Mawulikplimi Joël AKPAKI by Ecole Inter-Etats des Sciences et Médecine Vétérinaires (EISMV Dakar)

UNIVERSITE CHEIKH ANTA DIOP DE DAKAR ECOLE INTER-ETATS DES SCIENCES ET MEDECINE VETERINAIRES DE DAKAR

(E.I.S.M.V)

ANNEE: 2016

N°: 45

SEROTYPES DU VIRUS DE LA PESTE EQUINE CIRCULANTS CHEZ L’ANE EN AFRIQUE DE L’OUEST (CAS DU SENEGAL ET DU BURKINA-FASO) THESE Présentée et soutenue publiquement le 23 Décembre 2016 à 09h 00 devant la Faculté de Médecine, de Pharmacie et d’Odontologie de Dakar Pour obtenir le grade de DOCTEUR EN MEDECINE VETERINAIRE (DIPLOME D’ETAT) Par : Mawulikplimi Joël AKPAKI Né le 17 Décembre 1988 à Lomé (Togo)

Jury Président :

Mme Sylvie DIOP Maître

Conférences

Agrégé

l’UFR

l’Université de Thiès Directeur et Rapporteur de thèse : Mme Mireille Catherine KADJA WONOU Maître de Conférences Agrégé à l’EISMV de Dakar Membres :

M. Oubri Bassa GBATI Maître de Conférences Agrégé à l’EISMV de Dakar M. Justin Ayayi AKAKPO Professeur à l’EISMV de Dakar

DEDICACES A mon Tout Puissant Père et Dieu, à mon Seigneur Jésus-Christ et au Souverain Saint-Esprit. Ton amour m’a encore fait du bien et je puis tout par toi qui me fortifie. A Toi la gloire Jésus. A mon Père AKPAKI Kokou Koba Simon ; tu m’as toujours aimé et mes premiers pas avec toi ont été ceux d’un père qui ne cesse d’encourager. Tu m’as toujours soutenu et tu as fait beaucoup pour moi jusqu’ici. Que ce travail soit pour toi le fruit qui vienne couronner le père bon que tu es pour moi. A ma mère, ma Maman chérie OKPOKOU Afi Dodji, tu es la première à me connaitre et je sais que ton amour pour moi ne peut se ternir. Je t’aime maman ; où que tu sois en ce moment, je t’aime Maman chérie ; ce travail est le fruit de ta place dans ma vie. A ma Mère AKLAVOIN Edith parce que tu m’as aimé comme ton propre fils et tu m’as toujours accordé ton amour, tes conseils et encouragements m’ont permis d’arriver jusqu’ici. Reçois mon entière reconnaissance par ce travail, je t’aime. A maman TETEVI A la grande sœur Akofa TETEVI Vous êtes pour moi une des rares familles que j’ai connues et qui m’a prouvé son amour malgré la distance. Vous m’avez soutenu surtout au moment où je m’y attendais le moins. Je vous serai à toujours reconnaissant. Que mon Dieu vous bénisse au travers de ce travail. A mes petits frères Moïse et Edem A ma grande sœur Sandrine A ma petite sœur Rebecca A mes frères Richard et Hubert

A ma sœur Elisabeth, vous avez toujours vu en moi un grand frère, un petit frère exemplaire et vos encouragements n’ont jamais manqué tout ce temps passé ici à Dakar loin de vous. Je vous aime. A ma cousine et grande sœur Sophie Djigbodi A. AKPENE : tu es pour moi plus qu’une simple cousine ; une grande sœur de valeur. Tu es celle qui m’a orienté à choisir les sciences naturelles à l’Université de Lomé. Tu m’as toujours appris à travailler dans l’excellence et tu me l’as toujours prouvé. Tes conseils ont été ceux de la grande sœur dame de fer ; si toutefois ils m’ont fait tremblé, tes conseils m’ont fait du bien en ce jour. Reçois toute ma gratitude. Au grand frère KOUDJO AKPENE Au grand frère Adolph KEGE A mon Oncle Marcelin AKPAKI A mon Oncle Komi NANGUERI A tous mes cousins et cousines Davi, Dagan, Michel, Pépé A madame Viviane GNAZIM A ma cousine Rosemonde GNAZIME A mon cousin et grand frère Edem EGEDIM Vous m’avez toujours conseillé et encouragé à faire mieux que vous et mes parents. Aujourd’hui, voici un pas de plus que je fais pour vous dépasser. Dieu voulant je vous dépasserai tous d’ici là tel vous l’avez toujours souhaité. A mon Pasteur Papa Félix Birama NDIAYE Tu es pour moi un leader qui m’a montré que Dieu n’est pas absurde, qu’Il n’est pas séparé des études scolaires et qu’Il élève à tout-niveau ceux qui Lui sont fidèles. Merci mon Pasteur. Puisse Dieu te bénir encore.

Au grand frère Papa Happy TODZRO et à la grande Sœur Maman Elom TODZRO. Vous êtes de ces rares à avoir ressenti ma peine ici à Dakar et vous m’avez plus que soutenu. Vos conseils ont été de ces rares qui m’ont aidé à voir au-delà de la vie estudiantine et à réaliser ce qui n’est pas habituel pour un simple étudiant togolais à Dakar. Que mon Dieu vous bénisse et ne vous oublie jamais. A la famille GBADOE Clément, Love, Nadège et Junior. Vous m’avez accueilli, béni et intégré en tant que fils ainé de la famille. Vous m’avez montré que le lien familial ne se brise pas, même à l’étranger. Recevez toute ma gratitude, que le Seigneur vous bénisse encore. A maman Inès ZAPAÏ. Tu es la Yaya qui m’a montré que la famille ne se limite pas à là où l’on est né. De tout cœur, que Dieu te bénisse Yaya. A la famille missionnaire Bayiha Jean-Oscar, Gladys, Jeanne Prudence, Anne Grâce, Elisabeth. Je vous appelle en réalité la famille Dieudonné. Vous m’avez appris à servir Dieu tout en étant étudiant ; et à accepter tout ce que Dieu nous donne. Que mon Dieu vous comble de biens. A maman TENGANDE Anastasie à Lomé A toute ma grande famille de l’Ecole du Dimanche d’Agoè-Centre A mon ami et frère Pasteur AMEDOME Yaotsè A tous mes enfants de l’Ecole du Dimanche d’Agoè-Centre A la famille OGOUBI à Dakar Au GBUD A ma famille de l’Ecole du Dimanche de Béthel au Sénégal, les Tontons Gérard DAKO, André, Gérard, Raphaël, Koukel, les Tatas ma Yaya Merel OTANDO, Cresh, Laure, Louise, Romualde, ma grande sœur Shélie DICKA, ma grande Abigaïl, ma camarade Rama, Jasmine, ma Yaya Grâce MADISSA, Jobelle, ma tata Agnès, Grâce KOKOE, ma très chère voisine Anne Dorcas, ma petite sœur Nadège,

Véronique, Fatou, Eunice, Malène, Fallone,

iii

Chelsea, Gloria, Gloirdine, Maman Love, Bénith, ma voisine Ginelle, Gelda, et à ma FFF Sylvana MAPANGOU ; Vous êtes la famille unique en son genre que j’ai connu à Dakar mes Tontons et mes Tatas. Vous avez partagé avec moi ma joie et ma tristesse, vous êtes une fierté pour moi. Je vous aime. A tous les enfants de l’Ecole du Dimanche de Béthel. Vous êtes d’une très grande bénédiction pour moi. A mes frères, sœurs et Amis de Béthel : Jérémie OBOUNAGA, Juste BOUEGNY, Farel, Séverin, Rodney, Serge KANFOME, Giscard TOMO, Halrick, Emmanuelle, Alex MANE, Rébecca TOMO, Didier MALOU, Phinées, Elysée, Sandra, à vous mes mamans de la cellule de Ben Taly ; à mes frères caravaniers 2016 Bouche Bée-et-associés, à mes mamans à Béthel, à mon Papa bien aimé Papa Boniface KOUASSI ; J’ai aimé, et appris de vous, l’humilité, la sagesse et le caractère d’un bon frère et Homme de Dieu. Avec chacun de vous, j’ai une histoire singulière. Demeurez toujours les bons frères que j’ai connus et que le Seigneur vous bénisse encore. A mes ainés : Dr Théodore DOMAGNI, Dr Fatou, Dr Narcisse, Dr SANI Yawavi Justine, Dr BAGNA, Dr KOMBATE, Dr BANGUE Lamboni, Dr TARE, Dr DUHO, Dr. Shahïbou, Dr Gérard DIOP, Dr DAHOUROU A mes compatriotes promotionnels : Dr PENOUKOU Etsri Kokou, Dr KOUMAÏ Abasse, Dr KASSIME Raïsha, Dr KOKOA Djiromba, Dr AKIBODE Fafadji A tous mes compatriotes de l’EISMV de Dakar Au professeur Philippe KONE Au Professeur Gualbert S. NTEME ELLA Au Docteur Miguiri KALANDI A tous mes Ainés enseignants à l’EISMV de Dakar Professeur AKAKPO, Docteur AKODA, Professeur GBATI, Professeur Ayao MISSOUHOU, Dr Assiongbon TEKO-AGBO

Au Dr KONE Broulaye et toute sa famille : Vous m’avez appris qu’à l’EISMV de Dakar, qui entre à l’EISMV, ressort Docteur vétérinaire de son état. Vous m’avez aussi inculqué cette vérité : Impossible n’est pas Togolais. Recevez ici ma reconnaissance pour toutes vos actions en ma faveur tout au long de ma formation ici à l’EISMV. A la famille BOUARE A mes promotionnels de l’Université de Lomé DJOBO Yanissou, AGALATOSSI Hermou, SAMEY Yaovi, BAMOE Safaou, LAMBONI Bapayene, HAYIBO Souleymane, MALE Aïcha, OURO-SALIM Omar

A mes Promotionnels de MASTER EGRS 2015-2016 Merci à vous tous pour m’avoir encouragé à chercher toujours l’excellence en tout.

REMERCIEMENTS

Nos Sincères remerciements à l’Union Monétaire Ouest Africaine (UEMOA) pour avoir financé nos travaux de recherche dans le cadre général de l’amélioration de la santé animale et du développement de l’élevage en Afrique de l’Ouest. Vous nous avez permis de réaliser ce travail dans de bonnes conditions et de mettre à jour des connaissances scientifiques chez l’âne dans le domaine de la santé animale. Merci

Nos sincères remerciements au Directeur Général de l’EISMV, Professeur accompagnateur de la 43ième Promotion, Professeur Yamba Yalacé KABORET  A mes encadreurs :

Professeur Ayayi Justin AKAKPO

Professeur Philippe KONE

Professeur Mireille Catherine KADJA WONOU

Professeur Oubri Bassa GBATI

Docteur L. Dieudonné DAHOUROU

Docteur André Prisca NDOUR

Vous n’avez ménagé aucun effort pour m’aider à réaliser ce travail, vous avez accepté volontiers mes sollicitations.  Aux professeur Sylvie DIOP, Rianatou BADA ALAMBEDJI, pour leur disponibilité.  A l’UEMOA pour cette opportunité.  A Monsieur Théophraste LAFIA, chef de la scolarité de l’EISMV  A tous le personnel administratif de l’EISMV  A Madame Mariane DIOP  Au Docteur Moustapha LO  Au Docteur Ismaëla SECK  A Monsieur Cheikhouna DIATTA  A Monsieur Bénilde OUDIANE  A toute la grande famille du Groupe Biblique Universitaire de Dakar (GBUD)  A toute la cellule du Groupe Biblique Universitaire (GBU) du Véto  A tous nos maîtres de l’EISMV pour la qualité des enseignements reçus  A l’Amicale des Etudiants Vétérinaire Togolais de Dakar (AEVTD)  A l’Amicale des Etudiants Vétérinaire de Dakar (AEVD)  A mes parents de clinique Broulaye KONE, Ivana AWORE et Géraldine LEYOGO  A mon fils de Clinique Babacar GUEYE Président de l’AEVD 20142015 vii

 A toute la famille de la 43ième Promo « Promotion Idrissa NASSA »

A nos maîtres et juges A notre Maître et président du Jury, Madame Sylvie DIOP, Maître de Conférences Agrégé à la Faculté de Médecine de l’Université de Thiès: Vous nous avez fait l’honneur de présider ce jury, malgré votre programme très chargé. Veuillez trouver ici, l’expression de notre profonde gratitude et nos sincères remerciements. Hommage respectueux. A notre Maître, directeur et rapporteur de thèse, Madame Mireille KADJA WONOU. Maître de Conférences Agrégé à l’EISMV de Dakar : En acceptant de diriger ce travail, vous nous faites un grand honneur. Votre disponibilité, votre patience et votre soutien nous ont beaucoup touché. Veuillez trouver ici, cher Maître, l’assurance de notre sincère reconnaissance et de notre profonde admiration. Hommage respectueux. A notre Maître et juge, Monsieur Justin Ayayi AKAKPO, Professeur à l’EISMV de Dakar : Vos valeurs intellectuelles et humaines, imposent admiration et respect. Nous vous sommes très reconnaissant d’avoir accepté avec spontanéité de siéger dans ce jury et cela en dépit de vos multiples charges. Veuillez trouver ici, toute notre gratitude et notre grande considération.

viii

Sincères remerciements. A notre Maître et juge, Monsieur Oubri Bassa GBATI, Maître de Conférences Agrégé à l’EISMV de Dakar : Nous sommes très sensible à l’honneur que vous nous faites en acceptant spontanément de juger ce travail. Votre dynamisme et votre amour du travail bien fait forcent admiration et respect. Veuillez accepter nos sincères remerciements.

« Par délibération la Faculté de Médecine, de Pharmacie et d’Odontologie et l’Ecole Inter-Etats des sciences et Médecine Vétérinaires de Dakar ont décidé que les opinions émises dans les dissertations qui leur seront présentées, doivent être considérées comme propres à leurs auteurs et qu’elles n’entendent donner aucune approbation ni improbation »

LISTE DES ABREVIATIONS

: Pourcentage

: Degré

°C

: Degré Celsius

AHS

: African Horse Sickness

AHSV

: African Horse Sickness Virus

ANSD

: Agence Nationale de la Statistique et de la Démographie

APDI

: Arrêté Portant Déclaration d’Infection

ARN

: Acide Ribonucléique

BHK

: Baby Hamster Kidneys

CRZ

: Centre de Recherche Zootechnique

DEFRA

: Department for Environment, Food, and Rural Affairs

DGSV

: Direction Générale des Services Vétérinaires

: Densité Optique

DIREPA

: Direction de l’Elevage et des Production Animales

ECP

: Effet Cyto-Pathogène x

EISMV

: Ecole Inter-états de Sciences et de Médecine Vétérinaires

ELISA

: Enzyme-Linked Immunosorbent Assay

FAO

: Food and Agriculture Organisation

FAOSTAT : Food and Agriculture Organisation Statistics FC

: Fixation du Complément

: Gramme

INED

: Institut National d’Etudes Démographiques

ISRA

: Institut Sénégalais de Recherche Agricole

JBJWSTM : Jongbaueren a Jongwënzer – Service Tiers-Monde Kg

: Kilogramme

Km²

: Kilomètre carré

: Likelihood Ratio

MIPI

: Microbiologie Immunologie et Pathologie Infectieuses

MRA

: Ministère des Ressources Animales

: Monkey Stable

: Nom Déposé

NEC

: Note d’Etat Corporel

OECD

: Organization for Economic Cooperation and Development

OIE

: Organisation Mondiale de la Santé Animale

ONG

: Organisation Non Gouvernementale

OPB

: Onderstepoort Biological Products

: Prévalence apparente

PCR

: Polymerase Chain Reaction

: Peste Equine

: Prévalence globale

PIB

: Produit Intérieur Brute xi

: Prévalence réelle

RT-PCR

: Reverse Transcriptase Polymerase Chain Reaction

: Sensibilité

: Spécificité

: Sérum de veau

UEMOA

: Union Economique et Monétaire Ouest-Africain

: Virus Neutralisation

: Protéine Virale

LISTE DES FIGURES

Figure 1 : Diffusion des ânes à travers l'Afrique ................................................ 5 Figure 2 : Dentition et âge chez l'âne ................................................................. 12 Figure 3 : Représentation schématique des particularités anatomiques de l’âne ..................................................................................................................... 13 Figure 4 : Carte du Sénégal ................................................................................ 15 Figure 5 : Carte climatique du Sénégal, 2007 ................................................... 17 Figure 6 : Âne au pâturage dans le village SENGHOR ..................................... 19 Figure 7: Ane servant de moyen de transport à Tattaguine ............................... 21 Figure 8 : Ane servant au ramassage des ordures à Douroup ............................ 23 Figure 9: Carte climatique du Burkina Faso, 2007 ............................................ 27 Figure 10: Pays membres de l’OIE vis-à-vis de la peste équine........................ 35 Figure 11: Répartition mondiale de la peste équine en 2005 ............................. 37 Figure 12: Répartition mondiale de la peste équine en 2015 ............................. 38

xii

Figure 13 : Structure du virus de la peste équine ............................................... 39 Figures 14 a et b: Deux chevaux en stade terminal de la peste équine avec un exsudat mousseux ................................................................................. 49 Figure 15: Inflammation des muqueuses supraorbitales et celles des paupières .............................................................................................................. 49 Figure 16: Œdème autour des yeux .................................................................... 50 Figure 17 a et b: Œdème pulmonaire observé sur un cadavre .......................... 51 Figures 18 a et b: Hydropéricardite sur cœur ouvert ......................................... 52 Figure 19: Nécrose du myocarde ....................................................................... 53 Figure 20: Carte de l’Afrique de l’ouest montrant le Sénégal et le Burkina ..... 65 Figure 21: Matériel du test de séroneutralisation. .............................................. 68 Figure 22: Proportion d’échantillons par pays. .................................................. 74 Figure 23: Répartition de la NEC au Sénégal. ................................................... 75 Figure 24 : Séroprévalence de l’infection par le virus de la peste équine chez les asins au Burkina Faso et au Sénégal. .................................................... 76 Figure 25: Séroprévalence de l’infection par le virus de la peste équine chez l’âne par zone d’étude au Burkina Faso...................................................... 77 Figure 26: Séroprévalence de l’infection par le virus de la peste équine chez l’âne en fonction des zones d’étude au Sénégal. ........................................ 78 Figure 27: Séroprévalence de l’infection au virus de la peste équine selon le sexe chez l’âne au Sénégal. ............................................................................. 78 Figure 28: Séroprévalence comparées de la peste équine en foction de la NEC chez l’âne au Sénégal ................................................................................. 79 Figure 29: Séroprévalence de l’infection par le virus de la peste équine selon la classe d’âge chez l’âne au Sénégal. ....................................................... 80 xiii

Figure 30: Sérotypes circulants du virus AHSV chez les ânes au Burkina

LISTE DES TABLEAUX Faso et au Sénégal. .............................................................................................. 81 Figure 31: Sérotypes circulants du virus AHSV chez l’âne à Dahra et à Kaolack. ............................................................................................................... 82 Figure 32: Sérotypes circulants du virus AHSV chez les ânes par zone d’étude au Burkina Faso. ..................................................................................... 83

Tableau I : Répartition des animaux selon le sexe par pays .............................. 74 Tableau II : Classe d’âge par pays ..................................................................... 75 Tableau III : Nombre de sérum d’ânes testé au test de la séroneutralisation en fonction de la localité. ....................................................... 80

xiv

SOMMAIRE

PREMIERE PARTIE :

SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE .................................. 21

INTRODUCTION ...................................................................................................................... 1 Chapitre I : L’âne dans le monde ............................................................................................... 4 I.1.

Généralités sur l’âne ..................................................................................................... 4

I.1.1. Historique .................................................................................................................. 4 I.1.2. Classification ............................................................................................................. 5 I.2.

Races asines en Afrique de l’ouest............................................................................... 6

I.2.1. Ane de l’Air ............................................................................................................. 6 I.2.2. Ane de Mauritanie ................................................................................................... 7 I.2.3. Ane du Gourma ....................................................................................................... 7 I.2.4. Ane Minianka .......................................................................................................... 7 I.2.5. Ane du Yatenga ....................................................................................................... 7 I.2.6. Ane du Sahel ........................................................................................................... 8 I.3.

Caractéristiques générales de l’âne .............................................................................. 8

I.3.1. Caractères généraux et utilisation de l’âne en Afrique ............................................ 8 I.3.2. Données zootechniques sur l’âne ............................................................................ 9 I.3.3. Etat corporel de l’âne............................................................................................... 9 xv

I.3.4. Alimentation de l’âne ............................................................................................ 10 I.3.5. Dentition et détermination de l’âge ....................................................................... 10 I.3.6. Identification des ânes ........................................................................................... 12 Chapitre II : Place de l’âne au Sénégal..................................................................................... 15 II.1. Présentation du Sénégal ............................................................................................. 15 II.1.1. Situation géographique .......................................................................................... 15 II.1.2. Découpage administratif ........................................................................................ 16 II.1.3. Climat .................................................................................................................... 16 II.1.4. Températures ......................................................................................................... 17 II.1.5. Précipitations ......................................................................................................... 18 II.1.6. Hygrométrie........................................................................................................... 18 II.1.7. Vents ...................................................................................................................... 18 II.2. Elevage de l’âne au Sénégal ....................................................................................... 18 II.2.1. Répartition du cheptel asin au Sénégal .................................................................. 18 II.2.2. Races d’ânes rencontrées au Sénégal .................................................................... 19 II.2.3. Mode d’élevage de l’âne au Sénégal ..................................................................... 20 II.2.4. Importance de l’élevage de l’âne au Sénégal ........................................................ 20 II.2.4.1.

En milieu rural ......................................................................................... 20

II.2.4.1.1.

Transport............................................................................................. 20

II.2.4.1.2.

Culture attelée ..................................................................................... 21

II.2.4.1.3.

Héritage .............................................................................................. 21

II.2.4.1.4.

Dons et dot .......................................................................................... 21

II.2.4.1.5.

Religieux et mystique ......................................................................... 22

II.2.4.2.

En milieu urbain ...................................................................................... 22

II.2.4.2.1.

Production de viande .......................................................................... 23

II.2.4.2.2.

Courses hippiques ............................................................................... 23

II.2.5. Contraintes liées à l’élevage de l’âne au Sénégal .................................................. 24 II.2.5.1.

Contraintes sanitaires .............................................................................. 24

II.2.5.2.

Contraintes nutritionnelles ...................................................................... 24

II.2.5.3.

Contraintes zootechniques....................................................................... 24

Chapitre III : Place de l’âne au Burkina Faso .......................................................................... 26 III.1. Présentation du Burkina Faso (Source : ANSD du Burkina Faso) ............................ 26 III.1.1. Situation géographique .......................................................................................... 26 III.1.2. Découpage administratif ........................................................................................ 26 xvi

III.1.3. Climat .................................................................................................................... 26 III.1.4. Régions climatiques .............................................................................................. 26 III.1.5. Températures ......................................................................................................... 27 III.2. Généralités sur l’âne au Burkina Faso ....................................................................... 28 III.2.1. Races d’ânes rencontrées au Burkina Faso ........................................................... 28 III.2.2. Elevage de l’âne au Burkina Faso ......................................................................... 28 III.2.2.1.

Mode d’élevage de l’âne au Burkina Faso .............................................. 29

III.2.2.1.1.

Sédentarisme....................................................................................... 29

III.2.2.1.2.

Nomadisme ......................................................................................... 30

III.2.2.1.3.

Transhumance..................................................................................... 30

III.2.2.2.

Importance de l’élevage de l’âne au Burkina Faso ................................. 30

III.2.2.2.1.

Rôle de l’âne en milieu rural .............................................................. 30

III.2.2.2.2.

Rôle de l’âne en milieu urbain ............................................................ 32

III.2.2.2.3.

Rôle de l’âne en production de viande ............................................... 32

III.2.2.2.4.

Autres utilisations de l’âne : aspect socio-médical et mystique ......... 32

III.2.2.3.

Contraintes liées à l’élevage de l’âne au Burkina Faso ........................... 33

Chapitre IV : La Peste Equine .................................................................................................. 35 IV.1. Définition ................................................................................................................... 35 IV.2. Situation mondiale et historique de la peste Equine en Afrique de l’Ouest ............... 35 IV.3. Ethologie de la peste équine ....................................................................................... 36 IV.4. Répartition géographique ........................................................................................... 37 IV.5. Propriétés physico-chimiques du virus ...................................................................... 38 IV.5.1. Morphologie et structure du virus ......................................................................... 38 IV.5.2. Propriétés physico-chimiques................................................................................ 39 IV.5.2.1. IV.5.2.1.1.

Propriétés Physiques ............................................................................... 39 pH ....................................................................................................... 40

IV.5.2.2.

Propriétés chimiques ............................................................................... 40

IV.5.2.3.

Résistance dans le milieu biologique ...................................................... 40

IV.5.2.4.

Caractères culturaux ................................................................................ 40

IV.5.2.4.1.

In vivo ................................................................................................. 40

IV.5.2.4.2.

In ovo .................................................................................................. 41

IV.5.2.4.3.

In vitro ................................................................................................ 41

IV.5.3. Propriétés biologiques du virus ............................................................................. 42 IV.5.3.1.

Pouvoir pathogène ................................................................................... 42 xvii

IV.5.3.1.1.

Variations dans les conditions naturelles ........................................... 42

IV.5.3.1.1.1.

Variations quantitatives ............................................................... 42

IV.5.3.1.1.2.

Variations qualitatives ................................................................. 42

IV.5.3.1.2.

Variations dans les conditions expérimentales ................................... 42

IV.5.3.1.2.1.

Variations quantitatives ............................................................... 42

IV.5.3.1.2.2.

Variations qualitatives ................................................................. 43

IV.5.3.2.

Pouvoir antigénique................................................................................. 43

IV.5.3.3.

Pouvoir immunogène .............................................................................. 43

IV.5.3.4.

Pouvoir hémagglutinant .......................................................................... 44

IV.6. Espèces affectées ........................................................................................................ 44 IV.6.1. Cheval .................................................................................................................... 44 IV.6.2. Mulet ..................................................................................................................... 44 IV.6.3. Âne et le zèbre ....................................................................................................... 44 IV.6.4. Chien ..................................................................................................................... 45 IV.6.5. Homme .................................................................................................................. 45 IV.7. Pathogénie .................................................................................................................. 45 IV.8. Transmission .............................................................................................................. 45 IV.9. Importance économique ............................................................................................. 46 IV.10. Importance sanitaire ................................................................................................... 46 IV.11. Etude clinique............................................................................................................. 46 IV.11.1.

Pathogénie ...................................................................................................... 46

IV.11.2.

Période d’incubation ...................................................................................... 47

IV.11.3.

Signes cliniques .............................................................................................. 47

IV.11.3.1.

Signes prodromiques. .............................................................................. 47

IV.11.3.2.

Forme pulmonaire ou forme Hyper-aigue ............................................... 48

IV.11.3.3.

Forme cardiaque ou forme Subaigüe œdémateux ................................... 49

IV.11.3.4.

Forme aiguë ou forme mixte ................................................................... 50

IV.11.3.5.

Forme frustre ou sub-clinique fiévreuse de la peste équine .................... 50

IV.11.4.

Lésions post-mortem ...................................................................................... 51

IV.11.4.1.

Forme pulmonaire ................................................................................... 51

IV.11.4.2.

Forme cardiaque ...................................................................................... 52

IV.11.4.3.

Autres formes .......................................................................................... 53

IV.11.5.

Lésions microscopiques ................................................................................. 53

IV.12. Diagnostic .................................................................................................................. 53 xviii

IV.12.1.

Diagnostic clinique ......................................................................................... 53

IV.12.2.

Diagnostic de laboratoire ............................................................................... 54

IV.12.3.

Diagnostic précoce ......................................................................................... 54

IV.12.3.1.

Prélèvements ........................................................................................... 54

IV.12.3.1.1. Isolement viral .................................................................................... 54 IV.12.3.2.

Sérologie.................................................................................................. 55

IV.12.3.2.1. Tests recommandés pour les diagnostics sérologiques ...................... 57 IV.12.4.

Diagnostic différentiel .................................................................................... 57

IV.13. Prévention et contrôle ................................................................................................ 57 IV.14. Législation sanitaire selon OIE .................................................................................. 59 DEUXIEME PARTIE :

ETUDE EXPERIMENTALE ......................................... 62

Chapitre I : Matériel et méthodes ............................................................................................. 63 I.1.

Période et Zone d’étude ............................................................................................. 63

I.2.

Matériel et méthode.................................................................................................... 65

I.2.1. Matériel ................................................................................................................. 65 I.2.1.

Matériel de prélèvement sur le terrain..................................................... 66

I.2.2.

Matériel d’analyse au laboratoire ............................................................ 66

I.2.2. Méthode ................................................................................................................. 68 I.2.2.1.

Méthode d’échantillonnage ..................................................................... 68

I.2.2.2.

Méthode de prélèvement ......................................................................... 69

I.2.2.3.

Méthode d’analyses sérologiques............................................................ 69

I.2.2.4.

Traitement des données ........................................................................... 72

Chapitre II : Résultats ............................................................................................................... 73 II.1. Résultats de l’enquête sociodémographique .............................................................. 73 II.1.1. Résultat d’ensemble par pays ................................................................................ 73 II.1.2. Variation selon le sexe par pays ............................................................................ 74 II.1.3. Variation selon la classe d’âge au Sénégal ............................................................ 75 II.1.4. Variation selon la Note d’Etat Corporelle (NEC) au Sénégal ............................... 75 II.2. Séroprévalence en ELISA .......................................................................................... 76 II.2.1. Résultat global ....................................................................................................... 76 II.2.2. Variations au Burkina Faso ................................................................................... 76 II.2.2.1.

Variations de la séroprévalence selon la zone ......................................... 77

II.2.3. Variations au Sénégal ............................................................................................ 77 II.2.3.1.

Variation de la séroprévalence selon la zone .......................................... 77 xix

II.2.3.2.

Variation de la séroprévalence selon le sexe ........................................... 78

II.2.3.3.

Variation de la séroprévalence selon la NEC .......................................... 79

II.2.3.4.

Variation de la séroprévalence selon l’âge .............................................. 79

II.3. Résultats de la séroneutralisation pour l’identification des sérotypes ....................... 80 II.3.1. Répartition des 9 sérotypes du virus de la peste équine au Sénégal et au Burkina Faso .......................................................................................................... 80 II.3.2. Répartition des neuf sérotypes du virus de la peste équine en fonction de la Zone d’étude .......................................................................................................... 81 II.3.2.1.

Sérotypes circulants au Sénégal .............................................................. 81

II.3.2.2.

Sérotypes circulants au Burkina Faso ..................................................... 82

Chapitre III : Discussions et Recommandations ...................................................................... 84 III.1. Discussion .................................................................................................................. 84 III.1.1. Limites de l’étude .................................................................................................. 84 III.1.2. Discussion de la zone d’étude et de la méthodologie ............................................ 84 III.1.3. Discussion des résultats ......................................................................................... 86 III.1.3.1.

Prévalences .............................................................................................. 86

III.1.3.1.1.

Par pays .............................................................................................. 86

III.1.3.1.2.

Selon la zone d’étude.......................................................................... 89

III.1.3.1.3.

Par sexe ............................................................................................... 90

III.1.3.1.4.

Par classe d’âge .................................................................................. 91

III.1.3.1.5.

Par NEC .............................................................................................. 91

III.1.3.2.

Répartition des sérotypes par pays .......................................................... 91

III.1.3.3.

Discussion de la répartition des 9 sérotypes en fonction de la zone ....... 94

III.1.3.3.1.

Au Sénégal.......................................................................................... 94

III.1.3.3.2.

Au Burkina Faso ................................................................................. 94

III.1.4. Conclusion partielle ............................................................................................... 94 III.2. Recommandations ...................................................................................................... 95 III.2.1. Recommandations communes aux Burkina Faso et au Sénégal ........................... 96 III.2.2. Recommandations applicables au Sénégal ............................................................ 96 III.2.3. Au Burkina Faso .................................................................................................... 97 III.3. Perspectives ................................................................................................................ 97 CONCLUSION GENERALE .................................................................................................. 99 REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES ............................................................................... 102 ANNEXES ............................................................................................................................. 110 xx

PREMIERE PARTIE : SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE

xxi

INTRODUCTION Depuis la fin de la deuxième guerre mondiale, le monde entier a vu sa population croitre de manière exponentielle. Et de nos jours, la population mondiale est estimée à plus de 7,4 milliards de personnes (INEDE, 2016). Notre continent l’Afrique n’échappe pas à ce phénomène d’explosion démographique. Ainsi, selon l’ONU, la population de l’Afrique en 2015 était de 1,2 milliards. Mais le constat est que cette croissance démographique ne s’accompagne pas de la croissance des ressources disponibles. En effet, selon EECKHOUT (2014), depuis les années 1970, la terre est devenue déficitaire en ressource naturelles, et cela coïncide avec la croissance démographique. EECKHOUT (2014) cite : « selon les calculs de Global Footprint Network, les besoins de l’humanité dépassent de 50% les réserves de ressources renouvelables disponible ». Afin de palier ce déficit en ressources naturelles renouvelables, dans les pays africains, un accent particulier a été mis sur le développement du secteur primaire. En Afrique sub-saharienne, un des objectifs principaux retenus pour ce siècle est la lutte contre la pauvreté en favorisant le développement du secteur agricole ; car ce dernier procure un moyen de subsistance à un grand nombre de personnes dans nos pays. En effet, selon le rapport du OECD (2008), la banque mondiale 1

montre que les résultats enregistrés dans 43 pays indiquent que la croissance du PIB imputable à l’Agriculture améliore le revenu des populations pauvres de deux à quatre fois plus que la croissance la croissance du PIB sans rapport avec l’Agriculture. Dans ce secteur, une place importante est à accorder à l’élevage car elle représente plus de la moitié de la production agricole mondiale et participe à 30% du PIB agricole en Afrique (THORNTON, KRUSKA. et al, 2002). Mais aussi selon la FAO (2013), l’élevage contribue au moyen d’existence d’environ 70% des populations rurales pauvres dans le monde. L’élevage représente donc une lueur d’espoir dans la lutte contre la pauvreté dans les pays africains. Ainsi remarque-t-on de nos jours, un développement remarquable de l’aviculture, l’embouche bovine, la production laitière et celle des petits ruminants. Une autre catégorie d’animaux élevés en Afrique est : les Equidés à savoir le cheval et l’âne principalement. Contrairement aux autres animaux, dont l’objectif de leur production est l’alimentation humaine, ces derniers sont principalement élevés pour aider l’Homme dans ses différentes tâches. Ainsi, il n’est pas étonnant de voir les chevaux et les ânes tirer des charrettes, transporter des marchandises et servir de moyens de déplacement à l’Homme (KABORE, 2014). Selon la FAO, la population des équidés domestiques (âne et cheval) en Afrique de l’ouest en 2014 est de 7.753.048 têtes. De ce total, les chevaux ont un effectif de 1.923.369 alors que celui des ânes est de 5.829.679 ; (FAOSTAT 2014). De ces données statistiques, nous voyons que l’effectif des ânes est trois fois plus élevé en Afrique de l’Ouest que celui des chevaux. Mais force est de constater que l’âne ne bénéficie pas de la même générosité et bienveillance accordées au cheval ; de même, très peu de travaux scientifiques jusqu’à nos jours ont été réalisés sur l’âne en Afrique. Malgré sa présumé résistance selon la croyance populaire à des infections, l’âne demeure néanmoins sensible à certaines affections non moins redoutables telles 2

que : la peste équine, la gourme et les lymphangites (ANDRIANTSOAVINA, 2015). Bien que ces maladies soient bien étudiées chez le cheval, chez l’âne, elles demeurent mal connues. Pour la peste équine, plusieurs auteurs pensent que l’âne jouerait un rôle majeur dans l’épidémiologie de cette maladie, il est suspecté d’être le réservoir du virus de la peste équine (COLLEGE OF VETERINARY MEDECINE IOWA STATE UNIVERSITY, 2015). C’est dans cette optique qu’un projet a été financé par l’UEMOA avec pour objectif général l’amélioration de la santé asine dans la sous-région. Ainsi, notre étude a porté chez l’âne sur la détermination de la séroprévalence de l’infection par le virus équipestique dans certaines régions du Burkina Faso et du Sénégal et la caractérisation des sérotypes du virus circulant dans ces deux pays. Le travail est présenté en deux grandes parties : La première partie est consacrée à une synthèse bibliographique des connaissances sur l’âne en Afrique, son importance au sein des sociétés sénégalaises et burkinabè et sur la peste équine. La deuxième partie présente notre travail personnel, porte sur les prévalences de l’infection par le virus la peste équine et les sérotypes circulant chez l’âne au Burkina Faso et au Sénégal. Les résultats sont discutés et quelques recommandations et perspectives sont faites avant de conclure.

Chapitre I : L’âne dans le monde I.1. Généralités sur l’âne I.1.1. Historique L’âne ou Equus asinus est comme le cheval, un mammifère de la famille des Solipèdes (équidés) et appartient à l’ordre des Pachydermes. Ses cousins plus ou moins lointains sont : le cheval, le zèbre, l’hémione, l’onagre, le kiang, et le coulan. Suivant les langues, l’âne se nomme : "Donkey" en anglais, (Ass aux Etats-Unis d’Amérique), "Esel" en allemand, "Asino" en italien, "Hmar" en langue arabe, "Osel" en tzigane, "Aghioul" en berbère et en "kabyle", "Lû" en chinois et "Hamor" en hébreux. (LUX et VAN DE PONSEELE, 1992) De 2500 à 3000 ans avant notre ère, les égyptiens avaient déjà apprivoisé l’âne sauvage de Nubie. Cet animal semble d’ailleurs avoir été domestiqué par les Sémites avant le cheval. Son berceau se situe certainement au Nord-est de l’Afrique, dans les pays d’Orient comme nous le montre la figure 1 (page 6). L’âne était présent en Europe dès l’âge de la pierre polie. Il fut introduit en Angleterre vers le Xe siècle et aux Etats-Unis au XVIIIe siècle. Il faudra attendre 1868 pour qu’il arrive au Japon. (LUX et VAN DE PONSEELE., 1992)

Figure 1 : Diffusion des ânes à travers l'Afrique (Source : BLENCH, 1993) I.1.2. Classification Les équidés actuels sont classés en un seul genre, le genre Equus, divisé luimême en cinq sous-genres susceptibles d’être associés en quatre groupes (MONTANE et BRESSOU et al., 1938) Les Equidés caballins ou chevaux proprement dit, constituent le sous-genre Equus, qui comprend : Le cheval sauvage de Prjewalski (Equus caballus Prjewalski Poliakow), de la Dzoungarie, type primitif des chevaux actuels. 5

Le cheval sauvage de Scandinavie (Equus caballus caballus Lyddeker), auquel se rattachent les chevaux domestiques actuels (Equus caballus domesticus). Les Equidés hémioniens constituent le sous-genre Hemionus avec trois formes principales, toutes asiatiques que sont : - les Hémiones (Equus hemionus Pallas) de l’Altaï et du Tibet et les Kiangs (Equus kiang Moorcoft) du Ladak et des hauts plateaux du Tibet ; - l’Hémippe (Equus hemippus, I. Geoffroy) de Syrie ; - l’Onagre (Equus Onagre, Scalater) de la Perse. Les Equidés asiniens, forment de leur côté un sous-genre Asinus exclusivement africain, avec deux formes principales : L’âne de Nubie ou d’Abyssinie (Equus africanus Fitzinger, Equus taeniopus Heuglin) auquel se rattachent les ânes domestiques ; L’âne de Somalie (Equus somaliensis Noack). L’âne de Nubie et l’âne de Somalie, sont les races asines qui avaient peuplé l’Europe et cela remonte à l’âge de la pierre polie. En Europe, l’âne fut souvent malmené et méprisé. Considéré comme le cheval du pauvre. Avec l’essor économique

l’évolution

machinisme

agricole,

leur

effectif

considérablement diminué de nos jours sur le vieux continent (www.anenature.com). Les Equidés zébrins, tous africains eux aussi, peuvent être divisés en deux sousgenres : Dolichlohippus et Hippoligris. I.2. Races asines en Afrique de l’ouest Selon DOUTRESSOULLE (1947), six races d’ânes peuplent l’Afrique Occidentale Francophone . I.2.1. Ane de l’Air

D’une taille moyenne de 1m à 1,10m, sa robe est soit grise et blanche ou rouanne et blanche. Il est assez trapu et harmonique dans son ensemble. Sa tête est longue et fine, avec un crâne étroit et court, une face longue. L’encolure est moyenne, le garrot puissant, le dos droit, la croupe un peu avalée. Cet âne habite le nord de la boucle du Niger. Il est appelé Kobe par les populations locales. I.2.2. Ane de Mauritanie De petite taille 0,90m à 1,05m, à poils ras, à robe variant du gris clair au bai foncé, il a une bande cruciale marquée. Tête carrée, front large, naseaux minces, dos horizontal, croupe courte, membres nets. I.2.3. Ane du Gourma C’est un âne qui a une taille moyenne 1,05m à 1,10m et sa robe est grise avec le blanc qui domine. Ses lignes sont assez harmonieuses ; le corps est à dessus solide et de bonne qualité. Son habitat est la boucle du Niger. I.2.4. Ane Minianka De proportion moyenne mais peu léger dans son ensemble, il est l’âne le plus petit de taille (0,9m à 1m). Sa tête est longue, son chanfrein est rectiligne, ses oreilles sont longues. Le dos est solide. Il a une robe beige avec une bande dorsale et une raie cruciale plus sombres. Sa robe est claire sous le ventre et aux membres, et légèrement zébrée aux canons, aux jambes et aux avant-bras. I.2.5. Ane du Yatenga Fortement charpenté et solide, il a une taille variant de 1,05 à 1,15m ; sa tête est lourde avec de grandes oreilles. Son squelette et sa musculature sont plus développés que dans les autres races. Sa robe est gris-ardoisée, quelquefois nuancée de noir à marque cruciale très apparente. Les poils sont fins, de longueur moyenne (3 à 5 cm) et la crinière assez forte.

I.2.6.

Ane du Sahel

Un peu plus grand et plus étriqué que celui de l’Air, il est plus osseux, mais musclé. La tête est lourde disgracieuse avec un crâne étroit et une face longue. Son système pileux est plus grossier que celui de l’Air. Il est à robe grise quelquefois dépourvue de raie cruciale.

I.3. Caractéristiques générales de l’âne I.3.1. Caractères généraux et utilisation de l’âne en Afrique On trouve l’âne principalement dans presque toutes les zones agro-climatiques (tempérées, semi-arides, montagneuse, etc.). Ils sont capables de maintenir un rythme soutenu sur de longues distances. Les ânes sont des animaux de travail de petite taille qui sont bien adaptés aux zones semi-arides. Ils ne semblent pas se plaire dans un climat humide ou semihumide, mais ont la réputation de résister mieux que les zébus dans les régions infestées par la mouche tsé-tsé (OUDMAN, 2004). Ils sont tout à fait capables de se nourrir uniquement des maigres herbes qu’ils rencontrent sur leur route et ils survivent souvent mieux que les bovins en temps de sécheresse. Ils servent essentiellement à porter des fardeaux, à tirer des charrettes légères ou comme moyen de transport pour les personnes et des marchandises. Bien qu’on les ait parfois considérés comme des animaux ridicules ou inférieurs, ils jouissent d’une excellente réputation d’animaux de travail facile à dresser et d’une grande fiabilité. On fait travailler aussi bien les mâles (qu’ils soient castrés ou non) que les femelles. Les ânes atteignent la maturité vers l’âge de quatre ans et ils ont leur poids maximum vers six ans. En Afrique, ils pèsent généralement entre 120 et 180 kg (OUDMAN, 2004). Élevés 8

dans de bonnes conditions, ils peuvent travailler entre 12 et 15 ans et vivre quelques années de plus. La castration améliore la docilité et la fiabilité des mâles. Il est toutefois important d’avoir de bons mâles pour la reproduction qui peut parfois constituer une source de revenus pour le propriétaire. L’état corporel de l’âne est très important car il détermine son état nutritionnel et ses aptitudes au travail. I.3.2. Données zootechniques sur l’âne Avec un poids moyen variant entre 120 et 180 Kg chez l’adulte et une hauteur au garrot variant de 79 cm à 160 cm chez l’adulte, la reproduction chez l’âne ne se fait qu’à l’âge de 3 ans. Toutefois, ils manifestent une activité sexuelle dès l’âge de 1 an. Le cycle œstral de l’ânesse dure en moyenne 26 jours avec des extrêmes de 23 et 30 jours. La durée de la gestation chez cette espèce est de 365 jours en moyenne (www.asinerie.net). La fréquence des gestation gémellaires est plus élevée chez l’ânesse que chez la jument. L’âne peut s’hybrider avec d’autres équidés. Nous avons ainsi : le mulet qui est issu d’un croisement entre l’âne et la jument ; le bardot, issu d’un croisement entre l’étalon et l’ânesse ; et le zébrâne qui est le produit du croisement entre l’âne et le zèbre. Le sevrage se fait à l’âge de 6 mois en élevage. I.3.3. Etat corporel de l’âne La notation de l’état corporel est un outil pratique d’usage fiable permettant aux partenaires de l’élevage d’estimer les réserves énergétiques des animaux. C’est un indicateur du bilan énergétique qui est utilisé non seulement pour le suivi d’élevage et l’évaluation de la conduite nutritionnelle du troupeau mais aussi dans de nombreuses enquêtes pour évaluer ses relations aussi bien avec les paramètres de production qu’avec les paramètres de reproduction. Le maintien de l’âne dans un état nutritionnel correct est déterminant pour garantir une endurance à l’effort acceptable pour les races d’ânes hors de l’Afrique (Vall et 9

al., 2001). L’état nutritionnel des ânes est caractérisé au moyen d’une grille de notation de l’état corporel. Une note de dos et une note de flanc, sur une échelle de 1 à 4 (émacié, maigre, moyen, bon) sont attribuées à vue selon l’aspect du bassin, de la colonne vertébrale et du côté. La moyenne des deux notes, arrondie au demi-point supérieur, donne la note globale dite note d’état corporelle (NEC) (Vall et al., 2001). L’âge de l’âne est également un paramètre important dans leurs aptitudes au travail. I.3.4. Alimentation de l’âne L’âne est un animal peu exigeant en alimentation. Il se contente du peu. Ses besoins alimentaires dépendent de son poids et du travail qu’il fournit. Et selon son état physiologique, il peut s’agir d’un besoin d’entretien, besoins de croissance, de gestation ou de lactation. Pour les besoins d’entretien quotidiens uniquement, un âne ingère environ 1,5kg à 2,5kg de foin pour 100kg de poids vif (PONSEELE et al., 1992). Cette ration est augmentée de 20% pendant la gestation ; de 30 à 40% pour compenser les besoins de la production laitière après la mise-bas. Il est conseillé de répartir la ration en deux temps pendant la journée, la paille avant l’aliment riche (PONSEELE et al., 1992). Dans les pays africains, selon le mode l’élevage, les ânes sont souvent livrés à eux même pour l’alimentation et l’abreuvement. Ils se nourrissent de résidus de récoltes tels que les tiges de céréales, la paille, la fane d’arachide, et reçoivent quelques fois des compléments alimentaires en période de récolte lorsque la nourriture est en abondance. I.3.5. Dentition et détermination de l’âge Chez l'âne, la deuxième molaire définitive apparaît de 5 à 9 mois plus tôt que chez le cheval, soit vers les 15 mois. Les prémolaires et molaires (dents jugales) atteignent leur longueur maximale à l’âge de 4 ans.

L’âge peut être identifié grâce à la table dentaire (figure 2, page 13) décrit par DAVEZE ET RAVENEAU (2002). Les premières prémolaires (dents de loup) sont souvent présentées (jusqu'à 90% du temps) sur l'arcade supérieure, mais rarement présentées sur l'arcade inférieure. Les canines sont présentes chez le mâle, tandis que chez la femelle, les canines, ou vestiges de celles-ci, sont rarement observées. L'âne a un plus grand degré d’anisognathie par rapport au cheval. Les troubles fréquents de dentition chez l’âne sont l’usure irrégulière, la parodontose avec dépôt de tarte et les fractures des incisives et des canines. Pour les prémolaires et les molaires, les anomalies sont les pointes et de surdents, une denture en escalier, une denture lisse et des fractures.

Figure 2 : Dentition et âge chez l'âne (DAVEZE et RAVENEAU, 2002) I.3.6. Identification des ânes L’identification ou la reconnaissance d’un âne consiste à faire son signalement. Ce signalement peut être soit graphique (à travers un dessin qui représente les 12

marques naturelles de l’âne), soit codifié par l’utilisation des termes spécifiques aux asins. Le signalement d’un âne revient également à décrire l’animal à travers certains éléments les plus importants.

Figure 3 : Représentation schématique des particularités anatomiques de l’âne (Source : www.ane-nature.com) Le signalement graphique des marques est commun aux chevaux et aux ânes. Toutefois, quelques particularités sont à connaître : - le nez bouchard, le nez de biche et le nez de renard sont délimités par un trait en pointillés ; - la bande cruciale, la raie de mulet et la bande scapulaire sont représentées par un trait chargé de rouge ; - la robe éclaircie sous le ventre est délimitée par un trait en pointillés ; - les zébrures sont représentées par un trait dans le sens de la rayure.

La meilleure façon, tout au moins la plus synthétique et la plus complète, de décrire le signalement est de reproduire dans son intégralité la fiche de signalement d'un âne d'origine non constatée (ROSET, 2004). Les éléments les plus importants à prendre en considération sont : la robe, les épis, les marques (TAPSOBA, 2012). La robe : Elle permet une meilleure identification. Cette identification présente quelques difficultés compte tenu des variations saisonnières concernant les poils et les couleurs. L’épi : Elément indispensable, il s'agit de poils divergents ou convergents autour d'un point. Tout équidé est en principe porteur d'un épi au moins, généralement sur la tête et sur l'encolure. Leur description et leur positionnement sont des éléments importants pour l'identification. Les marques : Les marques les plus connues sont la raie de mulet, la raie scapulaire, la bande cruciale et les zébrures. Les généralités sur l’âne étant connues, nous allons maintenant nous intéresser à la place qu’occupe cet animal dans les pays concernés par la présente étude.

Chapitre II : Place de l’âne au Sénégal Ce chapitre est réservé à une présentation sommaire de la géographie, des caractéristiques, des aspects culturels, socio-économiques ainsi que les contraintes liées à l’élevage de l’âne au Sénégal. II.1. Présentation du Sénégal II.1.1. Situation géographique Le territoire sénégalais est compris entre 12°8 et 16°41 de latitude Nord et 17°32 de longitude Ouest. Sa pointe ouest est la plus occidentale de toute l’Afrique continentale. Avec une superficie de 196192km², le Sénégal est un pays de l’Afrique de l’Ouest ouvert sur l’océan Atlantique. Sa capitale est Dakar. Le pays est bordé à l’Ouest par l’océan Atlantique, au Nord par la Mauritanie, à l’Est par le Mali, au Sud par la Guinée-Bissau et la Guinée. Dans le sud du Pays, la Gambie constitue une enclave tout en longueur. (SENEGAL/MINCULT, 2007)

Figure 4 : Carte du Sénégal (source : SENEXERCICE, 2007) 15

II.1.2. Découpage administratif Le Sénégal est composé de 14 régions, 34 départements, 135 arrondissements, 67 communes, et 324 communautés rurales. (SENEGAL/MINCULT, 2007) II.1.3. Climat Le climat et la météo du Sénégal sont liés aux diverses zones géographiques du pays. Le soleil passe au zénith deux fois par an déterminant ainsi deux saisons : Une saison des pluies de Juin à Octobre, dénommée l’hivernage ; et Une saison sèche plus fraiche d’octobre à Juin. La durée de l’hivernage diminue du Sud au Nord : Six mois au Sud, Quatre mois au centre, et deux mois au Nord ; tandis que la saison sèche s’allonge : Six mois au Sud, huit mois au centre et Dix mois au Nord. Il y a au total quatre types de climats bien marqués au Sénégal : Le climat mauritanien : les pluies sont peu abondantes, des vents alizés frais et humides de Décembre à Mai ; les températures varient de 8° à 35°C. Le climat soudanien : les pluies sont peu abondantes, et des hautes températures avec des écarts importants : Podor a entre 8 et 48°C. L’harmattan dessèche tout en saison sèche. Le climat Sénégalais : les pluies sont abondantes, des vents alizés frais et humides et des températures qui varient de 25 à 50°C. Le climat guinéen : les pluies sont plus abondantes, des brises de mer fréquentes et des températures élevées plus constantes. Il n’y a pas l’harmattan. (www.sen-exercice.com)

Figure 5 : Carte climatique du Sénégal, 2007 (Source : www.sen-exercice.com) II.1.4. Températures Les températures varient en fonction des saisons : Pendant l’hivernage, les températures atteignent leur maximum et pendant la saison sèche, et plus particulièrement en Janvier et Février, les températures atteignent leur minimum (en moyenne 16°C au mois de Janvier-Févier) et dépassent rarement les 30°C. Mais le long de la façade atlantique, la mer apporte une fraicheur relative (16 à 30°C) ; et le centre et l’Est du Pays peuvent atteindre les 48°C dans la journée. (www.senegal-oneline.com).

II.1.5. Précipitations Les précipitations moyennes annuelles sont de 400 mm au nord et 500 mm au sud. « D’une manière générale, les précipitations décroissent du sud vers le nord (INSTITUT GEOGRAPHIQUE NATIONAL, 1977). II.1.6. Hygrométrie L’hygrométrie au Sénégal est conditionnée par la proximité de l’océan et par l’influence de la mousson. Les valeurs élevées se rencontrent en juillet et août. II.1.7. Vents On distingue sur le pays, l’alternance de trois principales masses d’air dont les déplacements sont facilités par le caractère plat du relief. La première de ces masses d’air est représentée par l’Alizé maritime constamment humide et marqué par une faible amplitude thermique diurne. La deuxième, l’Harmattan, est caractérisée par une grande sécheresse et par des amplitudes thermiques très accusées. La troisième masse d’air, la mousson, est caractérisée par une faible amplitude thermique, avec des températures plus élevées que celles de l’Alizé maritime et apportant les précipitations (INSTITUT GEOGRAPHIQUE NATIONAL, 1977). II.2. Elevage de l’âne au Sénégal II.2.1. Répartition du cheptel asin au Sénégal Selon la Direction de l’Elevage et ses Production animales (DIREPA), le Sénégal compte environ 452787 têtes en 2011. Cet effectif est inégalement réparti sur l’étendue du territoire : En effet, 7 régions (Thiès, Diourbel, Kaolack, Fatick, Tambacounda, Kolda et Saint louis) du Sénégal regroupent 75% du cheptel asin contre 25% pour les 7 autres. Cet effectif a connu un taux de croissance de 0,6% en 2012 selon un rapport de l’Agence Nationale de la Statistique et de la Démographie, rapport publié en 18

2015. Selon la même source, l’effectif des asins représentait en 2012, 3% du cheptel animal total sur l’étendue du territoire sénégalais (ANSD, 2012), et selon la FAO, cet effectif était de 463279 en 2014 (FAOSTAT). II.2.2. Races d’ânes rencontrées au Sénégal Au Sénégal, il n’existe pas encore de travaux relatifs à l’identification des races asines rencontrées sur l’étendue du territoire. Cependant, selon (ROAMBA, 2014). Il existe une homogénéité des races d’ânes au Sénégal avec une distribution des ânes selon les zones agropastorales. Mais cette étude ne permettait pas de conclure sur la présence d’une seule race d’âne au Sénégal. Selon le même auteur, d’un point phénotypique, deux couleurs de robes sont dominantes au Sénégal : la grise dont la nuance varie du clair au foncé (69%) et la baie variant aussi du clair au foncé (30,9%).

Figure 6 : Âne au pâturage dans le village SENGHOR (Département de Fatick, Région de Fatick au Sénégal, 2016 ; Source : auteur)

II.2.3. Mode d’élevage de l’âne au Sénégal Le mode d’élevage de l’âne au Sénégal est de type sédentaire et est corrélé à la stratégie d’alimentation. Les ânes sont beaucoup plus rencontrés dans les villages et rarement dans les grandes villes. Ainsi, dans les villages, les ânes sont mis en liberté temporaire lorsqu’ils sont entravés dans la concession familiale, situation que l’on observe dans 98% des cas à Sokone (SECK, 2015). Dans certains cas, les animaux sont livrés à eux-même et ils divaguent en petits troupeaux dans le village ; ils sont récupérés au besoin du travail : on parle de mise en liberté permanente. II.2.4. Importance de l’élevage de l’âne au Sénégal Malgré la faiblesse de leur effectif, les ânes occupent une place importante et non négligeable dans la vie socio-économique au Sénégal tant en milieu rural qu’urbains. II.2.4.1. En milieu rural En milieu rural au Sénégal, l’âne est beaucoup plus utilisé pour le transport des marchandises et des personnes, les travaux champêtres et il intervient aussi dans les coutumes et traditions comme par exemple dans des cérémonies religieuses. II.2.4.1.1. Transport L’âne sert de transport des personnes et des marchandises et est le plus souvent attelé à une charrette. Il transporte essentiellement les produits de récolte, des matériaux de construction comme le sable, le bois, les paquets de ciment, des bidons d’eau.

Figure 7: Ane servant de moyen de transport à Tattaguine (communauté rurale dans le département de Fatick au Sénégal, 2016 ; Source : auteur) II.2.4.1.2. Culture attelée De tous les animaux employés pour la culture attelée, l’âne est celui qui développe le plus grand effort de traction par rapport à son poids, 1/5 à 1/6 de son poids. Un âne de 150 kg fournit en moyenne le même effort qu'un bœuf de 260 Kg (BERE, 1981) II.2.4.1.3. Héritage En milieu rural, l’âne fait partie souvent des biens des familles et il est considéré comme un héritage que le chef de famille donne ou offre à ses enfants (les garçons). C’est ainsi qu’il n’est pas étonnant de voir dans le village de MBODIENE, un village sérère, non loin de la ville de MBOUR, chaque jeune garçon avec son ou ses ânes. II.2.4.1.4. Dons et dot Chez la famille peule, l’âne n’intervient pas dans la dot. Cependant, au moment des mariages, les maris peuvent offrir des ânes à leurs femmes. Ceci entre dans 21

le don appelé « tenge » et s’applique à toutes les espèces à usage domestique (DE ZELTNEr, 1916). Mais cette pratique n’est pas systématique puisque certaines femmes achètent leurs ânes après le mariage. Chez les wolofs, l’âne n’intervient pas dans ces pratiques lors des mariages. Sans être une pratique répandue chez tous les laobés, l’âne pouvait faire partie de la dot dans le passé. De nos jours, cette dot est monétarisée (ROAMBA, 2014). II.2.4.1.5. Religieux et mystique Au Sénégal, sur le plan mystique, la tête de l'âne servirait à exorciser les démons de la faim (KABORET, 1996). (MAILLET et al., en 1969) ; ces auteurs ont rapporté que, le brai de l’âne à une certaine heure de la nuit revêtirait d’une signification particulière ; Il faut sacrifier un âne ou un bœuf pour avoir l’autorisation d’en posséder un pour le travail de la terre ; L’âne qui creuse le sol à l’aide de ses sabots (à l’image du creusement d’une tombe) porte malheur ; L’âne qui hoche la tête dans les familles est porteur de malheur ; Si les poils de l’âne ne tournent pas dans le sens des aiguilles d’une montre à des parties bien précises du corps de l’animal, si deux enfants d’une même mère montent sur cet âne, l’un deux mourra dans les 48 heures. II.2.4.2. En milieu urbain En milieu urbain, l’âne est très rarement utilisé et lorsqu’il est utilisé, il sert au transport de marchandises et surtout au ramassage des ordures (figure 8, page 27).

Figure 8 : Ane servant au ramassage des ordures à Douroup (Département de Fatick, Région de Fatick au Sénégal, 2016 ; Source : auteur) II.2.4.2.1. Production de viande En 2013, la FAO a estimé l’abattage d’ânes à 3120 têtes ; et contrairement à certains pays comme le Tchad et le Burkina Faso, la viande d’âne est très faiblement consommée (TAPSOBA, 2012). Au niveau des abattoirs de Dakar, la viande de l’âne est vendue entre 800 et 1000 FCFA le kg d’après les informations recueillies auprès de Mr. Ndao chevillard à l’abattoir de Dakar (ANDRIANTSOAVINA, 2015). Cette viande est destinée aux carnivores domestiques et aux carnivores sauvages des parcs nationaux ou zoologiques. Lorsqu’elle se retrouve dans le circuit de la consommation humaine, elle y est introduite de façon frauduleuse (ANDRIANTSOAVINA, 2015). II.2.4.2.2. Courses hippiques Au Sénégal, la course des ânes a vu le jour avec l’époque coloniale dans la ville de Saint-Louis. De nos jours, cette course est répandue sur toute l’étendue du territoire sénégalais et se fait annuellement sur les terrains ou des stades municipaux de plusieurs localité du pays ; ceci comptant pour un championnat 23

national de course dénommé « mbam ». Pour la saison 2015, la course de lancement était le 14 Février à Bambilor et la finale devrait se dérouler dans la ville de Thiès (SISSOKO, 2015). L’élevage de l’âne tout comme tout autre animal domestique au Sénégal, fait face à des contraintes qui sont les suivantes. II.2.5. Contraintes liées à l’élevage de l’âne au Sénégal Nous pouvons regrouper ces contraintes en trois catégories : sanitaires, alimentaires, zootechniques. II.2.5.1. Contraintes sanitaires Les ânes malgré qu’ils soient intensément sollicités surtout pour des tâches mécaniques, ne bénéficient en retour d’aucun suivi médical. C’est ainsi qu’il est très rare de voir les propriétaires amenés leur âne en consultation de routine chez le vétérinaire. Il faudra attendre un traumatisme, une maladie de l’animal avant de l’amener en consultation ou d’appeler le vétérinaire ou technicien. Paradoxalement à son voisin âne, le cheval est moins utilisé mais bénéficie de plus de soins et d’entretien. II.2.5.2. Contraintes nutritionnelles Quant à l’alimentation, les ânes sont souvent livrés à eux-mêmes dans la nature pour subvenir à leur besoin nutritionnel. C’est ainsi que ses conditions d’alimentation

deviennent

très

difficiles

période

sécheresse.

L’alimentation et l’abreuvement dans des endroits non adaptés favorisent souvent l’apparition de maladies parasitaires. II.2.5.3. Contraintes zootechniques Les ânes sont sélectionnés sur leur performance en considérant leur conformation et leur taille en général. La sélection des ânes n’est pas aussi développée pour permettre un usage raisonné des ânes de trait (SEYIDOU, 24

2013). Par manque d’effectif, certains utilisent des jeunes et les ânesses pour le trait sans pour autant évaluer les effets du travail sur la croissance, la performance et l’aptitude à la gestation chez la femelle. A ces trois catégories de contraintes, nous ajoutons le manque ou l’absence de praticiens vétérinaires dans les villages (lieux où l’on retrouve le plus les ânes).

Chapitre III : Place de l’âne au Burkina Faso III.1. Présentation du Burkina Faso (Source : ANSD du Burkina Faso) III.1.1. Situation géographique Le Burkina-Faso, pays de l’Afrique de l’Ouest en position sud Saharienne, est situé ente les longitudes 5° Ouest et 2° Est, et les Latitudes 9° Nord et 15° Sud. Pays continental, il est le pays africain comptant plus de voisins, il est étendu sur une surface 271000km² et est entouré du Mali au Nord et à l’Ouest, du Niger à l’Est, du Bénin au Sud-est, du Togo et du Ghana au Sud et de la Côte d’Ivoire au Sud-ouest. Sa capitale Ouagadougou est située au centre du Pays. III.1.2. Découpage administratif Le Burkina Faso est divisé en départements formant 45 provinces formant ellesmêmes 13 régions. III.1.3. Climat Le climat est tropical de type soudano-sahélien avec deux saisons très contrastées. Les saisons au Burkina Faso se caractérisent par l’alternance : - d’une saison sèche dont la durée varie de huit mois au Nord à six mois au Sud et - d’une saison humide qui s’étend de Mai à Octobre au Sud et de Juin à Octobre au Nord. III.1.4. Régions climatiques Le Burkina Faso se compose de trois régions climatiques : La zone soudanaise qui occupe le Sud-ouest. C’est la plus humide avec une saison des pluies qui dure six mois et des précipitations pouvant atteindre 1300mm/an ;

La zone soudano-sahélienne qui s’étend sur tout le centre du pays et constitue la région climatique la plus vaste du pays (environ la moitié de la superficie du Burkina Faso). La saison des pluies dure quatre à cinq mois et les précipitations sont comprises entre 600 et 900 mm/an ; La zone sahélienne : il s’agit de la zone climatique la plus sèche du pays. Elle occupe la partie Nord du Burkina Faso, sa pluviométrie peut parfois être inférieure à 150mm/an.

Figure 9: Carte climatique du Burkina Faso, 2007 (Source : www. memoireoneline.com) III.1.5. Températures Quelque soit la période de l’année, les températures sont toujours supérieures à zéro degré, les moyennes annuelles oscillent autour de 35°C et les températures extrêmes se rencontrent dans le nord du Pays. Les mois les plus chauds sont Mars, Avril et Mai tandis que les mois les plus frais sont Décembre, Janvier et 27

Février. Depuis les années soixante, une profonde modification climatique s’est opérée. On constate une tendance à l’aridification avec pour conséquences : - une baisse de la pluviométrie - une augmentation des températures extrêmes - un bouleversement des calendriers agricoles - des apparitions plus fréquentes de poches de sècheresses et - une disparition des espèces végétales III.2. Généralités sur l’âne au Burkina Faso III.2.1. Races d’ânes rencontrées au Burkina Faso Au Burkina Faso, il n’existe pas encore de travaux relatifs à l’identification des races d’ânes rencontrées sur l’étendue du territoire. Cependant, selon (KABORE, 2014), une étude sur la caractérisation morpho biochimique des ânes du Burkina Faso ne permettait pas d’identifier clairement les races d’ânes présentes au Burkina mais selon le même auteur, et d’un point de phénotypique, deux couleurs de robes sont dominantes au Burkina Faso : la grise dont la nuance varie du clair au foncé (81%) et la baie variant aussi du clair au foncé (16,4%). III.2.2. Elevage de l’âne au Burkina Faso L’levage de l’âne au Burkina Faso demeure un élevage de type traditionnel. Elle porte les mêmes traits que celui de la majorité des pays africains. Il n’existe pas à proprement parler d’habitat pour cette espèce. L’âne est laissé à lui-même soit en divagation permanente et revenant le soir trouver un point soit à l’intérieur de la concession ou à l’extérieur de celle-ci. Ce point étant son lieu de repos. Ce point peut être un coin à l’intérieur de la maison, sous un arbre ou dans les cas améliorés à l’intérieur d’un enclos à ciel ouvert.

Quant aux asins d’élevage (ânesses et ânons), ils demeurent sans logement en saison sèche. Ils divaguent, se reposent pendant les heures chaudes de la journée dans les maisons abandonnées ou sous les arbres. Ils passent leur nuit à l’air libre en brousse ou au village et ne bénéficient d’un semblant de logement qu’en saison de pluie où les adultes sont attachés à un point fixe. Toutefois, il n’existe pas d’aménagements spéciaux visant à protéger les animaux contre les intempéries (soleil, pluie, vent, etc.). Le matériel d’élevage y est totalement absent (mangeoires, abreuvoir, etc.). La superficie réservée à chaque animal est généralement suffisante. L’implantation d’un tel habitat ne semble pas tenir compte de certains critères (orientation, dérangement perpétuel des animaux, etc.) (OUMSONRE, 1987). III.2.2.1. Mode d’élevage de l’âne au Burkina Faso L’élevage des asins au Burkina Faso est de type extensif. En dehors de certaines régions du Burkina Faso où la viande est consommée, les asins sont surtout élevés pour les travaux champêtres et le transport. Chez les éleveurs nomades et transhumants possesseurs d’ânes, le mode d’élevage de cette espèce obéit à celui du troupeau bovin. En effet, pour leurs déplacements, les éleveurs nomades et transhumants se servent des ânes pour le transport de leurs bagages (tentes, nattes, eau, ustensiles de cuisine, etc.) et, des fois, certains membres de leur famille (enfants, femme, etc.). Les principaux modes d’élevage asins sont le sédentarisme, le nomadisme et la transhumance occasionnelle (OUMSONRE, 1987). III.2.2.1.1. Sédentarisme Le sédentarisme est le mode d’élevage d’un troupeau dont les déplacements sont limités. Il est surtout pratiqué par les éleveurs agriculteurs et commerçants. Il existe d’autres modes d’élevage : cas des asins accompagnant les troupeaux bovins nomades ou transhumants. 29

III.2.2.1.2. Nomadisme Le nomadisme est un mode de vie caractérisée par le déplacement des populations, déplacement motivé par la quête de la nourriture et ou des pâturages pour leurs bétails. C’est un mode d’élevage propre aux éleveurs de bovins ou de petits ruminants. III.2.2.1.3. Transhumance Quant à la transhumance, il s’agit de la migration périodique des populations animales avec leurs bergers en fonction des conditions climatiques à la recherche de meilleures conditions de vie (bon pâturage, eau…). Les éleveurs retournent à leur campement d’origine en début de saison de pluie. Comme le nomadisme, il est réservé en priorité à l’élevage bovin et petits ruminants. Cependant, il arrive que des asins fassent partie du troupeau des éleveurs nomades ou transhumants. III.2.2.2. Importance de l’élevage de l’âne au Burkina Faso Malgré une espérance de vie très courte liée surtout à un fort taux de prévalence de la trypanosomose animale (SOW et al., 2012), le cheptel asin au Burkina est estimé à 1 009 615 en 2008 (MRA, 2008) avec un taux de croissance annuelle de 2%. L’effectif en 2014 est de 1 136 900 (FAOSTAT). Cette population est assez bien répartie sur l’étendue du territoire Burkinabé. Cette distribution témoigne ainsi de l’importance socio-économique dont revêt l’âne au Burkina Faso. Le rôle de l’âne peut donc être situé à trois niveaux : en milieu rural, en milieu urbain et au plan alimentaire III.2.2.2.1. Rôle de l’âne en milieu rural 30

Au Burkina Faso, compte tenu de la faible mécanisation de l’agriculture, l’âne est l’animal le plus utilisé dans ce sous-secteur. Il est utilisé pour le labour des champs, la traction, le transport des produits de récolte et même de l’agriculteur. Devenu un excellent auxiliaire agricole, l’âne peut être servi au Burkina Faso pour évaluer le rendement champêtre en comptant tout simplement le nombre de charrette tirées par ce dernier (SOW, 2012). C’est dans sens que l’ONG allemande Lëtzebuerger a Jongwënzer Service Tiers-monde a.s.b.l en 2004 a désigné l’âne comme le premier fils du paysan Burkinabé. Le paysan a à sa disposition un auxiliaire lui rendant service pendant plus de 15 ans ce qui n’est pas le cas du Bœuf de trait qui après 3 à 4 ans est reformé. L’âne est aussi utilisé en milieu rural pour le transport des marchandises vers les marchés hebdomadaires, les personnes âgées, les femmes et les enfants aussi constituent ses passagers. En milieu traditionnel, deux techniques sont utilisées pour puiser de l'eau (MOUELE, 1996) : - les techniques traditionnelles qui font appel à la force physique de l’homme et celle qui font appel à la traction animale ; - les techniques modernes qui utilisent la pompe. En Afrique, l'utilisation des pompes s'est soldée par de nombreux échecs dus à des problèmes techniques inadaptés, d'entretien et de maintenance. Pour toutes ces raisons, l'utilisation des techniques traditionnelles demeurent une solution fiable. Mais l'exhaure manuelle de l'eau est une servitude sévère pour les ménagères et les éleveurs (PAGOT, 1985), d'où l'utilisation de plus en plus de celle avec traction animale. Avec un manège relié à une pompe alternative, un âne peut pomper en 20 minutes 3 600 litres d’eau de dix mètres de profondeur. Mais, il est impossible à un seul âne d’effectuer ce travail d’une façon continue pendant plus de 20 minutes (CENTRE TECHNIQUE DE COOPERATION, 2002). Dans l’extrême Nord du Burkina Faso où les puits sont très profonds (+ 31

de 100 mètres), ils aident à puiser l’eau. Têtus, surtout lors d’efforts intenses sans repos, ils sont victimes de mauvais traitement (coups et blessures) entraînant fréquemment des cas traumatiques graves (hématomes, abcès, etc.) (OUMSONRE, 1987). L’âne sert également, avec un équipement adéquat, à faire tourner les roues qui broient le grain (mil en farine, arachide en huile) en milieu rural (KABORET, 1996). III.2.2.2.2. Rôle de l’âne en milieu urbain En milieu urbain, l’âne est principalement utilisé pour le transport dans divers travaux : le transport d’eau potable, de matériaux de construction tels que les planches, les fers à béton, le ciment. Il sert aussi à transporter le bois de chauffe, les céréales, le foin, les produits maraîchers, les marchandises des grands magasins vers les quartiers périphériques et vers les marchés hebdomadaires. Il sert aussi à l’assainissement urbain en transportant les ordures vers les grands dépotoirs. III.2.2.2.3. Rôle de l’âne en production de viande Contrairement au Sénégal où la viande de l’âne est consommée pour des initiations mystiques, cette viande est consommée au Burkina où elle rentre dans l’alimentation humaine de certaines franges de la population en tant que source de protéines animales (KABORET, 1984). En 2009, un effectif de 13084 ânes a été abattu contre 8678 ânes en 2003 (MRA, 2010), montrant ainsi la place prépondérante qu’occupe la viande de l’âne dans les habitudes alimentaires des populations au Burkina Faso. III.2.2.2.4. Autres utilisations de l’âne : aspect socio-médical et mystique

Dans le domaine socio-médical, certains organes de l’âne sont utilisés soit pour combattre certaines affections, soit à des fins divers (fétiches à l’aide d’une queue d’âne) (OUMSONRE, 1987). En ce qui concerne le traitement traditionnel des affections (TAPSOBA 2012) : Le lait d’ânesse est utilisé pour traiter la coqueluche à raison d’une cuillerée à soupe 3 fois par jour pendant 4 à 5 jours ; les effets bénéfiques ne se feraient pas attendre. Le cérumen récolté fraichement d’oreille d’âne est directement appliqué au point d’inoculation, suivi d’un léger massage pour traiter la piqûre de scorpion. Le sabot d’âne sert à traiter les prolapsus du rectum et hémorroïdes. Le sabot d’âne est incinéré, réduit en poudre pour application directe sur la partie malade. Dans le cas du prolapsus rectal, l’application du médicament sera suivie d’une réduction de l’organe. Les effets bénéfiques de cette médication sont bien connus au Burkina Faso dans le traitement des hémorroïdes infantiles. Le placenta d’ânesse est utilisé dans des cas de dystocies chez la femme. Cet organe récupéré lors de mise bas d’une femelle gestante est traité avant d’être administré à la femme en dystocie probablement par voie orale. Le secret qui entoure l’utilisation de cet organe en milieu rural n’a pas permis d’avoir des renseignements clairs et précis. III.2.2.3. Contraintes liées à l’élevage de l’âne au Burkina Faso Bien que relativement plus utile et mieux socialisé au Burkina Faso qu’au Sénégal, l’âne au Burkina Faso fait face à certaines contraintes qui ne sont pas les moins négligeables. En effet, les ânes au Burkina Faso sont souvent victimes de maltraitance de la part de leur propriétaire : ils sont livrés à eux-mêmes pour leur nourriture, fouettés sous des charges lourdes ; exposés à toutes les conditions climatiques 33

(le soleil, la pluie, la fraicheur…) sans abri fixe et bien aménagé. De ce fait, il est fréquent de rencontrer des ânes de transport présentant des lésions traumatiques. Afin de palier à ce fléau, un arrêté ministériel interdisant les mauvais traitements sur les animaux tant domestiques que sauvages apprivoisés ou en captivité, a été pris dans le code de la santé animale de Burkina Faso dans l’article 49 (DGSV, 1989). Sur le plan médical, les ânes au Burkina Faso sont délaissés et selon les statistiques du Ministère des Ressources Animales du Burkina Faso, seuls 3% des ânes bénéficient des soins vétérinaires. Pourtant ces animaux sont la cible de plusieurs pathologies d’origines diverses : virales (peste équine, anémie infectieuse, grippe équine, rage...), bactériennes (tétanos) et parasitaires (trypanosomoses, piroplasmose…). Dans la zone soudanienne, précisément au Sud-ouest, le cheptel asin est faible à cause de la forte présence de glossines vectrices des trypanosomoses animales (SOW et al., 2012). Mais force est de constater que jusqu'à nos jours, aucune étude scientifique n’a été menée pour mesurer le poids de ces maladies chez cette espèce animale dans nos pays africains particulièrement au Sénégal et au Burkina Faso ; pays sur lesquels portent la présente étude.

Chapitre IV : La Peste Equine IV.1. Définition La peste équine est une arbovirose infectieuse non contagieuse transmis par des moucherons hématophages du genre Culicoïdes. Cette maladie affecte essentiellement les équidés dont le cheval et l’âne. Il s’agit d’une maladie à déclaration obligatoire, toutefois, elle n’est pas une zoonose (OIE, 2015). IV.2. Situation mondiale et historique de la peste Equine en Afrique de l’Ouest

Figure 10: Pays membres de l’OIE vis-à-vis de la peste équine, (OIE, 2015)

D’après cette carte, la majorité des pays africains ne sont pas indemnes de la maladie de la peste équine ; le Burkina Faso et le Sénégal, pays sites géographiques de notre étude, en font aussi partie. Selon la rubrique « Evénements épidémiologiques exceptionnels de l’OIE », de la période 2005 jusqu’à nos jours, aucun événement épidémiologique concernant la maladie de la peste équine n’a été signalé au Burkina Faso. Ceci peut se comprendre par le manque d’enquêtes ou d’études menées sur cette maladie sur l’étendue du territoire Burkinabé. Par contre, selon la même source et durant la même période, le Sénégal a connu une épizootie de peste équine due à l’apparition d’une nouvelle souche non encore identifié sur son territoire, avec au total 58 foyers identifiés ; l’unité épidémiologique étant l’exploitation. L’épizootie a entraîné un total de 1169 morts sur un effectif national de 518 212 chevaux estimés et un total de 1357 malades sur un effectif de 517 614 chevaux traditionnels estimés (AKAKPO et al. RASPA, 2011). Ces données nous montrent ainsi l’importance sanitaire et économique de cette maladie. Cela nous amène dont à nous intéresser de la maladie proprement dite dans les lignes qui suivront. IV.3. Ethologie de la peste équine La peste équine est une maladie infectieuse mais non contagieuse, maladie virale à transmission vectorielle, la peste équine comme l’indique son nom est une maladie qui est spécifique à unique à toutes les espèces d’équidés. La maladie de la peste équine encore appelée en anglais "African Horse Sickness" (AHS) est une maladie causée par le virus de la peste équine "African Horse Sickness Virus" (AHSV), un virus non enveloppé, à double brain d’ARN ; il s’agit d’un virus de la Famille des Reoviridea, genre Orbivirus. Sur le plan morphologique et biologie nucléaire, le virus AHSV est comparable à celui de la bluetongue. Il s’’agit d’un virus viscérotrope ayant neuf (9) différents sérotypes numérotés de 1 à 9. 36

IV.4. Répartition géographique

Figure 11: Répartition mondiale de la peste équine en 2005 (OIE, 2005) Il s’agit d’une maladie à répartition mondiale. Elle est de nos jours limitée seulement en Afrique comme nous le montre la figure 11. En nous basant sur la carte de la distribution de la maladie en 2005, en Afrique, et d’après l’OIE, tous les neuf sérotypes étaient présents en Afrique de l’Est et en Afrique du Sud. Et cette répartition reflète en réalité celle des zèbres chez lesquels le virus poursuit son cycle de manière asymptomatique et qui serviraient probablement de réservoir pour le virus AHSV. Seul le sérotype 9 était trouvé au Sénégal où ces animaux étaient absents. 37

Avec la nouvelle répartition mondiale de la maladie en 2015 selon l’OIE comme l’indique la figure 12 (page 39), presque la totalité de l’Afrique peut être considéré comme hébergeant le virus de la Peste Equine.

Figure 12: Répartition mondiale de la peste équine en 2015 (OIE, 2015) IV.5. Propriétés physico-chimiques du virus IV.5.1. Morphologie et structure du virus L’agent responsable de la PE est un virus qui se transmet par l’intermédiaire d’arthropodes vecteurs. C’est un petit virus de l'ordre de 30-80 nm de diamètre à symétrie cubique, proche de celui de la fièvre catarrhale du mouton. Il s’agit d’un virus non enveloppé ayant 92 capsomères autour de la capside en couronne. Son acide nucléique est de l'ARN segmenté double brin, ce qui lui a valu son appartenance au groupe des Ribovirus de la famille des Reoviridae, et du genre orbivirus (ARN double brin orbivirus), doué d'une grande résistance. Le génome du virus de la peste équine africaine est formé de 10 segments double brin d’ARN, qui codent 7 protéines structurales (VP 1-7), la plupart de celles-ci ayant été séquencées pour les sérotypes viraux 4, 6 et 9 et quatre protéines non structurales (NS1, NS2, NS3, NS3A). Les protéines VP2 et VP5 forment la partie externe de la capside du virion, et les protéines VP3 et VP7 38

sont les constituants majeurs de la couche interne de la capside. Les protéines VP1, VP4 et VP6 sont les constituants mineurs de cette couche interne (Figure 13, page 40). Récemment, il a été indiqué que les protéines NS3 sont les secondes protéines virales les plus variables ; les premières plus variables étant la protéine majeure VP2 de la surface de la capside. Cette protéine VP2 est aussi responsable des sérotypes viraux. La VP2 et la VP5 sont responsables de l’activité de neutralisation du virus (MARTINEZ-TORRECUADRAD et al., 1999). Neuf sérotypes distincts de virus de la peste équine ont été identifiés par neutralisation virale, mais quelques réactions croisées ont été constatées entre les sérotypes 1 et 2, 3 et 7, 5 et 8, ainsi que 6 et 9, mais aucune réaction croisée avec d’autres Orbivirus connus n’a été observée.

Figure 13 : Structure du virus de la peste équine. Source : Albina et al., (2007) Le virus de la PE est caractérisé par un certain nombre de propriétés. IV.5.2. Propriétés physico-chimiques IV.5.2.1. Propriétés Physiques

Relativement stable, et particulièrement en présence de protéine, le virus AHSV conserve son caractère contagieux dans le plasma citraté après chauffage à 5575°c pendant 10 minutes. Lyophilisé, ou congelé à -70°C, le virus montre une perte minimale de son titre. Son caractère infectieux est remarquablement stable à 4°C, particulièrement en présence de stabilisateurs comme le sérum et le sodium oxalate, l'acide phénique et la glycérine. Il Peut être stocké au minium 6 mois à 4°C dans le sérum physiologique 10 % et est assez labile entre -20°C et 30°C (OIE, 2015) IV.5.2.1.1. pH Le virus survit dans un pH compris entre 6 et 12. Le virus est facilement inactivé en-dessous du Ph 6. Le pH optimal d’activé du virus AHSV est compris entre 7 et 8,5 (OIE, 2015). IV.5.2.2. Propriétés chimiques Le virus est inactivé dans du formol 0,1% pendant 48 heures, dans du β-propiolactone (0,4%), et dans l’éthylèneimine binaire. Le virus est résistant dans les solvants organiques. Il est résistant à l’acide acétique (2%), au peroxymonosulfate de potassium, au chloride de sodium et à l’hypochlorite de sodium ((OIE, 2015). IV.5.2.3. Résistance dans le milieu biologique La putréfaction ne détruit pas le virus AHSV ; le sang putride demeure infectieux pendant plus de 2 ans. Mais le virus est rapidement inactivé dans les viandes en rigidité cadavérique (par chute du pH) (OIE, 2015). IV.5.2.4. Caractères culturaux IV.5.2.4.1. In vivo La production du virus peut se faire sur de nombreuses espèces animales. Sur la souris, la culture de ce virus est exclusivement neurotrope. Le souriceau 40

nouveau-né est beaucoup plus sensible au virus viscérotrope et est ainsi l’animal de choix pour l’isolement du virus à partir d’équidés infectés. Les passages répétés sur cerveau de souris entrainent une atténuation du pouvoir pathogène du virus pour les équidés mais conservent son pouvoir antigénique (HOWELL, 1962). Cela est mis à profit pour la production des vaccins. La culture du virus est également possible sur cobaye après adaptation à la souris, mais les concentrations restent inférieures à celle observées chez la souris. IV.5.2.4.2. In ovo Les virus viscérotrope et neurotrope peuvent être cultivés dans des œufs embryonnés par inclusion intra-vitelline. Le virus viscérotrope se distribue à toutes les parties de l’embryon ; alors que le virus neurotrope, lui se localise seulement au niveau du cerveau de l’embryon (OIE, 2015). IV.5.2.4.3. In vitro Les cultures du virus in vitro se font sur des cellules de première explantation, ou des cellules de lignée. Parmi les cellules de transplantation, on distingue : les cellules de rein d’hamster adulte, les fibroblastes d’embryon de poulet, les cellules du rein d’agneau, de cheval, de veau. Les cellules de lignée utilisées sont : les MS (rein de singe), BHK 21 (rein hamster nouveau-né), Véro (reins de singe vert d’Afrique : Cercopithecus aethiops). L’infection des cellules se fait à partir des virus ayant déjà subi des passages sur cerveau de souriceau. Le virus s’adsorbe sur les cellules et après un temps de latence, entame sa multiplication. Les conséquences de cette multiplication sont les effets cytopathogènes se traduisant par une dégradation cellulaire. Les cellules atteintes s’arrondissent et leur noyau devient granuleux, réfringent, pycnotique et les cellules se désintègrent avec des plages de nécrose sur le tapis cellulaire, qui est détruit totalement en six ou sept jours. 41

Après plusieurs passages sur culture cellulaire, le virus subit des modifications. La première est l’allongement du temps d’incubation chez la souris ; la deuxième est la perte du pouvoir pathogène sur le cheval, tout en conservant le pouvoir immunogène (BOURDIN et MONNIER, 1967). IV.5.3. Propriétés biologiques du virus IV.5.3.1. Pouvoir pathogène Le pouvoir pathogène du virus est variable tant dans les conditions naturelles qu’expérimentales. IV.5.3.1.1. Variations dans les conditions naturelles IV.5.3.1.1.1. Variations quantitatives Le pouvoir pathogène du virus est hautement élevé. Des doses de l'ordre de1/10ème de ml de sang virulent en intraveineuse suffisent pour reproduire la maladie chez les équidés. Il existe néanmoins une grande variabilité de la virulence selon la souche en cause. Les souches les plus agressives provoquent une évolution rapide de l’ordre de 1 à 3 jours, à des doses très faibles avec une issue toujours fatale. Les souches faiblement pathogènes sont responsables d'une maladie à évolution plutôt bénigne, spontanément curable, pouvant à la limite passée inaperçue. IV.5.3.1.1.2. Variations qualitatives Le pouvoir pathogène ne se manifeste que chez les équidés. Le chien peut présenter quelques symptômes après une ingestion de viande d’équidé mort de peste équine pesteuse. Chez le cheval, les souches sont naturellement viscérotropes. IV.5.3.1.2. Variations dans les conditions expérimentales IV.5.3.1.2.1. Variations quantitatives

Le pouvoir pathogène du virus peut être modifié dans le sens de l'exaltation ou de l'atténuation. La culture pouvant se faire soit in vitro (cellules de rein de Hamster), soit in vivo (passage sur souris), ou bien in ovo (inoculation intra vitelline) (BOORNAN et al., 1975). IV.5.3.1.2.2. Variations qualitatives Le virus viscérotrope peut se transformer en virus neurotrope. Le virus conserve en effet sa virulence dans le cerveau des souris inoculées jusqu' à la mort de celles-ci mais semble acquérir un caractère strictement neurotrope. Il fait défaut dans le sang, le foie, la rate et les surrénales des souris malades. Cette modification du tropisme s'observe également sur culture d'embryons de poulets (BOORNAN et al., 1975). IV.5.3.2. Pouvoir antigénique Le virus de la Peste équine ou un de ses constituants (VP2 et VP5) possèdent un pouvoir antigèn car induisant après infection chez l’animal la synthèse d’anticorps décelables par différentes techniques sérologiques : ELISA, fixation du complément, séroneutralisation. Il y a actuellement 9 types antigéniques connus pour le virus de la PE. Cela traduit une pluralité antigénique découverte depuis le début du XXe siècle. En effet les travaux de THELLER cités par HOWEL (HOWELL, 1971) montrent qu’un cheval résiste à l’épreuve d’inoculation par un virus homologue. Par contre, il fait une maladie moins sévère à l’épreuve par un type hétérologue. IV.5.3.3. Pouvoir immunogène L'infection naturelle ou expérimentale confère après guérison une immunité satisfaisante. Cette immunité, en rapport avec les anticorps neutralisants, paraît spécifique

type

parfois

souche.

D’autres

types

d’anticorps

(hémagglutinants, fixant le complément, précipitants) existent mais ne sont pas protecteurs.

IV.5.3.4. Pouvoir hémagglutinant Le virus de la PE possède un pouvoir hémagglutinant pour les globules rouges de cheval, de lapin, et de poulet. Cette propriété est mise à profit à travers la réaction d’hémagglutination et de son inhibition pour les études sérologiques (BOURDIN et MONNIER, 1967 ; CAUCHY, 1987). IV.6. Espèces affectées Par ordre de croissante de sensibilité, cette maladie affecte les chevaux, les mules ; les deux chez lesquels les manifestations cliniques sont les plus fulgurantes ; puis viennent les ânes et les zèbres. IV.6.1. Cheval Approximativement 70 à 80% des chevaux atteints de la maladie de la Peste Equine meurent. C’est l’espèce la plus sensible à cette maladie (OIE, 2015). IV.6.2. Mulet Cet animal se classe en deuxième position quant à sa sensibilité au virus AHSV. Le taux de mortalité des mules atteints par cette maladie est de 50% (MUSSER et BURNHAM, 2006). IV.6.3. Âne et le zèbre Ils sont considérés comme les réservoirs du virus de la peste équine. Toutefois un taux de mortalité de 10% a été relevé dans les populations asines en Europe atteintes de cette maladie (MUSSER et BURNHAM, 2006). Par contre, le zèbre et les ânes africains constituent par excellence les réservoirs naturels du virus AHSV. Chez ces deux espèces, la maladie est souvent asymptomatique et 44

la mortalité est très rare. Le virus AHSV hiberne dans les zèbres, chez lesquels le virus demeure endémique. Ces animaux hébergent le virus et sont souvent source d’épizooties en Afrique.

IV.6.4. Chien Les chiens peuvent être infectés en mangeant une viande d’animal infecté par le virus de la peste équine. par ailleurs, les épizooties des années 1987 à 1990 en Espagne ont montré que des chiens n’ayant pas ingéré de la viande d’animal mort de peste équine, étaient trouvés séropositifs (COLLEGE OF VETERINARY MEDECINE IOWA STATE UNIVERSITY, 2015). IV.6.5. Homme La peste équine n’est pas une zoonose ; et il n’existe pas de preuve scientifique selon laquelle l’homme soit infecté par ce virus. Toutefois, un vaccin neurotrophique adapté aux souris a causé des encéphalites et rétinites chez l’Homme suite à une exposition par voie intranasale. IV.7. Pathogénie La pathogénie de la PE est jusqu’ à présent mal connue. Il semble que le virus agit par fragilisation des parois capillaires. Dès lors, le virus présente un tropisme pulmonaire ou cardiaque, d’où les diverses formes observées de la maladie. Au sein d’un même sérotype, certaines souches semblent plus pathogènes que d’autres (HENNING, 1956 ; ZIENTARA, 2008). IV.8. Transmission La peste équine n’est pas une maladie contagieuse ; c'est-à-dire qu’elle ne se transmet pas directement de cheval à cheval par exemple. Le virus AHSV est transmis par des arthropode-vecteurs du genre Culicoïdes qui sont des moucherons acérés. Le principal vecteur est l’espèce Culicoïdes imicola. Les 45

Culicoïdes sont les vecteurs biologiques de la maladie parce que le virus AHSV se réplique dans leur organisme. Il existe d’autres arthropodes qui peuvent transmettre le virus AHSV, mais ils ne représentent qu’une infime source de cette infection. Certains moustiques peuvent être aussi considérés comme des vecteurs biologiques potentiels de ce virus (DEFRA, 2009) : c’est le cas des Stomoxys et Tabanus. Il existe outre ces espèces, d’autres arthropodes qui peuvent aussi diffuser le virus en tant que vecteurs mécaniques (le virus ne se réplique pas chez eux) ; il s’agit de : Aedes aegypti, Anopheles sephensi, Culex pipiens, Hyalomma dromedarii, Ripicephalus sanguineus. IV.9. Importance économique Il s’agit d’une maladie à importance économique grave. Au Portugal en 1989, suite à cette maladie, une campagne d’éradication a été mise en place ; cette campagne comprenait la vaccination de 170 000 animaux (cheval, âne et mules uniquement concernés). Parmi ces animaux vaccinés, 82 étaient euthanasiés car suspecté d’infection au virus AHSV. Le coût total de cette lutte était de 1,9 millions de dollars américains. Au Sénégal, le coût économique total de l’épizootie de 2007 a été estimé à 896.790.798 FCFA. Cette importance économique n’est que la résultante de l’importance sanitaire liée à cette maladie (AKAKPO et al., 2011). IV.10. Importance sanitaire Il s’agit d’une maladie qui entraine la mort chez les chevaux infectés. Le taux de mortalité chez les chevaux était de 95%, chez les mules 50% et chez les autres espèces sensibles, ce taux variait de de 5 à 10%. L’étude clinique de cette maladie nous permettra de mieux comprendre ce paragraphe. IV.11. Etude clinique IV.11.1. Pathogénie 46

Une fois à l’intérieur de l’hôte vertébré (le cheval par exemple), il se passe une première multiplication du virus AHSV dans les nœuds lymphatiques régionaux suivi d’une dissémination du virus à tout le corps via le système sanguin : c’est la première virémie ou virémie primaire. Cela a pour conséquence l’infection des organes cibles et cellules : poumons, rate et autres tissus lymphoïdes et certaines cellules endothéliales. La multiplication virale dans ces tissus va entrainer une seconde virémie dont la durée et le titre dépendent des facteurs de réceptivité et de l’espèce en cause. C’est cette deuxième virémie qui entraine les différentes manifestations cliniques et les lésions qui leur sont associées.

IV.11.2. Période d’incubation Dans les conditions expérimentales d’infection chez les équidés, cette période a varié de 2 à 21 jours. Mais dans les conditions naturelles d’infection, la durée d’incubation varie selon la forme clinique de la maladie. L’incubation est de 3 à 5 jours pour la forme pulmonaire, 7 à 14 jours pour la forme cardiaque, 5 à 7 jours pour la forme mixe et 5 à 14 jours dans le cas de la forme fiévreuse chez le cheval. IV.11.3. Signes cliniques La peste équine se manifeste sur 4 formes : pulmonaire, cardiaque, mixte et la forme fiévreuse. La mort peut survenir sans apparition des signes cliniques au préalable. Les symptômes de ces maladies sont plus visibles et plus graves chez le cheval avec la forme pulmonaire et celle mixte qui sont les plus prédominantes chez les chevaux. L’âne et le zèbre ne développent presque pas de signes cliniques. La forme fiévreuse qui est la forme moyenne d’expression clinique est souvent développée par les ânes et les chevaux à immunité partielle. IV.11.3.1. Signes prodromiques. 47

Ce sont les signes qui annoncent les manifestations cliniques de la maladie. Chez toutes les espèces sensibles, les signes prodromiques sont les mêmes. Le premier signe clinique est une fièvre de 38,9 à 41,1°C chez le cheval. Le signe clinique qui accompagne le plus souvent cette fièvre est la congestion de la conjonctive des yeux. Plus cette congestion est sévère ou importante, plus l’infection est sévère. Après ces signes initiaux, la maladie peut évoluer sur une des quatre formes telles que citées plus haut. IV.11.3.2. Forme pulmonaire ou forme Hyper-aigue Elle est encore appelée forme centrale et dénommée “Dunkup“ en Afrique du Sud. Elle commence toujours par une fièvre aigüe (39-41°C), qui est concomitante à une détresse respiratoire rapide se traduisant par une respiration abdominale rapide et très forte (la fréquence pouvant atteindre 60 à 70 mouvements respiratoires par minute). L’animal est toujours debout mais avec les pattes antérieures bien tendues et les narines entièrement dilatées. Les autres signes cliniques qui suivent sont : une tachypnée, l’expiration obligatoire, une importante transpiration, des toux spasmodiques, un exsudat nasal sérofibrineux et mousseux. La détresse respiratoire se poursuit très rapidement et l’animal meurt dans les heures qui suivent les signes respiratoires. La mortalité (près de 95%) pour cette forme est presque toujours fatale.

Figures 14 a et b: Deux chevaux en stade terminal de la peste équine avec un exsudat mousseux (source : DEFRA, 2009) IV.11.3.3. Forme cardiaque ou forme Subaigüe œdémateux Encore appelée forme périphérique et dénommée Dikkup en Afrique du Sud, elle commence toujours par une fièvre aigüe de 39,9-41,1°C et dure 3 à 6 jours. Peu avant cette fièvre ne baisse, on remarque une forte inflammation couplée à un œdème des muqueuses des fosses supra-orbitaires et des paupières. Ce gonflement œdémateux s’étend vers les joues, les lèvres, la langue, l’espace inter-mandibulaire, la région du larynx et quelques fois le cou, les épaules et la région du thorax. Il est important de noter qu’aucun œdème des parties inférieures de la jambe n’est observé. Si l’animal se remet, l’œdème diminue progressivement durant les 3 à 8 jours qui suivent. Dans la phase terminale de la maladie pour cette forme, on observe souvent une dépression sévère, des coliques, des pétéchies sur la muqueuse de la face ventrale de la langue et des conjonctivites. La morte s’ensuit par défaillance cardiaque. Et le taux de mortalité pour cette forme est de 50% ou plus. Si l’animal récupère, les gonflements œdémateux s’affaissent progressivement au cours des 3 à 8 jours suivant (MUSSER et BURNHAM, 2006).

Gonflement des fosses supra orbitaires dû à une inflammation des muqueuses de cette fosse

Gonflement des paupières dû à l’inflammation des muqueuses des paupières

Figure 15: Inflammation des muqueuses supraorbitales et celles des paupières 49

(Source : MUSSER et BURNHAM, 2006)

Figure 16: Œdème autour des yeux (Source : DEFRA, 2009) IV.11.3.4. Forme aiguë ou forme mixte Dans cette forme, les symptômes de la forme hyper-aiguë et celle subaiguë sont tous visibles, avec souvent la prédominance de l’une ou de l’autre. Dans la plupart des cas, la forme cardiaque est succinique et est suivi par une sévère détresse respiratoire. De temps en temps, de légers signes respiratoires peuvent être suivis d’œdème puis la mort s’ensuit par défaillance cardiaque. Cette forme clinique de la maladie de la peste équine est rarement (à peine) diagnostiquée cliniquement, mais est souvent observée à l’autopsie après la mort de l’animal. Le taux de mortalité pour cette forme varie entre 70% et 80%. IV.11.3.5. Forme frustre ou sub-clinique fiévreuse de la peste équine Dans cette forme, les signes cliniques sont doux (très légers), il s’agit d’un malaise général ; et la fièvre caractéristique dure souvent 3 à 8 jours. On observe très souvent des rémissions matinales et des exacerbations de ces signes dans l’après-midi. D’autres symptômes peuvent être observés ; toutefois, ces 50

symptômes demeurent très légers. Il s’agit de : une légère anorexie ou dépression, l’œdème des fosses supra-orbitaires, une congestion muqueuse des membranes et une augmentation du rythme cardiaque. Cette forme de la maladie est rarement fatale et l’’animal récupère toujours. Il s’agit de l’unique forme de la maladie présente chez les ânes d’Afrique et chez le zèbre. (Musser et Burnham, 2006) IV.11.4. Lésions post-mortem Les lésions post-mortem sont spécifiques de la forme clinique de la maladie. IV.11.4.1. Forme pulmonaire Dans cette forme, l’œdème inter-lobulaire et l’hydrothorax sont les lésions caractéristiques. Dans la plupart des cas de forme aiguë de cette maladie, un liquide spumeux s’écoule des narines de même qu’à la surface des coupes de poumons. Ces coupes de poumons sont rouges tachetés et lourds mais ne s’effondrent pas dans l’eau. Dans les cas les plus prolongés, il peut y avoir un œdème interstitiel et sub-pleural très étendu. L’accumulation de liquide peut arriver dans les cages thoraciques et abdominales. Souvent l’hydrothorax s’observe avec des poumons aux apparences normales. Les nœuds lymphatiques de la cage thoracique sont tuméfiés et œdémateux. Très rarement, on trouve des hémorragies sub-capillaires dans la rate et une congestion corticale des reins.

Figure 17 a et b: Œdème pulmonaire observé que sur un cadavre (Source : MUSSER, BURNHAM, 2006) 51

IV.11.4.2. Forme cardiaque Un liquide jaune gélatineux peut être observé dans les fascia sous-cutané et intermusculaire de la tête, du cou, des épaules et occasionnellement sur l’abdomen. L’hydropéricarde est fréquent, le péricarde et l’endocarde contiennent souvent des ecchymoses et des pétéchies. Les lésions peuvent être aussi retrouvées sur l’estomac et les intestins, ressemblant à la forme pulmonaire. L’œdème sous-muqueux peut être retrouvé au niveau du caecum, du colon et du rectum. Il y a aussi la possibilité d’observer une ascite. Les poumons sont souvent normaux et l’hydrothorax est rare (MUSSER et BURNHAM, 2006).

Figures 18 a et b: Hydropéricardite sur cœur ouvert (Source : MUSSER et BURNHAM, 2006)

Figure 19: Nécrose du myocarde (Source : Musser et Burnham, 2006) IV.11.4.3. Autres formes Ce sont des formes mixtes associant les formes pulmonaires et cardiaques. Leurs lésions se résument à un mélange des deux formes avec une prédominance de l’une. IV.11.5. Lésions microscopiques Au microscope, les changements histopathologiques sont le résultat d’une importante perméabilité des capillaires sanguins ; ce qui entraine un ralentissement de la circulation. Les poumons montrent une infiltration séreuse des tissus intra-lobulaires avec la distension des alvéoles et de la congestion des capillaires. Les veines centrales du foie sont distendues et le tissu interstitiel contient des érythrocytes et des pigments sanguins ; alors que les cellules parenchymateuses montrent une dégénérescence graisseuse. L’’infiltration cellulaire peut aussi s’observer au niveau du cortex du parenchyme rénal avec une forte congestion de la rate. La congestion peut aussi s’observer dans les muqueuses interstitielles et gastriques avec un gonflement du myocarde et des muscles squelettiques, donnant ainsi un aspect sombre au myocarde. IV.12. Diagnostic Il est difficile de détecter avec précision la maladie en début d’évolution. Toutefois, le diagnostic doit prendre en considération le contact de l’animal avec un vecteur de la maladie. IV.12.1. Diagnostic clinique 53

Les signes cliniques associés aux informations épidémiologiques peuvent suffire pour établir un diagnostic sur le terrain. Ainsi, les signes tels que la fièvre, la dyspnée, l’œdème des salières, l’œdème sous-cutané au niveau de la tête ou des régions de l’encolure, l’œdème pulmonaire, la mort ; associés à la présence des vecteurs dans la zone ou un éventuel contact de l’animal avec ces vecteurs, doivent orienter la suspicion sur la peste équine.

Toutefois, à cause de la

multiplicité des signes cliniques et des lésions macroscopiques qui ne sont pas pathognomoniques (c’est-à-dire propre à la maladie), la suspicion de cette maladie doit être confirmée par l’isolement et l’identification du virus au laboratoire. IV.12.2. Diagnostic de laboratoire Le virus de la peste équine peut être isolé du sang de l’animal vivant ou des échantillons de tissus d’organes prélevés sur le cadavre. Ces organes sont essentiellement les poumons, la rate et les ganglions lymphatiques. Un diagnostic provisoire peut être obtenu par la sérologie si le sang est prélevé pendant l’étape fébrile (au tout début de la maladie). Cependant, la confirmation de laboratoire est essentielle pour le diagnostic définitif et la détermination du sérotype sera importante pour les mesures de contrôle. IV.12.3. Diagnostic précoce Il consiste à détecter les anticorps viraux par sérologie. Ces anticorps sont détectables dans l’organisme déjà 8 à 14 jours après l’infection. Il est conseillé de disposer des sérums regroupant plusieurs sérotypes ; surtout dans les endroits où la maladie est endémique. Les tests disponibles pour ce faire sont : les tests ELISA, la Fixation du Complément (FC), l’Immunoblotting et la Neutralisation Virale. IV.12.3.1. Prélèvements IV.12.3.1.1. Isolement viral 54

L’échantillon peut être le sang total ou les tissus des organes cités plus haut. Le prélèvement sanguin est effectué dans un tube avec anticoagulant. Ce prélèvement doit être fait très tôt dès suspicion de la maladie (au stade de fièvre). Ce prélèvement doit être conservé à +4°C puis envoyé au laboratoire. Pour les tissus, un poids de 2 à 4g d’échantillons de rate, de poumons et de nœuds lymphatiques doivent être prélevés sur un animal suspect fraichement mort. Ces prélèvements doivent être bien conservés et transportés à +4°C au laboratoire. Ces échantillons ne doivent pas être congelés. IV.12.3.2. Sérologie De préférence, une paire de sérums prélevés à 21 jours d’intervalle ; puis conservés au frais 4°C.  Procédures  Isolement virale Elle peut se faire par différentes techniques : - culture cellulaire sur cellules de reins de fœtus d’hamster (BHK-21), ou sur cellules d’insecte (KC) - l’inoculation intraveineuse sur œuf embryonné ; - l’inoculation intracérébrale sur souriceaux nouveau-nés  L’identification virale Plusieurs techniques peuvent être utilisées : - les techniques ELISA : permettent une détection rapide de l’antigène viral dans le sang, la rate et le liquide surnageant des cultures cellulaires. - la neutralisation virale (VN) : elle est actuellement la technique, le test de référence (ou gold standard) aussi bien dans la caractérisation

que l’identification des virus isolés. Cette technique prend 5 jours pour être effectuer. - la RT-PCR : il s’agit d’une technique hautement sensible qui permet la détection d’un nombre très réduit de molécules d’ARN. - Real-time PCR ou PCR à temps réel : cette technique permet la détection de tous les 9 sérotypes du virus AHS

 Caractérisation du virus de la peste équine La Neutralisation virale (VN) est la technique de choix, le test de référence pour l’identification et la caractérisation du virus AHSV, en utilisant des antisérums spécifiques (House et al., 1990). Le test VN peut avoir une valeur supplémentaire

dans

les

études

surveillance

transmission

épidémiologiques, principalement dans les zones endémiques où plusieurs sérotypes sont susceptibles d'être présents. Technique quantitative de détection d’anticorps dans les prélèvements de sérums, son principe est basé sur la neutralisation des virus préalablement titrés mis en incubation avec le sérum ; au cas où ce dernier contenait les anticorps. En effet, ce test permet aussi de faire l’épreuve étalon (gold standard) ; gold standard servant à identifier des souches de virus isolées sur le terrain. Une autre technique qui est la combinaison d’une RT-PCR utilisant un gel spécifique et une real-time RT-PCR utilisant des sondes d’hybridation pour l’identification et la différenciation des génotypes du virus AHSV permet une méthode de caractérisation rapide du virus AHSV en provenance des échantillons tissulaires et sanguin. Il y a une très bonne corrélation entre la RTPCR utilisant le gel spécifique et la Neutralisation Virale (VN). Toutefois, la sensibilité de ces deux tests est plus faible que celle obtenue par le test de diagnostic spécifique par RT-PCR real-time caractérisant les 9 sérotypes.

IV.12.3.2.1. Tests recommandés pour les diagnostics sérologiques Les chevaux qui survivent à une infection naturelle développent des anticorps spécifiques des sérotypes concernés 8 à 12 jours après l’infection. Ainsi, certaines techniques de détection sérologiques sont prescrites dans le Code Terrestre de l’OIE : l’ELISA Blocking, l’ELISA Indirect, et la Fixation du Complément.

IV.12.4. Diagnostic différentiel Il est important de faire un diagnostic différentiel avec les maladies qui suivent : l’Anthrax (zoonose bactérienne due à Bacillus anthracis et entraînant des troubles digestifs, une dépression et des tuméfactions chez les équidés), le Botulisme (due à la bactérie Clostridium botulinum et qui entraine la mort par paralysie flasque de tout le corps), l’Anémie Infectieuse Equine (maladie infectieuse du à un virus de la famille des Reoviridea, entraînant des signes locaux oculaires et des œdèmes des parties déclives avec une anémie marquée), les Trypanosomoses (maladies parasitaires vectorielles), l’Encéphalite Equine de l’Est (une arbovirose qui entraine chez les équidés la fièvre et des troubles de démarche), la piroplasmose (maladie parasitaire transmises par des tiques porteuses de protozoaires Theileria equi et Babesia caballi. Les tiques étant : Dermacentor reticulatus et Dermacentor marginatus), l’Artérite Virale Equine (maladie due à un virus à ARN positif se caractérisant par des signes cliniques variables tels que : l’hyperthermie ; l’anorexie ; des œdèmes de l’abattement. Elle entraine chez la jument des avortements et une infertilité passagère chez l’étalon) et la maladie de l’Infection au Virus Hendra du genre Henipavirus (Zoonose émergente due à un virus de la Famille des Paramyxoviridae,; virus à ARN, qui entraine une pneumonie souvent mortelle chez les équidés). IV.13. Prévention et contrôle 57

Il n’existe aucun traitement spécifique pour l’animal qui fait déjà la maladie, mise à part le repos et les bonnes pratiques d’élevage. Des complications et des infections secondaires peuvent être traitées pendant la phase de récupération. La maladie de la Peste équine n’est pas une maladie contagieuse et ne peut se transmettre que par le biais de vecteur infecté ; principalement les Culicoïdes. Certaines mesures doivent être prises pour contrôler efficacement cette maladie.

Ces mesures sont les suivantes : - Imposer des restrictions de mouvement des animaux pour éviter que ceux déjà infectés n’entrainent la naissance de nouveaux foyers ; - L’abattage des animaux virémiques afin de réduire les sources potentielles du virus pour les insectes vecteurs ; - La modification des techniques d’élevage ; - Le contrôle des vecteurs et - La vaccination En ce qui concerne la vaccination des équidés contre la peste équine en Afrique, il existe des vaccins à virus atténués et des vaccins à virus inactivés. Les vaccins atténués utilisés de nos jours en Afrique sont tous des vaccins polyvalents et sont produits par deux grands laboratoires de référence de l’OIE : Le laboratoire d’Onderstepoort Biological Products (OPB) à Onderstepoort en Afrique du Sud et le laboratoire de l’Institut Sénégalais de Recherche Agricole (ISRA) au Sénégal.

Ces deux laboratoires commercialisent des vaccins

polyvalents vu le contexte actuel de la circulation des différents sérotypes de la maladie sur le continent africain. Ces vaccins ne sont utilisés que dans les pays où la maladie est déjà présente ; mais il faut adapter les vaccins aux sérotypes en circulation.

Il faut noter que le sérotype 6 et le 9 possèdent une communauté antigénique et donc un vaccin comprenant l’un de ces deux sérotypes protège contre les deux. IV.14. Législation sanitaire selon OIE L’OIE prévoit des dispositions à prendre en cas d’infection par le virus de la peste équine. La maladie étant endémique en Afrique, la législation à appliquer est la suivante est donnée par l’article 12.1.4. du code sanitaire de l’OIE pour les animaux terrestres: Délimitation d'une zone de confinement à l'intérieur d'un pays ou d'une zone indemne de peste équine. (OIE, 2016) Dans le cas où des foyers de peste équine en nombre restreint se déclarent à l'intérieur d'un pays ou d'une zone indemne, une zone de confinement unique peut être délimitée dans le but de réduire au minimum les répercussions de ces foyers dans la totalité du pays ou dans la zone considérée. Cette zone de confinement doit comprendre tous les cas signalés, et peut être délimitée à l’intérieur d’une zone de protection. À cette fin, l'Autorité vétérinaire doit joindre les pièces justificatives indiquant : 1. que les foyers ont une portée limitée en raison des facteurs ci-dessous : a. dès la suspicion, une action rapide incluant une notification a été mise en place pour y faire face ; b. l'interdiction des mouvements d'équidés a été décrétée, et des contrôles effectifs sur les mouvements d’équidés et sur la circulation des produits qui en sont issus, cités dans le présent chapitre, sont opérés ; c. des enquêtes épidémiologiques ont été menées en amont et en aval ; d. l’infection par le virus de la peste équine a été confirmée ; e. des enquêtes ont été menées sur la source probable du foyer ; f. il a été établi que tous les cas présentent un lien épidémiologique ;

g. aucun nouveau cas de peste équine n'a été constaté dans la zone de confinement durant une période au moins égale à deux périodes d'infectiosité comme indiqué à l'article 12.1.1. du code sanitaire de l’OIE pour les animaux terrestres ; 2. que les équidés détenus dans la zone de confinement sont clairement identifiables comme appartenant à cette zone ; 3. qu’une surveillance accrue comme prévu aux articles 12.1.11. à 12.1.13. du code sanitaire de l’OIE pour les animaux terrestres, tant passive que ciblée, opérée dans le reste du pays ou de la zone n'a pas permis de déceler la présence d'infection par le virus de la peste équine ; 4. que des mesures zoosanitaires destinées à prévenir d'une manière effective la propagation de l’infection par le virus de la peste équine au reste du pays ou de la zone sont appliquées, en prenant en considération la délimitation d'une zone de protection à l'intérieur de la zone de confinement, les conditions

vectorielles

saisonnières,

les

barrières

physiques,

géographiques et écologiques existantes ; 5. que

des

opérations

continues

de surveillance comme

prévu

aux

articles 12.1.11. à 12.1.13. du code sanitaire de l’OIE pour les animaux terrestres, sont conduites dans la zone de confinement. Le statut indemne de peste équine des secteurs situés hors de la zone de confinement est suspendu jusqu'à ce que la zone de confinement soit délimitée conformément aux alinéas 1 à 5 ci-dessus. Toutefois, en dérogation à l'article 12.1.5. du code sanitaire de l’OIE pour les animaux terrestres ; et dès lors que la zone de confinement est reconnue par l'OIE, il peut être procédé à la levée de la suspension de leur statut. La reconnaissance de cette zone est suspendue dans le cas où l’infection par le virus de la peste équine réapparaît dans la zone de confinement. 60

Au Sénégal, des mesures de lutte sont mises en place et sont maintenues. Ces mesures se résument aux points suivants : La notification des malades chez les équidés domestiques et animaux sauvages, les précautions aux frontières, la surveillance de routine, la restriction des déplacements à l’intérieur du pays puis la vaccination officielle et le suivi uniquement des équidés domestiques (NDIAYE, 2010). Quant au Burkina Faso, aucune mesure n’est prise jusqu’alors pour lutter contre la peste équine. En ce qui concerne la vaccination, le Sénégal vaccine les équidés. Et depuis l’épizootie de 2007, le vaccin le plus complet actuellement utilisé est le POLYEQUIPESTE, un vaccin polyvalent contenant les sérotypes 1,2,3,4,5,7,9. Et les doses utilisées par année ne cessent de croitre depuis l’année de l’épizootie (2007). Le Burkina Faso par contre ne vaccine pas contre cette maladie.

DEUXIEME PARTIE : ETUDE EXPERIMENTALE

Chapitre I : Matériel et méthodes I.1. Période et Zone d’étude Notre travail s’est déroulé dans deux pays différents de l’Afrique de l’Ouest : le Burkina Faso et le Sénégal. Le travail n’a pas couvert tout le pays mais quelques localités de ces deux pays. Les prélèvements ont été réalisés aux mois de JuilletAoût 2015 au Burkina comme au Sénégal. Au Burkina Faso, quatre localités prises dans les régions Centre-Ouest, PlateauCentral, Centrale et la Boucle du Mouhoun, ont fait l’objet de cette étude. Il s’agit de : Samorogouan, Sawana, Ténado, SP, Boromo, Saaba. Au Sénégal, nous avons fait nos prélèvements dans les localités : les communes rurales de Dahra (Région de Louga) et Kaolack (Région de Kaolack).  Ville, chef-lieu du département dont il donne son nom, Ténado est situé au Burkina Faso dans la province de Sanguié dans la région Centre-Ouest. Sa population à majorité GOUROUSSI et peuls vit essentiellement de l’agriculture.  La ville de Samorogouan est à la fois ville et département, sa population est essentiellement rurale avec moins de 7% qui habitent en ville. L’activité principale est l’agriculture.

 Sawana est un petit village non loin de la ville de Ziniaré chef-lieu de la province d’Oubritenga dans la région Plateau-Central au Burkina. La population vit essentiellement des activités du secteur primaire.  Boromo est une commune rurale située dans le département de Boromo dont elle est le Chef-Lieu de la province de Balé. Province qui se situe dans la région de la Boucle de Mouhoun au Burkina Faso. La population de cette commune rurale vit essentiellement des activités du Secteur Primaire : l’agriculture et l’élevage.

 La commune rurale de Saaba, Chef-Lieu de la province de Kadiogo dans la région Centre. Grande Commune rurale située à l’Est de Ougadougou dont elle est distante de 15 kilomètres ; elle est menacée d’absorption par la grande Capitale du Pays. Elle est réputée pour sa viande d’âne et de chien. Cette ville dispose d’un grand abattoir servant de point de vente principal de viande. Nous avons ainsi donc fait des prélèvements sur des animaux à l’intérieur puis en dehors de l’abattoir. Nous les avons codés respectivement par SP et Saaba.  Kaolack est l’une des plus grandes villes du Sénégal et située à 189 kilomètres au Sud-Est de Dakar. Avec une superficie de 16.010 km², la ville de Kaolack était essentiellement caractérisée par l’exportation de l’arachide grâce à son port sur le Saloum. Cela fait déjà présage de la place incontournable de l’âne dans le transport de cette marchandise. La ville de Dahra est située au nord du Sénégal dans la région de Louga. Sa population est à majorité Peul, Wolof et Maure. Cette ville est essentiellement caractérisée par un très fort commerce de bétail donnant rendez-vous chaque dimanche à tous les pays de la sous-région l’un des plus grands marchés hebdomadaires de l’Afrique de l’Ouest. Elle abrite, un Centre de Recherches

Zootechniques (CRZ), et également le haras national qui sert de vivier aux

courses hippiques. Figure 20: Carte de l’Afrique de l’ouest montrant le Sénégal et le Burkina I.2. Matériel et méthode Nous avons fait une étude transversale. Notre travail a consisté tout d’abord à effectuer un prélèvement sanguin chez les ânes dans le but de récupérer le sérum. Cette phase a été suivie par l’extraction du sérum au laboratoire, puis les tests de sérologie. Le matériel ayant servi à chaque étape de ce travail sera décrit dans le paragraphe qui suit. Nous avons le matériel de prélèvement et le matériel de laboratoire. I.2.1.

Matériel

Nous avons le matériel de prélèvement sur le terrain et le matériel d’analyse au laboratoire. 65

I.2.1.

Matériel de prélèvement sur le terrain

Pour réaliser les prélèvements des sérums, nous avons utilisé le matériel cidessous : - des tubes Venoject comprenant des aiguilles et des portes aiguilles ; - des tubes de 10 ml à bouchon rouge ; - des glacières ; - des conservateurs de froid. I.2.2.

Matériel d’analyse au laboratoire

- Centrifugeuse ; - Lecteur ELISA ; - Kit ELISA comprenant les plaques sensibilisées et les réactifs ; - Petit matériel de sérologie ;  Le test d’ELISA Comme matériel, nous avons utilisé un kit ELISA spécifique à la détection des anticorps du virus de la peste équine. Il s’agit du kit INGEZIM AHSV) COMPAC PLUS 14.AHS.K3 produit par le laboratoire Inguenasa, à Madrid en Espagne. Il s’agit d’un kit à ELISA Blocking. Le reste du matériel utilisé est le suivant : - des plaques ELISA à 96 puits : - une micropipette de 10 à 100µl ; - des tubes de 100ml ; - un papier aluminium - des pipettes ; - une poire à pipeter ; - un flacon de 250ml ;  Titrage du virus 66

- des plaques de 96 puits à fond plat avec un couvercle ; - des flacons de cultures confluentes ; - des micro pipettes simple et multi canaux ; - un milieu de culture cellulaire ; - du sérum de veau fœtal (SV) ; - des boites de pétri stériles ; - la Trypsine ; - des tubes de 2mL stériles pour dilution virus.  Neutralisation Virale Nous avons utilisé le matériel suivant : - des plaques de 96 puits stériles à fonds plats avec couvercle ; - des pipettes automatiques simple et multicanaux ; - des pipettes sérologiques stériles ; - des embouts stériles ; - des boîtes de pétri stériles ; - un milieu pour culture cellulaire (Minimum essential Medium) ; - du sérum de veau fœtal ; - des cellules confluentes ; - la Trypsine.

Figure 21 : Matériel du test de séroneutralisation : de la gauche vers la droite : Milieu de culture des cellules ; - Sérum de veau ; - Trypsine ; - Antibiotiques.

I.2.2.

Méthode

Nous exposerons d’abord la méthode de l’échantillonnage, en suite celle du prélèvement sur le terrain, puis celle des analyses sérologiques (ELISA et Séroneutralisation Virale). I.2.2.1. Méthode d’échantillonnage Nous avons effectué un échantillonnage aléatoire en se basant sur les données disponibles c’est-à-dire les effectifs de 463 279 ânes au Sénégal et 1 136 900 ânes au Burkina Faso en 2014 (FAOSTAT, 2015). Nous avons estimé comme fréquences attendues la valeur de 33,33% au Sénégal tout comme au Burkina Faso. En effet, ces valeurs sont tirées de résultats d’études antérieures. Ainsi, NDIAYE (2010) dans ses travaux sur « épidémiologie de la peste équine au Sénégal : cas de l’épizootie de 2007 », a trouvé par le test d’ELISA blocking une séroprévalence de 33,33% chez des ânes non-vaccinés au Sénégal. Au Burkina, 68

il n’existe aucune donnée officielle sur cette maladie et aussi, l’OIE ne dispose d’aucune information sur cette infection au Burkina Faso. Suite à ce manque de données, nous avons appliqué le même taux de prévalence attendue comme au Sénégal. La formule utilisée est la suivante : Avec : N= la Population totale d’ânes p= la fréquence attendue de positifs au sein de l’échantillon d= l’erreur maximale tolérée α= une variable qui dépend du Niveau de Confiance choisis. z= 1,96 En application numérique, nous avons retenu un niveau de confiance de 95% et une erreur maximale de 5%. I.2.2.2. Méthode de prélèvement  Récolte des sérums Les sérums ont été récoltés en faisant une ponction dans la veine jugulaire des ânes à l’aide d’une aiguille et d’un porte aiguille. Le sang est recueilli dans des tubes secs à bouchons rouge. Chaque tube est identifié avec l’initial de la localité et le numéro d’ordre de l’animal. Les prélèvements de sang sont ensuite centrifugés à 3500 tours par minute pendant 5 minutes et les sérums sont récoltés et conservés au congélateur du laboratoire du service de MicrobiologieImmunologie et Pathologie Infectieuse (MIPI) de l’Ecole Inter-états de Sciences et de Médecine Vétérinaires (EISMV) avant tout examen. I.2.2.3. Méthode d’analyses sérologiques  Elisa Blocking

Ce test s’est déroulé au laboratoire de Microbiologie-Immunologie et Pathologies Infectieuses de l’EISMV de Dakar où les sérums ont été conservés à -20°C. Pour ce test, nous avons utilisé un kit dont la sensibilité est de 97,5% et la spécificité 99,5%. Nous l’avons effectué selon les étapes suivantes (La description amplement détaillée de la réalisation de ce test se trouve dans l’annexe 1) : - nous avons d’abord fixé la phase solide sur les plaques ELISA puis incuber une nuit à 4°C ; - nous avons laver les plaques et éliminer le liquide résiduel ; - nous avons mis la solution de blockage, que nous avons éliminé par la suite ; - nous avons titré les prélèvements à tester, laver les plaques ; -

nous avons ajouté le substrat puis observé le développement de la coloration

- nous avons ensuite lues les plaques au spectrophotomètre à 600 nm et cette étape est achevée par l’interpretation.  Echantillonnage pour la séroneutralisation Pour des raisons financières, nous n’avons pas pu faire le sérotypage pour tous les échantillons testés positifs par le test d’ELISA. Nous nous sommes intéressés aux échantillons fortement positifs. Au total, 75 sérums prenant en compte toutes les localités concernées par nos travaux, à la fois du Burkina et du Sénégal mais au laboratoire nous n’avons testé que 45. Ces sérums échantillonnés ont fait l’objet de titrage des virus sur microplaque et la Neutralisation virale. Ces deux tests ont été effectués au Laboratoire de virologie de l’ISRA. Le kit INGEZIM AHSV COMPAC PLUS 14.AHS.K3/2 est un kit spécifique au virus AHSV. Ce test a une spécificité de 99,5% et une sensibilité de 97,5%. Les

caractéristiques de ce test nous ont permis de calculer la prévalence réelle dans chaque pays. Ce calcul est fait en utilisant la formule de Tomas et al. (2001) : Pr = [(Pa + (Sp-1)] / [Sp + (Se-1)]. Avec Pa = Prévalence apparente, Pr = prévalence réelle ; Sp = Spécificité ; Se = Sensibilité Pour les tests de titrage et de séroneutralisation virale, voir les Annexe 2 et 3.

 Séroneutralisation Elle s’est déroulée en deux étapes : le titrage du virus et la neutralisation du virus titré les sérums échantillonnés (Annexes 2 et 3)  Titrage du virus Nous avons préparé des dilutions de virus à titrer de l’ordre de 10 -1 à 10-8. Nous avons réparti une quantité de 50µl de chaque dilution dans 6 cupule d’une plaque de titrage ; nous avons ajouté la même quantité de milieu de culture à ces cupules. A ce mélange, nous avons ajouté 100µl de suspension cellulaire puis incuber le tout à 37°C sous CO2. La lecture s’est fait entre les troisième et le sixième jour post-incubation. La lecture se fait au microscope en dénombrant les cupules présentant un effet cytopathogène (ECP). Les titres de la préparation virale sont calculés selon la technique de Reed and Munch utilisant les totaux cumulés (voir Annexe 2). Les résutats obtenus sont ensuite utilisés pour la neutralisation virale.  Neutralisation du virus Cette technique permet de mesurer le taux d’anticorps présent dans les sérums retenus pour cette épreuve. Nous avons incubé les virus préalablement titrés avec les sérums à tester. Par la suite, nous avons 71

ajouté une suspension cellulaire permettant de titrer les anticorps par l’absence d’ECP. La lecture a été faite au microscope en observant chaque cupule en comparaison aux différents témoins. I.2.2.4. Traitement des données Après les examens de laboratoire, les résultats obtenus ont été saisie avec le Tableur Excel de Microsoft office 2008. Le logiciel R-commander version 3.3.0 a été utilisé pour les tests statistiques et les tests descriptifs. Des tests de Khicarré ou test exact de Fischer selon que les effectifs attendus étaient supérieurs ou non à 5 ; ont été effectués afin d’apporter des précisions sur certains de nos résultats. Nos résultats sont présentés sous forme de tableaux issus des tests statistiques de tris croisés sur R-commander. Certains de nos résultats sont présentés sous forme de camemberts ou de graphiques. Pour faciliter la réalisation des tests statistiques, les données de l’âge et de la note d’état corporelle (NEC) ont été codifiées comme suit : - les animaux ont été catégorisés par classe d’âge. Les ânes d’âge inférieur ou égal à 5 ans sont dits « Jeunes » et ceux d’âge supérieur à 5 ans ont été considérés comme « Adultes ». Pour la NEC, elle a été évaluée selon un système de notation (Vall et al., 2001) allant de 1 à 4 signifiant par ordre croissant 1 : « Emacié » ; 2 : « Maigre » ; 3 : « Moyen » ; 4 : « Bon ». Dans nos résultats, nous avons pris le terme « Gras » à la place de « Bon ». Tous ces paramètres ont été recueillis grâce à un questionnaire avec lequel nous avons mené nos travaux sur le terrain (Confère annexe 4). Seuls les paramètres tels que le sexe, l’âge, la NEC et la localité nous ont été donnés. Nous n’avons pas pu obtenir d’informations sur d’autres paramètres recherchés présents sur la fiche d’enquête (le poids, taille du troupeau, race, mode d’élevage, présence de moustiques, présence de chevaux à proximité etc.).

Chapitre II : Résultats Nous présentons dans ce chapitre tout d’abord les résultats de l’enquête sociodémographique, suivis des résultats des tests de sérologie ELISA pour la séroprévalence et la séroneutralisation pour la caractérisation des sérotypes du virus AHSV chez l’âne. II.1. Résultats de l’enquête sociodémographique II.1.1. Résultat d’ensemble par pays La figure 22 illustre la répartition de nos échantillons selon le pays.

350

[VALEUR]

300

EFFECTIF

250

[VALEUR]

200 150 100 50 0

Burkina Faso

Sénégal PAYS

Figure 22: Proportion d’échantillons par pays. 189 échantillons ont été prélevés au Burkina Faso et 290 au Sénégal ; ce qui fait un total de 479 échantillons répartis dans les proportions de 39% au Burkina Faso, et 61% au Sénégal. Dans chacun des deux pays, la répartition des effectifs est variable selon le sexe, les classes d’âge et la note d’état corporelle (NEC).

II.1.2. Variation selon le sexe par pays Le tableau 1 résume la composition de nos échantillons selon le sexe.

Tableau I : Répartition des animaux selon le sexe par pays Sénégal

Effectif

Pourcentage (%)

Mâle

140

Femelle

150

52 74

Ces résultats selon le sexe concernent le Sénégal, car nous n’avons pas pu les avoir pour le Burkina Faso. II.1.3. Variation selon la classe d’âge au Sénégal Le tableau II résume la composition en âge de nos échantillons. Tableau II : Classe d’âge par pays Sénégal

Effectif

Pourcentage (%)

Jeunes

123

Adultes

167

Nous ne disposons que des données sur le Sénégal. Nous n’avons pas pu avoir ces données pour le Burkina Faso. II.1.4. Variation selon la Note d’Etat Corporelle (NEC) au Sénégal La figure 23 décrit la composition de nos échantillons selon la NEC.

11%

Maigres Moyens Gras

85%

Figur e 23: Répartition de la NEC au Sénégal.

Nous ne disposons que les données sur le Sénégal. Nous n’avons pas pu avoir ces informations pour le Burkina Faso. Selon la figure 23, les animaux maigres représentent 4%, ceux à poids moyens représentent 85% (247/290) et les animaux gras 11%. II.2. Séroprévalence en ELISA II.2.1. Résultat global La figure 24 nous présente les séroprévalences en ELISA obtenues au Sénégal et au Burkina Faso ; avec n = taille de l’échantillon par pays. n

Séropositifs

Effectif

400 300 200

[VALEUR] [VALEUR] [VALEUR]

[VALEUR]

100 0 Sénégal

Burkina Faso Pays

Figure 24 : Séroprévalence de l’infection par le virus de la peste équine chez les asins au Burkina Faso et au Sénégal. Pour l’ensemble des deux pays, la séroprévalence globale obtenue est de 69,1 ± 0,10%. - Au Sénégal, la séroprévalence est de 64,1 ± 5,52% - Au Burkina Faso, la séroprévalence est de 76,7 ± 6,02% Le test de Khi carré d’indépendance nous donne une valeur de p = 0,003584 <0,05 et Khi² = 8,5. Cette séroprévalence, à l’intérieur de chaque pays, varie en fonction de la localité considérée, du sexe, la NEC et l’âge. II.2.2. Variations au Burkina Faso 76

II.2.2.1. Variations de la séroprévalence selon la zone La figure 25 est un graphe qui illustre les séroprévalences obtenues selon les zones d’étude au Burkina, avec N = taille de l’échantillon selon la localité considérée.

Effectif

N 80 70 60 50 40 30 20 10 0

Séropositifs

[VALEUR] [VALEUR] [VALEUR] [VALEUR]

[VALEUR] [VALEUR]

[VALEUR] [VALEUR] [VALEUR] [VALEUR]

[VALEUR] [VALEUR]

Zone d'étude

Figure 25: Séroprévalence de l’infection par le virus de la peste équine chez l’âne par zone d’étude au Burkina Faso. Les séroprévalences au Burkina Faso ont été de 88,1 ± 9,80% à Sawana ; 70,2 ± 10,41 % à Samorogouan ; 67,6 ± 15,72 % à Ténado ; 66,6 ± 23,85 % à SP ; 94,4 ± 10,58 % à Boromo et 100% à Saaba. Mais le test exact de Fisher appliqué vu les fréquences attendues, nous donne une valeur de p > 0,05

(p = 0.2776).

II.2.3. Variations au Sénégal II.2.3.1. Variation de la séroprévalence selon la zone La figure 26 nous donne les séroprévalences au Sénégal en fonction de nos zones d’étude, avec n = taille de l’échantillon selon la localité considérée.

Effectif

200 150

Séropositifs

[VALEUR] [VALEUR]

[VALEUR]

100

[VALEUR]

50 0 Kaoloack

Dahra Zone d'étude

Figure 26: Séroprévalence de l’infection par le virus de la peste équine par chez l’âne selon la zone d’étude au Sénégal. Les séroprévalences au Sénégal ont été de 92,6 ± 4,17 % à Kaolack et 33,5 ± 7,82 % à Dahra. Le test de Khi carré d’indépendance nous donne une valeur de p < 0,005). II.2.3.2. Variation de la séroprévalence selon le sexe La figure 27 est un graphe qui illustre les séroprévalences obtenues selon le sexe au Sénégal avec n = taille de l’échantillon selon la localité considérée. n 160

Séropositifs

[VALEUR]

140

Effectif

120 100

[VALEUR]

80 60 40 20 0 Femelle

Mâle

Sexe

Figure 27: Séroprévalence de l’infection au virus de la peste équine selon le sexe chez l’âne au Sénégal.

Les séroprévalences au Sénégal ont été de 62,6 ± 7,74% pour les femelles et 65,7 ± 7,86% pour les mâles. Le test de Khi carré d’indépendance nous donne une p-value = 0,5887 (p > 0,05). II.2.3.3. Variation de la séroprévalence selon la NEC La figure 28 est un graphe qui illustre la séroprévalence selon la NEC au Sénégal avec n = taille de l’échantillon selon la NEC considérée. n

Séropositifs

300 [VALEUR]

Effectif

250 200

[VALEUR]

150 100 50

[VALEUR] [VALEUR]

0 Maigres

Poids moyens

Gras

Catégories de NEC

Figure 28: Séroprévalence comparées de la peste équine par NEC chez l’âne au Sénégal, 2016. Les séroprévalences au Sénégal ont été de 83,3 ± 21,08% pour les ânes maigres ; 61,9 ± 6,05% pour les ânes à poids moyen et 74,1 ± 15,40% pour les ânes gras. Le test exact de Fisher appliqué à ces données (vues les fréquences attendues) nous donne une valeur de p = 0,1672. II.2.3.4. Variation de la séroprévalence selon l’âge La figure 29 nous donne les séroprévalences au Sénégal en fonction de nos zones d’étude, avec n = taille de l’échantillon selon les classes d’âge.

Effectif

n 200

Séropositifs [VALEUR] [VALEUR]

[VALEUR] [VALEUR]

100 0

Jeunes

Adultes Classe d'âge

Figure 29: Séroprévalence de l’infection par le virus de la peste équine selon la classe d’âge chez l’âne au Sénégal. Les séropositivités au Sénégal ont été de 51,2±8,83% pour les jeunes et 73,6±6,68% pour les adultes. Le test de Khi-carré d’indépendance nous donne une valeur de p = 8.262e-05 (<0,05). II.3. Résultats de la séroneutralisation pour l’identification des sérotypes Ces résultats sont obtenus à partir des 45 sérums échantillonnés pour ce test. Le tableau III donne la répartition de ces sérums selon la localité. Tableau III : Nombre de sérum d’ânes testé au test de la séroneutralisation en fonction de la localité. Localités Nbre de sérum

Sénégal Dahra Kaolack 6 12

Samorogouan 10

SP 1

Burkina Faso Ténado Sawana 4 9

Boromo 2

Saaba 1

La répartition des sérotypes retrouvés, varie selon le pays et la localité considérée. II.3.1. Répartition des 9 sérotypes du virus de la peste équine au Sénégal et au Burkina Faso La figure 30, illustre la distribution des différents sérotypes de la peste équine au Burkina et au Sénégal.

Burkina

Sénégal

Sérotype1 30 Sérotype9

Sérotype2

20 10

Sérotype8

Sérotype3

0 Sérotype7

Sérotype4

Sérotype6

Sérotype5

Figure 30: Sérotypes circulants du virus AHSV chez les ânes au Burkina Faso et au Sénégal. Le Burkina Faso a 7 sérotypes (2,4,5,6,7,8,9) avec les sérotypes 6,7,8,9 qui sont les plus importants. Les sérotypes 1 et 3 semblent absents. Quant au Sénégal, les sérotypes circulants sont au nombre de 8 (1,2,4,5,6,7,7,8,9) ; seul le sérotype 3 semble absent et les sérotypes 6, 7, 8 et 9 semblent également plus prépondérants. II.3.2. Répartition des neuf sérotypes du virus de la peste équine en fonction de la Zone d’étude II.3.2.1. Sérotypes circulants au Sénégal La figure 31 est un graphe en radar, qui illustre la répartition des sérotypes circulants du virus de la peste équine chez l’âne à Dahra et à Kaolack.

Séro1 12 10 8 6 4 2 0

Séro9

Séro8

Séro2

Séro3

Séro7

Séro4 Séro6

Séro5

Kaolack

Dahra

Figure 31: Sérotypes circulants du virus AHSV chez l’âne à Dahra et à Kaolack. Les huit sérotypes circulants au Sénégal sont tous présents à Kaolack. Par contre, six seulement sont présents à Dahra avec les sérotypes 1 et 2 qui semblent absents. Les sérotypes 6, 7, 8 et 9 ont une très forte présence à Kaolack alors qu’à Dahra ce sont les sérotypes 6 et 9 qui sont plus présents.

II.3.2.2. Sérotypes circulants au Burkina Faso La figure 32 est un graphique en radar, qui illustre la répartition des sérotypes circulants du virus de la peste équine chez l’âne, dans les zones d’étude au Burkina Faso.

Sawana

Samorogouan

Ténado

Séro1 10 9 8 7 6 5 4 3 2 1 0

Séro9

Séro8

Saaba

Boromo

Séro2

Séro3

Séro7

Séro4

Séro6

Séro5

Figure 32: Sérotypes circulants du virus AHSV chez les ânes par zone d’étude au Burkina Faso. Au Burkina Faso, la zone de Samorogouan est la plus fortement infectée avec une très forte présence des sérotypes 6,7,8 et 9. Elle est suivie de Sawana qui à elle présente une très forte présence des sérotypes 6, 7 et 9. Après elle, vient la zone de Ténado qui nous montre une présence relativement élevée des sérotypes 6, 7 et 9. Les autres zones d’étude nous montrent une présence faible des différents sérotypes en circulation au Burkina. Et l’on note les sérotypes 2 et 5 qui semblent absents dans les deux localités de la zone de Saaba (Saaba village et SP ou Saaba abattoir).

Chapitre III : Discussions et Recommandations III.1. Discussion III.1.1. Limites de l’étude Lors de cette étude, nous avons rencontré un certain nombre de problèmes qui ont plus ou moins influencé notre travail. Nous n’avons pas été sur le terrain, mais les prélèvements ont été faits par des techniciens d’élevage assistés par des professionnels de la santé animale. Nous avons juste exploité les résultats des prélèvements effectués sur le terrain et ceux du test d’ELISA Indirect par blocage. Notre participation effective à ce travail a été la séroneutralisation pour le sérotypage. Les éleveurs n’ont pas tous coopéré avec nos agents techniques d’élevage surtout pour les prélèvements sanguins. En effet, une fiche d’enquête a été mise en place pour nos travaux sur le terrain. Cette fiche est un questionnaire ayant pour but de fournir plus d’informations sur les ânes échantillonnés. Mais nous n’avons pas eu le retour des fiches d’enquête pour le Burkina ; et pour le Sénégal, seules certaines informations ont pu être recueillies à savoir la NEC, le sexe ; l’âge et la localité. Nous avons aussi eu un retard pour faire la caractérisation des virus par le fait qu’au début de nos travaux nous n’avions pas eu d’informations sur les laboratoires pouvant réaliser ce test si ce n’est quelques-uns en Europe, mais à des prix très élevés. Nous n’avions eu la disponibilité du laboratoire de virologie à l’ISRA qu’à la dernière minute. Notre dernière contrainte était le manque de moyens financiers suffisants qui n’a pas permis de tester tous les échantillons fortement positifs à l’ELISA ; nous n’avons testé que 45 des plus fortement positifs. III.1.2. Discussion de la zone d’étude et de la méthodologie Le choix du Sénégal et du Burkina Faso comme zones d’étude a été orienté par un certain nombre de raisons. Le Burkina est de loin le pays de l’Afrique de 84

l’ouest ayant la plus forte population d’ânes et présente le plus d’importance dans plusieurs domaines pour la population humaine. Une étude menée par l’ONG Luxembourgeoise « Jongbaueren a Jongwënzer Service Tiers-Monde » (JBJWSTM) en collaboration avec l’Institut de l’Environnement et de Recherches Agricoles du Burkina Faso, montre l’importance de l’âne dans ce pays, juste au travers du titre de la présentation des résultats : « L’âne « Premier fils du Paysan ». Le Sénégal est également un pays où l’utilisation de l’âne est bien répandue sur toute l’étendue du territoire et où la peste équine a déjà fait des ravages au sein des populations chevalines en 2007. Pendant cette épidémie, aucune source officielle n’a mentionné la vaccination des ânes contre la maladie au Sénégal. L’objectif de notre étude est de vérifier si l’âne est un réservoir de cette maladie. Nos travaux ont porté sur le Burkina Faso et le Sénégal. Le choix des localités a été motivé par le fait qu’elles sont caractérisées par une très forte activité des ânes. Le test ELISA utilisé pour le screening est un test ayant un Likelihood Ratio (LR) ou Facteur de Vraisemblance, positif (LR) + de 191 et négatif (LR)- de 0,025 ; avec LR+ = Se/(1-SP) et LR- = (1-Se) /Sp. Ces indicateurs de performance nous indiquent qu’un animal (âne) a 191 fois de chance d’avoir un résultat positif à ce test s’il est atteint d’une infection par le virus de la peste équine que s’il n’est pas atteint. De même, un âne soumis à ce test a 40 fois moins de chance d’avoir un résultat négatif s’il est atteint de la peste équine que s’il ne l’est pas. Ces deux valeurs nous montrent que notre test a une valeur diagnostique très bonne car le LR+ est très élevée et le LR- tend vers 0. Cette technique d’ELISA blocking a été aussi utilisée par NDIAYE en 2010 pour faire le screening de la peste équine au Sénégal. Mais le kit utilisé n’a pas été précisé de même que les caractéristiques du test.

Quant au test de la séroneutralisation pour la caractérisation des sérotypes, nous n’avons testé que les 45 les plus fortement positifs pour les raisons évoquées plus haut. En effet, pour déterminer ces 45 sérums, nous nous sommes basé sur le formulaire du Kit ELISA que nous avons utilisé. Nous avons déterminé la densité optique la plus élevée pour un résultat positif. Nos moyens financiers nous permettant d’analyser seulement 45 échantillons, nous avons procédé à un tri des 45 premières DO par ordre de décroissance. III.1.3. Discussion des résultats III.1.3.1. Prévalences III.1.3.1.1. Par pays Le test de Khi-carré indique qu’il existe une association statistique entre la séroprévalence d’une infection par le virus de la peste équine chez l’âne, et le pays considéré. Le pays est donc considéré dans le cadre de notre étude comme un facteur d’exposition des ânes à la peste équine. Les taux de prévalence élevés au Burkina comme au Sénégal illustrent le mieux la situation de l’infection dans ces deux pays. En réalité, les prélèvements se sont déroulés dans ces deux pays et dans toutes les localités considérées, pendant la saison des pluies ; une saison favorable à la prolifération des arthropodes agents vecteurs de la propagation du virus de la peste équine. C’est ce qui selon nous explique les forts taux de prévalences retrouvés dans les deux pays. Nos résultats nous montrent que la séroprévalence de l’infection par le virus de la peste équine chez les ânes, est plus élevée au Burkina Faso qu’au Sénégal. Cette variation de prévalence pourrait s’expliquer en réalité par trois facteurs à savoir : le climat, la conduite sanitaire et l’échantillonnage.  Le Climat : - le Burkina Faso comparé au Sénégal, présente un climat qui en général est plus propice au développement des vecteurs biologiques de la peste équine. En effet, le climat au Burkina Faso type soudanien (moins chaud 86

et plus humide) alors que celui au Sénégal est de type sahélien (plus chaud) ; - la durée minimale des saisons de pluies au Burkina Faso est plus grande que celle au Sénégal : 5 mois au Burkina contre 2 mois au Sénégal ; offrant donc plus de temps aux vecteurs de se multiplier ; - les précipitations moyennes au Burkina Faso sont plus élevées que celles au Sénégal : 900 mm/an au Burkina Faso contre 500 mm/an au Sénégal ;  La conduite sanitaire : - au Sénégal, la lutte contre la peste équine se résume à la vaccination des chevaux, alors qu’au Burkina Faso, il n’existe pas encore de mesures officielles de lutte contre cette maladie. En effet la vaccination des chevaux aura pour effet la réduction des animaux porteurs du virus de la peste équine. Cette baisse des animaux porteurs du virus aura pour conséquence une baisse de la transmission de la maladie par les vecteurs.  L’échantillonnage Plus la taille de l’échantillon est petite, plus nous avons une probabilité élevée d’obtenir une forte prévalence en utilisant un test très sensible. En effet, nous avons utilité pour notre sérologie un test ELISA Indirect hautement sensible (se =97,5%) et la taille de l’échantillon au Burkina est plus petite que celle au Sénégal (189 contre 290). Cet aspect peut donc être considéré comme un facteur en faveur d’une prévalence plus élevée au Burkina Faso qu’au Sénégal. Les taux de séroprévalence en général élevés à la fois au Burkina Faso et au Sénégal, nous indiquent aussi une forte circulation du virus de la peste équine chez l’âne dans ces deux pays. Cela peut s’expliquer également par le fait qu’en Afrique de l’ouest la maladie était déjà endémique (BAZARUSANGA, 1995). Selon cet auteur, l’Afrique de l’ouest hébergeait déjà huit des neuf sérotypes (1, 2, 3, 4, 5, 6, 8, 9). 87

Nos résultats sont proches de ceux de MEKONNEN et MULUALEM (2012) qui en Ethiopie ont mis en évidence une séroprévalence de 59,3% chez les ânes. Nos résultats ont également proches de MANDE (1990) (70,06%) au Sénégal. Au fait, MANDE a travaillé sur des chevaux et a utilisé une technique de sérologie différente de la nôtre en l’occurrence la fixation du complément, test moins sensible que l’ELISA Indirect de blocage (ELISA blocking) et a obtenu une prévalence de 70,06%. Dans sa méthodologie, MANDE (1990) n’a pas précisé la période durant laquelle ses prélèvements ont été effectués. Toutefois, il a travaillé sur des chevaux dans des localités où des foyers récents étaient signalés et donc le virus aurait persisté dans ces localités. De même, la technique de la fixation du complément qu’il a utilisée ne permet pas de différencier les anticorps induits par l’infection par un virus sauvage de ceux induits par la vaccination ; alors que le Sénégal vaccinait déjà les chevaux contre la peste équine avec un vaccin à base du sérotype 9. Tous ces facteurs seraient responsables du fort taux de prévalence obtenus par MANDE (1990). Un autre fait pouvant expliquer nos résultats proches de MANDE (1990) est la résistance naturelle des ânes sachant que ces derniers n’ont jamais été vaccinés. Nos résultats relativement proches de ceux de MEKONNEN et MULUALEM, 2012 (59,3%) peuvent s’expliquer par le fait qu’ils ont été obtenus dans des conditions presque similaires. En effet, MEKONNEN et MULUALEM (2012) ont travaillé sur des ânes n’ayant jamais été vaccinés, les conditions climatiques étaient favorables au développement des vecteurs biologiques de la maladie, et ils ont utilisé la même technique de sérologie que nous c’est-à-dire le test d’ELISA Indirect par blocage. Toutefois, nos résultats sont plus élevés que ceux obtenus par NDIAYE (2010) au Sénégal avec une séroprévalence de 33,33% sur des ânes non vaccinés et ceux de GUETACHEW et al. (2014) en Ethiopie sur les ânes avec une séroprévalence moyenne beaucoup plus faible : 8,5% (limites de 4,24% à 88

12,76%). Le fait que nos résultats soient élevés peut s’expliquer par les faits suivants : - en Ethiopie, MEKONNEN et MULUALEM (2012) ont mené leurs travaux dans une région non-endémique de la maladie et en plus, le test qu’ils ont utilisé pour déterminer la séroprévalence était peu sensible et peu spécifique. Nous savons aussi que la maladie est endémique au Sénégal et au Burkina Faso même si toutefois cela n’est pas déclaré officiellement par nos services vétérinaires. - les travaux de NDIAYE (2010) n’avaient concerné que la zone nord du Sénégal, zone dont le climat ne favorise pas une grande multiplication des vecteurs de la maladie. Ces facteurs expliquent le faible taux de séroprévalence obtenues par NDIAYE et MANDE par rapport à nos résultats. Le test de Khi-carré appliqué à nos résultats, montre qu’il existe 8,5 fois plus de chance pour un âne d’être porteur du virus de la peste équine chez l’âne au Burkina Faso qu’au Sénégal. III.1.3.1.2. Selon la zone d’étude Au Sénégal, la différence de la séroprévalence entre Dahra et Kaolack est très hautement significative. Kaolack étant plus propice à une infection des ânes par le virus de la peste équine que Dahra. Cela peut s’expliquer par le fait suivant : - le climat à Kaolack, est un climat de type soudanien alors que le climat à Dahra est de type sahélo-soudanien. Kaolack offre donc un climat plus propice à la multiplication des vecteurs biologiques de la peste équine. La zone de Kaolack a été une des zones d’étude de NDIAYE (2010) en utilisant le test d’ELISA blocking. Il a ainsi obtenu une séroprévalence de 00,00% dans la zone de Kaolack sur un total de 9 ânes échantillonnés et jamais vaccinés.

Ce résultat se trouve très éloigné du nôtre pour les raisons suivantes : - la taille de l’échantillonnage sur lequel NDIAYE (2010) avait travaillé, était très faible comparé au notre : 150. Sachant que dans les études épidémiologiques, plus la population étudiée est grande, plus il y a de chance de retrouver le facteur recherché, une séroprévalence de 00,00% ne viendrait que soutenir cette règle. - nous n’écartons pas la possibilité d’absence du virus AHSV à Kaolack en 2008. Dans ce cas, la séroprévalence non négligeable que nous avons obtenu lors de nos travaux dans la même localité huit ans après l’épizootie de 2007, pourrait s’expliquer par le fait que durant toute cette période, plusieurs facteurs auraient concouru à la propagation de la maladie à l’intérieur du pays. Ces facteurs sont les suivants : le déplacement des animaux sensibles à la peste équine et celui des arthropodes vecteurs biologiques sur toute l’étendue du territoire. Au Burkina Faso, Les séroprévalences sont toutes élevées et il n’existe pas de différence statistique entre les différentes localités concernées par nos travaux. Cette absence de différence significative entre ces valeurs ne peut s’expliquer par le fait que les vecteurs de la maladie seraient présents sur toute l’étendue du territoire burkinabè et sont capables de migrer d’une région à l’autre par les courants d’air. D’après DUFOSSET, SALEUR et al., 2008, les Cullicoïdes portés par le vent peuvent parcourir 150 Km. Cela expliquerait alors cette répartition uniforme de la séroprévalence sur l’étendue du territoire burkinabè. III.1.3.1.3. Par sexe Les séroprévalences pour les deux sexes sont proches l’une de l’autre et le test de khi-carré appliqué à nos résultats, nous indique que ces résultats n’ont pas une différence significative entre eux. Cela ne peut s’expliquer par le fait que les mâles et les femelles chez l’âne sont réceptifs au même degré à l’infection par le virus de la peste équine. Nos résultats se rapprochent de ceux de MEKONNEN 90

et MULUALEM (2012) qui ont trouvé aussi des prévalences élevées, mais sensiblement (57,7% pour les mâles et 56,7% pour les femelles) avec un p-value = 0,866. Le virus de la peste équine circule aussi bien chez les femelles que chez les mâles. III.1.3.1.4. Par classe d’âge Au Sénégal, les adultes semblent plus infectés que les jeunes. Le test de Khicarré d’indépendance nous confirme l’existence d’une différence très hautement significative entre ces séroprévalences (p-value = 0,0001374).

Cela peut

s’expliquer par le fait que les jeunes perdent leur immunité passive et passagère au bout de quelques mois d’âge ; c’est qu’affirme également BAZARUSANGA (1995) chez les chevaux. Mais ces résultats sont contraires à ceux obtenus par MEKONNEN et MULUALEM (2012). En effet ces chercheurs ont trouvé que la différence n’est pas significative entre les jeunes et les adultes. Et ils ont précisé que cela était vrai à condition que les animaux ne soient pas au préalable, exposés à la maladie ou vaccinés. Dans les conditions de nos travaux, la maladie est endémique au Sénégal, et donc nos ânes sont constamment exposés au virus de la peste équine. III.1.3.1.5. Par NEC Le test exact de Fisher appliqué à nos résultats nous indique une absence de différence significative de la séroprévalence selon la NEC. La NEC n’a donc aucun effet sur l’infection des ânes au Sénégal par le virus AHSV. Cela semble vrai parce que les vecteurs s’attaquent à tout animal à la recherche simplement du sang. III.1.3.2. Répartition des sérotypes par pays Au Burkina Faso nous avons trouvé sept sérotypes (2,4,5,6,7,8,9) et au Sénégal huit (1,2,4,5,6,7,8,9) ; et dans l’ensemble, le sérotype 3 semble absent des deux pays d’étude. En 1995, BAZARUSANGA montrait déjà l’absence du Sérotype 91

3 en Afrique de l’Ouest. Selon ce dernier, le Sérotype 3 ne se retrouvait qu’en Ethiopie, et en Afrique du Sud ; zones bien éloignées de l’Afrique de l’Ouest. L’absence de ce sérotype dans nos résultats, ne peut qu’avoir trois explications probables : - soit le sérotype 3 n’a pas encore colonisé la sous-région ouest-africaine. Ce raisonnement est peu fiable et donne place au suivant. - soit, elle est présente mais circulant à bas bruit. Celui-ci semble plus probable parce qu’il s’agit avant tout d’une maladie vectorielle. - nous estimons qu'un échantillonnage de taille plus élevé donnerait une plus grande chance de retrouver ce sérotype. De même, nous tenons le même raisonnement pour l’absence apparente du sérotype 1 au Burkina Faso vu qu’elle est d’ailleurs présente dans la sous-région ouest-africaine notamment au Nigéria (BAZARUSANGA, 1995) et au Sénégal comme le révèle nos résultats. Nos résultats nous montrent également que les sérotypes 6,7,8 et 9 sont les plus abondants dans nos deux pays d’étude. Le sérotype 9, jusqu’à la veille de l’épizootie de 2007 au Sénégal, était le seul sérotype connu et donc il est évident qu’il circule abondamment au Sénégal. Au Burkina, nous tenons le même raisonnement parce que selon BAZARUSANGA (1995), ce Sérotype était pleinement présent dans beaucoup de pays de l’Afrique de l’Ouest. Le Sérotype 6 partage le même déterminant antigénique que le sérotype 9 ; ce qui explique donc qu’il soit aussi bien répandu que le sérotype 9. NDIAYE (2010) nous confirme également la présence du sérotype 7 au Sénégal. Les travaux de ce dernier ont révélé qu’au Sénégal, le sérotype 7 avait la prévalence la plus élevée parmi les trois sérotypes que ses travaux ont concernés (2,7,9). Le Sérotype 8 selon BAZARUSANGA (1995), dans la sous-région, n’était présent qu’au Nigéria. Sa forte circulation dans nos deux pays n’a d’explication 92

probable que les déplacements des équidés domestiques et sauvages couplé aux déplacements inter-frontaliers des vecteurs (Cullicoïdes) entre les pays de la sous-région. En effet, jusqu’aux lendemain de l’épizootie de 2007, seul les sérotypes 2 et 9 (WOMBOU TOUKAM, 2008) puis 7 (en 2010 par NDIAYE) ont été signalé par les études au Sénégal. Ainsi donc, jusqu’en 2010, seuls ces trois sérotypes (2,7,9) ont été détectés. Les résultats de nos travaux nous montrent l’existence de sérotypes non-encore détectés au Sénégal. Nous pouvons expliquer l’apparition apparente de ces nouveaux sérotypes (1,4,5,8) par le fait que : - les travaux réalisés lors de l’épizootie de 2007 n’ayant révélés que les sérotypes 2 et 9 n’ont porté que sur des échantillons en provenance des localités où des mortalités se sont produites, et ces échantillons sont tous en provenance de la région de Dakar. Les chevaux des autres régions n’ont pas été pris en compte et donc ce résultat ne devrait être appliqué qu’à la région de Dakar. Les autres sérotypes pourraient exister mais circulant à bas bruit dans les populations équines. - les travaux réalisés par NDIAYE en 2010 n’avait pour objectif que l’identification des sérotypes 2, 7 et 9. Les autres sérotypes n’étaient pas pris en compte dans sa méthodologie. Et donc il est évident d’affirmer que les autres sérotypes seraient présents sur le territoire sénégalais ; mais ils n’ont pas fait l’objet des recherches lors des différents tests sérologiques. - l’épizootie de 2007 aurait été causée par le retour sur le territoire sénégalais de chevaux déplacés au Nigéria pour des courses hippiques (information personnelle). Si cela s’avérait exact, les chevaux revenus au Sénégal n’auraient pas été infectés seulement par le sérotype 2. En effet, WOMBOU TOUKAM, en 2008 qu’après l’épizootie de 2007, les mesures de police sanitaire n’étaient pas respectées, et certains chevaux ont été déplacés vers l’intérieur du pays pour des travaux champêtres et des foyers d’épizootie ont été enregistrés partout dans le pays en dehors 93

des régions de Kolda et de Ziguinchor. Mais dans la littérature disponible à nos jours, aucune recherche des sérotypes responsables de propagation de l’épizootie dans les régions n’a été fait pendant cette période. Les foyers secondaires signalés à l’intérieur du pays, pourrait donc être causés par d’autres sérotypes différents du 2. III.1.3.3. Discussion de la répartition des 9 sérotypes en fonction de la zone III.1.3.3.1. Au Sénégal Nos résultats nous montrent que le sérotype 2 est faiblement présent au Sénégal. En effet, à la suite de l’épizootie de 2007 au Sénégal, un grand programme de vaccination a été mis en place pour éviter la propagation du sérotype 2 sur l’étendue du territoire sénégalais. Ce programme a abouti à la vaccination de 175300 chevaux en 2007 (WOMBOU TOUKAM, 2008) ; la vaccination se poursuivant jusqu’à nos jours. Le sérotype 2 n’aurait donc pas eu le temps de bien se propager sur l’étendue du territoire sénégalais ; ce qui expliquerait selon nous sa faible présence au Sénégal. III.1.3.3.2. Au Burkina Faso Nos résultats pour le Burkina Faso nous renseignent sur le classement de l’infection selon la zone considérée. Ainsi, par ordre décroissant d’infection, nous constatons que la zone de Samorogouan est la plus fortement infectée, elle est suivie par Sawana puis Ténado. Nous expliquons ce résultat par une certaine forte activité et forte présence d’équidés dans ces zones par rapport aux trois autres localités ; étant donné qu’aucune étude sur cette thématique n’a encore été réalisé au Burkina. III.1.4. Conclusion partielle Nos résultats nous montrent que, dans l’ensemble de nos travaux, tous les sérotypes connus du virus de la peste équine sauf le 3, sont présents chez les 94

ânes au Burkina Faso et au Sénégal. Etant donné que sur l’ensemble de ces deux pays, seuls les chevaux au Sénégal selon notre littérature ont bénéficié de la vaccination. Les ânes n’ayant point bénéficié de cette vaccination, si un sérotype était retrouvé chez le cheval, cela ne signifie pas forcément que le virus est présent chez ce dernier ; mais cela peut être la réponse à une vaccination à base d’un vaccin contenant ce sérotype. Les ânes de notre présente étude n’étant point vaccinés, nous conclurons donc que les sérotypes retrouvés dans le cadre de nos travaux témoignent de la présence même du virus. Cette conclusion s’avère beaucoup plus réelle au Burkina Faso. Les ânes que ce soit au Burkina Faso tout comme au Sénégal, d’après notre étude, hébergent le virus de la peste équine. Nos travaux nous ont montré essentiellement que sept à huit des neuf sérotypes du virus de la peste équine sont retrouvés dans ces pays chez l’âne, alors l’âne dans ces pays ne fait pas la maladie. Cela ne vient que soutenir le caractère d’animal infecté inapparent de l’âne vis-à-vis de la peste équine. Selon le cycle biologique d’une maladie, l’hôte chez lequel vit un agent pathogène sans en souffrir, et qui (hôte) peut être source d’infection, est appelé hôte réservoir. Selon ce raisonnement, nous pouvons donc conclure que les ânes sont de probables réservoirs du virus de la peste équine. Des recommandations donc s’imposent. III.2. Recommandations A la lumière de nos résultats discutés, nous jugeons important de formuler quelques recommandations pratiques à l’endroit des acteurs de l’élevage d’ânes au Burkina Faso et au Sénégal en mettant un accent particulier sur les services vétérinaire.

III.2.1. Recommandations communes aux Burkina Faso et au Sénégal - Mettre en place ou redynamiser les réseaux d’épidémiosurveillance contre cette maladie afin de tenir à jour les connaissances sur la répartition des sérotypes et éviter d’éventuelles épizooties ; mais aussi pour limiter la propagation de la maladie et la diffusion du sérotype 3 dans nos deux pays d’étude. - Mieux équiper les laboratoires vétérinaires nationaux, afin de réagir efficacement à toute suspicion de cette maladie. - Financer l’analyse des 28 échantillons restants pour l’épreuve de la séroneutralisaiton. III.2.2. Recommandations applicables au Sénégal Ajouter le sérotype 8 dans la préparation du vaccin POLYEQUIPESTE, au risque de faire face une nouvelle épizootie de peste équine causé par ce sérotype 8 chez les chevaux ; car nos résultats nous montrent une très forte présence et très forte circulation de ce sérotype au Sénégal. Au moins une fois par an, faire la sérologie des chevaux vaccinés en utilisant des tests permettant de différencier les sérotypes dû à la vaccination, des sérotypes dû à la présence du virus chez l’animal vacciné (le cheval). Cela a pour intérêt premièrement de vérifier l’efficacité du vaccin utilisé face aux sérotypes circulant ; et en deuxième position, cela permettra d’éviter une nouvelle épizootie qui sûrement devrait être liée à une mauvaise protection du vaccin contre un des sérotypes vaccinaux, sérotype circulant à l’état naturel chez les ânes. Sensibiliser les éleveurs d’équidés domestiques sur la peste équine, ses symptômes et la conduite à tenir en cas de suspicion.

Se basant sur le modèle de la ville de Dahra, mettre en place un programme de vaccination et de suivi de tous les équidés domestiques, dans les autres régions en particulier à Kaolack où nos résultats nous ont monté une très forte présence de la maladie. Ceci concourra à baisser la prévalence de la peste équine sur toute l’étendue du territoire sénégalais, et plus tard, entreprendre son éradication. III.2.3. Au Burkina Faso - La première recommandation à l’endroit des Services vétérinaires est la mise en place d’un programme de vaccination des équidés domestiques (cheval, âne et mule) contre la peste équine. Et ce sur toute l’étendue du territoire. - En se basant sur les résultats de nos travaux, nous proposons un vaccin de type vivant atténué, ne diffusant pas et qui contient tous les sérotypes sauf le 3 et probablement le 6 ou le 9 car les deux partagent la même communauté antigénique. - Réaliser chaque année des sérologies pour mesurer l’efficacité du vaccin et l’évolution de la maladie en général sur toute l’étendue du territoire. - Sensibiliser les éleveurs d’équidés domestiques sur la peste équine, ses symptômes et la conduite à tenir en cas de suspicion. III.3. Perspectives Notre étude dans sa globalité nous permet de certifier la présence des sérotypes donnés dans nos résultats chez les ânes. Mais l’âne étant un réservoir mais aussi, cette étude porte en réalité plus d’intérêt aux chevaux qui sont les vrais sensibles à ce virus. Afin d’avoir des informations précises sur les souches réellement circulantes chez les chevaux, Il serait intéressant de : - Refaire cette même étude mais en travaillant sur les chevaux ; - Faire la même étude sur les autres pays de la sous-région afin de mener des actions de lutte conjointes et donc plus efficaces ; 97

- Faire la même étude sur les chevaux mais en utilisant un test permettant de différencier les sérotypes vaccinaux des sérotypes circulants à l’état naturel ; différenciation qui n’est pas possible avec le test de la Neutralisation virale. - Nous proposons également de reprendre la même étude mais pendant la saison sèche afin de quantifier le poids des vecteurs biologiques sur l’infection au virus de la peste équine chez les ânes.

CONCLUSION GENERALE L’élevage représente une lueur d’espoir dans la lutte contre la pauvreté dans les pays africains. Ainsi remarque-t-on de nos jours, un développement remarquable de l’aviculture, l’embouche bovine, la production laitière et celle des petits ruminants. Une autre catégorie d’animaux élevés en Afrique est : les Equidés à savoir le cheval et l’âne principalement. Contrairement aux autres animaux, dont l’objectif de leur production est l’alimentation humaine, ces derniers sont principalement élevés pour aider l’Homme dans ses différentes tâches. Il n’est donc pas étonnant de voir les chevaux et les ânes tirer des charrettes, transporter des marchandises et servir de moyens de déplacement à l’Homme. Selon la FAO, la population des équidés domestiques (âne et cheval) en Afrique de l’ouest en 2014 est de 7.753.048 têtes. De ce total, les chevaux ont un effectif de 1.923.369 alors que celui des ânes est de 5.829.679. De ces données statistiques, nous voyons que l’effectif des ânes est trois fois plus élevé en Afrique de l’Ouest que celui des chevaux. Mais force est de constater que l’âne ne bénéficie pas de la même générosité et bienveillance accordées au cheval ; de même, très peu de travaux scientifiques sont réalisés sur l’âne en Afrique. Malgré sa présumé résistance selon la croyance populaire à des infections, l’âne demeure néanmoins sensible à certaines affections non moins redoutables telles que : la peste équine, la gourme et les lymphangites. Bien que ces maladies soient bien étudiées chez le cheval, chez l’âne, elles demeurent mal connues. Pour la peste équine, l’âne jouant un rôle majeur dans l’épidémiologie de cette maladie, il est suspecté d’être le réservoir du virus de la peste équine. C’est dans cette optique qu’un projet a été financé par l’UEMOA avec pour objectif général l’amélioration de la santé asine dans la sous-région. Ainsi, notre étude a porté 99

chez l’âne sur la détermination de la séroprévalence de l’infection par le virus équipestique dans certaines régions du Burkina Faso et du Sénégal, et la caractérisation des sérotypes du virus circulant dans ces deux pays. Cette étude a porté sur six localités au Burkina Faso (Samorogouan, Sawana, Ténado, Boromo, Saaba village et Saaba abattoir) et deux localités au Sénégal (Dahra et Kaolack). Nous avons travaillé sur un échantillon total de 479 réparti par pays : 290 au Sénégal et 189 au Burkina Faso. La présente étude s’est déroulé en deux phases. La première phase a consisté à la récolte de sérum d’ânes et quelques informations complémentaires sur le terrain ; la deuxième a consisté aux analyses de laboratoire. La première analyse de laboratoire a été un test d’ELISA Blocking. Ce test s’est déroulé au laboratoire de MIPI à l’EISMV de Dakar. Ce test nous a permis de connaitre la Séroprévalence globale de l’infection au virus de la peste équine chez l’âne au Sénégal et au Burkina Faso. Nous avons eu une séroprévalence globale de 64,14± 5,52 % (186/290) au Sénégal et une séroprévalence globale de 76,72± 6,02% (145/189) au Burkina Faso. Le test de Khi-carré nous montre qu’il existe une différence significative de la séroprévalence entre les deux pays avec valeur de p = 0,003584. Ainsi donc nous retiendrons premièrement que les ânes au Burkina Faso semblent plus infectés par le virus équipestique que les ânes au Sénégal. Les séroprévalences par localité nous montrent que la ville de Kaolack est très fortement infectée par le virus de la peste équine, comparée à la ville de Dahra. Le test de Khi-carré est hautement significatif. Au Burkina Faso, le test exact de Fisher nous indique qu’il n’y a pas de différence significative quant à la séroprévalence par localité. Et ces prévalences vont de 66,67 ± 23,85% pour Ténado, à 100% pour Saaba Village. Ces résultats nous indiquent une très forte circulation du virus de la peste équine chez l’âne dans ces deux pays. Nous avons également trouvé une différence hautement significative au niveau de la séroprévalence selon l’âge au Sénégal. Avec une valeur de p = 0,0001374. Les adultes sont plus infectés que les jeunes. 100

La deuxième analyse s’est déroulés au laboratoire de virologie de l’ISRA : il s’agit de la séroneutralisation virale. Ce test a pour but de caractériser les différents sérotypes présents dans les sérums prélevés. Nos premiers résultats nous indiquent la présence de sept des neuf sérotypes au Burkina Faso et huit des neuf sérotypes au Sénégal. Nos travaux nous révèlent également l’absence du sérotype 3 dans les deux pays. Au sérotype 3 s’ajoute le sérotype 1 qui semble aussi absent au Burkina Faso. Au Sénégal, nous notons l’absence des sérotypes 1 et 2 à Dahra. Au Burkina Faso, la répartition des sérotypes présents est quasiment uniforme sur l’ensemble des localités concernées par notre étude. Aux vues de ces résultats, il est important que des actions conjointes entre nos Etats de la sous-région Ouest-africaine soient menées pour freiner la propagation de la maladie et éviter de nouvelles épizooties.

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109

ANNEXES Annexe 1 : Méthode immuno-enzymatique indirecte : ELISA Blocking Il s’agit d’une épreuve prescrite par l’OIE pour les échanges internationaux. La protéine VP7 recombinante a été utilisée comme antigène pour la recherche des anticorps anti-AHSV et a révélé une grande sensibilité et spécificité. Les autres avantages de cet antigène résident dans sa stabilité et son innocuité. 110

Protocole i) Phase solide : fixer sur les plaques ELISA (par exemple des plaques Nunc Maxisorb à haute capacité d’adsorption) le recombinant AHSV-4 VP7 dilué en tampon carbonate/bicarbonate, pH 9,6. Incuber une nuit à 4°C ; ii) Laver les plaques 5 fois à l’eau distillée contenant 0,01 % (v/v) de Tween 20 (solution de lavage). Retourner et tapoter délicatement les plaques sur une substance absorbante pour éliminer le liquide résiduel ; iii) Saturer les plaques avec du PBS, pH 7,2 + 5 % (poids/volume) de lait écrémé, 200 µl par puits, pendant 1 h à 37 °C ; iv) Éliminer la solution de blocage et tapoter délicatement les plaques sur la substance absorbante ; v) Prélèvements à tester : les prélèvements de sérum à tester et les sérums témoins positif et négatif sont dilués au 1/25 en PBS + 5 % (poids/volume) de lait écrémé + 0,05 % (v/v) de Tween 20, 100 µl par puits. Incuber durant 1 h à 37 °C. Lors de titrage, ajouter des dilutions en série de raison 2, à partir de la dilution au 1/25 (100 µl/puits), un sérum par colonne, et faire la même chose avec les témoins positif et négatif. Incuber 1 h à 37 °C ; vi) Laver les plaques comme décrit à l’étape ii) ;

111

vii) Conjugué : Répartir 100 µl/puits d’anti-gamma globuline de cheval conjuguée à la peroxydase de raifort, diluée en PBS + 5 % de lait + 0,05 % de Tween 20, pH 7,2. Incuber 1 h à 37 °C ; viii) Laver les plaques comme indiqué en ii) ; ix) Substrat : ajouter 200 µl/puits de solution de substrat (10 ml de DMAB + 10 ml de MBTH + 5 µl de H2O2). Le développement de la couleur est stoppé en ajoutant 50 µl de H2SO4 3 N, après environ 5 à 10 min (avant que le témoin négatif ne commence à se colorer). D’autres substrats tels que l’ABTS (acide 2,2.-azino-di-[3-éthyl-benzothiazoline]-6-sulphonique), le TMB (tétraméthyl benzidine) ou l’OPD (orthophényldiamine) peuvent aussi être utilisés ; x) Lire les plaques à 600 nm (ou 620 nm) ; xi) Interprétation des résultats : calculer le seuil critique en ajoutant 0,6 à la valeur obtenue pour le témoin négatif (0,6 est la déviation standard calculée sur un ensemble de 30 sérums négatifs). Les sérums donnant une densité optique (DO) inférieure au seuil sont considérés négatifs ; ceux donnant une DO supérieure de +0,15 sont considérés positifs. Les sérums donnant des DO intermédiaires sont suspects et doivent faire l’objet d’une seconde technique pour confirmer le résultat.

Annexe

TECHNIQUES

TITRAGE

DES

VIRUS

SUR

MICROPLAQUE But C’est une technique qui permet de mesurer le titre d’une préparation virale par des dilutions en série de log 10 qui sont ensuite inoculées à des cellules. L’activité virale est mesurée par la présence d’ECP qui permet de quantifier le virus. Le titre viral exprimé en DCP50 est utilisé pour une vaccination ou pour mesurer le taux d’anticorps. Ce protocole s’applique au titrage de virus pour le test de neutralisation virale (VNT). Pour le titrage des vaccins, voir le mode opératoire SOP titrage vaccin OIE. Matériels Plaques 96 puits à fond plat avec couvercle Flacons de cultures confluentes Micro pipettes simple et multi canaux Milieu pour culture cellulaire Sérum de veau (SV) Réservoir en V pour milieu Trypsine (TV) Tubes de 2 ml stériles pour dilution virus Méthode Diluer le virus de 10 en 10 (10-1 à 10-8)

Mettre 0.9 ml (900µl) de milieu sans sérum dans tous les tubes préalablement marqués de 10-1 à 10-8 Ajouter 0.1 ml (100µl) virus à titrer (le reconstituer préalablement dans 1 ml s’il est lyophilisé) dans le tube 10-1. Bien mélanger en pipetant et en rejetant successivement le milieu plusieurs fois. Transférer 100 µl dans le tube 10-2. Changer de pipette ou d’embout et mélanger comme précédemment. Transférer une deuxième fois 0.1 ml dans le tube 10-3. Changer de pipette ou d’embout, mélanger. Procéder ainsi pour tous les tubes, jusqu’à 10-8 Mettre 50µl de chaque dilution dans 6 cupules d’une plaque de titrage (colonne 1 à 8 voire schémas de la plaque). Ajouter 50µL de milieu de culture dans tous les puits contenant les dilutions virales Mettre 100 µl de milieu sans sérum dans 6 cupules de la colonne 10 (témoin cellules) Préparer une suspension cellulaire à 200.000 cellules /ml dans du milieu à 10% de SV et distribuer 100µl de cette suspension dans toutes les cupules concernées (dilutions virales et témoins cellules). Incuber les plaques à 37°C sous CO2 (Mettre la plaque à l’étuve avec 2% de CO2 ou dans le cristallisoir après avoir allumé une bougie. Refermer le cristallisoir hermétiquement. Attendre que la bougie s’éteigne. On obtient ainsi une atmosphère saturée en CO2.)

Lecture C’est le dénombrement des cupules présentant un ECP. Différentes dates de lecture sont possibles. Le titre infectieux d’un virus s’évalue à l’extrême limite de la vie des cellules en culture après plusieurs renouvellements du milieu d’entretien et à une date de lecture la plus poussée possible. Il est cependant recommandé d’arrêter les lectures au 6è jours alors que les cellules sont encore en bon état et ne nécessitent pas un changement de milieu si le titrage a pour but de déterminer la dilution de travail pour les tests de virus neutralisation. Les titres de la préparation virale sont calculés selon la technique de Reed and Munch utilisant les totaux cumulés. Exemple de calcul de titre : Dilutions Nombre de

Réponses Réponses Réponses cumulées

réponses

cupules

age

cumulées

infectées 10-5

6+4+1=11 0

11/11=100%

10-6

4+1=5

5/(5+2)=71,5%

10-7

5+2=7

1/(1+7)=12,5%

10-8

6+5+2=13 0/13=0%

On en tire la dose infectante par extrapolation. La dilution qui aura donné 50% de réponses positives est entre 10-6 et10-7 soit (10-6+x) X= 71,5 -50 / 71,5-12,5 = 0,36

La préparation virale pure contient 10 6,36 DCP50/50µl , 50µL étant le volume de virus inoculé par puits Utilisation des résultats pour le test de VNT Les épreuves de neutralisation exigent comme on le verra 100 DCP50= 102 DCP50 sous 0.05ml. Pour ces réactions il faut donc diluer la préparation virale à 10- (6,36-2) = 1/10 -4,36 = 1/ 2x10 4 x 10 0.36 10 0,36 est le nombre ayant pour log10 0,36. Une table de logarithme indique 2,3 Il faut donc diluer la préparation virale au 1/23 000 pour avoir les 100 DCP50/0,05ml

Annexe 3 : TECHNIQUE DE SERONEUTRALISATION VIRALE EN PLAQUE But

Mesurer les taux ou la présence d’anticorps dans les prélèvements de sérum. Le virus préalablement titré (voir titrage virus) mis en incubation avec le sérum est neutralisé par les anticorps s’ils sont présents dans le sérum. L’addition de cellules permet de mesurer le titre des anticorps par l’absence d’ECP due à la neutralisation du virus qui a perdu sa capacité de multiplication dans les cellules hôtes. Seuls les virus capables d’induire des ECP peuvent être utilisés pour cette technique. Matériels Plaques 96 puits stériles à fond plat avec couvercle Pipettes automatiques simple et multi canaux Pipettes sérologiques stériles Embouts stériles Réservoirs milieux (ou boîtes de pétri stériles) Milieu pour culture cellulaire (Minimum essential Medium) Sérum de veau fœtal Cellules confluentes Trypsine Méthode Diluer les sérums dans la plaque : Mettre 90 µl de milieu sans sérum dans les 10 premières cupules de la rangée A et C

Mettre 50 µl de milieu sans sérum dans les 10 cupules des rangées D à F Mettre 50 µl de milieu dans la rangée G (G1-G12pour les témoins virus) et 100µL dans la rangée H (H1-H12 pour les témoins cellules) Ajouter 10µl de chaque échantillon aux 90µl de milieu à raison d’1 cupule par échantillon On obtient ainsi une dilution au 1/10è. Avec la pipette à 12 canaux, mélanger les sérums en pipetant plusieurs fois de suite dans les cupules de la rangée A. Transférer 50 µl de sérum au 1/10è dans les cupules de la rangée B. On obtient une dilution au 1/20è. Mélanger comme précédemment, puis transférer à nouveau 50µl de la rangée B à la rangée C pour avoir 1/40è. Jeter les 50µL de la rangée C pour avoir le même volume Procéder pareil pour les rangées D à F. Ajouter 50µl de virus à 100 DCP50 / 0.5 ml de virus dans les cupules contenant les dilutions de sérums et les témoins virus (colonnes 1 à 11) Incuber les plaques 1 heure à 37°C. Préparer une suspension de 200 000 cellules / ml dans du milieu à 10% de sérum de veau nouveau-né Distribuer 100 µl de la suspension cellulaire dans toute la plaque. Mettre la plaque à l’étuve avec 2% de CO2 (ou dans le cristallisoir après avoir allumé une bougie. Refermer le cristallisoir hermétiquement. Attendre que la bougie s’éteigne.) On obtient ainsi une atmosphère riche en CO2.

Les lectures se font au bout du même nombre de jours que le titrage pour l’obtention des 100 DCP50. La lecture se fait à l’inverse des titrages. Le sérum est positif en absence d’ECP et négatif lorsqu’il y a ECP Le titre du sérum est la dernière dilution ne présentant pas d’ECP. Le test est validé si Absence totale d’ECP dans les cupules Contrôles cellules 100% ECP (lyse cellules) dans les cupules Contrôles virus

Annexe 4 : Fiche d’enquête sur le terrain

SERMENT DES VETERINAIRES DIPLOMES DE DAKAR

« Fidèlement attaché aux directives de Claude BOURGELAT, fondateur de l’enseignement vétérinaire dans le monde, je promets et je jure devant mes maîtres et mes aînés:

 d’avoir en tous moments et en tous lieux le souci de la dignité et de l’honneur de la profession vétérinaire ;

 d’observer en toutes circonstances les principes de correction et de droiture fixés par le code de déontologie de mon pays;

 de prouver par ma conduite, ma conviction, que la fortune consiste moins dans le bien que l’on a, que dans celui que l’on peut faire ;

 de ne point mettre à trop haut prix le savoir que je dois à la générosité de ma patrie et à la sollicitude de tous ceux qui m’ont permis de réaliser ma vocation.

Que toute confiance me soit retirée s’il advient que je me parjure »

Sérotypes du virus de la peste équine circulant chez l’âne en Afrique de l’Ouest (cas du Burkina et du Sénégal)

RESUME

Serotypes of the African Horse Sickness Virus (AHSV) circulating in donkeys in West Africa (cases of Burkina Faso and Senegal) ABSTRACT

La peste équine est une maladie vectorielle non contagieuse mais redoutable chez les chevaux chez lesquels elle peut entrainer 100% de mortalité. Le virus du genre orbivirus responsable de cette maladie se retrouve également chez l’âne. Cet dernier est suspecté d’être un réservoir du virus de la peste équine. L’objectif de ce travail a été de vérifier cette hypothèse en recherchant tous les différents sérotypes de ce virus chez l’âne. Nous avons travaillé sur un total de 479 échantillons d’ânes, dont 189 sont récoltés au Burkina Faso et 290 au Sénégal. Au Burkina nous avons choisi six localités : Sawana, Samorogouan, Saaba village, Saaba abattoire (SP), Boromo et Tenado. Au Sénégal nous avons choisi les communes rurales de Kaolack et Dahra. Dans ces différentes localités, nous avons prélevé les sérums. Au laboratoire, la première analyse était un screening par ELISA Blocking, ce qui nous a permis de connaitre la prévalence de l’infection par le virus de la peste équine chez l’âne dans ces deux pays. La deuxième analyse a été le test de la séroneutralisation virale. Ce test nous a permis de connaitre les différents sérotypes en circulation chez les ânes dans ces deux pays ; le virus ayant 9 sérotypes notés de 1 à 9. Au Sénégal, nous avons eu une séroprévalence globale de 64,14%±5,52% et au Burkina nous avons eu une séroprévalence globale de 76,72% ±6,02%. Par localité, les séroprévalences sont : 88,10%±9,80% à Sawana ; 70,27%±10,41 % à Samorogouan ; 67,65%±15,72 % à Ténado ; 66,67%±23,85% à SP ; 94,44%±10,58 % à Boromo et 100% à Saaba ; 92,67%±4,17% à Kaolack et 33,57% ± 7,82% à Dahra. Nous avons noté l’absence du sérotype 3 dans les deux pays. Au Burkina nous notons en plus du 3, l’absence du sérotype 1. Nous notons une très forte circulation des sérotypes 6,7,8 et 9 au Sénégal comme au Burkina. Les ânes dans nos deux pays d’études hébergeant les différents sérotypes du virus équipestique sans faire la maladie. L’âne n’étant jamais vacciné contre la peste équine, ce constat nous fait dire que l’âne peut être considéré comme un réservoir du virus de la peste équine au Sénégal et au Burkina Faso.

African Horse Sickness is a vectorial and noncontagious disease but dreadful for horses in which it can cause 100% mortality. The virus responsible of this disease is an orbivirus which is also found in the donkey. Donkeys are suspected of being a reservoir of the virus. The purpose of this work was to verify this hypothesis by searching all the differents serotypes of the AHSV in donkeys. We worked on a total of 479 samples of donkeys, of which 189 are taken in Burkina Faso and 290 in Senegal. In Burkina Faso we chose six localities: Sawana, Samorogouan, Saaba village, Saaba abattoir (SP), Boromo and Tenado. In Senegal we chose the rural communes of Kaolack and Dahra. In these localities, we collected the sera. In the laboratory, the first analysis was a screening by ELISA Blocking, which allowed us to know the prevalence of AHSV infection in the donkey in these two countries. The second analysis was the viral serum neutralization test. This test allowed us to know the different serotypes circulating among the donkeys in these two countries; The virus having 9 serotypes from 1 to 9. In Senegal, we had an overall seroprevalence of 64.14%±5.52% and in Burkina Faso we had an overall seroprevalence of 76.72%±6.02%. By locality, the seroprevalences are : 88.10%±9.80% in Sawana; 70.27%±10.41% at Samorogouan; 67.65%±15.72% at Tenado; 66.67%±23.85% at SP; 94.44%±10.58% at Boromo and 100% at Saaba; 92.67%±4.17% at Kaolack and 33.57%±7.82% at Dahra. In Burkina we note in addition to the 3, the absence of serotype 1. We note a very high circulation of serotypes 6,7,8 and 9 in Senegal as in Burkina. Donkeys in our two study countries harboring the different serotypes of the virus teams without making the disease. According to the observation that donkeys are never been vaccinated the African Horse Sickness, we can state the donkey is a reservoir of the African Horse Sickness Virus in Senegal and Burkina Faso.

Mots clés : Peste-Equine-Sérotypes-Virus-ÂneBurkina Faso-Sénégal

Key words: Serotypes-Horse-Sickness-DonkeyVirus-Burkina Faso-Senegal

Auteur : AKPAKI Mawulikplimi Joël Tel : +221 77 838 07 37 (Sénégal) +228 90 91 77 24 (Togo) E-mail : joelfmap@gmail.com Liberté 6, Dakar, Sénégal

Author : Mawulikplimi Joel AKPAKI Phone : +221 77 838 07 37 (Sénégal) +228 90 91 77 24 (Togo) E-mail : joelfmap@gmail.com Liberté 6, Dakar, Senegal