Amadou dit Baba TRAORE by Ecole Inter-Etats des Sciences et Médecine Vétérinaires (EISMV Dakar)

UNIVERSITE CHEIKH ANTA DIOP DE DAKAR ECOLE INTER-ETATS DES SCIENCES ET MEDECINE VETERINAIRES (EISMV)

N° 04

Année 2016

Evaluation des pratiques avicoles et de l’antibiorésistance des salmonelles isolées chez les poules pondeuses en zone périurbaine de Bamako (Mali) Présentée et soutenue publiquement le 30 Avril 2016, devant la Faculté de Médecine, de Pharmacie et d’Odontologie de Dakar pour obtenir le grade de : DOCTEUR VETERINAIRE (DIPLOME D’ETAT) Par Amadou dit Baba TRAORE Né le 03 juillet 1987 à Bamako (République du Mali) Jury Président :

M. Bernard Marcel DIOP Professeur à la F.M.P.O. de Dakar

Directeur et rapporteur de thèse : Mme Rianatou BADA ALAMBEDJI Professeur à l’E.I.S.M.V. de Dakar Membre :

M. Alain Richi KAMGA WALADJO Maitre de Conférences Agrégé à l’EISMV de Dakar

Co-directeur de thèse :

M. Satigui SIDIBE Directeur de recherche, Chef du Service de Diagnostic et Recherche au Laboratoire Central Vétérinaire de Bamako

Dédicaces Je rends grâce à Allah l’éternel des armées, Créateur du ciel et de la terre, celui qui fait sortir le pain de la terre et l’eau du rocher, par qui tout est possible, à qui je demande de me donner la sagesse de concevoir tout ce qui est juste et bon, la volonté de l’accomplir et la force de le défendre en tout lieu et en toute circonstance. Je dédie ce présent document : A mon père Cheick Hamalla TRAORE et à ma mère Hatouma FOFANA pour tous les sacrifices consentis pour mon épanouissement spirituel, intellectuel et moral. Je vous aime et vous remercie pour votre patience, vos prières et vos encouragements. Que notre seigneur Allah vous bénisse et vous garde longtemps afin que vous puissiez profiter de ces fruits élaborés. A mon grand frère Oumar Cheick TRAORE et à ma petite sœur Kadiatou Cheick TRAORE, Vous avez énormément contribué à faire de moi ce que je suis aujourd’hui. Ce travail est le fruit de votre affection et vos encouragements constants. Restons toujours unis pour la vie. Votre amour et votre soutien me tiennent à cœur ; A mon neveu Seydou SIDIBE et ma nièce Sadio SIDIBE, Afin que vous ayez l’obligation morale de faire mieux que votre tonton, que ce travail puisse vous inspirer ; A toutes mes merveilleuses « épouses », Mme TRAORE Oumou NIARE, Mme N’DAOU Mariam DIN, Mme KONTE Adjaratou TRAORE, Mme N’DAOU Fatoumata TANGARA, Mme N’DAOU Mami NOUMOKO, Mme BALLO Madeni, Mme BALLO Tenin DIARRA, Mme TRAORE Djénèba ; Acceptez que ce modeste travail soit le vôtre ; A ma princesse Mme TRAORE Aminata DIARRA, tu n’as cessé de m’apporter le réconfort et le soutien nécessaire pour le bon déroulement de mes études. Tu as su transformer

mes doutes en espoir. Trouve dans ce travail l’expression de toute ma reconnaissance et de tout mon amour. Saches que le travail et le courage sont les clés de la réussite et tu pourras toujours compter sur moi. Qu’Allah veille sur nous, nous unis et nous assiste pour toujours. A mes amis : Dr Benoit SAGARA, Moussa BALLO, Ousmane MANGANE, Kantara N’DAOU, vous avez toujours su tenir ma main comme la vôtre, votre soutien et votre encadrement inlassable durant mon parcours et jusqu’à lors restera toujours gravé dans mon cœur ; A Dr Souleymane SAWADOGO, tu restes pour moi un exemple d’intelligence, de travail et

d’abnégation. Trouve ici l’expression de mes sincères

remerciements, de ma profonde gratitude et de mon indéfectible attachement ; A tous mes frères de l’Amicale des Etudiants Vétérinaires Maliens de Dakar (AEVMD) dont je préfère taire les noms, je vous aime et vous dédie ce travail. J’ai trouvé en vous une famille à Dakar. Recevez toute ma reconnaissance. A tous mes camarades de la PROMOTION FRANCOIS ABIOLA (42ème Promotion) Merci pour tous ces bons moments passés ensemble durant de longues années. Nous sommes devenus des frères par ce lien professionnel. A la communauté des étudiants vétérinaires musulmans ; A mes frères de l’Amicale des élèves, Etudiants stagiaires du Mali au Sénégal (AEESMS) Au Ministère du Développement Rural du Mali ; A ma chère Patrie le Mali, Au pays de l’hospitalité légendaire le Sénégal ; Ce travail est aussi le vôtre. Je vous serai éternellement reconnaissant.

III

Remerciements Le rêve est SOLITAIRE mais sa réalisation est SOLIDAIRE. C’est fort de cette réalité indubitable que je dois mille remerciements : A Dieu Le Tout Puissant et Le Miséricordieux qui est le véritable auteur de cette œuvre ; Au Directeur Général de l’EISMV de Dakar, Professeur Yalacé Yamba KABORET ; Au Directeur Général Honoraire Louis Joseph PANGUI pour son soutien et son accueil dans cette institution ; A Son Excellence Monsieur l’Ambassadeur et le personnel de l’Ambassade du Mali au Sénégal ; A mon directeur et rapporteur de thèse Professeur Rianatou BADA ALAMBEDJI ; A mon co-directeur de thèse Monsieur Satigui SIDIBE ; A notre Professeur accompagnateur, Germain SAWADOGO, qui n’a jamais marchandé son précieux temps pour nous prêter main forte ; A notre parrain Professeur FRANCOIS ABIOLA, plus qu’un parrain, vous êtes notre père à tous. Nous retiendrons toujours vos leçons surtout notre promesse tenue et cette citation de livre d’or « Que le seigneur nous donne la force d’assumer notre destin ». Profonde gratitude ; A tous nos illustres enseignants de l’EISMV, pour la qualité de leur enseignement et leur dévouement indéfectible à la science ; Au personnel et aux stagiaires de l’unité

de bactériologie médicale

laboratoire Central Vétérinaire de Bamako (LCV) : M. Adama FANE, Désiré DAKOUO, Dr Adama DOUMBIA, Dr Mohamed TRAORE, Fatoumata DIARRA, Bintou SISSOKO, Mme BEMBA Afoussatou, Oumar YOROTE ; A mes beaux-parents, Merci pour votre confiance ;

A Dr Adama SOW, je me souviendrai toujours de vos conseils et de votre générosité ; A Papa Diadié CISSE et sa famille; « C’est l’Homme qui fait l’Homme » dit-on. Vos multiples et inestimables soutiens ont beaucoup contribué à faire de moi la personne que je suis devenue. Votre sens de la bienveillance et de la bienfaisance est pour moi une valeur clé et un modèle de vie. Que Dieu vous donne longue vie ; A mon frère Dr Dodo TRAORE pour votre soutien et votre aide inestimable à mon insertion au sein du L.C.V. ; A mon frère Dr Cheick M. L. TRAORE pour vos encouragements infatigables et vos conseils sans limites, je suivrai toujours vos pas de réussites ; A tonton Dramane DEMBELE, Tanti Fatoumata pour votre soutien pendant mon séjour à Dakar ; A la famille TRAORE, N’DAOU, KONTE et BALLO, SAGARA pour leur soutien incontestable pour mener à bien ce travail, je vous serai toujours reconnaissant ; A Mme TRAORE Kadaouyé SISSOKO, Dr Cheick M. T SISSOKO, Mme CAMARA Kadiatou KONTE, mon frère Moussa TRAORE pour votre encouragement infatigable par des conseils pratiques de la vie ; A mes collègues Dr Bayiri CAMARA, Dr Gilles DAKOUO et le personnel du centre de santé catholique de Nafadji pour votre encouragement ; A mes Maîtres Cheickh M’BAKE AMAR, Richard Adrien FERNANDEZ, Mamadou N’GOM, Saliou BA, à toute la salle sportive de Dakar Université Club (DUC) et de l’Ecole Supérieure Polytechnique (ESP), sachez que je retiens toujours de vous cette pensée « une technique bien maitrisée est plus efficace que mille apprises à moitié ». A tout le personnel du « Complexe scolaire Marie Joseph », vous m’avez accueilli à bras ouvert dans votre institut pour m’inciter dans l’enseignement, acceptez que ce travail soit le vôtre ; V

A Mohamet COULIBALY, Me Abdel Khalifa DIARRA et Marc NABA pour votre patience et votre endurance sous mes caprices de m’avoir facilité l’intégration dans la vie sénégalaise ; A Oumar T DEMBELE, Adama DIARRA, Fatoumata SIMAGA, Fatoumata CAMARA, Moussa Aly TRAORE, Dr Adama Seydou DIABATE, Dr Amadou DICKO, ce travail est le vôtre, je serai toujours parmi vous ; Enfin à tous ceux qui de près ou de loin ont contribué d’une façon ou d’une autre à la réalisation de ce travail. C’est notre œuvre à tous. MERCI !!!

A nos maîtres et juges A notre Maître et président du Jury, Monsieur Bernard Marcel DIOP, Professeur à la Faculté de Médecine, de Pharmacie et d’Odontologie de Dakar : Vous avez accepté sans hésiter de présider ce jury malgré votre calendrier très chargé. Votre rigueur scientifique, votre amour du travail bien fait et le sens des relations humaines sont vos qualités qui nous ont marqué. Veuillez accepter nos sincères remerciements et notre profonde gratitude. Hommage respectueux !

A notre Maître, directeur et rapporteur de thèse, Madame Rianatou BADA ALAMBEDJI, Professeur à l’EISMV de Dakar : Vous nous avez inspiré ce travail et vous nous avez guidé dans sa réalisation malgré vos multiples occupations. Votre abord facile, votre disponibilité constante et votre rigueur scientifique force l’admiration de tous. Nous gardons en vous l’image de l’enseignante toujours soucieuse de transmettre à l’étudiant le sens de la rigueur et du travail bien fait. Votre présence à l’EISMV suscite en nous honneur et quiétude. Puisse ce travail répondre à vos attentes et être le témoignage d’une profonde reconnaissance. Hommage respectueux !

VII

A notre Maître et juge, Monsieur Alain Richi KAMGA WALADJO, Maitre de Conférences Agrégé à l’EISMV de Dakar : En dépit de votre emploi de temps très chargé, nous sommes très sensibles à l’honneur que vous nous faites en acceptant spontanément de juger ce travail. Votre dynamisme et votre amour du travail bien fait forcent admiration et respect. Veuillez accepter nos sincères remerciements. Hommage respectueux ! A notre Co-directeur de thèse, Monsieur Satigui SIDIBE, Directeur de Recherche, Chef du Service Diagnostic et Recherche du Laboratoire Central Vétérinaire de Bamako : Vous avez su guider d’une main rationnelle le travail que nous présentons aujourd’hui. Les moments passés ensemble nous ont permis de découvrir en vous, l’exemple de la rigueur, de la simplicité, de la bienveillance et de l’amour du travail bien fait. Soyez rassuré de notre éternelle reconnaissance et de nos sincères remerciements. Hommage respectueux !

VIII

« Par délibération la Faculté de Médecine, de Pharmacie et d’Odontologie et l’Ecole Inter-Etats des Sciences et Médecine Vétérinaires de Dakar ont décidé que les opinions émises dans les dissertations qui leur seront présentées, doivent être considérées comme propres à leurs auteurs et qu’elles n’entendent donner aucune approbation ni improbation »

Sigles et abréviations ADN :

Acide désoxyribonucléique

AFSSA :

Agence Française de Sécurité Sanitaire des Aliments

BHI :

Brain Heart Infusion

BPH :

Bonne Pratique d’Hygiène

CA-SFM :

Comité de l’Antibiogramme de la Société Française de Microbiologie

CNRS :

Centre National de la Recherche Scientifique

DNPIA :

Direction Nationale des Productions et industries Animales

DNSI :

Direction Nationale de la Statistique et de l’Informatique

FAO:

Food and Agriculture Organization of the United Nations

TSA:

Gélose trypticase Soja

ISO :

International Organisation of Standardization

H2 S :

Sulfure d’Hydrogène

LCV :

Laboratoire Central Vétérinaire

LPS :

Lipopolysaccharidiques

Mc :

Mac Conkey

MDO :

Maladie à Déclaration Obligatoire

MH :

Mueller Hinton

OIE :

Office international des épizooties = Organisation Mondiale de la Santé Animale (OMSA)

OMS :

Organisation mondiale de la santé

PIB :

Produit Intérieur Brut

SNDR :

Stratégie Nationale de Développement de la Riziculture

SS :

Salmonella- Shigella

TIAC :

Toxi-infections Alimentaires Collectives

TSI :

Triple Sugar Iron Agar

Liste des figures Figure 1 : Salmonelles vues au microscope électronique…………………….…8 Figure 2 : Cycle de diffusion des salmonelles dans l'environnement………....17 Figure 3 : Cycle de biosécurité…..…………………………………….............21 Figure 4 : Mode d’action des antibiotiques sur les bactéries.………………...24 Figure 5

Mécanisme

d’acquisition

gènes

résistance

aux

antibiotiques…...................................................................................………….29 Figure 6 : Les différentes voies potentielles de transmission des bactéries résistantes…………………………………...………………………………….32 Figure 7 : Poules pondeuses présentant une diarrhée blanchâtre ou jaunâtre pour écouvillonnage cloacal……………………………… ………………………...36 Figure 8 : Géolocalisation de quelques élevages avicoles des poules pondeuses en zones périurbaines de Bamako….…………………..………………..……..38 Figure 9 : Répartition des fermes selon leurs mesures de biosécurité et leur gestion sanitaire ………………………………………………………………..45 Figure 10 : Renseignements généraux sur les agents de santé animale…….....46 Figure 11 : Pathologies rencontrées dans les fermes enquêtées…………..…...46 Figure12 : Antibiotiques utilisés par les agents de santé selon les fermes enquêtées……………………………………..………………………………...47 Figure 13 : Attitude des agents de santé animale en cas d’échec d’une première antibiothérapie………………………...………………………………………..48 Figure 14 : Causes des échecs d’antibiothérapie selon les agents de santé animale……………………….......................................................................….49 Figure 15 : Niveau de connaissance des agents de santé animale sur la notion des résidus……………………………………………………………………...50

Figure 16 : Fréquence de Salmonella en fonction des axes dans la zone périurbaine de Bamako……………………………………………………………..51 Figure 17 : Niveau de résistance des souches de salmonelles isolées dans la zone périurbaine de Bamako………………………………...…………………53 Figure 18 : Niveau de multiréisistance des souches de salmonelles isolées dans la zone périurbaine de Bamako……………………………...…………………53

XII

Liste des tableaux Tableau I

: Principaux antibiotiques utilisés en aviculture………………...26

Tableau II : Localisation des fermes enquêtées par site dans la zone périurbaine de Bamako……………………………………………………………..42 Tableau III : Fréquence de Salmonella en fonction des localisations dans la zone péri-urbaine de Bamako…………………………………………………..51

XIII

Sommaire INTRODUCTION ................................................................................................. 1 TITRE I : SALMONELLOSE-BIOSECURITE-ANTIBOTHERAPIE ............... 4 CHAPITRE I : GENERALITES SUR LES SALMONELLES ........................ 5 1. Historique et Taxonomie .......................................................................... 5 2. Caractères généraux .................................................................................. 7 3. Physiopathologie et épidémiologie......................................................... 10 4. Particularités écologiques des salmonelles ............................................. 15 CHAPITRE II: MESURES DE BIOSECURITE ET PROPHYLAXIE MEDICALE ..................................................................................................... 18 1. Mesures de biosécurité ........................................................................... 18 2. Prophylaxie médicale.............................................................................. 21 CHAPITRE III : UTILISATION DES ANTIBIOTIQUES CHEZ LES VOLAILLES ET CONSEQUENCES ............................................................. 24 1. Définition : .............................................................................................. 24 2. Mode d’action des antibiotiques sur les bactéries : ................................ 24 3. Principaux antibiotiques utilisés en aviculture ....................................... 25 4. Objectifs de l’utilisation des antibiotiques chez la volaille .................... 27 5. Relation entre l’utilisation des antibiotiques et la résistance aux antibiotiques des salmonelles isolées chez la volaille .................................. 28 TITRE II: PRATIQUES AVICOLES-ANTIBIORESISTANCE DES SALMONELLES- RECOMMANDATION ET PERSPECTIVE ..................... 34

XIV

CHAPITRE I : MATERIEL ET METHODES ................................................ 35 1. Cadre de l’étude ...................................................................................... 35 2. Matériel ................................................................................................... 35 3. Méthodes................................................................................................. 37 CHAPITRE II : RESULTATS ET DISCUSSION .......................................... 42 1. Résultats .................................................................................................. 42 2. Discussion ............................................................................................... 54 CHAPITRE III : RECOMMANDATIONS ET PERSPECTIVES ................. 62 CONCLUSION GENERALE ............................................................................. 64 REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES ............................................................ 68 WEBOGRAPHIE ................................................................................................ 74 ANNEXES .......................................................................................................... 77

INTRODUCTION Le Mali est un pays à vocation agropastorale. Son économie est marquée par la prépondérance du secteur agricole qui participe à la formation du Produit Intérieur Brut (PIB) à hauteur de 43% (Mali, 2009). L’effectif du cheptel avicole du Mali est estimé à 36 750 000 volailles (Mali, 2014), toutes espèces confondues et le secteur moderne représente 10% de cet effectif. L’aviculture contribue à ce titre à la réduction de la pauvreté et à l’amélioration de la sécurité alimentaire au Mali. Au cours de ces dernières années, l’aviculture moderne a connu un essor considérable dans plusieurs zones périurbaines du Mali. Elle est présentement la principale source d’approvisionnement des populations urbaines en œufs de consommation et de poulets de chair. Les poussins sont essentiellement importés d’autres pays, même si des embryons d’unités industrielles de production locale de poussins d’un jour commencent à voir le jour. Des plans de prophylaxie sont aussi mis à la disposition des aviculteurs par les fournisseurs des poussins, qui, malgré leur application, des taux de mortalité élevés sont souvent enregistrés (20 % par an chez les pondeuses et 2 à 3 % par mois en période de production) (Sidibé et al., 2013). Cependant, cette production semi-intensive est confrontée à de multiples contraintes d’ordre alimentaire, financière, mais également sanitaire. Cette dernière contrainte constitue un vrai obstacle au développement de l’aviculture au Mali. Ces maladies sont d’origine parasitaire, virale et ou bactérienne. Elles causent de lourdes pertes directes ou indirectes. Selon la DNPIA (Mali, 2014) et Sidibé et al (2013), les pathologies infectieuses dominantes en aviculture au

Mali sont la maladie de Newcastle, maladie de Gumboro, maladie de Marek et la salmonellose (typhose : 20,09 % et pullorose 19,53%). Face à ces pathologies, l’utilisation abusive d’antibiotiques en chimioprévention au détriment de l’immunisation constitue aujourd’hui un véritable problème de santé publique. Ainsi, dans le cadre du concept « One Health » qui veut dire une seule santé, Miller (2010) dira que l’usage des antibiotiques en santé animale doit tenir compte de leur impact éventuel sur la santé humaine et sur l’environnement. Les principales conséquences de l’utilisation anarchique de ces substances se résument à la présence de résidus dans les denrées d’origine animale et à la résistance antimicrobienne (Miller, 2010 ; Sanders et al., 2012 ; BadaAlambedji et al., 2004). Aussi, cette utilisation incontrôlée des antibiotiques a conduit à une pression sélective de bactéries pathogènes résistantes ou commensales (Sanders et al., 2012). C’est ainsi que l’Organisation Mondiale de la Santé (OMS) signalait depuis quelques années l’augmentation alarmante de l’incidence des souches de Salmonella résistantes aux antibiotiques qui serait due à l’utilisation des antibiotiques dans les élevages avicoles semi-intensifs (Casin et al., 1996). Face à la réémergence de certaines pathologies et aux échecs thérapeutiques de plus en plus récurrents, l’on est en droit de s’interroger sur l’efficacité des programmes de prophylaxie médicale et sanitaire mis en place par les producteurs. Les échecs thérapeutiques sont-ils liés à l’utilisation de plus en plus fréquente des antibiotiques ? Face à cette problématique, l’hypothèse la plus plausible est que l’utilisation abusive des antibiotiques en chimioprévention par les éleveurs est à l’origine du développement de résistance des salmonelles aux antibiotiques dans les élevages avicoles semi-intensifs.

L’objectif général de ce travail consiste à contribuer à l’étude des facteurs de développement de la résistance des salmonelles aux antibiotiques dans les élevages semi-intensifs chez les poules pondeuses en zone périurbaine de Bamako. Mais de façon spécifique, il s’agira d’: Evaluer les mesures de biosécurité et les programmes de prophylaxie dans les élevages avicoles des poules pondeuses sélectionnés ; Isoler les souches de salmonelles qui circulent dans ces élevages ; Evaluer la résistance des Salmonella spp isolées vis-à-vis des antibiotiques couramment utilisés dans ces élevages. Ce travail comprend deux parties, la première partie porte sur la généralité de la salmonellose, de la biosécurité et de l’antibiothérapie et la seconde est relative à l’étude expérimentale comprenant le matériel et la méthodologie utilisés suivis des résultats et de leur discussion puis des recommandations et perspectives.

TITRE I : SALMONELLOSEBIOSECURITEANTIBOTHERAPIE

CHAPITRE I : GENERALITES SUR LES SALMONELLES Les salmonelles sont des bactéries étudiées depuis le XIXe siècle. Elles sont pathogènes non seulement pour l’Homme mais aussi pour de nombreuses espèces animales (CNRS, 2013).

1. Historique et Taxonomie 1.1.

Historique

La salmonellose est une maladie infectieuse dont l’entité nosologique a été reconnue dès 1813 par Petit et Serres. Elle a constitué un modèle dans l’étude des maladies infectieuses. Cette maladie a été décrite en 1820 par Bretonneau qui l’appelait dothiénentérite. En 1880, la mise en évidence du bacille dans les coupes histologiques de ganglions de malades morts de fièvre typhoïde a été faite par Eberth. En 1884 selon Azèle et al. en 1970, Gaffky réalise la première culture de ce bacille. En 1896, d’après Grimont et al., (2000) le genre Salmonella a été utilisé après que le bactériologiste américain Daniel Salmon eut isolé en 1886, avec quelques collègues, une bactérie responsable du choléra du porc ou fièvre porcine. Cette bactérie est connue sous le nom de Salmonella Choleraesuis. La même année Archard et Bensande, appelèrent bacilles paratyphiques, les souches de bacilles isolées de malades présentant un syndrome typhoïdique dont le sérum n’agglutinait pas les cultures de bacille typhique. Le nom de Salmonella a été donné par Lignières en 1900 à ce groupe bactérien en l’honneur de Salmon vétérinaire américain dont la contribution à l’étude de ces bactéries fut majeure. En 1917, Félix découvre les bases de l’analyse antigénique des bactéries en découvrant les antigènes O et H. 5

En 1930, Kauffman et White proposent une classification des bactéries proches du bacille d’Eberth basée sur les caractères antigéniques O et H. En 1935, Reilly, montre le rôle du système neurovégétatif dans la pathogénie de la fièvre typhoïde. Depuis les premières observations rapportées par Eberth jusqu'à nos jours, le genre Salmonella n'a pas cessé de présenter une importance considérable dans le domaine vétérinaire et sur le plan médical. Cela tient non seulement aux pertes économiques dues à la maladie animale mais à sa forte incidence chez l'homme (fièvre typhoïde et toxi-infections alimentaires à salmonelles) (Bornert, 2000). 1.2.

Taxonomie et classification 1.2.1. Taxonomie

Selon le Bergey's Manuel (2001), le genre Salmonella fait partie de la Famille des Enterobacteriaceae, de l'ordre des Enterobacteriales, de la classe des Gammaproteobacteria et du Phylum des Proteobacteria (Scaria et al., 2008). 1.2.2. Classification Comme l’indique la dernière nomenclature, qui reflète les avancées récentes en taxonomie, le genre Salmonella comprend seulement 2 espèces reconnues par l’OMS : S. enterica et S. bongori (Grimont et Weill, 2007). Mais à côté de ces dernières, on note une troisième espèce, Salmonella subterranea. Salmonella enterica est divisée en 6 sous-espèces, qui se distinguent par certains caractères biochimiques. Ces sous-espèces sont selon la nomenclature actuelle : La sous-espèce I = sous-espèce enterica ; La sous-espèce II = sous-espèce salamae ; La sous-espèce IIIa = sous-espèce arizonae ;

La sous-espèce IIIb = sous-espèce diarizonae ; La sous-espèce IV = sous-espèce houtenae ; La sous-espèce VI = sous-espèces indica. La classification de Kauffman-White des salmonelles est fondée sur des tests d’agglutination avec des sérums absorbés, sur la diversité des antigènes (O) des lipopolysaccharidiques et des protéines flagellaires (H). Actuellement, environ 2500 sérovars sont reconnus (Grimont et Weill, 2007) et ce nombre ne cesse de croître. Les sérovars les plus fréquemment impliqués dans les infections humaine et animale appartiennent à la sous-espèce enterica. Ceux des autres sous-espèces sont habituellement associés aux pathologies des animaux à sang froid et à l'environnement, bien que certains sérovars de S. arizonae et S. diarizonae aient été associés à des infections chez la dinde et le mouton.

2. Caractères généraux Les caractères généraux des salmonelles sont ceux de la famille des Enterobacteriaceae mais présentent également des caractères différentiels intrinsèques. 2.1. Les

Morphologie des salmonelles

salmonelles

sont

des

entérobactéries,

bacilles

Gram

négatif,

intracellulaires facultatives, non sporulées, de dimensions moyennes variables (0,8 µm de large sur 3,5 µm de long). Elles sont mobiles avec une ciliature péritriche (Figure 1, page 8) ou immobiles tels que les sérovars S. GallinarumPullorum ainsi que certains mutants (Le Minor, 1992). Comme toutes les bactéries à coloration Gram-négative, l’enveloppe des salmonelles est constituée de 3 éléments : la membrane cytoplasmique et la membrane externe séparées par un espace périplasmique fait de peptidoglycane.

Figure 1 : Salmonelles vues au microscope électronique (Source A.D.A.M, 2000) 2.2.

Propriétés biologiques 2.2.1. Structure antigénique des salmonelles

L’étude antigénique permet de classer les genres des bactéries en types sérologiques ou sérotypes. Ces antigènes principaux sont de trois types qui sont recherchés à l’aide d’immuns-sérums de lapin (GRIMONT et al., 2007) : L’antigène H ou flagellaire qui est inactivé par une température supérieure à 60°C et aussi par l’alcool et les acides. Ces antigènes H contiennent des constituants immunologiques et permettent la variation des phases (de la phase1 à la phase 2). Leurs anticorps sont surtout des globulines 7 S. Cet antigène contribue aux moyens d’échappement de défense à l’hôte. Les antigènes O ou somatiques sont situés au niveau de la paroi. Ils sont thermostables (2h à 100°C), alcoolo-stables et constituent l’endotoxine des salmonelles. Les anticorps des antigènes O sont des globulines 19S. Certains antigènes somatiques O sont des lipopolysaccharides libres de protéines. Leur intérêt est mineur étant donné qu’ils sont souvent communs à de nombreux groupes (O:12 est commun aux groupes O:2, O:4, O:9, O:9, 46 et O:9, 46, 27). Leur présence est due à la modification

de la structure du LPS par une enzyme, par un bactériophage ou par un plasmide. L’antigène Vi présent à l’extrême périphérie du corps bactérien, est détruit par caléfaction à 60°C pendant 1h et par l’acide et le phénol. Les cultures qui possèdent l’antigène Vi sont plus virulentes. 2.2.2. Caractères culturaux Les milieux sélectifs les plus souvent utilisés pour l’isolement des salmonelles sont le milieu Salmonella- Shigella (SS), le milieu Hecktoën et la gélose au vert brillant. Sur le milieu SS, les colonies de Salmonella apparaissent incolores, à centre noir, car elles ne fermentent pas le lactose et produisent du sulfure d’hydrogène (H2S). Leurs colonies caractéristiques peuvent se confondre à celles du genre Proteus. Les colonies de Salmonella après 18 – 24 heures d’incubation à 37 °C sont lisses et mesurent 2 à 3 mm de diamètre. Des colonies naines s’observent rarement, de même que des colonies rugueuses ou des colonies muqueuses ressemblant à des colonies de Klebsiella (LE MINOR, 1992). L’aptitude à donner des colonies muqueuses est souvent perdue après quelques mois de conservation. 2.2.3. Caractères biochimiques Les principaux caractères biochimiques permettant l'identification du genre Salmonella (Humbert, 1998) sont : L'absence d'une uréase active, de tryptophane ou de phénylalanine désaminase ; L’absence de fermentation du lactose, du saccharose, de l’inositol, de l’amygdaline, de l’adonitol et du 2-cétogluconate ; L'absence de production d'indole et d'acétoine (test de Voges-Proskauer négatif) ;

La production d'hydrogène sulfureux à partir du thiosulfate (présence d’une thiosulfate réductase) ; La décarboxylation fréquente de la lysine et de l'ornithine ; La croissance fréquente sur milieu au citrate de Simmons.

3. Physiopathologie et épidémiologie La salmonellose est une maladie infectieuse qui affecte les humains et les animaux et causée par S. enterica et S. bongori (OIE, Salmonelloses, 2014). 3.1.

La salmonellose humaine

L’homme se contamine par la consommation d’aliments souillés de salmonelles. La maladie se caractérise par trois types de symptôme : 3.1.1. Les fièvres typhoïdes et paratyphoïdes Ces maladies sont provoquées par quatre sérovars de salmonelles, strictement humains, antigéniquement distincts mais de pouvoir pathogène similaire : Salmonella Typhi, Salmonella Paratyphi A, Salmonella Paratyphi B et Salmonella Paratyphi C. Les salmonelles sont ingérées avec une boisson ou un aliment contaminé. Les symptômes apparaissent après une période d’incubation de 10 à 15 jours. Selon l'état physiologique de l'hôte, la durée des symptômes s’étend de 1 à 7 jours. Les signes observés sont : une fièvre continue accompagnée de maux de tête, d'anorexie, d'abattement et des douleurs abdominales avec diarrhée ou constipation. Les salmonelles responsables des fièvres typhoïdes ont pour seul réservoir l'homme, la contamination se faisant par ingestion d'eau ou d'aliments ayant subi une contamination fécale d'origine humaine. Comme toutes les maladies à transmission oro-fécale, ces fièvres surviennent le plus souvent dans des zones 10

où l'hygiène est précaire et, frappent principalement les pays en développement tels que l’Asie, l’Afrique ou l’Amérique Latine (Hu et al., 2003). Les données mondiales les plus récentes font état de plus de 20 millions de cas annuels de fièvre typhoïde, et plus de 200 000 morts. La maladie est toujours présente dans les pays industrialisés (Institut Pasteur, 2013). 3.1.2. Les gastro-entérites Ces gastro-entérites sont provoquées par des Salmonella ubiquistes présentes chez l'homme et les animaux. La durée d'incubation est généralement de 1 à 2 jours et dépend de la dose ingérée, de la santé de l'hôte et des caractéristiques de la souche de Salmonella (Institut Pasteur, 2013). Les principaux symptômes de la salmonellose (infections non typhoïdiques) sont la diarrhée non sanglante, les douleurs abdominales, la fièvre, les nausées et des vomissements qui surviennent généralement 12-36 heures après l'ingestion. Chez des adultes de condition physique normale, cette gastro-entérite disparaît sans traitement après 3 à 5 jours en moyenne. En revanche, une antibiothérapie doit être prescrite chez les personnes âgées, les nourrissons, ou les personnes immunodéprimées chez lesquels l’infection peut être plus sévère, voire mortelle. Le traitement employé repose essentiellement sur la réhydratation. 3.1.3. Toxi-infections alimentaires collectives C’est la survenue d’au moins deux cas groupés d’une même symptomatologie, le plus souvent digestive, dont on peut rapporter la cause à une même origine alimentaire (Agence Française de Sécurité Sanitaire des Aliments (AFSSA, 2012)). Les Toxi-infections Alimentaires Collectives (TIAC) sont des Maladies à Déclaration Obligatoire (MDO).

Les micro-organismes mis en cause le plus fréquemment sont : les salmonelles, Staphylococcus aureus, Clostridium perfringens, Bacillus cereus, Escherichia coli, Listeria (AFSSA, 2012). La période d'incubation est de 10 à 18 heures. Les troubles durent en général 2 à 5 jours. Les complications sont rares sauf chez les immunodéprimés. L'aliment responsable est identifié par enquête épidémiologique (enquête cas-témoin). Le diagnostic se fait par recherche de Salmonella dans les selles des malades et dans l'aliment incriminé (s'il est encore accessible). Avec le large spectre d’animaux pouvant être porteurs de salmonelles, une grande variété de produits alimentaires, consommés crus, peu cuits ou ayant fait l’objet d’une contamination post-cuisson, sont en général à l’origine d’une contamination humaine (viande, et particulièrement volaille, produits carnés, œufs et produits laitiers). Plus rarement, la contamination peut avoir pour origine un contact direct avec un animal malade ou porteur sain par l’intermédiaire des mains (Institut Pasteur, 2013). Le traitement est le même que celui des gastro-entérites (Avril et al., 1992). La prévention repose essentiellement sur l'hygiène des cuisines collectives et le lavage des mains (détection des porteurs sains, techniques de préparation, techniques de conservation, bonnes pratiques d’hygiène (BPH) et de fabrication etc.). 3.2.

La salmonellose chez les animaux d’élevage

La maladie peut toucher toutes les espèces d'animaux domestiques ; les jeunes animaux et les femelles gravides sont les plus sensibles. Les maladies entériques, présentant souvent une diarrhée sanglante ou aqueuse abondante avec pyrexie est la fréquente manifestation clinique. Il existe cependant un large

éventail de signes cliniques qui comprennent la septicémie aiguë, l'avortement, l'arthrite, la nécrose des extrémités et les formes respiratoires. Les signes et les lésions ne sont pas pathognomoniques. Beaucoup d'animaux, en particulier les volailles et les porcs, peuvent également être infectés mais ne présentent pas de signe clinique (Wray et al, 2000). Ces animaux peuvent être importants par rapport à la propagation de l'infection entre les troupeaux et les causes d'intoxication alimentaire humaine d’où leur place importante dans la santé publique. Cela peut se produire lorsque ces animaux entrent dans la chaîne alimentaire conduisant ainsi à des produits alimentaires contaminés. Les animaux sauvages tels que les blaireaux et certains types d’oiseaux peuvent transporter des souches spécifiques de Salmonella (Wray et al, 2000). Au cours de l'infection, les signes cliniques, les résultats de l'autopsie et les modèles épidémiologiques varient selon le sérotype et les espèces animales concernées. En effet, la plupart des sérotypes peuvent causer des maladies dans un large éventail d'espèces animales mais certains n’affectent que des hôtes spécifiques (S. Gallinarum chez les volailles et S. Abortus ovis chez les moutons) (Snoeyenbos, 1994). Salmonella Gallinarum et S. Pullorum sont adaptés aux espèces aviaires (Eswarappa et al., 2009) et sont considérés comme un risque zoonotique minime (Shivaprasad, 2000), bien que le génome soit en évolution constante. Et cela pourrait élargir théoriquement la gamme des hôtes dans l'avenir (Liu et al., 2002). Leur prévalence est aussi importante de nos jours (70% selon Combari (2014)).

La pullorose La diarrhée blanche bacillaire est une infection bactérienne causée par Salmonella enterica sous-espèce enterica sérotype Pullorum Gallinarum biovar Pullorum (Salmonella Pullorum). Dans sa forme aiguë, la pullorose est exclusivement une maladie septicémique des oiseaux, entrainant une forte mortalité chez les oiseaux de 2-3 semaines d'âge. Chez les oiseaux matures, la maladie peut être bénigne ou inapparente. Dans les élevages, la sensibilité des oiseaux est élevée au moment de la ponte (19,53 % de cas d’infection) (Sidibé et al., 2013), avec une réduction de la production d'œufs. Les volailles peuvent agir comme des réservoirs d'infection ainsi que les oiseaux sauvages (OIE, 2012). Ces réservoirs sont très importants sur le plan épidémiologique de la maladie. Les signes post-mortem de la pullorose chez les poussins fraîchement éclos sont ceux d'une péritonite généralisée avec la congestion des tissus et une inflammation de la vésicule ombilicale non résorbée. Ces inflammations primaires conduisent couramment à une typhlite avec le développement de moulages caecaux nécrotiques et des foyers nécrotiques dans le foie, les poumons et d'autres viscères. Toutefois, cette lésion n’est pas pathognomonique (OIE, 2012). Les oiseaux adultes peuvent développer des ovaires déformés ou rabougris avec des follicules attachés par des tiges fibreuses pédonculés (OIE, 2012). La Typhose La typhose aviaire est causée par S. Gallinarum biovar Gallinarum et est plus souvent observée dans la période de croissance mature (phase ponte) (OIE,

2012). La maladie est souvent caractérisée par sa propagation rapide, sa forte morbidité et sa mortalité aiguë ou subaiguë (20,09 % de cas d’infection) Sidibé et al., 2013). Les signes cliniques chez les poussins et dindonneaux comprennent l'anorexie, la diarrhée, la déshydratation, la faiblesse et la mort. Les oiseaux plus âgés montrent des signes d'anémie, une dépression respiratoire, la diarrhée, les matières fécales se collant à l'évent. Il est également observé une baisse de la production d'œufs, un faible taux d'éclosion avec une mauvaise qualité des poussins puis une augmentation de la mortalité dans les troupeaux de poules pondeuses. Dans la typhose aviaire, en plus de la septicémie, le foie est généralement élargi, sombre et friable. La moelle osseuse est aussi souvent brun sombre (OIE, 2012). Les acariens rouges peuvent être impliqués dans la transmission de la maladie et dans la persistance de la maladie au sein des poulaillers (OIE, 2012).

4. Particularités écologiques des salmonelles Les salmonelles présentent deux particularités écologiques essentielles qui expliquent leur très large distribution et la difficulté à les éliminer facilement dans les élevages. 4.1.

Réservoir naturel

Le réservoir naturel des salmonelles s’étend à tout le règne animal. Les vertébrés, en particulier les mammifères domestiques et les volailles, peuvent héberger ces bactéries au niveau de leur tube digestif (CNRS, 2013). Certains sérotypes sont adaptés à une espèce hôte en particulier, notamment Gallinarum chez les volailles, mais la plupart n’ont pas d’hôte préférentiel et peuvent infecter aussi bien l’homme que l’animal (OIE, 2012). C'est dans ce dernier groupe que se trouvent les principaux sérotypes agents de toxi-infections

alimentaires. L'animal, le plus souvent porteur asymptomatique, constitue un réservoir pour les salmonelles et les productions animales, viandes et œufs en particulier, sont des vecteurs de la contamination. Chez un animal porteur sain, les salmonelles sont généralement hébergées au niveau du tube digestif et font l'objet d'une excrétion fécale intermittente. Elles peuvent aussi migrer vers certains organes (Institut Pasteur, 2013). Chez la poule pondeuse, il a été décrit une colonisation des ovaires, de la rate et du foie par Salmonella sérotype Enteritidis, phénomène à l'origine de la transmission verticale de l'infection salmonellique (Institut Pasteur, 2013). 4.2.

Survie et diffusion dans l'environnement

Les salmonelles possèdent une grande capacité de survie dans l’environnement, en particulier dans les eaux résiduaires, chargées en matière organique, dans les boues issues des stations d'épuration et sur les terres agricoles. Leur diffusion dans l’environnement est très importante : on parle de cycle des salmonelles pour décrire leur aptitude à se transmettre d’une espèce animale à une autre, à contaminer tous les biotopes, en particulier les élevages d’animaux de rente et à infecter l’homme par l’intermédiaire de son alimentation (figure 2, page 17). La présence de salmonelles dans l'environnement direct des animaux d'élevage semble dans ces conditions inéluctable. Certains intervenants de la filière avicole pensent parfois que ces bactéries sont des hôtes normaux du tube digestif des volailles, une théorie largement contestée par les spécialistes.

BETAIL VOLAILLE Importation d’aliments

Figure 2 : Le cycle de diffusion des salmonelles dans l'environnement (MOSSEL D. et al (1995)) cité par Bornet, 2000

CHAPITRE II: MESURES DE BIOSECURITE ET PROPHYLAXIE MEDICALE 1.

Mesures de biosécurité

La biosécurité consiste à protéger la santé en prenant des mesures pour éviter les maladies. L’élevage n’est rien d’autre que de l’hygiène en action. Aujourd’hui ce principe est toujours vérifié. Associées à une bonne conduite d’élevage, les mesures de biosécurité peuvent contribuer à la réduction de l’utilisation des antibiotiques (AFSSA, 2006) (Annexe I).

1.1. Définition La biosécurité désigne l’ensemble des mesures prises pour minimiser le risque d’introduction d’agents pathogènes dans des unités de production individuelles, le risque de leur transmission à l’extérieur et de leur propagation ultérieure (FAO, 2011).

1.2. Principes Les principes de la biosécurité se composent de trois étapes principales : l’isolement, le nettoyage et la désinfection (FAO, 2008). Isolement L’isolement est la première étape la plus importante et la plus efficace. Elle permet la mise en place et le maintien de barrières réelles ou virtuelles visant à limiter les possibilités d’introduction d’animaux infectés ou d’objets contaminés dans une unité de production non infectée. Lorsqu’elle est correctement mise en œuvre, cette mesure permet dans la plupart des cas d’éviter la contamination et l’infection.

C’est la première ligne de défense, la plus importante et la meilleure forme de biosécurité. L’obligation de changer de chaussures et de vêtements pour toute personne franchissant la barrière ou de restreindre l’entrée des véhicules fait partie de ce type de mesures (FAO, 2008). Les mesures d’isolement sont les suivantes: le contrôle de l’entrée des poussins provenant d’exploitations, de marchés ou de villages extérieurs; mise en quarantaine des animaux immédiatement après l’achat; réduction du nombre de sources d’approvisionnement en poussin; clôture de la ferme, contrôle de l’accès des personnes et mise en place de dispositifs pour empêcher l’entrée des oiseaux, des chauves-souris, des rongeurs, des chats et des chiens; maintien d’une distance adéquate entre les exploitations; fourniture de chaussures et de vêtements qui ne seront portés que dans la ferme; et conduite de l’élevage en «tout plein tout vide» («all in all out»). Nettoyage Le nettoyage est la deuxième étape. C’est une étape importante et efficace. Tout le matériel (véhicules, équipement) qui doit entrer dans une unité de production ou en sortir doit être soigneusement nettoyé afin d’éliminer toutes les souillures visibles. La plus grande partie des pathogènes susceptibles de contaminer le matériel seront ainsi détruits. Il a été prouvé que le matériel et les objets sont en général contaminés par les matières fécales des animaux infectés ou par leurs sécrétions respiratoires qui adhèrent aux surfaces (FAO, 2008). Désinfection La désinfection est la dernière étape de la biosécurité. Selon le Code des animaux terrestres de l’OIE « elle désigne, après complet nettoyage, la mise en

œuvre de procédures destinées à détruire les agents infectieux ou parasitaires responsables des maladies animales, y compris des zoonoses ; elle s’applique aux locaux, véhicules et objets divers qui ont pu être, directement ou indirectement, contaminés » (OIE, 2010). Les mesures adoptées pour renforcer ces trois composantes de la biosécurité dépendront du système de production concerné, ainsi que des conditions géographiques et de la situation socio-économique locale.

1.3. Objectifs La biosécurité est préventive et donne aux producteurs des moyens de protection de leurs propres troupeaux. Elle est proactive et crée les conditions favorables pour lutter contre la maladie (FAO, 2008). Les mesures de biosécurité doivent être adaptées aux réalités locales et leur application effective permet d’augmenter la productivité avicole et contribuer ainsi à asseoir les conditions d’un développement durable (Soro, 2011). Selon le cycle de biosécurité (Figure 3, page 21), les objectifs se résument à 5 points: •

Limiter le risque d'introduction (bio-exclusion) ;

•

Limiter la dissémination du pathogène dans l'unité/exploitation, par exemple en isolant les animaux excréteurs (bio-compartimentation) ;

•

Limiter

dissémination

l'agent

infectieux

dehors

l'unité/exploitation (transmission inter-troupeaux) (bio-confinement) ; •

Prévenir le risque de bio-contamination des humains ;

•

Prévenir toute bio-contamination environnementale ainsi que la persistance de l'agent pathogène dans l'environnement.

Figure 3: le cycle de biosécurité (source : Norme nationale de biosécurité pour les fermes avicoles au Canada, 2009) En effet, les normes de construction à savoir l’orientation du bâtiment (par rapport au vent dominant ou au soleil) et la taille des auvents (comprise entre 0,9 et 1 mètre) sont des critères à prendre en compte dans la construction d’un bâtiment car cela permet de créer un environnement propice à l’élevage. Il est souvent recommandé d’orienter l’axe du bâtiment en Est-Ouest pour limiter la pénétration des rayons du soleil dans le bâtiment. L’ensoleillement excessif entraîne le picage et le cannibalisme (Dayon &Arbelot, 1997).

Prophylaxie médicale 2.1.

Définition

La prophylaxie médicale désigne l’ensemble des processus actifs et passifs ayant pour but de prévenir l’apparition, la propagation ou l’aggravation d’une maladie. Elle fait aussi référence à des procédés de bonnes pratiques adaptés. La prophylaxie peut être individuelle ou collective.

A cet effet, la base de la prophylaxie médicale demeure la vaccination pour contrôler et contenir les principales maladies virales et bactériennes au Mali.

2.2.

Techniques de vaccination en élevage avicole 2.2.1. Méthodes de vaccination individuelle

La meilleure méthode de vaccination demeure la vaccination individuelle. Instillation oculo-nasale (goutte dans l’œil) ; Trempage du bec ; Transfixion et scarification ; Injections intramusculaire et sous-cutanée. 2.2.2. Méthode de vaccination collective Pour des raisons économiques et pratiques, les méthodes de vaccination collective sont le plus souvent mises en place. Il s’agit de vaccination dans l’eau de boisson ou par nébulisation. Le succès de la vaccination dépendra de la maîtrise de chaque détail intervenant dans la conservation des vaccins, la préparation de la solution vaccinale et sa distribution. Correctement vacciné, un troupeau nécessite qu’un maximum de volailles (au moins 90%) ait vraiment absorbé une dose entière du vaccin maintenu parfaitement vivant (Bisimwa, 1991).

2.3.

Programme de vaccination

On distingue deux types de programme de vaccination pour les poules en ponte. Le premier recourt aux vaccins vivants administrés entre 30-90 jours

d’intervalle, le second recourt aux vaccins inactivés donnés juste avant le début de la ponte et aucun vaccin vivant durant la période de ponte (Bisimwa, 1991). En résumé, l’hygiène et les conditions d’élevages sont des éléments capitaux pour prévenir les maladies infectieuses. Lorsqu’elles s’avèrent insuffisantes, on fait donc recours à certaines mesures notamment l’administration d’antibiotiques soit pour prévenir ou pour traiter ces pathologies.

CHAPITRE III : UTILISATION DES ANTIBIOTIQUES CHEZ LES VOLAILLES ET CONSEQUENCES 1. Définition : Les

antibiotiques

sont

des

substances

naturelles, produites par des

microorganismes (bactéries ou champignons), qui, à très faible concentration, ont le pouvoir d’inhiber leur croissance, voire détruire des bactéries ou d’autres microorganismes (Waksman, 1994). Ces agents naturels peuvent être modifiés par des méthodes chimiques (antibiotiques semi-synthétiques), d’autres substances

sont

totalement

artificielles

(sulfamides,

triméthoprime

quinolones) (AFSSA, 2006).

2. Mode d’action des antibiotiques sur les bactéries : Les antibiotiques à la différence des antiseptiques et des désinfectants, agissent de façon très spécifique sur certaines structures de la cellule bactérienne. Cette action s’exerce selon les molécules sur des sites variés (Figure 4).

Polypeptides, aminocyclitol

β-lactamines

Tétracyclines, macrolides… Sulfamides, nitrofuranes

Quinolones

Figure 4 : Modes d’action des antibiotiques sur les bactéries (source Waksman, 1994) 24

3. Principaux antibiotiques utilisés en aviculture En réalité, les antibiotiques utilisés en médecine humaine et vétérinaire appartiennent à différentes familles et sous-familles, communes à l’homme et à l’animal (Annexe II). Quelques sous-familles font exception (sous-famille des pleuromutilines, macrolides apparentés qui sont des sous familles propres à la médecine vétérinaire). Les ß-lactamines sont utilisées pour des usages généraux : infections pulmonaires, infections digestives. Les macrolides ont un spectre d’activité étroit et sont indiqués dans les infections pulmonaires à Gram positif ainsi que les mycoplasmoses respiratoires fréquentes en élevage de volailles. Les sulfamides sont indiqués dans des usages généraux comme les infections pulmonaires, les colibacilloses. Les Tétracyclines sont les plus employées de même, les quinolones et les fluoroquinolones sont indiquées pour le traitement d’infections respiratoires ou digestives. En théorie, les éleveurs sont tenus de solliciter le vétérinaire pour la prescription des médicaments à leur élevage pendant toute la durée de vie des animaux. Malheureusement, au Mali, de nombreux éleveurs traitent eux même leurs animaux, ce qui serait à l’origine de l’absence des données chiffrées montrant les différents traitements administrés aux volailles ou aux autres animaux. Le tableau I (page 26) indique les principaux antibiotiques utilisés en élevage avicole.

Tableau I : Principaux antibiotiques utilisés en aviculture (Source : Mogenet & Fedida, 1998) cité par Dosso, 2014 Familles d’antibiotiques Bêtalactamines

Antibiotiques Aminopénicillines : Ampicilline et Amoxicilline Céphalosporines 3ème génération : Ceftiofur Dihydrostreptomycines (DHS), Gentamicine,

Aminosides et apparentés

Néomycine, Streptomycine, Spectinomycine, Framycétine.

Quinolones

Acide oxolonique, Fluméquine, Enrofloxacine, Difloxacine, etc.

Tétracyclines

Chlorotétracycline, Oxytétracycline, Doxycycline

Polypeptides

Colistine (Polymixine E) Erythromycine, Josamycine, Lincomycine,

Macrolides

Tylosine, Tilmicosine, Spiramycine, Tiamuline, Tilmicosine

Sulfamides

Sulfadiazine, Sulfadimidine, Sulfadiméthoxine, Sulfaquinoxaline

Diaminopyrimidines

Triméthoprime

4. Objectifs de l’utilisation des antibiotiques chez la volaille 4.1.

Utilisation thérapeutique

Comme tout être vivant, les animaux sont sujets à des maladies qui nécessitent des traitements. Dès qu’un animal est sujet à une infection bactérienne, il doit recevoir un antibiotique. Par ailleurs, l’éthique impose de prendre en charge tout animal malade, pour son bien-être (Brugère, 2014). 4.2.

Utilisation prophylactique (Chimioprévention)

La plupart des animaux de production ou de rente sont élevés en groupe (volailles, porcs, veaux, bovins …). Pour cette raison, la médecine vétérinaire est une médecine de population et non d’individus. Quand une maladie apparaît ou lorsqu’il y a un fort risque (présence de la bactérie), tous les animaux ne sont pas parfois touchés en même temps. Mais compte tenu de la promiscuité des animaux, le risque de contagion est le plus souvent élevé. L’antibiothérapie est utilisée sur l’ensemble de la population de volaille avant la manifestation des symptômes, non pas seulement pour traiter mais aussi pour prévenir (Chevalier, 2011). 4.3.

Utilisation des antibiotiques comme promoteurs de croissance

Après avoir constaté que l’usage des antibiotiques en curatif ou en préventif permettait parallèlement une meilleure croissance (gain de poids accéléré), les antibiotiques ont été utilisés à titre de facteurs de croissance (FC) ou promoteurs de croissance (growth-promoters) proposés depuis des années 1950 et 1960 (Chevalier, 2011).

5. Relation entre l’utilisation des antibiotiques et la résistance aux antibiotiques des salmonelles isolées chez la volaille 5.1.

La résistance aux antibiotiques

Dans le domaine vétérinaire en particulier, l’antibiorésistance atteint aussi bien les animaux de rente que les animaux de compagnie. 5.1.1. Définition de la résistance La résistance aux antibiotiques se définit comme la capacité des microorganismes d’une certaine espèce à survivre ou même à se développer en présence d’antibiotique (Lafon, 2010). 5.1.2. Mécanisme de résistance aux antibiotiques L’antibiorésistance relève d'un phénomène naturel ou acquis, influencé par de nombreux facteurs. Cependant,

le principal facteur déterminant pour la

sélection de l'antibiorésistance est l'utilisation des agents antimicrobiens dans tous les types d'environnement (Lafon, 2010). La résistance d’une souche à l’antibiotique peut être : Intrinsèque : l’espèce est alors caractérisée par son insensibilité naturelle à un antibiotique particulier. Cela peut résulter de l’incapacité de l’antibiotique à pénétrer dans la cellule (rôle de la membrane externe par exemple chez les bactéries à Gram négatif avec la vancomycine) et à atteindre sa cible. Elle peut être due à un manque d’affinité entre l’antibiotique et son site d’action ou de l’absence de la cible cellulaire (comme l'absence de paroi chez les mycoplasmes les rendant insensibles aux Bêta-lactamines) (Delaère, 2001 & AFSSA, 2006). Acquise : l’espèce est normalement sensible à un antibiotique mais certaines souches expriment une résistance à un ou à des antibiotiques donnés grâce à plusieurs mécanismes biochimiques. Elles sont donc

capables de supporter une concentration d’antibiotique qui normalement est suffisante pour inhiber ou tuer des bactéries de la même espèce. Support génétique (Lavigne, 2007) : le support génétique des mécanismes de la résistance est essentiel car il conditionne la faculté de propagation et donc la fréquence de la résistance dans une population bactérienne donnée. Ces mécanismes de transfert d’ADN entre espèces bactériennes permettent la propagation des germes résistants aux antibiotiques (figure 5). Le système de transfert vertical transmet l’acquisition de nouvelles résistances à la descendance suite aux divisions cellulaires tandis que le transfert horizontal des éléments génétiques contribue à la propagation des germes résistants.

Figure 5 : Mécanismes d’acquisition de gènes de résistance aux antibiotiques (Source : Chardon et Brugère, 2014)

5.2.

Conséquences de l’antibiorésistance

L’utilisation des antibiotiques en aviculture présente des caractéristiques qui peuvent constituer des facteurs de risques supplémentaires de sélection de résistances. Ces facteurs de risques sont définis comme des points critiques : L’administration d’un traitement : L’utilisation non prudente des antibiotiques par l’éleveur peut constituer une menace ; La dose à administrer dépend souvent de l’âge des animaux : le sous-dosage peut être à l’origine de bactéries résistantes ; La durée du traitement : le non-respect de la durée du traitement peut être à l’origine de la sélection de germes plus résistants ; La fréquence d’administration doit être impérativement respectée : un rythme trop faible avec un antibiotique temps-dépendant entraîne des vides thérapeutiques à l’origine d’un sous-dosage primaire, aboutissant secondairement à la sélection de bactéries antibiorésistantes (Gillot et al., 1983) ; L’automédication : une utilisation abusive des antibiotiques pour assurer

concomitamment

les

fonctions

zootechniques

thérapeutiques de façon désordonnée, impriment inévitablement une pression de sélection qui favorise le développement des bactéries résistantes (Ngoune et al. ; 2009) ; L’utilisation massive des antibiotiques a conduit aujourd’hui à la sélection de souches bactériennes multi-résistantes, dont certaines sont pathogènes et peuvent infecter l’homme (Chatellet, 2007). Effets sur l’Homme Les effets potentiels de l’usage abusif des substances antimicrobiennes vétérinaires sur la santé humaine sont encore l’objet de débats (Chevalier, 2012).

Le transfert de microorganismes zoonotiques résistants de l’animal à l’Homme devient un problème de santé publique. Ces bactéries sont transmises à l’homme et contribuent considérablement au développement d’infections humaines dues à des souches de Salmonella résistantes aux fluoroquinolones. Les infections à Salmonella résistantes aux fluoroquinolones chez l’animal, constituent un risque pour la santé humaine (Van-vuuren, 2001). Effets sur l’Environnement Il est aujourd’hui constaté qu’après un traitement antibiotique, les animaux excrètent dans leur environnement une fraction de la dose administrée. Ceci implique une persistance longue de certains antibiotiques dans l’environnement, ces derniers pouvant alors être présents dans les eaux de surface ou les rivières (AFSSA,

2006). Ceci

conduit

donc

une

pollution

chimique

l’environnement. De la même façon, des bactéries d’origine fécale sont épandues avec le fumier, et par conjugaison peuvent transmettre leurs éventuels gènes de résistance aux bactéries du sol. L’utilisation des antibiotiques en élevage représente donc un risque de sélection de résistance chez les bactéries environnementales (Witte, 2000). Les bactéries de l’environnement (eaux usées, eaux agricoles, aquaculture, …) peuvent servir de réservoir pour la résistance aux antibiotiques, avant d’être une nouvelle source potentielle de souches résistantes chez l’Homme (JolivetGourgeon, 2010). 5.3.

Transmission à l’Homme de Salmonella résistants aux antibiotiques

Il existe plusieurs mécanismes de transmission à l’homme de Salmonella résistante aux antibiotiques. L’existence de voies de transmission de l’antibiorésistance des bactéries de l’animal à l’homme via la chaine alimentaire est particulièrement préoccupante et pourrait menacer la santé publique. Ces

voies de transmission sont nombreuses : la voie alimentaire (la plus contrôlée), le contact direct avec l’animal et le transfert des gènes avec l’environnement des bactéries de la flore intestinale des animaux (Delery, 1999) (Figure 6). Il s’agit donc d’un risque de sélection d’une bactérie pathogène résistante ou non qui transmise à l’Homme, va conduire à l’apparition d’une pathologie ou à un échec thérapeutique lors d’un traitement antibiotique (Guyonnet, 2004).

Figure 6 : Différentes voies potentielles de transmission des bactéries résistantes aux antibiotiques (Source BOUZIDI, 2013)

Cette première partie nous a permis de présenter les connaissances générales sur la salmonellose. Egalement, elle nous a permis de comprendre la nécessité de prendre en compte les principes de base de biosécurité dans la prévention des maladies, ainsi que la maitrise de la pratique de l’antibiothérapie dans le traitement des pathologies aviaires d’origine bactérienne afin de protéger la santé du consommateur. Il est par conséquent important de s’interroger sur la situation actuelle de la pratique

avicole, l’utilisation des antibiotiques et

l’antibiorésistance des salmonelles dans ces élevages avicoles.

TITRE II: PRATIQUES AVICOLES ANTIBIORESISTANCE DES SALMONELLES â&#x20AC;&#x201C; RECOMMANDATIONS ET PERSPECTIVES

CHAPITRE I : MATERIEL ET METHODES 1. Cadre de l’étude Cette étude s’inscrit dans le cadre de la recherche conduite par le Laboratoire Central Vétérinaire (LCV) de Bamako. L’objectif de cette recherche visait à recueillir sur une période déterminée, des souches de salmonelles d’origine aviaire qui circulent dans les élevages avicoles semi-industriels des poules pondeuses localisés en zones périurbaines du District de Bamako, afin d’étudier leur résistance aux antibiotiques usuels en vue de proposer un schéma thérapeutique mieux adapté. Ainsi, notre travail s’est déroulé de Septembre 2014 à Mai 2015, soit une durée de 8 mois.

2. Matériel 2.1. Matériel de terrain Matériel de prélèvement Il s’agissait des tiges à écouvillonnage stériles, une trousse d’autopsie, des sachets, des carboglaces, d’une glacière, de marqueurs et de fiches d’enquête.

Matériel biologique Il consistait à effectuer des écouvillonnages cloacaux issus des poules pondeuses de tout âge présentant

des signes de dépression, d’anorexie, de diarrhée

blanchâtre ou jaune verdâtre (Figure 7, page 36) striée de sang, de déshydratation et d’anémie apparente sur la crête et les barbillons d’une part, et à prélever des organes tels que l’intestin, le foie, la rate lors des autopsies réalisées sur des poules fraichement mortes provenant des foyers suspects de salmonellose.

Figure 7 : Poules pondeuses présentant une diarrhée blanchâtre ou jaunâtre pour écouvillonnage cloacal

2.2. Matériel de laboratoire Le matériel du laboratoire était standard et essentiellement constitué de : réfrigérateurs, hotte, pipettes Pasteur, micropipettes, tubes à vices, plaques chauffantes, microplaques, balance électrique à précision, lampe électrique, microscope, hotte à flux laminaire, étuve, stomacher, bain-marie, erlenmeyer, boite de Pétri, embouts, ciseaux, pinces, anse de platine, aiguille, agitateur électrique, barreaux magnétiques, poire, eau physiologique, eau distillée pour la préparation des milieux et des dilutions.

Milieux et réactifs pour l’identification des caractères biochimiques • Pré-enrichissement en milieu non sélectif liquide : eau peptonnée ou le bouillon cerveau-coeur (BHI : Brain Heart Infusion); • Enrichissement sur un milieu sélectif liquide : les bouillons au tétrathionate ou au sélénite ;

• Isolement sur la gélose Salmonella-Shigella (SS) ; • Kit de coloration de Gram ; • Galerie classique d’identification des entérobactéries composée de la gélose TSI (Triple Sugar Iron agar), du milieu urée-indole, du milieu Mannitol-mobilité, de la lysine, du citrate de Simmons et du bouillon Nitrate.

Milieux et réactifs pour l’antibiogramme • Gélose Mueller Hinton (MH) ; • Disques d’antibiotiques : Pénicilline G (P10), Streptomycine (S10), Kanamycine (K30), Colistine (Cl10), Doxycycline (D10), Gentamycine (CN10), Tétracycline (Te30) et Fluméquine (Ar 30).

3. Méthodes 3.1.Site de l’étude et échantillonnage Le choix des élevages s’est basé sur le type de production (poules pondeuses), l’adhésion des aviculteurs à la réalisation des prélèvements et l’importance du taux d’incidence des salmonelloses dans la zone périurbaine du District de Bamako. Au total, 46 fermes avicoles sur 250 (toutes spéculations confondues) (Mali, 2014) ont été visitées au cours de notre période d’étude. Ainsi, les élevages avicoles choisis étaient sur les six (06) axes principaux du District qui sont : Bamako – Koulikoro, Bamako - Siby, Bamako – Kangaba, Bamako – Ségou, Bamako – Kati, Bamako-Bougouni (Figure 8, page 38).

Mali

Bko

(Bamako) 1cm = 0.90 kilometers

Figure 8 : Géolocalisation de quelques élevages de poules pondeuses des zones périurbaines de Bamako 3.2.Enquête : Les informations à recueillir lors de l’enquête sont regroupées en 6 rubriques suivantes (Annexe V): Renseignement sur la ferme et l’éleveur (nombre d’animaux, âge de l’éleveur, niveau d’étude, localisation…) ; Ressources humaines et registre d’élevage ; Analyse des risques structurels, fonctionnels et mesures sanitaires et hygiéniques ; Evaluation du programme de prophylaxie ; Pathologies rencontrées (particulièrement la salmonellose) ; Pratique de l’antibiothérapie : produit administré et indication (curatif, préventif). 38

3.3.Prélèvements Au cours de cette étude, des visites bimensuelles ont été effectuées, au cours desquelles, des écouvillonnages cloacaux ont été réalisés chez des sujets malades présentant des signes de dépression, d’anorexie, de diarrhée blanchâtre ou jaune verdâtre striée de sang, de déshydratation et d’anémie apparente sur la crête et les barbillons. L’autopsie a été aussi réalisée sur quelques sujets malades ou fraîchement morts. Dans les cas où il y avait des lésions d’hépatite (coloration verdâtre, foie bronze), d’ovarite ou de salpingite, de splénite (splénomégalie), d’entérite ; le foie, la grappe ovarienne, la rate, les intestins ont été prélevés. Au total, 169 échantillons ont été collectés dont 165 écouvillons cloacaux et 4 organes durant la période d’étude (Tableau II, page 42). 3.4.Recherche de salmonelles Les différents échantillons collectés, ont été analysés au Laboratoire Central Vétérinaire de Bamako pour isoler les souches de Salmonelles. La méthode d’analyse utilisée pour cette étude était constituée de cinq étapes: Le pré-enrichissement : Cette étape préconise la revivification des salmonelles ayant subi des dommages de stress. Chaque écouvillon était trempé dans l’eau peptonnée ou le BHI puis incubé à 37oC pendant 24h. Par contre les organes étaient d’abord broyés, dilués au dixième d’eau peptonnée (1ml par gramme de broyat pesé) puis incubés à 24h. L’enrichissement : cette étape consistait à repiquer les cultures suspectes sur un milieu sélectif, les bouillons au tétrathionate ou au sélénite puis incuber à 37o C pendant 24h. L’isolement : C'est une phase sélective qui utilise des milieux solides coulés en boîtes de Pétri. Avec une anse et à partir des cultures obtenues lors de l’enrichissement, des boîtes de Pétri contenant les milieux sélectifs Mac Conkey, Salmonella Shigella ont été ensemencés par épuisement, 39

puis incubées à 37°C pendant 24h. Cette étape permet de visualiser les colonies caractéristiques qui se présentent sous formes de colonies rouges à centre noir sur la gélose SS et des colonies de grande taille rouge brique à rose, entourées d’un halo opaque sur la gélose Mac-Conkey. Puis les colonies suspectes sont à nouveau repiquées sur la gélose trypticase Soja (TSA) afin d’avoir une culture pure. La confirmation : Cette étape a été faite à l’aide de la mini-galerie des tests biochimiques en commençant par les tests de l’oxydase puis la recherche de l’uréase et la production de l’indole. Les colonies à uréase et indole négatives ont été ensemencées sur les milieux suivants : le milieu TSI,

le milieu Citrate de Simmons, le milieu Mannitol-Mobilité, le

bouillon nitrate, la lysine. Puis la galerie a été incubée pendant 18-24h à 37°C. La lecture : Après 24h d’incubation à 37°C, les cultures de salmonelles correspondent à : • une pente alcaline (rouge) et un culot acide (jaune) avec formation de gaz (environ 90% de cas) et de sulfure d’hydrogène (noircissement de la gélose) sur TSI, • la coloration du milieu de Citrate de Simmons vire de vert au bleu ; • une diffusion (milieu trouble) sur le milieu Mannitol-Mobilité ; • après addition des réactifs (Nitrate I et II) dans le bouillon nitrate, la coloration du bouillon Nitrate vire au rouge ; 3.5.Technique de l’antibiogramme Le test de sensibilité aux antibiotiques a été effectué par la méthode de diffusion en milieu gélosé selon les recommandations du Comité de l’Antibiogramme de la

Société

Française

Microbiologie

technique consiste à :

(CA-SFM,

2014).

Cette

Préparer une suspension à partir de colonies de culture fraîche (24h) et de l’eau distillée dans un tube à hémolyse jusqu’à l’opacité du standard Mc Farland 0.5 ; Ensemencer la gélose MH avec 1 ml de la suspension préparée ; Enlever l'excès d'inoculum par pression sur les bords du tube,; Laisser sécher de 3 à 5 minutes ; Déposer les disques d'antibiotiques ; Enfin incuber les boîtes à l'étuve 37°C pendant 24h ; Les résultats ont été interprétés en sensible, intermédiaire ou résistant selon

diamètre

d'inhibition

souche

les

recommandations du CA-SFM ; La sensibilité des souches a été testée vis-à-vis de huit molécules d’antibiotiques. 3.6. Saisie des données et analyses statistiques Elles ont été réalisées à l’outil informatique. Le tableur EXCEL de Microsoft Office 2013 a permis la saisie des données obtenues à partir de l’analyse bactériologique pour la construction des tableaux et des graphiques. Pour l’analyse comparative des proportions ou test d’indépendance, les données de l’enquête ont été exportées depuis Le tableur EXCEL de Microsoft Office 2013 vers le logiciel R version 3.2.1. Les fréquences des réponses de l’enquête ont été comparées en utilisant le test de Khi Carré. Lorsque les fréquences attendues étaient inférieures à 5, le test exact de Fischer est utilisé. Le seuil de signification a été fixé à 5% et tous les résultats ont été déterminés au seuil de 95%.

CHAPITRE II : RESULTATS ET DISCUSSION 1.

Résultats 1.1. Résultats de l’enquête dans les exploitations avicoles 1.1.1. Localisation des exploitations avicoles

Les informations obtenues à partir de la fiche d’enquête (Annexe V), nous avait permis de caractériser les élevages où ont été collectés les prélèvements (Tableau II). Les oiseaux étaient de tout âge, de type ponte. Tableau II : Localisation des fermes enquêtées par site dans la zone périurbaine de Bamako

Axes

Nombre d’élevage Visités

Sites

Nombre de prélèvements Ecouvillons cloacaux

Organes

Dialakorobougou

N’tabacoro

Baguinéda

Bamako-

Kassela

Ségou

Missabougou

Soro

Soundougouba

Sadiouroubougou

Bamako-

Sanankoroba

Bougouni

Marako

Banankoroni

Dialakoroba

Sénou

Dogobala

Konobougou

Sikoulou

Balandougou

Mountougoula

Samaya

Bamako-

Yayabougou

Siby

Sébénikoro

Bamako-

Tiètiguibougou

Kati

Missala- Gouana

165

BamakoKoulikoro

BamakoKangaba

Sous-total Total

169

1.1.2. Mesures de biosécurité et gestion sanitaire dans les exploitations avicoles Les résultats de l’étude sur le respect des mesures de biosécurité avaient montré que la durée du vide sanitaire était respectée dans toutes les exploitations. Sur les 46 exploitations avicoles enquêtées, 24 sur 46 (52,17%) ne respectaient pas la distance conventionnelle entre deux exploitations avicoles. Seulement

sept sur 46 (15,22%) des fermes possédaient une clôture et 39 sur 46 (84,78%) étaient alors accessibles aux oiseaux sauvages. La présence d’autres espèces animales (ovins, porcs, poules de race locale) n’a été constatée dans aucun élevage enquêté. Bien que pour la plupart (30 sur 46 (65,21%)) des fermes enquêtées pratiquaient le système de la bande unique, un petit nombre (cinq sur 46 (10,87%)) respectait les normes de construction. Dans les fermes enquêtées, aucune ne possédait des bacs de désinfection à l’entrée des exploitations et six sur 46 (13,04%) possédaient des bacs de désinfection à l’entrée des poulaillers (Figure 9, page 45). L’analyse du système d’abreuvement montrait que l’eau utilisée pour abreuver les poulettes était la même que celle utilisée pour administrer les antibiotiques. Cette eau provenait des puits (50%) ou des forages (50%) et n’était jamais analysée. L’eau d’abreuvement n’était jamais traitée dans les fermes enquêtées (Figure 9, page 45). Les cadavres issus des élevages étaient soit jetés dans la nature dans 24 sur 46 (52,17%), soit destinés à la consommation humaine dans 15 sur 46 (32,6%), soit enfouis dans quatre sur 46 (8,69%) ou soit incinérés dans trois sur (6,52%) (Figure 9, page 45). Les programmes de prophylaxie appliqués dans les fermes sélectionnées étaient établis par les fournisseurs de poussins, soit 14 sur 46 (30,43%). Ces programmes de prophylaxie étaient différents d’un fournisseur à un autre (Annexe IV). Notons que ces programmes de prophylaxie étaient appliqués dans 43 sur 46 (93,48%) des fermes enquêtées.

Figure 9 : Répartition des fermes selon leurs mesures de biosécurité et leur gestion sanitaire 1.1.3. Données générales sur les agents de santé Parmi les agents de santé animale enquêtés exerçant dans les exploitations avicoles, seulement cinq sur 46 (soit 8,69%) n’avaient aucune formation qualifiante, ils avaient acquis l’expérience du suivi sanitaire et de technique des fermes sur le terrain. Cinq (soit 10,46%) avaient un grade de docteur vétérinaire ; 12 (26,09%) étaient des ingénieurs zootechniciens ; 28 (60,87%) représentaient des techniciens d’élevages et un (2,17%) était technicien supérieur d’élevage (Figure 10, page 46).

Figure 10 : Renseignements généraux sur les agents de santé animale 1.1.4. Pathologies rencontrées Les pathologies les plus fréquemment rencontrées dans la zone de l’étude étaient: la salmonellose (65,22%), les affections respiratoires (Coryza :10,87%), la maladie de Mareck (8,69%) et les autres (5,43%) (chute de ponte, picage, sous-alimentation) (Figure 11).

Figure 11 : Pathologies rencontrées dans les fermes enquêtées 46

1.1.5. Pratique de l’antibiothérapie Molécules d’antibiotiques utilisées et leurs indications: Pour maîtriser les différentes pathologies apparaissant dans les élevages, les agents de santé aussi bien que les propriétaires des fermes utilisaient des antibiotiques qui ont été regroupés en sept (7) familles (Figure 12). Dans le cas d’une antibioprévention, la famille des Tétracyclines était la plus utilisée. Parmi les promoteurs de croissance, les molécules étaient surtout la tétracycline, la colistine (Tétracolivit ), la norfloxacine (Norfloxan®), l’érythromycine (Aliseryl). En cas de pathologie digestive, les familles des Polypeptides étaient les plus utilisées pour un traitement de 1ère intention tandis qu’en 2ème intention, les Quinolones étaient les plus utilisées. En cas de pathologie respiratoire, les familles des Macrolides et des Tétracyclines étaient les plus utilisées pour un traitement de 1ère intention alors que pour un traitement de 2ème intention, la famille des Quinolones représentait la famille d’antibiotique la plus utilisée par les agents de santé animale.

Figure 12 : Antibiotiques utilisés par les agents de santé selon les fermes enquêtées 47

En cas d’échec d’une première antibiothérapie lors d’une pathologie respiratoire ou digestive, les agents de santé animale augmentaient soit la dose ou prolongeaient la durée du traitement, soit faisaient une association d’antibiotiques, soit prescrivaient généralement aux éleveurs une autre molécule d’antibiotique ou faisaient appel à un autre agent sanitaire (Figure 13).

Figure 13 : Attitude des agents de santé animale en cas d’échec d’une première antibiothérapie

Cause des échecs d’antibiothérapie Les causes des échecs d’antibiothérapie évoquées étaient diverses. Ces échecs, selon les agents de santé animale étaient dus à un mauvais diagnostic pour 39,13%,

selon

28,26%

une

mauvaise

application

des

consignes

d’administration des antibiotiques prescrits à l’éleveur, 15,22% à la qualité des médicaments utilisés, 15,22% au développement de résistance et 2, 17 % pour autres (mauvaise qualité de nourriture ou de l’eau de boisson) (Figure 14).

Figure 14 : Causes des échecs d’antibiothérapie selon les agents de santé animale Evaluation du niveau de connaissance des agents de santé animale sur les notions de résidus Au total, sept sur 46 (15,22%) des agents de santé animale enquêtés affirmaient avoir des notions concernant les résidus d’antibiotiques (Figure 15, page 50). Cependant, ils estimaient tous que l’usage des antibiotiques en aviculture

représentait un risque pour la santé publique. Aussi, confirmaient-ils tous qu’aucune restriction n’avait été imposée sur la gamme d’antibiotiques utilisée dans les fermes au Mali.

Figure 15 : Niveau de connaissance des agents de santé animale sur la notion des résidus 1.2. Fréquence d’infection des élevages par Salmonella Des salmonelles ont été trouvées au moins une fois dans la moitié des fermes enquêtées, soit 23 élevages sur les 46. Ce qui correspondait à 50% des élevages. Sur les 23 fermes contaminées par les salmonelles, 11 étaient localisées sur l’axe Bamako-Ségou, quatre sur l’axe Bamako-Kati, quatre sur Bamako-Koulikoro, trois sur Bamako-Kangaba, et une sur Bamako-Siby (Figure 16, page 51). Il a été obtenu un taux d’isolement de 14,79% (25 isolats à partir des 169 échantillons) (Tableau III, page 51).

Tableau III : Fréquence d’infection à Salmonella en fonction des localisations dans la zone péri-urbaine de Bamako Echantillons Axe

Nombre testé

Nombre positif

Pourcentage d’infection (%)

Bko/Segou

22,81

Bko/Bougouni

Bko/Koulikoro

14,82

Bko/Kangaba

8,11

Bko/Siby

8,33

Bko/Kati

Total

169

14,79

Figure 16 : Fréquence de Salmonella en fonction des axes dans la zone périurbaine de Bamako

Il a été trouvé que la localité n’influençait pas de façon significative la présence des salmonelles dans les élevages (p = 0,71 ; Intervalle de Confiance = 0,95). Les analyses statistiques réalisées à partir des données obtenues des fiches de prélèvement, avait montré que les conditions d’hygiène n’impactaient pas significativement sur la présence des salmonelles (p = 0,95 ; Intervalle de Confiance = 0,95). 1.1. Résistance des salmonelles aux antibiotiques La sensibilité des 25 souches isolées a été testée vis-à-vis de huit (8) molécules d’antibiotiques. Les proportions d’isolats résistants sont illustrées par la figure 17. Les pourcentages d’antibiorésistance des bactéries ont été obtenus avec l’érythromycine (85,58%), la Streptomycine (81,13%), la Doxycycline (76,13%), la colistine (68,20%), la tétracycline (67,5%), la Kanamycine (62,84%), la fluméquine (50,84%) et la gentamycine (7,34%) (Figure 17, page 53). Seuls quatre sur 25 isolats (16%) ont été résistants à un seul antibiotique alors que 21 sur 25 (84%) isolats l’étaient à deux antibiotiques ou plus (Figure 18, page 53).

Figure 17: Pourcentage de résistance des souches de salmonelles isolées dans la zone périurbaine de Bamako E30 : Erythromycine, S10 : Streptomycine, D10 : Doxycycline, Cl10 : Colistine, Te30 : Tétracycline, K30 : Kanamycine, Ar30 : Fluméquine, GM10 : Gentamycine.

Figure 18: Pourcentage de multirésistance des souches de salmonelles isolées dans la zone périurbaine de Bamako

2. Discussion 2.1.

Site de l’étude

Le choix de la zone d’étude se justifiait par le fait que la majorité des productions avicoles étaient concentrées dans les localités périurbaines de Bamako. Le manque d’informations sur la liste et la localisation des fermes nous avait conduits à utiliser une méthode d’échantillonnage non probabiliste et ciblé. Cette méthode a en effet, l’avantage d’être applicable lorsqu’il n’est pas possible de constituer une liste exhaustive de toutes les unités du sondage. Cependant, le choix des sites d’enquêtes à partir des axes routiers nous avait permis d’enquêter bon nombre de fermes, surtout les plus accessibles. Cette technique avait été également utilisée par Sidibé et al., (2013) lors de ces enquêtes pour l’identification des principales contraintes en aviculture semi-industrielle dans les fermes de la zone périurbaine de Bamako. Dans certaines exploitations avicoles, la réticence des éleveurs et de certains agents sanitaires rendait parfois difficile la collecte d’informations. 2.2.

Méthodologie

Le choix porté sur les écouvillons cloacaux se justifiait par le fait que les matières fécales constituent la principale source de salmonelles. Au laboratoire, les techniques utilisées pour la recherche et l’identification bactériologique ont été inspirés de la norme ISO 6579 : 2002/Amd.1 : 2007. Le bouillon au tétrathionate ou au sélénite (pour l’enrichissement) à la place du Rappaport-Vassiliadis et les milieux Mac Conkey ou Salmonella-Shigella (pour isolement) ont été utilisés à la place des milieux sélectifs XLD et Hektoen de la norme ISO 6579 : 2002/ Amd.1 : 2007. Toutefois, ces milieux ont été approuvés pour la recherche et l’identification des salmonelles. La réalisation et l’interprétation de l’antibiogramme ont été basées sur les recommandations du comité de l’antibiogramme de la Société Française de 54

Microbiologie (CA-SFM, 2014). Ce comité a mis en place une méthode standardisée à des fins de comparaison. 2.3.

Résultats 2.3.1. Mesures de biosécurité et gestion sanitaire dans les exploitations avicoles Mesures de biosécurité

Les résultats de cette étude montraient que la durée du vide sanitaire était respectée dans toutes les exploitations enquêtées. Ce résultat est similaire à ceux obtenus par Dosso (2014) en Côte d’Ivoire et par Wouembé (2013) dans l’Ouest du Cameroun qui avait trouvé respectivement que 100% et 80% des exploitations avicoles respectaient aussi le vide sanitaire. Sur les 46 exploitations avicoles enquêtées, 24 sur 46 (52,17%) ne respectaient pas la distance conventionnelle entre deux exploitations avicoles. La promiscuité observée entre ces fermes pourrait constituer un danger et favoriser la diffusion des germes d’une ferme à une autre. Ce résultat est différent de ceux observés par Dosso (2014) en Côte d’ivoire et Wouembé (2013) dans l’Ouest du Cameroun qui ont eu 98%. Seulement sept sur 46 (15,22%) des fermes enquêtées possédaient une clôture lors de cette étude ce qui pourrait constituer un risque d’exposition aux oiseaux sauvages et à des vecteurs animés. Le manque d’information des éleveurs relatif à l’importance de la clôture mais aussi le manque de moyens financiers pourraient expliquer ce résultat. Ce dernier est comparable à celui obtenu par Dosso (2014) en Côte d’ivoire (6%) et largement inférieur à celui observé par Oulon (2010) qui rapporte que 92% des exploitations avicoles des départements de Rufisque et de Thiès étaient clôturées. Le système de la bande unique était respecté par la plupart des fermes enquêtées (30 sur 46) (65,21%). La pratique de la bande unique (un seul âge et une seule souche par ferme) de façon à respecter le système « tout plein-tout vide » 55

constitue la règle d’or de l’élevage. Ce pourcentage est supérieur à celui de Bitty (2012) et inférieur à celui de Dosso (2014) qui avaient trouvé respectivement que 56% et 85% des fermes enquêtées en Côte d’ivoire, pratiquaient le système de la bande unique. Dans les fermes enquêtées, seules cinq sur 46 (10,87%) respectaient les normes de

construction.

faible

pourcentage

pourrait

s’expliquer

par

méconnaissance de son importance liée à la production et le manque de moyens financiers. Ce pourcentage est inférieur à celui obtenu par Wouembé (2013) qui a rapporté un pourcentage de 54,30% dans la région de l’Ouest du Cameroun. Il en est de même avec celui observé par Dosso (2014), de 48% en Côte d’ivoire. Dans les fermes enquêtées, aucune ne possédait des bacs de désinfection à l’entrée des exploitations et six sur 46 (13,04%) des bacs de désinfection à l’entrée des poulaillers. Ces résultats sont différents à ceux constatés par Dosso (2014) qui avait trouvé seulement 4% de possession des rotoluves en Côte d’ivoire et une possession supérieure à ceux des pédiluves qui étaient 4%. La méconnaissance de l’importance de ceux-ci, la négligence, l’usage des antibiotiques comme solution à tous problèmes infectieux pourraient expliquer leur absence dans la plupart des exploitations. L’analyse du système d’abreuvement avait montré que l’eau utilisée pour abreuver les poulets était la même que celle utilisée pour administrer les antibiotiques. Cette eau provenait des puits (50%) ou des forages (50%). Ce résultat est comparable à celui trouvé par Dosso (2014) et inférieur à celui obtenu par Wouembé (2013) qui ont constaté respectivement que l’eau d’abreuvement dans les fermes en Côte d’ivoire était de 100% et celle de la région de l’Ouest du Cameroun provenait à près de 90% des puits et des forages. L’eau d’abreuvement n’était jamais analysée dans 100% des fermes enquêtées. Le même résultat a été trouvé par Wouembé (2013) dans les élevages avicoles de l’Ouest du Cameroun et par Dosso (2014) en Côte d’ivoire.

Cette étude avait montré que dans 24 fermes sur 46 (52,17%) les cadavres étaient jetés dans la nature. Cette pratique n’est pas conseillée car elle augmenterait le risque de propagation et de persistance des germes dans les fermes. Ce résultat est supérieur à celui obtenu par Oulon (2010) avec 44% des fermes de Thiès et de Rufisque au Sénégal et à celui constaté par Dosso (2014) avec 38 % des fermes par rapport à cette pratique. Au total, dans 15 des 46 fermes (32,6%), les cadavres étaient destinés à la consommation humaine. La consommation des cadavres par l’homme augmenterait le risque d’exposition de celui-ci à certaines maladies zoonotiques telles que l’Influenza aviaire et à la consommation des denrées contaminées par des résidus d’antibiotiques suite au non-respect du délai d’attente. La pauvreté et la méconnaissance des maladies zoonotiques pourraient justifier cette consommation humaine des cadavres. Ce résultat est comparable à celui de Dosso (2014) qui était de 34% en Côte d’Ivoire. Seules quatre fermes sur 46 (8,69%) enfouissaient les cadavres et trois sur 46 (6,52%) utilisaient l’incinération. L’incinération est la meilleure méthode d’élimination des cadavres car elle limite la propagation des germes dans les fermes. Ce pourcentage est inférieur à celui obtenu par Wouembe (2013) qui a trouvé que 10% des élevages de la région de l’Ouest du Cameroun pratiquaient l’enfouissement des cadavres. Il est cependant inférieur à celui obtenu par Oulon (2010) au Sénégal où (58%) des élevages des départements de Thiès et de Rufisque pratiquaient l’incinération ou l’enfouissement comme méthode d’élimination des cadavres. Les programmes de prophylaxie appliqués dans les fermes enquêtées étaient fournis pour près de 14 sur 46 fermes (30,43%) des vendeurs de poussins. Ces programmes de prophylaxie étaient appliqués dans 43 (93,48%) des fermes enquêtées. Ce résultat pourrait justifier l’absence de certaines pathologies comme la maladie de Newcastle et la maladie de Mareck. La non application de ces programmes de prophylaxie par les trois autres fermes (6,52%) pourrait 57

s’expliquer par la méconnaissance de l’importance de la prophylaxie médicale, la négligence et les conditions financières. Gestion sanitaire Les causes des échecs d’antibiothérapie évoquées par les agents de santé animale étaient diverses : 39,13% des agents de santé animale des fermes enquêtées affirmaient que c’était dû à un mauvais diagnostic, pour 28,26% ils étaient dus à une mauvaise application des consignes d’administration des antibiotiques prescrits à l’éleveur, 15,22% les imputaient au développement de résistance et 15,22% à la qualité des médicaments utilisés. Parmi ces causes, un mauvais diagnostic constituerait à notre avis un facteur important puisque près de 60,87% des agents faisant le suivi sanitaire sont des techniciens d’élevages. Ces techniciens ont leur limite en thérapeutique. En Pathologie aviaire, pour poser un diagnostic précis, l’agent de santé animale après anamnèse, doit procéder à un examen minutieux des animaux, pratiquer l’autopsie d’un nombre suffisant de sujets représentatifs du lot, demander des examens complémentaires de confirmation (Brudère, 1992), ce qui n’a pas été observé lors de notre étude. La plupart de ces agents de santé ne respectaient pas ces différentes étapes. En effet, parfois certains ne font pas d’autopsie et souvent pas d’examen complémentaire, encore moins une demande de l’antibiogramme. Ce résultat est différent de celui observé par Dosso (2014) qui avait constaté que le facteur important responsable de l’échec de l’antibiothérapie était la qualité des produits tout comme Assoumy (2009). Au total, 15,22% des agents de santé animale enquêtés affirmaient avoir des notions concernant les résidus d’antibiotiques. Les antibiotiques, si leur délai d’attente n’est pas respecté, peuvent laisser dans les aliments d’origine animale des résidus dangereux pour le consommateur et capables d’entraîner des accidents d’hypersensibilité ou des intoxications mais aussi la sélection de

bactéries résistantes à des traitements ultérieurs (Bada-Alambedji et al., 2008). Ce résultat pourrait être expliqué par le fait que beaucoup d’éleveurs ignorent les risques liés aux résidus que ces denrées pourraient contenir mais aussi pour éviter des pertes économiques liées au rejet des œufs de poules traitées ou sous traitement. Ce même constat a été fait dans d’autres pays tels que le Togo (Tona, 2011), au Sénégal (Pare, 2012), au Cameroun (Wouembé, 2013) en Côte d’Ivoire (Bitty, 2013). 2.3.2. Fréquence d’infection à Salmonella Le nombre d’élevages des poules pondeuses de la zone péri-urbaine de Bamako infecté par les salmonelles était de 50% (23/46). Ce résultat représentait un taux élevé de contamination et est lié aux mauvaises conditions d’élevage. Toutefois, les analyses statistiques avaient montré que la prévalence des salmonelles et les conditions d’élevage n’étaient pas liées. Cette analyse statistique était différente de celle constatée par Combari (2014) lors de son étude et pourrait s’expliquer par l’irrégularité du suivi des fermes sélectionnées, l’alimentation et la non analyse de l’eau d’abreuvement dans notre étude. Ce pourcentage est supérieur à celui de Bouzidi (2013) qui a trouvé que 44,44 % des élevages sont contaminés par les salmonelles (8 élevages parmi les 18 enquêtés) en Algérie et inférieur à celui de Combari (2014) qui est de 70% des élevages dans la zone périurbaine de Dakar. Cette différence avec celle de Combari (2014) pourrait s’expliquer par la différence de zones géographiques, la taille de l’échantillon, la méthode des prélèvements (fèces fraiches), la durée de l’étude (un an) et le type de spéculation (poulets de chair). D’un autre côté, la proportion de prélèvements positifs obtenue (14,79%), était relativement faible. Ce faible taux pourrait être dû au stress qu’auraient subi les salmonelles lors de la congélation des écouvillons à -20°C pendant quelques jours avant leur analyse. Ce faible taux pourrait aussi être dû à l’utilisation des

antibiotiques avant la réalisation des prélèvements; ou alors à l’exclusion compétitive par les autres flores (les fientes étant un milieu poly microbien) (Schneitz, 2005). Sidibé et al., (2013) avaient trouvé une proportion plus élevée sur les poules pondeuses avec 18,9 % des prélèvements positifs (soit 14 sur 74) dans la zone périurbaine de Bamako. Cette différence pourrait être expliquée par la taille de l’échantillon et le suivi régulier des fermes lors de leurs travaux. 2.3.3. Résistance aux antibiotiques Dans la présente étude, des salmonelles résistantes ont été retrouvées au niveau de toutes les familles d’antibiotique, le pourcentage le plus faible ayant été obtenu avec la gentamycine (7,34%). Au total, quatre sur 25 (16%) des isolats ont été résistants à un seul antibiotique alors que 84% sont résistants à deux antibiotiques ou plus. Mais la majorité de la résistance concernait l’érythromycine (85,5 %) et la streptomycine (81,13%). Ce résultat pourrait s’expliquer par l’utilisation abusive des promoteurs de croissance contenant en majorité la streptomycine et la résistance naturelle des bactéries à Gram négatif à l’érythromycine. En effet, différentes études ont démontré que la sélection des souches résistantes était consécutive à l’utilisation des différentes familles d’antibiotiques chez l’animal, notamment comme promoteurs de croissance (Sanders, 2005). Ce pourcentage obtenu avec l’érythromycine est cependant inférieur à celui observé par Combari (2014) dans les fermes avicoles de la zone périurbaine de Dakar qui rapporte que 100% des souches de salmonelles étaient résistantes à l’érythromycine. Cet écart pourrait s’expliquer par une mauvaise analyse ou de la lecture de l’antibiogramme. Ce même auteur a trouvé que 60,7% (n=51) des isolats étaient résistants à une molécule et plus. Mais Combari (2014) rapporte que la majorité des résistances concernait la tétracycline et le triméthoprime-sulfaméthoxazole.

Il a été constaté que 67,5% des isolats étaient résistants à la tétracycline (n=25) contre 50% des souches résistantes isolées par Combari (2014) dans la zone périubaine de Dakar, 81% des isolats résistants (n=58) observés par Toko (2010), 100% par Coulibaly et al. (2010) en Côte d’Ivoire. Cette différence pourrait être due au niveau d’utilisation des antibiotiques variable d’un pays à un autre. Cependant, la présence d’isolats résistants à la fluméquine (50,84%) qui est une fluoroquinolone tout comme l’enrofloxacine est beaucoup plus inquiétante, car cette famille d’antibiotique est utilisée en derniers recours lors du traitement des salmonelloses humaines sévères (Weill, 2008). Ce pourcentage est supérieur à celui obtenu par Combari (2014) qui a trouvé que 25, 49 (n= 13/51) des isolats étaient résistants à la ciprofloxacine et 21, 56% (n= 11/51) l’étaient à la ceftazidime dans la zone périurbaine de Dakar. Cette différence pourrait s’expliquer par la fréquence d’utilisation de cette molécule comme promoteur de croissance (Norfloxan). Des fréquences relativement élevées étaient enregistrées pour la colistine (68,20%). Ce pourcentage est inférieur à celui d’Elared et al. (2001) qui a montré que seulement 10,52% des isolats sont résistants à la colistine au Maroc. Ce faible taux est probablement dû à la faible utilisation de la colistine chez la volaille à cause de sa toxicité et de sa faible absorption intestinale au Maroc. Par contre, cette molécule est utilisée comme promoteurs de croissance dans la plupart des fermes au Mali. Quant à la gentamycine, 7,34% des isolats étaient résistants. Ce résultat est comparable à celui d’Elared et al. (2001) qui a trouvé 8,77% au Maroc. Il s’agit d’un antibiotique très peu utilisé en aviculture à cause de son coût élevé.

CHAPITRE III : RECOMMANDATIONS ET PERSPECTIVES Au vu des résultats obtenus, des recommandations ont été formulées à l’endroit des pouvoirs publics, des Directions des Services Vétérinaires (DSV), des agents de santé animale, des pharmacies vétérinaires, des aviculteurs et des chercheurs. A l’endroit des pouvoirs publics Identifier les agents de santé animale et procéder à leur mise à niveau ; Former et sensibiliser des aviculteurs sur la gestion sanitaire et les pratiques médicales dans les élevages ; Faciliter l’accès des agents de santé animale au laboratoire pour permettre le diagnostic des différentes pathologies rencontrées ; Renforcer le dispositif de suivi et contrôle de l’importation et de la vente des antibiotiques ; Promouvoir les alternatives permettant d’éviter les recours aux antibiotiques. A l’endroit des Directions des Services Vétérinaires (DSV) Inventorier les fermes avicoles au Mali ; S’engager au contrôle de qualité et à la distribution des médicaments vétérinaires pour lutter contre l’antibiorésistance ; Initier des campagnes de sensibilisation des éleveurs et des agents de santé animale sur les risques liés à l’usage abusif des antibiotiques ; Harmoniser les programmes de prophylaxie en prenant en compte les particularités environnementales A l’endroit des agents de santé animale Prodiguer des conseils aux éleveurs sur l’importance du respect des mesures de biosécurité ; Promouvoir le nettoyage, la désinfection, l’installation et l’utilisation des barrières sanitaires à la place de l’utilisation des antibiotiques ;

Promouvoir le bon usage des antibiotiques en médecine vétérinaire ; Veiller au respect des consignes d’administration des antibiotiques. Tenir compte du délai d’attente des médicaments dans leur prescription ; Recommandations aux pharmacies vétérinaires : Réviser l’encadrement des pratiques commerciales liées à la vente des antibiotiques, en particulier par la limitation des marges susceptibles d’influencer la prescription ; Engager des recherches sur la qualité des médicaments vétérinaires notamment les antibiotiques utilisés en aviculture ; A l’endroit des aviculteurs Pratiquer le système de la bande unique ; Mettre à l’entrée de l’exploitation des rotoluves et à celle des bâtiments des pédiluves ; Recourir à un vétérinaire pour le suivi sanitaire de la ferme ; Acheter les médicaments vétérinaires et les vaccins dans les établissements agréés d’importation et/ou de distribution de médicaments vétérinaires ; Promouvoir les trois principales mesures de biosécurité ; Clôturer les fermes ; Respecter le délai d’attente des médicaments utilisés avant de mettre à disposition du consommateur les œufs. A l’endroit du L.C.V Entreprendre des recherches sur l’évaluation de l’antibiorésistance en aviculture au Mali ; Approfondir les investigations sur les gènes des bactéries qui se sont révélées multirésistantes (recherche des intégrons).

CONCLUSION GENERALE Au Mali, l’élevage est pratiqué par au moins 80 % de la population rurale. Il constitue la principale source de revenus pour plus de 30 % de la population du pays (Mali, 1994) ; (Mali, 2014). En effet, l’effectif du cheptel avicole du pays est estimé à 36 750 000 volailles (Mali, 2014), toutes espèces confondues et le secteur moderne représente 10% de cet effectif. Au cours de ces dernières années, l’aviculture moderne a connu un essor considérable dans plusieurs zones périurbaines du Mali. Cependant, cette production semi-intensive est confrontée à de multiples contraintes d’ordre alimentaire, financière, mais également pathologique. Cette dernière contrainte constitue un vrai obstacle au développement de l’aviculture au Mali. Ces maladies sont d’origine parasitaire, virale et/ou bactérienne. Elles causent de lourdes pertes directes ou indirectes. Selon la DNPIA (Mali, 2014) et Sidibé et al (2013), les pathologies infectieuses dominantes en aviculture au Mali sont la maladie de Newcastle, maladie de Gumboro, maladie de Marek et la salmonellose (typhose : 20,09%, cas d’infection des œufs par Salmonella Pullorum/Gallinarum : 19,53%). Face à ces pathologies, l’utilisation abusive d’antibiotiques en chimioprévention au détriment de l’immunisation constitue aujourd’hui un véritable problème de santé publique. La présente étude consistait à faire l’état des lieux des pratiques avicoles et de la résistance des salmonelles aux antibiotiques chez les poules pondeuses en zone périurbaine de Bamako.

Pour atteindre cet objectif, une enquête s’est déroulée au cours de la période allant de Septembre 2014 à Mai 2015 dans les élevages modernes des poules pondeuses en zone périurbaine de Bamako. Ainsi, 46 exploitations avicoles des poules pondeuses ont été sélectionnées sur les six axes de Bamako. Les résultats de cette étude sont présentés comme suit : Dans ces fermes, 169 échantillons (165 écouvillons et 4 organes) ont été collectés et analysés pour la recherche des salmonelles, suite à des suspicions. Le respect des mesures de biosécurité montrait que la durée du vide sanitaire était respectée dans toutes les exploitations. Sur les 46 exploitations avicoles enquêtées, 24 sur 46 (52,17%) ne respectaient pas la distance conventionnelle entre deux exploitations avicoles. Seulement sept sur 46 (15,22%) des fermes possédaient une clôture et 39 sur 46 (84,78%) étaient alors accessibles aux oiseaux sauvages. La plupart des fermes enquêtées pratiquaient le système de la bande unique, soit 30 sur 46 (65,21%), un petit nombre, cinq sur 46 (10,87%) respectait les normes de construction. Dans les fermes enquêtées, aucune ne possédait des bacs de désinfection à l’entrée des exploitations et six sur 46 (13,04%) possédaient des bacs de désinfection à l’entrée des poulaillers. L’analyse du système d’abreuvement montrait que l’eau utilisée pour abreuver les poulettes était la même que celle utilisée pour administrer les antibiotiques. Cette eau provenait des puits (23/46) (50%) ou des forages (50%). Les cadavres issus des élevages étaient soit jetés dans la nature dans 24 sur 46 (52,17%), soit destinés à la consommation humaine dans 15 sur 46 (32,6%), soit enfouis dans quatre sur 46 (8,69%) ou soit incinérés dans trois sur 46 (6,52%). Les programmes de prophylaxie appliqués dans les fermes sélectionnées étaient établis par les fournisseurs de poussins, soit 14 sur 46 (30,43%). Ces programmes de prophylaxie étaient différents d’un fournisseur à un autre.

Notons que ces programmes de prophylaxie étaient appliqués dans 43 sur 46 (93,48%) des fermes enquêtées. En ce qui concerne les agents de santé animale enquêtés, seulement cinq sur 46 (soit 8,69%) n’avaient aucune formation qualifiante, ils avaient acquis l’expérience du suivi sanitaire et de technique des fermes sur le terrain. Cinq sur 46 (soit 10,46%) avaient un grade de docteur vétérinaire ; 12 (26,09%) étaient des ingénieurs zootechniciens ; 28 (60,87%) représentaient des techniciens d’élevages et un (2,17%) était technicien supérieur d’élevage. Les pathologies les plus fréquemment rencontrées dans la zone de l’étude étaient: la salmonellose (65,22%), les affections respiratoires (Coryza :10,87%), la maladie de Mareck (8,69%) et les autres (5,43%) (chute de ponte, picage, sous-alimentation). Selon les agents de santé animale, les échecs de l’antibiothérapie étaient dus à un mauvais diagnostic pour 39,13%, selon 28,26% à une mauvaise application des consignes d’administration des antibiotiques prescrits à l’éleveur, 15,22% à la qualité des médicaments utilisés, 15,22% au développement de résistance et 2,17 % pour autres (mauvaise qualité de nourriture ou de l’eau de boisson). Seulement sept sur 46 (15,22%) des agents de santé animale enquêtés affirmaient avoir des notions concernant les résidus d’antibiotiques. Cependant, ils estimaient tous que l’usage des antibiotiques en aviculture représentait un risque pour la santé publique. Aussi, confirmaient-ils tous qu’aucune restriction n’avait été imposée sur la gamme d’antibiotiques utilisée dans les fermes au Mali. Dans le cas d’une antibiothérapie, les Quinolones étaient les plus utilisées lors des pathologies digestives en 2ème intention (soit 56 %) et les macrolides lors des pathologies respiratoires en 2ème intention (soit 78%). Des salmonelles ont été trouvées dans 23 fermes (soit 50% des élevages sélectionnés). A partir des 169 échantillons prélevés, Il a été obtenu un taux d’isolement de 14,79% (25 isolats/169 échantillons). 66

La sensibilité des 25 isolats a été testée vis-à-vis de huit (8) molécules d’antibiotiques. Les pourcentages de résistance obtenus dans l’ordre décroissante sont : avec l’érythromycine (85,58%), la Streptomycine (81,13%), la Doxycycline (76,13%), la colistine (68,20%), la tétracycline (67,5%), la Kanamycine (62,84%), la fluméquine (50,84%) et la gentamycine (7,34). Seuls quatre sur les 25 isolats (16%) ont été résistants à un seul antibiotique alors que 21 sur 25 (84%) isolats l’étaient à deux antibiotiques ou plus. Au vu de ces résultats obtenus, des recommandations ont été formulées à l’endroit des pouvoirs publics, des Directions des Services Vétérinaires (DSV), des agents de santé animale, des pharmacies vétérinaires, des aviculteurs et des chercheurs : Renforcer le dispositif de suivi et contrôle de l’importation et de la vente des antibiotiques ; Faciliter l’accès des agents de santé animale au laboratoire pour permettre le diagnostic des différentes pathologies rencontrées ; S’engager à suivre les ventes d’antibiotiques par les établissements vétérinaires pour lutter contre l’antibiorésistance ; Prodiguer des conseils aux éleveurs sur l’importance du respect des mesures de biosécurité ; Promouvoir le bon usage des antibiotiques en médecine vétérinaire ; Promouvoir les trois principales mesures de biosécurités ; Recourir à un vétérinaire pour le suivi sanitaire de la ferme ; Engager des recherches sur la qualité des médicaments vétérinaires notamment les antibiotiques utilisés en aviculture ; Entreprendre des recherches sur l’évaluation de l’antibiorésistance en aviculture au Mali ; Approfondir les investigations sur les gènes des bactéries qui se sont révélées multirésistantes.

REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES 1. Agence Française de Securite Sanitaire des Aliments, 2012. Précaution d’utilisation des antibiotiques, résistance bactérienne et conséquence pour la santé humaine.-Fougères : AFSSA.-22 p. 2. Agence Française de Securite Sanitaire des Aliments, 2006. Usage vétérinaire des antibiotiques, résistance bactérienne et conséquence pour la santé humaine.-Fougères : AFSSA.-232 p. 3. Assoumy M., 2009. Contribution à la codification, à l’analyse des statistiques d’importation et à l’étude de la qualité des médicaments vétérinaires en Côte d’Ivoire : cas d’Abidjan, d’Anyama et de Bingerville. Thèse : Méd. Vét.: Dakar ; 17 4. Avril J-L., Dabernat H., Denis F. et Monteil H, 1992. Bactériologie clinique.-3éme éd : Ellipses.-608p. 5. Azele F., Crouan et Roques, 1970. Bactériologie à l’usage des étudiants en médecine.-12ème éd : Canada.-170p. 6. Bada-Alambedji R., Akakpo A. J., Teko-Agbo A., Chataigner B., Stevens A. et Garin B., 2008. Contrôle des résidus : exemple des antibiotiques dans les aliments au Sénégal. conférence de l’OIE sur les médicaments vétérinaires en Afrique, Dakar, 25-27 mars.-11p 7. Bada-Alambedji R., Cardinale E., Biagui C. et Akakpo J., 2004.Recherche de résidus de substances à activité antibactérienne dans la chair de poulet consommée dans la région de Dakar (SENEGAL). Bull. Acad. Vét. France, 157 (2): 67-70. 8. Bisimwa C., 1991. La protection sanitaire en élevage de volaille.-Addis Abeba, Actes du séminaire atelier du PANVAC. mars 1991-27p.

9. Bitty Z. B. A., 2013. Contribution à l’amélioration de la gestion sanitaire et des pratiques médicales en élevage avicole moderne dans la zone périurbaine d’Abidjan (Côte d’Ivoire). Thèse : Méd.Vét : Dakar ; 18. 10. Bornert G., 2000. Le poulet sans salmonelles : mythe ou réalité ? Revue Méd. Vét. 151(12) : 1083-1094. 11. Bouzidi N., 2013. L’épidémiologie des infections des élevages de poules pondeuses des régions d’Annaba et El-tarf (Algérie) par les salmonelles: Sous-typage moléculaire et Mécanismes de résistance aux antibiotiques des souches isolées. Thèse : Méd. Vét. : Alger ; 16. 12. Brudere C., 1992. La thérapeutique aviaire (365-367) in : Manuel de pathologie aviaire.- Alfort : Edition : Jeanne Brugere-Picoux et Amer Silim.720p. 13. Casin I., Brisabois A., Berger N., Breuil J. et Collatz E., 1996. Phénotypes et génotypes de résistance de 182 souches de Salmonella sérotype Typhimurium résistantes à l’ampicilline d’origine humaine et animale. Méd. Mal. Infect., 26 :426-430. 14. Chatellet M-C., 2007. Modalités d’utilisation des antibiotiques en élevage bovin : enquête en Anjou. Thèse : Méd. Vét : Alfort. 15. CNRS, 2005. Salmonellose.-Paris : CNRS.- 23p.

16. Combari, A., 2014. Niveau de contamination par les salmonelles antibiorésistantes des élevages de poulet de chair en zone péri -urbaine de Dakar, Thèse : Méd. Vét., Dakar ; 5. 17. Coulibaly K.J., Bakayoko S., et al., 2010. Biodiversité des Salmonella à Abidjan : Etude des isolats de 2003 à 2009 par le centre de référence de l’Institut Pasteur. RASPA. 8 (N0S) : 5. 18. Dayon J. F. et Arbelot B., 1997. Guide d'élevage de volaille au Sénégal. Dakar : DIREL ; LNERV.-112p. 19. Delaère B., 2001. La résistance aux antibiotiques en médecine générale. Louvain médical, (2) : 16-22. 69

20. Delery L, 1999. Antibiorésistance bactérienne dans l’eau : Problématique de la transmission de l’animal à l’Homme. Mémoire de fin d’étude : Rennes (Ecole nationale de la santé publique).- 70p. 21. Dosso S., 2014. Analyse des pratiques avicoles et de l’usage des antibiotiques en aviculture moderne dans le département d’Agnibilekrou (Cote d’Ivoire). Thèse : Méd. Vét. : Dakar ; 13 22. Elared O., Amara A., Faid M et al., 2001. Antibiorésistance des souches de Salmonella Enteritidis isolées dans la zone Rabat-Casablanca à partir de l’œuf de consommation, de l’aliment et des fientes de poules pondeuses. Actes Inst. Agron. Vet, 21 (3) : 147-150. 23. Eswarappa S.M., Janice J., Balasundaram S.V., Dixit N.M. et Dipshikha C. 2009. Host-specificity of Salmonella enterica serovar Gallinarum: Insights from comparative genomics. Infect Genet. Evol., 9 (4): 468–473. 24. FAO, 2011. Bonnes pratiques en matière de biosécurité dans le secteur porcin. Contraintes et solutions possibles dans les pays en développement ou en transition.-Rome : FAO.-88p. 25. FAO, 2008. La biosécurité au service de la lutte contre l’influenza aviaire hautement pathogène : contraintes et solutions possibles.-Rome : FAO.-90p 26. Grimont A. et Weill F., 2007. – Formules antigéniques des sérovars de salmonella.- 9è ed. – Paris: OMS; Institut Pasteur.-167p. 27. Grimont P.A.D., Grimont F. et Bouvet P.J.M., 2000. Salmonella (l1371156). In : Freney J., Renaud F., Hansen W. et Bollet C. Précis de Bactériologie clinique.-Paris : Editions ESKA.-1802p. 28. Guillot J-F, Lafont J-P. et Chaslus-Dancla E., 1983. Antibiothérapie en médecine vétérinaire et antibiorésistance en pathologie animale. Rec. Méd. Vét., 159 (6) : 581-590.

29. Guyonnet J., 2004. Intérêt de l’association de 2 antibiotiques pour optimiser l’efficacité

limiter

résistance

(19-35).

Rencontres

interprofessionnelles de pathologie aviaire (RIPPA).-Rennes : Edition Groupes Chène Vert.-141p. 30. Hu, L. et Kopecko, D., 2003. Typhoid salmonella. (151-165) in: Bier J., International Handbook of Foodborne pathogens.- New York : Edition Milotis.-987p. 31. Humbert

F.,1998.

Salmonelles

filières

avicoles

aspects

épidémiologiques et incidences sur la santé publique. Le Point Vétérinaire, 145 : 19-26. 32. Le Minor L. 1992, Les salmonelles (259-74). In : LE MINOR L Bactériologie médicale.-Paris.-1107p. 33. Liu G.-R., Rahn, A., Liu W.-Q., Sanderson K.E., Johnston R.N. et Liu S.-L., 2002. The evolving genome of Salmonella enterica serovar Pullorum. J. Bacteriol., 184: 2626–2633. 34. Mali. Ministère du développement rural, 2014. Rapport Annuel 2013.Bamako : DNPIA.-287p. 35. Mali. Ministère de l’Agriculture 2009. Rapport annuel 2008.- Bamako : SNDR.-29 p. 36. Mali. Ministère de la communication et de l’information, 1994. Enquête budget consommation.- Bamako : DNSI.-876p. 37. Miller Michael J., 2010. Implications of the One Health Paradigm for Clinical. Clinical Microbiology Newsletter, 32(7): 51–56. 38. Mogenet L. et Fedida D. 1998. Rational antibiotherapy in poultry farming.Libourne : CEVA.-149p. 39. Mossel D., Corry J., Struijk C. et Baird R., 1995. Essentials of the microbiology of foods. Londres: John Wiley & Sons.-699p.

40. Oulon E., 2010. Etat des lieux sur les mesures de biosécurité dans les fermes avicoles au Sénégal : cas des départements de Rufisque et Thiès. Thèse : Méd. Vét. : Dakar ;11. 41. Paré G., 2012. Contribution à l’étude de l’utilisation des médicaments vétérinaires dans les élevages avicoles modernes de la zone périurbaine de Dakar (Sénégal). Thèse : Méd. Vét. : Dakar ; 7. 42. Sanders P., 2005. L’antibiorésistance en médecine vétérinaire : enjeux de santé publique et de santé animale. Bulletin de l’Académie Vétérinaire de France, 158 (2) : 139-145. 43. Sanders P., Granier S. A., Blanc-Gonnet A. et Santolini J., 2012. - Les Plans de Surveillance de l’Antibiorésistance en santé animale : le contexte européen et les évolutions récentes. Bulletin épidémiologique, santé animale et alimentation, 53 (25) : 6p. 44. Scaria J., Palaniappan R., Chiu D., Ann Phan J. et al., 2008. African journal of pharmacy and pharmacology. Academic jourlals (Canada: INSS), 7 (6): 120p. 45. Schneitz C., 2005. Competitive exclusion in poultry – 30 years of research. Food Control, 16: 657-667. 46. Shivaprasad H.L., 2000. Fowl typhoid and pullorum disease. Rev. sci. tech. Off. int. Epiz., 19: 405–424. 47. Sidibé S., Tembely S., Sylla M., et al., 2013. Pathologies Dominantes identifiées en aviculture semi-industrielle au Mali (zones périurbaines du District de Bamako et des villes de Sikasso et Ségou). Bull. Anim. Hlth Prod. Afr., 61 : 427-433. 48. Snoeyenbos G.H., 1994. Avian salmonellosis. In: Handbook of Zoonoses.2ème éd.- Boca Raton: Ed. CRC Press.-879p. 49. Soro D., 2011. Coût d’une mise à niveau des mesures de biosécurité dans les fermes avicoles du secteur 3 au Sénégal Thèse : Méd. Vét : Dakar ; 18

50. Toko A., 2010. Evaluation du niveau de résistance de salmonelle d’origineaviaire vis-à-vis de la tétracycline et du sulfaméthoxazole. Thèse : Méd. Vét. : Dakar ; 8. 51. Tona K., 2011. Etat des lieux de l’utilisation des produits pharmaceutiques dans la filière avicole au Togo. Riprostat, 24 : 7-11. 52. Van Vuuren M., 2001. Résistance aux antibiotiques, notamment en aviculture (123-134). In Conférence OIE. Afrique du Sud. 53. Waksman, 1994. Microarray for molecular typing of Salmonella enteric serovars, Molecular and Cellular Probes. Journal of molecular biology, 236: 800-816. 54. Weill F-X., 2008. Salmonelles non-typhiques d’origine animale et résistance aux antibiotiques. Bull. Acad. Vét. France, 161(3) : 221-234. 55. Witte W., 2000. Ecological impact of antibiotic use in animals on different complex microflora : environment. Int. J. Antimicrobial Agents, 14 : 321325. 56. Wouembé Khalen D. F., 2013. Etude de l’usage des antibiotiques dans les élevages avicoles modernes de la région de l’ouest du Cameroun. Thèse. Méd.Vét : Dakar ; 8. 57. Wray C. et Wray A., 2000. Salmonella in Domestic Animals.-Wallingford: CAB International.-12p.

WEBOGRAPHIE 58. A.D.A.M., 2000. Observation des bactéries au Microscope. [en ligne] : Accès internet : https://www.google.sn/?gws_rd=cr,ssl&ei=S2jiVvSgBsWX6ASli52IBA#q=ima ge+de+salmonelal+vue+au+microscope+electronique. (page consultée le 08/02/2014) 59. Brugere H, 2014. Questions éthiques autour de la gestion sanitaire des élevages. 9p. [en ligne] : Accès internet : http://www.academie-agriculture.fr (page consultée le 17/11/2015) 60. CA-SFM (Comité de l'Antibiogramme de la Société Française de Microbiologie),

2014.

[en

ligne] :

http://www.sfm.asso.fr/nouv/general.php?pa=2

Accès (page

internet :

consultée

17/04/2015) 61. Chardon H et Brugere H, 2014. Usages des antibiotiques en élevage

et filières viandes. Cahier sécurité sanitaire. Centre d’information des viandes. 32p. [en ligne] : Accès internet : http://www.civ-viande.org (page consultée le 17/11/2015) 62. Chevalier P., 2012. L’usage des substances antimicrobiennes en production animale : position des experts et des gouvernements. Institut national de santé publique

Québec.

75p.

[en

ligne].

Accès

internet

http://www.agrireseau.qc.ca/bovinsboucherie/documents/1540_UsageSubstA ntimicrobProdAnimale_PosiExpertsGouv.pdf.

(page

consultée

17/02/2014). 63. Chevalier P., 2011, Les antibiotique en production animale : les promoteurs de

croissance,

26p.

[en

ligne] :

Accès

internet :

http://www.dsest.umontreal.ca/documents/Webinaire20110118Presentation.p df (page consultée le 16/03/2015)

64. CNRS, Salmonellose, 2013. Centre National de la Recherche Scientifique. [en

ligne] :

Accès

internet :

http://www.pasteur.fr/fr/centrenationalrecherchescientifique/fichesinfo/salmonellose (page consultée le 27/06/2015) 65. Institut Pasteur, 2013. Salmonellose. [en ligne] : Accès internet : http://www.pasteur.fr/fr/institut-pasteur/presse/fiches-info/salmonellose (page consultée le 14/04/2015) 66. Jolivet-Gourgeon A., 2010. Impact de la pression de sélection sur l’incidence de la résistance aux antimicrobiens. Anses Bulletin de veille scientifique N°13. Santé /Environnement /Travail. 32-35. [en ligne]. Accès internet

http://www.anses.fr/sites/default/files/documents/BVS-mg-

013Jolivet-Gougeon.pdf (page consultée le 15/06/2015). 67. Lafon M., 2010. Résistances bactériennes : un problème partagé par les médecines humaine et vétérinaire. N° 1074 du 10 au 16 avril. [en ligne]Accès

internet

http ://www.depecheveterinaire.com/basedocudv/tout.asp (page consultée le 17/6/2015) 68. Lavigne J.P., 2007. Effets des antibiotiques et mécanismes de résistance. Faculté de Médecine Montpellier-Nîmes.3p. [en ligne]. Accès internet http://www.med.univmontp1.fr/enseignement/cycle_1/PCEM2/modbase/MB 7_Bio_Med/Ressurces_locales/BACTERIO/B6ATB_et_resistance.pdf. (page consultée le 2/02/2015) 69. Ngoune L. T., Tanedjeu K. S., et Mbofung C. M. F., 2009. Impact de l’utilisation des antibiotiques sur la sensibilité des bactéries pathogènes de poules dans la ville de Ngaoundéré. Cameroon Journal of Experimental Biology 2009 Vol. 05 N°02, 52-61. [en ligne]. Accès internet : http://www.ajol.info/browse-journals.php (page consultée le 17/04/2015).

70.

Norme nationale de biosécurité pour les fermes avicoles au Canada, 2009 [en ligne] : Accès internet : http://www.inspection.gc.ca/animaux/animauxterrestres/biosecurite/normeset-principes/fermesavicoles/fra/1375193894256/1375193980266

(page

consultée le 19/05/2015) 71. CIV, 2014. Objectifs de l’utilisation des antibiotiques chez la volaille. [en ligne] :

Accès

internet :

http://www.

-viande.org/wp-

content/uploads/2014/04/CIV-AB-BD (page consultée le 2/03/2015). 72. OIE, 2014. Liste OIE des agents antimicrobiens importants en médecine vétérinaire.

9p.

[en

ligne].

Accès

internet

http://www.oie.int/fileadmin/Home/fr/Our.../pdf/OIE_list_antimicrobials.pdf (page consultée le 02/03/2014). 73. OIE, 2012. Manuel terrestre Chapitre 2.3.11. 14p [en ligne] Accès internet : http://www.oie.int/fileadmin/Home/fr/Health_standards/tahm/Chap%202.9.9. _Salmonelloses_2009.pdf (page consultée le 23/05/2015). 74. OIE, 2010. Procédures d'hygiène et de sécurité sanitaire dans les élevages de volailles reproductrices et les couvoirs. In code Sanitaire pour les animaux terrestres.

9p.

[en

ligne].

Accès

internet

http://web.oie.int/fr/normes/mcode/fr_chapitre_1.6.4.pdf. (page consultée le 12/02/2014).

ANNEXES

Annexe I : Classification des systèmes d’aviculture selon la FAO (2008)

Annexe II : Classification des antibiotiques utilisés en médecine vétérinaire selon l’OIE (2014)

AGENTS ANTIMICROBIENS (CLASSE, SOUS-CLASSE, SUBSTANCE)

ESPÈCE

Céfoperazone

BO'/, CAP, OVI

Ceftiofur

AVI, BOV, CAP, EQU, LEP, OVI, SUI AVI, ROV, ()VI. Slll

CÉPHALOSPORINES DE QUATRIÈME GÉNÉRATION Cefquinome

ATIV

AJV

Les céphalosporines de troisiéme et de quatrième génération sont extrêmement importantes en médecine vétérinaire au vu de la diversité de leur utilisation et de la nature des maladies traitées grâce à ces dernières.

BO'/, CAP, EQU, LEP, OVI, SUI

Les céphalosporines sont utilisées dans le traitement des septicémies, des infe:tions respiratoires et des mammites. Les solutions de substitution ont une efficacité limitée en raison d'un spectre d'activité inadéquat ou de l'existence d'une antibiorésistance.

BO'/, EQU

L'acide fusidique est utilisé dans le traitement des maladies ophtalmiques chez les bovins et les chevaux.

ACIDE FUSIDIQUE Acide fusidique

AICV

..........

CÉPHALOSPORINES DE TROISIÈME GÉNÉRATION

(';Aftri;lxnnA

Commentaires particuliers

IONOPHORES Lasalocide

AVI, BOV, LEP, OVI

Maduramycine

AVI

Monensin

API, AVI, BOV, CAP

Narasin

Salinomycine

AVl,BOV AVI, LEP, BOV, SUI

Semduramicine

AVI

LINCOSAMIDES Pirtimycine

BO'/, SUI, AVI

Lincomycine

API, AVI, BOV, CAP, OVI, PIS, SUI

Les ionophores sont essentiels pour la santé animale car ils sont utilisés pour lutter contre la coccidiose intestinale (Eimeria spp.). Il existe peu voire aucune solution de substitution. Les ionophores revêtent une importance critique pour les volailles. Cette classe n'est actuellement utilisée gue chez l'animal.

Les lincosamides sont essentiels dans le traitement de la pneumonie à mycoplasmes, de l'arthrite infectieuse et de l'entérite hémorragique chez les porcs.

MACROLIDES (C renvoie à la structure chimique)

MACROLIDES C14 Érythromycine

API, AVI, BOV,CAP, EQU, LEP, OVI, PIS, SUI

Oléandomycine

BO'/

MACROLIDES C15

Gamithromycine

BO'/

Tulathromycine

BO'/, SUI

MACROLIDES C16 Carbomycine

AVI

Josamycine

AVI, PIS, SUI

Kitasamycine

AVI, SUI, PIS

Spiramydne

AVI, BOV, CAP, EQU, LEP, OVI, PIS. SUI

Tilmicosine

AVI, BOV, CAP, LEP, OVI, SUI

Tylosine

API, AVI, BOV, CAP, LEP, OVI, SUI

Mirosamycine

API, AVI, SUI, PIS

Terdécamycine Tildipirosine

BO'/, SUI

Tylvalosine

AVl,SUI

Les macrolides sont extrêmement importants en médecine vétérinaire au vu de la diversité de leur utilisation et de la nature des maladies traitées grâce à ces derniers. Les macrolides sont utilisés pour traiter les infections à mycoplasmes chez les porcs et les volailles, les maladies hémorragiques de l' appareil digestif chez les porcs (Lawsonia intrace/lularis) et les abcès hépatiques (Fusobacterium necrophorum) chez les bovins. Il existe très peu de solutions de substitution.

Cette classe est également utilisée pour traiter les infections respiratoires chez les bovins.

AVl,SUI

MACROLIDES C17 Sédécamycine

SUI

ORTHOSOMYCINES Avilamydne

AVI, LEP

L'avilamycine est utilisée dans le tra tement des maladies entériques des volailles et des lapins. Cette classe n 'est actuellement utilisée gue chez l'animal.

AGENTS ANTIMICROBIENS (CLASSE, SOUS-CLASSE, SUBSTANCE)

ESPÈCE

Commentaires particuliers

AICV

Pt:NICILLINES PÉNICILLINES NATURELLES (y compris les esters et les sels)

Benzylpénicilline

AVI, BOV, CAM, CAP, EQU, LEP, OVI, SUI

Pénéthamate (hydriodide)

BOV, SUI, AVI, OVI

Benzylpénicilline prccaïne I Benzathine pénicill ne

BOV, CAM, CAP, EQU, OVI, SUI

AMDINOPt:NICILLINES Mécillinam

BOV,SUI

AMINOPt:NtCILLINES Amoxicilline

AVI, BOV, CAP, EQU, OVI, PIS, SUI

Ampicilline

AVI, BOV, CAP, EQU, OVI, PIS, SUI

Hétacilline

BOV

AMINOPt:NICILLINE + INHIBITEUR DES B~TA· LACTAMASES Amoxicittine + Acide clavulanique

AVI, BOV, CAP, EQU, OVI, SUI

Ampicilline + Sulbactam

AVI, BOV, SUI

CARBOXYPt:NICILLINES TicarciUine

EQU

Tobidlline

PIS

URt:IDOPt:NICILLINE Aspoxidlline

Les pénicillines sont extrêmement importantes en médecine vétérinaire au vu de la divers té de leur utilisation et de la nature des maladies traitées grâce à ces dernières. Cette classe est utilisée dans le traitement des septicémies, des infections respiratoires et des infections urinaires.

Cette classe est très importante dans le traitement d'une grande variété de maladies chez de nombreuses espèces animales. Il existe peu de solutions de substitution à un coût raisonnable.

BOV,SUI

PHt:NOXYPt:NICILLINES Phénoxyméthylpéniàlline

AVl,SUI

Phénéthicilline

EQU

Pt:NICILLINES ANTISTAPHYLOCOC · CIQUES Cloxad lline

BOV, CAP, EQU, OVI, SUI

Dicloxacilline

BOV, CAP, OVI, AVI, SUI

Nafcilline

BOV, CAP, OVI

Oxacilline

BOV, CAP, EQU, OVI, AVI, SUI

PHt:NICOLS Florphénicol

AVI, BOV, CAP, EQU, LEP, OVI, PIS.SUI

Thiamphénicol

AVI, BOV, CAP, OVI, PIS, SUI

Les phénicols sont extrêmement importants en médecine vétérinaire au vu de la diversité de leur utilisation et de la nature des maladies traitées grâce à ces derniers. Cette classe revêt une importance particulière dans le traitement de certaines maladies des poissons, pour lesquelles il existe actuellement très peu voire aucun traitement de substitution. Cette classe offre également une solution de substitution utile pour le traitement des infections respiratoires chez les bovins, les suidés et les volailles. Cette classe, en particulier le florphénicol, est utilisée pour traiter la pasteurellose chez les bovins et les porcs.

ATIV

AJV

AGENTS ANTIMICROBIENS (CLASSE, SOUS-CLASSE, SUBSTANCE)

ESPÈCE

ACIDE PHOSPHONIQUE Fosfomydne

AVI, BOV, PIS, SUI

PLEUROMUTILINES Tiamuline

AVI, CAP, LEP, OVI, SUI

Valnémuline

AVl, SUI

Commentaires particuliers

AICV

La fosfomycine est essentielle dans le traitement de certaines infections chez les poissons. Il existe peu de solutions de substitution. Elle n'est disponible que dans quelques pays, entraînant ainsi son classement en tant que ATIV.

ATIV

AJV

La classe des pleuromutilines est essentielle pour lutter contre les infections respiratoires chez les porcs et les volailles. Cette classe est également essentielle pour traiter la dysenterie porcine (Brachyspira hyodysenteriae). Toutefois, eUe n'est disponible que dans quelques pays, entraînant ainsi son classement en tant que ATIV.

POLYPEPTIDES Enramycine

AVl, SUI

Gramicidine

EQU AVI, BOV, LEP, SUI, OVI

Bacitracine

POLYPEPTIDES CYCLIQUES Colistine Polymixine

AVI, BOV, CAP, EQU, LEP, OVI, SUI BOV, CAP, EQU, LEP, OVI, AVI

La bacitracine est utilisée dans le traitement de l'entérite nécrotique chez les volailles. Cette classe est utilisée dans le traitement des septicémies, des colibacilloses, des salmonelloses et des infections urinaires.

Les polypeptides cycliques sont couramment utiilisés dans le traitement des infections entériques â Gram négatif.

QUINOLONES QUINOLONES DE PREMIÈRE GÉNÉRATION Fluméquine Miloxadne Acide natidixique Acide oxolinique

AVI, BOV, CAP, EQU, LEP, OVI, PIS. SUI PIS BOV AVI, BOV, LEP, PIS, SUI, OVI

QUINOLONES DE DEUXIÈME GÉNÉRATION (FLUOROQUINOLONES) Ciprofloxacine Oanofloxacine

Difloxacine Enrofloxacine Marbofloxadne

Norfloxacine Ofloxadne Orbifloxadne

Sarafloxacine

AVI, BOV, SUI AVI, BOV, CAP, LEP, OVI, SUI AVI, BOV, LEP, SUI AVI, BOV, CAP, EQU, LEP, OVI, PIS. SUI AVI, BOV, EQU, LEP, SUI AVI, BOV, CAP, LEP, OVI, SUI AVl, SUI BOV, SUI PIS

QUINOXALINES Carbadox

SUI

Olaquindox

SUI

Les quinolones de 1'" génération sont utiilisées dans le traitement des septicémies et des infections telles que la colibacillose.

X ..........

Les fluoroquinolones sont extrêmement importantes en médecine vétérinaire au vu de la diversité de leur utilisation et de la nature des maladies traitées grâce â ces dernières.

Les fluoroquinolones revêtent une importance critique dans le traitement des septicémies, des maladies respiratoires et des maladies entériques.

Les quinoxalines (carbadox) sont utilisées pour traiter les maladies de l'appareil digestif ch ez les porcs (ex., la dysenterie porcine). Cette classe n'est actuellement utilisée gue chez l'animal.

Annexe III : Tableau : Fiche de lecture de l’antibiogramme (Carte (194) ; Quinn et al. (1994)). Antibiotiques

Diameter de la zone d’inhibition en millimètre (mm) Résistant

Intermediaire (I) Modèrement

(R)

sensible

Sensible (S) ≥

≤ Gentamycine (10 12

13-14

(30 13

14-17

(30 14

15-18

µg) Fluméquine () Kanamycine µg) Tétracycline µg) Doxycyline () Colistine (10 µg)

9-10

Streptomycine

12-14

14-22

(10 µg) Erythromycine (15 µg)

14-17 1984)

(Cater,

18 1984)

(Carter,

Annexe IV : Quelques exemples de programmes de prophylaxie des fournisseurs de volailles

GRAND MOULIN DU MALI BP : 324 Bamako-MALI Tel : (+223) 20 21 36 64 / 20 21 57 68 Fax: (+223) 20 2158 74 PROPHYLAXIE PONTE Age 1er irs 2e irs 3e irs 4e irs 5e irs 6e jrs 7e jrs 8e irs 9e jrs 1Oe irs 11 e irs 12e jrs 13e irs 14e irs 15e irs 16e irs 17e irs 18e irs 19e jrs 20ème irs 21erjrs 22e jrs 23e irs 24e jrs 25e irs 26e irs 27e irs 28e jrs 29e irs 30ème irs 31er jrs 32e jrs 33e jrs 34e irs 35e irs 36e irs 37e irs

Médicament ou vaccins à utiliser Vaccin 81 H1 20 - Complexes vitaminés Complexes vitaminés Complexes vitaminés Complexes vitaminés Vaccin 81 H120 Complexes vitaminés/anti-infectieux Vaccin GumbopesVCompl vitaminés/anti-infectieux Complexes vitaminés/anti-infectieux Complexes vitaminés/anti-infectieux Complexes vitaminés/anti-infectieux Vaccin 18DL Complexes vitaminés Complexes vitaminés Complexes vitaminés Anticoccidien Anticoccidien Anticoccidien Eau simple Eau simple Vaccin 18DL (raooel) Complexes vitaminés/anti-infectieux Complexes vitaminés/anti-infectieux Complexes vitaminés/anti-infectieux Hepatoprotecteur HePatoProtecteur Hepatoprotecteur Vaccin 81 H120 (raooel) Complexes vitaminés Complexes vitaminés Complexes vitaminés Eau simple Vaccin IBDL (recouvrement) Complexes vitaminés/anti-infectieux Complexes vitaminés/anti-infectieux Complexes vitaminés/anti-infectieux Anticoccidien Anticoccidien

Observations Trempaqe de bec Eau de boisson Eau de boisson Eau de boisson Eau de boisson Eau de boisson Injection/Eau de boisson Eau de boisson Eau de boisson Eau de boisson Eau de boisson Eau de boisson Eau de boisson Eau de boisson Eau de boisson Eau de boisson Eau de boisson Eau de boisson Eau de boisson Eau de boisson Eau de boisson Eau de boisson Eau de boisson Eau de boisson Eau de boisson Eau de boisson Eau de boisson Eau de boisson Eau de boisson Eau de boisson Eau de boisson Eau de boisson Eau de boisson Eau de boisson Eau de boisson Eau de boisson Eau de boisson GRAND MOULIN DU MALI

38e irs 39e irs 40ème irs 41 erj rs 42e irs 43e jrs Be Sem 16e Sem

Anticoccidien Eau simple Vaccin 81 H1 20 (recouvrement) Complexes vitaminés Complexes vitaminés Complexes vitaminés Vaccin lmopest / diftosec Vaccin Gallumium /port de lunette

Eau de boisson Eau de boisson Eau de boisson Eau de boisson Eau de boisson Eau de boisson Injection lniection

GRAND MOULIN DU MALI

Annexe V : Fiches d’enquête

14. Quelle est la fréquence de ses visites dans wtre élevage?

0 1. 1 à 3 visites par mois 0 2. Supérieur à 3 visites 0 3. Autres 15. A'1:z·wus un registre d'élévage?

0 1. Oui 0 2. Non 16. Si non; avez un régistre pour consigner les di'1:rs actes sur ws animaux?

0 1. Oui 0 2. Non 17. Présentez-vous votre régistre d'élevage à l'agent de santé animale lors de ses vistes?

0 1. Oui 0

2. Non

18. Le remplit-il au cours de ses intervention?

0 1. Oui 0 2. Non

III. ANALYSE DES RISQUES STRUCTURELS; FONCTIONNELS ET MESURES SANITAIRES ET HYGIENIQUES 19. L'exploitation est-elle é loignée des autres exploitation?

0 1. Oui 0 2. Non 20. L'exploitation est-elle clôturée (grille, clôture,...)

0 1. Oui 0 2. Non 21. Les poulaillers respectent-ils les normes de construction (Orientation, lanterneau,.•.)?

0 1. Oui 0 2. Non 22. Y'a-t-il des bacs de désinfection par poulailler?

0 1. Oui 0 2. Non 23. Présence d'autres espèces sur le site d'éle.age?

0 1. Oui 0 2. Non 24. La durée du vide sanitaire est-elle respectée? (au moins 10 jours)

0 1. Oui 0 2. Non 25. Conbien de bande a'1:z-wus sur le site?

0 1. 1 0 2. 2 0 3. 3 0 4. >3 26. Comment procedez-vous à la gestion des cadawes?

0 1. Incineration 0 2. Enfouissement 0 3. Rejet dans la nature 0 4. Consorrnnation 0 5. Autres Ü6.let2 Üll.3et4

Ü7.let3 Ül2.l,2et3

Ü8.let4

0 9. 2 et 3

27. Si "Autres", '1:uillez préciser

28. Quelle est l'origine de l'eau de boisson

0 1. SOMAGEP SA 0 2. Puit 0 3. Forrage 0 4. Marigot 0 5. Autres 29. Si "Autres", veuillez préciser

0 10. 2 et 4

42. Si" Autres", Veuillez préciser

43. Après le debut du traitement, restez-vous toujours en contact avec l'agent de santé animale?

0 1. Oui 0 2. Non 44. Avez-mus déjà rencontré des cas pendant lesquels, le 1er traitement n'a pas donné de résultats?

0 1. Oui 0 2. Non 45. S'il y a persistance des symptômes après un premier traitement, quelle sera mtre attitude?

0 0 0 0 0

1. Vous augrœnterez et/ou vous prolongerez la dose du même traitement 2. Vous associez plusieurs antibiotiques 3. Vous rappelez l'agent de santé animale qui a prescrit l'antibiotique 4. Vous fuites appel à un autre agent de santé animale 5. Autres

46. Si "Autres", veuillez préciser

V. PATHOLOGIES RENCONTREES ET PRISE EN CHARGE 47. A quel moment sollicitez-vous généralement un agent de santé animale

0 1. Dès l'apparution des symptômes 0 2. Après aggravation des symptômes 0 3. En cas d'échec de l'automédication 0 4. lors de sa visite régulière

0 5. Autres 48. Si "Autres", veuillez préciser

49. Quelles sont les principales pathologies rencontrés dans mtre ferme?

0 0 0 0 0

1. Samonelose 4. Maladie de Mareck 7. 1 et 3 10. 2 et 4 13. 3 et5 0 16. 1, 2 et 5

0 2. chute de ponte 0 5. Autres 0 8. 1 et 4 1 et 5 0 11. 2 et 5 0 14. 4 et5

0 3. Pathologies respiratoires chroniques (coryza) 0 6. 1 et 2 0 9. 2 et 3 0 12. 3 et 4 0 15. 1, 3 et4

VI. PRATIQUE DE L'ANTIBIOTHERAPIE 50. Avez-mus des molécules d'antibiotiques pour prévenir certaines pathologies?

0 1. Oui 0 2. Non 51. Si oui, quelles molécules d'antibiotiques utilisez-mus? (citez le(s) nom(s) de(s) molecule(s) en precisant la posologie)

1. Colistne 0 2. Doxicycline 0 3. Oxytetracycline 0 4. Norfioxacine 0 5. Erytromicne 0 6. Autres Ü7.let2 Ü8.let3 Ü9.let4 Ü10.2et3 Üll.2et4 Ü12.3et4 0 13. 1 à 4 0 14. 1 à 3 0 15. 2 à4 52. Si "Autres", veuillez préciser

53. Quelle(s) pcut(pcuvent) être la (les) raison(s) des échecs des antibiothérapies pratiquées?

0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

1. Développement de résistance 2. Qualité des tredicarnents 3. Mauvais diagnostic: Mauvaise posologie 4. Mauvaise application des consignes d'administration donnés par l'agent de santé animale 5. Autres 6. 1 et2 7. 1 et3 8. 1 et4 9. 2 et 3 10. 2 et4 11. 3 et 4

12. 1 à4 13. 1à3 14.2à4 15. là3

16. 1à3

54. Si "Autres", veuillez préciser

SS. Avez-vous des connaissances sur la notion des résidus?

0 1. Oui 0 2. Non S6. Pensez-vous que l'usage des antibiotiques en élewge avicole présente-t-il un risque dans la santé publique

0 l. Oui 0 2. Non S7. Des restrictions ont-elles été imposées sur la gamme d'antibiotiques autorisés chez les animaux dans cette zone?

0 l. Oui 0 2. Non 58. Le Mali dispose·t·il d'un programme de surveillance des antibiotiques utilisés?

0 1. Oui 0

2. Non

S9. Si oui, lesquels?

SERMENT DES VETERINAIRES DIPLOMES DE DAKAR

« Fidèlement attaché aux directives de Claude BOURGELAT, fondateur de l’enseignement vétérinaire dans le monde, je promets et je jure devant mes maîtres et mes aînés: d’avoir en tous moments et en tous lieux le souci de la dignité et de l’honneur de la profession vétérinaire ; d’observer en toutes circonstances les principes de correction et de droiture fixés par le code de déontologie de mon pays;

de prouver par ma conduite, ma conviction, que la fortune consiste moins dans le bien que l’on a, que dans celui que l’on peut faire ;

de ne point mettre à trop haut prix le savoir que je dois à la générosité de ma patrie et à la sollicitude de tous ceux qui m’ont permis de réaliser ma vocation. Que toute confiance me soit retirée s’il advient que je me parjure »

LE PROFESSEUR RESPONSABLE DE L'ECOLE INTER-ETATS DES SCIENCES ET MEDECINE VETERINAIRES DE DAKAR

LE DIRECTEUR GENERAL DE L'ECOLE INTER-ETATS DES SCIENCES ET MEDECINE VETERINAIRES DE DAKAR

Vétérinaire Microbiologiste

vu LE DOYEN DE LA FACULTE DE MEDECINE ET DE PHARMACIE DE L'UNVERSITE CHEIKH ANTA DIOP DE DAKAR

LE PRESIDENT

__o__u~URY ~

VU ET PERMIS D'IMPRIMER._ _ _ _ __ DAKAR, LE._ _ _ _ _ _ _ _ _ __

LE RECTEUR, PRESIDENT DE L'ASSEMBLEE DE L'UNIVERSITE CHEIKH ANTA DIOP DE DAKAR

EPIDEMIOLOGIE DE L’ANTIBIO-RESISTANCE DES SALMONELLES ISOLEES CHEZ LES POULES PONDEUSES EN ZONE PERIURBAINE DE BAMAKO (MALI) RESUME Au cours de ces dernières années, l’aviculture moderne a connu un essor considérable dans plusieurs zones périurbaines du Mali. Face aux pathologies, l’utilisation abusive d’antibiotiques en chimioprévention au détriment de l’immunisation constitue aujourd’hui un véritable problème de santé publique. La présente étude consistait à faire l’état des lieux des pratiques avicoles et de la résistance des salmonelles aux antibiotiques dans les élevages semi-intensifs chez les poules pondeuses en zone périurbaine de Bamako. Pour atteindre cet objectif, les travaux se sont déroulés au cours de la période allant de Septembre 2014 à Mai 2015. Ainsi, 46 exploitations avicoles des poules pondeuses ont été enquêtées sur les six (06) axes principaux du District qui sont : Bamako – Koulikoro, Bamako - Siby, Bamako – Kangaba, Bamako – Ségou, Bamako – Kati, BamakoBougouni. Au cours des prélèvements, 169 échantillons (écouvillons et organes) ont été collectés dans 46 fermes et analysés, suite à des suspicions. Sur les 46 exploitations avicoles enquêtées, L’analyse ou l’évaluation des mesures de biosécurité montrait que la durée du vide sanitaire est respectée dans toutes les exploitations ; 52,17% ne respectaient pas la distance conventionnelle entre deux exploitations avicoles. Seulement 15,22% des fermes possédaient une clôture et 84,78% étaient alors accessibles aux oiseaux sauvages. La plupart des fermes enquêtées possédaient le système de la bande unique, soit 65,21%, un petit nombre (10,87%) respectait les normes de construction. Dans les fermes enquêtées, aucune ne possèdent des bacs de désinfection à l’entrée des exploitations et 13,04% des bacs de désinfection à l’entrée des poulaillers. L’analyse du système d’abreuvement montrait que l’eau utilisée pour abreuver les poulets est la même que celle utilisée pour administrer les antibiotiques. Cette eau provenait des puits (50%) ou des forages (50%). Les cadavres issus des élevages étaient rejetés dans la nature dans 52,17% des fermes, destinés à la consommation humaine dans 8,69%, enfouis dans 8,69% et incinérés dans 6,52%. Les programmes de prophylaxie appliqués dans les fermes étaient fournis par les fournisseurs de poussins dans 30,43%. Notons que ces programmes de prophylaxie sont appliqués dans 93,48% des fermes enquêtées. Ces programmes de prophylaxie étaient différents d’un fournisseur à un autre. En ce qui concerne les agents de santé animale enquêtés, seulement cinq sur 46 (soit 8,69%) n’ont pas reçu une formation diplômante ou qualifiante vétérinaire, cinq (soit 10,46%) ont un grade de docteur vétérinaire ; 12 (26,09%) sont des ingénieurs zootechniciens ; 28 (60,87%) représentent des techniciens d’élevages et un (2,17%) technicien supérieur d’élevage. Les pathologies les plus fréquemment rencontrées dans la zone de l’étude sont : la salmonellose, les affections respiratoires (Coryza), la maladie de Mareck et la combinaison de ces maladies. Selon les agents de santé animale, les échecs thérapeutiques sont dus à un mauvais diagnostic pour 39,13%, selon 28,26% à une mauvaise application des consignes d’administration des antibiotiques prescrits à l’éleveur, 15,22% à la qualité des médicaments utilisés et 15,22% au développement de résistance. Au total, 15,22% des agents de santé animale enquêtés affirment avoir des notions concernant les résidus d’antibiotiques. Ces agents de santé confirment que l’usage des antibiotiques en aviculture représente un risque pour la santé publique et qu’aucune restriction n’a été imposée sur la gamme d’antibiotiques à utiliser dans les fermes au Mali. Les résultats issus de ce travail ont montré que 23 fermes (soit 50% des élevages) sont contaminées. A partir des 169 échantillons prélevés, il a été obtenu 25 isolats de salmonelles (14,79%). Les pourcentages de résistance ont été obtenus avec l’érythromycine (85,58%), la Streptomycine (81,13%), la Doxycycline (76,13%), la colistine (68,20%), la tétracycline (67,5%), la Kanamycine (62,84%), la fluméquine (50,84%) et la gentamycine (7,34%). Seuls quatre sur 25 isolats (16%) ont été résistants à un seul antibiotique alors que 21 sur 25 (84%) l’étaient pour deux antibiotiques ou plus.

Mots clés : Salmonella, antibiorésistance, biosécurité, poules pondeuses. Auteur : TRAORE Amadou Dit Baba

Email : noursest@gmail.com (00221) 775945731 (Dakar) Bamako-Mali : Téléphone : (00223) 73069938 (Mali) ; BP : 9182 Bamako-Mali