IBRAHIM YAHAYA Mohamadou Nazirou by Ecole Inter-Etats des Sciences et Médecine Vétérinaires (EISMV Dakar)

UNIVERSITE CHEIKH ANTA DIOP DE DAKAR ………………………… ECOLE INTER-ETATS DES SCIENCES ET MEDECINE VETERINAIRES (E.I.S.M.V.)

Année 2017

N°39

EVALUATION DES EFFETS ANTI STRESS THERMIQUE DU « NUTRICOOL » EN ELEVAGE DE POULET DE CHAIR DANS LA REGION DE TOUBA (SENEGAL) THESE

Présentée et soutenue publiquement le 29 novembre 2017 à 15 heures 00 mn devant la Faculté de Médecine, de Pharmacie et d’Odontostomatologie de Dakar pour obtenir le grade de DOCTEUR VETERINAIRE (DIPLOME D’ETAT) Par Mr. IBRAHIM YAHAYA Mohamadou Nazirou Née le 01 Février 1992 à Niamey (NIGER) JURY Président

Mr. Djibril FALL Professeur à la Faculté de Médecine, de pharmacie et d’odontostomatologie de Dakar

Directeur et Rapporteur de thèse :

Mr. Moussa ASSANE Professeur à l’E.I.S.M.V de Dakar

Membre

Co-directeur de thèse

Mr. Niangoran S. BAKOU Professeur à l’E.I.S.M.V de Dakar Dr Malik SENE PDG Veto partner’s

ECOLE INTER-ETATS DES SCIENCES ET MEDECINE VETERINAIRES DE DAKAR BP : 5077-DAKAR (Sénégal) Tel : (00221) 33 865 10 08 Télécopie (221) 825 42 83

COMITE DE DIRECTION LE DIRECTEUR GENERAL Professeur Yalacé Yamba KABORET LES COORDONNATEURS Professeur Rianatou BADA ALAMBEDJI Coordonnateur des Stages et des Formations Post-Universitaires Professeur Ayao MISSOHOU Coordonnateur de la Coopération Internationale Professeur Alain Richi WALADJO KAMGA Coordonnateur des Etudes et de la Vie Estudiantine Professeur Yaghouba KANE Coordonnateur de la Recherche/Développement Année Universitaire 2016 – 2017

LISTE DES MEMBRES DU CORPS ENSEIGNANT

DEPARTEMENT DES SCIENCES BIOLOGIQUES ET PRODUCTIONS ANIMALES Chef de département: M. Rock Allister LAPO, Maître de Conférences Agrégé ANATOMIE–HISTOLOGIE–EMBRYOLOGIE M. Serge Niangaran BAKOU, Professeur (disponibilité) M. Gualbert S. NTEME ELLA, Maître de Conférences Agrégé

CHIRURGIE-REPRODUTION M. Alain Richi Kamga WALADJO, Maître de Conférences Agrégé M. Papa El Hassane DIOP, Professeur vacataire ECONOMIE RURALE ET GESTION M. Walter OSSEBI, Assistant

PHYSIOLOGIE-PHARMACODYNAMIETHERAPEUTIQUE M. Rock Allister LAPO, Maître de Conférences Agrégé M. Moussa ASSANE, Professeur vacataire PHYSIQUE ET CHIMIE BIOLOGIQUES ET MEDICALES M. Adama SOW, Maître de Conférences Agrégé M. Miguiri KALANDI, Assistant M. Germain Jêrome SAWADOGO, Professeur vacataire ZOOTECHNIE – ALIMENTATION M. Ayao MISSOHOU, Professeur M. Simplice AYSSIWEDE, Maître de Conférences Agrégé M. Sahidi Adamou Docteur Vétérinaire vacataire

DEPARTEMENT DE SANTE PUBLIQUE ET ENVIRONNEMENT Chef de département: M. Oubri Bassa GBATI, Maître de Conférences Agrégé HYGIENE ET INDUSTRIE DES DENREES ALIMENTAIRES D’ORIGINE ANIMALES (HIDAOA) M. Serigne Khalifa Babacar SYLLA, Maître de Conférences Agrégé Mlle Bellancille MUSABYEMARIYA, Maître de Conférences Agrégé

PATHOLOGIE MEDICALE-ANATOMIE PATHOLOGIQUE-CLINIQUE AMBULANTE M. Yalacé Yamba KABORET, Professeur M. Yaghouba KANE, Maître de Conférences Agrégé Mme Mireille KADJA WONOU, Maître de Conférences Agrégé

MICROBIOLOGIE-IMMUNOLOGIE-PATHOLOGIE INFECTIEUSE Mme Rianatou BADA ALAMBEDJI, Professeur M. Philippe KONE, Maître de Conférences Agrégé (disponilité) Justin Ayayi AKAKPO, Professeur vacataire PARASITOLOGIE-MALADIES PARASITAIRES-ZOOLOGIE APPLIQUEE M. Oubri Bassa GBATI, Maître de Conférences Agrégé M. Dieudoné L. DAHOUROU,Attaché Temporaire d’Enseignement et de Recherche

PHARMACIE-TOXICOLOGIE M. Assionbon TEKO AGBO, Chargé de recherche M. Gilbert Komlan AKODA, Maître Assistant (disponibilité) M. Abdou Moumouni ASSOUMY, Maître Assistant

DEPARTEMENT COMMUNICATION Chef de département: Ayao MISSOHOU, Professeur BIBLIOTHEQUE Mamadou DIA, Documentaliste Mme Ndella FALL MISSOHOU, Bibliothécaire SERVICE AUDIO-VISUEL M. Bouré SARR, Technicien SERVICE DE LA SCOLARITE M. Théophraste LAFIA, Chef de Scolarité M. Mohamed Makhtar NDIAYE, agent administratif Mme Astou BATHILY MBENGUE, agent administratif

M. Ets Ri Kokou PENOUKOU Docteur Vétérinaire vacataire

DEDICACES Au nom d’ALLAH, Le Tout Miséricordieux, Le Très Miséricordieux. Toutes les louanges appartiennent à ALLAH, nous le louons, et le remercions. Nous lui demandons protection contre le mal de nos âmes et le pardon de nos péchés. Quiconque Allah guide, personne ne peut l’égarer et quiconque il égare, n’aura point de guide. Nous attestons qu’il n’y a aucune divinité digne d’être adoré en dehors d’Allah et nous attestons que MOUHAMED est son serviteur et son messager. Qu’ALLAH prie sur MOUHAMED, sa famille, ses compagnons ainsi que sur tous ceux qui emboiterons son chemin jusqu’au jour dernier. Louange à Allah qui a dit dans son puissant et inattaquable livre : « Et quant au bienfait de ton seigneur, proclame-le » Sourate 93, Verset 11. Je rends grâce à Allah de m’avoir accordé l’opportunité et surtout le pouvoir de réaliser cette formation parmi tant d’autres personnes qui ont souhaité avoir la même chose. Je dédie ce travail : A ma mère, MAIMOUNA AMORE : Je me rappelle encore d’une de vos habitudes, pendant ma tendre enfance, qui consiste à souhaiter la bénédiction d’ALLAH sur moi à chaque fois que je commets une erreur. Il n’y a aucun doute que vos prières ont été exhaussées et ce travail en est la preuve. Que Dieu vous comble de tous ses bienfaits apparents et cachés ; ici-bas et dans l’au-delà. A mon père, IBRAHIM YAHAYA : « Quand le serviteur meurt, toutes ses œuvres s’interrompent hormis trois choses : une aumône croissante, un savoir utile laissé au gens et un enfant pieux qui prie en sa faveur », dit le prophète (SAW). Eu égard à cette affirmation, je prie ALLAH qu’il vous pardonne, qu’il vous fasse miséricorde et qu’il vous fasse entrer dans son paradis « Al firdaws ». A mes grand- parents (in mémorium), Aichatou, Amoré, Yahaya : que vos âmes reposent en paix. iii

A ma grande mère, Rabi : ce travail est le vôtre. Que Dieu vous garde longtemps en vie et en bonne santé. A mes oncles, Elh Amadou Tidjani Yahaya, Issa Yahaya, Tidjani Amoré, Adamou Halidou, Morou : merci pour vos conseils, reconnaissance éternelle. A mes tantes, Hadjia Coubra, Hadizatou Amoré, Hadizatou Elh Hamissou, Aissa, Halima Amoré, Saadatou Amoré A mes frères et sœurs : Bouchara, Nassiba, Diyaour-rahmane, Yahaya (Babanguida) et Nana Zoulfaou : je vous aime énormément et vous rappelle que « le paresseux, c’est lui le vrai orphelin ».Puisse nos liens fraternels se consolider et se pérenniser. A mon cousin, Lamine Amadou Tidjani : je me rappelle, comme si c’était hier, lorsque tu m’apprenais les puissances de dix en mathématique, sur la terrasse du feu Elh Mamane Zinder. Tu as probablement oublié, mais ça serait ingrat de ma part, de passer sans te dire un mot. Merci pour tout, Lamine. A ma cousine, Aichatou dite Diyahajiya : tu es le fondement, la base et les racines de ce travail. En effet, étant à l’école primaire, j’ai beaucoup appris avec toi (opérations mathématiques, grammaire française, jeux de couleurs…) que Dieu te le rende au centuple. A la famille Omar américain, Assade et Nazifi : vous m’avez donné la chance d’être appelé tonton, à travers Papi, Djibril et Djaneidou. Il faudra que j’accorde cette chance à d’autres pour ne pas être avare. Au Dr Aissatou Coulibaly : Béni soit le jour où je t’avais rencontrée. A la famille Abdoulaye Yahaya et

Sabiou vous avez été plus qu’une famille

d’accueil pour moi. Que Dieu vous bénisse. Au bureau exécutif de la Communauté des Etudiants Musulman Vétérinaire de Dakar (CEMVD), je ne vous oublierai jamais ainsi que nos prédécesseurs dans le bureau :

Dr Kader Issoufou, Dr Bocar HANN, Dr TOURE, Dr WANE, Dr OUANDAOGO…. A tous les éléments de la « Makaranta » (DAARA) de Guelle Tapée, Que Dieu nous rassemble dans son paradis éternel !

REMERCIEMENT Mes sincères remerciements et ma profonde gratitude : A ma famille Au Professeur Moussa ASSANE: J’ai été longtemps passionné et curieux de savoir comment fonctionne l’organisme, et ceci depuis le lycée d’où mon approche vers votre service. Je viens de découvrir un aspect : la thermorégulation. Par ailleurs, la qualité scientifique et l’art de transmission de votre savoir à inciter en moi un amour particulier pour l’enseignement supérieur. Merci pour la confiance et pour avoir accepté de conduire avec la plus grande patience ce travail. Au Professeur Yaghouba KANE, merci pour les techniques d’autopsie et l’incitation à la rigueur pour un travail bien fait. Grâce à vous, j’ai pu réaliser mon rêve de devenir Docteur Vétérinaire et j’espère m’en sortir sur le terrain. Au Professeur accompagnateur de la 44ème promotion : Professeur Rianatou Bada ALAMBEDJI, « la maman des Nigériens au véto », « nous ferons bien ce travail car nous le ferons ensemble !». A la marraine de la 44ème promotion : Docteur Fatouma DIAGNE SYLLA, Directrice de la SENEVET. A Monsieur Haladou GAGARA, et Bibata KIRGUIGNI du laboratoire Central d’élevage de Niamey. J’ai beaucoup appris à vos côtés, sur le plateau technique de sérologie, pendant mon stage de 3ème année. Que Dieu vous récompense pour tous. Au Docteur Malick SENE, Président et Directeur Général de VETO PARTNER’S, merci d’avoir financé ce travail. Au Docteur Adama FAkYE et Khady NIANG pour leur disponibilité.

A Monsieur CISSE, chef de production à l’usine de VETO PARTNER’S A la famille Modou SENE à Touba, merci pour l’accueil et l’orientation. A mon filleul au sein de L’AENVD, Abdoul Wahab Guerro, tu m’avais permis d’être parrain. A mon ami, Lawali Barmini Akourki : toujours ensemble, mais jamais d’accord. A mes filles des travaux pratiques, Anita MILOGO et Madeleine Tiabane : Copiez en moi ce qui vous est profitable et rejeter ce qui est blâmable. Aux membres de notre jury de thèse. A tout le personnel de l’EISMV. A l’Amicale des Etudiants Vétérinaires de Dakar (AEVD). Au membre du bureau exécutif de l’AEVD 2015-2016 A l’Amicale des Etudiants Nigériens Vétérinaires de Dakar (AENVD). Au bureau exécutif de l’AENVD 2015-2016 A l’Ambassade du Niger au Sénégal A ma chère patrie : la République du Niger Au Sénégal, pays hôte. A tous ceux qui de près ou de loin ont contribué à la réalisation de ce modeste travail.

vii

A nos maîtres et juges A notre Maître et Président du jury, Monsieur Djibril FALL, Professeur à la Faculté de Médecine, de pharmacie et d’odontostomatologie de Dakar. Vous nous avez fait honneur d’accepter la présidence de notre jury de thèse malgré votre calendrier très chargé. Votre approche facile et cordiale faite d’humilité et de spontanéité avec laquelle vous avez accepté notre sollicitation nous a marqué. Vos qualités scientifiques forcent notre admiration. Veuillez trouver ici, l’expression de nos sincères remerciements et de notre profonde gratitude A notre Maître, Directeur et Rapporteur de thèse, Monsieur Moussa ASSANE, Professeur à l’Ecole Inter-Etats des sciences et de Médecine Vétérinaires (EISMV) de Dakar. Nous vous remercions de la spontanéité et de la simplicité avec lesquelles vous avez accepté de diriger ce travail. Vous avez initié ce travail et vous l’avez guidé avec rigueur malgré vos multiples occupations. Vos qualités humaines et d’homme de science, votre amour du travail bien fait nous ont marqué tout au long de notre séjour dans votre service. Votre enseignement clair, précis, et votre souci de la méthode et du travail bien fait, resteront pour nous un exemple à suivre. Soyez rassuré de notre profonde gratitude et de notre vive admiration. Sincères remerciements et Hommage respectueux. A notre Maître et Juge, Monsieur Niangoran Serge BAKOU, Professeur à l’Ecole Inter-Etats des sciences et de Médecine Vétérinaires (EISMV) de Dakar. C’est un grand privilège de vous compter dans notre jury de thèse. Vous nous faites un très grand honneur en acceptant de juger ce modeste travail. Veuillez trouver ici l’expression de notre respect et profonde gratitude. Sincères remerciements.

viii

« Par délibération, la faculté de Médecine, de Pharmacie et d’Odontologie et l’Ecole Inter- Etats des Sciences et Médecine Vétérinaires de Dakar ont décidé que les opinions émises dans les dissertations qui leur sont présentées, doivent être considérées comme propres à leurs auteurs et qu’elles n’entendent leur donner aucune approbation ni improbation »

SIGLES ET ACRONYMES PIB : Produit Intérieur Brut %

: Pourcentage

°C : Degré Celsius Cm : Centimètre TCI : Température Critique Inférieure TCS : Température Critique Supérieure EM : Energie Métabolisable EB : Energie Brute MJ : Mégajoule Kg : Kilogramme KJ : Kilojoule T3

: Triiodothyronine

: Tyroxine

pH : Potentiel d’hydrogène H

: Heure

Kcal : Kilocalorie GMQ: Gain Moyen Quotidien g/l

: Gramme par litre

: Millilitre

: Gramme x

: Supérieur

: Inférieur

Km : kilomètre CAI : Consommation Alimentaire Individuelle IC

: Indice de consommation

RC : Rendement Carcasse TM : Taux de Mortalité FCFA : Franc de la Communauté Financière Africaine QACP : Quantité d’Aliment Consommé par poulet CAP : Coût de l’Aliment par poulet PMC : Poids Moyen de la Carcasse PKP

: Prix du kilogramme par Poulet

: Recette par Poulet

MBP : Marge Bénéficiaire par Poulet

LISTE DES FIGURES Figure 1

: Schéma du bilan énergétique ............................................................ 11

Figure 2

: Principaux modes de transfert de chaleur entre l’animal et l’ambiance ........................................................................................ 18

Figure 3

: Déroulement du coup de chaleur chez le poulet ............................... 26

xii

LISTE DES TABLEAUX Tableau I

Tableau II Tableau III

Tableau IV Tableau V Tableau VI Tableau VII Tableau VIII Tableau IX Tableau X Tableau XI Tableau XII Tableau XIII Tableau XIV Tableau XV Tableau XVI Tableau XVII

: Effet de la température sur les performances de croissance et quelques caractéristiques plasmatiques des broilers de 2 à 4 semaines d’âge. ................................................................................................ 15 : Températures recommandées en aviculture. .................................... 19 : Taux de mortalité, gain de poids des poulets témoins ou acclimatés par une exposition à 38°C durant 24h (à l’âge de 5 jours) et élevés au chaud (conditions de stress thermique chronique de J1 à J49). ....... 35 : Autres composants du « Nutricool ». ............................................... 38 : Composition centésimale en matières premières des rations des différents lots .................................................................................... 41 : Programme de prophylaxie utilisé. ................................................... 42 : Température ambiante moyenne du bâtiment en o C. ....................... 47 : hygrométrie moyenne du bâtiment. .................................................. 47 : Température rectale moyenne en °C. ............................................... 48 : Fréquence respiratoire moyenne en mvt resp/min. .......................... 49 : Consommation alimentaire en g/sujet/jour. ...................................... 50 : Consommation d’eau par jour en g/sujet. ......................................... 51 : Evolution pondérale (en g) des poulets pendant les 6 semaines d’essai. .............................................................................................. 52 : Gain moyen Quotidien (GMQ) des poulets des différents lots. ....... 53 : Indice de consommation alimentaire des lots de poulets. ................ 54 : Rendement carcasse en (%). ............................................................. 55 : Rentabilité économique. ................................................................... 56

xiii

TABLE DES MATIERES INTRODUCTION......................................................................................................... 1 PREMIERE PARTIE :SYNTHESE BIBLIOGRAHIQUE ...................................... 4 CHAPITRE I : PHYSIOLOGIE DE LA THERMOREGULATION CHEZ LE POULET DE CHAIR ................................................................................................... 5 I.1. Données générales sur la thermorégulation chez les homéothermes ............. 5 I.1.1.Définitions-Généralités .................................................................................... 5 I.1.1.1.Homéothermie ........................................................................................... 5 I.1.1.2. Thermorégulation ..................................................................................... 5 I.1.2. Facteurs de l’équilibre thermique des homéothermes .................................... 6 I.1.2.1. La thermogenèse (production de chaleur) ................................................ 6 I.1.2.1.1.Thermogenèse de base (ou métabolisme de base) .............................. 6 I.1.2.1.2. Thermogenèse facultative (extra chaleur) .......................................... 6 I.1.2.2. La thermolyse (perte de chaleur) .......................................................... 6 I.1.2.2.1. Thermolyse sensible (ou direct ou sans perte d’eau)...................... 7 I.1.2.2.2. Thermolyse insensible (ou indirect ou latente ou encore par évaporation d’eau).......................................................................................... 7 I.1.3. Contrôle de la thermorégulation ..................................................................... 8 I.1.4. Les limite de l’homéothermie ......................................................................... 9 I.2. Particularités de la thermorégulation chez le poulet de chair ........................ 9 I.2.1. Donnés générales ............................................................................................ 9 I.2.2. Production de chaleur ou thermogenèse chez le poulet de chair .................. 10 I.2.2.1. Les sources de chaleurs .......................................................................... 10 I.2.2.1.1.Métabolisme basal ............................................................................ 11 I.2.2.1.2. Activité physique ............................................................................. 12 I.2.2.1.3. Extra chaleur ou thermogenèse alimentaire ..................................... 13 I.2.2.2. Contrôle hormonal de la thermogenèse .................................................. 13 I.2.2.2.1. Rôle de La glande Thyroïde ............................................................. 14 I.2.2.2.2. Rôle des glandes surrénales ............................................................. 15 I.2.3. Thermolyse ou perte de chaleur .................................................................... 16 I.2.3.1. Thermolyse par chaleur sensible (ou direct ou sans perte d’eau) .......... 16 xiv

I.2.3.2. Thermolyse par chaleur latente (ou indirect ou avec perte d’eau) ......... 17 I.2.4. Réactions thermorégulateurs des volailles en fonction de la température.... 19 I.2.4.1. Régulation thermique en zone de neutralité thermique. ......................... 19 I.2.4.2. Régulation thermique sous la zone de neutralité thermique .................. 19 I.2.4.3. Régulation thermique au-delà de la zone de neutralité thermique ......... 20 I.2.4.3.1. Baisse de la thermogénèse ............................................................... 20 I.2.4.3. 2. Augmentation de la thermolyse ...................................................... 20 I.2.4.3. 3. Réactions végétatives et comportementales associées.................... 22 CHAPITRE II : EFFETS DU STRESS THERMIQUE CHEZ LE POULET DE CHAIR ET LES MOYENS DE LUTTE................................................................... 24 II.1. Effets du stress thermique chez le poulet de chair ....................................... 24 II.1.1. Effets sur la thermorégulation ..................................................................... 24 II.1.2. Effets sur le métabolisme ............................................................................ 26 II.1.2.1. Baisse du métabolisme de base ............................................................. 26 II.1.2.2. Troubles hydro électrolytiques.............................................................. 27 II.1.2.3. Perte d’énergie ...................................................................................... 27 II.1.3. Effets sur les performances zootechniques ................................................. 27 II.1.3.1. Baisse de productivité ........................................................................... 27 II.1.3.2. Baisse de la durée de survie .................................................................. 29 II.2. Moyens de lutte contre le stress thermique ................................................... 29 II.2.1.Manipulations thermiques des animaux ....................................................... 29 II.2.1.1. Pendant l’embryogénèse ....................................................................... 29 II.2.1.2.Pendant les premiers jours de la vie ....................................................... 30 II.2.2.Amélioration génétique ................................................................................ 30 II.2.3. Modification de la photopériode ................................................................. 30 II.2.4.Alimentation ................................................................................................. 31 II.2.5.Abreuvement ................................................................................................ 32 II.2.6.Thérapeutiques diverses ............................................................................... 32 II.2.6.1.Les vitamines ......................................................................................... 32 II.2.6.2. les sels ................................................................................................... 33 II.2.6.3. les Anti-inflammatoires non stéroïdiens (AINS) .................................. 33 xv

II.2.6.4.Acclimatation précoce............................................................................ 34 DEUXIEME PARTIE :ETUDE EXPERIMENTALE ............................................ 36 CHAPITRE I : MATERIEL ET METHODES ....................................................... 37 I.1. Matériel .............................................................................................................. 37 I.1.1. Période et site des essais ............................................................................... 37 I.1.2 « Nutricool » .................................................................................................. 37 I.1.3.Oiseaux .......................................................................................................... 38 I.1.4.Matériel d’élevage et de contrôle de performance ........................................ 38 I.2. Méthodes ........................................................................................................... 39 I.2.1. Conduite d’élevage des oiseaux ................................................................... 39 I.2.1.1. Préparation du bâtiment......................................................................... 39 I.2.1.2. Installation des poussins ....................................................................... 39 I.2.1.3. Mise en lots des poussins ...................................................................... 40 I.2.1.4. Programme de prophylaxie médicale .................................................... 42 I.2.1.5. Alimentation .......................................................................................... 42 I.2.2. Collecte des données .................................................................................... 43 I.2.2.1. Paramètres d’ambiance.......................................................................... 43 I.2.2.2. Réactions organo-végétatives ................................................................ 43 I.2.2.3. Consommation d’eau et d’aliment ........................................................ 43 I.2.2.4. Evolution pondérale .............................................................................. 43 I.2.2.5. Mortalités ............................................................................................... 44 I.2.3. Evaluation des performances de croissance ................................................ 44 I.2.3.1. Consommation alimentaire et d’eau ....................................................... 44 I.2.3.2. Gain Moyen Quotidien .......................................................................... 44 I.2.3.3. Indice de consommation alimentaire ..................................................... 45 I.2.3.4. Rendement carcasse .............................................................................. 45 I.2.3.5. Taux de Mortalité .................................................................................. 45 I.2.4. Evaluation de la rentabilité économique...................................................... 45 I.2.5. Analyses statistiques des données ............................................................... 46 CHAPITRE II : RESULTATS ET DISCUSSION .................................................. 47 II.1. RESULTATS ................................................................................................... 47 xvi

II.1.1. Paramètres d’ambiance ................................................................................ 47 II.1.1.1.Température ambiante............................................................................ 47 II.1.1.2. Hygrométrie .......................................................................................... 47 II.1.2.Effets de l’apport du « Nutricool » sur les réactions organo-végétatives .... 48 II.1.2.1.Sur la température rectale. ..................................................................... 48 II.1.2.2.Sur la fréquence respiratoire .................................................................. 48 II.1.3.Effets de l’apport du « Nutricool » sur les performances de croissance ...... 49 II.1.3.1.Sur la consommation alimentaire et d’eau ............................................. 49 II.1.3.2. Sur l’évolution pondérale ...................................................................... 51 II.1.3.3. Sur le gain moyen quotidien ................................................................. 52 II.1.3.4. Sur l’indice de consommation alimentaire ........................................... 53 II.1.3.5. Sur le rendement carcasse ..................................................................... 54 II.1.3.6. Sur la mortalité ...................................................................................... 55 II.1.4. Effets de l’apport du « Nutricool » sur la rentabilité économique .............. 55 II.2.DISCUSSION.................................................................................................... 57 II.2.1. Méthodologie utilisée .................................................................................. 57 II.2.2. Effets de l’apport du « Nutricool » sur les réactions organo-végétatives ... 58 II.2.2.1.Sur la température rectale ...................................................................... 58 II.2.2.2.Sur la fréquence respiratoire .................................................................. 59 II.2.3. Effets de l’apport du « Nutricool » sur les performances de croissance du poulet de chair ........................................................................................................ 60 II.2.3.1. Sur la consommation alimentaire et d’eau ............................................ 60 II.2.3.2. Sur l’évolution pondérale ..................................................................... 61 II.2.3.3. Sur l’indice de consommation alimentaire ........................................... 62 II.2.3.4. Sur le rendement carcasse ..................................................................... 63 II.2.3.5. Sur la mortalité ...................................................................................... 63 II.2.4. Effet de l’apport du « Nutricool » sur la rentabilité économique............... 64 CONCLUSION GENERALE .................................................................................... 65 REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES ................................................................. 69 WEBOGRAPHIE ....................................................................................................... 79

xvii

INTRODUCTION La poussée démographique actuelle dans les pays en développement est accompagnée d’une hausse sans cesse de la demande des populations en protéines animales dont la satisfaction exige de plus en plus une intensification des productions animales. Pour faire face à cette galopante demande, ces pays se sont focalisés sur l’aviculture qui est « moins assujettie aux aléas climatiques » et dont le cycle d’élevage est court. C’est ainsi qu’au Sénégal, depuis le début des années 2000, on assiste à une aviculture semi-industrielle de proximité dans les zones périurbaines (CARDINALE et al., 2002). Les mesures de suspension des importations des produits avicoles prises en 2005, suite à la crise d’influenza aviaire hautement pathogène (IAHP), ont eu pour effets un développement exponentiel de la filière avicole et en particulier la spéculation de poulets de chair qui connaissait un déclin du fait de la forte concurrence extérieure (SENEGAL/DIREL / CNA, 2008). Cependant, l’intensification des productions avicoles se trouvent confrontée à un certain nombre d’obstacles dont la chaleur ambiante.

Même dans les régions

tempérées du globe, le problème de la chaleur se pose. Ainsi, dans la seule région « Pays de Loire » en France, les coups de chaleur de l’été 1987 ont tué plus de 400 000 poulets de chair, représentant une perte dépassant 3,5 millions de francs (GERAERT, 1991). En effet, durant les cinquante dernières années, la sélection génétique des poulets de chair a principalement favorisé leur croissance musculaire. Cette sélection n’a pas permis d’augmenter en proportion leurs viscères : appareil cardiovasculaire et respiratoire (HAVENSTEIN et al., 2003), réduisant les capacités des poulets de chair à résister à des conditions environnementales extrêmes telles que les coups de chaleur. Ces évènements climatiques sont responsables d’une diminution de la consommation d’aliment et des performances de croissance, accompagnée de taux de mortalités accrus causant des pertes économiques importantes pour la production avicole. Pour réduire les effets néfastes de l’exposition chronique à la chaleur en aviculture, différentes solutions ont été proposées. Il s’agit entre autres de moyens génétiques à 1

travers la création de souches résistantes à la chaleur (LU et al., 2007) ; des moyens nutritionnels comme la modification de la ration alimentaire (CHEN et al., 2005) ou par l’ajout de certains additifs alimentaires (SAHIN et al., 2005). Parmi les additifs proposés pour lutter contre le stress thermique chez les oiseaux, figure le « Nutricool » mis au point par le laboratoire NUTRECO. Des essais réalisés en région périurbaine de Bamako (Mali) par SANOGO (2015) avec cet additif alimentaire dénommé précédemment « Climfeed », ont montré qu’il n’est pas efficace dans la lutte contre le stress thermique chez le poulet de chair. SALL (2016) a également constaté que l’utilisation du « Nutricool » n’a pas impacté la thermorégulation et les performances de croissance du poulet de chair élevé dans les conditions estivales de la région périurbaine de Dakar (Sénégal). Ces deux auteurs ont attribué leurs résultats à la température ambiante et l’hygrométrie qui n’étaient pas significativement différentes de celles de la neutralité thermique pour le poulet de chair. C’est dans ce contexte que ce travail a été mené avec comme objectif général d’évaluer les effets de l’incorporation du « Nutricool » dans la ration, sur la lutte contre le stress thermique chez le poulet de chair en période de forte chaleur dans la région de Touba (Sénégal). De manière spécifique, il s’agit d’évaluer, chez des poulets de chair élevés en ambiance chaude et recevant une ration contenant ou non le produit : - les réactions organo-végétatives en rapport avec la thermorégulation ; - les performances de croissance ; - l’intérêt économique de l’apport du « Nutricool » dans la ration alimentaire. Cette étude est divisée en deux parties : Une première partie consacrée à l’étude bibliographique qui comporte un premier chapitre sur la physiologie de la thermorégulation chez le poulet de chair et un deuxième chapitre qui traite du stress thermique chez le poulet de chair et les moyens de lutte. 2

Une deuxième partie portant sur l’étude expérimentale avec un chapitre consacré au matériel et la méthode utilisés pour mener le travail suivi d’un chapitre concernant les résultats obtenus et leur discussion.

PREMIERE PARTIE : SYNTHESE BIBLIOGRAHIQUE

CHAPITRE I : PHYSIOLOGIE DE LA THERMOREGULATION CHEZ LE POULET DE CHAIR I.1. Données générales sur la thermorégulation chez les homéothermes I.1.1.Définitions-Généralités I.1.1.1.Homéothermie L’homéothermie est l’aptitude que possède la plupart des mammifères et oiseaux à maintenir leur température centrale dans les limites de variations qui n’excèdent pas plus ou moins 2°C (animaux « à sang chaud »). Les

espèces

douées

d’homéothermie

sont

qualifiés

d’endohoméothermes

(mammifère, oiseaux) par opposition aux espèces exohoméothermes dont la température centrale est due à un habitat à température constante (ex : parasites du tube digestif). Les espèces dont la température centrale varie avec celle de leur environnement sont qualifiés de poïkilothermes (poisson, reptiles, batraciens). Les animaux hibernants, (marmotte, loir) quant à eux, représentent un groupe à part : ils sont homéothermes pendant la belle vie qui est celle de la vie active (été) et poïkilothermes en hiver. Lors de l’hibernation leurs fonctions organiques sont ralenties avec une chute importante de la température centrale. Toutefois chez ces derniers, le réveil survient dès que la chute de température menace l'intégrité fonctionnelle de l'organisme (HAFEZ, 1968). I.1.1.2. Thermorégulation C’est la régulation de la température centrale à un niveau constant chez les animaux homéothermes (MEYER, 2017). Elle représente l’ensemble des processus physiologiques et comportementaux permettant à l’organisme de maintenir sa température centrale dans des limites normales quel que soit son niveau métabolique ou la température du milieu ambiant. Elle résulte de la thermogenèse et de la thermolyse.

I.1.2. Facteurs de l’équilibre thermique des homéothermes L’organisme des homéothermes peut être représenté comme un noyau central producteur de chaleur (muscles squelettiques + viscères + système nerveux central) entouré par une enveloppe (la peau) dont la capacité en tant qu’isolant thermique peut varier. La température de ce noyau (température centrale) repose sur un équilibre constant entre les apports et les pertes de chaleur sous la supervision effective de l’hypothalamus qui est le centre de contrôle de cet équilibre. I.1.2.1. La thermogenèse (production de chaleur) La majeure partie de la chaleur produite par l’organisme l’est comme une conséquence inévitable du métabolisme. Il apparaît alors plus intéressant d’analyser l’importance des différentes composantes de la thermogenèse : thermogenèse de base et thermogenèse facultative (MEYER, 2017). I.1.2.1.1.Thermogenèse de base (ou métabolisme de base) Elle correspond à la production thermique minimum enregistrée chez l’animal, au repos, à jeun et dans les conditions de neutralité thermique. Autrement dit, c’est la production de chaleur par l’activité métabolique de tissu (notamment du foie, cœur, cerveau, glande endocrine, muscle squelettique au repos). I.1.2.1.2. Thermogenèse facultative (extra chaleur) Dans les conditions normales, l’animal se nourrit, se déplace, se reproduit… ; cela entraîne une thermogenèse supplémentaire qualifié d’extra chaleur. I.1.2.2. La thermolyse (perte de chaleur) Il s’agit de l’ensemble des déperditions d’énergie calorique, conséquence inévitable de la différence de température entre l’organisme des homéothermes et l’environnement. Elle s’exprime en Joules comme la thermogénèse et peut se faire avec ou sans pertes

d’eau : la chaleur peut être éliminée de deux façons : thermolyse sensible

thermolyse insensible. I.1.2.2.1. Thermolyse sensible (ou direct ou sans perte d’eau) Cette modalité de déperdition est ainsi appelée parce qu'elle peut être perçue et mesurée directement au calorimètre. Elle se fait par trois mécanismes (HAFEZ, 1968) :  Radiation : perte d’énergie par les rayonnements électromagnétiques  Convection : correspondant à une perte d’énergie calorique par renouvellement d’un fluide (air, eau) autour de l’animal.  Conduction : perte d’énergie par un contact matériel entre l’animal et le milieu environnant. La thermolyse directe a une limite imposée par la température ambiante. I.1.2.2.2. Thermolyse insensible (ou indirect ou latente ou encore par évaporation d’eau) Elle permet de dégager une certaine quantité de chaleur et se fait selon deux modalités :  La sudation : Transpiration intense physiologique (due à un effort physique, une exposition à la chaleur) ou pathologique (due à une fièvre élevée, une crise d'hypoglycémie). Elle permet une thermolyse par évaporation d’eau à la surface de la peau. Il s’agit d’un processus actif d’élimination d’eau, de sels minéraux et de matières organiques par les glandes sudoripares par opposition à la perspiration qui correspond à une perte d’eau par diffusion à travers la peau.  La polypnée thermique : L'efficacité de la polypnée dans la thermorégulation est aussi bonne, chez le poulet, sinon meilleure que la sudation chez les mammifères (SAPIN, 1955).Chez les oiseaux, ce mode de dissipation de chaleur demeure le seul applicable devant l'isolement thermique quasi absolu du plumage. Elle se traduit par une brusque accélération des mouvements respiratoires. La fréquence obtenue correspond à la fréquence de résonnance de la cage thoracique, ce qui explique qu’elle sera fonction de la taille de l’animal. Cette fréquence optimale permet d’entretenir les 7

mouvements respiratoires sans augmentation

excessive de la thermogenèse. Les

mouvements de l’air sur une surface humide (muqueuse nasale, trachéale) assurent une perte d’eau et partant d’énergie. Pour éviter une alcalose respiratoire, les mouvements respiratoires deviennent superficiels. I.1.3. Contrôle de la thermorégulation Le centre principal de contrôle de la thermorégulation est l’hypothalamus qui se comporte comme un vrai « thermostat ». Les centres thermorégulateurs qui y sont localisés comparent en permanence la température réelle du corps avec la valeur de consigne. Il y a deux centres thermorégulateurs : le centre hypothalamique antérieur (centre de la thermolyse) assure la réponse thermique à la chaleur en déclenchant la thermolyse par la vasodilatation et l’augmentation de sudation ou de la fréquence respiratoire (polypnée) ; le centre hypothalamique postérieur (centre de la thermogenèse) assure la réponse thermique au froid par la stimulation de la thermogenèse musculaire et chimique et par la vasoconstriction cutanée pour imiter les pertes de chaleur. Les centres hypothalamiques reçoivent des informations thermiques de 2 types de thermorécepteurs : (i)

les

uns

centraux

(profonds,

viscéraux

surtout

hypothalamiques mêmes) :Ce sont des récepteurs localisés dans la cavité abdominale (WOOD, 1970), la moelle épinière (récepteurs spinaux) et même l’hypothalamus (NAKAYAMA, 1961) qui sont sensibles à la température du sang, (ii) les autres périphériques (superficiels, cutanés) sensibles aux basses températures (impression du froid) et aux températures élevées (impression de chaleur). Leur existence dans la régulation de la température a été depuis longtemps mise en évidence par les travaux de BROWN SEQUARD et al. (1856). En dépit des recherches menées de tout temps par les histologistes et les physiologistes, la structure exacte des récepteurs de température n'est pas encore élucidée. Seuls les axones qui convoient les stimuli thermiques sont identifiés (IGGO, 1971) 8

I.1.4. Les limite de l’homéothermie Selon la valeur de la température ambiante, le maintien de la température centrale se fera pour des niveaux différents de la thermogenèse et de la thermolyse. Dans la zone d’homéothermie, la thermogenèse est égale à la thermolyse. Lorsque la thermolyse excède la thermogenèse, l’animal entre dans la zone d’hypothermie. Par contre lorsque la thermogenèse excède la thermolyse, l’animal entre dans la zone d’hyperthermie. Dans la zone d’homéothermie, on définit la zone de neutralité thermique, pour un niveau de nutrition donné, comme étant l’intervalle des températures ambiantes pour lequel la thermogenèse est à son minimum et pour lequel la thermolyse n’est ni assurée par la sudation ni par une augmentation de la fréquence respiratoire. La zone de neutralité thermique est limitée par les températures critiques inférieures et supérieures. La température critique inférieure (TCI) est la température ambiante à partir de laquelle l’animal doit augmenter sa thermogenèse pour compenser un accroissement de la thermolyse sensible. La température critique supérieure (TCS) est la température ambiante pour laquelle l’animal doit augmenter sa thermolyse insensible pour une réduction de la thermogénèse. I.2. Particularités de la thermorégulation chez le poulet de chair I.2.1. Donnés générales Les poulets appartiennent au groupe d’animaux homéothermes capables de maintenir la température centrale de leur corps constante (41°C pour les adultes et 38°C pour les poussins). Ceci est vrai dans les limites dites zones de neutralité thermique (15 à 25°C chez l’adulte et 28 à 38°C chez le poussin).Toutefois, durant la phase d’emplumement, (1j à 3 semaines d’âge), ils sont sensibles aux stress thermiques froids. Après emplumement qui ne sera complet qu’à partir de la 5ème semaine d’âge, ils présentent une excellente isolation et seront plutôt sensibles aux excès de chaleur. Donc tout inconfort thermique peut avoir des répercussions sur l’équilibre physiologique de l’animal, son état de santé et ses performances zootechniques. 9

I.2.2. Production de chaleur ou thermogenèse chez le poulet de chair I.2.2.1. Les sources de chaleurs L’ensemble des synthèses et dégradations nécessaires au maintien des fonctions vitales (métabolisme) est à l’origine de la grande partie de la chaleur produite par l’organisme. Le bilan énergétique représentant les différentes composantes

énergétiques est

représenté par la figure1. Il ressort de cette figure que la thermogenèse fait intervenir un certain nombre de mécanismes représentés par le métabolisme basal, l’activité physique, la thermogenèse de thermorégulation et la thermogenèse alimentaire ou extra chaleur (GERAERT, 1991).

Energie

brute

(EB)

Energie des excréta Energie métabolisable (EM)

Energie retenue

Dépense énergétique= production de chaleur

Sous forme

-Métabolisme basal -Activité Physique -Thermogenèse de thermorégulation -Thermogénèse

Protéines

alimentaire = extra chaleur

Lipides

Figure 1: Schéma du bilan énergétique Source : GERAERT (1991) I.2.2.1.1.Métabolisme basal Par définition, c’est la production de chaleur au repos en état de jeûne post prandial et dans la zone de neutralité thermique. Chez les oiseaux, on l’estime par la production de chaleur à jeun, car difficile à mesurer. 11

Lorsque la température ambiante est élevée, les oiseaux diminuent le métabolisme basal et par conséquent la production de chaleur endogène (FARREL, 1988). Le métabolisme basal varie aussi en fonction d’autres facteurs. Ainsi, MAC LEOD (1984) montre que la sélection génétique réduit le métabolisme basal. En effet, les souches qui ont une masse corporelle faible, de même que des appendices développés, tolèrent mieux la chaleur que les autres. Cependant, les génotypes de volailles maigres ou gras ne présentent pas de différence significative de production de chaleur à jeun et l’excès de gras pourrait entraver la thermolyse (MAC LEOD ET GERAERT, 1988). I.2.2.1.2. Activité physique Dans leurs travaux, MURPHY ET PRESTON (1988) remarquent que les poulets passent 65% de leur temps couchés avec de fréquentes interruptions pour manger, boire ou se déplacer. GERAERT (1991) explique le phénomène en disant qu’au moment de la station debout, les oiseaux produisent un bref efflux de chaleur et augmenteraient la surface corporelle disponible pour la perte de chaleur par diminution du contact avec les voisins ou le sol. Chez les poulets en croissance, 7% de l’EM ingérée est utilisée pour l’activité physique, mais le rationnement alimentaire pourrait augmenter cette proportion jusqu’à 15%, estiment WENK ET VAN ES (1976). Ceci montre toute l’importance qu’il y a de bien formuler les rations pour cette catégorie d’animaux. Outre le déplacement, le halètement fait partie de l’activité physique. Ainsi, chez le poulet exposé à des températures élevées, la production de chaleur est supérieure à la quantité produite dans la zone de neutralité thermique. En fait, le halètement a un coût énergétique puisqu’il contribue à augmenter la fréquence cardiaque, mettant ainsi en jeu une participation active des muscles cardiaques. GERAERT (1991) estime que sous une température ambiante de 35°C à 40°C, le halètement représente 12% de l’augmentation de la thermogenèse, alors que la fréquence respiratoire passe de 30 à 150/minute. Il suffirait de réduire la demande des autres tissus pour compenser cette augmentation de la demande énergétique due à la respiration, ceci maintiendrait constante la production de chaleur (HILLMAN et al., 1985). 12

I.2.2.1.3. Extra chaleur ou thermogenèse alimentaire L’extra chaleur peut se définir comme étant l’énergie produite lors de l’ingestion et de la digestion de l’aliment ainsi que lors de l’utilisation métabolique des nutriments résultant de cette digestion. On l’estime à 15-30 % de l’EM pour les aliments complets. Elle dépend de la composition de l’aliment. Ainsi, les rations qui présentent une extra chaleur élevée sont déconseillées en période de chaleur. Des trois groupes de nutriments, les lipides ont l’extra chaleur la plus basse. MAC LEOD (1985), montre que pour 100 kJ d’énergie nette obtenue à partir des graisses, seulement 5 kJ sont perdus sous forme de chaleur, contre 25kj avec les glucides. Par ailleurs, les régimes contenant des graisses ont souvent une valeur énergétique plus élevée que la valeur EM calculée (MATEOS et SELL, 1980) s’expliquant par un ralentissement du transit digestif et une amélioration de la digestibilité de l’amidon. TASAKI et KUSHIMA (1979) montrent que les protéines présentent la plus forte contribution à la thermogenèse alimentaire par rapport aux glucides et aux lipides. De plus, tout apport d’acides aminés en excès par rapport aux besoins entraîne un catabolisme accru et une production de chaleur augmentée. Dès lors, tout retard de croissance ne saurait être comblé par un réajustement du niveau des protéines alimentaires. WALDROUP (1982) suggère qu’une réduction de l’apport alimentaire d’acides aminés pourrait se faire si on utilisait des protéines de base supplémentées en acides aminés de synthèse. Toutefois, une légère augmentation de la fourniture en lysine s’avère bénéfique lorsque la température devient légèrement élevée (MC NAUGHTON et al., 1983). CHARLES et al. (1981) rapportent que l’absence d’interaction entre la température ambiante et la composition de l’aliment chez le poulet, permet de penser que les effets des températures élevées sont spécifiques et n’agissent pas seulement par le biais de l’alimentation, mais aussi seraient sous la dépendance d’un contrôle hormonal. I.2.2.2. Contrôle hormonal de la thermogenèse De nombreuses hormones interviennent dans la régulation des processus thermogéniques : de manière directe par exemple sur le découplage des phosphorylations oxydatives comme les hormones thyroïdiennes ou de manière 13

indirecte sur le contrôle des flux de substrats énergétiques comme les hormones surrénaliennes. I.2.2.2.1. Rôle de La glande Thyroïde Chez la plupart des espèces animales, notamment les oiseaux et les mammifères, la thyroïde est impliquée dans le contrôle de la thermogenèse. Les principales hormones sécrétées sont la triiodothyronine (T3) et la thyroxine (T4). En 1980, DAVISON et al. montrent que l’absence de thyroïde entraîne un défaut de thermorégulation et une baisse de la thermogenèse chez le poussin. Autrement dit, les hormones thyroïdiennes augmentent la production de la chaleur, la consommation d’oxygène et le métabolisme de base. D’après RUDAS et PETHES (1982), la réponse de la thyroïde aux températures élevées serait décomposée en deux phases : d’abord, une phase rapide qui est la phase d’adaptation précoce pendant laquelle il y aurait une augmentation du taux plasmatique de la T4 suite au changement rapide de la conversion de T4 en T3 au niveau du foie et ensuite, une phase lente. Les deux hormones thyroïdiennes n’ont pas la même efficacité dans la régulation de la production de chaleur, note GERAERT (1991) ; la T3 étant la plus active. Ceci rejoint les conclusions de MITCHELL et GODDARD (1990) présentées dans le tableau I; ces auteurs observent une diminution de T3 chez des poulets élevés au chaud (35° C) comparés à d’autres maintenus à 22° C et ingérant la même quantité d’aliment.

Tableau I: Effet de la température sur les performances de croissance et quelques caractéristiques plasmatiques des broilers de 2 à 4 semaines d’âge. Température

22°C

Alimentation

Ad libitum Egalisée Ad libitum

Ingéré (g/jour)

127,6

90,7

95,8

Gain de poids (g/jour)

50,7

41,2

29,9

Indice de consommation (g gain/g ingéré. Jour) 2,6

2,4

3,2

881

847

703

15,2

15,6

5,6

3,5

3,0

0,98

60,5

44,6

108,0

Poids vif final (g)

22°C

35°C

En ng/ml de plasma

Source : MICHEL et GODDARD (1990) I.2.2.2.2. Rôle des glandes surrénales Elles sont fortement impliquées dans le contrôle de divers processus organiques, au rang desquels la réaction face aux différentes agressions, dont le stress. La principale hormone dont le taux plasmatique varie en fonction de la température est la corticostérone et les catécholamines (adrénaline et noradrénaline). C’est au niveau du cortex surrénalien que ces hormones sont sécrétées. El HALAWANI et al. (1973), puis EDENS et SIEGEL (1976), rapportent qu’une augmentation suivie d’une diminution importante de la corticostéronémie est observée pendant les périodes chaudes chez les poulets. Les jeunes oiseaux chez lesquels le cortex surrénalien est peu développé ne sécrète pas suffisamment de corticostéroïdes présentent une prostration lorsqu’ils sont exposés à la chaleur. Quant aux catécholamines, leur sécrétion est immédiate en cas de stress thermique puisque l’innervation des surrénales est de type sympathique.

I.2.3. Thermolyse ou perte de chaleur Maintenir constante sa température corporelle est impératif pour la survie du poulet de chair. Ceci passe par l’élimination de la chaleur produite. Pour ce faire, les volailles doivent perdre la chaleur par : - convection : il y a perte de chaleur au travers des duvets ou des plumes au profit de l’air ambiant. Plus les plumes sont mouillées, plus l’air est frais, et plus les échanges se feront rapidement. L’utilisation de brasseurs d’air permet la mise en mouvement de l’air et donc la convection ; - conduction : il s’agit du contact direct de la volaille avec la litière lui permettant d’exporter ses calories ; - rayonnement : la chaleur est envoyée vers la litière ou vers les parois plus froides au travers de l’air ; - évaporation : l’évaporation de l’eau à travers la respiration encore appelée halètement, favorise la diminution de la température interne chez les oiseaux ; - excrétion par les fientes : elle est peu efficace, puisqu’elle ne représente que 5 % des pertes de chaleur des oiseaux. La perte de chaleur résulte donc de l’écart thermique entre le corps de l’animal et le milieu ambiant. Les différents mécanismes de thermolyse évoqués ci-dessus peuvent être répartis en deux ensembles que sont les pertes sensibles dont font partie les pertes par convection, conduction et rayonnement, d’une part, et les pertes insensibles dues à l’évaporation et à l’excrétion par les fientes, d’autres part. I.2.3.1. Thermolyse par chaleur sensible (ou direct ou sans perte d’eau) El BOUSHY et VAN MARLE (1978) estiment qu’en climat tempéré, près de 75 % de la thermogenèse chez les oiseaux est éliminée par la voie sensible. Les pertes par rayonnement (ou par radiation) ne représentent que 5 % du flux total de chaleur, précise WALSBERG en 1988. MITCHELL (1985) affirme que la perte thermique due au rayonnement baisse avec l’augmentation de la température.

Les pertes par convection dépendent du niveau de ventilation ambiante. En effet, il suffirait que l’air arrivant au niveau de l’animal soit plus frais que le corps de ce dernier pour qu’il cède des calories. La conduction thermique a surtout lieu d’une part au niveau des appendices céphaliques (crêtes et barbillons) pouvant représenter jusqu’à 7 % de la surface totale du corps et des pattes d’autre part (FREEMAN, 1983). Ces parties dépourvues de plumes peuvent servir à exporter près de la moitié de l’énergie due à la thermogenèse en raison d’une importante vasomotricité qui améliore les échanges thermiques via l’accroissement du flux sanguin. Cette affirmation rejoint celle de GERAERT (1991), disant que le flux sanguin vers la peau emplumée et les organes internes diminue lors de l’exposition au chaud. MITCHELS et al. (1985) évoquent les modifications physiques (épilation) et génétiques (génotype cou nu) de l’emplument comme étant favorables aux pertes sensibles. Le comportement des volailles en vue de se débarrasser de la chaleur ainsi que la réduction des densités d’élevage sont aussi des atouts permettant la réalisation de la voie sensible. I.2.3.2. Thermolyse par chaleur latente (ou indirect ou avec perte d’eau) Lorsque le poulet a chaud, il augmente la thermolyse évaporatoire, font remarquer El BOUSHY et VAN MARLE (1978). DAWSON (1982) estime que le poulet peut perdre par la peau, les 40 % voire plus de l’évaporation totale lorsqu’il est en zone de neutralité thermique. Cependant, l’augmentation de la température fait que la voie respiratoire devient la plus sollicitée. Vers 28-29°C, le halètement apparaît et se traduit par une très forte augmentation de la fréquence respiratoire. Il est sous la dépendance de récepteurs médullaires et hypothalamiques et ce n’est qu’après élévation des températures hypothalamiques, qu’a lieu le halètement (WOODS et WHITTOW, 1974). Une hygrométrie élevée sature l’atmosphère en vapeur d’eau, réduisant ainsi les possibilités d’évaporation. Elle favorise dès lors la sensation de stress thermique. La figure 2 indique les différents mécanismes d’échange de chaleur entre le poulet de chair et le milieu ambiant. 17

Convection :plumage

Evaporation respiratoire

Rayonnement

Conduction

Figure 2: Principaux modes de transfert de chaleur entre lâ&#x20AC;&#x2122;animal et lâ&#x20AC;&#x2122;ambiance Source : Sciences et technique avicoles (1997)

I.2.4. Réactions thermorégulateurs des volailles en fonction de la température I.2.4.1. Régulation thermique en zone de neutralité thermique. La neutralité thermique représente les températures idéales ; le confort thermique des animaux est maximum et permet ainsi une régulation thermique et une conversion alimentaire optimales. La neutralité thermique varie en fonction de l’âge de la volaille ; les températures recommandées étant présentées dans le tableau II. La zone de neutralité thermique évolue avec l’état d’emplument, se déplace et s’élargit avec l’âge. Ainsi, elle peut être ramenée de 2 à 4°C vers le haut lors de l’augmentation progressive de la température (environ 1°C par semaine). On parle alors d’acclimatation des volailles.

Tableau II: Températures recommandées en aviculture. Age (jours)

Température aire de vie

Evolution du plumage

(°C) 0-3

33-31

Duvet

3-7

32-31

Duvet et Ailes

7-14

31-29

Duvet et Ailes

14-21

29-28

Ailes et dos

21-28

28-22

Ailes, dos et bréchet

28-35

22-21

35 et +

21-18

Source : SANOFI (1996) I.2.4.2. Régulation thermique sous la zone de neutralité thermique Chez les oiseaux, de façon générale, le plumage constitue un isolant thermique : lorsque l’animal se trouve dans une ambiance froide, il a tendance à gonfler son plumage pour limiter les pertes de chaleur due à la thermolyse directe. Cependant, la thermorégulation en ambiance froide est pour l’essentiel basée sur la thermogenèse métabolique : l’animal consomme beaucoup.

La survie de chaque cellule est conditionnée par une grande production de chaleur par le biais des réactions d’oxydations. Cette activité est plus intense au niveau des muscles lisse et strié de l’organisme. C’est pourquoi chez les oiseaux, pour répondre à la forte demande énergétique nécessaire au vol, la musculature est à l’origine d’une température centrale supérieure à celle des mammifères (RUCKEBUSCH et al., 1991). Par ailleurs, la composante « activité physique » de la thermogénèse n’est pas à négliger car les oiseaux ont tendance aussi à faire des efforts musculaire dans une telle ambiance. I.2.4.3. Régulation thermique au-delà de la zone de neutralité thermique En ambiance chaude, pour maintenir son homéothermie, l’oiseau va réduire sa thermogenèse et augmenter sa thermolyse. A ces processus, s’associent des réactions végétatives et comportementales. I.2.4.3.1. Baisse de la thermogénèse Chez les mammifères comme chez les oiseaux, l'ingestion d'aliment entraine systématiquement une thermogenèse. Cette thermogénèse qui ne semble pas être liée à la nature des ingérés, représente de 20 à 25% de la production de chaleur à jeun (LARBIER et LECLERCQ, 1992). Pour réduire cette thermogenèse endogène, les oiseaux tout comme les mammifères, réduisent leur consommation alimentaire (RAO, NAGALAKSHIMI et REDDY, 2002). Cette diminution de la consommation alimentaire se traduit par un retard de croissance entraînant une augmentation de l’indice de consommation. I.2.4.3. 2. Augmentation de la thermolyse - la thermolyse directe : L’essentiel est assuré par la conduction avec le sol, la litière ou l’air. La conduction dépend aussi de la conductibilité thermique des tissus, pour que la chaleur interne arrive à la peau et donc au contact de l’extérieur. Le poussin est en cela avantagé car il stocke moins de chaleur (le stockage est proportionnel à la masse tissulaire), et son faible degré d’engraissement et d’emplumement l’isole moins : par la 20

conduction thermique, les jeunes poulets perdent de 4 à 6 Kcal/h/kg, alors que les poulets adultes n’en éliminent que 3 à 5 (INRA, 1991). A ceci s’ajoute d’autre comportement pouvant augmenter l’efficacité de cette thermolyse : la recherche d’un endroit frais et ventilé, un sol humide pour étaler les ailes. Cependant, l’air étant un mauvais conducteur thermique, son importance dans ces pertes dépend bien entendu de sa température. Autrement dit, lorsque l’air est chaud, ce moyen passif d’élimination de chaleur devient nettement insuffisant (il représente moins de 20% de la chaleur totale éliminée au-delà de 35°C de température ambiante), et il doit être compensé par des moyens actifs. - la thermolyse indirecte : bien que les oiseaux soient dépourvus de glandes sudoripares, les pertes d’eau par voie cutanée peuvent atteindre 40 % ou plus de l’évaporation totale à température normale (DAWSON, 1982). Seulement, en environnement chaud, les pertes sensibles diminuent et les pertes par évaporation deviennent plus importantes (EL BOUSHY et VAN MARLE, 1978) : la polypnée thermique est très sollicité lorsque la température est très élevée. Lorsque l’air passe dans les voies respiratoires, il se charge progressivement en vapeur d’eau jusqu’à atteindre la tension de vapeur saturante (variable suivant la température). Une augmentation du débit ventilatoire, se traduit par une forte augmentation de la quantité totale de chaleur ainsi éliminée. D’après BARNAS et al.,

(1981),

une

hyperventilation s’installe en effet très rapidement chez les oiseaux exposés au chaud. La fréquence respiratoire s’accroît parallèlement à la température ambiante (elle ne décroît qu’au-delà de la température critique supérieure) ; la fréquence respiratoire atteint un maximum de 140 à 170 mouvements respiratoires par minute lorsque la température corporelle est de 44°C, contre 20 à 37 mouvements par minute dans des conditions normales. Cependant, la fréquence respiratoire maximum est moins élevée chez les poulets acclimatés à la chaleur que chez les non acclimatés (IEMVT., 1991).

I.2.4.3. 3. Réactions végétatives et comportementales associées - Au plan comportemental En ambiance chaude, les oiseaux réduisent également leur production de chaleur par une baisse de l’activité physique (LARBIER et LECLERCK., 1992). Les animaux évitent toute production d’énergie, cherchent les endroits les plus frais, s’enfoncent dans la litière à la recherche du sol frais. L’air devenant vital, les animaux recherchent des zones aérées (ouvertures, perchoirs...). Les ailes tombantes, écartées du corps et le plumage ébouriffé, contribuent à augmenter la surface d’échanges des calories et à réduire au maximum l’effet isolant des plumes. Très vite, l’état de l’animal change allant de la prostration à l’apathie ou alors à la nervosité ce qui aboutit à la fatigue et au stress (REECE et al. 1972). - Au plan respiratoire et cardiaque En ambiance chaude, l’organisme développe parallèlement à l’augmentation de la température, des modifications physiologiques permettant de favoriser les transferts de chaleur du noyau central vers la périphérie et les zones d’échanges : la fréquence cardiaque augmente rapidement, mais surtout il se produit une importante vasodilatation des vaisseaux au niveau de la peau, des voies respiratoires et des zones d’échanges privilégiées car dépourvues de plumes isolantes : pattes, becs, crêtes… Cette vasodilatation peut multiplier par 3 ou 4 la conductibilité thermique de ces tissus. Les autres territoires, surtout digestifs et musculaires font l’objet d’une chute de débit sanguin. Ce phénomène, associé à une diminution notable de l’élimination urinaire, permet d’augmenter la quantité de sang passant par unité de temps dans les zones d’échange, apportant la chaleur à éliminer. Enfin, les muscles érecteurs du plumage sont au repos, diminuant la couche isolante d’air dans les plumes (BOTTJE et HARRISON., 1985).

- Au plan alimentaire La consommation accrue d’eau permet d’exporter une grande partie de chaleur par la vapeur d’eau. Lorsque le poulet est exposé à des températures ambiantes élevées, il modifie son métabolisme énergétique. Ainsi, il y a diminution de la consommation alimentaire se traduisant par la baisse des besoins énergétiques d’entretien et des oxydations métaboliques sources de chaleur endogène (IEMVT, 1973).

CHAPITRE II : EFFETS DU STRESS THERMIQUE CHEZ LE POULET DE CHAIR ET LES MOYENS DE LUTTE II.1. Effets du stress thermique chez le poulet de chair Selon CASTING (1979), le stress se définit comme étant

un stimulus ou une

succession de stimulus capable de rompre l’équilibre d’un organisme et laisser prise alors, à tout agent pathogène. II.1.1. Effets sur la thermorégulation YOUCEF (1984), définit le stress thermique comme la somme des forces extérieures à un animal homéotherme qui agissent pour modifier la température corporelle par rapport à l’état normal. Les oiseaux qui sont avant tout des homéothermes, sont sensibles au stress thermique, c’est pourquoi ils mettent en jeu un ensemble de mécanismes physiologiques pour lutter contre ce stress thermique et maintenir leur température corporelle dans des limites compatibles avec une vie active permanente. La connaissance des effets de la chaleur sur le poulet de chair et des adaptations défensives qu’il met en jeu face à l’agression thermique est indispensable, puisqu’elle permet d’améliorer son confort et donc la productivité. Schématiquement, on peut résumer ce mécanisme à 4 étapes comme l’indique la figure 3. Pendant la première étape, l’animal se trouve dans un confort thermique : donc pas d’agression de la part de son environnement. Autrement dit, il y’a un équilibre entre la thermogénèse et la thermolyse. La deuxième étape se caractérise par une augmentation de la température corporelle (42,5°C) et de la fréquence respiratoire consécutive à une augmentation de la température ambiante (à partir de 26°C) ; 1'animal engage une véritable lutte contre la chaleur, en augmentant sa surface d'échange et ses pertes de chaleur par voie latente qui devient alors un mode très important de perte de chaleur (VAN KAMPEN, 1981). Plus la température ambiante se rapproche de la température du corps de l’animal, plus

les pertes de chaleur sensible diminuent et la perte de chaleur latente devient le seul mécanisme opérationnel pour garder l'oiseau en vie (KETTLEWELL, 1989). Pendant la troisième étape, la température centrale est de 44°C, la polypnée thermique est la seule issue avec une fréquence respiratoire des poulets pouvant aller à 250 mouvements par minute lors d'un stress excessif. EL BOUSHY (1978) précise que le rythme respiratoire atteint un maximum de 140 à 170 mouvements par minute pour une température corporelle d'environ 44°C. Ce phénomène appelé "panting" ou polypnée thermique débute généralement lorsque la température ambiante atteint 29oC, mais peut commencer dès 27°C avec une hygrométrie élevée. L'augmentation du rythme respiratoire entraîne une modification de l’équilibre acido-basique du sang (BOTTJE et al., 1985; TEETER et al., 1985). Parallèlement à l’augmentation de la température, le coup de chaleur chez le poulet devient de plus en plus violent et voire mortel. Dans cette dernière étape, au fur et à mesure que s'installe l’alcalose respiratoire, les systèmes de correction du pH sanguin se mettent en place, mais ceux-ci se trouvent vite dépassés (DEYHIM et TEETER, l99l). Cette alcalose perturbe fortement l'action des cellules excitables en particulier cardiaques et nerveuses. Par ailleurs, si le rythme respiratoire atteint des valeurs trop élevées, la production de chaleur des muscles respiratoires limite l'efficacité de cette thermolyse latente. La température corporelle augmente soudain plus vite jusqu'à un maximum de 47°C. Enfin, à ce stade de polypnée, les échanges gazeux respiratoires deviennent insuffisants, car l'air inspiré est rejeté avant d'avoir atteint les poumons. L'hypoxie qui s'installe alors, s'ajoute à l'alcalose et provoque rapidement la mort par arrêt cardiaque ou respiratoire.

Figure 3: Déroulement du coup de chaleur chez le poulet Source : (VALANCONY, 1997) II.1.2. Effets sur le métabolisme II.1.2.1. Baisse du métabolisme de base Le métabolisme basal est la production de chaleur au repos en état de jeun postprandial et dans la zone de neutralité thermique. FARRELL (1988) montre que l’augmentation de la température ambiante entraîne une diminution de la chaleur produite à jeun, et par conséquent, du métabolisme basal. Selon SYKES (1997), il y aurait aussi une réduction du besoin énergétique d’entretien (métabolisme de base + activité physique + utilisation alimentaire), rendant ainsi disponible plus d’énergie pour la production à condition que les besoins en d’autres nutriments soient couverts.

II.1.2.2. Troubles hydro électrolytiques En ambiance chaude, les poulets utilisent la polypnée thermique pour conserver leur homéothermie. L’appareil respiratoire des oiseaux est tel que cette polypnée augmente considérablement les échanges gazeux pulmonaires. L’animal entre rapidement en hyperoxie, sans conséquence, mais surtout en hypocapnie, entraînant une modification de l’équilibre acido-basique du sang, une alcalose dite respiratoire (MARDER et ARAD, 1989). L’élimination d’eau consécutive à la thermolyse évaporatoire entraîne un déséquilibre hydrique et minéral (fuite de potassium et de calcium notamment) que l’animal doit compenser ; l’ingestion hydrique est en effet toujours augmentée. Sans compensation, une déshydratation s’installe très vite. II.1.2.3. Perte d’énergie La

polypnée thermique a également un coût énergétique puisqu’il contribue à

augmenter la fréquence respiratoire, mettant ainsi en jeu une participation active des muscles respiratoires. GERAERT (1991) estime que sous une température ambiante de 35°C à 40°C, la polypnée thermique présente 12% de l’augmentation de la thermogenèse, alors que la fréquence respiratoire passe de 30 à 150 mouvements/ minute. Selon HILLMAN et al., (1985), il suffirait de réduire la demande énergétique des autres tissus pour compenser cette augmentation de la dépense énergétique due à la respiration, et maintenir constante la production de chaleur. II.1.3. Effets sur les performances zootechniques II.1.3.1. Baisse de productivité Chez tous les oiseaux, la diminution du métabolisme de base, de l’utilisation digestive des aliments et l’alcalose respiratoire entraînent une diminution du gain de poids quotidien, associée à une immunodépression les rendant plus sensibles aux autres 27

agressions. Enfin, la polypnée thermique entraîne une modification de l’ambiance dans le bâtiment qui vient augmenter les risques de pathologie intercurrente (HERMANN et CIER., 1970). Les températures ambiantes élevées réduisent la croissance des poulets et ceci quelle que soit l’origine génétique des animaux (WASHBURN et EBERHART, 1988). La température ambiante au-dessus de laquelle il n’y a plus équilibre entre productions et pertes de chaleur, entraînant une augmentation significative de la température rectale, semble se situer autour de 32° C chez les volailles domestiques (SMITH et OLIVIER., 1971). MITCHELL et GODDARD (1990) ont trouvé que les poulets élevés à 30°C ont des performances de croissance inférieures à celles des poulets élevés à 22°C, même lorsque leurs rations sont identiques. INRA (1991) a confirmé ces résultats en montrant que la chaleur entraîne chez le poulet de chair un ralentissement de la croissance. Chez le mâle, la croissance est un peu améliorée par les températures inférieures à 20°C (+ 0,1 p. 100 par degré); elle est surtout ralentie par les températures supérieures à 20°C (-1 p. 100 par accroissement de 1°c). Les femelles sont en général un peu moins sensibles à la température que les mâles (LARBIER et al., 1992). La baisse des performances de croissance est due à une importante réduction de l'ingéré alimentaire (SMITH, 1990) et à un effet direct sur les mécanismes physiologiques de l'animal (GERAERT, 1991). Sous un climat chaud, on note chez le poulet de chair, une importante réduction de l’ingéré alimentaire et une augmentation des dépenses d’extra chaleur liées à l’ingestion d’aliment (LARBIER et LECLERCK, 1992). Les baisses de performances observées chez le poulet de chair, sont principalement la conséquence d’une dépression de l’activité des glandes endocrines dont la glande thyroïde. Selon FULLER et DALE (1979), MITCHELL et GODDARD (1990), la réduction de la croissance du poulet en période chaude n’est pas seulement une conséquence de la réduction de l’ingéré alimentaire, mais aussi le fait des modifications métaboliques. En effet, il a été démontré que les hormones thyroïdiennes, n’ayant pas les mêmes efficacités, interviennent dans le métabolisme 28

des autres organes : tube digestif (en favorisant le péristaltisme) ; le cœur (action chronotrope positive), les muscles (métabolisme de la phosphocréatine), la peau (dans la repousse des poils), l’os (dans la différenciation, maturation du cartilage de conjugaison et la croissance des os long) …. II.1.3.2. Baisse de la durée de survie Lorsqu’il fait chaud on note un taux de mortalité élevé chez les poulets de chair. La zone de confort thermique varie suivant les aptitudes de l’individu à produire de la chaleur, mais surtout à en éliminer ; elle dépend donc de l’espèce, de la souche, de l’âge, de l’état d’emplumement ou d’engraissement. De manière générale, la durée de survie des jeunes est plus grande que celle des adultes, mais tous présentent des baisses de performances (VO et BOONE, 1975). Les sujets les plus gros meurent en premiers. Cela s’explique par le fait que le milieu ambiant est chaud, et les sujets les plus gros consomment plus d’aliment et produisent des calories par thermogenèse alimentaire. En plus de l’hyperthermie, les oiseaux sont en état d’alcalose respiratoire. Cet état d’alcalose respiratoire est la conséquence de la modification de l’équilibre acidobasique dans le sang. Le pH sanguin est normalement compris entre 7 et 7,8. Du fait des grandes quantités de gaz carbonique éliminé en même temps que l’eau par hyperventilation pulmonaire, l’animal se retrouve en état d’alcalose respiratoire. Les échanges gazeux deviennent insuffisants. L’hypoxie et l’alcalose qui résultent donc de l’hyperthermie, entraînant la mort par arrêt cardiaque ou respiratoire. Les études montrent que la mortalité par coup de chaleur peut dépasser les 10% de l’effectif de départ (GOGNY et SOUILEM, 1991). II.2. Moyens de lutte contre le stress thermique II.2.1.Manipulations thermiques des animaux II.2.1.1. Pendant l’embryogénèse Les manipulations thermiques réalisées au cours de l’embryogenèse, dans le but d’améliorer l’acquisition de la thermo tolérance du poulet, sont fondées sur l’hypothèse que les seuils de régulation des axes hypothalamus-hypophyse-thyroïde et 29

hypothalamus-hypophyse-surrénales peuvent être altérés durablement lorsque ces axes sont encore en cours de développement. Ainsi, selon COLLIN ANNE et al. (2005), les manipulations thermiques réalisées les 16ème et 18ème jours de l’embryogénèse à travers une exposition à 39,5°C pendant 3h/jour, semblent favoriser la thermo tolérance du poussin, alors qu’à la même température et au même âge d’embryogénèse, les traitements allant à 6h/j et à 12h/j, paraissent stimuler la croissance initiale. Dans les deux expériences, les traitements n’affectent pas le poids vif à l’éclosion. II.2.1.2.Pendant les premiers jours de la vie Il existe un certain nombre de travaux qui ont montré l’effet bénéfique d’un «stress préconditionnant » sur la résistance ultérieure au coup de chaleur. ARJONA et al., (1988) ont montré qu’une seule exposition à une chaleur modérée sur des poulets de 5 jours, pouvait, sans affecter le gain de poids, diminuer significativement la mortalité lors d’un coup de chaleur à la 6ème semaine. II.2.2.Amélioration génétique D’un point de vue génétique, les moyens de lutte contre le stress thermique sont très limités. En effet, une amélioration de la race s’accompagne toujours d’une diminution de la rusticité. Les races de poulets de chair les mieux adaptées à la chaleur sont généralement les races d’origine américaine (la Rhode Island Red, la New Hampshire, la Wyandotte blanche). II.2.3. Modification de la photopériode Des études ont révélé que les rythmes d’éclairage pouvaient avoir une influence sur la résistance à la chaleur ; par exemple une alternance régulière de 7 heures d’éclairement avec 7 heures d’obscurité permet d’augmenter le gain de poids lors de l’exposition au chaud (TEETER et al., 1989).

II.2.4.Alimentation Selon LOTT (1991) le jeûne, même de courte durée, avant la période de chaleur est préférable sur le plan des performances à un maintien de l’alimentation à volonté (la mortalité peut baisser de 10%). Ceci s’explique par le fait que d’une part la réplétion du gésier entraîne une activation de la sécrétion acide par le proventricule, et renforce donc l’alcalose, et d’autre part que l’activité motrice digestive consécutive à une alimentation ad libitum, augmente la thermogenèse . L’aliment, intervient aussi par sa composition. SIBBALD et WOLYNETZ (1986) rapportent que la supplémentation en certains acides aminés (méthionine, lysine) améliore les performances des poulets en période chaude. WALDROUP (1982) suggère qu’une réduction de l’apport alimentaire d’acides aminés pourrait se faire si on utilisait des protéines supplémentées en acides aminés de synthèse. Toutefois, une légère augmentation de la fourniture en lysine s’avère bénéfique lorsque la température devient légèrement élevée (Mc NAUGHTON et al., 1983). Il semble établi qu’un régime hautement énergétique est préférable chez les poulets de chair pendant la période chaude pour maintenir les gains de poids (3200 Kcal EM/kg) (LOTT, 1991). En effet, selon MAC LEOD (1985), l’extra-chaleur correspond à 10% de l’énergie métabolisable pour les régimes riches en graisse, contre 30% pour les régimes riches en fibres. Ainsi, le contenu énergétique net supérieur des régimes riches en graisses permettrait des ingérés énergétiques plus importants. Dans le même ordre d’idées, selon RAO, NAGALAKSHIMI et REDDY (2002), une augmentation de l’apport énergétique sous forme de graisses, améliore la croissance de la volaille en période de chaleur. Cependant, une amélioration de l’efficacité alimentaire avec des régimes riches en fibres chez le poulet en croissance dans les régions chaudes a également été observée. Par ailleurs, AÏN BAZIZ et al., (1990) ont montré que seule la quantité d’énergie déposée sous forme de lipides varie en fonction de la composition du régime, quelle que soit la température. GERAERT (1991) conclut en disant que la seule modification de la composition alimentaire ne permet pas d’améliorer la croissance chez le poulet de chair élevé en ambiance chaude.

Une solution serait de réduire le stress thermique d’origine alimentaire en supprimant la distribution de l’aliment aux heures chaudes (FRANCIS et al., 1991) ; en ambiance chaude, il est préconisé d’alimenter les oiseaux très tôt le matin et tard dans la soirée, ceci parce que la digestion de l’aliment s’accompagne d’une production de chaleur par thermogenèse alimentaire II.2.5.Abreuvement Les performances et la survie des animaux en période chaude sont directement corrélées avec la quantité d’eau ingérée, sa qualité ainsi que la température à laquelle cette eau est administrée : plus les oiseaux boivent, mieux ils s’en tirent (LOTT, 1991). L’eau de boisson est à distribuer à volonté et de bonne qualité, pour compenser les pertes d’eau par déshydratation sous l’effet de la chaleur. II.2.6.Thérapeutiques diverses II.2.6.1.Les vitamines -

Vitamine C

Son utilisation dans la lutte contre la chaleur donne des résultats non significatifs entre le lot témoin qui ne reçoit pas la vitamine C et les lots traités à la vitamine C, sur le plan de l’ingéré alimentaire. Par contre, on note une amélioration du GMQ chez les oiseaux traités par rapport au lot témoin, et une amélioration de l’indice de consommation qui passe de 2,3 pour le lot témoin à 1,8 pour les lots traités (KASSIM et NORZIHA, 1995). L’utilisation de la vitamine C pendant un stress thermique limite l’augmentation de la température corporelle chez le poulet de chair (AHMAD et al., 1967). -

Vitamine E et D3

Les besoins en vitamine E augmentent pendant le stress thermique (CHEVILLE, 1977) ; la vitamine E joue un rôle d’antioxydant physiologique par inactivation des radicaux libres, et contribue au maintien de l’intégrité des cellules endothéliales. SCOTT (1966) rapporte que le stress thermique interfère avec la conversion de la vitamine D3 sous sa forme active, étape importante pour le métabolisme du calcium. 32

II.2.6.2. les sels Les sels trouvent leur utilisation dans la lutte contre l’alcalose. Le principe consiste à administrer dans l’eau de boisson certains sels de manière à limiter l’augmentation du pH sanguin pendant la lutte contre la chaleur, et à accroître la quantité d’eau ingérée puisque l’on modifie également la pression osmotique plasmatique. La lutte contre l’alcalose et un abreuvement suffisant favorisent la croissance et diminuent la mortalité (GOGNY et SOUILEM, 1991). -

Bicarbonate de sodium

Son utilisation à la dose de 0,5 à 2 g/l d’eau de boisson chez les poulets de 4 semaines (les plus sensibles au chaud), entraîne une augmentation du gain moyen quotidien de 9% (TEETER et al., 1985 ; TEETER et SMITH, 1986 ; MARTINEZ et al., 1993). Ces auteurs trouvent un gain moyen quotidien élevé, un meilleur indice de consommation de 2,09, une survie améliorée et une augmentation de la consommation d’eau chez les sujets supplémentés en bicarbonate de sodium. -

Chlorure d’ammonium

Son administration est délicate et doit se situer en dessous de 6 g/l d’eau de boisson. En général la dose habituelle est de 3 à 5 g/l d’eau de boisson, car au-delà on risque de provoquer une acidose qui est aussi néfaste que l’alcalose (TEETER et al., 1985). La combinaison du bicarbonate de sodium avec le chlorure d’ammonium donne des résultats satisfaisants lorsque les doses sont respectées comme le soulignent certains auteurs (BOTTJE et HARRISON, 1985). II.2.6.3. les Anti-inflammatoires non stéroïdiens (AINS) Le mécanisme d’action des AINS réside dans une interférence avec la synthèse des prostaglandines, facteurs intervenant entre autres au niveau des centres de thermorégulation pour entraîner une hyperthermie. -

Aspirine

L’aspirine (acide acétylsalicylique) peut être utilisée seule ou associée à la vitamine C (acide ascorbique) dans la lutte contre la chaleur. Mais KAFRI et CHERRY (1984) ; 33

STILBORN et al., (1987) ont montré qu’il n’y a pas de différence significative entre les sujets traités et les témoins. -

Flunixine

Il donne des résultats plus nets lorsqu’il est administré à des doses variant de 1 à 10 mg/l d’eau pendant 3 jours avant l’exposition à la chaleur. Ainsi, on note une diminution de la mortalité, la température centrale augmente moins et le gain de poids est partiellement restauré. La consommation d’eau augmente aussi très nettement (de 100 à 300 ml de plus) ce qui expliquerait sans doute son effet supérieur à celui de l’aspirine (BIRRENKOTT et OLIVIER, 1981; EDENS et CAMPBELL, 1985). II.2.6.4.Acclimatation précoce L’acclimatation précoce n’a pas modifié l’ingéré alimentaire mais a significativement augmenté la croissance des poulets entre le 1er et le 49ème jour d’âge (+5%, p<0,05). Les taux de mortalité pendant l’exposition chronique à la chaleur sont similaires dans les 2 groupes (Tableau III). En revanche, lors du stress thermique aigu appliqué à J50, le taux de mortalité est réduit de 85% chez les poulets acclimatés comparés aux témoins. Leurs résultats indiquent que l’acclimatation précoce réduit la mortalité lors d’un coup de chaleur ultérieur. Ce traitement améliore également la croissance et l’efficacité de transformation alimentaire des poulets soumis à un stress thermique chronique ce qui pourrait être expliqué par une augmentation de la surface d’absorption intestinale.

Tableau III: Taux de mortalité, gain de poids des poulets témoins ou acclimatés par une exposition à 38°C durant 24h (à l’âge de 5 jours) et élevés au chaud (conditions de stress thermique chronique de J1 à J49). Gain de poids (g)

Lot témoin Lot acclimaté

Gain de poids (g) Démarrage (J1-J10)

194 ± 14

185 ± 13 0,660

Croissance (J10-J42)

1243 ± 28

1272 ± 22 0,439

Finition (J42-J49)

395 ± 22

467 ± 38 0,126

Cumulé (J0-J49)

1832 ± 18

1923 ± 37 <0,05

Démarrage (J1-J10)

0,85 ± 0,4

0,85 ± 0,04

Croissance (J10-J42)

3,70 ± 1,30 4,04 ± 0,40

Finition (J42-J49)

3,31 ± 0,90 3,13 ± 1,02

Cumulée (J1-J49)

5,4 ± 0,01

Mortalité liée au stress thermique chronique (%)

5,4 ± 0,01

Mortalité liée au stress thermique aigu (%) à J50 2,00 ± 0,01 0,30 ± 0,00 Source : INRA et al., (2009)

En conclusion, le stress thermique en ambiance chaude, affecte négativement les performances de croissance du poulet de chair par la mise en jeu des mécanismes thermorégulateurs. Une des principales causes de cette baisse de performance est la réduction de la consommation alimentaire dans le but de réduire la thermogenèse endogène. Plusieurs moyens thérapeutiques ont été préconisés pour limiter ces effets de la chaleur, dont ceux basés sur l’alimentation. C’est ainsi que SAHIN et al., (2005) préconisent l’ajout de certains additifs alimentaire dans la ration. C’est dans ce contexte que nous sommes proposé de voir dans quelles mesures, la solution proposée par ces auteurs pourrait améliorer la survie et les performances de croissance du poulet de chair élevé en période de chaleur à Touba (Sénégal). Ce sont les recherches menées dans ce sens, qui font l’objet de la deuxième partie.

DEUXIEME PARTIE : ETUDE EXPERIMENTALE

CHAPITRE I : MATERIEL ET METHODES I.1. Matériel I.1.1. Période et site des essais Ce travail a été réalisé du 16 mai au 28 Juin 2017 dans un poulailler de la société VETO PARTNER’S localisé dans le village de NGASSAMA, à 7 km de la commune rurale de Touba (Sénégal). Le climat de la région est de type soudano sahélien, à prédominance sahélienne. Il est défini par l’alternance d’une longue saison sèche (s’échelonnant du mois d’octobre au mois de juin) et d’une saison des pluies (allant du mois de juillet au mois de septembre). Les températures de cette région qui ne dispose pas de frange maritime, ni de littoral et de cours d’eau pérenne, sont toujours élevées et fluctuantes avec un minimum de 24° en janvier et un maximum de 38 à 40°C de mars à juin (Sénégal, Direction de l’Elevage, 2008). I.1.2 « Nutricool » C’est un complément alimentaire présenté sous forme de poudre. Il est fabriqué par le laboratoire NUTRECO, qui se trouve en Hollande. Il nous a été livré par la société VETO PARTNER’S dont le siège se trouve à Guédiawaye (Dakar, Sénégal). Le produit est composé d’un antioxydant « AO mix » et d’un

complexe

osmorégulateur. « AO mix » est un mélange de phénols naturels aux effets synergiques qui comporte une propriété anti-oxydante, une distribution dans les milieux hydrophobes et hydrophile et une grande biodisponibilité digestive. Ces trois caractéristiques mesurées par l’indice pour «le Digestible Oxygen Radical Absorbance » expliquent l’efficacité de ce complexe antioxydant et ses différents avantages. Il peut offrir ainsi une grande efficacité in vivo et protège les fonctions vitales, immunitaires et de reproduction. Selon le fabricant, « Nutricool » a l’avantage, en période de forte chaleur, de réduire les réactions oxydatives avec le maintien de l’osmolarité, des fonctions cellulaires, et par conséquent, de limiter les effets du stress thermique. 37

D’autres composés du « nutricool » sont présentés dans le tableau IV Tableau IV: Autres composants du « Nutricool ». Composants

Proportion en %

Matières grasses

0,27

Protéines brutes

66,84

Cendre brute

1,52

Sodium

0,75

Substances aromatiques

20 000 mg/kg

I.1.3.Oiseaux L’expérience a été réalisée sur un total de 150 poussins, élevés dans les mêmes conditions d’humidité et de température. Ces poussins, en provenance de PRODAS (Diamniadio-Dakar) sont de souche Cobb 500 importés d’Hollande ; ils avaient un poids moyen de 49,82 g/sujet, le premier jour. I.1.4.Matériel d’élevage et de contrôle de performance Le matériel utilisé est le suivant : - du matériel d’élevage constitué de mangeoires, d’abreuvoirs, d’ampoules électriques, de litières à base de coque de riz et de sceaux ; - des briques en ciment pour faciliter la mise en lot des animaux ; - du matériel de nettoyage et de désinfection : eau de javel, madarND (eau savonneuse), VirunetND ; - des médicaments vétérinaires : vaccins, anti-stress, vitamines, antibiotiques, antiparasitaires ; - une balance électronique de précision de 5 kg de portée pour la pesée des oiseaux ; - trois thermo hygromètres pour la mesure des paramètres d’ambiance ; - un thermomètre pour le relevé de la température rectale ; - une balance de 5 kg de portée pour la pesée de l’eau et des aliments. 38

I.2. Méthodes I.2.1. Conduite d’élevage des oiseaux I.2.1.1. Préparation du bâtiment Avant la réception des poussins, le bâtiment d’élevage a fait l’objet d’un vide sanitaire. Cette pratique a consisté à vider la salle du matériel mobile et de toute matière sèche, puis à procéder au nettoyage avec de l’eau savonneuse, suivi de la désinfection avec la chaux vive sur toutes les surfaces du bâtiment. Le bâtiment a été ensuite maintenu fermé pendant une semaine correspondant au temps nécessaire pour l’élimination des germes présents. Une nouvelle désinfection de la salle et du matériel a été réalisée deux jours avant l’arrivée des oiseaux. De même, avant d’étendre la litière faite de coque de riz, une couche de chaux éteinte a été étalée sur toute la surface du sol. I.2.1.2. Installation des poussins Dès le premier jour, plusieurs vérifications ont été effectuées afin d’apprécier la qualité des poussins. Cette appréciation a été faite à travers la vivacité, un duvet soyeux et sec, un pépiement modéré, une absence de symptômes respiratoires et un ombilic bien cicatrisé. Après ces différentes opérations qui ont révélé que tous les poussins sont de bonne qualité, ils ont été individuellement pesés avant d’être placés dans la poussinière. Les abreuvoirs ont été remplis d’eau alors que l’aliment ne fut servi qu’une heure après l’installation des poussins. L’éclairage du bâtiment était assuré d’une part, par la lumière solaire (le jour) et d’autre part par des ampoules électriques (la nuit). L’éclairage était ainsi maintenu 24h /24h dans l’objectif de stimuler la consommation d’eau et d’aliment en permettant aux poussins, quasiment aveugles la nuit, de repérer l’emplacement des mangeoires et des abreuvoirs.

I.2.1.3. Mise en lots des poussins Les oiseaux ont été répartis en trois (3) lots de 50 sujets chacun et chaque lot a été scindé en trois sous-lots pour faciliter les opérations de l’essai et l’analyse statistique des résultats. Pour tous les lots, les densités requises ont été respectées soit 30 oiseaux par m2 au démarrage et 15 à 20 sujets par m2 en croissance-finition. Dans chaque lot, des sujets ont été choisis au hasard et identifiés par des marqueurs, pour faciliter leur reconnaissance lors des séances de pesée individuelle, de prise de température rectale et de la fréquence respiratoire. La répartition des sujets s’est faite en fonction qu’ils reçoivent ou non du « nutricool » et en fonction de la quantité de l’additif mélangée dans la ration (tableau V). Ainsi, le lot 1 constituant le lot témoin ne recevait pas le « Nutricool », le lot 2 recevait une ration contenant 1 kg de « Nutricool » par tonne d’aliment et le lot 3 une ration contenant 2 kg de « Nutricool » par kg d’aliment. La distribution du produit a eu lieu dès le premier jour d’âge conformément aux recommandations du fabricant, mais les capacités des oiseaux à lutter contre le stress thermique ont été évaluées à partir du 22ème jour d’âge. En effet selon GOGNY et SOUILEM (1991), c’est à partir de cet âge que les poulets de chair sont sensibles à la chaleur.

Tableau V: Composition centésimale en matières premières des rations des différents lots

LOT 1 LOT2 LOT3 Démarrage Croissance Finition Démarrage Croissance Finition Démarrage Croissance Finition Mais 56% 60% 65% 55,90% 60% 64,90% 55,90% 59,90% 64,90% T.arachide expeller 12% 12% 12,42% 12% 12,42% 16% 12% 12,42% 16% T.soja 45% 20% 20% 17% 20% 17% 10% 20% 17% 10% Farine de poisson 8% 8% 6,42% 8% 8% 6,42% 8% 8% 6,42% Son de Blé 1,30% 0% 0% 1,30% 0% 0% 1,30% 0% 0% Phosphate tricalcique 0,40% 0,40% 0,40% 0,40% 0,40% 0,40% 0,30% 0,30% 0,30% Carbonate de Calcium 0,60% 0,50% 0,50% 0,60% 0,50% 0,50% 0,60% 0,50% 0,50% Premix poulet 0,67 0,67% 0,67% 0,67% 0,67% 0,67% 0,67% 0,67% 0,67% 0,67% Lysine 0,30% 0,30% 0,30% 0,30% 0,30% 0,30% 0,30% 0,30% 0,30% Méthionine 0,35% 0,35% 0,35% 0,35% 0,35% 0,35% 0,35% 0,35% 0,35% Myco stop 0,20% 0,20% 0,20% 0,20% 0,20% 0,20% 0,20% 0,20% 0,20% Bicarbonate de sodium 0,18% 0,16% 0,16% 0,18% 0,16% 0,16% 0,18% 0,16% 0,16% Nutricool 0% 0% 0% 0,10% 0,10% 0,10% 0,20% 0,20% 0,20% TOTAL 100% 100% 100% 100% 100% 100% 100% 100% 100%

I.2.1.4. Programme de prophylaxie médicale Les poussins, avant la livraison par le fournisseur PRODAS (Diamniadio-Sénégal), ont été vaccinés contre la maladie de Newcastle. Par la suite, nous avons fait usage du programme de prophylaxie en vigueur dans les élevages avicoles de la région de TOUBA. Les différents produits qui ont été utilisés sont énumérés dans le tableau VI. Tableau VI: Programme de prophylaxie utilisé. Age (Jour)

Interventions

Molécules utilisées

Imopest+HB1

2-4

Anti-stress

TETRACOLIVITND

Vaccination contre GUMBORO

IBDLND

13-14

Anti-stress

TETRACOLIVITND

Vaccin LASOTA-AVINEW ou HB1

HB1

Anti-stress

TETRACOLIVIT

Vaccin GUMBORO

IBDLND

Anti-stress

TETRACOLIVIT

29-32

Anti- coccidien

ANTICOXND

36-39

Vitamine de croissance

AMIN’TOTALND

I.2.1.5. Alimentation Lors de cette expérience, l’eau et l’aliment ont été distribués à volonté. Conformément à la pratique en élevage de poulet de chair, le mode de distribution de l’aliment a été le suivant : De J1 à J15 : aliment démarrage De J16 à J30 : aliment croissance De J31 à J42 : aliment finition. 42

I.2.2. Collecte des données I.2.2.1. Paramètres d’ambiance Il s’agit de la température et de l’hygrométrie. Durant toute la période d’élevage, ces données étaient relevées chaque jour à 8h et 18h et reportées sur des fiches. Ces différentes opérations nous ont permis d’enregistrer, durant toute la période des essais, la température et l’hygrométrie minimale et maximale au contact des oiseaux, grâce aux thermo hygromètres placés sur la litière. I.2.2.2. Réactions organo-végétatives Les réactions organo-végétatives ont été évaluées à partir de la température corporelle et la fréquence respiratoire. La prise de la température corporelle à partir de la température rectale a débuté le 22ème jour d’âge et s’est poursuivie tous les 4 jours et ceci 2 fois par jour (8h et 18h) à l’aide d’un thermomètre électronique. Dans les mêmes conditions, la fréquence respiratoire a été évaluée par un enregistrement visuel à l’aide d’un chronomètre. Ces opérations ont été réalisées sur un échantillon10 sujet par sous lot, soit 30 sujets par lot. I.2.2.3. Consommation d’eau et d’aliment Les quantités d’eau et d’aliment distribuées et refusées ont été quotidiennement enregistrées sur des fiches, puis rapportées sur le logiciel Excel pour des calculs statistiques. Pour chaque sous lot d’oiseaux, l’opération consiste, chaque jour, et dès 8h du matin, à peser la quantité d’aliment et d’eau restante par rapport à la quantité distribuée la veille à la même heure (8h du matin). I.2.2.4. Evolution pondérale Le gain de poids des poulets durant la période d’élevage a été évalué par des pesées hebdomadaires. 43

Les oiseaux étaient pesés individuellement à l’aide d’un dispositif de pesée composé d’une boite métallique de contention des sujets et d’une balance électronique. Les pesés se font le matin entre 8h et 9h sur un échantillon de 30 sujets par lot c’est-à-dire les mêmes sujets qui sont utilisés pour l’évaluation des réactions organo-végétatives. En fin d’élevage, l’ensemble des poulets des différents lots ont été pesés, abattus, déplumés et éviscérés pour évaluer le poids vif et le rendement carcasse. I.2.2.5. Mortalités Durant toute la durée de l’élevage, chaque sujet mort a été identifié par son lot de provenance, autopsié puis enregistré sur la fiche de mortalité. I.2.3. Evaluation des performances de croissance Les performances de croissance des différents lots de poulets ont été appréciées à partir de la consommation alimentaire et d’eau, du Gain Moyen Quotidien (GMQ), de l’Indice de Consommation (IC), du Rendement Carcasse (RC) et du Taux de Mortalité. I.2.3.1. Consommation alimentaire et d’eau La consommation quotidienne d’aliment et d’eau par lot, est obtenue en faisant la différence entre la quantité distribué la veille à 8h du matin et celle refusé évaluée le lendemain à la même heure (8h du matin). A l’échelle individuelle, la consommation alimentaire s’exprime en gramme par sujet et est obtenue en faisant le rapport entre la quantité totale d’aliment consommée par le lot et le nombre de poulets du lot : CAI= (Quantité d’aliment distribué-quantité d’aliment refusé) / Nombre de sujets. La consommation individuelle d’eau a été évaluée selon le même procédé. I.2.3.2. Gain Moyen Quotidien Le Gain Moyen Quotidien est obtenu en faisant le rapport du gain moyen de poids pendant une période donnée sur la durée de la période en jours. 44

Son calcul est facilité par les pesés hebdomadaires et il s’exprime en grammes. GMQ = gain de poids(g) pendant une période (jours) / Durée de la période (jours).

I.2.3.3. Indice de consommation alimentaire L’Indice de consommation (IC) ou de conversion alimentaire, est calculé en faisant le rapport de la quantité moyenne d’aliment consommée pendant une période sur le gain de poids moyen pendant la même période. IC=Quantité d’aliment consommée pendant une période (g) / Gain de poids durant la période (g) I.2.3.4. Rendement carcasse Le Rendement Carcasse est obtenu en divisant le poids des carcasses des poulets après éviscération par le poids vif en fin de production. Il s’exprime en pourcentage (%) et est donné par la formule ci-dessous : RC (%)= Poids de la carcasse vide / poids vif à l’abattage x 100 I.2.3.5. Taux de Mortalité Le Taux de Mortalité se définit comme étant le rapport du nombre de morts enregistrés pendant la période d’élevage sur l’effectif total de départ. Il s’exprime également en pourcentage (%) TM (%)= Nombre de morts / Effectif total de départ x 100 I.2.4. Evaluation de la rentabilité économique La rentabilité économique de l’utilisation du « Nutricool » est évaluée à partir du coût de production et des recettes issus de la vente des poulets. Les coûts de production ont été déterminés à partir de l’aliment qui représente l’essentiel des dépenses en aviculture moderne sous les tropiques.

Les autres coûts étant les mêmes pour tous les lots, il nous a paru opportun de faire l’analyse économique uniquement à partir du seul facteur qui fait la différence entre les lots des poulets, à savoir le type d’aliment. I.2.5. Analyses statistiques des données Les résultats obtenus avec les différents lots de poulets ont fait l’objet d’une analyse de variance avec le logiciel R Commander. Les données ont été saisies sur un tableau Excel, qui nous a permis de faire cette analyse de variance, le calcul et la comparaison des moyennes avec le test de TStudent, en utilisant le logiciel R Commander avec un seul facteur. Les différences sont considérées comme significatives pour p<0,05.

CHAPITRE II : RESULTATS ET DISCUSSION II.1. RESULTATS II.1.1. Paramètres d’ambiance II.1.1.1.Température ambiante Les moyennes des températures du bâtiment durant toute la période d’élevage étaient de 34,28±0,08 °C le matin à 8 heures et 36,32±0,52 °C le soir à 18 heures (Tableau VII). Tableau VII: Température ambiante moyenne du bâtiment en o C. Semaine

8 heures

18 heures

33,68

36,75

35,76

36,99

34,03

35,85

34,14

35,70

33,98

36,52

34,14

36,09

Moyenne en (%)

34,28+/-0,08

36,32+/-0,52

II.1.1.2. Hygrométrie L’hygrométrie, comme la température ambiante, était prélevée le matin à 8heures et le soir à 18 heures. Les valeurs moyennes obtenues sont de 51,12%±7,26 le matin et 50,24%±10,44 le soir (Tableau VIII). Tableau VIII: hygrométrie moyenne du bâtiment. Semaines 8 heures 49,88 1 41,42 2 38 ,46 3 55,18 4 58,68 5 65,46 6 Moyenne en (%) 51,12±7,26 47

18 heures 51,50 38,39 35,14 45,61 64,39 66,39 50,24±10,44

II.1.2.Effets de l’apport du « Nutricool » sur les réactions organo-végétatives II.1.2.1.Sur la température rectale. La prise de la température rectale qui avait débuté à partir du 22ème jour d’âge, a donné des résultats (Tableau IX) qui montrent que chez tous les lots de poulets, la température corporelle vespérale est plus élevée que celle de la matinée. Même si d’une manière générale, la température rectale vespérale des oiseaux recevant l’additif est plus élevée que celle des oiseaux du lot témoin, cette différence n’est pas statistiquement significative (P>0,05). La température rectale moyenne des poulets varie entre 41,54°C et 42,84°C. Tableau IX: Température rectale moyenne en °C. Heures

8 heures

18 heures

Lots

Moyennes

P-Value

Significativité

Lot 1

41,55±0,027

0,9994

Lot 2

41,54±0,042

Lot 3

41,55±0,048

Lot 1

42,79±0,046

0,2519

Lot 2

42,83±0,032

Lot 3

42,84±0,022

II.1.2.2.Sur la fréquence respiratoire La fréquence respiratoire a été relevée dans les mêmes conditions que la température rectale et les résultats sont mentionnés dans le tableau X. Ces résultats montrent que la fréquence respiratoire des oiseaux de tous les lots reste plus élevée le soir que dans la matinée avec des valeurs variant entre 91,94±13 et 95,52±3,60 mouvements respiratoires par minute le matin contre 185,59±5,15 à 192,77±16,67 en fin d’après-midi. Que ce soit le matin ou le soir, les fréquences respiratoires les plus élevés sont observées chez les poulets recevant le « Nutricool » par rapport aux poulets témoins, mais les différences ne sont pas statistiquement différentes. 48

Tableau X: Fréquence respiratoire moyenne en mvt resp/min. Heures

8 heures

18 heures

Lots

Moyennes

P-Value

Significativité

Lot 1

91,94±13

0,8516

Lot 2

92,54±7,61

Lot 3

95,52±3,60

Lot 1

189,65±7,14

0,7322

Lot 2

192,77±16,67

Lot 3

185,59±5,15

II.1.3.Effets de l’apport du « Nutricool » sur les performances de croissance II.1.3.1.Sur la consommation alimentaire et d’eau Nous avons constaté une augmentation régulière de la consommation alimentaire avec l’âge dans tous les lots (Tableau XI). La moyenne de consommation alimentaire par sujet et par jour est de 128,64±4,9 g ; 134,1±1,41 g et 129,7±1,67 g respectivement pour le lot 1 (lot témoin), le lot 2 et le lot 3. Il n’y a pas de différence significative (p>0,05) entre les trois lots, même si l’appétit des poulets du lot 2 parait plus aiguisé que celui des poulets des autres lots.

Tableau XI: Consommation alimentaire en g/sujet/jour. Semaines

Lots

Moyennes

Lot 1 5,40±0,43 1

P-Value Significativité 0,04549

0,4265

0,715

Lot 2 6,24±0,23 Lot 3 5,70±0,25 Lot 1 12,61±0,45

Lot 2 12,87±0,07 Lot 3 12,69±0,14 Lot 1 22,08±0,74

Lot 2 22,62±0,16 Lot 3 21,95±0,44 Lot 1 26,36±0,59

0,05322

0,3901

0,6207

Lot 1 128,64±4,90 0,2353

Lot 2 27,45±0,41 Lot 3 26,46±0,40 Lot 1 28,96±1,12

Lot 2 30,42±1,70 Lot 3 29,33±0,74 Lot 1 33,23±2,56

Lot 2 34,50±1,25 Lot 3 33,57±2,84

Moyenne consommé par jour Lot 2 134,1±1,41 Lot 3 129,7±1,67

La consommation d’eau est présentée dans le tableau XII. Sur l’ensemble de la période d’élevage, la consommation moyenne d’eau par jour a été de 319,88g±19,57 pour le lot1 ; 309,62g±7,55 pour le lot2 et 316,36g±19,58 pour le lot3. Il n’y a pas de différence significative entre ces résultats.

Tableau XII: Consommation d’eau par jour en g/sujet. Semaines

Lots

Moyennes

P-Value

Significativité

0,4793

0,834

0,7993

0,311

0,8225

0,5212

Lot 1 319,88±19,57 0,7531

Lot 1 32,34±1,66 1

Lot 2 32,70±0,16 Lot 3 31,64±0,51 Lot 1 34,32±1,24

Lot 2 35,58±1,4 Lot 3 36,16±6,23 Lot 1 46,20±2,07

Lot 2 45,38±0,91 Lot 3 47,72±1,91 Lot 1 64,48±2,21

Lot 2 66,35±2,71 Lot 3 69,98±3,09 Lot 1 68,37±10,07

Lot 2 66,13±4,81 Lot 3 64,69±5,37 Lot 1 71,18±8,13

Lot 2 63,48±6,29 Lot 3 69,40±9,76

Moyenne consommé par jour Lot 2 309,62±7,55 Lot 3 316,36±19,58

II.1.3.2. Sur l’évolution pondérale Le tableau XIII présente l’évolution pondérale des oiseaux. Le poids vif moyen des oiseaux au terme de l’élevage est respectivement de 1,403±12,06 Kg ; 1,409±49,5 Kg et 1,420±113,72Kg pour le lot 1(lot témoin), le lot 2 et le lot 3. Il n’y a pas de différence significative entre ces valeurs (p>0,05). 51

Tableau XIII: Evolution pondérale (en g) des poulets pendant les 6 semaines d’essai. Semaines

Lots

Moyennes

P-Value

Significativité

Lot 1

114,53±6,13

0,6558

Lot 2

119,20±2,12

Lot 3

121,27±6,60

Lot1

255,17±5,69

0,9846

Lot 2

260,03±9,15

Lot 3

258,47±18,77

Lot 1

592,10±30,19

0,5392

Lot 2

708,73±55,64

Lot 3

694,86±111,92

Lot 1

928,33±6,44

0,4088

Lot 2

962,63±95,16

Lot 3

1002,4±87,86

Lot 1

1266,37±10,74

0,7068

Lot 2

1291,03±43,34

Lot 3

1363,67±118,82

Lot 1

1403,87±12,06

0,9841

Lot 2

1409,83±49,50

Lot 3

1420,37±113,72

II.1.3.3. Sur le gain moyen quotidien La moyenne du GMQ sur toute la période d’élevage, est de 32,63g±17 pour le lot témoin, 33,92g±19,87 pour le lot2 et 33,73g±24,99 pour le lot 3 (Tableau XIV). Sur l’ensemble de la période d’élevage, on ne note pas de différence significative entre les GMQ des trois lots de poulets, même si le gain de poids est plus marqué chez les sujets du lot 3 (p>0,05).

Tableau XIV: Gain moyen Quotidien (GMQ) des poulets des différents lots. Semaines

Moyennes

Lots

Moyenne (g)

P-Value

Significativité

Lot 1

9,28±0,88

0,3429

Lot 2

9,80±0,30

Lot 3

10,28±0,94

Lot 1

20,09±0,28

0,4425

Lot 2

29,50±17,14

Lot 3

19,60±2,32

Lot 1

48,13±4 ,73

0,2821

Lot 2

64,10±8,89

Lot 3

70,11±25,23

Lot 1

48,03±4,11

0,06892

Lot 2

36,27±7,23

Lot 3

42,69±1,7

Lot 1

46,35±3,13

0,5685

Lot 2

46,91±8,52

Lot 3

51,52±5,84

Lot 1

23,83±3,68

0,00057

Lot 2

16,97±0,97

Lot 3

8,19±1,56

Lot 1

32,63±17,00

0,86

Lot 2

33,92±19,87

Lot 3

33,73±24,99

II.1.3.4. Sur l’indice de consommation alimentaire Les valeurs de l’indice de consommation cumulé (ICC) sont en moyenne de 5,07±0,24 pour le lot témoin, 5,95±0,14 pour les lots 2 et 8, 31±1,17 pour le lot 3 (Tableau XV). Nous avons observé une différence significative (P-value = 0,0039) entre le lot3 et le lot1 et entre le lot3 et le lot2 (P-value= 0,0117), à la 6ème semaine. IL en est de même

pour la moyenne à la fin de l’expérimentation : P-value=0,0030 pour lot3-lot1 et Pvalue=0,0138 pour lot3-lot2. Tableau XV: Indice de consommation alimentaire des lots de poulets. Semaines

Lots

Moyenne

P-Value

Significativité

Lot 1

4,16±0,06

0,1681

Lot 2

4,46±0,25

Lot 3

3,99±0,38

Lot 1

4,48±0,11

0,8091

Lot 2

4,49±0,32

Lot 3

4,67±0,59

Lot 1

3,29±0,22

0,1564

Lot 2

2,36±0,54

Lot 3

2,43±0,78

Lot 1

3,94±0,43

0,05443

Lot 2

5,42±0,90

Lot 3

4,43±0,17

Lot 1

4,47±0,3

0,6674

Lot 2

4,62±1,62

Lot 3

4,10±0,49

Lot 1

10,09±1,61

0,003641

Lot 2

14,26±0,96

Lot 3

30,26±7,64

Lot 1

5,07±0,24

0,003187

Lot 2

5,95±0,14

Lot 3

8,31±1,17

Moyenne

II.1.3.5. Sur le rendement carcasse Le rendement carcasse est le rapport entre le poids de la carcasse et le poids des poulets à l’abattage.

Les poids moyens par poulet des différents lots à l’abattage sont respectivement de 1403,87±12,06g, 1409,83±49,50g et 1420,37±11,72 g pour le lot témoin, le lot 2 et le lot 3. Quant au poids carcasse, il est respectivement de 959,84±66,26 g ; 904,24±92,37g et de 1097,84±48,14g. Ainsi le rendement carcasse est de 67,83%±0,03 pour le lot témoin ; 66,11%±0,05 pour le lot 2 et de 70,83%±0,02 pour le lot 3 (Tableau XVI). Le taux de rendement le plus élevé a été observé avec le lot3 (70,83%) mais sans différence significative (p > 0,05) avec les autres lots. Tableau XVI: Rendement carcasse en (%). Lots

Moyenne

P-Value

Significativité

Lot 1

67,83±0,03

0,438

Lot 2

66,11±0,05

Lot 3

70,83±0,02

II.1.3.6. Sur la mortalité Une mortalité a été enregistrée dans le lot 2, le deuxième jour de l’essai, soit un taux de mortalité global de 0,6%. L’autopsie ne montre qu’un dépôt blanchâtre sur le cœur et le foie du poussin. II.1.4. Effets de l’apport du « Nutricool » sur la rentabilité économique Pour l’alimentation des 150 poulets, du début à la fin de l’expérimentation, nous avons fabriqué 600 kg d’aliment pour chacun des trois lots : 120 kg pour la phase du démarrage, 180 kg pour la phase de croissance et 300 kg pour la phase de finition. Le prix de l’aliment du lot témoin est de 246 F CFA/kg alors que celui de l’aliment mélangé avec le « Nutricool » est de 252,29 F CFA/kg pour le lot 2 et 258,15 F CFA/kg pour le lot 3. Ainsi le coût de l’aliment par poulet est respectivement de 1329,14 F CFA pour le lot témoin, 1420,9 F CFA pour le lot 2, et 1406,14 F CFA pour le lot 3. 55

Les recettes obtenus par poulet est de 1798,09 F CFA, 1532,21 F CFA et 1856,4 F CFA respectivement pour le lot témoin, le lot 2 et le lot 3. Les bénéfices par poulet sont présentés dans le tableau XVII : 302,59 FCFA pour le lot1 ; 116,31 FCFA pour le lot2 et 460,19 FCFA pour le lot3. Tableau XVII: Rentabilité économique. Lots

QACP (kg)

CAP (FCFA)

PMC (kg)

PKP (FCFA)

RP (FCFA)

MBP (FCFA)

Lot 1

5,403

1329,14

0,95984

1700

1631,73

302,59

Lot 2

5,632

1420,9

0,90424

1700

1537,21

116,31

Lot 3

5,447

1406,14

1,09784

1700

1866,33

460,19

QACP : Quantité d’Aliment Consommée par Poulet. CAP : Cout de l’Aliment par Poulet. PMC : Poids Moyen de la Carcasse. PKP : Prix du kg de Poulet. RP : Recette par Poulet. MBP : Marge Bénéficiaire par Poulet.

II.2.DISCUSSION II.2.1. Méthodologie utilisée Les poulets, tout au long de cette expérience, ont été élevés dans les mêmes conditions d’ambiance et de prophylaxie sanitaire. La mise en lots a débuté dès le premier jour d’âge pour tester l’efficacité du « Nutricool » dans la lutte contre le stress thermique des poulets observé en période estivale. Mais, les effets du produit sur l’efficacité de la lutte contre la chaleur, n’ont été évalués qu’à partir du 22ème jour d’âge. Cette méthodologie est liée au fait que selon GOGNY et SOUILEM (1991), c’est à partir de cet âge que les poulets de chair sont plus sensibles au stress thermique. Pendant cette période, différentes manipulations ont été réalisées sur les sujets choisis pour mener l’essai afin d’observer les différences de résultat obtenus avec l’utilisation du « Nutricool ». Ces manipulations peuvent affecter les oiseaux et être une source d’erreur d’appréciation des résultats obtenus. Mais, le dispositif expérimental a été régulé lors de cet essai de façon à minimiser les effets de ces manipulations et de faire en sorte que les différences de résultat observées ne soient dues qu’au traitement avec l’additif alimentaire. Parmi ces opérations on peut citer : 1. Une pesée des sujets qui se faisait de façon hebdomadaire et ceci du premier jour jusqu’à la fin de l’essai ; 2. Les prises de la température rectale et de la fréquence respiratoire qui ont débuté le 22ème jour d’âge et qui étaient renouvelées tous les 4 jours. Il se trouve également que tous les poulets des différents lots ont été manipulés dans les mêmes conditions. C’est d’ailleurs pour pouvoir manipuler avec délicatesse les oiseaux, que le nombre de sujet par lot pour l’évaluation des effets du stress thermique liés aux réactions organovégétatives, a été limité à 30 sujets pat lots. 57

Le travail a été réalisé aux mois de mai à juillet, période où l’on enregistre des hausses températures au Sénégal en général et dans la région de Touba en particulier. En effet, pendant cette période, la température ambiante a varié entre 34 et 36°C et le degré hygrométrique entre 50 et 51%. Par conséquent, nos oiseaux ont été élevés dans une ambiance chaude et humide avec des températures et une hygrométrie supérieures à celles du confort thermique,

en élevage avicole. En effet, des auteurs comme

BARNAS (1981) et GERAERT (1991) ont affirmé que la zone de neutralité thermique chez les poulets de chair adultes varie entre 15 et 20° C, c’est-à-dire nettement inférieure à celle à laquelle nos poulets ont été élevés. Les valeurs de l’humidité de l’air dans le poulailler enregistré pendant la période de nos essais sont également supérieures à celles préconisées en aviculture qui tourne autour de 40 à 50% (IEMVT, 1991 ; FEDIDA, 1996). Ainsi, tenant compte de toutes ces observations, nous pouvons dire que nos oiseaux étaient dans des situations de stress thermique. II.2.2. Effets de l’apport du « Nutricool » sur les réactions organo-végétatives II.2.2.1.Sur la température rectale Les résultats que nous avons obtenus, ont montré que l’apport du « Nutricool » dans la ration du poulet de chair en ambiance chaude et humide, n’a pas d’influence sur sa température corporelle. Pour tous les lots de poulets, cette température varie

moyenne entre 41,54 et 42,84°C dans la journée, avec une température rectale vespérale plus élevée que celle du matin. Nos résultats sont conformes aux observations de HAFEZ (1968), de HERMANN et CIER (1970), et de RUCKEBUSCH (1991) qui ont montré que pour toutes les espèces animales homéothermes y compris les oiseaux, la température corporelle vespérale est supérieure à celle de la matinée. Par ailleurs, selon les mêmes auteurs, la température rectale des oiseaux varie entre 42 et 45°C, ce qui laisse apparaître que nos poulets ont pu conserver une température corporelle normale en dépit de la chaleur et de l’humidité ambiantes. Le maintien de la température corporelle constante, est

nécessaire pour un fonctionnement optimal des organes vitaux de l’oiseau (VALANCONY, 1997). Au total, le « Nutricool », bien qu’étant utilisé pour réduire l’action de la chaleur sur les oiseaux, n’a pas eu un grand effet, car la température corporelle du lot de poulet n’ayant pas reçu le produit (lot témoin) est sensiblement égale à celle des deux autres lots recevant le produit. Ainsi, autant que les poulets recevant le « Nutricool », les oiseaux du lot témoin ont pu réaliser un bon équilibre thermique par rapport au milieu ambiant, ce qui leur a permis de conserver leur homéothermie, d’où le faible taux de mortalité observé. II.2.2.2.Sur la fréquence respiratoire La fréquence respiratoire des poulets de tous les lots varie en moyenne entre 91 et 95 mouvements respiratoires par minute le matin et entre 185 et 192 mouvements respiratoires par minute en fin d’après-midi, c’est-à-dire plus élevée l’après-midi que le matin. D’une manière générale, les valeurs de

fréquence respiratoire que nous avons

obtenues, sont nettement supérieures à celles trouvées par BARNAS et al., (1981) qui affirment que les poulets de chair, dans leur zone de neutralité thermique, ont une fréquence respiratoire normale qui varie entre 20 et 37 mouvements respiratoires par minute.

Nos oiseaux étaient ainsi en polypnée thermique qui correspond à leur

principal mécanisme thermorégulateur en ambiance chaude BARNAS et al., (1981). Cette large augmentation de la fréquence respiratoire constatée dans l’après-midi, observée chez tous les lots de poulets, trouve son explication dans ce qui est rapporté par BARNAS et al., (1981) ; selon ces auteurs, la fréquence respiratoire des poulets de chair augmente parallèlement à la température ambiante. Or, nos résultats ont montré que la température ambiante en fin d’après-midi (36°C en moyenne), est plus élevée que celle de la matinée (34°C en moyenne). Nous avons constaté que dans la matinée, la fréquence respiratoire des poulets ayant consommé le « Nutricool », était plus élevée que celle du lot témoin. Le lot témoin a 59

été ainsi plus résistant aux effets de la chaleur, car selon MARDER et ARAD (1985), l’intensité de la polypnée thermique est corrélée à celle du stress thermique. La plus grande sensibilité à la chaleur des poulets recevant le « Nutricool », nous semble être liée à l’apport protéique de ce produit. Cet apport, en favorisant la production de chaleur endogène, limite l’efficacité de la thermorégulation en ambiance chaude. En effet, TASAKI et KUSHIMA (1979) ont montré que les protéines contribuent le plus à la thermogenèse alimentaire par rapport aux glucides et aux lipides. Or le « Nutricool » contient une proportion plus importante de protéines par rapport à l’aliment de base. II.2.3. Effets de l’apport du « Nutricool » sur les performances de croissance du poulet de chair II.2.3.1. Sur la consommation alimentaire et d’eau La consommation alimentaire des poulets de chair augmente avec l’âge, ce qui est conforme aux résultats rapportés par plusieurs auteurs (THIOUNE, 2012 ; SANOGO, 2015 ; SALL, 2016). L’essai s’est réalisé avec l’utilisation de poussins de souche Cobb500 qui ont en moyenne une consommation alimentaire égale à 124,66g d’aliment par sujet et par jour (Cobb500, 2012). Chez nos poulets, les résultats obtenus durant toute la durée de l’expérimentation, sont respectivement en moyenne de : 128,64 g, 134,10 g et 129,70 g/sujet/jour pour les lots 1, 2 et 3. La légère hausse de la consommation alimentaire de nos poulets par rapport aux normes de la souche et cela malgré la chaleur ambiante, peut s’expliquer par la présentation physique de l’aliment qui est sous forme de granulés durant toute la phase de l’essai. En effet, chez les poulets de chair, LARBIER et LECLERCQ (1992), affirment que la forme granulé de l’aliment, évite les gaspillages, favorise l’ingestion et améliore l’indice de consommation. Dans tous les cas, les valeurs de consommation alimentaire qui sont pratiquement normales chez nos 3 lots de poulets laissent supposer que ces oiseaux ont pu résister aux effets de la chaleur

à travers la polypnée thermique observée et la forte

consommation hydrique sans altération de la consommation alimentaire. En effet, 60

chez les mammifères comme chez les oiseaux, un des mécanismes impliqué dans la lutte contre la chaleur, est la réduction de thermogenèse endogène à travers une réduction de la consommation alimentaire (RAO, NAGALAKSHIMI et REDDY, 2002). La consommation d’eau a été en moyenne de 13,43 kg pour le lot1 ; 13,00 kg pour le lot2 et 13,30 kg pour le lot3, sans différence significative entre les lots. Sachant qu’en pratique, on estime qu’au cours de sa vie, un poulet de chair consomme 7 à 9 litres d’eau soit 7 à 9 kg d’eau (REMOND 2015) nous pouvons dire que nos oiseaux ont consommé beaucoup plus que la normale. Cette augmentation de la consommation hydrique peut se justifier par la perte d’eau par évaporation induite par la polypnée thermique. II.2.3.2. Sur l’évolution pondérale Le poids de nos poulets de chair a connu une évolution croissante en fonction de l’âge. Les sujets consommant l’additif alimentaire, « Nutricool », ont enregistré un poids plus élevé durant toutes les semaines de l’expérimentation. A la fin des 42 jours d’élevage, il a été constaté que le lot 3 a exprimé une performance pondérale plus favorable (1,420±113,72 Kg) par rapport aux deux autres lots (1,403±12,06 Kg pour le lot 1 et 1,409 ±49,50 Kg pour le lot 2). Mais dans l’ensemble, nos résultats ont montré qu’entre les poulets recevant la ration contenant le « Nutricool » et le lot témoin, il n’y a aucune différence significative dans l’évolution pondérale, ce qui correspond aux observations de GERAERT (1991) qui affirme qu’une seule modification de la composition alimentaire, ne permet pas d’améliorer la croissance chez les poulets de chair élevés en période estivale. Les travaux de WASHBURN et EBERHART (1988) montrent que les températures ambiantes élevées réduisent la croissance du poulet de chair à travers une diminution du métabolisme et de l’absorption des nutriments au niveau intestinal. Pour MITCHELL et GODDARD (1990), les baisses de performances de croissance observées chez le poulet de chair en ambiance chaude, sont principalement la conséquence d’une dépression de l’activité des glandes thyroïdes. Les raisons 61

avancées par ces différents auteurs pour expliquer les contres performances des poulets de chair quand il fait chaud, peuvent expliquer, dans nos essais, pourquoi pour tous les lots de poulets, les poids vifs sont inférieurs aux normes de 3,01 kg à 45 jours (COBB, 2012). Comparés aux résultats obtenus par SANOGO (2015) qui sont en moyenne de 2,3 kg à la 6ème semaine d’âge, et SALL (2016) qui sont de 1,5 kg au 45ème jour, le poids de nos poulets sont moins élevés (en moyenne 1,4 kg en 42jours), ce qui peut s’expliquer par le stress thermique subit par nos poulets qui est supérieur à celui des poulets desdits auteurs (27 à 33°C). Mais, tout comme SANOGO (2015) et SALL (2016), nous n’avons pas constaté une amélioration de l’évolution pondérale par le « Nutricool ». En effet, sur toute la période d’élevage, les GMQ obtenus en fonction des lots sont en moyenne comme suit: 32,63 g pour le lot 1 ; 33,92 g pour le lot 2 et 33,73 g pour le lot 3, sans différence significative entre les lots. Dans ses essais, SANOGO (2015) a enregistré des GMQ de 76g en moyenne, c’est-à-dire nettement supérieur aux GMQ de nos poulets. La différence entre nos résultats et ceux de SANOGO (2015) peut s’expliquer également par le stress thermique qui a été plus important dans notre expérimentation. II.2.3.3. Sur l’indice de consommation alimentaire Les indices de consommation alimentaire enregistrés chez les poulets lors de cet essai, sont en moyenne respectivement de 5,07 pour le lot 1(lot témoin) ; 5,95 pour le lot 2 et 8,31 pour le lot 3 sans différence significative ; SANOGO (2015) et SALL (2016) ont abouti aux mêmes constats, en ce sens que l’incorporation du « Nutricool » dans l’alimentation du poulet de chair élevé dans une ambiance chaude, n’améliore pas son indice de conversion alimentaire. Les valeurs d’indice de consommation que nous avons enregistrées, sont supérieures à celles obtenues chez la même souche de poulet par JOAVELO (2007) qui sont 2,01 à 2,09 ; par THIOUNE (2012) qui sont de 3,14 à 3,38 mais également par SANOGO (2015) qui sont de 1,95 à 1,97. Il nous semble que cette mauvaise conversion alimentaire observée chez nos poulets est due à l’intensité du stress thermique à 62

laquelle nos oiseaux ont été soumis par rapport aux poulets de ces auteurs. Cette hypothèse est conforme aux observations de WASHBURN et EBER HART (1988), selon lesquelles les températures ambiantes élevées, réduisent l’absorption digestive des nutriments chez les oiseaux de manière proportionnelle à l’intensité de la chaleur. II.2.3.4. Sur le rendement carcasse Le rendement carcasse varie en moyenne entre 68,11% et 70,83%. Il est inférieur à celui de 79% obtenu par SANOGO (2015). La différence entre nos résultats et ceux de SANOGO (2015) peut également s’expliquer par la différence des paramètres d’ambiance de l’élevage des poulets. En effet, dans nos essais, la température ambiante était plus élevée (34-36°C) que dans le cas des essais menés par SANOGO (27-33°C). La chaleur, en réduisant l’absorption intestinale des nutriments (WASHBURN et EBER HART, 1988), conduit à une réduction du poids carcasse. D’une manière générale, à l’instar de SANOGO (2015) et de SALL (2016), nous avons remarqué que le « Nutricool » n’améliore pas le rendement carcasse du poulet de chair en cas de stress thermique. II.2.3.5. Sur la mortalité Le taux de mortalité de 0,6% est raisonnable en aviculture, car inférieure aux normes acceptables en aviculture qui est de 5% en zone tropicale (I.E.M.V.T., 1991). La seule mortalité enregistrée l’a été dans le lot 2 ; au cours de ses essais, SANOGO (2015) n’a enregistré aucune mortalité chez les poulets recevant le produit en raison de 1kg par tonne d’aliment, c’est-à-dire au même taux d’incorporation que pour notre lot 2. La seule mortalité dans ce lot ne nous semble pas liée à l’apport du « Nutricool » et cela d’autant plus qu’elle est intervenue au 2ème jour de l’essai et que aucune mortalité n’a été enregistrée chez les poulets recevant le « Nutricool » à plus forte dose (2Kg par tonne d’aliment). La quasi absence de mortalité chez nos poulets, peut s’expliquer par l’efficacité de leur thermorégulation comme en témoigne leur température corporelle qui correspond à la norme. 63

II.2.4. Effet de l’apport du « Nutricool » sur la rentabilité économique Selon le mode de calcul de la rentabilité économique que nous avons utilisé, des bénéfices de 302,59 FCFA ; 116,31 FCFA et 460,19 FCFA respectivement pour le lot1, le lot 2 et le lot 3 ont été enregistré. L’utilisation du « Nutricool » à raison de 2 Kg par tonne d’aliment, s’est ainsi traduite par un gain économique. SANOGO (2015) et SALL (2016) ont abouti aux mêmes résultats bien que les bénéfices qu’ils ont enregistrés soient supérieurs aux nôtres. La différence entre nos résultats et ceux de ces auteurs est probablement due à une différence de rendement de carcasse liée à une différence d’intensité du stress thermique. En résumé nous pouvons dire que l’utilisation du « Nutricool » n’a pas donné des résultats satisfaisants dans le cadre de la lutte contre le stress thermique du poulet de chair en période de forte chaleur. Les paramètres tels que la rentabilité économique et les performances de croissance n’ont pas pu être améliorés par l’ajout du produit dans la ration alimentaire des poulets. Ces résultats corroborent ceux obtenus par SANOGO (2015) et SALL (2016).

CONCLUSION GENERALE Le Sénégal, à l’instar de la plupart des pays de l’Afrique de l’ouest, a adopté une politique qui vise à encourager l’élevage des espèces à cycle court en particulier la volaille, pour satisfaire les besoins en protéines d’origine animale d’une population sans cesse croissante. C’est ainsi que dans ce pays, lors

de ces deux dernières

décennies, les produits avicoles en particulier la viande de chair, ont connu un développement considérable pour assurer un bon approvisionnement en protéines animales aux consommateurs. Cependant, la production du poulet de chair, en Afrique intertropicale en général, et au Sénégal en particulier, est confrontée à des problèmes liés à la hausse de la température sur une grande période de l’année. Les fortes chaleurs occasionnent des pertes économiques importantes en favorisant une baisse des performances zootechniques et une augmentation du taux de mortalité des poulets, souvent en fin d’élevage. Pour atténuer les effets de la chaleur et améliorer les performances zootechniques en productions avicoles, plusieurs solutions ont été préconisées. Parmi ces solutions, figure l’utilisation d’additifs alimentaires tels que le « Nutricool ». Les premiers essais réalisés par SANOGO (2015) et SALL (2016) avec ce type de produit en élevage de poulets de chair, n’ont pas été concluants, probablement à cause des conditions d’ambiance qui ne sont pas totalement défavorables à la volaille. L’objectif de ce travail était justement de tester l’efficacité de cet additif alimentaire dans le cadre de la lutte contre le stress thermique chez des poulets de chair soumis à une température ambiante et une hygrométrie nettement supérieures aux normes. L’essai s’est déroulé du 16 mai 2017 au 28 juin 2017 dans un poulailler situé dans la zone périurbaine de Touba (Sénégal). L’expérimentation proprement dite a commencé dès le 1er jour d’âge avec un effectif de 150 sujets chair de souche Cobb 500 réparti en trois lots de 50 sujets chacun.

Les poulets des lots 2 et 3 étaient nourris avec une ration classique contenant le « Nutricool » dans des proportions respectives de 1kg et 2 kg par tonne d’aliment, alors que le lot 1, considéré comme témoin, a reçu uniquement l’aliment classique. Tous les oiseaux ont été élevés dans les mêmes conditions d’ambiance avec des valeurs de température et d’hygrométrie assez élevées par rapport à celles requises en aviculture chez le poulet adulte : 34,28°C le matin et 36,32°C en fin d’après-midi pour la température ambiante et 51,12% le matin et 50,24% le soir pour l’hygrométrie. Les effets de l’apport du « Nutricool » dans la lutte des poulets de chair contre le stress thermique ont été évalués en fonction des réactions organo-végétatives à partir du 22ème jour d’âge, des performances de croissance et de la rentabilité économique. Les résultats obtenus ont montré que : 1.

Pour

les

réactions

organo-végétatives

(température

rectale,

fréquence

respiratoire). Les valeurs de la température rectale sont de 41,55°C le matin et 42,79°C le soir pour le lot1, de 41,54°C le matin et 42,83°C le soir pour le lot 2, de 41,55°C le matin et 42,84°C le soir pour le lot 3. La température rectale des poulets de tous les lots, correspond à la norme physiologique. Quel que soit la nature de la ration alimentaire, les valeurs de la fréquence respiratoire sont plus élevées que la normale ; autrement dit, tous les oiseaux étaient en polypnée thermique. Cette polypnée a été plus marquée en fin d’après-midi que le matin. Chez les poulets du lot 1 la fréquence respiratoire est de 91 mouvements respiratoire/mn le matin et de 189 le soir. Pour les poulets des lots 2, ce paramètre est de 92 mouvements respiratoires le matin et 192 mouvements respiratoires le soir, alors que pour ceux du lot 3, il est respectivement de 95 et 185 mouvements respiratoires, le matin et le soir. Au total, pour toutes ces réactions organo-végétatives, il n’y pas de différences significatives entre les différents lots de poulets. 2. Pour les performances de croissance 66

Les quantités d’aliment consommées pendant tout le cycle d’élevage au cours de cette période estivale étaient en moyenne 5402,88g par poulet pour le lot 1 ; 5632,2 g pour le lot 2 et 5447,4 g pour le lot 3. Pour ce qui est de l’eau, il est de 13434,96 g par poulet pour le lot 1 ; 13004,04 g par poulet pour le lot 2 et 13287,12 g par poulet pour le lot 3. Le gain de poids était plus marqué chez les poulets du lot 3 par rapport aux lots 1 et 2, mais sans différence significative : le GMQ était en moyenne 32,63g±17 ; 33,92g±19,87 ; 33,73g±24,99 respectivement pour les lot1, lot 2 et lot 3. Le poids moyen par poulet au terme de la période d’élevage est de 1,403 kg pour le lot témoin, 1,409 kg pour le lot 2 et 1,420 kg pour le lot 3, sans différence significative entre les lots. L’indice de consommation alimentaire la plus faible enregistré lors de cet essai est celui du lot1:5,07 contre et 5,95 et 8,31respectivement pour les lots 2 et 3. Mais quelque soit le régime alimentaire, ce paramètre reste statistiquement invariable. Le taux de mortalité global est de 0,6% lié à une seule mortalité enregistrée dans le lot2. Au total, nous n’avons pas enregistré une amélioration des performances de croissance du poulet de chair avec une incorporation du « Nutricool » dans l’aliment. 3. Pour la rentabilité économique Sur la base du coût de l’aliment et des recettes issus de la vente des carcasses de poulet, il y a eu des bénéfices de 302,59 FCFA /poulet pour le lot 1 ; 116,31 FCFA/poulet pour le lot 2 et 460,19 FCFA/poulet pour le lot 3. L’utilisation du « Nutricool » dans la ration du poulet de chair à raison de 2Kg par tonne d’aliment occasionne une meilleure rentabilité économique. Globalement, tout comme SANOGO (2015) et SALL (2016), nous avons constaté que l’incorporation du « Nutricool » dans la ration alimentaire des poulets de chair soumis à un stress thermique, n’a pas un effet favorable sur leurs réactions organo-végétatives

ainsi que sur leurs performances de croissance, même si un apport de 2Kg/tonne d’aliment s’avère économiquement plus rentable. En définitive, l’impact du « Nutricool » semble être faible dans la lutte contre le stress thermique, tout au moins dans nos conditions expérimentales. Il se pourrait qu’à des températures ambiantes plus élevées pouvant conduire à la limite de l’efficacité de la lutte contre la chaleur du poulet de chair, le « Nutricool » puisse être efficace pour réduire les effets néfastes de la chaleur. C’est pourquoi, nous préconisons d’autres investigations sur ce produit dans la lutte contre le stress thermique qui constitue un obstacle majeur à l’essor de l’aviculture en Afrique tropicale en général et au Sénégal en particulier.

REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES 1. AHMAD M.M; MORENG R.E. et MULLER H.D., 1967. Breed Responses in body temperature to elevated environmental temperature and ascorbic acid. Poult. Sci. 46: 6-15

2. AIN BAZIZ H. ; GERAERT P.A. et GUILLAUMIN S., 1990. Effect of high temperature and dietary composition on growth, body composition and energy retention in broilers. In : Proc. 8th Europ. Poult. Conf., 25-28/06/1990, Barcelona (SP), vol.1, 626629.

3. ARJONA A.A.; DENBOW D.M. et WEAVER W.D.,1988 Effect of heat stress in life on mortality of broilers exposed to high environmental temperatures just prior to marketing. Poult.Sci. 67: 226-231.

4. BARNAS G.M.; ESTAVILLO J.A.; MATHER F.B et BURGER R.E., 1981. The effect of CO2 and temperature on respirator movements in chickens. Respir. Physiol, 43: 315-3.

5. BIRRENKOTT P. et OLIVIER J.C., BASU N.M.; 1981 On vitamine C and carotene content of several herbs and flowers used in ayurvedic system of medicine. J. Indian Chem. Soc., 24: 358-360.

6. BOTTJE, W., and HARRISON, P. (1985). Effect of carbonated water on growth performance of cockerels subjected to constant and cyclic heat stress temperatures. Poultry Science. 64, 1285-1292.

7. BOTTJE W.G. et HARRISSON P. C., 1985 The effects of tap water, carbonated water, sodium bicarbonated, and calcium chloride on blood acid-base balance in cockerels subjected to heat stess. Poult. Sci. 64 : 107-113.

8. BROWN SEQUARD C.E. (1856) Recherches expérimentales sur la physiologie et pathologie des capsules surrenales. Comptes rend. Acad. Sci. Paris 4 : 542 - 546. 9. CARDINALE E. TALL F, KANE P et KONTE M, 2002. Consommation du poulet de chair et risque sur la santé publique. In Gestion de la sécurité des aliments dans les pays en développement. Actes de l’atélier international, CIRAD-FAO, 11-13 décembre 2002,Montpellier, France, 1-3. 10. CASTING J., 1979. Aviculture et petits élevages.-Paris: Ballière.- 313p. 11. CHARLES D.R.; GROOM C.M. et BRAY T.S., 1981. The effects of temperature on broilers: interactions between temperature and feeding regimen. Br. Poult. Sc., 22: 475-481. 12. CHEN, J., LI, X., BALNAVE, D., and BRAKE, J. (2005). The influence of dietary sodium chloride, arginine: lysine ratio and methionine source on apparent ileal digestibility of arginine and lysine in acuately heatstressed broilers. Poultry Science 84, 294-297. 13. CHEVILLE N.F., 1977. Environmental factors affecting the immune response of birds-review. Avian Disease 23: 166-170. 14. COLLIN ANNE, SHINDER DAVID, MERCERAND FREDERIC, TESSERAUD SOPHIE, PICARD MICHEL, YAHAV SHLOMO., 2005 Les manipulations thermiques pendant l’embryogénèse affectent la température corporelle et la croissance du poussin. Sixièmes journées de la recherche avicole St Malo du 30 au 31 Mars 2005. 15. DAVISON T.F.; MISSON B.H. et FREEMAN B.M., 1980. Somme effects of thyroidectomy on growth, heat production and the thermoregulatory ability of the immature fowl. J. therm. Biol., 5: 197-202.

16. DAWSON W.R., 1982. Evaporative losses of water by birds. Comp. Biochem. Physiol., 71A : 495-509.

17. DEYHIM, F., and TEETER, R. (1991). Research note: sodium and potassium chloride drinking water supplementation effects on acid-base balance and plasma corticosterone in broilers reared in thermoneutral and heat-distressed environments. Poultry Science 70, 25512553. 18. EDENS F.W. et SIEGEL H.S., 1976. Modification of corticosterone and glucose responses by sympatholytic agents in young chickens during acute heat exposure. Poult. Sci., 55: 1704-1712.

19. EDENS F. W. et CAMBELL. D. G., 1985. Reduced heat stress in broilers given flunixin, a no steroidal cyclooxygenase inhibitor. Poultry Science, 64 :Suppl. 1,93.

20. EL BOUSHY A.R. et VAN MARLE A.L., 1978. The effect of climate on poultry physiology in tropics and their improvement. World’s poult. Sci. J, 34: 155-171.

21. EL HALAWANI M.E.; WAIBEL P.E.; APPEL et GOOD A.L., 1973. Effects of temperature stress on catecholamines and corticosterone of male turkeys. Am. J. Physiol., 224: 384. 22. FARELL D.J., 1988. The energy metabolism of poultry present and future perspectives. 18th world’s Poult. Cong., 0409/9/1988, Nagoya, Japan, Jap. Poult. Sci. Ass., 85-9.

23. FEDIDA D., 1996. Guide de l’aviculture tropicale .La Ballastière : Sanofi Santé Nutrition Animale. -117p. 24. FRANCIS C.A. ; MAC LEOD M.G. et ANDERSON J.E., 1991. Alleviation of acute heat stress by food withdrawal or darkness. Br. Poult. Sci., 32: 219- 225.

25. FREEMAN B.M., 1983. Body temperature and thermoregulation. In : FREEMAN B.M., Ed., Physiology and biochemistry of Domestic fowl., vol 4: 365-377. 26. FULLER H.L. et DALE N.M., 1979. Effect of diet on heat stress in broilers. Proc. Ga. Nutr. Conf. Univ of Georgia, Athens (USA), 56p.

27. FULLER H.L., 1981. Formulating broiler feeds for hot weather use. Poult. Digest, 40: 321-323. 28. GERAERT P.A., 1991. Métabolisme énergétique du poulet de chair en climat chaud. INRA Prod. Anim., 1991, 4 (3) : 257-267. 29. GOGNY M. et SOUILEM. O., 1991. Le stress thermique en élevage avicole : Aspect Physio pathologiques déductions thérapeutiques. Revue Med Vet., 142 : 808.

30. HAFEZ E.S.E., 1968 Adaptation of domestic animals. Philadelphifia : Léa & Febiger. -296P. 31. HERMANN H. et CIER J.F., 1970 Précis de Physiologie. Vol 4 : Endocrinologie-Réduction thermique Adaptation respiratoire et circulatoire de l’exercice musculaire Paris : Masson & Cie. 32. HILLMAN P.E ; SCOTT N.R et VAN TIENHOVEN A., 1985 Physiological responses and adaptations to hot and cold environment (124-136). In : Yousef MK.; Ed. Stress physiology in livestock, vol III Poultry –Bosa raton (USA): CRC press. 33. I.E.M.V.T., 1991 Aviculture en zone tropicale – Maisons Alfold : I.E.M.V.T -186p J. comp. Physiol. Phychol., 1975, 89, pp 827-844.

34. IEMVT., 1973. Précis du petit élevage. Maisons –Alfort : IEMVT.-215p 35. IGGO A. IGGOB.J. (1971) Impulse Coding in primate cutaneous thermoreceptors in dynômic thermal conditions. J. Physiol. Paris 63 P.P. 287 – 290.

36. INRA., 1991 Strategies pour de nouveaux progrès techniques et économiques en aviculture. B.SAUVEUR, INRA Station de Recherches Avicoles 37380 Nouzilly. 37. JAOVELO F. N, 2007. Effet de la supplementation en Volihot sur les performances zootechniques de poulet de chair en période de stress thermique. Thèse: Mèd. Vet., Dakar, 58. 38. KAFRI I. et CHERRY J.A. , 1984 Supplemental ascorbit acid and heat stress in broiler chicks. Poulty.sci 63: 125.

39. KASSIM H. et NORZIHA I.; 1995 Effects of acid ascorbit acid (vitamin C) supplementation in layer and broiler diets in the tropics. AJAS, 8. (6) : 607-610.

40. KETTLEWELL, P. J. (1989). Physiological aspects of broiler transportation. World Poult. Sci. J 46, 219-227.

41. LARBIER M. et LECLERQ B., 1992. Nutrition et alimentation des volailles, INRA Editions, Paris 352p. 42. LOTT B.D., 1991 The effects of feed intake on body temperature and water consumption of male broilers during heat exposure. Poult.Sci.; 70: 756 -759. 43. LU, Q., WEN, J., and ZHANG, H. (2007). Effet of chronic heat stress exposure on fat deposition and meat quality in two genetic type of chicken. Poultry Sci. 86, 71-76.

44. MAC LEOD M.G., 1985. Environment-nutriment interactions in turkeys. Turkeys, 33(4): 24-29.

45. MAC LEOD M.G., 1984. Factors influencing the agreement between thermal physiology measurements and field performance in poultry. Arch. Exp. Vet. Med., Leipzig, 38: 399-410. 46. MAC LEOD M.G. et GERAERT P.A., 1988. Energy metabolism in genetically fat and lean birds and mammals. In: Leanness in domestic birds. Leclerq B. & Whitehead. C.C Eds Butterworths, Sevenoaks (GB). 109-120. 47. MARDER J. et ARAD Z., 1989 Panting and acid-base regulation in heat stressed birds. Compar. Biochem. Physiol., 94A: 395 -400.

48. MARTINEZ A.A ; SALAZAR. J et VELA.G.; 1993 Studio controlado del bicarbonate de sodio en pllos bajo estrées calorico. (138141) In : Porc. 18 th convention ANECA, Cancun Q. Roo, Mexico. 49. MATEOS G.C. et SELL J.L., 1980. True and apparent metabolisable energy value of fat laying hens : influence of level of use. Poult. Sci., 59: 369-373.

50. MC NAUGHTON J.L. ; REECE F.N. et DEATON J.W., 1983. Broiler lysine and energy requirements during heat stress. Poult. Sc., 62: 1358. 51. MITCHELL M.A., 1985. Effects of air velocity on convective and radiant heat transfert from domestic fowls at environmental temperatures of 20° and 30° C. Br. Poult. Sci., 26: 413423. 52. MITCHELL M.A. et GODDARD C., 1990. Some endocrine responses during heat stress induced depression of growth in young domestic fowls. Proc. Nutr. Soc. 49: 120A.

53. MITCHELS H.; HERREMANS M. et DECUYPERE E., 1985. Light-dark variations of oxygen consumption and subcutaneous temperature in young Gallus domesticus: influence of ambient temperature and depilation. J. therm. Biol., 10: 13-20.

54. MURPHY L.B. et PRESTON A.P., 1988. Time-budgeting in meat chickens growth commercially. Br. Poult. Sci., 29: 571-580.

55. NAKAYAMA, T. EISENMAN.JS. AND HARDY J.D (1961) Single unit activity of anterior Hypothalemus during local heating. Science 134. 560 -561. 56. Rao R S V, Nagalakshimi and Reddy V R, 2002. Feeding to minimize heat stress. Poultry Science, 4(6):(396-398). 57. REECE F.N.; DEATON J.W. et KUBENA L.F., 1972. Effects of high temperature and humidity on prostration of broilers chickens. Poult. Sci., 51: 2021-2025.

58. REMOND G., 2015. Sept (7) concepts Aviaire.LAPROVET.

pour

réussir

son

élevage

Afrique.

Guide

59. RUCKEBUSCH Y.; PHANEUF L.P. et DUNLOP R., 1991. Physiology of small and large animals. Philadelphia: B.C. DECKER.- 672 p.

60. RUDAS P. et PETHES G., 1982. Autoregulative change in the thyroid hormone metabolism response to temperature in Gallus domesticus. Poult. Sci., 61: 1533. k 61. SAHIN, K., SMITH, O., ONDERCI, M., SAHIN, N., GURSU, M. F., and KUCUK, O. (2005). Supplementation of zing from organic or inorganic source improves performance and antioxidant status of heat-distressed quail. Poultry Sci 84, 882-887.

62. SALL Ousmane, 2016. Evaluation des effets du “Nutricool” dans la lute contre le stress thermique chez le poulet de chair élevé dans les conditions estivales de la region périurbaine de Dakar (SENEGAL), Thèse: Med. Vet., Dakar. N°44 63. SANOFI., 1996. Guide de l’Aviculture Tropicale. Libourne-France. 117p.

64. SANOGO D. S, 2015. Evaluation des effets du “Climfeed” incorporé dans la ration, sur la lute contre le stress thermique chez le poulet de chair élevé en période de chaleur dans la zone périurbaine de Bamako (Mali), Thèse: Mèd. Vet., Dakar. N°32

65. SAPIN JALOUSTRE, (1955) Nutrition animale Volume II Métabolisme et transits Tomme II Page 1318.

66. SCOTT M .L., 1966 Factors in modifying the pratical vitamin requirements of poultry (34-35) In: proceedings,cornell Nutrition Conference. 67. SENEGAL. Direction de l’Elevage, 2008 Données statistiques sur les productions et importations de viandes au SénégalDakar: DIREL. 68. SIBBALD .R et WOLYNETZ M.S., 1986. Effect of dietary lysine and feed intake on energy utilization and tissue synthesis By broiler chicks. Poult. Sci., 65: 98-105. 69. SMITH A., 1990. The poultry tropical agriculturalist.-Wageningen: CTA.-218p. 70. SMITH A.J. et OLIVIER J., 1971. Some physiological effects of high environmental temperatures on the laying hen. Poult. Sci., 50: 912-925.

71. STILLBORN H.; HARRIS G.;BOTTJE W. et WALDROUP P.; 1987. Use of ascorbic acid and acetylsalicylic acid (aspirin) in the diet of broilers maintened under heat stress condition. Poult. Sci., 66: Suppl: 43. 72. SYKES A.H., 1997. Nutrition-environment interactions in poultry (17-30). In Nutrition and the climatic environment, Hare-sign w., Swan H. and Lewis D.,-Sevenoaks: Butterworths. 73. TASAKI I. et KUSHIMA M., 1979 Heat Production when single nutrients are given to fasted cockerels ; Proc. 8th Energy metabolism Symp., sept 1979, Cambridge (GB) Mount L.E. Ed. EAAP Publ. n°26: 253-256. 74. TEETER R.G. et SMITH M. O., 1986. High chronic ambient temperature stress effects on boiler acid-base balance and their response to supplemental ammonium chloride, potassium carbonate. Poult.Sci.65: 1777-1781. 75. TEETER R.G.; SMITH M.O., OWENS F.N., ARP S.C.; SANGIAH S. et BREAZILE J.E., 1985. Chronic heat stress and respiratory alkalosis: occurrence and treatment in broiler chicks. Poult. Sci., 64: 1060-1064. 76. TEETER R.G.; WIERNUSZ C.; BELAY T. et SMITH M.O.,1989. Broilers exposed to heat stress are manageable. Feedstuffs,61: 18-19. 77. VALANCONY, H. (1997). Les moyens de lutte contre le coup de chaleur. Journées de la recherche avicole 2, 153-160 78. VAN KAMPEN, M. (1981). Water balance of colostoruized and non colostoruized hen at different ambient temperature. British poultry science 22, 17-23. 79. VO K.V. et BOONE M.A., 1975. The effect of high temperatures on broiler growth. Poult. Sci., 54: 13471348. 77

80. WALDROUP P.W., 1982. Influence of environmental temperature on protein and amino acid needs of poultry. Fed. Proc., 41: 2821-282. 81. WALSBERG G.E., 1988. Heat flow through avian plumages: the relative importance of conduction, convection and radiation. J. therm. Biol., 13: 89-92. 82. WASHBURN K.W. et EBERHART D., 1988. The effect of environmental temperature on fatness and efficiency of feed utilization (1166-1167). In: 18th World’s Poult. Cong., 04-09/9/1988, Nagoya, Japan, Jap. Poult. Sci. Ass 83. WENK S. et VAN ES A.J.H., 1976. Energy metabolism of growing chickens as related to their physical activity. Proc. 7th Energy Metabolism Symp., sept 1976. Vichy (France) Vermorel M. Ed. EAAP Publ. n°19: 189192. 84. WOOD J.O. (1970) 1160 - 1169 Electrical activity from single neurons in Auerbach's plexus. Am.-J. Physiol 219. 159-169. 85. WOODS S.J. et WHITTOW G.C., 1974. The role of central and peripheral temperatures changes in the regulation of thermal polypnea in the chicken. Life Sci. 14: 199-205. 86. YOUCEF M.K., 1984. Stress Physiology in livestock. Vol. 1: Basic Principles.-Boca Raton: CRC Press.Inc .- 2

WEBOGRAPHIE 87. Centre National de Ressources Textuelles et Lexicales. (En ligne) acces internet: (http://www.cnrtl.fr). Page consulté le 14/10/2017. 88. COBB500, 2012. Performances et recommandations nutritionnelles. [En ligne] Accès internet: 89. MEYER C., ed. sc., 2017,Dictionnaire des Sciences Animales. (en ligne). Montpellier,

France,

Cirad.

accès

internet :

http://dico-sciences-

animales.cirad.fr/ >.Page consulté le 25/09/2017 90. SCIENCES DE TECHNIQUES AVICOLES. 2004. La prévention du coup de chaleur en aviculture : ITAVI. [En ligne] Accès internet : www.itavi.asso.fr/publications/revues/STA%20HS%202004%20PDF.pdf

SERMENT DES VETERINAIRES DIPLOMES DE DAKAR

« Fidèlement attaché aux directives de Claude BOURGELAT, fondateur de l’enseignement vétérinaire dans le monde, je promets et je jure devant mes maîtres et mes aînés :  d’avoir en tous moments et en tous lieux le souci de la dignité et de l’honneur de la profession vétérinaire ;  d’observer en toute circonstance les principes de correction et de droiture fixés par le code de déontologie de mon pays ;  de prouver par ma conduite, ma conviction, que la fortune consiste moins dans le bien que l’on a, que dans celui que l’on peut faire ;  de ne point mettre à trop haut prix le savoir que je dois à la générosité de ma patrie et à la sollicitude de tous ceux qui m’ont permis de réaliser ma vocation. Que toute confiance me soit retirée s’il advient que je me parjure »

EVALUATION DES EFFETS ANTISTRESS THERMIQUE DU «NUTRICOOLND » EN ELEVAGE DES POULETS DE CHAIR DANS LA REGION DE TOUBA (SENEGAL) RESUME En Afrique de sub-saharienne en général et au Sénégal en particulier, l’intensification des productions avicoles se trouve confrontée à un obstacle majeur, la hausse des températures en période estivale qui est à l’origine d’une perte économique non négligeable liée à une baisse des performances zootechniques. L’objectif de ce travail a été de lutter contre les effets néfastes de la chaleur avec l’utilisation d’additif alimentaire à savoir le «NutricoolND». L’efficacité du produit a été évaluée dans la lutte des poulets de chair contre le stress thermique à travers les réactions organo-végétatives, les performances de croissance et de la rentabilité économique. L’étude s’est déroulée aux mois de mai et juin 2017 dans la région de Touba, à NGASSAMA avec un effectif de 150 poussins de souche Cobb 500. Les sujets étaient répartis en trois lots de 50 poussins chacun, dont les lots 2 et 3 recevaient l’additif alimentaire à raison de 1 kg/tonne d’aliment et 2 kg/tonne d’aliment respectivement. Le lot 1 est considéré comme lot témoin et ne reçoit que l’aliment classique. Les résultats obtenus sur la base des paramètres tels que : 1. La température centrale 2. La fréquence respiratoire 3. La consommation alimentaire et hydrique 4. L’évolution pondérale 5. Le gain moyen quotidien 6. L’indice de consommation alimentaire 7. Le taux de mortalité et 8. La rentabilité économique, Montrent que l’incorporation du « Nutricool» dans la ration alimentaire n’a pas amélioré les capacités du poulet de chair à lutter contre le stress thermique, même si on note une meilleur rentabilité économique avec l’utilisation de l’additif à raison de 2 kg /tonne d’aliment.

MOTS CLES : Stress thermique ; Nutricool ; poulets ; performance de croissance.

Auteur : IBRAHIM YAHAYA Mohamadou Nazirou E-mail : inazirou92@gmail.com Adresse : +221 96 15 27 21 Niamey-Niger ;

+221 77 330 88 62 Dakar-Sénégal