Souleymane TRAORE

UNIVERSITE CHEIKH ANTA DIOP DE DAKAR ECOLE INTER-ETATS DES SCIENCES ET MEDECINE VETERINAIRES (E.I.S.M.V.)

Année 2017

N°35

SEROPREVALENCE DE LA PERIPNEUMONIE CONTAGIEUSE BOVINE DANS L’EVALUATION DE LA SITUATION DE REFERENCE To DU PRAPS AU MALI THESE Présentée et soutenue publiquement le 28 juillet à 10 Heures 30 mn Devant la Faculté de Médecine, de Pharmacie et d’Odontologie de Dakar pour obtenir le grade de DOCTEUR VETERINAIRE (DIPLOME D’ETAT)

Souleymane TRAORE Né le 06 Aout 1988 à Didiéni (MALI)

JURY Président

: Monsieur Emmanuel BASSENE Professeur à la Faculté de Médecine, de Pharmacie et d’Odontologie de Dakar

Directeur de thèse

: Madame Rianatou Bada ALEMBEDJI Professeur à l’EISMV - DAKAR

Rapporteur de Thèse

: Monsieur Oubri Bassa GBATI Maître de Conférences Agrégé à l’EISMV de Dakar

Membre

: Monsieur Rock Allister LAPO Maître de Conférences Agrégé à l’EISMV de Dakar

Co-directeur de thèse

: Dr Cheick Abdou Kounta SIDIBE Chef de laboratoire des mycoplasmes et mycoplasmoses au LCV

ECOLE INTER-ETATS DES SCIENCES ET MEDECINE VETERINAIRES DE DAKAR BP : 5077-DAKAR (Sénégal) Tel : (00221) 33 865 10 08 Télécopie (221) 825 42 83 COMITE DE DIRECTION LE DIRECTEUR GENERAL Professeur Yalacé Yamba KABORET LES COORDONNATEURS Professeur Rianatou ALAMBEDJI Coordonnateur des Stages et des Formations Post-Universitaires Professeur Ayao MISSOHOU Coordonnateur à la Coopération Internationale Professeur Yaghouba KANE Coordonnateur Recherche / Développement Professeur Alain R. KAMGA WALADJO Coordonnateur des Etudes et de la Vie Estudiantine

i

ii

IN MEMORIUM  A la mémoire de mon père, Mamady Sayon TRAORE Ta disparition le 03 Octobre 2016 a été un grand trou pour toute la famille et pour tous tes proches, mais tu es toujours présent dans nos cœurs. Tu nous as inculqué une éducation qui force aujourd’hui l’admiration de tous. Tu as toujours voulu assister à notre réussite, mais hélas Dieu ne l’a pas voulu, sache que tu es parmi nous. Ton amour de père nous manque déjà. Chère père nous ne t’oublierons jamais, nous prions pour toi, pour que ton âme repose en paix. Que Dieu le tout puissant t’accueille dans son paradis. Amen !  A la mémoire de mes Grands parents Sayon TRAORE, Bréhima TRAORE, Bérété CAMARA, Djeneba TRAORE. Vous nous avez quittés mais sachez que vous êtes parmi nous. L’amour que vous avez eu pour vos petits-enfants a été immense. Vos conseils nous ont édifiés. Reposez-vous dans la paix de Dieu.

iii

DEDICACES Au nom d’Allah, le tout miséricordieux, le très miséricordieux, louange à Allah seigneur de l’univers, le tout miséricordieux, le très miséricordieux…., Je dédie ce travail : A ma famille, A ma très chère Maman Mariam TRAORE Pour tout ce que tu as fait et continue de faire moi, pour tout l’amour que tu me procures.

Inchallah, je te promets de travailler jour et nuit pour que tu sois encore plus fière de moi.

Ce travail est le tien. Puise le tout puissant veiller sur toi et t’accorder santé et longue vie.

A mes frères : ISMAËL, BREHIMA, CHEICK OUMAR, BERETE, ABDOULAYE. Vous avez toujours été là pour moi. Ce travail est le vôtre, Puisse Dieu nous garde et que notre unité soit pour toujours.

A mon Tonton et Tantes, Yacouba TRAORE, Sitan et Kadiatou, l’aboutissement de ce travail est le couronnement de tout ce que vous avez fait pour moi. Je vous le dédie, qu’il soit à la hauteur de vos attentes.

A mes cousins et cousines, Moustapha, Ali, Bourama, Nouhan, Mouctar, Kadiatou, Fatoumata, Bérété dite Camara, Mahamadou, Hawa, Aminata, Souleymane. Ce travail est le vôtre. Veuillez trouver ici ma profonde gratitude.

A toi ma nièce adorée, FATOUMA TRAORE, tu fais le bonheur de toute la famille. Dieu t’accorde longue vie.

A mes amis, Boulkassim, Jacques Lassine, Jean Fousseini, Brahima,Pangassi, Bakoro.

A mes compagnons du premier et du second cycle de l’école fondamentale, Lassi, Hamalla, Fousseini, Sidiki, Sira, Fatoumata Ganda, Bouchira, Moussa, Boureima, Togo A mes camarades d’enfance, Barou, Modibo, Choreokere, Mamadou, Sidi A ma promotion du lycée, Saibou, Mohamed, Pangassi, Diakalia, Aminata, Mamadou, Abdoul Karim, Souleymane

iv

A la chambre 25 de l’UIG-BAMAKO, Souleymane, Ousmane, Issa, Harouna, Mamadou, Mombalou, Kone, Gaston, Oumar, Issouf, Salif A la chambre 89 de la FAST-BAMAKO, Abou, Fousseini, Naba, Yaya, Mohamed, Chouyibou, Mati, A mon ami, mon unique et éternel voisin, Boulkassim B. TOURE A mes compagnons de tous les jours à Dakar, la TRATOUTOU au complet Adam, Maimouna, Fatim, Souleymane, Boulkassim et Adama A toi ADAM TOURE, puisse Dieu nous unir d’avantage.

A la 44eme promotion de l’EISMV, A la communauté malienne de l’EISMV, Aux maliens de la promotion Fatima DIAGNE SYLLA : Aissatou COULIBALY, Alou DOLO, Awa Sadio YENA, Abdoul Kader BOUARE, Maboi KONE, Elisabeth DEMBELE, Mamadou SIMAGA, Aux Familles : KOUMARE, DIARRA, DIAWARA, COULIBALY A la Famille THERA, merci du fond du cœur pour tout ce que vous avez fait pour moi.

Que Dieu vous comble de ces bienfaits.

A la famille YENA A la famille TALL à Dakar, merci pour vos précieux conseils et pour tout le soutien.

A mes filleuls, THIAM, SIBY, BAH, DIALLO Aux membres du groupe D des travaux pratiques de clinique.

A mon binôme des travaux pratiques, MALEKOU. A toi qui cherche en vain ton nom dans cette rubrique, n’oublie pas que l’oubli est humain.

Reçoit ici ma gratitude.

v

En souvenir de tout ce qu’on a vécu ensemble, en prévision de tout ce qu’il nous reste à partager si on s’en donne la peine. Sans vous, il y aurait eu comme un vide durant six années. Merci pour tout ce que vous m’avez apporté.

vi

REMERCIEMENTS Je voudrais par ce travail exprimer toute ma profonde gratitude à Dieu le miséricordieux de m’avoir accordé tous les privilèges de faire les études vétérinaires et de finir mes travaux de thèse dans les bonnes conditions.

Mes remerciements s’adressent : Au Pr. Rianatou Bada ALAMBEDJI Au Dr Ousmane CISSE Au Dr Satigui SIDIBE Au Dr Cheick Abdou Kounta SIDIBE Au Dr Amadou SERY A Mamadou KONE, A BEKAYE SACKO, Au Dr Youssouf CISSE A la coordination du PRAPS – MALI A Madame SISSOKO Aoua CISSE A mes parents, amis, camarades A la Direction du laboratoire Central Vétérinaire de Bamako A tout le personnel laboratoire Central Vétérinaire de Bamako A tout le personnel de l’Ecole Inter-états des Sciences et Médecine Vétérinaires de Dakar.

vii

A NOS MAITRES ET JUGES

A notre Maître et Président de jury, Monsieur Emmanuel BASSENE Professeur à la faculté de Médecine, de pharmacie et d’Odonto-Stomatologie de Dakar ; vous nous faites un grand honneur en acceptant de présider notre jury de thèse. Votre abord facile et la spontanéité avec laquelle vous avez répondu à notre sollicitation nous ont beaucoup marqué. Trouvez ici l’expression de nos sincères remerciements et de notre profonde gratitude. Hommage respectueux.

A notre Maître et rapporteur de thèse, Monsieur Oubri Bassa GBATI Maitre de conférences Agrégé à l’EISMV de Dakar.

Vous nous faites un grand honneur en acceptant spontanément de rapporter ce travail. Vos immenses qualités scientifiques, intellectuelles et humaines, votre rigueur et votre application dans le travail sont pour nous un motif d’admiration. Veuillez trouver ici l’expression de notre profonde et respectueuse gratitude.

A notre Maître et Directeur de thèse, Madame Rianatou BADA ALAMBEDJI Professeur à l’E.I.S.M.V. de Dakar ; Vos qualités intellectuelles et humaines ont guidés notre choix sur votre service pour la soutenance de notre thèse. Votre rigueur scientifique, votre dynamisme et votre disponibilité constante force admiration. Le temps passé à votre côté tout au long de notre cursus vétérinaire nous a permis de connaître une femme, travailleuse et infatigable. Nous prions Dieu pour qu’il vous garde longtemps.

Que ce travail soit le langage de notre profonde gratitude. Merci beaucoup Professeur.

viii

A notre Maître et co-directeur de thèse Monsieur Cheick Abdou Kounta SIDIBE, DVM, MSc, Ph.D. Vous avez accepté de diriger et encadrer ce travail avec dynamisme. Vous m’avez suivi sans faille tout au long de la réalisation de ce travail. Votre rigueur, votre application, vos qualités humaines et scientifiques m’ont fasciné. La disponibilité et le sens particulier que vous avez voulu donner à ce travail ont beaucoup contribué à la valeur de cette thèse Trouvez ici l’expression du grand respect que nous avons pour vous. Merci cher Maître, toute notre reconnaissance et hommage respectueux.

A notre Maître et juge, Monsieur Rock Allister LAPO Maitre de conférences Agrégé à l’EISMV de Dakar.

Vous nous faites grand honneur d’accepter de participer à notre jury de thèse, malgré vos multiples occupations. Vos qualités scientifiques et pédagogiques m’ont toujours beaucoup marqué. Soyez rassuré, Professeur, de notre sincère reconnaissance.

ix

« Par délibération, la faculté de Médecine, de Pharmacie et d’Odontostomatologie et l’Ecole Inter-états des Sciences et Médecine Vétérinaires de Dakar ont décidé que les opinions émises dans les dissertations qui leur sont présentées, doivent être considérées comme propres à leurs auteurs et qu’elles n’entendent leur donner aucune approbation ni improbation »

x

LISTE DES ABREVIATIONS % : Pourcentage ; °C : Degré Celsius ; ml : Millimètre ; ADN : Acide Désoxyribonucléique ; ARN : Acide Ribonucléique ; AU/IBAR: African Union/Inter-African Bureau for Animal Ressources; CBPP : Contagious Bovine Pleuropneumonia ; Cc : Contrôle conjugué ; Cm : Contrôle monoclonal ; CMDT : Compagnie Malienne du Développement Textile CP++ : Echantillon de contrôle fortement positif ; CP+ : Echantillon de contrôle modérément positif ; CN : Echantillon de contrôle négatif ; cELISA : Compétitive Enzyme Link ImmunoSorbent Assay ; CIRAD : Centre International en Recherche Agronomique pour le Développement ; DO : Densité Optique ; DNPIA : Direction Nationale des Productions et Industries Animales ; DNSV : Direction Nationale des Services Vétérinaires EISMV : Ecole Inter-Etats des Sciences et Médecines Vétérinaires ; ELISA : Enzyme linked Immuno-Sorbent Assay ; FAO : Food and Agriculture Organisation FC : Fixation du Complément ; F CFA : Francs de la Communauté Financière Africaine ; IC : Intervalle de Confiance ;

xi

Ig G : Immunoglobuline de classe G ; IgM : Immunoglobuline de classe M ; Mab : Anticorps monoclonal ; MGG: May-Grünwald-Giemsa ; MmmSC : Mycoplasma mycoides subsp. mycoides biotype Small Colony ; LCV : Laboratoire Central Vétérinaire ; OIE : Office International des Epizooties (Organisation Mondiale de la Santé Animale) ; PCR : Polymérase Chain Reaction ; PIB : Produit Intérieur Brut ; pH : potentiel d’Hydrogène ; PI : Pourcentage d’Inhibition ; PPCB : Péripneumonie Contagieuse Bovine ; PPCC : Péripneumonie Contagieuse Caprine ; PPLO : Pleuropneumonia-Like Organism ; PPR : Peste des Petits Ruminants ; PRAPS : Projet Régional d’Appui au Pastoralisme au Sahel ; RTE : Risque Très Elevé ; RE : Risque Elevé ; RF : Risque Faible ; RTF : Risque Très Faible ; SC : Small Colony ; TD : Tampon de Dilution ; TFC : Test de Fixation du Complément ; TIE : Test Immunoenzymatique ; UE : unités épidémiologiques.

xii

LISTE DES TABLEAUX Tableau I : Evolution des données démographiques du Mali. ......................................... 9 Tableau II : Evolution des effectifs du cheptel du Mali 2006-2015............................... 15 Tableau III : Résultats des tests réalisés au LCV pour confirmation de la PPCB. ........ 28 Tableau IV : Prévalence individuelle de la PPCB dans les régions et le district de Bamako au Mali .......................................................................................................................... 29 Tableau V : Lecture des résultats selon le pourcentage d'hémolyse ............................... 38 Tableau VI : Présentation des nombres d’UE en fonction des régions et des strates...... 47 Tableau VII : Distribution des sérums et Mab (représentant une plaque d’analyse) ...... 50 Tableau VIII : Séroprévalence de la PPCB au Mali...................................................... 52 Tableau IX : Prévalence de la PPCB estimée au niveau « régions » ............................. 53 Tableau X : Prévalence de la PPCB en fonction des Cercles ......................................... 55 Tableau XI : Prévalence estimée de la PPCB en fonction des cercles ........................... 56 Tableau XII : Prévalence de la PPCB en fonction des « communes » ........................... 57 Tableau XIII : Prévalence de la PPCB estimée au niveau « commune » ....................... 58 Tableau XIV : Prévalence de la PPCB en fonction des strates ...................................... 60 Tableau XV : Estimation du risque relatif (RR) par régression logistique exprimé en Odds Ratio (OR) au niveau région avec la région de Kayes comme référence.. ...................... 61 Tableau XVI : Estimation du risque relatif (RR) par régression logistique exprimé en Odds Ratio (OR) au niveau cercle avec le cercle de Kayes comme référence…. ..................... 62 Tableau XVII : Estimation du risque relatif (RR) par régression logistique exprimé en Odds Ratio (OR) au niveau Commune (UE) avec la Commune de Faleme comme référence. ....................................................................................................................... 63

xiii

Tableau XVIII : Analyse comparative de la prĂŠvalence entre zones PRAPS et zones hors PRAPS. ......................................................................................................................... 64

xiv

LISTE DES FIGURES Figure 1: Le Mali, situation en Afrique ........................................................................... 5 Figure 2 : Principales unités agro-écologiques du Mali ................................................... 7 Figure 3: Répartition spatiale de la PPCB en Afrique en 2014 ...................................... 27 Figure 4: Analyse de distribution montrant le niveau de prévalence du troupeau observé dans les différentes régions ............................................................................................ 30 Figure 5: Zone d’étude .................................................................................................. 44 Figure 6: Carte d’évaluation du risque lié à la PPCB dans la zone PRAPS .................... 46 Figure 7: Cartographie de la prévalence individuelle de la PPCB dans les régions ....... 54 Figure 8: Cartographie de la prévalence de la PPCB au niveau individuel dans les différents cercles. ........................................................................................................... 55

xv

SOMMAIRE IN MEMORIUM .................................................................................................. iii DEDICACES ........................................................................................................ iv REMERCIEMENTS ............................................................................................ vii LISTE DES ABREVIATIONS ............................................................................. xi LISTE DES TABLEAUX ................................................................................... xiii LISTE DES FIGURES .........................................................................................xv SOMMAIRE ....................................................................................................... xvi Introduction ........................................................................................................... 1 PREMIERE PARTIE : SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE ................................. 4 Chapitre I : Présentation du Mali ........................................................................... 5 I.1. Relief et hydrographie ..................................................................................... 6 I.2. Climat .............................................................................................................. 6 I.3. Flore et Faune .................................................................................................. 8 I.4. Découpage administratif du Mali ..................................................................... 8 I.5. Démographie ................................................................................................... 9 I.6. Economie ......................................................................................................... 9 Chapitre II : Elevage au Mali ................................................................................10 II.1. Typologie des systèmes d’élevage au Mali ....................................................10 II.1.1. Systèmes traditionnels ............................................................................10 II.1.1.1. Systèmes pastoraux ..........................................................................10 II.1.1.2. Systèmes agropastoraux ...................................................................11 II.1.2. Système de production commerciale .......................................................12 II.2. Principales races bovines au Mali ..................................................................13 II.3. Importance de l’élevage au Mali....................................................................14 II.4. Contraintes de l’élevage au Mali ...................................................................15 II.4.1. Contraintes socio-économiques ..............................................................15 II.4.2. Contraintes zootechniques ......................................................................16 II.4.3. Contraintes alimentaires .........................................................................16 xvi

II.4.4. Contraintes d’eau ....................................................................................16 II.4.5. Contraintes pathologiques .......................................................................16 Chapitre III : GENERALITES SUR LA PERIPNEUMONIE CONTAGIEUSE BOVINE ...............................................................................................................18 III.1. Définition-Importance-Répartition géographique .........................................18 III.1.1. Définition ..............................................................................................18 III .1.2. Importance ...........................................................................................18 III.1.3. Répartition géographique ......................................................................19 III.2. Etiologie.......................................................................................................19 III.2.1 Taxonomie .............................................................................................20 III.2.2. Propriétés physico – chimiques et culturales .........................................20 III.2.2.1. Morphologie ...................................................................................20 III.2.2.2.Propriétés physico – chimiques .......................................................21 III.2.2.3. Culture et Milieu de culture ............................................................22 III.2.3. Propriétés Biologiques ..........................................................................22 III.2.3.1. Pouvoir pathogène ..........................................................................22 III.2.3.2. Pouvoir antigénique ........................................................................23 III.2.3.3. Pouvoir immunogène ......................................................................23 III.2.3.4. Pouvoir allergène ............................................................................24 III.2.4. Résistance .............................................................................................24 III.3. Epidémiologie générale ................................................................................25 III.3.1. Réceptivité et sensibilité ........................................................................25 III.3.2. Sources de contagion .............................................................................25 III.3.3. Mode de transmission ............................................................................25 III.4. Epidémiologie de la PPCB en Afrique .........................................................25 III.5. Situation de la PPCB au Mali .......................................................................27 III.6. Etude clinique ..............................................................................................30 III.6.1. Signes cliniques de la maladie ...............................................................30 III.6.2. Lésions ..................................................................................................32

xvii

III.7. Diagnostic de la PPCB .................................................................................34 III.7.1. Diagnostic sur le terrain.........................................................................34 III.7.2. Diagnostic différentiel ...........................................................................34 III.7.3. Diagnostic de laboratoire .......................................................................35 III.7.3.1. Prélèvement ....................................................................................35 III.7.3.2. Diagnostic microbiologique ............................................................35 III.7.3.3. Diagnostic sérologique ...................................................................37 III.8. Lutte contre la Péripneumonie contagieuse bovine .......................................39 III.8.1. Traitement .............................................................................................39 III.8.2. Prophylaxie ...........................................................................................39 III.8.2.1. Stratégie défensive .........................................................................40 III.8.2.2. Stratégie offensive ..........................................................................41 DEUXIEME PARTIE : ETUDE EXPERIMENTALE ..........................................43 Chapitre I : Matériel et Méthodes ..........................................................................44 I.1.Matériel : .........................................................................................................44 I.1.1 Zone et période d’étude.............................................................................44 I.1.2. Matériel de terrain ....................................................................................44 I.1.3. Matériel de laboratoire .............................................................................45 I.2. Méthodes ........................................................................................................46 I.2.1. Echantillonnage .......................................................................................46 I.2.2. Choix des troupeaux et animaux à prélever ..............................................47 I.2.3. Collecte et conservation des échantillons .................................................48 I.2.4. Protocole de laboratoire : .........................................................................49 I.2.5. Analyses statistiques des données : ..........................................................51 Chapitre II : Résultats ...........................................................................................52 II.1. Résultats généraux.........................................................................................52 II.2. Prévalence de la PPCB en fonction des régions .............................................52 II.3. Prévalence de la PPCB en fonction des Cercles .............................................54 II.4. Prévalence de la PPCB en fonction des « communes » ..................................57 xviii

II.5. Prévalence de la PPCB en fonction des strates ..............................................60 II.6. Estimation du risque relatif ............................................................................61 II.7. Analyse comparative entre la moyenne de la prévalence dans les zones du projet PRAPS et les zones hors PRAPS ..........................................................................63 Chapitre III : Discussion et recommandations .......................................................65 III.1. Discussion ....................................................................................................65 III.1.1. Discussion de l’échantillonnage ............................................................65 III.1.2. Discussion de la méthode d’analyse ......................................................65 III.1.3. Discussion des résultats .........................................................................66 III.2. Recommandations ........................................................................................70 III.2.1. Au PRAPS – MALI ...............................................................................70 III.2.2. Aux pouvoirs publics.............................................................................71 III.2.3. Aux éleveurs .........................................................................................71 III.2.4. Aux professionnels de l’élevage et de la santé animale ..........................72 Conclusion générale ..............................................................................................73 Bibliographie ........................................................................................................75

xix

Introduction La péripneumonie contagieuse bovine (PPCB) est une maladie infectieuse, contagieuse, inoculable due à un mycoplasme, Mycoplasma mycoides subsp. mycoides biotype Small Colony (MmmSC). Cette maladie menace fortement le cheptel bovin en Afrique subsaharienne après que la peste bovine disparue dans la plupart des pays tropicaux (YAYA, 2008). La PPCB sévit de façon enzootique depuis plusieurs années en Afrique intertropicale et elle induit des pertes difficiles à évaluer à cause de son évolution insidieuse. Elle a été éradiquée dans la plupart des pays développés à travers une police sanitaire rigoureuse, de restriction du mouvement du bétail, d’abattage et de compensation consécutive (SYLLA et al., 1995). Malheureusement, pour des raisons socioculturelles et économiques, de telles mesures sont difficiles à appliquer dans la plupart des pays africains.

En conséquence, la seule approche réaliste de contrôle de la PPCB dans le tiers-monde, y compris dans les pays africains, est la vaccination massive et répétée (NIANG et al., 2004).

Cependant, les vaccins préparés à l’aide de la souche T1 atténuée contre la PPCB actuellement utilisés en Afrique, présentent une efficacité modérée. En effet, l’immunité induite est de courte durée, nécessitant une revaccination annuelle coûteuse, et ne protège pas l’ensemble des animaux d’un troupeau (NIANG et al., 2004).

Le Mali fait partie des pays africains touchés par la PPCB avec une prévalence de 16,28% en 2009 (NIANG et al., 2009) et 18.11% en 2015 (SERY et al., 2015). Situé en Afrique de l’Ouest avec une superficie de 1.241.238 Km² et une population de plus de 15. 000 000 habitants en 2013. Son économie est essentiellement agricole. Le sous-secteur d’élevage occupe la 3ème place dans l’économie du Mali après l’or et le coton. Il constitue la principale source de subsistance pour plus de 30% de la population malienne et contribue pour : 11% au PIB (produit intérieur brut), 24% à la production du secteur rural, 80% environ aux revenus des populations rurales et près de 20% aux recettes d’exportation (INSTAT-MALI, 2013).

Le cheptel national occupe le premier rang dans la zone UEMOA et le second dans l’espace CEDEAO. Les effectifs sont estimés à 10 622 620 têtes de bovins, 15 143 415 têtes

1

d’ovins, 21 087 150 têtes de caprins, 1 008 540 têtes de camelins, 538 500 têtes d’équins, 979 000 têtes d’asins, 82 425 têtes de porcins et 38 587 450 sujets de volailles (MALIDNPIA, 2015). Cependant, le développement de l’élevage au Mali est confronté à d’énormes difficultés notamment les pathologies. Compte tenu du mode d’élevage et de la transhumance transfrontalière, des épizooties telles que la PPCB, la peste des petits ruminants, la dermatose nodulaire contagieuse bovine et la fièvre aphteuse sont d’actualité au Mali (MALI-DNSV, 2015). Ces maladies causent une importante perte à l’économie nationale par la mortalité des animaux, la baisse de la productivité et de la production des animaux, les saisies opérées lors du contrôle sanitaire des denrées animales d’origine animale, les difficultés d’accès des animaux et produits d’origine animale aux marchés porteurs (MALI-DNSV, 2015). De ce fait, l’Etat du Mali, en plus de la vaccination, mène une épidémiosurveillance sur toute l’étendue du territoire.

La présente étude s’inscrit dans le cadre du Projet Régional d’Appui au Pastoralisme au Sahel (PRAPS). Ce programme est issu du forum de Haut Niveau sur le pastoralisme qui s’est tenu le 29 Octobre 2013 à Nouakchott (MALI-PRAPS, 2015). Le PRAPS a pour objectif de développement, d’améliorer l’accès à des moyens et services de production essentiels et aux marchés pour les pasteurs et agropasteurs dans les pays du CILSS ciblées par le projet. Le projet comprend cinq (5) composantes : La composante 1 du PRAPS qui vise à améliorer la santé animale a deux (2) souscomposantes :  mise à niveau des infrastructures et renforcement des capacités des Services vétérinaires nationaux ;  appui à la surveillance et au contrôle des maladies animales prioritaires en médecine vétérinaire.

L’objectif général de cette étude consiste à faire l’état des lieux en vue d’améliorer la connaissance sur la situation épidémiologique de la PPCB au Mali. De façon plus spécifique, il s’agit d’estimer la prévalence globale de la PPCB au Mali et estimer la prévalence des différentes zones à risque identifiées et faire une cartographie de ces zones.

2

Cette étude est réalisée en deux grandes parties. La première, consacrée à la synthèse bibliographique comporte trois chapitres, traitant de la présentation du Mali et de son élevage, puis des généralités sur la PPCB. La seconde partie est conçue également en trois chapitres. Le premier présente le matériel et les méthodes utilisés et le second les résultats obtenus. Ces derniers sont discutés dans le chapitre III, où sont également formulées des recommandations.

3

PREMIERE PARTIE : SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE

4

Chapitre I : Présentation du Mali Le Mali est un pays continental situé au cœur de l’Afrique de l’Ouest, traversé par le tropique du Cancer. Il est bordé comme l’indique la Figure 1, par l’Algérie au nord-est, le Niger au sud-est, le Burkina, la Côte d’Ivoire et la Guinée au sud, le Sénégal et la Mauritanie à l’ouest. (Figure 1)

Figure 1: Le Mali, situation en Afrique (Banikono, 2016)

5

I.1. Relief et hydrographie Avec une superficie de 1 241 238 km², le Mali est l’un des plus vastes pays de l’Afrique de l’Ouest. Une grande partie se situe dans la vallée du Niger et se caractérise par des plaines basses et des bassins sédimentaires. Au centre, le delta intérieur du Niger forme la région de Macina, une cuvette aux bords relevés dans laquelle les crues sont fréquentes.

Au sud, des blocs anciens profondément entaillés marquent la frontière avec la Côte d’Ivoire. A l’ouest, s’élève le plateau mandingue, où se trouve la capitale, Bamako. Les reliefs réapparaissent au centre, sur la rive droite du Niger : la falaise de Bandiagara domine la plaine ; elle est prolongée par le mont Hombori, qui culmine au Hombori Tondo (1 155 m). Au nord-est, à la frontière de l’Algérie, se dresse l’Adrar des Iforas, un plateau cristallin d’altitude moyenne de 600 m. Il forme le sud du Sahara. Au nord, se trouve la cuvette de Taoudenni. Le sud et le centre du Mali sont irrigués par deux fleuves : le Sénégal (formé à Bafoulabé par la confluence du Bafing et du Bakoy) et le Niger (né en Guinée dans le Fouta-Djalon), qui forme un vaste arc de cercle à travers le pays et occupe une place essentielle dans l’organisation spatiale et le développement économique du pays.

Le tiers nord du Mali se trouve en zone désertique, tandis qu’à l’Est, le Tilemsi reste un affluent fossile du Niger parsemé de points d'eaux (COULIBALY, 2003).

I.2. Climat Le Mali se divise en quatre zones bioclimatiques qui se répartissent du Nord au Sud : saharienne, sahélienne, soudanaise et guinéenne, auxquelles il convient d’ajouter le delta intérieur du Niger, à cheval entre les zones soudanaise et sahélienne (COULIBALY, 2003).

La zone saharienne possède un climat désertique. Les pluies sont irrégulières et accidentelles (moins de 100 mm par an). L’harmattan, un vent sec aggrave les effets de la sécheresse. On constate une différence importante entre les températures du jour et celle de la nuit. Cette zone couvre une surface de 632 000 km2, soit plus de la moitié (51 %) du territoire malien.

6

La zone sahélienne a un climat aride à semi-aride. Elle couvre une surface de 285 000 km2, un peu moins du quart (23 %) du territoire malien. Sa pluviométrie est comprise entre 150 et 600 mm par an.

Dans la zone soudanienne (215 000 km2, soit 17,5 % du territoire), la pluviométrie annuelle est comprise entre 600 mm et 1 100 mm. La saison des pluies s’étale sur 3 à 5 mois au nord à 5 à 7 mois au sud.

La zone guinéenne connaît une pluviométrie moyenne annuelle de 1 100 mm avec une saison des pluies qui s’étale sur 5 à 7 mois. Elle ne couvre que 6 % du territoire, environ 75 000 km (Figure 2).

Figure 2 : Principales unités agro-écologiques du Mali (COULIBALY, 2003)

7

I.3. Flore et Faune La végétation est rare dans la région saharienne où ne poussent que des acacias et des gommiers. La zone sahélienne du centre est caractérisée par une savane arbustive dominée par les épineux. Elle laisse la place à la savane arborée dans le Sud soudanien, où les cours d’eau sont encadrés par des forêts galeries. La faune malienne regorge diverses espèces animales notamment : le guépard, l’oryx, la gazelle, le phacochère, le lion, le léopard, l’antilope, le chacal, des oiseaux et le petit gibier (NIAKATE et al., 2004).

I.4. Découpage administratif du Mali  Les régions : Le Mali est divisée en huit régions administratives : Kayes, Koulikoro, Sikasso, Ségou, Mopti, Gao, Tombouctou et Kidal. Les régions de Taoudéni et de Ménaka sont en cours de création. Bamako possède un statut particulier. Le district de Bamako rassemble 6 communes. Les régions sont gérées par un conseil régional.  Les cercles Le cercle est une collectivité territoriale regroupant plusieurs communes, dotées d’une personnalité morale et bénéficiant de l’autonomie financière. Il y a 49 cercles au Mali.  Les communes : Le Mali possède 703 communes, dont les 19 premières communes et 684 communes nouvelles parmi lesquelles 18 communes urbaines et 666 communes rurales. Les communes sont gérées par un conseil communal élu au suffrage universel direct. Le maire et les adjoints, qui forment le bureau communal, sont élus par les conseillers communaux.  Les Fractions : Elles constituent des fragments de résidences, le plus souvent affiliées à un village. Du fait de l'ampleur du nomadisme et de la précarité résidentielle, les fractions sont plus nombreuses dans les régions nord du Mali.

8

I.5. Démographie À l’instar de la plupart des pays en pleine transition démographique, la population du Mali est majoritairement jeune. En 2014 la population totale est estimée à 17. 308.000 habitants, pour une densité de 13,9 habitants au km² (MALI-INSTAT, 2015). Le Tableau I présente les données démographiques de la population malienne de 2010 à 2014.

Tableau I : Evolution des données démographiques du Mali (MALI-INSTAT, 2015).

Données démographiques

2010

2011

2012

2013

2014

Population totale (en milliers)

15199

15746

16317

16808

17308

Densité de la population au km2

12,25

12,69

13,14

13,54

13,9

Nombre de ménages ordinaires (en milliers)

2455

2544

2635

2355

2050

Indice synthétique de fécondité

6,4

6,4

6

6,1

-

Taux Brut de Natalité (%)

46,6

46,6

43

38,6

-

Taux Brut de Mortalité (%)

13,8

13,8

13,8

…

-

Espérance de vie à la naissance (femme)

67,2

68,2

68,2

68,2

-

Espérance de vie à la naissance (homme)

63,3

65,7

65,7

65,7

-

Espérance de vie à la naissance (totale)

65

67

67

67

-

I.6. Economie Le Mali figure parmi les pays les plus pauvres du monde. L'agriculture au sens large du terme contribue pour environ la moitié au PIB total, et assure près des trois quarts des revenus d'exportations. Le secteur industriel, prospère dans le passé (textile, chaussure...), occupe aujourd'hui une place mineure. L'économie traditionnelle repose notamment sur la culture du mil, du riz et d'autres céréales, ainsi que sur l'élevage. Le coton-graine occupe notamment une place déterminante dans le commerce extérieur. Avec l'année hydrologique exceptionnelle connue en 1994-1995, près de 400000t auraient ainsi été exportées.

L'économie malienne dépend en grande partie du secteur agricole, qui lui-même est fortement tributaire des aléas hydro-climatiques. Cela constitue une contrainte certaine au développement de l'économie malienne. D'autres facteurs, politiques, doivent également être pris en compte pour expliquer les faiblesses actuelles de l'économie malienne.

9

Chapitre II : Elevage au Mali II.1. Typologie des systèmes d’élevage au Mali II.1.1. Systèmes traditionnels Les systèmes traditionnels de production du bétail sont fondés sur trois formes principales d’élevage : l’élevage nomade, l’élevage transhumant et l’élevage sédentaire. Ces trois formes se regroupent au sein de deux systèmes de production : les systèmes pastoraux avec élevage nomade et transhumant et les systèmes agropastoraux avec l’élevage sédentaire.

II.1.1.1. Systèmes pastoraux Ils se pratiquent sur des zones où la pression sur la terre est faible et où l’agriculture est presque absente en raison de la faiblesse des précipitations et de l’aptitude des sols. Les terres de ces zones sont à usage pastoral et sylvicole.  Elevage nomade L’élevage nomade se caractérise par des déplacements fréquents des éleveurs et de leurs troupeaux sans campement fixe au gré des ressources. Les aires de nomadisation sont distinctes ou confluentes et les groupes domestiques sont plus ou moins dissociés. Le procès de production se réalise sur un cycle saisonnier. Ce type d’élevage ou système pastoral pur est localisé dans les zones subdésertiques du Nord du pays (Adrar, Azaouad, Azaouak, Tilemsi) et au Nord du Sahel (Gourma et le Hodh). Les races élevées dans ces zones sont les zébus Maure et Touareg pour les bovins, les moutons et les chèvres du Sahel et les camelins.  Elevage transhumant L’élevage transhumant comporte un système associé aux cultures pluviales et un système associé aux cultures de décrue. Il est caractérisé par des mouvements d’aller-retour entre territoires pastoraux par des groupes ou des communautés pastorales à la recherche de ressources dans des territoires autres que les leurs. Ces mouvements (transhumance) se font selon des axes définis et pour une période donnée.

10

La transhumance est un phénomène caractéristique du Sahel. Elle amène les pasteurs du Sud vers le Nord en début de saison des pluies pour éloigner les troupeaux des zones sous exploitation agricole ou des zones inondables (cas du Delta Central Nigérien). Le retour vers le Sud s’effectue au fur et à mesure de l’assèchement des points d’eau de surface et l’épuisement des pâturages du Nord. En saison sèche, les ressources disponibles pour les animaux sont plus importantes au Sud (eau des cours d’eau, pâturages de décrue, graminées pérennes, sous-produits de récoltes…).

Dans la zone agropastorale du Delta intérieur du Niger existait un code pastoral hérité de l’empire de la Dina au début du XIX è siècle. Selon ce code, le Delta était subdivisé en territoires de pacage ou leydi. Un leydi était formé de villages de Peuhls sédentaires (ouro) et de pâturages, de villages de cultivateurs Rimaïbé (saré) et leurs terrains de culture, et un réseau de couloirs de passage pour le bétail.

II.1.1.2 Systèmes agropastoraux Ce sont des systèmes où cohabitent agriculture et élevage. On distinguera dans ces systèmes en raison de la prédominance de l’une ou de l’autre des activités, un sous-système à élevage dominant et un sous-système où l’agriculture est l’activité principale.  Sous-système à élevage dominant : Ce sous-système existe à la frange nord de la zone sahélienne où l’irrégularité des pluies ne donne pas de garantie sûre pour les cultures, mais assure une production herbagère sur des zones encore étendues. Les éleveurs cultivent pendant la saison pluvieuse quelques zones de pénéplaine ou de bas-fonds aux fins d’une production complémentaire de subsistance. La transhumance est de règle mais l’’animal fait l’objet de peu de soins et s’intègre très peu à l’agriculture. Il fournit du lait et de la viande pour la consommation de l’éleveur et joue surtout un rôle d’épargne.  Sous-système à agriculture dominante Il s’agit du système sédentaire où l’accent est mis sur l’agriculture. Quelques éleveurs sédentarisés et devenus agriculteurs s’adonnent à une transhumance de courte durée sur de faibles parcours. L’élevage se développe dans ce système par l’acquisition d’animaux par

11

les agriculteurs grâce aux revenus tirés de l’agriculture. Ces animaux constituant une épargne, s’intègrent dans la production agricole par la fourniture de travail (bœufs de labour) et de fumier (contrat de fumure passés entre bergers et agriculteurs).

II.1.2. Système de production commerciale L’amélioration des productions animales vise non seulement à accroître ces dernières pour la consommation des éleveurs, mais aussi à dégager des surplus susceptibles d’être commercialisés. Les systèmes de production commerciale portent ainsi sur deux domaines principaux : la production laitière et l’embouche.  Production laitière Pour augmenter leur production de lait, quelques agropasteurs ont commencé à sélectionner les meilleures laitières de leur troupeau afin d’améliorer leur base alimentaire.

L’amélioration de l’alimentation par l’utilisation de fourrages cultivés, de tourteaux de coton, de paille mélassée, de graines de coton ou d’aliment bétail a permis d’augmenter la production laitière de 0 à 3-5 L/j en saison sèche dans certains élevages de la zone cotonnière. Le lait produit est vendu aux mini-laiteries qui se sont installées dans certains centres urbains. Les producteurs alléchés par les revenus tirés, s’orientent à présent vers l’amélioration génétique par insémination artificielle aux fins d’accroître leur production laitière. Cette stratégie est adoptée par quelques éleveurs de la zone CMDT de Koutiala, de Sikasso et des régions de Mopti et Ségou.

Cette spéculation laitière est devenue l’activité dominante dans les élevages urbains et périurbains où existe un nombre élevé d’animaux de races améliorées. Des pics de production de 20 L/j ont pu être obtenus dans certains parcs de la zone périurbaine de Bamako.  Embouche L’activité d’embouche est moins développée par rapport à la production laitière. Elle est pratiquée par quelques éleveurs de la zone périurbaine et par certains agropasteurs en zone rurale. Les animaux embouchés sont essentiellement des bovins en zone périurbaine et des

12

moutons (moutons de Tabaski) ou des bovins de réforme (vaches stériles, bœufs de labour ou autres mâles en fin de carrière) en zone rurale.

II.2. Principales races bovines au Mali Au Mali, on y rencontre plusieurs races de zébus et taurins.

A. Zébus -

Zébu Maure: la femelle est considérée comme une bonne laitière. En

élevage extensif, elle donne entre 800 et 1000 litres de lait par an à 4.5 % de matières grasses. On le rencontre tout le long de la frontière avec la Mauritanie, dans la boucle du Niger principalement dans le cercle de Goundam et dans le delta central (SIDIBE, 2012).

-

Zébu Touareg: il se rencontre dans la boucle du Niger au nord du delta

central du Niger (Niafounké, Goundam). Son aptitude bouchère est très développée.

-

Zébu Azawak: au Mali, sa zone privilégiée se trouve dans le cercle de

Ménaka. Cette race est considérée comme la plus laitière de l'Afrique de l’ouest. Dans les élevages améliorés, la production laitière journalière peut atteindre 7-8 litres par jour voire 12 litres en station.

-

Zébu Peulh Malien: C’est un zébu à grandes cornes et comporte des

variétés soudanaises, nigériennes et sénégalaises. Au Mali, on le rencontre dans le Macina, les cercles de Nara, Nioro, dans la boucle du Niger et sur le plateau central nigérien.

Actuellement, avec le déplacement des populations bovines. Son aire s'étend jusqu'à l'extrême sud du pays dans le cercle de Kadiolo. Les principales variétés sont: o Zébu Peul soudanais: (région de Ségou), il a une robe grise, noire-pie et pie-noire type standard du Sahel (SIDIBE, 2012); o Zébu Peulh du Macina: comporte plusieurs variétés qui sont: zébu Warbé ; zébu Peulh du Gondo-Mondoro ; zébu Peulh du delta; zébu Peulh du Séno o Zébu Peulh Toronké: nord de la région de Kayes, présente d'excellentes aptitudes bouchères.

13

o Zébu Peulh Sambourou : rencontré dans les régions de Kayes et de Koulikoro, bon animal de boucherie avec des rendements-carcasse de 46 % en élevage extensif, pouvant atteindre 55 % en embouche; o Zébu Peulh Bororo : atteint 300-400 kg pour les mâles et 250-300 kg pour les femelles. La lactation s'étale sur 6 mois en moyenne et varie entre 2 litres en début et 1.5 litres en fin de lactation (SIDIBE, 2012).

B. Taurins -

Race N'dama : La race N'dama est le type le plus représentatif de l'espèce

taurine en Afrique occidentale. Son berceau est le Fouta Djallon en Guinée. Au Mali, elle est rencontrée dans les cercles de Yanfolila (régions de Sikasso), Kéniéba et Kita (régions de Kayes). C'est une race connue pour sa trypanotolérance. Son aptitude bouchère est appréciable. Les taureaux atteignent 300 kg en moyenne et la vache 250 kg. Son rendement-carcasse est de 45 à 50 %.  Sous-race Méré: C'est un produit de croisement du N'dama et zébu Peulh qui possède des caractères ethniques bien fixés. Son aire géographique est le Kaarta, le Bélédougou, le Mandé et le Miankala. La vache donne 300 à 800 litres de lait par lactation et le rendement-carcasse est de 45-50 % (SIDIBE, 2012).

II.3. Importance de l’élevage au Mali Le sous-secteur de l’élevage, de par son importance stratégique dans l’économie malienne, et la conjoncture actuelle marquée par une demande très forte des populations en produits animaux, figure en bonne place dans les actions prioritaires du Gouvernement. Selon MALI-INSTAT (2015), sa contribution au PIB national est de 15,2% en 2013 derrière les produits de l’agriculture (16,2%) et devant l’or (7,2%) Le cheptel national occupe le premier rang dans l’espace UEMOA et le second dans l’espace CEDEAO. Les effectifs sont estimés à : 10 622 620 bovins, 15 143 415 ovins, 21 087 150 caprins, 1 008 540 camelins, 538 500 équins, 979 000 asins, 82 425 porcins et 38 587 450 volailles (MALIDNPIA, 2015). Le tableau II résume l’évolution des effectifs du cheptel malien des dix dernières années.

14

Tableau II : Evolution des effectifs du cheptel du Mali 2006-2015 (Mali-DNPIA, 2015) Années

Bovins

Ovins

Caprins

Equins

Asins

Camelins

Porcins

2006

7 904 329

7 904 329

9 296 741

13 197 149

324 922

791 756

758 183

2007

8141459

8 141 459

9 761 578

13 593 063

357 414

807 591

852 880

2008

8385703

8 385 703

10 249 657

14 272 716

393 834

825 277

869 305

2009

8 385 703

8 896 392

11 300 247

15 735 670

478 187

861 820

904 425

2010

9 163 000

9 163 284

11 865 259

16 522 454

487 751

880 694

922 514

2011

9 438 000

9 438 182

12 458 522

17 348 576

497 506

899 981

940 964

2012

9 721 000

9 721 328

13 081 448

18 216 005

507 456

919 691

959 783

2013

10 012 000

10 012 968

13 735 521

19 126 805

517 605

939 832

978 979

2014

10 313000

10 313 357

14 422 297

20 083 145

527 957

960 414

998 558

2015

10 622 750

10 622 620

15 143 415

21 087 150

538 545

979 510

1 008 440

II.4. Contraintes de l’élevage au Mali Plusieurs contraintes entravent l'accroissement de la productivité du cheptel au Mali.

Celles-ci sont liées pour la plupart à l'eau, l'alimentation, la santé, aux pratiques d'élevage et à la zootechnie.

II.4.1. Contraintes socio-économiques Plusieurs facteurs concourent aux limitations socio-économiques des systèmes de production du bétail. Le premier facteur est sans doute, et dans bien des cas, la concurrence entre agriculture et élevage pour l’occupation de l’espace. Cette concurrence est très sévère dans les zones à potentialités limitées. Ainsi, s’ouvre une course à la conquête de la terre en zones agropastorales et une course aux ressources en zones pastorales.

Par l’absence de règle fixant les conditions strictes d’exploitation des ressources communautaires, chaque exploitant utilise la stratégie qui lui semble la meilleure pour satisfaire ses besoins et ceux de son troupeau. Le second facteur est l’insécurité foncière qui empêche les agropasteurs à s’investir dans les travaux d’amélioration des ressources (COULIBALY, 2003).

15

II.4.2. Contraintes zootechniques Le faible potentiel génétique des races locales constitue l’élément fondamental de cette contrainte. Les productions laitières et bouchères des races locales sont toujours inférieures à celles des races exotiques.

II.4.3. Contraintes alimentaires Elle représente une des contraintes majeures au développement de l’élevage en raison de la faiblesse des productions agricoles. Cette contrainte dépend de la pluviométrie, capricieuse et très aléatoire. On remarque surtout une réduction des aires de pâturages par une faiblesse de la disponibilité végétale surtout en saison sèche mais aussi l’obstruction des pistes de transhumance par l’accroissement des zones de culture. L’insuffisance en quantité et en qualité des sous-produits agricoles et agro-industriels demeure aussi une source non négligeable de ce déficit alimentaire (SIDIBE, 2012) II.4.4. Contraintes d’eau Les grandes zones d’élevage sahélien au Mali sont (à l’exception du Delta Central et des abords des fleuves) dépourvues de points d’eau permanents. Les eaux de surface qui s’y trouvent, s’assèchent dès le début de la saison sèche. La recherche de l’eau devient par conséquent un problème capital pendant la saison sèche dite période de disette. La dispersion des points d’eau existants (mares permanentes, puits, puisards) et leur éloignement des pâturages exploitables en cette saison, imposent des longs déplacements qui affaiblissent les animaux. Les ressources disponibles ne couvrent que les besoins d’entretien des animaux et leur productivité chutent considérablement (COULIBALY, 2003) II.4.5. Contraintes pathologiques Les principales maladies rencontrées chez les bovins au Mali sont la pasteurellose, la rickettsiose, la trypanosomose, la tuberculose, la brucellose et le charbon symptomatique.

Des foyers de péripneumonie apparaissent périodiquement dans certains élevages. A ces grandes épizooties il faut ajouter les maladies parasitaires (parasites internes et externes) qui affectent surtout les jeunes et entraînent chez eux une mortalité élevée. Toutes ces

16

maladies à cause d’une couverture vaccinale insuffisante et en l’absence d’un déparasitage systématique, provoquent une baisse de productivité chez les animaux et des pertes sèches (COULIBALY, 2003).

17

Chapitre III : GENERALITES SUR LA PERIPNEUMONIE CONTAGIEUSE BOVINE (PPCB) III.1. Définition-Importance-Répartition géographique III.1.1. Définition La péripneumonie contagieuse bovine est une maladie infectieuse, contagieuse, transmissible, due à Mycoplasma mycoides subsp. mycoides biotype Small Colony (MmmSC). Elle est caractérisée sur le plan clinique par des troubles respiratoires (toux, dyspnée, jetage), des troubles articulaires (boiteries) chez les jeunes de moins de deux ans.

Au plan lésionnel, on note une pneumonie et une pleurésie exsudatives, séro-fibrineuses dans les cas aigus et la présence de séquestres pulmonaires dans les cas chroniques. La maladie affecte essentiellement les bovins (Bos indicus, Bos taurus) et les buffles domestiques (Bubalus bubalus). Les buffles sauvages (Syncerus caffer) ne sont pas atteints dans les conditions naturelles. (YAYA, 2008) III .1.2. Importance La peste bovine a longtemps été considérée comme la principale menace du cheptel en Afrique. Après le succès des campagnes d’éradication de cette maladie basées sur la vaccination à grande échelle, les services vétérinaires des pays africains considèrent la PPCB comme une priorité sanitaire. Mais, pour de nombreuses raisons, il est difficile d’évaluer les pertes occasionnées par cette maladie. Une étude menée dans 12 pays Africains (Burkina Faso, Tchad, Côte d'Ivoire, Ethiopie, Ghana, Guinée, Kenya, Mali, Mauritanie, Niger, Tanzanie et Ouganda) a montré que les pertes dues à la PPCB, sont estimées par pays à 3,4 millions d'euros pour la PPCB endémique et 5,3 millions d'euros pour la PPCB épidémique. Au Nigeria, les pertes économiques dues à la PPCB ont été estimées en 1981 à 3,6 millions de dollars (YAYA, 2008). En 2000, le Mali a enregistré des pertes estimées à 548 476 euros du fait de la PPCB. (ABIOLA et al., 2005).

18

III.1.3. Répartition géographique La PPCB était autrefois répandue en Europe et la plupart des autres continents. Ses répercussions économiques importantes dans les pays atteints justifient son inscription dans la liste des maladies notifiables de l’OIE. Grâce à des mesures de prophylaxie efficaces, son aire d'activité a été considérablement réduite, et seule l'Afrique continue à payer un lourd tribut à la maladie.

En Europe, l’Espagne est indemne depuis 1994, la France depuis 1906. Des foyers erratiques ont été cependant, observés en 1967, 1982 et 1984 (départements frontaliers franco-espagnols). Elle est maladie réputée contagieuse en Afrique et en France.

III.2. Etiologie La péripneumonie contagieuse bovine est due à Mycoplasma mycoides subsp. mycoides biotype Small Colony (MmmSC). L’agent de la PPCB constitue le chef de file du groupe des Mycoplasmes et présente toutes les caractéristiques. Les mycoplasmes sont des microorganismes procaryotes, limités par une membrane plasmique, dépourvus de paroi et incapables

de

synthétiser

ses

éléments

précurseurs

(acides

muramique

et

diaminopimélique). Ils se développent sur milieux artificiels, liquides ou solides (acellulaires) avec des colonies typiques incrustées par leur centre dans la gélose. Ils ont un pléomorphisme très marqué (forme coccoïdes, en anneau, en massue, en chaînette, en hélice, triangulaire, astéroïdes, filamenteuse, bourgeonnantes ou ramifiées etc.) dû à l’absence de paroi rigide. Leur taille très petite est de l’ordre de 90 à 300 micromètres. La filtration membranaire à

une porosité moyenne est de 450 micromètres. Les

mycoplasmes sont stérol-dépendants excepté le genre Acholeplasma. Ils sont pénicillinorésistants mais sensibles aux antibiotiques intervenant dans la synthèse des protéines (AWOUNAM, 2009).

19

III.2.1 Taxonomie L’agent de la PPCB est classé comme suit: Embranchement :

Protophytes

Classe :

Mollicutes

Ordre I :

Mycoplasmatales (besoin en stérol pour culture)

Famille I :

Mycoplasmataceae (génome : 5×108 daltons)

Genre I :

Mycoplasma

Genre :

Ureaplasma

Famille II :

Spiroplasmataceae (génome : 109 daltons)

Genre I :

Spiroplasma

Ordre II :

Acholeplasmatales (pas de besoin en stérol)

Famille I :

Acholeplasmataceae (génome : 109 daltons)

Genre I :

Acholeplasma

Ordre III :

Anaeroplasmatales

Famille I :

Anaeroplasmataceae (génome : 109 daltons)

Genre I :

Anaeroplasma (besoin en stérol)

Genre II :

Asteroplasma (besoin en stérol)

III.2.2. Propriétés physico – chimiques et culturales III.2.2.1. Morphologie III.2.2.1.1. En Milieu liquide L’observation se fait avec des microscopes à contraste de phase ou à fond noir.

III.2.2.1.2.En Milieu solide après coloration Le meilleur colorant est le May-Grünwald-Giemsa. La fluoroscopie simple (coloration à l’orange d’acridine) et l’immunofluorescence permettent aussi de bonnes observations.

L’examen des produits pathologiques révèle de petits éléments sans aspects caractéristiques, à peine visibles, rassemblés par paires ou en chaînettes ou même individualisés. Les cultures en milieux liquide et solide montrent à l’observation un pléomorphisme extrême : chaînettes, anneaux, étoiles, filaments etc. (SANT’ANNA,

20

1977). Les colonies de mycoplasmes ont un aspect caractéristique qualifié d’œuf sur le plat. Elles s’incrustent dans la gélose par leur centre (Photo 1).

Photo 1: Colonies de mycoplasmes incrustés dans la gélose par leur centre (0.1 à 1mm) « œufs sur le plat » (THIAUCOURT, 2000) III.2.2.2.Propriétés physico – chimiques III.2.2.2.1. Propriétés physiques L’agent de la PPCB est un mycoplasme dont la taille est de l’ordre de 90 à 300μm. Il est résistant aux cycles gel-dégel, et aux chocs osmotiques en dépit de l’absence de paroi rigide. Il est sensible aux antiseptiques usuels, à la saponine, aux ultrasons et à la chaleur (AWOUNAM, 2009).

III.2.2.2.2.Propriétés chimiques MmmSC renferme de l’Acide désoxyribonucléique (ADN), de l’Acide ribonucléique (ARN) (DEDIEU et al., 1996), des lipides, en particulier les stérols jouent un rôle prépondérant dans la solidité de la membrane cytoplasmique. Le support de la virulence est le galactane (polysaccharide) dont l’existence chez MmmSC est de première importance

dans

la

pathogénie

(hyperthermie,

libération

d’amines

toxiques,

hypersensibilité type Arthus…), la sérologie, et l’immunologie de la PPCB. Il a été noté

21

une absence d’acides diaminopimélique et muramique, et de constituants des parois bactériennes (AWOUNAM, 2009).

III.2.2.3. Culture et Milieux de culture En raison de la faible taille de leur génome, donc de leur capacité codante réduite, les mycoplasmes sont très exigeants en éléments nutritifs et nécessitent l'addition, dans leurs milieux de culture, de nombreux précurseurs leur permettant de synthétiser les macromolécules indispensables.

Les milieux de culture devront toujours contenir : - un milieu de base constitué d'un extrait de viande (infusion de cœur de bœuf, par exemple) ou d'une peptone (Tryptose Difco, Tryptone Difco ou Oxoid) ou les deux à la fois ; - un extrait ou un autolysat de levure de bière, apportant les facteurs de croissance ; - un sérum dans la proportion de 10 à 20 %. La proportion de 10 % favorise l'apparition des « comètes ». L'addition de glucose, d'un système tampon, d'acide désoxyribonucléique (ADN) et de glycérol peut améliorer la croissance de MmmSC. Au moment de l'isolement, il est obligatoire d'ajouter des inhibiteurs bactériens tels l’acétate de thallium de 1/5 000 à 1/10 000 (en concentration finale), la pénicilline G de 250 à 1 000 UI/ml de milieu et le fungizone (amphotericine) à 5 μg/ml si une contamination fongique est suspectée. Les milieux de culture sont liquides ou solides (par adjonction de 15 g/1d'agar). Les milieux liquides, après addition d'extrait de levures et de sérum, sont stérilisés par filtration. Les milieux gélosés sont autoclavés à 55°C et, après refroidissement, le sérum, l'extrait de levure et les inhibiteurs sont ajoutes (DEDIEU et al., 1996).

III.2.3. Propriétés Biologiques III.2.3.1. Pouvoir pathogène Le pouvoir pathogène de MmmSC paraît en rapport avec sa virulence et en particulier la présence d’un lipopolysaccharide « galactane » véritable facteur d’agression capable de neutraliser les défenses normales de l’hôte.

22

III.2.3.1.1. Dans les conditions naturelles Le pouvoir pathogène de MmmSC, germe à tropisme pulmonaire et pleural, est strictement adapté aux bovins. Un tropisme articulaire secondaire chez les jeunes témoigne d’une affinité plus large pour les séreuses. (PROVOST et al., 1987).

III.2.3.1.2. Dans les conditions expérimentales L’évaluation précise du pouvoir pathogène ne peut se faire que grâce à l’inhalation d’aérosols par voie endobronchique chez les sujets sains. D’autres voies d’inoculation existent : l’intubation trachéale, l’injection intra trachéale, l’inoculation intraveineuse d’une culture mélangée à la gélose fondue et refroidie à 45°C, l’inoculation intra pleurale et intra péritonéale (provoque une pleurésie et une péritonite exsudative mortelle). Enfin, l’inoculation par voie sous cutanée dans le tissu conjonctif lâche entraîne une réaction willemsienne (tuméfaction inflammatoire chaude, douloureuse, œdémateuse avec un liquide jaune citrin, à tendance envahissante avec collection œdémateuse en partie déclive et pouvant se fistuliser faisant sourdre une sérosité qui coagule à l’air). Les ganglions satellites sont réactionnels, l’animal maigrit et meurt en 10-13 jours (PROVOST et al., 1987).

III.2.3.2. Pouvoir antigénique Le pouvoir antigène est marqué par plusieurs facteurs antigéniques ce qui rend son étude difficile (SANT’ANNA, 1977). Le test ELISA a permis de réaliser de grandes avancées dans l’identification de MmmSC : sur dix-sept anticorps monoclonaux dirigés contre MmmSC, et qui ont fait l’objet d’une caractérisation partielle, six anticorps monoclonaux reconnaissant une protéine principale de 70 Kda, se sont avérés spécifiques (BROCCHI et al., 1993). L’infection péri pneumonique se traduit très rapidement par l’élaboration d’anticorps spécifiques décelables par différents test sérologiques (SANT’ANNA, 1977).

III.2.3.3. Pouvoir immunogène MmmSC est doué d’un pouvoir immunisant très spécifique. Les animaux guéris développent une résistance à une nouvelle infection. De même, les animaux sensibilisés, vaccinés sont protégés pour des périodes variables (PROVOST, 1974b) et l’immunité dépend de la souche utilisée (PROVOST, 1996). Il semble que l’immunité soit à médiation

23

cellulaire suite aux travaux de GOURLAY qui avait utilisé une réaction spécifique de type hypersensibilité retardée pour tester l’immunité des embryons des poulets protégés de la mort quand il recevait l’injection d’une souche de mycoplasme adaptée à l’œuf (HUDSON, 1972). Les facteurs humoraux joueraient un rôle négligeable (TULASNE et al., 1996).

III.2.3.4. Pouvoir allergène L’infection péripneumonique tout comme l’immunisation contre la maladie se double d’un état d’hypersensibilité spécial à MmmSC et à ses produits métaboliques. Cet état d’hypersensibilité est un phénomène d’Arthus, mais les auteurs soupçonnent également l’intervention d’une hypersensibilité retardée (HUDSON, 1972). L’intervention de cette allergie serait à l’origine de toute la pathogénie de la maladie (PROVOST, 1969).

III.2.4. Résistance  Aux agents physiques : MmmSC est faiblement résistant dans le milieu extérieur, 2 à 3 jours dans les régions tropicales 1 à 2 semaines dans les pays tempérés. MmmSC est vite détruit par la chaleur, la lumière, les ultraviolets et les ultrasons. Cependant, MmmSC est conservé par le froid et la lyophilisation et possède une relative résistance au choc osmotique attribué à la richesse en cholestérol de la membrane cytoplasmique.  Aux agents chimiques : MmmSC est résistant à l’alcool, à l’acide borique, aux pénicillines, aux sulfamides et aux polypeptides, à l’acétate de thallium, au cristal violet (HUDSON, 1972). Le germe péripneumonique est détruit par les agents mouillants tels, la saponine, la digitonine, la bile, les sels biliaires dont le désoxycholate de sodium à une concentration de 3×10-5 moles et tous les antiseptiques usuels sont actifs (phénol à 1 % en 3 minutes, le formol à 0,5 % en 30 secondes, le sublimé à 0,01 % en 1 minute, le lait de chaux en moins de 5 minutes, l’éther en moins de 5 minutes, le mercurochrome à 0,004% en 1 heure). Le germe est aussi détruit par divers antibiotiques comme : les tétracyclines, les macrolides, le chloramphénicol (CAMARA, 1971 ; PROVOST, 1974a).

24

III.3. Epidémiologie générale III.3.1. Réceptivité et sensibilité Le premier facteur est l’espèce, seuls les bovinés sont affectés par MmmSC. Certaines races comme la Ndama et les races exotiques sont très sensibles avec quelques particularités individuelles dans le troupeau. Il existe des facteurs prédisposant qui diminuent la résistance des animaux : la fatigue physique, la dénutrition, le parasitisme, les infections intercurrentes, et diverses agressions pouvant entraîner le réveil d’un séquestre.

Les facteurs favorisants sont ceux qui favorisent la contamination tels que les échanges des bovins entre familles alliées ou amies (YABOURI, 1974), le nomadisme, la transhumance, les rassemblements autour des points d’eau et des marchés à bétail, le vol de bétails, les guerres avec les déplacements de populations qu’elles occasionnent (MASIGA et al., 1996).

III.3.2. Sources de contagion Il existe divers types de porteurs (sains, précoces et chroniques), les malades éliminant le germe dans l’environnement. Un grand nombre de germes est éliminé à travers l’air expiré, le jetage nasal, le liquide pleural, l’urine (lors de l’atteinte rénale), et le sang.

III.3.3. Mode de transmission La transmission est habituellement directe (mais nécessitant des contacts étroits, prolongés ou répétés avec les malades ou porteurs de germes) par voie aérienne. La voie de pénétration est respiratoire. Le risque maximal de contagion est représenté par les animaux en phase aiguë de la maladie qui excrètent des aérosols infectieux lors des épisodes de toux.

Cependant, les individus infectés peuvent avoir une phase d’excrétion préclinique. Les animaux atteints peuvent également devenir des porteurs chroniques, jusqu’à deux ans après la guérison clinique. Il n’y a pas de transmission indirecte car les mycoplasmes ne sont pas résistants dans le milieu extérieur et sont rapidement inactivés par la chaleur, les UV ou les désinfectants. (THIAUCOURT, 2006) III.4. Epidémiologie de la PPCB en Afrique En Afrique, la PPCB est présente dans le sud du Sahara entre le tropique du cancer et le tropique du capricorne, et entre l’océan atlantique et l’océan indien. L’infection évolue

25

sous forme endémique touche tous les troupeaux du pâturage dans une grande partie de l’Afrique occidentale, centrale et orientale. Elle touche également l’Afrique australe, en Angola et au nord de la Namibie (FAO, 2005). Les régions nouvellement infectées dans les années 90 comprennent une grande partie de l’Ouganda, une partie du Kenya, la région d’Ituri en République Démocratique du Congo et une grande partie de la République-Unie de Tanzanie, où la Maladie s’est récemment répandue de façon alarmante. Le Rwanda (1994), le Botswana (1995, maintenant indemne), le Burundi (1997) et la Zambie (1997) ont été récemment réinfectés, mais le Lesotho, le Malawi, le Mozambique, l’Afrique du Sud, le Swaziland et le Zimbabwe sont déclarés indemnes depuis 2002 (FAO, 2005).

Selon l’annuaire panafricain des ressources animales, la situation de la pleuropneumonie contagieuse bovine (PPCB) en 2014, s’est caractérisée par une large distribution géographique et un grand nombre de foyers déclarés, une situation qui n’est pas différente de celle des années 2013. Au cours de l’année 2014, la PPCB a été signalée dans dix-neuf (19) pays, essentiellement de l’Afrique occidentale et orientale (Figure 3). Elle a affecté 294 unités épidémiologiques et a été à l’origine de 10.569 cas et 3.164 mortalités, avec un taux de létalité estimé à 29,9% ; ceci indiquent, un nombre de foyers et de mortalités en diminution par rapport à 2013, soit respectivement 66,7% et 66,8%.

De ces résultats, le Ghana a exprimé le plus grand nombre (104) de foyers de PPCB (soit 35,4%), suivi de la Côte d’Ivoire avec 40 foyers (13,6%) et de la Tanzanie avec 33 foyers (11,2%).

26

Figure 3: Répartition spatiale de la PPCB en Afrique en 2014 (AU-IBAR, 2014)

III.5. Situation de la PPCB au Mali En 2014, le Mali a déclaré 5 foyers de PPCB avec 90 cas révélés, 57 morts et 17 abattages (UA-BIRA, 2014).

Le laboratoire de mycoplasmes et mycoplasmoses, le seul laboratoire au Mali qui réalise le diagnostic de la PPCB a en effet obtenu 90 cas positifs sur 215 échantillons reçu de 2006 à 2010. (Tableau III)

27

Tableau III : Résultats des tests réalisés au LCV pour confirmation de la PPCB (LCV,

2016) Années

Nombre d’échantillons

Cas positifs

Cas négatifs

2006

17

10

7

2007

18

11

7

2008

16

6

10

2009

14

3

11

2010

18

13

5

2011

32

17

15

2012

19

11

8

2013

36

8

28

2014

21

11

10

2015

10

3

7

2016

14

5

9

Total

215

98

117

Il faut noter que ce tableau ne résume pas la situation réelle de la PPCB au Mali. Les méthodes de diagnostic utilisées sont le CFT, cELISA, l’isolement et la PCR. Au Mali des études antérieures sur la PPCB ont montré une prévalence individuelle de 16.28% et une prévalence troupeau de 85,18 % (NIANG et al., 2009). En 2015, SERY et al., ont obtenu une prévalence individuelle de 18.11 % (Tableau IV).

28

Tableau IV : Prévalence individuelle de la PPCB dans les régions et le district de Bamako au Mali (SERY et al., 2015).

Régions

Nombre d’échantillons

Nombre d’animaux positifs

Prévalence individuelle (%)

Kayes

1127

125

11.09

Koulikoro

1112

125

11.24

Sikasso

1120

199

17.77

Ségou

1160

245

21.12

Mopti

1346

357

26.52

Tombouctou

800

37

4.62

Gao

723

86

11.89

Kidal

379

208

54.88

Bamako

240

68

28.33

TOTAL

8007

1450

18.11

Dans cette même étude ces auteurs ont déterminé la prévalence troupeau de la PPCB dans les différentes régions du Mali et dans le district de Bamako (Figure 4).

29

Figure 4: Analyse de distribution montrant le niveau de prévalence du troupeau observé dans les différentes régions (SERY et al, 2015) III.6. Etude clinique III.6.1. Signe clinique de la maladie L’incubation de MmmSC est relativement longue, de un à deux mois en moyenne, avec des extrêmes de 15 jours à 6 mois. La PPCB associe des symptômes généraux (abattement, inappétence, fièvre…) à des symptômes respiratoires (dyspnée, discordance, râles à l’inspiration, toux quinteuse et douloureuse relativement peu fréquente, jetage séro-

30

muqueux, puis muco-purulent). Les animaux les plus atteints se tiennent les pattes antérieures écartées, l’encolure basse ou tendue, la gueule ouverte et un filet de bave s’écoulant en permanence (photo 2). Des arthrites ont été décrites chez les veaux (photo 3) ; ceux-ci peuvent également souffrir de pleuropneumonie (THIAUCOURT, 2006).

Quand la PPCB apparaît pour la première fois dans un troupeau, elle est généralement grave et de mortalité assez élevée. Un faible taux d’animaux peut mourir rapidement sans présenter les signes sauf la fièvre. Il est parfois possible de faire le lien entre l’apparition de la maladie et des contacts antérieurs avec d’autres bovins trois à six semaines plus tôt, mais ce n’est pas toujours le cas parce que la période d’incubation peut atteindre six mois.

Les signes cliniques peuvent n’apparaitre que plusieurs mois après le contact. La Maladie peut donc s’installer dans un troupeau avant toute suspicion et il est alors difficile de remonter à son origine. C’est le cas notamment lorsque de longues périodes se sont écoulées entre les campagnes de vaccination de routine, ou quand des antibiotiques ont été utilisés pour traiter les cas cliniques. Dans ces deux cas, l’incidence de la maladie clinique est réduite et son identification plus difficile.

Photo 2: Difficultés respiratoires chez un bovin atteint de PPCB (FAO, 2002)

31

Photo 3: Hygroma chez un veau atteint de PPCB forme aigue (FAO, 2002) III.6.2. Lésions Lors d'atteinte récente, la pleurésie exsudative est évocatrice ; un exsudat séro-fibrineux jaune ambre, parfois teinté de sang, souvent abondant, coagulant à l'ouverture de la cage thoracique pour former des « omelettes » de fibrine (Photo 4). La lésion pulmonaire est unilatérale (très rarement bilatérale) et caractérisée par une hépatisation franche associée à un épaississement des travées inter-lobulaires (Photo 5) due à une infiltration de sérosité qui s'écoule à la coupe. Dans les formes plus anciennes, différents stades d'hépatisation entrainent une coloration des lobules variant du rouge sombre au gris en passant par le jaune et donnant ainsi un aspect marbre, dit aussi en « fromage de tête ». Les séquestres de taille variable (Photo 6), taille d'une bille à celle d'un pamplemousse, apparaissent chez un certain nombre d'animaux guéris. Ces séquestres résultent d'une nécrose du parenchyme pulmonaire donnant naissance à un amas caséeux, parfois liquéfié, enchâssé dans une épaisse gangue fibreuse. A ces lésions sont associées une hypertrophie des nœuds bronchiques et parfois une péricardite exsudative.

Dans les formes chroniques, une pachypleurite et des adhérences entre les plèvres sont de règle.

32

Photo 4 : Pleurésie exsudative avec dépôt de fibrine (THIAUCOURT, 2006)

Photo 5 : Hépatisation pulmonaire et épaississement des travées inter-lobulaires (THIAUCOURT, 2006)

33

Photo 4 : Présence d’un séquestre dans les poumons (THIAUCOURT, 2006)

III.7. Diagnostic de la PPCB Le diagnostic est facile en milieu enzootique, difficile en milieu indemne. Dans ce volet, le diagnostic sera abordé sous deux angles : sur le terrain puis expérimentalement.

III.7.1. Diagnostic sur le terrain Les éléments tels la situation en zone infectée, la présence d’animaux en provenance de zones infectées, les cas se succédant pendant plusieurs mois suivant le déplacement des sujets, et le caractère respiratoire de la maladie présentant une contagiosité lente, irrégulière, insidieuse, feront penser à la PPCB. On suspectera la PPCB lors du développement de troubles généraux fébriles, accompagnés de l’apparition de signes fonctionnels de pleuropneumonie à évolution rapide vers une dépression respiratoire fatale, ou vers un portage chronique avec amaigrissement. À l’autopsie, on recherchera les lésions de pleurésie, d’hépatisation des poumons, de séquestres, la présence de fibrines sous formes « d’omelettes » sur le poumon et aussi du liquide pleural caractéristiques de la PPCB (AWOUNAM, 2009).

III.7.2. Diagnostic différentiel Il n'est guère possible de distinguer cliniquement la PPCB d'une autre bronchopneumonie ou pleuropneumonie due à des particules virales et/ou d’agents bactériens. Seul le contexte

34

épidémiologique peut alerter le clinicien qui devra recourir à l'autopsie. Lors d'autopsie, le diagnostic est aisé même si une confusion est possible avec les lésions de la pasteurellose bovine (aspect marbre identique mais atteinte bilatérale des poumons) et celles de la theileriose à Theileria parva ou East coast fever (œdème et dilatation des travées interlobulaires mais sans pleurésie ni hépatisation). Dans tous les cas, le recours au laboratoire est indispensable (DEDIEU et al., 1996).

III.7.3. Diagnostic de laboratoire III.7.3.1. Prélèvements Les meilleurs prélèvements sont constitués du liquide pleural (5 ml), de nœuds lymphatiques régionaux entiers et de fragments de poumon hépatisé (5x5 cm). Le liquide pleural peut éventuellement être récolté du vivant de l’animal par ponction intercostale au niveau des zones de matité perçues par percussion. La qualité du prélèvement est primordiale pour le succès de l’isolement. Des lavages broncho-alvéolaires ou des aspirations trans-trachéales peuvent être réalisés. Les prélèvements doivent être envoyés sous froid positif ; un envoi congelé à - 20°C est également possible (THIAUCOURT, 2006).

III.7.3.2. Diagnostic microbiologique Isolement Plusieurs procédés existent, de préférence à partir d'ensemencements copieux.  Sur milieu solide (avec les inhibiteurs bactériens) : -

dépôt et étalement de quelques gouttes de lymphe pulmonaire, de liquide

pleural ou de broyat de poumon ; -

A partir du poumon lésé ou d'une section de ganglion, il est possible de faire

des empreintes directement sur la gélose, avec ou sans étalement.  Sur milieu liquide (avec les inhibiteurs bactériens) : La meilleure méthode reste celle de la dilution pasteurienne. Celle-ci permet d'éliminer, à partir du 2e ou du 3e tube, les contaminations bactériennes et d'avoir à partir du 4e tube le mycoplasme à l'état pur. Nous avons ici l'exemple de l'action de

35

deux systèmes ; les dilutions, jointes à l'action des inhibiteurs, permettent d'éliminer les contaminations.

On procède de la façon suivante : à l'aide d'une pipette Pasteur, 1 ml de prélèvement est ensemencé dans 9 ml de milieu, dans le premier tube. Ensuite, après agitation, on ensemence, par dilution, les tubes suivants, à raison de 1 ml de dilution pour 9 ml de milieu et en changeant de pipette pour chaque tube.

Culture et coloration :  Culture : La culture se fait sur milieu sélectif à base d’un extrait de viande ou de peptone (Tryptose Difco, Tryptose Difco ou Oxyde) ou les deux à la fois, d’un sérum 10 à 20 % de stérol, de glucose, de système tampon, de glycérol, d’inhibiteurs bactériens, et de levure de bière.  Coloration : Deux types de coloration existent :  Coloration de May-Grünwald-Giemsa : L'examen après coloration (May-Grünwald-Giemsa) permet de voir de petits grains roses violets au centre des cellules, de fibrine et de bactéries diverses, plus ou moins nombreux.

La présence de ces particules sera de bonne indication, mais seul un personnel bien entraîné pourra tirer profit d'une telle observation. L'avantage de cette coloration est qu'elle autorise un examen cytologique du prélèvement contrairement au test de Gram (PROVOST et al., 1987).

-

Technique :

Un bloc de gélose supportant des colonies est prélevé et posé sur une lame porte objet, colonie contre la lame. Le tout est plongé délicatement dans le liquide de Bouin. Au bout de 15 minutes, la colonie est fixée sur la lame, le bloc de gélose s'étant détaché. La lame est lavée dans l'eau distillée, tamponnée à un pH neutre et colorée classiquement au MayGrünwald-Giemsa. Elle est observée soit à sec au grossissement x16 ou x40 soit, si l'on veut voir en structure fine, à x100 en immersion.  Coloration de Dienes :

36

Le bloc de gélose supportant les colonies est déposé sur une lame, colonies vers le haut.

Sur ce bloc, est mise une lamelle imprégnée de colorant de Dienes, colorant contre colonie.

Au bout de 15 minutes, on observe à l'objectif (x16 ou x40) (PROVOST et al., 1987).

III.7.3.3. Diagnostic sérologique Les anticorps induits par la PPCB ne persistent pas longtemps à des taux élevés. Des souches hypo-virulentes, comme les souches européennes, n’induisent qu’une séroconversion faible et fugace. Aussi, le diagnostic sérologique est toujours un diagnostic de troupeau (THIAUCOURT, 2006).

Deux tests sérologiques, le test de fixation du complément (CFT) et l'ELISA de compétition (cELISA), sont recommandés par l'OIE. Ils sont couramment utilisés au Laboratoire Central Vétérinaire de Bamako parfois en parallèle dans le diagnostic et le dépistage de la péripneumonie contagieuse bovine (PPCB). La performance de ces tests a été estimée différemment par plusieurs auteurs dans des contextes épidémiologiques différents à partir de méthodes statistiques standards avec un statut sanitaire réel des animaux partiellement ou totalement connu.

III.7.3.3.1. Test de fixation du complément La fixation du complément joue un rôle important dans la détection des troupeaux infectés en régions infectées. Toutefois, bien qu'étant l’une des méthodes les plus fiables actuellement, elle présente des limites significatives en ce qui concerne la sensibilité et la spécificité (REGALLA, 1995). Ce test est qualitatif et basé sur l’hémolyse ou non des globules rouges présents dans le sang de mouton utilisé pour le test en association avec d’autres réactifs. Son principe est basé sur la formation du complexe immun Ag-Ac dans le sérum. On utilise ensuite le complément titré au mélange préalablement constitué (AgAc).

La Lecture des résultats de la réaction de fixation du complément se fait selon le pourcentage d'hémolyse (tableau V).

37

Tableau V : Lecture des résultats selon le pourcentage d'hémolyse (REGALLA, 1995) Pourcentage de fixation

Pourcentage d'hémolyse

Résultat *

100 % de fixation

0 % d'hémolyse

++++

75 % de fixation

25 % d'hémolyse

+++

50 % de fixation

50 % d'hémolyse

++

25 % de fixation

75 % d'hémolyse

+

0 % de fixation

100% d'hémolyse

-

* Le nombre de croix représente les valeurs de pourcentage d'hémolyse et de fixation du complément.

Il existe plusieurs critères d'interprétation en fonction de la corrélation des résultats de la réaction de fixation du complément et les lésions trouvées lors de l'examen post-mortem.

III.7.3.3.2. Test CELISA Le cELISA est un test sérologique quantitatif qui mesure le pourcentage d’inhibition (PI) des immunoglobulines du sang mis en compétition avec des immunoglobulines monoclonales (Mab) très spécifiques de MmmSC. Le principe est basé sur l’utilisation d’enzymes pour obtenir des résultats colorimétriques.

Il exploite une de ces enzymes attachées à l’un des réactifs utilisés. L’addition ultérieure de substrat chromogène d’enzymes provoque un changement de couleur.

Les résultats peuvent être lus à l’œil nu et quantifiés en utilisant des spectrophotomètres (lecteurs de plaque) spécialement conçus pour la tâche.

Ce test a été développé par le Centre International de Recherche en Agronomie pour le Développement (CIRAD) en collaboration avec l'OIE. La production et la commercialisation sont assurées par IDEXX. Elle sera utilisée lors de nos analyses de laboratoire.

III.7.3.3.3. «Polymerase Chain Reaction » (PCR) La technique de PCR consiste à obtenir in vitro, à partir d’un échantillon, d’importantes quantités d’un fragment d’ADN spécifique, de taille bien définie compris entre deux

38

amorces. Si les amorces choisies sont spécifiques du germe recherché, la technique peut servir au diagnostic. Elle est mise en œuvre au laboratoire par une succession de 30 à 40 cycles consistant en la dénaturation, l’hybridation des amorces et l’élongation. La spécificité de la PCR est déterminée par le choix des amorces, celles-ci pouvant être sélectionnées en vue de détecter un groupe d’espèces, une espèce précise ou même un type de souche. (DEDIEU et al., 1996) Les produits d’amplification peuvent être observés sous UV après une séparation par électrophorèse ou identifiés par une sonde spécifique. La PCR à l’avantage d’être rapide, sensible, spécifique, reproductible, pouvant traiter de nombreux échantillons simultanément, et peut rester efficace quel que soit l’état de l’échantillon.

Cependant, elle reste est limitée à certains laboratoires bien équipés et à un personnel bien entraîné du fait d’une part du coût élevé de l’équipement nécessaire à la réalisation technique ; d’autre part de la rigueur du suivi technique (DEDIEU et al., 1996).

III.8. Lutte contre la Péripneumonie contagieuse bovine III.8.1. Traitement Autrefois des molécules comme la Novarsénobenzol, le Chloramphénicol, les Tétracyclines, la Tylosine, la Spiramycine ont été utilisées pour le traitement de la PPCB (AWOUNAM, 2009). Depuis un certain temps ce traitement est déconseillé par les experts de la FAO/OIE/OUA pour diverses raisons : le traitement ne permet pas une guérison microbiologique (les animaux guéris sont porteurs et excréteurs de germes pendant plusieurs mois) ; les formes chroniques sont insensibles au traitement (ORUE et al., 1961, HUDSON, 1972) ;il constitue un moyen de dissémination de la maladie (MASIGA et al., 1996). Par contre, PROVOST (1996) suggère que le traitement peut être indiqué pour combattre les réactions post-vaccinales sévères mais aussi pour améliorer l’état général d’un animal infecté (malade) avant son abattage pour la consommation.

III.8.2. Prophylaxie La prophylaxie vis à vis de la péripneumonie est délicate, surtout en Afrique. Elle suppose avant tout, l'assainissement des troupeaux et la protection de ceux-ci, donc l'accessibilité et le contrôle du cheptel. Or en raison des facteurs géographiques, climatiques, humains et

39

des modes d'élevage variables d'un pays à l'autre, il est impossible de définir un protocole standard d'élimination de la maladie dans les pays infectés (YABOURI, 1974). Mais de façon générale, dans les régions longtemps contaminées comme l'Afrique occidentale et singulièrement le Mali, la prophylaxie peut être envisagée en associant dans un premier temps les mesures de police sanitaire et de prophylaxie médicale afin de réduire l'incidence de la maladie. Au second plan, il sera question de l'application exclusive des mesures sanitaires, seules capables d’éradiquer la maladie.

III.8.2.1. Stratégie défensive La stratégie défensive vise à prévenir la contamination péripneumonique de troupeaux de bovins sains, quelles que soient leur taille et leurs localisations. La règle d'or est : n'introduire aucun malade ou porteur de M. mycoides. Pour cela, il s’agit de traduire en pratique, de manière stricte les dispositions en matière de police sanitaire (PROVOST, 1996). Une des stratégies défensives est axée sur la surveillance des troupeaux pénétrant dans le pays sachant que les mouvements du bétail de commerce, de transhumance et d'échanges incontrôlés, de part et d'autre des frontières, peuvent être à l'origine d'introduction de nouveaux foyers. De ce fait, ces troupeaux doivent faire l’objet d’un contrôle rigoureux au niveau des frontières.

La détention d’un certificat zoosanitaire international est une preuve suffisante pour autoriser l’importation de bovidés en provenance de pays indemnes de la PPCB. Lors d'une importation en provenance de pays considérés comme infectés de PPCB, la destination des animaux est d'une importance capitale. Selon PROVOST (1996) les bovins d'élevage (animaux rentrant dans les circuits de cheptel vif du pays d'accueil) doivent offrir toute garantie de salubrité et être accompagnés d'un certificat zoosanitaire précisant qu’ils: -

ne présentent aucun signe clinique de PPCB lors de leur chargement ;

-

ont été testés négatifs à M. mycoides ;

-

n'ont pas été en contact avec d'autres bovins ;

-

sont originaires d'une exploitation indemne de PPCB depuis au moins six mois, ellemême non située dans une zone infectée ;

40

-

n'ont été vaccinés contre la PPCB au moins quatre mois avant le chargement.

Concernant les bovins de boucherie, le certificat précisera qu'ils ne présentent pas de signes cliniques de PPCB et qu'ils sont originaires d'une exploitation indemne depuis au moins six mois, elle-même située dans une zone indemne (PROVOST, 1996).

III.8.2.2. Stratégie offensive La stratégie offensive vise à débarrasser les pays infectés de la maladie. Le but ultime est de pouvoir déclarer officiellement 1'eradication totale dans certains pays, puis dans certaines régions entières.

Les mesures sanitaires qui ont permis d’éradiquer la PPCB dans de nombreux pays (encore appliquées en Europe), ne sont pas envisageables en Afrique pour plusieurs raisons : -

le dépistage sérologique systématique des animaux porteurs de séquestres n'est pas possible dans des régions où se pratique, en général, un élevage de type extensif ;

-

l'interdiction du déplacement des troupeaux et l'abattage des animaux positifs sont eux aussi difficiles à appliquer.

Le recours à une autre politique de prophylaxie est donc inévitable. En Afrique, la lutte contre la PPCB passe obligatoirement par la vaccination annuelle des bovins.  Vaccination contre la PPCB : Autrefois, plusieurs procédés ont été utilisés pour la vaccination du cheptel, des fragments de poumon infectieux insérés sous la peau du chanfrein, le « vaccin de Willems » à base de lymphe pleurale injectable par voie sous-cutanée, le « vaccin de Bennett » fait d’une souche locale atténuée par subculture (SYLLA et al., 1995).

Les vaccins utilisés actuellement en Afrique sont les souches T1 (T1-44 et T1-SR) qui ont été développés dans les années 1950 par atténuation empirique par passages successifs sur œufs embryonnés. Ces vaccins ne donnent une immunité satisfaisante que s’ils sont administrés de façon régulière au cheptel (en général annuellement) (Yaya,

2008).

Cependant, l’utilisation exclusive de ces vaccins n’a jamais permis l’éradication de la PPCB. Leur utilisation systématique a servi à diminuer la prévalence de la maladie avant de pouvoir appliquer des mesures strictes d’abattage sanitaire.

41

Au Mali, une campagne annuelle de vaccination est lancée de façon régulière en faveur de la lutte contre la PPCB. Les services vétérinaires annoncent à chaque fin de campagne des taux de couverture important. En 2015, le taux de réalisation de la vaccination était de 76,88 % soit 4769625 têtes vaccinées sur 6204142 (MALI-DNSV, 2015). Dans cette même année SERY et al., ont trouvé une prévalence individuelle de 18.11 % sur l’étendue du territoire national (SERY et al., en 2015). Ces différentes observations, donnent lieu à diverses hypothèses : une grande partie du cheptel national n’est pas répertorié et échappe à la prévention contre la PPCB ; une mauvaise organisation de la campagne de vaccination, ou encore l’acte vaccinal du vétérinaire n’est pas bien porté.

Dans les pays infectés où les règlementations sanitaires ne peuvent être appliquées de façon convenable, la vaccination permet de diminuer considérablement les conséquences économiques et les foyers à condition d'être suffisamment généralisée.

Au Mali, la lutte contre la PPCB repose essentiellement sur la vaccination de masse. Un réseau d’épidémio-surveillance existe ; il assure la collecte de l’information sur les foyers et ou suspicion de foyers sur toute l’étendue du territoire. Cependant, les mesures strictes de police sanitaire ne sont pas appliquées conformément à la règlementation en vigueur en cas de suspicion ou de déclaration de foyer.

Afin de mieux comprendre le statut sanitaire des troupeaux bovins par rapport à la PPCB quelques études ont été menées au Mali. Notamment par SIDIBE en 2012 et SERY et al., en 2015. Dans la même lancée, dans ce travail, nous allons tenter de déterminer le statut sanitaire du pays à travers la sérologie, afin de connaitre l’évolution de la PPCB au Mali.

42

DEUXIEME PARTIE : ETUDE EXPERIMENTALE

43

Chapitre I : Matériel et Méthodes I.1.Matériel : I.1.1 Zone et période d’étude Cette étude qui rentre dans le cadre des travaux du PRAPS – MALI, a été menée dans 6 des 8 régions. Les régions concernées sont : Kayes, Koulikoro, Sikasso, Ségou, Tombouctou et Gao (Figure 5).

Figure 5: Zone d’étude.

Nous avons collecté du sang sur des bovins non vaccinés au niveau des sites sélectionnés durant la période du 4 MARS au 20 MAI 2017. Les analyses de laboratoire ont été réalisées du 12 au 15 JUIN 2017 au laboratoire de Mycoplasmes et Mycoplasmoses du LCV. I.1.2. Matériel de terrain Le matériel cité ci-dessous a été utilisé lors des campagnes de prélèvement de sérums :  Tubes secs sous vide

44

 Porte tubes  Aiguilles  Gants stériles  Glacières  Centrifugeuses de terrain  Portoirs de tubes  Marqueurs  Aliquotes et scotches ou adhésifs.

I.1.3. Matériel de laboratoire  Matériel d’analyse :  Lecteur ELISA  Centrifugeuse  Agitateur  Micropipettes de précision et multicanaux  Incubateur de plaques à 37°C (± 3°C)  Consommables :  Tubes de NUNC ;  Plaques de pré-dilution  Couvercles pour plaques  Embouts de pipettes à usage unique  Réactifs : -

Kit ELISA compétition (IDEXX CBPP P05410-10), MmmSC CIRAD) contenant :



Microplaques sensibilisées mono-cupules de 96 puits ;

 Solution de lavage concentrée 20x ;  Tampon de dilution 24 ;  Echantillon de contrôle fortement positif (CP++), échantillon de contrôle ; positif (CP+), et un échantillon de contrôle négatif (CN) ;  Sérum Monoclonal 117/5 (anti-MmmSC) lyophilisé ;

45

 Conjugué anti IgG de souris marqué à la peroxydase ;  Solution de révélation prête à l’emploi (TMB) ;  Solution d’arrêt (solution H2SO4 0,5M).

I.2. Méthodes I.2.1. Echantillonnage Une étude de 2016 du PRAPS – MALI en collaboration avec le CIRAD (Centre de Coopération International en Recherche Agronomique pour le Développement) sur l’évaluation du risque de la PPCB au Mali, a permis de classer les communes du Mali en fonction du niveau du risque. Un plan de sondage stratifié a permis d’établir une carte de risque du pays. Ce modèle a été construit à partir des différents facteurs de risques (saison, densité animale, ressources en eau, déplacement, marchés…). En utilisant le logiciel libre de cartographie QGIS, 4 strates de risque ont été établies (Figure 6).

Figure 6: Carte d’évaluation du risque lié à la PPCB dans la zone PRAPS Ainsi sur la base du risque PPCB saison sèche, 49 communes sont classées comme suit

46

 Strate à risque très élevé : 13 communes (26,5 %) avec un taux de prévalence de 80% attendu.  Strate à risque élevé : 13 communes (26,5 %) avec un taux de prévalence de 50% attendu.  Strate à risque négligeable : 16 communes (33 %) avec un taux de prévalence de 25% attendu.  Strate à risque faible : 7 communes (14 %) avec un taux de prévalence de 10% attendu.

Tableau VI : Présentation du nombre d’UE en fonction des régions et des strates (Auteur) Régions

RF

RN

RE

RTE

Total

Kayes

0

1

1

2

4

Koulikoro

1

4

4

4

13

Sikasso

1

4

4

3

12

Segou

0

1

3

4

8

Tombouctou

2

6

1

0

9

Gao

3

0

0

0

3

TOTAL

7

16

13

13

49

I.2.2. Choix des troupeaux et animaux à prélever Les unités épidémiologiques (communes) ont été tirées au sort dans les différentes strates à risque par sondage stratifié, avec des effectifs proportionnels au poids des strates. Les troupeaux ont été choisis sur la base du statut non vacciné et suite à une rencontre avec l’agent vétérinaire local et des éleveurs de la commune sélectionnée. La priorité a été donnée aux troupeaux dont les animaux présentent ou présentaient des symptômes reconnus comme étant ceux de la PPCB. Ainsi pour chaque troupeau retenu dans une commune(UE), le choix a porté uniquement sur les bovins de plus de 3 ans n’ayant pas encore été vaccinés depuis plus de 6 mois à une année. Ces animaux devraient présenter

47

des signes cliniques de PPCB ou ayant des antécédents de maladies respiratoires suspectées avec une symptomatologie semblable à celle de la PPCB. Dans chaque commune sélectionnée, nous avons choisi 30 bovins présentant des antécédents de pneumopathies.

Ainsi, sur l’ensemble des 66 communes retenues pour l’enquête T0 du PRAPS sur tout le territoire national, nous avons prélevé dans 49 communes (UE) soit 1432 sérums ce qui représente 72,32 % du nombre total de sérums prévu.

I.2.3. Collecte et conservation des échantillons Au cours des sorties sur le terrain, le sang entier a été prélevé sur des bovins non vaccinés au niveau de la veine jugulaire avec les tubes sous vide non héparinés de type Vacutainer.

Les sérums furent récoltés après centrifugation, identifiés et numérotés sur place, conservés sous glace avant acheminement au Laboratoire Central Vétérinaire de Bamako où ils furent stockés à -20°C avant les analyses de laboratoire.

Photo 7 : Tubes contenant du sang centrifugé avec du sérum en surnageant.

Source : Auteur.

48

Photo 8 : sérums récoltés après centrifugation, identifiés et classés I.2.4. Protocole de laboratoire : La technique de l’ELISA de compétition (cELISA - PPCB) pour la détection des anticorps dirigés contre Mycoplasma mycoïdes subsp. mycoïdes (MmmSC) a été utilisée comme test sérologique pour cette étude. Le cELISA est une technique semi quantitative densimétrique qui mesure les densités optiques (DO) exprimées en pourcentage d’inhibition (Pi) des immunoglobulines du sérum.

Les échantillons à tester sont préparés et mélangés dans une microplaque de pré-dilution.

Ils sont ensuite transférés dans la microplaque sensibilisée, puis mis en incubation.  Suivant le protocole du kit, 100μl de « tampon de dilution 24(TD24) » sont distribués dans tous les puits de la plaque de pré-dilution suivie de l’addition de 110μl de « tampon de dilution 24 » dans les puits A1 et A2, pour le contrôle conjugué(Cc). 11μl des 4 échantillons de contrôle sont distribués aux puits du contrôle fort positif (CP++) dans B1, B2, C1, C2 ; du Contrôle positif (CP+) dans D1, D2, E1, E2 ; du Contrôle monoclonal (Mab), dans F1, F2, G1, G2 et du contrôle négatif (CN) dans H1, H2. Enfin, 11μl des échantillons à tester sont distribués dans les autres puits (d’A3 à H12). Le contenu de la

49

microplaque de pré-dilution est homogénéisé, puis 100μl de chaque puits de la microplaque de pré-dilution sont transférés dans les puits appropriés de la microplaque sensibilisée. La microplaque est couverte et est incubée 1 heure (±5mn) à 37°C (±3°C) sous agitation douce, en évitant toute dessiccation des plaques. Après, le liquide contenu dans les puits de la microplaque est éliminé ensuite les plaques sont lavées. Il est ensuite distribué 100μl de conjugué dilué au 1/100 dans le TD24. La microplaque est couverte et incubée pendant 30mn (±3mn) à 37°C (±3°C) sous agitation douce, en évitant toute dessiccation des plaques. Puis, le lavage est répété. Ensuite, 100 μl de substrat TMB N°13 sont distribués par puits ; l’incubation était de 20mn (±3mn) 37°C (±3°C) à l’abri de la lumière. Enfin, 100 μl de solution d’arrêt sont distribués par puits. Le tableau VII représente la configuration d’une plaque ELISA).

Les valeurs d’absorption des échantillons et des contrôles sont enregistrées à l’aide d’un lecteur spectrophotomètre de microplaque ELISA à 450nm.

Le pourcentage d’inhibition (P.I.) est donné suivant la formule : P.I. = 100[(DO Cm – DO test) / (DO Cm – DO Cc)] Tableau VII : Distribution des sérums et Mab (représentant une plaque d’analyse) 1

2

3

4

5

6

7

8

9

10

11

12

A

CC

CC

1

2

3

4

5

6

7

8

9

10

B

CP++

CP++

11

12

13

14

15

16

17

18

19

20

C

CP++

CP++

21

22

23

24

25

26

27

28

29

30

D

CP+

CP+

31

32

33

34

35

36

37

38

39

40

E

CP+

CP+

41

42

43

44

45

46

47

48

49

50

F

Cm

Cm

51

52

53

54

55

56

57

58

59

60

G

Cm

Cm

61

62

63

64

65

66

67

68

69

70

H

CN

CN

71

72

73

74

75

76

77

78

79

80

50

Cc : contrôle conjugué Cm : contrôle monoclonal CP++ : Echantillon de contrôle fortement positif CP+ : Echantillon de contrôle modérément positif CN : Echantillon de contrôle négatif 1 = (Sérum N°1) 2 = (Sérum N°2) 3 = (Sérum N°3). 4 = (Sérum N°4) Etc.  Critère de validation La réaction est validée dans la mesure où :  La D.O Cm doit être comprise en 0.5 et 2 (préférentiellement voisine de 1),  La D.O Cc doit être inférieure à 0,3,  Le P.I du CN doit être inférieur ou égal à 35 %,  Le P.I du CP++ doit être compris entre 60 et 90 %,  Le P.I du CP+ doit être compris entre 50 et 80 %.  Interprétation  Les échantillons dont les P.I. ont une valeur inférieure à 50 % sont considérés négatifs.  Les échantillons dont les P.I ont une valeur supérieure ou égale à 50 % sont considérés positifs.

I.2.5. Analyses statistiques des données : Les données recueillies ont été saisies sur Microsoft Excel 2013, puis traitées sous Intercooled Stata 12 et le logiciel R Commander 2.13.0. La prévalence a été estimée en rapportant la proportion d’animaux positifs sur l’effectif d’animaux prélevés à l’échelle de la zone d’étude et des différentes divisions administratives. Une analyse par régression logistique a permis d’évaluer le risque relatif à travers l’estimation des Odds Ratio (OR) dans les différentes localités.

51

Chapitre II : Résultats II.1. Résultats généraux Au Total 49 sur 66 communes ont été couvertes pour cette étude. Il faut noter que dans ces 49 communes, il arrivait que nous prélevions un nombre de sérums supérieur ou inférieur à 30. Notons que nous devrions prélever 30 sérums dans chaque. Cette situation est due aux réalités du terrain (Nombre d’animaux constituant le troupeau, l’âge des individus, observation de symptômes après le prélèvement, dispersion d’un même troupeau sur plusieurs pâturages). Les résultats sont donc obtenus sur la base du traitement des données de 1432 échantillons de terrain sur 1980 bovins prévus précédemment pour l’étude. Ceci représente une analyse de 72,32 % des données prévues. Sur 1432 sérums, 90 se sont révélés positifs au test, soit une séroprévalence de la PPCB de 06, 28 % à un niveau de confiance de 95 % avec un intervalle de confiance de [7,54 – 5,02]. On note aussi que sur les 49 Communes (UE) échantillonnées, 27 sont infectées (Tableau VIII).

Tableau VIII : Séroprévalence de la PPCB au Mali Rubrique

Régions

Cercle

Communes

Nombre total

06

24

49

Nombre positif

06

15

27

Prévalence %

100

62,50

55,10

[95% C. I]

100- 100

81, 87 – 43,13

71 – 43,28

P-VALUE

P= 5,619e-16

p< 2,2e-16

P<2,2e-16

II.2. Prévalence de la PPCB en fonction des régions Les résultats de la répartition de la PPCB au Mali dans les différentes régions sont donnés dans le tableau IX. Ces résultats montrent que toutes les régions de l’étude sont touchées par la PPCB. Cependant, les régions de Tombouctou et de Sikasso sont les plus touchées

52

par la PPCB. Les prévalences sont respectivement 17 %, et 7,9 %. Les régions de Kayes et Ségou sont moins touchées par rapport à Tombouctou et Sikasso. Cependant, elles présentent des prévalences relativement élevées avec des prévalences respectives de 3.3 % 2,8 %. La région de Gao avec une prévalence de 1,1 % présente la plus faible prévalence.

Tableau IX : Prévalence de la PPCB estimée au niveau « régions » Régions

Nombre d’Echantillon

Nombre sérums positifs

Prévalence individuelle

Std. Dev.

[95% C. I]

Gao

90

01

1,1

0,1

3,25 - 1,05

Kayes

120

04

3,3

0,2

6,50 - 0,10

Koulikoro

382

05

1,3

0,1

2,44 - 0,16

Segou

214

06

2,8

0,2

5,01 - 0,59

Sikasso

356

28

7,9

0,3

10,70 - 5,10

Tombouctou

270

46

17

0,3

21,48 - 12,52

P-VALUE

P= 5.619e-16

La figure 7 fait ressortir la distribution de la prévalence au niveau des régions. Les régions de Mopti et Kidal ne sont pas concernées.

53

Zones non étudiées

Figure 7: Cartographie de la prévalence individuelle de la PPCB dans les régions II.3. Prévalence de la PPCB en fonction des Cercles Suivant les divisions administratives, au niveau des cercles, on observe la même variabilité significative (P-value < 2.2e-16) de la prévalence allant de 00,00% dans les cercles d’Ansongo (région de Gao) Kolokani (Région de Koulikoro) jusqu’à 42,22% dans le cercle de

Goundam

(Région

de

Tombouctou)

54

(Tableau

X)

Tableau X : Prévalence de la PPCB en fonction des Cercles Régions

Nombre cercles

Nombre

Prévalence %

95% IC

Gao

03

1

33,33

86,67 - 20,01

Kayes

02

2

100,0

100,0 - 100,0

Koulikoro

06

1

16,66

46,48 - 13,16

Segou

03

2

66,66

120,0 - 13,31

Sikasso

06

5

83,33

113,1 - 53,51

Tombouctou 04

4

100,0

100,0 - 100,0

P - VALUE

cercles positifs

P< 2.2e-16

La figure 8 montre une distribution de la prévalence dans les différents cercles.

Figure 8: Cartographie de la prévalence de la PPCB au niveau individuel dans les différents cercles.

55

Les prévalences obtenues au niveau des chefs-lieux de cercle sont consignées dans le tableau XI. Notons que les cercles sont en fait constitués de communes. Ce tableau fait ressortir les prévalences obtenu au niveau des cercles. On constate que ce sont les régions de Goundam et Gourma Rahrous tous affiliés à la région de Tombouctou qui présente les prévalences plus élevées. Les cercles de la région de Sikasso comme Yanfolila et Koutiala ont aussi des prévalences élevées et qui sont respectivement 16,7% et 8,6%.

Tableau XI : Prévalence estimée de la PPCB au niveau « cercles » Cercles

Nombre de sérums

Nombre sérums positifs

Prévalences %

95% IC

Ansongo

30

00

00

0,00 - 0,00

Bougouni

90

04

4,4

8,64 - 0,16

Dire

60

01

1,7

4,97 - 1,57

Doila

51

00

00

0,00 - 0,00

Gao

30

00

00

--

Goundam

90

38

42

52,2 - 31,8

Gourma rahrous

90

06

6,7

11,8 - 1,53

Kangaba

87

05

5,7

10,57 - 0,83

Kati

122

00

00

--

Kayes

60

03

05

10,51 - 0,51

Kita

60

01

1,7

4,97 - 1,57

Kolokani

61

00

00

--

Kolondieba

33

04

12,1

Koulikoro

30

00

00

--

Koutiala

128

11

8,6

13,46 - 3,74

Menaka

30

01

3,3

9,690 - -3,09

56

23,23 - 0,97

Nara

31

00

00

--

San

30

01

3,3

9,690 - 3,09

Segou

154

05

3,2

5,98 - 0,420

Sikasso

58

04

6,9

13,4 - 0,38

Tombouctou

30

01

3,3

9,69 - 3,090

Tominian

30

00

00

Yanfolila

30

05

16,7

Yorosso

17

00

00

-30,05 - 3,35 --

II.4. Prévalence de la PPCB en fonction des « communes » La situation de la PPCB en fonction des communes enquêtées est présentée dans le tableau XII. Le nombre de villages infectés par rapport au nombre de villages enquêtés est plus élevé dans les régions de Tombouctou de Sikasso et de Kayes.

Tableau XII : Prévalence de la PPCB en fonction des « communes » Régions

Nombre Communes

Nombre communes positives

Prévalence

95% IC

GAO

03

1

33,33

86,67 - 20,01

KAYES

04

3

75,00

117,4 - 32,56

KOULIKORO

13

2

15,38

34,99 - 4,230

SEGOU

08

5

62,50

96,05 - 28,95

SIKASSO

12

9

75,00

99,50 - 50,50

TOMBOUCTOU

9

7

77,77

104,9 -50,60

P - VALUE

P< 2.2e-16

Une analyse plus approfondie au niveau « Commune », considérée comme unité épidémiologique (UE) dans l’étude, montre l’étendue de la variabilité de la répartition géographique de la prévalence. Un taux nul de 00,00% est observé dans de nombreuses

57

unités épidémiologiques (Dialakoroba, Kondi…) par contre un taux très élevé 36,67% à Tin Aicha, 40% à Gargando, jusqu’à 50% à Kaneye est observé. (Tableau XIII).

Tableau XIII : Prévalence de la PPCB estimée au niveau « commune » Communes

Nombre de sérums

Nombre sérums positifs

Prévalences %

95% IC

Alafia

30

01

3,33

9,75 - 3,09

Anderboukan

30

01

3,33

9,75 - 3,09

BambaraMaou

30

02

6,67

15,60 - 2,26

Bellen

10

01

10,00

28,59 - 8,59

Bendougouba

30

01

3,33

9,75 - 3,09

Dialakoroba

30

00

0,00

--

DiedougouToro

30

00

0,00

--

Faleme

30

01

3,33

9,76 - 3,09

FinkoloGana

30

03

10,00

20,74 - 0,74

Gargando

30

12

40,00

57,53 - 22,47

Gossi

30

04

13,33

25,49 - 1,17

GoundieSouko

33

07

21,21

35,16 - 7,26

Guegneka

21

00

0,00

--

Kaneye

30

15

50,00

67,89 - 32,11

Karan

30

01

3,33

9,75 - 3,09

Katiena

31

01

3,23

9,45 - 2,99

Kemekafo

30

00

0,00

-

Kobri

30

00

0,00

-

Kondi

30

00

0,00

-

Koula

30

00

0,00

-

58

Koumantou

30

00

0,00

-

Koumbia

17

00

0,00

-

Kouniana

30

02

6,67

15,60 - 2,26

Minidian

27

00

0,00

0,00 -0,00

N'Gara

30

02

6,67

15,60 - 2,26

N'Golodiana

33

04

12,12

23,26 - 0,98

Nara

31

00

0,00

-

Natien

28

01

3,57

10,44 - 3,30

Niantaga

30

00

0,00

-

Nossombougou

30

00

0,00

-

Nouga

30

04

13,33

25,49 - 1,17

Ouinerden

30

00

0,00

-

Pelengana

30

00

0,00

-

Sagabala

31

00

0,00

-

Samine

30

01

3,33

9,75 - 3,09

Sangarebougou

32

00

0,00

-

Sansanding

23

00

0,00

-

Sido

30

02

6,67

15,60 - 2,26

SomeDiom

30

02

6,67

15,60 - 2,26

Somo

30

01

3,33

9,75 - 3,09

Tangadougou

30

05

16,67

30,01 - 3,33

Tessit

30

00

0,00

-

TiakadougouDiala

30

00

0,00

-

Tilemsi

30

00

0,00

-

TinAicha

30

11

36,67

53,91 - 19,43

59

Tinguereguif

30

01

3,33

9,75 - 3,09

Tougouni

30

00

0,00

-

Zantiebougou

30

02

6,67

15,60 -2,26

Zebala

35

02

5,71

13,40 - 1,98

II.5. Prévalence de la PPCB en fonction des strates L’analyse des résultats en fonction des strates a fait ressortir les informations suivantes (tableau XIV).

-

Strate à risque faible, avec un taux de prévalence attendu de 10 % des communes infectées, nous avons obtenu une prévalence de 57,14%

-

Strate à risque négligeable, avec un taux de prévalence attendu de 25 %, a fait ressortir une prévalence de 56,25 % des communes infectées.

-

Strate à risque élevé une prévalence de 53,85% avec un taux de prévalence attendu de 50 % des communes infectées.

-

Strate à risque très élevé, avec un taux de prévalence attendu de 80 % des communes infectées, nous avons obtenu une prévalence de 53,85 % pour cette strate.

Tableau XIV : Prévalence de la PPCB en fonction des strates.

STRATE

Nombre UE UE Positif

Prévalence UE

[95% C. I]

RE

13

7

53,85

80,95 - 26,75

RF

07

4

57,14

93,80 - 20,48

RN

16

9

56,25

80,56 - 31,94

RTE

13

7

53,85

80,95 - 26,75

P-VALUE

P = 7,315e-06

La différence du taux de prévalence entre les différentes strates et par rapport aux prévalences attendues n’est pas significative. Cependant, nous remarquons que certaines

60

communes (UE) estimées à risque négligeables présentent une prévalence très élevées en occurrence les communes de Kaneye (50%) et de Gargando (40 %). D’autre part, des communes comme Faleme et Diedougou qui présentent des prévalences relativement faibles, 1% et 0% étaient estimées à risque très élevée.

II.6. Estimation du risque relatif En outre, une analyse du risque relatif (RR) de la propagation de la PPCB associé à la prévalence, exprimé en Odds ratio (OR) a été estimée en prenant comme région de référence la région de Kayes (première région du Mali). Les résultats ont montré que seulement la région de Tombouctou présentait un risque significativement plus élevé (P>0,001) jusqu’environ 6 fois par rapport à la région de Kayes.

Les autres régions présenteraient donc un risque semblable, non significativement observable bien que le risque semble doublé à Sikasso. (Tableau XV).

Tableau XV : Estimation du risque relatif (RR) par régression logistique exprimé en Odds Ratio (OR) au niveau région avec la région de Kayes comme référence.

Régions

Odds Ratio

Std. Err

.Z

P>|z|

[95% C. I]

Koulikoro vs Kayes

0,38

0,30

-1,41

0,159

0,10 - 1,50

Sikasso vs Kayes

2,48

1,40

1,66

0,096

0,85 - 7,20

Segou vs Kayes

0,84

0,54

-0,27

0,786

0,23 - 3,02

Tombouctou vs Kayes

5,60

3,17

3,34

0,001

2,09 - 16,95

Gao vs Kayes

0,33

0,37

-1,00

0,320

0,03 - 2,96

En regardant de plus près, on se rend compte que dans la région de Tombouctou, c’est seulement le cercle de Goundam qui est significativement (P>0,000) le cercle le plus à risque (13 fois plus de risque de propager la PPCB) par rapport aux autres cercles (le cercle Kayes étant pris comme référence). Les autres cercles semblent être dans les mêmes

61

niveaux de risque sauf apparemment Kolondiéba (risque triplé) et Yanfolila (risque x4) (Tableau XVI).

Tableau XVI : Estimation du risque relatif (RR) par régression logistique exprimé en Odds Ratio (OR) au niveau cercle avec le cercle de Kayes comme référence

Cercles

Odds Ratio

Std. Err.

z

P>|z|

[95% C. I]

Kolondieba vs Kayes

2,62

2,09

1,21

0,227

0,54 - 12,49

Yanfolila vs Kayes

3,80

2,92

1,74

0,082

0,84 - 17,14

Goundam vs Kayes

13,9

8,74

4,18

0000

4,04 - 47,69

Au niveau « Commune » (unité épidémiologique (UE)), le risque relatif de propagation de la PPCB est estimé en prenant « Faleme » la première commune du cercle de Kayes comme référence. Cette analyse a montré que dans le cercle de Goundam (qui est le plus à risque au niveau cercle), trois communes (UE) ont un risque excessivement élevé par rapport à la commune de référence. Il s’agit des communes de TinAicha (risque 17 fois plus élevé), Gargando (risque 19 fois plus élevé) et Kaneye (risque 29 fois plus élevé) (Tableau XVII).

62

Tableau XVII : Estimation du risque relatif (RR) par régression logistique exprimé en Odds Ratio (OR) au niveau Commune (UE) avec la Commune de Faleme comme référence.

Commune (UE)

Odds Ratio

SE

z

P>|z|

95% IC

Karan vs Faleme

4,46

5,13

1,30

0,194

0,46 - 42,51

7,80

8,61

1,86

0,062

0,90 - 67,78

5,8

6,54

1,56

0,119

0,63 - 53,01

19,33

20,94

2,73

0,006

2,31 - 161,5

29

31,33

3,12

0,002

3,50 - 241,1

TinAicha vs Faleme

16,78

18,22

2,60

0,009

2,00 - 140,8

Karan vs Faleme

4,46

5,13

1,30

0,194

0,47 - 42,51

Zebala vs Faleme FinkoloGana vs Faleme Gargando vs Faleme Kaneye vs Faleme

II.7. Analyse comparative entre la moyenne de la prévalence dans les zones du projet PRAPS et les zones hors PRAPS Il faut rappeler que cette étude menée dans le cadre des activités du PRAPS – MALI s’est déroulée sur presque tout le Mali en vue de connaitre le statut sanitaire du pays vis-à-vis de la PPCB. Cependant, le projet ne couvre pas l’étendue du territoire malien. Le Projet est représenté dans toutes les régions mais au niveau des cercles et des communes il y’a des zones PRAPS et des zones hors PRAPS. Les zones PRAPS sont celles qui sont couvertes par le projet. Nous avons par exemple les cercles de Kita (Région de Kayes) et Bougouni (Région de Sikasso) qui sont hors PRAPS et les cercles de Kolokani (Région de Koulikoro) et Koutiala (Région de Sikasso) qui sont Zone PRAPS. Une analyse comparative par le « test de Student », entre la moyenne de la prévalence dans les zones du projet PRAPS et les zones hors PRAPS a permis d’observer une différence significativement (P>0,0002) positive de la moyenne de la prévalence dans les zones

63

PRAPS par rapport aux zones hors PRAPS (Tableau XVIII). Les zones PRAPS semblent avoir une séroprévalence plus élevée que celle des zones hors PRAPS. Tableau XVIII : Analyse comparative de la prévalence entre zones PRAPS et zones hors PRAPS. Zones

Effectifs

Prévalence %

Std. Err.

Std. Dev.

95% IC

Zones PRAPS

775

08,38

0,009

0,277

0,06 - 0,10

Zones hors PRAPS

657

03,80

0,007

0,191

0,02 - 0,05

Combiné

1432

06,28

0,006

0,242

0,05 - 0,07

Difference

__

04,58

0,012

__

0,02 - 0,07

64

P-Value

P > 0.0002

Chapitre III : Discussion et recommandations III.1. Discussion III.1.1. Discussion de l’échantillonnage Cette étude a porté sur des animaux non vaccinés contre la PPCB. Le type d’échantillonnage que nous avons utilisé c’est-à-dire le sondage aléatoire stratifié assure la présence proportionnelle des différentes strates composantes de la population d’étude.

Nous pouvons affirmer que l’échantillon quel que soit son appartenance à une couche bien déterminée a beaucoup de chances d’être représenté. Le choix des villages dans les communes (UE) ainsi que celui des animaux dans les troupeaux n’a pas été aisé compte tenu d’une mauvaise appréhension de la PPCB par les éleveurs. Le maximum d’effort a été consenti afin de respecter les conditions de transport et de conservation des échantillons.

III.1.2. Discussion de la méthode d’analyse Il existe différents tests sérologiques pour la détection des anticorps spécifiques contre la PPCB. Parmi ces derniers, le c-ELISA est communément utilisé et offre l'occasion de tester plusieurs sérums à la fois. Il est très disponible et est d’utilisation relativement simple. Une utilisation parallèle de la c-ELISA test et le CFT est toutefois conseillée pour le diagnostic sérologique de la PPCB car aucun de ces deux tests ne peut détecter à lui seul tous les animaux positifs au cours de l'infection naturelle (MUUKA et al., 2011). Ceci est confirmé dans une étude réalisée par SIDIBE et al., (2012) par l'observation d'une dépendance conditionnelle négative impliquant une synergie d'action de l'utilisation en parallèle des deux tests. Cela signifie que pour obtenir le maximum de sensibilité, les deux tests doivent être appliqués en parallèle. Néanmoins, le c-ELISA semble être plus sensible que la CFT dans la détection de cas chronique ou subaiguë lors des expériences et dans les zones endémiques (NIANG et al., 2006 ; SIDIBE et al., 2012). Il est important de noter que, comme toute épreuve sérologique, c-ELISA a des limites puisqu'il ne fait pas de différence entre une infection naturelle et l’augmentation des anticorps après la vaccination. Cependant, il est capable de détecter l'exposition à des infections naturelles même dans les régions où est pratiqué la vaccination (OLABODE et al., 2013). Il est admis

65

que les anticorps induits par les vaccins T1 ne sont pas détectables par ce test plus de 3 mois après que les animaux aient été vaccinés contre la PPCB. Par conséquent, les résultats positifs obtenus dans cette étude reflètent probablement la présence d'anticorps spécifiques de l'infection puisque dans tous les sites visités seuls les animaux non vaccinés en 2016 contre la PPCB ont été prélevés.

III.1.3. Discussion des résultats Les études épidémiologiques sont la base de toute stratégie de contrôle des maladies animales transfrontalières, y compris la PPCB. Il n'y a pas eu assez d'études approfondies consacrées jusqu'ici à l'épidémiologie de la PPCB au Mali, bien que la maladie ait été reconnue comme capable de causer des pertes économiques importantes chez les bovins.

Selon SERY et al., 2015, les seules données disponibles relatives à l'épidémiologie de la PPCB au Mali sont celles fournies par les services vétérinaires qui malheureusement n'incluent que le nombre annuel d'éclosions de foyers d'où les taux de morbidité et de mortalité sont déduites. Ces données sont incomplètes et ne tiennent pas compte de la prévalence de la maladie et de sa répartition selon la structure du troupeau. Quant à la prévalence sérologique, SIDIBE et al., (2012), en utilisant le même test sérologique comme dans la présente étude, ont trouvé une prévalence individuels de 14,1 % dans les deux régions du delta central du fleuve Niger (Mopti et Ségou). De même SERY et al., (2015) ont trouvé une prévalence individuelle nationale de 18.11 % (95 % CI, 17.28– 18.97) et une prévalence troupeau de 85.93 % (95 %CI, 80.42–90.08). Ces premières enquêtes sérologiques à l'échelle nationale ont donc été effectuées pour une meilleure évaluation de la prévalence de la maladie et de sa distribution au Mali.

Les résultats de la présente étude indiquent une prévalence sérologique nationale de 6,28 % au niveau individuel et 100% au niveau régional, ce qui reflète la nature endémique de la PPCB au Mali. Au regard de la prévalence globale de 6,28% obtenue dans cette étude, on se réjouirait du recule de la PPCB au Mali. Si nous comparons celle-ci à celle obtenue par SERY et al., en 2015 (18,11%). Cependant, il faudra voir cet écart important sous plusieurs angles :

66

Cette étude ne comporte pas les régions de Mopti et Kidal pour des raisons évidentes de sécurité. Egalement, seule 8 sur 15 communes de Segou ont été échantillonnés pour les même raisons de sécurité.

Ces différents paramètres très importants liés à la structure des zones échantillonnées peuvent avoir certainement influés sur la valeur de la prévalence individuelle globale par une tendance à la forte baisse.

En effet, en termes de régions, selon l’étude de SERY et al., (2015), les plus fortes prévalences observées étaient dans les régions de Kidal (54,88%) et de Mopti (26,52%) qui n’ont pas été incluses dans notre étude. Aussi, dans la thèse de SIDIBE (2012), il est reporté que dans le Delta central du Niger, notamment dans la région de Ségou, ce sont les communes de San et Niono non concernées par ce travail, qui présentaient les prévalences les plus élevées avec 16% et 23% respectivement. Or, il se trouve que ce sont précisément ces localités qui tirent la prévalence de la PPPCB à la hausse. Un autre paramètre important dans cette faible prévalence individuelle observée, pourrait être lié à l’échantillonnage. Les unités épidémiologiques établies sur la base de l’étendue de la commune rapporté à la taille de l’échantillon choisi (30 animaux par UE) peut dans une certaine mesure expliquer la dite faiblesse du taux. En effet, une commune au Mali est composée de plusieurs villages distincts de 10 à 15 voire plus. Alors choisir seulement un village sur plusieurs et prélever 30 animaux peut dans une certaine mesure être biaisé. SERY et al., (2015) dans leur étude ont procédé à un échantillonnage systématique dans les cercles. Quatre villages (un troupeau par village) ont été choisis dans chaque cercle. En fin de compte ils se sont retrouvés avec 8007 sérums, contre 1432 dans la présente étude. Dans ce cas il se pourrait que la commune la base de l’échantillonnage ne soit pas représentatif de la situation sanitaire des différents troupeaux constituant la commune. Surtout, à l’échelle de la commune l’échantillonnage a ciblé les animaux présentant une symptomatologie respiratoire. Le diagnostic différentiel de la PPCB et de la pasteurellose par exemple n’est point aisé d’un point de vue symptomatique d’où un biais de sélection possible dans le choix des villages et animaux échantillonnés surtout si celui-ci est effectué par les éleveurs ou les agents locaux.

67

Une analyse plus approfondie de la prévalence globale montre que la PPCB n’épargne aucune région. Cependant, une variabilité en fonction des divisions administratives (cercles et communes) est observée.

Mais il est important de remarquer que parmi les cercles, c’est le cercle de Tombouctou qui présente la prévalence la plus élevée donc le plus grand risque de propagation de la PPCB. SERY et al., (2015) ont trouvés que Tombouctou (4.62%) était moins à risque. En même temps dans ce cercle seulement trois communes ont de fortes prévalences (TinAicha, Gargando et Kaneye). Ceci pourrait s’expliquer par le fait que dans ces localités les prélèvements ont été probablement effectués sur un foyer actif ou récent de PPCB. En effet, la PPCB évolue le plus souvent à bas bruit et les formes les plus fréquentes sont les formes subaiguës et les formes chroniques asymptomatiques (NIANG et al., 2006). La forte prévalence enregistrée à Tombouctou pourrait aussi être liée à la petite taille des troupeaux dans la région. La proximité entre de petits troupeaux et leurs mouvements collectifs (nomadisme et le commerce de bétail) peuvent favoriser la propagation rapide de la maladie par l'introduction d'animaux malades dans les troupeaux. Selon LESNOFF et al., (2004) le risque de propagation de la PPCB est assez élevé dans un troupeau fermé, même en présence d'une surveillance épidémiologique. La faible prévalence observée à Gao, autre région du nord et dans la région de l'ouest (Kayes) est peut-être dû à la faible prévalence de la maladie dans les pays frontalier avec ces zones. En effet le Sénégal qui fait frontière avec la région de Kayes était indemne de la PPCB jusqu’à sa réapparition en 2012 (MBENGUE et al., 2013). Au Sénégal après sa réapparition en 2012, DIENG en 2016 a obtenu une séroprévalence globale de 4,49% [95% C.I, 3,68% -5,29%] sur 2561 sérums prélevés dans 150 villages. De plus les conditions environnementales dans ces régions ne sont pas favorables à la survie de l’agent de la PPCB. La faible prévalence de la région de Gao pourrait également avoir un rapport avec la prévalence de la PPCB au Niger.

Dans cette même année 2017 au Niger, IDI, dans le cadre du PRAPS a obtenu une prévalence globale de 6% [4,8 % - 7.2 %]. Une étude menée sur l’étendue du territoire nigérien avec 1500 sérums testés. Cependant, il faut noter que les régions du Niger qui

68

sont frontalières de la région de Gao présentent des risques nuls à modéré, à savoir la région de Tillabéri 0 % et de Tahoua 6,19 % [8,49% – 3,88%].

La prévalence au niveau des régions exprimée en fonction des communes montre une prévalence plus élevé dans les régions de Tombouctou de Sikasso et de Kayes. Cependant, il faut noter que la prévalence plus élevées dans cette dernière est probablement dû au nombre un peu faible de village enquêtés.

Parmi les différentes strates échantillonnées, nous notons une discordance entre les prévalences attendues et celles estimées. Les prévalences obtenues dans certaines communes (UE) estimées à un risque donné, par exemple faible (Gargando et Kaneye de la région de Tombouctou), ce sont révélées très à risque avec des prévalences de quatre voire cinq fois plus élevées. Au contraire, d’autres communes estimées très à risque (Faleme, Somo) se sont révélées à risque faible. Tout ceci pourrait s’expliquer par la nature ciblée de l’échantillonnage d’une part et par la probable existence de foyers actifs ou récents d’autre part. En outre l’estimation des risques au moment n’ont pas été faites en fonction des prévalences antérieures, mais plutôt en tenant en compte d’autres paramètres tel que : Les mouvements d’animaux, la présence de marchés à bétail et/ou de points d’eau.

Les risques de propagation de la PPCB varient entre régions et est en corrélation avec la séroprévalence observée. Nous avons choisis la région de Kayes comme référence car c’est la première subdivision administrative du pays. La région de Tombouctou est celle qui a le plus de risque de propagation de cette Maladie jusqu’environ 6 fois par rapport à la région de Kayes. De plus, la région de Sikasso montre un risque relativement élevé. Les plus grands risques de la PPCB observés dans la région de Tombouctou (TinAicha, Kaneye et Gargando) pourrait être dû au fait que c’est une zone à forte transhumance. Les animaux séjournent dans cette zone seulement pendant une partie de l’année (saison des pluies).

Celle de la région de Sikasso (Finkolo Ganadougou) est probablement liée au fait que c’est une zone à forte disponibilité fourragère pour les animaux et offre assez de point d’eau.

Dans cette zone la densité des animaux semblent être importante, or la proximité entre les animaux sur les pâturages ou autour des points d'eau favorise la propagation de la PPCB.

69

Le PRAPS dans le cadre du To intervient sur toute l’étendue du territoire national.

Cependant tout le pays n’est pas couvert par le projet.

On note une différence significative de la prévalence entre les zones PRAPS (8,38%) et les zones hors PRAPS (3,80%). Cet état de fait est juste réconfortant pour le projet PRAPS, car ce dernier pourrait se féliciter d’avoir bien choisi sa zone d’intervention. Ainsi, il pourra atteindre son objectif d’éradication des grandes épizooties telle que la PPCB. D’après, PROVOST (1987) et MASIGA et al., (1996), le nomadisme et les échanges commerciaux d’animaux seraient responsables du maintien et la propagation de la maladie dans un pays et entre les pays voisins. On peut soupçonner que ces pratiques contribuent globalement à la circulation et au maintien de la PPCB au Mali et dans les pays voisins. En 2014, le Mali a déclaré 5 foyers de PPCB avec 90 cas révélés, 57 morts et 17 abattages (UA-BIRA, 2014). Selon la direction régionale des services vétérinaires du Mali (DNSV) au titre de l’année 2015, trois foyers de PPCB ont été enregistré. Le Laboratoire Central Vétérinaire quant à lui, de 2006 à 2016 a enregistré 98 cas positifs sur 215 échantillons reçus et exploitables.

Les résultats de la présente étude indiquent que la PPCB est présent dans tout le pays avec une grande variabilité dans la répartition entre les régions.

Connaissant la prévalence et la distribution de la PPCB au niveau national il nous revient de formuler des recommandations permettant de limiter sa progression et également de définir des axes stratégiques pour l’éradication de la maladie au niveau national et sous régional.

III.2. Recommandations Nous allons formuler des recommandations au PRAPS – MALI, aux pouvoirs publics, aux éleveurs et aux professionnels d’élevage et de la santé animale.

III.2.1. Au PRAPS – MALI Cette étude rentre dans le cadre des activités de la situation de référence. Elle présente des insuffisances surtout au niveau de l’échantillonnage. En effet trente animaux nous semblent peu représentatifs de la commune, d’autant plus que les animaux sont ciblés. En plus nous

70

avons remarqué une mauvaise appréhension de la PPCB par les éleveurs. Or ce sont ces derniers qui fournissent des informations sur lesquels les agents de prélèvement se basent pour travailler. Il serait opportun de procéder à un échantillonnage systématique des troupeaux dans les villages constituants les différentes communes. Nous recommandons également de décentraliser au niveau des mandataires les équipes de prélèvement afin de permettre la collecte des échantillons dans la même période sur toute l’entendu du territoire. Cela permettra d’avoir des échantillons prélevés dans même conditions et surtout de réduire le risque de prélever dans un troupeau déjà vacciné.

III.2.2. Aux pouvoirs publics Les autorités étatiques doivent:  Renforcer les structures de base en augmentant les moyens humains, financiers et matériels.  Renforcer le réseau d’épidémio-surveillance : en mettant l’accent sur le contrôle des animaux au niveau des frontières et augmenter les missions de terrain quant aux suspicions de cas cliniques.  Veiller à l’efficacité des vaccins par des contrôles sur le terrain avant et après chaque campagne de vaccination, tout en s’assurant de la disponibilité parfaite des vaccins dans tout le territoire national.  La période de vaccination doit être ciblée, en s’assurant du retour des animaux transhumants et doit s’appliquer à tous les bovins.  Organiser des campagnes de sensibilisation des éleveurs sur la reconnaissance des maladies et l’importance de la vaccination.

 Faire une étude épidémiologique pour connaitre l’importance de la PPCB dans tout le Mali (prévalence, incidence, impact économique, etc.)

III.2.3. Aux éleveurs La création des groupements faciliterait l’introduction de nouvelles technologies dont la culture fourragère, la lutte contre les feux de brousse pour conserver la ressource fourragère et limiter le mouvement des animaux d’une zone à une autre. La mobilisation des producteurs à travers leurs organisations permettrait également une diffusion plus rapide

71

de l’information sur l’organisation des campagnes nationales de vaccination sur la sensibilisation des éleveurs sur les attitudes à prendre face aux animaux suspects de la PPCB. En cas de suspicion les éleveurs doivent faire appel à un vétérinaire chaque fois que les animaux sont malades, afin de confirmer la suspicion.

III.2.4. Aux professionnels de l’élevage et de la santé animale Les professionnels de la Santé Animale regroupent les vétérinaires privés et du personnel para vétérinaire. Ils ont un rôle important à jouer dans la santé animale.

Ils doivent produire et rendre accessible les rapports de leurs activités sur le terrain concernant les foyers de maladie. Ces rapports sont un élément clé de la surveillance des maladies ; pour cette raison les propriétaires d'animaux et leurs organisations sanitaires, les paras-vétérinaires et les vétérinaires privés ont un rôle essentiel à jouer dans la surveillance effective des maladies animales et des zoonoses.

72

Conclusion générale La péripneumonie contagieuse bovine (PPCB) est une maladie qui menace fortement le cheptel bovin en Afrique sub-saharienne. Elle sévit de façon endémique en Afrique intertropicale et induit des pertes difficiles à évaluer à cause de son évolution insidieuse.

Elle a été éradiquée dans la plupart des pays développés à travers une police sanitaire rigoureuse, de restriction du mouvement du bétail, d’abattage et de compensation consécutive. En conséquence, la seule approche réaliste de contrôle de la PPCB dans le tiers-monde, y compris les pays africains, est la vaccination massive et répétée.

Le diagnostic de la péripneumonie contagieuse bovine (PPCB), s'il est aisé pour un animal en phase clinique aiguë, est plus délicat dans les formes subaiguës ou chroniques. Le recours au laboratoire est indispensable pour confirmer toute suspicion de PPCB. Les tests sérologiques couramment utilisés pour le diagnostic de la PPCB sont, la CFT et le cELISA. Cette étude qui rentre dans le cadre du Projet Régional Appuis au Pastoralisme au Sahel avait pour objectif général de faire l’état des lieux en vue d’améliorer la connaissance sur la situation épidémiologique de la PPCB au Mali. De façon plus spécifique il s’agissait de d’estimer la prévalence de la PPCB dans les différentes zones à risque identifiées en prenant en compte les unités épidémiologiques et faire une cartographie de ces zones.

Pour des raisons d’insécurité elle été conduite dans 6 des 8 régions du Mali à savoir Kayes, Koulikoro, Sikasso, Segou, Gao et Tombouctou.

En utilisant un échantillonnage aléatoire stratifié, nous avons prélevé 1432 sérums dans 49 unités épidémiologiques dans ces 6 régions.

Les prélèvements ont été analysés au

Laboratoire Central Vétérinaire de Bamako (LCV) à l’aide du test ELISA de compétition.

Les résultats de l’étude indiquent que la PPCB est présente dans tout le pays avec une grande variabilité dans la répartition entre les régions. Sur 1432 sérums, 90 se sont révélés positifs au test. Ainsi, nous avons obtenu une séroprévalence de la PPCB de 6, 28 % à un niveau de confiance de 95 % avec un intervalle de confiance de [7,54 – 5,02]. On note aussi que sur les 49 Communes (UE) échantillonnées, 27 sont infectées. La fréquence la plus élevée a été observée dans la région de Tombouctou au nord du pays suivie de la région de

73

Sikasso au sud du pays. Les autres régions, Kayes ; Koulikoro, Ségou et Gao semblent présenter des prévalences relativement plus faibles par rapport à Tombouctou et Sikasso.

Cependant, elles ne sont pas négligeables.

L’analyse des données a permis de mettre en évidence une large distribution de la maladie sur le territoire malien même avec un taux de prévalence relativement faible. Ceci constitue une étape importante dans l’appréciation de la situation épidémiologique de la maladie.

Face à cette situation, l’une des recommandations fortes qui découle de ce travail est de continuer la vaccination sur toute l’étendue du territoire afin de faire baisser la prévalence avant l’application à moindre coût, des stratégies strictement sanitaires, tout en renforçant le réseau d’épidémio-surveillance et en veillant sur la qualité des vaccins.

La démarche de cette thèse ouvre des perspectives multiples à savoir :  Mettre en place de nouvelles investigations pour approfondir les analyses sur l’influence des facteurs de risques incriminés dans la propagation de la PPCB. Pour cela, une étude longitudinale devra être réalisée sur l’ensemble du territoire national couvrant le maximum d’animaux dans des troupeaux.  Faire une étude similaire chaque année afin de la comparer à la situation de référence pour pouvoir apprécier l’évolution de la maladie dans le temps et dans l’espace.  Dans le cadre de la lutte, mettre en place des systèmes de détermination de l’origine des foyers afin de pouvoir comprendre les mécanismes de transmission.  Réaliser des études pour isoler les souches de MmmSC et déterminer les types qui permettent ensuite d’obtenir des corrélations avec l’origine géographique ou l’hôte animal.

74

BIBLIOGRAPHIE 1. ABIOLA F.A, A. TEKO-AGBO, C. BIAOU ET M. NIANG. Impacts socioéconomiques et zoosanitaires de la transhumance. Conf. OIE 2005, 89-103. 15 p.

2. AU – IBAR, 2014. Union Africaine - Bureau interafricain des Ressources Animales, Rapport d’activités 2013-2014. 13 p.

3. BROCCHI E.; GAMB D. et POUMARAT F., 1993. Improvements in the diagnosis of contagious bovine pleuropneumonia through the use of monoclonal antibodies. - Rev. Sci. Tech. Off. Int. Epiz, 12 (2): 559 – 570.

4. CAMARA A., 1971. Traitement de la péripneumonie contagieuse du boeuf par les antibiotiques. Etude clinique. - Rev. Elev. Méd. Vét. Pays. Trop, 24 (2): 219 - 232.

5. COULIBALY A., 2003 Profil fourager du Mali. FAO, 2003. 25 p.

6. CURASSON G., 1942. Traité de pathologie exotique vétérinaire et comparée.

Tome II. Maladies microbiennes.- Paris : Vigot Frères Editeurs.- 132 p.

7. DEDIEU L. ; BREARD A. ; Le GOFF C. et LEFEVRE P. C., 1996. Diagnostic de la péripneumonie contagieuse bovine : problèmes et nouveaux développements.

- Rev. Sci. Tech. Off. Int. Epiz, 15 (4): 1331-1355.

8. DIENG, 2016. Séroprévalence de la péripneumonie contagieuse bovine au Sénégal.

Thèse de doctorat, Ecole Inter Etats des Sciences et Médecine Vétérinaires de Dakar, Sénégal, 46 : 86 p.

9. FAO, 2002. Recognizing contagious bovine pleuropneumonia.- FAO Health Manual 13.

75

10. HUDSON J. R., 1972. Péripneumonie contagieuse des bovidés. - Rome : FAO. 131 p 11. MALI, 2015, INSTITUT NATIONAL DE LA STATISTIQUE(INSTAT) Le mali en chiffres, 2010 – 2015, Décembre 2015. 28 p 12. MALI, 2015. DIRECTION NATIONALE DES PRODUCTION ET INDUSTRIE ANIMALES DU MALI (DNPIA), Rapport annuel d’activité 2015.

113p 13. MALI,

2015.

DIRECTION

NATIONALE

DES

SERVICES

VETERINAIRE(DNSV)., Rapport annuel d’activité 2015. 94 p 14. MASIGA W.N.; DOMENECH J. ET WINDSOR R.S., 1996. Manifestation and epidemiology of contagious bovine pleuropneumonia in Africa. - Rev. Sci. Tech.

Off. Int. Epiz, 15 (4):1283–1308.

15. MBENGUE M, DIALLO A.A, LO F.T et al., 2013. Réémergence de la péripneumonie contagieuse bovine au Sénégal Bull Soc Pathol Exot. 2013 Aug; 106(3):212-5 p.

16. MUUKA G, MUDENDA H.B, NALUBAMBA K. S et al., 2011. Comparison of complement fixation test, competitive ELISA and LppQ ELISA with postmortem findings in the diagnosis of contagious bovine pleuropneumonia (CBPP). - Trop. Anim. Health and Prod., 43, 1057-1062 p.

76

17. NIAKATE B. CLARK B. 2004 Mammifere – reptiles – et oiseaux du Mali.

(AMEPANE, IFAW. Edition 2004).- Bamako : AMEPANE, IFAW 18. NIANG M, DIALLO M, CISSE O et al., 2006. Pulmonary and serum antibody responses elicited in zebu cattle experimentally infected with Mycoplasma mycoides subsp. mycoides SC by contact exposure. - Vet. Res.37, 733-744 p.

19. NIANG M., DIALLO M., CISSE O., et al., Transmission expérimentale de la péripneumonie contagieuse bovine par contact chez des zébus : étude des aspects cliniques et pathologiques de la maladie. Revue Élev. Méd. vét. Pays trop. 2004, 57 (1-2) : 7-14 20. OLABODE., H.O.K., MAILIFIA. Serological eidence of Contagious Bovine Pleuro-Pneumonia antibodies in trade cattle (Bos Indicus) sold in Kwara stateNigeria. Int Jour of Micr Res, 1, (1), 14– 19.

21. ORUE J. et MEMERY G., 1961. La péripneumonie contagieuse bovine.

Traitement par le Novarsénobenzol : conséquences épidémiologiques et prophylactiques. Rev. Elev. Méd. Vét. Pays. Trop, 14 (4): 405-411.

22. PROVOST A., 1969. Recherche immunologique sur la péripneumonie-conception immuno-pathogénique de la maladie. Rev. Elev. Méd. Vét. Pays. Trop, 22 (3) : 319334.

23. PROVOST A., 1974 a. Essai de traitement de la péripneumonie contagieuse des bovidés par la spiramycine. Cah. Elev. Vét. 43 : 140-141.

77

24. PROVOST A., 1974 b. Prophylaxie et vaccination dans la PPCB. Evolution des techniques et applications pratiques actuelles. Rev. Elev. Méd. Vét. Pays. Trop, 27 (2) : 145-161.

25. PROVOST A., 1996. Stratégie de la prophylaxie et de l’éradication de la péripneumonie contagieuse bovine avec ou sans vaccination. Rev. Sci. Tech. Off. Int. Epiz, 15 (4): 1355-1371.

26. PROVOST A. ; PERREAU P. et BREARD A., 1987. Péripneumonie contagieuse bovine. Rev. Sci .Tech. Off. Int. Epiz, 6 (3) : 565-624.

27. PROVOST A. ; PERREAU P. ; BREARD A. ; et al., 1987. Contagious bovine pleuropneumonia. Rev. Sci .Tech. Off. Int. Epiz, 6: 625-679.

28. REGALLA J., CAPORALE V. et GIOVANNINI ., 1995. La réaction de fixation du complément pour le diagnostic sérologique de la PPCB : application et interprétation des résultats. Rev. Sci. Tech. Off. Int. Epiz, 14 (3): 631-644.

29. SANT’ANNA A., 1977. La péripneumonie contagieuse bovine et son diagnostic expérimental. Enquêtes sérologiques aux abattoirs de Dakar. thèse : Méd. Vét: Dakar ; 16.

30. SERY A., SIDIBÉ C. A. K., CISSÉ O., et al Seroprevalence of contagious bovine pleuropneumonia (CBPP) in Mali. Trop Anim Health Prod (2015) 47:395–402 Vol 47 (2), 31. SIDIBE C.A.K, 2012. Epidémiologie de la Péripneumonie Contagieuse Bovine (PPCB) dans les régions du delta central du Mali : Evaluation des performances de

78

deux tests de diagnostic pour analyser la dynamique de transmission et développement d’outils d’aide à la décision pour la surveillance et le contrôle. Thèse de doctorat Université Montpellier II, France, 146 p.

32. SYLLA D. ; LITAMOI J. et RWEYEMAMU, 1995. Stratégie de vaccination contre la PPCB en Afrique. - Rev. Sci. Tech. Off. Int. Epiz, 14 (3): 577-592.

33. THIAUCOURT F, 2006. Guide pratique de diagnostic et de gestion des épizooties. DGAL, Paris, 196 p.

34. TULASNE J. J.; LITAMOI. J. K. and DEDIEU L., 1996. Contagious bovine pleuropneumonia vaccines: the current situation and the need for improvement.Rev. Sci. Tech. Off. Int. Epiz, 15 (4): 1373-1396.

35. YABOURI M. K., 1974. Le Togo et la lutte contre la PPCB : campagne expérimentale 1971-1975. Thèse : Méd. Vét. : Dakar ; 05.

36. YAYA A., 2008. Polymorphisme génomique chez Mycoplasma mycoides subsp. mycoides SC : Applications à l’épidémiologie moléculaire et validation d’un modèle d’inoculation sous-cutanée pour l’étude de la virulence des souches. Thèse : doctorat. Sciences : université PAUL SABATIER de Toulouse.

79

SERMENT DES VETERINAIRES DIPLOMES DE DAKAR « Fidèlement attaché aux directives de Claude BOURGELAT, fondateur de l’enseignement vétérinaire dans le monde, je promets et je jure devant mes maîtres et mes aînés:  d’avoir en tous moments et en tous lieux le souci de la dignité et de l’honneur de la profession vétérinaire;  d’observer en toutes circonstances les principes de correction et de droiture fixés par le code de déontologie de mon pays;  de prouver par ma conduite, ma conviction, que la fortune consiste moins dans le bien que l’on a, que dans celui que l’on peut faire;  de ne point mettre à trop haut prix le savoir que je dois à la générosité de ma patrie et à la sollicitude de tous ceux qui m’ont permis de réaliser ma vocation.  Que toute confiance me soit retirée s’il advient que je me parjure».

LE CANDIDAT

VU

VU

LE DIRECTEUR DE L’ECOLE INTER-ETATS DES SCIENCES ET MEDECINE VETERINAIRE DE DAKAR

LE PROFESSEUR RESPONSABLE DE L’ECOLE INTER-ETATS DES SCIENCES ET MEDECINE VETERINAIRE DE DAKAR

VU LE DOYEN DE LA FACULTE DE MEDECINE ET DE PHARMACIE DE L’UNIVERSITE CHEIKH ANTA DIOP

LE PRESIDENT DU JURY

DE DAKAR

VU ET PERMIS D’IMPRIMER______________ DAKAR, LE_______________________________

LE RECTEUR, PRESIDENT DE L’ASSEMBLEE DE L’UNIVERSITE CHEIKH ANTA DIOP DE DAKAR

SEROPREVALENCE DE LA PERIPNEUMONIE CONTAGIEUSE BOVINE DANS L’EVALUATION DE LA SITUATION DE REFERNCE TO DU PRAPS AU MALI

RESUME La péripneumonie contagieuse bovine (PPCB) est une maladie infectieuse, contagieuse, inoculable due à un mycoplasme, Mycoplasma mycoides subsp. mycoides biotype Small Colony (MmmSC).

En Afrique, la lutte passe obligatoirement par la vaccination annuelle des bovins, pour réduire l’incidence de la maladie. Ainsi le PRAPS, en s’inscrivant dans cette logique a voulu dans un premier temps connaitre la situation de référence de la PPCB en vue de suivre son évolution dans le temps après chaque campagne de vaccination. Le projet nous a confié ce travail afin de déterminer la prévalence de la PPCB au Mali.

Nous avons prélevé 1432 sérums dans 49 communes du Mali et nous les avons analysés au laboratoire central vétérinaire du Mali avec la technique cELISA. Les résultats obtenus montrent une prévalence globale de 6,28 %. Les prévalences les plus élevées ont été enregistrées dans les régions de TOMBOUCTOU (17%), de SIKASSO (7,9%) et la région de Kayes (3,3%) Quelques recommandations ont été formulées entre autres à savoir :  Renforcer le réseau d’épidémio-surveillance : en mettant l’accent sur le contrôle des animaux au niveau des frontières et augmenter les missions de terrain.  Renforcer les structures de base en augmentant les moyens humains, financiers et matériels  Renforcer la collaboration entre les vétérinaires et les éleveurs Mots clés : PPCB, Prévalence, Situation de Reference, PRAPS, Mali, Bovins.

Auteur : Souleymane TRAORE Adresse : Sébénicoro, Sect VII, Bamako /Mali E-mail : souleymanot@yahoo.fr Tél : +223 78 84 35 70 / +221 77 353 37 05