Amene dit Moussa DOLO by Ecole Inter-Etats des Sciences et Médecine Vétérinaires (EISMV Dakar)

UNIVERSITE CHEIKH ANTA DIOP DE DAKAR (U.C.A.D) ************************ ECOLE INTER – ETATS DES SCIENCES ET MEDECINE VETERINAIRES (E.I.S.M.V.)

N° 06

ANNEE 2016

Profil hormonal et comportements des femelles dromadaires pendant le cycle œstral en zone sahélienne du Mali. THESE Présentée et soutenue publiquement le 04 Mai 2016 à 15 heures devant la Faculté de Médecine, de Pharmacie et d’Odontologie de Dakar Pour obtenir le grade de DOCTEUR EN MEDECINE VETERINAIRE (DIPLOME D’ETAT) Par

Amene dit Moussa DOLO Né le 26/09/1970 à Sangha (Mali) Jury

Président

Monsieur Niama DIOP SALL Professeur à la Faculté de Médecine, de Pharmacie et d’Odontologie de Dakar

Directeur et rapporteur de thèse

Monsieur Alain Richi KAMGA WALADJO Maître de Conférences agrégé à l’EISMV de Dakar

Membre

Monsieur Papa El Hassane DIOP Professeur à l’EISMV de Dakar

Membre

Monsieur Rock Allister LAPO Maître de Conférences agrégé à l’EISMV de Dakar

Co-directeur de thèse

Monsieur Bara OUOLOGUEM Directeur de recherche à l’IER (Mali).

ECOLE INTER - ETATS DES SCIENCES ET MEDECINE VETERINAIRES (E.I.S.M.V.)

BP 5077 – DAKAR (Sénégal) Tel. (221) 33 865 10 08 – Télécopie (221) 825 42 83

COMITE DE DIRECTION

Le Directeur Général Professeur Yalacé Yamba KABORET Les Coordinateurs Coordonnateur des Stages et des Formations Post-Universitaires Professeur Rianatou BADA ALAMBEDJI Coordonnateur de la Coopération Internationale Professeur Ayao MISSOHOU Coordonnateur des études et de la vie estudiantine Professeur Serge N. BAKOU Coordonnateur Recherche/ Développement Professeur Yaghouba KANE

Année universitaire 2015-2016

Ecole Inter- Etats des Sciences et Médecine Vétérinaires 181 : 5lJ77 - Dakar - Fann (SENEGAL) V : (221) 33 865 10 08 I Fax (221) 33 82542 831 Site web: www.eismv.org

USTE DES MEMBRES DU CORPS ENSEIGNANT Directeur G6Mf"il: :>rofessew Y11'Gë Yamba ICABORET COOf'donn1teu:r âs StlCes et des formatlon5Post-UnJvers,ltilires : Profemur RiallëJtou BADA AL.AMBEDJI Coor6onnatt-ur à la Coc>piratlon Internationale : Professeur Ayao MISSOHOU Coordonnateur des Etudts et de la Vte: EstudJ1ntfne: Professeur Serge N. BAKOU Coordonnateur Rec.:her<:he I Développtm.ent : Profeueur Yaghouba KANE

DEPARTEMENT DES SOENCES BIOLOGIQUES ET PRODUQIONS ANIMALES Chef du département : Alain Rlchi KAMGA WALADJO, Maître de conférences Agrégé ~-----

- ANATOMIE-HISTOLDGlf:•EMBRYOLOGIE

-PHVS<OLDGIE.....AAMACODYNAMIE-THEAAPlUTJQUE M. -.ssa ASSA/jE, Proftsseur M. Rock Alliste-r LAPO, Mi1tt~ de oontfrences agrigi

M. S.rae ..-. . ogoran llAXOU, ...11r. de C100férenœs "l'i&' M. Gualbfort Simon NlfME Et.LA. M1îtrt·Asslstant

1M. Félbc NIMBONA,. V1c1tak-e

M. WIH"rled OYETOLA. Vacataire

IM. Anicet 2080 Moniteur

-O!IRURGIE -AEl'flOOUCT10N M. Allln Aldll KAMGA WALAOJO, ...lttt dt confhenœ1 ·~

-PHVS<QUE ET CHIMIE BIOLOGIQUES ET MEDICA.LES M. Adlm.> So>N, Malttt • Assistant

M. GtimilnJérornt SAWAOOOO. Professeur (v&caUl1"')

M. P•f.HI l!:I Hassane DIV"'• l'f'Ofesseur (v1c1tatre)

M. MIGUIRI KA.1.ANOI, Attaché Tempc,.lre d'Ensei,gnement et de

M. Kablan Roger N'ZI, V1catalte M. Fr~d~rlc SINGA NIATO\J, Monlttur

M. Oltudonn4!o ILLY, Montteut

Recherehe

-lOOTtCHN!E-ALIMENTATIOH M. Ay•o MISSOHOU, Professeur M. Slmpltce AYSSIWEOE, Mai'Ue . Asslstont 1M. Arnaud TAPS08A. Moniteur M. Slhldl ADAMOU, Moniteur

-lOCONOMlf RURAlI ET GESTION M. Walter OSSEBI, Assistant Mllé H ~làne YAMEOGO, Monitrice

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DEPARTEMENT DE SANTE PUBLIQUE ET ENVIRONNEMENT Chef du dé artement: Oubri Bassa GBATI, Maitre de conférences

HYGIENE ET INDUSTRIE DES DENREES ALIMENTAIRES D'ORIGINE ANIMAlI (HIDAOA) M. ~ne KNrlfa Babaar SVtLA. Maitre -ASSistant ' M. kllancille MUSABVEMARIYA, IV\altn! -A•si1tonte M. Lut LOUBAMSA, Vteataire Mlle Dlromba KOKOA. Monkrfœ

MJCl!OBIOLDG1E-IMMUNOl.OGIE-PATHOLOGIE INFECTitUSE Mmt IUaN'1DU BADA AIAMBEOR, Prol01st<1r M. Philippe KONE, Moltre d• conférences agrégé M. Omar HAKIZIMANA. vacataire M. Jotl Ati:PAKI, Moniteur

régé

PATHOLOGIE MEDICALE-ANATOMIE PATHOLOGIQUE- CUNIQUE AMBULANTt M. YtlbCf Yamba kA&ORET. ?raJesseur M. Y11houba KANE, MJ,itte de conffrences agrêg6 Mme Mlreit!e KAOJA WONOU, Maitre Assistante M. Abasse KOUMAJ, Moniteur 1 M . Blbacar GUEYE, Moniteur M . Mlkhaïbu OERA; Mon.iteuJ

PHARMAOE - TOXICOLOGIE M. Asslongbon TtKO AGBO, charité dt recherche M. Gilbert Komlan AKODA, Moitre Assistant M.Abdou Moumouno A5.50UMY, M>llre-A$$inont M. Ratsha KASSIME, Monitrice

PARASITOLOGIE~ PARASITAIRES-ZOOLOGIE APPLIQUEE M. OUM !lassa GBATI, Maitre dt oonffrencu ogrégé M. Die'udonné DAHOUROO, Attaché Temporaire d'Enstianement et M . Etlli Kokou PENOu.:ou, Moniteur

de Rechetche M. Bé~ndé AriS!id• KABORE. Moniteur

DEPARTEMENT COMMUNICATION Chef du département : Phili BIBLIOTHEQUE Mme t.Mirlam DtOUF, lnafnleur Oocument111ste (Vacataire)

M""' Ndello fAU MIS.SOHOU, B<bllo!Malre SERVICE AU0t0-V1SUEL M . Bour' SA.RR, Technicien

Soumahoro KONE, Maitre de conférences Agrégé OBSERVATOIRE DES METIERS DE L'ELEVAGE (O.M.E.)

IN MEMORIAL Je dédie ce travail :  à la mémoire de mon père, Feu Abodio DOLO ;  à ma chère maman, Yatanou DOLO ;  à mon frère, Feu Amaga DOLO ;  à ma chère épouse Rokia DOLO. Sincères reconnaissances pour le sacrifice consenti pour mon éducation; aux défunts, que la terre leurs soit légère ; que leurs âmes reposent en paix et que Dieu leurs accorde sa grâce dans sa bonté infinie.

REMERCIEMENTS Mes sincères remerciements: -

à ALLAH, Le TOUT PUISSANT et à Son PROPHETE Muhammad (SAW) ;

au Gouvernement du Mali pour m’avoir accordé cette bourse. Mes prières à ALLAH pour que la PAIX règne dans mon beau pays à jamais. Puisse ALLAH me permettre de te servir avec dignité et amour;

à la Direction Générale de l’EISMV et son personnel administratif pour leur attention particulière tout le long du cursus scolaire ;

au Corps professoral pour la qualité de la formation reçue ;

au Professeur Alain Richi KAMGA WALADJO, pour ses qualités techniques et d’homme de sciences. Vous êtes pour moi un exemple ;

au Professeur Papa El Hassane DIOP, pour ses qualités professionnelles ;

au Professeur François Adébayo ABIOLA, parrain de la 42ème promotion ;

au Professeur Germain Jérôme SAWADOGO : Professeur accompagnateur de la 42ème promotion de l’EISMV ;

au Professeur Louis Joseph PANGUI, pour ses qualités de leadership ;

au Dr. Mireille KADJA WONOU, pour son soutien permanent ;

au Dr. Bara OUOLOGUEM: chef de programme Bovin, IER - Bamako pour son assistance particulière et son encadrement de qualité;

au Dr. Ousmane NIALIBOULY : chercheur au programme bovin CRRA Niono, pour sa disponibilité

à Monsieur Cheick DIALLO du programme bovin pour sa bonne collaboration;

à mon frère Guimogo DOLO et mes sœurs : Yacouni DOLO, Yaponomo DOLO, Monobem DOLO, Yassama DOLO et Aïssa DOLO pour leur assistance fraternelle ;

à mes enfants : Alou DOLO, Fatoumata Yatoï DOLO, Djeneba DOLO et Mamy DOLO pour leurs soutien paternel

à tous les parents et amis pour leurs soutiens ;

à ma belle- famille SISSOKO pour son amabilité et son soutien ;

à l’amical des étudiants vétérinaires maliens ;

à toute la 42e promotion ;

et à tous ceux qui, de près ou de loin ont contribué à la réussite de mes études

A NOS MAITRES ET JUGES

A notre Maître et Président de jury, Monsieur Niama DIOP SALL Professeur à la Faculté de Médecine, de Pharmacie et d’Odontologie de Dakar ; Vous nous faites un grand honneur en acceptant de présider ce jury de thèse malgré vos multiples occupations. Votre abord facile et la spontanéité avec laquelle vous avez répondu à notre sollicitation nous ont beaucoup marqués. Trouvez ici, cher Président, l’expression de notre profonde gratitude. Hommages respectueux.

A notre Maître, Directeur et Rapporteur de thèse, Monsieur Alain Richi KAMGA WALADJO, Maitre de Conférences Agrégé à l’EISMV de Dakar ; Vous avez accepté d’encadrer et de diriger ce travail avec rigueur scientifique, malgré vos multiples occupations. Votre modestie, votre sens de responsabilité, vos qualités humaines et d’homme de science suscitent respect et admiration. Au-delà de nos hommages respectueux, nous vous prions de trouver ici, honorable Maître, l’assurance de notre éternelle reconnaissance et de nos sincères remerciements. A notre Maître et juge, Monsieur Papa El Hassane DIOP Maitre de Conférences Agrégé à l’EISMV de Dakar; Vous nous faites honneur en acceptant spontanément de juger ce travail. Votre attachement pour le développement de l’élevage dans la sous régional et votre amour du travail bien fait forcent admiration et respect. C’est l’occasion pour nous de vous exprimer toute notre reconnaissance, pour le savoir reçu de vous. Nos sincères remerciements A notre Maître et juge, Monsieur Rock Allister LAPO Professeur à l’EISMV de Dakar ; Nous avons été touchés par la spontanéité avec laquelle vous avez accepté de contribuer à l'évaluation de ce modeste travail. La clarté de votre enseignement, votre simplicité, vos qualités humaines et intellectuelles forcent respect et admiration de tous. Nous retiendrons de vous, la rigueur et le sérieux en toute chose. Nous vous prions d'agréer, chère Maitre, le témoignage de notre reconnaissance. Hommage respectueux. III III III

Par délibération, la faculté de Médecine, de Pharmacie et d’Odontologie et l’Ecole Inter – Etats des Sciences et Médecine Vétérinaires de Dakar ont décidé que les opinions émises dans les dissertations qui leurs sont présentées, doivent être considérées comme propres à leurs auteurs et qu’elles n’entendent leur donner aucune approbation ni improbation». «

IV IV

Profil hormonal et comportements des femelles dromadaires pendant le cycle Ĺ&#x201C;stral en zone sahĂŠlienne du Mali.

LISTE DES ABREVIATIONS A.C.C : Adaptation aux changements climatiques Aml : animal C.R.R.A : Centre Régional de Recherche Agronomique D.N.P.I.A : Direction Nationale des Productions et Industries animales D.N.S.I : Direction Nationale de la Statistique et de l’Informatique D.N.S.V : Direction Nationale des Services Vétérinaires D.R.P.S.I.A.P : Direction Régionale du Plan et de la Statistique, de l’Informatique et de l’Aménagement de la Population Ident : Identification I.E.R : Institut d’Economie Rurale L.H : Hormone lutéinisante F.S.H. : Hormone folliculostimulante M.A.E.P. : Ministère de l’Agriculture, de l’Elevage et de la Pêche M.E.P : Ministère de l’Elevage et de la Pêche N° ident : Numéro d’identification Nd :Non défini Ng : Nanogramme Pg : Picrogramme PG2: Progestérone Plvmt : Prélèvement R.G.P.H : Recensement Général de la Population et de l’Habitat Tx: Taux U.R.G. : Unité de Recherche Génétique F.A.O.: Organisation des Nations Unies pour l’Alimentation et l’Agriculture C.I.P.E.A. Centre International Pour l'Elevage En Afrique

Liste des figures Figure 1: Classification des camélidés (Mukasa Mugerwa, 1985) ..............................................3 Figure 2: Répartition géographique du dromadaire (CIRAD, 2002) ............................................4 Figure 3: Evolution de l’effectif de dromadaire au Mali de 1991 à 2002 (Mali, 2013)................8 Figure 4: Dromadaire du fleuve ou Regueïbi.................................................................................9 Figure 5: Dromadaire du Tibesti ...................................................................................................10 Figure 6: Dromadaire de l’Aïr ou Touareg. ..................................................................................10 Figure 7: Dromadaire Azaouak.....................................................................................................11 Figure 8: Cycle folliculaire chez la femelle dromadaire. .............................................................27 Figure 9: Cycle folliculaire d’un cycle de 28 jours. ......................................................................28 Figure 10: Evolution des glycoprotéines et des stéroïdes..........................................................31 Figure 11 : Retro contrôle négatif . ...............................................................................................32 Figure 12 : Retro contrôle positif...................................................................................................32 Figure 13 : Retro contrôle négatif. ................................................................................................33 Figure 14: Organigramme du Centre Régionale de Recherche Agronomique de Niono (C.R.R.A./Niono) ............................................................................................................................42 Figure 15 : Troupeau de dromadaire au pâturage. .....................................................................49 Figure 16: Dromadaires au parc...................................................................................................50 . Figure 17: Dromadaires au point d’abreuvement..................................................50 Figure 18 : Prélèvement de sang. ................................................................................................52 Figure 19: Profil hormonal durant le cycle œstral. ......................................................................60

VII

Liste des tableaux

Tableau I : Effectif par pays des camélidés. ..................................................................................5 Tableau II : Effectif des dromadaires par région administrative du Mali ( 2014) ........................8 Tableau III : Abattages contrôlés de dromadaires au Mali de 2010 en 2014 ..........................13 Tableau IV : Composition chimique du lait de chamelle.............................................................14 Tableau V : Approvisionnement en dromadaires des marchés à bétail suivis .........................16 Tableau VI : Poids des ovaires à difféents stades du cycle évolutif ( mg). ...............................21 Tableau VII: Principales caractéristiques de la reproduction chez la femelle dromadaire en zone sahélienne. ............................................................................................................................22 Tableau VIII : Réseau de stations et sous-stations de l’IER ......................................................40 Tableau IX : Situation du personnel du programme bovin .........................................................46 Tableau X : Structure des dromadaires au 30 novembre 2015. ................................................47 Tableau XI : Poids et âge des femelles. .....................................................................................47 Tableau XII : Situation des prélèvements. ...................................................................................52 Tableau XIII: Fiche d’observation des changements de comportement des femelles en chaleurs. .........................................................................................................................................55 Tableau XIV: Fiches d’observation des modifications physiologiques des femelles en chaleurs. .........................................................................................................................................56 Tableau XV: Durée du cycle œstral et des chaleurs chez la chamelle .....................................57 Tableau XVI : Fluctuation de l’hormone folliculostimulante( mlU/ml). .......................................58 Tableau XVII: Fluctuation de l’hormone lutéinisante (mlU/ml). ..................................................58 Tableau XVIII : Fluctuation des œstrogènes (pg/ml). .................................................................59 Tableau XIX: Fluctuation hormonale de progestérone (ng/ml) ..................................................60 Tableau XX: Résultats du changement de comportement pendant l’œstrus ...........................61 Tableau XXI : Résultats des modifications physiologiques. .......................................................62

VIII VIII VIII

TABLE DES MATIERES Introduction........................................................................................................... 1 Première partie ..................................................................................................... 1 Synthese bibliographique : .................................................................................. 1 chapitre I : Généralités sur les camelidés.......................................................... 3 1. Historique ......................................................................................................... 3 1. Classification .................................................................................................... 3 3. Répartition geographique ................................................................................ 4 4. Races de dromadaire ....................................................................................... 5 4.1. En afrique ...................................................................................................... 5 4.1.1. Dromadaire de l’asin (nom haoussa de l’aïr) .............................................. 6 4.1.2. Dromadaire de l’Iforas ................................................................................ 6 4.1.3. Dromadaire de l’Ajjers ................................................................................ 6 4.1.4. Regueibi des maures.................................................................................. 7 .4.1.5. Dromadaire de l’Azawak............................................................................ 7 4.2. En Australie ................................................................................................... 7 chapitre II: l’élevage des dromadaires au Mali...................................................... 8 1. Effectif du cheptel camelin au Mali ................................................................... 8 2. Races de dromadaire au Mali........................................................................... 9 2.1. Dromadaire du fleuve ou regueïbi.................................................................. 9 2.2. Dromadaire du tibesti .................................................................................... 9 2.3. Dromadaire de l’aïr ou touareg .................................................................. 10 2.4. Dromadaire de l’adrar des iforas.................................................................. 10 2.5. Dromadaire azawak .................................................................................... 11 3. Systemes d’élevage au Mali ........................................................................... 12 4. Exploitation du cheptel camelin au Mali.......................................................... 12 4.1 Gestion du troupeau ..................................................................................... 12 4.2 Productions camélines................................................................................. 13 4.2.1. Production de viande ................................................................................ 13 4.2.2. Production laitière. .................................................................................... 13 4.2.3. Utilisation du dromadaire. ......................................................................... 14 4.3. Autres productions camelines...................................................................... 15 5. Commercialisation des dromadaires............................................................... 16 IX IX

6. Importance socioculturelle du dromadaire au Mali ...................................... 16 chapitre III : rappel des particularites anatomophysiologiques. ....................... 17 1. Anatomie de l’exterieur du chameau .............................................................. 17 2. Appareil digestif .............................................................................................. 17 3. Appareil respiratoire........................................................................................ 18 5. Appareil urinaire ............................................................................................. 19 6. Appareil genital femelle. ................................................................................. 19 7. Particularités physiologiques .......................................................................... 21 7.1. Adaptation à la chaleur ................................................................................ 22 7.2. Adaptation à la sécheresse ......................................................................... 22 7.2. Adaptation à la sous-alimentation................................................................ 23 chapitreIV : Réproduction chez le dromadaire.................................................... 25 1. Puberte et maturite sexuelles ......................................................................... 25 2. Cycle folliculaire.............................................................................................. 25 3. Hormones du cycle sexuel.............................................................................. 27 3.1. Hormones gonadotropes (les glycoprotéines : hormone lutéinisante et hormone folliculostimulante). .............................................................................. 27 3.2. Stéroïdes sexuels (œstradiol et progestérone)............................................ 29 4. Controle du cycle hormonal ............................................................................ 31 4.1. Rétrocontrôle négatif ................................................................................... 31 4.2. Rétrocontrôle positif.................................................................................... 32 4.3. Rétrocontrôle négatif. .................................................................................. 33 5. Chaleurs ......................................................................................................... 33 5.1. Œstrus et sa variabilité saisonnière. ............................................................ 33 5.2. Signes extérieurs de l’œstrus ...................................................................... 34 6. Accouplement ................................................................................................. 35 7. Gestation ........................................................................................................ 36 8. Parturition ....................................................................................................... 36 Deuxième partie : étude experimentale .............................................................. 38 chapitre I : matériel et méthodes ........................................................................ 39 1 presentation de la zone : le cercle de niono. ................................................... 39 1.1. Localisation géographique........................................................................... 39 1.2. Population.................................................................................................... 39 2. Présentation de la structure d’accueil : Institut d’Economie Rurale ................ 39 X X

2.1 Généralités sur l’Institut d’Economie Rurale ................................................. 39 2.2. Centre Régionale de Recherche Agronomique de Niono............................ 41 2.2.1. Organigramme.......................................................................................... 41 2.2.2. Station de Recherche Agronomique de Niono.......................................... 43 2.2.3. ranch…. .................................................................................................... 43 2.3. Programme bovin ........................................................................................ 45 3. Matériel.......................................................................................................... 47 3.1. Matériel animal ............................................................................................ 47 3.2. Matériel bureautique et de prélèvement ...................................................... 48 4. Méthodes........................................................................................................ 49 4.1. Gestion du troupeau .................................................................................... 49 4.1.1. Conduite du troupeau ............................................................................... 49 4.1.2. Traitements zoo sanitaire ......................................................................... 50 4.2. Prélèvement et traitement du sang.............................................................. 51 4.2.1. Prélèvement de sang................................................................................ 51 4.2.2. Traitement de sang................................................................................... 52 4.2.3. Conservation............................................................................................. 52 4.3. Analyse sérologique .................................................................................... 52 4.3.3. Interprétation du test................................................................................. 54 4.3.4. Traitements des données. ........................................................................ 54 5. Etude du comportement ................................................................................. 54 chapitre II : Résultats et discussion .................................................................... 57 I. Résultats.......................................................................................................... 57 1.1. Durée du cycle œstral.................................................................................. 57 1.2. Profil hormonal............................................................................................. 57 1.2.1. L’hormone folliculostimulante (Folliculine Stimuline Hormone : F.S.H.).... 57 1.2.2. L’hormone lutéinisante (Luteine Hormone : L.H.). .................................... 58 1.2.3. Œstrogènes .............................................................................................. 59 1.2.4. Progestérone ............................................................................................ 59 1.3. Récapitulatif des profils hormonaux et de la durée du cycle œstral............. 60 1.4. Etude comportementale............................................................................... 61 1.5. Modifications physiologiques. ...................................................................... 61 II. Discussion ...................................................................................................... 63 XI XI

2.1. Limites de l’étude......................................................................................... 63 2.2. Durée du cycle œstral.................................................................................. 63 2.3. Profil hormonal............................................................................................. 63 2.3.1 Hormone folliculostimilante (Follicle Stimulating Hormone: F.S.H.) ........... 63 2.3.2. Hormone lutéinisante (Luteinizing Hormone : L.H.) .................................. 64 2.3.3. Œstrogènes .............................................................................................. 65 2.3.4. Progestérone ............................................................................................ 65 2.4. Etudes comportementales. .......................................................................... 66 2.4.1. Etat général. ............................................................................................. 66 2.4.2. Alimentation.............................................................................................. 67 2.4.3. Recherche du mâle................................................................................... 67 2.4.4. Chevauchement et acceptation du chevauchement ................................. 68 2.5.

Modifications physiologiques .................................................................... 69

2.5.1. Etat de la vulve ......................................................................................... 69 2.5.2. Sécrétions vulvaires.................................................................................. 69 2.5.3. Sécrétions cutanées ................................................................................. 69 2.5.4. Sécrétions salivaires................................................................................. 70 2.5.5. Urine…… ...………………………………………………………………… ….70 2.5.6. Respiration ............................................................................................... 70 Conclusion.......................................................................................................... 71 Biblographie........................................................................................................ 73 Annexes

……………..…………………………………………………..……… 78

XII

INTRODUCTION Le Mali est un pays sahélien continental avec une population de 14 528 662 habitants et

une superficie de 1 241 238 km² (Mali, 2009). Son économie dépend pour

l’essentiel de l’or, du coton et des produits agro-sylvo-pastoraux. Ces produits représentent 40 % de son PIB et les trois quarts des exportations. Le secteur agropastoral occupe près de 80% de la population rurale. Le sous-secteur élevage compte 10 313 330 têtes de bovins, 34 505 410 petits ruminants et 998 558 camelins (Mali, 2014). Les abattages contrôlés ont donné 54 510 tonnes de viande et la production laitière a été de 1 755 722 tonnes. L’exportation du bétail sur pied a porté sur 679 622 bovins et 784 743 ovins (Mali, 2013). Le sous-secteur de l’élevage contribue pour 10 à 12% dans le P.I.B. (Mali, 2003). Les productions animales constituent le troisième produit d’exportation du pays, après l’or et le coton avec une recette à l’exportation d’environ 246 milliards de F CFA en direction du Sénégal, la côte d’Ivoire et le Ghana (Mali, 2004). L’élevage du dromadaire se pratique surtout dans les zones arides du septentrion malien. Les douloureuses années de sécheresses ont démontré toute l’importance de cette espèce dans cette partie du pays. Ce qui a incité les éleveurs à mettre plus d’accent sur son élevage. Le dromadaire est la principale espèce animale domestique capable d'exploiter au mieux les zones écologiques les plus difficiles et assurer des productions. En effet, sa production laitière et sa production de viande ainsi que son utilisation comme animal de trait, et de selle, jouent un rôle incontestable dans l’économie des ménages et dans la sécurité alimentaire des populations pastorales du nord. Selon ces populations, le dromadaire est « source de vie ». En plus de ces importants rôles économiques et nutritionnels, les dromadaires occupent également une grande place socioculturelle. Pour les habitants de la partie septentrionale du Mali, l'animal est intimement associé à leur culture et à leur société. Cependant, depuis longtemps, le développement de cette activité n’avait pas suscité l’attention qu’elle méritait auprès des décideurs politiques, malgré que la recherche ait recommandé la création d’une station de recherche sur cette espèce depuis 1985. Suite aux effets du changement climatique, le rôle du dromadaire est reconnu par les décideurs politiques qui ont ainsi inscrit l’élevage de cette espèce dans la politique gouvernementale du développement des zones sahélo-sahariennes. 1

Le Programme Bovin de l’Institut d'Economie Rurale (I.E.R.) fut chargé des activités de recherche sur les dromadaires en 1999. Le démarrage effectif des activités de recherche a vu le jour en mars 2011 dans le cadre de la composante II (développement de la filière lait de dromadaire) du projet d’Adaptation de l’Agriculture et de l’Elevage au Changement Climatique (A.C.C.). Prévu initialement dans la région de Kidal, ces activités ont été délocalisées à cause de la situation politico-sécuritaire que le pays vit depuis 2012. C’est ainsi qu’en 2013 les recherches sont menées à la station de Sotuba en zone humide et dans le ranch de la Station de Niono, situé en zone sahélienne. Parmi les principales thématiques de recherche sur ces dromadaires, figure la maîtrise de la reproduction. Cela nécessite une connaissance parfaite de la physiologie de la reproduction et particulièrement le profil des hormones qui la régularise. C’est pour répondre à cette préoccupation que le présent thème «

Profil hormonal et

comportements des femelles dromadaires pendant le cycle œstral en zone sahélienne» a été initié et exécuté. Cette étude contribuera au renforcement des connaissances sur le cycle œstral des femelles en zone sahélienne du Mali dans les conditions d’élevage semi intensif de station. Spécifiquement il s’agira :  de déterminer les fluctuations hormonales des femelles au cours du cycle œstral;  de décrire le comportement sexuel des dromadaires femelles en chaleurs Le travail est présenté en deux parties : la première partie présente une synthèse bibliographique donnant un aperçu général sur les dromadaires, son élevage y compris au Mali, ses particularités anatomo-physiologiques et sa reproduction.

seconde partie, est l’étude expérimentale qui englobe la présentation du cadre et du milieu d’étude, la méthodologie employée, les résultats obtenus, la discussion, et enfin les recommandations et perspectives. .

PREMIERE PARTIE SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE : Etat de connaissance sur les camélidés

CHAPITRE I : GENERALITES SUR LES CAMELIDES 1. HISTORIQUE L'ancêtre du genre Camelus est apparu il y a 50 millions d'années. Du grec dromas, qui signifie « coureur », les dromadaires existaient dans la corne de l'Afrique pendant la préhistoire il y a 2 à 3 millions d'années. Les dents retrouvées en Éthiopie ainsi que les peintures en Somalie et à Djibouti confirment cette hypothèse. La domestication du dromadaire a probablement eu lieu dans le sud de la péninsule arabique vers 2000 ou 3000 avant J.-C. (Epstein, 1971). La taille du dromadaire va de 220 cm jusqu'à 250 cm au garrot pour les plus grands. Son poids varie entre 400 et 1 100 kg selon les races. C’est un herbivore qui a une espérance de vie moyenne de 25 ans. 1. CLASSIFICATION Le dromadaire et Le chameau domestique appartiennent au même genre biologique Camelus. Certains les considèrent plus comme deux variétés régionales. En effet, le dromadaire est un habitant des déserts (Sahara, péninsule Arabique) alors que le chameau se retrouve plus en zone froide comme la Mongolie. Mukasa- Mugerwa (1985) a dressé l’arbre zoologique des camélidés en se basant sur les travaux de Leese (1927), Cauvet (1925) et Curasson (1925). La figure1 illustre cette classification. Classe

Mammifères

Sous –classe

Placentaires

Ordre

Artiodactyles

Sous- ordre

Ruminants

Groupe

Tylopodes

Famille

Camélidés

Genres Espèces

Lama

Camelus

I - L. glama (Lama)

1- C. dromedarius (dromadaire)

2- L. pacos (types alpaga)

2- C. bactrianus (Bactrien)

(i) Suri (ii) (ii)Huacaya 3- L. guanicoe (guanaco) 4 - L. vicugna ou Vicugna Vicugna (vigogne)

Figure 1: Classification des camélidés (Mukasa Mugerwa, 1985)

3. REPARTITION GEOGRAPHIQUE L’aire géographique de distribution du dromadaire est la région tropicale et subtropicale de l’’Afrique et de l’Asie où le climat va de semi-aride à subhumide. La population cameline mondiale a été estimée à 20 millions de têtes (FAO, 1996). L'Afrique possède 80% de cet effectif. Les camelins ont été répertoriés dans plus de 35 pays dont 18 sont originaires d'Afrique (Faye, 1997) (Figure 2).

Figure 2: Répartition géographique du dromadaire (CIRAD, 2002) En Asie le froid limite sa zone d’extension au 52e degré de latitude Nord. En plus des pays cités (tableau I), on les retrouve en Syrie, en Irak, en Afghanistan et en URSS. En Afrique de l’Est et Afrique Centrale, les pays d’élevage des dromadaires sont : l’Ethiopie, le Soudan, la Somalie, le Djibouti, le Tchad, l’Ile de Zanzibar en Tanzanie. En Afrique de l’Ouest les dromadaires sont rencontrés dans la bande sahélienne de la Mauritanie, le Mali, le Sénégal, le Burkina Faso, le Niger, le Nigéria. En Australie, on les retrouve dans la partie centrale du pays. Le tableau I donne l’effectif par pays des camélidés.

Tableau I : Effectif par pays des camélidés. Pays

Effectifs

Soudan

3 200 000

Mauritanie

1 292 000

Inde

900 000

Kenya

830 000

Pakistan

800 000

Tchad

730 000

Mali

470 000

Niger

420 000

Ethiopie

326 000

Mongole

275 000

Yemen

264 000

Chine

264 000

Arabie Saoudite

260 000

Emirats Arabe Unis

250 000

Algérie

245 000

Tunisie

231 000

Iran

146 000

Oman

122 000

Egypte

120 000

Kazakhstan

107 000

Total

11 252 000

sources: FAOSTAT 2004 4. RACES DE DROMADAIRE

4.1. En Afrique En Afrique, il existe deux principales souches de races de dromadaires. Mais il existe de nombreux croisements issus de ses deux races. Certains caractères anatomophysiologiques varient selon les races (production de lait, production de viande, performance au travail, format, allures, aptitudes). Les deux souches de races de dromadaires, à caractères bien distincts, décrites par Faye (1997) sont :  la race asiatique à laquelle appartient le dromadaire d’Asie vit aussi en Afrique du nord, et au nord du Sahara ;  la race africaine à laquelle appartient le dromadaire d’Afrique vit au sud du Sahara.

Cette race africaine ou « soudani » se distingue par les caractéristiques suivantes :  une tête plus allongée et moins haute ;  une dentition avec deux prémolaires plus longues, des prémolaires caniniformes et isolés ;  des membres plus longs et plus fins;  un garrot longitudinal, quelques fois incliné légèrement vers l’arrière ;  un cou attaché très haut ;  une bosse rejetée vers l’arrière et moins volumineuse. A

l’intérieur de ces deux souches, il existe plusieurs sous races dont les

caractéristiques morphologiques sont peu perceptibles. Il faudrait une recherche spéciale de caractérisation pour parfaire la description phénotypique de ces différentes sous races. Il existe une classification en sous races selon leur distribution dans l’aire géographique ou des tribus qui les élèvent décrite par Boué (1948) qui est la suivante : 4.1.1. Le dromadaire de l’Asin (nom haoussa de l’Aïr) Elevé par les tribus touaregs de l’ouest et du nord d’Agadez, il est haut sur pattes, un dessus bien fait, une poitrine ogivale et profonde. Les membres sont grêles, secs et puissants. La robe varie du fauve au pie-gris. Il est surtout utilisé pour la selle et le bat. 4.1.2. Le dromadaire de l’Iforas Détenus par les touareg Iforas du Mali, le dromadaire des Iforas a de hautes pattes, minces, élancées avec des poils plus longs aux épaules. La tête est petite, l’encolure et le poitrail sont longs, profonds et peu larges. Il est utilisé pour le bat. 4.1.3. Le dromadaire de l’Ajjers Il est élevé par les touaregs du sud algérien. Il est d’origine asiatique croisé plusieurs fois avec le soudani. C’est un dromadaire de poils ras, de format moyen (poids 450 kg, taille 1,80 mètre). L’encolure est haute et dressée, la bosse très volumineuse, la croupe moins oblique que celle du soudani. Le pied est large et la robe est gris-fumé ou froment clair. Il produit peu de lait et de viande. Son utilisation est la selle et le bat.

4.1.4. Le regueibi des maures Très énergique, harmonieux avec plus de 2 mètres de taille au garrot, il est surtout élevé pour sa production laitière. C’est un animal à poils ras et une robe claire ou « café au lait ». L’encolure est longue incurvée en un large arc de cercle. Les membres sont longs, mais le squelette est fin et la peau fine. Il est destiné à la selle et à la production de lait. .4.1.5. Le dromadaire de l’Azawak Le dromadaire de l’Azawak est de grande taille. Sa robe est uniformément rousse ou blanche avec des yeux noirs. Il est élevé par les touaregs de la frontière entre le Mali et le Niger. Il est destiné pour la selle. 4.2. En Australie Il a été utilisé de façon intensive dans la deuxième moitié du XIXe siècle. Les dromadaires ont été importés principalement du nord de l'Inde et du Pakistan pour répondre à la demande des moyens de productions (Musaka, 1985). Les chameaux ont été importés en Australie au milieu de 19e siècle par des explorateurs qui avaient besoin d'un moyen de transport robuste pour cartographier les zones arides de l'intérieur du pays. Avec l'apparition des véhicules, le dromadaire a perdu l'essentiel de son rôle économique et au début du XXe siècle, environ 500 000 dromadaires ont été relâchés dans le désert. La population des dromadaires australiens est revenue à l'état sauvage.

CHAPITRE II : L’ELEVAGE DES DROMADAIRES AU MALI 1. EFFECTIF DU CHEPTEL CAMELIN AU MALI Le Mali compte environ 998 560 têtes de dromadaire (Mali, 2014). Il est rencontré dans toutes les régions administratives à l’exception de Sikasso et le District de Bamako. Mais l’essentiel de l’effectif se trouve dans les régions de

Kidal (52,90%), de Gao

(23,22%) et de Tombouctou (20,82 %). Elles sont suivies de loin par les régions de Mopti (1,64%) et de Koulikoro (1 ,04 %). Le tableau II donne un aperçu de l’effectif des dromadaires par région administrative du Mali. Tableau II : Effectif des dromadaires par région administrative du Mali ( 2014) Régions Kayes Koulikoro Sikasso Ségou Mopti Tombouctou Gao Kidal Bamako

Effectif 2 800 10 400 -800 16 350 208 000 231 900 528 250 --

Total 2014

998 560

Source : (Mali, 2014). L’évolution de sa croissance numérique de 1991 à 2002 est présentée par la figure 3. 700 000 600 000

Effectif

500 000 400 000 300 000 200 000 100 000 0 1991 1992 1993 1994 1995 1996 1997 1998 1999 2000 2001 2002

Années

Figure 3: Evolution de l’effectif de dromadaire au Mali de 1991 à 2002 (Mali, 2013).

Selon le classement du Ministère de l’Agriculture de l’Elevage et de la Pêche (Mali, 2003), les sous types répertoriés en fonction de l’aire géographique sont : le dromadaire du fleuve, le dromadaire Azaouak, le dromadaire du Tibesti, le dromadaire de l’Aïr et le dromadaire de l’Adrar des Iforas. 2

Les races de dromadaire au Mali

2.1. Le dromadaire du fleuve ou Regueïbi Il vit dans les plaines côtières et fluviales. C'est un animal de grande taille et élancé (1,95 - 2,1 m au garrot) avec des oreilles pointues et un pelage fauve. Peu rustique, il est utilisé pour le lait (1 200 et 1 500 litres par lactation) et le bat (figure 4).

. Figure 4: Dromadaire du fleuve ou Regueïbi. Source : (Meyer, 2015) 2.2. Le dromadaire du Tibesti (figure 5) Il est de petite taille (175 -185 cm au garrot), solide et trapu, aux membres grêles. La robe est généralement gris ou gris-brun, parfois très foncé, très poilue avec des poils grossiers. Animal adapté à la consommation d'eau salée et rustique, il est utilisé pour la selle surtout et le bât.

Figure 5: Dromadaire du Tibesti Source : (Meyer, 2015) 2.3. Le dromadaire de l’Aïr ou Touareg (figure 6) Sa taille est de 1,85 m - 2 m au garrot, de poids 370 kg. Sa tête est fine, les oreilles petites, le cou mince et long, les membres fins et peu musclés. Le pelage est long et épais. La robe est variable, le plus souvent fauve plus ou moins claire, parfois piegris. Très rapide, endurant et sobre avec un potentiel laitier important (environ 1 500 litres par lactation), il est utilisé pour la selle et pour le bât.

Figure 6: Dromadaire de l’Aïr ou Touareg. Source : (Cirad, 2013) 2.4. Le dromadaire de l’Adrar des Iforas C'est un dromadaire de montagne et proche de la variété de l'Azaouak. Il est de grande taille (1,95 m - 2 m) et longiligne. La tête est petite et fine, le front bombé, avec des 10 10

oreilles droites et détachées. La robe est grise ou fauve avec des poils fins et ras, sauf aux épaules. Il est adapté à la selle. 2.5. Le Dromadaire Azawak (figure 7) Il est de l’Azawak, de grande taille avec une allure élancée et une robe claire.

Figure 7: Dromadaire Azaouak. Source : (Cirad, 2013). Il existe de nombreux types en fonction des nuances de la robe. C'est le dromadaire de monte des Touaregs, adapté à la course. Au Mali l’élevage des dromadaires est l’apanage des touareg et des maures, mais quelques fois des arabes, des peuls et des songhaïs le pratiquent. Bourdanne (1998) a distingué deux systèmes d’élevage des dromadaires : l’élevage extensif et l’élevage intensif. Dans le système extensif, les animaux vont eux-mêmes aux pâturages. L’éleveur les regroupe au point d’abreuvement. Dans le système intensif les animaux sont surtout utilisés pour le bat, le transport ou la traction. Comme cité par Sweet (1965) et Bulliet (1975), le dromadaire a une aptitude à survivre puis assurer des productions dans les rudes conditions climatiques du désert. Il peut vivre avec les maigres ressources alimentaires du désert et produire du lait et de la viande. De plus il assure la traction, le transport et le bas avec docilité. Les éleveurs de dromadaires attribuent leur propre survie dans le désert à l’existence de cette espèce.

11 11

Malgré cette importance économique et sociale pour les peuples des régions Nord et centre du Mali, les recherches sur le chameau sont restées très timides jusqu’en 1999.

3. SYSTEMES D’ELEVAGE AU MALI L’élevage des dromadaires au Mali est caractérisé par le système extensif et semiintensif.  élevage extensif : ce mode d'élevage nécessite un berger qui va à la recherche des animaux à la tombée de la nuit et les rassemble pour passer la nuit (surtout les animaux nouvellement acquis). Mais avec la familiarité, les animaux reviennent d’eux- mêmes au campement après plusieurs jours de pâture. élevage semi-intensif est constitué de chameaux, utilisés dans différentes tâches de la famille, telles que l’exhaure, le transport, et les travaux agricoles. Les femelles laitières jouent un rôle très important dans ces ménages nomades et sédentaires. Suivant la répartition spatiale par ethnies des éleveurs de dromadaires, les Touareg occupent la zone de l'Adrar des Iforas autour de Kidal (8è région). Ce sont de véritables "seigneurs du désert" de par leur origine sociale. Les Maures occupent quant à eux, l'espace à l'Est de Gao. Dans la région de Tombouctou, ces deux ethnies se partagent l’essentiel de l’effectif du dromadaire. L’élevage des dromadaires au Nord-Ouest du pays est l’apanage des peuls, des maures et des songhoïs. Quelquefois, les songhoïs sont de simples bergers qui gardent les animaux appartenant aux touareg et aux maures (Bourdanne, 1998). 4. EXPLOITATION DU CHEPTEL CAMELIN AU MALI 4.1 Gestion du troupeau La gestion du troupeau conduit généralement à la division du troupeau en deux unités : • une unité d'exploitation formée de femelles laitières et de mâles. Ce troupeau assure l'entretien de la famille et lui sert de moyen de transport. • une unité de réserve constituée de la plus grande partie du troupeau (mâles, femelles taries.). Cette unité vit loin du campement et est toujours sous la responsabilité d'un berger.

12 12

4.2 Productions camelines 4.2.1. Production de viande Les éleveurs mangent très rarement la viande du dromadaire pour la consommation familiale ordinaire. Le dromadaire est abattu lors de graves pénuries alimentaires ou les manifestations socio-culturelles. La satisfaction des besoins en viande des membres de la famille est assurée par les petits ruminants qui constituent aussi une source des revenus pour la couverture des besoins quotidiens. Le tableau III donne la situation des abattages de camelins de 2010 à 2014. Tableau III : Abattages contrôlés de dromadaires au Mali de 2010 en 2014 Années

Camelins

Poids toutes espèces ( kg)

Nombre

Poids camelins

2010

1 146

488 196

52 006 000

2011

1 817

754 055

56 273 000

2012

560

241 360

56 684 000

2013

274

123 848

51 558 000

241 392

54 630 000

2014 564 Source: (Mali, 2014)

Les abattages non contrôlés sont très importants dans les effectifs abattus. La viande du dromadaire est généralement appréciée par les ménages. Elle peut être consommée cuite, rôtie au feu ou séchée. Les animaux abattus sont pour la plupart ceux en fin de productions. La viande est de couleur rouge, plus foncée que celle du zébu. La graisse est blanche ou blanc- nacrée. La viande du jeune dromadaire est tendre et succulente. Sa texture rappelle celle des bovins (Bourdanne, 1998). La composition chimique globale révèle que le dromadaire a une viande maigre, riche en eau, elle contient moins de cholestérol et plus de glycogène. Le rendement carcasse des dromadaires est exceptionnel. Il est supérieur à celui des bovins (57% contre 45% chez les bovins). 4.2.2. Production laitière. Le lait de chamelle est surtout consommé dans les zones d’élevage. Il représente l'une des principales composantes du régime alimentaire pour ces populations. En outre, il 13 13

constitue l’essentiel de la production laitière des nomades en zone désertique pendant la saison sèche. Le lait de chamelle a un goût assez doux, légèrement salé. La teneur en sel est fonction de l'alimentation de la femelle. L'essentiel du lait est consommé à l’état frais. La transformation du lait de chamelle n’est pas aussi facile que celui de la vache. Selon Pacholek et al. (2000), ceci est attribué à la composition particulière de ce lait. Le tableau IV donne la composition chimique moyenne du lait de chamelle. Tableau IV : Composition chimique du lait de chamelle. Caractéristique Ph Densité spécifique Teneur en eau (%) Taux de matières grasses (%) Taux de matières protéiques brutes (%) Caséine Teneur en lactose (%) Teneur en cendre (%) Calcium (mg/100ml) Phosphore (mg/100ml) Sodium (mg/100ml) Potassium (mg/100ml) Magnésium (mg/100ml) Fer (mg/100ml) Vitamine C (mg/kg)

Moyenne 6,56 1,035 87,9 3,8 3,5 2,6 3,9 0,76

Minimum et Maximum 6,2-6,8 1,025-1,038 84,8-90,0 2,5-5,6 2,2-5,5 1,5-4,1 2,6-5,5 0,6-0,9 120-150 80-100 90-100 200-230 10-20 0,30-0,35 25-100

Source : Pacholek X. et al (2000) Les micelles des caséines (très acides) sont de petites tailles. Le lait de la chamelle est aussi pauvre en calcium. Ce qui rend la coagulation difficile. Il contient en outre, des facteurs anti-microbiens tels que le lysozyme et la lactoferrine. Cette activité anti microbienne est supérieure à celle du lait de vache. C’est ce qui explique en partie les difficultés rencontrées pour sa fermentation. A cause de la petite taille de ses globules gras et de ses liens avec les protéines, le lait camelin reste très homogène, même après plusieurs heures de repos, ce qui rend son barattage difficile. 4.2.3. Utilisation du dromadaire.  Le travail. Le chameau est utilisé pour le bat, la selle et la traction dans la région saharienne. Avec le changement climatique qui frappe le sahel, les agropasteurs du sud du pays

14 14

ont recours à la force du dromadaire et commencent à l’utiliser dans les travaux agricoles notamment dans l’aire géographique du Seno.  Le bât Le caractère économique de l'élevage camelin au Mali réside aussi dans son utilisation comme animal de bât. Le traditionnel commerce de sel gemme, de dattes, d'orges, constitue de nos jours encore la principale source d’économie pour certains

commerçants citadins et

convoyeurs. D’après les études de

Bourdanne (1998), des caravanes de plus de 100 dromadaires assuraient sur plus de 1000 km, la liaison entre les mines de sel gemme de Taoudenni située au nord de Tombouctou et les zones méridionales de consommation. Ce mode de transport est remplacé de plus en plus par les véhicules. L'exhaure, le transport de l'eau, du bois, du fourrage et des céréales sont également assurés par des dromadaires chez la population nomade.  La selle Le dromadaire est incontournable aux déplacements des éleveurs (voyage sur de longues distances, déplacement des campements, recherche des bêtes perdues).

 La traction Les principales qualités du dromadaire résident dans sa force brute, son endurance et son courage. Les camelins peuvent fournir une traction meilleure marché que les autres animaux. Il est mieux adapté au travail une fois dressé et souffre moins de la chaleur et des rayonnements solaires. En agriculture, le dromadaire est employé pour le labour et est capable de labourer à un rythme d'environ 2,5 km à l'heure. 4.3. Autres productions camelines Les cuirs obtenus sont utilisés uniquement dans l'artisanat traditionnel. Ils sont valorisés dans la sellerie, la confection des cordes, la fabrication des chaussures, des sacs, des gourdes d'eau et des entravons. Les poils du chamelon servent pour la confection des tentes, des couvertures et des tapis. En médecine traditionnelle: les crottins, les urines, la salive, le contenu du tube digestif et diverses autres parties de l'animal sont utilisés à des fins thérapeutiques, d’où sa qualification de « pharmacie ambulante au service du nomade ».

15 15

COMMERCIALISATION DES DROMADAIRES

Au Mali, des revenus importants sont générés par la commercialisation du dromadaire et de ses sous-produits. Dans tout le Nord du Mali (Kidal, Gao, Tombouctou), les marchés hebdomadaires de bétail regorgent d'un nombre non négligeable de dromadaires (Tableau V). Tableau V : Approvisionnement en dromadaires des marchés à bétail suivis Année

Présentés

Vendus

Taux de vente (%) Prix moyens

(F CFA)

2013

1 487

266

243 000

2012

8 308

674

178 000

Source :( Mali, 2013). Le commerce extérieur est le profil commercial le plus important. Les animaux sur pied sont exportés principalement vers l'Algérie et le Niger mais aussi vers la Libye ; le Burkina, le Maroc et la Mauritanie. Selon le rapport annuel de la DNPIA (Mali, 2013), les exportations contrôlées de dromadaires sur pied ont été de 7702 en 2012 et de 301 têtes en 2013. Les exportations non contrôlées sont très importantes du fait du faible effectif des agents chargés du suivi du marché à bétail. 6. IMPORTANCE SOCIO- CULTURELLE DU DROMADAIRE AU MALI L’élevage du dromadaire, constitue au-delà de l’apport en protéines animales et du travail générateur de ressources financières, un important facteur de liaison sociale. Depuis la nuit des temps, la vie du nomade n'a trouvé de sens qu'auprès de son éternel compagnon. Dans les nombreuses manifestations festives et même cultuelles qui caractérisent la vie sociale, en milieu nomade, le dromadaire garde une importance emblématique. Il prend part aux cérémonies religieuses, sportives, coutumières et guerrières. Dans les sociétés maures, touaregs et arabes, le dromadaire est sacrifié lors des cérémonies funéraires, et autres rites. Dans les mariages, le dromadaire fait partie intégrante de la dot et un cortège est organisé pour montrer

les plus beaux

dromadaires. Ces animaux participent aux parades et défilent au son du tam-tam lors des cérémonies officielles. Chez toutes ces ethnies, le plus grand honneur que l'on puisse faire à un hôte de marque ou à un parent, c'est de lui offrir un repas à base de la viande de dromadaire ou mieux, lui offrir un dromadaire sur pied comme cadeau. 16 16

Chapitre III : RAPPEL DES PARTICULARITES

ANATOMO-

PHYSIOLOGIQUES. Selon Boué (1948), le dromadaire est un ruminant tout comme les bovins. Cependant il présente bien des particularités anatomiques et physiologiques avec les autres ruminants. 1. ANATOMIE DE L’EXTERIEUR DU CHAMEAU Le dromadaire est digitigrade. Il possède deux doigts anatomiquement distincts mais réunis en un vaste coussinet plantaire en arrière des courtes griffes. Le pied large et élastique, bien adapté à la marche sur des sols sableux. La bosse est constituée de tissus fibro-cartilagineux. En période de disette ou quand l’animal est malade, la bosse qui est une réserve énergétique, fournit l’énergie nécessaire au bon fonctionnement de l’organisme du dromadaire. La peau, peu mobile est épaisse et dépourvue de pédoncule ; ce qui la rend vulnérable aux piqures d’insectes. Les poils plus fournis en saison fraiche sont dépourvus de substances médullaires. Les callosités sont au nombre de 9 dont une est héréditaire et sert de point d’appui à l’animal lors de sa position de décubitus sternale (position baraquée). Les huit autres callosités (coude, genou, jarret, grasset) sont acquises et paires. Le pli du grasset qui relie le membre pelvien au flanc chez les autres mammifères n’existe pas chez le dromadaire. La queue, courte est inefficace pour chasser les chasser les insectes.

2. APPAREIL DIGESTIF La lèvre supérieure, fendue perpendiculairement à la joue, est en même temps un organe de sens et de préhension. La lèvre inférieure pendante, s’accentue avec l’âge ou la fatigue. La muqueuse buccale est quelques fois pigmentée. La joue est recouverte de poils avec des papilles longues et volumineuses. Le voile du palais développé devient turgescent lors du rut. Les dents, Les dromadaires ont 34 dents à l’âge adulte, tandis qu’à l’âge immature, il ne compte que 24 dents. Ils se distinguent des autres ruminants par la présence des incisives à la mâchoire supérieure, de canines aux deux mâchoires. La première 17 17

prémolaire est isolée et simule une autre canine en arrière de la véritable molaire. La table dentaire est le moyen d'observation pour déterminer l'âge de l'animal même par les chameliers. Le maxillaire inférieur est long, présente une constriction centrale marquée. L'usure des dents est fonction des conditions environnementales et alimentaires, ce qui réduite la longévité du dromadaire. Bien qu'il puisse atteindre théoriquement l'âge de 40 ans, il est peu fréquent d'observer des animaux de plus de 20 ans du fait de la défaillance de la denture (Zaragoza, 1995). Le feuillet : Le dromadaire ne possède pas de feuillet. La panse : elle a une muqueuse lisse et comprend deux groupes de cellules ou augets aquifères. Elle comporte de nombreuses glandes en tube qui lui confèrent tous les caractères des muqueuses digestives. Grace à ces cellules, la panse est un organe de compartiment de rumination et de compartiment chymique. Le réseau : les alvéoles du réseau, plus petites, rappellent celles de la panse. La gouttière œsophagienne est très longue et unilobée. La caillette : la caillette est intestiforme, rétrécie en son milieu et renflée aux deux extrémités. Le foie : il est dur avec une lobulation très prononcée. Le dromadaire n’a pas de vésicule biliaire. 3. APPAREIL RESPIRATOIRE Les sinus sont amples et profonds. L’anatomie du sac sinusal permet au dromadaire de récupérer une part importante de l'eau au moment de l'expiration. Les naseaux peuvent se fermer complètement, pour éviter un assèchement de la muqueuse nasale et maintenir une atmosphère humide dans les voies respiratoires supérieures. Ce qui limite les pertes hydriques. 4. SANG ET APPAREIL CIRCULATOIRE Le poids du cœur du chameau est d’environ 1,5 kg. La veine jugulaire est large et facilement visible près de la tête, dans la partie distale du cou, lieu privilégié pour le prélèvement de sang. Le sang reste fluide quand il se déshydrate, ce qui fait que sa température augmente moins vite (Faye, 1997). La volémie est de 93 ml par kg de poids corporel, soit une valeur supérieure à celle observée chez la plupart des autres espèces domestiques. Les nomades en prélèvent ainsi jusqu'à 7 litres qu'ils boivent frais ou avec du lait. 18 18

Les globules rouges sont de formes variables (ovales, épileptiques, sphériques, hémisphériques). On dénombre 9 à 12 millions de globules rouges par mm3. Les hématies n’ont aucune tendance à se mettre en pile. Ce qui rend l’étalement du sang plus facile. Les leucocytes ont une forme elliptique comme les hématies. Le sérum est clair à cause de la faible teneur en bilirubine. Le système lymphatique est caractérisé par l’absence de ganglion pré- pectoraux, inguinaux profonde et pré crural. Le poplité situé sous la peau n’est pas perceptible. 5. APPAREIL URINAIRE Le rein est volumineux, avec une substance médullaire à aspect spongieux. La vessie est petite et fragile. Le fourreau s’ouvre sur une large saillie recourbée en arrière. Le dromadaire urine par saccade vers l’arrière. La quantité d’urine dépend de la température extérieure, de l’alimentation, du travail ou du repos. La couleur de l’urine varie avec l’alimentation. Il est alcalin, mais devient acide quand l’animal vit sur sa réserve de bosse. La composition physico-chimique de l’urine de chameau dénote une absence d’ammoniac et la présence d’une faible quantité d’urée. L’urine du dromadaire est 10 fois plus concentrée en sels minéraux que l’urine humaine. Elle est acide. Ce qui le rend peu toxique et d’odeur peu désagréable. Les chameliers l’utilisent pour ses vertus thérapeutiques telles que le traitement de la thrombose, du cancer, comme hépatoprotecteurs et antiparasitaires en particulier contre la douve du foie. 6. APPAREIL GENITAL FEMELLE. Joshi et al. (1978) ont observé que l'appareil génital de la chamelle présente des affinités avec celui de la jument. La mamelle a 4 quartiers dont les 2 de devant sont plus les développés. La vulve de la chamelle mesure environ 8 cm de long et présente sur sa face ventrale un diverticule sous-urétral au-dessus duquel se situe le véritable orifice de l'urètre. La délimitation entre le vagin et la vulve est marquée par l'hymen ou par ses vestiges. Le vagin est extensible, de couleur rougeâtre, long de 30 à 35 cm. Il est tapissé de replis muqueux longitudinaux ou circulaires, le second type étant prédominant. Le col est court, a tendance à s’imbriquer dans le vagin. La taille et le diamètre du col sont respectivement de 4-6 cm et de 3,5-6,1 cm en période d’activité folliculaire. Comme chez la vache, le cervix de la chamelle présente un certain nombre de replis muqueux disposés en trois ou quatre rangées. 19 19

L’utérus. L'utérus est un organe court, d’un blanc rougeâtre, brillant et lisse (Joshi et al., 1978). Son poids varie de 193,7 à 376,4g en fonction du stade du cycle œstral (Shalash, 1965). Il est de type bicorne avec la corne gauche légèrement plus grande que la corne droite. Les deux cornes sont très proches l'une de l'autre sur la face externe, et nettement séparées sur la partie interne par un septum médian. Leurs extrémités antérieures se rejoignent pour former une espèce de T. L’endomètre est dépourvu de caroncules. Les glandes utérines sont tubulaires et en nombre réduit par rapport à celles de la jument. Le vagin est élastique et mesure 30,5 cm de long. Les canaux de Gartner et les glandes de Bartholi sont bien développés. L’oviducte joue un rôle dans le stockage des spermatozoïdes comme chez tous les mammifères. Chez la femelle nullipare l’utérus est très petit et localisé dans la cavité pelvienne. Chez la femelle pubère, il est situé il à la hauteur des 5e, 6e et 7 e vertèbres lombaires. Chez la femelle gravide, il mesure 2-3,5 cm de long, la corne droite mesure 6-10 cm de long la corne gauche 8-15 cm de long. L’ovaire est ovale, aplati latéralement avec une surface latérale et médiale légèrement convexe. La taille de l’ovaire du dromadaire est de 2,6 à 6 cm (longueur), 2 à 4 cm (largeur) et 0,5 à 0,9 cm (épaisseur). Son poids moyen est de 2 à 15 g (Abdo et al.1969). Ils se situent entre la 6ème et 7ème vertèbre lombaire, environ à 6-7 cm de la crête iliaque en position crâniale (Tibary et Anouassi, 1997) à environ 36 cm de l’ouverture vulvaire. L’ovaire gauche est généralement en situation plus cranio-ventrale que l’ovaire droit (Tayeb, 1951; Osman, 1974). Chez les vieilles chamelles, l’ovaire devient plus irrégulier et lobulé. Les ovaires (droit et gauche) ont approximativement la même taille. Les follicules mesurent 2-5 mm de diamètre. Ils sont situés à la surface de l’ovaire, donnant à celui - ci un aspect granuleux (Osman, 1974). L’apparence, la position et la taille des ovaires varient selon le stade physiologique de l’animal. Durant la période pré-pubertaire, l’ovaire a une surface lisse et luisante avec des petites vésicules correspondant à des follicules en croissance, alors que durant la période de reproduction, les follicules matures et les corps jaunes en formation apparaissent sur le contour donnant aux ovaires « matures », l’aspect lobulé. L’ovaire est formé du cortex et de la modula. Au stade avancé de la gestation les ovaires et l’utérus descendent dans la cavité abdominale et sont difficilement palpables. Chez la femelle non gravide (en repos sexuel), l’ovaire est ovale ou circulaire et aplati latéralement avec de petits follicules de 3-5 millimètres de diamètre. 20 20

Le poids de l’ovaire varie au cours du cycle en fonction du nombre et de la taille des follicules et peut donc passer du simple au double voir triple (tableau VI). Tableau VI : Poids des ovaires à difféents stades du cycle évolutif ( mg). Ovaires

Nb d’animaux

Ovaire gauche Ovaire droit

Ovaire non fonctionnel

3,89 +/- 1,63

3,66 +/-1,49

Ovaire avec follicules de Graaf

5,47 +/-2,62

5,51 +/-2,69

Ovaire avec corps jaunes gestatif

8,51 +/-2,26

7,94 +/-2,5

Sources : (Shalash, 1985). L’activité folliculaire débute au niveau du cortex et l’ovulation peut commencer à n’importe quel point du cortex. Cette activité folliculaire comprend :  les follicules de croissance (2 - 4 mm);  les follicules mûrs (13 - 20 mm) ;  les follicules en régression (25 – 60 mm) ;  et les follicules anovulatoires (25 – 60 mm) à paroi mince. 7. PARTICULARITES PHYSIOLOGIQUES Zarrouk et al. (2003) a obtenu les données physiologiques suivantes :  Fréquence respiratoire : 5 à 12 mouvements par minute. Le dromadaire respire aussi bien par les narines que par la bouche. En effet, le dromadaire présente un sac sinusal latéral spécifique qui n'est observé chez aucune autre espèce. Cette disposition anatomique permet au dromadaire de récupérer une part importante de l'eau au moment de l'expiration par les voies nasales. Celles-ci sont reliées à l'extérieur par des naseaux pouvant se fermer complètement pour éviter l’assèchement de la muqueuse nasale. Ce qui maintient une atmosphère humide qui limite les pertes hydriques dans les voies respiratoires supérieures.

 La fréquence cardiaque moyenne est de 46 battements par minute avec une variance normale de 30 à 57 battements/minute.  Pouls : 45 à 50 pulsations par minute ;  Température moyenne : 36°C le matin et 37°C le soir. Pour l’auteur, la reproduction du dromadaire est saisonnière en zone sahelienne avec 21 21

des caractéristiques resumées dans le tableau VII. Tableau VII: Principales caractéristiques de la reproduction chez la femelle dromadaire en zone sahélienne. zone à reproduction saisonnière (hivernage) Age à la puberté : 3 ans Cycle ovarien de type folliculaire Age à la première conception : 4 ans Ovulation provoquée par l’accouplement Durée de la gestation : 12 mois Placenta épithélio-chorial diffus Espèce sans relais placentaire de progestérone Involution utérine : 20 jours Intervalle entre les mises bas : 2 ans Source : Tibary et Anouassi, (1997) 7.1. Adaptation à la chaleur Selon Fayes (1985) le dromadaire a la capacité de faire varier sa température interne en fonction de la température externe. Quand la température ambiante augmente, le dromadaire absorbe l’excès de chaleur et le stocke jusqu’à la dissipation par évaporation. Cette chaleur stockée diminue l’écart entre la température ambiante et celle de l’organisme, limitant ainsi l’évapotranspiration. Pendant la nuit, quand la température baisse, l’excès de chaleur emmagasiné pendant la journée est restitué au milieu extérieur par simple rayonnement sans dépense d’énergie. La température physiologique du dromadaire peut ainsi varier de 34 à 42 degrés selon les périodes de la journée et la température ambiante. Il affirme aussi que la bosse du dromadaire, un amas de graisse blanchâtre est une réserve d'énergie. Il transforme sa graisse en eau (eau métabolique) par des réactions physiologiques d'oxydation. En saison chaude, le dromadaire peut se passer de boire pendant 2 à 3 semaines et en saison fraîche pendant 4 à 5 semaines. 7.2. Adaptation à la sécheresse Les sinus sont amples, profonds et aptes à la vie désertique. La position anatomique du sac sinusal et des naseaux permettent aussi de limiter les pertes hydriques (Faye, 1997). 22 22

Les glandes sudoripares sont peu nombreuses, éparpillées sur l'ensemble du corps et participent, de par leur relative rareté, à la limitation des pertes hydriques par transpiration. Le sang du dromadaire reste fluide quand il se déshydrate. Par conséquent, sa température augmente moins vite contrairement aux autres animaux chez qui le sang reste visqueux en temps chaud. Dans les situations extrêmes, notamment lors de la déshydratation poussée, le dromadaire est capable d’économiser l’eau corporelle par des mécanismes de réduction des pertes hydriques par la diminution de la diurèse, l’arrêt de la sudation, la diminution du métabolisme de base, la variation de la température corporelle, les réactions chimiques (l'hydrogène issu de la fonte des graisses se combine à l'oxygène procuré par la respiration pour fournir le complément d'eau). Et cela, tout en limitant la variation de la concentration des paramètres vitaux et en assurant une excrétion maximale des déchets métaboliques. Celle-ci est rendue possible par l’émission d’une urine très concentrée. L’excrétion des éléments nécessitant des grandes quantités d’eau (glucose, urée notamment) est contrôlée de façon rigoureuse. 7.2. Adaptation à la sous-alimentation Du même auteur, on retiendra que le dromadaire présente une capacité particulière à digérer les fourrages pauvres. Cela s’explique par sa grande capacité de rétention des particules solides dans les pré-estomacs, se traduisant par un temps de contact plus long des aliments avec les micro-organismes qui les digèrent. Par contre, il supporte très mal l'excès de nourriture. Contrairement aux autres ruminants qui assurent l'essentiel de leurs besoins énergétiques à partir de la production d'acides gras volatils et génèrent ainsi une faible quantité de glucose, le dromadaire présente une glycémie comparable à celle de l'homme. Il présente une néoglucogenèse très active tant au niveau du foie que du rein, ce qui lui permet de maintenir une glycémie presque normale en cas de privation de nourriture, sans consommation de graisse (cétogenèse). Son économie d'eau se fait également lors de l’excrétion. L'animal perd environ 7 fois moins d'eau que la vache. Ainsi, le volume de l'urine d'un dromadaire déshydraté est de 0,1 % du poids corporel alors qu’il est de 2 % chez le mouton déshydraté. L'urine est très concentrée car les reins réalisent une plus grande réabsorption de l'eau et des électrolytes. En cas de déshydratation, la concentration de l'urine devient double. Le foie est aussi un

23 23

organe qui diminue les rejets de liquides en recyclant l’urine soit en protéines soit en eau. De cette publication on peut retenir que lorsque le dromadaire dispose d'une ration déficitaire en protéines, la quantité d'urée excrétée devient très faible. En situation de déficit protéique, il excrète 1 % seulement de son urée, contre 23 % chez le mouton. Sa capacité de recycler de façon remarquable l'urée lui permet de répondre aux déficits protéiques d'origine alimentaire et de maintenir la protéosynthèse ruminale. Sur le plan minéral, son adaptation à la restriction alimentaire se traduit par divers mécanismes : augmentation des capacités d'absorption en cas de pénurie, plus grande capacité de stockage de certains éléments minéraux, plus grande tolérance à certains électrolytes, maintien des activités enzymatiques de base en dépit des situations déficitaires.

24 24

CHAPITRE IV : REPRODUCTION CHEZ LE DROMADAIRE Dans le système pastoral, la faible fécondité du chameau constitue l'un des principaux obstacles à la reproduction de cette espèce. C'est un problème fondamental à résoudre si l'on veut augmenter le taux d’exploitation du cheptel camelin et améliorer quantitativement et qualitativement la production de viande et du lait. 1. PUBERTE ET MATURITE SEXUELLES Une bonne alimentation et un bon entretien garantissent une entrée en reproduction précoce (Zarrouk et al., 2003). Le même auteur trouve que la femelle atteint la puberté à l’âge de trois ans, mais est rarement mise à la reproduction avant l’âge de quatre ans. D’après Pacholek et al. (2000), la puberté physiologique intervient quand la chamelle atteint 65 à 80% du poids adulte. Ils ont trouvé que l’âge moyen à la première saillie fécondante est de 4 ans et demi. Certains auteurs comme Launois et al. (2002) ont trouvé qu’une chamelle devient apte à la reproduction au plus tard à 4 ans. Les mâles, atteignent leur maturité sexuelle vers 5 à 6 ans dans de bonnes conditions d’alimentation. La vieillesse baisse la fertilité à partir de 18 ans chez le mâle (Yagil, 1985). Le ratio mâle - femelle donne lieu à des divergences (1 mâle pour 5 à 7 femelles (Watson, 1988) ; 1 mâle pour 50 à 80 femelles (Williamson et Payne, 1978; Singh, 1964; Leupold, 1968). Mais les valeurs moyennes se situent entre 1 pour 10 à 30 femelles (Gauthier et al., 1981). Ces proportions varient essentiellement en fonction des pratiques de gestion des pasteurs, de l'état de vigueur du mâle, de sa libido et de la fécondité des femelles. Burgemeister (1975) a indiqué qu'en pleine saison de reproduction, un mâle peut saillir trois femelles par jour ou plus. 2. CYCLE FOLLICULAIRE Des études préliminaires basées sur des examens post mortem et des palpations transrectales ont permis de déterminer la durée du cycle folliculaire. Elle est de 17 à 23 jours en Inde (Joshi et al., 1978), de 24 jours en Egypte et de 28 jours au Soudan ( Musa et Abusineina, 1978). Elle tend à s’allonger au début et à la fin de la saison sexuelle (19 à 22 jours) alors qu’en milieu de saison sexuelle, elle ne durerait que 12 à 15 jours (Elias et al., 1984.). L’ultrasonographie a permis de distinguer chez les camélidés quatre phases au cours du cycle folliculaire (Skidmore et al., 1996) :

25 25

 La phase de recrutement : La phase de recrutement correspond à l’apparition sur la surface de l’ovaire de nombreux follicules de 2-3 mm de diamètre. Elle dure en moyenne 2 - 4 jours (Stewart et al., 1989).  La phase de croissance : La phase de croissance correspond à la croissance de 3 à 6 follicules jusqu’à l’émergence d’un ou deux follicules dominants. Chez le dromadaire, ces follicules peuvent croître à une vitesse de 0,5 à 1 mm par jour jusqu’à ce qu’ils atteignent approximativement 1 cm de diamètre. C’est alors qu’un ou deux follicules deviennent dominants et continuent à croître. Dans la moitié des cas, le follicule dominant croît jusqu’à un diamètre moyen de 2 cm (1,5-2,5 cm) alors que les autres régressent. Cette phase dure 6 à 10 jours. Dans l’autre moitié des cas, le follicule dominant continue à croître jusqu’à un diamètre maximal de 4,4 cm durant une période de 18 jours, avant de commencer à régresser. Cette phase correspond au prœstrus.  La phase de maturité: La phase de maturité correspond à l’œstrus. Elle inclut le temps où le follicule a atteint le diamètre maximal et est capable d’ovuler. Cette phase dure 7,6 ± 0,8 jours si le follicule mûr a un diamètre de 1,5-2,5 cm, et 4,6 ± 0,5 jours si le follicule a atteint 4-6,4 cm de diamètre. Dans ce dernier cas, le follicule se trouve dans l’impossibilité d’ovuler. La dominance du follicule et la régression des follicules subordonnés sont probablement sous la dépendance de l’hormone folliculo stimulante et de la production in situ d’inhibine selon Tibary et Anouassi (1997).  Et la phase de régression: En l’absence de fécondation ou d’un traitement induisant l’ovulation, le follicule mûr commence à régresser pendant une période de 11,9 ± 0,8 jours si le diamètre du follicule est de 1,5 à 2,5 cm et de 15,3 ± 1,1 jours si les follicules mesurent de 4 à 6,4 cm de diamètre. Durant cette période, le contenu des follicules qui est généralement séreux va devenir échogénique suite à la présence de fibrine. Cette période correspond à la phase de post-œstrus (figure 8). Cinq types de follicule sont décrits par Stewart et al. (1989) :  les follicules à paroi mince avec un liquide clair ; 

les follicules à paroi épaisse contenant un liquide clair ;



les follicules à paroi épaisse avec un contenu fibrineux ;

 les follicules hémorragiques ; 26 26



les follicules lutéinisés susceptibles de produire des taux élevés de progestérone comme ceux qu’on peut observer en présence de corps jaune.

Figure 8: Cycle folliculaire chez la femelle dromadaire. Source : http:// vetopsy.fr (2013). 3. LES HORMONES DU CYCLE SEXUEL 3.1. Hormones gonadotropes (les glycoprotéines : hormone lutéinisante et hormone folliculostimulante).  L’hormone lutéinisante. L'hormone lutéinisante est une hormone gonadotrope produite et diffusée par les cellules de l'hypophyse antérieure. Ce produit de la glande pituitaire, stimulée par les gonadotrophines (GnRH), d'origine hypothalamique est crucial dans la régulation de la fonction ovarienne. Chez la femelle, l'hormone lutéinisante joue des rôles différents dans chacune des deux phases du cycle œstral. Dans la phase folliculaire, elle stimule les follicules ovariens à produire l’œstradiol et dans la phase lutéale, la progestérone. Dans la moitié du cycle ovarien, on constate une montée subite de l’hormone lutéinisante qui induit l’ovulation. Le reste des follicules ovariens forment un corps jaune (figure 9). Ce corps jaune induit la production de la progestérone qui, en cas de fécondation, est nécessaire pour soutenir les premiers stades de la gestation. L’accouplement induit un pic de l’hormone lutéinisante chez le dromadaire. La concentration plasmatique de l’hormone lutéinisante augmente une heure après l’accouplement, atteint le maximum (3 à 19 ng/ml) en 2 à 3 h après et commence à 27 27

diminuer après 6 heures. Elle semble intervenir dans le dernier stade du développement folliculaire Chez le chameau, le pic de l’hormone lutéinisante survient 4 h après l’insémination et décroît après 8 heures.

Figure 9: Cycle folliculaire d’un cycle de 28 jours. source.http://vetopsy.fr (2003)

 l’hormone folliculostimulante.

L’hormone folliculostimulante est une glycoprotéine comme l’hormone lutéinisante. L’hormone folliculostimulante est sécrétée par l'hypophyse. Le contrôle de la production de l’hormone folliculostimulante est un système complexe impliquant les hormones sexuelles (testostérone, œstradiol) produites par les gonades (ovaires et testicules), la GnRH (hormone stimulante des gonadotrophines) produite par l'hypothalamus et la maturation des ovocytes. Ce système s'appelle l'axe hypothalamo-hypophyso-gonadique. La GnRH produite par l'hypothalamus se lie aux récepteurs de l'hypophyse antérieure pour stimuler la synthèse et la libération de l’hormone folliculostimulante et de l’hormone lutéinisante. L’hormone folliculostimulante libérée est transportée dans le sang où il se lie aux récepteurs des ovaires pour réglementer les sécrétions hormonales (œstradiol et progestérone) et la production des ovules. Ainsi, au cours de chaque cycle œstral, il y a une augmentation de sécrétion de l'hormone dans la phase folliculaire qui stimule la croissance folliculaire. Dans la phase lutéale, après l'ovulation, le follicule rompu forme un corps jaune qui produit des niveaux élevés de progestérone. Le pic de l’hormone folliculostimulante coïncide avec la période pré ovulatoire. L’ovulation est suivie d’une seconde élévation des concentrations plasmatiques en hormone folliculostimulante. Après la période de vie active, les ovaires arrêtent la

28 28

production d’ovule et la sécrétion de l’hormone folliculostimulante augmente (Gayrard, 2007). Chez les mâles, l’hormone folliculostimulante agit sur les cellules de Sertoli pour stimuler la production de spermatozoïdes (spermatogenèse). Le rapport hormone lutéinisante et hormone folliculostimulante est essentiel au maintien de la fertilité. Pour cette raison, les composés conçus pour imiter l'action de la GnRH, l’hormone lutéinisante et l’hormone folliculostimulante sont utilisés pour stimuler la fonction gonadique dans les techniques de reproduction assistée comme la fécondation in vitro (FIV). Une

augmentation

faible

amplitude

des

concentrations

l’hormone

folliculostimulante est observée 3 à 4 jours après l’accouplement (Zarrouk et al., 2003). 3.2. Stéroïdes sexuels (œstradiol et progestérone)  L’œstradiol

L’œstradiol est un œstrogène fabriqué à partir du cholestérol par les ovaires à la puberté en réaction à l’hormone folliculostimulante et l’hormone lutéinisante chez la femelle. La production de l’œstradiol par les ovaires implique une chaîne de réactions hormonales appelée «l'axe hypothalamo-hypophyso-gonadique ». Elle commence par l'hypothalamus qui sécrète la GnRH. Cette hormone agit sur la glande pituitaire

pour libérer l’hormone lutéinisante et l’hormone folliculo

stimulante. Ces deux hormones sont transportées par le sang et stimulent l'ovaire à produire l'œstradiol. La concentration de celle-ci varie tout au long du cycle œstral. Elle est plus élevée avec l'ovulation et plus basse au début et en fin de phase lutéale. La production d’œstradiol s'effectue également en quantité beaucoup plus petites par le tissu adipeux, le cerveau et les parois des vaisseaux sanguins. L’œstradiol a de nombreuses fonctions, bien qu'il agisse principalement pour mûrir et maintenir la fonctionnalité du système reproducteur féminin (maturation, ovulation, préparation de l’endomètre à la nidation, développement du tissu mammaire). En l’absence d’accouplement, les niveaux d’œstradiol prennent un aspect cyclique reflétant la croissance et la régression successive de follicules potentiellement ovulatoires. Selon Zarrouk et al. (2003), les concentrations d’œstradiol 29 29

plasmatiques (valeur basale 25 pg/ml) augmentent avec la taille du follicule (40 pg/ml) pour les follicules compris entre 1,3 et 2 cm. Cependant, si le follicule continue à croître (diamètre supérieur à 2 cm), les concentrations en œstradiol diminuent pour revenir à nouveau à sa valeur basale de

25 pg/ml. Cette concentration se maintient jusqu’à la vague suivante. Ce

phénomène explique que les follicules de diamètres importants deviennent atrésiques et sont incapables d’ovuler dès qu’ils dépassent 2 cm, bien que la diminution de la sécrétion d’œstradiol est en soit un signe d’atrésie et n’en est pas la cause. 

La progestérone La progestérone appartient à un groupe d'hormones stéroïdes appelées progestatifs. Durant le cycle œstral, quand un ovule est libéré de l’ovaire, le reste des follicules ovariens forment une structure appelée le corps jaune. Celui-ci secrète

la progestérone durant la phase lutéale et les premiers stades de la

gestation et, dans une moindre mesure, élève le taux d'œstradiol. Si l'ovule libéré est fécondé, la progestérone prépare le corps jaune pour la gestation en :  Stimulant la croissance des vaisseaux sanguins qui approvisionnent la muqueuse de l’endomètre ;  Stimulant les glandes de l'endomètre à sécréter des substances nutritives qui nourrissent l'embryon précoce ;  Préparant la doublure du tissu utérin ;  Permettant à l'ovule fécondé de s'implanter et d’assurer le contrôle du développement de l’embryon tout au long de la gestation. Ainsi, pendant la gestation, la progestérone joue un rôle important dans le développement du fœtus. Elle aide la muqueuse utérine à soutenir la gestation et la formation du placenta, stimule la croissance des tissus mammaires, diminue la sécrétion lactée, et renforce les muscles de la paroi pelvienne en préparation pour la mise-bas. Le taux de progestérone dans le corps augmente tout au long de la gestation jusqu'à la mise-bas. La concentration plasmatique de la progestérone reste inférieure à 1 ng/ml en l’absence d’accouplement et d’ovulation. Elle reste très faible pendant 3 à 4 jours après l’ovulation, puis augmente pour atteindre un pic de 3 ng/ml du 8e au 9e jour après l’ovulation.

Du 10e

au 11e jour, la concentration de la progestérone diminue 30 30

brutalement. Chez les femelles non gravides elle continue à diminuer jusqu’au 11-12e jour (Zarrouk et al.,2003). Le corps jaune est le site majeur de la production de progestérone. La progestérone est également produite en plus petite quantité par les ovaires, les glandes surrénales, et le placenta pendant la gestation. Si l'ovule n'est pas fécondé, le corps jaune se décompose et la production de progestérone diminue (Gayard, 2007). La représentation schématique de l’ensemble des hormones précitées est résumée dans la figure 10.

Figure 10: Evolution des glycoprotéines et des stéroïdes sexuels au cours du cycle source : http:// vetopsy.fr (2013).

4. CONTROLE DU CYCLE HORMONAL Il existe 3 rétrocontrôles lors d’un cycle ovarien. 4.1. Un rétrocontrôle négatif Au début de la phase folliculaire la faible concentration d’œstrogène produit par les follicules, provoque un rétrocontrôle négatif sur l’axe hypothalamo‐hypophysaire. Ce rétrocontrôle modère l’activité de l’hypothalamus et de l’hypophyse d’où une faible libération de l’hormone folliculostimulante qui conduit à la dégénérescence des follicules cavitaires sauf le follicule dominant qui va se transformer en follicule de De Graaf. La figure 11 illustre un retro contrôle négatif.

31 31

Figure 11 : Retro contrôle négatif . Source : http://svtdaybyday.blogspot.com, (2013) 4.2. Un rétrocontrôle positif. A la fin de la phase folliculaire, le follicule de De Graaf, constitué de nombreuses cellules folliculaires, libère une d’œstrogènes qui dépassent alors un seuil de 200 pg/ml. Le dépassement de ce seuil permet le basculement d’un rétrocontrôle négatif vers un rétrocontrôle positif (figure 12).

Figure 12 : Retro contrôle positif Source : http:// svtdaybyday.blogspot.com. (2013) 32 32

Dans ce cas, l’œstrogène stimule le complexe hypothalamo‐hypophysaire va entraîner une forte libération de GnRH qui produit un pic de l’hormone lutéinisante responsable de l’ovulation 4.3. Un rétrocontrôle négatif. Pendant la phase lutéale, la concentration combinée d’œstrogènes et surtout de progestérone fabriquée par le corps jaune exerce aussi un rétrocontrôle négatif sur l’axe hypothalamo‐ hypophysaire. Ce rétrocontrôle fait chuter le taux de ‘hormone lutéinisante et de l’hormone folliculostimulante, ce qui conduit à la régression du corps jaune et évite une croissance folliculaire. La disparition du corps jaune induit le début d’un nouveau cycle (figure 13).

Figure 13 : Retro contrôle négatif. Source :http:// svtdaybyday.blogspot.com. (2013). 5. LES CHALEURS 5.1. Œstrus et sa variabilité saisonnière. Zarrouk et al. (2003) ont rapporté que l’activité sexuelle se produit en général durant la période où les températures sont basses et les pluies abondantes, et où l’herbe est de qualité en milieu pastoral. Ainsi, la saison sexuelle s’étend du mois de mars au mois d’août au Soudan, et du mois de novembre au mois d’avril en Arabie et en Tunisie. Les mêmes auteurs ont observé que chez les dromadaires vivant à proximité de l'équateur (zone intertropicale), il n'y avait pas de saison de reproduction particulière et que les animaux pouvaient entrer en chaleurs à n'importe quel moment de l’année 33 33

(Pacholek et al., 2000). Ils soutiennent tous que dans les systèmes intensifs où l’alimentation est contrôlée, les chamelles sont continuellement cyclées (poly-œstrus). Par contre, pour Nawito et al. (1967), Wiliamson et Payne (1978), l’œstrus régulier semble se limiter à certaines périodes de l'année. Cependant, ils ont indiqué comme Pacholek.et al. (2000) que le dromadaire femelle égyptien peut concevoir à tout moment au cours de l'année. Mais que cette conception varie considérablement d'une saison à l'autre, de l’alimentation, et de l’écologie. En Inde et dans plusieurs régions de l'hémisphère boréal, la saison de reproduction dure de novembre à mars. Dahl (1976) ajoute que l'altitude et l'humidité de l'air peuvent également jouer un rôle dans l'œstrus. Selon Novoa (1970), Bosaev (1938), les chamelles bactriennes de Russie connaissent plusieurs œstrus par an alors que chez leurs congénères sauvages, les chaleurs ne se produisent que saisonnièrement. Ils révèlent qu'en général, l'activité sexuelle des camélidés présente d'importantes variations dont ils ignorent les facteurs qui influent sur sa nature et sa durée. En 1978, Joshi et al. ont rapporté qu’au moment de la saison du rut, la chamelle entre en chaleurs tous les 20 à 25 jours (en moyenne 23,4 jours). Des périodes de chaleurs plus longues de 28 jours ont également été observées (Musa et Abusineina, 1978). L’œstrus dure en moyenne 4 à 6 jours (Joshi et al., 1978) ; 1 à 7 jours (Parkes, 1969) et 6 à 8 jours (Williamson et Payne, 1978). Mieux Gupta et al. (1978) ont observé en Inde 4 à 5 œstrus de 4 à 5 jours au cours de la saison de reproduction. Les chaleurs sont souvent discrètes comme chez les bovins. 5.2. Signes extérieurs de l’œstrus Chez la femelle dromadaire comme chez la plupart des mammifères, les chaleurs correspondent à un état physiologique où la femelle accepte l’accouplement. Les principales manifestations des chaleurs ont été décrites par plusieurs auteurs dont Joshi et al. (1978) et Pacholek et al. (2000). Les principales caractéristiques peuvent de cette manifestation se résument de la suivante : - la femelle est agitée ; - un frétillement de la queue (tendue et raide, dirigée vers l’arrière et remuée dans le sens vertical) ; - une vulve œdémateuse laissant parfois couler un léger liquide muqueux ; - la recherche du mâle et l’émission d’un bruit rythmé caractéristique ; - l’émission de petits jets d’urine quand le mâle flaire sa vulve. 34 34

Pendant cette période, la femelle pâture rarement. Sa rumination est suspendue une journée avant l’œstrus puis devient irrégulière durant deux jours. La région de la nuque est tapissée d’une

sécrétion noirâtre d’odeur forte et

nauséabonde plus marquée chez le mâle que chez la femelle. Cette sécrétion est produite par un grand nombre de glandes en grappe qui sont situées de chaque côté de la nuque (Mimram, 1962). Pendant la période de rut, le mâle surveille constamment les femelles et les maintient groupées. Il essaie également de monter la plupart des femelles, même celles qui ne sont pas en chaleurs (Mukasa, 1985). Les chaleurs sont facilement détectables grâce aux signes ci-dessus. Elle dure en moyenne 5 à 6 jours (Launois, 2002). Le mâle détecte les femelles en chaleurs en flairant les urines ou les mucus de la nuque. 6. Accouplement L'accouplement a lieu la nuit ou tôt le matin en général. Ainsi, un mâle selon sa performance, peut saillir 3 à 4 femelles par jour et féconder jusqu’à 70 femelles par saison (Launois et al., 2002). L'accouplement commence souvent par des câlineries qui s'effectuent par l'intermédiaire du cou. Khan et Kholi (1973) ont observé que pendant le flirt, le mâle peut non seulement flairer les parties génitales de la femelle, mais également mordre sa partenaire au cou ou aux alentours de la bosse. En général, le mâle oblige la femelle à s'asseoir (souvent après l'avoir épuisée) et les chamelles en chaleur, surtout celles qui le sont pour la première fois, obtempèrent immédiatement (Mukasa, 1985). Ensuite, le mâle saisit la femelle par les pattes antérieures et bascule sur son arrière-train la majeure partie du poids du corps, fléchissant ainsi toutes les articulations de ses pattes postérieures, ce qui fait que le couple regarde dans la même direction (en position baraquée). Il arrive souvent que les chameliers aident le mâle à copuler la femelle, quoique l'on pense que le chameau est capable de trouver tout seul l'ouverture de la vulve par rotation du pénis en érection autour de son axe longitudinal. La copulation chez les dromadaires peut durer de 12 à 30 minutes (Leese, 1927 et Burgemeister, 1975). Launois et al. (2002) ont indiqué que la moyenne se situe autour du quart d’heure. Fréquemment, les autres animaux du troupeau se regroupent

35 35

autour du couple. A la fin de l'acte sexuel, le mâle a tendance à gargouiller et à baver pendant que la femelle blatère à l'excès. Le chameau et le dromadaire peuvent s'accoupler. Le petit hybride est le turkoman, qui présente une bosse légèrement subdivisée. La femelle hybride se reproduit bien, mais le mâle est parfois peu fertile ou même stérile. 7. Gestation La femelle fuit le mâle et à tendance à l’engraissement après fécondation D'après Shalash (1965), la gestation chez la chamelle se produit presque exclusivement du côté gauche (99 %). Les mortalités embryonnaires semblent élevées avec 10% d’avortements (Launois et al, 2002). D’après Mukasa M. (1985), ces mortalités s'expliquent probablement par la fréquence des migrations embryonnaires précoces chez le dromadaire. Les portées doubles ou triples sont très rares chez cette espèce. La gestation dure environ 380 jours, soit plus d’un an (Launois et al., 2002). Diagnostic de gestation Après une saillie fécondante, la femelle fuit le mâle. La palpation permet de poser un diagnostic dès 40 jours et le dosage de progestérone dès 15 jours. Récemment, les techniques de diagnostic de la gestation basées sur les ultra-sons sont utilisées. Le diagnostic de gestation trans- abdominale peut se faire à partir du 5e mois de gestation. 8. Parturition L’imminence de la mise-bas chez la chamelle, se manifeste par un relâchement des ligaments sacro-sciatiques et sa vulve présente une enflure œdémateuse. On peut tirer du colostrum de ses trayons qui sont engorgés pendant les derniers jours de la gestation. Les études effectuées par Burgemeister (1975) ont conclu que les signes pré-partum ne sont pas très marqués et que, les douleurs abdominales marquant généralement le début de la parturition n'étaient pas très aiguës. Toutefois, il note que trois à cinq heures avant la parturition, la femelle a tendance à avoir un comportement agité (se couche plus fréquemment, son alimentation est perturbée). Leese (1927) a noté un comportement similaire mais, contrairement aux conclusions de Burgemeister, (1975), il soutient que les douleurs de la parturition sont plus aiguës chez la chamelle que chez la vache ou la jument. Il préconise parfois d'entraver les femelles qui supportent mal la douleur (en particulier les chamelles primipares). Si parfois la parturition s'effectue en station debout, il reste que la position couchée est plus courante. La plupart des femelles mettent bas toutes seules sans intervention 36 36

extérieure. L’expulsion du placenta dure environ 15 minutes, mais il n'est pas rare que le placenta, soit expulsé en même temps que le nouveau-né (Singh, 1964). Burgemeister (1975) a signalé que la femelle se relève aussitôt après la mise-bas. C'est ce mouvement qui provoque la rupture du cordon ombilical (Leese, 1927). Cette synthèse bibliographique est un rappel sur le dromadaire en général. Nous nous sommes intéressés aux camélidés, son élévage, son profil anatomophysiologique et en particulier l’aspect reproduction chez la femelle. Ces données nous serviront dans la deuxième partie de cette thèse en présentant les résultats et la discussion.

37 37

DEUXIEME PARTIE : ETUDE EXPERIMENTALE

Chapitre I : matériel et méthodes 1 PRESENTATION DE LA ZONE : LE CERCLE DE NIONO. 1.1. Localisation géographique. Il est situé en zone sahélienne et constitue l’un des 6 cercles de la région de Ségou. Niono est le plus grand cercle de la Région de Ségou avec une superficie de 23 063 km² soit 36 % du territoire régional. Il est limité au nord par la République Islamique de Mauritanie, au sud par les cercles de Macina et de Ségou, à l’est par les cercles de Téninkou et Niafunké, à l’ouest par les cercles de Banamba et Nara. Il compte 1 commune urbaine (Niono) et 11 communes rurales (Siribala, Pogo, KalaSiguida, Yèrèdon-Saniona, Marico, Sirifila-Boundy, Toridaga-Ko, Diabaly, Sokolo, Dogofry et Nampalari) et englobe 242 villages (Recensement Général de la Population et de l’Habitat, 2009). 1.2. Population Les 242 villages du Cercle de Niono comptaient en 2010, une population d’environ 383 349 habitants suivant projection de la Direction Régionale de la Planification, de la Statistique et de l’Informatique, de L’Aménagement du Territoire et de la Population (Mali ; 2009). Cette population dont 51% sont des femmes, essentiellement jeune et rurale est fortement concentrée dans les communes de Niono, Siribala, SirifilaBoundy, Diabaly et Dogofry. Sa répartition par groupes d’âges montre que plus de 48% de la population a moins de 16 ans et que 75% de la population vit en milieu rural. La population active représente 80% environ de la population totale. Le cercle est une zone d’accueil par excellence en raison des aménagements hydroagricoles de l’Office du Niger, des usines de Sukala et également pour ses pâturages septentrionaux.

2. PRESENTATION DE LA STRUCTURE D’ACCUEIL : INSTITUT D’ECONOMIE RURALE 2.1 Généralités sur l’Institut d’Economie Rurale L’Institut d’Economie Rurale

(IER) dont le siège est à Bamako, est la principale

institution de recherche au Mali chargée la mise en œuvre de la politique nationale de recherche agricole. Créé en 1960, l’IER a pour mission de contribuer à la productivité agricole par des recherches mieux adaptées aux besoins du monde rural, de préserver 39 39

les ressources naturelles, d'accroître la sécurité alimentaire et le revenu des agriculteurs, et d'assurer un développement rural durable faisant du secteur du développement rural, le moteur de la croissance économique du pays. Pour mener à bien cette mission, l’IER a établi un partenariat avec les organisations nationales et internationales telles que les utilisateurs, les universités, les ONG, les centres de recherche, les services agricoles, les agro-industries et le secteur privé. Afin de couvrir l’ensemble des zones agro-écologiques du Mali en matière de structures de recherche, l’IER a été décentralisé. Ainsi, 6 Centres Régionaux de Recherche Agronomique (CRRA) ont été créés et repartis dans tout le pays (Kayes, Sotuba, Sikasso, Niono, Mopti et Gao couvrant aussi Tombouctou et Kidal). Les centres opèrent sur le terrain à travers 9 stations et 13 sous-stations. Le tableau VIII et la figure14 donnent la distribution géographique des structures de l’IER par région administrative. Tableau VIII : Réseau de stations et sous-stations de l’IER CRRA et isohyète

Stations

Sous-Stations

Kayes (600-800 mm)

Samé

Ségala, Béma, Kita

Sotuba (800-1000 mm)

Sotuba, Baguineda

Katibougou, Kolombada

Sikasso (1000-1200 mm) Sikasso, N’Tarla

Tiérouala, Kébila, Finkolo/Farako

Niono (600-800 mm)

Niono, Cinzana

Kogoni,Koula, Baramandougou

Mopti (400-800 mm)

Mopti

Koporo

Gao (200 mm et moins)

Diré

Bagoundié

N.B : CRRA : Centres Régionaux de Recherche Agronomique Le portefeuille scientifique de l’IER compte 17 programmes de recherche dans 6 domaines : o cultures pluviales (mil, sorgho, maïs, coton, arachide, niébé) ; o

2) cultures irriguées (riz irrigué, riz de bas-fonds, fruits et légumes) ;

3) productions animales (bovins, petits ruminants, volailles) ;

4) ressources forestières et ressources halieutiques ;

5) système de production et gestion des ressources naturelles ;

o 6) économie des filières et machinisme agricole. A ces programmes se rattachent 3 laboratoires centraux (Laboratoire de technologies alimentaires, Laboratoire sol- eau- plante, Laboratoire de nutrition animale) et une Unité de ressources génétiques (URG). 40 40

En plus des stations et sous-stations, les activités de recherche sont également menées chez des producteurs et au sein des organismes de développement rural. Cette étude a été réalisée au Centre Régional de Recherche Agronomique de Niono. 2.2. Centre Régionale de Recherche Agronomique de Niono 2.2.1. Organigramme (figure 14) Le Centre Régionale de Recherche Agronomique de Niono (C.R.R.A./Niono) comprend deux Stations et trois Sous-Stations comptant cinq (5) programmes de recherche. La figure 14 est un organigramme du C.R.R.A. de Niono.

41 41

Direction CRRA-Niono

Personnel

Secrétariat

Comptabilité

Bibliothèque

Station de Recherche Agronomique (SRA) de Niono

Délégation Programme Bovin

Délégation Programme Riz Irrigué

Programme Ressources Forestières et

Halieutiques

Station de Recherche Agronomique (SRA) de Cinzana

Programme Fruits et Légumes

Sous Station de Recherche Agronomique de Kogoni (S/SRA-K)

ESPGRN

Délégation Programme Mil

Délégation Programme Niébé

Sous Station Baramadougou

Délégation Programme Sorgho

Sous Station Koula

Figure 14: Organigramme du Centre Régionale de Recherche Agronomique de Niono (C.R.R.A./Niono)

2.2.2. Station de recherche Agronomique de Niono La Station de Recherche Agronomique de Niono est située à 3 km au nord-est de la ville de Niono. Elle couvre une superficie de 800 ha. La station possède un ranch d’embouche de 12 000 ha situé à 20km à l’est de la Station. Ce ranch est reparti en trois compartiments dont le deuxième (d’une superficie de 4000 ha) nous a servi de site d’expérimentation. 2.2.3. Le ranch Le rang du Centre de Recherche Agronomique de Niono est situé à 20 km à l’est de la station. Il a été délimité en 1960 dans le cadre d’un projet d’embouche à une altitude de 300 m. C’est dans ce périmètre plus ou moins efficacement protégé que se sont déroulées cette étude. Climat Etudiée par des nombreux chercheurs (Boudet, 1970 ; Cissé, 1986 ; et Diarra (1976), la zone d’étude jouit d’un climat Sahélo-soudanien. Ce climat spécifique est dû à sa situation limitrophe avec le sahel et son irrigation par les aménagements hydro-agroles de l’Office du Niger. Pluviométrie Elle est caractérisée par une courte saison des pluies (de juin à Septembre) suivie d’une saison sèche qui dure 8 mois. La pluviométrie y est très variable d’une année à l’autre (280 mm de pluie en 1993 et 666 mm en 1994) et d’un point à l’autre au cours d’une même année. La moyenne annuelle est de 550 +/-121 mm avec un coefficient de variation de 22% (Bille, 1977). Température Les variations de température sont assez marquées au cours de l’année : la température minimale est de 25,8° (janvier) et la maximale est de 34 ,7° (Mai). Sols

Le ranch est entièrement inclus dans la plaine alluviale fossile du fleuve Niger. Une étude pédologique effectuée par les chercheurs du Projet PPS a révélé l’existence de huit unités de sols qui peuvent être regroupés en trois types simples : sols sablonneux, sols limoneux et sols argileux (Diarra, 1976).  Les sols sablonneux se présentent sous forme de dunes prononcées avec dépressions inter dunaires et des dunes aplaties. L’angle moyen des pentes est de 3%. Ce sont soit des sables limoneux, soit des limons sableux. La surface du sol est couverts d’une croute qui, ajoutée à la texture fine du sol et la topographie 43 43

provoque un important ruissellement vers les dépressions sablonneuses intermédiaires, les marres ou les dépressions argileuses (Cissé, 1986).  Les sols limoneux. Ils forment la transition entre le sable des dunes et les dépressions argileuses. La surface est un sol limon-sableux. Le ruissellement est de 20 à 30% de la pluviométrie (Cissé, 1986).  Les sols argileux se trouvent dans de grandes dépressions plates. Ils peuvent être couverts par une couche de limon ou de sable limoneux. Les dépressions argileuses reçoivent de l’eau d’écoulement des zones limoneuses et sablonneuses avoisinantes. Les sols peuvent être fortement humides un ou deux mois durant la saison pluvieuse en raison de la concentration des pluies ; l’eau peut même stagner en surface du fait de la faible perméabilité du sol (Cissé, 1986). Végétation La végétation de la région est décrite tantôt comme une steppe, tantôt comme une savane. Au ranch de Niono, avant la grande sécheresse du début des années 1970, la graminée pérenne Andropogon gayanus était plus abondante, et la végétation répondait à la définition de savane ; mais depuis, il n’existe plus que sous forme de petites plages isolées. Sous l’effet du surpâturage pendant et après la sécheresse, la végétation actuelle a une physionomie de steppe dominée par les espèces annuelles. L’étude faite par Boudet et Leclerq (1970) reconnaissait au ranch trois unités principales de végétations qui se subdivisent en huit groupements végétaux. Les unités sont définies en fonction des espèces dominantes et du substrat : -

erme arbustive à Pterocarpus lucens des lits colluvionnés du delta fossile,

savane panachée à Andropogon gayanus des dépressions du manteau sableux ;

erme à Schoenefeldia gracilis du manteau sableux à relief aux rides peu accentuées (Cissé ,1986).

Trois unités de végétation se distinguent en fonction de la topographie et du sol : -

groupements végétaux des dunes ;

groupements végétaux des plaines limoneuses ;

groupements végétaux des dépressions argileuses.

44 44

Composition floristique moyenne de la strate herbacée. La strate herbacée des dunes est dominée par les légumineuses (75%), suivies des graminées (24%) et des autres herbacées (0 ,4%). Les graminées sont composées en majorité de Schoenefeldia gracilis, Cenchrus bifforus et de Brachiaria xantholeuca respectivement 61% ; 26% et 10% (Cissé, 1986). Les autres herbacées forment que 0,4% de la population végétale et sont reparties de façon discontinue et hétérogène. Sur les plaines limoneuses, la strate herbacée est également discontinue. Les graminées (Schoenefeldia gracilis, Brachiaria xantholeuca et Cenchus biflorus) couvrent 85% de la population végétale. Elles sont suivies des légumineuses (13%) et des autres herbacées (2%). Dans les dépressions argileuses les graminées dominent (67%) suivis des légumineuses (21%) et des autres herbacées

(11%). La strate

herbacée est discontinue et hétérogène avec Schoenefeldia gracilis (85% des graminées) et Cassia tora (75% des légumineuses).

2.3. Programme bovin Le programme bovin a pour mission première la mise en œuvre d’actions de recherche visant un accroissement des productions bovines et camélines au niveau national, réalisé à partir du relèvement de la productivité globale du matériel génétique dans un système de production efficient et durable. Les Objectifs de recherche sont : -

mettre au point des rations alimentaires économiques pour la production de lait ;

améliorer par voie de sélection le potentiel laitier des races autochtones ;

identifier et créer par voie de croisement des génotypes appropriés pour la production de lait ;

élaborer des schémas d’amélioration des paramètres de reproductions des bovins et des camelins;

mettre au point des méthodes économiques de productions des bovins et camelins de boucherie ;

mettre au point des plans de lutte contre les pathologies des bovins et des camelins.

Pour atteindre ces objectifs, trois domaines prioritaires de recherche sont retenus dans le cadre du « plan stratégique de l’Institut d’Economie Rurale: -

amélioration de la production laitière en zone périurbaine ;

intensification de la production de viande ; 45 45

amélioration de l’élevage en zone rurale et périurbaine.

Les thèmes de recherche de ces 3 domaines portent principalement sur : -

la nutrition animale ;

l’amélioration génétique ;

la reproduction ;

la santé animale ;

la socio économie de l’élevage des bovins et des camelins.

Personnel du Programme Bovin Les ressources humaines du programme bovin sont consignées dans le tableau IX. Tableau IX : Situation du personnel du programme bovin Statut Nombre Spécialités

Fonctionnaires

Contractuels

Nutritionniste

Vétérinaires

Généticien

Zootechniciens

Génie moléculaire

Techniciens d’élevage

Agents d’élevage Total

Physiologiste reproduction Agronome

techniques

Matériel génétique Le matériel génétique est constitué de bovins et de camelins  Bovins Le cheptel bovin est constitué de races locales zébu Maure et Peul à la station de Niono et des croisées zébu Maure et N’dama avec les races exotiques (rouge de steppes et Montbéliard à la station de Sotuba).

46 46

 Camelins Le programme bovin dispose depuis février 2013 d’un noyau de 20 têtes de dromadaires (14 femelles, 1 géniteur et 5 chamelons) à la station de Sotuba, et de 36 têtes (19 femelles et 17 mâles) au ranch de la station de Niono. Ces troupeaux ont été acquis dans le cadre de la composante «développement de la filière lait de dromadaire du projet Adaptation de l’agriculture et de l’élevage au Changement Climatique (ACC)». Le tableau X donne la structure des camelins dans les deux stations. Tableau X : Structure des dromadaires au 30 novembre 2015. Effectifs Centres

Mâles

Sotuba

Niono

Total

Femelles adultes

Chamelons

Total

3. MATERIEL. 3.1. Matériel animal Le matériel animal est constitué de 10 femelles dromadaires. L’âge moyen des animaux sélectionnés a été de 5.5+/-0.76 ans. Le poids moyen des sélectionnées a été de 355,5+/-25 kg. Aucune femelle n’a mis bas une fois et tous les animaux sélectionnés ont atteint au moins les 2/3 de leur poids adultes. Le poids des femelles sélectionnées figure dans le tableau XI. Tableau XI : Poids et âge des femelles. Identification animal

Poids (kg)

Ages (an)

F03

356,5

4.5

F05

348,5

4.6

F06

310,5

4.8

F07

334

4.8

F08

340

5.5

F11

373

F12

386,5

4.8

F14

345

F17

389

5.6

F18

369,5

5.4

Moyenne

355.25+/-25

5.5+/-0.76 47 47

Les femelles ont été choisies selon l’ordre de poursuite des femelles par le mâle dominant ou de la poursuite du mâle par la femelle en chaleurs. Les femelles sélectionnées sont celles qui ont les poids les plus proches de la moyenne pondérale des 17 dromadaires femelles (356.21+/-32.99 kg). 3.2. Matériel bureautique et de prélèvement Le matériel bureautique est composé d’un registre et des fiches individuelles de suivi, des fiches d’observations et des fiches de prélèvements. Le matériel de prélèvement est composé de :  centrifugeuse ;  embout bleu et portoir embout ;  micropipettes canaux simples de 1000µl ;  tube sec (bouchon rouge) ;  tubes à échantillon ;  glacière thermoélectrique Le matériel d’analyse est composé de :  échantillon de sérum de dromadaire ;  chaine Elisa : o laveur automatique de microplaques elx50™ ; o incubateur ; o lecteur de microplaques ; o ordinateurs et imprimante ;  logiciel de collecte et d’analyse des donnés de microplaques « gen5™ »  microplaque de calibrage Elisa 96 puits ;  micropipettes canaux simples de 200 et 1000 μl ;  micropipette répéteur;  portoir micropipettes ;  réfrigérateur/congélateur ;  embouts de micropipettes (jaune et bleu) et portoir d’embout;  embouts de micropipettes répéteurs (1 à 50 et 1 à 250 μl);  distillateur ;  éprouvette graduée de 100 ml et 1000 ml.  Kit ELISA « MyBioSource » : o Kit Camel hormone lutéinisante ELISA ; 48 48

o Kit Camel hormone folliculo-stimulante ELISA; o Kit Camel Estrogen Receptor ELISA ; o Kit Camel progestérone ELISA. 4. METHODES 4.1. Gestion du troupeau 4.1.1. Conduite du troupeau Les dromadaires sont conduits quotidiennement au pâturage de 9 heures à 17 heures (figure 15).

Figure 15 : Troupeau de dromadaire au pâturage. De retour des pâturages ils reçoivent une complémentation alimentaire agroindustrielle à base de farine basse de blé à raison de 3 kg environ par animal. Le troupeau passe la nuit dans un parc métallique aménagé à cet effet (figure 16).

49 49

Figure 16: Dromadaires au parc. Durant la saison sèche, l’abreuvement est assuré deux fois par jour (au départ et au retour des pâturages) à l’aide d’un abreuvoir alimenté par un forage solaire (figure 17). Pendant la saison des pluies, les animaux s’abreuvent une fois par jour.

Figure 17: Dromadaires au point d’abreuvement 4.1.2. Traitements zoo sanitaire Le déparasitage interne est effectué à un rythme trimestriel. Des prélèvements de fèces et de sang sont effectués chaque trimestre pour la détermination du degré d’infestation des dromadaires par les différentes espèces de parasites (parasites 50 50

gastro-intestinaux et sanguins). Ce travail est effectué par le Laboratoire Central Vétérinaire

(L.C.V.)

Bamako.

déparasitage

externe

est

effectué

systématiquement en début de la saison des pluies (juin-juillet) et en fin de la saison pluvieuse (septembre-octobre). Selon le degré d’infestation des dromadaires par les parasites externes, l’équipe du suivi sanitaire du programme procède à des séances de déparasitage en dehors du calendrier sanitaire établi. Les animaux sont vaccinés : -

deux fois par an contre la pasteurellose, le charbon symptomatique et la fièvre aphteuse ;

et une fois par an contre le charbon bactéridien.

Les données staturo- pondérales sont relevées à la fin de chaque mois à l’aide d’une bascule électronique. 4.2. Prélèvement et traitement du sang Les échantillons de sérum ont été collectés pendant 55 jours (du 13/12/2014 au 06/02/2015). 4.2.1. Prélèvement de sang Le sang a été prélevé par ponction de la veine jugulaire dans des tubes secs (figure 18) avec la périodicité suivante :  avant les manifestations des signes de chaleurs, un prélèvement quotidien a été réalisé jusqu’à l’apparition des signes de chaleurs ;  en présence de signes de chaleurs, 3 prélèvements quotidiens ont été réalisés pendant 5 jours ;  après les signes de chaleurs, un prélèvement quotidien a été réalisé jusqu’à la fin du cycle. Les prélèvements ont été effectués aux heures suivantes : -

entre 08 heures et 09 heures ;

entre 17 heures et 18 heures ;

entre 22 heures et 23 heures.

51 51

Figure 18 : Prélèvement de sang. Ainsi, 260 prélèvements ont été réalisés sur 10 femelles dromadaires (tableau XII). Tableau XII : Situation des prélèvements. Périodes de

Nbre

Prélèvements

femelles

En absence des

de Fréquences

Nbre

Nbre de Total

plvmt

(plvmt/jour)

(prlvmt/jour)

jours

210

1 toutes les

150

chaleurs En présence des chaleurs

8 heures

Total

260

NB : plvmt=prélèvement. 4.2.2. Traitement de sang Le sang prélevé est centrifugé après deux heures. La centrifugation est effectuée à 3 600 tours par minute pendant 15 minutes. 4.2.3. Conservation. Le sérum ainsi obtenu est gardé dans une glacière thermoélectrique et est acheminé tous les soirs à Niono pour une conservation à -20°C. Ensuite, chaque semaine, l’ensemble des prélèvements collectés est acheminé à Bamako. 4.3. Analyse sérologique 52 52

Les sérums sont stockés dans des congélateurs à -20 degrés celsius jusqu’à la phase d’analyse. Les analyses sérologiques réalisées au laboratoire d’analyse du programme bovin de l’IER à Sotuba, ont recherché avec le coffret Elisa sandwich quantitative, la concentration des hormones, témoignant l’activité sexuelle chez la femelle. Des kits Elisa « my Biosource », spécifiques aux camélidés ont été utilisés pour déterminer la teneur en sérum des femelles dromadaires en progestérone, en œstrogène, en lutéine hormone et en folliculine stimuline hormone. 4.3.1. Principe Le kit ELISA Sandwich quantitatif est uniquement utilisé à des fins de recherche in vitro, pas pour des applications thérapeutiques ou de diagnostic. Il est destiné à déterminer la concentration d’hormones dans le sérum, le plasma et d'autres fluides corporels du dromadaire. Un anticorps purifié d’hormones de dromadaire est utilisé pour revêtir les puits des microplaques ELISA afin d’obtenir des anticorps en phase solide, puis on ajoute l’hormone et son anticorps marqué avec HRP conjugué (Horseradish peroxydase). Les réactifs deviennent anticorps-antigène-anticorpsenzyme complexe. Après lavage on ajoute une solution chromogène A et une solution chromogène B. Le conjugué est catalysée par une enzyme qui donne une solution bleue. La réaction est stoppée par l'addition d'une solution d'acide sulfurique et le changement de couleur est mesuré par spectrophotométrie à une longueur d'onde de 450 nm. La concentration de l’hormone dans les échantillons est alors déterminée en comparant leur densité optique à celles d’une courbe standard prédéfinie du Kit. 4.3.2. Mode opératoire -

préparer la solution de lavage. C’est une dilution X20 avec de l’eau distillée (un volume de la solution avec 19 volumes d’eau distillée) ;

mettre les réactifs et les échantillons à la température ambiante pendant 30 minutes ;

identifier et mettre 50µl de standard dans les puits réservés au standard, puis 50µl d’échantillons dans les autres puits ;

- ajouter 100 µl du réactif conjugué HRP dans chaque puits et recouvrir avec un papier adhésif; - incuber à 37°c pendant 60 minutes ; - lavage par aspiration automatique 4 fois. NB : s’assurer que l’aspiration est complète après chaque lavage. 53 53

- retourner la plaque après le dernier lavage sur un papier absorbant pour séchage ; - ajouter successivement la solution chromogène A et chromogène B dans chaque puits. Mélanger doucement à l’abri de la lumière et incuber à 37°C pendant 15 minutes ; - terminer en ajoutant 50 µl de la solution stop dans chaque puits. En principe la couleur du puits doit virer du bleu au jaune. En cas de couleur uniforme secouer doucement pour un mélange parfait dans la microplaquette. 4.3.3. Interprétation du test L’interprétation est faite à partir de la courbe standard du kit spécifique camels de l’hormone au cours du cycle œstral. 4.3.4. Traitements des données. Les résultats sont obtenus directement après lecture et conversion des résultats des puits par le lecteur des microplaques en format Excel. Les calculs statistiques ont été faits avec les données sur le tableur Excel.

5. Etude du comportement Parallèlement à la prise de sang, les

femelles ont été suivies pour déceler les

manifestations de chaleurs. Chez celles qui ont manifesté les chaleurs, les observations ont été faites : -

le matin à l’étable. L’observation des femelles en chaleur commence dès le lever du jour et continue jusqu’au départ au pâture des dromadaires. Elle est faite par l’étudiant et les bergers ;

et au pâturage l’observation se poursuit sous la responsabilité des bergers qui rapportent quotidiennement leur constat sur le comportement des femelles ;

le soir de retour des pâturages. L’observation continue toute la nuit à l’éclairage électrique par l’étudiant. Les différents signes de chaleurs observés sont : l’attraction par le mâle,

comportement général (l’agitation, les cris, l’inquiétude, son attitude envers les autres congénères …), le comportement alimentaire et les modifications physiologiques (état de la vulve, écoulement vulvaire et consistance et autres sécrétions particulières pendant l’œstrus). 54 54

Ces différents

signes sont notés sur une fiche de collecte de comportement des

dromadaires en période des chaleurs. Cette fiche contient une grille de notation qui donne

une appréciation qualitative des femelles pendant la période œstrale. Les

critères de notation sont fonctions des objectifs spécifiques recherchés. Les changements de comportement observés sont codifiés sur une fiche et analysés à l’aide de la grille d’appréciation (tableau XIII). Tableau XIII: Fiche d’observation des changements de comportement des femelles en chaleurs. Identification de l’animal. Appréciations A

Etat général (attitude)

Alimentation

Poursuite

Chevauchement

Accouplement

Autres (préciser)

Total général Grille d’appréciation. A : 1=calme ; 2=agité ; 3= anxiété B : 1= beaucoup ; 2=moyen ; 3=peu C : 1= du mâle ; 2= par le mâle ; 3= pas de poursuite D : 1=par le mâle ; 2= des autres ; 3= pas de chevauchement E : 1= oui ; 2= non ; 3= durée (préciser) Les modifications physiologiques observées sont codifiées sur une fiche et analysées à l’aide de la grille d’appréciation (tableau XIV).

55 55

Tableau XIV: Fiches d’observation des

modifications physiologiques des

femelles en chaleurs. Identification de l’animal Appréciations A

Etat vulvaire (couleur)

Sécrétion vulvaire (glaire)

Sécrétion cutanée (muqueuse de la nuque)

Sécrétion salivaire (abondance)

Sécrétion urinaire (fréquence urine)

Rythme respiratoire (fréquence)

Rumination

Total général

Grille d’appréciation A: 1= rougeâtre ; 2= rose foncé; 3= pâle B : 1 =abondant ; 2= peu abondant ; 3= absent C : 1= abondant ; 2= peu abondant ; 3= absent D : 1= abondant ; 2= peu abondant ; 3= absent E : 1=fréquent ; 2= peu fréquent ; 3= absent ; F : 1= accéléré ; 2= peu accéléré ; 3= calme G : 1= régulière ; 2= irrégulière ; 3= anormale

56 56

Chapitre II : RESULTATS ET DISCUSSION I. Résultats. 1.1. Durée du cycle œstral. Le cycle œstral de chaque femelle a été évalué. L’interprétation de la grille de notation a permis de dégager une moyenne pour l’ensemble des 10 femelles. Le tableau XV donne la durée du cycle et des chaleurs par femelle. Tableau XV: Durée du cycle œstral et des chaleurs chez la chamelle № aml

Durée du cycle (jour)

Durée de l’œstrus (jour)

F03

F05

F06

F07

F11

F12

F14

F17

F18

F08

Moyenne

28,5±1,27

5,6±1,43

NB. № aml : numéro animal. La durée moyenne du cycle a été de 28,5±1,27 jours. Le cycle le plus long a été observé chez la F14 avec 31 jours et le cycle le plus court a été observé chez la F11 et la F12 avec 27 jours. La durée moyenne des chaleurs a été de 5,6 ±1,43 jours. Neuf jours de chaleurs (poursuite par le mâle dominant) ont été observés chez la femelle F17 tandis que 4 jours de chaleurs ont été observés chez la F11. Dans l’ensemble, nous avons obtenu des durées de chaleurs qui oscillent autour de 5 jours. 1.2. Profil hormonal 1.2.1. L’hormone folliculostimulante (Folliculine stimuline hormone : F.S.H.) Le tableau XVI donne le résultat obtenu de l’hormone folliculostimulante des femelles au cours du cycle.

57 57

Tableau XVI : Fluctuation de l’hormone folliculostimulante( mlU/ml). Œstrus

№ aml F03 F05 F17 F18

Durée 5 5 9 6

En dehors des chaleurs Taux moyen Taux moyen 2,879 1,143 3,52 0,816 4,696 2,22 5,578 0,577

Moyenne 6,25±1,90 4,17±1,2 NB. № aml : numéro animal.

1,19±0,72

Seuls les échantillons de 4 femelles sur les 10 femelles ont pu être analysés. Les autres femelles ont présenté des résultats inférieurs à zéro et le lecteur de microplaques ne convertissait pas en Excel les valeurs <0.000. Le seuil de positivité de 0.32 mlU/ml du kit spécifique camel de l’hormone

folliculostimulante explique

pourquoi les chiffres inférieurs à zéro n’ont pas été convertis. En examinant les résultats des 4 femelles, nous constatons que le taux en période de chaleurs atteint une moyenne de 4.17 ±1.20 mlU/ml. Il descend à 1,19± 0,72mlU/ml en dehors des périodes des chaleurs 1.2.2. L’hormone lutéinisante (Luteine Hormone : L.H.). Le tableau XVII donne le taux de l’hormone lutéinisante au cours du cycle oestral. Tableau XVII: Fluctuation de l’hormone lutéinisante (mlU/ml). № aml F03 F05 F06 F07 F11 F12 F14 F17 F18 F08

Œstrus Durée 5 5 6 5 4 7 5 9 5 5

moyenne 5,6±1,43

En dehors des chaleurs Taux moyen Taux moyen 9,171 1,962 4,034 0,789 2,746 1,576 5,001 2,34 5,32 2,876 1,842 1,422 5,685 1,45 5,329 1,394 1,732 6,23 4,596 1,886 5±1,99

NB. № aml : numéro animal.

1,72±0,6

58 58

Le taux moyen de l’hormone lutéinisante en période des chaleurs est de 5± 1.99mlU/ml. En dehors des périodes des chaleurs ce taux chute à 1,72±0,6mlUml. Le seuil de positivité est 0.25 mlU/ml. 1.2.3. Œstrogènes La fluctuation des œstrogènes se présente comme suit (tableau XVIII) : Tableau XVIII : Fluctuation des œstrogènes (pg/ml). Œstrus

En dehors des chaleurs Durée Taux moyen Taux moyen F03 5 20,242 5,91 F05 5 15,968 5,41 F06 6 15,959 5,445 F07 5 23,532 6,51 F11 4 23,31 6,37 F12 F14 5 20,745 5,8 Moyenne 9±0,63 22,58±3,87 6,25±0,46 NB. № aml : numéro animal.

№ aml

Le taux moyen des œstrogènes a été de 22,58±3,87 pg/ml en périodes des chaleurs et 6,25±1,46 pg/ml en dehors des périodes des chaleurs. Le seuil de positivité favorable à la fécondation est de 2.75ng/ml. 1.2.4. Progestérone Le taux moyen de progestérone est de 2,68 ±2,31ng/ml pendant les périodes de chaleurs. En dehors des périodes de chaleurs, il est de 3,67 ±2,13ng/ml. Le taux moyen en périodes de chaleurs des femelles F03, F07, F14 et F17 sont plus élevés par rapport à la moyenne. En dehors des chaleurs, les taux moyens des femelles F07, F14 et F17 sont les plus élevés. Le seuil de positivité est de 1.25pg/ml. Le tableau XIX montre le taux de progestérone par femelle aux différentes périodes du cycle œstral.

59 59

Tableau XIX: Fluctuation hormonale de progestérone (ng/ml) № aml

Œstrus

En dehors des chaleurs

Durée

Taux moyen

F03

7,957

5,204

F06

4,952

1,154

F07

1,335

5,91

F11

1,329

3,125

F12

2,169

1,254

F14

2,217

7,025

F17

1,902

4,632

F18

1,247

1,652

F08

1,022

3,085

2,68±2,31

3,67±2,13

Moyenne 5,6±1,43

NB. № aml : numéro animal.

1.3. Récapitulatif des profils hormonaux et de la durée du cycle œstral. La synthèse des profils hormonaux durant la durée du cycle œstral a permis d’obtenir les résultats présentés par la figure 19.

Figure 19: Profil hormonal durant le cycle œstral. La figure 19 indique que le prélèvement a commencé à 3 jours avant la monte quand le mâle a commencé à s’interresser à la femelle par des poursuites brèves, le flairage de la vulve de la femelle et de ses urines. Le pic correspond au jour de la monte. On constate que le pic est obtenu peu de temps après la monte à l’exception de la 60 60

progestérone. La progestérone a commencé a monter à partir du deuxième jour pour atteindre un pic au huitième jour du cycle. Ce qui correspond à deux jours après la fin des chaleurs. 1.4.

Etude comportementale.

Le comportement a été observé à la même période des prélèvements sanguins. Les modifications physiologiques ont été évaluées par la méthode d’appréciation qualitative. Les données de la grille du tableau XX ont permis d’obtenir les résultats suivants : -

90%des femelles sont agitées parmi lesquelles 20% sont très agitées ;

L’appétit de toutes les femelles est réduit ;

40% des femelles suivent le mâle quand elles sont en chaleurs alors que 60% sont poursuivies par le mâle pendant l’œstrus;

Durant l’œstrus, 100% des femelles chevauchent ou se font chevaucher par le mâle. On remarque que plus de la moitié des 10 femelles sont chevauchées par le mâle;

L’accouplement est accepté par 60% des femelles contre 40% de refus d’accouplement.

La synthèse des comportements, appréciée avec la grille d’appréciation, a donné les résultats mentionnés dans le tableau XX. Tableau XX: Résultats du changement de comportement pendant l’œstrus

Appréciation

Etat général (attitudes)

Alimentation

Observations

Dont 3 ont poursuivi et ont C

Poursuite

Chevauchement

Accouplement

Autres (préciser)

8 5

été poursuivies par le mâle

5 6

Grille d’appréciation A :1.5. 1=calme ; 2=agité ; 3=physiologiques. anxiété C : 1= du mâle ; 2= par le mâle ; 3= pas de poursuite Modifications B : 1= beaucoup ; 2=moyen ; 3=peu D : 1=par le mâle ; 2= des autres ; 3= pas de chevauchement modifications E :Les 1= oui ; 2= non ; 3=physiologiques durée (préciser) des dromadaires femelles en œstrus ont aussi été

évaluées aussi par la méthode d’appréciation qualitative. Le tableau XXI est une 61 61

synthèse des résultats des modifications physiologiques chez les femelles dromadaires pendant la phase œstrale. Tableau XXI : Résultats des modifications physiologiques. Appréciations

Etat vulvaire (couleur)

Sécrétion vulvaire (glaire)

Sécrétion cutanée (muqueuse de la nuque)

Sécrétion salivaire (abondance)

Sécrétion urinaire (fréquence urine)

Rythme respiratoire (fréquence)

Rumination

Grille d’appréciation A: 1= rougeâtre ; 2= rose foncé; 3= pâle B : 1 =abondant ; 2= peu abondant ; 3= absent C : 1= abondant ; 2= peu abondant ; 3= absent D : 1= abondant ; 2= peu abondant ; 3= absent E : 1=fréquent ; 2= peu fréquent ; 3= absent F : 1= accéléré ; 2= peu accéléré ; 3= calme G : 1= régulière ; 2= irrégulière ; 3= anormale

Il ressort du tableau XXI que : -

La vulve est de couleur rouge foncée dans 70% des cas ;

La glaire est peu abondante dans 50% des cas et absente dans 30% des cas ;

La sécrétion cutanée (mucus) est discrète chez 50% des femelles et absente chez 30% des femelles ;

50% des femelles salivent et 30% ne salivent pas ;

La miction a été observée chez toutes les femelles. Elle est très fréquente chez 70% des femelles ;

La respiration est accélérée chez toutes les femelles et est très accentuée chez 60% des femelles ;

Et la rumination est irrégulière dans 60% des femelles.

62 62

II. Discussion 2.1. Limites de l’étude En période de chaleurs, les prélèvements auraient dû se faire toutes les 6 heures, mais le mode de conduite du troupeau ne permettait pas une fréquence aussi rapprochée. Les animaux vont aux pâturages le matin aux environs de 09 heures et ne reviennent que vers 17 heures. L’acheminement des sérums à Bamako pour conservation est un facteur de baisse de taux par suite de la baisse de température dans la glacière durant le transport. Le retard accusé dans la formation complémentaire en chaine Elisa avec le kit spécifique « Camel de Gen5 mybiosource » suite aux protocoles administratifs a été une contrainte notable dans l’analyse des résultats et la rédaction de la thèse. 2.2.

Durée du cycle œstral

La durée moyenne du cycle est de 28.50±1.27 jours pour l’ensemble des 10 femelles. Cette durée de 28 jours a été observé par Musa et Abusineina (1978). De même Williamson et Payne (1978) ont trouvé un intervalle de 20 à 25 jours avec une moyenne de 23,4 jours. Par contre Homeida et al. (1988) ont obtenu une durée de cycle de 23.1+/- 1,2 jours avec des animaux de la même tranche d’âge. Mais la majorité des auteurs sont unanimes sur la durée moyenne de 25 à 28 jours. La durée moyenne des chaleurs (5,6 ±1,43 jours) de notre étude se rapproche des résultats obtenus par Joshi et al, (1978) avec un intervalle de 4 à 6 jours et par Musa et al. (1978) avec 5 à 6 jours. En revanche, Parkes (1969), observe un intervalle vague 1 et 7 jours dont 5 jours pour l’œstrus. La durée du cycle peut être liée à un facteur individuel et varier selon la race, le système d’élevage, la saison et l’alimentation. 2.3. Profil hormonal Le profil hormonal a été abordé par bien des auteurs. Les résultats de la plus part des auteurs présentent des similitudes avec ceux obtenus à la station de Niono: Zarrouk (2003) ; Homeida et al. (1988) ; Musa et al. (1978) ; Marie (1987) ; Adamou et Baira (2004). 2.3.1. L’hormone folliculostimilante (Follicle Stimulating Hormone: F.S.H.) Certaines femelles ont donné des résultats inférieurs à zéro. Ce qui n’a pas permis une analyse de l’hormone folliculostimulante chez ces dernières. Quatre femelles ont donné des valeurs supérieures ou égales au seuil de positivité (0.27mlU/ml). Les 63 63

femelles F03 et F18 ont des taux au-dessus de la moyenne du taux du cycle. De même, les femelles F17 et F18 ont des taux au- dessus de la moyenne en période des chaleurs. Mais seule la femelle F17 a un taux supérieur à la moyenne en dehors des périodes des chaleurs. Chez les femelles ayant un seuil positif, la faiblesse du taux n’influe pas sur le cycle car les follicules sont extrêmement sensibles à l’hormone folliculostimulante. Par conséquent, la quantité sécrétée par ces femelles était suffisante pour assurer le déroulement normal du cycle folliculaire. La fluctuation des taux de l’hormone folliculostimulante en période de chaleurs (4.69 ±1.20 mlU/ml) et en dehors des périodes de chaleurs (1,19± 0,72mlU/ml), constatée à la station de Niono est conforme aux observations de Zarrouk (2003) qui a conclu une qu’augmentation de faible amplitude des concentrations de l’hormone folliculo stimulante est observée 3 à 4 jours après l’accouplement qui traduit poussée folliculaire. 2.3.2. L’hormone lutéinisante (Luteinizing Hormone : L.H.) Le taux moyen de l’hormone lutéinisante, obtenu à la station de Niono est de 2,79 ±0,63 mlU/ml. Ce taux varie de 5± 1.43mlU/ml (en période de chaleurs) à 1,72±0,6mlUml (en dehors des périodes de chaleurs), avec un pic de 16,71mlU/ml. Le taux moyen obtenu converge avec les résultats de beaucoup d’auteurs : Zarrouk(2003) a obtenu 3-19 ng/ml ; Xu Y.S (85) a obtenu 2.7+/-1.2 ng/ml et Marie (1987) a obtenu 2.7ng/ml. Ceux obtenus par Homeida et al. (1988) avec 20pg/ml et Wael Mo Noseir (2006) avec13-17.5 mUI/ml sont supérieurs à nos moyennes. Selon Homeida et al. (1988), ce taux augmente légèrement et progressivement au cours des quatre premiers mois de la gestation. La concentration maximale de l’hormone lutéinisante (pic de LH) qui traduit une ovulation ne dure que 3 à 4 heures. Cette concentration régresse au-delà de 6 heures. Ce pic de l’hormone lutéinisante intervient au dernier stade de développement folliculaire. Nous avons noté que chez la femelle F05 la concentration plasmatique de l’hormone lutéinisante est inférieure à 1pg/ml. Le follicule dominant de cette femelle sera anovulatoire. On pourrait déduire comme Homeida al. (1998) que chez les dromadaires, il n’y a pas forcement une phase lutéale proprement dite car en absence d’ovulation provoquée il n y a pas de corps jaune cyclique. Et les follicules les follicules trop grosses ou atrésiques

64 64

2.3.3. Œstrogènes Le taux moyen des œstrogènes (12,31 ± 4,78 pg/ml) est inférieur à celui obtenu par Skimore (1996) qui se situe au environ de 25 pg/ml. Cette différence entre les taux s’explique en partie par les différentes méthodes d’analyse et les réactifs utilisés. Ce dernier a analysé ses échantillons par radio- immunologie alors que nos analyses ont été faites par la méthode Elisa sandwich. Il a utilisé un réactif issu du sérum de lapin contrairement à notre réactif qui est spécifique au dromadaire. Les travaux de Zarrouk (2003) qui a travaillé sur la même tranche d’âge, convergent avec nos résultats car ce dernier notifie qu’il existe d’importantes variations individuelles du seuil de la concentration qui varie entre 4 et 11ng/ml. Mais selon nos analyses, le taux des œstrogènes de nos résultats est bas. Cela s’explique par le stade post- pubertaire des femelles, âge durant lequel, le taux bas de testostérone influe sur la synthèse des œstrogènes selon les travaux de Homeida et al. (1988) et Musa et al. (1978). Or, chez les dromadaires de races locales, l’entrée en reproduction est tardive et les productions hormonales sont minimes (Faye, 1997). Ce faible taux a des répercussions

sur

niveau

l’hormone

lutéinisante

l’hormone

folliculostimulante les femelles qui ont des taux au- dessous du seuil de positivité. Le niveau des œstrogènes au- dessous du seuil ne permet pas le rétro- contrôle positif qui induisent le pic de l’hormone lutéinisante favorable à l’ovulation. Ce faible taux peut être lié aussi à un facteur individuel. Les travaux de Skidmore (1994) notifient que la hausse importante et régulière d’œstrogène se produit après fécondation. Cela signifie que les taux des œstrogènes de nos résultats vont évoluer progressivement et doubler chez les femelles dromadaires fécondées La fluctuation d’un taux d’œstrogènes est liée à la taille du follicule. Si les follicules sont d’une taille d’environ 2 cm (donc favorable à la fécondation), les œstrogènes sont secrétés de façon progressive. 2.3.4. Progestérone Dans l’ensemble, les auteurs ont observé des taux plus ou moins similaires de progestérone. Notre résultat montre un taux moyen de 3,08±1,34ng/ml de progestérone. Ce taux est similaire à celui obtenu par Marie et Anouassi (1986) qui ont indiqué un taux de 3.5ng/ml, et skidmore (1996). Zarrouk (2003) a situé ce taux moyen dans l’intervalle de 3-4ng/ml entre le 8e et 9 e jour d’observation qui correspond au 3e jour après le pic de LH. Les taux de progestérone de la F11 (3.12ng/ml) et de la 65 65

F08 (3.08) ont connu peu de fluctuation durant la phase lutéale. Cela confirme la saillie suivie de l’ovulation car la progestéronemie se situe entre le seuil de fécondité maximum (4.4ng/ml) et le seuil de fécondité minimum (2.1ng/ml). Cet intervalle des valeurs de la progestérone est favorable à la gravidité car le signal antilutéolytique est transmis à la mère entre le 7e et 8 e jour selon zarrouk (2003). Par contre il y a une probabilité de retour des chaleurs chez les femelles F6, F12 et F18 qui ont un taux respectif de 1.15ng/ml, 1.25ng/ml et 1.65ng/ml. Ces niveaux de progestéronemie entrainent par la suite une dégénérescence du corps jaune et le début d’un nouveau de recrutement de vagues folliculaires. Chez les femelles F03 et F14 ont des taux de progestonemie supérieurs seuil maximum (4.4ng/ml). Au-delà de ce seuil, les follicules donnent des ovules qui ne sont pas fécondantes chez les dromadaires, et se transforment en corps jaune (Adamou et al. (2014). Les résultats des périodes des chaleurs (2,68±2,31ng/ml) et des périodes en dehors des chaleurs (3,67±2,13ng/ml) de notre étude, rejoignent presque ceux de Adamou et Baira (2014) qui ont aussi notifié un taux de 2,1ng/ml pendant les chaleurs et un taux de 4ng/ml en dehors des chaleurs. Selon Skidmore (1996), la progesteronemie est maximale entre le 3e et 4 e jour après ovulation conforment à notre résultat. Cela s’explique par le fait que cette période en dehors des chaleurs correspond à un moment où les follicules sont à leurs phases phase lutéale et la progestérone prépare l’endomètre au maintien de la gestation s’il y a fécondation. Mais le taux moyen reste contraire à celui obtenu par Hammadi et al. (2009) qui ont obtenu un taux de 0.62±0.18ng/ml. Ce dernier a signalé un taux moyen de 4.85±1.6ng/ml pendant les chaleurs et un taux de

0.31±0.11ng ml en dehors des périodes de chaleurs

contrairement au profil hormonal de la plus part des auteurs.

2.4. Etudes comportementales. 2.4.1. Etat Général. Chez les femelles observées, 90% sont agités pendant les chaleurs. Cette agitation se traduit par un mouvement permanent de la femelle même pendant la nuit. Elle se couche, se

relève et rode autours de ses congénères et du mâle dominant.

Fréquemment la femelle en chaleur frétille sa queue dans le sens vertical. Cette agitation est partagée par Zarrouk et al. (2003). De même, El Whishy (1987) partage 66 66

cette attitude en ajoutant que pendant l’œstrus, la femelle est agitée, prend une position baraquée constante et lève très fréquemment sa queue. L’examen des femelles durant la pâture ont permis de constater que la femelle en chaleurs flaire ses congénères même au pâturage. Le dromadaire blatère (mâle ou femelle) pendant les périodes de chaleurs. En général c’est le mâle dominant qui blatère pour attirer les femelles en chaleurs. En isolant le mâle dominant nous avons constaté que les femelles en chaleurs blatèrent. La durée du changement de comportement est fonction de la durée des chaleurs dont la variabilité est individuelle. Ces attitudes sont similaires à celles décrites par Novoa (1970) et Musa et al. (1978). La présence du mâle dominant influe sur le comportement des femelles en chaleurs. Ce dernier produit du mucus de couleur grisâtre à forte odeur qui attire les femelles qui se regroupe autour de lui. Les femelles sont sensibles au

blatèrement et

l’extériorisation du voile du palais du mâle dominant. Ces gestes sont des méthodes de convoitise et des signes de dominance. Ce dernier n’admet pas de mimétismes des autres mâles du troupeau. On constate après analyse des résultats des profils hormonaux que pendant les périodes de changement de comportement, les taux de l’hormone lutéinisante, d’œstrogène et de l’hormone folliculostimulante augmentent et que le taux de progestérone est à un niveau bas mais augmente en dehors des périodes de chaleurs. 2.4.2. Alimentation. Chez la femelle en chaleurs, le mode d’alimentation change. La femelle ne broute pas continuellement le matin et le soir comme d’habitude. La pâture est interrompue par des instants brefs de repos. Ce phénomène a été remarqué chez 100% des femelles. Atigui et al. (2013) ont constaté aussi cette inappétence. La diminution de l’appétit a été constatée aussi par Mukasa-Mugerwa (1985). Cette diminution de l’appétit serait due au besoin d’accouplement ressenti par la femelle. L’anxiété et temps de poursuite des congénères ou par le mâle dominant diminue le temps de pâture. 2.4.3. Recherche du mâle En général, c’est le mâle qui poursuit les femelles en chaleurs. Mais fréquemment les femelles recherchent aussi le mâle même si dernier suit une autre en chaleurs. Nous avons constaté que si

deux femelles sont en chaleurs au même moment, ces

dernières suivent le mâle. Nous avons aussi observé que 50% de femelles suivent le 67 67

mâle quand elles sont en chaleurs. Ce côtoiement peut durer près d’une heure. Cette idée est partagée par Zarrouk et al. (2003). Il est possible que ce suivi soit un facteur de stimulation neurohormonale de chaleurs chez les femelles. Il se produit une montée de l’œstrogène qui agit sur l’axe hypothalamo-hypophysaire ; ce qui déclenche un rétrocontrôle positif. Cela s’accompagne aussi d’une décharge d’adrénaline et une montée d’ocytocyne. 2.4.4. Chevauchement et acceptation du chevauchement Malgré cette recherche mutuelle, la moitié des femelles n’acceptent pas le chevauchement selon nos observations. Néanmoins, elles s’intéressent au mâle quand ce dernier blatère et extériorise le voile du palais. Le mâle est obligé pour la plus part du temps de courir derrière la femelle en chaleurs et lui contraint à adopter la position de saillie en mordant le genou et en s’appuyant fortement sur le cou. Ce refus, malgré l’attirance est contraire à l’attitude des femelles décrites par Atigui et al. (2013) où les femelles en chaleurs viennent s’accroupir près du mâle. Cette fuite temporaire constatée par nos observations peut être due à l’âge post pubertaire des femelles qui ne sont pas habituées à la monte. Homeida et al. (1988) ont travaillé sur la même tranche d’âge (3-5 ans) et ont remarqué les mêmes comportements 2.4.5. Accouplement La femelle se couche en décubitus sternale, la queue relevée pendant l’accouplement et le mâle monte en position baraquée (la femelle se met en position sternale et soulève légèrement ses pattes postérieures). Le mâle effectue des coups de rein mais pas de mouvement de va et vient. Le coït peut durer de 15 à 20 minutes au cours duquel le mâle et la femelle émettent de petits cris par intermittence. Généralement à la fin du coït, le mâle tombe sur le côté et reste couché pendant quelques minutes avant de se relever. Nous avons fait le constat que le mâle n’arrive pas toujours à saillir les jeunes femelles. Soit la pénétration échoue, soit la femelle se relève avant que le mâle n’éjacule. Ce comportement est observé dans 40% des cas de chaleurs. La description de l’accouplement correspond à celle de Homeida et al. (1988). Par contre on pourrait penser que ce comportement de refus des chamelles est lié à l’inhabitude des jeunes femelles au coït plutôt que l’état d’œstrus permanent avec des périodes de « nonacceptation » courtes de moins de 48 heures décrite par Msellati (1988). 68 68

2.5. Modifications physiologiques Les données de la grille d’appréciation de changements physiologiques ont permis l’analyse et l’interprétation suivantes. 2.5.1. Etat de la vulve La vulve est de couleur rose foncée dans 70% des femelles et 20% sont de couleur rouge. Ce changement de couleur est partagé par Zarrouk (2003) et Singh et al. (1964).Ce changement de couleur est dû à la forte irrigation de l’endomètre par les vaisseaux sanguins de l’endomètre. Cette congestion endométriale facilite la nidation de l’ovule fécondée. Elle est due à une augmentation du taux de progestérone qui irrigue l’endomètre par un afflux de sang et de sécrétions glandulaires. Ce changement physiologique permet la nidation. Elle procure aussi les apports nutritifs nécessaires à l’embryon pour un bon déroulement de la gestation. 2.5.2. Sécrétions vulvaires La glaire est abondante dans 20% des cas. Les femelles ont la vulve humide avec un peu d’écoulement vulvaire (50% des cas). Cet écoulement glaireux est dû au fait que les chaleurs coïncident avec la phase sécrétoire pendant laquelle l’endomètre et le cervix secrètent le mucus. Ce mucus facilite le déplacement des spermatozoïdes dans l’utérus en vue de la fécondation. Les modifications physiologiques durant l’œstrus convergent avec celles décrites par El Whishy (1987), Singh et al. (1964) et Zarrouk (2003) qui ont trouvé un écoulement vulvaire discret conformément à nos résultats. Nos observations rejoignent celles Mukasa (1985) qui avait décrit le même état de la vulve accompagné d’une odeur forte et fétide que l'on peut sentir de loin. Mais notre étude n’a pas fait ce constat d’odeur. Il convient qu’il y a des contractions vulvaires mais que ces contractions s’accompagnent d’une tendance à soulever la queue et une rumination qui est suspendue temporairement. 2.5.3. Sécrétions cutanées Les secrétions cutanées (mucus), localisées derrière la nuque, de couleur noirâtre et abondant chez le mâle. Cette sécrétion est une phéromone qui attire le sexe opposé

69 69

Chez la femelle elle disparait après les périodes des chaleurs. Elles sont très discrètes chez la femelle (50% des cas). El Whishy (1987) a fait le même constat. 2.5.4. Sécrétions salivaires La salivation n’est remarquable que pendant le coït chez la femelle dromadaire. Seulement 20% ont montré des salivations importantes pendant le coït et 50% salivent peu. Ce fut aussi le constat de El Whishy (1987). 2.5.5. Urine La miction est fréquente bien que la quantité n’est pas importante. Ce constat a été fait chez les 10 femelles. La miction très fréquente a été observée chez 70% des femelles. 2.5.6. Respiration La respiration est saccadée pendant toute la période œstrale avec quelques moments de normalité. La modification de la respiration a été observée chez 100% des femelles avec des accélérations plus importantes chez certaines que d’autres. 2.5.7. Rumination La rumination est irrégulière et entrecoupée de quelques instants de repos. Mais 30% des femelles ont eu une rumination régulière pendant l’œstrus.

707 0

CONCLUSION Au

Mali, le secteur agro pastorale occupe près de 80% de la population rurale.

L’élevage prend une place importante avec

un effectif de 10 313 330 bovins,

34 505 410 petits ruminants et 998 558 camelins (Mali, 2014). Il contribue pour près de 12% au PIB. Cette importance de l’élevage a poussé les pouvoirs publics à inscrire ce secteur d’activité dans sa politique gouvernementale de développement. Longtemps marginalisé, le dromadaire tient aujourd’hui une place importante dans le développement de l’élevage au Mali. Pour les nomades, il est un élément clé du programme d’aide au développement des régions du Nord du Mali. En plus de son apport vital dans la vie des pasteurs de la zone sahélo-saharienne, le dromadaire s’intègre de plus en plus dans la vie des agro pasteurs

comme facteurs de

développement suite aux changements climatiques (Mali, 2004). Il est le seul animal capable d’assurer les productions animales dans des conditions climatiques hostiles. Avec une alimentation minime, et un minimum d’eau, le dromadaire survie dans le dessert en produisant du lait, de la viande et en assurant le transport, la traction et le bat. Le dromadaire a une grande valeur économique et culturelle dans cette zone. C’est pour cette raison que le gouvernement a instruit l’Institut d’Economie Rurale à étudier les conditions d’amélioration de la productivité des dromadaires en zone sahélo-saharienne. Cette étude s’intègre dans ce cadre. Ce travail a nécessité 55 jours de collecte de données de terrains. Il a été réalisé sur un troupeau de 36 têtes de dromadaires conduit quotidiennement au pâturage et un abreuvement quotidien. Les animaux ont été régulièrement vaccinés et déparasités conformément au programme de prophylaxie établi. Les relevés staturo-pondéraux ont été faits mensuellement. Le poids moyen des femelles sur lesquelles a porté notre observation est de 355,5 kg et leur âge se situe entre 4 et 5,6 ans. Nous avons prélevé 260 échantillons, fait des observations sur les modifications physiologiques et les comportements chez 10 femelles, analysé 260 échantillons au laboratoire avec la méthode Elisa sandwich et des kits de progestérone, des œstrogènes, de l’hormone lutéinisante et de l’hormone folliculostimulante spécifiques aux Camels. La conversion des données a été faite avec le lecteur de la chaine Elisa Gen5. Les valeurs moyennes des taux donnent: progestérone (2.68±2.31ng/ml), œstrogène (22.58±3,87pg/ml), hormone lutéinisante (5±1,99mlU/ml) et hormone 717 1

folliculostimulante (4.17±1.20mlU/ml) pendant les périodes des chaleurs. La durée moyenne du cycle est de 28.50±1.27 jours pour une durée de chaleurs de 5,6±1.43 jours. Les observations comportementales nous ont permis de comprendre que la femelle tourne autour du mâle dominant quand il blatère pour augmenter la chance d’être saillie. En plus, nos observations ont révélé que la femelle en chaleurs a un appétit réduit, devient agitée, poursuit ou est poursuivie par le mâle dominant. Les modifications physiologiques observées ont été la miction fréquente de la femelle que le mâle dominant flaire, l’émission d’un gémissement saccadé lors du coït, quelque fois une légère salivation, une vulve légèrement congestionnée avec légère glaire quelques fois, et un dégagement de mucus à la nuque avec une odeur nauséabonde (phéromone). Bien que cette étude ait connue de limites dues aux réalités de terrains, elle a permis de poser les bases des études sur l’amélioration de la reproduction chez les camélidés au Mali. En

perspectives, il serait nécessaire d’aborder des études sur la maîtrise de la

reproduction chez les dromadaires en vue de la mise en place d’un programme national d’insémination artificielle au Mali.

727 2

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777 7

ANNEXES Performance des kits Annexe 1 : Kit progesterone Sensibilité

1,0ng/ml Pas de réaction croisée significative ou interférence observée entre la progestérone de dromadaire et analogues.

Spécificité

Plage de détection Intra-essai de précision Inter-dosage de précision

6,25ng/ml-200ng/ml CV intra-essai (%) est inférieur à 15%. Inter-test CV (%) est inférieur à 15%. [CV (%) = SD / signifie × 100]

Annexe 2: Kit œstrogènes Sensibilité Spécificité

Plage de détection Intra-essai de précision Inter-dosage de précision

2,0pg/ml Pas de réaction croisée significative ou interférence observée entre l’œstrogène de dromadaire et analogues. 15,6pg/ml – 500pg/ml CV intra-essai (%) est inférieur à 15%. Inter-test CV (%) est inférieur à 15%. [CV (%) = SD / signifie × 100]

Annexe 3: Kit FSH Sensibilité Spécificité

Plage de détection Intra-essai de précision

Inter-dosage de précision

0,1mlU/ml Pas de réaction croisée significative ou interférence observée entre la FSH de dromadaire et analogues. 0.25mlU/ml - 20mlU/ml CV intra-essai (%) est inférieur à 15%. Inter-test CV (%) est inférieur à 15%. [CV (%) = SD / signifie × 100]

787 8

Annexe 4: Kit LH Sensibilité Spécificité Plage de détection Intra-essai de précision Inter-dosage de précision

0,1mlU/ml Pas de réaction croisée significative ou interférence observée entre la LH de dromadaire et analogues. 1,56mlU/ml – 50mlU/ml CV intra-essai (%) est inférieur à 15%. Inter-test CV (%) est inférieur à 15%. [CV (%) = SD / signifie × 100]

Annexe 5: composition de chaque Kit ELISA N°

Matériels

Quantités

microplaque ELISA 96 puits

Standards

Solution de dilution

Réactif HRP-Conjugate

Solution de lavage

Solution Stop

Solution Chromogène A

Solution Chromogène B

Membrane adhérente de microplaque

Sacs étanches

fiche d'Instruction

797 9

Annexe 6: caractéristiques du kit. Plage de detection

6,25 ng / ml - 200 ng / ml.

Sensibilité

1,0 ng / mL

Spécificité

Pas de réaction croisée significative ou interférence observé entre la progestérone de dromadaire et analogues.

Intra-essai de précision

CV intra-essai (%) est inférieur à 15%.

Inter-dosage de précision

Inter-test CV (%) est inférieur à 15%. [CV (%) = SD / signifie × 100]

Intra-assay Precision Intra-assay CV (%) is less than 15%. Inter-assay Precision Inter-assay CV (%) is less than 15%. [CV(%) = SD/mean ×100]

SERMENT DES VETERINAIRES DIPLÔMES DE DAKAR « Fidèlement attaché aux directives de Claude BOURGELAT, fondateur de l’Enseignement Vétérinaire dans le monde, je promets et je jure devant mes Maîtres et mes Aînés :  d’avoir en tous moments et en tous lieux le souci de la dignité et de l’honneur de la profession vétérinaire ;  d’observer en toutes circonstances les principes de correction et de droiture fixés par le code de déontologie de mon pays ;  de prouver par ma conduite, ma conviction, que la fortune consiste moins dans le bien que l’on a, que dans celui que l’on peut faire ;  de ne point mettre à trop haut prix le savoir que je dois à la générosité de ma patrie et à la sollicitude de tous ceux qui m’ont permis de réaliser ma vocation.

Que toute confiance me soit retirée s’il advient que je me parjure ».

VU LE PROFESSEUR RESPONSABLE DE L'ECOLE INTER-ETATS DES SCIENCES ET MEDECINE VETERINAIRE'S DE DAKAR

VU LE DIRECTEUR GENERAL DE L'ECOLE INTER-ETATS DES SCIENCES ET MEDECINE VETERINAIRES DE DAKAR

: '.~Pl "\Gil VlII\J.I)JO \ rpJHAJRf II

VU LEDOYEN DE LA FACULTE DE MEDECINE ET DE PHARMACIE DE L'UNVERSITE CHEIKH ANTA DIOP DE DAKAR

LE PRESIDENT DUJURY

VU ET PERMIS D'IMPRIMER, DAKAR. LE 0 20

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LE RECTEUR, PRESIDENT DE L'ASSEMBLEE DE L'UNIVERSITE CHEIKH ANTA DIOP DE DAKAR

RESUME Dans la politique nationale de développement agricole du Mali, l‘élevage des dromadaires occupe une place importante avec un effectif de 998 560 têtes. Il constitue la source principale de revenues des populations nomades. Le dromadaire est adapté au désert et assure une production importante dans des conditions d’élevage difficiles. Pour booster cette production, le gouvernement a mis en place un projet d’amélioration de l’élevage des dromadaires qui couvre toute la bande sahélo- saharienne du Mali. L’accent a été mis la productivité du cheptel qui passe par l’amélioration des paramètres de reproduction. Nos études ont été réalisées à Niono sur 10 têtes de dromadaires, âgés de 5,5+/-0,76 ans. Le poids moyen est de 355,25+/-25 kg ; 260 prélèvements sérologiques ont été effectués; 4 hormones ont été analysées; Les résultats obtenus ont montré une durée du cycle œstral de 28,5+/-1,27 jours et une durée de chaleurs de 5,6+/-1,27 jours; le taux moyen de l’hormone folliculostimulante est de 2,17+/-1,01 mlU/ml avec 4,17+/-1,2mlUml pendant les chaleurs et 1,19+/- 0,72 mlU/ml en dehors des chaleurs ; le taux moyen de l’hormone lutéinisante est de 2,75+/-0,63 mlU/ml avec 5+/-1,99mlU/ml pendant les chaleurs et 1,72+/-0,6mlU/ml en dehors des chaleurs ; le taux moyen des œstrogènes est de 14,79+/-1,38 pg/ml avec 22,58+/-3,37pg/ml pendant les chaleurs et 6,25+/-0,46 pg/ml en dehors des chaleurs ; le taux moyen de la progestérone est de 3,08+/-1,34ng/ml avec 2,68+/-2,31ng/ml pendant les chaleurs et 3,67ng+/-2,13ng/ml en dehors des chaleurs. Les comportements étudiés montrent surtout une agitation et une acceptation du chevauchement. Les modifications physiologiques notées sont surtout l’écoulement vulvaire et le dégagement de la phéromone chez les deux sexes. Cette étude est une contribution à l’amélioration de la maitrise de la reproduction caméline qui passe par un parfait contrôle des chaleurs et des manifestations physiologiques des dromadaires durant le cycle œstral dans la perspective d’une mise en place d’un programme national d’insémination artificielle au Mali. Mots clés : Dromadaires - Hormones -chaleurs - Mali. Auteur : Amene dit Moussa DOLO Tel : (+223) 76 05 84 71 / (221) 78 438 06 03 email : moussadolo@yahoo.fr