GUEYE Mouhamadou Lamine by Ecole Inter-Etats des Sciences et Médecine Vétérinaires (EISMV Dakar)

UNIVERSITE CHEIKH ANTA DIOP DE DAKAR ECOLE INTER-ETATS DES SCIENCES ET MEDECINE VETERINAIRES DE DAKAR

(EISMV)

Année : 2017

N° 33

FH Evaluation des effets d’une incorporation de capteurs de mycotoxines dans une

ration contaminée par des mycotoxines, sur les performances de croissance du poulet de chair THESE Présentée et soutenue publiquement le 27 JUILLET 2017 à 16 H 00 devant la Faculté de Médecine, de Pharmacie et d’Odontologie de Dakar pour obtenir le grade de DOCTEUR EN MEDECINE VETERINAIRE (DIPLOME D’ETAT) Par

GUEYE Mouhamadou Lamine Né le 21/08/1991 à Mbao( Dakar/Sénégal) JURY Président

Directeur et rapporteur de thèse : Membre

Co-Directeur de thèse :

M. Serigne Omar SARR Maître de Conférences Agrégé à la Faculté de Médecine, de Pharmacie et d’Odonto-Stomatologie de Dakar

M. Moussa ASSANE Professeur à l’EISMV de Dakar M. Rock Allister LAPO Maître de Conférences Agrégé à l’EISMV de Dakar Dr Malick SENE Docteur vétérinaire PDG de Veto parteners(Dakar-Sénégal)

ECOLE INTER-ETATS DES SCIENCES ET MEDECINE VETERINAIRES DE DAKAR

BP : 5077-DAKAR (Sénégal)

Tel : (00221) 33 865 10 08 Télécopie (221) 825 42 83

COMITE DE DIRECTION LE DIRECTEUR GENERAL Professeur Yalacé Yamba KABORET

LES COORDONNATEURS Professeur Rianatou BADA ALAMBEDJI Coordonnateur des Stages et des Formations Post-Universitaires Professeur Ayao MISSOHOU Coordonnateur de la Coopération Internationale Professeur Alain Richi WALADJO KAMGA Coordonnateur des Etudes et de la Vie Estudiantine Professeur Yaghouba KANE Coordonnateur de la Recherche/Développement Année Universitaire 2016 - 2017 i

LISTE DES MEMBRES DU CORPS ENSEIGNANT DEPARTEMENT DES SCIENCES BIOLOGIQUES ET PRODUCTIONS ANIMALES Chef de département: M. Rock Allister LAPO, Maître de Conférences Agrégé ANATOMIE–HISTOLOGIE–EMBRYOLOGIE M. Serge Niangaran BAKOU, Professeur (disponibilité) M. Gualbert S. NTEME ELLA, Maître de Conférences Agrégé

PHYSIOLOGIE-PHARMACODYNAMIE-THERAPEUTIQUE M. Rock Allister LAPO, Maître de Conférences Agrégé M. Moussa ASSANE, Professeur vacataire

CHIRURGIE-REPRODUTION M. Alain Richi Kamga WALADJO, Maître de Conférences Agrégé M. Papa El Hassane DIOP, Professeur vacataire ECONOMIE RURALE ET GESTION M. Walter OSSEBI, Assistant

PHYSIQUE ET CHIMIE BIOLOGIQUES ET MEDICALES M. Adama SOW, Maître de Conférences Agrégé M. Miguiri KALANDI, Assistant M. Germain Jêrome SAWADOGO, Professeur vacataire ZOOTECHNIE – ALIMENTATION M. Ayao MISSOHOU, Professeur M. Simplice AYSSIWEDE, Maître de Conférences Agrégé M. Sahidi Adamou Docteur Vétérinaire vacataire

DEPARTEMENT DE SANTE PUBLIQUE ET ENVIRONNEMENT Chef de département: M. Oubri Bassa GBATI, Maître de Conférences Agrégé HYGIENE ET INDUSTRIE DES DENREES ALIMENTAIRES D’ORIGINE ANIMALES (HIDAOA) M. Serigne Khalifa Babacar SYLLA, Maître de Conférences Agrégé Mlle Bellancille MUSABYEMARIYA, Maître de Conférences Agrégé

PATHOLOGIE MEDICALE-ANATOMIE PATHOLOGIQUECLINIQUE AMBULANTE M. Yalacé Yamba KABORET, Professeur M. Yaghouba KANE, Maître de Conférences Agrégé Mme Mireille KADJA WONOU, Maître de Conférences Agrégé

MICROBIOLOGIE-IMMUNOLOGIE-PATHOLOGIE INFECTIEUSE Mme Rianatou BADA ALAMBEDJI, Professeur M. Philippe KONE, Maître de Conférences Agrégé (disponilité) Justin Ayayi AKAKPO, Professeur vacataire PARASITOLOGIE-MALADIES PARASITAIRES-ZOOLOGIE APPLIQUEE M. Oubri Bassa GBATI, Maître de Conférences Agrégé M. Dieudoné L. DAHOUROU,Attaché Temporaire d’Enseignement et de Recherche

PHARMACIE-TOXICOLOGIE M. Assionbon TEKO AGBO, Chargé de recherche M. Gilbert Komlan AKODA, Maître Assistant (disponibilité) M. Abdou Moumouni ASSOUMY, Maître Assistant M. Ets Ri Kokou PENOUKOU Docteur Vétérinaire vacataire

DEPARTEMENT COMMUNICATION Chef de département: Ayao MISSOHOU, Professeur BIBLIOTHEQUE Mamadia DIA, Documentaliste Mlle Ndella FALL MISSOHOU, Bibliothécaire SERVICE AUDIO-VISUEL M. Bouré SARR, Technicien

SERVICE DE LA SCOLARITE M. Théophraste LAFIA, Chef de Scolarité M. Mohamed Makhtar NDIAYE, agent administratif Mlle Astou BATHILY MBENGUE, agent administratif

Après avoir loué Allah Le Tout Puissant et prié sur son Noble Messager, Mouhammad(PSL),

Ma présence à l’école vétérinaire

n’est qu’une

providence de la part du Seigneur Tout-Puissant. Le séjour et tous les efforts fournis n’ont connu de succès que par la grâce d’Allah et sa volonté. Qu’Il soit glorifié éternellement. Je dédie ce modeste travail : A ma Maman Cherie Mairame GUEYE, Je ne trouverai jamais assez de mots pour témoigner mon amour et ma profonde reconnaissance envers toi .elle a toujours était à mes cotes dans les moments les plus pénibles. Et tels sont les mots qui continuent de rétentir à mes oreilles, soit patient mon enfant chéri. Puisse le Tout Puissant veiller sur toi et t’accorder santé et longue vie. A mon Papa Babacar GUEYE tu t’es toujours sacrifié pour nous offrir une éducation exemplaire. Que ce travail te rende fier de tes sacrifices qui n'ont certainement pas été vains et que Dieu t’accorder santé et longue vie. A ma très Chère Sœur Astou GUEYE, je trouverai jamais les mots qui conviennent pour témoigner mon amour et ma profonde reconnaissance envers toi., tu as toujours était à mes côtés que le Tout Puissant ne nous prive pas de tes conseils, , tu as su nous assister dans les moments les plus difficiles, je t’adore ma très chère sœur, mention speciale et qu’Allah veiller sur toi et t’accord santé et longue vie, a son mari Boubacar DRAME mon Coatch, mon pote, et Frère de valeur qu’Allah t’accord réussite pour l’ensemble de tes projets. A mon frère Sega GUEYE qui a toujours était à mes dans les moments les plus difficiles, sa femme Maguette Gassama et à ses enfants et à Mamadou NDIAYE que le Tout Puissant vous accorde santé et longue vie .A mes autres frères et sœurs : Djibril mention speciale à toi mon très chère grand frère, à Souleymane, Awa, Salimata, Samba ; ce travail est le vôtre .A mon adorable neveux Mouhamadou DRAME, Que ce travail t’éclaire et te serve d’exemple pour ton avenir. A mon Chère Docteur Fatou DIOP FALL, tu as toujours su nous assister dans nos debuts, trouve ici mes sincères reconnaissances. Que Dieu te protège et t’accorde longue vie. A mes tantes, merci pour votre affection et vos conseils. iii

A mes cousins et cousines, ce travail est aussi le vôtre. A la 44ème Promotion « Promotion Dr Fatima », nous avons cheminé ensemble durant toutes ces années, nous avons traversé des instants de durs labeurs et enfin Dieu nous a récompensés. Je suis fier d’avoir fait partie de cette sublime promotion où notre crédo a toujours été le respect mutuel et l’acceptation de l’autre. A tous les enseignants Senegalais à l’EISMV de Dakar : Pr. Malang

SEYDY,

Pr.SYLLA. Merci pour vos soutiens et vos conseils depuis notre arrivée à l’EISMV de Dakar. Aux cadets de la communauté des étudiants vétérinaire Sénégalais à Dakar, et à l’Amicale des étudiants vétérinaires Sénégalais .A la communauté des étudiant musulmans de Dakar : Imam Fodé, Imam Baugré, Sauré, Damalga, Imam Amidou….A mes voisins de chambre : Youssou Touré, Falou Hane, Pape Malick Kébé ce travail est le vôtre.

A mes promotionnaires

Senegalais

: Madondone DIOUF, Moustapha

DIONE, Maimouna Nguissaly NDIAYE, Idrissa LECOR, Pape Mamadou DIAGNE, Mame Awa GAYE Babacar GUEYE. Nous avons traversé les moments difficiles mais je garde en mémoire les meilleurs instants de convivialité partagés ensemble. Continuons à vivre comme une seule famille. Cher parrain et marraine, soyez en rassurés de ma profonde gratitude. A l’Amicale des Etudiants Vétérinaires de Dakar (AEVD), A mon très cher Pays le senegal Pays de la Teranga qui m’a permis de suivre cette formation, A toutes mes connaissances dont je ne peux citer les noms de peur d’en oublier, je vous dis Merci…

REMERCIEMENTS Nos sincères remerciements vont particulièrement : Au Professeur KABORE, Directeur Général de l’EISMV; Au Professeur Moussa ASSANE, Merci pour avoir accepté de conduire avec la plus grande rigueur ce travail ; Au Docteur Malick SENE, directeur hygiène-qualité-développement de la NMA pour avoir accepté de financer ce travail ; Au Docteur Adama FAYE, Docteur Khady NIANG merci pour tout ; Pr.Bakou au Docteur Ethiene Mané, pour toute son aide et sa contribution incommensurable depuis notre arrivée à l’EISMV de Dakar. A Monsieur Pape Malick SENE, merci pour votre disponibilité et votre aide ; A M. Fodé Doumbouya, Président de l’AEVD 2016-2017, Merci pour la confiance que tu m’avais accordée, et à tous les membres de ce bureau exécutif. Avec vous j’ai passé d’agréables moments ; A tous les enseignants de l’EISMV de Dakar, merci pour la formation de qualité ; A Mme DIOUF, responsable de la Bibliothèque de l’EISMV ; A tout le personnel administratif et technique de l’EISMV ; A l’Etat Sénégalais pour cette opportunité qu’il m’a offerte pour suivre cette formation, merci….

A NOS MAITRES ET JUGES Notre présidente du Jury, Mr.Serigne Omar SARR, Maitre de conference Agregé à la Faculté de Médecine, de Pharmacie et d’Odonto-Stomatologie de Dakar. Nous sommes fort honorés de vous avoir comme président de jury de thèse. La spontanéité avec laquelle vous avez accepté cette invitation, malgré vos multiples occupations, nous démontre la grandeur de vos qualités humaines, et de votre générosité. Soyez assuré de notre admiration. A notre Maître, Directeur et Rapporteur de thèse M. Moussa ASSANE, Professeur à l’E.I.S.M.V de Dakar. Vous avez inspiré et guidé ce travail. L’abord facile qui vous caractérise est un élément de mise en confiance qui assure le plaisir de travailler sous votre conduite. Vos conseils et critiques objectives ont été un guide précieux pour la réalisation de ce travail. Veuillez trouver ici, toute l’estime que nous vous portons et nos sincères remerciements. A notre Co-directeur de thèse, Dr Malick SENE, Directeur PDG de veto parteners(Dakar-Sénégal), Merci pour avoir accepté de financer cette étude, votre disponibilité et votre contribution à la réalisation de ce travail, votre dynamisme, vos qualités intellectuelles et humaines forcent respect et admiration. Sincères remerciements et Hommage respectueux ! A notre maître et juge M. Rock Allister LAPO, Maître de Conférences Agrégé à l’EISMV de Dakar, Nous sommes très sensibles à l’honneur que vous nous faites en acceptant de juger ce modeste travail. Votre approche cordiale et la facilité avec laquelle vous avez répondu favorablement à notre sollicitation nous ont marqué. Soyez rassuré de notre profonde reconnaissance.

vii

« Par délibération, la faculté de Médecine, de Pharmacie et d’Odonto – Stomatologie et l’Ecole

Inter – Etats des Sciences et Médecine Vétérinaires de Dakar ont décidé que les opinions émises dans les dissertations qui leurs sont présentées, doivent être considérées comme propres à leurs auteurs et qu’elles n’entendent leur donner aucune approbation ni improbation.»

viii

LISTE DES ABREVIATIONS

% AFSSA al Cu FCFA g IEMVT INRA ITAVI Jrs Kg m2 : Mn Mo NMA RC TM UCAD Zn GMQ

: pourcentage : Agence Française de Sécurité Sanitaire des Aliments : collaborateurs : Cuivre : Franc de la Communauté Financière Africaine : gramme : Institut d’Elevage et de Médecine Vétérinaire des pays Tropicaux : Institut National de Recherche Agronomique : Institut Technique de l‘Aviculture : jours : Kilogramme mètre carré : Manganèse : Molybdène : Nouvelle Minoterie Africaine : Rendement Carcasse : Taux de mortalité : Université Cheikh Anta DIOP : Zinc : gain moyen quotidien

LISTE DES TABLEAUX

Tableau I Tableau II Tableau III Tableau IV Tableau V Tableau VI Tableau VII Tableau VIII Tableau IX Tableau X Tableau XI Tableau XII Tableau XIII Tableau XIV Tableau XV Tableau XVI

: Poids des poulets de chair adultes en fonction du sexe (en Kg) . 9 : Poids des poulets de chair issus de croisements industriels ....... 9 : consommation d’eau et d’aliment en fonction de l’âge ........... 13 : Les recommandations alimentaires chez le poulet de chair ..... 17 : Composition des rations expérimentales démarrage................ 35 : Composition des rations expérimentales croissance ................ 36 : Composition des rations expérimentales finition .................... 37 : Programme de prophylaxie ..................................................... 40 : Consommation moyenne d’aliment par lot (en g/jour/sujet) ... 46 : Consommation moyenne d’eau en fonction des lots (en g/j/sujet) ................................................................................. 48 : Evolution du poids moyen des oiseaux (en g) ......................... 50 : Gain moyen quotidien par semaine (en g). .............................. 52 : Indice de consommation par lot de poulets de chair ................ 54 : Poids carcasse et rendement carcasse des différents lots de poulets ................................................................................... 56 : Estimation du coût de production (en CFA) ............................ 57 : Estimation des bénéfices nets par poulet de chair ................... 58

LISTE DES FIGURES

Figure 1 Figure 2 Figure 3 Figure 4 Figure 5 Figure 6 Figure 7 Figure 8 Figure 9 Figure 10

: Les différents types de mycotoxines et leurs effets sur les oiseaux (BIOMIN,2012) ........................................................ 27 : Appareil de type « broyeur-mélangeur » ................................. 32 : poussins d’1 jour installés dans le poulailler ........................... 38 : Mise en sous-lots des poussins dès le premier Jours d’âgeI.2.1.5 Prophylaxie ............................................................................. 40 : Séance de pesée des oiseaux ................................................... 41 : Evolution de la consommation moyenne d’aliment (en g/jour/sujet) ............................................................................. 47 : Courbes d’évolution de la consommation d’eau en fonction des lots ......................................................................................... 49 : Evolution du poids vif des poulets (en g/sujet) ....................... 51 : diagramme de Gain moyen quotidien par semaine (en g)........ 53 : Evolution de l’indice de consommation .................................. 55

SOMMAIRE INTRODUCTION ............................................................................................ 1 PREMIERE PARTIE : SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE ....................... 4 CHAPITRE I : FACTEURS INFLUENCANT LA CROISSANCE DU POULET DE CHAIR....................................................................................... 5 I.1 Facteurs hormonaux ...................................................................................... 5 I.1.1 Rôle de l’hormone de croissance ou hormone somatotrope ........................ 5 I.1.2 Rôle de l’hormone thyroïdienne ................................................................. 6 I.1.3 Rôle des hormones stéroïdiennes sexuelles ................................................ 6 I.2 Facteurs métaboliques ................................................................................... 7 I.3 Facteurs intrinsèques ..................................................................................... 8 I.3.1 Influence de l’âge ....................................................................................... 8 I.3.2 Influence du sexe ....................................................................................... 8 I.4 Influence des facteurs génétiques .................................................................. 9 I.4 Facteurs extrinsèques .................................................................................. 10 I.4.1 Facteurs physiques ................................................................................... 10 I.4.2 Facteurs sanitaires .................................................................................... 10 I.4.3 Facteurs environnementaux ...................................................................... 10 I.4.3.1 Température ambiante ........................................................................... 11 I.4.3.2 Densité .................................................................................................. 11 I.4.5 Facteurs alimentaires ................................................................................ 11 I.4.5.1 Besoins alimentaires du poulet .............................................................. 11 I.4.5.2. Matières premières utilisées en alimentation du poulet ......................... 18 I.4.5.2.1 Sources d’énergie ............................................................................... 18 I.4.5.2.2 Sources de protéines ........................................................................... 19 CHAPITRE II : GENERALITES SUR LES MYCOTOXINES ................. 22 II.1. Définition ................................................................................................. 22 II.2 Les produits alimentaires contaminés par les mycotoxines ........................ 22 II.3 Les différents types de mycotoxines et leurs effets toxiques en aviculture . 23 xii

II.4. Les interactions entre différentes mycotoxines.......................................... 27 DEUXIEME PARTIE : ETUDE EXPERIMENTALE……………………..28 CHAPITRE I : MATERIEL ET METHODES ............................................ 30 I.1 MATERIEL ................................................................................................ 30 I.1.1 Site et Periode de travail........................................................................... 30 I.1.2 Les capteurs de mycotoxines .................................................................... 30 I.1.2.1 Toxo-xl ................................................................................................. 30 I.1.2.2 Mycofix ................................................................................................ 31 I.1.3 Le matériel animal ................................................................................... 31 I.1.4 Matériel d’élevage et de contrôle de performance .................................... 31 I.1.5 Matériel de fabrication des rations alimentaires ....................................... 32 I.2 METHODES.............................................................................................. 33 I.2.1 Conduite d’élevage .................................................................................. 33 I.2.1.1 Préparation du poulailler ....................................................................... 33 I.2.1.2 Fabrication des rations alimentaires ...................................................... 33 I.2.1.3 Réception et installation des poussins.................................................... 38 I.2.1.4 Répartition des poussins en lots ............................................................. 39 I.2.2 Collecte des données ................................................................................ 41 I.2.2.1 La consommation alimentaire et d’eau .................................................. 41 I.2.2.2 L’évolution pondérale ........................................................................... 41 I.2.2.3 Le poids de la carcasse .......................................................................... 41 I.2.2.4 Les mortalités ........................................................................................ 42 I.2.3 Evaluation des performances zootechniques ............................................ 42 I.2.3.1 La consommation alimentaire et d’eau .................................................. 42 I.2.3.2 Le gain Moyen Quotidien (GMQ) ......................................................... 43 I.2.3.2. l’indice de consommation (IC) ............................................................. 43 I.2.3.3. Le rendement carcasse (RC) ................................................................. 43 I.2.3.4. Le taux de mortalité ............................................................................. 44 I.2.4 Evaluation de la rentabilité économique .................................................. 44 I.2.5 Analyse statistique des résultats ............................................................... 44 xiii

CHAPITRE II : RESULTATS ET DISCUSSION ....................................... 45 II.1 RESULTATS ............................................................................................ 45 II.1.1 Effets des capteurs de mycotoxines sur les performances zootechniques 45 II.1.1.1. Effets sur la consommation alimentaire .............................................. 45 II.1.1.2 La consommation d’eau ....................................................................... 47 II.1.1.3 L’évolution pondérale .......................................................................... 49 II.1.1.4 Gain Moyen Quotidien ........................................................................ 51 II.1.1.5 Indice de Consommation ..................................................................... 53 II.1.1.6 Caractéristiques de la carcasse ............................................................. 55 II.1.1.7 Taux de Mortalité ................................................................................ 56 II.1.2 Effets des capteurs de mycotoxines sur la rentabilité économique de l’élevage ........................................................................................................... 57 II.1.2.1 Estimation du coût de production ......................................................... 57 II.1.2.2 Estimation de la rentabilité économique ............................................... 58 II.2. DISCUSSION........................................................................................... 59 II.2.1. Effets des capteurs de mycotoxines sur les performances zootechniques du poulet de chair ............................................................................................. 59 II.2.1.1.Effets sur la consommation alimentaire et hydrique ............................. 59 II.2.1.2 Effets sur l’évolution pondérale et le GMQ .......................................... 60 II.2.1.3. Effets sur l’indice de Consommation .................................................. 62 II.2.1.4 Effets sur les caractéristiques de la carcasse ......................................... 62 II.2.1.5. Effets sur la mortalité .......................................................................... 63 II.2.2 Effets des capteurs de mycotoxines sur la rentabilité économique de l’élevage du poulet de chair .............................................................................. 63 CONCLUSION GENERALE ........................................................................ 65 REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES ...................................................... 69

xiv

INTRODUCTION La population mondiale croît à un taux qui défie toutes les prévisions établies par les démographes .Cette croissance est encore plus accentuée dans les pays en voie de développement, à côté des calamités que connait cette partie du monde (sécheresse, famine, morbidité, catastrophes naturelles, etc.). Face à cette explosion démographique, la quantité de nourriture devrait augmenter proportionnellement pour éliminer la famine et améliorer le bien-être sanitaire et physique de la population. Pour se faire, il faut labourer et cultiver de grandes superficies de terre afin de produire suffisamment des céréales, des légumineuses, des oléagineux végétaux, en recourant à des méthodes performantes de culture, de fertilisation, d’irrigation, de récolte, de traitement, de conservation de transformation. Mais les aliments d’origine végétale ne suffisent pas pour assurer l’équilibre de la ration alimentaire de l’homme. Un apport important en protéines animales est également nécessaire. Dans cette perspective, l’aviculture peut jouer un rôle important, par son cycle raccourci qui permet, à la différence de l’élevage du gros bétail, de fournir aux consommateurs, de la viande et des œufs à bref délai (KOYABIZO, 2009). C’est ainsi que ce secteur de l’élevage occupe de nos jours une place de plus en plus importante dans l’économie des pays en Afrique au sud du Sahara et particulièrement au Sénégal où on assiste, depuis une quinzaine d’années, à une intensification des productions avicoles. Cette croissance est encore plus accentuée dans les pays en Afrique au sud du Sahara et particulièrement au Sénégal où les productions animales sont en dessous des besoins d’une population en pleine expansion démographique .Mais l’optimisation des productions avicoles dans cette région, se trouve confrontée à certains obstacles dont les charges d’exploitation. Ainsi, dans le souci de contribuer à la satisfaction et de garantir l’accessibilité des produits avicoles à la plus grande majorité des consommateurs, l’accent doit

être mis sur une

réduction des charges de l’alimentation des volailles qui représente 60 à 70 % des coûts de production (DIALLO et al., 1994). Parmi les mesures qui peuvent faire baisser le coût de production des protéines d’origine aviaire, figure l’incorporation dans l’aliment, de certains intrants locaux peu couteux tels que les tourteaux d’arachide. En effet, cette matière première qui constitue une source de protéines indispensable au métabolisme et à la croissance, est un intrant disponible et à moindre coût au Sénégal. Mais son utilisation en quantité appréciable dans les rations alimentaires des volailles est limitée par la présence de mycotoxines dont l’aflatoxine qui constitue une véritable menace en aviculture (ANGULO-CHACON, 1986). Il apparait dès lors qu’une utilisation optimale de cet intrant dans la ration des volailles, passe par une neutralisation de ces mycotoxines. C’est dans ce contexte que se situe ce travail financé par Véto-Partner de Dakar dont l’objectif général consiste à étudier les effets de l’incorporation de deux types de capteurs de mycotoxines (Mycofix et Toxo-xl) dans une ration contaminée par des mycotoxines , sur les performances de croissance du poulet de chair. Comme objectifs spécifiques, il s’agit d’évaluer les effets de chacun des deux capteurs de mycotoxines incorporés dans une ration contaminée par des mycotoxines, sur : - les performances zootechniques du poulet de chair; - la rentabilité économique de l’incorporation du capteur de mycotoxine dans la ration.

La présente étude comporte deux parties : Une synthèse bibliographique articulée autour de deux chapitres, à savoir les facteurs influençant la croissance du poulet de chair, puis les généralités sur les mycotoxines;

Une étude expérimentale où sont présentés dans le premier chapitre le matériel et les méthodes utilisés et dans le second chapitre les résultats obtenus et leur discussion.

PREMIERE PARTIE : SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE

CHAPITRE I : FACTEURS INFLUENCANT LA CROISSANCE DU POULET DE CHAIR

La croissance est le résultat d’un développement musculaire et osseux de façon générale .Le rendement en chair musculaire et leur qualité, sont étroitement liés au développement musculaire au cours des phases embryonnaires et néonatale (FAUCONNEAU, 1996). Mais dans ce chapitre, ne seront abordés que les facteurs impliqués dans la croissance post-natale. Parmi ces facteurs, on distingue des facteurs hormonaux, intrinsèques et extrinsèques. I.1 Facteurs hormonaux Il s’agit principalement de l’hormone de croissance, des hormones thyroïdiennes et des hormones sexuelles. I.1.1 Rôle de l’hormone de croissance ou hormone somatotrope Découverte en 1956 par LI et PAKOFF, l’hormone de croissance ou encore Growth Hormone (GH) est secrétée par les cellules alpha de l’adénohypophyse. Elle est parmi tous les facteurs de croissance, la seule à stimuler la croissance longitudinale de l’os (KOLB, 1975). Son action est spécifique sur les cartilages de conjugaison qui s’hypertrophient considérablement. Mais cette action n’est pas directe car la GH agit sur la croissance postnatale en exerçant son action sur la production d’IGF‐1 (Insuline‐Like Growth Factor 1) par le foie (PELL et BATES, 1990). La GH présente avant tout une action anabolique avec stimulation de la synthèse protéique dans tous les organes. Elle intervient dans le métabolisme lipidique en mobilisant les acides gras et en fournissant une certaine quantité d’énergie utilisée pour la multiplication des chondrocytes (ISAKSSON et al, 1982 ; ISGAARD et al, 1986). De plus, la GH influencerait la croissance musculaire postnatale en stimulant le recrutement et la prolifération des cellules satellites de

poulet de chair, effets en grande partie relayés par les IGF (DUCLOS, WILKIE et GODDARD, 1991). I.1.2 Rôle de l’hormone thyroïdienne La glande thyroïde produit deux hormones que sont la tétraïodothyronine ou Thyroxine ou T4 et la triiodothyronine ou T3. Pendant la période postnatale, la maturation et la différenciation osseuse restent dépendantes de la présence des hormones thyroïdiennes. Elles ont un effet direct sur la maturation des chondrocytes, indirect par l’intermédiaire de la GH dont elles augmentent la sécrétion et dont elles apparaissent potentialiser l’action au niveau des cartilages de conjugaison (KAYSER, 1970). De nombreuses données obtenues in vivo démontrent l’importance des hormones thyroïdiennes (triiodothyronine : T3 et thyroxine : T4) pour le développement postnatale du tissu musculaire (CASSAR‐MALEK, LISTRAT et PICARD, 1998). Il est établi en premier que ces hormones participent à la régulation de la croissance du muscle squelettique. L’action trophique de ces hormones en quantités physiologiques s’explique par une augmentation du diamètre ainsi que du nombre des fibres musculaires chez le poulet (KING, 1987). L’augmentation du diamètre des fibres est liée à la stimulation de la synthèse protéique par des doses physiologiques de T3 et T4 (BROWN, 1966). I.1.3 Rôle des hormones stéroïdiennes sexuelles Les œstrogènes et les androgènes ont un effet stimulateur aussi bien sur la croissance musculaire que sur celle de l’os (SILBERBERG, 1971). L’action sur le squelette qui se traduit par une minéralisation de la trame protéique, est complémentaire de celle de la GH. A ces facteurs hormonaux s’associent des facteurs métaboliques dans la régulation de la croissance.

I.2 Facteurs métaboliques Parmi les facteurs métaboliques, les minéraux et les vitamines sont d’une importance capitale. Trois vitamines exercent leur effet sur la croissance de l’os : la vitamine C Hydrosoluble, fournie par l’alimentation, participe chez la volaille, à la structure des cartilages, des os et de la peau ; la vitamine K intervient dans la calcification des os ; la vitamine D sous sa forme active 1,25 (OH)2D3 obtenue suite à une double hydroxylation dans le foie puis dans les reins, est apportée par l’alimentation ou synthétisé au niveau de la peau à partir du cholestérol, sous l’action des rayons ultraviolets du soleil, agit sur l’os pour permettre la fixation du calcium. D’une manière générale, la 1,25 (OH)2 D3 stimule l’absorption digestive du calcium. Sa synthèse chez certaines espèces animales dont les volailles est stimulée par l’hormone de croissance (GAREL, 1987). Les oligo‐éléments contribuent également pour une part importante dans l’édification osseuse (BEATTIE et AVENELL, 1992) ; les carences alimentaires en ces éléments entrainent des anomalies du squelette chez le poulet telles que la chondrodystrophie (Zn ou Mn) ou l’ostéoporose (Cu) (SCOTT et al., 1976 ; SAUVEUR, 1984 ; DE GROOTE, 1989 ; LEACH et LILBURN, 1992). Dans la pratique, les carences en ces éléments sont rares et la supplémentation en oligo‐éléments ne permet pas de diminuer l’incidence des anomalies des pattes qui ne semblent pas résulter de carence minérale (NYS, 2001). Toutefois, il a été démontré que le Mo (10 ou 100mg/k) prévient la dyschondroplasie induite par la cystéine (BAI et al., 1994). En plus de ces facteurs hormonaux et métaboliques, il existe d’autres facteurs liés à l’animal et à son environnement qui interviennent pour modifier la croissance des poulets de chair.

I.3 Facteurs intrinsèques Ce sont les facteurs propres à l’animal à savoir l’âge, le sexe et la race en rapport avec le génotype. I.3.1 Influence de l’âge Les poulets de chair présentent une croissance accélérée entre 0 et 6 semaines grâce aux synthèses protéiques avec une bonne conversion alimentaire. Après cet âge, la croissance devient plus lente et plus coûteuse en énergie alimentaire (MOLLEREAU et al., 1987). I.3.2 Influence du sexe Les mâles croissent plus rapidement que les femelles (Tableau I). Ceci s’explique certainement par l’action favorisante des androgènes sur la croissance, mais en plus les mâles apprennent à consommer plus rapidement les aliments que les femelles (INRA, 1989). Par contre, ces dernières ont une aptitude à déposer plus de gras que les mâles (BOUGON et al., 1976).

Tableau I: Poids des poulets de chair adultes en fonction du sexe (en Kg) Race

Poids de la femelle adulte

Poids du Male adulte

Origine

Wyandotte blanche

2,5-3

3-4

Rhode Islande Red

2,5-3

New Hampshire

2,5-3

Light Sussex

2,5-3

Etats Unis d’Amerique Etats Unis d’Amerique Etats Unis d’Amerique Angleterre

Poule Africain

2,5

Afrique

Source : MOLLEREAU et al., 1987 I.4 Influence des facteurs génétiques GIODANI cité par ENEDE (2005), en faisant une comparaison de trois souches de poules commerciales à savoir Cobb 500, Ross 208 et Ross 308, a montré qu’il y a des différences non négligeables de poids à 8 semaines d’âge. IEMVT(1991) rapporte également une différence de poids de poulets issus de croisement industriel (Tableau II) Tableau II: Poids des poulets de chair issus de croisements industriels SOUCHE

POIDS(Kg)

AGE (JOURS)

a/Starto

1850

b/Edbro

1750

Lohman

1400

Euribed

2000

Hubard

2150

a/Jupiter

2150

b/Rhodex Wyane

2300

Adulte

Divers

Source : IEMVT(1991) 9

I.4 Facteurs extrinsèques I.4.1 Facteurs physiques Ce sont les facteurs de stress qui peuvent entrainer à la longue l’épuisement et un effet immunodépresseur des animaux qui y sont exposés, la conséquence étant une diminution de l’ingestion alimentaire et par conséquent un ralentissement de la croissance (BLOOD et HENDERSON, 1976). I.4.2 Facteurs sanitaires Ce sont des pathologies d’origine parasitaire ou infectieuse de loin plus agressives, responsables de la mortalité ou de retard de croissance dans les élevages (LAPO, 2003). Suivant la virulence des germes, la pression d’infestation parasitaire et l’état de réceptivité des sujets, l’affection peut se traduire par un simple retard de croissance ou la mort par suite de l’expression des signes cliniques. I.4.3 Facteurs environnementaux Il s’agit des facteurs d’ambiance dont la température et la densité qui peuvent compromettre la croissance.

I.4.3.1 Température ambiante Chez les volailles en croissance, la température ambiante peut modifier en même temps la vitesse de croissance, la consommation alimentaire et l’état d’engraissement. Une température supérieure à 25°C compromet la prise de poids par réduction de la consommation alimentaire (KOLB, 1975) ; ceci est d’autant plus marqué lorsque la température passe de 32°C à 36°C : il y a une diminution de l’ingéré alimentaire d’environ 4,2g/jour chez l’adulte (SANOFI SANTE ANIMALE, 1996) ce qui évidemment entraine une chute de production (DIAW, 1992). En climat chaud et hygrométrie élevée, les performances des oiseaux sont inférieures à celles enregistrées en climat chaud et hygrométrie modérée. I.4.3.2 Densité D’après les travaux de RICARD (1988), les poulets élevés à forte densité ont une vitesse de croissance et un angle de poitrine significativement plus faible que ceux élevés à faible densité. En plus, la faible densité s’accompagne d’un fort pourcentage de carcasses classées en première catégorie et d’une faible fréquence d’anomalies des pattes (CRUINCKSHANK et SIM, 1987). L’influence de la densité de la population sur les performances de croissance est d’autant plus marquée que la température est élevée (CHAWAK, RAJMAIRE et RANADE, 1993). A ces effets, qui sont des contraintes majeures en élevage en raison des pertes économiques considérables qu’ils engendrent en termes de mortalité et de baisse de production (croissance), viennent s’ajouter des facteurs alimentaires. I.4.5 Facteurs alimentaires I.4.5.1 Besoins alimentaires du poulet Cette notion de besoin n’est pas absolue; elle fait obligatoirement référence à un critère ou à un objectif : gain de poids recherché, indice de consommation 11

souhaité, qualité de carcasse désirée. Comme le montre la figure 1, le besoin nutritionnel est relatif aux objectifs zootechniques recherchés. En effet, pour permettre au poulet d’exprimer pleinement les performances zootechniques, les besoins doivent être couverts dans son optimum alors qu’une couverture minimale de ses besoins assure seulement les fonctions de base. L’alimentation doit apporter aux animaux tous les nutriments nécessaires au renouvellement de la matière vivante couvrant les « besoins d’entretien » d’une part, son accroissement éventuel (gain de poids) définissant les « besoins de production », d’autre part. Les quantités d’éléments nutritifs qu’il faut assimiler pour réaliser toutes ces activités définissent les besoins. Besoins en eau C’est un des éléments nutritifs les plus importants des volailles. La consommation d’aliment est conditionnée par celle de l’eau : un abreuvement insuffisant en eau provoque une baisse de la consommation alimentaire et la réduction de gain de poids. La réduction de la prise alimentaire et de la croissance ainsi engendrée est proportionnelle au degré de la réduction de la consommation d’eau; cela a été démontré par KELLERUP et al. (1965) qui trouvent qu’une restriction d’eau de 50 % de la consommation ad libitum, fait baisser la prise alimentaire de 11 g/jour chez le poulet. La surconsommation d’eau peut être causée par une augmentation de température, une teneur de sel de l’eau ou de l’aliment très élevée (ISA, 1985) ou être consécutive à un début de diarrhée. De même, la teneur des protéines de l’aliment modifie l’ingestion d’eau (LARBIER et LECLERCQ, 1991). SCOTT et al. (1976) rapportaient que les aliments riches en protéines conduisent à une légère surconsommation d’eau qui s’expliquerait par les mécanismes de digestion protéique et d’excrétion rénale d’acide urique. En effet, les oiseaux ont la particularité physiologique de résorber l’eau des urines lorsqu’ils n’en disposent pas en abondance dans leur abreuvement. Cette eau remonte le long du

colon, provoquant la précipitation de l’acide urique sous forme d’urates (LARBIER et LECLERCQ, 1991). En général, les volailles consommeraient environ deux fois plus d’eau que d’aliments, comme le montre le tableau III. Tableau III: consommation d’eau et d’aliment en fonction de l’âge Ages

Poids

Indice

de Aliment

Eau

Rapport eau

(jours)

moyens(g)

consommation ingéré/j(g)

ingérée/j(g) /aliment

180

0,88

1,8

380

1,31

1,8

700

1,40

137

1,8

1080

1,55

163

1,8

1500

1,70

115

210

1,8

1900

1,85

135

235

1,8

2250

1,95

155

275

1,8

SOURCE : LARBIER et LECLERCQ, 1991

Besoins en énergie Selon l’INRA (1989), le premier besoin de l’animal concerne des dépenses énergétiques car après l’eau, les constituants énergétiques sont ceux dont la privation affecte le plus rapidement la santé de l’animal et sa survie. L’énergie sert à couvrir les besoins énergétiques d’entretien et les besoins énergétiques de croissance. Si l’énergie métabolisable (EM) de la ration est 13

insuffisante, l’animal doit puiser dans ses réserves : la production diminue et peut même cesser. Selon ANSELME (1987), les besoins énergétiques des poulets sont compris entre 3000 et 3200 kcal/kg avec un minimum de 3100 kcal au démarrage et 3000 kcal en finition. Toutefois, les besoins énergétiques vont être influencés par des facteurs tels que la souche, le régime alimentaire et la température ambiante. Les éléments énergétiques sont principalement apportés par les glucides (sucres, amidon) et les lipides (matières grasses, d’origine animale ou végétale). Une bonne ration doit permettre à l’animal de couvrir toutes ses dépenses d’entretien, de production, d’élimination de chaleur. Besoins en protéines Les protéines sont constituées par l’association d’acides aminés. Ceux-ci sont des constituants essentiels de la matière vivante. Leur apport dans l’aliment est indispensable car ils ne peuvent pas être synthétisés par l’organisme (lysine, thréonine…) ou alors à un rythme trop lent pour subvenir aux besoins des animaux (méthionine, histidine…). Ces deux groupes constituent les acides aminés indispensables. Apportés en excès, les acides aminés ne peuvent être stockés : ils seront alors catabolisés ou excrétés. Par contre, un acide aminé réputé banal peut devenir facteur limitant de la croissance, si son niveau d’apport dans l’aliment est insuffisant et que les acides aminés essentiels permettant sa synthèse sont aussi apportés en quantité limitée (INRA, 1989). Besoins en minéraux Les minéraux sont des constituants essentiels du tissu osseux (calcium, phosphore) ou de l’équilibre osmotique de l’animal (sodium, chlore, potassium). Selon FERRANDO (1969), les plus importants sont le phosphore et le calcium qui jouent un rôle essentiel aussi bien dans l’équilibre humoral que dans la formation du squelette et de la coquille. Un déficit modéré en calcium n’affecte que les volailles en bas âge, tandis qu’un apport insuffisant en phosphore va se 14

traduire par une anorexie, une baisse de la croissance, des troubles locomoteurs graves et même de la mortalité (ISA, 1985). La fourniture du chlorure de sodium est indispensable puisque l’alimentation végétale est largement déficiente en sodium, mais riche en potassium (SMITH, 1992). Besoins en oligo-éléments Ils sont présents dans l’organisme en faible quantité ou à l’état de traces et sont indispensables au déroulement de nombreuses réactions biochimiques. Il s’agit du fer, du cuivre, du zinc, du manganèse, du sélénium, de l’iode, du fluor, du cobalt et du magnésium. Selon (FERRANDO, 1969), avec un apport de 0,4 % de magnésium et 0,045 % de calcium, on note une augmentation du gain de poids et une amélioration de l’ossification.  Besoins en vitamines Ce sont des éléments organiques agissant également à des doses infimes et indispensables au métabolisme, à la protection de l’organisme et à une bonne production. Certains facteurs entraînent une augmentation directe des besoins en vitamines (SAGNA, 2010). Il s’agit : - de températures élevées qui causent une baisse nette de l’ingéré alimentaire, donc de l’apport en vitamines ; - de la teneur énergétique de la ration dont l’augmentation entraîne la baisse de l’ingéré alimentaire. En outre, l’accroissement de la valeur énergétique de la ration provoque une augmentation spécifique des besoins en vitamines B1, B2 et acide pantothénique qui participent aux réactions du métabolisme énergétique ; - de l’addition de graisse à la ration qui accroît les besoins en vitamines E dont l’activité anti-oxydante permet de limiter la formation des peroxydes toxiques pour la cellule et qui dégradent les vitamines A, D et K ; - de la teneur en protéines de l’aliment dont la baisse augmente les besoins en vitamines A ; l’absorption de cette dernière étant liée à l’apport protéique ; 15

- des conditions d’élevage, en particulier le stress qui est un mécanisme consommateur d’énergie et de vitamines. Dans ce cas, les apports de vitamines peuvent devenir insuffisants par rapport aux besoins réels. Besoins en cellulose Son importance est faible dans l’alimentation des volailles. Ainsi, chez le poulet de chair, il est recommandé de ne pas dépasser le taux de 5 % de cellulose brute afin d’éviter une accélération du transit favorable à une mauvaise utilisation de la ration (ANSELME, 1987). Globalement, les besoins alimentaires du poulet de chair sont présentés dans le Tableau IV.

Tableau IV: Les recommandations alimentaires chez le poulet de chair Démarrage

EM(minimum)kcal/kg d’aliment Proteines(minima)% Lysine(minima)% Methionine(minima)% Methionine+cysteine% Cellulose(maxima)% Calcium% Phosphore disponible% Sodium% Chlore% Zinc(g/100kg) Cuivre(g/100kg) Fer(g/100kg) Manganèse Iode(g/100kg) Selenium(g/100kg) Cobalt(g/100kg) Vit A(U.I/100kg) Vit D3(mg/100kg) Vit E(mg/100g) Vit K3(mg/100g) Vit B1(mg/100g) Vit B2(mg/100g) Acide pantothenique(mg/100g) Pyridoxine(mg/100g) Niacine(mg/100g) Acide folique(mg/100g) Vit B12(mg/100g) Vit C(mg/100g) Chlore de choline(mg/100) Biotine(mg/100g)

Croissance

Finition

Farine

Granulé

Farine

Granulé Farine

Granulé

3100 23-26 1,2 0,51 0,90 5 1 0,45 0,17 0,15 4 0,30 2,5 6 0,1 0,02 0,02 2000000 200000 2000 400 100 1000

2900 21,5-26 1,12 0,48 0,84

3100 21,5-25 1,07 0,46 0,83 5 0,90 0,45 0,17 0,15 4 0,30 2,5 6 0,1 0,02 0,02 2000000 200000 1500 300 50 500

2900 20-25 1 0,43 0,77

2850 18-25 0,9 0,39 0,68

3000 18,5-25 0,94 0,40 0,70 5 0,90 0,40 0,17 0,15 2 0,20 0,20 1,5 6 0,1 0,02 2000000 200000 1500 300 50 50

1000 100 3500 60 1 3000

1000 100 3000 60 0,6 3000

800 1000 2500 60 0,6 3000

70000 10

50000 10

Source : (ANSELME, 1987) E.M = Energie Métabolisable 17

I.4.5.2. Matières premières utilisées en alimentation du poulet Les matières premières entrant dans la composition des rations pour poulets sont des ressources alimentaires locales ou alors importées. Elles sont classées en fonction de la nature de leur apport. I.4.5.2.1 Sources d’énergie Céréales Elles constituent la principale source d’énergie dans les aliments pour volailles. Ce sont des aliments essentiellement énergétiques car ils sont riches en matière sèche, composée avant tout d’amidon. Cet amidon est d’une digestibilité élevée ne nécessitant pas de traitements spéciaux, tels que la cuisson. Les principales céréales utilisées sont le mil, le sorgho et le maïs. Le maïs est considéré comme la céréale de choix pour l’alimentation des volailles, de par sa valeur énergétique élevée et la grande constance de celle-ci, que ce soit en fonction de l’année ou de la région de production (LARBIER et LECLERCQ, 1991 ; METAYER, GROSJEAN et CASTAING, 1993). Sous-produits des céréales Il s’agit des sons dont l’utilisation en aviculture tient compte de leur coût faible et de leur importance dans la régulation du transit digestif dont ils empêchent les perturbations à l’origine de diarrhées et constipation (PARIGI-BINI, 1986). Les farines basses de riz présentent l’avantage d’avoir une valeur élevée en minéraux, en oligo-éléments et en énergie (LARBIER et LECLERCQ, 1991). Matières grasses Elles sont issues des huileries (huiles végétales) ou des abattoirs (suif, graisse, saindoux). Ce sont des sources importantes d’énergie métabolisable pour l’alimentation des volailles (SCOTT et al., 1976). Elles permettent d’accroître la valeur énergétique des rations tout en diminuant les indices de consommation.

Les lipides facilitent l’utilisation de matières premières riches en protéines (tourteaux) mais présentant des niveaux d’énergie relativement bas (SAKANDE, 1993). Des travaux de POLIN et HUSSEIN (1982) montrent que les poussins âgés d’une semaine retiennent 25 % de lipides de moins que ceux âgés de 2 à 3 semaines, ceci du fait que les sels biliaires impliqués dans la digestion ne sont pas produits en quantité suffisante chez le poussin, puisque la sécrétion biliaire augmente avec l’âge de la volaille. Selon l’ISA, (1985), l’utilisation de matières grasses d’origine animale, donc riches en acides gras saturés, peut entraîner la formation de savons mal absorbés par les poussins et occasionner une mauvaise utilisation du calcium et par conséquent, une augmentation de l’incidence de la dyschondroplasie tibiale. GAB-WE, (1992) estime que l’huile d’arachide incorporée au taux de 4 % dans la ration du poulet de chair de 6 semaines d’âge donne de meilleurs résultats de croissance. I.4.5.2.2 Sources de protéines Sources de protéines végétales – le tourteau de soja. Il est le plus utilisé dans les rations pour les volailles. C’est le « prince » des tourteaux de par sa richesse en protéines et l’équilibre de ses acides aminés. En effet, ses protéines sont très digestibles et conviennent aux besoins de croissance des oiseaux, quoique déficitaires en acides aminés soufrés (KEBE, 1989). Cependant, on retrouve des substances antitrypsiques qui constituent ainsi le facteur limitant. LARBIER et LECLERCQ (1991) ont montré qu’une cuisson correcte permet d’éliminer plus de 90 % de l’activité antitrypsique. - les tourteaux d’arachide et de coton. Ils sont issus des huileries. Ce sont des sous-produits qui, selon la technique d’extraction (par des solvants organiques comme l’hexane), sont pauvres en matières grasses. Par contre, ce sont de véritables sources de protéines ; les tourteaux d’arachide et de coton sont les 19

plus disponibles en Afrique sub-saharienne. Mais, en plus de la présence d’une substance anti-nutritionnelle (gossipol), les protéines du tourteau de coton sont de qualité moyenne à cause de la faible teneur en lysine et en acides aminés soufrés. Cependant, on peut utiliser ce tourteau dans les rations pour volailles à des taux variant de 5 à 10 %. Toutefois, la tendance est à la production de coton « glandless » dépourvu de substances toxiques (ANGULO-CHACON, 1986). – les levures. Elles sont incorporables dans les rations pour volailles à des taux allant de 2 à 4% (FERRANDO, 1969), voire jusqu’à 10 % pour les poules pondeuses (LARBIER et LECLERCQ, 1991). Les levures sont des sources riches en protéines de très bonne qualité (riche en lysine, tryptophane, thréonine…, mais pauvres en acides aminés soufrés, et en vitamines du groupe B (SCOTT et al., 1976). Le facteur limitant est leur prix élevé. Sources de protéines animales Elles sont importantes à cause de leur richesse en protéines de très bonne qualité biologique. On recommande une quantité qui équivaut au tiers de la ration chez la volaille. Selon OLIVETTI cité par (SAKANDE, 1993), la supériorité de la qualité des matières premières d’origine animale se situerait à trois niveaux : - leur taux élevé en calcium, phosphore et vitamines du groupe B, en particulier en riboflavine - la présence de vitamines B12 (cyanocobalamine), qui est presque absente des aliments d’origine végétale, à l’exception des levures ; - leur teneur énergétique assez élevée du fait de leur plus grande richesse en matières grasses ; - leur meilleur équilibre en acides aminés essentiels. On distingue deux principales sources de protéines animales, la farine de poisson et la farine de sang. – Farine de poisson Elle est riche en protéines de grande valeur biologique, pourvues d’acides aminés indispensables. La limite à leur utilisation vient du fait qu’elles coûtent chères. De plus, au-delà d’un certain seuil, elles donnent leur odeur à la viande. – Farine de sang 20

Elle est plus utilisée dans les régions tropicales. On l’obtient en faisant déshydrater le sang recueilli aux abattoirs. C’est une source très concentrée de protéines dont la digestibilité est diminuée par la présence de fibrinogène. Toutefois, sa teneur en acides aminés permet de couvrir les besoins des volailles (LARBIER et LECLERCQ, 1991).  Sources de minéraux et de vitamines Le calcium et le phosphore constituent les principaux minéraux que doit contenir la ration des volailles. Carbonate de calcium, coquillages marins, poudre d’os et Phosphates en sont les sources majeures. Le chlorure de sodium apporte le sodium et le chlore à la ration. Les oligo-éléments tels que le zinc, l’iode et le magnésium, les vitamines et les additifs alimentaires sont apportés par le prémix ou C.M.V. (Compléments Minéraux Vitaminés).

Au total, plusieurs facteurs peuvent influencer la croissance du poulet de chair dont les facteurs alimentaires. La ration doit apporter des quantités adéquates d’énergie, de matières azotés, de minéraux, de vitamines et d’oligoéléments. Une des principales sources de matières azotées est le tourteau d’arachide produit en quantité importante au Sénégal. Malheureusement cet ingrédient est très souvent contaminé par des toxines produites par des champignons qui sont à l’origine de baisse de performances zootechniques en aviculture. Ce sont les caractéristiques de ces mycotoxines qui font l’objet du deuxième chapitre.

CHAPITRE II : GENERALITES SUR LES MYCOTOXINES II.1. Définition Les mycotoxines (du grec « mycos » : champignon) sont des molécules de faible masse moléculaire issues du métabolisme secondaire des moisissures. Il en existe 300 à 400 types. Elles appartiennent à des familles chimiques très diverses de molécules (JARD, 2009). Elles peuvent se développer sur la plante au champ ou en cours de stockage et douées de potentialités toxiques à l’égard de l’homme et des animaux. Plus de 300 métabolites secondaires ont été identifiés mais seule une trentaine possède de réelles propriétés toxiques préoccupantes. II.2 Les produits alimentaires contaminés par les mycotoxines Les mycotoxines se retrouvent à l’état de contaminants naturels de nombreuses denrées d’origine végétale, notamment les céréales mais aussi les fruits, noix, amandes, grains, fourrages ainsi que les aliments composés et manufacturés contenant ces matières premières destinés à l’alimentation humaine et animale (AFSSA, 2009). Des moisissures productrices de mycotoxines sont également susceptibles de se développer sur d’autres produits agricoles «stockés» tels que le café, le cacao, les fruits secs, les fruits séchés, le vin (QUILLIEN, 2002). Mais chaque espèce de moisissure et chaque souche au sein de chaque espèce, possède ses caractéristiques propres de toxinogenèse et ne se développe que sur un ou plusieurs substrats déterminés. La plupart des mycotoxines sont chimiquement stables et résistent aux changements de température, aux conditions de stockage et aux procédés de transformation. On a cependant pu observer que certains procédés de fabrication réduisaient la teneur du produit fini en mycotoxines.

II.3 Les différents types de mycotoxines et leurs effets toxiques en aviculture Dans l’alimentation animale, l’aflatoxine, les trichothécènes (le déoxynivalénol ou DON, la toxine T-2,…), l’ochratoxine A, la fumonisine, et la zéaralénone sont considérés comme les principales mycotoxines (QUILLIEN, 2002). En fonction du type de toxine et de la dose ingérée, les effets biologiques sont à l’origine de dommages au niveau du foie, du rein, du cerveau (PERAICA et al., 1999, CASTEGNARO et PFOHL-LESZKOWICZ, 2002).  Les aflatoxines Les aflatoxines sont des molécules de faible poids moléculaire (312 à 330), très peu solubles dans l’eau, insolubles dans les solvants non polaires. Très solubles dans les solvants organiques moyennement polaires (chloroforme et méthanol), elles sont assez facilement extraites (AFSSA, 2009). Les aflatoxines B1, B2, G1 et G2 sont susceptibles d’être produites par certaines souches d’espèces appartenant au genre Aspergillus telles que A. flavus pouvant produire les aflatoxines B1 et B2, A. parasiticus et A. nomius (rencontrée rarement) pouvant produire, en plus, les aflatoxines G1 et G2. A. flavus est le principal agent de contamination du maïs et des graines de coton, tandis que A. parasiticus est présent surtout dans les graines d’arachide (AFSSA, 2009). Les aflatoxines sont peu sensibles à la plupart des traitements thermiques (stérilisation, pasteurisation, congélation) ou de séchage (déshydratation, lyophilisation), à l’exception de la torréfaction (AFSSA, 2009). Les conditions les plus favorables pour un développement des Aspergillus et une production d’aflatoxines sont une activité en eau (AW) de 0,84-0,86 et une température comprise entre 25 et 40oC (CHRISTENSEN et al., 1973). Ces proliférations fongiques et les productions d'aflatoxine ont lieu au champ et au cours du stockage.

Les manifestations de l’intoxication par les aflatoxines, sont variables selon la durée d’exposition et la dose, une forme aiguë et une forme chronique pouvant être observées. Les formes aiguës d’intoxication ne sont en général pas observées dans les conditions d’élevage. La forme chronique de l’intoxication est la plus fréquente. Elle fait suite à l’ingestion d’aliments contaminés pendant plusieurs semaines. Les manifestations cliniques observées sont dominées par une diminution des performances (diminution du GMQ, chute de ponte) associée à des hémorragies et des défauts de pigmentation des carcasses. Les lésions hépatiques sont les plus caractéristiques. Une altération des défenses immunitaires est observée mais qui varie avec la dose d’exposition aux aflatoxines et le moment d’exposition à l’agent infectieux. Lors de diminution des performances zootechniques, l’éventuelle implication des mycotoxines sur les productions aviaires est souvent évoquée en l’absence d’autres causes explicatives. Ce comportement est sans doute en partie lié aux observations conduites par HAMILTON (1984) chez le poulet en croissance. Cet auteur est le premier à avoir démontré une altération des performances des animaux lors d’exposition à de faibles doses.  L’ochratoxine A (OTA) Elle est produite par le Penicillium verrucosum, moisissure qui se développe fréquemment au cours du stockage des céréales. On la rencontre également dans les régions tropicales où elle est produite par une autre espèce de champignon, l’Aspergillus ochraceus (QUILLIEN, 2002). C'est un acide organique faible ayant un pKa de 7,1. A pH acide ou neutre, elle est soluble dans les solvants organiques polaires et très peu soluble dans l'eau. A pH alcalin, elle devient soluble et stable dans une solution aqueuse de carbonate monosodique (0,1 M, pH 7,4) ainsi que dans les solutions alcalines aqueuses (AFSSA, 2009). L’ochratoxine A est absorbée tout d’abord au niveau de l’estomac. Elle peut également être absorbée dans l’intestin grêle où elle est hydrolysée en 24

ochratoxine α ou OTα (non toxique) par la carboxypeptidase A et la chymotrypsine. Au niveau du foie, l’OTA est transformée en métabolites mineurs qui permettent une détoxication partielle (JARD, 2009). La température optimale de production d’OTA est de 15°C alors qu'à la température optimale de croissance du champignon peu d’OTA est produite. L’Aw optimale pour la production d’OTA est comprise entre 0,93 et 0,98. La toxicité des ochratoxicoses chez les animaux se manifeste par des dommages rénaux, une anorexie accompagnée d’une perte de poids, des vomissements, l’apparition de conjonctivites (JARD, 2009). Les lésions des reins dues à l’OTA chez tous les mammifères étudiés sont avérées ; elles peuvent être graves ou chroniques selon le taux d’exposition à la mycotoxine. L’OTA semble agir également au niveau du système immunitaire chez la plupart des mammifères. Mais cette toxicité diffère largement d’une espèce à l’autre. Chez certaines espèces, on a observé des malformations congénitales ou l’influence de l’OTA sur la reproduction. Enfin, l’OTA peut perturber l’expression génique mais on ne sait pas encore expliquer de quelle façon la mycotoxine agit (QUILLIEN, 2002). 

Les fumonisines

Les fumonisines des céréales semblent être produites quasi exclusivement au champ, sur maïs et sorgho par des espèces de Fusarium verticillioides (anciennement Fusarium moniliforme) et Fusarium proliferatum. Les facteurs de variation sont moins bien connus que ceux concernant les autres fusariotoxines. A poids équivalent, les fumonisines sont bien moins toxiques que les aflatoxines par exemple, mais elles sont souvent présentes en quantité bien plus élevée (HADJEBA-MEDJDOUB, 2012). Chez de nombreuses espèces animales, les fumonisines sont considérées comme toxiques en raison de leur effet sur la synthèse des lipides présente dans les cellules nerveuses. Mais cet impact sur les mammifères varie en fonction de 25

l’espèce : perte d’appétit, de tonus, dégradation du système nerveux, hépatotoxicité ou encore lésions au niveau des poumons (QUILLIEN, 2002). 

La zéaralenone (ZEA)

Elle est produite par certaines espèces de Fusarium, pendant les saisons fraîches et humides de croissance et de récolte des céréales. Cette toxine est un œstrogène naturel connu, causant des troubles hormonaux chez certaines espèces animales et en particulier le porc (QUILLIEN, 2002). La ZEA et ses dérivés ont la capacité de se fixer de façon compétitive sur les récepteurs œstrogéniques cellulaires. La ZEA est donc un pertubateur endocrinien. Sa fixation est due à sa capacité à adopter une conformation similaire aux œstrogènes naturels tels que le 17β-estradiol (JARD, 2009). 

Les trichothécènes

Les trichothécènes sont des composés neutres d'un point de vue acido-basique. Ils sont généralement solubles dans les solvants modérément polaires tels que les alcools, les solvants chlorés, l’acétate d’éthyle ou l’éther éthylique et parfois quelques-uns étant légèrement solubles dans l’eau (UENO, 1980). Il faut noter que parmi les trichothécènes, le DON et la toxine T-2 sont les plus répandus en aviculture. Le DON, communément appelée vomitoxine, provoque des vomissements chez le porc induisant une réduction de la consommation alimentaire, une diminution du gain de poids et des perturbations de certains paramètres sanguins dont le taux d’immunoglobulines sériques (ROTTER et al., 1996). La toxine T-2 provoque, chez l’animal, une perte de poids, des vomissements, des dermatoses sévères et des hémorragies pouvant entraîner la mort ; elle possède des propriétés immunosuppressives intervenant à la fois sur le système immunitaire des cellules et sur le nombre de macrophages, de lymphocytes et d’érythrocytes (PARENT-MASSIN, 2004). Les différents types de mycotoxines et leurs effets sur les oiseaux sont illustrés dans la figure1. 26

Figure 1 : Les différents types de mycotoxines et leurs effets sur les oiseaux (BIOMIN, 2012) II.4. Les interactions entre différentes mycotoxines Des effets synergiques peuvent exister entre plusieurs toxines (TAJIMA et al., 2002) ; ces interactions peuvent varier selon les espèces. Chez la poule, la combinaison de la toxine T-2 (2mg/kg d’aliment) et du DAS (2mg/kg d’aliment) pendant 24 jours montre des effets additifs sur la prise alimentaire et les lésions orales (DIAZ et al., 1994). L’exposition simultanée aux aflatoxines (AFB1 79%, AFG1 16%, AFB2 4%, AFG2 1% : 2,5 mg/kg) et à la FB1 (100 mg/kg) met en évidence une synergie d’action. Les animaux ont une prise alimentaire et un gain de poids significativement inférieurs à ceux observés après l’administration d’aflatoxines seules ainsi qu’une augmentation des 27

phosphatases alcalines et transaminases (AST) plasmatiques (HARVEY et al., 1995b). D’autres études ont confirmé l’effet synergique de l’association de ces deux toxines sur la prise alimentaire de la poule (HARVEY et al., 1995a ; DILKIN et al., 2003 ; MEISSONNIER, OSWALD et GALTIER, 2005).

Globalement, les modes d'action des mycotoxines sont regroupés en trois principaux mécanismes: - modification du contenu digestif, de l'absorption et du métabolisme des nutriments; - changements dans les fonctions endocriniennes et neuroendocriniennes; - et surtout, suppression du système immunitaire. C’est à travers ces mécanismes d’action que les mycotoxines présentes dans l’aliment de la volaille, constituent un obstacle à l’expression des performances de croissance du poulet de chair. L’utilisation de capteurs de mycotoxines permettra-t-elle de limiter les effets néfastes des mycotoxines dont la présence dans l’arachide et le maïs, intéressants intrants alimentaires de la volaille, est avérée ? C’est pour tenter de répondre à cette question que nous avons mené des essais qui font l’objet de la deuxième partie de ce travail.

DEUXIEME PARTIE : ETUDE EXPERIMENTALE MATERIEL ET METHODES RESULTATS ET DISCUSSION

CHAPITRE I : MATERIEL ET METHODES I.1 MATERIEL I.1.1 Site et période de travail La présente étude s’est déroulée du 09 Mars au 23 Avril 2017 dans un poulailler de la ferme de la société Véto-Partner de Dakar situé à Bambilor dans le département de Rufisque. Le poulailler a été conçu selon les normes préconisées en aviculture en zone tropicale, avec des fenêtres permettant une extraction latérale de l’air et une orientation perpendiculaire aux vents dominants. I.1.2 Les capteurs de mycotoxines Deux types de capteurs de mycotoxines ont été utilisés dans nos essais : le Toxoxl et le Mycofix qui nous ont été fournis par Véto-Partner de Dakar. I.1.2.1 Toxo-xl Le Toxo-xl est un capteur de mycotoxines formé d’un mélange d'argiles de type smectite, qui a été développé après une sélection rigoureuse et l'optimisation des composants individuels d'argile. Il est formé d’un mélange de 2 types d’argile notamment la bentonite (E558) et la montmorillonite. Ce sont des argiles feuilletées avec une surface spécifique d’échange cationique la plus élevée ce qui favorise une liaison des molécules de mycotoxines. Les smectites ont la meilleure efficacité de liaison. Les couches intermédiaires de l’argile fixent les aflatoxines grâce à un processus appelé chimisorption, protégeant ainsi les animaux contre les effets néfastes sur le tractus intestinal. Les complexes sont construits en partageant des électrons du cation d'échange situés sur la surface de l'argile avec les deux groupes carbonyle de la molécule d'aflatoxine (NUTRECO, 2012).

I.1.2.2 Mycofix Le Mycofix est un capteur de mycotoxines constitué d’un mélange homogène de minéraux d’argile utilisé en alimentation des animaux pour limiter leurs impacts sur la santé et la productivité des animaux. Il est constitué essentiellement de la bentonite (E558). Le

composant

majeur

substance

active

est

phyllosilicate

montmorillonite, une forme particulière de contenu typique des smectites. C’est un composant qui élimine la toxicité des trichothécènes, des zéaralénones, l'ochratoxine A et des fumonisines en modifiant leurs structures moléculaires. Cette biotransformation conduit à la production de métabolites non toxiques, respectueuses de l'environnement (BIOMIN, 2012). Il permet également, de par sa composition en argile (bentonite E558) d’effectuer une liaison et une immobilisation sélective des mycotoxines absorbables, comme les aflatoxines dans le tractus gastro-intestinal de

l'animal. Cette adsorption réduit

considérablement la biodisponibilité de la toxine. Mycofix ne fixe pas les éléments nutritifs essentiels, les vitamines ou les minéraux provenant de l'alimentation, même incorporée à la dose recommandée la plus élevée (BIOMIN, 2012). I.1.3 Le matériel animal L’étude a été réalisée à partir de 150 poussins de souche COOB non sexé, livrés par la société Séric Aviboye par le biais du cabinet vétérinaire Véto-Partner. Les oiseaux ont été reçus à l’âge d’un jour avec un poids moyen de 42g. I.1.4 Matériel d’élevage et de contrôle de performance Le matériel d’élevage est composé de : mangeoires, abreuvoirs gradués, lampes électriques, sceaux, litière, désinfectants, médicaments vétérinaires, gaz, radiant.

Le contrôle de performance a nécessité une balance de précision de marque Kitchen scale (1g à 5000g), des grilles pour la séparation des différents lots de poulets. I.1.5 Matériel de fabrication des rations alimentaires Il est composé: - d’une machine de type « broyeur- mélangeur » Incliné (BMI) de marque electra et de capacité 400Kg (Figure 2) - d’une Balance de précision de marque XIANGHAI (1g à 300000g) ; - des matières premières - de bassines - de sacs de 50 kg pour le conditionnement des aliments

Figure 2: Appareil de type « broyeur-mélangeur »

I.2 METHODES I.2.1 Conduite d’élevage I.2.1.1 Préparation du poulailler Vingt et un (21) jours avant l’arrivée des poussins, le bâtiment d’élevage a fait l’objet d’un vide sanitaire. Il a consisté à vider la salle de tout matériel mobile, puis à procéder à un trempage et lavage au savon puis rinçage à grande eau. Après séchage du bâtiment, le sol et les bords du mur ont été peints avec de la chaux mélangée à du crésyl. Tout le matériel d’élevage (abreuvoirs et mangeoires) a également été lavé et désinfecté à l’eau de javel. Une nouvelle désinfection du poulailler et du matériel a été réalisée deux jours avant l’arrivée des poussins. La veille de la réception des poussins, l’aire d’expérimentation délimitée par des grillages en fer désinfectés, a été recouverte d’une couche de 3 cm de litière constituée de copeaux de riz ; les abreuvoirs et mangeoires ont été ensuite mis en place. Un radiant suspendu à environ 1m du sol a servi au chauffage des poussins et un pédiluve a été installé à l’entrée du bâtiment. L’éclairage dans le bâtiment a été permanent durant tout l’essai. Il a été assuré d’une part, par la lumière naturelle (éclairage diurne) et d’autre part, par la lumière artificielle (lumière nocturne assurée par les lampes électriques chargeables). I.2.1.2 Fabrication des rations alimentaires Avant la fabrication des aliments, nous avons prélevé des échantillons de tourteaux d’arachide et de maїs au niveau de différents points de vente des matières premières utilisés en alimentation de la volaille au Sénégal. Ces échantillons ont fait l’objet d’analyse au laboratoire de Véto-partner identifier les aliments contaminés par des mycotoxines. 33

pour

A l’issue de cette analyse, nous avons constaté qu’un échantillon de tourteau d’arachide est très contaminé par l’aflatoxine (150 ppb) et un échantillon de maïs par la fumonisine (2800ppb). Le tourteau d’arachide et le maïs à partir desquels ces échantillons très contaminés ont été prélevés, ont servi de matières premières dans la fabrication des rations alimentaires. La formulation desdites rations a été faite par la société Véto-Partner. La pesée des matières premières, leur broyage et mélange ont été réalisés par nous- même, en collaboration avec des employés de la société Véto-Partner. Conformément au schéma de principe de l’appareil de type broyeur‐mélangeur (Figure 3), , pour la fabrication de chaque ration, nous avons commencé par introduire les matières premières grossières (mais, tourteaux d’arachide,) préalablement pesées dans la trémie à graines, pour les broyer. Ensuite les produits farineux (la farine de poisson, le Prémix poulet 1% et le capteur de mycotoxines (Mycofix ou Toxo-xl), sont pesés et homogénéisés par les mains avant d’être introduits dans le mélangeur. Après 5 à 10 minutes, l’aliment final fabriqué est recueilli et conditionné dans des sacs de 20kg marqué du type d’aliment. La composition des différentes rations expérimentales est présentée en fonction des phases de croissance du poulet de chair dans les tableaux V, VI et VII

Tableau V: Composition des rations expérimentales démarrage Produits %

Ration T

Ration M

Ration Tx

Mais

22,08

tourteau d'arachide

5,6

tourteau de soja

7,964

farine de poisson

3,2

phosphate tricalcique

0,36

Calcium

0,28

Sel

0,04

premix poulet 0,67%

0,268

Mycofix

0,08

Toxo-xl

0,08

lysine

0,1

Methionine

0,108

Le premix poulet est un mélange de vitamines, d’oligoéléments et d’antibiotiques Ration T = ration témoin (sans capteur de mycotoxines); Ration M = ration incorporée de Mycofix; Ration Tx = ration incorporée de Toxo-xl.

Tableau VI: Composition des rations expérimentales croissance

Produits %

Ration T

Ration M

Ration Tx

Mais

36,618

36,319

tourteau d'arachide

tourteau de soja

farine de poisson

3,6

phosphate tricalcique

0,54

Calcium

0,42

Sel

0,06

premix poulet 1%

0,6

Mycofix

0,12

Toxo-xl

0,12

Lysine

Methionine

0,162

Ration T = ration témoin (sans capteur de mycotoxines); Ration M = ration incorporée de Mycofix; Ration Tx = ration incorporée de Toxo-xl.

Tableau VII: Composition des rations expérimentales finition

Produits %

Ration T

Ration M

Ration Tx

Maïs

65,13

tourteau d'arachide

tourteau de soja

5,88

farine de poisson

phosphate tricalcique

0,9

Calcium

0,7

Sel

0,15

premix poulet 0,67%

0,67

Mycofix

0,2

Toxo-xl

0,2

lysine

0,25

Methionine

0,25

Ration T = ration témoin (sans capteur de mycotoxines); Ration M = ration incorporée de Mycofix; Ration Tx = ration incorporée de Toxo-xl.

I.2.1.3 Réception et installation des poussins Nous avons réceptionné les poussins préalablement vaccinés contre la maladie de Newcastle, au cabinet vétérinaire Véto-Partner sis à Guédiawaye. Ils ont ensuite été transportés jusqu’au poulailler où les contrôles suivants ont été effectués : nombre de poussins livrés; poids moyen des poussins ; état de l’ombilic et des pattes. Ce dernier examen utilisé come test de contrôle de qualité, a révélé que tous les poussins sont de bonne qualité. Après leur installation (figure 3), les poussins ont été abreuvés avec de l’eau de robinet additionnée à l’antistress pendant 3 heures de temps avant la distribution de l’aliment démarrage.

Figure 3: poussins d’1 jour installés dans le poulailler

I.2.1.4 Répartition des poussins en lots Dès le premier jour, les 150 poussins ont été répartis en 3 lots (lot T, lot M et lot Tx) : - Lot T : ou lot témoin composé des oiseaux nourris avec les rations (démarrage, croissance, finition) sans capteurs de mycotoxines. - Lot M : constitué par les oiseaux alimentés avec les rations (démarrage, croissance, finition) incorporées de Mycofix. - Lot Tx: lot regroupant les oiseaux auxquels les rations (démarrage, croissance, finition) incorporées de Toxo-xl, ont été distribuées. Chaque lot a été subdivisé au hasard en 3 sous lots (figure 4). Au total 9 sous-lots ont été formés dont 6 sous-lots de 17 poussins et 3 souslots de 16 poussins. Les trois sous lots de chaque lot de poulets sont séparés par des cloisons en grillage. Chaque compartiment a une dimension de 1,5m x 2m, soit une densité moyenne de 11 oiseaux/m2. La répartition des oiseaux par sous-lots a pour but de faciliter les manipulations et les analyses statistiques des données.

Figure 4: Mise en sous-lots des poussins dès le premier Jours d’âge I.2.1.5 Prophylaxie Le programme de prophylaxie que nous avons utilisé est celui en vigueur dans les fermes avicoles de la région périurbaine de Dakar (Tableau VIII) Tableau VIII: Programme de prophylaxie Age (jours) Opérations Produits utilisés 1 Vaccination contre la maladie de Hb1 Newcastle (injection inactivé et par trempage de bec) 1-3 Anti-stress Neoxyvital 9 Gumboro IBDL 9-11 Anti-stress Neoxyvital 14 Rappel Gumboro IBDL 14-16 Anti-tress Neoxyvital 17-19 Anticoccidien Amprolium 21 Rappel Newcastle Hb1(rappel) 21-23 Anti-stress Neoxyvital

I.2.2 Collecte des données I.2.2.1 La consommation alimentaire et d’eau La ration est distribuée deux fois par jour à 08 h et à 17 h et la consommation alimentaire journalière a été évaluée en faisant la différence entre les quantités d’aliments distribuées et les quantités refusées. La mesure de la quantité d’aliment refusée se fait le lendemain, avant la distribution de 08h. L’eau de robinet de la ferme a servi à l’abreuvement durant tout notre essai et la consommation d’eau journalière a été également évaluée dans les mêmes conditions que la consommation alimentaire. I.2.2.2 L’évolution pondérale Elle a été évaluée à partir de pesées hebdomadaires à heures identiques (15 heures) en prenant le poids de chaque sujet à l’aide d’une balance électronique (figure 5).

Figure 5: Séance de pesée des oiseaux I.2.2.3 Le poids de la carcasse Il s’obtient en faisant la différence entre les poids vifs des poulets avant l’abattage et les poids carcasses éviscérées juste après l’abattage. 41

I.2.2.4 Les mortalités Les mortalités ont été enregistrées au cours de l’expérimentation pour pouvoir évaluer le taux de mortalité global et le taux de mortalité par lot de poulets. I.2.3 Evaluation des performances zootechniques Les données collectées au cours de l’essai, ont permis de calculer les quantités d’aliment et d’eau consommées (Ca et Ce), les gains moyens quotidiens (GMQ), les rendements carcasse (RC) et les indices de consommation (IC) à âge type, ainsi que les taux de mortalité (TM). I.2.3.1 La consommation alimentaire et d’eau Dans chaque sous lot, la consommation d’aliment ou d’eau par poulet et par jour, est obtenue en divisant la quantité totale consommée par le nombre de poulets. Ces différents paramètres sont exprimés en grammes.

Consommation alimentaire individuelle(Cai)

Consommation d’eau individuelle(Cei)

I.2.3.2 Le gain Moyen Quotidien (GMQ)

À l’aide des mesures hebdomadaires de poids, nous avons calculé le gain moyen quotidien en faisant le rapport du gain moyen pendant une période sur la durée de la période en jours. Il est exprimé en grammes.

I.2.3.2. l’indice de consommation (IC) Il est calculé en faisant le rapport de la quantité moyenne d’aliment consommée pendant une période sur le gain de poids moyen pendant la même période.

I.2.3.3. Le réndement carcasse (RC) Il a été calculé en faisant le rapport du poids carcasse après éviscération sur le poids vif du sujet à l’abattage. Il est exprimé en pourcentage (%).

I.2.3.4. Le taux de mortalité Le taux de mortalité est le rapport du nombre de morts enregistrés pendant la période d’élevage sur l’effectif total de départ. Il est exprimé en pourcentage (%)

I.2.4 Evaluation de la rentabilité économique Cette analyse a eu pour objectif d’évaluer la rentabilité économique de l’incorporation de chacun des deux types de capteurs de mycotoxines dans l’aliment volaille. Elle a été faite par la différence entre les recettes issues de la vente des poulets et les dépenses liées à l’exploitation. Les dépenses d’exploitation ont concerné certains coûts dont les poussins, l’alimentation, les médicaments, la prophylaxie, la litière, et les dépenses liées à la vente. Toutefois certaines dépenses n’ont pas été prises en compte comme l’eau, l’éclairage, le matériel d’élevage ainsi que la main-d’œuvre de l’éleveur. I.2.5 Analyse statistique des résultats La saisie et l’analyse des résultats ont été faites à l’aide de l’outil informatique. Les variables ont été saisies sur le tableur Microsoft EXCEL sous windows et le logiciel R et le type de test utilisé est l’Anova à un facteur. Les moyennes sont comparées au seuil de 5%, c'est-à-dire que les valeurs dont P est inférieur à 0,05, la différence est considérée comme significative.

CHAPITRE II : RESULTATS ET DISCUSSION II.1 RESULTATS II.1.1

Effets

des

capteurs

mycotoxines

sur

les

performances

zootechniques II.1.1.1. Effets sur la consommation alimentaire Dans tous les lots, la consommation alimentaire des poulets croît avec l’âge, avec cependant une baisse en fin de croissance (tableau IX, figure 6). De la 1ème à la 4ème semaine de l’essai, la consommation alimentaire moyenne journalière du lot M a été plus importante, ensuite vient celle du lot Tx et enfin le lot T qui a été moins importante par rapport à M et Tx. Cependant, on note à la 4ème et à la 6ème semaine d’expérience une consommation alimentaire plus importante pour le lot T et le lot Tx mais qui est faible par rapport à celle du lot M. L’analyse statistique révèle que la consommation alimentaire moyenne journalière par poulet sur toute la durée de l’expérience, a été plus importante pour le lot M avec 79,07±6,72g, suivi de celle du lot Tx avec 77,68±6,24g et enfin vient celle du lot T avec 77,23±4,62g. La consommation alimentaire des poulets du lot M a été significativement supérieure à celles des lots Tx et T (p< 0,05). Par contre le lot Tx et le lot T ont une consommation alimentaire qui ne présente pas de différence significative (p> 0,05). Il en résulte que l’incorporation du capteur de mycotoxines Mycofix dans un aliment contaminé par ces toxines améliore l’appétit du poulet de chair.

Tableau IX: Consommation moyenne d’aliment par lot (en g/jour/sujet) Ages en semaines

Lots

signification

20,86± 3,17 a

26,86±3,17 b

20,61±5,51 a

42,06±2,11 a

46,32±1,19 b

43,90±1,05 c

71,25±2,03 a

74,40±1,05 b

71,75±1,51 a

98,24±17,91a

102,01±9,48 b 100,10±6,43 c

113,05±3,93 a

107,83±11 b

110,9±5,48 c

121,03±8,33 a

117,04±14,44b 116,96±6,23b

77,68±6,24 a

79,07±6,72 b

6 Global 1-6

77,23±4,62 a

NB : les moyennes suivies de lettres différentes au sein d’une même ligne sont significativement différentes (P<0,05) - Lot T : oiseaux nourris avec les rations sans capteurs de mycotoxines. - Lot M : oiseaux dont les rations ont été incorporées de Mycofix. - Lot Tx : oiseaux alimentés avec les rations incorporées de Toxo-xl. La lettre S indique que la différence entre les valeurs de la ligne correspondante est significative (p < 0,05).

Figure 6: Evolution de la consommation moyenne d’aliment (en g/jour/sujet) II.1.1.2 La consommation d’eau La consommation d’eau par les poulets des différents lots, est présentée dans le tableau VIII. La figure 7 illustre l’évolution de cette consommation d’eau. Sur l’ensemble de la période d’élevage, la consommation moyenne d’eau a été de 132,99±13,17 g/sujet pour les poulets nourris avec les rations sans capteurs de mycotoxines, de 145,43±16,78 g/sujet pour les poulets dont les rations ont été incorporées de Mycofix et de 134,69±10,72 g/sujet pour les poulets alimentés par les rations incorporées de Toxo-xl. Ces résultats nous montrent que tout comme la consommation d’aliment, la consommation d’eau des trois lots est significativement différente (P<0,05) les uns des autres avec les poulets du Lot M qui ont consommé plus d’eau que ceux des lots Tx et T.

Tableau X: Consommation moyenne d’eau en fonction des lots (en g/j/sujet) Ages en

Lots

semaines

Significations

43,69±1,36 a

47,11±5,30 b

51, 31±23,67 c S

72,34±5,15 a

75,58±1,40 b

74,47±1,4 b

110,62±5,15 a

119,50±16,17 b 104,80±13,31 c S

172,13±29,42 a 196,73±38,77 b 158,02±8,55 c

108,41±29,53 a 211,46±23,26 b 203,25±8,55 c

218,75±8,39 a

Global 1-6

132,99±13,17 a 145,43±16,78 b 134,69±10,72 a S

222,19±15,77 b 216,28±8,98 a

NB : les moyennes suivies de lettres différentes au sein d’une même ligne sont significativement différentes (P<0,05) - Lot T : oiseaux nourris avec les rations sans capteurs de mycotoxines. - Lot M : oiseaux dont les rations ont été incorporées de Mycofix. - Lot Tx : oiseaux alimentés avec les rations incorporées de Toxo-xl. La lettre S indique que la différence entre les valeurs de la ligne correspondante est significative (p < 0,05).

Figure 7: Courbes d’évolution de la consommation d’eau en fonction des lots II.1.1.3 L’évolution pondérale Le tableau XI montre qu’à partir de (J8), le poids moyen des oiseaux du lot M est significativement différent des deux autres lots Tx et T (p < 0,05) avec respectivement 151,86±12,89 g ; 141,11±0,44g et 140,07±1,39 g, pour les lots M, Tx et T. Les oiseaux du lot M pèsent plus lourds que ceux du lot Tx qui à leur tour pèsent plus lourd que ceux du lot T. Du 8ème au 43ème jour de la durée de l’expérience, l’évolution pondérale s’est faite dans le même sens. Par ailleurs, le poids des oiseaux de tous les lots augmentent avec l’âge (figure 8). A l’abattage, c’est-à-dire au terme de la période d’élevage, les poulets du lot nourri avec les aliments incorporés de capteurs de mycotoxines, Mycofix et Toxo-xl ont pesé significativement (p < 0,05) plus lourds que les poulets dont les rations ne contiennent aucun capteur de mycotoxines. Le poids de chaque poulet à l’abattage est en moyenne de1285,11±26,90g pour le lot témoin, 1456,03±77,21g pour le lot M (Mycofix) et 1304,73±84,18g pour les poulets du lot T (Toxo-xl) 49

L’incorporation de capteurs de mycotoxine dans l’aliment, a accélérer la croissance du poulet de chair de manière significative (p < 0,05), surtout avec le Mycofix. Tableau XI: Evolution du poids moyen des oiseaux (en g) Ages en (jours)

Lots

Significations

140,07±1,39 a

151,86±12,89 b

141,11±0,44 c

226,42±18,01 a

238,81±12,89 b

219,58±5,05 c

425,96±61,22 a

468,08±24,50 b

437,83±36,98 c

874,27±38,25 a

883,57±50,63 b

853,13±14,37 c

1176,04±34,09 a 1286,10±59,65 b 1304,73±119,92c S

1285,11±26,90 a 1456,03±77,21b 1304,73±84,18 c S

NB : les moyennes suivies de lettres différentes au sein d’une même ligne sont significativement différentes (P<0,05)

- Lot T : oiseaux nourris avec les rations sans capteurs de mycotoxines. - Lot M : oiseaux dont les rations ont été incorporées de Mycofix. - Lot Tx : oiseaux alimentés avec les rations incorporées de Toxo-xl. La lettre S indique que la différence entre les valeurs de la ligne correspondante est significative (p < 0,05).

Figure 8: Evolution du poids vif des poulets (en g/sujet) II.1.1.4 Gain Moyen Quotidien Dans le Tableau XII, est présentée l’évolution du gain moyen quotidien des poulets des différents lots avec son illustration à la figure 9. Sur l’ensemble de la période de l’essai, le lot M présente un meilleur GMQ qui est de 33,93±503g suivi du Lot Tx (33,77±5,54g), puis du lot T qui présente le plus faible GMQ avec 30,59±4,49g. Le QMG des poulets des lots M et Tx, est significativement supérieur à celui des poulets du lot T (p < 0,05). Ces résultats nous montrent que l’incorporation des capteurs de mycotoxines dans les rations alimentaires contaminées par des mycotoxines augmente le GMQ des poulets de chair.

Tableau XII: Gain moyen quotidien par semaine (en g). Ages semaines

Significations

en Lots T

20,01±0,21 a

21,68±0,21 b

20,16±0,06 a

12,34±2,4 a

12,44±2 a

11,21±0,78 b

28,51±7,14 a

32,75±2,52 b

31,18±4,56 c

64,04±14,14 a

59,35±10,44 b

59,76±6,21 b

43,11±1,24 a

57,50±12,62 b

63,06±15,26 c

15,58±1,84 a

19,87±2,37 b

17,27±6,35 c

Global 1-6

30,59±4,49 a

33,93±503 b

33,77±5,54 b

Figure 9: diagramme de Gain moyen quotidien par semaine (en g). II.1.1.5 Indice de Consommation L’indice de consommation enregistré dans chaque lot (Tableau XIII, figure 10) a subi une augmentation avec l’âge, de la première jusqu’à la fin de la deuxième semaine. De la 3ème jusqu’à la 5ème semaine, les lots M (1,9±0,24) et Tx (1,79±0,4) ont les plus faibles IC et sont significativement différents du lot T qui a un IC largement supérieur (2,62±0,16). Par contre, à la 6ème semaine, c’est le lot M qui a l’IC le plus faible par rapport au lot T et Tx. A partir de cette période, on observe une augmentation de l’IC chez les poulets des lots T et Tx. Sur l’ensemble de la période d’élevage, l’indice de consommation cumulé est significativement (P<0,05) plus faible chez les poulets du lot M (2,64±0,5) que chez les poulets des lots T (3,18±0,49) et Tx (3±0,74) dont les ICC ne sont pas significativement différentes (P>0,05).

Tableau XIII: Indice de consommation par lot de poulets de chair Ages en

Traitements

semaines

Significations

Lot T

Lot M

Lot Tx

1,02±0,21 a

1,19±0,23 b

1,02±0,35 a

3,49±0,76 a

3,78±0,70 a

3,88±0,18 a

2,59±0,66 a

2,28±0,15 b

2,33±0,33 a

1,55±0,23 a

1,76±0,47 b

1,64±0,1 a

2,62±0,16 a

1,9±0,24 b

1,79±0,4 b

7,81±0,9 a

4,96±1,19 b

7,34±3,09 a

Global 1-6

3,18±0,49 a

2,64±0,5 b

3±0,74 a

Figure 10: Evolution de l’indice de consommation II.1.1.6 Caractéristiques de la carcasse Pour le poids carcasse, les poulets des lots M présentent les carcasses les plus lourdes, suivi des poulets du lot Tx ; les poids carcasses les plus faibles ont été obtenus avec le lot T. L’analyse statistique confirme les variations du poids carcasse (P < 0,05), avec des moyennes par poulet de 1252,94±77,21g pour le lot M, 1222,54±84,18g pour le lot Tx et 1082,02±26,90g pour le lot T. Pour le rendement carcasse, c’est le lot M qui présente le meilleur rendement avec 86,05% suivi du lot Tx avec 85,73 % et enfin du lot T avec 84,20%. Le rendement carcasse, des lots M et Tx sont comparables (p>0,05) avec des valeurs significativement (P < 0,05) supérieures à celles du lot T. Il en ressort de ces résultats, que l’incorporation de capteur de mycotoxines Mycofix ou Toxo-xl dans les rations alimentaires contaminées par des mycotoxines, a un impact positif aussi bien sur le poids carcasse que sur le rendement carcasse des poulets de chair. 55

Tableau XIV: Poids carcasse et rendement carcasse des différents lots de poulets Lots Lot T

Poids Carcasse (en g)

Lot M

Significations Lot Tx

1082,02±26,90a 1252,94±77,21b 1222,54±84,18c S

Rendement Carcasse (%) 84,20±0,34 a

86,05±0,7b

85,73±0,83b

NB : les moyennes suivies de lettres différentes au sein d’une même ligne sont significativement différentes (P<0,05). - Lot T : oiseaux nourris avec les rations sans capteurs de mycotoxines. - Lot M : oiseaux dont les rations ont été incorporées de Mycofix. - Lot Tx : oiseaux alimentés avec les rations incorporées de Toxo-xl. La lettre S indique que la différence entre les valeurs de la ligne correspondante est significative (p < 0,05). II.1.1.7 Taux de Mortalité Sur toute la durée du cycle de croissance des poulets de chair, nous avons enregistré deux (2) mortalités au démarrage et douze (12) en finition. Ceci nous donne un taux de mortalité global de 10,71%. Dans le lot témoin, neuf (9) sujets sont morts soit un taux de mortalité de 18%, alors que dans le lot Tx nous avons enregistré trois mortalités soit un taux de mortalité de 6% et dans le lot M seulement 2 mortalités soit 4% de taux de mortalité. 56

L’incorporation de capteur de mycotoxines dans la ration contaminée par ces toxines, a permis de réduire de manière significative la mortalité chez le poulet de chair. II.1.2 Effets des capteurs de mycotoxines sur la rentabilité économique de l’élevage II.1.2.1 Estimation du coût de production L’étude menée vise non seulement à évaluer l’impact de l’incorporation des capteurs de mycotoxines dans les rations sur les performances de croissance du poulet de chair, mais aussi à évaluer la rentabilité économique. Nous avons évalué les coûts de production de chacun des trois lots. Dans notre estimation, nous avons tenu compte des éléments essentiels qui entrent dans le cycle de production (tableau XV). Par contre, l’amortissement du bâtiment, le matériel d’élevage, l’eau, l’éclairage, de même que la main d’œuvre n’ont pas été pris en compte. Le coût de production par poulet est de 1979,3 FCFA pour le lot T, 2068,95 FCFA pour le lot M et 2066,87 FCFA pour le lot Tx. Tableau XV: Estimation du coût de production (en CFA) CHARGES Poussins Aliments Produits vétérinaires Copeau de riz Prophylaxie Transport Dépenses liées à la vente

lot T (prix en FCFA) 480 786,66 33,33 13,33 48,66 166,66 170,66

lot M (prix en FCFA) 480 876,31 33,33 13,33 48,66 166,66 170,66

lot Tx (prix en FCFA) 480 874,23 33,33 13,33 48,66 166,66 170,66

Autres dépenses

280

Total

1979,3

2068,95

2066,87

II.1.2.2 Estimation de la rentabilité économique Le tableau XVI présente les recettes issues de la vente des poulets de chair. Le bénéfice net par poulet (tableau XVI) en tenant compte de l’ensemble du cycle de production et des charges, est de: 10,53 CFA pour le lot Tx, nourri par une ration incorporée de Toxo-xl ; 61,15 FCFA pour le lot M, nourri par une ration incorporée de Mycofix ; Par contre, pour le lot T nourri par une ration sans capteur de mycotoxines, on a enregistré une perte de 139,9 FCFA. Les résultats de l’analyse économique montrent que même si le bénéfice engrangé n’est pas significatif, l’incorporation des capteurs de mycotoxines dans la ration du poulet de chair contaminée par des mycotoxines, permet d’éviter les pertes liées à la morbidité de ces toxines. Tableau XVI: Estimation des bénéfices nets par poulet de chair

Lots

CPP(CFA) PMC(kg) PKP(CFA)

PP(CFA)

BNP(CFA)

Lot T

1979,3

1,082

1700

1839,4

-139,9

Lot M

2068,95

1,253

1700

2130,1

61,15

Lot Tx

2066,87

1,222

1700

2077,4

10,53

CPP = Coût de Production par Poulet PMC = Poids Moyen de la Carcasse PKP = Prix d’un Kilogramme de Poulet PP = Prix Moyen d’un Poulet BNP = Bénéfice Net 58

II.2. DISCUSSION II.2.1. Effets des capteurs de mycotoxines sur les performances zootechniques du poulet de chair II.2.1.1.Effets sur la consommation alimentaire et hydrique Nos résultats font apparaitre une faible consommation alimentaire au niveau du lot T nourri à la ration sans incorporation de capteurs de mycotoxines par rapport au lot M dont la ration a été incorporée de Mycofix. Ces résultats laissent supposer que Mycofix a permis de limiter les effets délétères

des

mycotoxines sur l’appétit des poulets. En effet, la plus faible consommation alimentaire enregistrée

avec le lot T, pourrait être due à la présence des

aflatoxines qui, selon GARGEES et SHAREEF (2009), entrainent une perte nette de l’appétit des oiseaux. L’action prédominante de Mycofix sur les aflatoxines par rapport aux autres types de capteurs de mycotoxines tel que rapporté par les mêmes auteurs, pourrait également expliquer que l’appétit des poulets du lot M soit plus aiguisé que celui des poulets du lot Tx. Par ailleurs, s’il n’y a pas eu amélioration de l’appétit chez les poulets nourris à l’aliment incorporé de Toxo-xl à un taux de 2,5kg/tonne par rapport à ceux dont la ration ne contient aucun capteur de mycotoxine, cela peut être lié à un sous dosage du capteur dans la ration. En effet, il est recommandé une incorporation de Toxoxl jusqu’à hauteur de 5 kg /tonne d’aliment pour des rations fortement contaminées

par

les

mycotoxines,

pour

améliorer

les

performances

zootechniques de la volaille dont la consommation alimentaire (NUTRECO, 2012). Sur l’ensemble de la période d’élevage, la consommation alimentaire par poulet a varié en moyenne entre 77 et 79 g d’aliment par jour, alors que la consommation alimentaire de la souche Cobb dans les conditions optimales d’élevage, est de 96, 42 g (COBB, 2008). Le faible appétit enregistré chez nos 59

poulets par rapport à la norme, peut être lié aux conditions climatiques dont la chaleur. En effet, chez les volailles en croissance, une température ambiante supérieure à 25°C peut modifier en même temps la vitesse de croissance, la consommation alimentaire et l’état d’engraissement des oiseaux (KOLB, 1975 ; SANOFI SANTE ANIMALE, 1996). Concernant la consommation d’eau, nous avons remarqué que les poulets des lots M et lot Tx ont plus consommé que ceux du lot T. Ces consommations sont en corrélation avec leurs différents niveaux de consommations d’aliments ce qui nous semble normale en ce sens que la consommation d’eau est très liée à la consommation alimentaire. En effet, KELLERUP et al. (1965) trouvent que la réduction de la prise alimentaire et de la croissance ainsi engendrée, est proportionnelle au degré de la réduction de la consommation d’eau chez le poulet. La légère supériorité de la quantité d’eau bue par le lot M par rapport au lot Tx expliquerait davantage cette relation entre consommation alimentaire et consommation d’eau, les poulets du lot M ayant eu un appétit légèrement plus élevé que ceux du lot Tx. II.2.1.2 Effets sur l’évolution pondérale et le GMQ L’incorporation de capteurs de mycotoxine dans l’aliment, a accéléré la croissance du poulet de chair de manière significative (p < 0,05), surtout avec le Mycofix. Au terme de la période d’élevage, les poulets du lot M présente des poids vifs supérieurs à ceux du lot Tx et T, ce qui s’expliquerait par le fait que l’incorporation du capteur Mycofix dans la ration, a limité l’effet de baisse du poids vif des poulets par les aflatoxines conformément aux observations faites par NUTRECO (2012). D’une manière générale, les mycotoxines altèrent les tissus intestinaux (KOLF-CLAUW et al., 2009 ; PINTON et al., 2012), compromettant ainsi l’absorption des nutriments et de ce fait conduisant à une baisse du GMQ et donc du poids vif des oiseaux. AWAD et al. (2011) confirme 60

cela en montrant que l’exposition de poulets à de la nourriture contenant 1mg/kg de

mycotoxines entraine une inhibition du transport du glucose et une

diminution de la surface de la paroi intestinale, ce qui se solde par une malabsorption du glucose et une baisse des performances de croissance (GMQ, Poids vif). Au total, la meilleure évolution pondérale des poulets des lots M et Tx par rapport à ceux du lot T pourrait s’expliquer par l’effet des capteurs de mycotoxines qui ont permis aux oiseaux moins altérée par ces toxines, alors que la croissance des poulets dont l’aliment ne contient pas de capteurs de mycotoxines a été perturbée par l’altération de la digestion et de l’absorption des aliments par les mycotoxines. Une autre hypothèse de la contre-performance des poulets du lot T par rapport à ceux du lot M, est le résultat de l’effet anorexigène de ces mycotoxines. En effet, nous avons constaté que les poulets lot T ont accusé un retard de croissance par rapport au lot M sur toute la durée de l’expérimentation, et ce retard coïncide avec une nette diminution de l’ingestion alimentaire du lot T par rapport au lot M. Globalement, en tenant compte de tous les lots, le poids vif du poulet à l’abattage varie en moyenne entre 1304,73g et 1456,03g ; ces valeurs sont nettement inférieures à la norme de 2456g de la souche Cobb (COBB, 2008). Le GMQ de nos poulets qui varie entre 30,59g et 33,93g est également très en deçà de celui de 68 g de la souche COOB 500 (COBB, 2015). Le ralentissement de la croissance de nos poulets par rapport à celle de la souche dans les conditions optimales d’élevage, peut être lié aux effets néfastes des mycotoxines sur l’appétit et l’utilisation digestive des aliments, effets que l’utilisation des capteurs de ces toxines n’a pas totalement éradiqués. Cette hypothèse est conforme aux observations de KELLERUP et al. (1965) qui, en utilisant le même taux de Mycofix dans une ration qui a été exposée à de fortes doses d’aflatoxines (2,5 et 3,5 ppm), ont obtenu de faibles taux de résidus

d’aflatoxines dans le foie des poulets, mais avec un faible impact sur les performances des poulets. II.2.1.3. Effets sur l’indice de Consommation Les IC que nous avons enregistrés pour tous les lots (3,18 ; 2,64 ; 3) sont supérieurs à celui rapporté par LARBIER et LECLERCQ (1991) qui varie de 0,88 à une semaine d’âge à 1,95 à 49 jours d’âge. L’IC très élevé dans nos essais et dépassant la limite de 2, serait dû à une mauvaise assimilation alimentaire causée par une altération de la muqueuse intestinale par les mycotoxines conformément à ce qui est rapporté par KOLF-CLAUW et al., (2009), et PINTON et al., (2012). Nous avons remarqué, durant les phases de croissance et finition, une dégradation progressive de l’IC dans tous les lots. Cette augmentation de l’IC avec l’âge, correspond aux résultats obtenus par LARBIER et LECLERCQ (1991). Cette dégradation de l’IC durant cette période serait probablement due à la forte teneur en énergie de l’aliment par l’incorporation de l’huile de soja dans les rations, conformément aux observations faites par ces mêmes auteurs. L’IC significativement plus faible chez les poulets du lot M par rapport à ceux des deux autres lots, confirme la meilleure efficacité du Mycofix par rapport au Tomofix, dans l’atténuation des effets négatifs des mycotoxines sur l’assimilation digestive des nutriments. II.2.1.4 Effets sur les caractéristiques de la carcasse Nos résultats ont montré que l’incorporation de capteur de mycotoxines dans la ration du poulet de chair, améliore le poids carcasse et le rendement carcasse. Ces résultats se justifient sans doute par une meilleure efficacité alimentaire due à l’action des capteurs de mycotoxines. La différence entre le lot M et le lot Tx pour le rendement carcasse n’est pas significative, bien que le poids carcasse du lot M soit supérieur à celui du lot Tx. Cela peut s’expliquer par le fait que Toxo-xl incorporé dans l’aliment réduit 62

significativement le poids des organes à l’instar du foie, du gésier et des reins (NUTRECO, 2012). II.2.1.5. Effets sur la mortalité Nous avons enregistré un taux de mortalité global de 10, 71% qui est nettement supérieur au taux acceptable de 5% en élevage avicole en Afrique tropicale (PARENT et al., 1989). Ce fort taux de mortalité est probablement lié à l’action des mycotoxines. Cette hypothèse se justifie par le taux de mortalité plus élevé chez les poulets du lot témoin que chez les poulets dont la ration a été incorporée de capteur de mycotoxines. II.2.2 Effets des capteurs de mycotoxines sur la rentabilité économique de l’élevage du poulet de chair Les résultats de notre étude indiquent que l’incorporation des capteurs de mycotoxines dans l’aliment volaille même s’il n’est pas économiquement très rentable, permet de manière significative de limiter les pertes dues aux effets délétères des mycotoxines. En effet, avec le Mycofix et Toxo-xl, on a enregistré un bénéfice par poulet respectivement de 61 FCFA et 10 FCFA, alors que l’utilisation d’un aliment contaminé par des mycotoxines et non incorporé de capteur de mycotoxines, se traduit par une perte de 139FCFA par poulet. Dans l’ensemble, ces contre-performances économiques peuvent être en relation avec le fait que le tourteau d’arachide et le maїs que nous avons utilisé, sont contaminés par des mycotoxines et que par conséquent, les mycotoxines ont directement altéré la croissance des poulets de chair par une altération de l’assimilation alimentaire durant toute la période d’élevage. Ces effets délétères des mycotoxines ont été réduits par les capteurs de mycotoxines sans totalement les anéantir. D’une manière générale, nos résultats font apparaître que l’utilisation de capteur de mycotoxines (Mycofix ou Toxo-xl) dans la ration, améliore significativement les performances de croissance du poulet de chair par rapport à une ration sans 63

capteur de mycotoxines. Nos résultats sont contraires à ceux obtenus par TARE (2014) qui a montré que l’incorporation de ces capteurs de mycotoxines dans la ration, ralentit la croissance du poulet de chair et n’est pas rentable ; avec le Mycofix, il a enregistré une perte par poulet de 272 FCFA. La différence entre nos résultats et ceux de TARE (2014) se justifie probablement par une différence dans l’approche méthodologique. En effet, cet auteur a, dans ses essais, augmenté l’apport en tourteaux d’arachide qui est certes le principal produit alimentaire qui peut être contaminé par les mycotoxines dont les aflatoxines, mais il n’a pas fait au préalable une analyse pour s’assurer d’une contamination effective de cet ingrédient. Il se pourrait donc que le tourteau d’arachide qu’il a utilisé ne soit pas contaminé par des mycotoxines, ce qui expliquerait les résultats qu’il a obtenus.

CONCLUSION GENERALE Pour faire face à une démographie qui croît très rapidement et dans le but de satisfaire aux besoins de plus en plus importants de la population en protéines d’origine animale, l’aviculture moderne s’est développée ces dernières années dans la plupart des pays au sud du Sahara à l’instar du Sénégal. Mais l’intensification des productions avicoles qui pourrait garantir la couverture des besoins en denrées d’origine animale à la plus grande majorité des consommateurs, est limitée par certains facteurs dont l’alimentation qui représente 60 à 70% des coûts de production. Une des solutions à la réduction de ce facteur de production, réside dans l’utilisation d’intrants locaux dont le tourteau d’arachide. Malheureusement cet ingrédient qui constitue une source de protéines très disponible au Sénégal pour l’alimentation de la volaille, est très souvent contaminé par des mycotoxines qui altèrent les performances de production de la volaille. Il est donc possible de réduire les coûts de production et de garantir l’accessibilité du poulet au consommateur, en y associant des capteurs de mycotoxines dans la ration pour limiter les effets néfastes de ces toxines produites par des champignons. C’est dans ce contexte que se situe notre étude dont l’objectif général consiste à évaluer les effets de deux types de capteurs de mycotoxines (Mycofix et Toxoxl) incorporés dans l’aliment contaminé par des mycotoxines, sur les performances de croissance du poulet de chair. L’étude a porté sur 150 poussins, répartis en 3 lots de 50 sujets. - Lot T : qui correspond au lot témoin constitué de poulets nourris avec les rations (démarrage, croissance, finition) sans capteurs de mycotoxines.

- Lot M : composé par les oiseaux alimentés avec les rations (démarrage, croissance, finition) incorporées de Mycofix. - Lot Tx: qui concerne les poulets auxquels les rations (démarrage, croissance, finition) incorporées de Toxo-xl, ont été distribuées. Les différents paramètres étudiés sont les suivants : 1. les performances de croissance en fonction du type de capteur de mycotoxines 2. la rentabilité économique de l’utilisation de chaque capteur de mycotoxines. Au terme de cette étude, nous avons obtenu les résultats suivants : 1. Pour les performances de croissance La consommation alimentaire moyenne est de 77,68 g ; 79,07g et 77,23g respectivement pour le lot T, le lot M et le lot Tx. La différence de ces valeurs entre le lot M d’une part et les lots T et Tx d’autre part est significative (P<0,05). L’utilisation du Mycofix a significativement amélioré l’appétit des poulets.  La consommation moyenne d’eau par poulet est de 132,99g pour le lot T ; 145,43g et 134,69g pour le lot Tx lot M. Cette consommation d’eau a évolué dans le même sens que celle des aliments avec les poulets du lot M qui ont significativement

consommé plus d’eau que ceux des deux autres lots

(P<0,05). Le poids vif moyen du poulet à l’abattage est de 1285,11g pour le lot T ; 1456,03g pour le lot M et 1304,73g pour le lot Tx avec une différence significative entre ces valeurs. Les poulets dont les rations ont été incorporées de Mycofix sont significativement plus lourds suivis des poulets du lots TX ; les plus faibles poids ont été enregistrés chez les poulets du lot T dont les rations sont sans capteur de mycotoxines (P<0,05). Le GMQ qui présente les mêmes différences significatives (P<0,05) entre les lots, est de 30,59g pour le lot T ; 33,93g pour le lot M et 33,77g pour le lot Tx. 66

L’ indice de consommation cumulé des poulets du lot M (2,64) est significativement inférieur à ceux des poulets des lots T et Tx qui sont respectivement de 3,18 et 3. Les poulets du lot T présentent les carcasses les moins lourdes avec un poids de 1082,02 g contre 1252 ,94g pour le lot M et 1222,54g pour le lot Tx. Le rendement carcasse est de 84,20 % pour le lot T ; 86,05 % pour le lot M et 85,73 % pour le lot Tx. Les poulets dont les rations ont été incorporées de capteurs de mycotoxines ont un rendement carcasse significativement (P<0,05) supérieur à celui des poulets dont les rations ne contiennent pas de capteur de mycotoxines. Le taux de mortalité global a été de 10,71 % avec cependant des mortalités significativement plus élevées chez les poulets du lot T (18%) dont la ration n’a pas été incorporée de capteur de mycotoxines par rapport aux poulets du lot M (4%) dont la ration a été incorporée de Mycofix et aux poulets du lot Tx (6%) qui ont été nourris avec un aliment contenu du Toxo-xl. En somme, l’incorporation de capteurs de mycotoxines, en particulier du Mycofix dans la ration du poulet de chair contaminée par des mycotoxines, se traduit par une amélioration des performances de croissance et une réduction significative des mortalités causées par ces toxines. 2. Pour la rentabilité économique de l’utilisation des capteurs de mycotoxines Les résultats de notre étude indiquent que l’incorporation des capteurs de mycotoxines dans l’aliment volaille, ne permet pas de réaliser de véritables profits même si on enregistre un bénéfice de 61 FCFA/poulet pour le lot nourri à l’aliment incorporé de Mycofix et 10 FCFA/poulet pour le lot nourri à l’aliment incorporé Toxo-xl.

Par contre ces capteurs de mycotoxines ont permis de limiter les pertes économiques dues à l’action des mycotoxines puisqu’avec l’aliment sans capteur nous avons enregistré une perte de 139 FCFA/ poulet produit. Au vu de ces résultats, nous pouvons conclure que l’incorporation des capteurs de mycotoxines (Mycofix et Toxo-xl), en particulier le Mycofix dans la ration du poulet de chair contaminée par ces toxines, permet de limiter les pertes économiques dues à la baisse des performances zootechniques. Il nous paraît cependant utile d’approfondir ces recherches pour entre autres déterminer les conditions optimales d’utilisation de ces capteurs de mycotoxines qui permettraient de réaliser un maximum de profit à travers une amélioration significative des performances de croissance du poulet de chair.

REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES 1. AHONZIALA KOYABIZO Y.F., 2009. La poule, l’aviculture et le développement. Sciences et techniques de bases. Ouvrage disponible en version papier ... ISBN : 978-2-296-09255-6 • 152 pages 2. AFSSA, 2009. Evaluation des risques liés à la présence de mycotoxines dans les chaînes alimentaires humaine et animale. Rapport final.-Paris : AFSSA.244p 3. AHAMET M., 2004. Incidence économique de la maladie de Gumboro sur les performances des poules pondeuses : Cas des poules élevées en cage dans la région de Dakar (SENEGAL). Thèse : Méd. Vét. : Dakar ; 20. 4. ANGULO-CHACON I., 1986. Ressources nutritionnelles locales dans un pays tropical. Revue de l’alimentation animale, (395): 41-48. 5. ANSELME B., 1987. L’aliment composé pour volaille du Sénégal : situation actuelle, contribution à son amélioration pour une meilleure valorisation des ressources nutritionnelles locales. Thèse: Méd.Vét, Toulouse; 87. 6. AWAD W. A., VAHJEN W., ASCHENBACH J. R. et ZENTEK J., 2011. A diet naturally contaminated with the Fusarium mycotoxin deoxynivalenol (DON) down regulates gene expression of glucose transporters in the intestine of broiler chickens 7. BAI Y., MILTON L., SUNDE L. et COOK M. E., 1994. Molybdenum but not copper counteracts cysteine induced tibial dyschondroplasia in broiler chicks. J. Nutr., 124: 588‐593. 8. BALZER D., TARDIEU D., BAILLY J-D. et GUERRE P., 2004. Les trichothécènes : nature des toxines, présence dans les aliments et moyens de lutte. Revue Méd. Vét, 155(6) : 299-314.

9. BEATTIE J. H. et AVENELL A., 1992. Trace element nutrition and bone metabolism. Nut. Res. Rev., 5: 167-188. 10. BLOOD D. et HENDERSON A., 1976. – Médecine vétérinaire. – 2è éd. – Paris : Vigot et frères. – 1100p. 11. BOUGON M., JACQUET J., L’HOSPITALIER R. et LE CUYER T., 1976. Influence de la teneur énergétique de l’aliment sur les performances des poulets de chair et leur composition corporelle. Bull. Inf. Sat. Exp. Ploufragan, 16 : 99‐106. 12. BROWN D.M., 1966. Thyroxin stimulation of amino acid incorporation into proteins of skeletal muscle in vitro. Endocrinology, 78: 1252-1254. 13. CASSAR‐MALEK I., LISTRAT A. et PICARD B., 1998. Contrôle hormonal des caractéristiques des fibres musculaires après la naissance, INRA Prod. Anim., 11: 365‐377. 14.

CASTEGNARO

M.,

PFOHL-LESZKOWICZ

A.,

2002.

Les

mycotoxines: contaminants omniprésents dans l’alimentation animale et humaine. In: La sécurité alimentaire du consommateur. 2ème édition. -Paris: Tec. & Doc. Lavoisier, 127-179. 15. CHAWAK M., RAJMAIRE B. et RANADE A., 1993. – Effect of stress on performances and immunity against rainkhet disease in broilers. Indian journal of poult. Sci. 28(1): 63‐66. 16. CHRISTENSEN C. M., NELSON G. H., SPEERS G. M. et MIROCHA C. J., 1973. Results of feeding tests with rations containing grain invaded by a mixture of naturally present fungus plus Aspergillus flavus NRRL2999, Feedstuffs: 20-41

17. CRUINCKSHANK J. et SIM J., 1987. Effect of vitamin D3 and cage density on the incidence of leg abnormalities in broilers chicken. Avian diseases, 31(1): 332‐338. 18. DE GROOTE G., 1989). Leg weakness in poultry: effects of minerals. In 7th European Symposium on Poultry Nutrition. WPSA June 19-21, Lloret de Mar, Girona (Spain). 171-186. 19. DETIMMERMAN F., BULDGEN A., DIMI R. et COMPERE R., 1992. Utilisation de la graine d’arachide dans l’alimentation des poulets de chair au Sénégal, Tropicultura, 10(3) ,93-97. 20. DIALLO K., DERAVINIA A. et BAHUS J., 1994. Elevage intensive: perspective après la dévaluation : le défit de l’alimentation avicole. Afrique Agriculture, (212) : 20-40 21. DIAW B., 1992. – Influence du niveau d’apport en calcium sur le comportement alimentaire, le métabolisme phosphocalcique et la production des oeufs. Thèse : Méd. Vét. : Dakar ; 56. 22. DIAZ G. J., SQUIRES E. J., JULIAN R. J. et BOERMANS H. J., 1994. Individual and combined effects of T-2 toxin and DAS in laying hens. Br. Poult. Sci. 35 : 393-405. 23. DILKIN P., ZORETTE P., MALLMANN C. A., GOMES J. D., UTIYAMA C. E., OETTING L. L. et CORREA B., 2003. Toxicological effects of chronic low doses of aflatoxin B(1) and fumonisin B(1)- containing Fusarium moniliforme culture material in weaned piglets. Food Chem Toxicol., 41: 1345-1353. 24. DUCLOS M. J., WILKIE R. S. et GODDARD C., 1991. Stimulation of DNA synthesis in chicken muscle satellite cells by insulin and IGFs: evidence for exclusive mediation by a type‐I IGF receptor. J. Endocrinol., 128 : 35‐42. 71

25. ENEDE F. P., 2005. L’influence de la nature physique de l’aliment sur les performances de croissance du poulet de chair en milieu tropical sec. Thèse : Méd. Vét. : Dakar ; 22. 26. FAUCONNEAU B., 1996. Déterminisme génétique du développement musculaire. INRA. Prod. Anim., 9 (3) : 211-231 27. FERRANDO R., 1969. Alimentation du poulet de chair et de la poule pondeuse. - Paris :Vigot Frères.- 197p. 28. GAB-WE B., 1992. Contribution à l’étude de l’influence de la qualité des lipides alimentaires sur les performances de croissance et l’état d’engraissement du poulet de chair. Thèse: Méd. Vét. : Dakar; 11 29. GAREL J.M., 1987. Hormonal control of calcium metabolism during the reproductive cycle in mammals. Physiological reviews, 67(1): 186. 30. GARGEES M. T. et SHAREEF A. M., 2009. Reducing liver aflatoxin M1 residues in chicks with mycofix plus 3.0® during aflatoxicosis. Iraqi Journal of Veterinary Sciences,(23),(Supplement I) : 37-44 31. HADJEBA-MEDJDOUB K., 2012. Risque de multi-contaminations en mycotoxines et moyens de désactivation par les parois de levures et levures enrichies en glutathion ou sélénométhionine. Thèse : Patogen: Toulouse (Université de Toulouse). 32. HAMILTON P. B., 1984. Determining safe levels of mycotoxins. J. Food Prot. 47:570-575. 33. HARVEY R. B., EDRINGTON T. S., KUBENA L. F., ELISSALDE M. H. et ROTTINGHAUS G. E., 1995b. Influence of aflatoxin and fumonisin B1containing culture material on growing barrows. Am J Vet Res.56: 1668- 1672. 34. HARVEY R. B., EDRINGTON T. S., KUBENA L. F., CORRIER D. E. et ELISSALDE M. H., 1995a. Influence of the antibiotics lincomycin and 72

tylosin on aflatoxicosis when added to aflatoxin- contaminated diets of growing swine. J. Vet. Diag. Invest.7 : 374-379. 35. INSTITUT D’ELEVAGE ET DE MEDECINE VETERINAIRE DES PAYS TROPICAUX., 1991. Aviculture en zone tropicale. – Maisons – Alfort : IEMVT. –186p 36. INSTITUT NATIONALE DE RECHERCHES AGRONOMIQUES FRANCE, 1989. – Alimentation des animaux domestiques : porc, lapin, volailles. – 2e éd. Revue et corrigée. -Paris : INRA. – 282p. 37. ISA, 1985. Guide d’élevage du poulet de chair.-Lyon: ISA. - 20p. 38. ISAKSSON O. G. P., JANSSON JO et GAUSE IAM, 1982. Growth hormone stimulates longitudinal bone growth directly. Science, 216 : 1237 39. ISGARD J., NILSSON A., LINDAHL A., JANSSON JO et ISAKSSON OGP, 1986. Effect of local administration of GH and IGF‐I on longitudinal bone growth in the rat. Am. J. Physiol., 250: E367‐E372. 40. JARD G., 2009. Etude de différents modes d'élimination biologique de la zéaralénone,

mycotoxine

présente

dans

les

céréales:

adsorption

biotransformation ; Thèse : Microbiologie et Biocatalyse industrielles : Toulouse (Université de Toulouse). 41. KAYSER C. H., 1970. Les fonctions de nutrition. – Physiologie : introductions, historique. – Tome 1. – Paris : Flammarion. – 114p. 42. KEBE C., 1989. Etude des protéines conventionnelles et non conventionnelles au Sénégal. Thèse: Méd. Vét.: Dakar; 13 43. KELLERUP S. U., PARKER J. E. et ARSCOTT G. H., 1965. Effect of restricted water consumption on broiler chickens. Poultry Science, 44: 79-83.

44. KING D. M., 1987. Thyroidal influence on nuclear accumulation and DNA replication in skeletal muscles of young chicken. J. Expert Zool., (Suppl.1): 291‐298. 45. KOLB E., 1975. Physiologie des animaux domestiques. – Paris : Vigot et frères. – 918p. 46. KOLF-CLAUW M., CASTELLOTE J., JOLY B., BOURGES-ABELLA N., RAYMOND-LETRON I., PINTON P., OSWALD I. P., 2009. Developments of a pig jejunal explant culture for studying the gastrointestinal toxicity of the mycotoxin deoxynivalenol: Histopathological analysis. Toxicol in Vitro., 23:1580–1584. 47. LAPO R. A., 2003.‐ Influence du stress parasitaire sur les performances de croissance du poulet de chair. Mémoire : DEA Biologie animale. : Dakar (UCAD – FST) ; 72p. 48. LARBIER M. et LECLERCQ B., 1991. Nutrition et alimentation des volailles.- Paris: INRA.- 355p 49. LARBIER M. et LECLERQ B., 1992. Nutrition et alimentation des volailles, INRA Editions, Paris 352p 50. LEACH, R. M., M. S. LILBURN, 1992. Current knowledge on the etiology of tibial dischondroplasia in the avian species. Poult. Sci. Rev. 4 : 5765. 51. LOOI S.H. et RENNER R., 1974. Effect of feeding carbohydrate free diets on the chick’s requirement for vitamin. Jour.nutrit., 104 (5): 394-399. 52. MEISSONNIER., OSWALD I. P.et GALTIER P., 2005. Aflatoxicoses chez le porc : étude bibliographique de données cliniques et expérimentales. Revue Méd. Vét., 156(12) : 591-605

53. METAYER J. P., GROSJEAN F. et CASTAING J., 1993. Effet du type de maïs et du type d’amidon sur la valeur alimentaire du maïs pour le poulet de chair. Anim. Feed Sci. Technol., 43(4): 87 – 108. 54. MOLLEREAU H., PORCHIER C., NICOLAS E. et BRION A., 1987. Vade Mecum du vétérinaire. – 15ème éd. – Paris : Vigot et frères. – 1642p. 55. NDAO S., 2010. Effets d’une substitution du tourteau d’arachide par du tourteau de neem (Azadirachta indica a.juss) dans l’aliment, sur les performances de croissance et le coût de production du poulet de chair. Thèse : Méd. Vét : Dakar ; 15 56. NYS Y., 2001. Oligo‐éléments, croissance et santé du poulet de chair. INRA Prod. Anim., 14(3) : 171‐180. 57. PARENT-MASSIN D., 2004. Haematotoxicity of trichothecenes, Toxicology Letters, 153: 75-81. 58. PARENT R., BULDGEN A., STEYEART P. et LEGRAND D., 1989. – Guide pratique d’aviculture moderne en climat Sahélo‐soudanien de l’Afrique de l’ouest. Dakar : EISMV ; Thiès : INDR.‐ 85p. 58. PARIGI-BINI R., 1986. Bases de l’alimentation du bétail.- Padoue : Nella litographia felici spartaco.- 292p. 59. PELL J. M. et BATES P.C., 1990. The nutritional regulation of growth hormone action. Nutr. Res. Review, 3: 163‐192. 60. PERAICA M., RADIC B., LUCIC A. et PAVLOVIC M., 1999. Toxic effects of mycotoxins in humans. Bulletin of the World Health Organization, 77(9): 754-766. 61. PINTON P., GUZYLACK-PIRIOU L., KOLF-CLAUW M., OSWALD I. P., 2012. Effects of some fungal toxins, the trichothecenes, on the intestine Curr. Immunol. Rev., 8: 193–208. 75

62. POLIN D. et HUSSEIN T. H., 1982. The effect of bile acid on lipid and nitrogen retention carcass composition, and dietary energy metabolizable in very young chicks. Poultry science., 61(4): 1697-1707. 63. QUILLIEN J. F., 2002. Les mycotoxines In ‟programme 5th Framework Programme under the Quality of Life and Management of Living Resources, Key Action 1”.- Paris : INRA. - 24p. 64. RICARD F., 1988. – Influence de la densité sur la croissance et les caractéristiques de la carcasse de poulets élevés au sol. Ann Zootech., 37(2) : 87‐98. 65. ROTTER B. A., THOMPSON B. K., PRELUSKY D. B., TRENHOLM H. L., STEWART B., MILLER J. D. et SAVARD M. E., 1996. Response of growing swine to pure dietary 316 idwestern B1 during an 8 week period: growth and clinical parameters. Nat. Toxins, 4: 42-50. 66. SAGNA F. R., 2010. Essai de substitution du tourteau d’arachide par le tourteau de neem (Azadirachta indica a.juss) sur les performances en vif et en carcasse du poulet de chair. Thèse : Méd. Vét : Dakar ; 13 67. SAKANDE S., 1993. Contribution à l’étude de l’influence des apports en protéines alimentaires sur les performances de croissance et le rendement carcasse de la pintade commune (Numida meleagris) et du poulet de chair (Gallus domesticus). Thèse : Méd. Vét : Dakar ; 23 68. SANOFI SANTE ANIMALE., 1996. Guide de l’aviculture tropicale. – Paris : Sanofi. – 117p. 69. SAUVEUR B., 1984. Dietary factors as causes of leg abnormalities in poultry- a review. World's Poult. Sci. J., 40: 195-206.

70. SCOTT M. L.; NESHEIM M. C. et YOUNG R. J., 1976. Nutrition of chicken. Ed. By M.L. Scott and associates Publishers. Ithace, New York 14850: 555p. 71. SILBERBERG, 1971. Skeletal growth and aging. Documenta Geigy. Acta Rheumotal, 26: 1. 72. SMITH A.J., 1992. L'élevage de la volaille.- Wageningen: CTA; Paris: Maisonneuve et Larose.-2v.- 347p.- (Le Technicien d'Agriculture Tropicale). 73. TAJIMA O., SCHOEN ED., FERON V K. et GROTEN J. P., 2002. Statistically designed experiments in a tiered approach to screen mixtures of Fusarium mycotoxins for possible interactions. Food Chem Toxicol. 40, 685695. 74.TARE T.P., 2014. Effets de l’incorporation de capteurs de mycotoxines dans une ration à taux élevé de tourteau d’arachide, sur les performances de croissance du poulet de chair. Thèse Med. Vet. Dakar, 32. 75. UENO Y., 1980. Trichothecenes, myocotoxicology, mycology, chemistry and toxicology. AdvlW:ed Nutrition Science. 3: 301-353.

WEBOGRAPHIE

76. BIOMIN, 2012. Gamme de produits Mycofix [en ligne] Accès Internet http://www.biomin.net/en/products/mycofix/ (consultée le 02/09/2015). 77.COBB 500, 2008. Performances et recommandations nutritionnelles. (En ligne) 78.Accèsinternet:http//www.cobbvantress.com/contactus/brochures/cobb500_B PN_supp_EMEA_french.pdf.http://www.nextekci.com/NEXTEKCI%20FR%20 Cobb500_performance.pdf 79.COBB 500, 2012. Performances et recommandations nutritionnelles. (En ligne)

Accès

internet: net

http://www.cobb-vantress.com/docs/default-

source/cobb-500

80.COBB 500, 2015.Performances et recommandations nutritionnelles. (En ligne)

Accès

internet:http://www.cobb-

vantress.com/languages/guidefiles/b5043b0f-792a-448e-b4a14aff9a30e9eb_fr.pdf

81.

ICRISAT,

2013.

Les

Aflatoxines.

[en

ligne]

Accès

Internet

http://www.icrisat.org/aflatoxin/maigf.asp (consultée le 12/01/2016). 82. NUTRECO, 2012. TOXO-MX Mycotoxin binder : Broad spectrum mycotoxin protection [en ligne] Accès Internet http://www.selko.com/gb/products/toxo-xxl/17?keyword_filter=TOXO-MX (consultée le 18/01/2016).

SERMENT DES VETERINAIRES DIPLOMES DE DAKAR

« Fidèlement attaché aux directives de Claude BOURGELAT, fondateur de l’enseignement vétérinaire dans le monde, je promets et je jure devant mes maîtres et mes aînés :  d’avoir en tous moments et en tous lieux le souci de la dignité et de l’honneur de la profession vétérinaire ;  d’observer en toute circonstance les principes de correction et de droiture fixés par le code de déontologie de mon pays ;  de prouver par ma conduite, ma conviction, que la fortune consiste moins dans le bien que l’on a, que dans celui que l’on peut faire ;  de ne point mettre à trop haut prix le savoir que je dois à la générosité de ma patrie et à la sollicitude de tous ceux qui m’ont permis de réaliser ma vocation. Que toute confiance me soit retirée s’il advient que je me parjure »

EVALUATION DES EFFETS D’UNE INCORPORATION DE CAPTEURS DE MYCOTOXINES DANS UNE RATION CONTAMINEE PAR DES MYCOTOXINES, SUR LES PERFORMANCES DE CROISSANCE DU POULET DE CHAIR RESUME Pour réduire les coûts de production liés à l’alimentation des volailles qui représente les 2/3 des dépenses dans cette spéculation et de garantir l’accessibilité des protéines d’origine aviaire à la majorité des consommateurs, l’utilisation d’intrants locaux à l’instar du tourteau d’arachide et du maїs disponibles et le à moindre coût se révèle comme étant une alternative en apport protéique d’origine végétale. Cependant leur utilisation en quantité appréciable dans les rations est souvent limitée par la présence de mycotoxines constituent une véritable menace. Que faire pour neutraliser ces toxines, tel est l’objet de notre étude financée par Véto-Partner, dont l’objectif général consiste à évaluer les effets de l’incorporation de deux types de capteurs de mycotoxines (Mycofix et Toxo-xl) dans un aliment contaminé par des mycotoxines, sur les performances de croissance du poulet de chair. Pour ce faire, un effectif de 150 poussins d’un jour de souche Cobb 500 a été réparti en trois lots en raison de 50 oiseaux par lot. - Lot T : correspond au lot témoin constitué de poulets nourris par une ration sans capteurs de mycotoxines ; - Lot M : correspond au lot de poulets nourris avec une ration incorporée de Mycofix comme capteur de mycotoxine et - Lot Tx : correspond au lot de poulets nourris avec une ration incorporée de Toxo-xl comme capteur de mycotoxine. Les différents paramètres étudiés par lot de poulets sont ; Les performances zootechniques en fonction du type de capteur ; La mortalité en fonction du capteur et La rentabilité économique de chaque capteur Les résultats obtenus montrent que l’incorporation des capteurs de mycotoxines (Toxo-xl ou Mycofix) dans la ration du poulet de chair améliore les performances zootechniques et est rentable ; avec le Mycofix, et Toxo-xl on enregistre un bénéfice de de 61,15 FCFA, et 10,53 et une perte de 139,9 avec le lot témoin sans capteur par poulet produit. Mots clés : Capteurs de mycotoxines, tourteau d’arachide, maїs, performances zootechniques, poulet de chair, rentabilité économique. Adresse de l’auteur : Mouhamadou Lamine GUEYE (SENEGAL) E-mail : laminegueye231@gmail.com

Téléphone : +221 776973015/+221 708008828 /SENEGAL