Raphaël JEANTIN

UNIVERSITE CHEIKH ANTA DIOP DE DAKAR ******************** ECOLE INTER-ETATS DES SCIENCES ET MEDECINE VETERINAIRES DE DAKAR (E.I.S.M.V.)

Année 2016

N° 58

ETUDE DES CAS DE DIABETE SUCRE CHEZ LE CHIEN ET LE CHAT PRIS EN CHARGE DANS DEUX CLINIQUES VETERINAIRES EN FRANCE

THESE Présentée et soutenue publiquement le 9 juillet 2016 à 9 heures devant la Faculté de Médecine, de Pharmacie et d’Odontologie de Dakar pour obtenir le grade de DOCTEUR EN MEDECINE VETERINAIRE (DIPLOME D’ETAT) Par Raphaël JEANTIN Né le 22 juin 1988 à Paris XIV (France)

Jury

Président :

M. Abdoulaye SAMB Professeur à la Faculté de Médecine, de Pharmacie et d’Odontologie de Dakar

Directeur et rapporteur de thèse : M. Yaghouba KANE Maître de conférences agrégé à l’EISMV Membre :

Monsieur Germain Jérôme SAWADOGO Professeur à l’EISMV

Co-encadreur de thèse :

Olivier MARIE Docteur vétérinaire à Bobigny (France)

Nous n'héritons pas de la terre de nos parents, nous l'empruntons à nos enfants.

Léopold Sédar SENGHOR

i

REMERCIEMENTS Aux docteurs MARIE et TROMPE (clinique de Bobigny) et JACOB, DESCAMPS, BERG et MICHOLT (clinique de Mortagne-au-Perche) pour leur accueil et leur disponibibilité sans lesquels ce travail n’aurait pu se réaliser.

Sincère gratitude.

A Anouck pour toutes ces heureuses années passées et les nombreuses à venir.

A Pef, mon gars très sûr en toutes circonstances.

A Bertrand sans qui je ne serai pas là.

A Franck, pour ses nombreuses idées brillantes et son don du bricolage.

A Pap pour nous avoir fait voyager.

A Camille à qui je lègue mon ancienne salle de bain.

A Alex mon gars moins sûr (surtout à la pêche).

A Rachel et son aptitude à dormir en toutes circonstances.

A mère, chair de ma chair qui me soutient et soutiendra toujours quoiqu'il advienne et que je devienne.

A Marie pour son goût immesurable pour le fromage et le saussisson.

ii

A Anne pour son courage et son esprit de famille.

A Benoit grand frère grâce à qui je suis tonton et fier.

A la 43ième promotion, pour l'esprit de camaraderie et de cohésion dont nous avons fait part malgré les embuches.

A la collocation de point E, pour avoir exploité tous les potentiels des appartements.

A la dream team parce qu'elle est le noyau dur et le restera quoiqu'il advienne.

A ma famille Saint Louisienne pour leur générosité et leur gentillesse infinies.

A tous ceux que j'ai croisés et dont les conversations ont été aussi intéressantes qu'enrichissantes.

iii

A NOS MAITRES ET JUGES A notre Maître et Président du jury, Monsieur Abdoulaye SAMB, Professeur à la Faculté de Médecine, de Pharmacie et d’Odontologie de Dakar.

C’est un grand privilège que vous nous faites en présidant notre jury de thèse.

Votre approche facile et cordiale faite d’humilité, et la spontanéité avec laquelle vous avez accédé à notre sollicitation nous ont marqué. Trouvez ici l’expression de nos sincères remerciements et de notre profonde gratitude. Hommages respectueux.

A notre Maître et Juge, Monsieur Germain Jérôme SAWADOGO, Professeur à l’EISMV de Dakar. Délaissant vos occupations multiples, vous avez accepté de juger ce travail de thèse. Cet honneur que vous nous faites est la preuve de vos qualités scientifiques et surtout humaines qui imposent respect et admiration. Sincères reconnaissances.

A notre Maître et Rapporteur de thèse, Monsieur Yaghouba KANE, Responsable de la réforme des enseignements cliniques à l’EISMV de Dakar.

Pour avoir accepté de diriger ce travail, nous vous remercions. Votre rigueur et votre amour du travail bien fait sont autant de qualités qui nous sont chères.

Soyez assuré de nos profonds remerciements et admiration.

iv

« Par délibération, la Faculté de Médecine, de Pharmacie et d’Odontologie et l’Ecole Inter-états de Sciences et Médecine Vétérinaire de Dakar ont décidé que les opinions émises dans les dissertations qui leur seront présentées doivent être considérées comme propres à leurs auteurs et qu’elles n’entendent donner aucune approbation ni improbation »

v

LISTE DES ABREVIATIONS

°C

: degré Celcius

ADH

: antidiuretic

hormone

(ou

hormone

vasopressine) AGE

: advances glycation endoproducts

AINS

: anti-inflammatoire non stéroïdien

ALAT

: alanine amino transférase

AMPc

: adénosine monophosphate cyclique

ASV

: auxiliaire de santé vétérinaire

ATP

: adénosine triphosphate

cal

: calorie

CCK

: cholécystokinine

CCKPZ

: cholécystokinine-pancréozymine

CD

: cluster of differentiation

CoA

: coenzyme A

DAG

: diacylglycérol

g

: gramme

g/L

: gramme par litre

GH

: growth hormon (ou hormone de croissance)

GIP

: gastric inhibitory polypeptide

GLP

: glucagon like peptide

GLUT

: glucose transporteur vi

antidiurétique

ou

h

: heure

IMC

: indice de masse corporelle

IP3

: inositol triphosphate

IPE

: insuffisance pancréatique exocrine

IRA

: insuffisance rénale aiguë

IRC

: insuffisance rénale chronique

Kcal

: kilocalorie

Kg

: kilogramme

LDL

: low density lipoproteins

mEq/L

: milliéquivalent par litre

mg

: milligramme

ml

: millilitre

mm

: millimètre

mmol/L

: millimole par litre

mn

: minute

mOsm

: milliosmole

NaCl

: chlorure de sodium

NFS

: numération formule sanguine

nmol/L

: nanomole par litre

PAL

: phosphatase alcaline

pH

: potentiel hydrogène

PKC

: protéine kinase C

PP

: polypeptide pancréatique

vii

PTSI

: pancreatic trypsin secretory inhibitor

PuPd

: polyurie-polydipsie

TCP

: tube contourné proximal

UI

: unité internationale

VIP

: vasoactive intestinal polypeptide (ou polypeptide intestinal vasoactif)

μg

: microgramme

μm

: micromètre

μmol/L

: micromole par litre

Σ

: somme

viii

LISTE DES FIGURES

Figure 1.

Conformation du pancréas de chien.................................................. 5

Figure 2.

Organes de la région diaphragmatique de l’abdomen du chien, vue caudale, après ouverture du grand omentum. ............................ 7

Figure 3.

Dessin du pancréas d'un chien et des organes associés en vue ventrale. ............................................................................................. 8

Figure 4.

Représentation schématique des ramifications des artères coeliaque et mésentérique crâniale chez les carnivores domestiques ....................................................................................... 9

Figure 5.

Représentation schématique de la partie stomacale, duodénale, pancréatique et splénique du système veineux porte des carnivores domestiques. .................................................................. 10

Figure 6.

Coupe histologique d'un pancréas de chien sain au grossissement X100. ...................................................................... 12

Figure 7.

Coupe histologique d'un acinus pancréatique chez un chien en microscopie photonique. ................................................................. 14

Figure 8.

Différents types cellulaires d’un îlot de Langerhans. ..................... 15

Figure 9.

Activation des protéases du suc pancréatique................................. 18

Figure 10. Structure biochimique de l'insuline canine ..................................... 22 Figure 11. Localisation des récépteurs à l'insuline au sein des membranes des myocytes et des adipocytes et réponse metabolique cellulaire à l'insuline. ...................................................................... 24 Figure 12. Cinétique de la sécrétion d'insuline par les cellules β, en réponse à une hausse de la glycémie .............................................. 28 ix

Figure 13. Mécanisme de régulation de la sécrétion d'insuline par les cellules β. ........................................................................................ 29 Figure 14. Effets de l’hyperglycémie et de l’hypoglycémie sur les sécrétions d’insuline et de glucagon ............................................... 30 Figure 15. Stylo VetPen® de 16 UI .................................................................. 51 Figure 16. Glucomètre ACCU CHEK et glucomètre muni d'un dispositif d'aspiration de la goutte de sang capillaire ..................................... 54 Figure 17. Courbe de glycémie idéale en g/L chez un chien diabétique sous traitement. .............................................................................. 55 Figure 18. Courbe de glycémie idéale en g/L chez un chat diabétique sous traitement. ....................................................................................... 56 Figure 19. Courbe de glycémie d'un chat diabétique sous insuline révélant un effet Somogyi ............................................................................. 58 Figure 20. Courbe de glycémie idéale lors de double injection quotidienne d'insuline. .................................................................... 59 Figure 21. Carte de France avec la localisation de la Seine-Saint-Denis. ....... 74 Figure 22. Carte de France avec la localisation du département de l'Orne. ..... 75 Figure 23. Photographie de la clinique vétérinaire de Bobigny. ...................... 76 Figure 24. Salle de consultation ....................................................................... 77 Figure 25. Appareil radiographique et chasuble .............................................. 78 Figure 26. Appareillage d'analyse rapide pour les urgences. De gauche à droite: ISTAT, MS 4/5 et ACCU CHEK. ....................................... 80 Figure 27. Photographie de la clinique vétérinaire de Mortagne au Perche. ... 81 Figure 28. Prélévement d'une goutte de sang auriculaire à l'aide d'un glycomètre muni d'un dispositif d'aspiration. ................................. 84

x

Figure 29. Utilisation de bandelette urinaire pour le diagnostic du diabète chez un chien. .................................................................................. 84 Figure 30. Photographie d'un chien diabétique atteint de cataracte diabétique bilatérale avec une opacification du cristallin ............... 89 Figure 31. Cas de figure en matière de prise en charge des patients diabétiques. ..................................................................................... 91 Figure 32. Courbe de glycémie d'un cas de diabète sucré d’une chienne suivie. .............................................................................................. 96

xi

LISTE DES TABLEAUX

Tableau I.

Les protéases du suc pancréatique .............................................. 17

Tableau II.

Facteurs potentiellement impliqués dans l'étio-pathogénie du diabète sucré des carnivores domestiques ............................. 34

Tableau III. Comparaison des risques relatifs de développer un diabète sucré chez différentes races canines au Royaume-Uni. .............. 38 Tableau IV. Causes d'hyperglycémie chez le chien et le chat. ....................... 48 Tableau V.

Complications du diabète sucré canin et félin. ........................... 68

Tableau VI. Doses à administrer à un chat souffrant de diabète sucré ........... 92 Tableau VII. Doses à administrer à un chien, selon le poids, souffrant de diabète sucré................................................................................ 93

xii

TABLE DES MATIÈRES INTRODUCTION .................................................................................................................... 1 PREMIERE PARTIE : ETUDE BIBLIOGRAPHIQUE ..................................................... 3 Chapitre 1. Rappels anatomo-physiologiques du pancréas des carnivores domestiques .......................................................................................................................... 4 1- Aspects morphologiques du pancréas des carnivores domestiques .............................. 4 1.1- Aspect macroscopique .......................................................................................... 4 1.2- Conformation ........................................................................................................ 4 1.2.1. Corps (Corpus pancreatis) ............................................................................ 5 1.2.2. Lobe droit (Lobus dexter) .............................................................................. 5 1.2.3. Lobe gauche (Lobus sinister) ........................................................................ 6 1.3- Topographie et moyens de fixité........................................................................... 6 1.3.1- Topographie .................................................................................................. 6 1.3.2- Moyens de fixité ............................................................................................ 7 1.4- Canaux pancréatiques ........................................................................................... 7 1.5- Irrigation pancréatique .......................................................................................... 9 1.5.1- Artères ........................................................................................................... 9 1.5.2- Veines .......................................................................................................... 10 1.5.3- Système capillaire ....................................................................................... 11 1.5.4- Système lymphatique .................................................................................. 11 1.6- Innervation du pancréas ...................................................................................... 11 2- Histologie du pancréas des carnivores domestiques ................................................... 11 2.1. Tissu conjonctif ................................................................................................... 12 2.2- Tissu exocrine ..................................................................................................... 13 2.2.1- Organisation tissulaire : les acini pancréatiques ......................................... 13 2.2.2- Organisation cellulaire ................................................................................ 13 2.2.2.1- Cellules acineuses ................................................................................ 13 2.2.2.2- Cellules centro-acineuses .................................................................... 14 2.2.2.3- Cellules canalaires ............................................................................... 14 2.3- Tissu endocrine : les îlots de Langerhans ........................................................... 15 2.3.1- Cellules alpha .............................................................................................. 15 2.3.2- Cellules bêta ................................................................................................ 16

xiii

2.3.3- Autres types cellulaires ............................................................................... 16 3- Données physiologiques du pancréas des carnivores domestiques ............................ 16 3.1- Les fonctions exocrines du pancréas ................................................................... 16 3.1.1- Le suc pancréatique : nature et rôles ........................................................... 16 3.1.1.1- Les enzymes du suc pancréatique ........................................................ 17 3.1.1.1.1- Protéases ...................................................................................... 17 3.1.1.1.2- Lipases ......................................................................................... 18 3.1.1.1.3- Enzymes agissant sur les glucides ............................................... 19 3.1.1.2- Le bicarbonate de sodium .................................................................... 19 3.1.1.3- Les autres rôles du suc pancréatique ................................................... 19 3.1.2- Les mécanismes de protection contre l’auto-digestion ............................... 20 3.1.3- Régulation de la sécrétion du suc pancréatique........................................... 21 3.2- Les fonctions endocrines du pancréas ................................................................. 22 3.2.1- Les hormones pancréatiques : nature et rôles.............................................. 22 3.2.1.1- Insuline ................................................................................................ 22 3.2.1.1.1- Nature ........................................................................................... 22 3.2.1.1.2- Rôles ............................................................................................ 23 3.2.1.2- Glucagon .............................................................................................. 25 3.2.1.2.1- Nature ........................................................................................... 25 3.2.1.2.2. Rôles .......................................................................................... 25 3.2.1.3- Somatostatine....................................................................................... 26 3.2.1.3.1- Nature ........................................................................................... 26 3.2.1.3.2- Rôles ............................................................................................ 26 3.2.1.4- Polypeptide pancréatique (ou PP) ........................................................ 27 3.2.1.4.1- Nature ........................................................................................... 27 3.2.1.4.2- Rôles ............................................................................................ 27 3.2.1.5- Polypeptide Intestinal Vasoactif (ou VIP) ........................................... 27 3.2.2- Régulation de la sécrétion hormonale ...................................................... 28 3.2.2.1- Insuline ............................................................................................. 28 3.2.2.2- Glucagon .............................................................................................. 29 3.2.2.3- Somatostatine pancréatique ................................................................. 30 3.2.2.4- Polypeptide pancréatique ..................................................................... 30

xiv

Chapitre 2. Le diabète sucré chez les carnivores domestiques ...................................... 32 1- Définition .................................................................................................................... 32 2- Circonstances d’apparition ......................................................................................... 33 2.1- Etiologie et pathogénie ....................................................................................... 33 2.2- Facteurs prédisposants ........................................................................................ 36 2.2.1- L'âge ............................................................................................................ 36 2.2.1.1- Chez le chien ....................................................................................... 36 2.2.1.2- Chez le chat ......................................................................................... 36 2.2.2- La race ......................................................................................................... 37 2.2.2.1- Chez le chien ....................................................................................... 37 2.2.2.2- Chez le chat ......................................................................................... 38 2.2.3- Le sexe......................................................................................................... 38 2.2.3.1- Chez le chien ....................................................................................... 38 2.2.3.2- Chez le chat ......................................................................................... 39 2.2.4- Iatogène ....................................................................................................... 39 2.2.5- L'obésité ...................................................................................................... 39 2.3- Maladies prédisposantes au diabète .................................................................... 40 2.3.1- La pancréatite .............................................................................................. 40 2.3.2- L'insuffisance pancréatique exocrine (IPE)................................................. 41 2.3.3- L'acromégalie .............................................................................................. 41 2.3.4- L'hypercorticisme ou Syndrome de Cushing .............................................. 42 2.3.5- L'hyperthyroïdie du chat.............................................................................. 42 2.4- Incidence ............................................................................................................. 43 2.4.1- Chez le chien ............................................................................................... 43 2.4.2- Chez le chat ................................................................................................. 44 3- Signes cliniques .......................................................................................................... 44 3.1- Tableau clinique du diabète sucré chez le chien ................................................. 44 3.2- Tableau clinique du diabète sucré chez le chat ................................................... 45 3.3- Signes cliniques du diabète acido-cétosique ....................................................... 46 4- Méthodes de diagnostic .............................................................................................. 46 4.1- Diagnostic clinique du diabète sucré chez le chien ............................................ 47 4.2- Cas du diagnostic du diabète sucré de type 1 (stade préclinique) ....................... 49 5- Moyens de contrôle .................................................................................................... 50 5.1- Insulinothérapie ................................................................................................... 50

xv

5.1.1- Protocole d’élaboration de courbes de glycémie......................................... 53 5.1.2- Réalisation d'une courbe de glycémie ......................................................... 54 5.1.2.1- Utilisation de glucomètre ..................................................................... 54 5.1.2.2- Chez le chien ....................................................................................... 55 5.1.2.3- Chez le chat ......................................................................................... 56 5.1.3- L'Effet Somogyi .......................................................................................... 56 5.1.4- Interprétation des courbes de glycémie ....................................................... 58 5.1.5- Intérêt de la courbe de glycémie ................................................................. 60 5.1.5.1- Intérêt lors du suivi à court terme ........................................................ 60 5.1.5.2- Intérêt lors du suivi à long terme ......................................................... 60 5.1.6- Limite de cette analyse ................................................................................ 61 5.2- Mesures hygiéniques ........................................................................................... 62 5.3- Transplantation pancréatique .............................................................................. 64 6- Pronostic ..................................................................................................................... 65 7- Complications ............................................................................................................. 66 7.1- Complications micro- et macro-vasculaires ........................................................ 66 7.2- Autres complications chez le chien et le chat diabétiques .................................. 68 7.3- Complications liées à une hyperglycémie chronique.......................................... 71 7.4- Complication particulière : Allergie à l’insuline et résistance à l’insuline ......... 72 DEUXIEME PARTIE: ETUDE DE CAS DE DIABETE SUCRE CHEZ LE CHIEN ET LE CHAT DANS DEUX CLINIQUES VETERINAIRES EN FRANCE .... 73 Chapitre 1. Contexte de l’étude ........................................................................................ 74 1- Lieux et périodes d'étude ............................................................................................ 74 1.1- La clinique de Bobigny ....................................................................................... 75 1.1.1- Personnel ..................................................................................................... 75 1.1.2- Infrastructures.............................................................................................. 76 1.1.3- Equipement.................................................................................................. 77 1.2- Clinique de Mortagne-au-Perche ........................................................................ 81 1.2.1- Personnel ..................................................................................................... 81 1.2.2- Infrastrucure et équipement ......................................................................... 81 2- Les animaux ................................................................................................................ 82 3- Méthodes .................................................................................................................... 82 3.1- Examen clinique.................................................................................................. 82 3.1.1- Commémoratifs et anamnèse ...................................................................... 82

xvi

3.1.2- L'examen clinique de l’animal .................................................................... 83 3.2- Examens complémentaires .................................................................................. 83 3.2.1- L'analyse de la glycémie ............................................................................. 83 3.2.2- L'analyse d'urine .......................................................................................... 84 3.2.3- Dosage des fructosamines ........................................................................... 85 3.2.4- Autres examens ........................................................................................... 86 Chapitre 2. Résultats ......................................................................................................... 87 1- Données cliniques ....................................................................................................... 87 2- Résultats de laboratoire............................................................................................... 88 2.1- Données sur la glycémie ..................................................................................... 88 2.2- L'analyse d'urine ................................................................................................. 88 2.3- Dosage des fructosamines ................................................................................... 88 2.4- Dosage du cortisol............................................................................................... 88 3- Complications ............................................................................................................. 88 4- Réactions des propriétaires ......................................................................................... 89 5- Prise en charge ............................................................................................................ 90 5.1- Insulinothérapie ................................................................................................... 90 5.2- Alimentation ....................................................................................................... 94 5.2.1- Distribution des repas .................................................................................. 94 5.2.2- Modalités pratiques ..................................................................................... 94 5.3- Réalisation de courbe glycémique par les propriétaires...................................... 95 6- Suivi et évolution ........................................................................................................ 95 6.1- Exemple du suivi d'un animal diabétique ........................................................... 95 6.2- Evolution ............................................................................................................. 96 Chapitre 3. Discussion et recommandations ................................................................... 98 1- Discussion ................................................................................................................... 98 2. Recommandations ..................................................................................................... 105 CONCLUSION ..................................................................................................................... 107 BIBLIOGRAPHIE ............................................................................................................... 112 WEBOGRAPHIE ................................................................................................................. 119 ANNEXES

xvii

INTRODUCTION Le terme de diabète désigne l'ensemble des maladies caractérisées par une augmentation de la production des urines, la polyurie, parfois associées à un taux élevé du sucre dans le sang, l’hyperglycémie, une soif excessive qui entraine une polydipsie et, parfois, par une fonte musculaire importante malgré une polyphagie [2]. Ce terme concerne deux groupes majeurs de diabètes, selon la présence ou non d’hyperglycémie. En effet, l'hyperglycémie est caractéristique du diabète dit "sucré", le diabète le plus fréquemment rencontré chez les carnivores domestiques, et qui résulte d'une anomalie de synthèse ou d'action de l'insuline, hormone hypoglycémiante produite par le pancréas. Le deuxième groupe est le diabète dit "insipide" dû à une anomalie de synthèse ou d'action de l’hormone antidiurétique (ADH) également appelée vasopressine, synthétisée par les neurones de l'hypothalamus et stockée dans l'hypophyse.

A noter qu’en général, le terme de diabète, utilisé sans précision, fait référence au diabète sucré, car le diabète insipide étant suffisament rare et particulier, d’où la précision du terme "insipide" lorsqu’il s’agit de ce type de diabète.

Au cours de ces dernières décennies, il a été observé une augmentation de 30% des cas de diabète chez les carnivores domestiques (chien, chat, furet) [18] avec une incidence moyenne de 0,8% chez les chiens et de 1% chez les chats [40].

Cette augmentation est très probablement liée, entre autres, à l’amélioration des tests de diagnostic de cette affection et le mode de vie, de plus en plus sédentarisé, de ces carnivores.

Même si le diagnostic du diabète sucré est relativement aisé actuellement et que sa thérapeutique est bien maîtrisée, la maladie

n'est pas aussi anodine

puisqu'elle entraine systématiquement la mort de l'animal en l'absence de traitement adéquat, d’une part, et qu'elle est également associée à l'apparition de 1

nombreuses complications bien que la thérapie soit mise en oeuvre à temps, d’autre part.

C’est compte tenu de l'importance médicale du diabète sucré et de la complexité de sa prise en charge que cette étude a été menée et dont l’objectif principal est d'évaluer la prise en charge des cas de diabète sucré du chien et du chat dans deux cliniques vétérinaires en France. De manière spécifique, il s’agira (i) de décrire la démarche diagnostique du diabète sucré chez les carnivores domestiques, (ii) d’analyser les résultats de cette démarche, et enfin (iii) de décrire la prise en charge thérapeutique des patients malades.

Le présent travail est présenté en deux parties :  une première partie consacrée à l’étude bibliographique comprenant deux chapitres dont l’un porte sur les rappels anatomo-physiologiques du pancréas du chien et du chat et l'autre sur l'étude bibliographique du diabète sucré du chien et du chat.  une deuxième partie axée sur le contexte de l’étude (cliniques, animaux, équipements et matériel divers), les méthodes employées ayant permis l’obtention des résultats dont la discussion va conduire à des recommandations.

2

PREMIERE PARTIE : ETUDE BIBLIOGRAPHIQUE

3

Chapitre 1. Rappels anatomo-physiologiques du pancréas des carnivores domestiques Les

diabètes

résultent

d'un

dysfonctionnement

du

métabolisme

endocrinien dont le principal organe mis en cause est le pancréas. Le pancréas est une glande mixte, de texture lobulaire comparable à celle des glandes salivaires, annexée au duodénum et située dans la partie dorso craniale de l'abdomen chez les carnivores domestiques [4].

1- Aspects morphologiques du pancréas des carnivores domestiques 1.1- Aspect macroscopique Le tissu pancréatique a un aspect lobulé, de couleur ocre à rosée, en fonction de la quantité de sang qu’il contient, et de consistance ferme. Il est délimité par un tissu conjonctif (capsule), d’où partent des travées séparant les lobules [5] [27].

D’un point de vue quantitatif, la masse pancréatique ne représente que 0,2 à 0,3% du poids corporel chez les carnivores [5].

1.2- Conformation Chez le chien, le pancréas est un organe étroit et long, en forme de V (figure 1). On distingue trois régions : le corps et les lobes droit et gauche [5].

4

Courbure craniale du duodénum

Figure 1. Conformation du pancréas de chien. D'après [4] 1.2.1. Corps (Corpus pancreatis) Le corps du pancréas est situé dorsalement au pylore et au duodénum. Il est aplati dorso- ventralement [5].

1.2.2. Lobe droit (Lobus dexter) Cette partie correspond à la tête du pancréas chez l'Homme. Chez les carnivores, le lobe droit s’étire sur toute la longueur du mésoduodénum descendant et il est fin et long [5].

5

1.2.3. Lobe gauche (Lobus sinister) Chez le chien et le chat, il se situe dans le prolongement du corps, et se place caudalement au fundus gastrique. Il se termine à proximité de la rate [5].

On parle de queue du pancréas dans l’espèce humaine.

1.3- Topographie et moyens de fixité 1.3.1- Topographie Le corps est en rapport avec la jonction pylore - duodénum crânialement, et avec la veine porte dorsalement. Le lobe droit est en rapport avec le lobe caudé du foie dorsalement et avec la face ventrale du rein droit. Ventralement et médialement, le pancréas entretient des rapports avec le jéjunum et le cæcum ainsi qu’avec le côlon ascendant. Le lobe gauche est en contact avec le lobe caudé du foie à droite, avec la veine porte, la veine cave caudale, l’aorte et la rate à gauche. Ventralement, le pancréas est en contact avec l’estomac et le colon transverse (figure 2) [5].

6

Figure 2. Organes de la région diaphragmatique de l’abdomen du chien, vue caudale, après ouverture du grand omentum. D'après [5].

1.3.2- Moyens de fixité Le pancréas est un organe très peu mobile, de part sa situation au sein de l’abdomen crânial, de la présence des canaux excréteurs et des nombreux rapports avec les organes adjacents. Le lobe droit est solidaire du duodénum, et il est relativement mobile. Le corps du pancréas est, par contre, très peu mobile en raison de la présence d’une lame fibreuse qui le fixe en région lombaire [5].

1.4- Canaux pancréatiques Le suc pancréatique est drainé par les conduits intercalaires provenant des acini. Ces canaux élémentaires s’unissent de proche en proche pour former les

7

conduits intralobulaires, puis les conduits interlobulaires. Ces derniers confluent pour former les deux conduits pancréatiques débouchant dans le duodénum (figure 3): - le canal pancréatique principal (canal de Wirsung), qui s’abouche dans la papille duodénale majeure avec le canal cholédoque.

- le canal pancréatique accessoire (canal de Santorini), s’abouchant dans la papille duodénale mineure [5] [27].

Toutefois, la disposition des conduits varie selon l’espèce, voire même selon les individus. Chez la grande majorité des chiens (84 %), les deux canaux sont présents, mais c’est le conduit accessoire qui est le plus développé [6] [7].

Figure 3. Dessin du pancréas d'un chien et des organes associés en vue ventrale.

D'après [34].

Chez le chat, un seul conduit persiste le plus souvent : le conduit pancréatique principal, mais on rencontre parfois un conduit accessoire [6] [7].

8

1.5- Irrigation pancréatique 1.5.1- Artères (figure 4) Le pancréas est richement irrigué grâce à des branches issues de différentes artères : -

artère cœliaque

-

artère mésentérique crâniale qui se ramifie en trois branches : l'artère splénique, l'artère gastrique et l'artère hépatique.

Figure 4. Représentation schématique des ramifications des artères coeliaque et mésentérique crâniale chez les carnivores domestiques. D'après [10].

9

Le lobe gauche est irrigué par des ramifications de l’artère splénique ; tandis que le corps reçoit le sang provenant de branches issues des artères gastrique et hépatique. Le lobe droit reçoit le sang via les artères pancréatico-duodénales crâniale et caudale, issues respectivement des artères mésentérique crâniale et hépatique [5] [27] [56].

1.5.2- Veines (figure 5) Les veines drainant le pancréas sont satellites du réseau artériel : - veine splénique, - veines pancréatico-duodénales, - veine mésentérique crâniale.

Ces vaisseaux rejoignent la veine porte, le sang provenant du pancréas passe donc obligatoirement par le foie [5] [56].

Figure 5. Représentation schématique de la partie stomacale, duodénale, pancréatique et splénique du système veineux porte des carnivores domestiques.

D'après [10].

10

1.5.3- Système capillaire Un système de type porte relie le tissu endocrine des îlots de Langerhans et le tissu exocrine des acini. Cette disposition permet la régulation des fonctions endocrines entre elles, et assure les fonctions exocrines [9] [56].

1.5.4- Système lymphatique Le réseau de drainage lymphatique du pancréas est développé et les vaisseaux lymphatiques sont disposés le long des vaisseaux sanguins. Le réseau drainant le corps aboutit au nœud lymphatique hépatique chez les carnivores. Le lobe droit est drainé par les nœuds lymphatiques pancréatico-duodénaux, et le lobe gauche par les nœuds lymphatiques spléniques et hépatiques [5] [26].

1.6- Innervation du pancréas L’innervation du pancréas provient du plexus cœliaque ou de ses plexus secondaires :  plexus hépatique, innervant le corps et le lobe droit  plexus splénique, innervant le lobe gauche  plexus mésentérique crânial, innervant le corps et le lobe droit. Les nerfs qui en sont issus forment à leur tour des plexus interlobaires au sein du tissu conjonctif du pancréas.

A noter que les fibres nerveuses vagales et sympathiques sont mêlées [5] [27].

2- Histologie du pancréas des carnivores domestiques Au plan histologique, le pancréas est une glande tubulo-acineuse mixte, composée d’un tissu glandulaire exocrine, représentant la grande majorité de l’organe, et un tissu endocrine dispersé au sein du parenchyme (figure 6). Le

11

pancréas exocrine produit le suc pancréatique qui se déverse dans la lumière digestive, et le pancréas endocrine libère des hormones dans le sang [5] [32].

Dans son ensemble, le pancréas est un organe aux contours mal définis avec de très nombreux lobules séparés les uns des autres par un tissu conjonctif fin.

Figure 6. Coupe histologique d'un pancréas de chien sain au grossissement X100 (Coloration hématoxyline-éosine-safran). D'après [3].

2.1. Tissu conjonctif Le tissu conjonctif est composé par une capsule de collagène qui recouvre la surface du pancréas. De cette structure partent des travées épaisses séparant les différents groupes de lobules : les septa interlobulaires.

Au sein du tissu conjonctif, se trouvent des nombreux vaisseaux sanguins et lymphatiques, les structures nerveuses et autres (fibres élastiques, cellules du 12

système immunitaire). Chez le chat, il y a des mécanorécepteurs qui sont des corpuscules nerveux lamellaires dont le rôle précis n’est pas encore déterminé [3] [9] [14].

2.2- Tissu exocrine 2.2.1- Organisation tissulaire : les acini pancréatiques La partie exocrine du pancréas est organisée sous forme d’acini glandulaires, séparés par une fine lame de tissu conjonctif. Au sein d’un acinus, les cellules sont de forme pyramidale et sont polarisées: le pôle apical est orienté vers la lumière de l’acinus, tandis que le pôle basal repose sur la membrane basale. Les cellules adjacentes sont reliées entre elles par des complexes jonctionnels de type jonctions serrées.

La majeure partie du sang est acheminé aux cellules acineuses par un système de capillaires du type porte issu des capillaires sinusoïdes des îlots de Langerhans.

Le tissu exocrine, le plus éloigné des îlots, ne reçoit du sang qu’en provenance des ramifications artérielles. Ce type d’organisation permet aux cellules endocrines de moduler l’action des cellules acineuses [5] [32] [51].

2.2.2- Organisation cellulaire 2.2.2.1- Cellules acineuses Elles sont majoritaires ; elles synthétisent les enzymes digestives et assurent leur stockage dans les grains de zymogène [5] [11] [56].

La membrane plasmique, au pôle apical, est le lieu où les grains de zymogène libèrent leur contenu dans la lumière acineuse grâce au mécanisme de l’exocytose [31] [54].

Chacune des cellules acineuses est capable de synthétiser la dizaine d’enzymes pancréatiques [11].

13

2.2.2.2- Cellules centro-acineuses Les cellules centro-acineuses se situent au départ des canaux (figure 7).

Elles sécrètent la grande majorité du suc pancréatique qui est une solution aqueuse riche en bicarbonates [5] [11] [56].

Les flèches indiquent trois cellules centroacineuses A: Grains de zymogène Grossissement: X 1200 Coloration: Hematoxyline-éosine

Figure 7. Coupe histologique d'un acinus pancréatique chez un chien en microscopie photonique. D'après [17].

2.2.2.3- Cellules canalaires De chacune des lumières acineuses part un canal intercalaire. Les canaux intercalaires se prolongent en canaux intralobulaires, puis interlobulaires et enfin se terminent en canaux pancréatiques. Les parois de toutes ces structures sont constituées de cellules épithéliales organisées en un épithélium cubique ou cylindrique simple. Autour des canaux de gros calibre, on trouve une tunique de tissu conjonctif.

Les canaux les plus importants, c’est-à-dire les canaux pancréatiques, contiennent, dans leur paroi, des cellules caliciformes productrices de mucus. La

14

tunique conjonctive entourant ces canaux est relativement épaisse et est constituée de tissu conjonctif associé à du muscle lisse [22] [54] [56].

2.3- Tissu endocrine : les îlots de Langerhans Le tissu endocrine du pancréas représente 1 à 2 % de l’organe. Il se répartit dans certains lobules au sein desquels les cellules endocrines sont regroupées en amas dénommés îlots de Langerhans. Il existe aussi des cellules endocrines isolées [9] [56].

On distingue six types cellulaires différents grâce à des techniques immunohistochimiques (figure 8).

Figure 8. Différents types cellulaires d’un îlot de Langerhans. Daprès [36].

2.3.1- Cellules alpha Les cellules α synthétisent le glucagon. Elles représentent 15 % des cellules insulaires et se situent habituellement en périphérie. Seuls certains îlots en contiennent [32].

15

2.3.2- Cellules bêta Les cellules β sont omniprésentes au sein du pancréas endocrine et constituent 70 % des cellules des îlots de Langerhans. Elles produisent l’insuline [32].

2.3.3- Autres types cellulaires Les cellules δ sont réparties dans tous les îlots dont elles représentent 5 à 10 %. On en distingue deux sous-types selon le produit de leur synthèse : somatostatine ou polypeptide intestinal vasoactif.

Les cellules γ, synthétisant le polypeptide pancréatique, et les cellules entérochromaffines, produisant la sérotonine, sont plus rares et se répartissent de façon inégale [32].

3- Données physiologiques du pancréas des carnivores domestiques 3.1- Les fonctions exocrines du pancréas 3.1.1- Le suc pancréatique : nature et rôles Le pancréas exocrine produit le suc pancréatique, mélange d’enzymes digestives et d’une solution de bicarbonates, qui est collecté dans l’arborisation des canaux avant d’être déversé dans la lumière intestinale au niveau du duodénum. Ces enzymes participent à la phase luminale de la digestion en association avec les enzymes gastriques [11].

Le suc pancréatique est un liquide incolore dont le pH est basique, variant de 7,1 à 8,2. Sa densité est supérieure à celle de l’eau et varie, en fonction de la concentration, entre 1,004 et 1,031.

Le suc pancréatique est produit en grande quantité. Ainsi, on estime qu’un chien, de taille moyenne, produit 600 ml par jour de suc pancréatique [23].

16

3.1.1.1- Les enzymes du suc pancréatique Toutes les cellules acineuses sont aptes à synthétiser chacun des types d’enzymes pancréatiques. Ces dernières sont spécialisées dans la rupture de types bien précis de liaisons entre les constituants élémentaires des macromolécules contenues dans le bol alimentaire. La diversité de ces liaisons induit donc la diversité des enzymes synthétisées. Les enzymes digestives du pancréas sont synthétisées sous la forme de proenzymes inactives, stockées à l’intérieur des grains de zymogène. Leur activation n’a lieu que dans la lumière digestive, ce qui évite l’auto-digestion du pancréas [12] [21].

3.1.1.1.1- Protéases (tableau I) Les protéases sont spécialisées dans la rupture des liaisons entre les acides aminés constituant les protéines. Les liaisons entre ces acides aminés étant de natures variées, on rencontre donc plusieurs types d’enzymes protéolytiques qui sont classées en deux groupes :  les endopeptidases : ce type d’enzyme clive une liaison à l’intérieur de la protéine ; ce qui conduit à la formation de courtes chaînes d’acides aminés.  les exopeptidases : ces enzymes assurent la libération des acides aminés en bout de chaîne pour conduire à des acides aminés libres et des peptides.

Tableau I. Les protéases du suc pancréatique. D'après [12].

Une fois libéré dans la lumière duodénale, le trypsinogène est activé par une entérokinase, provenant des cellules muqueuses de la paroi duodénale. Une 17

réaction auto-catalytique se déroule ensuite et la trypsine activée permet la maturation des autres protéases pancréatiques (figure 9) [12] [21].

Figure 9. Activation des protéases du suc pancréatique. D’après [12].

3.1.1.1.2- Lipases L’hydrolyse des triglycérides, constituants essentiels des lipides alimentaires, se fait par l’intervention de la lipase et de la colipase, toutes deux d’origine pancréatique. La lipase est produite sous sa forme active, mais elle est néanmoins inefficace sans la présence de son coenzyme : la colipase qui permet de traverser la couche de substances biliaires recouvrant les gouttelettes lipidiques. La lipase réalise le clivage des acides gras situés aux deux extrémités de la molécule de triglycéride; on obtient ainsi deux acides gras libres et un 2monoglycéride.

18

La cholestérol-estérase hydrolyse les liaisons de type ester. Elle agit sur le cholestérol et les vitamines liposolubles qui sont sous forme estérifiée dans le bol alimentaire.

La phospholipase A2 est sécrétée sous forme inactive. Elle est activée par la trypsine dans le duodénum. Son action aboutit à la libération d’acides gras non estérifiés, de cholestérol et de lysophospholipides [12] [55] [57].

3.1.1.1.3- Enzymes agissant sur les glucides Les polysaccharides sont hydrolysés en carbohydrates (dextrose, maltose, glucose) par l'α-amylase. Cette dernière hydrolyse exclusivement les liaisons osidiques de type α-(1-4) qui se rencontrent dans le glycogène et l’amidon [12] [21].

3.1.1.2- Le bicarbonate de sodium Les cellules centro-acineuses et les cellules de l’épithélium des canaux produisent une solution alcaline riche en bicarbonate de sodium.

Au sein de ces cellules, l’action de l’anhydrase carbonique est essentielle, car cette enzyme catalyse la réaction entre l’eau et le CO2 aboutissant à la formation d’acide carbonique H2CO3. Cet acide, de structure instable, se dissocie en ion H+ et en ion bicarbonate HCO3-.

Le suc pancréatique est donc une solution de pH basique ; ce qui permet l’action des enzymes pancréatiques à un pH optimal et permet également de neutraliser le pH acide du bol alimentaire au moment de son passage dans le duodénum [11] [12] [21].

3.1.1.3- Les autres rôles du suc pancréatique Le suc pancréatique joue des rôles annexes en parallèle de son rôle digestif. Ainsi, il favorise l’absorption du zinc et de la vitamine B12, joue un rôle trophique sur la muqueuse digestive, favorise le renouvellement de la 19

bordure en brosse des cellules duodénales et limite la prolifération bactérienne [21] [55] [57].

3.1.2- Les mécanismes de protection contre l’auto-digestion Il existe plusieurs niveaux de protection du pancréas contre l’autodigestion : - Les enzymes pancréatiques sont synthétisées, stockées et exocytées sous une forme inactive. L’activation n’a lieu qu’en dehors de la cellule, au contact de l’entérokinase produite par la bordure en brosse du duodénum. A noter que la lipase, même si elle est active, n’est pas efficace sans la colipase, et cette dernière est produite sous une forme inactive.

- Les enzymes lysosomales sont capables d’activer les zymogènes au sein même des cellules pancréatiques exocrines. Dans les conditions normales, ce phénomène ne peut avoir lieu car les deux types d’enzymes sont maintenus séparés dans des vésicules distinctes. Les proenzymes du pancréas sont séquestrées dans des compartiments isolés du cytoplasme en permanence.

- Le suc pancréatique contient un inhibiteur spécifique de la trypsine, le PTSI (pancreatic trypsin secretory inhibitor). Ce dernier inhibe la trypsine qui pourrait se trouver sous forme activée à l’intérieur du pancréas malgré les niveaux de protection précédents. Ce contrôle sur la trypsine est particulièrement important, puisque cette enzyme est capable de catalyser l’activation de toutes les autres enzymes pancréatiques.

- Le plasma sanguin contient aussi des antiprotéases permettant d’inhiber toute réaction intempestive lors du relargage d’enzymes dans la circulation sanguine.

Parmi ces antiprotéases plasmatiques, il y a l’α-antitrypsine, l’α-macroglobuline et l’anti-chymotrypsine. Chez l’animal sain, on trouve de faibles quantités d’enzymes pancréatiques sériques [21] [35] [47].

20

3.1.3- Régulation de la sécrétion du suc pancréatique Le suc pancréatique est sécrété principalement en réponse à l’ingestion d’aliments. Toutefois, il existe une sécrétion basale continue lors du jeûne (2% du bicarbonate et 10% des enzymes), mais en faible quantité par rapport à la sécrétion suite à une stimulation.

Suite à l’ingestion d’un repas, on observe une sécrétion biphasique du suc pancréatique:  Premier pic, 1 à 2 h après le repas, contenant en majorité des enzymes ;  Deuxième pic, 8 à 11 h après le repas, avec sécrétion riche en bicarbonates et en grand volume.

La régulation de la sécrétion fait intervenir des mécanismes à la fois hormonaux et nerveux. La part de chacun varie selon les espèces. Ainsi, chez le chat, le contrôle hormonal est prédominant. La régulation hormonale fait intervenir plusieurs hormones libérées dans le flux sanguin.

Ainsi, il y a des hormones à action stimulatrice sur les sécrétions pancréatiques: - la sécrétine : hormone provenant de l’intestin grêle proximal, et dont la quantité libérée est proportionnelle à la distension du duodénum et de la composition du chyle. Elle agit sur les cellules des canaux en stimulant fortement la sécrétion d’eau et de bicarbonates.

- la CCKPZ : hormone polypeptidique libérée par l’intestin grêle proximal. Son action s’étend sur l’ensemble des cellules et permet la libération d’enzymes et de suc pancréatique.

- la gastrine : hormone produite par les glandes pyloriques, et ayant un effet similaire à celui de la CCKPZ. Par contre, d’autres hormones semblent inhiber le pancréas exocrine. C’est le cas du glucagon, la somatostatine et du polypeptide pancréatique.

21

La régulation nerveuse n’est pas encore entièrement élucidée et semble complexe. Elle fait intervenir des stimuli céphaliques (anticipation du repas, odeur de nourriture) et des stimuli gastro-intestinaux [31] [35].

3.2- Les fonctions endocrines du pancréas 3.2.1- Les hormones pancréatiques : nature et rôles 3.2.1.1- Insuline 3.2.1.1.1- Nature L’insuline est un polypeptide constitué de deux chaînes α (21 acides aminés) et β (30 acides aminés) reliées entre elles par deux ponts disulfure (figure 10). L’insuline se présente sous la forme de monomères (forme active), mais également sous forme de dimères et d’hexamères.

Figure 10. Structure biochimique de l'insuline canine. D'après [36].

La synthèse de l’insuline, dans les cellules β, démarre au niveau du réticulum endoplasmique granuleux par la formation d’un polypeptide linéaire, la préproinsuline. L’excision d’un fragment peptidique permet d’obtenir la proinsuline. La maturation permet le reploiement dans l’espace et la formation des ponts disulfure, puis la proinsuline est orientée vers l’appareil de Golgi.

L’insuline, avec le peptide C (peptide de connexion), est alors stockée dans des granules de sécrétion.

Des différences minimes, dans la séquence des acides aminés, existent entre les différentes espèces animales. L’insuline est identique chez le chien, le porc et 22

l’homme. Chez le chat, la structure diffère légèrement, et se rapproche de celle des bovins [13].

3.2.1.1.2- Rôles Le principal effet observable de l’insuline est de diminuer les concentrations plasmatiques en glucose, acides gras et en acides aminés, en favorisant la synthèse de formes de stockage de ces molécules élémentaires par les cellules cibles. Ainsi, l’insuline agit à différents niveaux sur les voies métaboliques impliquant les glucides, les lipides et les protéines (figure 11) [13] [32].

L’action de l’insuline est indispensable pour le transfert du glucose à travers les membranes cellulaires, sauf pour certains tissus (nerveux, hépatique) et les hématies qui nécessitent une certaine concentration plasmatique en glucose afin d’assurer un apport suffisant par simple diffusion.

L’insuline favorise l’utilisation du glucose. Ainsi, les voies métaboliques de transformation du glucose sont stimulées:  la glycolyse : l’insuline active des enzymes telles que la glucokinase, la phosphofructokinase et la pyruvate kinase.  la glycogénogénèse : l’action de l’insuline permet d’accroître l’activité de la glycogène synthétase tout en inhibant la glycogène phosphorylase. On aboutit donc au stockage de glucose sous la forme de glycogène dans les tissus cibles (foie, tissu adipeux, muscles squelettiques).

23

Figure 11. Localisation des récépteurs à l'insuline au sein des membranes des myocytes et des adipocytes et réponse metabolique cellulaire à l'insuline.

D'après [36].

En parallèle, la néoglucogenèse hépatique est inhibée par l’action de l’insuline sur plusieurs enzymes de cette voie métabolique (fructose 1,6-biphosphate aldolase, pyruvate carboxylase, phosphoenolpyruvate carboxylase, glucose-6phosphatase). D’autre part, la synthèse de protéines étant favorisée par l’insuline, la quantité d’acides aminés disponibles pour la néoglucogenèse diminue par la loi d’action de masse. On peut donc souligner l’importance du foie comme organe cible de l’action de l’insuline.

Au niveau du tissu adipeux, l’insuline favorise la synthèse de triglycérides. En effet, l’oxydation du glucose, lors de la glycolyse, aboutit à la formation de pyruvate. Ce dernier est un précurseur de l’acétyl-CoA, qui est lui même le point de départ de la synthèse des chaînes d’acide gras. Cette réaction est catalysée par des enzymes activées, elles aussi, par l’insuline (pyruvate déshydrogénase et acetyl-CoA carboxylase). L’insuline agit en outre sur la lipase contenue dans les 24

endothéliums des tissus extrahépatiques ; ce qui favorise le passage des acides gras vers le tissu adipeux. Enfin, l’insuline, en plus de stimuler la lipogenèse, inhibe la lipolyse.

En ce qui concerne le métabolisme des protéines, l’insuline stimule l’entrée des acides aminés dans les tissus sauf dans le foie, et elle favorise l’anabolisme des protéines tout en diminuant leur catabolisme [13].

3.2.1.2- Glucagon 3.2.1.2.1- Nature Le glucagon est une hormone polypeptidique formée d’une chaine de 29 acides aminés et dont la séquence varie très peu selon les espèces. Cette hormone a pour particularité d’avoir plusieurs sites de production au sein de l’organisme : 1) les cellules α des îlots de Langerhans du pancréas (principal lieu de synthèse) 2) l’estomac qui produit une molécule identique (le glucagon stomacal) 3) l’intestin grêle qui produit la glicentine, polypeptide ayant la même immunoréactivité que le glucagon. La synthèse du glucagon est comparable à celle de tous les polypeptides [13].

3.2.1.2.2. Rôles Les effets biologiques du glucagon sont opposés à ceux de l’insuline. Le glucagon a des effets essentiellement sur le foie où il permet l’augmentation de la concentration en AMPc dans les hépatocytes ; ce qui a pour effets :  une diminution de la synthèse de glycogène,  une augmentation de la glycogénolyse,  une stimulation de la néoglucogenèse.

25

Le bilan de ces actions sur les différentes voies du métabolisme glucidique est donc une augmentation de la concentration plasmatique en glucose. En outre, le glucagon favorise la lipolyse et la libération d’acides gras. Au niveau du métabolisme des protéines, les actions du glucagon et de l’insuline sont plutôt complémentaires qu’opposées. En effet, l’ingestion de protéines alimentaires provoque une augmentation de la concentration plasmatique en acides aminés.

Or la concentration élevée en acides aminés, dans le plasma, stimule à la fois la libération d’insuline et de glucagon. Les actions de ces deux hormones sont donc ici complémentaires : le glucagon favorise la transformation des acides aminés en glucose grâce à la néoglucogenèse hépatique, et cette élévation de la glycémie est modulée par l’action de l’insuline qui est libérée. Le glucagon et l’insuline agissent donc en synergie sur le métabolisme des acides aminés ; ce qui permet le maintien de la glycémie dans les valeurs biologiques usuelles [13].

3.2.1.3- Somatostatine 3.2.1.3.1- Nature La somatostatine est une hormone de nature polypeptidique, constituée de 14 acides aminés. La somatostatine peut être synthétisée par de nombreux tissus de l’organisme comme :  l’encéphale, où elle a été d’abord identifiée, 

le tube digestif,

 les cellules δ des îlots de Langerhans du pancréas [13].

3.2.1.3.2- Rôles La somatostatine a des effets inhibiteurs sur la digestion. Elle inhibe, en effet, la motilité et les fonctions sécrétoires du tractus digestif. Elle agit sur le pancréas endocrine en inhibant la libération de toutes les hormones pancréatiques : insuline, glucagon et polypeptide pancréatique. Elle agit, en

26

outre, sur les cellules δ; ce qui permet un rétrocontrôle négatif de sa propre sécrétion.

Les cellules α sont plus sensibles à l’effet de la somatostatine que les cellules β ; c’est pourquoi la sécrétion du glucagon est plus affectée que celle de l’insuline [13].

3.2.1.4- Polypeptide pancréatique (ou PP) 3.2.1.4.1- Nature Le polypeptide pancréatique est constitué d’une séquence de 36 acides aminés et est sécrété exclusivement par les cellules F du pancréas endocrine [13].

3.2.1.4.2- Rôles Les effets du polypeptide pancréatique sont directement portés sur le système digestif :  inhibition de la contraction de la vésicule biliaire,  inhibition de la sécrétion des hormones pancréatiques,  augmentation des contractions stomacales et de la vidange gastrique [13].

3.2.1.5- Polypeptide Intestinal Vasoactif (ou VIP) Il stimule la sécrétion de bicarbonate par le pancréas exocrine.

A noter que certains auteurs considèrent que la somatostatine, le VIP et le PP assurent des fonctions paracrines du pancréas, plutôt que des fonctions endocrines. En effet, ces hormones sont produites par des cellules neuroendocrines des îlots de Langerhans [21].

27

3.2.2- Régulation de la sécrétion hormonale 3.2.2.1- Insuline La sécrétion de l’insuline se produit suite à l’augmentation de la glycémie (stimulus) et se déroule en deux phases (figure 12):

Figure 12. Cinétique de la sécrétion d'insuline par les cellules β, en réponse à une hausse de la glycémie. D'après [24].

En phase aiguë, il y a exocytose des granules de sécrétion stockés dans les cellules β qui contiennent l’insuline préformée. Alors qu’en phase chronique, il y a synthèse d’insuline.

Le mécanisme de la régulation de sa secrétion est présenté dans la figure 13.

28

Seconds messagers : IP3 ; DAG ; AMPc Transporteur : GLUT-2 Hormones: VIP ; CCK ; GLP1 ; GIP

Figure 13. Mécanisme de régulation de la sécrétion d'insuline par les cellules β.

D'après [36].

Le catabolisme de l’insuline est rapide, et la demi-vie de celle-ci, dans la circulation, est de l’ordre d’une dizaine de minutes [13].

3.2.2.2- Glucagon La sécrétion du glucagon démarre lors de l’ingestion de nourriture, puis elle s’intensifie au fur et à mesure que la concentration plasmatique en glucose diminue sous l’effet de l’insuline. Le glucagon ainsi libéré permet d’éviter toute hypoglycémie post-prandiale.

La synthèse et la sécrétion du glucagon sont donc stimulées par la chute de la glycémie ; ce qui constitue une sorte de rétrocontrôle négatif par rapport à l’action de l’insuline. Les deux hormones agissent ainsi en tandem de façon à maintenir l’homéostasie du glucose (figure 14).

29

Figure 14. Effets de l’hyperglycémie et de l’hypoglycémie sur les sécrétions d’insuline et de glucagon. D'après [24].

Les hormones intestinales, sauf la sécrétine, stimulent la libération de l’insuline et du glucagon. La stomatostatine, elle, a un effet inhibiteur sur la sécrétion d’insuline et de glucagon.

Par ailleurs, toute stimulation du système nerveux neuro-végétatif sympathique et parasympathique favorise la libération du glucagon.

Le glucagon a une demi-vie plasmatique très courte, de l’ordre de 5 mn [13].

3.2.2.3- Somatostatine pancréatique La libération de la somatostatine est inhibée par l’augmentation du taux de nutriments (glucose, acides aminés) dans le plasma. Elle est également inhibée par le système nerveux autonome via les neurotransmetteurs (adrénaline, noradrénaline, acétylcholine). Le glucagon stimule la sécrétion de somatostatine [13].

3.2.2.4- Polypeptide pancréatique La sécrétion du polypeptide pancréatique est stimulée par:  les hormones intestinales (cholécystokinine, sécrétine, gastrine) 30

 la stimulation du nerf vague X.  l’ingestion de protéines.

Elle est inhibée par la somatostatine [13].

31

Chapitre 2. Le diabète sucré chez les carnivores domestiques En théorie, il existe chez le chien et le chat, plusieurs types de diabète:  le diabète sucré  le diabète insipide  le diabète transitoire. Le diabète transitoire est, dans l'ensemble, rare et ne sera donc pas traité ici. Il survient essentiellement à la suite d’un traitement

utilisant

des

hormones

favorisant

l’hyperglycémie

(glucocortico des, hormones sexuelles), ou bien encore lors de la gestation. Il est à noter qu'il survient également chez les chats stressés.

En fait, chez le chien et le chat, espèces ciblées dans cette étude, le diabète sucré insulino-dépendant est de loin le plus fréquent. C’est pourquoi seul le diabète sucré sera traité dans les pages qui suivent.

1- Définition Le diabète sucré est un syndrome défini par un état d’hyperglycémie chronique (taux de glucose sanguin  1,2 g/L) due à une insuffisance de sécrétion d’insuline et/ou à un défaut de sécrétion d'insuline [2]. Il s'agit d'une maladie endocrinienne de plus en plus fréquement diagnostiquée chez les carnivores domestiques.

Cette hyperglycémie peut cependant avoir multiples origines dont, en particulier, un état de stress ou de peur, fréquent lorsqu’un animal (et surtout le chat) est présenté chez le vétérinaire et ne représentant pas en soi l’hyperglycémie associée au diabète. C’est uniquement lorsque cet état devient permanent, chronique, et qu’il est associé à des signes cliniques caractéristiques que l’on peut parler de diabète sucré. Le diabète sucré est classé en deux types: - diabète de type 1: Il s’agit du diabète anciennement appelé insulinodépendant. Ce diabète se caractérise par une destruction des cellules β pancréatiques conduisant à une déficience en insuline. L’origine de cette 32

destruction des cellules β peut être un processus auto-immun (diabète à médiation immune) ou inconnue (diabète idiopathique) [19].

- diabète de type 2: Il s’agit du diabète jusqu’alors appelé non insulinodépendant. Ce diabète est la conséquence d’une résistance à l’insuline (action défectueuse de l’insuline sur les cellules cibles) et/ou d’un défaut de sécrétion d’insuline dont l’étiologie reste encore inconnue à ce jour [19].

2- Circonstances d’apparition 2.1- Etiologie et pathogénie Jusqu'à une glycémie de 1,8 g/L, la totalité du glucose de l'urine primitive est réabsorbée au niveau du tube contounré proximal (TCP). Au delà de cette concentration, le glucose apparait dans les urines définitives, c'est la glucosurie.

C'est le cas du diabète sucré où, à défaut d'insuline ou d'utilisation de celle-ci, le glucose n'est pas utilisé de manière optimale par les cellules.

Chez les carnivores domestiques, le diabète sucré peut être la conséquence de maladies pancréatiques ou de troubles non pancréatiques (tableau II).

33

Tableau II. Facteurs potentiellement impliqués dans l'étio-pathogénie du diabète sucré des carnivores domestiques. D'après [48].

La grande majorité des carnivores domestiques souffrent de diabètes insulinodépendants au moment de leur diagnostic [19]. Ce diabète insulino-dépendant est, en effet, caractérisé par une hypo-insulinémie (et notamment une absence de sécrétion d’insuline après administration de glucose ou de glucagon) et par la nécessité d’une insulinothérapie pour contrôler la glycémie. Les causes de ce diabète sucré insulino-dépendant n’ont pas été clairement identifiées mais il semble, aujourd’hui, évident que l’étiologie du diabète insulino-dépendant est plurifactorielle avec une orientation génétique chez des sujets prédisposés.

Ainsi, bien que l’étiologie exacte de cette déficience/destruction des cellules β chez les chiens et chats diabétiques reste aujourd’hui encore inconnue, plusieurs hypothèses pathologiques sont émises [8]: - hypoplasie/atrophie congénitale des cellules β - destruction des cellules β associée à une affection du pancréas exocrine - destruction des cellules β à médiation immune - processus idiopathique

34

Le diabète non insulino-dépendant est dû à une déficience relative en insuline qui résulte d’un antagonisme de la fonction de l’insuline par d’autres hormones comme dans les cas suivants [8]: - hormones sexuelles lors du diœstrus ou de la gestation.

- résistance à l’insuline secondairement à une autre dysendocrinie - hyperadrénocorticisme ou acromégalie - résistance à l’insuline d’origine iatrogénique lors de corticothérapie ou de traitements progestagènes.

Le diabète de type 1 est insulino-dépendant alors que le diabète de type 2

peut être insulino-dépendant ou non insulino-dépendant selon la sévérité de la résistance à l’insuline et de la déficience en insuline (par dysfonctionnement des cellules β). Ce qui explique pourquoi l’on observe, chez le chien et le chat, des diabètes non insulino-dépendants qui évoluent en diabète insulino-dépendant.

On peut également observer l’évolution inverse (un diabète insulino-dépendant devenant non insulino-dépendant) lorsque l’atteinte des îlots de Langerhans diminue avec le temps suite à l’atténuation de la sévèrité des processus inflammatoire, infectieux, tumoral ou d’un désordre endocrinien concomitant [19]. C’est pourquoi, à l’heure actuelle, il n’existe pas un consensus international sur les critères de classification du diabète sucré chez les carnivores domestiques. Les études menées sur des populations canines ont suggéré que, si les critères de classification établis chez l’homme étaient appliqués au chien, environ 50% des chiens diabétiques pourraient être classés comme souffrant d’un diabète sucré de type 1 par détection, chez-eux, d’autoanticorps anti-cellules β pancréatiques [28]. L’autre moitié des cas de diabète canin résulte, probablement, d’une destruction pancréatique ou d’une résistance à l’action de l’insuline chronique qui n’est pas d’origine auto-immune : ils sont qualifiés "d’autres types spécifiques de diabète sucré" et de "diabètes gestationnels" ou "diabète du diœstrus" selon qu’ils sont diagnostiqués

35

respectivement pendant la gestation ou le diœstrus de la chienne. On considère donc qu’il y a trois formes principales de diabète sucré chez le chien: une forme similaire au diabète de type 1 de l’homme, une forme se rapprochant du diabète gestationnel de la femme et les autres types spécifiques de diabète sucré [45].

Historiquement les vétérinaires avaient la même approche diagnostique du diabète sucré pour le chien et le chat, les stratégies thérapeutiques des diabètes félins étaient également calquées sur celles du chien. L’approfondissement des connaissances pathophysiologiques et cliniques ont mis en évidence des différences fondamentales entre les deux espèces. Chez le chat, une résistance à l’insuline ainsi qu’une sécrétion en insuline altérée ont été mises en évidence chez des chats diabétiques dont la plupart étaient obèses. Ces ressemblances cliniques et pathophysiologiques avec le diabète sucré de type II humain sont très évocatrices d’étiologies identiques. C’est pourquoi la majorité (80-95%) des diabètes sucrés, chez le chat, est considérée comme du diabète sucré de type 2 [25] [44].

2.2- Facteurs prédisposants 2.2.1- L'âge 2.2.1.1- Chez le chien Le diabète sucré, notamment de type I (50% des cas de diabète sucré, d'après [29]), est l’une des affections endocriniennes les plus fréquentes, qui touche plus particulièrement les adultes et les vieux chiens ; la majorité des cas étant décrits après 8 ans d’âge moyen (5 à 12 ans) [18].

2.2.1.2- Chez le chat Les cas de diabètes chez les jeunes chats sont rarissimes alors que les chats âgés de plus de 8 ans représentent plus de la moitié des diabétiques. Une récente étude américaine a même montré que 82% des chats diagnostiqués diabétiques, dans les hôpitaux universitaires vétérinaires, étaient âgés de 7 ans 36

ou plus [42]. L’âge a, en effet, été identifié comme le facteur de risque le plus important quant au développement d’un diabète sucré chez le chat puisque l’incidence augmente progressivement avec l’âge du chat jusqu’à un maximum entre 10 et 13 ans d’âge [45].

2.2.2- La race 2.2.2.1- Chez le chien La race semble être aussi un facteur prédisposant au diabète sucré (tableau III). Chez le chien, la susceptibilité génétique au développement d’un diabète sucré a été mise en évidence par l’existence de lignées prédisposées au diabète [18] [50].

En effet, certaines races de chien comme les Samoyèdes, les Cairn Terriers, les Bichons frisés, ... montrent des prédispositions familiales au développement d’un diabète sucré et, plus particulièrement, au développement d’un diabète sucré de type I. A l’inverse, certaines races, comme les Boxers, les Bergers allemands ou encore les Golden Retrievers, seraient moins sujettes au diabète sucré [18] [28] ; on les qualifie même quelquefois de lignées "résistantes" au diabète sucré.

37

Tableau III. Comparaison des risques relatifs de développer un diabète sucré chez différentes races canines au Royaume-Uni. D'après [50].

2.2.2.2- Chez le chat Il existe certaines races de chats où la prévalence est plus élevée que dans la population féline générale comme par exemple les chats Birmans où la prévalence est de 1,75% avec 10% de chats diabétiques de plus de 8 ans [46].

2.2.3- Le sexe 2.2.3.1- Chez le chien Les femelles sont plus fréquemment atteintes que les mâles d'après l'étude de Fall et al. [18] avec 76% des chiens femelles diabétiques. Cette différence peut s’expliquer par l’influence du cycle sexuel sur l’action de l’insuline. Chez la chienne non gravide, la phase de diœstrus dure aussi longtemps que la période de gestation normale (environ 9 semaines) et les profils hormonaux sont sensiblement les mêmes que la chienne soit gravide ou non [19] [45]. Les 38

diabètes diagnostiqués lors de la gestation ou du diœstrus sont proches des diabètes gestationnels diagnostiqués chez la femme enceinte et doivent, s’ils persistent après le diœstrus ou la mise-bas, être explorés afin de les classifier en diabète sucré "vrai".

2.2.3.2- Chez le chat Il semble qu’il y ait une prédisposition sexuelle au diabète sucré, car les mâles sont plus volontiers atteints que les femelles (environ 1,5 fois plus) [42].

En outre, les chats stérilisés ont deux fois plus de risque de développer un diabète sucré que les chats non stérilisés [28] ; ceci pourrait s’expliquer par la prise de poids souvent consécutive à la stérilisation de l’animal or l'obésité est un facteur prédisposant comme nous le verrons plus bas.

2.2.4- Iatogène Les animaux sous traitement à base de glucocorticoïdes ou les animaux recevant de l’acétate de mégestrol sont plus fréquemment atteints de diabète sucré [37].

2.2.5- L'obésité Entre 25 et 30% des chiens diabétiques souffrent d’obésité qui est associée à un risque accru de développer une pancréatite. Etant donné que la pancréatite apparaît comme une cause possible de diabète sucré, comme nous le verrons plus tard, l’obésité interviendrait également comme facteur de risque du diabète sucré, même si son rôle pathogénique n’est pas encore connu. D’autres facteurs environnementaux, comme par exemple, une alimentation riche en graisses, peuvent conduire à une lipémie (augmentation des acides gras libres plasmatiques) et donc modifier le métabolisme lipidique ; ces facteurs exogènes seraient potentiellement à l’origine de pancréatites chez les chiens obèses et donc à l'origine d'un diabète sucré [45]. Ainsi, les chats obèses sont trois à cinq

39

fois plus sujets au diabète que les chats possédant un indice de masse corporelle (IMC) normal.

2.3- Maladies prédisposantes au diabète Certaines maladies peuvent contribuer au développement du diabète chez les carnivores domestiques.

2.3.1- La pancréatite La pancréatite est une inflammation du pancréas. Les enzymes digestives se diffusent dans les tissus pancréatiques environnants et les endommagent.

Dans la plupart des cas, la cause de la pancréatite est idiopathique. Une pancréatite aiguë peut entraîner un diabète sucré provisoire, mais si la nécrose pancréatique est importante avec la chronicité, le diabète peut devenir permanent. Une situation similaire peut survenir en cas de néoplasie pancréatique.

Chez le chien comme chez le chat, il existe une association entre diabète sucré et pancréatite. Environ 28% des chiens diabétiques souffrent de lésions pancréatiques étendues résultant d’une pancréatite chronique ; ce qui en fait la principale étiologie [45].

Chez le chien, les résultats d’études indiquent que certains chiens souffrant de pancréatite chronique ont une déficience fonctionnelle des cellules β et sont donc en stade prédiabétique. Ainsi une pancréatite aiguë ou chronique a été diagnostiquée chez près de 40% des chiens diabétiques ; ce qui suggère qu’une pancréatite jouerait un rôle dans le développement d’une auto-immunité dirigée contre les cellules β chez les animaux prédisposés génétiquement. D’un autre côté, il pourrait également être suggéré que le diabète constitue un facteur de risque quant à la survenue d’une pancréatite. L’hypertriglycéridémie, observée notamment lors de diabète sucré, pourrait être aussi la cause du développement d’une pancréatite [45].

40

2.3.2- L'insuffisance pancréatique exocrine (IPE) L’insuffisance pancréatique exocrine est une maladie congénitale ou acquise qui peut affecter à la fois le chien et le chat, bien qu’elle soit plus courante chez le chien.

Chez le chien, l’IPE est généralement due à l’atrophie des acini pancréatiques.

Elle peut être observée en présence de diabète sucré si les lésions concernent à la fois le pancréas exocrine et endocrine. Les jeunes adultes, en particulier les chiens bergers allemands, sont généralement touchés par cette maladie.

Chez le chat, L'IPE est généralement le stade terminal de la pancréatite. Il peut être observé en présence de diabète sucré si les lésions concernent à la fois le pancréas exocrine et endocrine.

2.3.3- L'acromégalie L'acromégalie est un syndrome apparaissant à la suite d'une sécrétion excessive d'hormone de croissance (GH) chez un animal adulte. Or la GH possède des effets anaboliques et cataboliques [20].

Les effets cataboliques résultent directement de l'action anti-insuline de la GH sur les tissus. La GH stimule la synthèse de glucose par le foie, favorise la lipolyse et gène l'action de l'insuline par divers mécanismes (diminution du nombre de récépteurs membranaires à l'insuline, interférence avec l'action de l'insuline au niveau cellulaire). Il en résulte une hyperglycémie, une synthèse de corps cétoniques et une résistance à l'insuline. Un diabète sucré peut ainsi se déclarer à la suite d'une augmentation prolongée de la concentration plasmatique en GH. Les effets anaboliques se manifestent surtout par une synthèse protéique et une prolifération cellulaire à la fois au niveau des tissus mous et du squelette.

Chez les chiens, la progestérone agit sur la sécrétion de la GH, c'est pourquoi la stérilisation des chiennes a généralement un effet préventif. En revanche, chez le 41

chat, la progestérone n'agit pas sur la sécrétion de GH et 90% des cas d'acromégalie sont dues à une tumeur hypophysaire augmentant la sécrétion de GH [41].

2.3.4- L'hypercorticisme ou Syndrome de Cushing L’hypercorticisme est un trouble endocrinien relativement courant chez le chien, mais rare chez le chat. Les signes cliniques sont similaires à ceux du diabète sucré (polydipsie, polyurie et polyphagie), d'où l'importance des examens complémentaires dans le diagnostic précis du diabète. Le diabète sucré peut se développer à la suite d’un hypercorticisme causé par une insulinorésistance provoquée par un excédent d’hydrocortisone.

2.3.5- L'hyperthyroïdie du chat L’hyperthyro die est un trouble endocrinien relativement fréquent chez des chats d’âge moyen et des vieux chats. Elle se caractérise par une perte de poids, une polyphagie, une polydipsie, une polyurie, une hyperactivité et des diarrhées. Le diabète sucré et l’hyperthyroïdie peuvent être concommitents et on les distingue par dosage des hormones T4 thyroïdiennes permettant de confirmer ou d’infirmer l’hyperthyroidie.

L’hyperglycémie est la caractéristique principale du diabète sucré dont les principaux symptômes sont la polyurie, la polydipsie, la glucosurie et la perte de poids en dépit d’un apport calorique adéquat. Au-delà d’une certaine concentration plasmatique de glucose, généralement >10,08-12,32 mmol/L (>1,8-2,2 g/L) chez le chien et >11,2-15,68 mmol/L (>2-2,8 g/L) chez le chat, la résorption tubulaire rénale du glucose est dépassée ; ce qui conduit à une glucosurie. La glucosurie va se traduire par une polyurie, car le glucose s'élimine en même temps que son eau de liaison augmentant ainsi le volume des urines. Cette polyurie, par la baisse de la volémie qu'elle entraine, conduit à la polydypsie, c'est-à-dire une soif fréquente ainsi qu'à une déshydratation. En

42

outre, la non utilisation du glucose par les cellules conduit à la polyphagie. En effet, l'entrée du glucose dans les cellules des centres nerveux de la faim et de l'appétit se fait par des transporteurs insulino-dépendants. Du fait du manque d'insuline, le glucose n'entre pas dans ces cellules nerveuses ; ce qui conduit à une stimulation permanente de ces centres, d'où la polyphagie malgré l'hyperglycémie.

Bien qu'il y ait polyphagie, l'animal maigri car, à défaut d'insuline, les substrats ne sont pas utilisés pour la synthèse de protéines occasionnant une fonte musculaire.

Lorsque le diabète est complètement décompensé, il se complique d’une crise d’acido-cétose on peut alors atteindre des glycémies très élevées (jusqu’à 9-10 g/L). Ce diabète décompensé s'explique par le déficit insulinique qui se traduit par une augmentation des acides gras libres dans le plasma. Lorsque la capacité des hépatocytes d’oxyder les acides gras en CO2 est dépassée, les acides βhydroxybutyrique et acétoacétique s’accumulent et forment la cétose. Au début, l’organisme compense cette accumulation d’acides gras en augmentant les pertes respiratoires en CO2, mais, sans administration d’insuline, une acidose métabolique sévère s’installe et le malade meurt d’un coma diabétique [19].

2.4- Incidence L’incidence du diabète sucré chez le chien et le chat se situe entre 1 sur 100 à 1 sur 500 [40]. Tout carnivore est susceptible de souffrir un jour de diabète, mais l’affection atteint plus volontiers les animaux adultes et âgés. Une incidence plus forte est observée chez les chiennes non castrées ainsi que les chats males castrés.

2.4.1- Chez le chien Les formes juvéniles surviennent chez de jeunes chiens de moins d’un an et sont peu fréquentes. Il a été décrit des diabètes sucrés chez des chiots 43

Labrador retrievers diagnostiqués à 3 mois et jusqu’à 6 mois d’âge [19].

Chez le chien adulte, la quasi-totalité des diabètes diagnostiqués sont insulinodépendants, et environ 46% de ces animaux présentent des lésions histologiques d’insulite (infiltration d’îlots de Langerhans par des cellules inflammatoires, principalement des lymphocytes T) au moment du diagnostic et presque 50% des chiens diabétiques possèdent des auto-anticorps anti-cellules β [45]. La prévalence du diabète sucré de type 1 est plus élevée chez certaines familles canines comme précedement annoncé [19] [50].

2.4.2- Chez le chat Le diabète sucré est l’une des dysendocrinies les plus fréquentes du chat, et affecte en moyenne 0,5% des chats [0,25-1%]. Sa prévalence ne cesse d’augmenter ces dernières années, car, par exemple, elle a été multipliée par 15 en 30 ans aux Etats-Unis [28], [46].

La plupart des formes cliniques de diabète sucré apparaissent chez le chat de plus de 8 ans. Environ 70% des chats sont insulino-dépendants au moment du diagnostic en raison d’une “toxicité” du glucose sur les cellules β [1].

3- Signes cliniques 3.1- Tableau clinique du diabète sucré chez le chien L’apparition des signes cliniques est le plus souvent insidieuse puisque progressive sur plusieurs semaines à plusieurs mois. Les propriétaires de chiens diabétiques rapportent souvent l’apparition, plus ou moins progressive, d’une polyurie, parfois confondue avec une incontinence urinaire ou de la malpropreté, d’une polydipsie et d’une polyphagie associée à une perte de poids. Parfois la consultation vétérinaire est motivée par l’apparition brutale d’une cataracte bilatérale qui se traduit par une leucocorie (pupille d’aspect laiteux) et une cécité plus ou moins totale. De plus, les chiens atteints de diabète insulino-dépendant seront enclins à développer des états acido-cétosiques rapidement mortels en 44

l’absence d'injection d'insuline. Le risque, pour le chien diabétique, de développer une cétonémie et une acidose métabolique est d’autant plus élevé si le propriétaire n’a pas remarqué les signes cliniques du diabète et que le chien n’a pas de déficit visuel.

En plus des signes cliniques de diabète sucré, le praticien doit toujours rechercher les signes d’affections concomitantes pouvant être à l’origine d’un antagonisme insulinique comme une pancréatite, une infection bactérienne, un œstrus

récent,

une

insuffisance

cardiaque

congestive

ou

un

hyperadénocorticisme. Ces affections peuvent, en effet, expliquer l’émergence clinique du diabète sucré mais aussi altérer son traitement. Il est donc indispensable de les identifier et de les traiter afin d’obtenir une insulinothérapie efficace [19].

La gravité des anomalies mises en évidence lors de l’examen clinique d’un chien diabétique dépend de la présence (et la sévérité) ou non d’acido-cétose, mais également du délai entre le développement du diabète sucré et le diagnostic de celui-ci et de l’existence ou non d’une affection concomitante. En l’absence d’état acido-cétosique, la plupart des chiens diabétiques sont obèses malgré une bonne condition physique, et une hépatomégalie peut être mise en évidence à la palpation abdominale. Si le diagnostic, et par la même occasion le traitement du diabète ont tardé, il peut y avoir une perte de poids, une léthargie, un poil piqué, un squamosis hyperkératosique et une cataracte à stade plus ou moins avancé.

3.2- Tableau clinique du diabète sucré chez le chat La consultation vétérinaire est souvent motivée par ce qui est décrit comme de la "malpropreté" par les propriétaires, car le chat urine en dehors de sa litière ou bien cette dernière doit être changée plus souvent en raison d’une polyurie. Même si elle n’est pas précisément objectivée, l’augmentation de l’abreuvement est souvent remarquée. Il est également rapporté une certaine léthargie avec un chat moins interactif et qui se toilette moins [19].

45

L’examen clinique à distance peut révéler plusieurs anomalies telles qu’un pelage sec, terne et hirsute, une faiblesse musculaire et parfois une plantigradie.

Les signes cliniques, observables lors de diabète sucré, dépendent de la sévérité du diabète avec ou non un état acido-cétosique, du délai qui sépare le début du diabète de son diagnostic mais aussi d’éventuelles affections intercurrentes. Les quatre signes classiques du diabète sucré sont présents : une polyurie associée à une polydipsie compensatrice et une perte de poids malgré une augmentation de la prise alimentaire (polyphagie).

3.3- Signes cliniques du diabète acido-cétosique L’acido-cétose complique souvent un diabète sucré diagnostiqué tardivement ou un diabète sucré mal régulé. Par exemple, elle est présente chez approximativement 12 à 37% des chats diabétiques au moment du diagnostic et quelques animaux présentent une cétose seule [46]. Le diabète acido-cétosique se traduit cliniquement par une déshydratation, une faiblesse musculaire, un état dépressif à l’examen neurologique, une tachypnée (ou une bradypnée lors d’acidose métabolique sévère), des vomissements et parfois une haleine "pomme" (odeur de l’acétone dans l’air expiré).

4- Méthodes de diagnostic Les motifs de consultations liés à une PuPd sont variés comme dans le cas du diabète insipide. De part ce diagnostic différentiel important pour la PuPd, le clinicien doit réaliser un recueil exhaustif de l’anamnèse et des commémoratifs ainsi qu'un examen clinique complet de l’animal.

Le propriétaire peut noter une augmentation de la prise de boisson de son animal et une incontinence liée au fait que l’animal a besoin de plus uriner. Lorsque le vétérinaire a un doute, une évaluation quantitative de la prise de boisson doit être effectuée. Celle-ci doit être faite durant 24 h et si possible plusieurs fois afin d’effectuer une moyenne. Lors de cette évaluation, l’animal doit être, de 46

préférence, dans ses conditions de vie habituelle. Des valeurs seuils sont fixées à partir desquelles on parle de PuPd chez le chien et le chat. Il s’agit d’une prise de boisson supérieure à 100 ml par Kg et par jour ou d’une production d’urine supérieure à 50 ml par Kg et par jour. Cependant, si les valeurs recueillies, au cours de la journée, sont inférieures à ce seuil mais que les propriétaires relatent tout de même une augmentation de prise de boisson, une exploration devrait être menée par le vétérinaire. La mesure de la densité urinaire est à faire par un réfractomètre. Cependant, la densité urinaire est très variable tout au long de la journée même pour un même chien. Ainsi, plusieurs prélèvements doivent être faits afin d’effectuer une moyenne. Les prélèvements par cystocentèse sont préférés, car ils sont faciles à réaliser et causent moins de contamination par des substances issues des voies urinaires inférieures à la vessie. Si la moyenne est inférieure à 1.020, cela renforce l’hypothèse de PuPd. La présence d’urine de densité supérieure à 1.030 n’est possible qu’en présence de rein dont la fonctionnalité est conservée. Cependant, dans certaines affections, une diurèse osmotique est induite. La présence de l’agent osmotique dans les urines peut augmenter la densité urinaire jusqu'à des valeurs normales, alors qu’une polyurie existe. Ce qui est souvent vérifié lors de diabète sucré.

4.1- Diagnostic clinique du diabète sucré chez le chien Etant donné que les méthodes diagnostiques du diabète sucré sont les mêmes chez le chien et le chat, il n’est envisagé ici que le diagnostic du diabète sucré chez le chien.

Après les données de l’anamnèse et des commémoratifs, le diagnostic d’un diabète sucré est posé lorsqu’une hyperglycémie persistante (> 14 mmol/L ou > 2,50 g/L) et une glucosurie sont mises en évidence chez un chien présentant les signes cliniques classiques de diabète sucré (polyurie, polydipsie, polyphagie et perte de poids) [19].

La mesure de la glycémie peut se faire avec des appareils portables qui donnent 47

le résultat immédiatement et ne nécessitent qu’une goutte de sang, généralement prise au niveau de l'oreille de l'animal. La mise en évidence d’une glycosurie se fait par l’intermédiaire d’une bandelette urinaire qui peut aussi mettre en évidence des corps cétoniques dans les urines lors de diabète acido-cétosique. Il est important de mettre en évidence, à la fois, une hyperglycémie persistante et une glycosurie pour poser le diagnostic de diabète sucré. L’hyperglycémie permet de différencier une glycosurie primaire d’origine rénale d’une glycosurie diabétique. De même, une glycosurie permet de différencier une hyperglycémie pancréatique (par défaut d’insuline) d’une hyperglycémie provoquée par une autre affection, d'où l'imprtance d'allier hyperglycémie et glucosurie pour le diagnostic (tableau IV).

Tableau IV. Causes d'hyperglycémie chez le chien et le chat. D'après [19].

Lorsque l’hyperglycémie mesurée est comprise entre 7,28 et 10,08 mmol/L (1,30-1,80 g/l) (inférieure au seuil de résorption rénale) et qu’il existe des signes cliniques de PuPd, il faut envisager une affection autre que le diabète sucré, et

48

qui soit à l’origine de ses signes cliniques ; il s’agit souvent d’un hyperadrénocorticisme.

Une hyperglycémie modérée (< 10,08 mmol/l ou < 1,80 g/l) peut être mesurée jusqu’à 2 heures après un repas (aliments humides), chez les chiens non diabétiques ayant subi un stress, dans les stades précoces du diabète sucré ou lors d’affections causant une résistance à l’insuline (états inflammatoires chroniques, hyperadrénocorticisme, etc...).

Le dosage des fructosamines sériques est également utilisé, chez le chien et le chat, afin de mettre en évidence une hyperglycémie chronique [19]. Les fructosamines résultent de la glycosylation des protéines sériques et proviennent de la fixation irréversible et non- enzymatique de molécules de glucose sur les protéines sériques. Leur concentration est révélatrice de la glycémie moyenne pendant la durée de vie des protéines glyquées, soit une à trois semaines. Elle est peu modifiée par les augmentations aiguës de la glycémie (stress, juste après un repas riche en glucides rapides). Le dosage des fructosamines est très utile chez le chat où la mesure de la glycémie au cabinet vétérinaire est souvent supérieure à 16,8 mmol/L (= 3 g/L) en raison du stress occasionné lors du transport et de la consultation. Toutefois, il convient d’y associer un dosage des protéines totales et de l’albumine afin de pouvoir interpréter correctement les valeurs obtenues car une hypoprotéinémie (< 55 g/L) et une hypoalbuminémie (< 25 g/L) entraînent une diminution des valeurs en fructosamines sériques.

A noter que chez les chiens diabétiques, les taux en fructosamines sériques sont fréquemment entre 320 et 850 μmol/L. (cf annexe 1) 4.2- Cas du diagnostic du diabète sucré de type 1 (stade préclinique) Le dépistage du diabète au stade préclinique (ou prédiabétique) semble primordial, car cela permet une meilleure prise en charge de la maladie et

49

améliore ainsi le pronostic et la longévité de l'animal. Quand le diabète sucré est diagnostiqué au stade clinique, cela signifie qu’il ne reste qu’une infime partie de cellules β fonctionnelles (< 10-20%) et donc que l’insuffisance en insuline est presque totale et la gestion pharmacologique du diabète sucré en sera d’autant plus difficile. Chez le carnivore domestique, il serait intéressant de pouvoir diagnostiquer le diabète avant l’émergence des signes cliniques afin de faciliter la gestion pharmacologique du diabète. Dans cette optique, il faudrait préalablement identifier les animaux "à risque" avant de rechercher des signes de destruction des cellules β.

5- Moyens de contrôle Le premier objectif du traitement du diabète sucré est la disparition des signes cliniques secondaires à l’hyperglycémie persistante et à la glycosurie. Cet objectif est atteint lorsque la glycémie est normalisée ; cependant, le vétérinaire doit

prévenir

l’hypoglycémie

qui

est

une

complication

sérieuse

et

potentiellement fatale du traitement insulinique du diabète sucré. C’est pourquoi le vétérinaire doit sensibiliser le propriétaire de l’animal aux signes d’hypoglycémie (faiblesse généralisée, coma, crises convulsives) afin qu’il puisse réagir rapidement. Lorsque le traitement du diabète est efficace, il permet de prévenir les éventuelles complications pouvant altérer le pronostic à longterme et la qualité de vie de l'animal diabétique.

5.1- Insulinothérapie L’insuline reste le principal traitement d’un diabète sucré de type 1 (insulino-dépendant). Elle reste indispensable au traitement du diabète sucré chez le chien puisque la quasi-totalité des diabètes sucrés canins sont insulinodépendants au moment du diagnostic.

En médecine vétérinaire, l'insuline utilisée, chez les carnivores domestiques diabétiques, est commercialisée sous le nom Caninsulin® (annexe 2). Il s'agit

50

d'insuline lente porcine. En effet, elle possède la même séquence en acides αaminées que l’insuline canine ; en plus son immunogénicité et sa durée d’action sont similaires aux préparations d’insuline humaine recombinante. La thérapie débute avec deux injections quotidiennes d’insuline de 0,25 UI/Kg au moment des repas grâce à des seringues à insuline.

Toutefois, une nouvelle forme de Caninsulin® (le VetPen®, figure 15) est disponible sur le marché ; son utilisation est plus simple, notement pour les chats, mais elle est plus chère.

Figure 15. Stylo VetPen® de 16 UI. D'après [52].

Ces stylos VetPen® rendent plus simples et plus précises les injections d’insuline pour les chats et les chiens diabétiques. Le stylo injecteur VetPen ® permet aux propriétaires de ces animaux d’injecter facilement, rapidement et au quotidien (souvent 2 fois par jour) des doses précises d’insuline.

Ce stylo complète Caninsulin®, la seule insuline vétérinaire (dosée à 40 UI/ml) disponible depuis 1999. Selon le dosage, deux stylos sont proposés : une dose jusqu’à 8 UI avec une précision de 0,5 UI (VetPen® 8 UI), plus adaptée aux chats, et VetPen® 16 UI qui permet d’injecter une dose allant jusqu’à 16 UI, à 1 UI près. Selon les essais terrain, les propriétaires se sont bien appropriés de ce nouveau matériel, après une phase d’apprentissage. Il est d’ailleurs

51

recommandé, lors du passage au stylo, de réajuster la dose pour les animaux diabétiques traités de longue date avec des seringues, car les pertes de produit sont limitées par cette nouvelle forme d'injection.

En revanche, ces stylos doivent être chargés exclusivement avec une nouvelle présentation de Caninsulin® avec des cartouches de 2,7 ml. En effet, les flacons de 2,5 et 10 ml ne sont pas adaptés à la taille des réservoirs des stylos. De même, les aiguilles habituelles ne s’adaptent pas aux embouts des stylos. Des aiguilles dédiées sont commercialisées par boîte de 100 à environ 25 euros. Ces stylos sont vendus près de 50 € dans un kit de démarrage incluant aussi une boîte de 100 aiguilles spécifiques à ce stylo, une pochette de transport et de rangement. La cartouche entamée dans le stylo peut être conservée dans cette pochette à température ambiante (inférieure à 25 °C) pendant 1 mois. L’insuline se conserve toujours au réfrigérateur sur des durées plus longues.

La boîte de 10 cartouches de 2,7 ml est commercialisée à environ 47 €, soit 30 % plus chère que la boîte de 10 flacons de 2,5 ml [52].

Malgré les avantages d'administration et de dosage qu'offre le VetPen ®, les coûts élevés de ce dernier et de son utilisation (achat d'aiguilles et de cartouches) font qu'il n'est pas encore à large usage, car les propriétaires préfèrent ainsi l'utilisation de seringue à insuline à usage unique avec les flacons de Caninsulin®.

Il convient de réaliser une courbe de glycémie sur 12 ou 24 heures après une semaine d’insulinothérapie. L’objectif est d’avoir une glycémie comprise entre 5,6 à 14 mmol/L [1 à 2,5 g/L] sur 24 h afin de prévenir les risques d’hypoglycémie (glycémie < 4,5 mmol/L ou < 0,8 g/L) et l’effet Somogyi qui en résulte (hyperglycémie rapide et intense due à la libération de facteurs hyperglycémiants quand la dose d’insuline est trop importante). Il faut, en moyenne, un mois pour obtenir une régulation de la glycémie satisfaisante. Au cours de ce mois, le praticien peut être amené à modifier la dose d’insuline, le 52

type d’insuline ou encore la fréquence des injections et toutes les semaines il réalise une courbe de glycémie jusqu’à un résultat correct.

A se rappeler que le stress peut influer les résultats de cette courbe et la glycémie établie à la maison sera différente et de meilleure qualité.

5.1.1- Protocole d’élaboration de courbes de glycémie Ce protocle comprend les étapes suiantes : 1- Hospitaliser le chien 2- Continuer à le traiter comme le fait son propriétaire (injections d'insuline, offre de repas, exercices habituels).

3-Prélever un échantillon de sang avant d’injecter l'insuline : beaucoup d’animaux mangent mieux à la maison et peuvent être nourris avant d'être amenés à la clinique vétérinaire.

4 -Administrer l’insuline.

5-Prélever un échantillon de sang toutes les 2 à 4 heures, si possible sur 24 heures, ou au moins jusqu'à ce que la concentration soit à nouveau supérieure au seuil rénal. Il peut être nécessaire d’effectuer des prélèvements plus fréquents (par exemple, par heure) si un effet Somogyi est suspecté et est difficile à identifier.

Il faut veiller à ne pas prélever trop de sang chez les chiens et chats de petite taille.

6- Mesurer la glycémie (forme courbe) [58].

Un exemple de ficher Excel (annexe 3) permet de tracer directement les courbes de glycémie à partir de quelques paramètres.

53

5.1.2- Réalisation d'une courbe de glycémie 5.1.2.1- Utilisation de glucomètre Un glucomètre (figure 16) ou lecteur de glycémie est un appareil permettant de mesurer rapidement la glycémie, le plus souvent sur du sang capillaire.

Figure 16. Glucomètre ACCU CHEK (à gauche) et glucomètre muni d'un dispositif d'aspiration de la goutte de sang capillaire (à droite).

L'utilisation du glucomètre permet de mesurer la glycémie de l'animal alors que celui-ci est à son domicile. Se rappeler qu’une manipulation de l'animal par le vétérinaire peut engendrer un stress à l'origine du relargage dans l'organisme de certaines hormones responsables d'une augmentation brutale de la glycémie. Ce phénomène est essentiellement observé chez les chats, plus sensibles à l'hyperglycémie de stress. Ce stress est évité lorsque les mesures sont effectuées dans un environnement familier pour l'animal par des personnes avec lesquelles il se sent en confiance. Le principal avantage de ces mesures de glycémie, par le propriétaire, est la possibilité d'effectuer des courbes de glycémie à domicile.

Lors d'une hospitalisation, le stress de l'animal associé à une moindre activité, parfois un refus de s'alimenter, perturbe significativement les résultats de la courbe de glycémie ; l'interprétation de celle-ci est alors difficile. La courbe de glycémie effectuée à domicile reflète précisément les variations de la glycémie de l'animal dans la journée.

54

Les résultats sont répertoriés afin d'être communiqués au vétérinaire, généralement sous forme de courbe, si les propriétaires ont le temps, sinon sous forme de mesures prises règulièrement.

5.1.2.2- Chez le chien

Figure 17. Courbe de glycémie idéale en g/L chez un chien diabétique sous traitement. L'insuline a été administrée à 8 h du matin. D'après [58].

La glycémie normale chez le chien non-diabétique est comprise entre 0.6 et 1.1 g/L. Le seuil rénal est de 1.8 g/L. Un chien diabétique stable maintient une glycémie comprise entre 1 et 3 g/l sur la plus grande partie d’une période de 24 heures.

55

5.1.2.3- Chez le chat

Figure 18. Courbe de glycémie idéale en g/L chez un chat diabétique sous traitement. L'insuline a été administrée à 8 h du matin. D'après [58].

La glycémie normale chez le chat non-diabétique est comprise entre 0.5 et 1.5 g/L. Le seuil rénal est de 2.5 g/L. L’objectif est d’établir une courbe du glucose sanguin qui s’approche de la plage de référence tout en évitant une potentielle hypoglycémie fatale, par exemple une valeur comprise entre 1 et 3 g/L sur la plus grande partie d’une période de 24 heures.

5.1.3- L'Effet Somogyi Une dose d’insuline trop élevée peut entraîner un effet Somogyi ou hyperglycémie de rebond (figure 19). Cet effet peut également se produire si la glycémie chute trop rapidement. Le moment où se déclenche l’effet Somogyi est très individuel ; c’est une réponse vitale.

L’organisme essaie de contrecarrer la baisse de la glycémie par le biais d’une cascade de réactions: La glycémie baisse rapidement ou approche l’hypoglycémie (glycémie inférieure à 5 mmol/L (0,9 g/L)) suivant l’injection d’insuline. En réponse, il y a

56

libération de l’adrénaline puis de l’hydrocortisone, du glucagon et l’hormone de croissance. Ces hormones entraînent une augmentation de la glycémie (par néoglucogenèse et augmentation de la résistance périphérique à l’insuline).

L’hyperglycémie, qui en résulte, produit une polyurie et une polydipsie. Ces effets peuvent être mal interprétés en le considérant comme étant le résultat de l’administration d’une dose d’insuline inadéquate. Si le matin, on pense que la polyurie est le résultat d’une dose insuffisante d’insuline et que l’on administre une dose supérieure, le problème sera aggravé et un effet Somogyi encore plus prononcé s’en suivra.

A noter que l’hyperglycémie due à un effet Somogyi peut quelquefois persister pendant au moins 3 jours après un épisode hypoglycémique unique.

Si l’effet Somogyi est suspecté, une approche alternative consiste à réduire la dose de 20 % et à observer étroitement les signes cliniques. Si les signes de polyurie ou de polydipsie s’aggravent pendant quelques jours après l’ajustement de la dose, il est improbable que l’effet Somogyi soit la cause des problèmes de régulation. A l’inverse, si la polyurie et la polydipsie disparaissent en quelques jours, il est probable que l’effet Somogyi en était la cause. Toutefois, seule une courbe de glycémie permet de révéler l'effet Somogyi.

57

Figure 19. Courbe de glycémie d'un chat diabétique sous insuline (injection à T=0) révélant un effet Somogyi. D'après [58].

5.1.4- Interprétation des courbes de glycémie L’objectif du traitement est de soulager les signes cliniques du diabète sucré. Pour y parvenir, la glycémie doit rester proche du seuil rénal et l'hypoglycémie

doit

être

évitée.

L’objectif

est

alors

de

maintenir

approximativement la glycémie, pour la majeur partie d'une période de 24 h, entre : - 0,9-2.16 g/L (5 et 12 mmol/L) chez le chien - 0,9-2.52 g/L (5 et 14 mmol/L) chez le chat Suite à une injection d'insuline, la glycémie diminue régulièrement jusqu'à une valeur minimale appelée le "nadir", puis augmente progressivement jusqu'à l'injection suivante.

L'analyse de la courbe permet d'identifier les paramètres suivants:

58

 Le temps écoulé entre l'injection matinale d'insuline et le nadir: cette

valeur indique le pic d'action d'insuline, c'est à dire le moment où son action est maximale. Cette valeur permet de vérifier si le type d'insuline et la fréquence des injections sont adaptés.  La valeur du nadir: cette valeur est comprise idéalement entre deux

limites. Si la valeur du nadir est trop basse, le risque d'hypoglycémie est important, et elle est trop haute, une hyperglycémie persiste. La connaissance de cette valeur permet de déterminer la dose d'insuline administrée.

Le temps passé où la glycémie se situe entre deux valeurs seuils (seuils délimitant l'intervalle où la glycémie doit être maintenue pour obtenir un contrôle raisonnable du diabète): cette valeur permet de juger de l'activité de l'insuline sur la journée.

Figure 20. Courbe de glycémie idéale lors de double injection quotidienne d'insuline.

Ces trois points permettent d'apprécier la réponse de l'organisme à l'administration de l'insuline et ainsi de déterminer les caractéristiques du traitement dans son ensemble. L'interprétation de la courbe peut conduire le vétérinaire à proposer une ou plusieurs modifications afin d'améliorer

59

l'insulinothérapie. Si le vétérinaire juge la qualité du traitement satisfaisante, le protocole est conservé tel quel.

5.1.5- Intérêt de la courbe de glycémie L'objectif de la courbe de glycémie est d'ajuster le traitement de façon individuelle à l'animal.

5.1.5.1- Intérêt lors du suivi à court terme Lors de la mise en place du traitement, le vétérinaire décide d'un protocole d'insulinothérapie standard: le type et la dose d'insuline, la fréquence des injections sont déterminés sans savoir si ces choix vont être parfaitement adaptés à l'animal et reposent sur les données du fabriquant (voir annexe 2). Une à deux semaines, après la mise en place du traitement, une première courbe de glycémie est généralement réalisée. Seule une courbe de glycémie permet de juger du choix initial de ces paramètres et autorise leur modification exacte. Si une modification du traitement initial est nécessaire, une deuxième courbe doit être réalisée une à deux semaines plus tard. Il se peut que le diabète de certains animaux soit difficile à équilibrer. Cette situation peut exiger l'essai de plusieurs protocoles avec la réalisation de plusieurs courbes, et ce jusqu'à l'obtention d'une réponse convenable de l'organisme de l'animal diabétique aux injections d'insuline. L'équilibrage du diabète dure généralement de un à deux mois chez les chiens; les réajustements de doses sont souvent permanents tout au long de la vie chez les chats.

5.1.5.2- Intérêt lors du suivi à long terme Une courbe de glycémie peut être effectuée périodiquement lors des contrôles de routine. La réalisation d'une courbe de glycémie se justifie particulièrement lors de modifications de l'état de santé de l'animal (en cas de réapparition des signes cliniques du diabète sucré, d'apparition de complications

60

ou lors de suspicion d'hypoglycémie). Lors de l'apparition d'un événement indésirable ou de suspicion d'un déséquilibre par des examens sanguins et/ou urinaires, seule la réalisation d'une courbe de glycémie permet de déterminer avec certitude les caractéristiques de ce déséquilibre et permet d'ajuster le traitement.

5.1.6- Limite de cette analyse La décision d'une modification du traitement ne dépend pas uniquement de l'interprétation d'une courbe de glycémie ; elle repose essentiellement sur l'état de santé de l'animal. Si l'animal ne présente aucun symptôme en rapport avec un mauvais équilibrage du diabète, le vétérinaire fait souvent le choix de ne pas modifier le traitement. Le stress engendré par l'hospitalisation, tout particulièrement chez le chat, conduit à des difficultés d'interprétation des courbes de glycémie. Le vétérinaire ne tient alors pas compte des anomalies de la courbe si l'animal est "en forme". La capacité d'une courbe de glycémie à refléter l'évolution de la glycémie au domicile de l'animal reste très imparfaite. Il est désormais possible de faire effectuer les courbes de glycémie à domicile par le propriétaire lui-même après une phase de formation par le vétérinaire, grâce à l'utilisation d'un glucomètre. Les informations offertes par les courbes de glycémie à domicile sont probablement de meilleure qualité que celles apportées par les courbes réalisées au cours d'une hospitalisation suite aux raisons précédemment citées.

Le suivi de l’efficacité de l’insulinothérapie peut se faire également par le dosage des fructosamines sériques qui est fréquemment réalisé lors du contrôle de routine de la glycémie tous les 3 à 6 mois. Dans ce cas, des concentrations < 300 μmol/L sont révélatrices de périodes hypoglycémiques, des valeurs comprises entre 350 et 450 μmol/L sont souvent retrouvées lors d’une insulinothérapie satisfaisante, des valeurs > 500μmol/L suggèrent un contrôle insuffisant du diabète, et des valeurs > 600 μmol/L sont indicatrices de l’absence 61

totale de contrôle de la glycémie [19].

La gestion du diabète sucré reste délicate notamment avec l'insulinothérapie qui est contraignante pour les propriétaires. De plus, l'insulinothérapie s'accompagne de mesures hygiéniques strictes qui rendent le traitement de l'animal diabétique encore plus contraignant.

5.2- Mesures hygiéniques L’hygiène alimentaire joue un rôle important dans la réussite du traitement du diabète sucré. L'objectif premier du régime alimentaire, imposé au diabétique, est de limiter les fluctuations importantes de la glycémie pendant et après les repas. Afin de maintenir cette glycémie la plus constante possible, les aliments dont la digestion est lente sont privilégiés, c’est le cas des "sucres lents" (pâtes, riz). Leur digestion progressive dans l'intestin conduit à une absorption étalée dans le temps du glucose et permet ainsi son passage très progressif dans le sang. Leur ingestion n'est donc pas suivie d'une augmentation rapide de la glycémie.

L'incorporation dans le régime alimentaire de fibres, retrouvées dans les légumes verts ou le son de blé, est intéressante. Les fibres permettent de ralentir la digestion du glucose dans l'intestin. L'addition de fibres permet d'étaler l'augmentation de la glycémie qui suit le repas.

Les "sucres rapides" présents dans le sucre et les gâteaux sont à proscrire impérativement. Leur digestion, très rapide, est suivie d'une augmentation brutale de la glycémie.

Les autres constituants de l'alimentation d'un animal diabétique diffèrent peu de l'alimentation d'un animal sain. La consommation de viande de volaille, de viande rouge maigre et de poisson est recommandée. En effet, ces aliments représentent une source de protéines facilement digestible et de bonne qualité.

L'apport brutal de matières grasses est à éviter.

62

Un animal diabétique doit toujours avoir de l'eau à sa disposition. Un animal dont le diabète est mal contrôlé boit beaucoup, si de l'eau n'est pas à sa portée constamment, il risque de se déshydrater. Par ailleurs, la consommation d'eau permet une meilleure digestion, donc une meilleure assimilation des éléments alimentaires par la paroi de l'intestin.

Un autre point, à prendre en compte, est la correction des troubles du poids.

L'obésité, chez le chat notamment, conduit à une altération de l'activité de l'insuline. C'est pourquoi il est important de faire maigrir les animaux présentant un excès de poids pour un meilleur contrôle de la maladie. La perte de poids peut améliorer considérablement la réponse aux injections d'insuline. Afin de faire maigrir les animaux obèses, l'apport calorique de l'alimentation est réduit en diminuant la quantité de matières grasses et en augmentant la quantité de fibres. La quantité totale d'aliment distribué peut également être réduite. La perte de poids doit être progressive sur plusieurs mois (2 à 4 mois minimum) afin de ne pas interférer avec le traitement médical du diabète.

Inversement, les animaux présentant un amaigrissement lors de l'évolution de la maladie doivent retrouver un poids normal afin de répondre, de façon optimale, au traitement médical. Ainsi, il est recommandé de distribuer une ration très appétente et assez riche en calories (tout en évitant l'emploi de sucres rapides).

Lors d’insuffisance rénale, il convient de limiter l’apport alimentaire en protéines. Sachant que le diabète sucré est souvent compliqué d’affections rénales, il est prudent de proposer un régime hypoprotéique aux chiens diabétiques (moins de 30% de l’énergie métabolisable). L’alimentation du chien diabétique doit également contenir une quantité réduite en graisse (moins de 30% de l’énergie métabolisable) étant donné que les diabétiques sont sujets à la lipidose hépatique, à l’athérosclérose et au développement de pancréatites. De plus, les régimes riches en graisses peuvent causer une résistance à l’insuline, promouvoir la production de glucose hépatique et, chez les chiens non-

63

diabétiques, supprimer la fonction insulino-sécrétrice des cellules β [19].

Une activité physique, modérée mais régulière, est, avec l’alimentation, un facteur important de la réussite de la gestion du diabète sucré chez l’animal. Elle permet de prévenir l’obésité et la résistance à l’insuline qui en résulte, améliore la biodisponibilité de l’insuline en augmentant l’afflux sanguin au niveau du site d’injection, et stimule la translocation des transporteurs du glucose à la surface des cellules musculaires en améliorant l’internalisation du glucose notemment grace aux GLUT-4. Il faut cependant éviter les efforts violents chez les sujets diabétiques, car ils sont sensibles aux hypoglycémies. Les propriétaires d’un chien diabétique doivent être capables d’identifier les signes précoces d’hypoglycémie et avoir une source de glucose disponible (miel ou des morceaux de sucre).

5.3- Transplantation pancréatique La transplantation pancréatique reste réservée à la médecine humaine bien que des expériences chez le chien aient été réalisées avec succès. Chez le chien, la première greffe de pancréas a eu lieu en 1988 à des fins expérimentales, et le chien a survécu plus d’un an. Les récents succès de transplantation d’îlots pancréatiques et les avancées scientifiques dans la culture de cellules souches des cellules β ouvrent la possibilité d’autres modalités curatives pour le diabète sucré de type 1 [16]. L’intérêt de ces greffes consiste à prévenir les complications, à long-terme, du diabète; mais comme les carnivores domestiques ont une durée de vie plus courte que l’homme, ils sont moins enclins à développer les complications sévères qui surviennent chez ce dernier.

L’application de la transplantation d’îlots pancréatiques aux chiens et aux chats semble donc peu pertinente en raison de la durée de vie limitée de ces derniers, des

risques

de

rejet,

des

effets

secondaires

des

thérapeutiques

immunosuppressives et du coût de l’intervention.

Une autre alternative aux thérapeutiques précédement citées serait la greffe 64

d’îlots pancréatiques micro-encapsulés par une membrane semi-perméable, c'est-à-dire perméable aux petites molécules comme le glucose et l’insuline et imperméable aux molécules de haut poids moléculaires telles que les immunoglobulines [19]. Cette méthode a été testée chez 12 chiots qui ont reçu des îlots pancréatiques micro-encapsulés libres dans la cavité péritonéale, et la glycémie s’est normalisée en 8-12 heures et cela pendant 1 à 6 mois.

6- Pronostic Le pronostic du diabète sucré chez le chien et le chat dépend de plusieurs facteurs tels que l’implication du propriétaire de l’animal dans la mise en place et la réalisation du traitement, l’efficacité du traitement sur la régulation de la glycémie, la présence ou non d’affections intercurrentes au diabète ainsi que la prévention des complications chroniques du diabète sucré. Toutefois, le pronostic du diabète sucré canin ou félin est bon lorsque l’affection est diagnostiquée, de manière précoce, et traitée de manière adéquate. La plupart des formes de la maladie peuvent être traitées avec succès par des injections d’insuline associées à une adaptation du régime alimentaire et du mode de vie de l’animal.

La moyenne de survie des chiens diabétiques est approximativement de 3 ans à compter du diagnostic [19]. Cette valeur est certainement biaisée par le fait que la plupart des chiens diabétiques sont âgés de 7 à 10 ans au moment du diagnostic et par le fort taux de mortalité durant les 6 mois suivants le diagnostic en raison des affections sévères et létales (acido-cétose, pancréatite aiguë, insuffisance rénale...). Les chiens survivant aux premiers 6 mois, après le diagnostic de leur diabète sucré, ont en moyenne une durée de vie de 5 ans lorsque le traitement est bien respecté par les propriétaires et que le suivi vétérinaire est régulier. Sous ces conditions, le chien diabétique a généralement une qualité de vie proche de la normale.

La moyenne de survie d’un chat diabétique est approximativement de 17 à 25 65

mois, mais un chat diabétique peut espérer vivre 5 ans lorsqu’il survit aux 6 premiers mois post diagnostic [19].

7- Complications 7.1- Complications micro- et macro-vasculaires Ce sont les modèles animaux qui ont permis de découvrir la pathophysiologie des affections associées au diabète sucré. Dès 1993, il a été démontré une forte corrélation entre l’hyperglycémie et les complications microet macro-vasculaires observées chez les individus diabétiques. Les mécanismes moléculaires, mis en jeu dans le développement des affections associées à l’hyperglycémie chronique, n’ont pas été clairement identifiés chez les animaux domestiques, mais on suppose qu’ils sont identiques à ceux mis en jeu chez l’homme. Aujourd’hui, quatre hypothèses expliquant la forte corrélation entre hyperglycémie et complications vasculaires ont été proposées: une glycosylation non enzymatique (ou glycation), une modification de voie des polyols, l’activation de la protéine kinase C et une modification de la voie des hexosamines [16].

La glycation correspond à l’ajout de motifs oligosaccharidiques sur les protéines de façon irréversible selon la réaction de Maillard. Les protéines AGE possèdent une fonction altérée et activent les récepteurs à AGE. Les récepteurs des AGE appartiennent à la superfamille des immunoglobulines et sont localisés sur la surface

de

cellules

particulières

(cellules

endothéliales,

monocytes,

macrophages, lymphocytes et cellules mésangiales) [16]. La glycation du collagène de type IV, présent dans la membrane basale des vaisseaux sanguins, entraîne la capture de protéines et de lipoprotéines interstitielles comme les LDL qui subissent des réactions de glycosylation et d’oxydation [53]. Les LDL modifiés peuvent se fixer sur le récepteur CD36 d’un macrophage, ce qui provoque la formation de plaques d’athérosclérose. Les concentrations en AGE sont beaucoup plus élevées chez les diabétiques et ils sont responsables, chez 66

eux, d’un facteur de risque multiplié par 3 ou 4 de développer ultérieurement une maladie cardiovasculaire qui évoluera en insuffisance cardiaque létale [16].

Les AGEs sont également responsables d’occlusion vasculaire, d’hypertension, d’affections rénales et de problèmes d’impuissance masculine. En effet, leur présence, dans la matrice vasculaire, provoque une inhibition de la vasodilatation endothéliale et une augmentation de l’expression d’une protéine endothéliale à effet vasoconstricteur (endothelin-1) [43].

L’hyperglycémie induit également des changements dans la voie des polyols et notamment

dans

les

cellules

de

Schwann.

Cette

voie

permet,

physiologiquement, l’élimination des aldéhydes toxiques cellulaires et inactive les alcools grâce à une enzyme clé, l’aldose réductase, qui réduit le glucose en sorbitol qui est ensuite oxydé en fructose par la sorbitol déshydrogénase.

L’accumulation de sorbitol intracellulaire est supposée responsable de l’arrêt des échanges ioniques transmembranaires en agissant sur les pompes ioniques comme Na+/K+ ATPase, et également responsable d’une hyperhydratation cellulaire en raison d’une augmentation de la pression oncotique intracellulaire [16].

L’activation de la PKC conduit à une augmentation de la perméabilité et la contractibilité vasculaires, mais également à l’épaississement des membranes basales des capillaires sanguins rénaux et rétiniens [34]. L’inactivation de la PKC a montré une amélioration de la fonction rénale chez les modèles animaux du diabète sucré spontané (normalisation de l’hyperfiltration glomérulaire et diminution de la perméabilité glomérulaire) [30].

Enfin, la voie de biosynthèse des hexosamines serait également impliquée dans le développement des complications vasculaires du diabète sucré et en particulier des néphropathies [49]. Elle agirait sur l’expression de certains gènes et sur l’activité de protéines particulières en plus de la stimulation de la synthèse de la matrice mésangiale [33].

67

Une meilleure connaissance des différents processus pathophysiologiques pourrait permettre de mieux comprendre la survenue de complications (cataracte, rétinopathie, neuropathie, néphropathie) puis d’établir des traitements curatifs ou prophylactiques efficaces. Ce qui permettra d’améliorer la qualité de vie des diabétiques, mais également leur espérance de vie. De nombreuses études et essais cliniques sont en cours afin d’établir ces nouvelles stratégies thérapeutiques.

7.2- Autres complications chez le chien et le chat diabétiques Tableau V. Complications du diabète sucré canin et félin. D'après [19].

La cataracte est la complication la plus fréquente du diabète sucré du chien et n'apparait que rarement chez le chat. Cette cataracte est causée par la pénétration du glucose, présent dans l’humeur aqueuse, dans le cristallin par transport facilité. Le glucose est ensuite transformé en acide lactique par glycolyse anaérobie sous l’action d’enzymes glycolytiques. Lors d’hyperglycémie, les enzymes intervenant dans la glycolyse anaérobie sont saturées, le glucose est alors transformé en sorbitol puis en fructose par la voie des polyols. La capsule cristallinienne est imperméable au sorbitol et au fructose qui s’accumulent donc dans le cristallin. La présence de ces deux molécules entraîne un appel d’eau dans le cristallin, ce qui provoque le gonflement des fibres cristalliniennes et

68

leur rupture [19]. Ce phénomène se traduit cliniquement par une opacification irréversible du cristallin appelée leucocorie qui devient progressivement imperméable

aux

rayons

lumineux.

La

cataracte

peut

apparaître

progressivement, sur plusieurs mois ou années, ou très rapidement, en quelques jours seulement. Une cataracte avancée peut entraîner une uvéite en libérant, dans la chambre antérieure de l’œil, des antigènes initialement séquestrés.

L’inflammation locale est responsable d’une uvéite très douloureuse pour l’animal qu’il faut rapidement traiter par l’administration de collyres antiinflammatoires et préférentiellement des anti-inflammatoires non stéroïdiens qui ne provoquent pas d’insulino-résistance.

Lors de cataracte, il est indispensable d’effecter une électrorétinographie avant toute chirurgie afin de s’assurer que la rétine est toujours fonctionnelle.

La rétinopathie diabétique est une complication relativement rare de diabète sucré du chien et du chat. Elle est la conséquence d’une ischémie rétinienne consécutive aux microanévrismes, des hémorragies, des varices et des shunts capillaires au niveau de la tunique vasculaire de la rétine [25].

La neuropathie diabétique semble fréquente chez le chat et beaucoup moins chez le chien. Cet état pourrait s’expliquer par la prédominance de neuropathies subcliniques chez ce dernier. Chez le chat, elle se traduit, cliniquement, par une incapacité au saut, une parésie des membres postérieurs qui sont douloureux à la palpation, une ataxie, un déficit des réflexes posturaux et patellaires et une plantigradie [19] [25]. Chez le chien, les formes cliniques sont plus volontiers présentes chez les diabétiques depuis plus de 5 ans. Elles sont caractérisées par une faiblesse musculaire généralisée, une démarche anormale, une atrophie musculaire, des réflexes diminués au niveau des membres et des réflexes posturaux diminués à absents. Ces signes cliniques sont dus à une démyélinisation et remyélinisation segmentaire ainsi que des phénomènes dégénératifs et régénératifs au niveau des axones. Les causes de cette

69

neuropathie sont encore incertaines mais certains facteurs sont suspectés comme l’ischémie et l’hypoxie des tissus nerveux par diminution de la vascularisation nerveuse, les modifications fonctionnelles axonales puis structurales, une augmentation de la voie des polyols provoquant une accumulation de sorbitol et de fructose dans les cellules de Schwann et les axones, une glycosylation de protéines structurales de la myéline et de la tubuline, une diminution de l’activité Na+/K+ ATPase nécessaire à la transmission de l’influx nerveux, un stress oxydatif, etc [25].

Quelques cas de néphropathies sont rapportés chez le chien diabétique. Les analyses histologiques de reins de chiens insuffisants rénaux diabétiques ont révélé des lésions de glomérulosclérose, des lésions de glomérulopathie avec des épaississements au niveau des membranes basales glomérulaires et tubulaires, augmentation de la matrice mésangiale, présence de dépôts subendothéliaux et une fibrose glomérulaire [19]. Ces lésions peuvent résulter de dépôts de protéines glycalées dans le mésangium et de la stimulation de la synthèse des protéines de la membrane basale.

La prédisposition de l’animal diabétique au développement de maladies infectieuses s’explique par une diminution de l’immunocompétence. Une étude menée sur des chiens diabétiques, traités par insulinothérapie, a mis en évidence une diminution significative des sous-populations de lymphocytes T CD3+, CD4+ (LT auxiliaires) et CD21+ chez les animaux diabétiques malgré une numération leucocytaire normale [38]. Le ratio LT CD4+/CD8+ est plus faible chez les diabétiques; ce qui pourrait expliquer la plus grande vulnérabilité de ces animaux aux phénomènes infectieux, notement aux infections bactériennes secondaires. Les raisons de ce déséquilibre sont toujours inconnues; la diminution de certaines sous-populations lymphocytaires pourrait être induite par une action insuffisante de l’insuline. En effet, chez les chiens traités par insulinothérapie, la glycémie est globalement plus élevée que chez les

70

populations contrôlées, et cela malgré une insulinémie supérieure. Ces observations suggèrent alors que les chiens diabétiques souffrent d’une action insuffisante de l’insuline combinée à une résistance à l’insuline.

7.3- Complications liées à une hyperglycémie chronique Une hyperglycémie chronique va avoir des conséquences néfastes pour l’organisme qui sont étroitement corrélées avec la sévérité et la durée de l’hyperglycémie. En effet, elle est associée à des dysfonctionnements de plusieurs organes comme les yeux, les reins, le muscle cardiaque, les cellules nerveuses et les vaisseaux sanguins [19].

Avec la chronicité, les complications, à long terme, chez un diabète sucré sont :  des affections oculaires conduisant parfois à une perte visuelle (cataracte bilatérale d’évolution souvent asynchrone) qui se complique souvent d’une uvéite antérieure et/ou de rétinopathie,  des

affections

rénales

évoluant

en

insuffisance

rénale

(glomérulonéphropathie, glomérulosclérose),  des infections bactériennes chroniques (principalement du tractus urinaire mais aussi cutanées et oculaires),  des affections pancréatiques (pancréatite, insuffisance du pancréas exocrine),  des lipidoses hépatiques,  des

neuropathies

périphériques

(plantigradie

chez

le

carnivore

domestique) avec des risques d’ulcérations podales,  une neuropathie autonome (associée à des symptômes gastro-intestinaux, génito-urinaires et cardiovasculaire)  ou encore des troubles de la reproduction Les diabétiques possèdent un métabolisme lipoprotéique anormal et sont sujets à l’hypertension artérielle. De plus, l’hyperglycémie chronique provoque une

71

glycosylation des protéines tissulaires et d’autres macromolécules qui se déposent dans les réseaux vasculaires; ce qui explique, chez ces animaux, le risque plus élevé de développer une athérosclérose cardiovasculaire, une maladie artérielle périphérique, une maladie cérébrovasculaire, mais également des gangrènes des membres inférieurs. Ces complications réduisent l’espérance de vie des diabétiques de près de 25% sachant que les complications cardiaques et rénales sont souvent létales [16].

7.4- Complication particulière : Allergie à l’insuline et résistance à l’insuline Tous les patients diabétiques bénéficiant d’une supplémentation en insuline (injections sous-cutanées) produisent des auto-anticorps anti-insuline exogène et certains d’entre-eux développent même des réactions allergiques visà-vis de l’insuline. Ces auto-anticorps obligent à augmenter la dose d’insuline initialement utilisée allant parfois jusqu’à des doses supérieures à 200 UI/jour.

Pour ce qui est des réactions allergiques à l’insuline exogène, elles concernent 5% des chiens diabétiques traités par insulinothérapie [15]. Elles sont caractérisées par un érythème, du prurit et une induration au niveau du site d’injection et parfois par des manifestations systémiques (urticaire, œdème angioneurotique ou réaction anaphylactique). Chez certains patients, on observe une atrophie ou une hypertrophie des tissus sous-cutanés au niveau des sites d’injections. Ces allergies peuvent être prévenues en utilisant d’autres préparations d’insuline par exemle, l’insuline complexée par le zinc diminue ces réactions d’hypersensibilité. Dans les cas extrêmes, des cortico des (la dexamethasone notement), à faible dose, peuvent être prescrits et associés à des injections d’antihistaminiques

72

DEUXIEME PARTIE: ETUDE EXPERIMENTALE

73

Chapitre 1. Contexte de l’étude 1- Lieux et périodes d'étude Cette étude a été menée dans deux cliniques vétérinaires situées dans deux départements: la Seine-Saint-Denis (zone périurbaine de Paris) abritant la clinique de Bobigny (figure 21) et l'Orne abritant la clinique Mortagne-auPerche (figure 22), département du Grand Ouest de la France, situé grossièrement entre Paris et la Bretagne.

100 Km

Figure 21. Carte de France avec la localisation de la Seine-Saint-Denis [60].

74

100 Km

Figure 22. Carte de France avec la localisation du département de l'Orne [59].

L’étude rétrospective a porté sur les périodes de mai 2003 à août 2015 (pour la clinique de Bobigny) et de janvier 2007 à août 2015 pour la clinique Mortagneau-Perche.

1.1- La clinique de Bobigny 1.1.1- Personnel Cette clinique a été crée par l'association de deux docteurs vétérinaires. Les deux cliniciens assurent les prestations et sont assistés par 3 auxiliaires de santé vétérinaire (ASV) qui conseillent à la vente, accompagnent les clients lors des examens complémentaires, veillent aux soins et au confort des animaux hospitalisés et assurent l'entretien de la clinique (nettoyage des locaux, stérilisation du matériel et gestion des stocks). Ces ASV forment une véritable équipe avec les vétérinaires.

75

1.1.2- Infrastructures Le cabinet vétérinaire a été construit dans un ancien pavillon de banlieue qui a été remis aux normes pour l'accueil des clients et des animaux (figure 23).

Figure 23. Photographie de la clinique vétérinaire de Bobigny.

La clinique répond à certains critères et normes tels que : - un accès facile aux locaux, avec de nombreuses places de stationnement, - le souci de la santé et du bien-être des animaux, - la qualité de l'accueil.

L’architecture de la clinique permet de travailler dans un environnement serein, d’agir rapidement lorsque cela est nécessaire, et de garder un œil permanent sur les pensionnaires hospitalisés.

Un espace d’accueil de 70 m² est consacré aux clients. Dans cet espace, sont exposés des produits (aliments, produits d’hygiène et soins).

Deux salles de consultations (figure 24), dont l’une attenante au laboratoire, ont été aménagées pour recevoir les clients et leurs animaux.

76

Figure 24. Salle de consultation La salle de consultation n°1 est attenante à une salle d'analyses biochimiques et hématologiques.

Cette clinique est également équipée d'une salle pré-opératoire et de réveil Cet espace est dédié à la préparation, avec tous les outils nécessaires, pour préparer et soigner parfaitement l'animal, avant et après une intervention.

Des boxes individuels adaptés sont prévus pour les patients hospitalisés.

La Clinique de Bobigny dispose également d’un poste de chirurgie équipé.

Une aire de détente est présente à l'arrière de la clinique où les animaux hospitalisés peuvent se dégourdir les pattes et faire leur besoins.

Il y a, en plus, une salle de repos à disposition du personnel de la clinique pour les repas du midi et pour changer ses vêtements pour ceux du milieu hospitalier.

1.1.3- Equipement La clinique de Bobigny est équipée pour tout type d'intervention sur les animaux de compagnies notamment :

77

- un appareil d'anesthésie gazeuse pour les chirurgies lourdes; - un appareil radiographique (figure 25) La salle de radiologie est conçue et équipée conformément aux normes de sécurité et de sureté.

Figure 25. Appareil radiographique et chasuble en arrière plan - une balance électronique pour peser les animaux, soit avant la visite, soit en libre service.

- un nettoyeur (cuve) à ultrasons pour un nettoyage rapide, efficace et surtout très complet des instruments de chirurgie.

- un four "Poupinel" pour la stérilisation à la chaleur sèche des instruments de chirurgie ainsi que des champs opératoires, des habits des chirurgiens et des compresses.

- un

monitoring

anesthésique

pour la surveillance

les fonctions

cardiorespiratoires des animaux pendant toute la durée de l'anesthésie.

78

- un Concentrateur à oxygène permettant d'apporter de l'oxygène très aisément dans toutes les pièces de la clinique à tout animal qui serait en insuffisance respiratoire.

-

une

lampe

infrarouge

pour

le

réchauffement

des

animaux

en hypothermie.

- un aspirateur chirurgical utilisé pour l’aspiration du sang, des sécrétions ou des débris tissulaires présents dans la zone opératoire, lors d'une intervention chirurgicale.

- un bistouri électrique pour optimiser la qualité des incisions chirurgicales et de coaguler les tissus en cours d'intervention.

- Un échographe pour petits animaux.

- Un électrocardiogramme utilisé pour explorer la fonction cardiaque de l'animal.

- Un endoscope permettant de visualiser l'anatomie interne des animaux de compagnie grâce à une fibre optique qui parcourt l'intérieur de l'organe.

- Un analyseur de biochimie : FUJI DRI CHEM 4000 I qui permet d'explorer facilement et rapidement (le temps moyen pour réaliser de 1 à 9 paramètres est de 6-7 minutes) le fonctionnement des principaux organes internes (foie, rein, pancréas, thyroïde...).

- Un appareil type ISTAT : petit appareil permettant, en quelques minutes, d’obtenir l’ionogramme complet de l’animal, très utile dans nombre de situations d’urgence (figure 26).

79

Figure 26. Appareillage d'analyse rapide pour les urgences. De gauche à droite: ISTAT, MS 4/5 et ACCU CHEK. - un appareil type ACCU CHEK (figure 26) : petit appareil qui permet de faire des suivis de glycémie.

- un appareil type MS 4/5 (figure 26). Le MS 4/5 permet d’effectuer très rapidement et à partir d'une très faible quantité de sang, des analyses sanguines type numération formule.

- une lampe de Wood utilisée en dermatologie vétérinaire.

- un microscope pour la recherche des parasites, microbes, cellules, etc.

- un ophtalmoscope pour l’examen des yeux.

- un otoscope permettant d'inspecter en profondeur l'oreille des chiens et des chats.

- une unité de dentisterie (turbine ou « roulette », polisseur, jet d’eau, soufflette, etc. pour les soins dentaires.

- un détartreur à ultrasons pour le détartrage.

80

1.2- Clinique de Mortagne-au-Perche (figure 27)

Figure 27. Photographie de la clinique vétérinaire de Mortagne au Perche.

1.2.1- Personnel La clinique de Mortagne-au-Perche comprend quatre vétérianires associés qui sont assistés de deux vétérinaires salariés. En plus des vétérinaires, il y a deux secrétaires ainsi que deux ASV qui assurent les mêmes taches que dans la clinique de Bobigny.

1.2.2- Infrastrucure et équipement Les infrastructures ainsi que l'équipement est similaire à la clinique de Bobigny.

Toutefois, étant en zone rurale, les vétérinaires sont amenés à se déplacer dans les élevages et sont donc tous équipés en conséquence, c'est-à-dire qu'ils possèdent tous un véhicule aménagé en véritable clinique ambulente (pharmacie, instruments de chirurgie, échographe et radiographe portatifs...). En outre, la clinique de Mortagne-au-Perche est équipée d'une salle de chirurgie pour équidés avec les instruments adéquats, notamment un treuil élévateur.

81

2- Les animaux (voir annexe 4) L’étude a porté sur 30 cas cliniques de diabète sucré pris en charge et suivis dans les deux cliniques précédement citées. De ces cas, 21 sont ceux de la clinique de Bobigny et 9 de la clinique de Mortagne-au-Perche. Parmis ces 30 cas, il y a 18 chats (60%) et 12 chiens (40%).

Pour ce qui est des chiens, 8 (66,7%) sont des femelles dont 6 stérilisées (75%) et 4 mâles (33,3%) dont 2 castrés (50%). Leur âge s'étend de 6 à 13 ans.

En ce qui concerne les chats, il y a 10 femelles (55,6%) dont 9 (90%) stérilisées et 8 mâles (44,4%) dont 7 (87,5%) castrés. Leur âge varie de 5 à 17 ans.

3- Méthodes Le diagnostic du diabète va reposer principalement sur le recueil des commémoratifs et l'anamnèse puis l’examen clinique du patient. Les examens complémentaires sont effectués en cas de suspicion de diabète.

3.1- Examen clinique 3.1.1- Commémoratifs et anamnèse Cette étape a pour but de collecter des informations sur l'âge, le sexe et la race des animaux ainsi que l'état de gestation pour les femelles. De plus, une attention particulière est portée aux médicaments éventuellement administrés à l'animal, à la date des dernières chaleurs pour les femelles, ainsi qu'aux antécédents pathologiques tels que les infections urinaires et les troubles prostatiques, pancréatique ou cutanés.

Généralement les animaux sont accueillis avec les principaux motifs de consultation suivants: un amaigrissement malgré un appétit conservé, une augmentation de la prise de boisson accompagné de polyurie. D’autres motifs sont aussi évoqués comme des vomissements importants, la malpropreté, des crises convulsives et une déshydratation importante.

82

3.1.2- L'examen clinique de l’animal La consultation a consité à porter attention: - au poids : en règle générale, à chaque consultation, l'animal est pesé et son poids est rapporté dans sa fiche de suivi.

- aux lésions dermatologiques qui peuvent être évocatrices d'une endocrinopathie - à une éventuelle cataracte surtout d'apparition brutale - à une infection bactérienne - à une déshydratation grâce au test du pli de peau et à l'état des muqueuses La palpation abdominale est réalisée afin de détecter une hépatomegalie.

En cas de suspicion de diabète, des examens complémentaires sont réalisés afin de confirmer ou d'infirmer la suspicion de diabète.

3.2- Examens complémentaires 3.2.1- L'analyse de la glycémie Elle est réalisée à l’aide de l’appareil Accu chek sur une goutte de sang, généralement prélevée à l'aide d'une ponction à l'aiguille au niveau du bord interne de l'oreille (figure 28). La goutte de sang auriculaire est déposée sur une bandelette qui est ensuite insérée dans l'appareil qui donne la glycémie en quelques minutes. Ce procédé est également réalisé lors des visites de contrôle, car il est rapide et peu onéreux.

83

Figure 28. Prélévement d'une goutte de sang auriculaire à l'aide d'un glucomètre muni d'un dispositif d'aspiration.

Une fois l'hyperglycémie constatée, il est procédé à l'analyse urinaire.

3.2.2- L'analyse d'urine Une analyse d'urine se fait à l'aide d'une bandelette urinaire (figure 29) et une mesure de densité au réfractomètre bien que cette dernière soit rarement réalisée.

Figure 29. Utilisation de bandelette urinaire pour le diagnostic du diabète chez un chien.

84

Le prélèvement d'urine est réalisé soit par simple pression sur la vessie, soit par la mise en place d'une sonde urinaire qui permet de prélever directement, dans la vessie (cystocentèse). La cystocentèse permet d’éviter des contaminations.

La bandelette urinaire permet de détecter la présence ou non de glucosurie, de protéinurie, de leucocytes ou encore la présence de corps cétoniques.

Pour les cas d'hyperglycémie chronique, on procède au dosage des fructosamines.

3.2.3- Dosage des fructosamines Le dosage des fructosamines permet un suivi au long terme (trois semaines) de la glycémie. En outre, pour le diagnostic, le dosage des fructosamines n'est réalisé que chez le chat chez qui la mesure de la glycémie, au cabinet vétérinaire, est souvent supérieure à 3 g/L en raison du stress occasionné lors du transport et de la consultation. Ainsi, ce dosage n'est réalisé que chez les chats ayant une hyperglycémie >3g/L lors du diagnostic.

Pour réaliser ce dosage, il est prélevé du sang veineux à l’aide du système Vacutainer sur tube sec. Ensuite quelques gouttes de sang sont placées dans un tube adapté à l'analyseur biochimique FUJI DRI CHEM 4000 I en prenant soin de ne pas trop secouer le tube afin d'éviter l'hémolyse. L'analyseur réalise ensuite automatiquement le dosage (cf notice FUJI DRI CHEM 4000 I en annexe 5).

Comme le dosage des fructosamines est perturbé lors de la modification du taux de protéines plasmatiques, il est conseillé de doser, en parallèle des fructosamines, l'albumine et les protéines totales (dosage également réalisé par l'analyseur biochimique FUJI DRI CHEM 4000 I).

85

3.2.4- Autres examens Certaines analyses ne peuvent être réalisées à la clinique vétérinaire et sont donc envoyées à un laboratoire référent. C'est le cas du dosage du cortisol qui permet de diagnostiquer le syndrome de Cushing.

Pour réaliser le dosage du cortisol, un prélévement de sang est réalisé dans un tube contenant l’EDTA. Le prélévement est immédiatement centrifugé afin de récupérer le plasma qui est réfrigéré avant son envoi au laboratoire. Cet envoi doit se faire dans les 24h maximum.

86

Chapitre 2. Résultats 1- Données cliniques Parmi les carnivores consultés, 73% des patients (83% des chiens et 66,67% des chats) sont présentés pour une PuPd alors que seulement 36% (16% des chiens et 50% des chats) pour un amaigrissement malgré une polyphagie. La PuPd a été donc le principal symptôme qui alerte les propriétaires.

Seuls 2 patients (6,7%) ont présenté un syndrome de Cushing.

Aucune des femelles consultées n'était en gestation au moment de la visite.

Sur l'ensemble des 30 cas, 8 individus (26,7%) sont considérés comme obèses dont deux chats, soit 11% des chats et 6 chiens, soit 50% des cas. Un patient a été considéré comme obèse dès que son poids dépasse de 20% son poids idéal (propre à chaque individu). Parmis ces animaux obèses, il y a deux chattes, soit 20% des femelles, deux chiens, soit 50% des chiens présentés et 50% des chiennes.

En outre, 13 individus présentent un amaigrissement, soit 43,3% des cas.

Par rapport aux lésions dermatologiques, deux patients (un mâle et une femelle), atteints de Cushing, ont présenté des lésions dermatologiques liées à ce syndrome.

Concernant la cataracte, seul un chien (3,3%) de 13 ans a été affecté par cette affection. Cette dernière n'est pas liée au motif de consultation car le propriétaire ne s'en était pas inquiété du fait de l'âge du chien.

Par rapport aux affections bactériennes, aucun carnivore n’a présenté de telles affections.

L’appréciation de l’état de déshydratation par le test du pli de peau a révélé que 18 animaux (60%) étaient en déshydratation légère.

87

2- Résultats de laboratoire 2.1- Données sur la glycémie Tous les animaux ont présenté une hyperglycémie par le test réalisé. Les valeurs de la glycémie étaient comprises entre 2g/L et 6,9g/L, sachant que la glycémie normale d'un chien non diabétique est comprise entre 0,6g/L et 1,1g/L et celle chez un chat non diabétique entre 0,5g/L et 1,5g/L. 2.2- L'analyse d'urine Tous les cas ont présenté une glucosurie révélée par les bandelettes urinaires et chez 7 patients, soit 23,3%, il a été mis en évidence des corps cétoniques dans les urines. Parmis ces 7 cas, il y a 3 chattes, 2 chiennes et 2 chiens.

2.3- Dosage des fructosamines Sur l'ensemble des chats, seulement deux ont eu des concentrations de fructosamines supérieures aux normes (190-365 micromol/L (cf annexe 1)).

2.4- Dosage du cortisol Seule une chienne a subi cet examen lors du diagnostic du diabète sans modification significative.

3- Complications Parmi les 30 cas de notre étude, 10 patients ont développé au moins une des maladies associées au diabète, soit 1 animal sur 3 (33,3%). Ces maladies sont l'acromégalie, l'hypercorticisme, le Cushing ou encore la cataracte (figure 30).

Chez les chiens, 4 (33,3%) ont souffert de cataracte diabétique et deux de Cushing (16%).

Chez les chats, 1 (5,6%) a manifesté une cataracte diabétique et 1 (5,6%) une acromégalie.

88

Figure 30. Photographie d'un chien diabétique atteint de cataracte diabétique bilatérale avec une opacification du cristallin [39].

4- Réactions des propriétaires Une fois que le diagnostic est posé, le propriétaire est informé afin d’envisager les traitements et le suivi. Le propriétaire est sensibilisé au fait qu'il s'agit d'un traitement à vie et qu'il en résulte donc certains coûts et des contraintes diverses (horaires, disponibilité, etc.). En effet, un animal diagnostiqué diabétique doit être suivi régulièrement, c’est-à-dire toutes les semaines jusqu'à la stabilistion de la glycémie puis tout les mois et les injections quotidiennes d'insuline doivent être faites à des heures fixes.

Après ces informations, certains propriétaires préfèrent euthanasier leur animal.

En effet, notre étude montre que 13,3% des propriétaires s'orientent vers l'euthanasie plutôt que d'entamer et/ou suivre le traitement

d’autres

propriétaires commencent le traitement puis, suite aux contraintes qu'il engendre, préfèrent arrêter.

89

5- Prise en charge 5.1- Insulinothérapie Le traitement par excellence du diabète sucré est l'insulinothérapie. L'insuline injectée, par voie sous cutanée, est une insuline lente porcine purifiée commercialisée sous le nom déposé Caninsulin®.

Chez le chien, il s'agit d'une injection quotidienne de Caninsulin® à des heures fixes, de préférence avant ou après un repas. Chez le chat, il y a deux injections quotidiennes d'insuline à administrer également à des heures fixes et dans un laps de temps restreint autour du repas. Ces injections peuvent poser des problèmes aux propriétaires qui ne savent pas forcément réaliser une injection et peuvent avoir, en plus, des animaux rétifs. C’est pourquoi l’emploi de stylos injecteurs VetPen® est plus avantageux car plus facile d’emploi mais plus onéreux.

Pour les propriétaires utilisant les seringues à insuline, une formation à l'injection sous cutanée est réalisée par le praticien lors de la première visite (visite du diagnostic).

Pour les cas considérés dans notre étude, en matière de traitements, trois cas de figure se sont présentés: - traitement à base d'insuline associé à un régime alimentaire adapté (90% des cas) - traitement par un régime alimentaire strict, sans insulinothérapie (7% des cas) - absence de traitement (refus des propriétaires à cause de contrainte économique et/ou pratique) (3% des cas) La figure 31 présente ces cas de figure en matière de traitement de 30 cas de diabète sucré.

90

Catégories de traitement entrepris lors du diabète sucré de carnivores domestiqués 7% 3% Absence de traitement Injection quotidienne d'insuline Alimentation stricte 90%

Figure 31. Cas de figure en matière de prise en charge des patients diabétiques.

Cette figure montre que la grande majorité des cas de diabète (90%) sont traités par des injections quotidiennes d'insuline. C’est le traitement le plus efficace bien qu’onéreux. Ainsi, chez les chiens, 100% des cas ont été mis sous Caninsulin®contre 83% chez les chats. Il en ressort que les propriétaires de chats sont plus réservés que les propriétaires de chiens vis à vis de l’insulinothérapie. En effet, le traitement, à base d'insuline, nécessite une injection quotidienne chez le chien, alors que chez le chat, il nécessite deux injections. En outre, lorsqu'il s'agit d'injections, les chats sont plus rétifs et difficiles à gérer pour les propriétaires.

Prix de revient de l'insulinothérapie : En ce qui concerne les prix, un flacon de Caninsulin ® de 10 ml se vend dans les 25 euros, soit 16 400 FCFA. Sachant que le Caninsulin® contient 40 UI par ml, le flacon de 10 ml contient 400 UI.

91

Le nombre de jours de traitement pour un flacon de Caninsulin® de 10 ml chez un chat et chez un chien, selon les cas cliniques considérés, est variable selon les doses et les modes d’administration (tableaux VI et VII).

- Chez le chat Le tableau VI donne des doses à injecter chez un chat diabétique.

Tableau VI. Doses à administrer à un chat souffrant de diabète sucré. D'après [61].

Ces doses sont à titre indicatif ; elles doivent être ajustées par le praticien selon la réponse de l'animal au traitement.

Ainsi, pour un chat Européen de 7,5 Kg, mis sous 6 UI par jour (soit 2 injections quotidienne à 3 UI), un flacon permet 67 jours de traitement, or la durée de conservation, après ouverture, est de 28 jours (Cf. Annexe 2). Donc, pour un chat, préférer des flacons de plus petite quantité comme les flacons de 2,5 ml à 10 euros (6 600 Fcfa) soit, dans ce cas, 17 jours de traitement, les propriétaires doivent alors prévoir 2 flacons par mois, soit 20 euros (13 200 FCFA). Il faut, en plus, ajouter le prix d'achat des seringues à insuline à 28 euros (18 400 Fcfa) les 100 seringues, soit tous les 50 jours, soit environ 19 euros (12 500 Fcfa) par mois. Ce qui fait un total d'environ 39 euros (25 600 Fcfa) par mois. Ce coût est relativement faible; donc certains propriétaires de chat sont rétifs au traitement par l'insuline non pas pour le coût, mais plutôt pour les difficultés qu'ils rencontrent pour l'administrer au chat.

92

- Chez le chien Les doses à administrer chez le chien diabétique sont données dans le tableau VII. Tableau VII. Doses à administrer à un chien, selon le poids, souffrant de diabète sucré. D'après [61].

Ces doses sont à titre indicatif, elles doivent être ajustées par le praticien selon la réponse de l'animal au traitement. Dans la pratique, ces doses sont généralement plus élevées.

Par exemple, pour chien Rottweiler de 40 Kg atteint de diabète, la dose prévue initialement était de 22 UI, après plusieurs ajustements, la dose est de 44 UI par jour (soit à peu près 1 ml par jour de Caninsulin®). Le flacon de Caninsulin® de 10 ml permet donc 10 jours de traitement, les propriétaires doivent donc prévoir 3 flacons par mois, soit 75 euros (49 200 Fcfa) avec les 100 seringues à 28 euros (18400 Fcfa) pour 100 jours de traitement, donc environ 19 euros (12 500 Fcfa) par mois. Ce qui fait un total de 94 euros (61 700 Fcfa) par mois. Ce coût peut être l'une des raisons pour lesquelles certains propriétaires sont réticents au traitement à l'insuline.

Le prix de revient de l'insulinothérapie dépend donc étroitement du poids de l'animal qui est corrélé aux doses nécessaires à sa thérapie. Toutefois, la réticence de certains propriétaires au traitement réside plus dans les contraintes d'administration (injection quotidienne d'insuline) plutôt que de contraintes économiques.

93

5.2- Alimentation 5.2.1- Distribution des repas L'aliment doit être distribué à des heures fixes, en fonction des heures d'injection de l'insuline. Le but est de faire correspondre le repas avec le moment où l'insuline injectée agit sur l'organisme, afin de favoriser l'action de l'insuline et de limiter l'augmentation brutale du taux de glucose sanguin qui suit normalement le repas. La distribution des repas dépend principalement du type d'insuline utilisé, de la fréquence des injections et de la réponse individuelle de l'animal à l'insulinothérapie.

Le plus souvent, avec un protocole comprenant deux injections quotidiennes, deux repas sont distribués au moment des deux injections. Avec un protocole comprenant une injection quotidienne, un repas est donné au moment de l'injection et le deuxième est distribué au moment correspondant à l'activité maximale théorique de l'insuline injectée (le plus souvent huit heures après l'injection).

Chez le chat, cette règle est difficilement applicable de façon systématique, car une proportion importante de chats reçoit une alimentation en libre-service.

5.2.2- Modalités pratiques Afin de faciliter la tache aux propriétaires d'animaux diabétiques, il existe des spécialités alimentaires adaptées aux animaux diabétiques.

L'aliment adapté par excellence est le type croquettes pour animaux diabétiques (annexe 6) qui est, par ailleurs, choisi, dans notre étude, par 92% des propriétaires; 6% des propriétaires ont opté pour les pâtés, plus appétantes, et 2% ont préfèré les repas faits maison pour leur animal (tout en suivant les recommandations faites ci-dessus).

94

5.3- Réalisation de courbe glycémique par les propriétaires Les animaux, tout juste diagnostiqués diabétiques, sont suivis. Dans un premier temps, les courbes de glycémie, avec le suivi vétérinaire, permettent de détérminer la bonne dose d'insuline à utiliser.

Du coup, les propriétaires sont informés de l'importance et sur la réalisation des courbes de glycémie. Ces derniers doivent donc s'équiper d'un glucomètre pour prendre la glycémie de leur animal à domicile. Le glucomètre à aspiration est préconisé car il offre une simplicité d'utilisation. De plus, à la clinique, il est montré aux propriétaires comment réaliser la glycémie ainsi que la périodicité des prises (toutes les 2 à 4 h pendant, si possible, 24h).

Pour ce qui est de la réalisation de la courbe de glycémie au domicile, les propriétaires peuvent la réaliser eux-mêmes chez eux ou, lors des visites de contrôle, apporter leurs résultats afin que la courbe soit réalisée à la clinique.

Dans le 1er cas, deux possibilités s'offrent à eux : ils peuvent la réaliser manuellement sur feuille de papier millimétré ou bien la faire automatiquement grâce à un programme excel (annexe 3).

6- Suivi et évolution 6.1- Exemple du suivi d'un animal diabétique Comme la démarche suivie est la même, le suivi des cas diabétiques est illustré par les pratiques, à la clinique de Bobigny (cf. annexe 7). Ce suivi est illustré par un exemple, celui d’une chienne Cavalier King Charles, stérilisée et âgée de 6 ans. La patiente présentait, à la consultation le 6 septembre 2013, une PuPd depuis plus d'une semaine accompagnée d'un amaigrissement malgrè une polyphagie.

L'analyse urinaire et sanguine a révélé une glucosurie et une glycémie de 4,8 g/L. Les autres paramètres sont normaux. Il a été décidé de commencer le traitement de Caninsulin® à 11 UI par jour en une seule injection. L'animal a été 95

revu le 15 octobre, et il présentait toujours une PuPd, mais la glycémie est descendue à 1,97 g/L. Sa courbe de glycémie est présentée à la figure 32.

COURBE DE GLYCEMIE Tampon du Vétérinaire Nom propriétaire Espece Date

Cassaigne Chien 14/10/13

Nom de l'animal Poids (kg) Dose initiale

Chloé 12 kg 11.0 UI/Injection 2x par jour

Glycémie (g/l)

10

5

0 0

4

8

12

16

20

24

28

Temps (heures)

Commentaires

Notes d'information L'objectif prioritaire d'un traitement à l'insuline est de baisser la glycémie de votre animal afin de faire disparaitre les signes cliniques du diabète. La dose d'insuline (en UI) est indiqué en haut à droite de cette feuille. Ce graphique indique les temps d'injection de l'insuline (▲) et la valeur de la glycémie mesurée (●).

Figure 32. Courbe de glycémie d'un cas de diabète sucré d’une chienne suivie.

Lors des suivis, la glycémie est systématiquement controlée et les paramètres biochimiques, notamment les fructosamines sont dosés tout les 6 mois pour vérification de la maitrise du diabète.

Sur l'ensemble de nos cas cliniques, aucun effet Somogyi n'a été noté.

6.2- Evolution A travers le cas précédement exposé, il a été remarqué que l'hyperglycémie reste difficile à gérer bien que l'insuline reste le meilleur traitement vu son efficacité.

Le suivi a consité surtout, dans un premier temps, à supprimer la PuPd et à

96

contrôler le poids. Ensuite, il est indispensable de réaliser des contrôles réguliers et des ajustements des doses d'insuline, car chaque patient réagit, de manière individuelle, aux injections de celle-ci. En outre, le diabète reste une maladie grave bien qu’étant maîtrisable.

Sur l’ensemble des cas suivis, parmis les 12 chiens, 4 (33,3%) sont morts dont 1 (8,3%) par euthanasie suite à la décision des propriétaires bien que le traitement ait été entrepris.

Sur les 18 chats, 12 (66,67%) sont morts dont 3 (16,7%) par euthanasie.

En outre, un seul cas (3,3%) de diabète stabilisé a été noté ; l'animal ne suit actuellement plus d'insulinothérapie, mais son régime alimentaire reste celui d'un diabétique et il est régulièrement contrôlé à la clinique.

97

Chapitre 3. Discussion et recommandations 1- Discussion Les cas de diabète recensés dans les cliniques de Bobigny et de Mortagne-auPerche sont tous des cas de diabète sucré. De rares cas de diabète insipide ont été rapportés par les vétérinaires exerçant dans ces cliniques.

Selon les données collectées, les signes cliniques observés sont similaires à ceux rapportés par Feldman et Nelson (2004). Il s’agit essentiellement de la PuPd (70-90% des cas), amaigrissement (44%) et de cataracte (40%). La PuPd est donc le principal symptome du diabète et est, généralement, le symptome qui alerte les propriétaires.

Dans notre étude, l'âge moyen d'apparition du diabète chez les chiens est de 9 ans avec un écart type de 2,3 ans. Il semble donc que les chiens adultes, voire agés, soient plus sujets au diabète que les jeunes. Ceci corrobore l'âge moyen d'apparition du diabète à 8,6 ans [18].

Chez le chat, cet âge est de 11 ans avec un écart type de 2,8 ans. Comme chez le chien, c'est le chat âgé qui est plus affecté par le diabète sucré. Cet âge a été rapporté superieur à 7 ans avec une incidence qui augmente avec l'âge [42], [45].

Il ressort de ces données sur l'âge de l'animal au moment du diagnostic du diabète, que quelle que soit l'espèce de carnivores domestiques, le diabète atteint surtout les animaux adultes et âgés.

Sur l’influence du sexe, notre étude révèle que plus de la moitié (66,7%) des chiens atteints de diabète sucré sont des femelles. C'est la même tendance de l’étude qui situe cette proportion de chiennes affectées à 76% [18]. Cette différecne pourrait s’expliquer par le nombre plus limité de nos cas.

Chez le chat, cette proportion de femelles affectées est plus faible car elle se situe à 55% ; mais elle dénote que les chattes sont plus affectées que les chats (45%). Ce résultat est différent de celui qui rapporte que les mâles sont 1,5 fois 98

plus atteints que les femelles [42]. Cette différence serait due au nombre limité des cas recensés dans notre étude.

Par rapport à la castration, 50% des mâles sont castrés alors que les femelles le sont à 75%. Ceci corrobore ce qui est mentionné dans la littérature comme quoi les animaux castrés ont plus de risque de développer un diabète que les animaux entiers [19] et [45].

Chez le chat, la castration semble avoir un effet sur l'apparition du diabète. En effet, 87,5% des mâles diabétiques sont castrés et 90% des femelles le sont également. Ceci est corroboré également par la littérature comme quoi la castration est un facteur prédisposant au diabète [28].

Cet état peut être lié au fait que les animaux castrés sont plus fréquemment en surpoids, voire obèses, ce qui est l’un des facteur principaux favorisants l’apparition de diabète chez les carnivores domestiques [45]. Ce qui est le cas, par ailleurs, dans notre étude où 16,7% des animaux diabétiques sont considérés comme obèses. Cette tendance risque d’être accentuée car, de nos jours, la plupart des propriétaires optent pour la stérilisation de leurs animaux de compagnie afin d'éviter toutes les contrariétés liées aux fonctions de la reproduction chez ces animaux. C’est pourquoi on pourrait s’attendre à une augmentation du nombre d'animaux diabétiques au cours des prochaines années.

A rappeler que seuls les élevages de carnivores domestiques conservent les animaux entiers ; cela expliquerait pourquoi aucun des cas cliniques auxquels nous avons eu accès ne provenait d'un élevage.

Par rapport aux affections associées au diabète sucré, parmi les 30 cas de notre étude, 1 animal sur 3 (33,3%) a développé au moins une des maladies associées au diabète comme la cataracte, le syndrome de Cushing, et l’acromégalie. Ces maladies peuvent être soit à l'origine du diabète, soit secondaires à son apparition. Il est noté que le risque de développer une maladie, notamment la

99

cataracte, chez les patients diabétiques est 2 à 3 fois plus élevé que chez les carnivores sains [8] [19].

La mise en évidence de ces maladies, chez un patient diabétique, est une donnée importante, car le vétérinaire va devoir faire face à ces maladies et les traiter en parallèle du diabète ; ce qui peut éventuellement causer des interférences avec les effets de l'insuline. En effet, il existe des interactions médicamenteuses avec le Caninsulin®. Par exemple, des modifications des besoins en insuline peuvent survenir lors de l'administration de substances qui altèrent la tolérance au glucose, en l’occurrence les cortico des, les diurétiques thiazidiques, les progestagènes, les α-2-agonistes (la médétomidine, la dexmédétomidine ou la xylazine) et l'amitraz. Le suivi de la glycémie doit être réalisé minutieusement pour ajuster les doses d'insuline en conséquence. C'est donc au praticien d’évaluer les risques et d’informer les propriétaires quant aux choix de traitements à envisager.

Une fois que le diabète est diagnostiqué, le patient doit être pris en charge. La grande majorité des cas de diabète (90%) sont traités par des injections quotidiennes d'insuline. C’est le traitement le plus efficace bien qu’onéreux.

Seul 7% des cas ont été mis sous régime alimentaire strict et 3% n'ont reçu aucun traitement.

Chez les chiens, 100% des cas ont été mis sous Caninsulin® contre 83% chez les chats et chez lesquels 11% ont été traités exclusivement par régime alimentaire strict suite à la décision des propriétaires et 5,6% n'a reçu aucun traitement suite à la décision des propriétaires. A noter que l’animal, qui n'a reçu aucun traitement, n’a survécu qu'un an ; alors que ceux ne suivant qu'un régime alimentaire sont encore en vie. Il en ressort que, dans certains cas, une bonne gestion de l'alimentation de l'animal diabétique peut suffire en terme de thérapie.

Toutefois,

l'alimentation

stricte

est

encore

plus

contraignante

que

l'insulinothérapie, car il doit y avoir une surveillance accrue des propriétaires

100

pour éviter que leur animal ne mange autre chose que sa ration. Ceci n'est réalisable que chez des animaux vivant dans des appartements.

Il a été constaté que les propriétaires de chats sont plus réservés que ceux des chiens vis à vis du traitement du diabète en raison des 2 injections quotidiennnes d’insuline requises chez le chat contrairement à une chez le chien. En outre, les chats sont plus rétifs et compliqués à gérer pour les propriétaires lorsqu'il s'agit d'injection.

En ce qui concerne l'efficacité du traitement à l’insuline, il a été noté un taux de survie de 62%. L'insuline est donc un traitement, certe contraignant, mais efficace pour lutter contre le diabète sucré. Cette efficacité de l'insuline lente porcine a été démontrée [19]. L’insulinothérapie reste donc la meilleure thérapie dans la lutte contre le diabète.

Une fois que les options du traitement sont proposées aux propriétaires, ces derniers adoptent des attitudes différentes en préfèrant ne pas entamer de traitement ou décident de l'arrêter en cours du fait que le traitement est onéreux et contraignant. Dans le cadre de notre étude, nous avons remarqué que 16,7% des propriétaires de chat ont préféré euthanasier leur animal malgré un traitement entamé et efficace contre 8,3% des cas chez les propriétaires de chien.

Cette différence peut s'expliquer par le fait que traiter un chat à domicile est plus difficile qu'un chien. Au total, 13.3% des cas ont été euthanasiés malgré l'efficacité de l'insulinothérapie. Donc la décision des propriétaires d'euthanasier leur animal, bien que le traitement soit efficace, est à prendre en compte et à considérer dans le calcul de l'espérance de vie des animaux sous traitement.

Sur le pronostic, les avis annoncent souvent qu’il est favorable [19], mais à condition que la prise en charge soit rapide. Dans notre étude, malheureusement le pronostic a été plus défavorable. En effet, plus du tiers (33%) des chiens et presque les deux tiers (66,67%) des chats sont décédés des suites du diabète, soit plus de la moitié (53,3%) des cas totaux. Sur ces décès, 4 ont été euthanasiés par 101

décision des propriétaires et 1 animal s'est enfuit dans la nature, il a été considéré comme décédé suite à l'absence d'administration de traitement. Au total, le taux de décés des animaux atteints de diabète, dans notre étude, a été de 36,6%. Si l’on considère le taux de survie des animaux atteints de diabète ayant un âge adulte < 8 ans et n'ayant pas été euthanasiés par simple décision des propriétaires, ce taux est de 25%, soit un animal sur quatre qui décède des suites du diabète.

Il faut noter aussi que plus les animaux sont âgés, plus leur espérance de vie diminue même en l'absence de diabète. C’est un facteur à prendre en considération aussi.

Selon les données collectées des cas cliniques, la PuPd est observée presque chez tous les chiens et chats atteints de diabète sucré il s’agit d’un symptôme majeur de suspicion du diabète. Cependant, dans de rares cas, une crise acidocétonémique peut se présenter il s’agit d’un cas d'urgence où l'hospitalisation s’impose.

En matière de traitement, il faut noter que l'insulinothérapie est toujours accompagnée d'un régime alimentaire strict. En effet, lors de diabète, il est indispensable de gérer l'apport d'énergie notamment de glucides afin d'éviter des fluctuations trop importantes de la glycémie qui pourraient causer des crises d'hypoglycémie ou d'hyperglycémie.

En outre, il a été remarqué que les doses d'insuline évoluent tout au long du traitement de l'animal surtout chez les chats. Le vétérinaire ajuste les doses en fonction de la réponse de l'animal au traitement, notamment en s'appuyant sur la glycémie vérifiée à chaque rendez-vous. Ainsi, les doses sont diminuées si l'animal est en hypoglycémie et augmentées s'il est en hyperglycémie malgré le Caninsulin®. De plus, dans certains cas, quand la glycémie de l'animal semble se stabiliser, après plusieurs mois de traitement, le vétérinaire peut décider d'arrêter l'insulinothérapie tout en continuant le régime alimentaire strict. Cela 102

permet de détecter d'éventuels diabètes transitoires et, dans de rares cas, une équilibration du diabète de l'animal.

Quant à la vaccination, il semble qu'elle a une influence, certes moindre sur l'insulinothérapie. En effet, dans certains cas cliniques, il y a eu une certaine baisse d'action de l'insuline lors de leur vaccination. Du coup, il est important que le praticien réalise une surveillance accrue de la glycémie de l'animal diabétique sous insuline au moment de sa vaccination.

Etant donné que le traitement du diabète se fait à domicile et est réalisé par les propriétaires, certains problèmes ont été notés.

En effet, certains propriétaires ne suivent pas les recommandations du vétérinaire et ne font pas les injections à heures fixes et/ou les réalisent au delà de la zone des repas. Du coup, cela entraîne souvent la prise en charge de crises d'hypoglycémie ou d'hyperglycémie. De même, de nombreux propriétaires ajustent eux-mêmes les doses d'insuline sans l'avis préalable du vétérinaire.

Cela pose des problèmes pour le suivi de l'animal, notamment dans l'ajustement des doses lors des visites de contrôle. Par contre, les propriétaires d'animaux diabétiques, de long terme, peuvent apprécier, de manière optimale, les doses utiles d'insuline, car ils sont en permanence avec leur animal ; cependant ils doivent le préciser au vétérinaire lors des visites de contrôle afin de ne pas fausser les observations futures de ce dernier.

Ces faits constituent un problème récurrent en médecine vétérinaire. A cela s’ajoutent des données sur l’anamnèse et les commémoratifs qui ne sont pas toujours fiables. En effet, les propriétaires ne veulent pas s'incriminer, notamment lors de modification, par leur propre chef, des doses d'insuline, lors d'oubli d'administration de l'insuline ou hors de la période des repas... et préfèrent passer sous silence leurs erreurs. Cela est donc à prendre en compte s’il y a des échecs de l'insulinothérapie, sans pour autant laisser de coté les autres sources d'échecs du traitement.

103

L'utilisation de l'échographie ou de la radiographie peut être un moyen de détéction du diabète. En effet, l'une des atteintes secondaires au diabète est l'hépatomégalie suite à une accumulation de lipides, sous forme de triglycérides, dans le foie (stéatose). Cette stéatose hépatique entraine généralement une augmentation de la taille du foie, c'est-à-dire une hépatomégalie [45]. Cette hépatomégalie peut être mise en évidence par une palpation abdominale. Toutefois, chez les animaux obèses, cette palpation est difficile à faire, d'où le recours, dans ces cas là, à l'échographie ou la radiographie, mais il faut signaler que ces examens ne sont généralement pas réalisés en routine.

Dans la clinique de Mortagne au Perche, située plus en zone rurale, il a été noté que la plupart des animaux sont des croisés, d'où l'absence de donnée sur la race.

En outre, le faible nombre de cas suivis chez les carnivores de cette zone s'explique par le fait que les animaux sont en liberté, et donc les animaux atteints de diabète ne sont pas toujours au domicile des propriétaires pour le traitement.

Ils ont donc été considérés comme décédés suite à l'impossibilité d'administration du traitement. En plus de ces carnivores domestiques, nous avons quelques cas de chats errants d'où un suivi compliqué. En outre, d’autres cas de diabète, dans cette clinique, sont des animaux dont les propriétaires sont en vacances dans la région ; donc les animaux sont donc uniquement de passage.

C’est pourquoi notre étude s'est appuyée plus sur les cas de la clinique de Bobigny, spécialisée en carnivores domestiques et donc plus souvent confrontée aux chiens et chats diabétiques.

En outre, nos observations ont porté sur 30 cas de diabète sucré. Cet échatillon est faible et il n’y a pas de population témoin ce qui limite la prise en compte de l’influence des facteurs tels la race et l'influence de la région.

104

De l’analyse des données collectées sur la situation des carnivores domestiques diabétiques et leur prise en charge, des recommandations sont formulées afin d’améliorer cette prise en charge.

2. Recommandations Lors de la première visite après l'achat de l'animal Lorsque des propriétaires viennent pour la visite de contrôle de leur animal après achat, il est indispensable que le vétérinaire les conseille sur les différents facteurs de risque du diabète et les maladies qui peuvent en découler.

Outre la race, l'un des principaux facteurs de risque de diabète reste le surpoids des animaux. En effet, en France, une forte proportion d’animaux de compagnie est en surpoids. Le vétérinaire doit donc insister sur l'importance de la gestion du poids de l'animal auprès des propriétaires.

Ces différents conseils sont donnés en parallèle des conseils de vaccination et de déparasitage qui sont nécessaires, voire indispensables pour la santé et le bienêtre des animaux de compagnie.

Après le diagnostic du diabète Une fois que le diagnostic du diabète est confirmé, il est indispensable de réaliser une courbe de glycémie afin d'entreprendre le traitement le plus efficace possible, c'est à dire le dosage optimal de l'insuline. Afin d'obtenir cette courbe, réalisée dans les conditions optimales, le vétérinaire peut, selon la capacité et la volonté des propriétaires à réaliser cette dernière, décider de laisser faire les propriétaires à domicile après une formation rapide afin de limiter le stress de l'animal. En outre, il est indispensable au vétérinaire de réaliser une courbe de glycémie de contrôle lors du traitement au long terme.

105

De même, le vétérinaire doit mettre en garde les propriétaires sur la gestion des repas, la qualité de ces derniers, mais également sur le timing. En effet, les repas doivent être équilibrés mais également être distribués à heures fixes aux alentours des injections d'insuline. Le vétérinaire doit bien insister sur cette gestion des repas et mettre en garde les propriétaires sur les risques de variations de la glycémie en cas de non respect de ces règles.

Afin de palier d'éventuelles crises d'hypoglycémies, il est conseillé aux propriétaires d'avoir en permanence, à portée de main, du sucre, voire du miel à administrer à leur animal.

Le vétérinaire doit insister sur la surveillance de l'animal notamment après l'injection de l'insuline et de se préparer à une éventuelle crise d'hypoglycémie dont les symptômes (tremblements, pâleur, trouble de l’équilibre et trouble du comportement) doivent être connus des propriétaires à travers les conseils donnés par le praticien.

En outre, le vétérinaire doit prévenir les propriétaires que l'ajustement des doses de leur propre chef, sans l'avis d'un vétérinaire préalable, peut avoir des conséquences graves sur l'animal. En effet, beaucoup de cas d'urgence, voire de décès d'animaux diabétiques, sont causés par des ajustements des doses d'insuline, de manière aléatoire, par les propriétaires eux-mêmes sans l'avis préalable du vétérinaire.

De plus, il est indispensable que les propriétaires adoptent un suivi régulier chez le vétérinaire, avec des rendez-vous toutes les semaines au début puis tous les mois une fois le traitement entrepris et que la glycémie est régulée. Ces rendezvous sont importants, car même si l'animal est en parfaite santé à priori, de nombreuses maladies, consécutives au diabète, peuvent survenir. En outre, ces rendez-vous sont l'occasion, pour le vétérinaire, de réaliser un bilan complet de santé de l'animal et de vérifier l'efficacité du traitement et, éventuellement, de l’adapter.

106

CONCLUSION Les diabètes des carnivores domestiques, notamment le diabète sucré, sont de plus en plus fréquemment diagnostiqués et pris en charge dans les cliniques vétérinaires recevant ces patients. Au cours de ces dernières décennies, il a été observé une augmentation de 30% des cas de diabète chez les carnivores domestiques avec une incidence moyenne de 0,8% chez les chiens et de 1% chez les chats.

Cette situation est similaire au diabète chez l’homme. En effet, selon l’Organisation mondiale de la santé (OMS), chez l’homme, la prévalence mondiale du diabète, chez les adultes de plus de 18 ans, est passée de 4,7% en 1980 à 8,5% en 2014. Selon cette même organisation, il est prévu qu’en 2030, le diabète sera la septième cause de décès dans le monde.

Chez les carnivores domestiques (chien et chat), cette augmentation est, sans nul doute, liée à l'évolution de régimes alimentaires (friandises, aliments industriels,…) et aux modes de vie (la sédentarité), non appropriés à ces animaux et qui engendrent une obésité ou, du moins, un surpoids chez ces derniers. En outre, la sélection génétique de races pures a rendu certains carnivores domestiques plus sensibles à certaines maladies telles que le diabète.

C’est la raison pour laquelle, dès qu'un carnivore domestique présente une polyurie, même en l'absence de polydipsie, généralement non perçue par les propriétaires, le vétérinaire réalise immédiatement le test de glycémie à partir de de sang auriculaire. En cas d'hyperglycémie, il complète ce test par des tests sur les urines grâce à des bandelettes urinaires afin de déceler la présence de glucosurie, voire même, dans certains cas, dits d'urgence, la présence de corps cétoniques dans les urines. Ainsi, l'évolution innovante des appareils et des méthodes en biochimie assurent un diagnostic rapide et fiable du diabète. En

107

outre, le diabète est une maladie, certes contraignante, mais il n’est pas insurmontable pour les animaux et les propriétaires.

C’est compte tenu de l’importance de la prise en charge des cas de diabète en clientèle carnivore et l’évolution progressive des méthodes de diagnostic de cette maladie que cette étude a été menée et dont le thème est « Etude rétrospective des cas de diabète sucré chez le chien et chez le chat pris en charge dans deux cliniques vétérinaires en France ».

L’étude a porté sur des cas rétrospectifs de deux cliniques vétérinaires à des périodes différentes : de mai 2003 à août 2015, en zone urbaine, dans une clinique vétérinaire de la Seine Saint Denis ; de janvier 2007 à août 2015, en zone rurale, dans la clinique à Mortagne-au-Perche (région du Perche).

Cette étude a comporté 30 cas cliniques de diabète sucré suivis dans les deux cliniques précédemment citées. De ces cas, 21 sont ceux de la clinique de Bobigny et 9 de la clinique de Mortagne au Perche. Parmis ces 30 cas, il y a 12 chiens et 18 chats d'âge, de sexe et de races variés. Ces cas font partie de la base de données des cliniques visitées, et ont été pris au hasard. Aucune des femelles consultées n'était en gestation au moment de la visite.

De ces cas, 73% des patients (83% des chiens et 66,67% des chats) sont présentés pour une PuPd, alors que seulement 36% (16% des chiens et 50% des chats) pour un amaigrissement malgré une polyphagie. La PuPd a été donc le principal symptome qui alerte les propriétaires.

Sur l'ensemble des 30 cas, 8 individus (26,7%) sont considérés comme obèses dont deux chats, soit 11% des chats et 6 chiens, soit 50% des cas. Un patient a été considéré comme obèse dès que son poids dépasse de 20% son poids idéal (propre à chaque individu). Parmis ces animaux obèses, il y a deux chattes, soit 20% des femelles, deux chiens, soit 50% des chiens présentés et 50% des chiennes qui sont obèses. En outre, 13 individus présentent un amaigrissement,

108

soit 43,3% des cas. L’appréciation de l’état de déshydratation par le test du pli de peau montre que 18 animaux (60%) étaient en déshydratation légère.

Par rapport aux affections associées au diabète : 2 patients (6,7%) ont présenté un Cushing ; ces deux patients (un mâle et une femelle) ont présenté des lésions dermatologiques associées à ce syndrome ; un chien (3,3%) de 13 ans a été affecté par la cataracte, et aucun patient n’a présenté d’infections bactériennes.

Quant aux résultats de laboratoire, tous les animaux ont présenté une hyperglycémie avec des valeurs comprises entre 2g/L et 6,9g/L, sachant que la glycémie normale d'un chien non diabétique est comprise entre 0,6g/L et 1,1g/L et celle chez un chat non diabétique entre 0,5g/L et 1,5g/L. Tous les cas ont également présenté une glucosurie révélée par les bandelettes urinaires et chez 7 patients, soit 23,3%, il a été mis en évidence des corps cétoniques dans les urines. Parmis ces 7 cas, il y a 3 chattes, 2 chiennes et 2 chiens.

Sur l'ensemble des chats, seulement deux ont eu des concentrations de fructosamines supérieures aux normes (190-365 micromol/L).

Par rapport aux complications, parmi les 30 cas de notre étude, 10 patients ont développé, au moins, une des maladies associées au diabète, soit 1 animal sur 3 (33,3%). Ces maladies sont l'acromégalie, l'hypercorticisme ou encore la cataracte (figure 37). Ainsi, chez les chiens, 4 (33,3%) ont souffert de cataracte diabétique et deux de Cushing (16%). Tandis que chez les chats, 1 (5,6%) a manifesté une cataracte diabétique et 1 (5,6%) une acromégalie.

Une fois que le diagnostic est posé, le propriétaire est informé afin d’envisager les traitements et le suivi. Le propriétaire est sensibilisé au fait qu'il s'agit d'un traitement à vie et qu'il en résulte donc certains coûts et des contraintes diverses (horaires, disponibilité, etc.). En effet, un animal diagnostiqué diabétique doit être suivi régulièrement, c’est-à-dire toutes les semaines jusqu'à la stabilistion de

109

la glycémie puis tout les mois et les injections quotidiennes d'insuline doivent être faites à des heures fixes.

Après ces informations, certains propriétaires (13,3%) ont préfèré euthanasier leur animal d’autres ont commencé le traitement puis, suite aux contraintes qu'il engendre, ont choisi de l’arreter.

Pour la thérapie du diabète sucré, le traitement par excellence de cette affection est l'insulinothérapie. L'insuline injectée, par voie sous cutanée, est une insuline lente porcine purifiée commercialisée sous le nom déposé Caninsulin®.

Chez le chien, il s'agit d'une injection quotidienne à des heures fixes, de préférence avant ou après un repas. Chez le chat, il y a deux injections quotidiennes d'insuline à administrer également à des heures fixes et dans un laps de temps restreint autour du repas.

Ces injections peuvent poser des problèmes aux propriétaires qui ne savent pas forcément réaliser une injection et peuvent avoir, en plus, des animaux rétifs.

C’est pourquoi ces propriétaires sont formés pour réaliser les injections et des méthodes plus adaptées sont proposées comme l’emploi de stylos injecteurs VetPen®.

Même si l’insuline est efficace, la gestion du diabète associe une alimentation saine et équilibrée. Le but est de faire correspondre le repas avec le moment où l'insuline injectée agit sur l'organisme, afin de favoriser l'action de l'insuline et de limiter l'augmentation brutale du taux de glucose sanguin qui suit normalement le repas. Ainsi, l'aliment doit être distribué à des heures fixes, en fonction des heures d'injection de l'insuline.

Afin de faciliter la tache aux propriétaires d'animaux diabétiques, il existe des spécialités alimentaires adaptées. Par exemple, l'aliment adapté par excellence est le type croquettes pour animaux diabétiques qui est, par ailleurs, choisi, dans notre étude, par 92% des propriétaires contre 6% des propriétaires qui ont opté

110

pour les pâtés, plus appétantes, et 2% ont préfèré les repas faits maison pour leur animal.

A travers les cas suivis, il apparaît que l'hyperglycémie reste difficile à gérer bien que l'insuline reste le meilleur traitement vu son efficacité. Le suivi a consité surtout, dans un premier temps, à supprimer la PuPd et à contrôler le poids. Ensuite, il a été réalisé des contrôles réguliers et des ajustements des doses d'insuline, car chaque patient réagit, de manière individuelle, aux injections de celle-ci. En outre, le diabète reste une maladie grave bien qu’étant maîtrisable.

Sur l’ensemble des cas suivis, sur les 12 chiens, 4 (33,3%) sont morts dont 1 (8,3%) par décision de son propriétaire après que le traitement ait été entrepris.

Sur les 18 chats, 12 (66,67%) sont morts dont 3 (16,7%) par décision de leur propriétaire. En outre, un seul cas (3,3%) de diabète équilibré a été noté ; l'animal ne suit actuellemnt plus d'insulinothérapie, mais son régime alimentaire reste celui d'un diabétique et il est régulièrement contrôlé à la clinique.

On peut retenir que le diabète sucré demeure une maladie complexe et diffcile à contrôler malgrè une insulinothérapie efficace. C’est pourquoi, chez le carnivore domestique, il est crucial de pouvoir diagnostiquer le diabète avant l’émergence des signes cliniques. Dans cette optique, il faudrait préalablement identifier les animaux “à risque” puis réaliser un dépistage précoce en vu de faciliter la gestion médicale du diabète et de limiter les risques de complication liés à cette maladie. Ce qui exige la collaboration des propriétaires et le professionnalisme du praticien. C’est dans ce sens que des recommandations ont été formulées.

111

BIBLIOGRAPHIE

[1]

Alt N., Kley S., Tschuor F. et al., 2007. Evaluation of IGF-1 levels in cats with transient and permanent diabetes mellitus. Research in Veterinary Science, 83: 331-335.

[2]

American Diabetes Association., 2008. Diagnosis and Classification of Diabetes Mellitus. Diabetes Care, 31(1): 55-60.

[3]

Bacha W.J.JR, Bacha M., 2000. Color atlas of veterinary histology. 2nd édition. Lippincott Williams & Wilkins, Baltimore, 318.

[4]

Barone R., 1984. Anatomie comparée des mammifères domestiques.

Splanchnologie I : Appareil digestif et Appareil respiratoire. 2 nd édition.

Vigot, Paris, 3: 560-576.

[5]

Barone R., 1997. Le Pancréas. In : Anatomie comparée des mammifères domestiques. Splanchnologie I : Appareil digestif et Appareil respiratoire.

3ième édition. Vigot, Paris, 3: 560-577.

[6]

Billet J.P., 2006. La chirurgie du pancréas. Prat. Méd. Chir. Anim.

Comp., 41(4): 203-211.

[7]

Bouvy B., 1994. Chirurgie du pancréas. Prat. méd. chir. Anim. Comp. numéro spécial : Chirurgie digestive, 29: 771-780.

[8]

Catchpole B., Kenndy L.J., et al., 2008. Canine diabetes mellitus: from phenotype to genotype. Journal of Small Animal Practice, 49: 4-10

112

[9]

Charles J.A., 2007. Pancreas. In: Jubb, Kennedy, and Palmer’s Pathology of Domestic animals. Volume 2. 5ième édition. Saunders Elsevier, Edinburgh, 771.

[10] Chetboul V., Bureau-Amaglio S. et al., 2005. Examen échographique du pancréas. In : Échographie et doppler du chien et du chat : thorax, abdomen, œil, système nerveux. Atlas en couleur. Masson, Paris, 211240.

[11] Cunningham J.G., 2002. Secretion of the digestive tract. In : Cunningham, J.G., Textbook of veterinary physiology. 3ième édition. W.B. Saunders Compagny, Philadelphia, 28: 245-253.

[12] Cunningham J.G., 2002. Digestion and absorption : the nonfermentative processes. In : Cunningham, J.G., Textbook of veterinary physiology.

3ième édition. W.B. Saunders Compagny, Philadelphia, 29: 254-275.

[13] Cunningham J.G., 2002. Endocrine glands and their function. In : Cunningham, J.G., Textbook of veterinary physiology. 3ième édition. W.B. Saunders Compagny, Philadelphia, 33: 341-355.

[14] Dellman H.D., Eurel J.A., 1998. Textbook of veterinary histology. 5ième édition. Williams and Wilkins, Philadelphia, 380.

[15] Devendra D., Eisenbarth G.S., 2003. Immunologic endocrine disorders.

Journal of Allergy Clinical Immunology, 111(2): 624-636.

[16] Eiselein L., Schwartz H.J., et al., 2004. The Challenge of Type 1 Diabetes Mellitus. ILAR Journal, 45(3): 231-235.

113

[17] Eurell J.A., Frappier B.L., 2006. Dellmann's textbook of veterinary histology. 6ième édition. Blackwell publishing, 208.

[18] Fall T., Hansson-Hamlin H., et al., 2007. Diabetes mellitus in a population of 180,000 insured dogs: incidence, survival, and breed distribution. J. Vet. Intern Med., 21:1209–1216.

[19] Feldman E.C., Nelson R.W., 2004. Canine and Feline Endocrinology and Reproduction. 3ième édition, St. Louis, Missouri, Saunders, 486-579.

[20] Feldman E.C., Nelson R.W., 1996. Disorders of growth hormone. Canin and Felin Endocrinology and Reproduction. 2nd édition. Philadelphia, WB Saunders, 2: 38-66.

[21] Gamet Y., 2006. Physiologie du pancréas. Prat. Méd. Chir. Anim. Comp., 41(4): 165-169.

[22] Garvey M. S., Zawie D.A., 1984. Feline pancreatic disease. Vet. Clin.

North Am. Small Anim. Pract., 14(6): 1231-1246.

[23] Guillaud P., 2004. Les pancréatites aigües du chien : étude bibliographique. Thèse de doctorat vétérinaire, faculté de médecine de Nantes, Nantes, 159.

[24] Hedge G.A., Colby H.D., et al., 1987. Clinical Endocrine Physiology.

Philadelphie, WB Saunders.

[25] Henson M.S., O’Brien T.D., 2006. Feline models of type 2 diabetes mellitus. ILAR Journal, 47 (3): 234-242.

114

[26] Hess R. S., Kass P.H., et al., 1999. Evaluation of risk factors for fatal acute pancreatitis in dogs. J. Am. Vet. Med. Assoc., 214 (1): 46-51.

[27] Hidalgo A., Deneuche A., 2006. Chirurgie du pancréas chez le chien et le chat. Point vet., numéro spécial chirurgie abdominale, 37: 60-65.

[28] Hoenig M., 2002. Comparative aspects of diabetes mellitus in dogs and cats. Molecular and Cellular Endocrinology. Elsevier, 197: 221-229.

[29] Hoenig M., Dawe D.L., 1992. A qualitative assay for beta cell antibodies.

Preliminary results in dogs with diabetes mellitus. Veterinary Immunology and Immunopathology, 32: 195-203.

[30] Ishii H., Jirousek M.R., et al., 1996. Amelioration of vascular dysfunction in diabetic rats by oral PKCβ inhibitor. Science, 272: 728731.

[31] Jones T. C., Hunt R.D., et al., 1997. The digestive system.

Pancreas.

In : Veterinary pathology. 6ième édition. Williams and Wilkins Compagny, Baltimore, 1105-1109.

[32] Jubb K.V.F., Kennedy P.C., et al., 1993. The pancreas. In : Pathology of domestic animals. Volume 2. 4ième édition. Academic Press, Londres, 407-424.

[33] Kolm-Litty V., Sauer U., et al., 1998. High glucose-induced transforming growth-factor beta 1 production is mediated by the hexosamine pathway in porcine glomerular mesangiel cells. The Journal of Clinical Investigation, 101: 160-169.

115

[34] Lang G.E., Kampmeier J., 2002. The role of protein kinase C in the pathophysiology of diabetic retinopathy. Klinische Monatsblätter Augenheilkunde, 219: 769-776.

[35] Mansfield C., 2001. Review of feline pancreatitis part one: the normal feline pancreas, the pathophysiology, classification, prevalence and etiologies of pancreatitis. J. Feline Med. Surg., 3 (3): 117-124.

[36] McDonald L.E., 2003. Veterinary endocrinology and reproduction, 5ième édition. Pineda and Dooley, Iowa State press, 142-149.

[37] McCann T.M., Simpson K.E., et al., 2007. Feline diabetes

mellitus in

the UK: the prevalence within an insured cat population and a questionnaire based putative risk factor analysis. J. Feline Med. Surg., 9: 289-299.

[38] Mori A., Sagara F., et al., 2008. Changes in peripheral lymphocyte subsets in the type 1 diabetic dogs treated with insulin

injections.

The Journal of Veterinary Medical Science, 70 (2): 185-187.

[39] Nelson R.W., Couto C.G., 2003. Disorders of the endocrine pancreas. In: Small animal internal medicine. 3ième édition, Mosby, 52: 656-782.

[40] Panciera D.L., Woods J.P., et al., 1994. Diabetes mellitus

in a kitten.

J. Am. Anim. Hosp. Assoc., 30: 177-180.

[41] Peterson M et al., 1990. Acromegaly in 14 cats. J. Vet. Int. Med. , 4: 192201.

116

[42] Prahl A., Guptill L., et al., 2007. Time trends and risk factors

for

diabetes mellitus in cats presented to veterinary teaching hospitals. J. Feline Med. Surg., 9: 351-358.

[43] Quehenberger P., Bierhaus A. et al., 2000. Endothelin-1 transcription is controlled by nuclear factor-kappaB in AGE-stimulated cultured endothelial cells. Diabetes, 49: 1561-1570.

[44] Rand J.S., 1999. Current understanding of feline diabetes: Part 1, pathogenesis. J. Feline Med. Surg., 1: 143-153.

[45] Rand J.S., Fleeman L.M., et al., 2004. Canine and feline diabetes mellitus: nature or nurture?. The Journal of Nutrition, 134 (8): 20722080.

[46] Rand J.S., Marshall R.D., 2005. Diabetes mellitus in cats. Veterinary Clinics of North America: Small Animal Practice, 35 (1): 211-224.

[47] Rinderknecht H., 1986. Activation of pancreatic zymogens. Normal activation, premature intrapancreatic activation, protective mechanisms against inappropriate activation. Digestive diseases and sciences, 31 (3): 314-321.

[48] Russell C, 2002. Chronic Pancreatitis. Surgery (Oxford), 20 (10): 231236.

[49] Schleicher E.D., Weigert C., 2000. Role of the hexosamine biosynthetic pathway in diabetic nephropathy. Kidney International (Supplement), 77: 13-18.

117

[50] Short A.D., Catchpole B., et al., 2007. Analysis of candidate susceptibility genes in canine diabetes. Journal of Heredity, 98 (5): 518525.

[51] Spanier B., Bruno M., 2008. Epidemiology, etiology and outcome of acute and chronic pancreatitis: An update. Best Pract. Res. Cl. GA., 22 (1): 45-63.

[52] Vandaële E., 2012. Un stylo facilite les injections d'insuline. La semaine vétérinaire n°1511. Accès internet : http://www.lepointveterinaire.fr/publications/la-semaineveterinaire/sommaire-du-dernier-numero/n-1511/un-stylo-facilite-lesinjections-d-insuline.html [en ligne] Consulté le 16/10/2015.

[53] Vlassara H., 1996. Advanced glycation end-products and atherosclerosis.

Annals of medicine, 28: 419- 426.

[54] Wheater P.R., Young J.W., et al., 2001. Histologie fonctionnelle.

Traduction de la 4ième édition. De Boeek Université, Paris, 413.

[55] Williams D.A., 1996. The pancreas. In: Small animal gastroenterology.

3ième édition. W.B. Saunders Compagny, Philadelphia, 978.

[56] Williams, D.A., 2005. Exocrine pancreatic disease. In: Manual of canine and féline gastroenterology. 2nd édition. British Small Anim. Vet. Assoc., Quedgeley, 222-239.

[57] Williams D.A., 2005. Liver and pancreatic diseases. In : Textbook of veterinary internal medicine. Diseases of the dog and cat. Volume 2. 6ième édition. Saunders Elsevier, St Louis, 1422-1497.

118

WEBOGRAPHIE [58] http://fr.caninsulin.ch Consulté le 23/09/2015

[59] https://fr.wikipedia.org/wiki/Orne_(département) Consulté le 15/09/2015

[60] https://fr.wikipedia.org/wiki/Seine-Saint-Denis Consulté le 15/09/2015

[61] www.msd-sante-animale.fr Consulté le 30/10/2015

119

ANNEXES

Annexe 1. Plages de référence pour la fructosamine chez les carnivores domestiques. D'après [27].

Plage de référence pour la fructosamine chez le chien Chien

Chien normal non diabétique Chien diabétique récemment diagnostiqué Chien diabétique traité : maîtrise excellente bonne maîtrise maîtrise satisfaisante faible maîtrise

Valeurs de la fructosamine (micromol/l)

225-365 320-850

350-400 400-450 450-500 >500

Plage de référence pour la fructosamine chez le chat Chat

Chien normal non diabétique Chien diabétique récemment diagnostiqué Chien diabétique traité : maîtrise excellente bonne maîtrise maîtrise satisfaisante faible maîtrise

Valeurs de la fructosamine (micromol/l)

190-365 350-730

350-400 400-450 450-500 >500

Annexe 2. Notice du Caninsulin® CANINSULIN®

Composition qualitative et quantitative Principes actifs et excipients à effets notoires : Un ml de suspension contient : Insuline* ..... 40 UI Excipient : parahydroxybenzoate de méthyle (E 218) ..... 1 mg * 35 % sous forme amorphe et 65 % sous forme cristalline.

Forme pharmaceutique: Suspension injectable. Suspension blanche à blanchâtre.

Espèce cibles: Chiens et chats.

Indications d'utilisation, spécifiant les espèces cibles: Chez les chiens et les chats : - traitement du diabète sucré.

Contre-indications: Le produit contenant une insuline de durée d'action intermédiaire, il est déconseillé de l'administrer pour le traitement d'urgence des animaux présentant des signes de diabète acidocétosique. Ne pas administrer la spécialité par voie intraveineuse. Ne pas administrer aux animaux ayant précédemment montré une réaction allergique à l'insuline de porc.

Mises en garde particulières à chaque espèce cible: Chez le chat, une rémission clinique totale du diabète est possible.Chez la chienne, des concentrations élevées de progestérone, à la suite par exemple d'un traitement progestagène ou durant le distrus, peuvent être associées à des signes cliniques de diabète sucré. Avant mise en place du traitement du diabète sucré par insulinothérapie, il est recommandé d'arrêter le traitement progestagène ou de stériliser chirurgicalement les chiennes. La seule stérilisation de la chienne peut permettre une rémission clinique du diabète et dans de rares cas, sa guérison.

Précautions particulières d'emploi chez les animaux: Les changements de régime alimentaire ou d'exercice peuvent modifier les besoins en insuline. Tout stress ou exercice non habituel doit être évité. Il est très important d'établir un programme d'alimentation adapté et strict qui comportera un minimum de fluctuations et de changements.Il est recommandé aux propriétaires d'avoir toujours à la portée de la main du sucre en poudre ou du miel. Ne pas utiliser immédiatement le médicament sorti du réfrigérateur mais le garder quelques minutes en main pour le ramener à température ambiante.

Précautions particulières à prendre par la personne qui administre le médicament vétérinaire aux animaux: L'administration du produit doit être effectuée par un adulte responsable.Une auto-injection accidentelle est susceptible de provoquer des signes cliniques d'hypoglycémie qui peuvent être traités par administration orale de glucose ou de sucre. En cas d'injection, consulter immédiatement un médecin et lui montrer la notice. Dans de très rares cas, l'administration accidentelle de la spécialité peut provoquer chez des sujets sensibles des réactions allergiques locales et systémiques.

Autres précautions: Aucune.

Effets indésirables (fréquence et gravité): Des signes de faim, une anxiété croissante, une locomotion instable, des tremblements musculaires, des pertes d'équilibre, un affaissement du train arrière et des signes de désorientation indiquent que l'animal souffre d'hypoglycémie. Cette situation nécessite l'administration immédiate d'une solution de glucose à la dose de 1 g/kg de poids corporel, et/ou d'aliment pour restaurer une glycémie normale.Après l'administration en urgence de glucose, de petites quantités d'aliment devront être données de manière répétée à intervalle de 1 à 2 heures. Si de tels épisodes apparaissent, consulter le vétérinaire traitant.

De très rares cas, des réactions locales suite à l'administration d'insuline porcine ont été reportées chez les chiens et les chats. Ces réactions sont généralement d'intensité moyenne et réversibles. Dans des cas extrênement rares, des réactions allergiques à l'insuline porcine ont été rapportés.

Utilisation en cas de gravidité et de lactation ou de ponte: L'utilisation de la spécialité n'est pas contre-indiquée durant la gestation ou la lactation, mais nécessite une surveillance vétérinaire rapprochée car les besoins en insuline peuvent être modifiés pendant ces périodes.

Interactions médicamenteuses et autres: Des modifications des besoins en insuline peuvent survenir lors d'administration de substances qui altèrent la tolérance au glucose, comme les corticoïdes, les diurétiques thiazidiques, les progestagènes, les alpha-2-agonistes tels la médétomidine, la dexmédétomidine ou la xylazine, et l'amitraz. Le suivi de la glycémie doit être réalisé pour ajuster les doses d'insuline en conséquence.

Posologie: La dose nécessaire varie et devra être ajustée selon les particularités de chaque individu. La spécialité doit être administrée par injection sous-cutanée une à deux fois par jour, selon l'espèce ou l'individu. Alterner chaque jour le site d'injection. Agiter plusieurs fois le flacon de manière à homogénéiser la solution avant emploi. Dans certains cas des agglomérats peuvent se former : ne pas utiliser le produit si les agglomérats persistent.

Pour les flacons, l'administration du produit doit être effectuée à l'aide de seringues à insuline à usage unique, graduées pour une suspension à 40 UI/ml. Pour les cartouches, le produit doit être exclusivement administré à l'aide du stylo injecteur Vetpen et d'aiguilles à usage unique de type 29G/12 mm ; (suivre les instructions sur la notice). La dose maximale administrée en une fois avec le stylo injecteur Vetpen est de 16 unités. Les doses supérieures à 16 unités par injection devront donc être injectées en plusieurs fois.

Si un animal doit recevoir plus de 16 UI, diviser la dose en deux injections égales. Lors de changements de système d'injection, il est recommandé de surveiller l'animal traité afin de détecter tout changement clinique ou de comportement. Un ajustement de la dose peut s'avérer nécessaire.

Une injection une fois par jour est suffisante pour diminuer la glycémie chez certains chiens diabétiques. Cependant, dans la plupart des cas, deux injections quotidiennes sont nécessaires après établissement de la dose initiale et vérification de la courbe glycémique. Chez les chats diabétiques, il est nécessaire d'administrer l'insuline deux fois par jour.

Phase de stabilisation : Chien : chez le chien, l'insulinothérapie est instaurée avec une dose initiale de 0,5 UI à 1 UI par kg, une fois par jour. Chez la majorité des chiens, la dose journalière doit être ajustée en fractionnant la dose en deux injections réalisées à 12 heures d'intervalle. La nécessité d'une double injection quotidienne sera évaluée après obtention des résultats de la courbe de glycémie sur 12 heures permettant d'établir, selon le temps passé pour un retour à la glycémie

de base, la durée d'action de l'insuline chez le chien.

Quelques exemples sont donnés dans le tableau suivant :

Des ajustements ultérieurs pour établir une dose d'entretien doivent être effectués en augmentant ou diminuant la dose journalière par palier d'approximativement 10 % en fonction de l'évolution des signes cliniques de diabète et des résultats d'une série de mesures de glycémie. Les modifications de dose doivent normalement être espacées de 3 à 7 jours.

Chez la plupart des chiens, deux injections quotidiennes sont nécessaires. Dans ce cas, la dose par injection doit être diminuée de 25 % de telle façon que la dose quotidienne soit inférieure au double de la dose administrée une seule fois par jour. Par exemple, pour un chien de 10 kg recevant 5 UI une fois par jour, la nouvelle dose (arrondie au nombre entier inférieur le plus proche) sera de 3 UI par injection, 2 fois par jour. Ces deux doses devront être administrées à 12 heures d'intervalle. Puis, les doses doivent être ajustées progressivement.

Pour atteindre un équilibre entre la production de glucose et l'effet du produit, l'administration des repas doit être synchronisée avec le traitement ; la ration journalière devra être divisée en deux parts égales et la composition et la quantité de nourriture ingérée devront être constantes. Chez les chiens traités une fois par jour, le second repas est généralement pris au moment du pic d'action de l'insuline, soit 8 à 10 heures après l'injection. Chez les chiens traités 2 fois par jour, l'alimentation coïncide avec l'administration de la spécialité. Chaque repas devra être donné chaque jour à la même heure.

Chat : la dose initiale est de 1 UI ou 2 UI par injection, en fonction dela glycémie de départ, comme présentés dans le tableau suivant. Deux administrations quotidiennes à 12 heures d'intervalle sont d'emblée nécessaires chez les chats.

La composition et la quantité de l'apport alimentaire journalier doivent être constantes. Le mode d'alimentation habituel (ration sèche ad libitum ou repas donnés 2 ou 3 fois par jour) devrait être conservé lors de la phase de stabilisation.

Les ajustements ultérieurs pour obtenir la dose d'entretien doivent être effectués en augmentant ou diminuant la dose journalière en fonction de signes cliniques et des résultats d'une série de mesures de la glycémie. L'objectif est d'améliorer l'état clinique de l'animal, en particulier atteindre et/ou maintenir un poids corporel normal, minimiser et/ou éliminer polydipsie, polyurie et polyphagie éventuelles. Des concentrations sanguines en glucose comprises entre 1,20 et 2,50 g/l (soit 120-350 mg/dl ou 7-20 mmol/l) indiquent généralement un niveau adéquat de contrôle du diabète.

Le dosage des fructosamines présente également un intérêt.

Des modifications de la dose doivent normalement être espacées d'une semaine. Des modifications par palier de 1 UI par injection sont recommandées. Idéalement, pas plus de 2 UI par injection ne doivent être administrées durant les 3 premières semaines de traitement.

En raison des variations d'un jour sur l'autre de la glycémie et de la durée d'action de l'insuline, l'augmentation plus forte et plus fréquente de la dose n'est pas recommandée.

Phase d'entretien : Une fois la dose d'entretien définie et l'animal stabilisé, un programme de suivi à long terme doit être établi afin de limiter les problèmes chroniques associés au diabète, tels que la cataracte (chiens), la stéatose hépatique (chiens et chats), etc. Ce programme visera à détecter un éventuel sous-dosage ou surdosage et à ajuster la dose si nécessaire. Le suivi consiste en une surveillance quotidienne de l'état général de l'animal par le propriétaire (notamment activité, soif et appétit). Des contrôles réguliers (clinique et courbe de glycémie) devront également être effectués par le vétérinaire tous les 2 à 4 mois ou plus souvent si des effets indésirables apparaissent.

L'objectif est de maintenir un état général satisfaisant, notamment un poids corporel normal, et de minimiser et ou d'éliminer polydipsie, polyurie et polyphagie éventuelles.

Chez le chien, des concentrations sanguines en glucose comprises entre 0,9 et 2,2 g/l (soit 90220 mg/dl ou 5-12 mmol/l) la plus grande partie de la journée indiquent généralement un niveau de contrôle correct. Chez le chat, des concentrations sanguines en glucose comprises entre 1,20 et 3,5 g/l (soit 120-350 mg/dl ou 7-20 mmol/l), et/ou une concentration sanguine en fructosamine inférieure à 500 μmol/l indiquent généralement un niveau de contrôle correct.

Voie d'administration: Voie sous-cutanée.

Surdosage (symptômes, conduite d'urgences, antidotes): Un surdosage en insuline conduit à des signes d'hypoglycémie.

L'effet Somogyi, aussi appelé rebond hyperglycémique, est une réponse à un surdosage d'insuline entraînant une chute trop rapide de la glycémie. L'organisme contrecarre la baisse brutale de la glycémie par le biais d'une cascade de réactions hormonales provoquant une libération de glucose à partir du glycogène hépatique. Ce rebond hyperglycémique peut entrainer une polyurie et une polydipsie et peut aussi se manifester par une glucosurie.

Le risque est alors d'augmenter la dose d'insuline, alors que dans ce cas précis, la dose d'insuline devra être diminuée malgré l'hyperglycémie et ses signes associés. L'effet Somogyi peut être évité par l'analyse d'une série de mesures de glycémie plutôt que de mesures ponctuelles.

La capacité du propriétaire de l'animal à reconnaître les signes d'hypo- ou d'hyperglycémie et à répondre de façon appropriée est primordiale.

Temps d'attente: Sans objet.

Propriétés pharmacodynamiques: La substance active de la spécialité est une insuline porcine hautement purifiée, produite naturellement par les cellules beta des îlots de Langerhans du pancréas. L'insuline limite l'hyperglycémie en favorisant l'absorption dans les cellules du glucose d'origine alimentaire ou issu de la néoglucogénèse. Elle agit en activant les systèmes de transport et les enzymes impliquées dans l'utilisation intracellulaire et le stockage du glucose, des acides aminés et des acides gras. En parallèle, elle inhibe les processus cataboliques de protéolyse, de glucogénèse et de lipolyse.

Le diabète sucré est dû à une déficience relative ou absolue en insuline conduisant à une hyperglycémie. Le principe actif de ce médicament est une insuline de durée d'action intermédiaire qui contient 2 formes d'insuline - une forme amorphe et une forme cristalline dans un ratio de 3,5/6,5.

Chez les chiens diabétiques, l'effet de la spécialité sur les concentrations sanguines de glucose, après administration sous-cutanée, est maximal environ 3 heures après l'injection et persiste 16-24 heures.

Chez les chats diabétiques, l'effet de la spécialité sur les concentrations sanguines de glucose, après administration sous-cutanée, est maximal environ 4 heures après l'injection et persiste 812 heures.

Caractéristiques pharmacocinétiques: Chez les chiens diabétiques, le pic plasmatique d'insuline apparaît environ 2 heures [1 - 6 heures] après l'administration sous-cutanée. Chez certains chiens, un second pic peut être observé environ 10 heures après l'administration. L'insuline persiste pendant 14 heures [8 - 24 heures].

Chez les chats diabétiques, le pic plasmatique d'insuline apparaît environ une heure et demie après l'injection.

Incompatibilités: En l'absence d'études d'incompatibilité, le médicament ne doit pas être mélangé avec un autre produit, ni même avec une autre préparation insulinique.

Durée de conservation: Durée de conservation du médicament tel que conditionné pour la vente : 2 ans. Durée de conservation après ouverture : 28 jours.

Précautions particulières de conservation selon pertinence: Conserver en position verticale et réfrigéré entre +2°C et +8°C. Conserver dans l'emballage d'origine. Après ouverture, conserver à une température inférieure à 25°C. Ne pas congeler.

Précautions particulières à prendre lors de l'élimination de médicaments non utilisés ou de déchets dérivés de l'utilisation de ces médicaments: Les conditionnements vides et tout reliquat de produit doivent être éliminés suivant les pratiques en vigueur régies par la réglementation sur les déchets.

Titulaire de l'autorisation de mise sur le marché / exploitant: INTERVET/Rue Olivier de Serres/BP 17144/49071 BEAUCOUZE cedex Numéro d'autorisation de mise sur le marché et date de première autorisation: FR/V/3087945 2/1999 - 27/07/1999 Inscription au tableau des substances vénéneuses (Liste I / II). Classement du médicament en matière de délivrance: Liste II./A ne délivrer que sur ordonnance. Usage vétérinaire. /Respecter les doses prescrites.

Classification ATC Vet: QA10AC03 Boe de 10 flacons de 2,5 ml GTIN : 08713184056979 Boe de 1 flacon de 10 ml GTIN : 08713184056962 MSD SantAnimale Rue Olivier de Serres/B.P. 17144/49071 BEAUCOUZE CEDEX Tél : 02.41.22.83.83/Fax : 02.41.22.83.00

Annexe 3. Exemple donné par intervet pour l'utilisation de son programme excel pour le tracé d'une courbe de glycémie.

NOM PROPRIETAIRE : NOM ANIMAL : ESPECE : DATE: POIDS DE L'ANIMAL : GLYCEMIE DE DEPART INDIQUER LE NOMBRE D'INJECTION CHEZ LE CHIEN:

Durand Rex Chien 4/2/05 10.0 kg 5 g/l 1x par jour

DOSE DE DEPART :

11.0 UI/injection 1x par jour 8.8 UI/injection 2x par jour

TABLE DE CONVERSION 5 g/l = mmol/l =

27.8 mmol/l 0 g/l

COURBE DE GLYCEMIE Tampon du Vétérinaire

Dr Martin Clinique Vétérinaire Place de l'Eglise 75000 PARIS

Nom propriétaire Espece Date

Durand Chien ###############

Nom de l'animal Poids (kg) Dose initiale

Rex 10 kg 11.0 UI/Injection 2x par jour

Glycémie (g/l)

10

5

0 0

4

8

12

16

20

24

28

Temps (heures)

Commentaires

Notes d'information L'objectif prioritaire d'un traitement à l'insuline est de baisser la glycémie de votre animal afin de faire disparaitre les signes cliniques du diabète. La dose d'insuline (en UI) est indiqué en haut à droite de cette feuille. Ce graphique indique les te

Heure Temps précise (heures) d'injection 0 1 08:45 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24

Glycémie (g/L) 7 6 5 4.3 3 1.5 1.6 2.2

3.5

Injection (X) X

Annexe 4. Résumé des cas présentés Résumé des cas de diabètes suivis à la clinique de Bobigny (période de mai 2003 à août 2015).

Espèce

Race

Sexe

Chat

Maine coon

Mâle castré

Chat

Européen

Mâle castré

Chat

Européen

Mâle castré

Chien

Bichon maltais Cavalier King Charles

Femelle castrée Femelle castrée

Chien

Chat

Européen

Femelle castrée

Chat

Européen

Mâle castré

Statut au 31 août 2015

Age de l'animal lors du diagnostic du diabète

Maladies associées

Type de traitement

Décédé. Euthanasié 4 mois après le diagnostic sur décision des propriétaires

6 ans

Caninsulin®

Vivant, 17 ans

11 ans

Régime alimentaire uniquement

Décédé suite à une crise d'hypoglycémie en l'absence de ses propriétaires le lendemain du diagnostic Vivante, 11 ans

12 ans

Caninsulin®

8 ans

Caninsulin®

Vivante, 8ans

6 ans

Cataracte bilatérale

Caninsulin®

Décédée.

Euthanasiée 3 mois après le diagnostic sur décision des propriétaires malgré une nette amélioration de l'état de santé de l'animal Décédé. Euthanasié à l'âge de 16 ans car en fin de vie

11 ans

Acromégalie

Caninsulin®

10 ans

Cataracte bilatérale

Caninsulin®

Décédé. Euthanasié à 14 ans suite à crise acido-cétonique

Chien

Bichon frisé

Mâle entier

Chat

Européen

Femelle castrée

Chat

Européen

Femelle castrée

Décédée à 16 ans suite pathologie cardiaque Décédée 4 mois après diagnostic suite à détériorartion grave de l'état général

Chat

Européen

Mâle entier

Vivant, 16 ans

12 ans

Cushing Cataracte bilatérale

Caninsulin®

10 ans

Neuropathie diabétqiue

Caninsulin®

14 ans

IRC

Caninsulin®

13 ans suite coma acidocétonique

Caninsulin®

Chat

Chat

Européen

Européen

Femelle castrée

Femelle castrée

Vivante, 16 ans

Décédée 1 an après diagnostic

Caninsulin®

15 ans

Absence de traitement car trop cher pour les propriétaires et régime non respecté

8 ans

Catarate bilatérale ayant évoluée en cécité totale

Caninsulin®

Chien

Rottweil er

Femelle castrée

Décédée à 9 ans

6 ans

Chien

Rottweil er

Femelle castrée

Vivante, 8 ans

6 ans

Caninsulin®

12 ans

Caninsulin®

Décédé. Euthanasié suite à une fibrillation ventriculaire à 14 ans Décédée.

Euthanasiée à 14 ans par décision des propriétaires alors que amélioration de l'état général Décédé. Euthanasié à 13 ans car détérioration importante de l'état général Décédée brutalement suite à une crise d'hypoglycémie à 12 ans

10 ans

Caninsulin®

9 ans suite coma acidocétosique

Caninsulin®

Chat

Européen

Mâle castré

Chien

Caniche croisé

Femelle castrée

Chat

Européen

Mâle castré

Chien

Bichon frisé

Femelle castrée

Chat

Européen

Femelle castrée

Vivante, 14 ans

12 ans

Chat

Européen

Femelle castrée

Vivante, 18 ans

17 ans

13 ans

Cushing

Obésité

Caninulin®

Alimentaire strict car refus de l'insuline par le propriétaire Caninsulin®

Résumé des cas de diabète étudiés à la clinique de Mortagne au Perche (période de janvier 2007 à août 2015).

Espèce

Race

Sexe

Etat actuel au 31 août 2015

Chat

Européen

Femelle castrée

Chat

Européen

Femelle entière

Chien

?

Mâle entier

Chien

Yorkshire

Mâle castré

Décédée.

Euthanasiée 2 mois après le diagnostic sur décision du propriétaire Décédée.

Euthanasiée 1 mois après le diagnostic suite crise acidocétonique Vivant 10 ans Vivant 15 ans

Chien

?

Femelle entière

Vivante 10 ans

Chien

?

Chien

Beagle

Chat

Européen

Femelle castrée Femelle entière Mâle castré

Chat

Européen

Vivante 10 ans Vivante 8 ans Vivant 12 ans Supposée décédée à 9 ans car a disparu

Femelle castrée

Age au diagnostic du diabète

Maladies associées

Traitement

11 ans suite crise acidocétosique

Caninsulin®

12 ans

Caninsulin®

9 ans

11 ans 10 ans suite à crise acidocétonique 10 ans 7 ans

Obésité Obésité Cataracte bilatérale Cystite IRA

Caninsulin® Caninsulin® Caninsulin®

Obésité

Caninsulin®

Obésité

Caninsulin®

10 ans

Caninsulin®

5 ans

Caninsulin®

Annexe 5. Manuel de l'analyseur biochimique FUJI DRI-CHEM 4000i

Annexe 6. Exemples de d'aliment industriel donné aux aniamux diabétique Pour chat: Virbac Vetcomplex Adult Cat/Calorie Regulation: croquettes pour chat souffrant d'obésité. Aliment diététique complet.

Indications :

- Chat obèse devant suivre un programme d'amaigrissement - Affections nécessitant un apport très restreint de matières grasses (c'est-à-dire de chylothorax, hyperlipémie, diabète).

Contre indications :

- Chat en croissance - Chatte en gestation ou lactation -Affection chroniques necessitant

un

apport

énergétique élevé - Mégacôlon.

Ingrédients : Viandes déshydratées, protéines de maïs, maïs, cosses de fèves, poissons déshydratés, blé, graisses animales, graines de lin, pulpe de betterave, fructo-oligosaccharides, graines de bourrache, feuilles d'artichaud, chondroïtine sulfates (430mg/Kg), chitosan (430mg/Kg) et minéraux.

Pour chien : Affinity Advance Diet Chien Diabetes Colitis: croquettes pour chien diabétique .

Indications : - Diabète sucré - Constipation - Colite sensible aux fibres - Diarrhée du gros intestin - Chien ayant une tendance à l'obésité - Chien ayant des entécédents de calculs de struvite Contre-indications : - Problème de santé lié aux catabolismes Ingrédients : Maïs, protéines déshydratées de volaille, pulpe de betterave, farine de gluten de maïs, orge, graisse animale, fibre de petit pois, protéines animales hydrolysées, phosphate de calcium, chlorure de potassium, huile de poisson, sel.

Sources d’hydrates de carbone: ma s, orge.

Analyse Moyenne Protéines Brutes Matières Grasses Brutes Cellulose Brute Cendres Brutes Taux d'humidité Densité energétique

24 % 12 % 6.5 % 7% 9% 331.25 kcal/100g

Rapport Protido Calorique

72.45 g/Mcal

Annexe 7. Cas d’une chienne Cavalier King Charles, atteinte de diabète sucré, et suivie à la clinique de Bobigny Le traitement de Caninsulin® à 11 UI par jour, en une seule injection, a été instauré. L'animal a été revu le 15 octobre, et il présentait toujours une PuPd, mais la glycémie est descendue à 1,97 g/L. Comme la PuPd de l'animal persiste, la dose de Caninsulin ® passe à 12 UI de par jour.

La glycémie, controlée le 5 novembre, a été de 1,38 g/L ; ce qui est dans les normes de la glycémie d'un chien diabétique sous traitement. Le traitement est continué à 12 UI/jour.

Le 4 décembre, la glycémie a été de 2,4 g/L, il a été décidé alors de passer la dose de Caninsulin® à 14 UI par jour. Puis le 17 janvier 2014, la glycémie est redevue 1,53 g/L. Le poids de l'animal s'est stabilisé et la PuPd a disparu.

L'animal reste donc à 14 UI par jour de Caninsulin®.

Le 21 février, la PuPd est reapparait et les résultats biochimiques ont révélé une forte augmentation des PAL/ALAT ; la foie semble donc atteint. En outre, la glycémie est passée à 2,97 g/L. L'animal est mis sous 16 UI par jour en Caninsulin® et le vétérinaire a préscrit du Zentonil® advanced 200 mg pour le soutien de la fonction hépatique.

Le 28 février, la glycémie est de 1,72 g/L. Le vétérinaire a proposé au propriétaire d'envoyer une prise de sang au laboratoire afin de vérifier l'absence du syndrome de Cushing. Le propriétaire accepte et l'échantillon est envoyé au laboratoire dans la soirée.

Le 6 mars, les résultats du laboratoire révèlent que l'animal est atteint de ce syndrome. L'animal est mis sous Vetoryl® 30 mg ; indiqué pour le traitement de l'hypercorticisme hypophyso-dépendant et surrénalien-dépendant chez le chien, à la dose de 30 mg par jour et Previcox® 57 mg (AINS) à la dose d'un comprimé et demi par jour. Une surveillance accrue de la glycémie est menée à cause du Previcox® qui peut influencer sur cette dernière.

Le 20 mars, la glycémie a été de 1,36 g/L, et la posologie de l’insuline est maintenue à 16 UI de Caninsulin® par jour.

Le 28 mars, la glycémie a chuté (0,91 g/L), et la dose de Caninsulin ® est ramenée à 14 UI par jour.

Le 4 avril, le contrôle de la glycémie a donné une glycémie de 1,75 g/L. La dose de l’insuline est ramenée à 15 UI par jour.

Le 30 mai, la PuPd est réapparue depuis 2 jours et la glycémie est passée à 4 g/L. En outre, l'animal souffrait d'une cystite. L'animal es tmis sous Spasfon ® (spasmolytique) et Baytril® (enrofloxacin) pour lutter contre la cystite. La dose de Caninsulin® est ramenée à 16 UI par jour, voire 17 UI par jour selon l'appréciation du propriétaire. De plus, un échantillon de sang est envoyé au laboratoire pour contôler le taux de cortisol en vu d'apprécier l'efficacité du traitement du Cushing.

Le 12 juin, la glycémie est de 1,59 g/L, l'animal reste à 16 UI par jour. Les résultats du laboratoire donnent un taux de cortisol de 76 nmol/L, ce qui est dans les normes d'un chien sous traitement pour le syndrome de Cushing. Le traitement pour le Cushing est donc efficace et est maintenu (30 mg par jour de Vetoryl®).

Le 7 juillet, l'animal a souffert de PuPd depuis 48 h et le contrôle de la glycémie donne 3 g/L. Le Caninsulin® passe alors à une dose de 17 UI par jour et l'animal est revu le 28 juillet ; la PuPd persiste et la glycémie est de 2,18 g/L, l'animal est mis sous 18 UI de Caninsulin®.

Le 6 août, le contrôle de glycémie a révélé un taux de 1,21 g/L. Le traitement est resté à 18 UI par jour.

Le 14 août, depuis trois jours, l'animal présente une polydipsie et la glycémie est de 3,17 g/L. L'animal est mis sous 20 UI par jour de Caninsulin ®. En outre, une cataracte est apparue.

Le 23 septembre, la glycémie est de 3,30 g/L à 14h, la dose de Caninsulin ® passe à 22 UI par jour. La cataracte est de plus en plus prononcée, une chirurgie est à prévoir en 2015 si le propriétaire le souhaite.

Le 30 septembre, la PuPd est toujours présente et la glycémie est de 4,22 g/L. La dose de Caninsulin® est augmentée à 25 UI par jour. Un échantillon sanguin est envoyé au laboratoire pour tester le cortisol.

Le 6 octobre, les résultats du laboratoire donnent un taux de cortisol de 73 nmol/L. Le traitement du Cushing continue à faire son effet.

Le 8 octobre, l'animal est hosptitalisé, car il présentait une hyperglycémie malgré les injections d'insuline. Une dose de 25 UI d'insuline lui est administrée à 11h15. A 18h15, la glycémie est toujours en baisse, mais reste anormalement élevée. Le praticien suspecte une infection urinaire et décide de mettre l'animal sous antibiotique pour les voies urinaires (Tenotryl® 150mg).

Le 9 octobre, la dose de Caninsulin® est passée à 28 UI par jour. Un contrôle de la glycémie est réalisé à 16h et donne une glycémie de 1,3 g/L. L'animal est renvoyé chez son propriétaire.

Le 27 octobre, la glycémie contrôlée à 16h est de 0.75 g/L, la dose de Caninsulin® est ramenée à 23 UI par jour. L'antibiothérapie est maintenue.

Le 28 novembre, la glycémie à 16h est de 2,68 g/L. Toutefois, l'animal a repris du poids et la PuPd n'est pas réapparue. L'animal reste avec une de 23 UI par jour. Un rendez-vous pour une consultation, en vu de l'opération pour la cataracte, est prévu en décembre.

Le 5 décembre, à 16h la glycémie est à 2,77 g/L, mais toujours pas de reprise de PuPd, la dose reste à 23 UI par jour de Caninsulin® pour le moment.

Le 9 décembre, Le contrôle de la glycémie donne une glycémie de 2,26 g/L. La dose de 23 UI par jour est maintenue, car il n’y a pas de PuPd et l'animal garde un poids raisonnable.

Le 28 mars 2015, l'animal est amené, car il présente une légère PuPd depuis peu de temps et un léger amaigrissement. La glycémie est de 3,93 g/L. Le clinicien passe les doses de Caninsulin® à 25 UI par jour.

Le 30 avril, la glycémie est de 2 g/L, mais la PuPd a disparu et l'animal ne maigrit plus. Il reste donc à 25 UI par jour.

Le 12 mai, la glycémie est de 1,53 g/L. Les analyses biochimiques et sanguines donnent des résultats dans les normes.

Le 19 juin, à 14h la glycémie est de 2,14 g/L, mais l'animal va très bien.

Caninsulin® est maintenu à 25 UI par jour.

Le 24 juillet, la glycémie est de 1,38 g/L, et Caninsulin ® est maintenu à 25 UI par jour.

.

SERMENT DES VETERINAIRES DIPLOMES DE DAKAR

« Fidèlement attaché aux directives de Claude BOURGELAT, fondateur de l’enseignement vétérinaire dans le monde, je promets et je jure devant mes maîtres et mes aînés:  d’avoir en tous moments et en tous lieux le souci de la dignité et de l’honneur de la profession vétérinaire  d’observer en toutes circonstances les Principes de correction et de droiture fixés par le code de déontologie de mon pays;  de prouver par ma conduite, ma conviction, que la fortune consiste moins dans le bien que l’on a, que dans celui que l’on peut faire  de ne point mettre à trop haut prix le savoir que je dois à la générosité de ma patrie et à la sollicitude de tous ceux qui m’ont permis de réaliser ma vocation.

Que toute confiance me soit retirée s’il advient que je me parjure »

ETUDE DES CAS DE DIABETE SUCRE CHEZ LE CHIEN ET LE CHAT PRIS EN CHARGE DANS DEUX CLINIQUES VETERINAIRES EN FRANCE RESUMÉ Le diabète sucré est une affection d’origine endocrinienne caractérisée par une polydipsie, une polyurie, une hyperglycémie et souvent associée à un amaigrissement malgré une polyphagie. L’incidence de cette pathologie a connu une augmentation ces dernières années et sa prise en charge est constamment améliorée grâce aux traitements adéquats. Cette étude vise à documenter des cas de ce diabète chez le chien et le chat avec comme objectif principal d'analyser les méthodes de diagnostic et la prise en charge de ces cas dans deux cliniques vétérinaires en France.

Cette étude a comporté 30 cas cliniques comportant 12 chiens et 18 chats d'âge, de sexe et de races variés. De ces cas, 73% des patients (83% des chiens et 66,67% des chats) sont présentés pour une PuPd, alors que seulement 36% (16% des chiens et 50% des chats) pour un amaigrissement malgré une polyphagie. La PuPd a été donc le principal symptome qui alerte les propriétaires. Par ailleurs, 8 patients (26,7%) sont considérés comme obèse dont deux chats, soit 11% des chats et 6 chiens, soit 50% des cas. En outre, 13 patients ont présenté un amaigrissement, soit 43,3% des cas, et 18 animaux (60%) étaient en deshydratation légère.

Par rapport aux affections associées au diabète : 2 patients (6,7%) ont présenté un syndrome de Cushing ; deux patients (un mâle et une femelle), atteints de Cushing, ont présenté des lésions dermatologiques ; un chien (3,3%) de 13 ans a été affecté par la cataracte. Quant aux résultats de laboratoire, tous les animaux ont présenté une hyperglycémie avec des valeurs comprises entre 2g/L et 6,9g/L. Tous les cas ont également présenté une glucosurie et chez 7 patients, soit 23,3%, il a été mis en évidence des corps cétoniques dans les urines. Parmis ces 7 cas, il y a 3 chattes, 2 chiennes et 2 chiens. Chez les chats atteints, deux ont eu des concentrations de fructosamines supérieures aux normes (190-365 micromol/L).

Le contrôle du diabète a été réalisé par l'administration d’une ou deux injections quotidiennes d'insuline (Caninsulin®) respectivement chez le chien et chez le chat. En plus de cette thérapie médicamenteuse, un traitement hygiènique strict y a été associé. Ainsi, le diabète, principalement sucré, est devenu une maladie courante des carnivores domestiques. Le diagnostic et le traitement sont maintenant très efficaces s’ils sont bien menés et à temps ce qui permet aux animaux diabétiques de mener une vie normale avec une longévité assurée.

Toutefois, les diabètes entrainent de nombreuses complications chez les animaux atteints et qui doivent alors être prises en compte et traitées.

Mots-clés : diabète sucré-chien-chat-prise en charge-France Auteur : Mr Raphaël JEANTIN Email : raphaeljeantin88@gmail.com Tél : +221 77 749 52 11 Hann plage n°3, Dakar Sénégal

ANNEE 2016. N°58

+33 6 74 12 47 86 L'hôtel marteau 61340 Colonard-Corubert, France