Frédéric Stéphane SINGA NIATOU

UNIVERSITE CHEIKH ANTA DIOP DE DAKAR -*-*-*ECOLE INTER-ETATS DES SCIENCES ET MEDECINE VETERINAIRES (E. I. S. M .V.)

Année 2017

N° 004

ETUDE DU PARASITISME GASTRO-INTESTINAL DANS LES ELEVAGES AVICOLES DES ZONES D’ABIDJAN ET D’AGNIBILEKROU (COTE D'IVOIRE) THESE Présentée et soutenue publiquement le Vendredi 14 Avril 2017 à 10 heures 00mn Devant la Faculté de Médecine, de Pharmacie et d’Odontologie de Dakar pour obtenir le grade de

DOCTEUR EN MEDECINE VETERINAIRE (DIPLOME D’ETAT)

Par

Frédéric Stéphane SINGA NIATOU Né le 26/10/1991 à Bangui (République Centrafricaine) JURY Président :

M. Issa LO Professeur titulaire à la Faculté de Médecine, de Pharmacie et d’Odontologie de Dakar

Directeur et Rapporteur de thèse :

M. Oubri Bassa GBATI Maître de conférences Agrégé à l’EISMV de Dakar

Membre :

M. Rock Allister LAPO Maître de conférences Agrégé à l’EISMV de Dakar

Co-Directeur de thèse :

M. Abdou Moumouni ASSOUMY Maître-assistant à l’EISMV de Dakar

DEDICACES « Cependant le SEIGNEUR attend le moment de vous faire grâce, il va se lever pour vous manifester sa miséricorde, car le SEIGNEUR est un Dieu juste : heureux tous ceux qui espèrent en lui ». Esaïe 30,18 Merci mon Dieu de m’avoir prouvé ta grandeur, mon âme te bénit.  A ma Maman Chérie Priscille : Depuis le jour où je suis venu au monde, tu as toujours été là, tu m’as tout appris de la vie. Maman grâce à ton amour, ton soutien infaillible, tes prières, tes conseils et ta confiance à mon égard je suis ce que je suis aujourd’hui.

Aucune dédicace n’est susceptible d’exprimer la profondeur de mon amour, de mon estime et de l’infinie reconnaissance pour tous les sacrifices consentis avec dévouement pour mon éducation et mes années d’étude.

Puisse Dieu, le tout puissant, t’accorder une longue vie afin que je puisse te combler à mon tour.  A mon Papa Remy : Merci pour ton soutien, ton amitié, pour la confiance et pour tous tes sacrifices qui m’ont permis d’être à ce niveau. Veuille trouver ici l’expression de ma profonde reconnaissance. Que le bon Dieu qui donne la vie, puisse t’accorder une longue vie pour que tu puisses voir le cheminement du petit SINGA.  A la famille PONG-BALLET : Vous avez toujours été là pour moi, que Dieu vous bénisse. Trouvez en ce travail la marque de mon estime et ma profonde gratitude. i

 A la famille NGUINDA : Vous m’avez chaleureusement accueilli et soutenu durant toutes ces années.

Aujourd’hui je ne trouve pas les mots exacts pour exprimer mon infinie gratitude. Merci pour tout. Que Dieu vous bénisse et vous donne une longue vie.  A la famille SINGA, NIATOU, DOLOGUELE, DOBANGA, MOUSSA : merci pour tout.  Au Dr Abdou Moumouni ASSOUMY : merci pour votre disponibilité, votre sympathie et votre soutien. Que Dieu vous bénisse.  Au Dr Laibané Dieudonné DAHOUROU : j’ai beaucoup appris à vos côtés sans vous, ce jour ne devrait pas avoir lieu. Grand merci Docteur.  Au Professeur Rock Allister LAPO : merci grand frère, pour vos soutiens et vos conseils, si je suis arrivé là c’est grâce à vous. Je me battrai pour suivre vos pas grand frère. Que Dieu vous bénisse.  Au professeur Alain Richi KAMGA : j’ai eu l’occasion d’être choisi comme moniteur dans votre service où j’ai beaucoup appris à vos côtés.

Je vous rassure que si c’était à reprendre, je n’hésiterai pas. Merci pour la formation, la confiance et les conseils.  Au technicien du laboratoire, M. DIATTA : merci pour ton assistance dans la réalisation de ce travail ainsi que ton amitié.  A mes grands frères et grandes sœurs : William, Cédric, Térence Jovial, Franckline, Murielle, Claude, Irma, Rosine, Yannick, Sydney, Jessica, Terrence : recevez toute ma reconnaissance.  A mes oncles : Christian, Guy, Bruno, Claude, Anicet, Nicolas, Ruffin, Rodrigue, Frédéric que Dieu vous bénisse et vous protège.  A mes mamans chéries : Brigitte, Clarisse, Dorothée, Pélagie, Léonie, Rose, Irène et Geneviève.

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

A mes petit-frères et petites sœurs : Bénédicte, Maryvonne, Astrid, Vanessa, Théodora, Hervé, Cécilia, Mike, Gautier : que Dieu vous aide et vous bénisse dans vos études.

 A mes premières mamans de Dakar, Vanessa PONG-BALLET et Gloria NGOUAZE, Vous étiez là à mes débuts sur tous les plans. Merci pour tout. Que Dieu vous bénisse et qu’il vous aide dans vos projets.  A mon grand Cédric PONG-BALLET, tu as toujours été un exemple pour moi. Que Dieu te bénisse.  A la famille KODIA, merci pour votre accueil et votre gentillesse.  Au Dr Paterne MBOUZO-FAGA, tu es un frère. Peu importe des moments de séparation qui s’imposent souvent à nous, on finit toujours par se retrouver. Depuis 2003 en 5ème jusqu’à maintenant cela a fait 13ans.

Que Dieu te bénisse dans tous tes projets et qu’il nous garde.  Edouard Désiré KAIMBA, mon jeune oncle, mon frère, mon colocataire, mon ami depuis la classe de CE1A à Saint Charles et cela ne finira jamais mon frère. Que Dieu nous guide et nous bénisse.  Au Dr Cyriaque KAIMBA et sa femme Francine pour leur soutien inconditionnel depuis mon arrivée à Dakar.  A mon tonton Adrien SAKANGA et ma grande sœur PICKO Pulchérie, merci pour votre soutien.  A mes grands de valeur, Dr Joe Bernard DOUMANA, Dr Elysée ZOUAKA DANE-DENA, Dr Mathias YANDIA, Dr Junior OUEFIO, Dr Darvain YANGBA, Nathan FEIKERAM, Patrick MBESSE, Cyrille KABODO. Vous m’avez tout appris de la vie, sempiternelle reconnaissance.  Au Dr Alice GOUMBA, vous avez toujours été là quand j’avais besoin de vous ; une fois encore merci.

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 Au professeur Louis Joseph PANGUI, plus qu’un Directeur vous avez toujours été là pour moi. Merci encore.  A tous mes collègues de la promotion IDRISSA NASSA : En souvenir des moments inoubliables passés ensemble. Vous m’avez prouvé une amitié indéfectible tout au long de ces années. Merci pour la confiance placée en moi, en me choisissant comme délégué deux années de suite.

Que ce travail soit le témoin des sentiments fraternels que j’ai pour vous vous.  A mes fils et fille de l’EISMV, Oumarou SAMBO, Lionel ADOU, Safiyatou OUATTARA; je n’ai pas toujours été là pour vous, désolé.

Mais je souhaite de tout cœur que vous réussissez dans vos projets que Dieu vous bénisse.  A mes bons petits et futurs vétérinaires centrafricains, Bruno Samson NDONDOLOT

KOCSODO,

Reine

Salomé

ISSOULA SONGUET, Gilles GODEME,

ANGUIZE,

Ben

Alexandre BOBEL

KALBA, TANQUIES ZEMINGUI je ne sais pas ce que le destin me réserve mais je serai toujours là pour vous.  A mon ami, mon frère, Aristide KABORET, merci pour tout. Ce travail est aussi le tien. Que Dieu te bénisse et t’assiste dans tous tes projets.  A monsieur LAFIA, merci pour vos conseils de grand frère.  A mon neveu Christy, que Dieu te bénisse et te donne la santé.  A mes nièces, Namadi, Azizah, Ashley que Dieu vous bénisse.  A mes fidèles amis Jerry WILLYBIRO et Armand KOULAYOM, vous êtes plus que mes amis. Vous êtes mes frères. Que Dieu vous aide à réaliser vos projets.  A l’Union des Etudiants, Elèves et Stagiaires Centrafricains du Sénégal (UECAS)  A l’Amicale des Etudiants Vétérinaires de Dakar (AEVD). iv

 A l’amicale des Etudiants Vétérinaires Centrafricains de Dakar (AEVCAD) dont j’ai eu l’honneur d’être le président. Merci pour la confiance.  A la République Centrafricaine, ma patrie.  Au Sénégal, mon pays d’accueil, ma seconde patrie.

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REMERCIEMENTS  Au Dieu fidèle, qui m’a toujours ouvert sa porte malgré mes péchés. Tu m’as créé par amour mon Dieu et si je suis là, c’est aussi grâce à ton amour. Je te louerai, je te bénirai, je te serai fidèle et je témoignerai toujours ton nom à chaque instant de ma vie. Merci mon Dieu.  A mon Papa et ma Maman, je n’en dirai pas trop je serai éternellement reconnaissant à votre égard.  Au Frère Sévérin, merci pour la prière.

A mon aîné Firmin TOURE, merci pour ta disponibilité.  A mes amis de tous les temps, Dr FAGA, Désiré KAIMBA, Dr Aristide KABORET, Dr YODA, Dr KOUMAN, Dr NIANG, Dr NDIAYE, Dr Habib DOUMBIA, Dr VAMARA, Dr ZOBO, Dr Pierre Claver, Dr AKIBODE, Dr KILI, Dr NANA BARIRA, Dr KOKOA, Dr DERA, Dr DIALLO, Dr FALL, DIOUF, Dr KANDE, GNALI, Basse KABORET, Dr TIECOURA, Dr TOKPA Cécile, Dr KOUMAI , Dr PENOUKOU,

Dr

TAPSOBA,

Dr

ILLY,

Dr

DJOSSA,

Dr

YAMEOGO, Dr AKPAKI, Dr KABLAN.  A mes amis de l’EISMV Souleymane TRAORE, Maboï KONE, Awa YENA, Ouassa COULIBALY, Claverie AKE, Nadège MINOUGOU, Kadidja TOBILI, Boulkassim, Clémence LARE, Rahila, tous mes cousins du Tchad.  A mes amis de Dakar, Caleb NGREPPE, Lamp FALL, Diouf, Père SAGNA, Asael, Anastasia, Mac Arthur, Ange LOPY.  A mes amis du groupe des lecteurs de l’église saint Dominique, ChristOm FAGNISSE, Firmin TOURE, Oliva DIATTA, Edouard BASSENE, Nicole, Léon DIATTA, Agnès, Yvette SANON, Marie GUEYE. vi

 A mes parrains et marraines, Dr N’GUESSAN Bernard, Dr Fausta, M. et Mme MALOU.  A mes amis du basket, GAOUSSOU, Charlie, SAMBO, Dr YAHAYA, Kim, Pierre-marie, Charles, Hervé, Moctar, Géraldin, Haroun SEPOU, ZODO, Emmanuel LAPO, Péqui LAPO, Désiré, Dani, Nelson NGOZO.  A mes frères et sœurs du quartier, Golvie WILIFO, Désiré NGUINDA, Auréole KODIA, Othniel KODIA, Katia NGUINDA, Jean-michel NGUINDA, Enock NGUINDA, Rebecca NGUINDA, Mirabelle NGUINDA.  A Othniel KAPOU, Joseph KAPOU, Bellarmin MIANSI, vous m’avez accueilli à Dakar et vous m’avez considéré comme votre frère. Grand frère Othniel merci pour tout.  A mes personnes sûres SAHRA SACKO et ses filles, Romaine KOUDOU, Radja BISSAKONOU, Expériencia ADAMOU, Djeneba CAMARA, Marion PRINCE, Synthia, Anick Estelle, Davidette BANGUE, Lady : Vous avez toujours été là pour moi, merci pour votre amitié, et cet estime que vous avez à mon égard. Puisse Dieu vous bénir.  Au groupe des lecteurs de saint Dominique, auprès de vous j’ai appris beaucoup de choses et merci pour tout. Que Dieu nous aide à grandir dans la foi et à proclamer sa parole.  A tous les membres du groupe MYRIAL et au ministère chant, merci pour tout ce que j’ai appris à vos côtés. Vous m’avez aidé à faire un pas de géant dans la foi.  A tous les étudiants et le personnel de l’EISMV de Dakar. Courage à vous  A tous mes cousins et cousines.  A tout le personnel de la SOPEL, merci pour votre accueil. vii

 A l’UEMOA, à travers son Projet d’Appui à l’Enseignement Supérieur (PAES), et à la Banque Africaine de Développement (BAD) qui ont assuré

le

financement

des

travaux

de

cette

thèse.

(N° DU PROJET : P- Z1 – IAD – 002 ; N° DU DON : 2100155007376).

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A NOS MAÎTRES ET JUGES A notre Maître et Président de jury, Monsieur Issa LO, Professeur à la faculté de Médecine, de Pharmacie et d’Odontologie de Dakar.

Nous sommes profondément touchés par la spontanéité et la chaleur avec lesquelles vous avez accepté de présider ce jury de thèse malgré vos multiples contraintes.

Votre modestie, votre disponibilité et votre rigueur scientifique suscitent l’admiration de tous. Qu’ il nous soit permis de vous témoigner notre vive reconnaissance et notre profond estime.

A notre Maître, Directeur et rapporteur de thèse, Monsieur Oubri Bassa GBATI, Maître de conférences Agrégé à l’EISMV de Dakar.

Il nous est particulièrement agréable à l’issu de ce travail que vous avez bien voulu diriger de vous adresser nos chaleureux remerciements.

La rigueur scientifique qui vous caractérise, vos grandes qualités humaines, scientifiques, pédagogiques, votre dévouement à votre profession, sans oublier votre humour ont forcé notre admiration.

Veuillez accepter, l’expression de notre profond respect.

ix

A notre Maître et juge Monsieur Rock Allister LAPO, Maître de conférences Agrégé à l’EISMV de Dakar Plus qu’un maître, vous avez été et vous êtes un grand frère et un modèle pour nous. Votre sérénité, votre dévouement pour l’avancer de la science, votre générosité et votre éloquence vous place au rang des grands hommes.

Que le bon Dieu vous prête une longue vie et vous noie dans un océan où s’alterne des vagues de bonheur, de santé et d’ascension professionnelle.

Veuillez trouver ici cher maitre l’expression de notre immense gratitude et de notre plus profonde estime.

A notre Maître et Co-directeur de thèse Monsieur Abdou Moumouni ASSOUMY, Maître assistant à l’EISMV de Dakar L’honneur que vous nous avez fait en acceptant de diriger ce travail nous a permis de découvrir en vous des qualités humaines et professionnelles avérées En espérant vous avoir satisfait, cher Maître, veuillez trouver ici, le témoignage de notre vive reconnaissance et de notre profond gratitude.

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« Par délibération, la Faculté de Médecine, de Pharmacie et d’Odontologies et l’Ecole Inter – Etats des sciences et Médecines Vétérinaires de Dakar ont décidé que les opinions émises dans les dissertations qui leurs sont présentées, doivent être considérées comme propres à leurs auteurs et qu’elles n’entendent leur donner aucune approbation ni improbation ».

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LISTE DES ABREVIATIONS AFD

: Agence Française de Développement

ALCI

: Aliments de Côte d’Ivoire

ANADER

: Agence Nationale d’Appui au Développement Rural

ANAREVCI : Association Nationale des Revendeurs de produits avicoles de Côte d’Ivoire ANAVICI

: Association Nationale des Aviculteurs de Côte d’Ivoire

CA

: Centre Avicole

CTA

: Centre de Coopération Technique Agricole

DOMAK

: Domaine d’Abadjin Kouté

EBAS

: UE-ACP Business Assistance Scheme

EISMV

: Ecole Inter-Etats des Sciences et Médecine Vétérinaires de Dakar

ELISA

: Enzyme Linked Immuno-Sorbent Assay

FACI

: Société de Fabrication d’Aliments Composés Ivoiriens

FAO

: Organisation des Nations Unies pour l’Alimentation et l’Agriculture

FIRCA

: Fonds Interprofessionnel pour la Recherche et le Conseil Agricoles

FOANI

: Ferme Ouattara Ali Nanan Issa

HI

: Hôte Intermédiaire

IAHP

: Influenza Aviaire Hautement Pathogène

IC

: Intervalle de Confiance xii

INTERAVI : Association des Industriels Distributeurs d’Intrants et de Produits Avicoles IPRAVI

: Interprofession Avicole Ivoirienne

LANADA

: Laboratoire National d’Appui au Développement Agricole

LCVB

: Laboratoire Central Vétérinaire de Bingerville

MIPARH

: Ministère de la Production Animale et des Ressources Halieutiques

NaCl

: Chlorure de Sodium

OIE

: Organisation mondiale de la santé animale

OMS

: Organisation Mondiale de la Santé

P

: Prévalence

PIB

: Produit Intérieur Brut

PROVETO : Société de prestation des services vétérinaires SIPRA

: Société Ivoirienne de Productions Animales

SODECI

: Société de Distribution d’Eau de la côte d’Ivoire

SODEPRA : Société de Développement des Productions Animales UACI

: Union Nationale des Aviculteurs de Côte d’Ivoire

UEMOA

: Union Economique et Monétaire Ouest-Africaine

UOFA

: Union des Organisations de la Filière Avicole

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LISTE DES FIGURES Figure 1 : Circuit de commercialisation des produits avicoles en Côte d’Ivoire ............................................................................................ 9 Figure 2 : Cycle évolutif de Eimeria sp ....................................................... 25 Figure 3 : Localisation lésionnelle dans les coccidioses chez les poulets ..... 31 Figure 4 : Carte de la Côte d’Ivoire montrant les zones d’étude................... 41 Figure 5 : Matériel d’analyse ......................................................................... 43 Figure 6 : Microscope de marque LEICA DM 500....................................... 43 Figure 7 : Centrifugeuse de marque SIGMA ................................................ 43 Figure 8 : Balance de marque ADVENTURER Pro AS 3102 ..................... 43 Figure 9 : Prévalence globale des parasitoses gastro-intestinales dans les fermes avicoles d’Abidjan et d’Agnibilékrou............................... 49 Figure 10 : Répartition des échantillons positifs selon les régions ................. 49 Figure 11 : Répartition des échantillons positifs selon le type de spéculation .................................................................................... 50 Figure 12 : Répartition des échantillons positifs selon la pratique du vide sanitaire ......................................................................................... 51 Figure 13 : Répartition des échantillons positifs selon le suivi sanitaire ....... 51 Figure 14 : Répartition

des

échantillons

positifs

selon

l’approvisionnement en eau .......................................................... 52 Figure 15 : Répartition des échantillons positifs selon le contact avec des oiseaux sauvages ........................................................................... 53

xiv

LISTE DES TABLEAUX Tableau I

: Espèces de parasites de la classe des cestodes chez le poulet....................................................................................... 19

Tableau II

: Espèces de la classe des nématodes ........................................ 21

Tableau III

: Espèces de coccidies ............................................................... 23

Tableau IV

: Principaux anthelmintiques utilisables pour lutter contre les helminthoses digestives des volailles ................................ 36

Tableau V

: Additifs coccidiostatiques autorisés ....................................... 37

Tableau VI

: Caractéristiques de l’échantillon ............................................. 48

Tableau VII : Variation de la prévalence spécifique des parasitoses selon les régions ...................................................................... 54 Tableau VIII : Variation de la prévalence spécifique des parasitoses gastro-intestinales selon le type de spéculation ...................... 55 Tableau IX

: Variation de la prévalence des parasitoses gastrointestinales selon la pratique du vide sanitaire ....................... 56

Tableau X

: Variation de la prévalence spécifique des parasitoses gastro-intestinales selon un suivi vétérinaire .......................... 57

Tableau XI

: Variation de la prévalence spécifique des parasitoses gastro-intestinales en fonction de l’origine de l’eau ............... 58

Tableau XII : Variation de la prévalence spécifique des parasitoses gastro-intestinales en fonction du contact avec les oiseaux sauvages .................................................................................. 59

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Tableau XIII : Variation de la prévalence spécifique des parasitoses gastro-intestinales en fonction de la présence de rotuluves .... 60 Tableau XIV : Variation de la prévalence des parasitoses gastrointestinales en fonction de la présence de pédiluves .............. 60

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SOMMAIRE INTRODUCTION .................................................................................................................... 1 PREMIERE PARTIE : REVUE DE LA LITTERATURE .................................................. 3 CHAPITRE I : FILIERE AVICOLE EN COTE D’IVOIRE ..................................................... 4 I. Evolution de la filière avicole en Côte d’Ivoire .................................................................. 4 II. Importance socio-économique de l’aviculture ................................................................... 4 III. Types de production ......................................................................................................... 5 III.1. Production de poulets de chair ................................................................................... 5 III.2. Production de poules pondeuses ................................................................................ 5 III.3. Elevage des reproducteurs ......................................................................................... 5 IV. Races avicoles exploitées ................................................................................................. 6 V. Organisation de la production ............................................................................................ 6 V.1. Système de production ................................................................................................ 6 V.1.1. Système d’élevage avicole villageois ou secteur 4............................................... 6 V.1.2. Secteur commercial système d’élevage avicole semi-intensif ou secteur 3 ......... 7 V.1.3. Système d’élevage intensif de poulets commerciaux ou secteur 2....................... 7 V.1.4. Système d’élevage industriel et intégré ou secteur 1............................................ 7 V.2. Circuit de commercialisation ...................................................................................... 7 V.2.1. Circuit traditionnel (informel) .............................................................................. 7 V.2.2. Circuit moderne (formel) ...................................................................................... 8 V.3. Encadrement de la filière ............................................................................................ 9 V.3.1. Encadrement technique ........................................................................................ 9 V.3.1.1. Structures publiques....................................................................................... 9 V.3.1.2. Structures privées......................................................................................... 10 V.3.2. Informations et formations ................................................................................. 10 V.4. Financement de l’aviculture ivoirienne ..................................................................... 11 V.4.1. Etat ivoirien ........................................................................................................ 11 xvii

V.4.2. Union Européenne .............................................................................................. 11 V.4.3. Agence Française de Développement (AFD) ..................................................... 12 V.4.4. Etat d’Israël ........................................................................................................ 12 V.4.5. Financement par les particuliers ......................................................................... 12 VI. Contraintes de l’aviculture en Côte d’Ivoire .................................................................. 12 VI.1. Contraintes liée à la gouvernance du secteur ........................................................... 12 VI.2. Contraintes liées à la production .............................................................................. 13 VI.3. Contraintes liées à la commercialisation des produits avicoles ............................... 13 VI.4. Contraintes zootechniques ....................................................................................... 14 VI.5. Contraintes liées au financement ............................................................................. 14 VI.6. Contraintes socio-environnementales ...................................................................... 15 VI.7. Contraintes sanitaires ............................................................................................... 15 CHAPITRE II : HELMINTHOSES ET PROTOZOOSES DIGESTIVES DES VOLAILLES ............................................................................................................................ 17 I. Généralités sur les parasites digestifs des volailles ........................................................... 17 I.1. Helminthes .................................................................................................................. 17 I.1.1. Plathelminthes ...................................................................................................... 17 I.1.1.1. Trématodes .................................................................................................... 17 I.1.1.2. Cestodes ........................................................................................................ 18 I.1.2. Némathelminthes ................................................................................................. 20 I.1.2.1. Nématodes ..................................................................................................... 20 I.2. Protozoaires ................................................................................................................ 22 I.2.1. Etiologie ............................................................................................................... 23 I.2.2. Cycle biologique .................................................................................................. 24 II. Epidémiologie des parasitoses digestives des volailles ................................................... 25 II.1. Epidémiologie descriptive ......................................................................................... 25 II.2. Epidémiologie analytique .......................................................................................... 26 II.2.1. Source des parasites ............................................................................................ 26 II.2.2. Mode d’infestation .............................................................................................. 26 II.2.3. Causes favorisantes............................................................................................. 27 xviii

II.2.4. Réceptivité et sensibilité ..................................................................................... 27 III. Pathogénie ...................................................................................................................... 28 IV. Etude clinique ................................................................................................................. 28 IV.1. Symptômes .............................................................................................................. 28 IV.1.1. Helminthoses ..................................................................................................... 28 IV.1.2. Protozooses ....................................................................................................... 29 IV.2. Lésions ..................................................................................................................... 30 IV.2.1. Helminthoses ..................................................................................................... 30 IV.2.2. Protozoaires ....................................................................................................... 30 V. Diagnostic des helminthoses et des protozooses de la volaille........................................ 31 V.1. Diagnostic épidémiologique ..................................................................................... 31 V.2. Diagnostic clinique ................................................................................................... 31 V.3. Diagnostic de laboratoire .......................................................................................... 32 V.3.1. Examen coprologique ......................................................................................... 32 V.3.1.1. Méthodes qualitatives .................................................................................. 32 V.3.1.2. Méthode quantitative ................................................................................... 33 V.3.2. Coproculture ....................................................................................................... 33 V.3.3. Technique ELISA ............................................................................................... 34 V.4. Diagnostic nécropsique ............................................................................................. 34 VI. Méthodes de luttes .......................................................................................................... 35 VI.1. Traitement ................................................................................................................ 35 VI.1.1. Anthelminthiques (TRONCY et CHARTIER, 2000) ....................................... 35 VI.1.2. Anticoccidiens ................................................................................................... 37 VI.2. Prophylaxie .............................................................................................................. 38 VI.2.1. Prophylaxie sanitaire ......................................................................................... 38 VI.2.2. Prophylaxie médicale ........................................................................................ 38 DEUXIEME PARTIE : ETUDE EXPERIMENTALE ...................................................... 39 CHAPITRE I : MATERIEL ET METHODES ........................................................................ 40 I. Contexte de l’étude............................................................................................................ 40

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II. Description de la zone d’étude ......................................................................................... 40 III. Matériel ........................................................................................................................... 42 III.1. Fiches d’enquêtes ..................................................................................................... 42 III.2. Matériel biologique .................................................................................................. 42 III.3. Matériel de laboratoire ............................................................................................. 42 IV.1. Enquête exploratoire ................................................................................................ 44 IV.2. Enquête transversale ................................................................................................ 44 IV.2.1. Population cible................................................................................................. 44 IV.2.2. Administration du questionnaire ....................................................................... 44 IV.2.3. Echantillonnage et de prélèvement ................................................................... 45 IV.3. Analyse de laboratoire ............................................................................................. 45 IV.3.1. Technique de flottation ..................................................................................... 46 IV.3.2. Technique de sédimentation.............................................................................. 46 V. Traitement des données ................................................................................................... 46 CHAPITRE II : RESULTATS ET DISCUSSION .................................................................. 48 I. Résultats ............................................................................................................................ 48 I.1. Caractéristiques de l’échantillon................................................................................. 48 I.2. Prévalence Globale ..................................................................................................... 48 I.2.1. Prévalence globale selon la région ....................................................................... 49 I.2.2. Prévalence globale selon la spéculation ............................................................... 50 I.2.3. Prévalence globale selon la pratique du vide sanitaire ........................................ 50 I.2.4. Prévalence globale par rapport au suivi vétérinaire ............................................. 51 I.2.5. Prévalence globale selon l’origine de l’eau ......................................................... 52 I.2.6. Prévalence globale selon le contact avec des oiseaux sauvages .......................... 52 I.2.7. Prévalence globale selon la présence de rotoluve à l’entrée de l’exploitation ....................................................................................................... 53 I.2.8. Prévalence globale selon la présence de pédiluve à l’entrée des bâtiments ........ 53 I.3. Prévalence spécifique ................................................................................................. 54 I.3.1. Prévalence spécifique selon la région .................................................................. 54 I.3.2. Prévalence spécifique selon le type spéculation .................................................. 54 xx

I.3.3. Prévalence spécifique selon la pratique du vide sanitaire .................................... 56 I.3.4. Prévalence spécifique selon le suivi vétérinaire .................................................. 56 I.3.5. Prévalence spécifique selon l’origine de l’eau ..................................................... 57 I.3.6. Prévalence spécifique en fonction du contact avec les oiseaux sauvages ........... 58 I.3.7. Prévalence spécifique en fonction de la présence de rotoluves .......................... 59 I.3.8. Prévalence spécifique en fonction de la présence de pédiluves ........................... 60 II. Discussion, recommandations et perspectives ................................................................. 61 II.1. Discussion ................................................................................................................. 61 II.1.1. Zone d’étude d’études et méthodologie .............................................................. 61 II.1.2. Prévalences globales et spécifiques .................................................................... 61 II.1.3. Prévalence et facteurs de variation ..................................................................... 62 II.2. Recommandations ..................................................................................................... 66 II.2.1. Aux autorités des services d’élevage .................................................................. 66 II.2.2. Aux aviculteurs ................................................................................................... 66 II.2.3. Aux vétérinaires .................................................................................................. 66 II.3. Perspectives ............................................................................................................... 67 CONCLUSION ....................................................................................................................... 68 REFERENCES BIBLIOGRAGRIQUES ............................................................................ 70 WEBOGRAPHIE ................................................................................................................... 76

xxi

INTRODUCTION La Côte d’Ivoire est un pays d'Afrique de l'Ouest avec une superficie de 322 463Km2, et une population estimée en 2014 à 23 millions d’habitants (RGPH, 2014). L’économie nationale est basée sur le secteur primaire dominé essentiellement par l’agriculture. Elle emploie 2/3 de la population active et contribue au PIB total pour 24% et aux recettes d’exportation pour 58% en 2013 (EHRHART, 2015). L’élevage reste encore une activité économique en développement, avec une contribution d’environ 4,5% au PIB agricole et 2% au PIB total (MIRAH, 2014). Mais la sécheresse qui menace la zone sahélienne, principale zone d’élevage de la sous-région, et les besoins croissants de la population

en protéines animales, ont amené le gouvernement ivoirien à

promouvoir l’élevage des animaux à cycle court à savoir les porcins, les petits ruminants et la volaille essentiellement le poulet.

Cependant, cette filière est confrontée à de nombreuses difficultés qui freinent son développement notamment la qualité et le coût de l’alimentation, la concurrence déloyale des produits avicoles importés mais également les problèmes pathologiques. Les pathologies les plus fréquentes sont dues aux épidémies notamment les maladies infectieuses et aux infestations parasitaires (PARENT et al., 1999), plus précisément les parasitoses gastro-intestinales. Ces pathologies parasitaires entraînent souvent une diminution de la résistance organique des animaux, ce qui les rend sensibles aux maladies infectieuses. En outre, leurs actions pathogènes entraînent aussi une baisse de la production et de la productivité. Pourtant, nous ignorons les principales espèces parasitaires des élevages avicoles intensifs en Côte d'Ivoire alors qu'une identification des agents pathogènes à l’origine des parasitoses gastro-intestinales chez les volailles (poulets) permettrait d’envisager des moyens de luttes efficaces. C’est dans cette optique que nous avons choisi de travailler sur le thème « Etude du parasitisme

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gastro-intestinal dans les élevages avicoles des zones d’Abidjan et d’Agnibilékrou (Côte d’Ivoire)».

L’objectif général de ce présent travail est de contribuer à l’étude du parasitisme gastro-intestinal dans les élevages avicoles des zones d’Abidjan et d’Agnibilékrou. Pour atteindre cet objectif général, il est nécessaire de déterminer la prévalence et les principaux facteurs de variation des infestations par

les

parasites

gastro-intestinaux

dans

les

fermes

d’Abidjan

et

d’Agnibilékrou ; ainsi que les taux d’infestation globaux et spécifiques dans les fermes et d’identifier les facteurs principaux de la variation de ces infestations.

Ce travail est présenté en deux parties. Une partie consacrée à la revue de la littérature où nous présenterons la filière avicole en Côte d’Ivoire et les parasitoses gastro-intestinales chez les volailles. La seconde partie est consacrée à notre étude expérimentale sur la prévalence des infestations et les facteurs de variation de cette prévalence.

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PREMIERE PARTIE : REVUE DE LA LITTERATURE

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CHAPITRE I : FILIERE AVICOLE EN COTE D’IVOIRE I. Evolution de la filière avicole en Côte d’Ivoire Depuis 1960, le gouvernement ivoirien a démarré la mise en place des structures pour initier la population à l’aviculture moderne afin de faire face à la sècheresse qui a rendu difficile l’approvisionnement en viande des pays côtiers (MIRAH, 2014). Dès lors, plusieurs sociétés, à l'image de la Société de Développement des Productions Animales (SODEPRA), ont été mises en place.

A partir de 1976, des structures privées ont commencé à s'installer progressivement sur le territoire national (IPRAVI, 2013a). Le désengagement de l’Etat face aux activités de production et de commercialisation au profit du secteur privé a conduit à la disparition de la SODEPRA en 1992 (MIRAH, 2013) et depuis 1995, l’Interprofession Avicole Ivoirienne (IPRAVI) a été mise en place (FIRCA, 2011). Elle compte aujourd’hui 4 associations que sont l’Union des Aviculteurs de Côte d’Ivoire (UACI), l’Association des Industriels de la Filière Avicole Ivoirienne (INTERAVI), l’Association Nationale des Aviculteurs de Côte d’Ivoire (ANAVICI), l’Association Nationale des Revendeurs de produits avicoles de Côte d’Ivoire (ANAREVCI).

Hormis l’IPRAVI, l’Agence Nationale d’Appui au Développement Rural (ANADER) créée en 1994, le Laboratoire National d’Appui au Développement Agricole (LANADA), créé en 1991 et le Fonds Interprofessionnel pour la Recherche et le Conseil Agricoles (FIRCA) créé en 2002, ont beaucoup œuvré pour la promotion de la filière avicole (MIRAH, 2013).

II. Importance socio-économique de l’aviculture L’aviculture qu’elle soit traditionnelle ou moderne joue un rôle socioéconomique très important en Afrique en général et en Côte d’Ivoire en particulier. En effet, le poulet issu de l’aviculture traditionnelle intervient dans diverses cérémonies familiales et religieuses à savoir les naissances, les 4

baptêmes, les circoncisions, les mariages, les décès (SAVANE, 1996). Pour les pratiques sacrificielles, la coloration de la robe du poulet et l’aspect de ses plumages sont des facteurs importants à considérer (TRAORE, 2006).

L’aviculture moderne quant à elle, a pris son essor dans la sous-région ouest africaine à partir des années 80, elle s’est vraiment développée dans les régions côtières comme la Côte d’Ivoire et le Sénégal (UOFA/UEMOA, 2008). En effet, elle réalise un chiffre d’affaires d’au moins quatre-vingt (80) milliards de francs CFA par an et créé jusqu’à trente (30) milles emplois directs et cent (100) milles emplois indirects. Cette filière est aussi un débouché important pour les produits agricoles et sous-produits agro-industriels (IPRAVI, 2013b).

III. Types de production III.1. Production de poulets de chair Les animaux sont de race améliorée, sélectionnés spécialement pour la production de viande dans un court délai, les souches Cobb, Ross, Hubard, Vedette et Jupiter sont les souches exploitées en Côte d’Ivoire (IPRAVI, 2006).

III.2. Production de poules pondeuses Les souches exploitées dans cette production sont le Warren, Isabrown, Hy-line.

III.3. Elevage des reproducteurs Les reproducteurs sont les parents des poulets de chair et des poules pondeuses.

Dans l’élevage des reproducteurs, les mâles et les femelles sont élevés séparément. Les mâles ne sont introduits chez les femelles que pendant la période de ponte ; pour permettre aux femelles de pondre des œufs fécondés.

Les œufs pondus sont ensuite conservés à 15°C après tri car, ils ne doivent pas être ni trop petits, ni trop gros, ni fêlés, ni cassés (KANON, 2015). Ces œufs fécondés sont vendus aux accouveurs dont le rôle se limite à la couvaison et la production des poussins d’un jour. Certains éleveurs de reproducteurs possèdent 5

des couvoirs si bien qu’ils produisent eux-mêmes les poussins d’un jour. Selon FAO, 2008, cinq (5) opérateurs ont été identifiés dont quatre (4) à Abidjan (ALCI, FACI, PROVETO, SIPRA) et un (1) à Agnibilékrou (FOANI).

L’élevage des reproducteurs à un cheptel tournant autour de 280 000 têtes par an (IPRAVI, 2013a) avec une capacité de production annuelle de trente (30) millions de poussins d’un jour. Cette capacité est sous exploitée puisque la distribution de ces poussins d’un jour tourne autour de six (6) à huit (8) millions par an. Ce qui correspond à 30% de la capacité cumulée (MINAGRA, 2000).

IV. Races avicoles exploitées En côte d'Ivoire, se trouvent des races traditionnelles (Gallus bankiva, Gallus lafayette, Gallus sonnerattii, Gallus varius) et exotiques de poulet que sont : Rhode Island Red, Sussex herminé, New hampshire, Bleu de Hollande, Wyandotteblanche, Leghorn blanche (IPRAVI, 2006). Les races traditionnelles ont une faible productivité mais sont rustiques, de bonnes couveuses, et protègent bien leurs progénitures. Contrairement aux volailles de race traditionnelle, ceux de race exotique ont une productivité élevée, elles sont fragiles, très susceptibles aux pathologies et sont de mauvaises couveuses (GOUTIMOT, 2015).

V. Organisation de la production V.1. Système de production V.1.1. Système d’élevage avicole villageois ou secteur 4 L'aviculture villageoise produit des volailles qui constituent l’une des sources non négligeables de protéines en Côte d’Ivoire. Elle est généralement pratiquée en milieu rural mais parfois en milieu urbain avec des volailles de races locales ou indigènes et un effectif pouvant varier entre 10 à 100 volailles. Les volailles issues

de

ce

type

d’élevages

sont

destinées

essentiellement

à

l’autoconsommation (FAO, 2008).

6

V.1.2. Secteur commercial système d’élevage avicole semi-intensif ou secteur 3 Dans ce système de production, les volailles sont de races améliorées, élevées en claustration au sol ou en semi confinement et nourries avec des aliments provenant des industries spécialisés. Les produits issus de ce type d’élevage sont vendus au marché des volailles vivantes (FAO, 2008).

V.1.3. Système d’élevage intensif de poulets commerciaux ou secteur 2 La plus importante demande en protéines animales est comblée par les oiseaux provenant de ce secteur qui s’est développé autour des centres urbains. Il est axé sur la production d’œufs de consommation, de poulets de chair et de poules de réforme destinées à la commercialisation (FAO, 2008).

V.1.4. Système d’élevage industriel et intégré ou secteur 1 Le système industriel et intégré est un système à haut niveau de biosécurité et correspond aux unités de production de poussins (Accouveurs) et aussi aux fabricants d’aliments pour volaille. Mais il n’est pas très développé en Côte d’ivoire. La Côte d’Ivoire possède 8 couvoirs sur le plan national dont sept dans le sud du pays (FACI, ALCI, FOANI Services, SIPRA, IVOIRE POUSSIN, SAPB, PROVETO) mais certaines sociétés ne produisant plus de poussins mettent en location leurs locaux à d’autres comme AVYCI et DOMAK (FAO, 2008).

V.2. Circuit de commercialisation Le circuit de commercialisation des produits avicoles et leurs dérivés est scindé en deux : le circuit traditionnel et le circuit moderne.

V.2.1. Circuit traditionnel (informel) Les circuits informels absorbent près de 90% des volumes échangés des ventes des poulets de chair en Côte d’Ivoire. Dans ce circuit, les volailles sont 7

collectées vivantes au niveau des villages pour être acheminées dans les zones de vente et de consommation qui sont plus centrées dans les grandes agglomérations comme Abidjan. Les poulets ainsi que les œufs sont concernés par ce circuit. Ils sont vendus soient directement aux consommateurs, soient après un passage par le marché. Selon une étude réalisée par la FAO (2008), les volailles traditionnelles proviennent essentiellement de Korhogo, Katiola, Ouangolo, Bouaké, Bouna mais aussi du Burkina Faso.

V.2.2. Circuit moderne (formel) Les poulets et les œufs concernés par le circuit de commercialisation moderne (Figure 1) sont issus surtout des élevages de type industriel, semi industriel et semi-intensif périurbain. Les poulets issus des fermes sont conduits dans les abattoirs ou ateliers d’abattage avant d’être commercialisés dans les magasins de vente, allant des dépôts aux supermarchés de la place. Quant aux œufs, après qu’ils aient été calibrés et présentés dans des barquettes allant de six à trente unités, ils sont commercialisés dans le même circuit que celui des volailles (FAO, 2008).

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Figure 1 : Circuit de commercialisation des produits avicoles en Côte d’Ivoire Source : FAO, 2008 V.3. Encadrement de la filière V.3.1. Encadrement technique V.3.1.1. Structures publiques En 1970, la Société de Développement des Productions Animales (SODEPRA) a remplacé les Centres Avicoles crées par l’Etat en 1960 pour la promotion de l’élevage (ESSOH, 2006). En aviculture, elle intervenait dans les élevages n’ayant pas d’encadrement privé en leur fournissant des intrants, des équipements et assurait aussi le suivi technique de l’élevage. La SODEPRA

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intervient aussi dans la formation des encadreurs dans les programmes de prophylaxie et les techniques améliorées de l’aviculture (BOUA, 1993).

En 1994, l’Agence Nationale d’Appui au Développement Rural (ANADER) a remplacé la SODEPRA dissolue la même année mais a été remplacée par les structures privées car n’ayant pas pu mener à bien les missions qui lui avaient été confiées (M’BARI, 2000).

V.3.1.2. Structures privées Les structures privées ont commencé à suppléer l’Etat à partir de 1976. Ces structures regroupent les firmes industrielles, les grossistes importateurs de produits vétérinaires et les vétérinaires cliniciens installés en clientèle privée.

Ces firmes agissent dans la filière sous deux formes à savoir l’encadrement libre et contractuel. L’encadrement libre a pour principal but la fidélisation des clients. C’est ainsi que la majeure partie des firmes, des représentants des firmes pharmaceutiques

ou

vétérinaires

grossistes

disposent

d’une

équipe

d’encadrement technique qui est chargée de suivre les clients ou de les encadrer bénévolement. L’encadrement contractuel est une initiative des vétérinaires cliniciens installés en clientèle privée. Le vétérinaire signera dans ce cas un contrat de six (6) mois avec l’éleveur pour un suivi technique de l’élevage et la rémunération varie de 120 000Fcfa à 180 000Fcfa (M’BARI, 2000).

V.3.2. Informations et formations La formation des agents du secteur de l’élevage comme les ingénieurs zootechniciens, les agents d’exécutions est assurée localement sauf les docteurs qui sont formés hors du pays. Le suivi des activités et des programmes de prophylaxie sanitaire et médicale est assuré par les vétérinaires-conseils (NGANDEU et NGATCHOU, 2006). Selon KONE (2007), l’apparition de l’Influenza Aviaire Hautement Pathogène (IAHP) a réduit l’espoir des acteurs de la filière, ce qui a fait réagir les acteurs publics et privés à savoir le Ministère de 10

la Production Animale et les Ressources Halieutiques (MIPRAH) et les organisations internationales (FAO, OIE, OMS) à travers l’organisation de missions, de séminaires, d’ateliers de formations et de sensibilisations dont les thèmes tournent autour de l’Influenza Aviaire Hautement Pathogène (IAHP) et des moyens de lutte appropriés. Ces sessions ont permis aux professionnels du secteur avicole de maîtriser les bonnes pratiques d’hygiène et d’améliorer la communication entre l’administration et les structures d’encadrement d’une part et entre les producteurs et les opérateurs économiques d’autre part (BAKAYOKO, 2007).

V.4. Financement de l’aviculture ivoirienne Le financement de l’aviculture en Côte d’Ivoire a été assuré essentiellement par l’Etat ivoirien, l’Union Européenne, la République Française, l’Etat d’Israël et les particuliers.

V.4.1. Etat ivoirien L’intervention de l’Etat dans l’aviculture ivoirienne a commencé dans les années 1990 par des prélèvements compensatoires pour limiter les importations de volailles congelées. Le financement de l’Etat ivoirien repose de nos jours sur le Plan Stratégique de la Relance de l’Aviculture (PSRA) qui doit tenir sur dix (10) ans de 2012-2021. Ainsi, à travers ce plan, l’Etat mobilise des ressources destinées au développement de la filière avicole, finance les projets et les gère (IPRAVI, 2013c).

Un fonds de garantie du secteur avicole a été mis en place par l’Etat afin de garantir des prêts aux aviculteurs et à leurs organisations professionnelles.

V.4.2. Union Européenne L’Union Européenne a été à l’origine de plusieurs financements dans le secteur avicole ivoirien à travers certaines structures telles que le Centre de Coopération 11

Technique Agricole (CTA) situé au Pays-Bas et l’UE-ACP Business Assistance Scheme (EBAS). Elle a régulièrement financé (à hauteur de 50%) les études sur la filière avicole en Côte d’Ivoire jusqu’en 2003 (NGUESSAN, 2009).

V.4.3. Agence Française de Développement (AFD) La République française à travers l’AFD finançait sous forme de crédit l’aviculture ivoirienne jusqu’en 2000. L’Etat a toujours été le premier bénéficiaire de ces financements, il a fallu attendre 1998 pour qu’il soit dirigé vers l’IPRAVI et l’UACI. V.4.4. Etat d’Israël Le volet formation du secteur avicole ivoirien a été constamment accompagné par l’Etat d’Israël. En 2002, l’Etat israélien a financé et a mis à la disposition de la Côte d’Ivoire des experts zootechniciens et vétérinaires pour la formation des membres de l’IPRAVI. V.4.5. Financement par les particuliers De nos jours, les investisseurs dans le domaine de l’aviculture en côte d’Ivoire s’appuient sur leurs fonds propres, l’aide venant de la famille, des fonds sociaux remboursables ou pas à travers les institutions de micro-finance (KONAN, 2013).

VI. Contraintes de l’aviculture en Côte d’Ivoire Malgré les acquis, tant au niveau de l’organisation que du financement dans l’aviculture en Côte d’Ivoire, les progrès dans l’aviculture ivoirienne restent toujours insuffisants du fait de certaines contraintes.

VI.1. Contraintes liée à la gouvernance du secteur Le cadre institutionnel et réglementaire ne répond plus aux réalités actuelles et les textes en vigueur ne prennent pas en compte l’ensemble des activités liées 12

aux ressources animales. Pour cela, les mesures favorisant l’exercice de la médecine vétérinaire en clientèle privée doivent être revues et renforcées. En 1993, l’Etat s’est désengagé de la production agricole, l’élevage y compris en créant l’ANADER pour le conseil agricole en 1994 et le FIRCA en 2002 pour le financement de la recherche et du conseil agricole. Malgré cette restructuration, le conseil agricole reste toujours déficient du fait de son coût élevé et de la capacité d’autofinancement limitée des agro-éleveurs (MIRAH, 2014).

VI.2. Contraintes liées à la production Les coûts élevés des intrants, le non-respect des normes zootechniques et l’utilisation d’aliments ou matières premières alimentaires impropres à l’expression des performances zootechniques ont un impact important sur la production avicole ivoirienne (MBARI, 2000; AHAMET, 2004).

Cette situation favorise l’importation de viande de volaille en Afrique de l’Ouest, car les produits importés sont plus accessibles et de meilleures qualités que les produits locaux (GUEYE, 2001).

VI.3. Contraintes liées à la commercialisation des produits avicoles Les contraintes au niveau de la commercialisation découlent des contraintes rencontrées lors de la production. Le circuit de la commercialisation n’étant pas bien maîtrisé, le prix sur le marché ne peut être maîtrisé par le producteur. Cette situation entraine une hausse des prix des produits. Toutes ces variations de prix ont trois niveaux d’impact : d’abord sur le pouvoir d’achat des consommateurs, ensuite sur la prise de décision dans la production et enfin sur la chaîne d’ajustement dans l’économie (WESTLAKE, 1993).

Pour un développement de l’élevage, le niveau des facteurs et produits issus et l’efficacité de la commercialisation doivent constituer un ensemble cohérent (ABBOTT, 1987).

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VI.4. Contraintes zootechniques Les problèmes d’approvisionnement en intrants, les faibles performances des élevages et les problèmes liés à la qualité et à la normalisation des produits avicoles sont les principales contraintes zootechniques rencontrées dans le milieu avicole en Côte d’Ivoire (MIRAH, 2012). La disponibilité des intrants, notamment les poussins d’un jour est variable sur le marché en fonction de la période de l’année. Elle est tantôt déficiente, tantôt en excès. Cette contrainte s’explique par l’absence de planification de l’offre et de la demande, l’apparition, à certaines périodes de l’année, d’éleveurs occasionnels, l’insuffisance de production des accouveurs industriels et la concentration des couvoirs à Abidjan loin des élevages se trouvant à l’intérieur du pays.

La disponibilité en qualité et en quantité du maïs est problématique. Cela est dû à deux principaux facteurs à savoir la compétition pour sa consommation entre les besoins humains et ceux des animaux et l’insuffisance de silos de stockage.

La fabrication d’aliments de qualité pour les volailles nécessite l’importation de certains produits tels que les prémix vitaminés et certains acides aminés car ces derniers sont indisponibles sur le marché national ; de ce fait, le prix de revient de l’aliment de volailles est assez élevé.

Sur le plan national, la fabrication d’aliments industriels est assurée par huit (8) opérateurs. Cinq (5) de ces opérateurs sont situés à Abidjan mais ne font pas des aliments qui respectent les normes internationales, ce qui crée des incompréhensions entre industriels et éleveurs. Certains élevages modernes fabriquent leurs propres aliments compte tenue de la cherté des aliments, d’où leur contre-performance (MIRAH, 2012).

VI.5. Contraintes liées au financement L’élevage est confronté à une insuffisance de financement due à une réticence des banques à l’accompagnement, et une inexistence de structures adaptées de 14

financement (MIRAH, 2014). La réticence des banques est due au risque élevé de mortalité des animaux, au sinistre mais surtout à un manque de garantie suffisante. Certains grands exploitants qui ont eu accès au crédit se plaignent du taux d’intérêt qui est trop élevé comparativement à la rentabilité des élevages avec des répercussions sur le coût de production mais aussi sur le prix de vente à la consommation. L’absence d’une structure de financement adaptée au secteur avicole constitue aussi un frein à son développement (MIRAH, 2012).

VI.6. Contraintes socio-environnementales La croissance démographique en Côte d’Ivoire était de 2,6% au dernier recensement (RGPH, 2014), d’où une demande croissante en protéines animales (MIRAH, 2012).

Les contraintes sociales dans le secteur avicole en Côte

d’Ivoire résident dans les inégalités liées au genre, au faible taux d’instruction et d’alphabétisation des éleveurs (NGUESSAN, 2015).

La dégradation de la végétation, le changement climatique sont des facteurs environnementaux qui entravent le développement de l’aviculture en Côte d’Ivoire. La demande en protéines animales dans ce pays croît deux fois plus vite que l’offre, et pour satisfaire cette demande, les moyens mis en œuvre doivent affecter le moins possible l’environnement (MIRAH, 2013).

VI.7. Contraintes sanitaires Malgré l’existence de mesures de biosécurité au sein de certaines exploitations du secteur avicole ivoirien, des contraintes sanitaires perdurent à différents niveaux notamment l'insuffisance de ressources humaines qualifiées pour l’encadrement sanitaire, le manque d'hygiène des locaux, l'absence de veille sanitaire et épidémiologique ainsi que le manque de normalisation de la biosécurité dans les élevages et sur les marchés.

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Dans les élevages modernes, ces normes de biosécurité ne sont pas toujours optimales, ce qui est l’origine de la survenue de l’Influenza Aviaire Hautement Pathogène en 2006 en Côte d’Ivoire (MIRAH, 2012).

De nombreuses pathologies sévissent encore dans le milieu avicole ivoirien, ce qui constitue une entrave à son développement. Ces pathologies sont divisées en quatre groupes : pathologie d’origine bactérienne, virale, parasitaire et affections diverses. Les investigations de BITTY (2013) au Laboratoire Central Vétérinaire de Bingerville (LCVB) ont montré que les colibacilles, suivies des streptococcies puis des salmonelles sont les principales espèces bactériennes rencontrées dans les élevages dans les élevages avicoles en Côte d’Ivoire. Quant aux pathologies virales, les pathologies les plus fréquentes sont la maladie du Newcastle, la variole aviaire et faiblement la maladie de Gumboro. Pour les pathologies parasitaires, les parasites continuellement rencontrés sont d’abord les coccidies, ensuite des ascaris et enfin des taenias. Parmi ces agents pathogènes d'origine diverse, les parasites du tube digestif jouent un rôle important et peuvent entraver considérablement la production avicole.

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CHAPITRE II : HELMINTHOSES ET PROTOZOOSES DIGESTIVES DES VOLAILLES I. Généralités sur les parasites digestifs des volailles Le tractus digestif des volailles est susceptible d’héberger des vers (parasites) en son sein. Ces parasites pouvant appartenir à la famille des helminthes ou des protozoaires.

I.1. Helminthes I.1.1. Plathelminthes I.1.1.1. Trématodes Les vers trématodes se rencontrent chez les oiseaux mais à une fréquence faible chez nos espèces domestiques car peu exposées (VILLATE, 2001). Au niveau du tube digestif des oiseaux, les Brachylaemidés sont à l’origine de cette infestation (BUSSIERAS et CHERMETTE, 1995), et dans une moindre mesure les Echinostomatidés et les Notocotylidés car il n’y a pas de certitudes dans leur implication (TRONCY ET CHARTIER, 2000).  Helminthologie descriptive Brachylaemus commutatus et Prosthogonimus sont des trématodes capables d’infester les galliformes. La transmission se fait respectivement par un mollusque terrestre et une libellule (TRONCY et CHARTIER, 2000) qui sont des hôtes intermédiaires.  Cycle évolutif L’œuf, expulsé avec les fèces dans le milieu extérieur, donne un embryon. Si l’éclosion a lieu dans l’eau, le miracidium ou la larve nage pour retrouver un hôte intermédiaire sinon il meurt. Si elle a lieu sur le sol, l’éclosion de l'œuf donne un miracidium après une ingestion de l’œuf par un hôte intermédiaire qui est un annélidé (ver) ou un insecte (mouche). Chez cet hôte intermédiaire, le 17

miracidium se transforme successivement en sporocyste, rédie, cercaire, l’enkystement se fait chez un deuxième hôte intermédiaire représenté par un crustacé (Cyclops, gammarus) donnant la métacercaire, forme infestante du parasite (GUERIN et al., 2011). Cette métacercaire sera ingérée par l’hôte définitif qu’est l’oiseau (poulet) capable d’héberger le stade adulte du parasite et ce sont ces adultes qui pondront les œufs afin de permettre la reprise du cycle.

I.1.1.2. Cestodes Ce sont des parasites obligatoires à cycle hétéroxène c’est-à-dire que la présence d’au moins un hôte intermédiaire est nécessaire pour la contamination de l’hôte définitif. Dans l’ordre des cyclophyllidea (BUSSIERAS et CHERMETTE, 1995), il y a trois familles de cestodes qui se rencontrent essentiellement chez les oiseaux (Tableau I). Ce sont les Hyménolépididés, les Davaineidés et les Fimbriariinés (VILLATE, 2001).

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 Etiologie Tableau I : Espèces de parasites de la classe des cestodes chez le poulet Parasites

Localisation

Cycle

Hôte Intermédiaire

Davainea proglottina

Muqueuse

Indirect

intestinale Cotugnia digonopora

Mollusque terrestre

Intestin grêle

Indirect

Fourmi

Intestin grêle

Indirect

Fourmi

Raillietina : R.echinobothrida, R. tetragona,

Mouche

R. cesticillus

Mouche

Hymenolepis : H. carioca,

Intestin grêle

Indirect

Coléoptère ou diptère

H. cantaniana

muscidé Fimbriara fasciolaris

Intestin grêle

Mal connu

Crustacé d’eau douce

Amoebotaenia cuneata

Intestin grêle

Indirect

Ver de terre

Choanotaenia

Intestin grêle

Indirect

Coléoptère ou

infundibulum

diptère muscidé

Source : TRONCY et CHARTIER, 2010

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 Cycle évolutif Les œufs sont produits par les anneaux terminaux des vers adultes et sont libérés dans le milieu extérieur avec les matières fécales. Ces œufs avec un embryon hexacanthe vont se transformer en larve pour infester un hôte intermédiaire qui est une fourmi ou une mouche dans le cas d’une infestation par Raillietina. Une fois l’hôte intermédiaire ingéré par l’hôte définitif la forme adulte du parasite se développera dans l’intestin de ce dernier (TRONCY et CHARTIER, 2000 ; GUERIN et al., 2011).

I.1.2. Némathelminthes I.1.2.1. Nématodes Leur embranchement est divisé en deux classes et six ordres (BUISSIERAS et CHERMETTE, 1995) dont quatre (Ascaridia, Strongylida, Spiruda et Trichinella) (Tableau II) sont susceptibles d’infester le tube digestif des poulets.

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 Etiologie Tableau II : Espèces de la classe des nématodes Localisation

Cycle

HI

Intestin grêle Strongyloïdes : S.avium, S. oswaldoi

Direct

absent

Parasites

Hartertia gallinarum

Jéjunum et quelquefois Indirect région antérieurs TD

Termite

Cheilospirura hamulosa

Paroi gésier

Criquet

Synhimantus spiralis

Proventricule parfois gésier, Indirect œsophage et intestin

Cloporte

Streptocara pectinifera

Muqueuse gésier

Indirect

Gammare

Tetrameres spp

Proventricule

Indirect

Crustacé insecte

Subulura brumpti

Caecum

Indirect

Blatte

Allodapa suctoria

Caecum

Indirect

Coléoptère ou dictyoptère

Direct

Absent

Direct

Absent

Heterakis : H.gallinarum,

Indirect

ou

Caecum

H.dispar Ascaridia : A. galli, Intestin grêle A.numidae Capillaria caudinflata,

Intestin grêle

Capillaria contorta,

Œsophage

Absent Direct ou Indirect Vers de terre

Capillaria obsignata Caecum Syngamus trachea

Trachée poumons

Indirect

Vers de terre

Source : TRONCY et CHARTIER, 2000

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 Cycle évolutif Le cycle évolutif des nématodes comprend deux phases à savoir une phase exogène et endogène. La phase exogène débute par l’élimination des œufs dans le milieu extérieur avec les matières fécales ou dans le mucus de l’arbre respiratoire lors d’une toux dans le cas de Syngamus (VILLATE, 2001). Une fois dans le milieu extérieur, l’œuf s’embryonne rapidement lorsque les conditions du milieu lui sont favorables (l’humidité de la litière, le manque de ventilation

et

la

promiscuité

entre

les

oiseaux)

(BUISSERAS

et

CHERMETTE, 1995) pour donner une larve L3. La larve est plus résistante lorsqu’elle demeure dans l’œuf ; elle devient très sensible si elle sort de l’œuf.

La phase endogène débutera par l’ingestion de la larve L3 qui peut être ingérée directement par l’hôte définitif ou ingérée à travers un hôte intermédiaire qui est une termite dans le cas de Hartertia gallinarum (TRONCY et CHARTIER, 2000). Dans le cas de Ascaridia galli, la forme infestante est la larve L1.

L’ingestion de cette dernière se fera avec l’œuf, elle sera libérée une fois au niveau de l’estomac et la L1 colonisera l’estomac et se transformera après une mue en L2. Cette L2 pénètrera dans la muqueuse intestinale pour séjourner dans la paroi digestive pendant une dizaine de jours. Une nouvelle mue aura lieu pour donner une larve L3 prête à devenir adulte dans la lumière de l’intestin. Ce sont les formes adultes qui après accouplement donneront des œufs qui seront excrétés dans le milieu extérieur avec les fèces ainsi un autre cycle reprendra (VILLATE, 2001).

I.2. Protozoaires Mis à part les maladies parasitaires dues à des helminthes, il existe des maladies parasitaires causées par des protozoaires chez les volailles. Trichomonas gallinarum, Histomonas meleagridis sont respectivement à l’origine de la trichomonose et de l’histomonose; Crysptosporodium tyzzeri, Crysptosporidium meleagridis,Cryptosporidium

baileyi

provoquent

des

cryptosporidioses.

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Certaines espèces rares à savoir Plasmodium gallinaceum, Leucocytozoon caullerryi, Leucocytozoon caullerryi, Aegiptianella pullorum, Toxoplasma gallinae (VILLATE, 2001). Les espèces à l’origine de la coccidiose (Tableau III) sont du genre Eimeria et ont une répartition cosmopolite (MEKALTI, 2003).

I.2.1. Etiologie Tableau III : Espèces de coccidies Parasites

Localisation

Cycle

Hôte Intermédiaire

E. acervulina

Partie

antérieure

de Direct

Absent

l’intestin E. brunetti

Partie post. de l’intestin

Direct

Absent

E. maxima

intestin

Direct

Absent

E. mitis

Partie moy.intestin

Direct

Absent

E. necatrix

Partie moy.intestin

Direct

Absent

E. praecox

Intestin grêle

Direct

Absent

E. tenella

Intestin, duodenum, caecum Direct

Absent

Tétratrichomonas

Cavité buccale, pharynx, Direct

Absent

gallinarum

œsophage, jabot Direct

Histomonas meleagridis

Caecum

Absent

Indirect Heterakis gallinarum

Source : CORRAND et GUERIN, 2010 23

I.2.2. Cycle biologique Avec une phase se déroulant à l’intérieur puis à l’extérieur de l’hôte, le cycle des Eimeria sp. (Figure 2) est diphasique et aussi monoxène, c’est-à-dire qu'il ne nécessite pas un hôte intermédiaire pour la contamination de l’hôte (VILLATE, 2001). Une fois l’oocyste dans le milieu extérieur, s’il trouve les conditions favorables de température et d’humidité, il sporule jusqu’à devenir infestant ; cette phase est appelée sporogonie.

Les oocystes sporulés présentent 4

sporocystes contenant chacun 2 sporozoïtes (YVORE, 1992). Ces formes sporulées, une fois ingérées par un poulet, les coques des oocystes seront brisées suite à l’action mécanique du gésier pour libérer les sporocystes; cependant l’action de cet organe ne serait pas indispensable (IKEBA, 1956). Les sporocystes vont être dégradés pour libérer les sporozoïtes qui envahiront les cellules de la paroi intestinale sous l’action de la trypsine et de la bile (Mc DOUGALD, 2003). Une fois à l’intérieur de la cellule hôte, les sporozoïtes subiront une phase de reproduction asexuée (Schizogonie et mérogonie) qui aboutira à la production de mérozoïtes, libérées par éclatement des cellules infestées et seront capables de pénétrer dans de nouvelles cellules. Dans ces cellules hôtes, les mérozoïtes évolueront en macrogamontes qui donneront des microgamètes (mâles) et des macrogamètes (femelles) qui après fécondation donneront des oocystes. Ces oocystes seront libérés dans le milieu extérieur avec les fientes (Mc DOUGALD, 2003), ainsi un nouveau cycle reprendra si cet oocyste, une fois sporulé, est ingéré par un hôte sensible.

24

Figure 2 : Cycle évolutif de Eimeria sp Source : CREVIEU et NACIRI, 2001 II. Epidémiologie des parasitoses digestives des volailles II.1. Epidémiologie descriptive Les parasitoses et les protozooses digestives des volailles sont généralement cosmopolites (BUISSIERAS et CHERMETTE, 1995). Avec une fréquence variable en Afrique en général (TRONCY et CHARTIER, 2000) et en Afrique de l’ouest en particulier. Des études réalisées au Bénin par AMOUSSOU (2007) sur les poulets traditionnels ont révélé une prévalence de 68,58%. Au Sénégal, DIOP (1996) a trouvé que 51,4% des poulets industriels et 93,7% de poulets 25

traditionnels sont parasités. Ces études montrent que la fréquence des parasitoses digestives est assez élevée en Afrique de l’ouest.

II.2. Epidémiologie analytique II.2.1. Source des parasites Les sources de contamination des oiseaux sont soit vivantes, soit inertes. Pour la source vivante, la contamination peut être directe ou indirecte. Quand elle est directe, les oiseaux infestés sont la source des parasites car ceux-ci libèrent dans leurs matières fécales des œufs d’helminthes ou les oocystes de coccidies (YVORE, 1992) tandis que dans le cas où cette contamination est indirecte, les vecteurs mécaniques (matériel d’élevage) ou divers invertébrés (BUISSIERAS et CHERMETTE, 1995) à l’exemple des ténébrions sont à l’origine de la transmission de la coccidiose (GUERIN et CORRAND, 2010). TRONCY et CHARTIER (2000) ont découvert aussi qu’un contact avec des oiseaux sauvages est l’une des potentielles sources de contamination des élevages par certains nématodes à l’exemple de la Syngamus trachea.

Il y a également des sources dites inertes que sont le sol, la litière, l’eau de boisson souillée par les éléments de dissémination et de résistance des parasites à cycle biologique directe qui jouent un rôle dans la transmission des parasites gastro-intestinaux (YVORE, 1992 ; CHERMETTE, 1992).

II.2.2. Mode d’infestation Les parasites gastro-intestinaux infestent les volailles dans la majeure partie des cas par la voie buccale ; soit par ingestion des œufs embryonnés infestants (contenant la larve L3) sous forme libre dans le milieu extérieur ou en passant par un ver qui est un hôte d’accumulation et de dissémination (hôte paraténiques) facultatif pour les Ascaridia et Heterakis (CHERMETTE, 1992), soit par ingestion des hôtes intermédiaires contenant les larves infestantes (L3)

26

ou d’oocystes sporulés pour la coccidiose (BUISSIERAS et CHERMETTE, 1995).

II.2.3. Causes favorisantes Les périodes chaudes et humides, la forte densité des poulets, l’absence d’hygiène ou mauvaise désinfection, le manque d’hygiène avec des abreuvoirs qui débordent, le manque de ventilation, l’humidité de la litière, la promiscuité des jeunes poussins avec les plus âgés qui sont porteurs de parasites, les déplacements anarchiques des personnes (visiteurs ou personnels) allant d’un élevage à un autre véhiculant des litières souillées sont autant de facteurs qui favorisent les infestations par les parasites gastro-intestinaux. BUISSIERAS et CHERMETTE (1995) ont mis en évidence le système d’élevage comme facteur favorisant en soulignant que la faible fréquence des parasitoses gastrointestinales à transmission indirecte dans les élevages industriels est due à une rareté des hôtes intermédiaires. Dans la coccidiose aviaire, d’autres facteurs à savoir l’hôte, le parasite, et les conditions d’élevages influencent le parasitisme (TRONCY et CHARTIER, 2000).

II.2.4. Réceptivité et sensibilité La réceptivité et la sensibilité des oiseaux varient en fonction de l’espèce, du sexe, de la race, de l’âge et de l’alimentation. Au niveau de l’espèce, les pathologies peuvent se transmettre entre poulets et pigeons et aussi entre poulets et autres galliformes. Une infestation expérimentale réalisée sur plusieurs jours en utilisant Ascaridia galli, a permis de remarqué que l’infestation a été plus considérable chez les mâles que chez les femelles d’où le rôle du sexe dans la sensibilité des animaux. Une autre expérimentation a été réalisée avec Ascaridia galli et Barus cappilaria sur différentes races de volailles à savoir les Leghorns, les Rhode island et les Plymouth rock, montré que la Leghorn a été plus réceptif.

27

Les carences en certaines vitamines telles que la vitamine A et les vitamines du groupe B augmente la réceptivité à Ascaridia ; les carences en vitamines A, D, E, K, riboflavine, acide pantothénique et en protéine favorisent une infestation mais aussi une forte infestation par Ascaridia galli (BUSSIERAS ET CHERMETTE, 1995). En outre, une forte infestation par Ascaridia et une augmentation du nombre des Heterakis peuvent être favorisées par la carence en phosphore et en calcium (CHERMETTE, 1992).

III. Pathogénie Les parasites gastro-intestinaux agissent sur l’organisme hôte par une action mécanique et irritative se traduisant par une pénétration du parasite (Spirures, Davainea) ou de leur extrémité antérieure (scolex de certains cestodes) dans les muqueuses

intestinales

(BUSSIERAS

et

CHERMETTE,

1995).

La

multiplication asexuée (schizogonie) ou sexuée (gametogonie) dans la cellule épithéliale intestinale entraîne un éclatement et une mort de celle-ci, ce qui est à l’origine des diarrhées dans la coccidiose (GUERIN et al., 2011). Une spoliation du sang ou du chyme provoque l’affaiblissement, l’amaigrissement et même l’anémie que nous avons dans ces maladies.

IV. Etude clinique IV.1. Symptômes IV.1.1. Helminthoses Les pathologies gastro-intestinales ont des signes cliniques peu caractéristiques.

Elles commencent généralement par des troubles généraux que sont les amaigrissements,

puis

des

retards

de

croissance

(BUISSIERAS

et

CHERMETTE, 1995). Dans le cas d’un parasitisme par Capillaria et les Acuariidés l’anémie s’y associe (TRONCY et CHARTIER, 2000).

L’ascaridiose se caractérise chez les pondeuses par la ponte de très petits œufs, une diminution de la ponte et du taux d’éclosabilité mais aussi des cas de 28

mortalité. En plus des troubles généraux, nous avons des troubles digestifs à savoir les poussées diarrhéiques (BUISSIERAS et CHERMETTE, 1995), inconstante dans le cas d’un parasitisme par Ascaridia et les cestodes. Chez les jeunes sujets, le parasitisme par les cestodes provoque une diarrhée glaireuse striée de sang, et avec les acanthocéphales, elle est jaunâtre et d’odeur fétide (TRONCY et CHARTIER, 2000). Il s'observe également une élimination des grains non digérés, une indigestion ingluviale, des troubles nerveux se traduisant par une démarche anormale, des paralysies et parfois des convulsions surtout dans le cas d’une infestation par les cestodes chez les jeunes oiseaux. Les capillarioses peuvent, par contre, provoquer des paralysies.

Les parasites

peuvent même remonter par l’oviducte jusqu’à atteindre les œufs surtout dans les cas d’une infestation par Ascaridia, plus rarement des Heterakis et les cestodes (BUISSIERAS et CHERMETTE, 1995).

IV.1.2. Protozooses Les symptômes varient en fonction chaque maladie. Dans le cas de la coccidiose, elle varie aussi en fonction de l’espèce de coccidie en cause, de la quantité d’oocystes ingérés, de l’âge des animaux et du mode d’élevage.

Les coccidioses aiguës sont observées surtout dans les élevages traditionnels mais parfois dans les élevages industriels sur des jeunes oiseaux ne recevant pas de coccidiostatiques dans leur alimentation (TRONCY et CHARTIER, 2000).

La coccidiose caecale dont l’espèce en cause est Eimeria tenella, affecte surtout les jeunes de 2 à 3 semaines. Les poussins sont frileux, en boule, tristes et meurent avec une diarrhée hémorragique (GUERIN et al., 2011). La mortalité peut dépasser 30% en 2 ou 3 jours mais ceux qui survivent après 8 jours guérissent avec une atteinte de leur valeur économique.

Les coccidioses intestinales peuvent être provoquées par toutes les espèces de coccidies exceptées E. tenella (MEKALTI, 2003), mais une association est le 29

plus souvent observée. Elles se traduisent souvent par une perte d’appétit, un amaigrissement et des diarrhées parfois hémorragiques. Les oiseaux de 6 semaines à 4 mois sont beaucoup plus affectés et la mortalité est observée entre 8 et 10 jours. Dans le cas d’une infestation massive par Emeria praecox, nous pouvons avoir une perte de poids sans lésions apparentes.

Les coccidioses chroniques s’observent chez les oiseaux plus âgés et se traduisent par un abattement sans signe digestif. Nous avons une baisse de la courbe de croissance, de l’indice de consommation et parfois de la courbe de ponte ; les œufs pondus sont modifiés avec une coquille fragilisée, un jaune décoloré… (TRONCY et CHARTIER, 2000).

IV.2. Lésions IV.2.1. Helminthoses Les lésions observées sur les différentes portions du tube digestif des oiseaux sont fonctions de la localisation des parasites. Dans la capillariose, l'œsophage et le jabot sont engorgés par les aliments et la muqueuse et la sous-muqueuse du jabot sont tapissés par un exsudat membraneux. Dans la spirurose, le ventricule succenturié est parfois très hypertrophié avec des nodules rouges vifs, le gésier porte des nodules.

Des cas de typhlites hémorragiques sont observés à

Trichostyrongylus tenuis et avec Ascaridia et Heterakis, les lésions caecales et intestinales sont absentes.

IV.2.2. Protozoaires La localisation et l’aspect macroscopique des lésions d’une infestation par Eimeria sp. varient en fonction des espèces en cause et de la phase du cycle du parasite. A titre d’exemple, les lésions de Eimeria necatrix sont dues aux schizontes de 2ème génération et des tâches blanchâtres et pétéchies sont visibles sur la séreuse et la muqueuse de l’intestin. La figure 3 montre la localisation des lésions dans les infestations à Eimeria sp.

30

Figure 3 : Localisation lésionnelle dans les coccidioses chez les poulets Source : YVORE, 1992 V. Diagnostic des helminthoses et des protozooses de la volaille Pour un meilleur traitement et une mise place d’une méthode de prophylaxie efficace, un diagnostic certain est nécessaire même s’il n’est pas toujours évident (CHARTIER et al., 2000).

V.1. Diagnostic épidémiologique Le diagnostic épidémiologique prend en considération l’âge des animaux affectés, la saison de la manifestation des signes cliniques, la zone où vivent les animaux malades (CHARTIER et al., 2000), la conduite d'élevage.

V.2. Diagnostic clinique Le diagnostic clinique est un diagnostic difficile car il est basé sur les symptômes de la maladie alors que ces symptômes sont rarement caractéristiques. Ainsi, il est important d'assurer une observation sur une longue durée et combiner les éléments cliniques avec les données épidémiologiques.

(CHARTIER et al., 2000).

31

V.3. Diagnostic de laboratoire Il fait appel à la microscopie ou à une méthode sérologique (CHARTIER et al., 2000).

V.3.1. Examen coprologique Le but d’un examen coprologique est la recherche des œufs des vers, des larves entiers ou un fragment de vers, des oocystes provenant du système digestif (THIENPONT et al., 1995). Cependant un résultat positif ne traduit pas nécessairement la présence d’une maladie parasitaire et le résultat négatif ne permet pas toujours de donner une conclusion (TRONCY et CHARTIER, 2000).

Pour réussir cet examen, certaines règles sont à respecter à savoir une quantité suffisante du prélèvement, le respect de l’hygiène, un étiquetage indélébile et clair et un examen de groupe pour les animaux de la basse-cour peut être envisagé (TRONCY et CHARTIER, 2000). Lorsqu’un examen ne suit pas directement la collecte, une conservation de l’échantillon est nécessaire ; elle peut être fait par réfrigération entre (+2 à +6°C) mais pas jusqu’à congélation ou bien le stabiliser dans une solution de formol à 10% (CHARTIER et al., 2000).

V.3.1.1. Méthodes qualitatives  Méthode qualitative macroscopique Cette méthode se caractérise par la recherche de la présence ou de l’absence dans l’échantillon d’un vers à savoir un proglottis de cestodes, des Ascarididés, ou encore un examen de l’état des fèces en vérifiant la consistance, l’importance relative des éléments non digérés, l’odeur, la présence ou l’absence de bulles de gaz, de lambeaux gélatineux de mucus, de sang en nature si l’examen est réalisé dans un délai court. Ces éléments permettent une appréciation facile de l’intensité d’une gastro-entérite (CHARTIER et al., 2000).

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 Méthode qualitative microscopique La méthode qualitative microscopique est la plus importante des méthodes, elle se fait à l’aide d’un microscope qui permettra un examen des éléments parasitaires entre lame et lamelle. Parmi ces méthodes se trouvent les techniques de sédimentation et de flottation (CHARTIER et al., 2000).

Dans la sédimentation, les éléments parasitaires sont mis dans une solution de densité faible afin qu'ils soient récoltés dans un culot (CHARTIER et al., 2000). Pour la flottation, le liquide utilisé est plus dense que les éléments parasitaires. Ainsi, ces éléments sont récoltés à la surface de la solution. Les solutions utilisées pour ces techniques sont les solutions de chlorure de sodium, solution de chlorure ou de sulfate de zinc, solution de chlorure de magnésium, solution de sulfate de magnésium, solution d’iodomercurate de potassium, solution de saccharose (CHARTIER et al., 2000).

V.3.1.2. Méthode quantitative  Méthode de Mac Master Cette méthode commence par une mise en suspension 2g de matière fécale fraîche dans 60 ml d’une solution de chlorure de sodium. La solution obtenue est tamisée et utilisée pour remplir la cellule de Mac Master (THIENPONT et al., 1995). Après une attente de 5 minutes pour permettre aux œufs de monter en surface, la lecture peut être faite à l'objectif ×10. Ensuite, le nombre d'œufs par gramme de fèces (OPG) est calculé selon la formule OPG = ((n1+n2)/2)x200 V.3.2. Coproculture C'est une technique d’analyse parasitologique qui consiste à laisser évoluer les œufs de nématodes dans un milieu de culture jusqu’à l’obtention des larves L3 pour faciliter leur identification (GIBE, 2006). Les matières fécales utilisées doivent être fraîches. A partir d’un échantillon de la culture, les larves sont

33

isolées par la technique de Baermann et sont observées par la suite au microscope à l’objectif×10 puis×40 pour l’identification des larves.

V.3.3. Technique ELISA L’ELISA (Enzyme Linked Immuno-Sorbent Assay) est une technique d’analyse immunoenzymatique basée sur la reconnaissance antigène/anticorps. Une fois la réaction antigène/anticorps établie, le substrat changera alors de couleur. C’est un test rapide, sensible et reproductible. L’ELISA a été adaptée et employée dans le diagnostic de nombreuses maladies infectieuses (Salmonellose, la leucose aviaire, la chlamydiose aviaire…) et parasitaires. Seul l’ELISA indirecte est utilisée pour le diagnostic des maladies parasitaires, dans le cas de l’aspergillose par exemple (LE LOC’H, 2005).

V.4. Diagnostic nécropsique Le diagnostic nécropsique permet d’établir un diagnostic en se basant sur des lésions macroscopiques ; il permet aussi de prélever des échantillons pertinents pour des tests complémentaires qui permettront d’infirmer ou de confirmer un diagnostic (CHENIER, 2015). Ce diagnostic permet de rechercher et d’identifier les parasites. L’importance des lésions observées permet de préciser l’incidence du parasitisme. Les lésions retrouvées lors du diagnostic nécropsique peuvent être spécifiques ou non. Lorsqu’elles sont spécifiques, elles sont suffisantes pour poser un diagnostic. Dans le cas où elles ne sont pas spécifiques, elles conduisent à la recherche de l’agent causal dans sa localisation élective (TRONCY et CHARTIER, 2000).

Il est nécessaire lorsque la mortalité est élevée et se fait sur des volailles mortes spontanénement mais également sur des animaux exprimant un comportement anormal (CRESPEAU, 1992).

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VI. Méthodes de luttes VI.1. Traitement Le traitement collectif est la règle dans les pathologies de volailles ; les anthelminthiques utilisés dans ce cas doivent être de préférable les plus polyvalents possibles. Ils sont administrés associés à l’eau de boisson ou à l’alimentation (CHARTIER et al., 2000). Le traitement pendant la ponte est prohibé (BUISSIERAS et CHERMETTE, 1995).

VI.1.1. Anthelminthiques (TRONCY et CHARTIER, 2000) Les anthelminthiques sont des médicaments utilisés pour lutter contre les parasites (helminthes). En médecine vétérinaire, le but recherché n’est pas l’éradication totale du parasitisme, car pratiquement impossible à atteindre dans les conditions habituelles d’élevage, mais plutôt maintenir le niveau d’infestation parasitaire pour éviter les retentissements zootechniques sur l’animal. En médecine vétérinaire, les principaux groupes d’anthelmintiques utilisés sont les nématocides, les trématocides et les cestocides. Les anthelminthiques regroupés dans notre tableau (Tableau IV) sont des nématocides et des cestocides, excepté le niclosamide et le praziquantel qui agissent aussi sur les trématodes.

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Tableau IV : Principaux anthelmintiques utilisables pour lutter contre les helminthoses digestives des volailles Principales

Lévamisole

Posologie

Durée

indications

traitement

Capillaridés

1 fois

Ascaridia

du

20-25mg/kg

Heterakis Mébendazole

Ascaridia

10mg/kg/j

3j

30mg/kg/j

7j

Heterakis Flubendazole

Polyparasitisme (galliformes)

Fenbendazole

Ascaridia Heterakis

1 fois 10mg/kg ou 30 4j ppm

Capillaridés

Pipérazine

et 30mg/kg/j ou

3j

Cestodes

240 ppm

6j

Ascaridia

2g/l

de 8j

boisson

(hydrate) Niclosamide

d’eau

Cestodes

150-200 mg/kg

Trématodes

Au

1 fois

moins

500mg/kg Praziquantel

Cestodes

5-10mg/kg

1 fois

Trématodes Source : BUISSERAS et CHERMETTE (1995)

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VI.1.2. Anticoccidiens Ils sont utilisés à titre préventif et/ou curatif dans la lutte contre la coccidiose aviaire.

Tableau V : Additifs coccidiostatiques autorisés (Desbordes, INDENA, 2011) Produits

autorisés

après Dose

2003

maximale Durée d’administration

(ppm) Poulet

poulette

Monensin

125

120

Robénidine

36

5j

Halofuginone

3

5j

Maduramicine

5

5j

Lasalocide

125

125

5j

Salinomycine

70

50

1j

Narasin+nicarbazine

100

Diclazuril

1

Décloquinate

40

3j

Narasin

70

3j

Semduramicine

25

5j

Nicarbazine

125

1j

1j

0j 1

0j

Source : GUERIN et al., 2011 37

VI.2. Prophylaxie VI.2.1. Prophylaxie sanitaire Une séparation entre les bandes de jeunes et d’adultes, le respect des règles d’hygiène au niveau des locaux, de la litière, de l’alimentation et de l’abreuvement, une lutte contre les insectes sont des précautions à prendre afin d’éviter une infestation des animaux (CHARTIER et al, 2000).

VI.2.2. Prophylaxie médicale Certains médicaments à savoir l’hygromycine B, le fenbendazole ou le mebendazole sont ajoutés à l’alimentation pour la prévention de certaines pathologies

mais

certains

pays

interdisent

ces

pratiques

dans

leur

réglementation (BUISSIERAS et CHERMETTE, 1995). Dans le cas de la coccidiose, les mesures de prévention n’empêchent pas toujours l’apparition de la maladie. Il faut alors envisager d’autres moyens efficaces que sont la chimioprévention et la vaccination.

La chimioprévention consiste d’une part à administrer à tous les animaux les anticoccidiens coccidiostatiques qui stoppent ou inhibent la croissance des coccidies intracellulaires en permettant une infection latente après retrait des médicaments, et d’autre part à administrer des coccidiocides qui détruisent les coccidies pendant leur développement (MANGER, 1991).

Quant à la vaccination lors de la coccidiose, elle est une alternative par rapport à la chimioprévention mais n’est encore bien répandue (NACIRI, 2001). Il existe différents types de vaccins dont des vaccins vivants virulents et des vaccins vivants atténués.

Suite à la revue de la littérature, l’étude expérimentale sera consacrée à la présentation du cadre, des résultats et de la discussion.

38

DEUXIEME PARTIE : ETUDE EXPERIMENTALE

39

CHAPITRE I : MATERIEL ET METHODES I. Contexte de l’étude Cette étude s'inscrit dans le cadre d'un projet financé par l’Union Economique et Monétaire Ouest Africaine (UEMOA) à travers le Projet d’Appui à l’Enseignement Supérieur sur l’« impact de l’usage des antibiotiques en aviculture sur la santé animale, la santé publique et l’économie des populations en Côte d’Ivoire ». Ainsi, des travaux d’enquêtes et de prélèvements de fientes ont été effectués dans les différents élevages objets de notre étude. Le manque de données sur les parasitoses gastro-intestinales de la zone d’étude a incité l’équipe de recherche à effectuer parallèlement, sur les mêmes fientes une étude sur les parasites gastro-intestinaux chez les poulets.

II. Description de la zone d’étude Les prélèvements ont été faits en Côte d’Ivoire dans le district d’Abidjan et le département d’Agnibilékrou (figure 4). Les deux zones fournissent à elles seules 80% de la production en viande de poulet et 90% en œufs de consommation (KONE, 2007).

Le district d’Abidjan est une mégapole moderne qui englobe, depuis 2001, dix (10) communes urbaines et trois (3) nouvelles sous-préfectures que sont : Anyama, Songon et Bingerville. Le climat est de type tropical, la température moyenne est de 26,6°C, La pluviométrie est en moyenne de 1784 mm par an. Le district d’Abidjan appartenant à la région des lagunes est situé au sud du pays sur la façade atlantique.

Agnibilékrou est un département frontalier avec le Ghana. Il est situé à 270km au nord-est d’Abidjan, dans la région du Moyen-Comoé. Le climat est de type tropical avec une température moyenne annuelle de 26,3°C, la pluviométrie est en moyenne de 1196mm par an.

40

Agnibilékrou

Figure 4 : Carte de la Côte d’Ivoire montrant les zones d’étude Source : Auteur

41

III. Matériel III.1. Fiches d’enquêtes Les fiches d’enquêtes ont été utilisées pour les entretiens.

III.2. Matériel biologique Les fientes provenant des poules pondeuses et des poulets de chair de la zone d’étude ont constitué le support biologique de notre étude.

III.3. Matériel de laboratoire Le matériel de laboratoire (Figures 5, 6, 7, 8) utilisé pour les analyses coproscopiques est constitué :  des verres à pied ;  d’un portoir ;  d’une passoire à thé ;  d’une spatule ;  des pipettes pasteurs ;  d’une balance ;  des gants d’examen ;  d’un entonnoir ;  de l’eau ;  d’une solution saline sursaturée (400g nacl + eau qsp 1000 ml) ;  d’une éprouvette graduée ;  des tubes à essai ;  des lamelles ;  des lames porte-objets ;  d’un microscope ;  d’une centrifugeuse ;  d’un réfrigérateur.

42

Figure 5 : Matériel d’analyse Source : Auteur

Figure 6 : Microscope de marque LEICA DM 500 Source : Auteur

Figure 7 : Centrifugeuse de marque SIGMA Source : Auteur

Figure 8 : Balance

de marque

ADVENTURER Pro AS 3102 Source : Auteur

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IV. Méthodes d’étude Pour la réalisation de ce travail, deux types d’enquête ont été menés : une enquête exploratoire et une enquête transversale par questionnaire au cours de laquelle les prélèvements ont été effectués.

IV.1. Enquête exploratoire L’enquête exploratoire a consisté à avoir des entretiens directs avec les autorités en charge des services vétérinaires à savoir la Direction des Productions d’Elevage (DPE), la Direction des Services Vétérinaires (DSV) et le Programme d’Appui à la Production Avicole Nationale (PAPAN) afin de recueillir les données existantes sur l’aviculture en Côte d’Ivoire.

Pour améliorer le questionnaire, des enquêtes pilotes ont été effectuées en vue de modifier ou éliminer les questions inutiles ou peu adaptées.

IV.2. Enquête transversale IV.2.1. Population cible La population cible était constituée des propriétaires des fermes modernes d’Abidjan et d’Agnibilékrou.

IV.2.2. Administration du questionnaire Nous avons interviewé les aviculteurs des élevages identifiés grâce aux questionnaires. Dans ces derniers, l’accent a été mis sur six grandes parties à savoir les renseignements généraux sur l’exploitation, les médicaments utilisés au niveau de l’exploitation, l’eau de boisson, l’évaluation du programme de prophylaxie, les techniques de production et l’analyse des risques structurels, fonctionnels et des mesures sanitaires et hygiéniques.

44

IV.2.3. Echantillonnage et de prélèvement L’échantillonnage a été fait sur la base d’un total de 508 fermes à savoir 382 à Abidjan et 126 à Agnibilékrou ; un niveau de confiance de 95% a été considéré et une marge d’erreur de 10% a été retenue pour l’ensemble des deux zones d’étude. En l’absence d’étude similaire portant sur la zone de couverture qui puisse donner une prévalence attendue, un niveau de prévalence attendue de 50% a été considéré. Avec ces données, le calcul de la taille de l’échantillon avec le logiciel Win épiscope version 2.0 donne un échantillon de 81 fermes à savoir 60 fermes à Abidjan et 21 à Agnibilékrou. Mais le nombre de prélèvements a volontairement été étendu à au moins 100 fermes.

Au niveau de chaque ferme un prélèvement unique a été retenu lorsque la ferme ne contenait qu’un bâtiment. Dans les fermes composées de plus de deux bâtiments différents, deux prélèvements ont été retenus. Chaque prélèvement était composé d’un pool de cinq prises de fientes fraîches dont quatre sont prélevées aux quatre coins du bâtiment et la 5ème au milieu.

Les prélèvements ont été faits de septembre à octobre 2014 au moyen d’abaisselangues et mis dans des sachets stériles. Les prélèvements ont été congelés ensuite envoyés sans rupture de la chaîne du froid au laboratoire de parasitologie et mycologie de l’Ecole Inter-Etats des Sciences et Médecine Vétérinaires (EISMV) de Dakar pour une analyse de laboratoire.

IV.3. Analyse de laboratoire L’analyse de laboratoire a été effectuée en juillet 2015 et finalisée en mars 2016 et a été essentiellement une analyse coproscopique. Pour cela, nous avons utilisé deux méthodes d’analyse à savoir la technique qualitative de flottation et la sédimentation simple.

45

IV.3.1. Technique de flottation Après la pesée de 2g de fientes dans un verre à pied, nous y avons ajouté un petit volume de solution saline saturée de NaCl. Le mélange a ensuite été trituré de manière à le rendre homogène (1ère homogénéisation) puis le volume a été complété à 60mL avec la solution saline. Une seconde homogénéisation a été effectuée avant un filtrage qui s’est fait à l’aide d’une passoire à thé et d’un autre verre à pied. Deux tubes ont été remplis avec le filtrat jusqu’à l’obtention du ménisque supérieur sur lequel les lamelles ont été déposées. Après 10 à 15 minutes, la lamelle a été retirée puis déposée sur une lame porte-objet avant l'observation au microscope pour la recherche des œufs ou ookystes de parasite.

IV.3.2. Technique de sédimentation A l’aide d’une spatule, nous avons d’abord mis de la fiente dans une éprouvette de manière à atteindre 10ml, ensuite, nous avons complété avec de l’eau pour atteindre 100ml c’est-à-dire 10 fois le niveau de la fiente et enfin nous avons homogénéisé en la secouant. Après un filtrage à l’aide d’une passoire à thé, deux tubes ont été remplis avec le filtrat puis centrifugés pendant 5 minutes à 2000 tours par minutes. Après cette centrifugation, le contenu des tubes s’est reparti en culot et surnageant. Les surnageants ont été jetés et les culots prélevés à l’aide d’une pipette pasteur pour être placés entre lame porte objet et lamelle puis observés au microscope pour la recherche des éléments parasitaires V. Traitement des données Après les examens au laboratoire, les données obtenues ainsi que les données d’enquête ont été saisies sur le tableau Excel de Microsoft office 2007. Les prévalences globales et spécifiques ont été calculées à partir de la formule suivante ((Nombre de positif à l’analyse/Nombre total des échantillons analysés)*100). Dans le cas de la prévalence globale, la positivité est relative à la présence d’au moins une espèce de parasites alors que dans le cas de la 46

prévalence spécifique, la positivité est liée à chaque espèce de parasites. Puis, des tests statistiques ont été réalisés grâce au logiciel R-2.13.0. Les facteurs tels que la région, le type de spéculation, la pratique du vide sanitaire, le suivi par un vétérinaire, l’origine de l’eau, le contact avec les oiseaux sauvages, la présence de rotoluve et de pédiluve ont été considérés comme variables explicatives de l'infestation par les parasites gastro-intestinaux au moyen du test de Khi carré d'indépendance. La différence entre les résultats du test est considérée comme significative si la p-value est inférieure à 0,05.

47

CHAPITRE II : RESULTATS ET DISCUSSION I. Résultats I.1. Caractéristiques de l’échantillon Au total, 148 prélèvements de fientes en provenance de 104 fermes ont été analysés.

Tableau VI : Caractéristiques de l’échantillon Prélèvements Régions

Nombre de fermes

Nombre total

Type de spéculation Ponte Chair Mixte

Abidjan

56

56

12

41

3

Agnibilékrou

48

92

73

13

6

Total

104

148

85

54

9

I.2. Prévalence Globale Sur les 148 prélèvements analysés, 21 prélèvements se sont révélés positifs à au moins une espèce parasitaire. Ce qui a permis d’avoir une prévalence de 14,18 (21/148) ± 5,6% (figure 9).

48

14,19%

Positifs Négatifs

85,81%

Figure 9 : Prévalence globale des parasitoses gastro-intestinales dans les fermes avicoles d’Abidjan et d’Agnibilékrou I.2.1. Prévalence globale selon la région La prévalence des parasitoses gastro-intestinales selon la région a été de 3,6 (2/56×100) ± 3% à Abidjan et de 20,6 (19/92×100) ± 6,5% à Agnibilékrou.

D’après le test de Khi deux d’indépendance, cette variation est significative avec une valeur de p = 0,003. Parmi les 21 prélèvements positifs, deux (2) provenaient d’Abidjan tandis que dix-neuf (19) provenaient d’Agnibilékrou (figure 10).

9,52%

Abidjan Agnibilékrou

90,48%

Figure 10 : Répartition des échantillons positifs selon les régions 49

I.2.2. Prévalence globale selon la spéculation Selon le type de spéculation, la prévalence a été de 5,6 (3/54×100) ± 3,7% dans les élevages de poulets de chair, de 20,0 (17/85*100) ± 6,4% dans les élevages pondeuses et 11,1 (1/9×100) ± 5% dans les élevages mixtes sans aucune différence significative (p>0,05).

Sur les 21 prélèvements positifs, un (1) se retrouve dans un élevage mixte, dixsept (17) dans les élevages de poules pondeuses et trois (3) dans les élevages de poulets de chair (figure 11).

4,7%

14,3%

Chair Ponte Mixte

81%

Figure 11 : Répartition des échantillons positifs selon le type de spéculation I.2.3. Prévalence globale selon la pratique du vide sanitaire La prévalence des parasitoses gastro-intestinales est plus faible 6,7 (1/15×100) ± 4% dans les élevages où le vide sanitaire n’est pas pratiqué que dans les élevages où celui-ci est pratiqué 15,0 (20/133×100) ± 5,7% sans que la différence ne soit significative (p=0,6654).

Sur les 21 prélèvements positifs, un (1) provient d’un élevage qui ne pratique pas le vide sanitaire tandis que vingt (20) proviennent de ceux qui le pratiquent (figure 12).

50

4,8%

Absence de vide sanitaire Vide sanitaire

95,2%

Figure 12 : Répartition des échantillons positifs selon la pratique du vide sanitaire I.2.4. Prévalence globale par rapport au suivi vétérinaire La prévalence des parasitoses gastro-intestinales est de 4,7 (2/43×100) ± 3,4% dans les élevages non-suivis par les vétérinaires et de 18,1 (19/105×100) ± 6,2% dans ceux qui bénéficient d’un suivi vétérinaire avec une différence significative p= 0,03.

En effet, deux (2) des échantillons positifs proviennent des élevages non suivis par des vétérinaires pendant que dix-neuf (19) proviennent des élevages suivis par des vétérinaires (figure 13).

9,5%

Suivi sanitaire Pas de suivi sanitaire 90,5%

Figure 13 : Répartition des échantillons positifs selon le suivi sanitaire 51

I.2.5. Prévalence globale selon l’origine de l’eau La prévalence des parasitoses gastro-intestinales est de 22,8 (13/57×100) ± 6,7% dans les élevages dont l’eau utilisée provient des forages ; elle est de 12,5 (6/48×100) ± 5,3% et de 4,6 (2/43*100) ± 3,3% pour les élevages qui utilisent respectivement l’eau de puits ou de l’eau en provenance de la SODECI, avec une différence significative p=0,03.

Sur les 21 échantillons positifs, treize (13) proviennent des élevages utilisant l’eau de forage, six (6) utilisent l’eau du puits et deux (2) s’approvisionnent en eau à partir de la SODECI (figure 14).

9,5%

28,6%

Forage Puits 61,9% SODECI

Figure 14 : Répartition des échantillons positifs selon l’approvisionnement en eau I.2.6. Prévalence globale selon le contact avec des oiseaux sauvages La prévalence des parasitoses gastro-intestinales dans les élevages n’ayant aucun contact avec des oiseaux sauvages a été de 7,5 (5/67×100) ± 4,2% tandis que dans ceux où il y a contact entre les poulets élevés et les oiseaux sauvages, la prévalence a été de 20,00 (16/81×100) ± 6,4% ; cependant la différence n’est pas significative (p=0,08). Dans les échantillons positifs, seize (16) provenaient 52

des fermes où les éleveurs affirment que leurs poulets ne sont pas en contact avec des oiseaux sauvages pendant que le reste des positifs cinq (5) proviennent des élevages où le contact entre les poulets élevés et les oiseaux sauvages surviennent assez souvent d’après les éleveurs (figure 15).

23,8% Contact avec les oiseaux sauvages Pas de contact avec les oiseaux sauvages 76,2%

Figure 15 : Répartition des échantillons positifs selon le contact avec des oiseaux sauvages I.2.7. Prévalence globale selon la présence de rotoluve à l’entrée de l’exploitation Les exploitations ne possédant pas de rotoluves à leurs entrées ont une prévalence de 15,00 (21/140×100) ± 5,7%. Dans les élevages où les rotoluves sont présentes, cette prévalence a été nulle (0%). Cependant la différence n’est pas significative (p=0,497).

I.2.8. Prévalence globale selon la présence de pédiluve à l’entrée des bâtiments Dans les élevages où il y avait des pédiluves à l’entrée des bâtiments, la prévalence est de 0% tandis que pour les fermes où les bâtiments manquants de pédiluves, elle est de 16,3 (21/129×100) ± 5,9%. Le test de Khi carré

53

d’indépendance montre qu’il n’existe pas de différence significative (p > 0,05) entre ces prévalences.

I.3. Prévalence spécifique Nos analyses ont révélé une prévalence de 8,8 ± 4,5% avec Ascaridia galli, 6,7 ± 4% avec Heterakis gallinarum et enfin 1,3 ± 1,8% avec Eimeria sp.

I.3.1. Prévalence spécifique selon la région Les parasites recherchés lors de nos analyses ont été tous retrouvés dans la région d’Agnibilékou tandis qu’à Abidjan seul Heterakis gallinarum a été retrouvé (Tableau VII).

Tableau VII : Variation de la prévalence spécifique des parasitoses selon les régions Parasites

Prévalence (%) ± IC Valeur de p

Eimeria

Régions

A.galli

H.gallinarum

Agnibilékrou

14,1 ± 0,07

8,7 ± 0,05

2,2 ± 0,02

Abidjan

0,0

3,6 ± 0,04

0,0

0,003

0,2

0,2

sp.

P : Prévalence et IC : Intervalle de confiance I.3.2. Prévalence spécifique selon le type spéculation Selon la spéculation, les parasites Ascaridia galli, Heterakis gallinarum, Eimeria sp. ont été retrouvé chez les poules pondeuses, les poulets de chair et dans les élevages mixtes mais à des proportions différentes. Ascaridia galli a été retrouvé dans toutes les spéculations avec une prévalence de 12,9 ± 5,4% chez 54

les pondeuses, 1,9 ± 2,1% chez les poulets de chairs et 11,1 ± 5% dans les élevages mixtes. Heterakis gallinarum, n’a été retrouvé que chez les pondeuses et les poulets de chair avec des prévalences respectives de 9,4 ± 4,7 et 3,7 ± 3%.

Tandis que Eimeria sp. n’a été retrouvés que chez les pondeuses avec une prévalence de 2,4 ± 2,4% (Tableau VIII). Le test de Khi deux d’indépendance montre qu’il n’existe pas une différence significative dans ces prévalences selon le type de spéculation.

Tableau VIII : Variation de la prévalence spécifique des parasitoses gastrointestinales selon le type de spéculation Parasites Type

A. galli

H.gallinarum

spéculation Pondeuse

Eimeria sp.

12,9 ± 0,05

9,4 ± 0,04

2,4 ± 0,02

P (%) ± Poulet chair IC Mixte

1,9 ± 0,02

3,7 ± 0,03

0,0

11,1 ± 0,05

0,0

0,0

Valeur de

0,07

0,3

0,4

p P : Prévalence et IC : Intervalle de confiance

55

I.3.3. Prévalence spécifique selon la pratique du vide sanitaire Selon la pratique du vide sanitaire, les parasites gastro-intestinaux ont été retrouvés aussi bien dans les élevages pratiquant le vide sanitaire que dans ceux qui n'en pratiquent pas (Tableau IX).

Tableau IX : Variation de la prévalence des parasitoses gastro-intestinales selon la pratique du vide sanitaire Parasites

P (%) et IC

Valeur de p

Vide sanitaire A. galli

H. gallinarum

Eimeria sp.

Oui

9,8 ± 0,04

6,8 ± 0,04

1,5 ± 0,01

Non

0,0

7,1 ± 0,04

0,0

0,4

0,9

0,8

P : prévalence et IC : Intervalle de confiance I.3.4. Prévalence spécifique selon le suivi vétérinaire Les prévalences de Ascaridia galli, Heterakis gallinarum et de Eimeria sp. ont été respectivement de 11,4 ± 5,1%, 8,6 ± 4,6% et 1,9 ± 2,1% dans les élevages suivis par des vétérinaires. Dans les élevages non suivis par des vétérinaires, la prévalence de la coccidiose était nulle (Tableau X).

56

Tableau X : Variation de la prévalence spécifique des parasitoses gastrointestinales selon un suivi vétérinaire Parasites Suivi

Eimeria

vétérinaire

A. galli

H.gallinarum

sp.

Oui

11,4 ± 0,05

8,6 ± 0,04

1,9 ± 0,02

Non

2,3 ± 0,02

2,3 ± 0,02

0,0

0,07

0,16

0,36

P (%) ± IC

Valeur de p

P : Prévalence et IC : Intervalle de confiance I.3.5. Prévalence spécifique selon l’origine de l’eau La prévalence de la coccidiose a été nulle dans les élevages dont l’eau utilisée provient des forages et de la SODECI. Les élevages dont l’eau provient de la SODECI ont une prévalence assez faible de manière générale tandis que les prévalences les plus élevée ont été obtenues dans les infestations à Ascaridia galli et Heterakis gallinarum lorsque l’eau provient des forages (Tableau XI).

57

Tableau XI : Variation de la prévalence spécifique des parasitoses gastrointestinales en fonction de l’origine de l’eau Parasites Origine de l’eau

P(%) ± IC

A.galli

H. gallinarum

Eimeria sp.

Forage

12,3 ± 0,05

12,3 ± 0,05

0,0

Puits

10,4 ± 0,04

4,2 ± 0,03

4,2 ± 0,03

SODECI

2,3 ± 0,02

2,3 ± 0,02

0,0

0,1951

0,09966

0,121

Valeur de p

P : Prévalence et IC : Intervalle de confiance I.3.6. Prévalence spécifique en fonction du contact avec les oiseaux sauvages Les prélèvements provenant d’élevage dont les volailles ont un contact possible avec les oiseaux sauvages ont une prévalence plus élevée que ceux provenant d’élevage sans possible contact entre les volailles et les oiseaux sauvages (Tableau XII), avec une différence non significative.

58

Tableau XII : Variation de la prévalence spécifique des parasitoses gastrointestinales en fonction du contact avec les oiseaux sauvages Parasites Contact avec les

oiseaux

sauvages

A. galli

H. gallinarum Eimeria sp.

Oui

12,5 ± 0,05

10,0 ± 0,04

2,5 ± 0,02

Non

4,5 ± 0,03

3,0 ± 0,02

0,0

0,2

0,2

0,4

P(%) ± IC

Valeur de p

P : Prévalence et IC : Intervalle de confiance I.3.7. Prévalence spécifique en fonction de la présence de rotoluves Dans les élevages sans rotoluve, la prévalence des infestations à Ascaridia galli est de 9,3 ± 4,6%, suivi de celle de Heterakis gallinarum 7,1 ± 4,1% et enfin celle de Eimeria sp. 1,4 ± 1,8% (Tableau XIII).

59

Tableau XIII : Variation de la prévalence spécifique des parasitoses gastrointestinales en fonction de la présence de rotuluves Parasites Rotuluve

A.galli

H. gallinarum Eimeria sp.

Oui

0,0

0,0

0,0

Non

9,3 ± 0,04

7,1 ± 0,04

1,4 ± 0,01

0,6

0,7

0,9

P (%) ± IC

Valeur de p

P : Prévalence et IC : Intervalle de confiance I.3.8. Prévalence spécifique en fonction de la présence de pédiluves Dans les élevages sans pédiluve à l'entrée des bâtiments, la prévalence des Ascaridia galli

est plus élevée (10,1 ± 4,8%), suivi de celle de Heterakis

gallinarum (7,8 ± 4,3%) et enfin de celle de Eimeria sp. (1,6 ± 2%) (Tableau XIV).

Tableau XIV : Variation de la prévalence des parasitoses gastro-intestinales en fonction de la présence de pédiluves Parasites Pédiluve

A. galli

H. gallinarum Eimeria sp.

Oui

0,0

0,0

0,0

Non

10,1 ± 0,04

7,8 ± 0,04

1,6 ± 0,02

0,3

0,4

0,8

P (%) ± IC

Valeur de p

P : Prévalence et IC : Intervalle de confiance

60

II. Discussion, recommandations et perspectives II.1. Discussion II.1.1. Zone d’étude d’études et méthodologie Notre étude a été réalisée dans les zones d’Abidjan et d’Agnibilékrou. Le choix de ces zones s’explique par le fait qu’elles tiennent à elles seules 80% de la production en viande et 90% en œufs de consommation de la Côte d’Ivoire (KONE, 2007). Pour une conservation de longue durée des éléments parasitaires, TRONCY et CHARTIER (2000) ont affirmé que les échantillons doivent être mis au réfrigérateur (+2 à +6°C), mais jamais au congélateur. En revanche WILLIAM (1996) affirme que les oocystes résistent à une température négative mais c’est plutôt les alternances congélation-décongélation qui entraînent une éclosion de ces oocystes. En raison de la congélation qui a été utilisée sur nos prélèvements, nous avons choisi de ne pratiquer que les méthodes qualitatives pour le diagnostic de laboratoire.

II.1.2. Prévalences globales et spécifiques La prévalence globale des parasitoses gastro-intestinales pour l’ensemble des prélèvements analysés s’élève à 14,18 ± 5,6% soit 21 prélèvements se sont révélés positifs à au moins une espèce de parasite. Cette prévalence globale est très faible par rapport à celles trouvées au Sénégal et au Bénin dans les élevages aussi bien semi-industriels que traditionnels par (BINDOULA, 1989 ; DIOP, 1996 ; SALIFOU et al., 2009) qui sont respectivement de 92,6%, 94,6% et 86,44%. Des études antérieures ont révélé 19% de prévalence pour Ascaridia, 45,9% pour les coccidies et 72,1% pour Heterakis (KI, 1989 ; DIOP 1996), ce qui est nettement supérieure aux prévalences spécifiques dans notre étude. Ces faibles prévalences globales et spécifiques des parasitoses gastro-intestinales seraient dues aux alternances de congélation et décongélation de nos prélèvements (WILLIAM, 1996), au déparasitage antérieur administré à la 61

majeure partie des poulets surtout les pondeuses. Le climat serait aussi un facteur non négligeable, vu que nos prélèvements ont été effectués dans la période de petite saison de pluie qui débute en septembre pour prendre fin en novembre (DIAKADI, 2016) car des études réalisées par FAKAE et ABIADE (2003) hors de la saison des pluies ont montré une prévalence très faible en helminthose (1,25%). Notons que la saison des pluies qui est une saison où l’humidité est plus élevée a une influence sur l’état de la litière ce qui provoquerait une forte infestation par les helminthes. Les travaux de BALTAZART (2010) réalisés sur différents types de litière montrent que 91% des infestations dues à Ascaridia galli et à Heterakis gallinarum étaient relatives aux échantillons de litière humide. Cependant, la prévalence était plus élevée dans l’infestation due à Ascaridia galli que dans celle due à Heterakis gallinarum et Eimeria sp. Cette différence s’expliquerait par le fait que le cycle biologique d’Ascaridia galli inclue un hôte d’attente en plus de la transmission directe du parasite (CHERMETTE, 1992) et les œufs de ce dernier résistent beaucoup plus dans le milieu extérieur en cas d’humidité. Ces multiples facteurs favorisent ainsi une infestation par Ascaridia galli mais avec une variation non significative.

II.1.3. Prévalence et facteurs de variation Le taux de prévalence des parasitoses gastro-intestinales à Abidjan (3,6 ± 3%) est significativement différent de celui d’Agnibilékrou (20,6 ± 6,5%). Cette situation serait liée au type de spéculation qui prédomine dans chaque zone. En effet, dans la zone d’Abidjan, plus de la moitié des unités sont spécialisées dans l’élevage de poulet de chair et à Agnibilékrou par contre, les spéculations « ponte » sont prédominantes (KONE, 2007). Ainsi, selon le type de spéculation, nos résultats montrent que l’infestation est plus importante chez les poules pondeuses (20 ± 6,4%), puis dans les élevages mixtes (11,1 ± 5%) et enfin (5,6 ± 3,7%) dans les élevages de poulet de chair. Cela pourrait s’expliquer 62

par le fait que les durées de l’élevage des poules pondeuses sont plus longue que celles des poulets de chairs. Cette durée de vie plus longue chez les poules pondeuses les exposerait beaucoup plus aux parasites. Cela va de pair avec les résultats trouvés précédemment au niveau de la variation de la prévalence selon les régions. Selon ces résultats, la région d’Agnibilékrou est dominée par l’élevage des poules pondeuses et la prévalence des parasites gastro-intestinaux est aussi élevée contrairement à la région d’Abidjan où c’est l’élevage des poulets de chair qui prédomine. Cette infestation est plus élevée dans le cas de l’ascaridiose. Elle s’expliquerait par le fait que la contagion par Ascaridia galli se fait pour la plupart par l’ingestion directe des œufs et une fois la larve contenu dans l’œuf devient infestante, elle peut résister des semaines voire des mois (3 à 8 mois) dans un milieu extérieur frais et humide (CHERMETTE, 1992 ; VILLATE, 2001). Malgré la résistance des oocystes de coccidies dans le milieu extérieur (CHERMETTE, 1992 ; YVORE, 1992), les prévalences de la coccidiose ont été très faibles à Agnibilékrou (2,2 ± 2,3%) et les pondeuses présentent 2,4 ± 2,4% de cette infestation avec une différence non significative (P > 0,05). Contrairement à l’étude menée au Sénégal par DIOP (1996) qui a révélé une prévalence de 83% à la coccidiose dans les élevages modernes. Chez les poulets de chair, cette prévalence a été de 88,7% tandis que chez les poules pondeuses, elle a été de 77,1%.

En Côte d’Ivoire, seuls les vétérinaires ont tous bénéficié d’une formation sur les mesures de biosécurité (NGUESSAN, 2009). KOUMAN (2016) dans ses travaux réalisés à Agnibilékrou en Côte d’Ivoire a souligné que le nombre de vétérinaires intervenant dans le suivi des élevages est très insuffisant. Malgré cette formation, nos résultats ont montré que le taux d’infestation par les parasites gastro-intestinaux des élevages suivis par les vétérinaires a été de 18,1 ± 6,2% contre 4,7 ± 3,4% dans les élevages non suivis. Cela pourrait être dû au non-respect des mesures de biosécurité par les vétérinaires compte tenu du nombre élevé des élevages qu’ils visitent. Ces derniers peuvent transporter des 63

germes d’un élevage ou d’un bâtiment à un autre. Même si les différences entre les prévalences de ces parasitoses gastro-intestinales pris spécifiquement ne sont pas significatives, elle est beaucoup plus élevée pour l’ascaridiose que pour la coccidiose.

L’infestation n’a pas significativement varié suivant la présence ou non de rotoluve à l’entrée des exploitations ; il en est de même pour les pédiluves à l’entrée des bâtiments. Mais, elle a été plus faible voire nulle dans les élevages disposant de pédiluves et/ou rotoluves. Ces résultats sont similaires à l’étude menée par BOUHELIER (2005) en France sur la coccidiose. Dans son travail, l’auteur a souligné que dans les élevages où les mesures d’hygiène sont respectées la prévalence de la coccidiose est assez faible tandis que ceux n’ayant pas pris en compte le respect des mesures d’hygiène présent un taux d’infestation par Eimeria sp. plus élevé.

Notre étude a montré que la prévalence globale des parasitoses gastrointestinales est de 22,8 ± 6,7% dans les élevages qui utilisent l’eau des forages, 12,5 ± 5,3% pour les élevages utilisant l’eau du puits et 4,6 ± 3,3% dans les élevages utilisant l’eau de la SODECI. Le test de Khi deux d’indépendance a révélé que cette différence est significative (p<0,05). Les oocystes de coccidies constituent un des éléments parasitaires fréquemment rencontrés dans l’eau de boisson (HUBERT et POMMIER, 1988). NDIAYE (2010) a montré qu’au Sénégal plus précisément à Sagalkam, qu’une eau de mauvaise qualité en l’occurrence l’eau du puits constitue une source de contamination des élevages par les oocystes contrairement à nos études dont le taux d’infestation est plus élevé lors d’une utilisation de l’eau des forages. Cela pourrait être dû à une contamination lors du transport de l’eau, une absence de traitement régulier de l’eau de ces forages et/ou un mauvais nettoyage et désinfection des récipients qui doivent contenir cette eau. Nos travaux ont montré une prévalence de 20 ± 6,4% dans les élevages en contact avec des oiseaux sauvages contre 64

7,5 ± 4,2% dans les élevages où il n’y a aucun contact entre oiseaux élevés et les oiseaux sauvages. Cependant, cette différence n’est pas significative.

KABORET (2007) dans ses travaux a souligné le rôle joué par les oiseaux sauvages dans l’introduction des germes pathogènes dans les élevages.

Les mesures de biosécurité, consiste, entre autres en la construction de clôture autour des exploitations et en la pratique du vide sanitaire entre deux bandes successives. Dans notre étude, les exploitations n’effectuant pas un vide sanitaire, présentent une prévalence de 6,7 ± 4% pendant que ceux qui en pratiquent ont une prévalence 15 ± 5,7% aux parasitoses gastro-intestinales.

Spécifiquement, dans les élevages où le vide sanitaire est pratiqué, la prévalence est de 9,8 ± 4,7% en ascaridiose, 6,8 ± 4% en hétérakidose et de 1,5 ± 1,9%.

Cela pourrait être dû à un non-respect de la durée du vide sanitaire et à l’utilisation des produits inadéquats car SHULAW et BOWMAN (2001) affirment que pour un bon vide sanitaire, les désinfectants doivent disposer de suffisamment de temps de contact avec la surface sur laquelle ils sont appliqués de manière à permettre la destruction des germes.

65

II.2. Recommandations A la fin de ce travail, nous avons senti un besoin de formuler des recommandations à l’endroit de tous les acteurs de la filière avicole en Côte d’Ivoire à savoir les autorités des services d’élevage, aux aviculteurs et aux vétérinaires : II.2.1. Aux autorités des services d’élevage Pour une bonne productivité du secteur avicole ivoirien, les autorités en charge de l'élevage doivent :  former des professionnels de santé animale ;  repartir ces personnels sur toute l’étendue du territoire national ;  former les aviculteurs sur les mesures de biosécurité ;  aider les vétérinaires pour une meilleure prise en charge des élevages avicoles.

II.2.2. Aux aviculteurs Pour une bonne conduite d’élevage, les aviculteurs doivent :  traiter l’eau utilisée pour le nettoyage du matériel d’élevage et l’abreuvement des poulets élevés ;  construire des bâtiments de manière à protéger les poulets élevés de tout nuisible ;  appliquer les mesures de biosécurité ;  mettre en place une mesure de prophylaxie efficace en faisant des traitements systématiques.

II.2.3. Aux vétérinaires Pour éviter les contaminations des élevages, le développement du secteur avicole ivoirien, les vétérinaires doivent :  mettre en pratique les mesures de biosécurité ; 66

 être à l’écoute des éleveurs ;  être disposé à donner des conseils aux aviculteurs.

II.3. Perspectives Notre étude, nous a permis d’estimer la prévalence des parasitoses gastrointestinales dans les élevages avicoles d’Abidjan et d’Agnibilékrou. Cette prévalence est assez faible pour tous les parasites gastro-intestinaux recherchés (Ascaridia galli, Heterakis gallinarum, et Eimeria sp.) par rapport aux études précédemment réalisées. Ainsi, il serait bon de refaire cette étude avec des prélèvements frais et biens conservés pour affirmer avec certitude que les élevages enquêtés dans les élevages d’Abidjan et d’Agnibilékrou ont réellement une prévalence assez faible aux parasitoses gastro-intestinales.

67

CONCLUSION En Côte d’Ivoire, l’autosuffisance alimentaire, en particulier la couverture des besoins nationaux en protéines d’origine animale reste une préoccupation majeure. Face à une croissance démographique, l’offre n’arrive plus à satisfaire la demande. Bien que le cheptel animalier soit assez important, celui-ci doit faire face aux aléas climatiques et pathologiques. Ce qui empêche la filière avicole de jouer pleinement son rôle dans la couverture des besoins en protéines animales.

Les volailles, en particulier les poulets, en Afrique tropicale en générale et en Côte d’Ivoire en particulier souffrent des pathologies parasitaires qui freinent le développement de la filière avicole. Parmi ces pathologies parasitaires, il y a les parasitoses gastro-intestinales. D’où la nécessité de mener ce travail qui a pour objectif de déterminer les taux d’infestation globaux et spécifiques dans les fermes et d’identifier les facteurs principaux pouvant varier cette infestation.

Grâce à cela, nous avons mesuré l’ampleur et dégagé les facteurs ayant influencé sa distribution.

L’étude s’est déroulée en deux phases. Une phase consacrée aux prélèvements et aux enquêtes qui s’est déroulée de septembre à octobre 2014 dans les zones d’Agnibilékrou et d’Abidjan. La deuxième phase consacrée aux analyses de laboratoire a porté sur 148 prélèvements de fientes provenant de 104 fermes d’Abidjan et d’Agnibilékrou. Nos travaux de laboratoire se sont accentués sur la recherche des œufs des nématodes (Heterakis et Ascardia) et des oocystes de coccidies. Les résultats ont révélé une prévalence globale de 14,18% pour tous les parasites confondus avec une prévalence spécifique de 8,8% pour Ascaridia galli, 6,7% pour Heterakis gallinarum et 1,3% pour Eimeria sp.

Nombreux sont les facteurs qui influencent le parasitisme des poulets. En effet, les résultats statistiques montrent une variation significative au niveau des régions, du suivi ou non des poulets par les vétérinaires et de l’origine de l’eau.

En fonction de la région, la prévalence des parasites gastro-intestinaux est de 68

3,6% à Abidjan et de 20,6% à Agnibilékrou. Les élevages qui ont bénéficié des soins vétérinaires ont une prévalence plus élevée (18,1%) que ceux qui n’ont pas accès aux soins vétérinaires (4,7%).

L’origine de l’eau a été l’un des facteurs influençant la prévalence des parasites gastro-intestinaux dans les élevages avicoles d’Abidjan et d’Agnibilékrou. En effet, dans les élevages où l’eau provient des forages, cette prévalence est de 22,8% alors qu’elle est de 12,5% dans les élevages dont le puits est une source d’eau et de 4,6% dans les élevages utilisant l’eau de la SODECI. Par ailleurs, concernant la différence de prévalence spécifique selon la région, elle n’est statistiquement significative que pour Ascaridia galli. En effet, la prévalence spécifique pour ce parasite est de 14,1% à Agnibilékrou et de 0,0% à Abidjan.

Au regard de ces constats, il est nécessaire que l’Etat, les organisations professionnelles, les vétérinaires, les éleveurs et les industriels travaillent en synergie pour former des professionnels de santé animale, veiller à la répartition de ces professionnels sur toute l’étendue du territoire national, former les aviculteurs sur les mesures de biosécurité, veiller à ce que l’eau utilisée dans les élevages pour le nettoyage du matériel ou l’abreuvement des poulets soit traitée, veiller à la construction des bâtiments respectant les normes d’un bâtiment d’élevage avicole, appliquer les mesures de biosécurité, mettre en place une mesure de prophylaxie efficace en faisant des traitements systématiques.

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Mot

du

président

de

l’IPRAVI.

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consultée le 30/10/2016)

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SERMENT DES VETERINAIRES DIPLOMES DE DAKAR «

Fidèlement

attaché

aux

directives

de

Claude

BOURGELAT, fondateur de l’enseignement vétérinaire dans le monde, je promets et je jure devant mes maîtres et mes aînés:  d’avoir en tous moments et en tous lieux le souci de la dignité et de l’honneur de la profession vétérinaire;  d’observer en toutes circonstances les principes de correction et de droiture fixés par le code de déontologie de mon pays;  de prouver par ma conduite, ma conviction, que la fortune consiste moins dans le bien que l’on a, que dans celui que l’on peut faire;  de ne point mettre à trop haut prix le savoir que je dois à la générosité de ma patrie et à la sollicitude de tous ceux qui m’ont permis de réaliser ma vocation.

Que toute confiance me soit retirée s’il advient que je me parjure».

ETUDE DU PARASITISME GASTRO-INTESTINAL DANS LES ELEVAGES AVICOLES DES ZONES D’ABIDJAN ET D’AGNIBILEKROU (COTE D'IVOIRE) RESUME La présente étude a été menée de septembre en octobre 2014 dans les régions d’Abidjan et d’Agnibilékrou en Côte d’Ivoire. Elle a pour objectif de déterminer la prévalence et les facteurs pouvant varier les parasitoses gastro-intestinales dans les élevages avicoles en Côte d’Ivoire.

Pour ce faire, 104 échantillons de fientes ont été prélevés, chaque échantillon est composé d’un pool de cinq prélèvements dont quatre sont prélevés aux quatre coins du bâtiment et le 5ème au milieu. Les parasites gastro-intestinaux recherchés étaient Eimeria sp., Heterakis gallinarum, Ascaridia galli.

Globalement le taux d’infestation était de 14,18 ± 5,6% dont 8,8 ± 4,5 pour Ascaridia galli, 6,7 ± 4% pour

Heterakis gallinarum et 1,3 ± 1,8% pour

Eimeria sp au moyen d’une analyse coprologique par des méthodes qualitatives à savoir la sédimentation et la flottation. Ces résultats ont été analysés en fonction des paramètres tels que la région, le type de spéculation, la pratique du vide sanitaire, le suivi de l’élevage par un vétérinaire, l’origine de l’eau, le contact entre les poulets et les oiseaux sauvages, la présence de rotoluve et de pédiluve. Suite aux analyses statistiques, il en ressort que les prévalences ont été significativement différentes pour les régions, le suivi de l’élevage par les vétérinaires et l’origine de l’eau.

Mots clefs : parasitoses gastro-intestinales, Ascaridia galli, Heterakis gallinarum, Eimeria sp., analyse coprologique, prévalence.

Adresse de l’auteur : M. Frédéric Stéphane SINGA NIATOU Fass paillote, Dakar (SENEGAL)/ Galabadja V Bangui (RCA) Cel : + 221 77 735 52 66 (Sénégal)/ +236 75 50 82 54 (RCA) E-mail : singaniat@yahoo.fr