, Dr Loba Marie-Thérèse, Dr Abdoul Diarrassouba, Dr Asseu, Dr Soro Daouda, Dr Nguessan Céline, Dr Kablan  Aux promotionnaires : Doumbia Habib, KILI Cédric, Dr TRAORE Vamara, Dr TOLLA Laeticia.  A mes ami(e) s : Dr Dera, Dr Yoda, Dr Kokoa, Dr Kaboré, Mme KILI Fafadji, Laway Tulgeat, Sahidi Adamou (Prési), Dr Pénoukou (Henri Nzué bah), Illy Dieudonné (Voisin), Khady Niang, Mme Diallo, Mbouzo Faga (Bro), Singa Niatou, Ndiaye,

 A mon binôme de toujours Dr KOUMAÏ Abasse. Même jusqu’à la thèse on a été binôme, que Dieu raffermisse nos liens. Rendez-vous sur le terrain car l’aventure continue.  Aux Etudiants de la 43ème promotion « Idrissa NASSA».  A mes cadets et cadettes. Boris KOUAKOU, Yapo Rita, Gnali, Kacou Matial, Koné Josiane, Anlyou Konaté, Ouattara Idrissa, Ehouman, Clavery Aké, Zeinabou, Dosso, Basse Kaboré, Zeinab  A mes Fieuls du véto, Adama, Prince, Saphora, Safiatou lawan, Barkissa, Cyrille, Panel Asseu, Koné Josiane, Nguessan Behou, Meïté, Franck.  A mes pères des travaux pratiques. Dr Moussa WANE et Dr Hamidou Ouandaogo pour votre aide.  Aux

Mouvements

des CV-AV de la paroisse Saint Maurice

d’Agnibilekrou vii

 A ma Chorale Saint Pierre Julien Eymard de la paroisse Saint Joseph de Médina A vous tous que je n’ai pu citer, sachez que ce travail est aussi le votre.

viii

REMERCIEMENTS

Nos sincères remerciements et notre profonde gratitude : 

Au Professeur KABORET Yalacé, Directeur Général de l’EISMV, professeur accompagnateur de la 43ème promotion



Au parrain de la 43ème promotion : Idrissa NASSA.



Docteur

KADJA

Mireille:

Sincères

remerciements

pour

l’encadrement de qualité et pour votre patience. Votre constante disponibilité a permis la réalisation de ce travail. Sempiternel remerciement  Au Dr Zié Coulibaly : grand merci pour tes conseils et ton aide dans la réalisation de ce travail et l’élaboration du document. Que Dieu de garde et te fasse prospérer au delà de tes attentes. 

Au Dr KOUAME Guy Gérard pour vos conseils.



Au Dr DOMAGNI Théodore. Pour m’avoir guidé sur les sentiers de cette prestigieuse institution qu’est l’EISMV. Profonde gratitude.



A mon tuteur Dr Isma NDIAYE.



A la famille NDIAYE : Merci pour les beaux moments passés ensemble.



A nos ainés de l’EISMV : Dr ASSOUMY, Dr NTEMELLA, Dr MIGUIRI, Dr AYSSIWEDE, Dr Adama SOW



A Mme DIOUF et Mme Ndella FALL de la Bibliothèque de l’E.I.S.M.V



A tout le personnel de la scolarité de l’EISMV.



Aux membres de notre jury de thèse



A tous les membres de la CEVIS.



A la CEVEC (Cellule des Etudiants Vétérinaires Catholiques).



A l’Amicale des Etudiants Vétérinaires de Dakar (AEVD).



A tous les étudiants du Master (EISMV) promotion 2016. ix

 A tous les étudiants du Master 2 (MBA2) en Management de projet, promotion 2016 à l’ISM de Dakar 

A l’Ambassade de Côte d’Ivoire au Sénégal.



A ma chère patrie : la République de Côte d’Ivoire.



Au Sénégal, mon pays hôte.

A tous ceux qui de près ou de loin ont permis la réussite de ce modeste travail.

A NOS MAÃ&#x17D;TRES ET JUGES

A notre Maître et Président du jury, Mr Emmanuel BASSENE, Professeur à la faculté de Médecine, Pharmacie et Odontologie de Dakar. En acceptant de présider ce jury, malgré vos multiples occupations, vous avez fait un grand honneur à notre modeste personne. Votre simplicité et votre humanisme forcent le respect. Veuillez accepter nos sincères remerciements et notre profonde gratitude.

A notre Maître et rapporteur de Thèse, M. Yalacé Yamba KABORET Professeur à l’EISMV de Dakar. C’est un réel plaisir que vous nous faites en acceptant de rapporter ce travail. Vous nous témoignez là vos immenses qualités humaines et d’Homme de science. Nous prions le tout puissant afin qu’il guide vos pas et vous accorde une vie comblé. Profonde admiration.

A notre Maître et juge, Madame Rianatou BADA ALAMBEDJI, Professeur à l’EISMV de Dakar. Nous avons eu le privilège d’être parmi les étudiants que vous avez formés. Nous sommes très sensibles à l’honneur que vous nous faites en acceptant de juger ce modeste travail malgré vos multiples occupations. Soyez rassuré de notre profonde gratitude et de notre vive admiration. Nous vous prions de trouver ici l’expression de notre profonde et sincère gratitude. A notre Maître et Directeur de Thèse, Madame Mireille Catherine KADJA Maitre Assistant à l’EISMV de Dakar. Vous nous avez inspiré ce sujet et dirigé ce travail avec une rigueur scientifique, un dynamisme et une disponibilité constante. En vous côtoyant nous avons découvert une femme de conviction et travailleuse. Vos approches scientifiques et perspicaces et vos grandes qualités intellectuelles forcent l’admiration de nombreux étudiants de l’E.I.S.M.V Trouvez ici cher Maître l’expression de notre grande admiration et reconnaissance

xii

A notre Maître et Co-Directeur de Thèse, Dr ZIE COULIBALY ; Docteur vétérinaire. Ce travail est le fruit de vos conseils et soutiens continus. Trouvez à travers ce modeste travail, l’expression de notre profonde reconnaissance.

xiii

« Par délibération, la faculté de Médecine, de Pharmacie et d’Odontologie et l’Ecole Inter-Etats des Sciences et Médecine Vétérinaires de Dakar ont décidé que les opinions émises dans les dissertations qui leur sont présentées, doivent être considérées comme propres à leurs auteurs et qu’elles n’entendent leur donner aucune approbation ni improbation »

xiv

LISTE DES SIGLES

: Pourcentage

°C

: Degrés Celsius

ANADER

: Agence Nationale d'Appui au Développement Rural

ANAREV-CI : Association Nationale des Revendeurs de Produits Avicoles de Côte d’Ivoire ANAVICI

: Association Nationale des Aviculteurs de Côte d’Ivoire

APE

: Accords de Partenariat Economique

ARL

: Agglutination Rapide sur Lame

CMI

: Concentration Minimale Inhibitrice

DPE

: Direction de Production d’Elevage

DPP

: Direction de la Planification et des Programmes

EISMV

: Ecole Inter-Etats des Sciences et Médecine Vétérinaires

ELISA

: Enzyme-Linked Immuno sorbent Assay

FACI

: Fabrique d’Aliment Composé Ivoiriens

FAO

: Food and Agriculture Organization of the United Nations

FCFA

: Francs de la communauté financière africaine

FIRCA

: Fonds Interprofessionnel pour la Recherche et le Conseil Agricoles

FOANI

: Ferme Ouattara Ali Nanan Issa

: Gramme

: Hectare

: Influenza Aviaire

IAHP

: Influenza Aviaire Hautement Pathogène

IgG

: Immunoglobuline G

IgM

: Immunoglobulines M

INTERAVI

: Association des Industriels de la Filière Avicole de Côte d’Ivoire

IPRAVI

: Inter Profession Avicole Ivoirienne

: Kilomètre

LTI

: Laryngo-Trachéïte Infectieuse

: Mètre

: Mètre Carré

: Mycoplasma gallisepticum

MIPI

: Microbiologie, Immunologie et Pathologie Infectieuse

MIRAH

: Ministère des Ressources Animales et Halieutiques

: Millilitre

: Mycoplasma meleagridis

: Minute

MRC

: Maladie Respiratoire Chronique

: Mycoplasma synoviae

Nbre

: Nombre

OAC

: Œufs à Couver

OIE

: Office International des Epizooties = Organisation Mondiale de la Santé Animale

OMC

: Organisation Mondiale du Commerce

PAPAN

: Programme d’Appui à la Production Avicole Nationale

PCR

: Polymerase Chain Reaction xvi

PIB

: Produit Intérieur Brut

RNPA

: Recensement National des Professionnels de l’Aviculture

SIPRA

: Société Ivoirienne de Productions Animales

TEC

: Tonnes Equivalent Carcasse

Tr/min

: Tours par minute

UACI

: Union des Aviculteurs de Côte d’Ivoire

: Union Européenne

μl

: Microlitre

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LISTE DES FIGURES

Figure 1 : Schéma de l’organisation professionnelle de la filière avicole .......................... 8 Figure 2 : Poule de race Lohmann Brown ...................................................................................... 10 Figure 4 : Poule de race Bovan nera................................................................................................. 10 Figure 3 : Poule de race Bovan Goldline ......................................................................................... 10 Figure 5 : Poule de race Hyline brown ............................................................................................. 10 Figure 6 : Poule de race ISA brown ................................................................................................... 11 Figure 7 : Importation de volailles de 2000 à 2014 en Côte d’Ivoire .................................. 12 Figure 8: Arbre respiratoire chez la volaille .................................................................................... 20 Figure 9 : Sacs aériens du système respiratoire des oiseaux............................................... 22 Figure 10: Circulation de l'air inspiré dans les voies respiratoires....................................... 25 Figure 11 : Circulation de l'air expiré dans les voies respiratoires ...................................... 26 Figure 12 : Circulation d’air et échange gazeux dans les poumons................................... 27 Figure 13: Trachéite avec pétéchies. ................................................................................................ 29 Figure 14: Œufs difformes à coquille mince et rugueuse ........................................................ 29 Figure 15: Gonflement de la tête ......................................................................................................... 30 Figure 16 : Aérosaculite (exsudat fibrino-caséeux à droite) .................................................. 40 Figure 17 : Carte de la Côte d'Ivoire montrant le département d'Agnibilekrou .............. 48 Figure 18 : Prélèvement sanguin......................................................................................................... 52 Figure 19 : Résultats du test d'Agglutination Rapide sur Lame............................................ 55 Figure 20 : Test ELISA en phase solide (Immunocomb)........................................................ 57 Figure 21 : Niveau d’étude des propriétaires de ferme ............................................................ 58 Figure 22 : Nombre de bâtiments d’élevage par ferme ............................................................ 59 Figure 23 : Fréquence des maladies décrites par les éleveurs ............................................ 61 Figure 24 : Fréquence des différentes méthodes de diagnostic .......................................... 63 Figure 25 : Taux d'infection en fonction des saisons ................................................................. 64 Figure 26 : Prévalences de Mycoplasma gallisepticum et Mycoplasma synoviae par zone ................................................................................................................................... 66 Figure 27 : Prévalence de la mycoplasmose en fonction de l'âge ...................................... 67 xviii

LISTE DES TABLEAUX

Tableau I

: Répartition des fermes selon les axes routiers ...................... 51

Tableau II

: Ages des poules dans les fermes enquêtées ........................ 59

Tableau III

: Fréquence de visite des conseillers avicoles ......................... 60

Tableau IV

: Signes cliniques et lésionnels observés par les éleveurs ...... 62

Tableau V

: Séroprévalence de M. galliceticum et M. synoviae par le test ARL ................................................................................. 65

Tableau VI

: Séroprévalence de M. galliceticum et M. synoviae par le test ELISA (IMMUNOCOMB) ................................................. 65

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TABLE DES MATIERES

INTRODUCTION ............................................................................................... 1 PARTIE I : ETUDE BIBLIOGRAPHIQUE .......................................................... 4 CHAPITRE I : CARACTERISTIQUES DE L’AVICULTURE MODERNE EN COTE D’IVOIRE .......................................................................................... 5 1. Systèmes d’exploitation avicole ................................................................. 5 1.1. Système villageois ou familial .............................................................. 5 1.2. Système semi intensif .......................................................................... 5 1.3. Système intensif de poulets commerciaux .......................................... 6 1.4. Système industriel intégré ................................................................... 6 2. Acteurs de la filière avicole ........................................................................ 6 2.1. Structures publiques en charge de la production avicole .................... 6 2.2. Organisation professionnelle de la filière avicole ................................. 7 3. Effectifs et races exploitées ....................................................................... 8 3.1. Cheptel avicole national ....................................................................... 8 3.2. Principales races de poules pondeuses exploitées ............................. 9 3.3. Importations des produits avicoles .................................................... 11 4. Rôles socio-économiques de l’aviculture moderne ................................. 12 5. Contraintes de l’aviculture en Côte d’ivoire ............................................. 12 5.1. Contraintes zootechniques ................................................................ 13 5.1.1. Contraintes liées à l’approvisionnement en intrants .................... 13 5.1.2. Contraintes liées aux performances des élevages modernes ..... 14 5.1.3. Contraintes liées à la qualité et la normalisation des produits avicoles ........................................................................................ 14 5.2. Contraintes économiques .................................................................. 14 5.2.1. Concurrence déloyale .................................................................. 15 5.2.2. Contraintes liées à la fiscalité dans le secteur avicole ................. 15 5.2.3. Difficultés de commercialisation des produits avicoles ................ 15 5.2.4. Contraintes liées au financement................................................. 16 5.3. Contraintes sanitaires ........................................................................ 16 5.4. Contraintes liées à la formation et à l’encadrement ........................... 17 xx

5.5. Contraintes liées à la réglementation ................................................ 17 CHAPITRE II : PARTICULARITES ANATOMIQUES ET PHYSIOLOGIQUES DE L’APPAREIL RESPIRATOIRE DES VOLAILLES .... 18 1. Anatomie .................................................................................................. 18 1.1. Voies respiratoires extra-pulmonaires ............................................... 18 1.1.1. Cavités nasales ............................................................................ 18 1.1.2. Larynx, trachée et syrinx .............................................................. 19 1.2. Voies respiratoires intra-pulmonaires ................................................ 20 1.3. Sacs aériens ...................................................................................... 21 1.3.1. Sacs aériens cervicaux ................................................................ 22 1.3.2. Sac claviculaire ............................................................................ 22 1.3.3. Sacs aériens thoraciques crâniaux .............................................. 22 1.3.4. Sacs aériens thoraciques caudaux .............................................. 23 1.3.5. Sacs aériens abdominaux............................................................ 23 1.3.6. Bronches récurrentes ou saccobronches .................................... 23 1.3.7. Os pneumatisés ........................................................................... 24 2. Physiologie de la respiration chez les oiseaux ........................................ 24 2.1 Respiration chez les oiseaux ............................................................. 24 2.1.1. Lors de l’inspiration ...................................................................... 24 2.1.2. Lors de l’expiration ....................................................................... 25 2.2. Circulation d’air et échange gazeux ................................................... 26 CHAPITRE III : PATHOLOGIES RESPIRATOIRES MAJEURES DES VOLAILLES ..................................................................................................... 28 1. Pathologies respiratoires d’origine virale ................................................. 28 1.1. Bronchite infectieuse.......................................................................... 28 1.2. Syndrome infectieux « grosse tête » ................................................ 30 1.3. Laryngotrachéite infectieuse .............................................................. 31 1.4. Influenza aviaire ................................................................................. 32 2. Pathologies respiratoires d’origine parasitaire ......................................... 34 2.1. Syngamose aviaire ............................................................................ 34 2.2. Aspergillose aviaire ............................................................................ 35 3. Pathologies respiratoires d’origine bactérienne ....................................... 36 3.1. Colibacilloses aviaires........................................................................ 36 3.2. Coryza infectieux ............................................................................... 38 3.3. Mycoplasmoses aviaires .................................................................... 39 xxi

3.3.1. Mycoplasmose à Mycoplasma gallisepticum chez la poule ......... 39 3.3.2. Mycoplasmose à Mycoplasma synoviae chez la poule ............... 40 3.3.3. Pathogénie des mycoplasmes ..................................................... 41 3.3.4. Diagnostic et moyens de lutte ..................................................... 42 3.3.4.1. Méthodes directes de diagnostic ........................................... 42 3.3.4.2. Méthodes indirectes de diagnostic ........................................ 43 3.3.4.3. Moyens de lutte ..................................................................... 44 PARTIE II : TRAVAIL DE TERRAIN : ENQUETE SEROLOGIQUE DES MYCOPLASMOSES AVIAIRES ...................................................................... 47 CHAPITRE I : MATERIEL ET METHODES .................................................... 48 1. Sur le terrain ............................................................................................ 48 1.1. Zone et période d’étude ..................................................................... 48 1.2. Matériel de terrain .............................................................................. 49 1.2.1. Matériel animal ............................................................................. 49 1.2.2. Autre matériel ............................................................................... 49 1.3. Méthodes d’étude .............................................................................. 50 1.3.1. Echantillonnage ........................................................................... 50 1.3.2. Enquête exploratoire .................................................................... 50 1.3.3. Enquête proprement dite ............................................................. 50 1.3.4. Prélèvement sanguin ................................................................... 51 1.3.5. Méthode de collecte du sérum ..................................................... 52 1.3.6. Conditionnement et conservation des sérums ............................. 52 2. Au laboratoire .......................................................................................... 52 2.1. Matériel et méthodes de traitement des prélèvements ...................... 52 2.1.1. Matériel pour le test d’Agglutination Rapide sur Lame ................ 52 2.1.2. Matériel pour le Test ELISA (IMMUNOCOMB) ............................ 53 2.2. Méthodes d’analyse sérologique ....................................................... 53 2.2.1. Test d’Agglutination Rapide sur Lame ......................................... 53 2.2.1.1. Principe ................................................................................. 54 2.2.1.2. Mode opératoire .................................................................... 54 2.2.1.3. Lecture et interprétation des résultats d’analyse .................. 55 2.2.2. Analyse sérologique par le test ELISA (IMMUNOCOMB) ........... 55 2.2.2.1. Echantillons et constitution des pools de sérum ................... 55 2.2.2.2. Principe ................................................................................. 56 2.2.2.3. Mode opératoire .................................................................... 56 xxii

2.2.2.4. Méthode de lecture et interprétation des résultats d’analyse 56 3. Analyse des données .............................................................................. 57 CHAPITRE II : RESULTATS ........................................................................... 58 1. Résultats des investigations sur le terrain ............................................... 58 1.1. Typologie des élevages avicoles ....................................................... 58 1.1.1. Différentes catégories d’aviculteurs ............................................. 58 1.1.2. Caractéristiques des fermes ........................................................ 58 1.2. Suivi technique et sanitaire des fermes ............................................. 60 1.3. Pathologies dominantes décrites ....................................................... 61 1.4. Méthode de diagnostic des pathologies aviaires ............................... 62 1.5. Facteurs de risque des pathologies respiratoires .............................. 63 2. Résultats sérologiques ............................................................................ 65 2.1. Prévalence globale ............................................................................ 65 2.1.1. Test ARL ...................................................................................... 65 2.1.2. Test ELISA IMMUNOCOMB ........................................................ 65 2.2. Prévalence en fonction des zones d’enquête .................................... 66 2.3. Prévalence en fonction de l’âge ......................................................... 66 CHAPITRE III : DISCUSSION ET RECOMMANDATIONS ............................. 68 1. Discussion................................................................................................ 68 1.1. Matériel animal, zone d’investigation ................................................. 68 1.2. Résultats de terrain ............................................................................ 69 1.2.1. Typologie des élevages avicoles ................................................. 69 1.2.1.1. Différentes catégories d’aviculteurs ...................................... 69 1.2.1.2. Caractéristiques des fermes ................................................. 70 1.2.2. Suivi technique et sanitaire des fermes ....................................... 70 1.2.3. Pathologies dominantes décrites dans les fermes enquêtées ..... 71 1.2.4. Facteurs de risques afférents aux pathologies respiratoires ....... 72 1.3. Résultats du laboratoire ..................................................................... 73 1.3.1. Prévalence globale des tests ARL et ELISA ................................ 73 1.3.2. Prévalence en fonction des axes géographiques d’enquête ....... 74 1.3.3. Prévalence en fonction de l’âge ................................................... 75 2. Recommandations ................................................................................... 75 2.1. A l’endroit de l’Etat ............................................................................. 75 2.2. A l’endroit des services vétérinaires .................................................. 76 xxiii

2.3. A lâ&#x20AC;&#x2122;endroit des aviculteurs .................................................................. 76 CONCLUSION ................................................................................................. 78 BIBLIOGRAPHIE ............................................................................................. 82 WEBOGRAPHIE.............................................................................................. 90 ANNEXES........................................................................................................ 93

xxiv

INTRODUCTION L’aviculture en Afrique de l’Ouest est une activité complexe dont l’importance varie

d’un

pays

l’autre

(Le

dossier,

2009).

Côte

d’Ivoire,

particulièrement, les productions avicoles constituent un maillon essentiel du système de production animale (FIRCA, 2011) et contribuent pour près de 2% au PIB global (FAO, 2014). Ce secteur a connu un essor spectaculaire au cours des quinze dernières années. En effet, en janvier 1994, suite à la dévaluation du franc CFA, le pays a connu une flambée du coût des denrées alimentaires ce qui a entraîné l’augmentation de 30% du prix du bétail. Cette hausse des prix de la viande rouge a favorisé la multiplication des projets de mise en place des fermes avicoles privées, modernes pour la plupart. Les différentes composantes nécessaires au développement de l’aviculture moderne, sont présentes sur l’ensemble du territoire ivoirien. Il s’agit des éleveurs de reproducteurs, des accouveurs, des fabricants d’aliments et des éleveurs de poulets commerciaux. A cela s’ajoute les associations professionnelles mise en place pour une meilleure organisation de la filière avicole moderne (IPRAVI, 2014). Cependant, malgré ces atouts techniques et organisationnels, la filière avicole moderne rencontre des difficultés qui freinent son développement. Il s’agit, entre autres de la qualité et du coût de l’alimentation, la concurrence déloyale des viandes de volailles importées mais aussi des multiples problèmes pathologiques. En effet, avec l’intensification de la filière avicole, de nombreuses pathologies sont observées. Les plus fréquentes sont la maladie de Gumboro, la maladie de Newcastle et la coccidiose aviaire (M’BARI, 2000) ; Mais la plus marquante de ces dernières décennies est l’épizootie de l’Influenza Aviaire Hautement Pathogène (IAHP) apparue en Côte d’Ivoire en février 2006 (N’GUESSAN, 2009) et qui a fait une résurgence en juin 2015 (OIE, 2015).

A ce tableau de maladies fréquentes, s’ajoute selon DOSSO (2014), la colibacillose et les affections respiratoires dans la zone d’Agnibilékrou. Les affections respiratoires sont souvent d’origine multifactorielle et l’absence de diagnostic de laboratoire ne permet

pas de connaître les agents

étiologiques impliqués. Toutefois, les enquêtes effectuées ont montré qu’elles représentent près de 20% des cas cliniques observés (DOSSO, 2014). La maladie respiratoire est une mycoplasmose aviaire souvent déclenchée par le manque de maîtrise des conditions d’ambiance et entraine des pertes économiques considérables liées à la baisse de consommation d’aliment d’où un retard de croissance et une chute de ponte (FONTAINE, 1987). En effet, les espèces les plus pathogènes et importantes provoquant la mycoplasmose et qui sont inscrites sur la liste des maladies devant être notifiées à l’OIE sont Mycoplasma gallisepticum et Mycoplasma synoviae (OIE, 2008). Ces agents pathogènes entraînent de lourdes pertes économiques : retard de croissance, augmentation des indices de consommation, saisies à l’abattoir (lésions d’aérosacculite et d’arthrite), baisse de production d’œufs, mortalités embryonnaires et traitements antibiotiques. Face aux pertes économiques engendrées par cette affection, il apparaît important d’étudier la prévalence des espèces de mycoplasmes aviaires qui sévissent dans nos élevages avicoles. Notre étude a donc pour objectif général de contribuer à l’amélioration de la production avicole en Côte d’Ivoire par une meilleure connaissance des pathologies respiratoires, en l’occurrence les mycoplasmoses aviaires. De façon plus spécifique, il s’agit de :  faire la typologie des exploitations avicoles modernes dans la zone d’Agnibilekrou ;  recenser les principales pathologies rencontrées dans les élevages avicoles modernes et les méthodes de leur diagnostic ;

 rechercher les facteurs favorisants l’apparition des mycoplasmoses aviaires dans les fermes modernes ;  déterminer la séroprévalence des mycoplasmoses aviaires à Mycoplasma gallisepticum et à Mycoplasma synoviae dans la zone. Ce travail comporte deux parties :  Une première partie consacrée à la revue bibliographique composée de trois chapitres où sont abordés successivement les caractéristiques de l’aviculture moderne en Côte d’Ivoire, puis les particularités de l’appareil respiratoire des oiseaux et enfin les pathologies respiratoires majeures des volailles.  une

seconde

partie

consacrée

l’étude

sérologique

des

mycoplasmoses aviaires est composée de trois chapitres. Le premier chapitre décrit le matériel utilisé et la méthode de travail. Le second chapitre présente les résultats obtenus et le troisième est consacré à la discussion et aux recommandations.

PARTIE I : ETUDE BIBLIOGRAPHIQUE

CHAPITRE I : CARACTERISTIQUES DE L’AVICULTURE MODERNE EN COTE D’IVOIRE 1. Systèmes d’exploitation avicole 1.1. Système villageois ou familial (Secteur 4) L’aviculture familiale se caractérise par l’élevage de volailles en divagation en plein air, sans soins particuliers et avec un niveau de biosécurité très faible ou inexistant. Cette aviculture familiale est aussi bien rencontrée en milieu rural qu’en milieu urbain. Elle est pratiquée dans presque toutes les concessions sur l’ensemble du pays où l’on trouve des effectifs de petite taille, parfois allant jusqu’à 100 volailles. Les produits issus de l’aviculture familiale sont essentiellement destinés à l’autoconsommation et constituent une source non négligeable de protéines (FAO, 2008). 1.2. Système semi intensif (Secteur 3) L’aviculture semi intensive encore appelée aviculture semi-industrielle utilise certaines techniques industrielles comme l’utilisation de matériel génétique de haute productivité (souche sélectionnée), mais aussi des techniques adaptées à l’environnement tropical pour limiter notamment les effets de la chaleur. Elle est

caractérisée

par

l’utilisation

des

techniques

élaborées

des

investissements importants et dépend fortement des intrants alimentaires. Les poussins et les aliments sont achetés auprès des industriels spécialisés. Les effectifs dans les élevages varient de quelques centaines à quelques centaines de milliers de poulets. Les productions avicoles issues de l’aviculture semi-intensive (œufs de consommation, poulets de chair, poules de réforme) sont destinées à la commercialisation. Ce secteur s’est développé à la périphérie des villes afin de surseoir au déficit important en protéines d’origine animale. La production avicole moderne est située en grande partie dans la région des Lagunes (Sud) et dans la région du Moyen Comoé (Sud Est). Les statistiques de l’an 2000 montrent qu’elle contribue pour 88% à la production de viande de volaille et

couvre totalement la demande d’œufs de consommation (FAO, 2008). 1.3. Système intensif de poulets commerciaux (Secteur 2) Les années 70 ont vu apparaître l’aviculture industrielle, avec la mise en place des unités de productions industrielles conformes aux normes internationales en matière d’effectifs et de technique de production. Mais ces essais ont échoué, comme beaucoup d’autres dans le domaine industriel à cette époque. L’aviculture industrielle, avec un nombre peu élevé d’exploitations, est assimilée à l’aviculture semi-industrielle pour constituer la catégorie de «l’aviculture moderne » par opposition à « l’aviculture familiale » (FAO, 2008). 1.4. Système industriel intégré (Secteur 1) Le système industriel intégré correspond surtout aux unités de production de poussins (accouveurs) et aux unités de fabrication d’aliment pour volailles (provendiers). Les couvoirs permettent l’incubation des œufs à couver (OAC) pendant 21 jours et l’obtention des poussins d’un jour de type chair et ponte. Ils sont au nombre de huit en Côte d’Ivoire dont sept situés dans la région des Lagunes (Sud du pays). Le couvoir de la société FOANI Services, situé à Agnibilékrou (Centre-Est du pays), est le seul en dehors de la région des Lagunes (IPRAVI, 2014). Il y a deux types d’accouveurs : les accouveurs importateurs d’OAC et les accouveurs possédant une ferme de reproducteurs. Certains accouveurs combinent les deux options. 2. Acteurs de la filière avicole 1.5.2.1.

Structures publiques en charge de la production

avicole La politique de développement de l’aviculture en Côte d’Ivoire incombe au ministère en charge de la production animale à savoir le Ministère des Ressources Animales et Halieutiques (MIRAH). Le décret n° 2007- 471 du 15 6

mai 2007 portant organisation du MIRAH a créé un ensemble de directions, de services et de structures sous tutelles qui conduisent les activités de l’Etat dans les domaines de l’élevage, de la santé animale, de la biosécurité, de la recherche, de la formation, de la planification et du suivi- évaluation (MIRAH, 2012). 1.6.2.2.

Organisation professionnelle de la filière avicole

Le secteur privé, moteur de la croissance du secteur avicole, est représenté principalement par l’Inter Profession Avicole Ivoirienne (IPRAVI, 2012). L’IPRAVI a signé en décembre 1998 avec l’Etat, un contrat-plan lui conférant la maîtrise d’œuvre du programme triennal de développement de la filière avicole ivoirienne (IPRAVI, 2012). L’IPRAVI assure d’une part, la coordination et le développement de l’action associative et d’autre part, la définition et la mise en œuvre des normes et règles communes de conduite professionnelle. Elle compte actuellement quatre associations (Figure 1) que sont :  L’UACI (Union des Aviculteurs de Côte d’Ivoire) créée en 1989, qui regroupe les exploitants individuels, éleveurs de volailles de chair et producteurs d’œufs de consommation.  L’INTERAVI (Association des industriels de la filière avicole ivoirienne) est créée en 1989. Elle est régie par la loi n° 60-315 du 21/09/1960 relative aux associations. Elle a pour objet de réunir dans une association les sociétés avicoles de Côte d’Ivoire (accouveurs, provendiers, abattoirs, centres de conditionnement d’œufs et élevages industriels) afin de sauvegarder et développer les intérêts légitimes de ses membres en liaison avec les organisations professionnelles de toute nationalité, ainsi qu’avec les organismes nationaux et internationaux.  L’ANAVICI (Association Nationale des Aviculteurs de Côte d’Ivoire) créée en 2005, elle regroupe, comme l’UACI, les exploitants individuels, les éleveurs de volailles de chairs et les producteurs d’œufs de consommation. 7

 L’ANAREV-CI (Association Nationale des Revendeurs de Produits Avicoles de Côte d’Ivoire) créée en 2008 regroupe les revendeurs de volailles et d’œufs de consommation sur les marchés de consommation (FIRCA, 2011).

Figure 1 : Schéma de l’organisation professionnelle de la filière avicole Source : FIRCA, 2011 3. Effectifs et races exploitées 1.7.3.1.

Cheptel avicole national

Le secteur avicole compte un cheptel de reproducteurs de près de 280 000 têtes. L’ensemble des couvoirs a produit 20 millions de poussins d’un jour en 2011, pour une capacité annuelle installée de 42 millions de poussins (IPRAVI, 2012). Selon le MIRAH, en 2012, l’effectif des volailles était constitué de 43 133 298 volailles composé de 24 076 084 de volailles familiales, de 16 033 438 de poulets de chair des élevages semi-industriels et de 3 023 776 de pondeuses

semi-industrielles (MIRAH/DPP, 2012). 1.8.3.2.

Principales races de poules pondeuses exploitées

Dans l’aviculture moderne, le choix est porté sur les races de poulets améliorées. Ainsi pour la production des poussins d’un jour et des œufs de consommation, différentes races de poules pondeuses sont exploitées par les grandes sociétés d’accouvage (FOFANA, 2010): - L’entreprise FACI exploite la race Lohmann Brown (Figure 2) ; La poule Lohmann Brown est une souche brune avec un poids vif variant entre 1,9 – 2,1. Elle produit des œufs roux et peut atteindre un pic de ponte de 95%. Par sa consommation alimentaire pouvant atteindre les 120 g/jr, elle réalise un indice de conversion alimentaire compris entre 2 – 2,1 kg d’aliment pour un kilogramme d’œuf (LOHMANN, 2015). - l’entreprise FOANI exploite la race Bovans goldline (Figure 3); La bovans goldline est une poule brune qui produit des œufs roux. En pic de ponte, elle atteint une production de 96% et consomme en moyenne 113 g/jr pour un indice de conversion moyen de 2,19 (ISA, 2015). - la société SIPRA exploite les races Bovans Nera (Figure 4), Hyline Brown (Figure 5), et ISA Brown (Figure 6) La bovan nera de couleur noir est considérée comme une souche lourde du fait de son poids corporel qui est de 2,3 Kg en moyenne. Elle consomme 122 g/jr en moyenne et produit, en pic de ponte, 94%, d’où son indice de conversion de 2,49 (ISA, 2015). La poule rousse Hyline produit des œufs roux et peut atteindre un pourcentage de ponte de 96%. Elle consomme entre 105 g et 112 g par jours et a un poids corporel maximal de 2,03 kg. Aussi, l’indice de conversion alimentaire est de 2, 04 (HYLINE, 2015). La poule de souche Isa brown est de plumage roux et a un poids corporel moyen de 1,97 Kg. En pic de ponte, cette souche peut atteindre 96% de

ponte et sa consommation alimentaire est de 109 g en moyenne. Son indice de conversion alimentaire est donc, de 2,14 (ISA, 2015).

Figure 2 : Poule de race Lohmann Brown Figure 4 : Poule de race Bovan Goldline Source : Lohmann France, 2015

Source : ISA, 2015

Figure 3 : Poule de race Bovan nera

Figure 5 : Poule de race Hyline brown

Source: ISA, 2015

Source: HY-LINE, 2014

Figure 6 : Poule de race ISA brown Source : ISA, 2015 1.9.3.3.

Importations des produits avicoles

La Côte d’Ivoire importe de la viande de poulet mais aussi des volailles vivantes en provenance des pays voisins. Cependant, depuis l’apparition de l’IAHP, des textes réglementaires ont été élaborés conduisant à l’interdiction d’importation de volailles à partir des pays infectés par l’IAHP. Néanmoins, les entrées de volailles ont continué en 2008. (FAO, 2008) A partir de 2003, les données statistiques sur les importations de viande montrent une augmentation des importations de viande de volaille (Figure 7) due à la crise militaro-politique. Ainsi, la quantité de viande de volaille importée en Côte d’Ivoire qui était de 2 212 tonnes en 2001 passe à 15 392 tonnes en 2003. En revanche, à partir de 2005, cette tendance s'est inversée avec une forte réduction des importations de viandes, qui de 13 134 tonnes environ, sont passées à 5 353 tonnes, soit une baisse d’environ 66% entre 2003 et 2005. Cela se justifie par la hausse du montant des prélèvements compensatoires qui est passé de 300 F CFA à 1 000 F CFA le kilogramme et du fait de l’épidémie de grippe aviaire déclarée dans de nombreux pays industrialisés (IPRAVI, 2014).

Figure 7 : Importation de volailles de 2000 à 2014 en Côte d’Ivoire Source : Graphique réalisé à partir des données de IPRAVI, 2014 4. Rôles socio-économiques de l’aviculture moderne Au plan économique et social, l’aviculture en Côte d’Ivoire, réalise un chiffre d’affaires de 80 milliards de francs CFA au minimum par an. Cette filière offre 130 mille emplois, dont 30 mille emplois directs et 100 mille emplois indirects. C’est aussi un débouché important pour les produits agricoles et les sousproduits agro-industriels (IPRAVI, 2013). Elle contribue pour près de 2% à la formation du PIB global et à hauteur de 4,5% à la formation du PIB agricole (FAO, 2014). 5. Contraintes de l’aviculture en Côte d’ivoire La filière avicole en Côte d’Ivoire est confrontée à de multiples problèmes qui freinent son développement. Malgré des atouts importants et la réactivité des

professionnels dans le cadre des investissements et de la maîtrise de la biosécurité,

production

avicole

moderne

reste

insuffisante.

Cette

insuffisance est due à des contraintes d’origines exogène et endogène. Il s’agit principalement des contraintes liées aux aspects zootechniques, économiques, sanitaires, organisationnels, au cadre réglementaire, à la formation et à l’encadrement des acteurs de la filière. 1.10.5.1. Les

Contraintes zootechniques

contraintes

zootechniques

traduisent

par

les

problèmes

d’approvisionnement en intrants, les faibles performances des élevages et les problèmes liés à la qualité et à la normalisation des produits avicoles. (MIRAH, 2012) 1.10.1.5.1.1.

Contraintes

liées

l’approvisionnement

intrants Le déficit et l’excédant en poussins d’un jour, à certaines périodes de l’année, représente un réel problème sur le marché de l’offre et de la demande. La production nationale est généralement faible par rapport à la demande d’où le rationnement que subissent les producteurs pour la mise en place de nouvelles bandes. En effet, les difficultés d’approvisionnement en poussins d’un jour sont dues à plusieurs facteurs tels que la concentration des couvoirs à Abidjan, loin des élevages de l’intérieur du pays, l’insuffisance de la quantité de poussins produits par les accouveurs industriels, la mauvaise planification de l’offre et de la demande et l’apparition d’éleveurs occasionnels à certaines périodes (MIRAH, 2012). A cela, il faut ajouter la disponibilité en qualité et en quantité du maïs, principale matière première, qui demeure un énorme problème dans l’aviculture. Cela est dû à deux principaux facteurs, à savoir d’une part, la compétition pour sa consommation entre les besoins humains et ceux des animaux et d’autre part, l’incapacité des acteurs à faire des réserves compte

tenu de l’insuffisance de silos de stockage. La synergie de tous ces facteurs conduit à une augmentation du prix d’achat du maïs qui se répercute sur les prix des produits avicoles. En plus du maïs, les autres intrants utilisés pour la fabrication des aliments de volailles tels que les tourteaux de coton et de soja, la farine de poisson, les prémix vitaminés et autres acides aminés sont également importés et reviennent aussi chers (MIRAH, 2012). 1.10.2.5.1.2.

Contraintes liées aux performances des élevages

modernes La mauvaise qualité du matériel de construction des bâtiments, l’absence de clôture des fermes et le vide sanitaire mal effectué sont quelques causes des mauvaises performances observées. Il faut également souligner le fait que la Côte d’Ivoire ne dispose pas de fermes de grands parentaux. La productivité des élevages peut être négativement affectée étant donné les conditions climatiques et sanitaires différentes de celles des pays exportateurs (MIRAH, 2012). 1.10.3.5.1.3.

Contraintes liées à la qualité et la

normalisation des produits avicoles La fabrication d’aliments industriels n’est assurée au plan national que par huit opérateurs dont cinq sont dans la zone d’Abidjan. La qualité des aliments n’est pas normalisée, ce qui a été souvent source de différends entre industriels et éleveurs. De plus, face à la cherté des aliments industriels, la majorité des éleveurs compose de plus en plus eux même leurs aliments dans les fermes et ceci pourrait expliquer en partie la contre-performance des élevages modernes. La qualité des poussins d’un jour est également à améliorer, notamment au niveau du poids (MIRAH, 2012). 1.11.5.2.

Contraintes économiques

Les contraintes économiques se caractérisent par la concurrence déloyale, le

poids de la fiscalité, les difficultés de commercialisation des produits avicoles (œufs et poulets de chair) et les problèmes de financement du secteur.

1.11.1.5.2.1.

Concurrence déloyale

Les politiques protectionnistes et autres barrières tarifaires, ont été levées suite aux accords de l’Organisation Mondiale du Commerce (OMC) et les Accords de Partenariat Economique (APE) que la Côte d’Ivoire a ratifiés. Cette situation a exposé l’économie ivoirienne à une concurrence déloyale de la part des pays de l’Union Européenne (UE) et du continent Américain. Pour ce qui est de la filière avicole, des importations massives ont été enregistrées de 2002 à 2005 pour en moyenne 15 000 Tonnes Equivalent Carcasse (TEC) de viande de volailles. Les bas prix pratiqués ont eu comme impact la baisse de la production locale et les prix laissent entrevoir une politique de dumping. Cette concurrence déloyale a été une catastrophe pour l’aviculture nationale dont la production est passée de 10 000 TEC à environ 7 500 TEC sur cette même période (FIRCA, 2011). 1.11.2.5.2.2.

Contraintes liées à la fiscalité dans le

secteur avicole Selon les éleveurs, les services des impôts parcourent les exploitations et estiment les impositions sur la base du nombre de bâtiments, le nombre de poussins et la superficie occupée. Le calcul ne se fait pas sur une base légale claire. En effet, selon les éleveurs, cette façon de procéder n’est pas réglementée (décret, arrêtés) et elle ne tient pas compte des risques de perte de production (MIRAH, 2012). 1.11.3.5.2.3.

Difficultés

commercialisation

des

produits avicoles Les difficultés de commercialisation rencontrées vis à vis des produits avicoles se situent à plusieurs niveaux :

la prospection des marchés : les promoteurs ne font pas de prospection avant la création des élevages (il faudra penser à la vente avant de produire) ;

le transport des produits sur les marchés : les conditions de transport ne sont pas toujours adaptées car les routes qui relient les exploitations aux lieux de vente sont dégradées;

la vente des produits : la présentation des produits en poulets vifs ou en poulets abattus entiers augmente les prix du poulet à l’achat, surtout pour les bourses modestes, d’où la nécessité d’envisager la vente de découpes. 1.11.4.5.2.4.

Contraintes liées au financement

La majorité des acteurs de la filière avicole estime que les banques commerciales et bien d’autres institutions financières sont réticentes pour investir dans la filière avicole à cause du risque élevé de mortalité, de la survenue de tout autre sinistre et aussi de l’insuffisance des garanties offertes par les petits et moyens producteurs. De l’avis de certains grands exploitants qui ont accès aux crédits, les taux d’intérêt pratiqués par ces institutions financières commerciales (plus de 18%) sont prohibitifs par rapport au niveau actuel de rentabilité des élevages. Cette situation entraine une hausse des coûts de production et renchérit les prix de vente aux consommateurs. L’absence d’un système de financement adapté au secteur avicole constitue donc un frein à son développement (MIRAH, 2012). Par ailleurs, le Fonds d’Aide à la Production Avicole Nationale chargé de financer la filière avicole est également insuffisamment alimenté et d’un très faible niveau (MIRAH, 2012). 1.12.5.3.

Contraintes sanitaires

Malgré l’existence de mesures de biosécurité dans les exploitations modernes et industrielles de la filière avicole ivoirienne, des contraintes sanitaires subsistent, notamment en matière de :

ressources humaines qualifiées pour l’encadrement sanitaire ;

d’hygiène des poulaillers;

veille sanitaire et épidémiologique ;

normalisation de la biosécurité dans les élevages et sur les marchés.

Dans le secteur moderne de la filière avicole, l’environnement dans lequel la majorité des éleveurs opère, est mal adapté. L’environnement physique est d’abord peu propice car les bâtiments sont inadaptés et construits avec du matériel précaire (NGUESSAN, 2009). Aussi, le climat trop humide concourt à favoriser les épidémies, et les premiers vaccins à administrer in situ au couvoir ne seraient pas toujours réalisés. Enfin, les normes de biosécurité ne sont pas toujours optimales dans les élevages modernes et la survenue de l’IAHP en Côte d’Ivoire en 2006, a montré les limites et/ou l’inexistence du système de veille sanitaire ivoirien (MIRAH, 2012). 1.13.5.4.

Contraintes liées à la formation et à l’encadrement

La plupart des acteurs ne maîtrise pas suffisamment les techniques de production et de commercialisation des produits avicoles, faute de formations adaptées. L’insuffisance voire l’absence d’établissements de formations spécialisées pour les éleveurs et conseillers d’élevage est également observée. En ce qui concerne l’encadrement, les éleveurs sont exposés à une multitude de personnes non qualifiées en la matière se faisant passer pour des techniciens en élevage. L’Agence Nationale d’Appui au Développement Rural (ANADER), structure d’appui au monde rural, n’est pas suffisamment impliquée dans l’encadrement de l’aviculture moderne. Les vétérinaires installés en clientèle privée sont en nombre insuffisant pour assurer le conseil (BITTY, 2013). 1.14.5.5.

Contraintes liées à la réglementation

Les contraintes liées à la réglementation sont essentiellement dues au nonrespect des textes qui régissent la filière dans leur totalité. En effet, des lois et

autres actes juridiques ont été mis en place pour le bon fonctionnement des différentes composantes de la filière ; cependant l’applicabilité de ces textes fait grandement défaut (TIECOURA, 2015).

CHAPITRE II : PARTICULARITES ANATOMIQUES ET PHYSIOLOGIQUES DE L’APPAREIL RESPIRATOIRE DES VOLAILLES 1. Anatomie L’appareil respiratoire fait partie des particularités anatomiques remarquables des oiseaux. Chez les oiseaux, la cage thoracique et le parenchyme pulmonaire sont très rigides. Ainsi, l’appareil respiratoire des oiseaux peut être divisé en trois parties (GUERIN et al., 2011) : -

les voies respiratoires extra-pulmonaires (narines, choanes, syrinx et trachée) ;

les

voies

respiratoires

intra-pulmonaires

(poumons

arbre

bronchique) ; -

les sacs aériens, caractéristiques anatomiques des oiseaux. 1.1. Voies respiratoires extra-pulmonaires 1.1.1. Cavités nasales

Les narines à la base du bec sont surplombées par un volet corné (opercule). Elles conduisent à la cavité nasale, qui est divisé, comme chez les mammifères, par une cloison médiane cartilagineuse et est en communication avec l'oropharynx par la choane (DYCE et al., 1987). Les narines ont une forme différente en fonction de l’espèce aviaire. Les cavités nasales séparées par une cloison cartilagineuse débouchent dans le buccopharynx par la fente nasobuccale ou fissure palatine, qui est très longue chez les gallinacés. Il n’y a pas de palais mou chez les oiseaux. Le sinus infraorbitaire est en communication avec les choanes et se projette à l’extérieur entre le bec et l’œil. Il est souvent sujet à rétention de pus épais et caséeux.

Une glande nasale ou glande à sel se trouve sous la paroi nasale et son conduit excréteur débouche dans le vestibule nasal. Elle est très développée chez les oiseaux marins. Elle élimine les excès de sel absorbés en sécrétant un liquide très salé (30 g/litre). Il n’y a pas de pharynx proprement dit chez les oiseaux mais plutôt un buccopharynx. L’air passe directement des narines aux choanes puis par la fissure palatine pour accéder au larynx (GUERIN et al., 2011). 1.1.2. Larynx, trachée et syrinx La structure du larynx est simple. Il apparaît comme une ouverture oblitérée par le cartilage cricoïde. Les cartilages arythénoïdes sont les petits clapets qui se ferment pour permettre la déglutition et s’ouvrent au passage de l’air. L’entrée du larynx apparaît comme une fente mobile facilement projetable vers l’avant. (GUERIN et al., 2011) La trachée est composée d’anneaux cartilagineux empilées, complets et accompagne l'œsophage le long du cou (Figure 8). Elle peut être palpée sur le côté droit. Elle est plus étroite dans son trajet thoracique et se divise en deux bronches dorsales primaires à la base du cœur. Ces bronches pénètrent dans les poumons par leur surface ventrale (DYCE et al., 1987). C’est grâce à cette morphologie que la trachée arrive à conduire l’air du larynx aux bronches. A l’extrémité terminale de la trachée se trouve la syrinx, une zone aplatie à la jonction de la trachée et des bronches primaires. La syrinx ou « larynx broncho- trachéale », est un organe phonateur particulier. Comme le diamètre de la syrinx est nettement inférieur à celui de la trachée, des occlusions peuvent être observées dans cette zone. La syrinx est à l’origine des sons produits car il n’y a pas de cordes vocales chez les oiseaux (DEGUEURCE et al., 2015).

Anneaux cartilagineux de la trachée Trachée

Syrinx

Figure 8: Arbre respiratoire chez la volaille Source : Dyce, 1987 1.2. Voies respiratoires intra-pulmonaires Il s’agit des bronches et des poumons en étroite relation avec les sacs aériens. L’arbre aérophore se termine par des cul-de-sacs extra-pulmonaires c’est à dire les sacs aériens. Le diaphragme n’existe pas chez les oiseaux, il est remplacé par une membrane broncho-pleurale qui s’insère sur les côtes : c’est le muscle costopulmonaire de Fedde. Il assure une fermeture partielle entre l’abdomen et la cavité pleurale et se contracte à l’expiration. Il n’y a pas de plèvre et les capacités de dilatation des poumons sont limitées. Les mouvements vigoureux de la cage thoracique rigide, par abaissement du sternum et allongement des côtes, s’exercent essentiellement sur les sacs aériens. Chacune des bronches principales ou primaires pénètre le poumon par sa face ventrale, s’élargit en un vestibule prolongé par la mésobronche, qui traverse le poumon pour aboutir dans le sac aérien abdominal. La 20

mésobronche se divise en trois séries de bronches collatérales dans son trajet pulmonaire, ce sont les bronches secondaires : -

les ventrobronches (au nombre de 4) ;

les dorsobronches (au nombre de 7 à 10) : elles se ramifient en éventail sur les faces latérale et dorsale du poumon ;

les latérobronches : elles sont variables en nombre et partent à l’opposé des dorsobronches.

Ces bronches secondaires sont courtes et se ramifient rapidement en un réseau de bronches tertiaires ou parabronches, anastomosées entre elles. Elles occupent plus de la moitié du volume pulmonaire. Leurs parois sont criblées de petits pores qui mènent aux capillaires aériens par les bronchioles respiratoires dont la fonction rappelle celle des alvéoles pulmonaires des mammifères (GUERIN et al., 2011). 1.3. Sacs aériens Les sacs aériens sont des prolongements extra-pulmonaires, à partir des bronches primaires, secondaires ou tertiaires. Ces cavités sacculaires se glissent dans toutes les cavités, thoraciques et abdominales, entre les parois du corps, dans les interstices musculaires ; elles prolongent les os et s’insinuent même dans la racine des plumes. Leur paroi est mince, fragile, transparente et faiblement vascularisée. En général, ils sont au nombre de neuf : l’un est impair, les huit autres sont pairs (Figure 9). Chez l’embryon, six paires de sacs sont visibles ; les 4 paires de sacs claviculaires fusionnent pour former un volumineux sac claviculaire unique (GUERIN et al., 2011).

Figure 9 : Sacs aériens du système respiratoire des oiseaux Source : KONIG, 2006 1.3.1. Sacs aériens cervicaux Ils sont au nombre de deux (2) chez la poule, fusionnent et donnent un sac aérien unique sur la ligne médiane (BELABBAS, 2007). Ils se situent dans la partie inférieure du cou, en avant des poumons et envoient un prolongement cervical et un prolongement thoracique. Ils sont ventilés de chaque côté par la première ventrobronche (GUERIN et al., 2011). 1.3.2. Sac claviculaire Le sac claviculaire est impair et résulte de la fusion des sacs embryonnaires. Il communique avec chaque poumon par la ventrobronche tertiaire et se situe au-dessus des clavicules dans l’espace furculaire ; il rejoint la cavité thoracique antérieure, la région pectorale et l’humérus (GUERIN et al., 2011). 1.3.3. Sacs aériens thoraciques crâniaux Les sacs aériens thoraciques crâniaux sont pairs, plus ou moins symétrique et relativement simples. Ils sont dépourvus de diverticules et aucun os n’est pneumatisé par ces sacs aériens (KONIG, 2006). Ces sacs sont peu volumineux et situés sous chaque poumon, avec lequel chacun communique

par la troisième ventrobronche qui lui correspond. Ils sont délimités par le pseudodiaphragme ou muscle costopulmonaire de Fedde. Les sacs aériens thoraciques se présentent sous forme ovoïde et sont isolés (GUERIN et al., 2011). 1.3.4. Sacs aériens thoraciques caudaux Les sacs aériens thoraciques caudaux ont la même situation anatomique que les sacs aériens thoraciques crâniaux mais sont plus vastes et en sont séparés par le pseudodiaphragme. Ils reçoivent l’air de la bronche latérale et sont pairs (GUERIN et al., 2011). 1.3.5. Sacs aériens abdominaux Les sacs aériens abdominaux sont pairs, très vastes et le droit est plus volumineux que le gauche. Ils communiquent avec le poumon par un orifice situé sous le pseudodiaphragme, en relation avec la mésobronche en position terminale et la sacco-bronche correspondante. Ces sacs aériens occupent les parties caudo-dorsales de la cavité abdominale où ils sont en contact avec les intestins, le gésier, les organes génitaux, et les reins. Leurs diverticules s’insèrent dans le synsacrum et l’acétabulum (DYCE et al., 1987). 1.3.6. Bronches récurrentes ou saccobronches A l’exception des sacs cervicaux, tous les sacs aériens sont reliés aux poumons par les sacco-bronches : -

les sacs thoraciques crâniaux et le sac claviculaire sont en relation avec les bronches ventrales ;

les sacs thoraciques caudaux et les sacs abdominaux communiquent avec les systèmes parabronchiques latéraux. (GUERIN et al., 2011)

1.3.7. Os pneumatisés Des diverticules de certains sacs aériens s’insinuent dans les os et ainsi les allègent. Chez le poulet, les vertèbres cervicales et thoraciques ainsi que les deux premières côtes sont pneumatisées par le sac aérien cervical. Le sternum, le coracoïde, l’humérus sont pneumatisés par le sac claviculaire. Quant aux synsacrums et la ceinture pelvienne, ils sont pneumatisés par le sac aérien abdominal (GUERIN et al., 2011). En état physiologique normal, les os ne jouent pas de rôle dans la respiration. Les petites espèces aviaires et les oiseaux plongeurs ont tendance à avoir moins d’os pneumatisés. 2. Physiologie de la respiration chez les oiseaux Les principales particularités de la fonction respiratoire concernent la structure et le fonctionnement de l’échangeur pulmonaire (BELABBAS, 2007). 2.1 Respiration chez les oiseaux Le fonctionnement intime de l’appareil respiratoire des oiseaux reste inconnu encore aujourd’hui. L’élément anatomique remarquable est le « soufflet respiratoire », constitué par la cage thoracique, les sacs aériens et les poumons. Le volume pulmonaire est constant, contrairement à celui des mammifères qui est élastique. Les variations du volume ne concernent que les sacs aériens qui assurent en fait la circulation de l’air. La théorie du courant unidirectionnel semble actuellement la plus plausible (GUERIN et al., 2011). 2.1.1. Lors de l’inspiration L’air inspiré par la trachée gagne les deux mésobronches, puis les dorsobronches en même temps que les sacs abdominaux et les sacs thoraciques postérieurs, en traversant les parabronches du néopulmo. L’air emprunte les dorsobronches puis balaye les parabronches du paléopulmo d’arrière en avant et envahit les sacs aériens thoraciques antérieurs et

claviculaires (Figure 10). Dans ces sacs aériens thoraciques antérieurs et claviculaires, arrive directement par les ventrobronches, une petite quantité d’air. Les sacs aériens antérieurs reçoivent l’air vicié consécutif à l’hématose (BRUGERE, 2015).

Figure 10: Circulation de l'air inspiré dans les voies respiratoires Source : BRUGERE, 2011

2.1.2. Lors de l’expiration L’air comprimé par l’expiration est chassé des sacs aériens abdominaux et thoraciques caudaux. L’air expiré des sacs aériens abdominaux et thoraciques postérieurs traverse en sens inverse les para-bronches du néopulmo et se divise entre méso-bronches et dorsobronches. L’air des méso-bronches est en partie expiré dans la trachée. L’air des dorso-bronches traverse d’arrière en avant les para-bronches du paléopulmo. L’air des sacs antérieurs gagne la ventrobronche puis est expulsé dans la trachée (Figure 11) (GUERIN et al., 2011). 25

Figure 11 : Circulation de l'air expiré dans les voies respiratoires Source : BRUGERE, 2011 2.2. Circulation d’air et échange gazeux Les sacs aériens ne participent pas aux échanges gazeux. Ils allègent le corps de l’oiseau et améliorent ainsi les capacités de vol. Ils agissent comme des « pompes à air » pendant le vol. Ils se remplissent d’air frais et servent alors autant à la ventilation pulmonaire qu’à la régulation thermique du corps. La ventilation du paléopulmo est continue et se fait toujours dans le même sens, à l’inspiration comme à l’expiration. On ne trouve de changement de direction entre expiration et inspiration que dans la néopulmo. La résistance au flux respiratoire se trouve surtout dans la trachée. Cela explique la genèse de certaines affections respiratoires : les MRC (Maladies Respiratoires

Chroniques

avec,

plus

souvent,

une

composante

colibacillaire) débutent dans les sacs aériens postérieurs. Les échanges gazeux se font dans des tubules parcourus par un courant d’air continu à contre-courant d’un système capillaire sanguin, au niveau des parabronches (Figure 12). La teneur en oxygène et dioxyde carbonique change sur le parcours des parabronches. L’oxygène passe dans le sang et se raréfie dans la

parabronche, le dioxyde de carbone passe du sang vers la parabronche où il se concentre (BELABBAS, 2007).

Figure 12 : Circulation d’air et échange gazeux dans les poumons Source : KONIG, 2006 Les spécificités anatomo-physiologiques des oiseaux (Sac aérien en cul de sac, circulation unidirectionnelle de l’air et les poumons de petite taille), les prédisposent à diverses maladies respiratoires (NOBIVET, 2014).

CHAPITRE

III :

PATHOLOGIES

RESPIRATOIRES

MAJEURES

DES

VOLAILLES Il existe de nombreuses maladies qui affectent couramment le système respiratoire (voies aériennes, poumons, sacs aériens) des volailles. Ces maladies sont capables de se propager facilement surtout lorsque les volailles sont nombreuses sur de petites surfaces. 1. Pathologies respiratoires d’origine virale 1.1.

Bronchite infectieuse

La Bronchite infectieuse est une maladie très contagieuse, surtout grave pour les jeunes poulets et due à un Coronavirus. Du point de vue économique, elle provoque des pertes économiques importantes beaucoup plus par la morbidité (jusqu’à 100%) qui l’accompagne que par la mortalité (entre 5 et 25% en fonction des complications bactériennes) qu’elle provoque : -

perte de poids et augmentation des indices de consommation ;

chute de ponte et fragilisation des coquilles (Figure 14).

C’est une maladie qui provoque des troubles respiratoires, un taux élevé de mortalité et des infections secondaires provoquées par des bactéries (SMITH, 1992). Les manifestations respiratoires se rencontrent surtout chez les oiseaux de moins de cinq semaines par les signes suivants : -

abattement, frilosité ;

râles, toux, éternuements ;

jetage

séromuqueux,

jamais

hémorragique

(différence

avec

laryngotrachèite infectieuse) ;

dyspnée parfois ;

conjonctivites et sinusites. guérison,

généralement

spontanée

une

s’accompagne souvent de grands retards de croissance.

deux

semaines,

Chez les poules pondeuses, le passage du virus provoque des signes respiratoires discrets et fugaces. Sur le plan lésionnel, l’ouverture de la trachée et des bronches révèle quelques pétéchies (Figure 13), il n’y a pas d’hémorragies, contrairement à la laryngotrachéite infectieuse. Au bout de quelques jours d’évolution, les voies aérophores, les sinus et les sacs aériens sont remplis d’un enduit catarrhal puis muqueux, voire mucopurulent en cas de surinfections bactériennes. Il n’y a pas de traitement spécifique mais on évitera les complications de maladie respiratoire chronique (MRC) par un traitement antibiotique approprié. Toutes les mesures sanitaires sont d’actualité mais insuffisantes. Il faut les optimiser par une prévention médicale (GUERIN et al., 2011). La meilleure méthode de contrôle consiste à utiliser un vaccin vivant atténué, suivi d’un vaccin inactivé complété par un adjuvant huileux. La vaccination contre la Bronchite Infectieuse est vivement déconseillée entre 6 et 10 jours d’âge sur les poussins. Elle est recommandée entre la 3ème et la 4ème semaine avant l’entrée en ponte (à partir 15ème semaine d’âge). Le virus ayant un tropisme pour les organes lymphoïdes, il provoque la disparition de la glande de HARDER (KALETA et al., 2015).

Figure 13: Trachéite avec pétéchies. Source : DINEV, 2007

Figure 14: Œufs difformes à coquille mince et rugueuse Source : DINEV, 2007 29

1.2.

Syndrome infectieux « grosse tête »

Le syndrome infectieux du gonflement de la tête de poule est une maladie respiratoire

décrite

depuis

les

années

1970

faisant

partie

des

métapneumoviroses aviaires. Il s’agit d’une affection provoquée par un métapneumovirus et qui se traduit par un gonflement de la tête accompagné de signes respiratoires et de baisse de performance (GUERIN et al., 2011). La maladie débute par les râles respiratoires discrets et un jetage oculo-nasal séreux peu abondant, précédant quelques jours les gonflements de la tête. Ces gonflements siègent en des endroits variables (Figure 15) : paupières, pourtours de l’œil, sinus infra orbitaires, mandibules. L’évolution de la maladie, étendue sur 3 semaines montre une grande variation de morbidité, de 1 à 90%, lié aux complications bactériennes, elles même corrélées à la conduite de l’élevage. Pour les mêmes raisons la mortalité peut être comprise entre 0,5 à 10%. La prophylaxie sanitaire est classique. Plusieurs vaccins vivants atténués et inactivés existent. On distingue les vaccins des sous-types A et B, qui permettent chacun une protection hétérologue (ETERRADOSSI et al., 2015).

Figure 15: Gonflement de la tête Source : DINEV, 2007

1.3.

Laryngotrachéite infectieuse

La laryngotrachéite infectieuse (LTI) aviaire est une maladie respiratoire due à un herpesvirus du genre Gallidherpesvirus 1, appartenant à la sous-famille des Alphaherpesvirinae de la famille des Herpesviridae. Il s’agit principalement d’une maladie de la poule bien que le faisan, la perdrix et le paon soient aussi affectés (OIE, 2008). Le virus a un tropisme respiratoire et contamine les volailles en pénétrant par les voies aérophores (choanes, sinus, trachée) et par la voie conjonctivale. Les volailles en incubation de la maladie sont beaucoup plus contagieuses que les oiseaux cliniquement guéris. La transmission verticale, de la poule au poussin, est improbable. Les symptômes respiratoires apparaissent après une incubation de 6 à 12 jours. Les signes cliniques les plus caractéristiques sont ceux observés sur les oiseaux adultes. Les oiseaux malades présentent des râles trachéaux, une dyspnée caractéristique, avec une détresse respiratoire par encombrement de la trachée. Ils expulsent d’ailleurs par la toux un mucus caséeux ou sanguinolent. On remarquera, en plus, une rhinite et une sinusite uni et bilatérale. Les pondeuses en production montrent une nette baisse de ponte. (GUERIN et al., 2011) Pour le diagnostic, sur le plan nécropsique, on observe du sang, du mucus et de l’exsudat jaunâtre dans la trachée. L’utilisation de techniques plus élaborées, telles que l’isolement et identification, l’examen microscopique des tissus, la PCR et la sérologie, se fait au laboratoire afin de confirmer le diagnostic. (AVIAQUEBEC, 2013) Il n’existe aucun traitement étiologique. La vaccination des oiseaux adultes au moment de l’infection peut contribuer à écourter l’infection. Les antibiotiques n’agissent pas sur le virus mais peuvent éviter une infection bactérienne secondaire (ZOETIS France, 2016).

Cependant, la prévention reste le moyen de prédilection pour le contrôle de la LTI et est basée sur des principes stricts, à savoir : -

vacciner dans les régions endémiques ou dans les fermes où des éclosions ont eu lieu ;

favoriser l’élevage en « tout-plein, tout-vide » avec une période de vide sanitaire de 21 jours au minimum ;

instaurer des mesures d’hygiène pour contrôler les mouvements de personnel, de nourriture, de litière et d’équipement contaminés entre les bâtiments ;

contrôler la présence d’animaux domestiques et de rongeurs ;

éviter

les

contacts

directs

indirects

entre

les

oiseaux

rétablissement et/ou récemment vaccinés et des oiseaux sensibles. Lors d’une éclosion, il faut : -

diagnostiquer rapidement la maladie : il est important de consulter le vétérinaire dès l’apparition de signes suspects ;

abattre hâtivement les oiseaux affectés en âge de commercialisation

vacciner les adultes reproducteurs pour ralentir la progression de la maladie ;

assurer un nettoyage et une désinfection complète entre les lots, avec une augmentation de la température (38°C pour 100 heures) afin de détruire le virus.

Avec le respect de mesures de biosécurité strictes, l’éradication du virus à l’intérieur du troupeau est envisageable (AVIAQUEBEC, 2013). 1.4.

Influenza aviaire

L’influenza aviaire hautement pathogène, improprement dénommé « grippe aviaire », est une maladie extrêmement contagieuse, affectant de nombreuses espèces d’oiseaux domestiques et sauvages, due à des virus de la famille des Orthomyxoviridae. Elle est cliniquement indiscernable de la maladie de Newcastle (GUERIN et al., 2011). 32

Les virus de l’Influenza Aviaire (IA) sont classés en deux catégories selon la gravité de la maladie qu’ils causent: faiblement pathogène (IAFP) et hautement pathogène (IAHP). Toutefois, certaines souches du virus IAFP peuvent subir une mutation et devenir des virus IAHP. L’Influenza Aviaire Hautement Pathogène revêt une importance sur le plan médical, économique, hygiénique, écologique et médiatique. Tous les oiseaux domestiques et sauvages ainsi que des mammifères comme le porc, le chat, le cheval et l’homme peuvent être infectés (BANKS et al., 2000). L’incubation de l’IAHP est en général courte (3 à 5 jours), mais peut atteindre une semaine (AKAKPO, 2006). A la suite de cette incubation, apparaissent les manifestations cliniques qui ressemblent à celles de la maladie de Newcastle et sont marquées par un polymorphisme clinique et évolutif. Dans les formes suraiguës ou très pathogènes qui évoluent rapidement vers la mort en un à deux jours dans 90% des cas, les signes cliniques sont caractérisés par une atteinte de l’état général avec des oiseaux « en boule », prostrés, anorexiques (CIRAD, 2006). Les symptômes respiratoires (râles, toux, jetage, sinusite) seront moins constants par comparaison avec l’IAFP. Du fait du caractère pantrope du virus causant une virémie, on peut noter des signes cutanés (œdème, congestion voire hémorragies puis nécrose au niveau de la crête, des barbillons et des pattes) (BRUGERE et al., 1992). Selon l’âge des animaux et le type de virus en cause, le taux de mortalité peut varier de 50 à 100 %, les jeunes étant les plus sensibles. Dans les formes subaiguës, ou modérément pathogènes, en dehors de l’atteinte de l’état général, des signes respiratoires avec dyspnée, toux, gonflement des sinus infra-orbitaires, et une chute du taux de ponte, sont observés. Dans les formes asymptomatiques ou peu pathogènes, sont fréquentes des affections sub-cliniques ou de légers troubles respiratoires avec chute de ponte.

A l’autopsie, les lésions sont variables. La forme très pathogène montre une cyanose et un œdème de la tête, un œdème des pattes et des pétéchies sur la peau, les séreuses et les muqueuses. Le virus modérément pathogène provoque des lésions congestives hémorragiques et œdémateuses dans divers organes, un exsudat fibrineux dans les sacs aériens. Des foyers de nécrose sur la peau, dans le foie, les reins et la rate. La forme peu pathogène, est caractérisée par une involution de l’ovaire et de l’oviducte chez les pondeuses (OIE, 2006). La prophylaxie sanitaire est superposable à celle de la maladie de Newcastle, en tenant compte de la pathogénicité de la souche. Ici, il faut éviter les contacts entre oiseaux sauvages et domestiques. La vaccination contre les infections grippales existe chez certaines espèces animales, telles que le porc et le cheval, et bien sûr chez l’homme. En cas de foyers particulièrement étendus, il est possible de recourir à une vaccination d’urgence pour limiter la diffusion du virus autour des foyers. Cette vaccination est cependant très coûteuse et oblige à réaliser des tests sérologiques très lourds pour s’assurer qu’un virus sauvage ne circule pas à bas bruit dans les élevages à vacciner. Elle peut également entraver le commerce avec les pays tiers, puisque les volailles vaccinées sont séropositives pour l’influenza aviaire. Il faut noter que la vaccination concernant l’influenza aviaire, est une exception très sévèrement contrôlée, la règle restant l’élimination des volailles infectées. (GUERIN et al., 2011). 2. Pathologies respiratoires d’origine parasitaire 1.5.2.1.

Syngamose aviaire

La syngamose est une maladie parasitaire respiratoire affectant la trachée. L’agent étiologique est le parasite Syngamus trachea. Il s’agit d’un nématode hématophage, dont le mâle (de petite taille) et la femelle (de grande taille) adultes sont en accouplement permanent dans la trachée, donnant l’aspect 34

d’un ver en «Y». Les manifestations cliniques apparaissent 1 à 2 semaines après l’infestation. Le tableau clinique est caractérisé par l’apparition d’une difficulté respiratoire typique. Cette dyspnée provoque une attitude particulière de l’oiseau parasité, qui a donné son surnom vernaculaire à la maladie : « baille-bec ». La tête est abaissée, le cou replié, et le bec est largement ouvert avec un jetage muqueux. L’oiseau présente une toux sifflante avec périodiquement un grand effort inspiratoire, le bec ouvert. L’animal à « soif d’air ». Lors d’infestation massive, une pneumonie traumatique survient du fait de la migration considérable des larves à travers les poumons. Les oiseaux sont abattus par leur détresse respiratoire. La gravité du tableau clinique est fonction du nombre de parasites, du diamètre de la trachée et de l’âge des oiseaux. Les très jeunes oiseaux peuvent mourir asphyxiés. Les oiseaux plus âgés, peu parasités ont des symptômes peu caractéristiques de trachéite et de bronchite chroniques (GUERIN et al., 2009). 1.6.2.2.

Aspergillose aviaire

L’aspergillose est une maladie respiratoire due au parasitisme par divers champignons du genre Aspergillus. Les infestations par Aspergillus fumigatus et Aspergillus glaucus sont fréquentes chez les animaux élevés sur des litières (copeaux de bois, coque d’arachides ou de riz) mal tenues et dans des locaux mal entretenus surtout humide. Les animaux les plus atteints sont ceux de moins de 3 semaines d’âge. Cependant les sujets de tous âges peuvent être touchés. La contamination se fait essentiellement par inhalation de spores. Avec des symptômes frustres, la mortalité peut atteindre 40 % voire plus, surtout chez les jeunes animaux. Chez les poussins, quelques signes caractéristiques de la maladie font souvent défaut mais, il arrive que les malades montrent des signes de dyspnée, gardent leur bec ouvert en pleine détresse respiratoire, ou plus rarement émettent des râles et autres bruits communs aux affections respiratoires ; ils semblent somnoler, sont assoiffés et meurent en 24 à 48 35

heures après avoir montré leurs premiers symptômes. Quant aux adultes, les cas sporadiques se manifestent par quelques difficultés respiratoires ou par une mort rapide ; le malade incité à marcher paraît faible et vite épuisé, il souffre parfois de diarrhée et meurt généralement par asphyxie. A l’autopsie, on observe sur les poumons des jeunes poulets, de multiples nodules jaunes dont la dimension varie entre celle d’une tête épingle et celle d’un grain de mil. Ces nodules qui peuvent aussi être observés dans les sacs aériens et la cavité abdominale sont absolument identiques à ceux observés en cas de pullorose. Chez l’adulte, de gros nodules peuvent bosseler les poumons mais la lésion la plus courante est la présence de grosses masses de débris durs et jaunes dans les sacs aériens, souvent tapissés de moisissures denses et vertes ou veloutées et noires (GORDON, 1979). Le traitement n’est habituellement pas envisagé du fait de son coût. Seuls, les oiseaux de valeur, justifient d’une thérapeutique par la nystatine ou l’amphotéricine-B ou d’autres agents antimycotiques. Le kétaconizole, le miconozole, l’itraconazole et d’autres substances apparentées se sont aussi révélées efficaces. Souvent, une antibiothérapie est prévue, pour prévenir les infections bactériennes secondaires. Le taux de mortalité peut être réduit par le traitement de la litière (énilconazole, thiabendazole, etc.) mais la gestion de l’aspergillose doit avoir pour but de supprimer les aliments et les litières contaminés. La prévention dépend d’une meilleure hygiène, d’un refus des aliments et de la température (ou état) des litières, de la propreté des mangeoires, de l’efficacité de l’aération des magasins de ration (ADJOU et al., 2015). 3. Pathologies respiratoires d’origine bactérienne 1.7.3.1.

Colibacilloses aviaires

La colibacillose respiratoire et la colisepticémie représentent une dominante pathologie chez les poulets de chair élevés industriellement. Elles se 36

présentent souvent chez les animaux de six à dix semaines comme une complication d’une infection mycoplasmique ou virale survenue dans les deux ou trois premières semaines de la vie. Les conditions d’ambiance jouent un rôle déterminant dans l’apparition et la gravité du processus. Les manifestations cliniques sont celles de la maladie respiratoire chronique : larmoiement, jetage, râles, toux, sinusite, aéro-sacculite associée souvent à une péri-hépatite et une péricardite fibrineuses. La morbidité dépasse souvent 20%, mais la mortalité reste inférieure à 5 % sauf en cas de complications. Le traitement fait appel aux anti-infectieux et plus particulièrement aux antibiotiques. Il convient donc de respecter les règles usuelles de l’antibiothérapie et de ne pas oublier en premier lieu que la fréquence des polyrésistances du germe aux antibactériens impose pratiquement le recours à l’antibiogramme (BRUGERE et al., 1992). Parmi les produits les plus utilisés, on privilégie les molécules actives d’élimination tissulaire rapide telles que : -

les

quinolones :

acide

oxolinique,

fluméquine,

enrofloxacine

(fluroquinolones de 3e génération) ; -

les bêtalactamines : amoxicilline, ampicilline…;

les tétracyclines : cyclines de 2e génération (doxycycline)

l’association trimétroprime-sulfamide.

Il existe un vaccin inactivé destiné aux poules reproductrices. Il permettrait d’après les indications du fabricant, d’apporter une protection passive aux poussins issus des poules vaccinées à condition que le colibacille responsable de la pathologie soit le plus homologue possible de ceux du vaccin La prévention sanitaire vise à lutter contre toutes les sources de contamination, les vecteurs animés ou inanimés et les facteurs favorisants. La qualité de l’eau de boisson est primordiale. Elle doit toujours rester propre et potable dans les abreuvoirs.

Toutes les mesures préventives de séparation des âges, des espèces, de bande unique, de désinsectisation, de dératisation, de nettoyage, de désinfection, de vide sanitaire sont aussi indispensables dans la prévention des colibacilloses (GUERIN et al., 2011). 1.8.3.2.

Coryza infectieux

Le coryza infectieux est une maladie bactérienne, provoqué par Avibacterium paragallinarum qui est une bactérie à gram négatif. La bactérie infecte l’hôte par les voies respiratoires supérieures et adhère aux muqueuses. La maladie est caractérisée par une inflammation aiguë de l’appareil respiratoire supérieur. Elle se développe et génère des lésions par destruction des épithéliums nasaux, sinusaux et trachéaux. La maladie touche principalement les poulets de tous les âges mais les adultes sont plus sévèrement affectés. Le principal signe est un écoulement nasal, séreux puis muqueux ; Les animaux sont souvent abattus et présentent des difficultés respiratoires (râles). Les oiseaux secouent la tête et sont sensibles à la palpation. On trouve des têtes enflées, des éternuements, de la conjonctivite, des crêtes enflées. Dans certains cas, on retrouve l’association tête enflée-arthrites. Les lésions sont surtout respiratoires et localisées à la tête. On observe de la rhinite aiguë, de la conjonctivite, de la sinusite catarrhale infra-orbitaire. La maladie est rencontrée plus régulièrement dans les régions chaudes. Son impact est surtout économique, en relation avec des baisses de performances (BOISSIEU, 2008). Pour un traitement efficace, une antibiothérapie contre les germes à Gram négatif est vivement recommandée et doit être mise en place le plus précocement possible (GUERIN et al., 2011). Avibacterium paragallinarum est souvent sensible à l’érythromycine, la gentamicine, la tétracycline et les associations sulfamide-triméthoprime.

1.9.3.3.

Mycoplasmoses aviaires

Les mycoplasmoses aviaires sont des infections insidieuses à localisation respiratoire, génitale ou articulaire. Il existe quatre mycoplasmes pathogènes pour

volaille

Mycoplasma

gallisepticum,

Mycoplasma

synoviae,

Mycoplasma meleagridis et mycoplasma iowae. (NASSIK et al., 2013) Cependant, les espèces les plus pathogènes et importantes qui sont inscrits sur la liste des maladies devant être notifiées à l’OIE sont (OIE, 2008) : - Mycoplasma gallisepticum, - Mycoplasma synoviae. 3.3.1. Mycoplasmose à Mycoplasma gallisepticum chez la poule La période d’incubation ou d’infection peut durer toute la vie économique de l’oiseau. Elle n’est souvent révélée que par une séroconversion (apparition d’anticorps témoins de la présence du mycoplasme). La maladie s’exprime lors de stress quelconque (manipulation, vaccination, entrée en ponte, etc.). Elle complique souvent une maladie virale d’expression respiratoire et entre dans le complexe « maladie respiratoire chronique ». Ainsi, les symptômes observés sont d’ordinaire ceux d’une affection respiratoire : coryza, toux, ronflement, râles humides et obstruction partielle qui force le bec à rester ouvert. Le coryza est d’habitude moins marqué chez le poulet que chez le dindon. Une légère conjonctivite avec épiphora visqueux est parfois le seul signe du coryza ou représente le début d’un trouble qui s’aggrave. Les signes font défaut quand le micro-organisme a seulement attaqué les sacs aériens et se limite plus rarement à une boiterie par synovite tarsienne. Dans les infections non compliquées, les signes cliniques sont nuls ou à peine perceptibles (GORDON, 1979). Les lésions n’intéressent que l’arbre respiratoire. Elles débutent par un catarrhe : desquamation épithéliale, exsudat muqueux puis caséeux. Les sacs

aériens se dépolissent, prennent un aspect mousseux et révèlent parfois des bouchons caséeux (Figure 16). Il y a souvent pneumonie, périhépatite, péricardite fibrineuse ou purulente lors de complications. Le microscope révélera un décapage des cils de l’escalator mucociliaire. Les signes cliniques surtout ceux respiratoires et les lésions nécropsiques ou histologiques

n’étant

pas

pathognomoniques,

l’isolement

l’agent

pathogène, par l’examen sérologique à la recherche des anticorps, est indispensable (GUERIN et al., 2011).

Figure 16 : Aérosaculite (exsudat fibrino-caséeux à droite) Source : DINEV, 2007 3.3.2. Mycoplasmose à Mycoplasma synoviae chez la poule Les élevages de pondeuses d’œufs de consommation et particulièrement les fermes de ponte en âge multiple représentent l’un des réservoirs majeurs de Mycoplasma synoviae. Ce mycoplasme est le plus souvent l’agent occulte d’infections respiratoires sub-cliniques. Associé à des virus spécifiques, il provoque une aérosacculite. C’est l’agent essentiel de la synovite infectieuse du poulet de 1 à 4 mois (GUERIN et al., 2011). Les premiers symptômes de l’infection par Mycoplasma synoviae, consistent en une pâleur de la crête, des retards de croissance et des articulations enflées, d’où la dénomination de synovite infectieuse. Les atteintes articulaires aiguës comprennent un œdème des membranes synoviales, des tissus péri40

articulaires et des gaines tendineuses. Un exsudat visqueux puis crémeux, voire caséeux ou fibrino-purulent chez le dindon, est retrouvé dans les articulations des pattes, qui sont amyotrophiées, ainsi que, dans les formes les plus graves, au niveau du crâne et des vertèbres cervicales. Des ampoules de bréchet sont fréquemment observées. Dans les formes chroniques, les articulations restent tuméfiées et les oiseaux répugnent à se déplacer. La morbidité avoisine 10% mais varie largement en fonction de la virulence des souches, entraînant parfois des saisies très importantes à l'abattoir (KEMPF, 2015). 3.3.3. Pathogénie des mycoplasmes Il existe généralement une interaction complexe entre les mycoplasmes et d’autres microorganismes (bactéries ou virus). Cette interaction rend parfois difficile la mise en évidence du rôle pathogène direct des mycoplasmes Le processus pathogénique est le résultat de deux phénomènes : l’action directe des mycoplasmes sur les cellules de l’hôte et leur interaction avec le système immunitaire. 

Action directe des mycoplasmes

- Adhésion : L’adhésion des mycoplasmes aux cellules épithéliales de l’hôte est un phénomène indispensable à la colonisation et au développement de la maladie. M. gallisepticum adhère aux cellules épithéliales de la trachée, par l’intermédiaire d’une structure spécialisée appelée « bleb » ou « tip », qui permettrait de concentrer les protéines intervenant dans l’adhésion (PAPAZISI et al., 2002). - Invasion : Les mycoplasmes sont considérés comme des pathogènes extracellulaires, adhérant à la surface des cellules épithéliales. Néanmoins, il a été montré que M. gallisepticum peut envahir des cellules non-phagocytaires (WINNER et al., 2000). Cette localisation intracellulaire pourrait permettre à M. gallisepticum d’échapper aux défenses immunitaires de l’hôte et à certains antibiotiques. 41



Interaction avec le système immunitaire de l’hôte

- Modulation du système immunitaire : dans certains cas, la réponse immunitaire spécifique pourrait être à l’origine des lésions observées et de l’exacerbation de la maladie liée aux mycoplasmes (RAZIN et al., 1998). De plus, les mycoplasmes possèdent des lipopeptides membranaires capables d’activer les macrophages (TAKEUCHI et al. 2000). - Variabilité antigénique : des variations phénotypiques des antigènes de surface ont été mises en évidence chez les quatre espèces de mycoplasmes aviaires pathogènes (LEY, 2003). La capacité des mycoplasmes à faire varier leurs

antigènes

surface

pourrait

leur

permettre

d’échapper

aux

mécanismes de défense mis en place par l’hôte. 3.3.4. Diagnostic et moyens de lutte L’infection mycoplasmique pouvant rester subclinique ou entrainer des symptômes et des lésions peu spécifiques, le dépistage ou le diagnostic d’une infection doit être effectué au laboratoire. 3.3.4.1. Méthodes directes de diagnostic Les méthodes directes de diagnostic sont basées sur l’utilisation des prélèvements réalisés à partir d’écouvillons trachéaux ou articulaires (articulation tibiotarso-métatarsienne). Un écouvillon sec est suffisant en cas de transfert d’échantillon au laboratoire. Pour un transport sur de longues distances, des écouvillons avec milieu de conservation sont préférables et comme pour d’autres agents pathogènes, on peut utiliser les cartes FTA (Whatman) pour un transport sécurisé. La mise en évidence du germe peut être effectuée par la mise en culture de prélèvements effectués sur des animaux vivants (écouvillons de la trachée, de la fente palatine, des sinus, des oviductes ou du cloaque, semence), sacrifiés ou morts (sinus, trachée, sacs aériens, poumons, etc.). Les colonies d'aspect mycoplasmique qui apparaissent peuvent, soit être 42

identifiées à l’aide de techniques d’immunofluorescence ou immunoenzymatiques, soit être clonées et identifiées par détermination de caractères antigéniques (test d’inhibition de croissance par exemple), biochimiques ou génétiques. Les cultures doivent être conservées pendant au moins trois semaines avant d'être considérées comme négatives (KEMPF, 2015). La PCR en temps réel est désormais un outil très utilisé, permettant une détection plus rapide (résultat obtenu sous 24h) et plus sensible que la culture des mycoplasmes, qui est longue et fastidieuse (GUERIN et al., 2011). Des kits PCR commerciaux sont désormais disponibles et permettent de disposer de

tests

standardisés

spécifiques

d’une

plusieurs

espèces

mycoplasmes aviaires (BALLOY et al., 2007). Toutefois, la culture des mycoplasmes, est encore la seule technique qui permette de connaître la sensibilité aux antibiotiques, notamment par la méthode de détermination des Concentrations Minimales Inhibitrices (CMI) en milieu liquide (BALLOY et al., 2007). 3.3.4.2. Méthodes indirectes de diagnostic Les mycoplasmes sont des bactéries difficiles à cultiver, les outils sérologiques sont donc les plus fréquemment utilisés lors d’infections à mycoplasmes. Deux techniques sérologiques sont principalement utilisées : l’agglutination rapide sur lame et l’ELISA.  L’Agglutination Rapide sur Lame (ARL) est la technique la plus répandue, car elle présente les avantages d’être simple, rapide à mettre en œuvre et peu coûteuse. Elle est, par ailleurs, très sensible et permet une détection précoce des IgM qui apparaissent dès le septième jour post infection et persistent huit à dix semaines. En revanche, cette technique manque de spécificité et des faux positifs sont possibles en relation avec : - des agglutinations non spécifiques liées à la mauvaise qualité des 43

antigènes ; - des agglutinations non spécifiques suite aux injections de vaccins inactivés avant l’entrée en ponte, persistantes pendant dix semaines; - des

agglutinations

croisées

Mycoplasma

gallisepticum

Mycoplasma synoviae ; - une infection staphylococcique ; - la congélation préalable des sérums ; - une mauvaise réalisation de la technique sérologique qui requiert un respect strict de l’utilisation préalable de sérums positifs et négatifs de contrôle et la dilution au 1/5 et la décomplémentation (56 °C/20 mn) des sérums positifs avant dilution. - Les faux négatifs sont plus rares. Ils peuvent être dus à un antigène périmé, un flacon d’antigène sédimenté dont le surnageant ne contient pas assez d’antigène, etc (BALLOY et al., 2007).  La technique ELISA, plus coûteuse, est une méthode quantitative et réputée plus sensible et plus spécifique. Néanmoins, il faudra interpréter avec prudence les titres faibles. Par ailleurs, la détection est plus tardive après infection puisque l’ELISA détecte les IgG mais pas les IgM qui apparaissent 2 à 3 jours après la sollicitation antigénique. (KLEVEN et al., 1975) 3.3.4.3. Moyens de lutte Les moyens de lutte contre les mycoplamoses aviaires reposent sur le traitement et la prophylaxie.  Dans le cadre du traitement de la mycoplasmose, toute une série de médicaments se sont révélés inefficaces pour traiter les oiseaux cliniquement atteints et pour réduire sans éliminer toutefois leur infection et celle des œufs à couver (GORDON, 1979). Les macrolides et apparentés sont efficaces (tylosine, tilmicosine, tiamuline, josamycine,

spiramicine, notamment

érythromicine). les

cyclines

Les 2e

cyclines

sont

génération

aussi

efficaces,

(doxycycline).

Les

fluoroquinolones de 3e génération (enrofloxacine) seront utilisées en dernier choix (GUERIN et al., 2011).  La prophylaxie sanitaire est le moyen de prévention à privilégier sur les reproducteurs. Deux actions doivent être menées : - assurer la biosécurité à toutes les étapes de la production de l’élevage des futurs reproducteurs (jusqu’au transport du poussin) ; - mettre en place un programme de dépistage régulier (sérologie ARL et PCR), avec élimination des lots positifs. Dans les régions du monde où la pression infectieuse dans l’environnement est trop forte pour assurer une politique d’éradication, des moyens médicaux, de deux types, peuvent être mis en œuvre : - l’antibiothérapie préventive est mise en œuvre dans les régions fortement

contaminées :

des

programmes

distribution

systématique sont en place avec des périodes de traitement renouvelées toutes les trois ou quatre semaines ; - la vaccination est mise en œuvre parfois dans des régions moins contaminées

mais

quand

risque

économique

est

élevé,

notamment dans les élevages de poules pondeuses d’œufs de consommation. Deux types de vaccin peuvent être utilisés dans la limite de leurs autorisations nationales : - les vaccins inactivés : ils ne protègent pas l’appareil respiratoire mais protègent l’ovaire dans le cadre d’une prévention des chutes de ponte. - les vaccins vivants : les premiers datent des années 1970. Il s’agissait de vaccins vivants de M. gallisepticum qui présentaient un pouvoir pathogène résiduel. En effet, dans les années 1980, ont été développés, les premiers vaccins thermosensibles : les souches (M. 45

gallisepticum et M. synoviae) de ces vaccins ne peuvent pas se multiplier à des températures élevées dans les organes profonds mais se multiplient bien aux températures plus faibles de l’appareil respiratoire supérieur. Ils apportent une protection de l’appareil respiratoire sans pouvoir pathogène résiduel (GUERIN et al., 2011).

PARTIE II : TRAVAIL DE TERRAIN : ENQUETE SEROLOGIQUE DES MYCOPLASMOSES AVIAIRES

CHAPITRE I : MATERIEL ET METHODES 1. Sur le terrain 1.1. Zone et période d’étude Notre étude a été réalisée en Côte d’Ivoire particulièrement dans le département d’Agnibilekrou (Figure 17). Agnibilekrou est située à environ 270 Km au nord-est d’Abidjan, dans la région de l’Indénié-djuablin anciennement appelé région du moyen Comoé. Il s’agit d’une ville frontalière au Ghana qui abrite le parc national de la Comoé. Le climat est généralement chaud et humide avec une température qui oscille autour de 28°C en moyenne. Aussi, le département Agnibilekrou est une zone de forte production avicole (ESSOH, 2006). La collecte des données s’est réalisée au cours de la période du 12 août au 04 octobre 2015.

Figure 17 : Carte de la Côte d'Ivoire montrant le département d'Agnibilekrou

1.2. Matériel de terrain 1.1.1.1.2.1.

Matériel animal

Le matériel vivant est composé de poules pondeuses. L’enquête a eu lieu exclusivement

dans

des

élevages

modernes

poules

pondeuses

apparemment saines. 1.1.2.1.2.2.

Autre matériel

Il s’agit de matériels utilisés sur le terrain pour les prélèvements sanguins, l’enquête et la récupération du sérum. Il est constitué par :  des fiches d’enquêtes Ces fiches d’enquêtes élaborées ont permis de recueillir des informations portant sur : -

l’identification de la ferme, du propriétaire et de la personne enquêtée ;

les caractéristiques de la ferme ;

les pratiques sanitaires ;

le programme de prophylaxie ;

les antécédents pathologiques et thérapeutiques.

 du matériel courant de laboratoire, à savoir : -

des seringues à insuline de 1ml ;

des tubes à bouchon rouge ;

des porte-tube ;

une centrifugeuse pour la centrifugation du sang ;

des pipettes Pasteur en plastique ;

des cryotubes destinés à la récupération et à la conservation des sérums ;

un congélateur pour la conservation des sérums ;

une glacière pour le transport du sérum.

1.2.1.3.

Méthodes d’étude

1.2.1.1.3.1.

Echantillonnage

Le département d’Agnibilekrou compte 126 fermes avicoles, selon le Recensement National des Professionnels de l’aviculture en 2013 (RNPA, 2013). Notre enquête a été réalisée dans 80 fermes de poules pondeuses prises au hasard soit 63,5% des fermes de la zone d’enquête. 1.3.2. Enquête exploratoire L’enquête exploratoire a consisté à : -

recueillir les données existantes sur l’aviculture en Côte d’Ivoire auprès de la Direction de Production d’Elevage (DPE), du Programme d’Appui à la Production Avicole Nationale (PAPAN) et de la Direction des Services Vétérinaires ;

identifier les élevages avicoles modernes dans le département auprès de la direction départementale des services vétérinaires dudit département ;

rencontrer les éleveurs afin d’obtenir leur autorisation préalable de visite des fermes et prélèvement sanguin sur des poules pondeuses.

Ainsi, pour améliorer le questionnaire, des pré-enquêtes ont été effectuées et ont permis de modifier ou supprimer certaines questions qui paraissaient inappropriées. 1.2.2.1.3.3.

Enquête proprement dite

Les enquêtes ont été réalisées sur les fermes accessibles tout en suivant les grands axes routiers partant d’Agnibilekrou (Tableau I). La visite des exploitations avicoles s’est faite de façon spontanée pour les uns et sur rendez-vous pour d’autres. Cette enquête a été réalisée sous forme d’interview direct et sur la base des observations. La consultation des registres de suivi des éleveurs a permis d’avoir des informations complémentaires et 50

importantes pour l’enquête. Après avoir administré la fiche d’enquête, nous avons procédé au prélèvement sanguin. Tableau I : Répartition des fermes selon les axes routiers Nbre de

Axe routiers

Localités

Axe

Assikasso,

Agnibilekrou-

dakoissikro, kongodja,

Abengourou

tanguela, Nianda

Axe Agnibilekrou-

Yaokro, Akasso, Tankessé

Tanda Axe Agnibilekrou-

Presso, Nzorekro, Takikro

Presso Axe Agnibilekrou-

fermes

Assuamé, Yebouakro, Ayenou

Yebouakro Total

1.2.3.1.3.4.

Subdivision en zone

Prélèvement sanguin

Dans chacune des 80 fermes investiguées, les prélèvements ont été réalisés sur dix (10) poules pondeuses prises au hasard dans différents bâtiments de la ferme. En effet, après la contention de la poule, environ 1ml de sang a été prélevé au niveau de la veine alaire à l’aide d’une seringue à insuline (Figure 18). Ce prélèvement sanguin est conservé par la suite dans un tube sec.

Figure 18 : Prélèvement sanguin 1.3.5. Méthode de collecte du sérum Le sang total contenu dans les tubes secs est centrifugé à 3000 tr/min pendant 15 minutes. Après centrifugation, le surnageant obtenu est récupéré à l’aide d’une pipette pasteur en plastique puis conditionné dans un cryotube. 1.2.4.1.3.6.

Conditionnement et conservation des sérums

Le sérum est récupéré après centrifugation dans des cryotubes de 1ml, numéroté puis conservé au congélateur avant d’être acheminés au laboratoire de microbiologie de l’EISMV de Dakar. 2. Au laboratoire 1.3.2.1.

Matériel et méthodes de traitement des prélèvements

1.3.1.2.1.1.

Matériel pour le test d’Agglutination Rapide

sur Lame Il se compose du matériel classique de sérologie et quelques consommables de laboratoire. Il s’agit de : -

micropipette avec embouts jaune

plaque en plastique

kits ARL M. synoviae et M. gallisepticum (laboratoire BIOVAC) : en flacons de 10ml pour chaque antigène

bâtonnets en plastique pour mélange 52

1.3.2.2.1.2.

Matériel

pour

Test

ELISA

(IMMUNOCOMB) Le test ELISA bien qu’étant un kit complet a nécessité du petit matériel de laboratoire à savoir : - micropipette avec embouts jaune - tubes eppendorf Le kit ELISA dont le nom commercial est IMMUNOCOMB contient : - trois cartes de peigne, chacune emballée séparément dans une enveloppe en aluminium ; - trois développeurs de plaques divisés en compartiments A à F qui sont subdivisés en 12 puits, les compartiments de plaques sont pré-remplis avec des solutions de réactifs ; - trois spécimens de papier avec des disques pré-percés ; - quatre lancettes ; - ne paire de pinces en plastique ; - une carte de la couleur « CombScale » ; - un tube de sérum contrôle positif et un tube de sérum de contrôle négatif ; - une feuille de « combScore » et un manuel d'instruction sont inclus. 2.2.

Méthodes d’analyse sérologique

1.3.3.2.2.1.

Test d’Agglutination Rapide sur Lame

Le test a été réalisé au laboratoire de microbiologie de l’EISMV dans une ambiance propre, protégée de la poussière et à température ambiante (entre 18°C et 25°C)

pour éviter le risque élevé de faux positifs à température

élevée. Le sérum congelé a été stocké au réfrigérateur à environ +8°C, la veille de la manipulation (24 heures avant) car la congélation du sérum augmenterait le risque de réactions non-spécifiques (faux positifs).

L’antigène ainsi que l’ensemble des 800 sérums récoltés, sont portés à température ambiante avant utilisation. Chaque échantillon a été analysé individuellement sur des plaques comportant 24 puits. Les analyses ont été dans un premier temps réalisées avec une suspension d’antigènes inactivés et colorés de Mycoplasma gallisepticum, ensuite une suspension d’antigènes inactivés et colorés de Mycoplasma synoviae. Ces antigènes produits par le laboratoire BIOVAC sont destinés à la détection d’anticorps spécifiques chez la poule et la dinde par la technique d’Agglutination Rapide sur Lame (ARL). 1.3.3.1.2.2.1.1.

Principe

Le principe d’analyse est le même tant pour Mycoplasma gallisepticum que pour Mycoplasma synoviae et se base sur l’apparition d’agglutinat ou non à l’observation macroscopique. En effet, le contact entre le sérum et l’antigène conduit à une réaction antigène-anticorps pour les sérums d’animaux infectés ou récemment vaccinés. Cette réaction se traduit par la présence d’agglutinat bleu-violet. En revanche, chez les animaux indemnes de mycoplasmoses, aucun agglutinat n’est observé. 1.3.3.2.2.2.1.2.

Mode opératoire

Le flacon d’antigène a été agité régulièrement, doucement mais suffisamment longtemps afin d’homogénéiser complètement la suspension avant utilisation. Une quantité de 25 μl d’antigène est déposée sur chacun des puits de la plaque grâce à une micropipette calibrée. Puis, un volume similaire de sérum, est déposé sur le même puits en évitant tout contact avec l’antigène. Après avoir mélangé l’antigène au sérum, à l’aide d’un bâtonnet en plastique, la plaque a été remuée manuellement pendant 2 minutes.

1.3.3.3.2.2.1.3.

Lecture

interprétation

des

résultats

d’analyse La lecture des résultats a été faite dans les 30 secondes qui ont suivi l’arrêt de l’agitation. Les sérums positifs étaient caractérisés par une présence d’agglutinats bleuviolet. La réaction a été considérée comme négative lorsqu’aucun agglutinat n’est apparu dans les 30 secondes qui ont suivi les 2 minutes d’agitation (Figure 19). Selon le fabricant (BIOVAC), le principal intérêt de l’ARL est sa sensibilité. De ce fait, des faux positifs peuvent survenir, notamment suite à des contaminations bactériennes du sérum, à une infection due à un autre mycoplasme, ou à une vaccination récente. Par ailleurs, des oiseaux récemment infectés peuvent se révéler négatifs.

Figure 19 : Résultats du test d'Agglutination Rapide sur Lame 1.3.4.2.2.2.

Analyse

sérologique

par

test

ELISA

(IMMUNOCOMB) 1.3.4.1.2.2.2.1.

Echantillons et constitution des pools de

sérum L’ensemble des analyses a porté sur 800 sérums de poules pondeuses provenant des 80 fermes enquêtées. 55

Pour le test ELISA, nous avons constitué des pools de sérum par ferme, soit 80 pools, ce qui a permis de réduire les coûts financiers de l’analyse. Ainsi, à l’aide d’une micropipette, 1 μl de chaque échantillon de la même ferme a été prélevé, puis déposé dans un tube Eppendorf de 1ml. Le contenu de chaque tube Eppendorf représente le pool de sérum d’une ferme. Chaque tube a été identifié pour être analysé par le test ELISA semi-quantitatif en phase solide pour les deux agents pathogènes (MG et MS). 1.3.4.2.2.2.2.2.

Principe

Le test IMMUNOCOMB utilise une technique ELISA en phase solide. Il est basé sur l'utilisation d'une carte en matière plastique "COMB" qui est sensibilisée avec des antigènes Mycoplasma gallisepticum, Mycoplasma synoviae et Mycoplasma meleagridis pour les kits mycoplasma. 1.3.4.3.2.2.2.3.

Mode opératoire

Le kit mycoplasma du test IMMUNOCOMB que nous avons utilisé peut être également mis en œuvre pour l’analyse de divers types d’échantillons à savoir le sang total, les œufs ou le sérum. Toutefois, le test doit être effectué à la température ambiante de 20 à 25 ° C. Ainsi, l’analyse des 80 pools de sérums a été réalisée en sept étapes principales (Annexe 2) 1.3.4.4.2.2.2.4.

Méthode de lecture et interprétation des

résultats d’analyse Pour la lecture et l’interprétation de nos tests, nous nous sommes basés sur les recommandations du fabricant (Annexe 3). Toutefois, dans le cadre de l’interprétation, il est important de noter que, la tache supérieure sur les tests IMMUNOCOMB permet la détection MM (pour les dindes seulement), celle du milieu pour MG et celle au bout inférieur du peigne pour MS (Figure 20).

Figure 20 : Test ELISA en phase solide (Immunocomb) 3. Analyse des données Des données quantitatives et qualitatives ont été recueillies au cours de l’enquête. Une analyse descriptive a été faite à l’aide d’outils informatiques. Le logiciel SPHINX version 4.5.0.19 a servi à l’élaboration de la fiche d’enquête, l’enregistrement des données, la détermination des moyennes, des fréquences et écarts types. Le tableur Microsoft Office EXCEL 2013 a permis de réaliser les tableaux et graphiques. Cette analyse descriptive des variables nous a permis de calculer les proportions pour les variables qualitatives et la moyenne (± écart type) pour les variables quantitatives.

CHAPITRE II : RESULTATS 1. Résultats des investigations sur le terrain 1.1. Typologie des élevages avicoles 1.1.1. Différentes catégories d’aviculteurs Les propriétaires de ferme ont une moyenne d’âge de 54 avec un écart type de ± 8 ans et sont majoritairement des hommes (97,5%). La grande majorité des éleveurs ont soit un niveau d’étude relativement faible (primaire : 22%) ou n’ont pas été scolarisés (34%). Par ailleurs, il est important de souligner que 24% des éleveurs ont un niveau supérieur (niveau baccalauréat au minimum) (Figure 21). Aussi, il faut noter que près de la moitié des éleveurs enquêtés (47%) ont comme principale activité l’aviculture.

Figure 21 : Niveau d’étude des propriétaires de ferme 1.1.2. Caractéristiques des fermes La superficie moyenne des élevages est de 1 hectare (ha). Plus de la moitié des fermes enquêtées (66,3%) n’exploitent qu’un bâtiment (Figure 22). Toutefois, dans la grande majorité des fermes (83,8%) exploitant au moins 2 58

bâtiments, il été constaté que la distance moyenne qui séparait les bâtiments était de 12,78 m donc inférieure à la norme (au moins 20 m).

Figure 22 : Nombre de bâtiments d’élevage par ferme L’orientation des bâtiments n’est pas la même dans les fermes ayant plus d’un bâtiment. Cependant, la majorité (77,5%) d’entre elles avait des bâtiments bien orientés par rapport à la direction des vents dominants. Il a également été noté que la majorité des fermes (93,8%)

respecte la

densité de 5-6 poules pondeuses par m2 et l’âge des poules, lors de l’enquête, variait de 9 à 90 semaines (Tableau II). Tableau II : Ages des poules dans les fermes enquêtées

Tranche d’âge

Nombre de

Pourcentage

(semaines)

ferme

(%)

 9 à 16

5,0

16 à 24

7,5

24 à 40

16,3

40 à 90

71,3

TOTAL

100

1.2. Suivi technique et sanitaire des fermes Parmi les fermes avicoles enquêtées, 77,5% avaient un conseiller avicole donc bénéficient d’un suivi technique, sanitaire et médical. Par ailleurs, nous avons constaté que les visites d’élevage par les conseillers avicoles sont faites, pour la majorité (62,2%), de façon irrégulière. Il existe donc très peu de contrats de suivi qui lient les éleveurs aux conseillers avicoles. En effet, la plupart des conseillers d’élevages interviennent dans les fermes, seulement lorsqu’ils sont interpelés. Il s’agit essentiellement des techniciens avicoles (95,16%) et de quelques ingénieurs d’élevage (4,54%). Il faut noter aussi qu’il n’y a qu’un seul docteur vétérinaire installé dans la zone, qui n’est pas sollicité par les éleveurs (Tableau III). Tableau III : Fréquence de visite des conseillers avicoles Nombres et fréquences de visites Conseillers avicoles

Nombre de fermes

Par semaine

Pas de

Par mois

Seulement

Autres

lorsqu’il est

(permanent ; par

interpellé

trimestre)

Conseillers

24 (30%)

4 (5%)

49 (62,2%)

3 (3,8%)

Techniciens

conseillers

(95,16%)

Ingénieurs

3 (4,84%)

Docteurs

Total

1.3. Pathologies dominantes décrites Selon les éleveurs rencontrés, un certain nombre de pathologies aviaires surviennent dans les fermes avec des fréquences variables (Figure 23). Ces aviculteurs se basent, le plus souvent sur des signes cliniques et lésionnels pour le diagnostic de suspicion des différentes pathologies aviaires (Tableau IV). Ainsi, dans la zone d’Agnibilekrou, ce sont les affections respiratoires qui sont les plus fréquentes dans 90% de cas décrits et apparaissent généralement chez les poulettes de 20 semaines d’âge en moyenne ; c’est à dire vers l’entrée en ponte. Elles sont suivies de la coccidiose (61,3%), puis de la colibacillose (38,8%), de la maladie de Gumboro (8,8%), de la maladie de Marek (6,3%) et d’autres affections.

Figure 23 : Fréquence des maladies décrites par les éleveurs

Tableau IV : Signes cliniques et lésionnels observés par les éleveurs Pathologies aviaires

Signes cliniques et lésionnels

Affections respiratoires

Retard de croissance, difficultés respiratoire, toux, chute de ponte, éternuement, sinusite, jetage, prostration, rhinite

Coccidiose

Fientes rougeâtres puis marron

Colibacillose

Fientes blanchâtres, toux, dépôts fibrineux sur la grappe ovarienne, tâches blanchâtres sur le foie, aspect d’œuf cuit à l’autopsie

Maladie de Gumboro

Fientes verdâtres (ou jaunâtres), pétéchies sur la cuisse et le bréchet

Maladie de Marek

Paralysie, hypertrophie de la rate, du foie et des reins, cachexie

1.4. Méthode de diagnostic des pathologies aviaires Le diagnostic des pathologies aviaires dans les fermes enquêtées, est basé à 5% sur les commémoratifs, puis 35% sur les commémoratifs et les signes cliniques et à 60% sur le diagnostic nécropsique. Aucune ferme enquêtée n’a recours à un laboratoire vétérinaire pour un diagnostic de confirmation 62

(Figure 24). En effet, malgré la forte concentration des fermes avicoles dans le département d’Agnibilekrou, il n’existe aucun laboratoire vétérinaire dans la zone. Les éleveurs livrés à eux même, se focalisent donc sur la suspicion clinique, faite en général par les techniciens avicoles.

Figure 24 : Fréquence des différentes méthodes de diagnostic 1.5. Facteurs de risque des pathologies respiratoires Toutes les fermes enquêtées sont des élevages au sol et à bâtiments ouverts. La majorité des fermes investiguées (76%) se situe à proximité de plus de quatre (4) autres exploitations avicoles dans un rayon de 150 m. Dans plus de la moitié des fermes enquêtées (58,8%), nous avons remarqué la présence d’autres espèces d’animaux domestiques telles que : des poulets de race locale, des canards, des pintades, des petits ruminants et des carnivores domestiques. Malgré le respect des normes d’orientation des bâtiments par rapport aux vents dominants dans la majorité (83,8%) des fermes enquêtées, la distance entre les bâtiments d’une même ferme reste inférieure à 20 m dans 86,9% des fermes enquêtées. A l’intérieur des bâtiments, la quantité de la litière a été jugée suffisante dans 67,5 % des cas et de qualité satisfaisante pour 57,5% des fermes enquêtées.

Le renouvellement de la litière est fait après 4 mois d’utilisation au maximum dans 90,2% des élevages enquêtés. Aussi, 98,8% des éleveurs affirment respecter un vide sanitaire de plus de deux mois et 91,3% d’entre eux font le dépoussiérage des filets des bâtiments pendant la conduite de l’élevage. L’approvisionnement des élevages en poussin d’un jour est fait à plus de 80% par un même couvoir. Malgré l’absence d’instrument de mesure (hygromètre, thermomètre), tous les éleveurs affirment observer une prévalence élevée des affections respiratoires en saison pluvieuse contrairement à la saison sèche (Figure 25). La vaccination contre les mycoplasmoses aviaires n’est effectuée que par 3,7% des éleveurs enquêtés. Les autres (96,3%) affirment ne pas connaître les mycoplasmoses, cependant 80% d’entre eux déclarent traiter les affections respiratoires avec la tylosine et 61,3% affirment être satisfaits des résultats de ce traitement.

Figure 25 : Taux d'infection en fonction des saisons

2. Résultats sérologiques 1.6.2.1. Prévalence globale 1.6.1.2.1.1.

Test ARL

La prévalence sérologique de M. gallisepticum

(90,5%) obtenue est plus

élevée que celle de M. synoviae (76,5%) (Tableau V).

Tableau V : Séroprévalence de M. galliseticum et M. synoviae par le test ARL

Mycoplasma gallisepticum

Nombre de

sérums Testé

sérums positifs

800

724

90,5 %

800

612

76,5 %

Pourcentage

Mycoplasma Synoviae

1.6.2.2.1.2.

Test ELISA IMMUNOCOMB

Des séroprévalences respectives de 95% et de 76,25% ont été obtenues pour Mycoplasma gallisepticum et

Mycoplasma synoviae avec le test ELISA

(Tableau VI). Tableau VI : Séroprévalence de M. gallisepticum et M. synoviae par le test ELISA (IMMUNOCOMB)

Mycoplasma gallisepticum Mycoplasma

Nombre de pool

Nombre de

de sérum Testé

sérums positifs

95 %

76,25 %

Pourcentage

synoviae 1.7.2.2. Prévalence en fonction des zones d’enquête Le test ELISA a permis de noter, la présence d’infection mycoplasmique à Mycoplasma gallisepticum et à Mycoplasma synoviae dans toutes les zones (A, B, C, D). Par ailleurs, les taux d’infection dus à MG et MS, sont plus élevés dans les zones A et C que dans les zones B et D (Figure 26).

Figure 26 : Prévalences de Mycoplasma gallisepticum et Mycoplasma synoviae par zone 2.3. Prévalence en fonction de l’âge Quel que soit l’âge des bandes de poules pondeuses (9-90 semaines d’âge), les séroprévalences de mycoplasmose à M. gallisepticum et à M. synoviae, sont supérieures à 65%. Nous avons noté que chez les sujets de moins de 40 semaines, l’infection à M. gallisepticum est plus élevée que celle à M. synoviae.

En revanche, chez les sujets de plus de 40 semaines, les taux d’infection par M. synoviae et M. gallisepticum sont similaires (Figure 27).

Figure 27 : Prévalence de la mycoplasmose en fonction de l'âge

CHAPITRE III : DISCUSSION ET RECOMMANDATIONS 1. Discussion 1.1. Matériel animal, zone d’investigation Le choix du département d’Agnibilekrou comme zone d’étude se justifie aisément, car elle représente la deuxième zone d’élevage avicole du pays. Cela se traduit par sa forte capacité de production d’œufs de consommation et de poules pondeuses de reforme. Nos investigations ont porté sur 63,5% de fermes avicoles de la zone. Le choix des sites d’enquête a été fait à partir des grands axes routiers, ce qui nous a permis d’enquêter sur un maximum de fermes, notamment les plus accessibles (même méthode utilisée par DOSSO en 2014). Notre choix a été porté sur les élevages de poules pondeuses où les pertes économiques engendrées par les affections respiratoires surtout chroniques sont importantes et de plus les mycoplasmoses sont responsables de mortalités, des retards de croissance et surtout des chutes de ponte chez les poules pondeuses (KEMPF (1996), NASSIK (2005)). Le diagnostic de suspicion fait sur le terrain, montre le manque de spécificité des signes cliniques respiratoires, la présence des infections mixtes et des formes inapparentes, d’où l'intérêt du diagnostic sérologique. Le diagnostic sérologique a porté sur toutes les fermes enquêtées (80 fermes), 800 sérums ont été prélevés soit 10 échantillons par ferme. La grande difficulté du travail sur le terrain a résidé dans le prélèvement sanguin, car nombreux sont les éleveurs qui n’acceptaient pas la manipulation de leurs animaux surtout pour les prises de sang. Deux types d’analyses ont été réalisés avec ces échantillons: l’ARL et le test ELISA. Chaque sérum a été analysé par la technique d’ARL ce qui a permis d’identifier les sérums positifs à MG et à MS, parmi les 800 sérums.

Cependant, pour le test ELISA face au coût élevé des Kits sérologique, des pools de sérum ont été constitués par ferme. L’objectif de notre étude étant de déterminer, entre autres, la séroprévalence à partir d’un diagnostic de troupeau, de MG et MS dans la zone d’Agnibilekrou, le test ELISA apparaît comme un moyen de confirmation des résultats de l’ARL. L’enquête sérologique a pour but de mettre en évidence des traces d'anticorps témoins d'une infection par le germe sauvage (MG et MS) ou par une vaccination. Mais, aucune des fermes enquêtées n’avait encore fait l’objet de vaccination avant l’enquête donc toute trace d’anticorps détecté proviendrait d’un germe sauvage. L'ELISA est une technique couramment utilisée en pathologie aviaire pour la détection des anticorps spécifiques. Sa grande sensibilité et sa fiabilité nous a permis de l’utiliser comme un test de confirmation (TALKINGTON et al., 1985). 1.2. Résultats de terrain 1.2.1. Typologie des élevages avicoles 1.2.1.1. Différentes catégories d’aviculteurs Les éleveurs enquêtés sont majoritairement des hommes (97,5%) et sont âgées de 54 ans en moyenne. Ces résultats corroborent ceux observés dans la zone d’Abidjan par BITTY (2013) où les aviculteurs sont des hommes dans 93% des cas. En effet, la création et la conduite d’un élevage avicole requièrent de nombreuses ressources financières et des efforts physiques parfois rudes. Toutes ces raisons pourraient expliquer l’absence des femmes dans le domaine avicole. Le pourcentage de 42% d’éleveurs non-scolarisés obtenu est supérieur à celui obtenu par BITTY (2013) qui est de 10% dans la zone d’Abidjan. En effet, le niveau de scolarisation élevé des populations de la ville d’Abidjan (DOSSO, 2014) pourrait expliquer cette différence.

L’aviculture constitue une activité secondaire pour 53% des éleveurs investigués qui sont des salariés ou des privés. Le même constat a été fait dans la zone d’Abidjan (BITTY, 2013), au Niger (DESSELAS, 1991) et au Mali (SAMAKE, 1994). Ainsi, ces salariés trouvent dans l’aviculture moderne, un moyen efficace d’augmenter leurs revenus (M’ABRI, 2000). 1.2.1.2. Caractéristiques des fermes La bonne orientation des bâtiments est un avantage majeur pour les élevages qui bénéficient ainsi d’une bonne ventilation. En effet, lLe pourcentage de fermes ayant des bâtiments bien orientés (62%) par rapport aux vents dominants, dans la zone d’Agnibilekrou est supérieur à celui (49,7%) obtenu par NGUESSAN (2009) dans la zone d’Agnibilekrou. Cela s’expliquerait par des améliorations notables dans la construction des nouveaux bâtiments et des réaménagements des bâtiments des anciennes fermes, au cours de ces dernières années. Par contre dans les fermes exploitant plusieurs bâtiments, le non respect de la distance entre les bâtiments, facilite la propagation des agents infectieux. Dans les élevages enquêtés, la distance moyenne entre les bâtiments est de l’ordre de 12,78 m dans 83,8% des fermes. Cette distance est inférieure à la norme (20 m au minimum) conseillée entre deux bâtiments. D’où le risque élevé de propagation des agents infectieux par le vent d’un bâtiment à un autre, surtout lorsque les bandes d’âge sont différentes dans un même élevage. 1.2.2. Suivi technique et sanitaire des fermes Parmi les fermes enquêtées, 77,5% d’entre elles bénéficient d’un suivi technique et sanitaire de la part de conseillers avicoles. Les mêmes résultats ont été obtenus par PARE (2012) dans les fermes en zones périurbaine de 70

Dakar où 77,77% du suivi sanitaire était assuré par des agents de la santé animale (vétérinaires, ingénieurs ou techniciens d’élevage). Aucun docteur vétérinaire n’assure le suivi sanitaire contrairement à la zone péri-urbaine d’Abidjan où le suivi est effectué à 27% par des docteurs vétérinaires (BITTY, 2013). En effet, le seul docteur vétérinaire récemment installé dans la zone n’est pas sollicité par les éleveurs qui sont habitués aux prestations et services des techniciens vétérinaires et en qui, ils ont confiance. Ces

techniciens

obtiennent

généralement

des

résultats

relativement

satisfaisants pour la santé des animaux d’après certains éleveurs. Par ailleurs, ces derniers n’interviennent dans les élevages que lorsqu’ils sont interpellés pour des cas jugés graves par les éleveurs. La fréquence de leur visite sur les fermes est relativement faible (62,2%) par rapport au constat de 84% fait par AWONO et LY en 2003 dans la zone de Dakar. Le faible taux de visite, dans les fermes du département d’Agnibilekrou, pourrait s’expliquer par les frais de prestations vétérinaires jugés trop élevés par les éleveurs, qui évitent donc le vétérinaire et s’adonnent aux pratiques d’automédication. 1.2.3. Pathologies dominantes décrites dans les fermes enquêtées Notre étude a montré que les éleveurs sont confrontés aux pathologies virales, parasitaires et bactériennes à des fréquences variables. Parmi les maladies virales, la maladie de Gumboro est signalée dans 8,8% des élevages enquêtés, ce faible taux, selon des enquêtes effectuées, dans d’autres pays ou régions (48% par FANOU (2006) au Bénin et 44% par BITTY en 2013 à Abidjan) serait liés à plusieurs facteurs : la maitrise des pratiques vaccinales par les techniciens et/ou le respect scrupuleux des programmes de prophylaxie dont chaque ferme dispose. Ces mêmes raisons pourraient

également expliquer la prévalence de la maladie de Marek dans une proportion de 6,2% dans les élevages enquêtés dans la zone d’Agnibilekrou. Selon les éleveurs, la coccidiose demeure la principale affection parasitaire rencontrée avec une prévalence de 61,3% dans les fermes enquêtées. Il est vrai que la coccidiose occupe le premier rang des maladies parasitaires des élevages en Afrique (LANCASTER, 1983), toutefois, elle peut être contrôlée en veillant au maintien des bonnes conditions d’ambiance (hygrométrie, température) au sein des bâtiments d’élevage et à l’utilisation d’anticoccidiens appropriés. Cette prévalence élevée de la coccidiose montre les limites des éleveurs face à la gestion des facteurs d’ambiance. Bien que, les maladies virales soient relativement bien contrôlées, les maladies bactériennes quant à elles demeurent plus difficiles à contrôler comme en témoignent les prévalences élevées dans la zone. Il s’agit de la colibacillose (38,8%) et surtout des affections respiratoires (90%). Face à l’absence de diagnostic de confirmation, les maladies décrites par les éleveurs et leurs taux de prévalence, doivent être prises avec réserve. 1.2.4. Facteurs de risques afférents aux pathologies respiratoires La mycoplamose aviaire est une pathologie de transmission, à la fois, verticale et horizontale. N’ayant pu avoir accès au couvoir et vu la durée limitée des travaux, nous nous sommes appesantis sur la transmission horizontale. Ainsi, la transmission horizontale se fait principalement par voie aérogène, de l’animal malade à l’animal sain ; ce qui nécessite une promiscuité car les mycoplasmes sont peu résistants dans le milieu extérieur. Les porteurs de germe éliminent en permanence de fines gouttelettes, véritables concentrats de mycoplasmes, qu’ils disséminent dans les abreuvoirs, ainsi que dans le milieu ambiant. La contamination est favorisée par une forte concentration d’animaux dans un espace réduit (CHALABI, 1982).

Cette théorie, traduit le danger que courent les éleveurs qui possèdent des animaux domestiques (potentiels porteurs) dans des élevages où les bâtiments sont parfois rapprochés. L’enquête de terrain a révélé une variation saisonnière des infections respiratoires. En effet, les maladies respiratoires séviraient fortement durant la saison pluvieuse pour décroitre d’intensité en saison sèche. En raison de l’humidité, au cours des saisons pluvieuses associées à la mauvaise hygiène autour des abreuvoirs, la coccidiose persiste dans les élevages. Selon COTTEREAU (1969), la coccidiose, sous toutes ses formes, serait l’élément favorisant majeur, la grande pourvoyeuse des mycoplasmes, à tel point que toute chimio-prévention anti-mycoplasmique devra systématiquement, être assortie de mesures anticoccidiennes sous peine de grands risques d’échec thérapeutique. La zone d’Agnibilekrou serait une belle illustration des études de COTTEREAU (1969), car la coccidiose est une maladie qui sévit de façon récurrente dans la zone où on note également une forte prévalence des affections respiratoires. Les mauvaises conditions d’ambiance, fréquentes en saison pluvieuse, favorisent la forte concentration d’ammoniac due à l’accumulation des fientes d’où le développement des infections respiratoires. Les voies respiratoires irritées et fragilisées par l’ammoniac sont sujettes à l’entrée et surtout à l’action des pathogènes infectieux (CHALABI, 1982). Cela pourrait expliquer les observations des éleveurs selon lesquelles les prévalences des maladies respiratoires seraient plus élevées en saisons pluvieuses. 1.3. Résultats du laboratoire 1.3.1. Prévalence globale des tests ARL et ELISA Les tests d’ARL et ELISA ont permis de déterminer la séroprévalence globale des mycoplasmoses aviaires. En effet, quel que soit le test effectué (ARL et ELISA), les taux d’infection par M. gallisepticum sont supérieurs à ceux de M. 73

synoviae. La forte prévalence d’infection mycoplasmique à M. gallisepticum obtenue avec le test ELISA (95%) par rapport à l’ARL (90%), pourrait se justifier par le fait que le test ELISA est plus sensible et plus spécifique que le test ARL, donc moins de faux positifs avec le test ELISA. La prévalence élevée d’infection à M. gallisepticum (pour les deux tests) est supérieure à celle de NOUZHA (2011) à Batna (Algérie) qui a obtenu une prévalence de 62,21% et de BARUA et al. (2006) au Bangladesh où le taux d’infection mycoplasmique avec le test d’ARL, s’élève à 66,5%. Ce taux d’infection élevé, dans les élevages, serait lié aux mauvaises conditions d’ambiance et à la mauvaise application des mesures de biosécurité décrites par NGUESSAN (2009) en Côte d’Ivoire. Car, plus de la moitié des techniciens (66,66%), encadrant les élevages avicoles, ignorent ce que c’est que la biosécurité. Pour l’infection à MS, les séroprévalences obtenues par les tests d’ARL et ELISA sont presque identiques (environ 76%) et sont plus élevées que celle obtenue par NOUZHA (69,84%) en 2011. Ces séroprévalences de mycoplasmoses aviaires élevées obtenues dans la zone d’Agnibilekrou témoignent d’une présence d’anticorps post infectieux et non post vaccinal car aucune vaccination n’a été faite sur les bandes de poulet des fermes enquêtées. 1.3.2. Prévalence en fonction des axes géographiques d’enquête Selon la subdivision des zones, la zone A (axe Agnibilekrou-Abengourou) et la zone C (Agnibilekrou-Presso) ont présenté les taux les plus élevés de fermes infectés par rapport à la zone B (Agnibilekrou-Tanda) et la zone D (axe Agnibilekrou-Yebouakro). Cette tendance pourrait s’expliquer par l’existence d’une forte concentration des

élevages

avicoles

sur

l’axe

Agnibilekrou-Abengourou

l’axe

Agnibilekrou-Presso. A ce facteur pourrait s’ajouter la promiscuité des fermes 74

qui favorise la propagation de la maladie par le vent (poussière) en cas d’infection mycoplasmique d’un seul élevage de la zone. En effet, il a été démontré que, les contaminations mycoplasmiques sont fréquentes dans les troupeaux de production, surtout s’ils sont situés dans des zones à forte densité d’élevage (KEMPF, 1996). 1.3.3. Prévalence en fonction de l’âge L’âge

paraît

être

facteur

moindre

influence

sur

l’infection

mycoplasmique car toutes les tranches d’âge de notre étude sont infectées. L’absence de relation entre l’âge et le taux d’infection laisserait présager que l’infection mycoplasmique enregistrée dans la zone d’Agnibilekrou dépendrait peut-être du couvoir de provenance (plus de 80% des éleveurs se ravitaillent en poussins dans un même couvoir) et peut être aussi lié à la presque inexistence des mesures de biosécurité dans les élevages de ladite zone signalée depuis 2009 par NGUESSAN. 2. Recommandations 1.4.2.1. A l’endroit de l’Etat L’Etat doit :  élaborer une législation concernant la mise en place des élevages avicoles qui prend en compte des mesures de biosécurité strictes ;  doter les services vétérinaires d’équipements nécessaires (véhicules, kit d’analyse sur le terrain) pour effectuer les contrôles dans les fermes pour les rendre plus performants ;  faciliter l’accès au financement aux éleveurs ;  former des agents de la santé vétérinaire pour une bonne couverture du territoire national ;  former et sensibiliser les techniciens d’élevages et les éleveurs aux mesures de biosécurité ;  mettre en place un fond d’installation des docteurs vétérinaires en clientèle privée sur l’ensemble du territoire ; 75

 mettre en place un laboratoire d’analyse vétérinaire dans le département d’Agnibilekrou. 1.5.2.2.

A l’endroit des services vétérinaires

Nous leur suggérons de :  faire des évaluations régulières des mesures de biosécurité dans les couvoirs ainsi que dans les fermes ;  exiger un contrôle sérologique des poussins du couvoir avant commercialisation ;  élaborer un programme de prophylaxie départemental tenant compte du caractère épidémiologique de la zone ;  organiser des séminaires de formation sur la prise en charge de certaines pathologies et surtout l’utilisation raisonnée des médicaments vétérinaires ;  former les techniciens d’élevage aux bonnes pratiques vaccinales. 1.6.2.3.

A l’endroit des aviculteurs

Nous leur recommandons :  d’exiger lors de l’achat des poussins une fiche technique indiquant le taux   d’anticorps maternels des poussins pour la mycoplasmose aviaire (MG et MS) ;  d’éviter l’accès des élevages aux autres animaux domestiques ;  d’empêcher l’accès aux stocks d’aliments et aux bâtiments d’élevage par les oiseaux sauvages ;  de construire ou de segmenter un bâtiment pour l’isolement des animaux malades ;  de nettoyer et désinfecter le matériel d’élevage après utilisation ;  de nettoyer, désinfecter, désinsectiser, dératiser et de faire un vide sanitaire adéquat dans les bâtiments d’élevage après la vente de la 76

bande de volaille ;  d’intégrer la vaccination contre les maladies bactériennes notamment celle contre la mycoplasmose dans les programmes de prophylaxie ;  d’éviter de construire les bâtiments d’élevage trop proches des habitations ou près d’autres élevages ;  d’espacer les bâtiments d’élevage au sein d’une même ferme autrement dit il faut respecter les normes d’installations des bâtiments d’élevage.

CONCLUSION Le secteur avicole en Côte d’Ivoire, a connu un prodigieux essor depuis les années 80 jusqu’à nos jours. Il détient, à ce jour, tous les maillons de la production, allant de l’accouvage jusqu’aux œufs de consommation ou poulets de chair, avec en parallèle, les industries de production d’aliments, de distribution de médicaments et de prémix. Ce secteur offre 130.000 emplois directs et indirects et représente plus de 80 milliards de Fcfa de chiffres d’affaires. La politique d'élevage de l’Etat ivoirien associée aux efforts des différents acteurs de la filière permet à l’aviculture de contribuer à 4,5% au PIB agricole et pour près de 2% du PIB global. Cependant, ce progrès avicole est soumis à d’énormes contraintes pathologiques qui limitent sa productivité. La Côte d’Ivoire n’a pas été épargnée par l’épizootie de l’IAHP apparue en 2006 en Afrique de l’ouest, qui a fragilisé ce secteur avicole et qui a fait résurgence en juin 2015, ce qui fait d’elle, la pathologie la plus marquante de ses dernières décennies. En plus de l’épizootie de l’IAHP, d’autres pathologies à fort impact économique dont la mycoplasmose aviaire, sévissent dans les élevages avicoles du pays. Les pathologies constituent donc le problème majeur de l’aviculture en Côte d’Ivoire car elles déciment le cheptel faute d’un suivi technique approprié. Cependant, peu d’études ont été réalisées en Côte d’Ivoire pour connaitre la prévalence des pathologies dominantes qui impactent négativement sur la productivité du cheptel avicole national. Notre étude a été menée pour déterminer la séroprévalence des mycoplasmoses aviaires, pathologies d’importance économique, dans le Département d’Agnibilekrou, afin de mieux connaître leur degré d’implication dans les affections respiratoires. Les informations recherchées à travers l’enquête ont porté sur la typologie des exploitations modernes, les principales pathologies aviaires rencontrées, les facteurs favorisant l’apparition des 78

affections respiratoires et enfin la séroprévalence de M. gallisepticum et M. synoviae. Le choix de cette zone se justifie essentiellement par sa haute capacité de production avicole faisant d’elle la seconde zone de production avicole du pays. L’enquête s’est étendue sur la période d’Août à Octobre 2015 dans 63,5% des élevages avicoles modernes de la zone d’Agnibilekrou. Ainsi au terme de notre étude, nous pouvons tirer les conclusions suivantes : La plupart des propriétaires, des fermes enquêtées, sont des hommes (97,5%) adultes âgés de 54 ans en moyenne. La plupart d’entre eux sont non scolarisés et plus de la moitié d’entre eux pratique l’aviculture comme une activité secondaire. Dans 93,8% des fermes, la densité des poules au m 2 est respectée soit 5-6 pondeuses/m2. La majorité des fermes ont des conseillers avicoles mais ne bénéficie de leurs prestations (62,2%) que de manière ponctuelle. Ce suivi technique ponctuel est assuré essentiellement par des techniciens d’élevages et éventuellement des ingénieurs d’élevage. Aucun docteur vétérinaire n’est sollicité pour le suivi technique des élevages investigués. Selon les éleveurs, les pathologies les plus fréquentes sont par ordre d’importance : les maladies respiratoires dans la zone (90%), la coccidiose (61,3%), la colibacillose (38,8%), la maladie de Gumboro (8,8%), la maladie de Marek (6,2%). Le diagnostic de ces affections est basé à 95% sur des observations cliniques car aucune confirmation n’est faite au laboratoire. L’élevage est pratiqué dans des bâtiments ouverts au sol et 76% des élevages enquêtés sont situés à proximité de plus de 4 autres dans un rayon de 150 m. Dans plus de la moitié des fermes enquêtées (58,8%), il existe d’autres espèces d’animaux domestiques potentiellement porteurs de mycoplasme. La quantité de la litière a été jugée suffisante dans 67,5% des fermes et de qualité satisfaisante pour 57,5% des élevages enquêtés. La majorité des

éleveurs (90,2%) renouvellent la litière après 4 mois d’utilisation. La quasitotalité (98,8%) des éleveurs affirme effectuer un vide sanitaire de plus de 2 mois. D’après les observations faites par les éleveurs, la prévalence des affections respiratoires est plus forte (94%) en saison pluvieuse et moindre (34%) en saison sèche. La mycoplasmose est une pathologie dont ignorent 96,3% des éleveurs, mais 80% déclarent traiter les affections respiratoires à l’aide d’antibiotiques, en l’occurrence la tylosine. L’analyse des sérums au laboratoire de Microbiologie, Immunologie et Pathologie Infectieuse (MIPI) de l’EISMV a permis d’obtenir les résultats suivants : Le

test

d’Agglutination

Rapide

sur

Lame

permis

d’obtenir

une

séroprévalence de 90,5% pour Mycoplasma gallisepticum et 76,5% pour Mycoplasma synoviae. Le test ELISA (IMMUNOCOMB) effectué avec les pools de sérums, a permis d’obtenir une séropositivité de 95% (76 fermes positives/ 80 enquêtées) pour M. gallisepticum et 76,25% pour M. synoviae. Quelque soit l’âge des animaux, le taux d’infection dépasse les 90% mais ceux dont l’âge est inférieur à 16 semaines, présentent un taux d’infection un peu plus élevé (97%). Malgré que toutes les zones soient infectées, la séroprévalence des mycoplasmoses aviaires dans les fermes de l’axe Agnibilekrou- Abengourou et Agnibilekrou- Presso a été plus élevée. Face à cette situation, des recommandations ont été formulées à l’endroit de l’Etat Ivoirien, des services vétérinaires et des aviculteurs. L’Etat ivoirien doit, par le biais de l’ordre des Docteurs vétérinaires, élaborer une législation imposant l’obtention d’un permis d’installation de ferme afin d’éviter toute construction anarchique, hors normes qui favorise la promiscuité et la contamination rapide des élevages. Vu la forte prévalence des mycoplasmoses, des campagnes de sensibilisation et de vaccination contre les mycoplasmoses aviaires doivent être menés.

Quant aux services vétérinaires, ils doivent se rapprocher des éleveurs et les former au respect des mesures de biosécurité qui permettra d’éviter les pathologies. Les éleveurs doivent demander les conseils avisés d’un spécialiste du domaine et surtout se payer un suivi technique, sanitaire et médical de ce dernier. Bien que la filière avicole ivoirienne ait connu un progrès qui force l’admiration, elle reste très sensible aux menaces permanentes que constituent les pathologies. Afin de remédier à cette vulnérabilité, une attention particulière doit être portée sur l’aviculture, en conciliant les efforts de chaque acteur de la filière à la politique d’élevage de l’Etat. Faute de quoi l’avenir radieux destiné à cette filière se verra compromis.

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ANNEXES ANNEXE 1 : Questionnaire

ANNEXE 2 : mode opératoire du test immunocomb 1ère étape : préparation du sérum suivie du prélèvement d’échantillon en utilisant une micropipette 2ème étape : Ouverture du couvercle de protection en aluminium des puits de la ligne A, en utilisant la pince du kit pour faire une fente. 3ème étape : Distribution de 5ul d’échantillon dans chaque puits. Le mélange est réalisé en appuyant sur le piston de la micropipette plusieurs fois. 4ème étape : Ouverture des 2 prochains puits consécutifs pour le sérum de contrôle. Ajout de 5ul sérum de contrôle positif

(C +) dans le puits A à côté du dernier

échantillon. Mélange du sérum dans le puits. Répétition de la même opération avec le sérum de contrôle négatif (C-) dans le puits suivant. 5ème étape : Retrait d’un peigne de son emballage de protection et l’insérer (côté imprimé face à vous) dans la rangé A. Incubation pendant 10 minutes. Pour améliorer le mélange, déplacez doucement peigne de haut en bas au début de chaque incubation (chaque ligne). Répétition de ce mouvement au moins deux fois dans toutes les lignes restantes. 6ème étape : Perforation du couvercle des puits dans la rangée B avec la pince. Élimination de l'excès de liquide sur le peigne en secouant délicatement (Suivre la même procédure pour les lignes restant à la fin de chaque étape). Insertion du peigne dans les puits de la ligne B et incuber pendant 2 minutes, secouer et transférer le peigne dans la ligne C et incuber pendant 10 minutes. Placez le peigne dans la rangée D pendant 2 minutes, dans la rangée E pendant 2 minutes, et dans la rangée F pendant 10 minutes, permettant au processus de réaction de couleur de se développer. 7ème étape : Après que le peigne ait terminé le cycle de la rangé F, il faut le transférer à nouveau dans la rangé E. Incuber dans la rangée E pendant 2 minutes pour fixer la coloration.

ANNEXE 3 : lecture et interprétation du test immunocomb Lorsque le peigne est complètement sec, on l’aligne avec la CombScale de couleur calibré fourni dans le Kit. Puis on ajuste l’intensité de la couleur violette-gris sur le CombScale qui correspond le mieux à celle du contrôle positif. Faites glisser la règle jaune jusqu'à ce que la marque C + apparaît dans la fenêtre au dessus de la couleur que vous avez obtenu. Maintenez la lame dans cette position pendant toute la lecture. Cette étape calibre actuellement le C + à S3, qui est le point «Cut-off » auquel les tests d’essais seront comparés. Ensuite lire chacun des points séparément : Choisissez la couleur la plus appropriée et lire le titre dans les fenêtres jaunes. - Les Immunoglobulines G du MM, MG et MS sont déterminés en comparant l'intensité de la couleur de chaque spécimen par rapport au contrôle positif (C +). Les spécimens avec une intensité de couleur identique ou plus élevé que le contrôle positif sont considérés comme positifs. Le contrôle négatif est constitué de sérums non-immunitaires et doit être lu comme zéro (S = 0). - Réactions non spécifiques autour S1 (faux positifs, ...) se produit de temps en temps pour des raisons diverses et peuvent être associés à l'utilisation de certains vaccins commerciaux. Pour éviter toute interprétation erronée de réactions nonspécifiques et la confusion possible avec de véritables faux résultats positifs, il est recommandé de confirmer les résultats en répétant le test sur l’échantillon à un intervalle d'une semaine. - Une couleur plus foncée de test que S6, indique soit une maladie aiguë ou un troupeau hautement immunisé.

SERMENT DES VETERINAIRES DIPLOMES DE DAKAR

« Fidèlement attaché aux directives de Claude BOURGELAT, fondateur de l’enseignement vétérinaire dans le monde, je promets et je jure devant mes maîtres et mes aînés:  d’avoir en tous moments et en tous lieux le souci de la dignité et de l’honneur de la profession vétérinaire ;  d’observer en toutes circonstances les principes de correction et de droiture fixés par le code de déontologie de mon pays;  de prouver par ma conduite, ma conviction, que la fortune consiste moins dans le bien que l’on a, que dans celui que l’on peut faire ;  de ne point mettre à trop haut prix le savoir que je dois à la générosité de ma patrie et à la sollicitude de tous ceux qui m’ont permis de réaliser ma vocation.

Que toute confiance me soit retirée s’il advient que je me parjure »

SEROPREVALENCE DES MYCOPLASMOSES AVIAIRES DANS LES ELEVAGES AVICOLES MODERNES DE LA ZONE D’AGNIBILEKROU (CÔTE D’IVOIRE) RESUME La présente étude a pour objectif général de contribuer à l’amélioration de la production avicole en Côte d’Ivoire par une meilleure connaissance des pathologies respiratoires, en l’occurrence les mycoplasmose aviaires. Elle s’est déroulée dans la période d’août à octobre 2015. Pour cela, 80 fermes avicoles de poules pondeuses ont fait l’objet d’enquête et de prélèvements sanguins. Les résultats de l’étude ont montré que Les propriétaires de ferme ont une moyenne d’âge de 54 avec un écart type de

± 8 ans et sont majoritairement des hommes (97,5%).

La grande majorité des éleveurs ont soit un niveau d’étude relativement faible (primaire : 22%) ou n’ont pas été scolarisés (34%). Dans la zone d’Agnibilekrou, ce sont les affections respiratoires qui sont les plus fréquents dans 90% de cas décrits. Elles sont suivies de la coccidiose (61,3%), puis de la colibacillose (38,8%), de la maladie de Gumboro (8,8%), de la maladie de Marek (6,3%) et d’autres affections. Le diagnostic des pathologies aviaires dans les fermes enquêtées, est basé à 5% sur les commémoratifs, puis 35% sur les commémoratifs et les signes cliniques et à 60% sur le diagnostic nécropsique. Aucune ferme enquêtée n’a recours à un laboratoire vétérinaire pour un diagnostic de confirmation. Ainsi nos analyses au laboratoire ont révélé globalement, des séroprévalences respectives de 90,5% et 76,5% par le test d’ARL pour M. galliseticum et M. synoviae ont été obtenus. Les séroprévalences de M. gallisepticum (95%) obtenus sont plus élevées que pour M. synoviae (76,25%) avec le test ELISA IMMUNOCOMB. La prévalence en fonction des zones géographique a montré que, les taux d’infection dus à MG et MS, sont plus élevés dans les fermes de l’axe Agnibilekrou-Abengourou et Agnibilekrou-Presso que celles de l’axe Agnibilekrou-Tanda et Agnibilekrou-Yebouakro. Celle en fonction de l’âge des poules indique que les mycoplasmoses à MG et à MS, est supérieure à 65% quel que soit l’âge des bandes (de 9 à 90 semaines d’âge). Des recommandations ont été faites sur la base des résultats obtenus afin de réduire la pression de l’infection mycoplasmique dans la zone à court terme et surtout afin de contribuer à l’amélioration des productions avicoles en Côte d’Ivoire. Mots clés : Séroprévalence, élevages avicoles, Mycoplasmoses, Agnibilekrou Auteur : KOUMAN Koffi Fofié Anicet Email : koffianicet22@gmail.com Téléphone : +221 77380 85 16 / +225 79 13 32 74 Adresse postale : B.P. 20 Agnibilekrou (R.C.I.)