Amadou Alassane NDIAYE by Ecole Inter-Etats des Sciences et Médecine Vétérinaires (EISMV Dakar)

UNIVERSITE CHEIKH ANTA DIOP DE DAKAR ECOLE INTER-ETATS DES SCIENCES ET MEDECINE VETERINAIRES DE DAKAR (E.I.S.M.V)

ANNEE: 2016

N°23

DETERMINATION DE LA PREVALENCE EN ANTICORPS ANTIVIRUS DE LA PESTE DES PETITS RUMINANTS CHEZ LES BOVINS AU SENEGAL THESE Présentée et soutenue publiquement le 29 juin 2016 à 10h 00 devant la Faculté de Médecine, de Pharmacie et d’Odontologie de Dakar Pour obtenir le grade de DOCTEUR EN MEDECINE VETERINAIRE (DIPLOME D’ETAT) Par Amadou Alassane NDIAYE Né le 06 Octobre 1988 à Dakar (Sénégal)

Jury Président :

M. Emmanuel BASSENE Professeur à la Faculté de Médecine de Pharmacie Et d’Odontologie de Dakar

Directeur et Rapporteur de thèse : Mme. Rianatou BADA ALAMBEDJI Professeur à l’EISMV de Dakar Membre :

M. Moussa ASSANE Professeur à l’EISMV de Dakar

Co-directeurs de thèse :

M. Modou Moustapha LO Maître de Recherche (LNERV/ISRA) Mme. Mariame DIOP Chef laboratoire de virologie (LNERV/ISRA)

DEDICACES

GLOIRE

ALLAH

TOUT

MISERICORDIEUX,

TRES

MISERICORDIEUX, PAIX ET SALUT SUR NOTRE BIEN AIME PROPHETE MOUHAMAD Ce travail est dédié tout d’abord et à juste titre : A mes très chers parents, à qui je ne saurais expliquer tout l'amour et la reconnaissance que je leur témoigne. De nos débuts à aujourd'hui nous ne vous avons jamais vu fuir vos responsabilités. Aussi tendue et difficile que soit la situation dans laquelle nous vous mettons vous ne vous plaignez jamais et ne manifestez ne serait-ce qu'une once de désespoir ou de découragement à notre encontre. Vous nous avez appris à être respectueux et respectés, vous nous avez enseigné ce qu'est le savoir vivre et le savoir être en plus de la dignité et de toutes les valeurs religieuses et traditionnelles qui font que nous puissions à chacune de nos sorties être classé parmi les nobles personnes. Tous les merci prononcés à chaque seconde et par chaque personne de la planète ne sont suffisants pour vous témoigner ma gratitude ainsi que mon amour à votre égard. Papa, Maman, je prie Dieu que vous ayez longue vie et santé pour assister à la réalisation de tous ce que je vous souhaite, mais en attendant prenez ce modeste travail que nous venons d'accomplir comme les prémices de vos espérances à mon encontre. MERCI ! In memorium, à mon guide spirituel Khalifa Ababacar Sy. A mes adorables frères et sœurs : Gorgui, Khady, Fatimata et thierno Vous matérialisez ma force, mon courage, et ma détermination à avancer dans la vie. Puisse Dieu nous gratifier d'être à jamais ensemble, et uni. ii

In memorium, à mes grands-parents paternel et maternel. A mes oncles, tantes, cousins, cousines, nièces, neveux. L'union fait la force. Ce travail est aussi le vôtre. Mention très spéciale à notre tante et deuxième maman Fatou Diagne pour son amour. Sincères remerciements pour la pierre que tu apportes à la stabilité de notre famille. A une personne très spéciale dans ma vie Ndeye Thioro Diop pour son amour, son soutien et ses encouragements. A Pape Diarra, Saidou Gaye, Moustapha Ndao (Youpi), Ousmane Barro, Ibrahima Diop, Adama Touré, Abdou Lô, Cheikh Fall, Aminata Barro, Ramata Ndiaye, Modou Thiam, Moustapha Dione (Dionaskas) et à tous ces amis de près ou de loin, merci pour le chemin parcouru ensemble. Merci de votre amitié fraternelle et vos conseils. A mon pays, le Sénégal pour ton grand soutien, surtout financier, sans toi, très chère patrie, ce travail ne serait pas possible, je t’en serais reconnaissant.

iii

REMERCIEMENTS

Ce présent document est la finition d'une longue aventure partagée avec des personnes qui me sont très chères et qui ont à tout moment su me soutenir et m'aider à la réalisation de ce document. Mes sincères remerciements  Au Docteur Modou Moustapha Lô Pour son implication personnelle et son esprit de collaboration. Hommage très respectueux.  A Mme Mariame DIOP Que je remercie très sincèrement de m'avoir inspiré le présent sujet, ainsi que son implication personnelle pour l'élaboration de ce travail. Toute ma reconnaissance. Merci !!!  Au Docteur Ismaila Seck Pour votre collaboration et votre appui sans faille.  A tout le personnel du laboratoire de virologie et aussi de l'ISRA particulièrement au Docteur Alpha Amadou Diallo pour m’avoir pressenti pour ce stage, vous n’avez ménagé aucun effort pour son bon déroulement. Pour cela et bien plus encore je vous remercie.  A mes amis et compagnons à l'ISRA : khoudia Sock, Amina Ba, Babacar Sambe et Amina Sakho.  A Ousmane Sall, Moustapha Dieng, Lissa Meissa Fall, Mme Diallo, Khady Niang, Ousseynou Kébé, Saliou Cissé, Lamine Kandé, Nguala Diouf et Babacar Guéye, mes camarades de promotion sénégalais. Merci de votre sympathie, collaboration et aides.  A toute la 43ème promotion, je ne saurai pas citer de noms. iv

 A tous nos illustres maîtres de l’EISMV, pour la qualité de leur enseignement.  A tous ceux qui ont contribués à ma formation du primaire à l'EISMV. Mention très spéciale à ma mère pour sa rigueur, à mon père pour son sens de l’organisation et à Mr Saer Fall (In memorium), vous avez été l’un des précurseurs de la réussite de ce travail. Que le Tout Puissant t’accueille dans son plus haut paradis.  A l’AEVS et l’AEVD, ce fût une joie de me compter parmi vous.  Je ne rendrais pas ce document sans vous remercier “Adja“ Fama Sarr (Tivaoune) et Famille. Pour vos prières. Merci !!!

Encore merci à mes parents et à toute ma famille.

A NOS MAITRES ET JUGES

A NOTRE MAITRE ET PRESIDENT DU JURY, Monsieur Emmanuel BASSENE Professeur à la Faculté de Médecine, de Pharmacie et d'Odontologie de Dakar C'est un grand honneur et une fierté pour nous de vous voir présider notre jury, malgré vos préoccupations multiples. Nous avons pu apprécier la simplicité de votre bienveillance sollicitude. Hommage respectueux et sincères reconnaissances.

A NOTRE MAITRE, DIRECTEUR ET RAPPORTEUR DE THESE, Madame Rianatou BADA ALAMBEDJI, Professeur à l'EISMV de Dakar Vous avez su guider ce travail avec une rigueur scientifique, un dynamisme et une disponibilité constante malgré vos occupations multiples. Vos qualités humaines, votre amour du travail bien fait et votre détermination ont réveillé en nous le défi de nous surpasser pour nous rendre compte de nos capacités infinies. Acceptez ici nos remerciements infinis. A NOTRE MAITRE ET JUGE, Monsieur Moussa ASSANE, Professeur à l'EISMV de Dakar Vous nous faites un grand plaisir en acceptant de siéger à notre jury de thèse. Vous resterez pour vos élèves un exemple, par la clarté et la richesse de vos enseignements, par votre dynamisme et votre simplicité. Votre disponibilité à écouter et aider mérite admiration. Profonde gratitude. vi

« Par délibération, la Faculté de Médecine, de Pharmacie et d’Odontologie et l’Ecole Inter – Etats des sciences et Médecines Vétérinaires de Dakar ont décidé que les opinions émises dans les dissertations qui leurs sont présentées, doivent être considérées comme propres à leurs auteurs et qu’elles n’entendent leur donner aucune approbation ni improbation ».

vii

LISTE DES SIGLES, ABREVIATIONS ET ACRONYMES

ADN =Acide désoxyribonucléique ANSD=Agence nationale de la statistique et de la démographie ARN =Acide ribonucléique BAME=Bureau d’analyses macro-économiques CEP=Cellule des Etudes et de la Planification CIRAD=Centre de coopération International en Recherche Agronomique pour le Développement DIREL=Direction de l’élevage D.O =Densité optique DSV=Direction des services vétérinaires ECP=Effet cytopathogène ELISA =Enzyme Linked Immuno Sorbent Assay FAO=Organisation des Nations unies pour l’alimentation et l’agriculture GREP=Programme mondial d'éradication de la peste bovine ISRA=Institut sénégalais de recherches agricoles LNERV=Laboratoire National D’Elevage et de Recherches Vétérinaires MEPA=Ministère de L’Elevage et des Productions Animales NP=Nucléocapside OIE=Office International des Epizooties OMD=Objectifs du Millénaire pour le développement PANVAC=Pana African Vaccine Control (Centre Panafricain de Contrôle de Qualité de Vaccins Vétérinaires) PAPEL=Projet d'appui à l'élevage PB =Peste bovine PH=Potentiel d’hydrogène PPCB=Péripneumonie Contagieuse Bovine viii

PPR =Peste des petits ruminants PPR-GEP=Peste des petits ruminants-Global Eradication Programme PR=Petit ruminant RGPHAE=Recensement Général de la Population et de l'Habitat, de l'Agriculture et de l'Elevage RPV=Rinder Pest Virus (Virus de la peste bovine) RT-PCR =Reverse Transcriptase-Polymerase Chain Reaction SNSE=système national de surveillance épidémiologique SRSD=Services Régionaux de la Statistique et de la Démographie UA-IBAR=Bureau Interafricain pour les Ressources Animales VACNADA=Projet de vaccins pour le contrôle des maladies animales négligées en Afrique VPB=Virus de la peste bovine VPPR=Virus de la peste des petits ruminants

LISTE DES FIGURES

Figure 1: Carte du Sénégal ...................................................................... 7 Figure 2: Distribution géographique des petits ruminants au Sénégal .... 9 Figure 3: Arbre phylogénétique des Morbillivirus ................................... 18 Figure 4: Structure du VPPR .................................................................. 19 Figure 5: Chronologie des déclarations de PPR dans le monde ........... 30 Figure 6: Apparition de foyers de PPR entre 2007 et 2014. .................. 30 Figure 7: Cartographie de la situation actuelle de la PPR dans le monde ................................................................................................................. 31 Figure 8: Evolution des fréquences des foyers PPR de 2005 à 2015 ... 41 Figure 9: Carte des foyers de PPR en 2008 par département au Sénégal .................................................................................. 42 Figure 10: Carte de Foyers de PPR en 2009 par département au Sénégal ................................................................................. 43 Figure 11: Evolution des effectifs vaccinés et du taux de couverture vaccinale de 2003 à 2015 .................................................... 45 Figure 12 : Effectifs vaccinés au niveau régional de 2014-2015 ........... 47 Figure 13: Description de la surveillance de la PPR .............................. 48 Figure 14: Tri et classement des échantillons parun agent de la DSV .. 53 Figure 15: Rangement et stockage des échantillons ............................. 54 Figure 16: Dispersion de localités échantillonnées (Seck, 2015) .......... 55 Figure 17: Prevalence des anticorps anti-PPR chez les bovins en fonction des régions ............................................................. 72

LISTE DES TABLEAUX

Tableau I: Evolution des effectifs du cheptel des ruminants de 2000 à 2013 au Sénégal............................................................................................................. 10 Tableau II: Diagnostic différentiel de la PPR. ................................................. 33 Tableau III : Distribution des foyers de peste des petits ruminants de 2005 à 2015 au Sénégal ............................................................................................... 40 Tableau IV : Vaccination contre la peste des petits ruminants de 2014-2015 .. 46 Tableau V: Taux de positivité VPPR chez les bovins au Sénégal en 2015 ...... 59 Tableau VI: Anticorps anti-PPR chez les bovins à Dakar ............................... 60 Tableau VII: Anticorps anti-PPR chez les bovins à Diourbel .......................... 60 Tableau VIII : Anticorps anti-PPR chez les bovins à Fatick ........................... 61 Tableau IX: Anticorps anti-PPR chez les bovins à Kaffrine ............................ 62 Tableau X: Anticorps anti-PPR chez les bovins à Kaolack ............................. 63 Tableau XI: Anticorps anti-PPR chez les bovins à Kédougou ......................... 64 Tableau XII : Anti-PPR chez les bovins à Kolda ............................................ 64 Tableau XIII: Anticorps anti-PPR chez les bovins à Louga ............................ 65 Tableau XIV: Anticorps anti-PPR chez les bovins à Matam ........................... 66 Tableau XV: Anticorps anti-PPR chez les bovins à Saint-Louis ...................... 67 Tableau XVI : Anticorps anti-PPR chez les bovins à Sédhiou ........................ 68 Tableau XVII : Anticorps anti-PPR chez les bovins à Tambacounda .............. 69 Tableau XVIII : Anticorps anti-PPR chez les bovins à Thiès ......................... 70 Tableau XIX : Prévalence des anticorps anti-PPR chez les bovins à Ziguinchor ......................................................................................................................... 70

TABLE DES MATIERES

INTRODUCTION......................................................................................................1 PREMIERE PARTIE : ..............................................................................................5 SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE .........................................................................5 Première partie : SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE ............................................6 Chapitre I : Données sur l’élevage des ruminants au Sénégal .................................6 I.1-Profil géographique, démographique et socio-économique du Sénégal ................6 I.2- L’élevage des ruminants au Sénégal ...................................................................8 I.2.1- Les zones d’élevage .....................................................................................8 I.2.2-Les effectifs du cheptel des ruminants ...........................................................9 I.2.3-Les espèces de ruminants au Sénégal .......................................................... 10 I.2.4-Principaux modes d’élevage des ruminants ................................................. 12 Chapitre II : Généralités sur la Peste des Petits Ruminants ..................................17 II.1 Définition-Synonymie-Espèces affectées ......................................................... 17 II.2 Etiologie-Pathogénie ........................................................................................ 17 II.2.1 Etiologie ....................................................................................................17 II.2.1.1 Morphologie et structure ......................................................................18 II.2.1.2 Propriétés physico-chimiques .............................................................. 20 II.2.1.3.Caractères culturaux ............................................................................ 20 II.2.1.3.1.Culture in vitro .............................................................................. 20 II.2.1.3.2. Culture in vivo .............................................................................. 21 II.2.1.4.Pouvoir pathogène ............................................................................... 21 II.2.1.5.Pouvoir antigène et immunogène ......................................................... 22 II.2.1.6. Relation antigénique entre le virus de la Peste des Petits Ruminants et celui de la Peste Bovine ................................................................................... 23 II.2.1.7. Relation immunogénique entre le virus de la Peste des Petits Ruminants et celui de la Peste Bovine ................................................................................ 23 II.2.2.Pathogénie .................................................................................................24 II.3 Epidémiologie ..................................................................................................25 II.3.1 Epidémiologie analytique ........................................................................... 25 II.3.1.1 Source de virus .................................................................................... 25 xii

II.3.1.2 Réceptivité des animaux ......................................................................26 II.3.1.2.1 Facteurs intrinsèques .....................................................................26 II.3.1.2.2 Facteurs extrinsèques .....................................................................27 II.3.1.3 Mode de transmission .......................................................................... 28 II.3.2 Epidémiologie synthétique .........................................................................28 II.3.2.1 Evolution dans le temps et l’espace ...................................................... 28 II.3.2.2 Chronologie des déclarations ............................................................... 29 II.4.Diagnostic de la Peste des Petits Ruminants ..................................................... 32 II.4.1.Diagnostic clinique .................................................................................... 32 II.4.2.Diagnostic de laboratoire ........................................................................... 33 Chapitre III : Méthodes de lutte et Moyens mis en œuvre au Sénégal ..................... 37 III.1.Méthodes générales de lutte ............................................................................ 37 III.1.1.Prophylaxie sanitaire ................................................................................ 37 III.1.1.1.Les mesures défensives.......................................................................37 II.1.1.2.Les mesures offensives ........................................................................37 III.1.2.Prophylaxie médicale ................................................................................ 38 III.2.Mise en œuvre au Sénégal ............................................................................... 39 III.2.1.Les foyers de PPR déclarés après l’arrêt de la vaccination de la Peste bovine ................................................................................................................. 39 III.2.2. Les mesures prophylactiques ...................................................................44 DEUXIEME PARTIE : ETUDE EXPERIMENTALE .......................................... 50 Chapitre I : Matériel et Méthodes ........................................................................... 51 I.1.Cadre d’étude ....................................................................................................51 I.2.Matériel ............................................................................................................. 51 I.2.1. Le matériel sur le terrain ............................................................................. 51 I.2.2. Le matériel d’analyse au laboratoire ........................................................... 52 I.3.Méthodes d’étude .............................................................................................. 53 I.3.1. Prélèvement de sang et collecte de sérums.................................................. 53 I.3.2.Technique d’échantillonnage .......................................................................54 I.3.3.Technique d’analyse sérologique .................................................................55 I.3.3.1. Description et principe du test ELISA de compétition .......................... 56 I.3.3.2. Protocole d’analyse .............................................................................. 56 xiii

I.3.3.3. Lecture .................................................................................................57 I.3.3.4. Validité du test, calcul et interprétation des résultats ............................ 57 Chapitre II : Résultats et Discussion .......................................................................58 II.1.Résultats........................................................................................................... 58 II.1.1.Séroprévalence globale .............................................................................. 58 II.1.3.Les variations selon les régions ............................................................... 71 II.2.Discussion ........................................................................................................73 II.2.1 Matériel et Méthodes ................................................................................. 73 II.2.1.1 Matériel animal .................................................................................... 73 II.2.1.2 Sérums .................................................................................................73 II.2.1.3 Méthode d’échantillonnage ..................................................................74 II.2.1.4 Méthode au laboratoire ........................................................................74 II.2.2 RESULTATS............................................................................................. 75 Chapitre III : Propositions et Recommandations ................................................... 80 III.1.Propositions d’inclure les bovins dans la stratégie d’éradication de la PPR .....80 III.2 .Recommandations .......................................................................................... 83 III.2.1.Recommandations à l’endroit du MEPA ................................................... 83 III.2.2.Recommandations à l’endroit des Services Vétérinaires ........................... 83 III.2.3.Recommandations aux agents des Services Vétérinaires ........................... 84 II.2.4.Recommandations aux éleveurs .................................................................85 II.2.5.Recommandations au LNERV ...................................................................85 CONCLUSION ........................................................................................................86 REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES ................................................................ 86 ANNEXES .................................................................................................... LXXXVI

xiv

INTRODUCTION

Au Sénégal, l’effectif des petits ruminants est d’environ onze million deux cent quatre-vingt mille six cent soixante-seize (11 280 676) avec 6 081 341 d’ovins et 5 199 335 de caprins (MEPA, 2014). L’élevage des petits ruminants est une activité de choix pour les populations vulnérables que sont les femmes et les jeunes en raison de leur cycle de reproduction court et des coûts d’exploitation plus faibles que ceux des bovins (BAME/ISRA :2004). Cependant, les contraintes que sont l’alimentation et les maladies freinent leur développement. Parmi les maladies, la peste des petits ruminants (PPR) constitue la plus grande menace contre le cheptel des petits ruminants et provoque de 1,5 à 2 milliards de dollars des ÉtatsUnis de pertes chaque année dans des régions où l’on trouve plus de 80 % des moutons et des chèvres du monde et plus de 330 millions de personnes parmi les plus pauvres du globe, dont beaucoup en dépendent pour leur subsistance. C’est une maladie hautement contagieuse affectant les moutons et les chèvres, transmise par contact direct entre ces espèces sensibles. Elle peut engendrer une morbidité avoisinant 90% et une mortalité de 50 à 80% surtout chez les caprins. Le Sénégal a été déclaré indemne de la peste bovine en 2005 (OIE, Session Générale mai 2005) et depuis lors, les services vétérinaires ont mis en place un Système National de Surveillance épidémiologique (SNSE) des maladies animales. En ce qui concerne la PPR, il s’agit d’une surveillance passive se limitant à la collecte systématique et continue, l’analyse et l’interprétation de données sanitaires essentielles à la planification, la mise en place et l’évaluation d’actions de santé publique. Cependant le fait que le Sénégal ait choisi la vaccination comme moyen de lutte contre la PPR, nous prive dans le cadre de la surveillance 2

épidémiologique de recourir à la sérologie. En effet, à notre connaissance, il n’existe pas de méthode permettant de différencier les anticorps produits contre les souches virales sauvages, des anticorps post vaccinaux. Par ailleurs, il est à signaler qu’outre les petits ruminants ; les dromadaires, les porcs, les buffles domestiques, les bovins, entre autre, sont aussi des hôtes du virus de la PPR. S’agissant des bovins, ils sont réceptifs au virus de la PPR comme le prouve

présence

dans

leur

sérum

d’anticorps

anti-VPPR

(TOUNKARA. et al. 1996), mais ils n’en manifestent pas les signes cliniques. C’est cette absence des symptômes chez les bovins qui a permis d’identifier la PPR et de la distinguer de la peste bovine chez les petits ruminants et qui a longtemps été la seule méthode de diagnostic différentiel entre les deux maladies. Il faut aussi souligner que les bovins ne sont pas vaccinés contre la PPR et sont souvent élevés en contact avec les chèvres et les moutons au Sénégal. Compte tenu de leur statut (réceptif au virus de la PPR), il est possible de les utiliser comme alternative dans le but d’apprécier le maintien et la circulation du virus PPR. Au Sénégal aucune étude n’a encore été entreprise afin d’apprécier la séroconversion chez les bovins vis-à-vis du virus PPR et ainsi situer leur rôle comme marqueurs de la présence du virus. C’est dans cette optique que la présente étude a été conduite afin de déterminer la séroprévalence des anticorps anti VPPR chez les bovins au Sénégal.

Ce travail est structuré en deux (2) grandes parties : - une première partie intitulée synthèse bibliographique qui présente successivement les données sur l’élevage des ruminants au Sénégal, les généralités sur la PPR ainsi que les méthodes de lutte et de mise en œuvre au Sénégal. - une deuxième partie consacrée à l'étude expérimentale relative à l’enquête sérologique de la PPR chez les bovins au Sénégal. Dans cette partie, nous exposerons le matériel et les méthodes utilisés, les résultats obtenus suivis d’une discussion puis nous formulerons des propositions et des recommandations.

PREMIERE PARTIE : SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE

Première partie : SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE Chapitre I : Données sur l’élevage des ruminants au Sénégal I.1-Profil géographique, démographique et socio-économique du Sénégal Le Sénégal est situé dans la partie la plus occidentale du continent africain, dans la zone soudano sahélienne, entre 12° et 16°30 de latitude nord et entre 11°30 et 17°30 de longitude ouest. D’une superficie de 196 712 km², il est limité au Nord, par la république islamique de Mauritanie, à l’Est, par le Mali, au Sud, par la république de Guinée et la Guinée Bissau et à l’Ouest par l’océan Atlantique sur 500 km de côtes. La Gambie forme une quasi-enclave dans le Sénégal, pénétrant à plus de 300 km à l'intérieur des terres. Les îles du Cap-Vert sont situées à560 km de la côte sénégalaise. Sur le plan administratif, le Sénégal est divisé en quatorze régions dont les chefs-lieux sont les principales villes : Dakar, Diourbel, Fatick, Kaffrine, Kédougou, Kaolack, Kolda, Louga, Matam, Saint-Louis, Sédhiou, Tambacounda, Thiès, Ziguinchor (figure 1). La population du Sénégal est estimée à 13 508 715 habitants (en 2013) dont 49,9% d’hommes et 50,1% de femmes et l’espérance de vie à la naissance, est de 64,8 ans (RGPHAE, 2013). Elle est caractérisée par une population très jeune dont l’âge moyen est de 22,4 ans et la moitié de la population à 18,7 ans (âge médian). La population rurale y apparaît plus jeune avec un âge médian se situant à 16 ans (contre 21 ans en milieu urbain). Cette population est très inégalement répartie.

La région de Dakar, avec 3 137 196 habitants, est de loin la région la plus peuplée, alors que la région de Kédougou est la moins peuplée avec moins de 200 000 habitants (soit 151 715 habitants). La croissance économique s’est maintenue entre 2003 et 2005, à une moyenne annuelle d’environ 5% alors que l’objectif visé est d’au moins 7% nécessaire pour améliorer significativement les conditions de vie des ménages et réduire la pauvreté de moitié, d’ici 2015 (OMD des Nations Unies).

Figure 1: Carte du Sénégal et localisation du Sénégal sur la carte de l’Afrique (Salami, 2010)

I.2- L’élevage des ruminants au Sénégal I.2.1- Les zones d’élevage • La zone sylvo-pastorale Elle correspond au bassin du Ferlo (domaine septentrional du pays, se situant entre la vallée du fleuve Sénégal et le bassin arachidier). Cette zone couvre près du tiers de la superficie du pays et concentre le quart du cheptel sénégalais. Elle demeure par excellence le domaine de l'élevage extensif, pratiqué par les Peuhls Diéris, par ses vastes aires de pâturage. • La zone de la vallée du fleuve Sénégal Elle s'étend de Saint-Louis à Bakel entre le fleuve Sénégal et la route reliant Saint-Louis et Bakel. C'est une zone surtout à vocation agricole. • La zone du Bassin arachidier Cette zone constitue une grande partie du territoire national et s'étend de la région de Louga jusqu'à la région de Tambacounda. C'est une zone où l'activité principale est la culture de l'arachide avec d'autres types de culture (mil, maïs, coton), parallèlement à l'élevage qui y est pratiqué par plusieurs ethnies. • La zone du sud (Casamance, Sénégal Oriental) Elle regroupe les régions recevant plus de 1000 mm d'eau de pluies par an, correspondant aux limites administratives de la Casamance ainsi que du département de Kédougou. C'est le domaine de l'élevage semi extensif et sédentaire. Malgré la présence de glossines, l'élevage peut s'y développer car les races exploitées (Ndama, Djallonké) sont trypanotolérantes. L'association agriculture et élevage s'y prête. • La zone des Niayes C'est la zone de maraîchage par excellence. Elle correspond au littoral atlantique du nord de la Presqu'île du Cap-vert, de Dakar à Saint-Louis. 8

Cette zone constitue un important centre de consommation ; en plus des principaux sous-produits agricoles et agro-industriels, elle bénéficie de potentialités

techniques,

financières

humaines

nécessaires

l'intensification des productions animales. En effet, elle abrite des élevages intensifs laitiers avec l'exploitation de races bovines exotiques. I.2.2-Les effectifs du cheptel des ruminants Le Sénégal compte un cheptel important, composé de races adaptées au milieu. En 2013, les effectifs étaient estimés à 3,430 millions de bovins, 6,081millions d’ovins et 5,199 millions de caprins. La figure 2 présente la distribution géographique des petits ruminants au Sénégal. Et le tableau I présente l’évolution des effectifs des différentes espèces sur la période 2000-2013. On peut noter une croissance relativement faible (1,1 à 3,5%) pour l’ensemble des espèces. On notera surtout le recul intervenu en 2002 pour les bovins et les petits ruminants, suite à de fortes mortalités causées par des pluies hors saison et un hivernage défavorable.

Figure 2: Distribution géographique des petits ruminants au Sénégal (Seck, 2016) 9

Tableau I: Evolution des effectifs du cheptel des ruminants de 2000 à 2013 au Sénégal (en millions de têtes) Année

Bovins

Ovins

Caprins

2000

2986

4542

3879

2001

3061

4678

3995

2002

2997

4540

3900

2003

3018

4614

3969

2004

3039

4739

4025

2005

3091

4863

4144

2006

3137

4996

4263

2007

3163

5109

4353

2008

3210

5251

4477

2009

3261

5383

4598

2010

3313

5571

4755

2011

3346

5716

4887

2012

3379

5887

5038

2013

3430

6081

5199

Source : Cellule des Etudes et de la Planification (CEP)/ (Ministère de l’Elevage et des Productions Animales (MEPA), 2014) I.2.3-Les espèces de ruminants au Sénégal  Les bovins On trouve au Sénégal deux catégories distinctes de bovins, les zébus et les taurins, ainsi que les métis, produits de leur croisement. La principale race de zébu est le Gobra, que l’on trouve dans tout le centre et le nord du Sénégal. Très endurants, bons marcheurs (ils parcourent jusqu’à 30 voire 40 km par jour), ils présentent une bonne résistance à la chaleur (zone de confort de 28°C), et ils ont de faibles 10

besoins en eau, ce qui leur permet de s’abreuver tous les deux voire trois jours seulement. Ce sont donc des animaux particulièrement bien adaptés aux régions semi-arides (PFISTER, 1991). Les taurins sont caractérisés par leur trypanotolérance. On trouve des taurins de race N’Dama dans la zone sud du pays, dans les régions soudaniennes pré-forestières, où ils sont capables de supporter la présence des glossines. Bien adaptés aux zones humides, ils sont peu résistants aux conditions du milieu semi-aride (PFISTER, 1991). Enfin, le Djakoré est une race issue du croisement entre Gobra et N’Dama. On trouve ce type d’animaux dans la zone de transition sahélosoudanienne, notamment dans le sud du Sine-Saloum et au Sénégal Oriental. Le Djakore a hérité des N’Dama un certain degré de trypanotolérance.  Les ovins Le mouton Peul-peul sénégalais est présent dans toute la zone sahélienne et sahélo-soudanienne, dans le centre et le nord du Sénégal. Le pelage des moutons peuls est ras. Cet animal a de bonnes aptitudes bouchères. Le mouton maure à poils ras, aussi appelé Ladoum ou Touabire, occupe le nord et l’ouest du Sénégal. Cet animal est particulièrement apprécié par les éleveurs, qui en font souvent un mouton de case destiné à la Tabaski. Les animaux de cette race se vendent à un prix élevé sur le marché de Dakar. Le Warale est un mouton métis de Peul-peul et Touabire. Il présente des caractéristiques intermédiaires à celles des deux races. Le métissage étant le plus souvent anarchique, tous les stades entre le Peul-peul et le Touabire peuvent être observés (NERSY, 1988).

Le Djallonke peuple une grande partie du Sénégal, au sud et à l’est (NERSY, 1988). Cette race est réputée être trypanotolérante (DAD-IS, 1998).  Les caprins Le Sénégal élève traditionnellement deux races caprines : la chèvre du sahel et la chèvre Djallonké. La chèvre du Sahel occupe toute la zone sahélienne. Elle est de grande taille. La chèvre du Sahel est décrite par DOUTRESSOULE (1947) comme un animal rectiligne, hypermétrique et longiligne. Elle est prolifique, donnant souvent deux petits par portée. Elle est une bonne laitière et la lactation dure en moyenne 6 mois (IEMVT, 1989). Malgré la conformation défectueuse et la réduction de ses masses musculaires, la chèvre du Sahel, animal fin, à squelette léger, s'engraisse facilement et fournit une viande de bonne qualité, sans odeur, excepté chez les boucs âgés. La chèvre du Fouta Djallon est élevée dans la zone soudanaise et guinéenne (NERSY, 1988) avec une taille plus petite. Son aire géographique se superpose à celle du mouton Djallonké. On la rencontre en Afrique dans toutes les régions où la pluviométrie atteint ou dépasse 1000mm/an (IEMVT, 1989). Elle est élevée en toute liberté près des villages. La chèvre Djallonké est rustique et très résistante à la trypanosomose. Prolifique, elle donne assez souvent 2 produits par portée et quelque fois 3 ou 4. Bien conformée, la chèvre Djallonké fournit une viande de bonne qualité avec des rendements qui varient entre 44 et 48% (IEMVT, 1989). I.2.4-Principaux modes d’élevage des ruminants Selon la situation agro-écologique du pays, on peut distinguer trois systèmes : un système pastoral localisé au nord dans la zone 12

sylvopastorale, un système agropastoral dans le bassin arachidier, la vallée du fleuve Sénégal et au sud et sud-est du pays et un système périurbain localisé dans les Niayes (banlieue de Dakar).  L’élevage extensif : type pastoral On définit comme « pastoral » un type de système de production, pour lequel « les populations tirent l’essentiel de leur subsistance de l’élevage, lequel leur permet d’assurer la reproduction de leur mode de vie » (MARTY, 1992). BONFIGLIOLI, (1992) ; cité par DIAO, (2001) complète cette définition en précisant que « au moins 50% du revenu brut des unités domestiques provient de l’élevage ou d’activités liées à l’élevage». Les revenus issus de l’élevage peuvent être tirés directement de l’élevage, mais aussi indirectement (commerce caravanier par exemple). Pour le Sénégal, Ba (2000) localise l’élevage pastoral dans la zone sahélienne, notamment le Ferlo qui s’étend, à l’est du Bassin arachidier, de la vallée du fleuve Sénégal à l’axe ferroviaire Kaolack-TambacoundaKayes. Les éleveurs vivent en campements dispersés et pratiquent parfois la transhumance, qui permet d’optimiser la mise en valeur d’espaces arides. La transhumance consiste en une migration saisonnière qui comprend deux phases. En saison des pluies, les troupeaux et leurs bergers se dispersent dans le Ferlo grâce à la multiplication des points d’eau temporaires qui leur permettent d’exploiter les pâturages les plus reculés. En saison sèche, au contraire, pasteurs et bovins se regroupent progressivement autour des forages, puis se replient sur la périphérie du Ferlo, soit en direction de la vallée du fleuve Sénégal, soit vers l’ouest et le sud où le Bassin arachidier leur offre les pâturages des jachères, les puits des villages et surtout les débouchés : marchés ruraux et urbains.

Sous l’effet de critères environnementaux, économiques et sociaux, le pastoralisme évolue. La pression des échanges économiques a modifié la complémentarité ancienne avec l’agriculture et a parfois envenimé les relations de concurrence et de conflits pour l’occupation des terres. Par ailleurs, l’espace pastoral tend aujourd’hui vers une réduction et une désorganisation. Les anciens parcours immenses et contrôlés par des groupes bien identifiés de pasteurs n’existent généralement plus comme tels. Cet élevage concerne 32% des bovins et 35% des petits ruminants (Ministère de l’Elevage, 2004).  Le système agro-pastoral Dans ce système, l’élevage extensif pastoral est combiné avec l’agriculture, vivrière ou de rente. 10 à 50 % du revenu brut viennent de l'élevage. Le système s’est développé dans les zones où la pluviométrie et les conditions ont permis une activité agricole soutenue, l’amplitude des déplacements des troupeaux autochtones est relativement faible. On le retrouve dans les zones agroécologiques du Bassin Arachidier, de la Zone Cotonnière et de la Basse Casamance. Il concerne environ 67% des effectifs de bovins et 62% de ceux de petits ruminants (Ministère de l’Elevage, 2004).  Le système périurbain Dans ce système, l’élevage est l’unique composante du système de production qui est conduit en semi-intensif ou intensif, selon des niveaux d’investissement

variables.

système

périurbain

est

localisé

essentiellement dans la banlieue de Dakar (zone des Niayes) et est pratiqué dans le cas de fermes (pour la plupart laitières) implantées par des opérateurs économiques privés (industriels, hommes politiques, cadres), avec l’appui d’institutions publiques de recherche ou de 14

spécialistes de l’élevage (vétérinaires privés). Cet élevage concerne 1% des bovins et 3% des petits ruminants (Ministère de l’Elevage, 2004). I.2.5- La situation zoo-sanitaire Malgré les efforts entrepris et les progrès réalisés dans le domaine de la lutte contre les maladies animales, l’élevage sénégalais subit encore aujourd’hui des contraintes sanitaires importantes qui limitent son développement. Les taux de mortalité et de maladie du bétail sont encore élevés et la couverture sanitaire est insuffisante du fait du nombre relativement faible des vétérinaires privés au moment où l’Etat s’est désengagé de ce domaine ; les produits vétérinaires sont encore chers et leur distribution et accessibilité sont limitées ; la mortalité du bétail constitue des pertes énormes estimées aussi à plusieurs milliards de

FCFA

(Plan

d’Orientation

Stratégique

2008-2015

pour

Développement Durable des Exploitations Familiales d’Elevage). Chez les bovins, la PPCB qui après plus de 20 années d’absence a fait une

réémergence

depuis

2014,

dermatose

nodulaire,

trypanosomiase, la fièvre aphteuse, la pasteurellose sont les plus rapportées en plus des parasitoses gastro-intestinales.

Les petits

ruminants sont surtout affectés par la PPR, la clavelée, la fièvre de la vallée du rift (grande épizootie en 2013), la pasteurellose plus les parasitoses. D’autres pathologies affectent les autres espèces : peste équine chez les équins, les maladies de Newcastle et de Marek, la variole, les colibacilloses et les salmonelloses chez la volaille. Aujourd’hui, la plus grande menace chez les petits ruminants reste la PPR. Une pression sanitaire variable Bien que l’ensemble du pays soit affecté par des maladies animales majeures, la pression sanitaire n’est pas homogène sur le territoire sénégalais. Un premier facteur de différenciation spatiale de la pression 15

des maladies est l’existence de biotopes très diversifiés. La vaste gamme de climats présente au Sénégal conditionne tour à tour le paysage et la végétation : on trouve des zones arides ou semi-arides avec une végétation steppique aussi bien que des zones humides de savane voire de forêts claires. Dans les zones à climat toujours humide, l’association de température et d’un taux d’hygrométrie élevés toute l’année favorise l’existence et la multiplication de nombreux vecteurs arthropodes : moustiques, culicidés, tiques, glossines. Que la majorité des maladies à transmission vectorielle se retrouve dans ces régions n’est donc pas surprenant. Certains de ces vecteurs sont, du reste, très inféodés à un biotope précis. Les glossines, par exemple, ne se retrouvent que dans les régions ou les précipitations annuelles sont supérieures à 600 mm avec des températures comprises entre 20° et 30°C et une végétation abondante qui les protège des radiations solaires. La pression sanitaire se différencie aussi sous l’influence du mode d’élevage. Ce dernier peut faire intervenir des degrés de promiscuité, de contact ou de brassage des animaux très divers, ce qui favorise ou non l’apparition et le développement de maladies transmissibles. Il semble qu’une conduite des animaux basée sur la transhumance favorise le maintien et la dispersion des maladies, en particulier celles à transmission directe comme la PPR.

Chapitre II : Généralités sur la Peste des Petits Ruminants II.1 Définition-Synonymie-Espèces affectées La peste des petits ruminants (PPR), appelée aussi peste des espèces ovine et caprine ou complexe stomato-pneumo-entéritique, ou encore stomatite du petit bétail et enfin « kata » (mot pidgin pour catarrhe) au Nigéria ; est une maladie décrite pour la première fois en 1942 par GARGADENNEC et LALANNE en Côte d’Ivoire. La PPR est une maladie infectieuse, virulente, inoculable et l’une des plus meurtrières affectant les chèvres, les moutons et les petits ruminants sauvages ; les caprins sont généralement plus sensibles que les ovins. Par ailleurs d’autres espèces animales telles que les dromadaires, les bovins et les buffles sont susceptibles au virus. Cependant, les bovidés ne montrent normalement pas de symptômes bien que des signes cliniques aient été observés chez les veaux après infection expérimentale (TAYLOR. 1984) ou naturelle (GOVINDARAJAN. 1997). II.2 Etiologie-Pathogénie II.2.1 Etiologie Cette maladie contagieuse est causée par un virus appelé virus de la peste des petits ruminants (VPPR). C’est un virus à ARN simple brin de polarité négative. Ce virus appartient à l’ordre Mononégavirales, à la famille Paramyxoviridae, à la sous-famille Paramyxovirinae et au genre morbillivirus. Il est apparenté au virus de la peste bovine (RPV pour Rinderpest Virus), à celui de la rougeole (MV pour Measles Virus), au virus de la maladie de Carré (CDV pour Canine Distemper Virus) et à celui de la maladie des phoques (PDV pour Phocine Distemper Virus) (figure 3). 17

Figure 3: Arbre phylogénétique des Morbillivirus (D’après DIALLO et al, 1994)

La caractérisation génétique des souches du virus a permis de les classer à ce jour en quatre groupes ou lignées : une en Asie et les trois autres en Afrique (Afrique de l’Ouest, Afrique de l’Ouest et Centrale, Afrique de l’Est). On trouve au Proche-Orient le groupe Asie et l'un des trois groupes d'Afrique, à savoir celui de l'Afrique de l'Est. Mais cette classification des souches de la PPR n'est pas aussi claire que celle du virus de la peste bovine.

II.2.1.1 Morphologie et structure Au microscope électronique, le virus de la PPR est morphologiquement semblable aux virus du genre morbillivirus. Il apparaît comme une entité grossièrement sphérique et pléomorphique (de forme variable). Plus grand que le virus bovipestique dont la taille est 300 nm, le virus PPR a

un diamètre qui varie de 150 à 700 nanomètres, avec une majorité de particules entre 400 et 500 nanomètres. Le VPPR est constitué comme tous les Paramyxoviridae : - d’une enveloppe lipoprotéique externe présentant de multiples projections - d’une nucléocapside interne pelotonnée et filamenteuse à symétrie hélicoïdale contenant le génome associé à trois protéines N, P et L formant la ribonucléoprotéine (MINET et al. 2009). Le génome du VPPR est constitué d’un ARN monocaténaire négatif non segmenté de 15 948 nucléotides divisé en six régions (figure 4) codant pour

six

protéines

structure :

nucléoprotéine

(N),

phosphoprotéine (P), la protéine de matrice (M), la protéine de fusion (F), l’hémagglutinine (H) et l’ARN polymérase/ARN dépendante (L). A cela s’ajoute deux protéines non structurales V et C retrouvées uniquement dans les cellules infectées et dont la synthèse est dirigée par le gène de la protéine P (MINET et al.2009).

Figure 4: Structure du VPPR (source KEITA et al.2008)

II.2.1.2 Propriétés physico-chimiques Le virus de la PPR, comme tous les autres virus de la famille des Paramyxoviridae est sensible à la chaleur ; mais résiste sur de longues périodes dans les tissus réfrigérés ou congelés (OIE, 2002). En effet, à -70°C le virus est parfaitement conservé. On le retrouve dans les nœuds lymphatiques de carcasses de chèvres infectées expérimentalement et conservées pendant 8 jours à +4°C. Le virus est stable à des pH compris entre 4 et 10 (OIE, 2002), mais est inactivé à un pH égal à 3 à température ordinaire (TOGBE, 1984). De plus, le virus est non seulement sensible à certains agents chimiques tels que l’alcool, l’éther et les détergents, mais aussi à des désinfectants tels que le phénol et l’hydroxyde de sodium à 2 % (OIE, 2002). Il est inactivé en 4 jours par les rayons ultraviolets et donc sensible à l’ensoleillement. Ainsi, dans les régions chaudes et ensoleillées, le virus ne persiste pas longtemps dans le milieu extérieur (DIALLO, 2010).

II.2.1.3.Caractères culturaux La production du virus de la PPR peut s'effectuer soit in vitro, soit in vivo. Cependant la culture in ovo n'est pas développée. II.2.1.3.1.Culture in vitro Les premiers essais de culture du virus PPR sur tapis cellulaire sont réalisés par GILBERT et MONNIER (1962). Ils ont été repris par LAURENT (1968) sur le thème "aspects biologiques de la multiplication du virus PPR sur culture cellulaire". Les cultures peuvent s'effectuer sur cellules : • MDKBC (cellules de rein de bovin adulte de Madin et Darby) ; 20

• MS (lignée continue de cellules rénales de singe adulte) ; • BHK21 (cellules rénales de jeunes hamsters) ; •VERO (cellules rénales de singe vert)

Le virus PPR provoque un effet cytopathogène (ECP) caractérisé par la formation de cellules multinucléées (syncitiums) et des inclusions cellulaires. L'ECP apparaît entre les 6ième et 15ième jours selon le mode d'inoculation et la nature de l'inoculum. II.2.1.3.2. Culture in vivo La reproduction expérimentale de la maladie est liée à la sensibilité de l’animal ; cette sensibilité est fonction de l’espèce et de la race. Il est préférable d’utiliser des caprins, dont la sensibilité est plus accrue. Cependant l’inoculation peut se faire aussi à des moutons. Le produit virulent contenant le virus PPR inoculé à des petits ruminants provoque en fonction du degré de sensibilité des sujets, des formes cliniques variables de la PPR ; l'inoculation se faisant par voie souscutanée, intraveineuse ou nasale. D'après MORNET et al. (1956), les bovins éprouvés par le virus PPR font une simple poussée thermique. II.2.1.4.Pouvoir pathogène Le spectre d'infection naturelle du virus PPR est très restreint. Il concerne surtout les caprins et accessoirement les ovins. Il en est de même dans les reproductions expérimentales. Ces petits ruminants sont aussi sensibles au virus bovipestique qui est apparenté au virus de la PPR.

Ce pouvoir pathogène présente quelques différences à cause des variations de sensibilité selon les races, l'âge et surtout les conditions climatiques et d'entretien des animaux (LEFEVRE et DIALLO, 1990). En effet, dans les zones infectées, on constate que le virus est très pathogène pour les caprins. Il provoque chez la chèvre une infection aiguë, le plus souvent mortelle. Il est moins pathogène pour les ovins. Il se révèle spontanément atténué pour les bovins. Il détermine chez ces derniers une infection bénigne. L’infection des bovins est liée au contact avec les chèvres malades. Les bovins ainsi infectés font une hyperthermie passagère et une conversion sérologique pouvant traduire une multiplication virale de courte durée. Dans l'organisme infecté, le virus a un tropisme pour les cellules lymphoïdes et les cellules épithéliales notamment les tractus respiratoire et digestif. Le pouvoir pathogène est mis en évidence par l'effet cytopathogène sur cultures cellulaires ou par inoculation aux animaux sensibles. Il peut être modifié dans le sens d'une atténuation par passage en série sur cultures cellulaires (GILBERT et MONNIER, 1962), ce qui a permis de développer le vaccin homologue contre la PPR actuellement utilisé au Sénégal et dans la plupart des pays africains (DIALLO et al, 1989). II.2.1.5.Pouvoir antigène et immunogène Le virus possède un bon pouvoir antigénique et immunogénique. Il est antigéniquement stable et ne possède pas de sérotypes. En effet, toutes les souches isolées ont les mêmes propriétés antigéniques telles que la relation antigénique étroite avec le virus bovipestique. L’infection naturelle ou expérimentale, par le virus PPR, fait apparaître dans l'organisme, des anticorps neutralisants, fixant le complément et précipitant en milieu gélifié. 22

Les anticorps neutralisants, décelables par la séroneutralisation, sont les supports de l'immunité humorale (LEFEVRE et DIALLO, 1990). S’agissant du pouvoir immunogène, il existe une immunité en matière de Peste des Petits Ruminants puisque les animaux qui survivent à l’épidémie ne refont plus la maladie. Cette immunité dure toute la vie de l’animal. II.2.1.6. Relation antigénique entre le virus de la Peste des Petits Ruminants et celui de la Peste Bovine Le virus de la PPR possède une communauté antigénique étroite avec les autres Morbillivirus notamment le virus de la peste bovine. C’est grâce à MORNET et al. (1956) qu’on a pu mettre en évidence les relations antigéniques existant entre le virus de la PPR et celui de la Peste Bovine par séroneutralisation croisée sur culture cellulaire. L’auteur utilise un virus de titre constant, à pouvoir pathogène conservé, contre un sérum variable. Il remarque que les sérums anti-bovipestique et anti peste des petits ruminants neutralisent les virus de la PPR et de la Peste Bovine dans les mêmes conditions. Cette étroite parenté antigénique a permis à BOURDIN, LAURENT, et RIOCHE (1970) de proposer la vaccination des caprins du Bénin (ex Dahomey) contre la PPR à l’aide d’un virus bovipestique préparé sur culture cellulaire. II.2.1.7. Relation immunogénique entre le virus de la Peste des Petits Ruminants et celui de la Peste Bovine Le virus PPR possède une unicité immunogénique et une communauté immunogénique avec le virus bovipestique. En effet, des expériences ont montré qu'il existe une protection mutuelle entre le virus de la PPR et le virus de la peste bovine. 23

Les travaux de HAMDY et al. (1975) ont montré que les chèvres immunisées contre la PPR ou la Peste bovine ont développé des anticorps fixant le complément contre le virus homologue et hétérologue et qu'elles résistaient à l'épreuve aux deux virus virulents. Par ailleurs, les bovins immunisés à l'aide du virus PPR ont résisté au virus de la peste bovine. Il s'agit donc d'une immunité humorale croisée réciproque entre la PPR et la peste bovine. II.2.2.Pathogénie Comme tous les Morbillivirus, le VPPR a un tropisme naturel pour les cellules immunitaires (virus lymphotrope). Tous les lymphocytes, les macrophages et les cellules réticulaires peuvent être des cibles cellulaires de la multiplication virale. L’infection débute avec la reconnaissance par l’hémagglutinine virale H d’une protéine cellulaire réceptrice spécifique. Elle est connue sous l’acronyme de SLAM (Signalling Lymphocyte Activation Molécule) ou CD150. Elle est exprimée à la surface des cellules lymphoïdes des tissus lymphatiques. Une fois la liaison H-SLAM établie, la deuxième protéine virale externe F modifie sa conformation et engage la fusion entre l’enveloppe virale et la membrane cellulaire. La nucléocapside est libérée dans le cytoplasme de la cellule où va se dérouler le cycle infectieux en deux étapes : la transcription et la réplication. L’infection engendre chez l’animal infecté une leucopénie à l’origine d’une diminution des défenses immunitaires de l’hôte favorisant l’apparition d’infections secondaires bactériennes et parasitaires. L’affinité du virus pour les lymphocytes des petits ruminants est supérieure à celle des bovins (ROSSITER et WARDLEY, 1985) ce qui est à l’origine d’une différence de sensibilité selon l’espèce. 24

On pourrait également penser que le VPPR a aussi un tropisme pour les cellules

épithéliales

(virus

épithéliotrope),

car

récemment

des

scientifiques ont identifié une protéine dénommée Nectin-4(sert de récepteur épithélial pour les Morbillivirus de la rougeole et de la maladie de Carré) sur les cellules épithéliales des voies respiratoires supérieures chez les ovins. Ce tropisme pourrait être

responsable des lésions

tissulaires du nez, de la cavité buccale et de la trachée mais aussi des lésions épithéliales à l’origine de diarrhée, jetage et larmoiement chez les animaux infectés. II.3 Epidémiologie II.3.1 Epidémiologie analytique II.3.1.1 Source de virus Les animaux infectés excrètent le virus par les larmes, les sécrétions nasales, les expectorations et les matières fécales. L’eau, les auges et les litières peuvent également être contaminées par des sécrétions et devenir des sources d’infection additionnelles. Un animal, en phase d’incubation de la maladie, peut excréter le virus, au moins deux jours avant le début de l’hyperthermie (Bodjo, communication personnelle) et pendant environ sept jours après le début de la maladie (ABEGUNDE & ADU, 1977). Le fait qu’un animal en phase d’incubation puisse être une source importante d’infection pour d’autres animaux explique que la maladie puisse se répandre de façon inaperçue sur de grandes distances, à la faveur des attroupements tels que les marchés de bestiaux.

II.3.1.2 Réceptivité des animaux La réceptivité des animaux est liée à des facteurs dits intrinsèques et à des facteurs dits extrinsèques. II.3.1.2.1 Facteurs intrinsèques Il s’agit des causes prédisposantes à la maladie. La PPR apparaît particulièrement sur les caprins et à un moindre degré, sur les ovins. Il faut aussi noter que les ovins et les caprins de race guinéenne sont plus sensibles que ceux de race sahélienne (PROVOST, 1988). Les caprins de race lagunaire sont plus sensibles que les ovins de la même race. Par ailleurs, les bovins et grands artiodactyles sauvages en contact avec les petits ruminants ne sont pas cliniquement atteints. Sur le plan de l’âge ; les jeunes de 2 à 18 mois offrent une réceptivité plus grande que les adultes. En effet, ceux-ci ne bénéficient plus de l'immunité maternelle. De plus, leur système immunitaire n'est pas encore assez mature pour répondre convenablement à la vaccination ; tandis qu’il existe une immunité chez les jeunes à la mamelle due aux anticorps colostraux et une immunité occulte chez les adultes. Cependant par rapport au sexe, on ne note aucune influence sur la réceptivité. Il est bien de noter que dans un milieu neuf indemne de PPR, tous les animaux sont sensibles au même titre sans distinction d'âge, d'espèce ni de race. Il est à signaler qu'un animal en bon état de santé, autrement dit présentant tous les moyens pour se défendre sera moins réceptif qu’un autre animal présentant déjà un mauvais état général.

La maladie est très contagieuse. Son expansion est rapide dans un troupeau. La morbidité peut atteindre jusqu’à 100% et la mortalité variable de 20 à 80%. II.3.1.2.2 Facteurs extrinsèques Il s’agit des causes favorisantes de la maladie. Parmi ceux-ci on peut noter les facteurs saisonniers et les modes d’élevage. Le caractère de saisonnalité de la PPR est caractérisé par les facteurs climatiques qui vont favoriser la survie du virus dans le milieu extérieur et/ou fragiliser le niveau de résistance des animaux. L’incidence de la maladie augmente au cours de la saison froide et de la saison des pluies. En effet, avec l’arrivée de la saison fraîche ou de la saison des pluies, les conditions de température et d’humidité sont favorables au virus et augmentent son temps de survie. Ainsi, les animaux qui viennent de traverser une longue période de sécheresse, donc amaigris et affaiblis, avec leurs défenses immunitaires amoindries sont plus vulnérables à la maladie. Ceci démontre le rôle marquant du froid et de l'humidité dans l'éclosion ou l’accentuation de la maladie. Outre les facteurs saisonniers, le mode d’élevage influence aussi la réceptivité des animaux. Par exemple, l’Afrique tropicale connaît un mode d’élevage traditionnel avec le nomadisme et la transhumance. Dès lors, du fait des manques d’eau et de pâturage, on assiste à des migrations saisonnières des troupeaux en fonction des ressources fourragères disponibles et des lieux d’abreuvement. Ces migrations favorisent la diffusion de la maladie vers des régions encore indemnes. En effet, la mobilité par nomadisme ou transhumance favorise des contacts fréquents et répétés entre des animaux au statut sanitaire inconnu, par le partage des points d’eau et des pâturages. Ainsi, lorsque les itinéraires de déplacement des troupeaux sont modifiés pour éviter 27

des zones de sécheresse, le risque d’une dissémination du virus est augmenté. Une étude publiée dans la revue Emerging Infectious Diseases en février 2014, montre l’impact des mouvements des troupeaux sur la diffusion de la maladie (gradient croissant de séroprévalence du nord vers le sud de la Mauritanie). II.3.1.3 Mode de transmission La maladie se propage préférentiellement par un contact direct entre des animaux sensibles et des animaux malades, notamment par inhalation de fines gouttelettes libérées dans l’air par la toux et les éternuements des animaux infectés. Néanmoins, le virus ne survit pas longtemps à l’extérieur de l’organisme d’un animal hôte. En raison de la faible résistance du virus dans le milieu extérieur, les transmissions indirectes ou à distance par des vecteurs animés ou inanimés sont peu probables. Mais il peut quand même se propager lors du déplacement d’animaux infectés. Par ailleurs, il n’existe pas de porteurs sains de virus, car les animaux atteints succombent ou guérissent en développant une immunité durable. Il faut noter aussi que la voie de pénétration est naso-pharyngienne, mais expérimentalement la maladie peut être reproduite par voie souscutanée, intraveineuse et respiratoire. II.3.2 Epidémiologie synthétique II.3.2.1 Evolution dans le temps et l’espace  Evolution dans le temps La PPR évolue le plus souvent sous forme de foyers épisodiques avec, certaines années, des flambées épizootiques suivies d'une période d'accalmie de 5 à 6 ans (HILL, 1983). Dans les régions sahéliennes, 28

notamment au Sénégal, la maladie sévissait à l'état sporadique avec de faibles poussées de recrudescence jusqu'en 1970, puis, au cours de la saison des pluies de 1974, explose une épizootie (BOURDIN et DOUTRE, 1976). Depuis cette date, on note l'extension de la maladie. Tous les auteurs s'accordent à dire que la PPR peut apparaître à tout moment, mais les foyers sont plus nombreux en saison des pluies en particulier au début, et par temps froids (BOURDIN et DOUTRE, 1976) ; (BOURDIN, 1980) ; (MATHEW, 1980); (EZEOKOLI et al, 1986). Toutefois au Nigéria, de novembre 1978 à janvier 1980, OPASINA (1989) a décrit quatre épizooties de PPR, toute en saison sèche. La PPR revêt donc un caractère saisonnier très important.  Evolution dans l'espace La maladie sévit sous forme de flambée meurtrière à cause de la possibilité de contamination directe par contact entre animaux malades et animaux sains. L'extension de la maladie d'un foyer à un autre peut se faire par l'intermédiaire de l'homme. Au Sénégal, les épizooties éclatent au nord et au Centre du pays pendant la saison sèche à la faveur des mouvements de transhumance vers les zones agricoles où la maladie existe à l'état enzootique (BOURDIN et DOUTRE, 1976) ; (BOURDIN, 1973). La fréquence des foyers et leur nombre sont plus importants dans les régions où abondent les chèvres naines et moins importants dans les régions de chèvres sahéliennes et de moutons. Enfin, à l'heure actuelle, la PPR a débordé son aire géographique grâce au commerce international des animaux. II.3.2.2 Chronologie des déclarations Les figures 5, 6 et 7 matérialisent la distribution spatio-temporelle et situation actuelle de la PPR dans le monde.

Figure 5: Chronologie des dĂŠclarations de PPR dans le monde (source LIBEAU).

Figure 6: Apparition de foyers de PPR entre 2007 et 2014. Source : OIE WAHIS et FAO EMPRES-i

Figure 7: Cartographie de la situation actuelle de la PPR dans le monde Source : Première feuille de route de la PPR en Afrique de l’Ouest : 911 mai 2016 (rencontre sur la PPR à Dakar) -De 1942 à 1972, la PPR est une maladie de l’Afrique de l’Ouest. Jusqu’aux années 1970, elle n’est recensée que dans les pays côtiers de l’Afrique de l’Ouest : au Bénin, au Sénégal, au Togo, au Nigeria et au Ghana. -Entre 1980 et le début des années 1990, elle déborde du continent africain vers la péninsule Arabique (Oman en 1983, Arabie saoudite en 1988, Koweit et Emirats Arabes Unis 1991) et le Moyen-Orient (Liban 1986, Jordanie 1989, Israël 1993, Iran et Irak 1994). Elle atteint l’Asie du Sud où elle est diagnostiquée en Inde en 1987. Elle devient une panzootie. -La première identification de la maladie en Asie s’est effectuée en 1987. -L’année 2001 correspond à une extension de la maladie en Afrique et en Asie.

-Depuis 2005, des foyers sont déclarés dans des pays d’Asie centrale, en République populaire de Chine (2007) et au sud de l’Equateur en ce qui concerne l’Afrique. - L’épizootie du Maroc de 2008 vient cependant élargir la zone de répartition de la PPR jusqu’à la Méditerranée. - Plus de 65 pays ont notifié des foyers de PPR à l’OIE en fin 2011. - En 2012, elle est identifiée pour la première fois en Angola et dans l’océan Indien aux Comores élevant le risque d’incursion du virus vers les pays proches, Mozambique, Malawi, Madagascar, et vers les pays des grandes réserves animalières de l’Afrique australe où petits ruminants domestiques et sauvages se côtoient. Depuis ces dernières années, les facteurs clés de la rapidité de progression géographique de la maladie sont liés à l’accroissement de l’effectif mondial des petits ruminants, aux mouvements migratoires des populations humaines et à la mobilité des animaux pour des raisons d’élevage ou de commerce. II.4.Diagnostic de la Peste des Petits Ruminants II.4.1.Diagnostic clinique Une suspicion de PPR repose sur l’association de plusieurs signes cliniques, en particulier face à l’apparition d’une fièvre brutale, de sécrétions nasales, et d’une diarrhée chez les ovins et les caprins, les bovins n’étant pas affectés. Mais ces éléments restent insuffisants pour établir le diagnostic car ils ne sont pas spécifiques de la PPR. On les trouve dans d’autres pathologies des petits ruminants, présentes dans les zones endémiques de PPR, notamment la fièvre aphteuse, la fièvre catarrhale du mouton, la peste bovine, l’ecthyma contagieux et la pleuropneumonie contagieuse caprine (tableau II). 32

Tableau II: Diagnostic différentiel de la PPR. Symptômes

PPR

PPCC

FVR

Hyperthermie +

Lésions

Diarrhée

Jetage

Larmoiement +

Avortement

Boiterie

buccales

PPR : Peste des petits ruminants, EC : Ecthyma contagieux, PPCC : Pleuropneumonie contagieuse caprine, P : Pasteurellose, FA : Fièvre aphteuse, FC : Fièvre catarrhale, FVR : Fièvre de la vallée du rift. + : présence de signe, - : absence de signe.

Compte tenu des éléments cliniques non discriminatoires, la confirmation biologique est nécessaire (EL ARBI, 2012). II.4.2.Diagnostic de laboratoire Afin de différencier la PPR d'autres maladies aiguës présentant des signes cliniques plus ou moins comparables, il est nécessaire d'effectuer des tests de laboratoire. Ces tests ont pour but de détecter la présence de l’antigène ou du génome (virus) ou les anticorps (témoins de l’infection) Le diagnostic expérimental comprend des méthodes virologiques directes et indirectes.

 Méthodes directes Parmi les méthodes virologiques directes (détection d’antigènes ou d’ADN viraux), on peut noter : -immunodiffusion en gélose (IDG) qui consiste à creuser, sur une gélose, des puits dans lesquels, on dépose un broyat de ganglions ou de rate prélevés sur un animal mort depuis peu, ou mieux sacrifié pendant la phase agonique, et un sérum hyper immun précipitant obtenu sur un lapin. Il se forme une zone de précipitation si le broyat contient de l’antigène PPR (JACOTOT et MORNET 1967). C’est une méthode qui présente les avantages d’être simple de réalisation, peu chère et rapide (résultats en 24 à 48h) et donc très utile comme test préliminaire mais malheureusement de sensibilité moyenne et ne permettant pas de différencier les VPPR et VBP. Ce test est par conséquent de moins en moins utilisé. -isolement et identification du virus se fait à partir du sang hépariné ou du mucus nasal (sur écouvillons) maintenu dans la glace fondante. Des ganglions prélevés sur animal sacrifié sont également utilisés. D'après BOURDIN et LAURENT (1972), l'isolement à partir du mucus nasal est inconstant et doit pour réussir, comprendre plusieurs prélèvements. Les ganglions sont broyés après addition d'antibiotique suivie d'un cycle de congélation, décongélation et centrifugation. Le sang est quant à lui centrifugé, la fraction leucocytaire récoltée, est lavée. Le broyat de ganglion centrifugé et la fraction leucocytaire sont utilisés pour infecter les cellules de rein d'embryon de mouton. La détection du virus se traduit par un effet cytopathogène (ECP) dont la lecture se fait à partir du quatrième jour après l'inoculation puis tous les jours pendant dix jours (JACOTOT et MORNET, 1967).

L'isolement et l'identification du virus permet de mettre en évidence le virus de la PPR sur les cellules en culture in vitro. Cette méthode est très utile, car elle permet la multiplication du virus qui pourra être soumis à d'autres tests d'identification. Si les conditions le permettent, l'isolement de virus est la technique de diagnostic qu'il faut choisir, car elle permet de constituer une banque de souches qui pourra se révéler utile par la suite. -RT-PCR est une technique de diagnostic en biologie moléculaire. Elle est basée sur la répétition de réplications in vitro des séquences d’ADN à partir d'amorces spécifiques. Cette technique, mise au point par MULLIS est certainement celle qui a connu le développement le plus spectaculaire et le plus grand dans l'histoire de la biologie moléculaire (KAPLAN et DELPECH, 1993). La technique de RT-PCR est fréquemment utilisée dans les centres de références car bien qu’elle nécessite des équipements et du personnel spécialisés et un investissement non négligeable, elle présente de nombreux avantages comme par exemple sa rapidité (résultats en 5 heures), sa précision, une grande sensibilité et spécificité. Par ailleurs, en associant les résultats de ce test à ceux du séquençage de l'ADN viral, on obtient des informations sur la diversité génétique du virus qui sont très utiles dans les études épidémiologiques.  Méthodes indirectes Les méthodes virologiques indirectes permettent de mettre en évidence les anticorps témoins de l'infection à partir d'un sérum suspect. On peut noter : -test de neutralisation virale ou VNT, Il s'adresse aux animaux convalescents et aux animaux vaccinés. Il s'applique également aux sujets chez qui l'infection évolue sous une forme frustre ou inapparente. Ce diagnostic n'est intéressant que pour les enquêtes épidémiologiques. 35

C’est un test sensible et spécifique, utilisé lors d’échanges internationaux d’animaux. Il possède néanmoins des contraintes non négligeables : chronophage

(résultats

sous

deux

semaines),

nécessité

prélèvements et de manipulations stériles et doit être complété par un test de neutralisation croisée (VNT comparative) avec le RPV pour le diagnostic différentiel. -L'ELISA

est

une

technique

immuno-enzymatique

utilisant

des

substances chromogènes. La réaction enzyme substrat donne des dérivés colorés solubles en fonction de la concentration en anticorps des sérums à tester (MOROU, 1999). Le test ELISA est reconnu pour la rapidité et la fiabilité de ses résultats, adapté aux situations d’urgence mais son usage est limité car il exige un personnel qualifié et des réactifs coûteux. L’ELISA de compétition est reconnue pour sa spécificité, ce qui est important dans le dépistage d’anticorps croisés. Elle est fondée sur l’utilisation d’anticorps monoclonaux anti nucléoprotéine (N) (Libeau et al. 1995 ; COUACY-HYMANN, 2007) ou anti hémagglutinine (H) (ANDERSON et McKay. 1994) associée ou non à l’utilisation d’antigène purifiés exprimés par des vecteurs génétiques comme les baculovirus (LIBEAU et al. 1995). Plus sensible et beaucoup plus rapide que la séroneutralisation (quelques heures), ce test a, de plus, les avantages de permettre la distinction VPPR / VBP, de réaliser le testage d’un grand nombre de sérums en peu de temps, de ne pas exiger le respect strict de la stérilité dans les manipulations tout en ayant une bonne corrélation avec le VNT

Chapitre III : Méthodes de lutte et Moyens mis en œuvre au Sénégal III.1.Méthodes générales de lutte La prophylaxie est l’ensemble des moyens, méthodes et systèmes mis en œuvre pour prévenir la naissance des maladies infectieuses, limiter ou arrêter leur extension, renforcer les capacités de défense des organismes sensibles. Il existe deux types de mesures prophylactiques : les mesures de prophylaxie sanitaire et les mesures de prophylaxie médicale qui constituent la base de la lutte contre la PPR. III.1.1.Prophylaxie sanitaire III.1.1.1.Les mesures défensives En milieu indemne, on appliquera des mesures de prophylaxie défensive pour empêcher l’entrée du germe. Il s’agira de faire un contrôle sanitaire systématique, d’interdire la pénétration d’animaux provenant des pays ou des zones où la PPR sévit, de mettre en quarantaine les animaux importés, d’appliquer les bonnes pratiques d’hygiène dans les élevages. II.1.1.2.Les mesures offensives En milieu infecté, on appliquera des mesures de prophylaxie offensive. Il s’agira d’éradiquer la maladie à travers l’abattage des animaux malades et des animaux contaminés, d’assurer la destruction des cadavres ainsi que la désinfection des parcs, enclos et véhicules qui ont contenu les malades et les contaminés ; ensuite d’interdire les mouvements des animaux pour limiter les foyers. Il faut signaler que la prophylaxie sanitaire est difficile à réaliser.

III.1.2.Prophylaxie médicale Elle consiste en l’utilisation de vaccin (immunisation active) et/ou sérums (immunisation passive). Pour ce qui concerne l’immunisation active, de nombreux vaccins étaient disponibles pour prévenir la PPR. Il n'y a pas si longtemps, la vaccination contre la PPR était faite avec un vaccin antipeste bovine qui était préparé sur des cultures cellulaires. Mais l'utilisation de ce dernier pour protéger les petits ruminants contre la PPR est maintenant contreindiquée car il produit des anticorps antipeste bovine qui peuvent compromettre les résultats de la sérosurveillance, et donc le Programme mondial d'éradication de la peste bovine (GREP). En 1989, un vaccin homologue PPR a été conçu et la souche de ce vaccin peut être demandée au Pan African Veterinary Vaccine Center (PANVAC) (Debre Zeit, Éthiopie) pour l'Afrique, et au Centre de coopération

internationale

recherche

agronomique

pour

développement - Département élevage et médecine vétérinaire des pays tropicaux (CIRAD-EMVT, France), pour le reste du monde. Ce vaccin, actuellement disponible dans le commerce, peut être utilisé dans la lutte contre la PPR puisqu'il peut protéger les petits ruminants pendant trois ans. En 26 ans, il a prouvé son innocuité, son efficacité indépendamment des lignées virales et son faible coût de production à large échelle. La campagne de vaccination de masse menée en 2008 pour endiguer l’épizootie de PPR au Maroc en est l’illustration : 25 millions de doses de vaccins ont été produites en quelques semaines par le laboratoire marocain Biopharma à partir de la souche mère Nigeria 75/1 fournie par le CIRAD, et plus de 20 millions de moutons ont été vaccinés avec succès.

Concernant l’immunisation passive, il faut noter que le sérum provenant d’un animal guéri de la PPR protège de l’infection pestique les animaux auxquels il est injecté à des doses suffisantes. Cela est la base de la séroprévention et de l’hémoprévention lorsque la peste menace des animaux non vaccinés. On recommande 30 à 100 ml de sérum par animal. La protection conférée est courte ; elle dure au plus 15 à 21 jours. III.2.Mise en œuvre au Sénégal La PPR sévit de manière épisodique au Sénégal qui est un pays sahélien. Cette maladie apparait souvent durant la saison fraîche en zone arachidière. A cette période, la diminution de la température nocturne et le mouvement des troupeaux des zones d’élevage vers les régions agricoles favorisent son extension. Dans les pays de type sahélien la maladie est, sauf dans de très rares exceptions, en général observée chez des caprins sahéliens. III.2.1.Les foyers de PPR déclarés après l’arrêt de la vaccination de la Peste bovine A titre d’exemple, nous pouvons dire qu’ :  en 2006, cinq (05) foyers de peste des petits ruminants ont été enregistrés occasionnant 84 malades et 44 morts sur un effectif

sensible

427

petits ruminants. Les départements

touchés étaient Kaffrine, Tambacounda, Linguère et Bignona.  en 2007, sept (7) foyers de peste des petits ruminants ont été signalés au niveau des Services vétérinaires. Au total, 314 malades et 183 morts sur un effectif sensible de 2182 animaux ont été enregistrés au niveau des départements de Linguère, Nioro, Foundiougne, Fatick, Dagana, Bignona et Oussouye. 39

 en 2009, 25 foyers de peste des petits ruminants ont été déclarés par les Services vétérinaires. Sur un effectif de 7019 têtes, 567 malades et 236 morts ont été déclarés dans les départements de Gossas, Kébémer, Kaolack, Tambacounda, Kolda, Linguère, Kaffrine, Fatick, Foundiougne, Louga et Kédougou. Il faut signaler que le rapportage des foyers de peste des petits ruminants n’est pas exhaustif du fait du caractère enzootique de la maladie et de la faiblesse des moyens des Services vétérinaires par rapport à la collecte et au traitement des données zoosanitaires. D’autre part, contrairement au bovin qui a une valeur économique plus importante aux yeux des éleveurs, le petit ruminant est souvent considéré comme une espèce « mineure » dont l’élevage constitue une tirelire. Le tableau III et la figure 8 indiquent respectivement la distribution des foyers de peste des petits ruminants et l’évolution des fréquences des foyers PPR de 2005 à 2015. Tableau III : Distribution des foyers de peste des petits ruminants de 2005 à 2015 au Sénégal Années Foyers Sensibles Malades Morts 2005 09 2031 229 171 2006 05 427 84 44 2007 07 2182 314 183 2008 28 889 564 2009 25 7019 567 236 2010 06 1210 110 79 2011 09 1261 185 89 2012 05 378 175 42 2013 09 1215 309 181 2014 04 3928 61 20 2015 03 161 68 44 Source : OIE/rapport annuel de santé animale (Sénégal)

Prévalence 11,28 19,67 14,39 8,08 9,09 14,67 46,30 25,43 1,55 42,24

Figure 8: Evolution des fréquences des foyers PPR de 2005 à 2015(Seck, 2016) Le tableau III et la figure 8 ont permis de faire ressortir les années les plus productives en termes de foyers observés. Nous remarquons que de 2005 à 2015, les années 2008 et 2009 comptabilisent le plus grand nombre de foyers. Et que les années 2014 et 2015 constituent les années les moins productives. La PPR évolue de manière saisonnière et intermittente. Cependant depuis cinq ans on note une tendance à la baisse avec les campagnes de vaccination ciblant un plus grand nombre d’animaux chaque année (voir figure 8). Les régions les plus concernées par la PPR au Sénégal durant les années 2008 et 2009 sont représentées dans les figures 9 et 10. Fatick, Kaolack, Louga, Tambacounda, et Ziguinchor sont les départements qui ont été les plus touchés par la maladie.

Figure 9: Carte des foyers de PPR en 2008 par département au Sénégal (Salami, 2010)

Figure 10: Carte de Foyers de PPR en 2009 par département au Sénégal (Salami, 2010)

III.2.2. Les mesures prophylactiques Aucun traitement antibiotique des animaux atteints de la PPR n’est efficace. C’est pourquoi en matière de lutte, le Ministère de l’Elevage et des Productions Animales par le biais de la division de la protection zoosanitaire de la DSV a opté pour la vaccination afin de barrer la route à l’extension de la maladie. Le vaccin homologue ‘’PPRH’’ utilisé est produit par ISRA-Productions. La souche d'origine du vaccin homologue anti PPR est le virus PPR 75/1 isolé au Nigeria en 1975. Le vaccin homologue anti PPR, produit pour la première fois au LNERV-ISRA et capable de protéger les petits ruminants pendant trois ans, doit être utilisé à la place du vaccin hétérologue anti PB dans les campagnes de vaccination contre la PPR au Sénégal. Cependant, les contraintes qui entravent le bon déroulement des campagnes de vaccination sont pour la plupart récurrentes et concernent : - les difficultés dans l’approvisionnement en vaccins ; - le déficit en parcs à vaccination ; - le dénominateur non fiable pour la détermination des taux de couverture ; - le déficit en personnel ; - l’organisation et la sensibilisation des acteurs sur le terrain ; - la supervision des vaccinations au niveau du terrain ; - les refus de vaccination et l’automédication ; - le problème de la chaîne de froid pour les Postes vétérinaires non électrifiés ; - difficulté pour le contrôle des flux de transhumance internes et régionaux.

Les données regroupées dans le tableau IV et les figures 11 et 12 indiquent les différentes campagnes de vaccination menées par les autorités de l’élevage sur l’étendue du territoire national. Ces données nous permettent d’avoir une idée sur la situation vaccinale des petits ruminants au Sénégal.

Figure 11: Evolution des effectifs vaccinés et du taux de couverture vaccinale de 2003 à 2015 Source : Division de la protection zoosanitaire du Sénégal

Tableau IV : Vaccination contre la peste des petits ruminants de 20142015 Régions

Effectifs

Objectifs de Vétérinaires

Service

estimés

vaccination

privés

public

(têtes) (1)

(têtes)

mandataires

Total(3)

(2=1*50%) Dakar

212541

106271

135394

13415

148809

140,03

70,01

Thiès

468933

234467

70969

25525

96494

41,15

20,58

Diourbel

479419

239710

89934

27644

102869

42,91

21,46

Kaolack

1579403

789702

57219

27155

84374

10,68

5,34

Kaffrine

308235

154118

133118

86,37

43,19

Fatick

731264

365632

41154

44746

85900

23,49

11,75

Tambacounda

2427928

1213964

254055

20,93

10,46

Kédougou

32635

16318

10384

63,64

31,82

Kolda

452878

226439

17803

77442

95245

42,06

21,03

Sédhiou

306663

153332

59613

38,88

19,44

Ziguinchor

332650

166325

58020

34,88

17,44

Louga

2086607

1043304

510934

235967

746901

71,59

35,80

Saint-louis

712032

356016

171295

96837

268132

75,31

37,66

Matam

793995

396998

219139

181496

400635

100,92

50,46

Sénégal

10925183

5462592

1446359

1098190

2544549

46,58

23,29

Source : Division de la protection zoosanitaire du Sénégal

A : Taux de réalisation (%) (4=3/2)

B : Taux de couverture vaccinale (%) (5=3/1) Au total, 2 544 549 têtes de petits ruminants ont été vaccinées en 20142015. 46

Ce résultat correspond à un taux de réalisation de 46,58% sur la base des ressources financières allouées et un taux de couverture vaccinale de 23,29%. 800000

746901

700000 600000

148809

500000 400635 400000

102869 254055

300000 200000 96494 100000

133118 85900 84374

58020

268132

Série1

95245 59613 10384

Figure 12 : Effectifs vaccinés au niveau régional de 2014-2015 Source : Division de la protection zoosanitaire du Sénégal La figure 12 compare les effectifs vaccinés contre la peste des petits ruminants entre les différentes régions. Compte tenu de cette comparaison, nous avons remarqué que la région de Louga détient le record avec 746 901 petits ruminants vaccinés et que la région de Kédougou a le plus faible effectif avec 10 384 petits ruminants vaccinés. Outre la vaccination, il y’a un dispositif de mise en surveillance qui a été mis en place comme le matérialise la figure 13.

Figure 13: Description de la surveillance de la PPR (Seck, 2016) Selon TOMA et al. (2001), la lutte contre une maladie, quelle qu'elle soit, sévissant dans n'importe quelle population (humaine, végétale ou animale), exige pour être efficace, une bonne connaissance de sa fréquence et de sa distribution géographique. Toute décision dans le domaine de la santé d'une population implique donc de disposer d'information d'épidémiologie descriptive. Les informations nécessaires à la connaissance de la situation épidémiologique d'une maladie ou encore sur ce qui se passe en temps réel sur le terrain, surtout pour une maladie à grand pouvoir de diffusion, supposent la permanence du système de surveillance. Ces informations peuvent être fournies par des enquêtes descriptives. La surveillance épidémiologique appelée aussi épidémiosurveillance est la méthode qui répond le mieux à ce besoin de connaissance régulière, ou parfois rapide, de la situation épidémiologique des maladies. De ce fait, la surveillance épidémiologique fait donc partie de l'épidémiologie

descriptive, puisque son objectif est de fournir un reflet fidèle de la situation d'une ou de plusieurs maladies. Elle a pour vocation d'être un système pérenne qui fonctionne en continue. Par définition, toute action de surveillance, quelle que soit la maladie ou le facteur de risque étudié comporte les étapes suivantes, représentées sur la figure 13 : - récolte des données sur la maladie ou le facteur de risque ; - transmission des données au centre de traitement ; - traitement des données ; - diffusion des résultats. Les modalités pratiques de chaque étape peuvent être diverses selon le contexte.

DEUXIEME PARTIE : ETUDE EXPERIMENTALE

Chapitre I : Matériel et Méthodes I.1.Cadre d’étude L'étude a porté sur toute l’étendue du territoire sénégalais ; autrement dit plus d’un millier de sérums ont été prélevés dans les 14 régions du Sénégal par les services vétérinaires chez des bovins nés après 2005. I.2.Matériel Le matériel utilisé se distingue en matériel de terrain et en matériel de laboratoire. I.2.1. Le matériel sur le terrain Les animaux objets de notre enquête ; autrement dit animaux éligibles sont des bovins nés après 2005 (9 années après l’arrêt de la vaccination contre la peste bovine au Sénégal). Ainsi, pour faire des prélèvements de sang chez ces bovins, nous avons utilisé comme matériel technique : - des marqueurs - des stylos - une glacière - des réfrigérants - des tubes de collecte de sang sous vide (sans anticoagulant) - des aiguilles et porte-aiguille adaptés aux tubes - des tubes de récolte des sérums de 2ml - des boîtes de rangement des tubes de sérums - des gants en latex - des masques - une centrifugeuse

I.2.2. Le matériel d’analyse au laboratoire Le matériel de laboratoire utilisé pour la réalisation du test ELISA de compétition pour la détection des anticorps anti-VPPR est composé des éléments suivants : *Kits Elisa de compétition PPR (ID.vet) comprenant : - Des microplaques sensibilisées avec la nucléocapside (NP) de VPPR ; - Du conjugué constitué d’IgG de souris anti NP couplé à la peroxidase (HRPO) 10X ; - Du sérum contrôle positif (CP) ; - Du sérum contrôle négatif (CN) ; - Du tampon de dilution des sérums (#13) ; - Du tampon de dilution du conjugué (# 4) ; - Du tampon de lavage 20X ; - D’une solution de substrat ; - D’une solution d’arrêt. *Matériel - Agitateur-incubateur de plaques (37°C +/-0,5) ; - Micropipettes simples et multicanaux à volumes variables ; - Embouts pour micropipettes ; - Verrerie ; - Laveur de plaque manuel 8 canaux - Lecteur Elisa relié à un ordinateur ; - Minuterie avec alarme ; - Eau distillée.

I.3.Méthodes d’étude I.3.1. Prélèvement de sang et collecte de sérums Le sang a été recueilli par ponction veineuse de la jugulaire. Il est ensuite laissé au repos au moins quatre heures à température ambiante, puis centrifugé à 1500 tours/min pendant 10 minutes pour séparer le sérum du culot sanguin. Le sérum est collecté dans des tubes nunc stériles de 2 ml préalablement marqués. Les informations relatives au troupeau (code village), au numéro du prélèvement…, sont inscrites sur le tube de manière à pouvoir les identifier géographiquement (village, département et région) dans la base de données (figure 14). Les tubes sont ensuite triés et rangés dans les boîtes numérotées et identifiées par les numéros de troupeaux correspondants. Ils sont acheminés dans les glacières sous réfrigérants au laboratoire où ils ont été conservés à 20°C avant les dosages (figure 15).

Figure 14: Tri et classement des échantillons par un agent de la DSV

Figure 15: Rangement et stockage des échantillons I.3.2.Technique d’échantillonnage Les prélèvements se sont déroulés à l’échelle nationale durant le mois de décembre 2014 jusqu’au mois de janvier 2015. L’échantillonnage s’est fait sur la base des villages du Sénégal qui sont au nombre de 13211 parmi lesquels un tirage aléatoire et un tirage dirigé sont effectués pour la sélection des troupeaux à prélever. Le tirage aléatoire a ciblé 125 villages au départ, complété par 25 villages sélectionnés par tirage dirigé (figure 16). Ainsi, notre étude a concerné 150 villages. Les bovins éligibles sont ceux qui sont nés après 2005 pour écarter toute présence d’anticorps vaccinaux anti VPB résiduels et 20 animaux sont prélevés par village, soit au total 2561 bovins.

∎Villages tirage dirigé ∎Villages tirage aléatoire Figure 16: Dispersion de localités échantillonnées (Seck, 2016) I.3.3.Technique d’analyse sérologique Nous avons réalisé la détection des anticorps du virus de la PPR par la technique ELISA de compétition.

I.3.3.1. Description et principe du test ELISA de compétition Ce test permet de visualiser les réactions antigènes-anticorps mieux que les techniques classiques (agglutination). Le principe de ce test repose sur la compétition entre les anticorps présents dans l’échantillon et le conjugué dirigés tous les deux contre la nucléocapside (NP) qui sert d’antigène avec lequel les plaques ont été présensibilisées. En présence d’anticorps dans le sérum, le conjugué qui est ajouté après 45min d’incubation du sérum, ne peut pas se fixer à l’antigène (déjà couplé aux anticorps contenus dans un sérum positif) et est éliminé lors du lavage. L’addition ultérieure du substrat qui est dirigé contre le conjugué se traduit par l’absence de coloration. Lorsque le sérum analysé ne contient pas d’anticorps contre la NP du VPPR, le conjugué va se fixer à l’antigène et peut donc être révélé par le substrat. Ceci se traduit par une coloration bleue qui vire au jaune après addition du tampon d’arrêt. I.3.3.2. Protocole d’analyse 1) Ajouter 25ul de tampon de dilution 13 dans toute la plaque 2) Ajouter 25ul de sérum par /puits (A1 à D12) 3) Ajouter 25ul de sérum contrôle positif (CP) dans les puits E12 et F12 4) Ajouter 25ul de sérum contrôle négatif (CN) dans les puits G12 et H12 5) Incuber 45 min à 37ºC 6) Laver les plaques 4 fois avec 250ul de tampon de lavage 1X 7) Préparer le conjugué en le diluant à 1/10 dans le tampon de dilution 4, ajouter 100ul de conjugué dilué / puits 8) Incuber 30 min à la température ambiante (TA) 56

9) Laver à nouveau 4 fois 10) Ajouter 100ul de substrat / puit 11) Incuber 15 min à TA 12) Ajouter 100ul de solution d’arrêt 13) Lire à 450 nm. Il est à signaler que le schéma de la configuration de la plaque se trouve dans la partie annexe (annexe B). I.3.3.3. Lecture La lecture du test se fait à l’aide d’un lecteur ELISA. On contrôle si le filtre approprié est bien inséré dans le lecteur. Pour le substrat utilisé après arrêt de la coloration, le filtre à 450 nm est utilisé. Il est nécessaire de s’assurer également avant la lecture des plaques qu’il n’existe pas des bulles d’air et des traces de doigts au fond des cupules, pour ne pas fausser la lecture. I.3.3.4. Validité du test, calcul et interprétation des résultats Le test est valable si la moyenne des DO du contrôle négatif (CN) est ≥ 0,700 et que la moyenne des DO du contrôle positif (CP) est < 0,3 Les résultats sont exprimés en pourcentage de compétition (%C) pour chaque sérum calculé ainsi : % Compétition =

DO Sérum X 100 MOYENNE DO CN

Si le % Compétition est ≤ 50 % : le sérum est considéré comme positif Si % Compétition est > 50% et < 60% le sérum est douteux Si % Compétition est > 60% le sérum est négatif

Chapitre II : Résultats et Discussion II.1.Résultats II.1.1.Séroprévalence globale En ce qui concerne le résultat global, c'est-à-dire le résultat qui concerne tout le pays, sur les 1635 sérums testés par le LNERV pour la détection des anticorps anti-VPPR, seuls 596 sont positifs soit une séroprévalence globale de 36,45%. L’infection des bovins avec le virus de la peste des petits ruminants semble être importante. En terme de troupeaux/sites de prélèvement, sur les 150 sites prélevés dans les différentes régions, les sérums de 115 sites ont été analysés, parmi lesquels 106 sont positifs (5%-100%) soit 92,17% des sites.

II.1.2.Séroprévalence par région La répartition géographique des sérums analysés est indiquée dans le tableau V. il ressort de ce tableau que la séroprévalence varie selon les régions. Les résultats détaillés de l’analyse des sérums sont mentionnés dans les tableaux VI à XIX.

Tableau V: Taux de positivité VPPR chez les bovins au Sénégal en 2015 Région

Nombre d’échantillons positifs

Nombre d’échantillons testés

Pourcentage de séropositivité (%)

Dakar Thiès Diourbel Fatick Kaffrine Kaolack Louga Matam Saint-Louis Kédougou Kolda Sédhiou Tambacounda Ziguinchor Total

15 27 24 41 61 34 96 27 46 16 76 34 78 21 596

27 60 72 97 161 196 219 74 194 38 122 72 190 113 1635

55,6 45 33,33 42,27 37,89 17,35 43,84 36,49 23,71 42,11 62,30 47,22 41,05 18,58 36,45

Kolda constitue la région où la séroprévalence est la plus élevée (62,30%) et Kaolack la région enregistrant la plus faible prévalence (17,35%).

Tableau VI: Anticorps anti-PPR chez les bovins à Dakar Région Villages Nombre d’échantillons positifs Keur 2 Daour Sarr Dakar Dougar 5 Peulh Yenne 8 Tod

Nombre Pourcentage d’échantillons positif testés 9 22,2

50,0

100

Dans la région de Dakar, Yenne Tod enregistre la plus forte prévalence (100%) et keur Daour sarr constitue le village enregistrant la plus faible prévalence (22,2%). Tableau VII: Anticorps anti-PPR chez les bovins à Diourbel Région

Villages Nombre d’échantillons positifs Darou 3 Khadim Nasrour 4 Keur di Tewel 3 Diourbel Masseye Keur 8 Sakh Sakh Gnignakh 4 Baba 2 Garage

Nombre Pourcentage d’échantillons positif testés 19 15,8 5

80,0

20,0

47,1

7 9

57,1 22,2

Dans la région de Diourbel, Nasrour Keur di enregistre la plus forte prévalence (80%) et Darou Khadim constitue le village enregistrant la plus faible prévalence (15,8%). 60

Tableau VIII : Anticorps anti-PPR chez les bovins à Fatick Région Villages

Djilass Soudiane Thiele Ndiayene Fatick Kael Mboda Boussoura Keur Alassane

Nombre d’échantillons positifs 4 8

Nombre d’échantillons testés 19 16

Pourcentage positif

10 13

19 19

52,6 68,4

3 3

17 7

17,6 42,9

21,1 50,0

Dans la région de Fatick, Kael Mboda enregistre la plus forte prévalence (68,4%) et Boussoura constitue le village enregistrant la plus faible prévalence (17,6%).

Tableau IX: Anticorps anti-PPR chez les bovins à Kaffrine Région

Villages

Nombre d’échantillons positifs Fass Lewe 7 Medina 2 Fall Darou 5 Salam Keur Ibra 6 Diack Darou 7 Salam III 0 Kaffrine Diaby Taif 4 Saloum (Bloc Nord) Ribot 3 Bapp Ouolof Loumbol 1 Diacksao 12 Bamba 7 Mamadou Ngambou 7

Nombre d’échantillons testés 20 11

Pourcentage positif

41,7

50,0

12 9

0,0 44,4

50,0

11 21 17

9,1 57,1 41,2

43,8

35,0 18,2

Dans la région de Kaffrine, Diacksao enregistre la plus forte prévalence (57,1%) et Diaby constitue le village enregistrant la plus faible prévalence (0%).

Tableau X: Anticorps anti-PPR chez les bovins à Kaolack Région

Villages

Gagnick Goureye II Passy Kayemor Hamdallahi Keur Demba Kardo Diama Palene Kacounda Kaolack Ndiayene Diokoul Sob I Medina Samba Diawara Diokoul Sob II Kossy Mbiteyene

Nombre d’échantillons positifs 6

Nombre Pourcentage d’échantillons positif testés 20 30,0

25,0

2 0

20 18

10,0 0,0

52,0

2 2

19 18

10,5 11,1

10,5

0,0

10,0

Dans la région de Kaolack, Diama Palene Kacounda enregistre la plus forte prévalence (52,0%). Cependant, Diokoul sob II et Keur Demba Kardo constituent les villages enregistrant les plus faibles prévalences (0%).

Tableau XI: Anticorps anti-PPR chez les bovins à Kédougou Région

Villages

Nombre d’échantillons positifs Faloumbou 4 Bambaraya 7 Kédougou Bountoung 3 Back Back 2

Nombre d’échantillons testés 10 13 9 6

Pourcentage positif 40,0 53,8 33,3 33,3

Dans la région de Kédougou, Bambaraya enregistre la plus forte prévalence (53,8%). Cependant, Bountoung et Back Back constituent les villages enregistrant les plus faibles prévalences (33,33%). Tableau XII : Anti-PPR chez les bovins à Kolda Région Villages

Kolda

Sare Saradou Temento Soukel Sare Samballe Bouborel Sare Samba Lobe Dammandou Dialadiang Temento Badiara Campement

Nombre d’échantillons positifs 15

Nombre Pourcentage d’échantillons positif testés 18 83,3

82,4

71,4

14 12

20 16

70,0 75,0

2 2 4 8

10 7 14 13

20,0 28,6 28,6 61,5

Dans la région de Kolda, Sare Saradou enregistre la plus forte prévalence (83,3%) et Dammandou constitue le village enregistrant la plus faible prévalence (20%). 64

Tableau XIII: Anticorps anti-PPR chez les bovins à Louga Région Villages

Louga

Wande Loumby Ayre Bobe Barkedji Koilogne Nguimbe Gouladji Ndiarappe Diokoul Malicoumba Celle Diagne Gaty Rat Santhiou Diaraf Ouolof Darou Ndiaye III Sam Gueye Thiapedji Thiousmel Ganket Balla

Nombre d’échantillons positifs 4 7

Nombre d’échantillons testés 16 18

Pourcentage positif

42,9

8 8 12 6

19 20 21 7

42,1 40,0 57,1 85,7

6 1 8

10 20 8

60,0 5,0 100,0

40,9

9 8 1 6

15 11 14 11

60,0 72,7 7,1 54,5

25,0 38,9

Dans la région de Louga, Santhiou Diaraf Ouolof enregistre la plus forte prévalence (100%) et Gaty Rat constitue le village enregistrant la plus faible prévalence (5%).

Tableau XIV: Anticorps anti-PPR chez les bovins à Matam Villages

Matam

Loumbal Baladji Loumbi Sandarabe Kawel Dialloube Demeredie Guirde Lathie Dolol Soubalo

Nombre d’échantillons positifs 3

Nombre Pourcentage d’échantillons positif testés 14 21,4

10,0

60,0

9 5

16 12

56,3 41,7

71,4

Dans la région de Matam, Dolol Soubalou enregistre la plus forte prévalence (71,4%) et Loumbi Sandarabe constitue le village enregistrant la plus faible prévalence (10%).

Tableau XV: Anticorps anti-PPR chez les bovins à Saint-Louis

Région Villages

SaintLouis

Wouro Doubel Mbarick Bisnebe Boke Salsalbe Awgaly Croisement Wouro Ardo Mbantou Peulh Mbelogne Vidodji Deby Ndombo Gouye Reine Mbaye Mbaye Fall

Nombre d’échantillons positifs 1

Nombre Pourcentage d’échantillons positif testés 20 5,0

4 5

16 13

25,0 38,5

0,0

37,5

1 2 2

20 16 20

5,0 12,5 10,0

5 1 9

19 8 19

26,3 12,5 47,4

50,0

Dans la région de Saint-Louis, Mbaye Mbaye Fall enregistre la plus forte prévalence (50%) et Awgally Croisement constitue le village enregistrant la plus faible prévalence (0%).

Tableau XVI : Anticorps anti-PPR chez les bovins à Sédhiou Région

Villages

Banoune Goune Sinthiou Tankou Sédhiou Sakar Sare Pendia Mambounkou Bambato Balante

Nombre d’échantillons positifs 10

Nombre Pourcentage d’échantillons positif testés 12 83,3

14,3

3 4 7 9

19 6 15 13

15,8 66,7 46,7 69,2

Dans la région de Sédhiou, Banoune Goune enregistre la plus forte prévalence (83,3%) et Sinthiou Tankou constitue le village enregistrant la plus faible prévalence (14,3%).

Tableau XVII : Anticorps anti-PPR chez les bovins à Tambacounda

Région Villages

Nombre d’échantillons positifs Gangali 7 Ngho-Nghoya 5 Bala 10 Dakadounghal 11 Koufadou 4 Boumboum 3 Foulbe Ardoulaye 7 Velingara 6 Bidiankoto 0 Tamba Sare Deral Sinthiou. Yoro 6 Deme (Bogal) Gourel Seno 7 Youpe Bondji 3 Sekondji 0 Deboukoule 3 Ngounta 6 Toucouleur

Nombre d’échantillons testés 9 8 20 14 10 7

Pourcentage positif

9 11

77,8 54,5

12 16

0,0 37,5

46,7

13 19 17 10

23,1 0,0 17,6 60,0

77,8 62,5 50,0 78,6 40,0 42,9

Dans la région de Tamba, Dakadounghal enregistre la plus forte prévalence (78,6%). Cependant, Sare Deral et Sekondji constituent les villages enregistrant les plus faibles prévalences (0%).

Tableau XVIII : Anticorps anti-PPR chez les bovins à Thiès Région Villages

Thiès

Nombre d’échantillons positifs 2

Koulouck Mbada Ndongo 8 Ndiayene 7 Wadia Mbaciane 10

Nombre Pourcentage d’échantillons positif testés 6 33,3 18 16

44,4 43,8

50,0

Dans la région de Thiès, Mbaciane enregistre la plus forte prévalence (50%) et Koulouck Mbada constitue le village enregistrant la plus faible prévalence (33,3%). Tableau XIX : Prévalence des anticorps anti-PPR chez les bovins à Ziguinchor Région

Villages Nombre d’échantillons positifs Diegoune 2 Kataba I 0 Essyl 0 Brin 0 Ziguinchor Djirere Agnack 5 Petit Youtou 8 Djibonker Youtou 6 Boueme

Nombre d’échantillons testés 15 5 19 17

Pourcentage positif

29,4

38,1

31,6

13,3 0,0 0,0 0,0

Dans la région de Ziguinchor, Youtou Djibonker enregistre la plus forte prévalence (38,1%). Cependant, Kataba I, Essyl et Brin Djirere constituent les villages enregistrant les plus faibles prévalences (0%). 70

II.1.3.Les variations selon les régions Le tableau V montre des taux de séropositivité allant de 17,35% à Kaolack à 62,32% à Kolda. Cependant, les résultats montrent que la différence des pourcentages n’est significative qu’entre Kolda et Kaolack, Kolda et Ziguinchor, Kolda et Saint-louis car il y’a un fort écart entre ces régions. D’après ce tableau V, les régions les plus affectées sont Dakar, Thiès et Louga (considérées comme les régions du Nord) avec respectivement 55%, 45% et 43% alors que dans le Sud (Kolda, Sédhiou...) toutes les régions sont au-dessus de la moyenne (41,05 à 62,30%) exceptée la région de Ziguinchor qui enregistre un pourcentage de 18,58%. Kolda montre le plus fort taux de prévalence en anticorps anti VPPR (62,30%). Suivie par la région de Dakar avec 55,6%. Les résultats obtenus au cours de notre étude, nous ont permis de réaliser la cartographie des anticorps anti VPPR chez les bovins en fonction des régions (figure 17).

Figure 17: PrĂŠvalence des anticorps anti-PPR chez les bovins en fonction des rĂŠgions (Seck, 2016)

II.2.Discussion II.2.1 Matériel et Méthodes II.2.1.1 Matériel animal Aucune investigation n’a encore été entreprise au Sénégal afin d’apprécier la séroconversion chez les bovins vis-à-vis du virus PPR et ainsi situer le rôle des bovins comme marqueurs de la présence du virus. C’est dans cette vision qu’une étude a été menée chez les bovins au Sénégal. Le bovin de par sa réceptivité au virus est utilisé dans cette étude comme un marqueur de la circulation du virus. Les animaux objets de notre enquête ; sont des bovins nés après 2005. Cependant, très peu de données de terrain ont été collectées pour accompagner les prélèvements : ni l’âge, ni la structure du troupeau, le type d’élevage (petits ruminants seulement ou les deux), le type de pâturage, l’effectif des petits ruminants dans le village, l’historique des derniers foyers de PPR au niveau de chaque site de prélèvement ne sont connus. II.2.1.2 Sérums Les sérums ont été récoltés à des kilomètres du laboratoire d’analyse puis acheminés au laboratoire. Par ailleurs, en raison de l’insuffisance de réactifs, le nombre d’échantillons à analyser a été réduit, mais également les sérums qui présentent une hémolyse ont été écartés des essais. Ainsi, sur 1698 échantillons qui été analysés, finalement 1635 sérums ont été retenus pour le dosage des anticorps anti-VPPR. Bien que certains troupeaux se sont retrouvés avec moins de 5 échantillons (pas 73

représentatif), tous les sites de prélèvements (village) ont cependant été testés et cette collecte de sérum avait pour finalité d’étudier la distribution des principales maladies transfrontalières dans le cadre du programme de contrôle progressif des maladies transfrontalières (GFTADs). II.2.1.3 Méthode d’échantillonnage L’unité d’échantillonnage choisi était le village (site) et vingt animaux ont été sélectionnés par site par les agents régionaux et départementaux des services vétérinaires. La sélection de ces villages s’est faite à l’aide d’un tirage aléatoire et d’un tirage dirigé. Le tirage aléatoire est souhaitable car il permet non seulement d’éliminer les biais liés à une sélection suivant des critères discutables, mais aussi de simplifier les calculs des erreurs relatives. Cependant, dans les conditions d’élevage extensif telles que celles du Sénégal, il est pratiquement difficile de l’appliquer correctement. S’agissant du tirage dirigé, il a été effectué uniquement pour combler l’hétérogénéité du nombre de villages dans les régions et pour cibler les zones à risques. Il faut noter que les agents étaient dans les conditions de réaliser les prélèvements et ont pu réussir à collecter 2561 échantillons couvrant l’ensemble des régions et départements du pays. II.2.1.4 Méthode au laboratoire Les analyses ont été effectuées au Laboratoire National de l’Elevage et de Recherches Vétérinaires (LNERV) de l’Institut Sénégalais de Recherches Agricoles (ISRA) sis à Hann, sur la Route du Front de Terre à Dakar. C’est un laboratoire de référence et reconnu pour son expérience. 74

La technique d'analyse a été choisie eu égard aux avantages qu'elle présente. La technique doit en effet être fiable, simple, pouvant prendre en charge l’analyse d’un grand nombre d’échantillons. La technique Elisa de

compétition

utilisée

fait

partie

des

méthodes

d’analyse

recommandées par l’OIE pour le diagnostic de la PPR (manuel des normes terrestres de l’OIE). Il s’agit d’une technique spécifique, sensible : plus de 99% des anticorps détectés chez les animaux positifs (vaccinés ou convalescents) et moins de 1% chez les animaux négatifs (provenant de zones indemnes de PPR) ; simple et rapide (des résultats obtenus en 1h30) permettant de traiter de grandes quantités d’échantillons. Toutefois, la technique nécessite cependant un équipement coûteux et un personnel expérimenté pour l’exécution. Par ailleurs cette technique ne permet pas de déterminer le taux en anticorps. Mais aussi elle ne permet pas de différencier les anticorps produits contre les souches virales sauvages, des anticorps post vaccinaux. II.2.2 RESULTATS Cette collecte de sérums a été commanditée par le Ministère de l’Elevage et des Productions Animales du Sénégal (MEPA) dans le cadre du projet FAO/ TCP/SEN/3503 "Assistance pour le contrôle des maladies animales transfrontalières au Sénégal", pour connaitre la situation de trois maladies transfrontalières à fort impact négatif sur l’élevage : à savoir la péripneumonie contagieuse bovine (PPCB), la fièvre aphteuse (FA) et la Fièvre de la Vallée du Rift (FVR). Le Laboratoire y a ajouté la peste des petits ruminants qui fait partie de ses thématiques de recherche en vue du programme d’éradication de la PPR. 75

Sur 1635 sérums analysés et retenus pour la détection des anticorps anti-VPPR, 596 sont positifs autrement dit 36.45% des sérums possèdent des anticorps anti-VPPR. En ce qui concerne les troupeaux/sites de prélèvement, nous pouvons dire que sur 150 sites prélevés dans les différentes régions, les sérums de 115 sites ont été analysés, parmi lesquels 106 sont positifs en anticorps anti-VPPR (5,0%-100%) soit 92.17% des sites. Les résultats ont montré la présence d’anticorps contre le virus de la PPR sur l’ensemble du territoire national. L’étude a montré que cette séroprévalence variait d’une région à l’autre, de 17,35% à Kaolack à 62,32% à Kolda. La région de Kolda a de fortes potentialités agro-sylvo-pastorales et l’élevage est la seconde activité du secteur primaire après l’agriculture. Elle est caractérisée par un climat soudano guinéen avec des précipitations qui varient entre 700 et 1300mm et qui s’étalent de juin à octobre (ANSD/SRSD Kolda, 2013). Vue l’importance de sa pluviométrie, nous pouvons dire que c’est tout à fait normal que Kolda détienne la plus grande prévalence compte tenu du fait que la PPR est très présente dans les régions humides. S’agissant de la région de Kaolack, elle est caractérisée par un climat de type soudano-sahélien, marqué par des températures relativement hautes, une longue saison sèche (de Novembre à Juin) et une saison des pluies de quatre (04) mois (de Juillet à Octobre) (ANSD/SRSD Kaolack, 2013). Le mois de décembre 2014 jusqu’au mois de janvier 2015 étant la période où on a effectué les prélèvements. Autrement dit une période marquée par une saison sèche et où la canicule est rudement ressentie dans cette zone. Donc le fait que la région de Kaolack soit la moins 76

touchée peut s’expliquer du fait qu’à cette période les conditions de température(le VPPR est sensible à la chaleur) et d’humidité ne sont pas réunies. Cependant le fait que le VPPR infecte moins les bovins à Kaolack ne signifie pas que la maladie est insignifiante dans cette zone. Par exemple en 2008 et en 2009, la région de Kaolack fait partie des régions les plus concernées par la PPR au Sénégal (Salami, 2010) et en 2013, le tableau clinique de la région est dominé par la Peste des petits ruminants qui est de loin la plus dévastatrice surtout dans le département de Kaolack (ANSD/SRSD Kaolack, 2013). Il en ressort donc que les possibilités de contamination des bovins par le VPPR étaient assez faibles (probablement pas de contact avec les petits ruminants). Globalement, les régions du nord sont moins affectées que les régions du sud. En effet, la PPR est endémique partout au Sénégal avec des variations géographiques : au sud, elle se caractérise par des vagues épizootiques à fortes morbidités et mortalités tandis qu’au nord elle revêt un caractère endémique avec des vagues inter- épizootiques et saisonnières moins meurtrières. Le temps entre deux épizooties dans une même zone pouvant atteindre 5 ans. Par ailleurs, la disponibilité en pâturage dans le sud pourrait expliquer les fortes concentrations animales propices à la contamination des bovins par les PR. La région de Ziguinchor, qui est dans la même zone écologique que celle de Kolda avec les mêmes races, enregistre la deuxième plus faible prévalence (18,58%). A Ziguinchor la conduite du troupeau est en effet, principalement basée sur la divagation car ce n’est qu’en hivernage, avec la mise en culture des champs, que les animaux sont un tant soit 77

peu suivis par les bergers dans les pâturages, afin d’éviter leurs incursions dans les champs, source de conflits entre agriculteurs et éleveurs. Donc cette situation limite les contacts entre les petits ruminants et les bovins et pourrait être la cause de la faible prévalence enregistrée dans cette région. Enfin, il y’a la transhumance qui joue un rôle non négligeable dans l’épidémiologie de la PPR en raison du caractère transfrontalier de la maladie.

A l’exception de Saint Louis, les régions transfrontalières

(Tambacounda, Sédhiou, Kolda) ont montré les plus forts taux de séropositivité. La région de Saint Louis a bénéficié en 2010 de la vaccination de tout son cheptel de PR dans le cadre du programme VACNADA lancé par l’Union Africaine et a vu sa couverture immunitaire atteindre plus de 95% (Lô et al, 2011). La région de Dakar, bien que n’étant pas frontalière est un réceptacle d’animaux en provenance de toutes les régions du Sénégal et la densité du cheptel y est très importante ce qui explique l’enregistrement du taux le plus élevé de la zone nord. Les prévalences trouvées peuvent aussi être le résultat d’un cumul de plusieurs années chez les bovins adultes, l’âge des animaux prélevés n’étant pas spécifié, nous n’avons pas pu analyser le facteur âge qui aurait permis de connaître la situation récente de la PPR. Cependant, même si un animal infecté garde ses anticorps à vie, les anticorps anciens circulent à bas bruits et ne sont pas toujours décelables par les tests classiques. Or, sur les 596 sérums positifs (CP<50%), 505 sont fortement positifs (soient plus de 84%) ce qui plaide plutôt pour une séroconversion récente. Par ailleurs, la connaissance du mode d’élevage et de la proportion des différentes espèces dans le village 78

(bovins, caprins, moutons) auraient pu nous aider à mieux interpréter les résultats. D’où il est nécessaire de faire des études complémentaires. Pour comparer nos résultats à ceux d’une étude similaire menée hors du Sénégal, on peut prendre l’exemple du Mali, pays voisin et qui partage presque le même climat et le même type d’élevage avec le Sénégal. Le Mali est l’un des rares pays à avoir testé 450 sérums d’origine bovine pour la détection d’anticorps anti-VPPR et a obtenu un taux moyen de positivité de 1,78%, c'est-à-dire 8 échantillons positifs sur 450 échantillons testés (TOUNKARA et al. 1996). Le taux est très faible bien que les bovins soient toujours élevés en contact avec les petits ruminants. L’étude a été menée en 1996, en pleine campagne d’éradication de la peste bovine par la vaccination. Même si les auteurs ont choisi des bovins exempts d’anticorps anti VPB, les campagnes massives de vaccination ont permis de contenir la circulation des virus PB et PPR chez les bovins. Il faut souligner que l’intérêt de cette étude chez les bovins au Mali était de savoir si les bovins, souvent élevés en contact avec les chèvres et les moutons, étaient contaminés par le virus de la PPR (VPPR). Et il en ressort que les chances de contamination des bovins par le VPPR étaient assez faibles en comparaison avec celles des chèvres et des moutons.

Chapitre III : Propositions et Recommandations III.1.Propositions d’inclure les bovins dans la stratégie d’éradication de la PPR Les bovins sont réceptifs au virus (aptitude à l’héberger et à en permettre la multiplication) de la PPR comme le confirme la présence d’anticorps anti-VPPR dans leur sérum, mais ils n’en manifestent pas les signes cliniques. Autrement dit l’infection est inapparente. Le fait que les bovins n’expriment pas la maladie a permis d’identifier la maladie et de la différencier de la peste bovine. Cependant, dans le passé quelques cas de sensibilité au VPPR et d’expression de la maladie chez des veaux

(hyperthermie

lésions

buccales)

ont

été

notés

(GOVINDARAJAN, 1997), mais ces réactions étaient probablement dues à une capacité immunitaire amoindrie chez des animaux affaiblis par une infection intercurrente (qui n’a pas de rapport avec la PPR). Suite aux discussions menées lors de la réunion du groupe AD HOC DE L’OIE sur la peste des petits ruminants qui s’est réuni au siège de l’OIE du 27 au 29 novembre 2012 ; sur les preuves disponibles quant à la participation des bovins, des camélidés, des buffles et des ruminants sauvages à l’épidémiologie de la PPR, le groupe a reconnu que« les foyers rapportés dans lesquels ces espèces étaient impliquées semblaient être des cas exceptionnels et que les risques encourus ne reposaient sur aucun fondement scientifique pouvant justifier à ce stade, l’inclusion de ces espèces dans les mesures sanitaires établies à des fins commerciales. Le groupe a considéré que, bien que les ovins, les caprins, les bovins, les camélidés, les buffles et certains ruminants sauvages étaient sensibles à l’infection par le virus de la PPR, les preuves à disposition laissaient penser que seuls les ovins et les caprins avaient une importance épidémiologique dans la propagation de la PPR. 80

Par conséquent, le groupe a décidé que les marchandises dérivées des bovins, des camélidés, des buffles et de certains ruminants sauvages ne devaient pas être considérées à risque. Il a donc accepté les propositions de plusieurs pays membres demandant la suppression des mesures sanitaires pour la PPR ayant trait aux marchandises dérivées des bovins, des camélidés, des buffles et de certains ruminants sauvages. Le groupe a également indiqué que lorsque des informations supplémentaires sur le rôle des bovins, des camélidés, des buffles et de certaines espèces sauvages dans la PPR seraient disponibles, celles-ci pourraient, au besoin, servir de base aux nouvelles modifications à introduire au chapitre du «Code terrestre». Cependant jusqu’à nos jours, le rôle joué par les bovins infectés dans la circulation du virus reste encore imprécis. Lors de la 34ième session de la commission de l’agriculture de la FAO du 29 septembre au 3 octobre 2014 à Rome, les participants ont programmé l’éradication de la peste des petits ruminants sur le modèle de la PB. Il a été nommé PPR-GEP (Peste des petits ruminants-Global Eradication Programme) Comme pour la PB, l’éradication de la PPR signifie absence de cas cliniques et absence de circulation du virus. Pour ce faire, le programme se base sur les étapes suivantes :  La vaccination massive des petits ruminants avec un vaccin dont l’efficacité est prouvée et dont une seule dose permet de protéger l’animal à vie. La vaccination doit être couplée avec le séromonitoring qui permet de vérifier la couverture immunitaire du cheptel ciblé (un minimum de 70% de couverture vaccinale est nécessaire pour protéger le cheptel contre la maladie).  L’arrêt de la vaccination couplée avec la sérosurveillance de la maladie chez les animaux nés après. 81

 L’absence de maladie constatée sur une période donnée.  L’absence de circulation du virus après des années de surveillance (5 années pour le cas de la PB au Sénégal). Toutes ces étapes doivent être prouvées par des résultats de tests de laboratoire permettant de vérifier (1) la couverture immunitaire, (2) l’absence d’anticorps chez les animaux nés après l’arrêt de la vaccination, (3 & 4) l’absence de pathogène viral dans les échantillons suspects. Lors du dernier atelier de formulation de la feuille de route pour le contrôle de la PPR organisé à Dakar du 9 au 11 mai 2016, les experts ont déclaré que les bovins bien que faisant partie des espèces domestiques réceptives au virus de la PPR n’intervenaient pas dans l’épidémiologie de cette maladie et ne devaient être ni vaccinés, ni pris en compte dans la surveillance. En effet, toutes les tentatives de transmissions expérimentales du virus de la PPR par les bovins ont échoué. Le bovin est un hôte asymptomatique de la PPR et ne la transmet pas aux autres espèces. Il peut être cependant utilisé comme marqueur de la circulation du virus et autrement comme un indicateur du succès de la vaccination massive des PR à mi-parcours de la feuille de route après l’arrêt de la vaccination. En effet, une bonne couverture immunitaire des PR contre la PPR (fixée à70% par le groupe d’experts) devra aboutir à l’éradication de la PPR. Et l’absence de la PPR et de la vaccination correspond à l’absence d’anticorps PPR chez toutes les espèces réceptives. Et que donc les bovins qui naitront dans un espace déclaré indemne de PPR ne devraient pas présenter d’anticorps contre la PPR. D’où l’intérêt de cette étude dont les données serviront de référence de la situation avant et après vaccination, les bovins ayant une durée de vie plus grande peuvent servir de sentinelles.

III.2 .Recommandations III.2.1.Recommandations à l’endroit du MEPA Le MEPA doit renforcer son appui financier, son engagement politique à l’égard de la DSV afin qu’elle mène bien sa mission. Il doit bien gérer les partenariats public-privé existants et assurer une coordination solide entre institutions et organismes nationaux, régionaux et internationaux. Il doit s’engager de manière active dans la lutte contre la PPR en facilitant la production et l’accès aux vaccins et organiser de manière régulière les campagnes de vaccination. Tout projet mené par le ministère doit être évalué afin d’apprendre sur les erreurs commises et d’améliorer leur management. Nous recommandons aussi au MEPA de privilégier l’approche régionale dans la lutte. Autrement dit de travailler en synergie avec leurs homologues de la sous-région (Mali, Mauritanie…) car la PPR est une maladie transfrontalière. III.2.2.Recommandations à l’endroit des Services Vétérinaires La DSV doit redynamiser les équipes de prophylaxie dans tous les départements et améliorer son SNSE pour détecter rapidement des cas de suspicion et faire une alerte précoce. Elle doit accentuer la formation de ses agents de terrain et assurer l'augmentation des effectifs d'agents. La DSV doit mettre à la disposition de ses agents tous les moyens nécessaires, logistiques comme financiers, afin de bien mener les missions sur le terrain et doit créer une politique d’acheminement des échantillons au laboratoire sur un court délai dans de bonnes conditions. Elle doit revoir sa manière de faire la collecte des données en intégrant tous les paramètres permettant de faire des analyses épidémiologiques valables notamment l’âge, l’espèce et les systèmes d’élevage et d’interpréter les résultats. 83

La DSV doit faire une évaluation continue de ses activités, pour une bonne décision des autorités étatiques. Outre les petits ruminants, la DSV doit d’avantage s’intéresser aux bovins en mettant en place un dispositif de surveillance qui leur est spécifique pour mieux cerner leur rôle dans l’épidémiologie de la maladie. Même si le groupe AD HOC DE L’OIE estime que les marchandises dérivées des bovins, ne devaient pas être considérées à risque, il serait souhaitable de surveiller l’évolution des anticorps antiVPPR chez les bovins lors du processus d’éradication afin de voir si la réduction de la PPR chez les petits ruminants suite à la vaccination sera suivie de la baisse des anticorps anti-VPPR chez les bovins. L’éradication de la PPR signifie l’absence de circulation de virus PPR chez toutes les espèces sensibles sauf changement de paradigme par l’OIE. III.2.3.Recommandations aux agents des Services Vétérinaires Il est impossible de combattre la PPR, si ceux qui doivent mener la lutte, c'est-à-dire les agents, n’ont pas une certaine attitude vis-à-vis de la maladie. Les agents de la DSV doivent :  être à l’écoute de toute rumeur de maladie ;  être attentifs aux moindres signes cliniques, qu’ils essayent de relier à un tableau de suspicion légitime ;  impliquer les éleveurs à la lutte ;  assurer la formation des éleveurs en organisant des séances de sensibilisation ;  enregistrer toutes les données sanitaires dans le registre ;

 veiller à transmettre toutes les données enregistrées à sa hiérarchie. II.2.4.Recommandations aux éleveurs Pour la santé de leurs troupeaux, les éleveurs doivent :  être plus coopératifs avec les techniciens d’élevage ;  appliquer les conseils des agents de la DSV ;  être plus flexibles par rapport aux croyances ancestrales (donner l’effectif exact du troupeau, changer leur comportement en matière d’élevage) ;  déclarer rapidement des cas de suspicion aux services chargés de l’élevage. Les éleveurs doivent aussi être formés à la reconnaissance de la PPR et des maladies apparentées (jetage, larmoiement, fièvre etc.) chez toutes les espèces animales concernées. Ils doivent être des partenaires dans le programme d’éradication et appuyer les services vétérinaires dans le rapportage des cas suspects. II.2.5.Recommandations au LNERV Le LNERV doit être doté en ressources matérielles (équipement et trousse de diagnostic) et humaines suffisantes afin que le travail soit mené dans les meilleures conditions permettant de générer des résultats de qualité en temps réel. Les échantillons doivent être traités rapidement pour que les autorités compétentes puissent exploiter les résultats et prendre les bonnes décisions. Il doit instaurer la démarche qualité, afin d’assurer la qualité et l’exactitude des résultats fournis par le laboratoire. 85

Conclusion

L'élevage joue un rôle majeur dans la croissance de l'agriculture mondiale et représente environ 43 % du produit intérieur brut agricole. L’émergence et la réémergence de nombreuses maladies animales constituent donc un frein au développement de l’élevage. Parmi ces maladies, la peste des petits ruminants constitue une des plus importantes et dont l’aire de répartition géographique ne cesse de s’étendre. La peste des petits ruminants (PPR) est l’une des maladies les plus meurtrières affectant les ovins et les caprins. Cette maladie contagieuse décrite pour la première fois en 1942, est due à un virus à ARN appartenant au genre Morbillivirus et à la famille des Paramyxoviridae. Elle est transmise par contact direct entre les animaux réceptifs. La lutte (contrôle, éradication) contre la PPR fait aujourd’hui l’objet d’une attention grandissante de la part des organisations internationales telles que la FAO et l’OIE qui ont à ce titre élaboré des stratégies de lutte contre la PPR afin de limiter l’impact socio-économique de cette maladie animale dans les pays concernés. C’est dans ce cadre que le Sénégal a inclus la PPR dans le SNSE et a opté pour la vaccination. Cependant le fait que le Sénégal ait choisi la vaccination comme moyen de lutte contre la PPR, nous empêche dans le cadre de la surveillance épidémiologique de recourir à la sérologie. Compte tenu de leur statut (réceptif au virus de la PPR), les bovins peuvent constituer une alternative dans le but d’apprécier le maintien et la circulation du virus PPR. C’est dans cette vision qu’une étude a été menée chez ces derniers car à notre connaissance au Sénégal, aucune étude n’a été entreprise chez les bovins pour estimer le maintien et la circulation du virus de la PPR.

Notre inquiétude est rendue légitime par l’importance de la population bovine et son contact permanent avec les petits ruminants. En effet, les bovins peuvent développer une infection inapparente mais ne font pas la maladie. De décembre 2014 à janvier 2015, les agents des services vétérinaires ont récolté 2561 sérums dans l’ensemble des régions du Sénégal dont 1698 échantillons ont été soumis à l’Elisa de compétition. Finalement 1635 sérums ont été retenus pour l’exploitation de nos données. Les résultats obtenus sont les suivants : -sur 1635 sérums analysés et retenus pour la détection des anticorps anti-VPPR, 596 sérums sont positifs soit une séroprévalence de 36,45%. -Ce pourcentage varie avec les régions et il est plus élevé à Kolda avec 62,30%. - sur les 150 sites prélevés dans les différentes régions, les sérums provenant de 115 sites ont été analysés dont 106 se sont révélés positifs (5,0%-100%) soit 92.17% des sites. Ces résultats nous ont permis de mettre en évidence une circulation du virus de la PPR chez les bovins sur l’étendue du territoire sénégalais. Par ailleurs notre étude dont la séropositivité globale est de 36,45%, peut ne pas refléter la réalité sur le terrain. Les résultats obtenus sont peut-être le cumul de l’immunité sur plusieurs années. On ne peut pas savoir s’il s’agit d’une circulation récente ou ancienne car lors des prélèvements tous les éléments ne sont pas réunis (par exemple l’âge). Or sur les 596 sérums positifs (CP<50%), 505 sont fortement positifs (soient plus de 84%) ce qui plaide plutôt pour une séroconversion récente et nous pousse à croire que le VPPR continue de circuler sur le 88

territoire sénégalais et cet état de fait indique que les bovins évoluent dans un espace non indemne de la PPR. Donc les bovins avec une durée de vie plus grande peuvent servir de référence de la réussite ou non des programmes de vaccination chez les petits ruminants. Autrement, ils peuvent indiquer l’évolution de la pression virale. Il serait donc utile de mener notre étude exploratoire à long terme, c'est-à-dire suivre l’évolution des anticorps anti VPPR chez les bovins, pour voir la baisse ou non de la pression virale. D’où la nécessité de renforcer notre étude par d’autres études complémentaires afin de capitaliser beaucoup de données sérologiques qui serviront à alimenter une base de données qui sera utilisée pour mieux évaluer les programmes de vaccination contre la peste des petits ruminants au Sénégal. Au terme de ce travail, nous pensons que le LNERV devrait se doter de moyens techniques (réactifs) suffisants permettant l’analyse de tous les échantillons et que pour une autre étude de ce genre les agents des services vétérinaires doivent s’assurer d’enregistrer tous les paramètres nécessaires pour mieux exploiter les résultats. En outre, il est nécessaire de procéder à des enquêtes sérologiques chez les bovins dans les autres pays de l’Afrique occidentale (maladie frontalière) et à l’isolement du virus.

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ANNEXES

Annexe A : Fiche troupeaux REPUBLIQUE DU SENEGAL Un Peuple Un But Une Foi

DIRECTION DES SERVICES VETERINAIRES --------------------

Fiche troupeaux Région………………………………………. Département……………………………. Arrondissement……………………….. Communauté …………………………… Village Code village Espèce……………………………………….

Nom usuel

Sexe

Latitude……………………………………………………… Longitude………………………………………………….. Nom de l’Eleveur……………………………………….. Agent enquêteur……………………………………….. Type de prélèvement…………………………………. Date de prélèvement…………………………………

Age

Identifiant prélèvement

Annexe B : Schéma plaque SCHEMA PLAQUE Date Technicien Plaque Nª

2 1

Ser1

Ser9

Ser89

Ser2

Ser10

Ser90

Ser3

Ser11

Ser91

Ser4

Ser12

Ser92

Ser5

Ser13

Ser6

Ser14

Ser7

Ser15

Ser8

Ser16

Annexe C : Préparation des réactifs PREPARATION REACTIFS

Réactifs

Nombre

de Quantité

plaques

préparer

III

à Volume diluant

Volume réactif

SERMENT DES VETERINAIRES DIPLOMES DE DAKAR

« Fidèlement attaché aux directives de Claude BOURGELAT, fondateur de l’enseignement vétérinaire dans le monde, je promets et je jure devant mes maîtres et mes aînés:  d’avoir en tous moments et en tous lieux le souci de la dignité et de l’honneur de la profession vétérinaire ;  d’observer en toutes circonstances les principes de correction et de droiture fixés par le code de déontologie de mon pays;  de prouver par ma conduite, ma conviction, que la fortune consiste moins dans le bien que l’on a, que dans celui que l’on peut faire ;  de ne point mettre à trop haut prix le savoir que je dois à la générosité de ma patrie et à la sollicitude de tous ceux qui m’ont permis de réaliser ma vocation.

Que toute confiance me soit retirée s’il advient que je me parjure »

DETERMINATION DE LA PREVALENCE EN ANTICORPS ANTIVIRUS DE LA PESTE DES PETITS RUMINANTS CHEZ LES BOVINS AU SENEGAL

RESUME

La Peste des petits ruminants demeure actuellement la maladie virale la plus meurtrière au Sénégal. Elle est classée parmi les priorités des Services Vétérinaires et du Laboratoire National d’Elevage et de Recherches Vétérinaires (LNERV). Cette maladie a une allure endémique et/ou épidémique selon les régions du Sénégal. Sachant que les bovins sont réceptifs au virus de la PPR (VPPR), une étude a été dirigée chez ces derniers afin d’estimer la circulation du virus. Durant le mois de décembre 2014 jusqu’au mois de janvier 2015, 2561 prélèvements de sang ont été effectués sur des bovins (nés après 2005 pour écarter toute présence d’anticorps vaccinaux anti VPB résiduels) dans les quatorze (14) régions du Sénégal. Les sérums issus de ces prélèvements ont été acheminés au LNERV pour les analyser. Cependant, seuls 1635 sérums sur la totalité des 1698 échantillons analysés ont été retenus pour l’exploitation des résultats dans le présent travail. La technique ELISA de compétition, nous a permis de détecter les anticorps du virus de la PPR dans 596 sérums soit une séroprévalence globale de 36,45%. Cette séroprévalence varie en fonction des régions. Kolda constitue la région où la séroprévalence est la plus élevée (62,30%) et Kaolack la région enregistrant la plus faible prévalence (17,35%). Au vu de ces résultats, nous recommandons que les bovins soient inclus dans la stratégie d’éradication de la PPR, comme marqueurs de la circulation du virus. Mots clés : Peste des petits ruminants-PPRV-Elisa de compétition-LNERV-Services Vétérinaires Auteur : Amadou Alassane Ndiaye Adresse : Mermoz 1ére Porte Villa n°7128 (Dakar/Sénégal) Téléphone Fixe : 33 864 16 83 Téléphone Portable : 77 396 95 41 Email : ndiayeamadou27@yahoo.fr