Marie Louise Sira SENGHOR by Ecole Inter-Etats des Sciences et Médecine Vétérinaires (EISMV Dakar)

UNIVERSITE CHEIKH ANTA DIOP DE DAKAR ECOLE INTER-ETATS DES SCIENCES ET MEDECINE VETERINAIRES DE DAKAR (EISMV)

ANNEE : 2017

N°41

IMPACTS DE L’UTILISATION DE L’HORMONE 17 α METHYLTESTOSTERONE DANS L’ELEVAGE DU TILAPIA (OREOCHROMIS NILOTICUS L.1758), SUR LE POISSON DE TAILLE MARCHANDE ET L’ENVIRONNEMENT THESE Présentée et soutenue publiquement le 27 Décembre 2017 à 10 heures devant la faculté de Médecine, de Pharmacie et d’Odontologie de Dakar pour obtenir le grade de DOCTEUR VETERINAIRE (DIPLOME D’ETAT) Par Marie Louise Sira SENGHOR Né le 09 Mars 1990 à Mbassis (Sénégal) JURY Président : M. Gora MBAYE Maitre de conférences agrégé à la faculté de Médecine, de Pharmacie et d’Odontologie Directeur et rapporteur de thèse : M. Khalifa Babacar SYLLA Maitre de conférences agrégé à l’EISMV de Dakar Membre : M. Oubri Bassa GBATI Maitre de conférences agrégé à l’EISMV de Dakar Co-encadreur :

M. Hamet Diaw DIADHIOU Maitre de recherche au CRODT/ISRA

ECOLE INTER-ETATS DES SCIENCES ET MEDECINE VETERINAIRES DE DAKAR BP : 5077-DAKAR (Sénégal) Tel : (00221) 33 865 10 08 Télécopie (221) 825 42 83

COMITE DE DIRECTION LE DIRECTEUR GENERAL Professeur Yalacé Yamba KABORET LES COORDONNATEURS Professeur Rianatou BADA ALAMBEDJI Coordonnateur des Stages et des Formations Post-Universitaires Professeur Ayao MISSOHOU Coordonnateur de la Coopération Internationale Professeur Alain Richi WALADJO KAMGA Coordonnateur des Etudes et de la Vie Estudiantine Professeur Yaghouba KANE Coordonnateur de la Recherche/Développement Année Universitaire 2016 – 2017

LISTE DES MEMBRES DU CORPS ENSEIGNANT

DEPARTEMENT DES SCIENCES BIOLOGIQUES ET PRODUCTIONS ANIMALES Chef de département: M. Rock Allister LAPO, Maître de Conférences Agrégé ANATOMIE–HISTOLOGIE–EMBRYOLOGIE M. Serge Niangaran BAKOU, Professeur M. Gualbert S. NTEME ELLA, Maître de Conférences Agrégé

CHIRURGIE-REPRODUTION M. Alain Richi Kamga WALADJO, Maître de Conférences Agrégé M. Papa El Hassane DIOP, Professeur vacataire ECONOMIE RURALE ET GESTION M. Walter OSSEBI, Assistant

PHYSIOLOGIE-PHARMACODYNAMIETHERAPEUTIQUE M. Rock Allister LAPO, Maître de Conférences Agrégé M. Moussa ASSANE, Professeur vacataire PHYSIQUE ET CHIMIE BIOLOGIQUES ET MEDICALES M. Adama SOW, Maître de Conférences Agrégé M. Miguiri KALANDI, Assistant M. Germain Jêrome SAWADOGO, Professeur vacataire ZOOTECHNIE – ALIMENTATION M. Ayao MISSOHOU, Professeur M. Simplice AYSSIWEDE, Maître de Conférences Agrégé M. Sahidi Adamou Docteur Vétérinaire vacataire

DEPARTEMENT DE SANTE PUBLIQUE ET ENVIRONNEMENT Chef de département: M. Oubri Bassa GBATI, Maître de Conférences Agrégé HYGIENE ET INDUSTRIE DES DENREES ALIMENTAIRES D’ORIGINE ANIMALES (HIDAOA) M. Serigne Khalifa Babacar SYLLA, Maître de Conférences Agrégé Mlle Bellancille MUSABYEMARIYA, Maître de Conférences Agrégé

PATHOLOGIE MEDICALE-ANATOMIE PATHOLOGIQUE-CLINIQUE AMBULANTE M. Yalacé Yamba KABORET, Professeur M. Yaghouba KANE, Maître de Conférences Agrégé Mme Mireille KADJA WONOU, Maître de Conférences Agrégé

MICROBIOLOGIE-IMMUNOLOGIE-PATHOLOGIE INFECTIEUSE Mme Rianatou BADA ALAMBEDJI, Professeur M. Philippe KONE, Maître de Conférences Agrégé (disponilité) Justin Ayayi AKAKPO, Professeur vacataire PARASITOLOGIE-MALADIES PARASITAIRES-ZOOLOGIE APPLIQUEE M. Oubri Bassa GBATI, Maître de Conférences Agrégé M. Dieudoné L. DAHOUROU,Attaché Temporaire d’Enseignement et de Recherche

PHARMACIE-TOXICOLOGIE M. Assionbon TEKO AGBO, Chargé de recherche M. Gilbert Komlan AKODA, Maître Assistant (disponibilité) M. Abdou Moumouni ASSOUMY, Maître Assistant M. Ets Ri Kokou PENOUKOU Docteur Vétérinaire vacataire

DEPARTEMENT COMMUNICATION Chef de département: Ayao MISSOHOU, Professeur BIBLIOTHEQUE Mamadou DIA, Documentaliste Mme Ndella FALL MISSOHOU, Bibliothécaire SERVICE AUDIO-VISUEL M. Bouré SARR, Technicien SERVICE DE LA SCOLARITE M. Théophraste LAFIA, Chef de Scolarité M. Mohamed Makhtar NDIAYE, agent administratif Mme Astou BATHILY MBENGUE, agent administratif

DEDICACES

GLOIRE A DIEU LE TOUT PUISSANT CREATEUR DU CIEL ET DE LA TERRE. Je dédie ce travail A mes parents : Léopold Senghor et Seynabou Faye, pour tous les sacrifices consentis pour notre réussite dans l’éducation et dans les études, je vous remercie infiniment. Que DIEU vous couvre de sa grâce et vous accorde longue vie. A mes très chères petites sœurs : Marguerite, Elise et Thérèse, qui m’ont soutenu durant tout mon cursus. Je vous dédie ce travail en reconnaissance de l’affection dont vous ne cessez de m’entourer. A mamy Margo et Papy Badou, Vous avez consenti tant de sacrifices et fourni tant d’efforts pour que je puisse réaliser mes études à l’EISMV dans de très bonnes conditions. Je vous en remercie du fond du cœur A tonton Adrien SENGHOR, merci pour le soutien, trouvez dans ce travail le remerciement et le fruit de multiples sacrifices et gratitudes. A mes tontons et tatas, cousins et cousines, merci pour vos divers conseils, soutiens et prières. Mention spéciale à Eloi SARR, Nanty BA, Eva Marie et Colette, Veuillez trouver dans ce travail, mes sincères reconnaissances. A ma très chère nièce Yéléna Ba, je te dédie ce travail à travers l’expression de ma sincère amitié et de ma profonde reconnaissance. A mes promotionnaires sénégalais: Mad Diouf, Diagne Modou, Moustapha Dione Mame Awa, Idrissa Lecor, Maimouna Ndiaye, Babacar Gueye.

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A mes camarades de classe : Ruffine, Yan, Maboi, Awa, Simaga, Harouna, Fabrice, Nadège, Claverie, André, Dolo, Safia, Barmini, Souleymane, Tsatsabi, Yapo, Aissatou, Abody, Augustin, Canisus, Gérard, Sambou, Dibadji, Crépin, Mai, Moumouni, Konaté. A mes amis : yakhya Thior, Médoune, Papisqo, Yanick, Thierry, Sabine, Rémy Diatta, Elisabeth, Fabienne, Reine, Henry Charles, Albert, Christ, Pierre, Albert Niouky, Damien, Robert Faye, Babacar Gueye, Modou, Moussa Fall. A mes amis de l’EISMV : Babacar Gueye, Fodé, Mame Mor, Ibrahima Diop, Baye Ndiaye, Adèle Tenteng, Adèle ngom, Rama Salane, Sadio, Fatoumata, Awa Dieng, grand merci pour vos encouragements perpétuels et les bons moments passés ensemble. A mes filleuls de l’EISMV : Madeleine Séne, Zangré, Yacine Tall, Fallou, Aloise Diouf, et Charles, je vous aime. Que Dieu vous donne tout ce que vos cœurs désirent et du courage pour la suite de votre séjour à l’EISMV. A mes amis de l’IUPA : Loum, Basse, Masse, Ibrahima Thiaw, Karim, Mariama, Amy, Khady, Babacar. A vous tous, si nombreux que je n’ai pas pu citer et qui avez contribué énormément à ce succès, sachez que ce travail est aussi le vôtre et je vous serai toujours reconnaissant

REMERCIEMENTS Notre sincère gratitude à tous ceux qui ont œuvré par leurs conseils ou par leur soutien matériel à la réalisation de ce modeste travail. Nos sincères et chaleureux remerciements : Au Pr. Khalifa Babacar SYLLA, notre directeur et rapporteur de thèse, qui malgré ses multiples occupations, n’a ménagé aucun effort pour la réussite de ce travail. Au Dr. Hamet Diaw DIADHIOU, Maitre de recherche à l’ISRA, notre co-encadreur de thèse, qui a accepté de guider nos pas sur la voie de la recherche scientifique. Une fois de plus merci, pour la confiance et l’encadrement; Au Dr. Massal FALL, Directeur du CRODT/ISRA pour l’accueil, les conseils et contribution à la réalisation de ce travail et l’enseignement que votre personnel nous a réservés. A M. Waly Ndianco NDIAYE, Doctorant à l’université Laval du Québec- Canada, pour avoir contribué efficacement à la réalisation de ce travail par votre disponibilité et votre volonté. Puisse Dieu vous le rendre au centuple. Au Dr. Jean FALL, Professeur à l’UIPA, pour les conseils et l’aide apportée durant les étapes de ce travail. Au Dr.TECKO, professeur à l’EISMV, pour le soutien au LACOMEV. Au Dr. Patrice BERMER, chercheur à l’ISRA, pour les conseils A M. Anis DIALLO et M. DEME, chercheur à l’ISRA, pour les conseils A M. Silèye Mamadou NIANG, ingénieur, au CRODT, pour ses conseils et son soutien durant tout le long des travaux de terrain. A M. Fulgence DIEDHIOU, technicien au CRODT, pour sa disponibilité ses conseils et son soutien durant mon stage. Au M. THEO, chef de scolarité de l’EISMV, pour les conseils.

A M. NIANG, technicien supérieur du LACOMEV de l’EISMV pour l’aide apportée durant toutes les étapes du travail. A Melle Fatima DIOME, technicienne à l’EISMV pour le soutient au LACOMEV A Mamadou Tamba, merci infiniment pour ta disponibilité durant tout ce temps. A M. Ba et Cheikh de l’IRD, merci pour les conseils. Aux stagiaires : Maurice, Cheikh Ibra, Diattou, Famara, Fatou Faye, Ndeye, Cheikh, Soyez tous sincèrement remerciés. A tout le personnel du CRODT. Au FNRAA/WAAPP, pour le financement de ce travail. A tous les enseignants de l’EISMV, pour la formation de qualité qu’ils ont sue nous donner ; A l’Etat Sénégalais, qui nous a donné la possibilité de suivre cette formation A tous ceux qui ont participé de près ou de loin à la réalisation de ce travail.

A NOS MAITRES ET JUGES A notre Maître et Président de jury, M. Gora MBAYE, Professeur à la Faculté de Médecine, de Pharmacie et d’Odontologie de Dakar, C’est un grand privilège que vous nous faites en présidant notre jury de thèse. Votre approche facile et cordiale faite d’humilité et la spontanéité avec laquelle vous avez accédé à notre sollicitation nous ont marqués. Trouvez ici l’expression de nos sincères remerciements et de notre profonde gratitude. Hommage Respectueux. A notre Maître Directeur et Rapporteur de thèse, M. Khalifa Babacar SYLLA, Maître de Conférences Agrégé à l’EISMV de Dakar, Délaissant vos occupations multiples, vous avez accepté d’encadré ce travail. Votre disponibilité, votre esprit d’ouverture, vos qualités humaines et scientifiques nous ont très marqué. Veuillez trouver ici l’assurance de notre sincère reconnaissance et de notre profonde admiration pour votre dévouement au travail. Hommages respectueux. A notre Maître et Juge, Monsieur M. Oubri Bassa GBATI, Professeur à l’EISMV de Dakar, Nous sommes très sensibles à l’honneur que vous nous faites en acceptant Spontanément de juger ce travail. Vous nous donnez l’occasion de vous écouter et de profiter de vos connaissances scientifiques pour améliorer ce travail qui nous est cher. Votre extrême sollicitude à l’endroit de vos étudiants, vos conseils et la qualité de vos enseignements sont pour nous un trésor. Nous vous disons Merci. A notre Maître et Directeur de thèse, Docteur Hamat Diaw DIADHIOU, Maitre de Recherche au CRODT/ISRA. Vous avez initié et encadré ce travail. Votre modestie et votre amour du travail bien fait sont des qualités que nous avons découvertes tout au long de notre séjour dans votre service. Nos sincères remerciements et hommage respectueux. vii

LISTE DES ABREVIATIONS °C :

Degré Celsius

ANA :

Agence Nationale de l’Aquaculture

ANIDA :

Agence Nationale d’Insertion et de Développement Agricole

CRODT :

Centre de Recherche Océanographique Dakar Thiaroye

DPC :

Direction de la Pêche Continentale

E.I.S.M.V :

Ecole Inter-Etats des Sciences et de Médecine Vétérinaires de Dakar

FCFA :

Franc de la Communauté Financière Africaine

FAO :

Organisation des nations unies pour l’alimentation et l’Agriculture

gramme

H2 :

Dihydrogène

ISRA :

Institut Sénégalais de Recherche Agricole

IRD :

Institut de Recherche pour le Développement

IUPA :

Institut Universitaire de Pêche et d’Aquaculture

jour

J.C :

Jésus Christ

LACOMEV :

Laboratoire de Contrôle des Médicaments Vétérinaires

LOD :

Limites de détection

LOQ :

Limites de quantification

ml:

millilitre

mm:

millimètre

NIFFR:

National Institute for Fresh water Fisheries Research

ng :

nanogramme

MT:

Méthyltestostérone

NH3 :

Ammoniac

pH :

Potentiel d’Hydrogène

PRODAC :

Programme des Domaines Agricoles Communautaires

pg:

picrogramme

PV:

Poids Vif

TCA :

Taux de Conversion Alimentaire

LISTE DES FIGURES Figure 1: Tilapia du Nil ................................................................................................. 9 Figure 2: Répartition originelle d'Oreochromis niloticus en Afrique ........................ 10 Figure 3 : Cycle de production de tilapia du Nil ........................................................ 15 Figure 4: Serre piscicole de l’ISRA ............................................................................ 36 Figure 5: Géniteurs de Tilapia du Nil ......................................................................... 36 Figure 6: Incubateur ..................................................................................................... 37 Figure 7: Matériel de mesure ...................................................................................... 38 Figure 8: Quelques appareils de laboratoire utilisés ................................................... 40 Figure 9: Oeufs de tilapia dans la cavité buccale d'une femelle. ................................. 43 Figure 10: Larves d’Oreochromis niloticus avec sac vitellin ...................................... 44 Figure 11: Ultrastructure d'une gonade femelle (A) et mâle (B) au microscope X40 . 48 Figure 12: Température et oxygène dissous dans les bacs de reproduction ............... 51 Figure 13: Evolution de la température pendant le traitement hormonal des alevins d’Oreochromis niloticus................................................................................................ 52 Figure 14: Evolution de la température de l’eau pendant le grossissement des tilapias ....................................................................................................................................... 53 Figure 15: Poids moyen d'Oreochromis niloticus après 6 mois d’élevage ................. 55 Figure 16: Taux de mortalité des alevins d’Oreochromis niloticus pendant l’élevage 56 Figure 17: Résultats du sexage des lots expérimentaux d’alevins de tilapias (O. niloticus) suite à une inversion sexuelle à la méthyltestostérone. ................................ 57 Figure 18: Courbe de calibrage de la 17 méthyltestostérone du test ELISA .............. 58 Figure 19: Résidus de la 17 méthyltestostérone dans la chair des tilapias .................. 59 Figure 20: Résultats des analyses de l’eau d’élevage du tilapia traité avec la MT .... 59

LISTE DES TABLEAUX Tableau I: Poids Moyens des Géniteurs de Tilapia du Nil (Oreochromis niloticus) .. 42 Tableau II: Composition de l’aliment «RAANAN FICH» ......................................... 45 Tableau III: Croissance pondérale d'Oreochromis niloticus en fonction du temps .... 54

TABLE DES MATIERES INTRODUCTION .......................................................................................................... 1 PREMIERE PARTIE : ETUDE BIBLIOGRAPHIQUE ................................................ 3 CHAPITRE I: PISCICULTURE AU SENEGAL .......................................................... 4 I.1.GENERALITES ........................................................................................................ 4 I.2.ESPECES CULTIVEES ............................................................................................ 5 I.3.TILAPIA DU NIL (OREOCHROMIS NILOTICUS) ................................................ 7 I.3.1.Taxonomie et morphologie ..................................................................................... 7 I.3.1.1.Caractéristiques taxonomiques......................................................................... 7 I.3.1.2. Morphologie .................................................................................................... 8 I.3.2.Répartition géographique ....................................................................................... 9 I.3.3.Ecologie ................................................................................................................ 10 I.3.3.1.Température ................................................................................................... 10 I.3.3.2.Salinité ............................................................................................................ 11 I.3.3.3.Potentiel d'hydrogène (pH) ............................................................................ 11 I.3.3.4.Oxygène (O2) dissous ..................................................................................... 11 I.3.3.5.Composés azotés ............................................................................................ 12 I.3.4.Régime alimentaire ............................................................................................... 12 I.3.5.Biologie de la reproduction .................................................................................. 13 I.3.5.1.Maturité sexuelle ............................................................................................ 13 I.3.5.2.Fécondité : ...................................................................................................... 13 I.3.5.3.Reproduction : ................................................................................................ 13 I.3.6.Expression du sexe ............................................................................................... 16 I.3.6.1.déterminisme sexuel ....................................................................................... 16 I.3.6.2.différenciation sexuelle .................................................................................. 17 xi

I.3.7.Controle du sexe chez le tilapia ............................................................................ 19 I.3.7.1.Production d’alevins mono-mâles .................................................................. 19 I.3.7.1.1.Séparation des sexes par tri visuel ........................................................... 19 I.3.7.1.2. Hybridation ............................................................................................. 20 I.3.7.1.3. Température thermique ........................................................................... 20 I.3.7.1.4. Utilisation de « Super-mâles » ................................................................ 20 I.3.7.1.5. Inversion hormonale du sexe .................................................................. 20 I.3.1.5.1.Paramètres du traitement hormonal ......................................................... 22 I.3.7.1.5.1.1.Variables qualitatives ......................................................................... 22 I.3.7.1.5.1.2.Variables quantitatives ....................................................................... 23 I.3.7.2.Traitement hormonal (17-α- Methyltestostérone) des alevins ....................... 24 CHAPITRE II: 17 α METHYLTESTOSTERONE ...................................................... 26 II.1.GENERALITE SUR LA METHYLTESTOSTERONE (MT) .............................. 26 II.2.UTILISATION DE LA 17 α METHYLTESTOSTERONE DANS L’ELEVAGE DU TILAPIA ................................................................................................................ 27 II.3.RISQUES POTENTIELS DE LA 17 α METHYL TESTOSTERONE ................ 29 II.3.1.Sur les consommateurs de tilapia..................................................................... 29 II.3.2.Sur les manipulateurs ....................................................................................... 30 II.3.3.Sur l’environnement ........................................................................................ 31 II.4.DETECTION DES RESIDUS DE MT .................................................................. 33 DEUXIEME PARTIE : ETUDE EXPERIMENTALE ................................................. 3 CHAPITRE I : MATERIEL ET METHODES ............................................................ 35 I.1.CADRE ET PERIODE D’ETUDE ......................................................................... 35 I.2.MATERIEL D’ETUDE ........................................................................................... 36 I.2.1.Matériel biologique ........................................................................................... 36 I.2.2.Matériel d’élevage ............................................................................................. 37 xii

I.2.3.Matériel d’incubation ........................................................................................ 37 I.2.4.Matériel pour la fabrication de l’aliment hormoné ........................................... 38 I.2.5.Materiel de mesures .......................................................................................... 38 I.2.6.Matériel de laboratoire ...................................................................................... 39 I.2.6.1.Matériel pour le squash gonadique ............................................................. 39 I.2.6.2.Matériel de prélèvement ............................................................................. 39 I.2.6.3. Matériel d’analyse...................................................................................... 39 I.3.METHODES ........................................................................................................... 41 I.3.1.Revue documentaire .......................................................................................... 41 I.3.2.Protocole expérimental...................................................................................... 41 I.3.2.1.Reproduction des géniteurs ......................................................................... 41 I.3.2.2. Récolte des œufs ........................................................................................ 42 I.3.2.3. La phase d’incubation ................................................................................ 43 I.3.2.4. Alevinage ................................................................................................... 44 I.3.2.4.1. Alimentation des alevins ......................................................................... 44 I.3.2.4.1.1.Composition de l'aliment ...................................................................... 44 I.3.2.4.1.2.Traitement hormonal des alevins .......................................................... 45 I.3.2.4.1.2.1.Formulation de l’aliment ................................................................... 45 I.3.2.4.1.2.2. Ration alimentaire et fréquence de nourrissage ................................ 46 I.3.2.4.2.Suivi des paramètres physico-chimiques et biologiques ......................... 46 I.3.2.4.2.1. Paramètres physico-chimiques ............................................................ 46 I.3.2.4.2.2. Paramètres biologiques ........................................................................ 46 I.3.2.4.2.2.1. Poids.................................................................................................. 46 I.3.2.4.2.2.2. Taux de mortalité .............................................................................. 47 I.3.2.5.ETUDE DE L’INVERSION SEXUELLE ................................................. 47

xiii

I.3.2.5.1.Squash gonadique .................................................................................... 47 I.3.2.6.Prélèvement ................................................................................................ 48 I.3.2.6.1.Prélèvement de la chair ............................................................................ 48 I.3.2.6.2.Prélèvement de l’eau d’élevage ............................................................... 48 I.3.2.7.Analyse des échantillons ............................................................................. 48 I.3.2.7.1. De chair ................................................................................................... 49 I.3.2.7.1.1.Préparation des échantillons ................................................................. 49 I.3.2.7.1.2.Dosage de la MT dans les échantillons de chair ................................... 49 I.3.2.7.2. d’eau d’élevage ....................................................................................... 49 I.3.2.7.2.1.Préparation des solutions ...................................................................... 50 I.3.2.7.2.2.Extraction .............................................................................................. 50 I.3.2.8.Traitement et analyse des données ............................................................. 50 CHAPITRE II : RESULTATS, DISCUSSION ET RECOMMANDATIONS ............ 51 II.1.RESULTATS ......................................................................................................... 51 II.1.1.Parametres physico-chimiques ........................................................................ 51 II.1.1.1.Dans les bacs de reproduction ................................................................... 51 II.1.1.2. Dans les aquariums d'alevinage ................................................................ 52 II.1.1.3. Dans les aquariums de grossissement ...................................................... 53 II.1.2.Parametres biologiques .................................................................................... 54 II.1.2.1. Croissance pondérale des alevins ............................................................. 54 II.1.2.2. Taux de mortalité ...................................................................................... 55 II.1.3.Effet androgénique de la 17 α méthyltestostérone sur le sexe des tilapias ...... 56 II.1.3.1.Le squash gonadique ................................................................................. 56 II.1.4.Résidus de la MT dans la chair du tilapia et à partir de l’eau d’elevage ......... 57 II.1.4.1.Analyses des échantillons de chair ............................................................ 57

xiv

II.1.4.2.Analyses des échantillons d’eau ................................................................ 59 II.2.DISCUSSION ........................................................................................................ 60 II.2.1.Difficultés expérimentales ............................................................................... 60 II.2.2.Performance de croissance et taux de mortalité .............................................. 60 II.2.3.Effet androgénique de la 17 α méthyltestostérone .......................................... 61 II.2.4.Evaluation des résidus de la 17α méthyltestostérone ...................................... 63 II.3.RECOMMANDATIONS ....................................................................................... 67 II.3.1.CHERCHEURS .................................................................................................. 67 II.3.2.PISCICULTEURS .............................................................................................. 67 II.3.3.MANIPULATEURS ........................................................................................... 68 CONCLUSION GENERALE ....................................................................................... 69 REFERENCE BIBLIOGRAPHIQUE .......................................................................... 72 ANNEXES ...................................................................................................................... 1

INTRODUCTION La pêche constitue une activité importante dans l’économie du Sénégal. Des communautés entières, guet ndariens de Saint Louis, Ouolof de Kayar, Lébou du Cap Vert et Niominkas des Iles du Saloum, exercent cette activité depuis plusieurs des générations. Avec le temps, d’autres communautés sont venus les rejoindre dans la pêche contribuant ainsi à l’augmentation de l’effort de pêche et des débarquements, soit quelques 12000 pêcheurs et débarquements annuels de l’ordre de 400000 tonnes (FAO, 2012). La pression continue sur les ressources ces dernières décennies et les effets du changement climatique ont entrainé une baisse des potentialités halieutiques dans les estuaires, les fleuves et en mer (MPEM, 2015). Pour faire face à cette surexploitation des ressources halieutiques, des mesures de gestion et d’aménagement durables ont été envisagées par le gouvernement du Sénégal avec l’appui de ses partenaires techniques et financiers dont l’Union Européen et la Banque Mondiale. Parmi les mesures retenues, figure le développement de l’aquaculture inscrit depuis 2006, parmi les activités économiques à développer. Pour matérialiser cette volonté étatique, des services furent créés pour la promotion du sous-secteur : la Direction de la Pêche Continentale (DPC) puis l’Agence Nationale de l’Aquaculture (ANA). A côté, d’autres institutions comme l’Agence Nationale d’Insertion et de Développement Agricole (ANIDA), le PRODAC (Programme des Domaines Agricoles Communautaires), ANPEJ investissent également dans le développement des activités aquacoles en construisant des bassins piscicoles et en encadrant les jeunes entrepreneurs. Aujourd’hui, avec l’appui de la FAO, la production aquacole du Sénégal est passée de 334 tonnes en 2011 à 1095 tonnes en 2014. Cette production concerne le tilapia du Nil (Oreochromis niloticus), le Sarotherodon, le clarias et les huitres. La majorité de la production vient de la pisciculture avec 69,4 % du total de la production dont 51% sont produites en étang. Les élevages de type semi intensif sont les plus utilisés. (FAO, 2012).

Ainsi, le tilapia constitue le groupe de poissons dont l'élevage a connu la plus forte croissance ces dix dernières années (Lazard, 2007). Toutefois, l'essor de cette production est confronté à un problème majeur qui est paradoxalement lié à la forte reproduction de l'espèce et à la différence de croissance entre les mâles et les femelles en faveur des mâles. Fort de ce constat, il a été trouvé nécessaire de développer une méthode de production d’alevins mono-mâle de tilapia par la méthode hormonal (17α méthyltestostérone), et d’étudier le devenir de cette hormone, qui n’a pas fait l’objet de beaucoup d’études, sur le poisson de taille marchande et l’environnement. » Ainsi trois objectifs spécifiques se déclinent à partir de l’objectif général à savoir :  déterminer les effets de la 17 α méthyltestostérone sur les performances de production et de croissance d’Oreochromis niloticus ;  évaluer l’évolution des résidus de la 17 α méthyl testostérone dans la chair du tilapia après inversion sexuelle ;  estimer la quantité des résidus de méthyltestostérone dans l’eau d’élevage du tilapia pendant et après le traitement hormonal et ses impacts sur l’environnement. Cette étude comporte deux parties: une première partie, bibliographique qui traite des généralités sur la pisciculture au Sénégal, du tilapia du Nil et de l’utilisation de l’hormone MT dans l’élevage du tilapia. Ensuite, une seconde partie, expérimentale abordant le matériel et les méthodes utilisés, des résultats obtenus et leur discussion.

PREMIERE PARTIE : ETUDE BIBLIOGRAPHIQUE

CHAPITRE I: PISCICULTURE AU SENEGAL I.1.GENERALITES Le Sénégal est un pays, situé à l’ouest du continent africain. Avec une superficie de 196722 km2, sa population estimée en 2012 à 13208 millions d’habitants est inégalement répartie, passant d’une densité de 9 habitants/km2 à l’Est, à 2710 habitants/km2 à l’Ouest. Le climat tropical sec est caractérisé par deux saisons : une saison sèche de novembre à juin et une saison des pluies de juillet à octobre (FAO/Sénégal, 2008). Les principales activités sont l’agriculture, l’élevage, la pêche et l’industrie. Pour ce qui est de l’aquaculture elle est très modeste, moins de 1500 tonnes même si le pays dispose de grandes potentialités pour son développement (FAO/Sénégal, 2008). Le Sénégal dispose d’un réseau hydrographique composé du fleuve Sénégal (1700 km), de plans d’eau saumâtres constitués par les fleuves Casamance, Sine Saloum et Gambie, des plans d’eaux intérieures dont le Lac de Guier, la vallée du Ferlo, la rivière du Kayanka avec l’Anambé et d’importantes ressources en eaux souterraines, le tout estimé à 35 milliards de m3 en plus de 700 Km de côte marine (FAO, 2009). La pêche de capture enregistre une baisse assez conséquente liée à une modification de la productivité des écosystèmes aquatiques. Elle emploie environ 600000 personnes et contribue à hauteur de 1,8% du PIB en 2013. Le Gouvernement du Sénégal, conscient du rôle stratégique de l’aquaculture pour pallier au gap des pêches de capture, s’est engagé à développer ce sous-secteur avec la création en 2006 de l’Agence Nationale de l’Aquaculture (ANA) en charge de conduire la mise en œuvre de la politique aquacole au Sénégal. A cet effet, avec l’appui de la FAO, l’ANA s’est dotée d’outils de planification (Plan Stratégique Opérationnel (PSO); Plan d’Investissement (PI) pour les Petites et Moyennes Entreprises aquacole, cadre juridique et fiscal propice au développement de l’aquaculture nécessaires à la conduite d’activités aquacoles durables sur toute l’étendue du pays (FAO, 2012). Pour illustrer davantage la volonté de l’Etat du Sénégal, on note l’inscription de l’aquaculture parmi les 6 secteurs prioritaires et dans les 27 projets phares moteurs de création d’emplois et de richesses, capables d’impulser la croissance du pays du Plan Sénégal Émergent (PSE).

Ce Plan est aujourd’hui le seul document de référence en matière de développement économique et social du Sénégal à l’horizon 2035. Il a pour objectif de produire 30 000 tonnes avant 2018 et 50 000 tonnes avant 2023. (ANA, 2014). I.2.ESPECES CULTIVEES Plus de la moitié de la production piscicole du Sénégal est issue de la zone nord grâce à la station piscicole de l’ANA qui assure l’essentielle de la production d’alevins en plus de la présence du plus grand fleuve du Sénégal avec une longueur de 1100 km. Elle est suivie de la zone sud qui regorge d’énormes potentialités en aquaculture d’eau saumâtre. Par rapport aux huitres la zone centre domine, suivie de la zone sud qui représente 35% de la production ostréicole du Sénégal, 232 tonnes. Les systèmes de production sont en majorité constitués des étangs qui sont plus concentrés au nord du pays (ANA, 2014). Les principales espèces élevées au Sénégal sont le tilapia du Nil (Oreochromis niloticus), le tilapia du Mozambique (Oreochromis mossambicus), les clarias, les mollusques, les crustacés, les micros et macro algues. Des recherches sont en cours sur des espèces comme la daurade et les espèces ornementales. Les huitres sont les premières espèces élevées au Sénégal suivie du Tilapia d’eau douce et saumâtre. Les algues constituent les dernières espèces enregistrées. Quant aux crevettes, hormis le petit projet de recherche avec le Macrobrachium Vollenhovenii pour lutter contre la bilharziose au Sénégal, il n’existe pas de crevetticulture même si des projets de crevettes ont vu le jour vers les années 80 et 2005 (FAO, 2012). Dans le cadre de la coopération avec le Royaume de la Thaïlande, le Sénégal dispose d’un stock de 2000 géniteurs de tilapias du Nil amélioré en 2010. Cette souche est stockée au niveau de la station piscicole de Richard Toll (première au Sénégal) pour sa reproduction et les alevins sont uniquement destinés aux fermes en bassins pour un meilleur contrôle. Pour ce qui est du repeuplement, seuls les tilapias sont utilisés dans les plans d’eau intérieurs (FAO, 2012).

Pour améliorer la productivité du tilapia au Sénégal, le Centre de Recherche Océanographique Dakar Thiaroye (CRODT), en collaboration avec les agences aquacoles du Sénégal telles que l’ANA et l’ANIDA ainsi que l’IUPA, a initié en 2016 un projet intitulé « Adaptation, Diffusion et Adoption des technologies de production d’alevins mâles de tilapia (Oreochromis niloticus) au Sénégal » financé par le FNRAA. Il est en effet établi que la qualité des alevins dépend fortement d’un bon approvisionnement en mâles. Plusieurs travaux de recherches sur l’élevage du tilapia (Oreochromis niloticus), ont montré que le potentiel de croissance des individus est plus important chez les mâles. Par ailleurs, le Centre National de Spécialisation (CNS) sur l’aquaculture du Programme d’Amélioration de la Productivité Agricole en Afrique de l’Ouest (PPDAO, WAAPP en anglais) du Nigéria, à travers les travaux de recherches du NIFFR, a mis au point des technologies de production en masse d'alevins mâles de tilapia (Oreochromis niloticus). La diffusion des alevins a connu un succès reconnu par les acteurs de la pisciculture dans l’Etat où est le NIFFR a travaillé (New Busa). Le présent projet de transfert de technologies se propose de diffuser les acquis de ce projet auprès des acteurs de la pisciculture dans la Vallée du fleuve Sénégal. Les technologies en question sont les suivantes :  L’inversion sexuelle de femelles de tilapia en mâles en intégrant l'hormone (17a Méthyltestostérone) dans l’alimentation des alevins;  La production de supers mâles YY par les méthodes d’hybridation génétique (CRODT, 2016).

I.3.TILAPIA DU NIL (OREOCHROMIS NILOTICUS) Le tilapia du Nil, Oreochromis niloticus (Linnaeus, 1758) est probablement le poisson le plus important au 21ième siècle. Il se développe et se reproduit dans un large éventail de conditions environnementales et tolère le stress induit par la manipulation. Il est assez répandu en Afrique à cause de ses caractéristiques intéressantes pour la pisciculture :  reproduction naturelle aisée et succession rapide des générations ;  croissance rapide ;  régime omnivore ;  rusticité (résistance au manque d’oxygène, aux manipulations et aux maladies) ;  qualité alimentaire et organoleptique ;  une chair de bonne qualité et de prix abordable ;  il présente aussi une bonne adaptabilité à toutes les conditions d’élevage, extensif ou semi intensif en étang, polyculture, association riz pisciculture, cages en lac et rivière, eaux saumâtres, intensif en étangs et raceways, Aquaponi, super intensif avec des charges qui peuvent dépasser 150Kg/m3 (Yao et al., 2008) I.3.1.Taxonomie et morphologie I.3.1.1.Caractéristiques taxonomiques Le tilapia constitue la sous famille des Tilapiinae, appartenant à la famille des cichlides, à l'ordre des perciformes dont la particularité la plus apparente est une ligne latérale discontinue. Cette famille des cichlidae comprend quatre genres (Trewavas, 1983) :  genre Tilapia, constitué de pondeurs sur substrat;  genre Sarotherodon, constitué d'incubateurs buccaux chez lesquels la garde de la progéniture est assurée par les deux ou un seul des parents. Le dimorphisme sexuel de croissance est peu marqué;  genre Oreochromis, composé d'incubateurs buccaux chez lesquels la cellule familiale est maternelle. Le dimorphisme sexuel de croissance est très marqué, la femelle étant plus petite que le mâle;  genre Danakila, qui est un genre mono spécifique de faible importance économique. (Almin et al., 2015). 7

Elle est également composée de 40 espèces, originaires des eaux douces et saumâtres d’Afrique mais, en élevage, seul le genre Oreochromis est représenté avec cinq espèces principales :  Oreochromis niloticus (Tilapia du Nil)  Oreochromis mossambicus ;  Oreochromis aureus ;  Oreochromis hornorum ;  le tilapia rouge, issus du croisement entre : O. mossambicus x O. niloticus. I.3.1.2. Morphologie Les Cichlides se distinguent des autres familles par des caractères nets (Amoussou et al., 2016) :  un corps couvert d'écailles imbriquées;  un œil de chaque côté du corps;  des nageoires ventrales rapprochées des pectorales et situées au-dessus de ces dernières;  une seule nageoire dorsale à rayons antérieurs épineux;  trois épines à la nageoire anale;  une seule narine de chaque côté

Figure 1: Tilapia du Nil (CRODT, 2017) I.3.2.Répartition géographique Le tilapia du Nil (Oreochromis niloticus) est l’espèce de poisson qui présente une répartition originelle strictement africaine couvrant les bassins du Nil, du Niger, des Volta et du Sénégal jusqu'au lac Tanganika ainsi que la vallée du Jourdain en Palestine (Philippart et Ruwet, 1982) (figure 2). Au début du 20ème siècle et pour augmenter la production de la protéine animale, une série d'introduction et d'acclimatation de cette espèce a eu lieu dans divers pays. Mais ces introductions ne se sont pas limitées à l'Afrique puisqu'on trouve cette espèce aussi bien en Amérique Centrale (Hawaï, Mexique), en Amérique du Sud (Brésil), en Amérique du Nord (Arizona, Californie) et en Asie (Thaïlande, Chine, Japon). Enfin cette espèce commence également à être cultivée dans les eaux chaudes industrielles en régions tempérées. C'est le cas en Europe (Allemagne, 1977 et Belgique, 1980) (FAO, 2002).

Figure 2: Répartition originelle d'Oreochromis niloticus en Afrique (FAO, 2002) I.3.3.Ecologie De nombreuses études de terrain et de laboratoire montrent qu'Oreochromis niloticus est une espèce relativement euryèce et eurytope adaptée à de larges variations des facteurs écologiques du milieu aquatique et colonisant des milieux extrêmement variés. (Pullin et Lowe, 1982). I.3.3.1.Température Oreochromis niloticus, espèce thermophile, se rencontre en milieu naturel entre 13,5 et 33°C mais l'intervalle de tolérance thermique observé en laboratoire est plus large : 7 à 41°C pendant plusieurs heures (Balarin et Hatton, 1979). La température optimale de reproduction se situe entre 26 et 28°C, le minimum requis étant 22°C ; cette espèce ne se nourrit pas en dessous de 15°C (Malcolm et al., 2000).

I.3.3.2.Salinité Bien que O. niloticus soit une espèce d'eau douce, son euryhalinité est bien connue car, on le rencontre dans les eaux de salinité comprise entre 0,015 et 30 %o. Toutefois, audelà de 20 %o, l'espèce subit un stress important qui la rend sensible aux maladies, réduisant sa compétitivité par rapport à d'autres espèces. La reproduction serait inhibée en eau saumâtre à partir de 15 à 18 %o (Malcolm et al., 2000). I.3.3.3.Potentiel d'hydrogène (pH) La tolérance aux variations de pH est très grande puisque l'espèce se rencontre dans des eaux présentant des valeurs de pH de 5 à 11. L'idéal étant situé entre 6,5 et 8,5. Lorsque le pH atteint 2 à 3, un comportement de stress physiologique apparaît avec une nage rapide, une accélération des mouvements operculaires, une remontée en surface pour avaler l'air, une incapacité de contrôler la position du corps et enfin la mort du poisson (Malcolm et al. 2000). I.3.3.4.Oxygène (O2) dissous Pour la concentration en oxygène dissous, cette espèce tolère à la fois des déficits et des saturations importantes. Ainsi jusqu'à 3 mg/l d'oxygène dissous, O. niloticus ne présente pas de difficulté métabolique particulière mais en deçà de cette valeur, un stress respiratoire se manifeste, bien que la mortalité ne survienne qu'après 6 h d'exposition à des teneurs de 3 mg/l. Il n'empêche que cette espèce peut supporter, sur de courtes périodes, de faibles concentrations en oxygène dissous. L'optimum requis est de 5 mg/l. Sa consommation est en relation directe avec l'importance de la ration alimentaire : l'accroissement est minimum avec la ration de maintenance et maximum avec la ration maximale (Malcolm et al., 2000).

I.3.3.5.Composés azotés La concentration des déchets azotés excrétés par les branchies et l'urine est en fonction de la température, de la taille des poissons, de la concentration en l'ammoniaque dans le milieu et la qualité de l'aliment. Elle doit être maintenue inférieure au seuil critique d'O. Niloticus et ne doit pas dépasser 5 mg/l pour les nitrates, 500 mg/l pour les nitrites, 15 mg/l pour l'ammoniaque total (Malcolm et al., 2000). I.3.4.Régime alimentaire La nourriture des herbivores, tels que les Tilapias, est généralement excédante à leur capacité de consommation, mais la qualité de cette nourriture est très variable (principalement en apport protéique), ce qui influe sur leur croissance. Étant donné que les arcs branchiaux d'Oreochromis niloticus disposent de micro-branchiospines et de branchiospines longues et nombreuses, l'eau qui y transite est véritablement filtrée de son plancton. Cette espèce est donc, en milieu naturel, essentiellement phytoplancton phage et consomme de multiples espèces de Chlorophycées, Cyanophycées, etc...; ce qui ne l'empêche pas d'absorber du zooplancton et même des sédiments riches en bactéries et diatomées. Mais en milieu artificiel (système de pisciculture) cette espèce est pratiquement omnivore valorisant divers déchets agricoles, tirant parti des excréments de porcs ou de volailles, de déchets ménagers, acceptant facilement des aliments composés sous forme de granulés, etc... Cette capacité d'adaptation à divers aliments et déchets est phénoménale et est à la base de sa haute potentialité pour la pisciculture. (Amoussou et al., 2016).

I.3.5.Biologie de la reproduction I.3.5.1.Maturité sexuelle Oreochromis niloticus est connu pour sa maturité sexuelle précoce qui peut intervenir dès 3-4 mois dans certains élevages ; des individus de 30 g et de 8 cm peuvent se reproduire (Balarin et Haller, 1982). Elle est en fonction des conditions de milieu et de la densité des individus. Dans les milieux naturels, la taille de première maturité chez O. niloticus varie généralement entre 14 et 20 cm, ce qui correspond à un âge de 2 à 3 ans, mais peut atteindre 28 cm et différer chez les mâles et les femelles. Toutefois cette taille de maturité peut se modifier au sein d'une même population en fonction des conditions fluctuantes du milieu (FAO, 2002). I.3.5.2.Fécondité : Oreochromis niloticus présente une faible fécondité qui varie de quelques centaines d'œufs à plusieurs milliers par ponte chez les gros individus. Par contre, la fréquence élevée de ponte et la garde parentale des alevins (incubation buccale), permettent d'obtenir de bonnes productions d'alevins par femelle. La fécondité absolue (nombre d'ovules pondus en une fois) est aussi très variable puisqu'elle fluctue fortement en fonction du poids des femelles, des milieux et des saisons (Moreau, 1979). I.3.5.3.Reproduction : La reproduction du tilapia a lieu quand la température dépasse les 22°C. Le mâle délimite un territoire sur lequel il creuse un « nid » dans le substrat et, tente d’attirer une femelle prête à pondre. Les femelles, allant d’un territoire à l’autre, finissent par choisir un nid et y forment un couple éphémère avec le mâle présent. Dès que les ovules sont déposés au fond du nid, ils sont fécondés par le mâle, puis repris en bouche par la femelle pour leur incubation. Après que tous les ovules aient été pondus et fécondés, la femelle s’éloigne pour incuber ses œufs dans une zone abritée. L’éclosion a lieu dans 4 à 5 jours, plus tard, dans la bouche de la femelle. La vésicule vitelline est résorbée au bout de 11 à 12 jours, selon la température. Dès lors, les larves sont capables de se nourrir, elles s’échappent de la bouche de la femelle. 13

Elles restent à proximité pour se réfugier dans sa bouche, au moindre danger. Lorsqu’elles atteignent une taille de 1cm, elles s’affranchissent définitivement de leur mère qui les libère en eau peu profonde. Une femelle, dans de bonnes conditions peut se reproduire tous les 40 jours. En moyenne, à 25-28°C, on considère qu’une femelle peut pondre de 3 à 7 fois par an. Cependant, à cause de la phase d’incubation buccale et de protection des larves, les femelles ne se nourrissent, de ce fait leur croissance est donc plus faible que celle des mâles (Baroiller et Jalabert, 1990).

Figure 3 : Cycle de production de tilapia du Nil (FAO, 2012)

I.3.6.Expression du sexe Chez le poisson, en fonction du sexe, les types de reproduction rencontrés peuvent être classés ainsi : le gonochorisme ou l'existence de sexes séparés ; l'hermaphrodisme, les deux sexes pouvant être rencontrés chez le même individu; unisexualité, rencontrée chez des espèces à populations mono sexes femelles (Chourrout, 1988). La manifestation du sexe dépend de deux processus: le déterminisme sexuel et la différenciation sexuelle. Le déterminisme sexuel est responsable du sexe génotypique, tandis que la différenciation sexuelle est responsable du développement des différents types de gonades, testicules ou ovaires : c'est le sexe phénotypique. Ces deux processus, justifient l'existence des deux possibles sexes morphologiques fonctionnels et phénotypiques mâle ou femelle. Habituellement un génotype femelle entraîne l'expression d'un phénotype femelle et un génotype mâle, l'expression d'un phénotype mâle. Cependant chez certains animaux, surtout les vertébrés inférieurs, la différenciation sexuelle peut être influencée par des facteurs environnementaux au point que le sexe phénotypique ne corresponde pas au sexe génotypique (Adkins-Regan, 1987). I.3.6.1.déterminisme sexuel Le déterminisme sexuel regroupe l'ensemble des éléments génétiques qui sont responsables de l'existence des gonades, c'est-à-dire le groupe de gènes responsables de la formation des gonades. Les gènes du déterminisme sexuel ne seront pas seulement responsables de la présence des gonades mais aussi de leur forme, en organes fusionnés ou en pair, ou en cellules différenciées en tissus de testicules ou en ovaires avec ou sans cavités ovariennes. Il existe trois modèles de déterminisme sexuel, applicables aux poissons : chromosomal, polygénique et le dernier étant une interaction génotypeenvironnement. Le modèle chromosomal repose sur la présence de chromosomes sexuels, où une paire de chromosomes, appelés hétérochromosomes (Bull, 1983 ; Tave, 1993).

La plupart des espèces de téléostéens d'intérêt commercial, produit des sex-ratios mâles femelles pas significativement différentes de 1 : 1 en fonction des géniteurs et des conditions environnementales. Ce qui suppose qu'elles possèdent un déterminisme sexuel du système chromosomal femelle / mâle soit Xx/XY soit ZW/ZZ (Jalabert et al., 1974). Le sexe chez des individus où les deux chromosomes sont identiques est dit homogamétique. C'est le cas des femelles d 'Oreochromis niloticus dont la femelle est XX et le mâle XY (Hopkins et al., 1979). Le déterminisme sexuel polygénique est un système où des gènes épistatiques mâle et femelle sont présents aussi bien sur les autosomes que sur les hétérochromosomes (Winge, 1934; Hunter et Donaldson, 1983 ; Priee, 1984; Chourrout, 1988). Le sexe de l'embryon sera donc déterminé dans ce cas par le résultat de la force relative des facteurs mâle et femelle présents sur les chromosomes hérités de chaque parent. Ainsi Avtalion et Don, 1990 suggèrent l'existence de trois génotypes WW et WY pour les femelles et YY pour les mâles, avec recombinaison génétique entre les gènes déterminant le sexe et les centromères, chez Oreochromis aureus. Le cas le plus illustratif du déterminisme sexuel induit par les interactions génotype-environnement est celui de menidia où le déterminisme sexuel dépendra beaucoup de la température d'incubation pendant un stade précis du développement larvaire (Conover et Heins, 1978; Conover et Fleisher, 1986). I.3.6.2.Différenciation sexuelle Elle est liée aux évènements qui interviennent pendant le développement de l'individu et qui permettent l'expression du sexe génétique en sexe phénotypique approprié. La différenciation sexuelle regroupe donc l'ensemble des processus qui se passent dans la gonade primordiale. C'est-à-dire la migration des germes des cellules primordiales, l'établissement des gonades et la différenciation de ces dernières en testicules ou ovaires (Bruslé, 1983). Chez les tilapias la différenciation sexuelle intervient d'abord chez les femelles puis chez les mâles (Baroiller, 1988) et cette différence peut être observée sur des coupes histologiques des gonades bien avant que tout changement externe ne soit visible chez les individus (Piferrer, 2001). Les signes précurseurs d'une différenciation en faveur du sexe femelle, sont l'entrée des ogonies en méiose et/ou la prolifération de 17

cellules somatiques pour former la cavité ovarienne (Bruslé et Bruslé, 1983 ; Nakamura et al., 1998). Chez le mâle, la différenciation sexuelle intervient plus tard et est caractérisée par l'apparition des spermatogonies, l'arrangement des cellules germinales et cellules somatiques en lobules et la différenciation du système vasculaire du testicule (Piferrer, 2001). Chez certaines espèces comme celles du genre Oreochromis, une différenciation morphologique des gonades précède la différenciation cytologique (Nakamura et Takahashi, 1973 ; Nagahama, 2000). Chez Oryzias latipes la différenciation cytologique précède celle anatomique (Satoh et Egami, 1972). La différenciation sexuelle chez les poissons peut suivre deux voies possibles: Dans un premier cas, les cellules gonadiques primordiales se différencient directement soit en ovaire soit en testicule. C'est le cas des espèces dites différenciées telles que le medaka (Yamamoto, 1953), Oncorhynchus kisutch (Piferrer et Donaldson, 1989) Cyprinus carpio (Komen et al., 1992). Le second cas est la différenciation où, à l'éclosion, tous les animaux ont des gonades non différenciées. Plus tard dans la croissance, chez approximativement la moitié des poissons, la différenciation en faveur du sexe femelle s'arrête et la différentiation en faveur du sexe mâle continue. Les espèces qui suivent cette voie sont dites espèces indifférenciées (Yamamoto, 1969). C'est le cas de Poecilia reticulata (Yamamoto, 1969), Eptatretus stouti (Gorbman, 1990) Anguilla (Colombo et grandi, 1990). La connaissance de la nature des inducteurs de la différenciation sexuelle est d'une importance capitale pour l'efficacité du contrôle du sexe. Chez les mammifères les hormones stéroïdiennes sont divisées en quatre grands groupes sur la base de leur fonction physiologique: les androgènes, les œstrogènes, les progestagènes et les corticostéroïdes. Ces quatre groupes ont été identifiés chez les poissons (Fostier et al., 1983) et plus particulièrement pendant la période de différenciation sexuelle chez le tilapia. Baroiller, 1988; Baroiller et al., 1988). Yamamoto en 1969 trouve que les stéroïdes sexuels sont les inducteurs naturels du sexe. Les stéroïdes sexuels seraient principalement impliqués dans la régulation de la différenciation du sexe, de la gamétogenèse, et de la reproduction. Cependant, ils ne seraient pas les substances spécifiques de la différenciation du sexe. Ainsi des enzymes stéroidogéniques ont été identifiées avant ou pendant la période de différenciation 18

sexuelle chez 0. mykiss (Van Den Hurk et al., 1982 ; Antilla 1984 ; Feis T et Schreck, 1996) et chez Oreochromis niloticus (Hine S et al., 1999). De plus, des traitements avec une aromatase inhibitrice transforment un saumon génétiquement femelle en mâle fonctionnel (Piferrer et al., 1994). Les stéroïdes sexuels agiraient à travers des récepteurs spécifiques sur des cellules cibles. Les récepteurs des androgènes et des œstrogènes ont été caractérisés chez les poissons (Fitzpatrick et al., 1994 ; Chang et al., 1999 ; Todo et al., 1999). Selon Adkins-Regan, 1981, les stéroïdes sexuels agissent, pendant la période de différenciation sexuelle, comme des facteurs morphogéniques et plus tard pendant la maturation sexuelle, comme des facteurs activateurs. I.3.7.Controle du sexe chez le tilapia I.3.7.1.Production d’alevins mono-mâles L'efficacité de la reproduction chez le tilapia repose sur les caractéristiques physiologiques et/ou éthologiques (Mc Bay, 1961 ; Philippart et Ruwet, 1982; Eyeson, 1983 ; Owusu-Frimpong., 1987). La production d’alevins mono-mâles est une garantie de la réussite de l’élevage. Les mâles ont des croissances supérieures aux femelles et sont donc plus intéressants à élever. Une population mâle permet surtout d’éviter les problèmes liés à des reproductions incontrôlées qui débouchent sur des problèmes de surpopulation, de blocage de croissance, de pertes énergétiques liées à la reproduction. Plusieurs techniques permettent de déboucher sur la production d’alevins mâles. I.3.7.1.1.Séparation des sexes par tri visuel Les poissons sont triés par sexe à partir de l’observation de leurs papilles génitales. Ils doivent atteindre un poids suffisant (+/-20 g) pour permettre une identification des papilles génitales. Cette méthode est couteuse en main d’œuvre. Elle induit par ailleurs des risques d’erreur de l’ordre de 20%, une perte de poissons et d’aliment, les femelles étant jetées.

I.3.7.1.2. Hybridation L'hybridation de plusieurs espèces de tilapia (par exemple: Oreochromis. niloticus × Oreochromis aureus) conduit à une progéniture caractérisée par une proportion élevée (90 à 100%) de mâles. Le principal désavantage de cette méthode est la nécessité de maintenir une souche pure de géniteurs. I.3.7.1.3. Température thermique La technique d'inversion thermique du sexe à 36 °C sur des embryons ou des alevins, permet d’obtenir plus de 90% d’individus mâles. La production d'alevins mono-sexes doit être réalisée en bouteille de Zoug ou en aquarium. Ce traitement doit être appliqué sur les œufs fraîchement fécondés jusqu’à l'éclosion (2-3 jours) ou sur des alevins pendant 1 mois. I.3.7.1.4. Utilisation de « Super-mâles » L’utilisation de mâles reproducteurs de génotype YY, croisés avec des femelles XX débouche, en théorie, sur une descendance composée, exclusivement, de mâles XY. En fait, cette technique aboutie sur une population de 97% à 98% de mâles. Cette expérience est pratiquée en Chine. Elle permet de s’affranchir des tris coûteux. Quelle que soit la technique pratiquée, les étangs de reproduction et d'alevinage sont installés en dérivation, afin d'éviter l'introduction d'espèces étrangères indésirables (T.zillii), particulièrement, de prédateurs tels que Hemichromis fasciatus, H. bimaculatus, Clarias spp, etc. I.3.7.1.5. Inversion hormonale du sexe L'inversion hormonale du sexe consiste en l'utilisation d'hormone stéroïdiennes, soit male (androgènes), soit femelle (oestrogéne) pour la production de populations mono sexes mâle et femelle respectivement. Les stéroïdes sexuels sont impliqués dans le processus naturel de la différenciation sexuelle. Le fondement du contrôle de ce processus passera donc par l'administration de stéroïdes sexuels exogènes des poissons sexuellement indifférenciés. 20

Ainsi, il est possible d'orienter le déroulement normal de la différenciation sexuelle vers le phénotype

désiré. L'intervention sur les mécanismes qui contrôlent la

différenciation sexuelle chez le poisson commence par l'administration d'hormones stéroïdiennes pendant les stades sensibles du développement (Berkowitz, 1937; Castelnuovo, 1937; Padoa,

1937). Cependant, seulement des poissons intersexués

furent produits pendant ces premières expériences. Yamamoto (1953) fut le premier à réussir une complète inversion hormonale du sexe et plus tard établit les critères pour un traitement hormonal efficace (Yamamoto, 1969) :  les stéroïdes sexuels doivent être administrés avant

toute différenciation

gonadique, à une dose dépendant de l'espèce traitée et de la nature du stéroïde. (Guerrero, 1982; Pandian et Varadaraj, 1987);  Les traitements hormonaux doivent être poursuivis jusqu’après la période de différenciation sexuelle (Baroiller, 1988).  Les effets des stéroïdes sexuels exogènes sont habituellement permanents chez la plupart de téléostéens mais peuvent être transitoires, c'est-à-dire que des poissons masculinisés ou féminisés retournent à leur phénotype original (Olito et Brock, 1991 ; Lim et Wong, 1996). Plusieurs méthodes ont été développées pour l'administration des hormones aux poissons. Crim (1985) classifie ces méthodes en méthodes aigues et en méthodes chroniques. Les méthodes aigues comprennent :  l'injection intramusculaire (Schreck, 1973) ou injection dans la cavité du corps (Olivereau et Olivereau, 1979) ou sous forme de suspension (Pankhurst et al., 1986) ;  l'administration dans l'eau de l'aquarium (Van den Hurk et Van Oordt, 1985);  l'immersion ou balnéation (Goetz et al., 1979), fréquemment utilisées chez les salmonidés,

Les méthodes chroniques comprennent  les traitements par voie alimentaire (Goetz et al., 1979);  les capsules élastiques (Shelton, 1982);  les graines de cholestérol (Higgs et Donaldson, 1975);  la pompe osmotique (Down et al., 1988). I.3.1.5.1.Paramètres du traitement hormonal Pour la réussite d'un traitement d'inversion hormonale du sexe, un certain nombre de variables doit être pris en compte. Ces variables peuvent être scindées en deux catégories: qualitative et quantitative (Piferrer, 1990). I.3.7.1.5.1.1.Variables qualitatives Egalement appelées variables attribuées, elles prennent en compte:  Type de stéroïde : Les œstrogènes ou les androgènes sont utilisés pour le contrôle du sexe chez le poisson. Les androgènes comme la 17a-methyltestosterone sont utilisés pour la masculinisation lorsqu'ils sont administrés en petites doses ou pendant une période assez courte (Owusu-Frimpong et Nijjhar, 1981). Cependant, une situation de féminisation paradoxale est observée lorsque la dose de MT est élevée. C'est ainsi qu'à 1000 ug.g-1 d'aliment, la méthyltestostérone conduit chez Oreochromis mossambicus à une féminisation (Nakamura, 1975). La stérilisation intervient lorsque que l'on alimente C. carpio à 400 mg de l 7-methyltestosterone par kg d'aliment pendant 30 jours (Nagaraj et Rao, 1988)  Nature du stéroïde : Plusieurs stéroïdes naturels et synthétiques ou leurs dérivés chimiques peuvent entrainer le c o ntrôle du sexe chez le poisson Donaldson, 1992;

Kavumpurath

and

(Yamamoto, 1969; Piferrer e t

Pandian, 1993). Ces

substances

synthétiques sont capables d'activer les récepteurs estrogène et androgène et réguler ainsi la transcription de certains gènes (Piferrer, 2001). Ainsi la sont utilisés pour la féminisation de 0. Aureus (Rosenstein et Hulata, 1994) ou 0. Niloticus (Gilling et al., 1996) et la 17a-MT pour la masculinisation (Levy et Aronson, 1955).

I.3.7.1.5.1.2.Variables quantitatives Les principales variables sont le timing, la dose, la durée. La valeur effective de chacune de ces variables pour une espèce donnée varie en fonction du type d'hormone, de son origine (naturelle ou synthétique) et des objectifs même de l’expérience. Ce sont :  Timing du traitement : En général, les individus sexuellement indifférenciés sont plus sensibles aux effets des traitements. Il existe une période dite labile pendant laquelle les gonades sont plus sensibles à l’action des stéroïdes exogènes (Nakamura et Takahashi, 1973; Hackmann et Reinboth, 1974). Toutefois, l'existence d'une période labile ne signifie pas toujours qu'en dehors de cette période, il ne peut plus avoir d'inversion sexuelle. En effet, peu de temps après la différenciation sexuelle, les gonades sont encore assez sensibles aux stéroïdes exogènes comme l'ont montré les travaux de Blasquez et al. (1999) sur le bar Européen et de Nakamura (1984) sur la truite 0. keta. Cette sensibilité des gonades, en dehors de la période labile chez certaines espèces, s'expliquerait par la bipotentialité des cellules germinales (Shibata et Hamaguchi, 1988) ;  Dose de traitement : La réponse aux traitements est dose-dépendante et des intersexués pourraient apparaitre lorsque de très fortes doses sont utilisées (Hunter et Donaldson, 1983). Hishida (1965) estime que la dose effective de stéroïde pour induire l’inversion sexuelle est loin inférieur à la dose de stéroïde présente dans l’eau ou dans l’aliment lors des traitements;  Durée des traitements Elle est variable selon l’espèce, allant de quelques heures lorsque les traitements sont faits sous forme d’immersion à des mois, lorsqu’ils sont appliqués par la voie alimentaire (Piferrer, 2001). Il apparait donc que l’efficacité des traitements hormonaux requiert une combinaison de la dose du stéroïde et de la durée de l’application (Piferrer et Donaldson, 1993). Cependant, l’utilisation de doses élevées pourraient prolonger la durée de la période labile (Hackmann et Reinboth, 1974 ; Piferrer et Donaldson, 1989,1992).

Parmi ces méthodes citées, le sexage manuel utilisé en Afrique ne peut être effectué que sur des animaux matures. Par ailleurs, il nécessite du temps et de la main d'œuvre et s'accompagne d'au moins 10 % d'erreurs de diagnostic (Lazard, 1980). En ce qui concerne l'hybridation, il est difficile de maintenir un pourcentage très élevé de mâles hybrides de première génération. Ceci est lié à la contamination des souches parentales de géniteurs par des descendants hybrides. En revanche, l'inversion hormonale masculinisant s'est révélée être un outil fiable. I.3.7.2.Traitement hormonal (17-α- Méthyltestostérone) des alevins Une ponte donne naissance à une population de larves constituée de 50 % de mâles et de 50% de femelles. Chez Oreochromis niloticus, les mâles possèdent deux chromosomes sexuels XY et les femelles XX. Durant le mois qui suit la résorption de la vésicule vitelline, on peut orienter le développement sexuel des larves, vers un comportement mâle ou femelle. Les larves, dès la résorption de la vésicule vitelline sont traitées avec une hormone masculinisant (17 α méthyl testostérone), ce qui provoque le développement des gonades. Au bout d’un mois de traitement, on obtient une population constituée de 97% de mâles. En réalité cette population est composée à moitié de « vrais mâles » XY et de néo-mâles XX. Les stéroïdes artificiels présentent une meilleure efficacité de masculinisation que les androgènes naturels. L'efficacité de la 17 α méthyl testostérone est attribuée à son élimination plus lente que celle des stéroïdes naturels comme la testostérone (Baroiller, 1988). Les alevins de Tilapia traités aux androgènes présentent généralement une croissance plus rapide que ceux non traités (Rothbard et al., 1983). La posologie de la 17-α- méthyl testostérone (MT) utilisée pour produire tous les tilapias masculins, varie en fonction des expériences. Les doses varient de 10-100 mg. Par exemple, la préparation et l'administration de l'aliment selon Rothbard et al., 1983 sont décrits comme suit : Dissolution de 60 mg de 17 α méthyl testostérone dans 0,5 l d'éthanol à 95% ; Mélange de la solution dans 1 kg d'aliment ; Évaporation de l'éthanol par séchage du mélange au soleil durant quelques heures Nourrissage des alevins à raison de 14% de leur poids par jour. 24

Cette technique est utilisée depuis plusieurs années par certains pays producteurs de Tilapia comme Israël, Taiwan et les philippines. Toutefois, elle implique de traiter chaque nouvelle population d'alevins destinés à la production. Or, l'utilisation de l'hormone pour la production destinée à la consommation humaine reste interdite dans de nombreux pays (France, Royaume Uni...) pour qui le devenir et l'effet des produits de dégradation des stéroïdes de synthèse sont insuffisamment étudiés (Baroiller et Toguyeni, 1996).

CHAPITRE II: 17 α METHYLTESTOSTERONE II.1.GENERALITE SUR LA METHYLTESTOSTERONE (MT) L’hormone 17α-méthyl testostérone (MT) est un anabolisant produit synthétiquement et un androgène stéroïde; c’est-à-dire qu'il favorise à la fois la croissance musculaire et le développement sexuel des individus masculins. C’est un composé cristallin blanc vendu en poudre ou sous formes de comprimés, de structure chimique C20H3002, connu sous le nom de 17 bêta-hydroxy, 17 alpha-méthyl-4-androstène-3-one ou 17-alpha méthyl testostérone. Indiqué par le n° CAS (chemical Abstracts Service) : 58-18-4, la MT imite étroitement la testostérone, l'hormone produite naturellement et, par conséquent, d'autres formes synthétiques de la testostérone ont été largement utilisées dans la médecine humaine comme un supplément d'hormone pour traiter les hommes présentant un déficit en testostérone (Bhasin et al., 1998). Il a également été utilisé pour traiter les femmes atteintes d'un cancer du sein et, en même temps que l'œstrogène, pour traiter les symptômes de ménopause. De fortes doses d'hormones mâles exogènes, y compris MT, sont connus pour causer des effets secondaires, notamment des dommages au foie, mais des niveaux inférieurs produisent réellement différents avantages pour la santé, y compris la réduction des risques de maladies cardio-vasculaires et le cancer. Dans l'ensemble, il a été montré que les effets secondaires de la supplémentation en testostérone chez les humains sont minimes lorsque les niveaux de testostérone plasmatique sont maintenus dans la normale physiologique (Bhasin et al., 1998). La dose typique de MT dans le traitement hormonal humain, ou comme un supplément, est de 20 à 40 mg/jour pendant un maximum de quatre semaines, par voie orale. Les hormones anabolisantes (androgènes et œstrogènes) sont aussi largement utilisées dans l'agriculture pour favoriser le gain de poids chez les bovins et les ovins. Commercialement vendus des implants hormonaux pour bétail contiennent typiquement un mélange à la fois naturel et exogène d’hormones mâles et femelles, y compris 200 mg de testostérone. Ces implants, placés dans l'oreille, contiennent des quantités relativement importantes d'hormones qui sont libérées de façon continue sur plusieurs mois. Le temps d'attente pour l'implant est nécessaire avant que les animaux ne soient abattus (Velle, 1982). En moyenne, la consommation d’une personne adulte, d'hormones 26

dans les aliments comme la viande et les produits laitiers est d'environ 10 ug de progestérone/jour et 0,05 pg de testostérone/jour (Shore et Shemesh, 2003). Par rapport aux doses d'hormones appliquées en médecine humaine ou en production animale, l'utilisation de MT dans l'élevage de tilapia (poisson) consiste à exposer seulement les étapes de traitement à des quantités infimes, typiquement inférieure à 0,02mg par tilapia au total. De plus, le sexe inversé de tilapias sont élevés pendant au moins cinq mois après la cessation du traitement hormonal, jusqu'à ce qu'ils atteignent la taille commerciale, par laquelle aucun résidu d’hormone ne reste.

II.2.UTILISATION DE LA 17 α METHYLTESTOSTERONE DANS L’ELEVAGE DU TILAPIA L'utilisation de la 17α méthyl testostérone, à partir de la fin des années 1960, dans l'élevage de tilapia, pour induire une inversion sexuelle, est devenue une pratique courante dans de nombreuses régions du monde. Les alevins de tilapia, en se nourrissant de petites quantités d'hormone mâle (MT), avant et pendant la différenciation sexuelle, la quasi-totalité des poissons traités se développe morphologiquement comme des individus mâles. Cette efficacité de l'inversion sexuelle des tilapias par des androgènes synthétiques (MT) peut découler de leur activité androgénique ou encore comme inhibiteurs de l'activité de l'aromatase. Ce dernier est une enzyme responsable de la biosynthèse des œstrogènes. C’est pourquoi, son inhibition mène à un grand hypoestrogénisme (un faible taux d'œstrogènes). Cette forme de contrôle offre un avantage supplémentaire permettant d’obtenir uniquement des tilapias mâles qui sont plus gros, avec une croissance uniforme en taille et plus rapide que celle des femelles. (Smith et Phelps, 1997; Hussain et al., 2005). Ces caractéristiques de croissance souhaitable sont représentées notamment par le tilapia du Nil (Oreochromis niloticus), qui est la principale espèce de tilapia d'élevage dans le commerce mondiale (FAO, 2006). La production de mono sexes mâles de tilapia peut également se faire par d’autres méthodes tels que le sexage manuel, la manipulation génétique pour produire des hybrides ou des mâles génétiquement améliorés connus sous le nom de "super males" (Mires, 1982; Hulata, 1997). Cependant l’inversion hormonale du sexe est largement reconnue par les producteurs à être beaucoup plus simple, plus efficace et cohérent que 27

ces autres techniques. Pour les marchés européens, la taille marchande recommandée pour le tilapia dépasse les 600 g (taille atteinte au bout de 10 mois d’élevage). A ce stade de production, la différence de poids corporel entre Oreochromis niloticus mâles et femelles est significative, le mâle double carrément de poids par rapport à la femelle d’où l’intérêt économique d’avantager et de perpétuer cette manipulation hormonale (Rutten et al., 2005). En Afrique ou en Asie, la taille marchande est nettement inférieure, elle est d’un minimum de 300 g. De même, la sélection génétique n'a pas été considérée comme favorable en tant que mécanisme pour réduire la grande différence dans la taille du corps entre mâle et femelle d’Oreochromis niloticus (Falconer et al., 1996). Par conséquent, le traitement des alevins de tilapia avec MT a été émergé comme la technique standard pour produire du poisson tout-mâle dans l'élevage du tilapia. Bien que les statistiques de l'aquaculture ne séparent pas les poissons et filets traités et ceux non traités, on peut supposer que la grande majorité des produits de tilapia dans le commerce international sont dérivés de poissons traités aux MT. La procédure de traitement hormonal pour le tilapia devrait commencer à partir de deuxième ou troisième jour après que les alevins sont libérés de soins maternels, et consiste à donner les premières-alimentation aux alevins de tilapia. Ces aliments en poudre pour poissons doivent contenir 30-60 mg MT / kg de régime alimentaire. L’alimentation traitée aux hormones est prévue pour 21-28 jours. Au moment de l'arrêt du traitement hormonal, la taille moyenne des alevins est encore seulement 0,3 g environ (FAO, 2006). Basé sur le TCA (taux de conversion alimentaire) de 1:1 (à savoir 1g d’aliment produit 1g de poisson), alors la consommation de l'hormone par poisson est pas plus de 60 mg x 0,4 g / 1000 g = 0,024mg. Dans la pratique, les producteurs de tilapia essaient de minimiser l'utilisation d'hormones et de maximiser le TCA, afin de réduire les coûts et augmenter l’efficacité de production. Le plus grand producteur de tilapia en Thaïlande, par exemple, utilise environ 10g de 17 α MT pour un million d'alevins, ce qui équivaut à l'hormone de 0,01mg par poisson. Ce niveau de consommation d'hormones par les alevins de tilapia (0,1-0,2mg MT / poisson) est non seulement minuté, mais la MT ingérée est rapidement éliminée et diminuée dans les jours à des niveaux indétectables dans les viscères, la carcasse, le sang et les muscles des poissons traités. Par exemple, à

moins de 100 heures de la fin du traitement de MT, cette hormone était présente à moins de 1% de son niveau initial dans le tilapia du Mozambique (Johnston et al., 1983). L’élimination de l'hormone est rapide dans le poisson, car il est censé se produire principalement par excrétion dans les fèces et par l'intermédiaire des branchies (Cravedi et al., 1993). Néanmoins, on peut souligner les risques que MT peut entrainer si les conditions de traitement ne sont pas respectées. Les dangers potentiels associés à son utilisation dans l’élevage du tilapia peuvent être divisés en trois aspects principaux; les risques pour les consommateurs de tilapia, pour les manipulateurs du poisson et pour l'environnement.

II.3.RISQUES POTENTIELS DE LA 17 α METHYL TESTOSTERONE II.3.1.Sur les consommateurs de tilapia Au cours des 25 dernières années, des études scientifiques ont montré à maintes reprises que MT ne s’accumule pas dans la chair de tilapias et autres espèces de poissons. (Johnston et al., 1983). Ces études ont aussi démontré que, les niveaux de MT sur le corps entier de poisson traité, ne sont détectables que seulement 100 heures après le retrait du régime traité à l'hormone. Dans la carcasse de poisson, la MT était indétectable après seulement 50 heures du retrait de l'hormone. Ce rythme rapide de la clairance de la MT était similaire chez les deux espèces. Un certain nombre d'études ultérieures ont corroboré ces conclusions antérieures, à savoir que l'alimentation administrée contenant du MT ne trouve pas son chemin dans la chair de poisson. Ainsi, on peut détecter aucun résidu d'hormones dans la viande de la truite alimenté à 30 mg de 17 alpha-MT par kg d'aliment de poisson pendant 35 jours d’après Gulla et al., 2007, alors que des études montrent que les niveaux d'hormones dans le tilapia chute à un niveau normal cinq jours après l’arrêt de l'alimentation contenant du MT (Guerrero, 2008). Dans les études expérimentales sur les filets de tilapia vert Teichert, en 2001, en analysant les filets de tilapia, a estimé que la concentration de la MT dans une portion de tissu comestible (57 à 143 g de filet) est infime et exprimée en ppt (partie par trillion), soit 1,2 à 3,4 ng de MT après un délai d’attente de 21 jours. Encore une fois, ces chiffres étaient basés sur le 21iéme jour de retrait pendant la journée et ne prennent pas en considération le métabolisme et l'excrétion associée à une période d'attente plus long. 29

Sur la base des preuves scientifiques que la MT est éliminée rapidement des poissons, il n'y a aucune possibilité qu’il persiste dans les poissons adultes après plusieurs mois requis pour leur élevage afin d’atteindre une taille commercialisable. L’évaluation de la régression de la déplétion de la radiactivité a révélé qu’il n’existe pas d’effets négatifs des résidus de l’hormone sur la santé publique. Les concentrations de la MT et de ses métabolites chez le tilapias sp. Passent sous le seuil de 100 mg/kg après un délai 6 à 50 jours (Teichert et al., 2001). De meme, Vick et Hayton (2001) ont démontré lors d’une étude pharmacocinétique de la MT chez la truite arc-en-ciel (Oncorhynchus mykiss) que sa biodisponibilité par voie orale serait de 70% et que sa demi-vie serait de 57 heures, ce qui renforce la conclusion de la déplétion rapides de la MT et de l’efficacité de l’aliment médicamenteux imprégné de la MT (Dergal, 2015) Donc, il n'y a absolument aucun risque pour la santé humaine, lorsque le tilapia adulte traité, entrait sur le marché, car la MT leur est administrée seulement au début du stade alevin. Ce traitement au MT pourrait encore être perçu comme dangereux pour les consommateurs de tilapia si il est appliqué avec des quantités supérieures aux doses recommandées, ou s’il est effectué pour des périodes plus longues, à savoir au-delà de l’étape de traitement et dans la phase de grossissement. Bien que cela représente un risque identifiable, il y a en fait une très forte incitation chez les producteurs pour réduire au minimum l'utilisation de MT, principalement pour des raisons de coût. En outre, il n'y a aucune preuve que des doses plus élevées ou des traitements plus longs, améliorent l'efficacité de l'inversion sexuelle de MT. (Phelps et al., 1992). Dans la recherche d'information les résultats indiquent que la MT est en réalité moins efficace si la dose recommandée et la durée du traitement sont dépassées (Yoshikawa et OGURI, 1978). II.3.2.Sur les manipulateurs Les producteurs de tilapia achètent la MT disponible sur le marché sous forme de poudre ou sous forme de comprimés. L'hormone est habituellement ajoutée à la poudre d'alimentation de tilapia, qui est ensuite offert au tilapia deux fois par jour pendant la période de traitement hormonal (FAO 2006; Guerrero, 2008). 30

Bien que les produits chimiques et pharmaceutiques utilisés dans l'aquaculture ne soient pas particulièrement dangereux, les risques pour les travailleurs exposés au MT peuvent être minimisés en suivant des procédures standards pour la manipulation d’une telle substance (Osha, 2008; Syndel, 2008). La MT est fortement insoluble dans l'eau, elle est normalement dissous dans une solution d'éthanol, avant d’être mélangée, ou pulvérisée, dans les aliments pour tilapia, ensuite séchée. Le mélange et le séchage de la matière (aliment traité) devrait être fait dans une chambre bien aérée, ou dans un espace ouvert, pour disperser l'éthanol comme il s'évapore, ce qui réduit le risque d’inhalation de la MT. L'utilisation de gants de chirurgie et un masque facial est également fortement recommandée afin de minimiser davantage le risque d'absorption de l'hormone par inhalation, ou via contact avec la peau. La phase de préparation de l'aliment contenant la MT nécessite un calcul de dose prudente et la pesée de l'hormone par rapport à la quantité de charge de MT en cours de préparation. Bien que l'utilisation de MT dans les écloseries de tilapia commerciaux devienne de plus en plus courante autour de ce monde, il n'y a eu aucun rapport d'effets néfastes sur la santé des travailleurs. En plus de porter des gants pour minimiser l'exposition par voie cutanée à MT, les femmes qui éliminent les sédiments des étangs utilisés pour le traitement des alevins, devraient porter des bottes et des vêtements de protection. Un danger plus probable découlerait de la consommation intentionnelle de MT par les femmes en raison de son anabolisant (renforcement musculaire) bien connu. Cette zone de risque peut être éliminée en gardant un inventaire strict sur la quantité d'hormone utilisée dans l’écloserie. Pour des raisons de coût, il y a de fortes hésitations pour les producteurs de tilapia d'être laxiste concernant la disponibilité et une éventuelle utilisation abusive de cette hormone. II.3.3.Sur l’environnement Il y a une attention croissante accordée à l'impact des actifs pharmaceutiques composés, y compris les hormones rejetées dans l'environnement par l'intermédiaire de rejets d'eaux usées (Heberer, 2002). En comparaison, 33 tonnes d’œstrogènes et 7,1 tonnes d'androgènes sont excrétés chaque année par les animaux d'élevage dans l’Union Européenne et 49 et 4,4 tonnes, respectivement, aux Etats-Unis (Lange et al, 2002). Les eaux usées des installations d'écloserie de tilapia ne représentent qu'une infime fraction 31

de la décharge totale de déchets dans l'environnement, néanmoins, une approche de précaution devrait être prise. Malheureusement, on sait peu sur les impacts environnementaux des eaux usées libérées par des installations de production de tilapia qui utilisent de la MT pour leur traitement ; L'une des raisons est que, presque toutes les recherches sur l’effet des hormones sexuelles sur l'environnement ont mis l'accent sur les œstrogènes, en particulier l'estrone et l'estradiol-17β, plutôt que les androgènes (Shore et Shemesh, 2003). L'utilisation de la MT standard pour la production de tilapia se traduira par la libération de ces androgènes dans le système pendant un mois. L'hormone sera libérée de la nourriture non consommée, par l'intermédiaire des matières fécales et l'excrétion urinaire, et par les branchies. La quasi-totalité (99%) de la MT repris par les tilapias est annulée dans les 100 heures après l’arrêt du traitement hormonal (Johnston et al., 1983), il en résulte que la quasi-totalité de MT, ou ses dérivés, va entrer dans le système de culture de l'eau. Ceci veut dire que les écloseries fonctionnant avec des réserves d'eau recyclées ou semi-recyclées libèrent moins de résidu d'hormone dans l'environnement que ceux qui exploitent les systèmes d'eau accréditives. Bien que la libération de l'eau contenant des résidus de MT reste un danger potentiel qui mérite d'autres recherches, le nombre très limité d'études réalisées à ce jour indiquent qu’il n’y a pas des niveaux détectables de l'hormone entrant dans l'environnement, à condition que les eaux usées de l'écloserie soient recyclées et filtrées, ou sont conservées pendant plusieurs jours avant d'être libérées dans l'environnement naturel. Des études ont aussi montré que ces hormones stéroidiens dans l’eau, sont rapidement absorbées dans les sédiment, ou son réduits en des composés inorganique via la minéralisation. Les concentration des hormones ont été considérablement réduites, de 166 à 7 ng/l pour la MT et 73 à 2 ng/l pour l’oestrogéne suite à une filtration à travers un filtre de gravier et de sable (Shore et Semesh, 2003). Lagunes et zones humides naturelles ou construites sont connues pour être très efficace pour réduire la concentration de nombreux composés pharmaceutiques présents dans les eaux usées municipales, par une combinaison de la photolyse, l'absorption de la plante, la dégradation microbienne et l’absorption du sol, ou la séquestration (White et al., 2006).

Les hormones stéroïdes dans l'eau sont rapidement absorbées dans les sédiments, ou sont réduits à des composés inorganiques via la minéralisation (Shore et Semesh, 2003). En somme, il a été vraiment prouvé par des études antérieures que la MT ne constitue aucun danger aussi bien pour les consommateurs, les manipulateurs et l’environnement, si les normes d’utilisation sont bien respectées. Néanmoins, la détection des résidus de MT sur la chair du tilapia et dans l’eau d’élevage, après traitement hormonale, fut l’objet de plusieurs recherches qui sont détaillés dans la partie suivante (Dergal, 2015).

II.4.DETECTION DES RESIDUS DE MT L’utilisation de la 17α-méthyl testostérone pour induire l’inversion sexuelle chez le tilapia peut conduire à la contamination et des problèmes en matière de santé humaine et environnementale. Par conséquent, plusieurs méthodes ont été développées et validées pour la détection et la quantification des stéroïdes anabolisants (17αmethyltestostérone) et de leurs métabolites dans diverses matrices biologiques. Des méthodes complexes et onéreuses sont disponibles, telle que la chromatographie en phase aqueuse couplée à la spectrométrie de masse (GC-MS) (Gomez et al., 2013), la chromatographie liquide couplée à un spectromètre UV (Vick et Hayton, 2001 ; Marwah et al., 2005 ; Isabel R. Barbosa et al, 2013) ou à la spectrométrie de masse (Chu et al., 2006 ; Pozo et al., 2009). Une analyse de biologie moléculaire a été faite en utilisant RT- PCR motif d'empreintes digitales dans les tissus testiculaires du tilapia du Nil; en outre, l'examen histologie-pathologique (Wagdy et al., 2011). D’autres méthodes alternatives nettement plus simples, rapides, sensibles et rentables pour le screening et la quantification de la MT sont également disponibles. Habituellement, des tests immuno-essais sont recommandés pour le screening des résidus d’hormones androgènes et de leurs métabolites. Ces derniers sont basés sur les radio-immuno-analyses (RIA) appliquées avec des précautions contre les composés radioactifs (Contreras- Sanchez et al, 2009). De façon moins contraignante, des kits ELISA sont plus pratiques afin d’analyser plusieurs échantillons à la fois (Lu et al, 2006 ; Dergal, 2015).

DEUXIEME PARTIE : ETUDE EXPERIMENTALE

CHAPITRE I : MATERIEL ET METHODES I.1.CADRE ET PERIODE D’ETUDE La présente étude a été réalisée à Dakar, capitale du Sénégal, de septembre 2016 à Novembre 2017 au niveau du Centre de Recherche Océanographique de DakarThiaroye (CRODT). Ce dernier est un département scientifique de l’ISRA, lui-même, sous tutelle du Ministère de l’Agriculture. Ce centre, précité plus hauts, a la mission institutionnelle de venir en appui à la Direction des Pêches Maritimes au niveau du Ministère de l’Economie maritime et des Pêches. D’après le CRODT, « Les recherches d’appui sur les productions halieutiques et aquacoles, visent à contribuer au développement du secteur des pêches et de l’élevage des ressources animales vivant dans l’eau ». Dans ce cas, elles contribuent à :  la création de connaissances et de technologies, dans les domaines de la pêche et de l’aquaculture ;  l’accompagnement des professionnels des secteurs des pêches et de l’aquaculture ;  la veille scientifique. La partie expérimentale proprement dite de l’étude s’est déroulée du 24 Mars au 24 Septembre 2017 à la serre piscicole de l’IRD située à Bel Air (figure. 4). D’une longueur de 20 m sur 8 m de largeur, la serre comprend cinq (5) circuits :  Un Circuit A composé de 4 bacs en fibre de verre de 3500 l chacun ou se trouvent les géniteurs pour la reproduction ;  Un Circuit O, renfermant l’incubateur constitué de bouteilles en Zoug ou se fait l’éclosion des œufs mais également un filtre ultraviolet pour lutter contre les parasites et une pompe submersible de 20kv ;  Un Circuit B composé de 6 aquariums de 225 l servant à faire l’inversion sexuelle des alevins avec l’hormone MT ;  Un Circuit C constitué de 12 aquariums de 375 l pour le pré-grossissement des alevins ;  Un Circuit D, 6 bacs de 1000 l dont 5 pour le grossissement et 1 pour la mise en quarantaine des poissons malades. 35

Figure 4: Serre piscicole de l’IRD (A=vue de devant ; B=vue de l'intérieur)

I.2.MATERIEL D’ETUDE I.2.1.Matériel biologique L’expérience a nécessité une famille de larves, obtenue en faisant reproduire des géniteurs de Tilapia du Nil (Oreochromis niloticus) (Figure 5) de la vallée du fleuve Sénégal.

Figure 5: géniteurs de Tilapia du Nil (A=mâle ; B=femelle)

I.2.2.Matériel d’élevage Le matériel d’élevage est composé, de -

trois (3) bacs de 3500 l pour les géniteurs ;

huit (8) aquariums de 225 l pour l’inversion sexuelle des alevins ;

huit (8) aquariums de 375 l pour le pré grossissement des alevins ;

bulleurs et tribune pour l’oxygénation;

thermoplongeurs pour maintenir la température constante ;

épuisettes pour la manipulation des poissons ;

deux seaux et des tubes en plastique pour le siphonage

I.2.3.Matériel d’incubation L’incubateur est constitué de, -

huit (8) bouteilles Zoug où s’est fait l’éclosion des œufs ;

4 happas pour la récupération des larves ;

un filtre ultraviolet contre les parasites et une pompe submersible de 20kv.

Figure 6: Incubateur

I.2.4.Matériel pour la fabrication de l’aliment hormoné Pour la formulation de l’aliment hormoné, ont été utilisé comme matériel : -

de la méthyltestostérone en poudre ;

de l’éthanol 95% ;

de l’aliment de qualité très fin contenant environ 40% de protéine ;

des Verreries (éprouvettes, cuillères, plateaux, bouteilles) ;

des gants, une blouse, des bottes, un masque pour la protection du manipulateur.

I.2.5.Materiel de mesures -

Deux balances (Sartorius de 0.1 et 1 g de précision;) pour la prise du poids;

un oxymètre (OXI 330 i/SRT) pour vérifier la température et l’oxygène ;

un photomètre (HANNAN H 183203) pour la mesure des autres paramètres physico-chimiques ;

Un thermomètre.

A B

Figure 7: matériel de mesure (A=oxymètre; B=photomètre ; C et D=balances)

I.2.6.Matériel de laboratoire I.2.6.1.Matériel pour le squash gonadique -

le matériel de dissection (pinces, ciseaux, bistouri) pour disséquer les poissons

lames et lamelles;

Bouin Hollande ;

microscope photonique pour observer la structure des gonades.

I.2.6.2.Matériel de prélèvement -

des tubes eppendorf de 1.5 ml pour le prélèvement de la chair ;

des Flacons de 200 ml pour le prélèvement de l’eau d’élevage;

un congélateur pour conserver les échantillons.

I.2.6.3. Matériel d’analyse Pour l’analyse de la chair, le matériel utilisé est constitué : -

de T10 BASIC ULTRA-TURAX® pour broyer ;

d’une centrifugeuse ;

d’un lecteur de plaque (varioskan) ;

d’un kit ELISA Mybiosource® (référence MBS7224868).

Pour l’analyse de l’eau d’élevage, le matériel est composé de réactifs et d’appareils:  Réactifs Les réactifs utilisés pour l’analyse de l’eau d’élevage sont : -

De la 17α-méthyltestostérone (17β-Hydroxy-17α-méthyl-4-androsten-3-one, CAS n: 58-18-4, pureté 97,7%);

du méthanol de qualité HPLC ;

de l’acétonitrile (ACN) de qualité HPLC ;

de l'eau ultra pure (EUP) de résistivité égale à 18.

 Appareil et conditions chromatographiques Les matériels utilisés en plus de la verrerie classique que l’on retrouve dans une station d’analyse de résidus de contaminants chimiques, sont : -

des cartouches d’extraction de type Supelclean TM LC-18 SPE tubes 1 ml ;

une balance de type RADWAG ;

une centrifugeuse de type eppendorf 5810 R ;

un système HPLC avec une pompe quaternaire, un passeur d’échantillon automatique, un four à colonnes, un détecteur UV à barrette de diodes (DAD) et un dégazeur ;

une colonne C18 de type Onyx Monolithic, 2 μm, 100 x 4,6 mm.

Le volume d’injection était de 40 μl et la longueur d’onde utilisée est de 245 nm. La colonne était thermostatée à 40°C. La phase mobile était constituée d'acétonitrile et d'eau ultra pure (ACN/EUP ; 55/45) à un débit de 1 ml/min.

Figure 8: Quelques appareils de laboratoire utilisés (A= Centrifugeuse ; B= Module d’extraction ; C= système HPLC) 40

I.3.METHODES I.3.1.Revue documentaire Au cours de cette étape, le maximum d’informations a été collecté à partir des travaux antérieurs relatifs à l’étude à la bibliothèque du CRODT/ISRA, à la bibliothèque de l’EISMV, à l’IUPA, à la bibliothèque Centrale de l’Université Cheikh Anta Diop et d’autres sources comme l’Internet. Durant cette période, la première partie bibliographique a été conçue et structuré sur la base du concept globale de l’élevage du tilapia avec l’utilisation de l’hormone MT. I.3.2.Protocole expérimental I.3.2.1.Reproduction des géniteurs Pour obtenir quatre lots d'alevins, des géniteurs de Tilapia ont été mis en reproduction dans trois bacs A1, A2 et A3 de 3500 l chacun avec un sexe ratio de : 1 mâle pour 5 femelles dans les bacs A1 et A2 ; 1 mâle pour 2 femelles dans le bac A3 (Tableau I). Ces géniteurs, viennent du fleuve Sénégal avec un poids moyen variant entre 331,6 et 1239,2 g La température de l’eau était maintenue constante à 29°C par un thermoplongeur pour favoriser la maturation sexuelle des géniteurs. Ces derniers sont alimentés deux (2) fois par jour avec un aliment performant et le reste d'aliment non consommé est récupéré par siphonage avant la distribution d'une nouvelle ration. On vérifiait la température et l’oxygène deux fois par jour à l’aide d’un oxymètre et les autres paramètres chaque semaine par un photomètre.

Tableau I: Poids Moyens des Géniteurs de Tilapia du Nil (Oreochromis niloticus)

Poids moyens des géniteurs (g) N° 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15

Bacs A1 Femelles Mâles 434,7 1158,7 618,4 716 875,8 491,6 574,4 504,4 556,3 733,6 594,4 551,3

Bacs A2 Femelles Mâles 501,4 1196,9 528,1 1098 532,1 986,7 550,8 864,3 941 551,8 919,7 735,9 838,2 439,3 880,2 425,4 693,9 561,4

Bacs A3 Femelles Mâles 556,2 870,1 358 1115,8 447,8 989,8 690,4 649,3 389,4 1239,2 728 842,3 428,5 331,6 476,9 405,3 565,2 405,9

I.3.2.2. Récolte des œufs Deux semaines après la mise en reproduction des géniteurs, la récolte des œufs a été faite en capturant les femelles une à une dans chaque bac à l’aide d’une épuisette, pour ensuite ouvrir leur cavité buccale et y récupérer les œufs (figure 9). Après la récolte, le nombre d’œuf produit par femelle et le nombre de ponte par bac ont été évalué.

Figure 9: Œufs de tilapia dans la cavité buccale d'une femelle. I.3.2.3. La phase d’incubation La phase d’incubation a été réalisée artificiellement. Treize mille six cent quatorze (13614) œufs déjà fécondés ont été collectés et incubés dans des bouteilles de Zoug (1.5 l). La température d’incubation durant l’expérience était de 29°C jusqu’à la résorption de la vésicule vitelline entre le 5iéme et 7iéme jour. Les larves obtenues ont été ensuite pesées, dénombrées et réparties en 4 lots de 2000 individus et chaque lot en deux sous lots de 1000 individus. Le premier lot (L0), témoin, a été maintenu dans deux aquariums de 225 L contenant chacun 1000 individus. Les 3 autres, ont constitué les lots traités avec la MT à différentes doses: 30, 60 et 90 mg de MT après dilution. Ils ont été maintenus dans 6 aquariums de 225 l dont 1000 larves pour chaque aquarium.

Figure 10: Larves d’Oreochromis niloticus avec sac vitellin I.3.2.4. Alevinage Les quatre lots sont élevés de la même façon et sont soumis aux mêmes conditions. Les seules variantes sont la présence et la quantité d’hormone dans l’aliment. Chaque système d’élevage est constitué d’un circuit fermé muni d’un filtre mécanique et biologique, d’un chauffage avec thermoplongeur et d’un renouvellement constant de l’eau. Une ration optimale, de l’aliment hormoné a été distribuée entre le 8iéme jour et 35iéme jour post fécondation (28 jours de traitement). L’aliment du lot témoin était exempt de l’hormone. Au 29ième jour, les alevins sont transférés dans huit (8) autres aquariums de 375 l pour le pré-grossissement. I.3.2.4.1. Alimentation des alevins I.3.2.4.1.1.Composition de l'aliment L'aliment utilisé durant l'expérience est un aliment industriel de marque «RAANAN FISH» présenté dans des sacs de 20 kg. L'aliment est fabriqué au Ghana avec la composition suivante: farine de poisson, huile de poisson, farine de blé, son de riz, farine

soja,

farine

maïs, caroténoïdes, vitamines

B1, B2, C et E, Calcium, Magnésium, biotine et autres oligoéléments.

Les analyses

physico-chimiques de l'aliment ont révélé ces teneurs (Tableau II) 44

Tableau II: Composition de l’aliment «RAANAN FICH»

0,3

0,5

0,8

1,2

1,7

4,5

2,5

Protéines %

Lipides %

Tailles (mm) Compositions

I.3.2.4.1.2.Traitement hormonal des alevins I.3.2.4.1.2.1.Formulation de l’aliment L'aliment traité à l'hormone est préparé selon la méthode adopté par le NIFFR (National Institute for Fresh water Fisheries Research) situé dans l’Etat du New Busa au Nigéria. Trois régimes alimentaires ont été formulés. Ils se différencient par la quantité de méthyl testostérone mélangé avec l’éthanol (0.5 l) : -le régime 1 : aliment sans hormone ; -le régime 2 : 30 mg de MT après dilution + 0,5 l d’éthanol ; -le régime 3 : 60 mg de MT après dilution + 0,5 l d’éthanol (la formule de référence) ; -le régime 4 : 90 mg de MT après dilution + 0,5 l d’éthanol. Ainsi, ces différentes doses 30, 60 et 90 mg de 17 α méthyltestostérone sont issus des 10 ml prélevés dans chacune des solutions initiales, obtenues après une dilution respective de 0,5 ; 1 et 1,5 g de MT dans 166 ml d’éthanol pour chaque dose. La solution obtenue est ensuite diluée dans 490 ml d'éthanol à 95 % et mélangée directement dans 1 kg d'aliment. L'éthanol est ensuite évaporé par séchage tout en évitant l’exposition au soleil car les androgènes se décomposent une fois exposés à la lumière du soleil ou aux températures élevées. Ces opérations sont pratiquées avec des gants et un masque pour éviter tout contact direct avec l'hormone.

I.3.2.4.1.2.2. Ration alimentaire et fréquence de nourrissage La ration alimentaire journalière (R.A.) est calculée selon cette formule (FAO, 2002), R. A. = (Pm x T. N. / 100) x Nombre d'individu Pm : poids moyen (g) ; T.N. : taux de nourrissage Le taux ainsi que la fréquence de nourrissage, au début de l'expérience, sont les mêmes pour les quatre lots mais ce taux change en fonction du poids moyen des larves, il est de 14% de biomasse pour les larves, de 11% pour les petits alevins de 2 g, de 10% pour ceux d'environ 5 g et de 6% pour les individus d'environ 40 g (géniteurs) pour qui l'aliment est présenté sous forme de granulé avec une ration alimentaire de 29 g/j. Pour le poids moyen d'une larve fraîchement éclose, on utilise la valeur de 10 mg (confirmée par FAO, 2002). La ration alimentaire est distribuée deux fois par jour sur une période de 28 jours et le reste d’aliment est récupéré par siphonage après la prise de la température. I.3.2.4.2.Suivi des paramètres physico-chimiques et biologiques I.3.2.4.2.1. Paramètres physico-chimiques

Par précaution, les paramètres physico-chimiques de l'eau (température, et oxygène dissous) sont surveillés tous les jours à l'aide d'un oxymètre et les autres paramètres, une fois par semaine par le photomètre pendant toute la durée de l'expérience. I.3.2.4.2.2. Paramètres biologiques

Des informations significatives de la « condition » des poissons sont révélées par les mesures du poids et du taux de mortalité. Pour suivre et étudier la croissance des quatre lots, les larves sont pesées et dénombrées, chaque deux semaine à partir du 24 mars 2017 jusqu'à la fin de l'expérience. Les résultats sont présentés dans le chapitre II. I.3.2.4.2.2.1. Poids

La biométrie des poids est effectuée à l'aide d'une balance à précision. Les poids moyens (Pm) de chaque lot sont pris en considération. La détermination du Pm est nécessaire pour le calcul de la nouvelle ration alimentaire. 46

I.3.2.4.2.2.2. Taux de mortalité Le taux de mortalité (T. M.) est déterminé au moment des échantillonnages comme suit : T. M. (%) = (nombre d'individus morts / effectif initial) x 100 I.3.2.5.ETUDE DE L’INVERSION SEXUELLE L'étude de l'inversion sexuelle est effectuée sur les lots traités à la MT. Après quatrevingt-dix (90) jours d’élevage, le sexe phénotypique des animaux a été déterminé par la méthode du squash gonadique (Guerrero et Shelton, 1974) en prélevant une cinquantaine d’individus par lot. I.3.2.5.1.Squash gonadique

Le squash gonadique est un outil fiable dès que la différenciation sexuelle est suffisamment avancée. Cette technique a été effectuée en faisant l’exérèse des gonades par ouverture longitudinale de la cavité péritonéale, allant de la base des nageoires pelviennes à l'anus, à l’aide d’un bistouri, le mésentère étant coupé et les gonades retirées délicatement. Une partie de ces gonades prélevée, est fortement écrasée, étalée sur une lame et fixée avec le Bouin hollande, avant d’être observée au microscope photonique. L'examen microscopique des gonades de tilapias traités avec la MT à différentes doses a révélé deux groupes de structures (Figure 11):  présence de cellules ovoïdes de grosses tailles (ovocytes) munies d'un noyau volumineux témoignant la présence d'ovaires, donc d'un individu femelle (Figure 11 A);  existence de plusieurs amas de petites cellules ressemblant à un kyste et dont certaines se sont détachées de ces structures montrant des points noirs : ce sont des spermatozoïdes, donc l’individu est mâle (Figure 11 B).

Figure 11: Ultrastructure d'une gonade femelle (A) et mâle (B) au microscope X40 I.3.2.6.Prélèvement I.3.2.6.1.Prélèvement de la chair Pour le contrôle de résidus de la méthyltestostérone (MT) dans la chair des tilapias, un prélèvement aléatoire (post-traitement) d’un minimum de 5 poissons (n=5) par aquarium a été réalisé tous les 15 jours : J1 (fin du traitement), J15, J30, J45, J60, J75, J90, J105, J120, J135, J150. Les poissons échantillonnés ont été sacrifiés, broyés et conservés au congélateur jusqu’au moment de l’analyse. I.3.2.6.2.Prélèvement de l’eau d’élevage Un total de quarante-huit (48) échantillons d'eau d’élevage de tilapia a été prélevé dans les huit aquariums (traité et témoin), ensuite mis dans des flacons PET de 200 ml. Les prélèvements ont été effectués, chaque semaine à partir du J7 (pendant le traitement) jusqu’au 50 ième jour. Les échantillons d'eau ont été bien congelés jusqu’à la fin de l’élevage. I.3.2.7.Analyse des échantillons Pour détecter les résidus de MT dans la chair et l’eau d’élevage des tilapias traités, deux types d’analyses ont été faites (ELISA et HPLC) dans deux différents laboratoires.

I.3.2.7.1. De chair Les échantillons de chair ont été analysés par ELISA au laboratoire Grant Vandenberg de la Faculté des Sciences de l’Agriculture et de l’Alimentation de l’Université Laval du Québec-Canada. La méthode utilisée pour cette analyse est: I.3.2.7.1.1.Préparation des échantillons Ces échantillons ont été homogénéisés dans une solution d’acétonitrile (1:1, poids: volume) puis broyés à l’aide d’un T10 BASIC ULTRA-TURAX® (Cravedi et al., 1989, Chu et al., 2006) afin d’extraire la MT contenu dans la chair. L’homogénat résultant a été centrifugé 15 minutes à 4°C (Morales et Moyano, 2010). Après centrifugation, le surnageant fut ensuite délicatement prélevé, mis dans des tubes, puis stocké à -20°C, jusqu’aux dosages. I.3.2.7.1.2.Dosage de la MT dans les échantillons de chair Le dosage de la 17α méthyltestostérone au niveau des homogénat de chair de poissons a été réalisé par le test ELISA (Enzyme Linked Immuno Sorbent Assay). Le principe (voir annexe III) du dosage repose sur la compétition entre une molécule libre présente dans l’homogénat et un complexe de la même molécule liée à une enzyme pour la fixation sur un nombre limité spécifiques de la molécule à doser. Enfin un substrat de l’enzyme est rajouté dans les puits. Sa dégradation libère un métabolite coloré (en jaune) après la phase d’incubation. L’absorbance de l’échantillon est déterminée par spectrophotométrie à l’aide d’un lecteur de plaque (VARIOSKAN), à une longueur d’onde donnée (450 nm). L’analyse de l’hormone a été réalisée grâce au kit ELISA Mybiosource® (MBS7224868). I.3.2.7.2. d’eau d’élevage

Quant aux échantillons d’eau, ils ont été analysés par HPLC au laboratoire LACOMEV de l’école Inter-Etats des Sciences et Médecine vétérinaires (EISMV) de Dakar. La méthodologie utilisée pour cette analyse a été validée et est utilisée en routine au LACOMEV. La limite de

détection (LOD) est de 1,3 ug/mL et la limite de

quantification (LOQ) est de 4 ug/mL avec un taux de recouvrement de 99%.

I.3.2.7.2.1.Préparation des solutions Une solution étalon mère de 1mg / mL dans du méthanol a été préparée. Des solutions étalons filles à des concentrations comprises entre 5 et 30 μg /mL sont obtenues journalièrement à partir de la solution étalon mère. La durée du stockage de la solution étalon mère au congélateur était de trois semaines maximum. Les solutions supplémentées sont préparées aux mêmes concentrations que les solutions étalons filles, à partir de la solution étalon mère. I.3.2.7.2.2.Extraction La cartouche a été pré conditionnée séquentiellement avec 2 ml d'acétonitrile suivi par le même volume d'eau ultra pure. Aussitôt, après le conditionnement, les échantillons d'eau d’élevage préalablement décongelés et centrifugés à 4000 tours/mn sont introduits dans la cartouche à un débit de 2 ml/min. Le volume de surnageant prélevé pour chaque échantillon était de 2 mL. Ensuite vient l'étape de lavage avec 2 mL d'eau ultra pure (EUP). Après lavage, la cartouche a été séchée avant l’élution avec 2 ml d'acétonitrile. Les éluâts étaient recueillis dans des vials pour une lecture à la chaine HPLC. I.3.2.8.Traitement et analyse des données Le traitement des données a été réalisé au moyen d’outils informatiques avec d’abord le tableur Microsoft «Excel 2013» pour la saisie et l’enregistrement des données recueillies après l’étude de l’inversion sexuelle, les analyses de chair et de l’eau d’élevage. A partir de ces données, des variables ont été créées, permettant le calcul des analyses statistiques descriptives (moyenne, écart-type, intervalle de confiance, minimum, maximum) à l’aide du logiciel Rx64 3.1.3. Le test du chi carré et ANOVA a été également utilisé pour déterminer le rapport entre les lots traités et le témoin. Ces analyses statistiques nous ont ainsi permis d’obtenir des résultats qui sont présentés dans le chapitre suivant.

CHAPITRE II : RESULTATS, DISCUSSION ET RECOMMANDATIONS II.1.RESULTATS II.1.1.Paramétres physico-chimiques II.1.1.1.Dans les bacs de reproduction Les variations des paramètres physico-chimiques durant la phase de reproduction qui s'est déroulée du 01 mars au 16 avril 2017 sont représentées ci-dessous (figure 12). La température variant entre 28,5 et 29,8°C dans les trois bacs de reproduction avec une moyenne de 29,14 +/- 0,2°C dans le bac A1 ; 29,05°C +/- 0,20 dans A2 et 29,05 +/- 0,22 °C dans A3. Ce qui correspond pour les trois bacs à la température optimale pour la bonne reproduction des géniteurs. Quant à l’oxygène dissous, elle tourne autour de 1.4 à 6 mg/l dans les trois bacs avec une moyenne de 3,68 +/- 0,42 ; 3.71 +/- 0,65 et 3,92 +/- 0,74mg/l respectivement dans les bacs A1, A2 et A3. Ces valeurs sont aussi favorables pour la reproduction des géniteurs. Bac A1 T°C

Bac A1 O2 mg/l

Bac A2 T°C

Bac A2 O2 mg/l

Bac A3 T°C

Bac A3 O2 mg/l

TEMPÉRATURE ET OXYGÉNE

35 30 25 20 15 10 5 0

DATE

Figure 12: Température et oxygène dissous dans les bacs de reproduction Pour les autres paramètres : le pH fluctue entre 7,6 et 8,1 avec une moyenne de 7,77 +/0,17 dans le bac A1 ; 7,93 +/- 0,17 dans A2 et 7,87 +/- 0,17 dans A3. 51

II.1.1.2. Dans les aquariums d'alevinage Pour cette deuxième phase de l'expérience qui est l’alevinage et le traitement hormonal, les paramètres physico-chimiques ont été maintenus à l'optimum pour minimiser les facteurs de stress aux poissons. Cette phase a duré 28 jours (du 24 mars au 20 avril 2017). Les valeurs moyennes enregistrées pour la température de l’eau ont été : 27.66 +/- 1,2 °C pour le témoin, 27,74 +/- 0,93 °C pour le lot 1, 27,18 +/- 1,12 °C pour le lot 2 et 27,61 +/- 0,97 °C pour le lot 3. En ce qui concerne le pH, la moyenne retenue pendant le traitement hormonal est de 7.88 +/- 0,13 pour le témoin, 7,95 +/- 0,36 pour le lot 1, 8.02 +/- 0,26 pour le lot 2 et 7,68 +/- 0,24 pour le lot 3. Min

Max

Temérature de l'eau pendant l'alevinage

33,00

31,00 29,00 27,00 25,00 23,00 21,00 19,00

17,00 15,00 Témoin

LOT 1

LOT 2

LOT 3

Lots

Figure 13: Variation de la température pendant le traitement hormonal des alevins d’Oreochromis niloticus

II.1.1.3. Dans les aquariums de grossissement Cette phase a duré 5 mois (21 Avril au 21 Septembre 2017), ce qui explique les fluctuations de la température dans les quatre lots variant de 25.83°C en Avril à 32.23°C en Septembre, avec une moyenne de 29.73 +/- 0,16°C pour le témoin; 29,90 +/- 0,18 °C pour le lot 1; 29,87 +/- 0,15 °C pour le lot 2 et 30, 01 +/- 0,16 °C pour le lot 3. Les autres paramètres ne sont pas pris en compte dans cette phase de l’expérience car les réactifs étaient déjà finis et l’oxymètre ne fonctionnait plus.

Min

Max

Température de L'eau pendant le grossissement

35,00 33,00 31,00 29,00 27,00 25,00 23,00

21,00 19,00 17,00 15,00 Témoin

LOT 1

LOT 2

LOT 3

Figure 14: Variation de la température de l’eau pendant le grossissement des tilapias

II.1.2.Parametres biologiques II.1.2.1. Croissance pondérale des alevins L'analyse de la croissance des alevins montre une évolution continue du poids en fonction de l’âge. Les alevins sont passés d'un poids moyen de 0.01g pour les quatre lots au premier jour à un poids moyen de 158,08 g pour le témoin ; 208,97 g pour le lot 1; 209,51 g pour le lot 2 et 200,05 g pour le lot 3 à la fin de l’expérience (tableau III). Au terme de l’élevage (6 mois), l'analyse statistique de ces données a révélé une différence très significative (P<0,05) entre les lots traités et le contrôle. Par contre il y’a pas eu de différence entre les différents lots traités à la MT (figure 15).

Tableau III: Croissance pondérale d'Oreochromis niloticus en fonction du temps

Âge des larves 1j 29 j 45 j 60 j 75 j 90 j 104 j 119 j 134 j 150 j 164 j 180 j

Poids moyen des individus (g)

Témoin 0,01 0,25 0,70 2,14 4,14 6,87 8,21 11,57 41,82 76,64 117,89 158,08

Lot 1 0,01 0,16 0,77 1,67 4,80 10,34 22,06 40,24 62,98 85,10 146,15 208,97

Lot 2 0,01 0,07 0,45 0,95 2,91 7,29 13,04 38,34 69,16 93,61 152,61 209,51

Lot 3 0,01 0,11 0,64 1,39 4,60 10,45 20,01 33,79 57,16 75,34 128,85 200,05

Témoin

Lot 1

Lot 2

Lot 3

Poids des individus (g) au 180 iéme jour

250,00 209,51

208,97

200,05

200,00 158,08 150,00

100,00

50,00

0,00

Témoin

Lot 1

Lot 2

Lot 3

Figure 15: Poids moyen d'Oreochromis niloticus après 6 mois d’élevage (g)

II.1.2.2. Taux de mortalité Au cours de l’expérience, le taux de mortalité a été également déterminé dans les quatre lots expérimentaux. II a été plus élevé chez les individus du lot 1 (29,7%) suivi du lot 3 (25,9%), ensuite le lot 2 (15,95%) et moins élevé dans le témoin (4,15%). Les mortalités ont été surtout observées pendant la phase de l’alevinage.

4,15%

Témoin

25,90% Lot 1 29,70% Lot 2

15,95% Lot 3

Figure 16: Taux de mortalité des alevins d’Oreochromis niloticus pendant l’élevage

II.1.3.Effet androgénique de la 17 α méthyltestostérone sur le sexe des tilapias II.1.3.1.Le squash gonadique Les résultats du squash gonadique ont révélé une moyenne de 98% de mâles dans le lot 1; 100% de mâles pour le lot 2 ; 96% de mâles pour le lot 3 contre une moyenne assez équilibrée dans le lot témoin (non traité) (52% de mâles et 48% de femelles) (figure 17). Le test de Chi-2 (x2) révèle une différence statistique significative (P<0,05) du sexe ratio entre les différents lots traités et le témoin.

Mâles (%)

Femelle(%)

120

100

POURCENTAGE

100

Lot 1

Lot 2

Lot 3

Témoin

LOTS EXPERIMENTAUX

Figure 17: Résultats du sexage des lots expérimentaux d’alevins de tilapias (O. niloticus) suite à une inversion sexuelle à la méthyltestostérone.

II.1.4.Résidus de la MT dans la chair du tilapia et à partir de l’eau d’elevage II.1.4.1.Analyses des échantillons de chair Les paramétres de performances de la méthode d’analyse (ELISA) sont satisfaisant en termes de linéarité (R2= 0,9671) et de sensibilité (0,1 ng/ml) comme illustré dans la figure 18.

Gamme étalon 2,500

DO à 450 nm

2,000

y = -0,1755x + 1,7227 R² = 0,9671

1,500

1,000

0,500

0,000 0

concentration en ng/ml de 17 alpha-MT

Figure 18: Courbe de calibrage de la 17 méthyltestostérone du test ELISA Les résultats exprimés dans la figure 19 représentent les valeurs des concentrations détectées par le test ELISA chez les poissons traités après soustractions des valeurs des concentrations en MT physiologique des témoins correspondants. Pour les quatre-vingthuit (88) échantillons qui ont été analysé, il ressort à partir de ce graphique (figure 19) que les concentrations moyennes de la MT sont très élevées (89,53 ng/ml ; 92,59 ng/ml ; 98,97 ng/ml respectivement dans les lots 1 ; 2 et 3) dès le premier prélèvement (un jour après l’arrêt du traitement). Cette concentration reste statistiquement inchangée (P<0,05) pendant les quinze (15) premiers jours. Ensuite, elle diminue significativement (P<0,05) et atteint 0,28 ng/ml ; 1,14 ng/ml et 2,24 ng/ml respectivement dans les lots 1 ; 2 et 3 au bout d’un mois de cessation du traitement hormonal. Elle demeure statistiquement (P<0,05) inchangée jusqu’à la fin de l’expérience (5 mois post traitement). Donc au bout de deux mois après fin du traitement, la MT n’est plus décelable par le test ELISA (<LOD).

Concentration de MT (ng/g)

Témoin

LOT 1

LOT 2

LOT 3

100,00 80,00 60,00 40,00 20,00 0,00 -20,00

J 29

J 44

J 60

J 75

J 90

J 104

J 120

J 134

J 150

jour aprés traitement hormonal

Figure 19: Résidus de la 17 méthyltestostérone dans la chair du tilapia II.1.4.2.Analyses des échantillons d’eau Pour les quarante-huit (48) échantillons d’eau analysés par HPLC au laboratoire LACOMEV de l’EISMV de Dakar, la 17α-méthyl testostérone n’a nullement été détectée. Les échantillons étaient tous négatifs (figure 20 D).

Figure 20: Résultats des analyses de l’eau d’élevage du tilapia traité avec la MT A= Standard ; B= étalon; C= blanc; D= échantillon 59

II.2.DISCUSSION II.2.1.Difficultés expérimentales Une des difficultés rencontrées dans cette étude réside pendant la période d’alevinage avec l’effet du cannibalisme qui est à l’origine des fortes mortalités noté durant ce travail. Une autre difficulté était la présence de parasites dans les filtres biologiques (éponges) pendant le grossissement. Ce phénomène est dû à la fermentation des résidus d’aliment par la chaleur dans les filtres. II.2.2.Performance de croissance et taux de mortalité Dans la présente étude, les paramètres physico-chimiques des échantillons d'eau étaient normaux pendant les différentes phases d’élevage. Il n'y a pas d'impact négatif sur la santé et la croissance du poisson naturellement dans l'échantillonnage. Les différentes doses (30, 60, 90 mg) de MT/kg d’aliment utilisés ont significativement affecté la croissance d'Oreochromis niloticus, tous les alevins qui ont reçu un traitement à la 17a méthyl testostérone ont des poids corporels plus importants que ceux du témoin. Le lot traité avec la dose de 60 mg de MT a donné après 6 mois d’élevage, un poids moyen plus élevé que les autres (209,51 g), suivi de la dose de 30 mg de MT (208,97 g) ensuite la dose de 90 mg (200,05 g) et le témoin dont le poids moyen n’atteignant même pas 200 g (158,08 g). Ces résultats sont conformes aux résultats concernant l'effet anabolique de la MT chez les poissons tilapias décrit par différents auteurs. Hanson et al., (1984) ont rapporté que 10 à 60 mg de traitement de MT chez le tilapia présentaient une meilleure croissance que le contrôle, ceux-ci sont également en ligne avec Dan et Little (2000); Mair et al., (1995); Little et al., (2003) qui ont comparé les performances de l’élevage de différentes souches d’Oreochromis niloticus et ont constaté que compte tenu de toutes les souches, le traitement à la MT des poissons a entraîné une taille finale de 10,7% de plus que les poissons non traités. Ce qui suggère donc l’effet anabolisant du 17α-méthyl testostérone dans l’élevage mono-sexe mâles de tilapias.

En ce qui concerne le taux de survie, il augmente avec l'âge des larves. Dans cette étude, une différence du taux de mortalité a été observé entre le lot témoin et les autres lots traités. Mais la mortalité des alevins traités à la dose de 30 mg de MT était significativement plus élevée (29,7 %) que les autres lots et moins élevée dans le lot témoin (4,15%). Vu que certaines études ont rapporté que le traitement par la 17αméthyl testostérone n'a aucun effet sur la survie du tilapia (Vera Cruz et Mair., 1994; Chakraborty et al., 2011). Alors, ces mortalités sont peut-être dues au cannibalisme et à l'agressivité reconnue du tilapia, car c'est au cours de la période d'alevinage que ce phénomène est le plus à craindre (Lazard et al., 1990) et que quelques larves mortes avaient le corps déchiqueté. Nos suppositions semblent être confirmées par Balarin et Haller (1982) qui ont démontré qu'il arrive également que le cannibalisme apparaisse parmi les alevins d'une même ponte. Dans ce cas, la différence de poids et/ou de taille engendre un comportement agressif allant jusqu'au cannibalisme; ce qui semble se produire dans cette étude. Il faut aussi signaler que le taux de mortalité est plus forte dans les premiers stades de développement, lors des traitements hormonaux et aurait tendance à se stabiliser dans les stades avancés de l'ontogenèse (Pandian et Sheela, 1995; Piferrer 2001). II.2.3.Effet androgénique de la 17 α méthyltestostérone L'utilisation de la 17 α méthyltestostérone dans l'élevage du tilapia, pour induire une inversion sexuelle, est devenue une pratique courante dans de nombreuses régions du monde. C'est un moyen simple et fiable pour produire des stocks de tilapias mâles, dont la croissance est plus rapide que celle des femelles. Un facteur clé dans la réussite des traitements de l’inversion sexuel est la quantité d'hormone qui est réellement ingérée par chaque poisson pendant sa période labile de différenciation sexuelle (Celik et al, 2011). Dans la présente étude, la potentialité de différentes doses (30, 60 et 90 mg de 17α-MT / kg d'aliment) a été étudiée et comparée au groupe témoin pendant les 28 premiers jours de l'alimentation. L’effet androgénique de la MT dans le développement des caractères sexuels masculins a été confirmé (98% de mâles dans le lot 1, traité avec 30 mg de MT); 100% de mâles dans le lot 2 (60 mg) et 96% pour le lot 3 traité avec 90 mg de MT contre une moyenne assez équilibrée pour le témoin (52% de mâles et 48% de femelles). 61

Cependant, ces résultats ont indiqué que certaines doses de 17α-MT (60 mg de MT) semblent avoir un effet androgénique plus élevé sur les alevins d'Oreochromis niloticus plutôt que d'autres doses. Néanmoins, tout traitement de réception de MT a montré une proportion masculine significativement plus élevée que le témoin. Ces résultats, concordent bien avec ceux de Barry et al., (2007); Green et TeichertCoddington (2000), qui ont rapporté que plus de 95% des alevins de tilapias étaient masculinisés en 21-28 jours, lorsque les larves se nourrissaient avec 30-60 mg de 17αMT / kg d’aliment. Dans cette étude, l’inversion sexuelle la plus élevée s'est produite avec la dose de 60 mg de MT / kg d'aliment. Ces résultats sont conformes avec ceux de Celik et al., 2011 qui en appliquant différentes doses 40, 60 et 90 mg de MT/kg d’aliment sur les alevins de tilapias, ont obtenu respectivement 88%, 95% et 65% de mâles. Les mêmes résultats ont été préalablement obtenus par Romerio et al, (2000) et Marjani et al (2009), lors de la distribution d’aliment médicamenteux dosés respectivement à 60 mg et 75 mg de MT/kg d’aliment. Mais il faut aussi noter que des populations masculines à 100% ont été obtenus avec des doses de 40 mg MT/ kg d’aliment dans un circuit fermé (Abucay et Mair, 1997), 50 mg MT /kg (Bhandari et al, 2006) et 70 mg de MT/kg d’aliment (Asad et al, 1997). La plus faible dose (30 mg de MT) qui a été appliquée dans cette étude a donné de bon résultat (98% de mâles) comparé à ceux de Guerrero, (1975) qui a obtenu (95%) lorsqu’il a traité des larves de tilapias avec cette même dose. Par contre, on note une proportion masculine significativement plus faible (96%) pour le taux de dose le plus élevé (90 mg MT/kg d’aliment). Ces résultats concordent bien avec ceux d'Okoko (1996), qui a obtenu 71,9% de mâles au taux de dose de 120 mg de MT/kg d'aliments. Il a été aussi rapporté par Goudie et al., (1983) que des doses excessives d'hormone conduisent à une stérilité ou à une féminisation paradoxale après l'aromatisation des androgènes aux œstrogènes, bien que les traitements sous-optimaux aient entraîné des intersexués (Popma et Green, 1990). Cet effet inhibiteur sur le développement des ovocytes dépend de la dose de méthyltestostérone. L'ovaire est presque occupé par des éléments somatiques (Wolf et al, 2004). Il est important de considérer la dose de l'hormone pour éviter les problèmes liés aux surdoses.

II.2.4.Evaluation des résidus de la 17α méthyltestostérone Dans cette étude, les résidus de la MT dans la chair du tilapia après traitement décline rapidement à partir d’une concentration maximale de 89,53 ng/l (lot 1) ; 92,59 ng/l (lot 2) et 98,97 ng/l (lot 3) jusqu’à des concentrations indétectable au bout de 5 mois de cessation du traitement hormonal. Les échantillons de chair de tilapia étaient forcément négatifs après une durée d’élevage de 6 mois. Ces résultats concordent bien avec ceux de Dergal et al., (2015) et Rizkalla et al., (2004), qui ont rapporté que les échantillons de tilapia (Oreochromis niloticus) mono-sexe ne diffèrent pas des échantillons de contrôle (non traité) après 5 mois d’élevage et les concentrations étaient inférieures au niveau détectable (0,09 ug/kg et 3 mg / kg). Le constat global après une trentaine d’année d’étude, démontre que la clairance de la MT est très rapide chez les différentes espéces de poissons. Ces constatations étaient conformes avec les résultats de Fagerlund et Dye (1979) et Johnstone et al., (1983), qui, chez le saumon (Oncorhynchus kisutch), chez le tilapia (Oreochromis mossambicus) et chez la truite (Salmogairdneri) respectivement, la présence de la MT radioactive est supérieure à 95% dans les viscéres et elle n’est plus détectable après 50 heures post-traitement. Goudie et al., (1986) ont rapporté que les juvéniles de tilapias (Oreochromis aureus) traités par la MT radioactive pendant 30 jours présente une déplétion rapide de la radioactivité dans le muscle. De même Gulla et al., (2007) n’ont détecté aucun résidu d'hormones dans la chair de la truite, alimentée à 30 mg de 17 alpha-MT par kg d'aliment de poisson pendant 35 jours. Ainsi, Cravedi et al., (1993) ont confirmés que la MT est rapidement biotransformée et excrétée via les excréments et les branchies chez la truite (Oncorhynchus mykiss) en se basant sur des expériences de radioactivité pour évaluer la pharmacocinétique de la MT et de ses métabolites. Recemment, Dabrowski et al. (2004) ont démontré la chute rapide de la concentration de la MT à partir de 3 µg/kg jusqu’à 0,5 µg/kg au bout de 8 semaine de délai d’attente. Ce dernier résultat a été confirmé dans la présente étude, ou la concentration de la MT est passée sous le seuil du test ELISA au bout de deux mois de délai d’attente. Chu et al., (2006), ont montrés que la concentration de la MT dans les filets de tilapia (Oreochromis sp.), de truite (Oncorhynchus mykiss) et de saumon atlantique (Salmo salar), nourris avec des aliments médicamenteux dosés à 30 mg/kg pendant 28 jours, était de 0,13 mg/kg après 14 jours de délai d’attente et passait en 63

dessous du seuil de quantification (0,04 ug/kg par LC/MS) après 3 semaines de cessation du traitement hormonal. Guerrero (2008) a démontré que les concentrations de l’hormone MT chutent à un niveau normal, 5 jours après l’interruption de l’alimentation médicamenteuse. L’évaluation de la régression de la déplétion de la radioactivité a révélé qu’il n’existe pas d’effets négatifs des résidus de l’hormone sur la santé publique. Les concentrations de la MT et de ses métabolites chez le tilapias sp. passent sous le seuil de 100 mg/kg après un délai 6 à 50 jours (Teichert et al., 2001). Les mêmes auteurs en 2001, en analysant les filets de tilapia, ont estimé que la concentration de la MT dans une portion de tissu comestible (57 à 143 g de filet) est infime et exprimée en ppt (partie par trillion), soit 1,2 à 3,4 ng de MT après un délai d’attente de 21 jours. De même, Vick et Hayton (2001) ont démontré lors d’une étude pharmacocinétique de la MT chez la truite arc-en-ciel (Oncorhynchus mykiss) que sa biodisponibilité par voie orale serait de 70% et que sa demi-vie serait de 57 heures, ce qui renforce la conclusion de la déplétion rapides de la MT et de l’efficacité de l’aliment médicamenteux imprégné de la MT. Les analyses de biologie moléculaire ont également révélé que la méthyltestostérone était capable d'induire la fragmentation de l'ADN et la variabilité génétique moléculaire (en utilisant le PCR) dans les tissus testiculaires du tilapia (Oreochromis niloticus), qui était plus élevé dans les quatre premiers mois étudiés que le tilapia témoin non traité. En outre, des examens histologiques ont révélé aucun changement structural, ni de traces d’accumulation de l’hormone dans des sections de muscles de poissons traités et non traités tout au long de l’expérience (8 mois d’étude) (Wagdy et al., (2011). Quant aux résidus de MT dans l’eau d’élevage, il y a une attention croissante accordée à l'impact des actifs pharmaceutiques composés, y compris les hormones rejetées dans l'environnement par l'intermédiaire de rejets d'eaux usées (Heberer, 2002). Bien qu'il ait été démontré que l'utilisation de l'hormone n'entraîne pas l'accumulation de résidus dans les tissus des poissons traités, leur rejet dans l'environnement et la réaction des consommateurs suscitent encore des préoccupations. Comme il est très fréquent de suralimenter les alevins, la MT résiduel dans les aliments imprégnés de MT provenant du processus de masculinisation peut s'accumuler dans les étangs et être libéré dans le plan d'eau récepteur lorsque l'eau de l'étang est libérée ou lorsque les étangs sont nettoyés. 64

Dans la présente étude, les échantillons d’eau libérées à partir des huit aquariums étaient relativement inoffensifs pour l’environnement. Un total de quarante-huit (48) échantillons d’eau prélevés pendant et après le traitement hormonal ont été analysés par HPLC et la 17α-méthyl testostérone n’a nullement été détectée. Les valeurs étaient inférieures à la LOD (1,3 ug/mL). Ces données peuvent s’expliquer par le fait que les alevins consommaient presque la totalité de l’aliment distribué par jour et par le fait que l’eau était recyclée à travers des filtres mécaniques. Ces résultats sont conforment avec ceux de (Dergal, 2015) qui, par le test ELISA, n’a trouvé aucune trace de résidus d’hormone dans l’eau d’élevage. Quant à Barbosa et al., 2013 six (6) parmi les vingtsix échantillons (26) d'eau d’élevage de tilapia, analysés par HPLC, la 17αméthyltestostérone étaient à un niveau supérieur à la LOQ à la concentration de 59,9> 2000 μg / L. Phelps et al., (1999) et Contreras-Sanchez et al., (2001) ont démontré que suite à un traitement classique des juvéniles de tilapias (Oreochromis niloticus) avec la MT à une dose de 60 mg/kg pendant 28 jour, la concentration moyenne de la MT est de l’ordre de 4,46 pg/g dans l’eau, elle est de 9,7 pg/g dans le sol et 4,6 pg/g dans les sédiments après 20 jours post-traitement. Ces valeurs sont très minimes et la majorité des champignons et des bactéries peuvent métaboliser ce stéroïde. Green et TeichertCoddington (2000) ont démontré que la MT présente dans l’eau est rapidement diluée en raison de la photo-oxydation et de la dégradation bactérienne. White et al., (2006) ont rapporté que les concentration des hormones diminuent suite à une combinaison de la photolyse, de la dégradation microbienne, de l’absorption par les plantes, de l’absorption du sol ou de la séquestration. Récemment, Contreras-Sanchez (2010) a rapporté que la MT dans les sédiments peut etre nettoyée rapidement du systéme grâce à des stérilisateurs de type UV, à la lumiére solaire ou encore au charbon actif ? Les concentrations étaient inférieures à 5ng/ml dans l’eau au bout de 48 heures. Dans la même année (2010) dans une expérience testée au laboratoire, le même auteur a démontré que Bacillus cereus et pseudomonas fluorescens dégradent 99% de l’hormone dans l’eau d’aquarium après 20 jours de traitement. De plus, il suffit uniquement de 16 jours à Pseudomonas aeroginosa pour dégrader 97% de l’hormone. Ceci a été confirmé par Homklin et al., (2011/2012) qui ont démontré que la majorité des bactéries pouvaient biodégrader les stéroides. 65

Par contre, Fritzpatrick et al., (2000) ont rapporté que la MT persistait plus de 8 semaines dans l’environnement. Des révélations préalables (Abucay et al., Abucay et Mair, 1997) ont démontré que la persistance de la MT dans l’environnement pouvait induire une inversion sexuelle accidentelle chez d’autres alevins de tilapias n’ayant pas subi de traitement hormonal dans des fermes de tilapiaculture voisines. Le même constat a été rapporté par Hulack et al., (2008) sur un élevage de carpes communes (Cyprinus carpio L.) Par ailleur, la MT peut être convertie et métabolisée en oestrogéne et induire la féminisation des alevins (Rinchard et al., 1999). Mais il faut noter que les hormones stéroidiennes dans l’eau, sont rapidement absorbées dans les sédiments, ou sont réduits en des composés inorganique via la minéralisation. Les concentration des hormones ont été considérablement réduites, de 166 à 7 ng/l pour la MT suite à une filtration à travers un filtre de gravier et de sable (Shore et Semesh, 2003).

II.3.RECOMMANDATIONS Malgré la déplétion rapide de la MT dans la chair du tilapia et la dégradation de ses résidus dans l’eau d’élevage, la production d’alevins monomâle de tilapias (Oreochromis niloticus) par le traitement hormonal reste une procédure risquée au Sénégal. D’autant plus que ces poissons traités ne seront jamais exportés vers les pays européens pour qui le devenir des résidus de MT est insuffisamment étudié. Pour limiter le risque chimique de la MT, des recommandations sanitaires sont à respecter précautionneusement par les chercheurs, les aquaculteurs et les manipulateur.

II.3.1.CHERCHEURS Les chercheurs doivent faire des études plus poussées sur les résidus de la MT dans la chair du tilapia traité. En réalité la déplétion rapide de la MT au bout d’un mois après traitement s’explique par le fait que cette hormone se métabolise rapidement dans l’organisme et que ces métabolites risquent d’être plus présents dans les muscles du poisson et ne sont pas détectable par le kit ELISA à long terme. Donc il faut alors utiliser un kit plus sensible ou passer par la méthode utilisant la chromatographie ionique.

II.3.2.PISCICULTEURS Le dosage de l’aliment médicamenteux doit etre limité à 60 mg MT/kg et la durée du traitement hormonal des alevins ne doit jamais dépasser 28 jours. L’élevage des juvéniles de tilapias traités par la MT doit dépasser 5 mois aprés traitement hormonale avant d’étre consommé. En ce qui concerne, le rejet des eaux d’élevage, il est recommandé que les producteurs de tilapia qui pratiquent le traitement de MT d’utiliser un filtre filet de gravier et de sable, en plus d'une faible végétation, un étang (eau contenant par exemple des plantes), ou une zone humide fermée, pour recevoir et maintenir les eaux usées de l'écloserie avant les rejets dans l'environnement. Par voie de conséquence, l'utilisation de bio filtre dans les écloseries de tilapia, suivie par la libération de l’eau usée dans un bassin de rétention ou d'une zone humide fermée, va sensiblement éliminer le MT et ses dérivés avant de pouvoir pénétrer dans l'environnement.

II.3.3.MANIPULATEURS Au niveau de la manipulation de la MT, l'utilisation de gants de chirurgie et un masque facial est également fortement recommandé afin de minimiser davantage le risque d'absorption de l'hormone par inhalation, ou via contact avec la peau. Le mélange et le séchage de la matière (aliment traité) devrait être fait dans une chambre bien aérée, ou dans un espace ouvert, pour disperser l'éthanol comme il s'évapore, ce qui réduit le risque d’inhalation du MT. En plus de porter des gants pour minimiser l'exposition par voie cutanée à MT, les femmes qui éliminent les sédiments des étangs utilisés pour le traitement des alevins, devraient porter des bottes et des vêtements de protection. Un danger plus probable découlerait de la consommation intentionnelle de MT par les femmes en raison de son anabolisant (renforcement musculaire) bien connu. Cette zone de risque peut être éliminée en gardant un inventaire strict sur la quantité d'hormone utilisée dans l’écloserie.

CONCLUSION GENERALE Ouvert sur l’océan, le Sénégal dispose d’un littoral de 718 km de côtes réputées parmi les plus poissonneuses du monde. En effet, le secteur de la pêche joue un rôle capital, dans l’économie de ce pays, avec un potentiel important en termes de richesses et de création d’emploi. La pêche continue de contribuer dans l’alimentation des populations avec une moyenne de près de 70% aux apports nutritionnels en protéines d’origine animale. Cependant, avec l’augmentation de la population, la baisse des captures de pêche et l’effet du changement climatique, de nouveaux paradigmes naissent avec l’exploitation d’espèces d’élevage facile et praticable avec très peu d’intrants. C’est notamment le cas de l’élevage des poissons (pisciculture) principalement celle du tilapia du Nil (Oreochromis niloticus), qui peut être une alternative pour protéger l’environnement et l’écosystème marin et surtout contribuer à approvisionner la population sénégalaise en protéines d’origine animales. Le tilapia du Nil (Oreochromis niloticus) est le poisson le plus important au 21ième siècle en pisciculture, il se développe et se reproduit dans un large éventail de conditions environnementales et tolère le stress induit par la manipulation. Toutefois, le contrôle du sexe conditionne la rentabilité de cette filière. En effet chez Oreochromis niloticus le mâle présente une meilleure croissance que la femelle. Pour surmonter ces obstacles et contribuer à satisfaire les besoins protéiniques, il faut améliorer la productivité de l’élevage du tilapia en produisant que des mâles de cette espèce. Plusieurs méthodes permettent de faire cette production mais, actuellement l'inversion hormonale du sexe par la 17α-methyltestosterone (MT) constitue la technique la plus fiable et la plus utilisée pour produire des cohortes mono-sexes mâles. Toutefois, l'utilisation des hormones pour la production de poissons soulève de nombreuses questions relevant de la sécurité alimentaire comme de la protection des travailleurs piscicoles et de l'environnement. Pour permettre à la pisciculture de contribuer à l’essor économique prépondérant et continuer à satisfaire les besoins alimentaires des populations, il faut améliorer les pratiques piscicoles.

Ainsi, la présente étude qui avait pour objectif général de déterminer la potentialité de différentes doses de 17α-MT sur l'inversion sexuelle du tilapia du Nil et analyser l’évolution des résidus de cette hormone dans la chair du tilapia et dans l’eau d’élevage s’est déroulé en deux phases. La première, qu i c on si st ai t à f ai re l e traitement hormonal suivi du grossissement de trois lots (3) d’alevins de tilapias en plus du contrôle avec différents taux de dose de 17α-MT (30 ; 60 et 90 mg/kg d’aliment) pendant 28 jours et l’analyse par ELISA de quatre-vingt-huit (88) échantillons de

chair de tilapias traités et non traités au

laboratoire Grant Vandenberg de la Faculté des Sciences de l’Agriculture et de l’Alimentation de l’Université Laval du Québec-Canada et de quarante-huit (48) échantillons d’eau d’élevage par HPLC au Laboratoire LACOMEV de l’école InterEtats des Sciences et Médecine vétérinaire (EISMV) de Dakar lors de la seconde phase. Ces méthodes ont permis de collecter un certain nombre de données relatives à la production d’alevins mono-mâles de tilapia par la méthode hormonale. Il ressort de ce travail que tous les lots traités à la 17α MT avaient une proportion masculine significativement plus élevée que le contrôle. Les résultats du squash gonadique ont révélé une moyenne de 98% de mâles pour le lot traité avec 30 mg de MT ; 100% de mâles dans le lot 2 (60 mg) ; 96% pour le lot 3 traité avec 90 mg de MT, contre une moyenne assez équilibrée dans le lot témoin (non traité) (52% de mâles et 48% de femelles). En effet l’étude montre que le meilleur pourcentage de mâle (100%) a été observé avec la dose de 60 mg de MT et que le taux de dose le plus élevé (90 mg MT/kg d’aliment) a donné la proportion masculine la plus faible. Pour ce qui est de la croissance des poissons, l'analyse statistique de ces données a révélé une différence très significative (P<0,05) entre les lots traités et le contrôle. Tous les lots traités avaient atteint un poids moyen de plus de 200 g après 6 mois d’élevage comparé au contrôle qui n’avait que 158,08 g et la meilleure croissance a été également observée avec la dose de 60 mg de MT. Quant à la mortalité, elle était moins élevée dans le groupe témoin (4,15%), et significativement plus élevée dans le lot 1 traité avec 30 mg de MT/kg d’aliment.

Concernant les résidus de la MT dans la chair du tilapia et dans l’eau d’élevage, cette étude a renforcé l’opinion scientifique au sujet de l’emploi inoffensifs de la 17 α MT pour la masculinisation des juvéniles de tilapia. Les concentrations de MT dans la chair du tilapia, étaient très élevées dès le premier prélèvement et statiquement inchangées (P<0,05) pendant les quinze (15) premiers jours. Ensuite, Elles étaient inférieures au seuil de détection deux mois post traitement et demeurent statistiquement (P<0,05) inchangées jusqu’à la fin de l’expérience (5 mois post traitement). Les échantillons d’eau analysés à partir des huit aquariums étaient relativement inoffensifs pour l’environnement. Ces résultats obtenus dans les analyses restent encourageant mais meritent d’être élargi dans le futur par des analyses plus poussées comme HPLC associé a la spectrométrie de masse. Et remplacer le test ELISA par la méthode dite chromatographie ionique. En définitive la MT ne représente aucun risque environnemental ou humain lorsqu’on applique de bonne pratique d’élevage pour la tilapiaculture. Pour assurer plus de salubrité dans les poissons écoulés sur les marchés locaux et au niveau internationale, il serait souhaitable que les chercheurs mettent l’accent sur l’effet des métabolites de la 17α MT dans la chair du tilapia par d’autres méthodes plus efficace que le test ELISA.

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ANNEXES Annexe I : Paramètres physico-chimiques Tableau I : Variation de la température dans les aquariums d’alevinage DATE 24/03/2017 25/03/2017 26/03/2017 27/03/2017 28/03/2017 29/03/2017 30/03/2017 31/03/2017 01/04/2017 02/04/2017 03/04/2017 04/04/2017 05/04/2017 06/04/2017 07/04/2017 08/04/2017 09/04/2017 10/04/2017 11/04/2017 12/04/2017 13/04/2017 14/04/2017 15/04/2017 16/04/2017 17/04/2017 18/04/2017 19/04/2017 20/04/2017

Témoin 21,55 21,43 20,98 21,33 23,30 23,35 30,43 29,93 29,95 29,65 28,95 29,85 29,40 29,58 27,75 25,93 26,30 29,18 29,65 28,73 30,20 30,48 29,85 29,70 29,93 29,80 28,88 28,53

Lot 1 24,75 22,93 21,50 22,38 22,50 29,65 28,88 29,08 28,93 28,80 28,68 28,90 27,23 27,68 27,63 28,23 29,05 28,83 28,75 28,75 27,60 29,48 29,80 29,48 27,93 28,20 30,35 30,88

Lot 2 25,30 21,33 21,53 23,05 21,73 30,10 32,03 27,85 31,33 30,13 29,88 30,50 29,55 26,73 27,93 25,63 26,15 31,05 25,05 27,65 26,65 27,33 27,20 27,58 26,65 25,93 24,50 30,88

Lot 3 24,88 21,48 21,83 22,83 22,40 24,68 29,75 30,43 29,68 30,28 29,63 28,73 29,20 28,90 28,90 28,75 28,88 27,08 28,30 28,45 29,13 29,40 28,63 28,60 28,55 27,93 28,10 27,75

Tableau II : Variation de la tempĂŠrature dans les aquariums de grossissement 21/04/2017 22/04/2017 23/04/2017 24/04/2017 25/04/2017 26/04/2017 27/04/2017 28/04/2017 29/04/2017 30/04/2017 01/05/2017 02/05/2017 03/05/2017 04/05/2017 05/05/2017 06/05/2017 07/05/2017 08/05/2017 09/05/2017 10/05/2017 11/05/2017 12/05/2017 13/05/2017 14/05/2017 15/05/2017 16/05/2017 17/05/2017 18/05/2017 19/05/2017 20/05/2017 21/05/2017 22/05/2017 23/05/2017 24/05/2017 25/05/2017 26/05/2017 27/05/2017 28/05/2017 29/05/2017 30/05/2017 31/05/2017 01/06/2017 02/06/2017 03/06/2017 04/06/2017 05/06/2017 06/06/2017 07/06/2017

29,60 29,10 // 26,45 28,63 29,55 29,90 30,23 29,35 // 29,63 30,15 29,75 30,68 29,63 29,25 // 29,23 29,78 29,88 29,30 29,55 28,78 // 28,73 29,08 29,18 29,85 30,88 29,30 // 28,75 27,55 27,50 28,63 28,35 28,73 // 29,00 28,95 28,58 28,30 28,38 28,98 // 28,73 27,80 28,40

29,68 28,73 // 28,65 29,15 29,70 28,58 30,23 30,50 // 30,03 31,60 30,83 30,10 27,15 29,98 // 31,25 28,60 28,93 31,48 31,15 30,58 // 29,45 31,60 32,23 28,85 29,33 29,75 // 28,83 30,38 31,23 31,26 26,38 25,83 // 28,35 29,88 29,38 28,30 28,10 28,25 // 26,65 30,58 28,53

29,64 28,18 // 28,55 30,25 29,78 29,08 30,00 28,90 // 30,55 32,03 31,68 30,40 27,08 30,83 // 31,03 29,63 30,18 31,68 30,95 30,08 // 29,60 30,78 30,35 29,00 31,08 30,23 // 28,60 30,08 30,63 31,95 29,70 28,35 // 27,68 28,38 28,23 29,18 28,80 29,55 // 28,43 27,10 28,90

30,35 27,68 // 29,03 29,15 29,30 29,18 29,80 29,05 // 30,63 31,50 31,65 30,39 29,93 26,85 // 30,10 31,75 30,83 32,00 30,65 30,40 // 29,93 30,90 31,33 29,28 30,35 30,28 // 29,03 30,35 30,93 31,43 29,60 27,00 // 27,60 28,83 28,25 29,30 29,08 28,88 // 27,08 29,05 29,00

08/06/2017 09/06/2017 10/06/2017 11/06/2017 12/06/2017 13/06/2017 14/06/2017 15/06/2017 16/06/2017 17/06/2017 18/06/2017 19/06/2017 20/06/2017 21/06/2017 22/06/2017 23/06/2017 24/06/2017 25/06/2017 26/06/2017 27/06/2017 28/06/2017 29/06/2017 30/06/2017 01/07/2017 02/07/2017 03/07/2017 04/07/2017 05/07/2017 06/07/2017 07/07/2017 08/07/2017 09/07/2017 10/07/2017 11/07/2017 12/07/2017 13/07/2017 14/07/2017 15/07/2017 16/07/2017 17/07/2017 18/07/2017 19/07/2017 20/07/2017 21/07/2017 22/07/2017 23/07/2017 24/07/2017 25/07/2017 26/07/2017 27/07/2017

28,43 28,48 28,53 // 28,18 28,10 29,10 29,35 29,15 29,05 // 28,70 29,08 29,03 29,08 29,43 29,43 // 29,38 29,03 29,00 28,95 29,28 29,13 // 29,20 29,40 29,20 29,40 29,13 29,15 // 29,10 29,33 29,50 29,25 29,35 29,23 // 29,35 29,33 29,40 29,30 30,18 30,15 // 29,90 30,23 30,05 29,83

29,45 27,85 27,60 // 28,05 29,78 31,08 28,33 29,03 28,98 // 28,30 28,28 29,40 29,25 32,05 29,60 // 29,13 28,60 29,10 29,30 28,70 27,95 // 29,03 29,25 28,53 28,58 29,25 28,93 // 30,05 29,70 29,63 29,70 29,85 29,98 // 30,25 29,63 30,05 29,70 31,13 31,10 // 30,35 30,63 30,75 30,43

28,78 28,78 28,88 // 28,73 27,23 28,73 30,00 29,73 29,88 // 29,23 29,00 29,10 28,43 28,50 30,65 // 31,53 30,05 30,15 29,05 29,25 28,70 // 28,75 29,10 28,50 28,63 29,53 29,60 // 29,65 29,68 29,58 29,70 29,73 29,63 // 29,63 29,90 29,70 31,58 31,20 30,78 // 29,55 29,68 29,73 29,88

28,73 28,95 27,85 // 28,38 29,18 29,50 29,38 29,83 28,70 // 28,83 28,45 28,48 29,08 30,65 30,93 // 29,73 28,40 28,58 29,35 29,03 29,20 // 28,75 29,65 28,48 28,63 29,48 29,73 // 29,80 29,73 29,80 29,90 30,13 30,03 // 29,68 30,18 30,15 31,10 31,13 30,98 // 30,20 30,35 30,05 30,10

28/07/2017 29/07/2017 30/07/2017 31/07/2017 01/08/2017 02/08/2017 03/08/2017 04/08/2017 05/08/2017 06/08/2017 07/08/2017 08/08/2017 09/08/2017 10/08/2017 11/08/2017 12/08/2017 13/08/2017 14/08/2017 15/08/2017 16/08/2017 17/08/2017 18/08/2017 19/08/2017 20/08/2017 21/08/2017 22/08/2017 23/08/2017 24/08/2017 25/08/2017 26/08/2017 27/08/2017 28/08/2017 29/08/2017 30/08/2017 31/08/2017 01/09/2017 02/09/2017 03/09/2017 04/09/2017 05/09/2017 06/09/2017 07/09/2017 08/09/2017 09/09/2017 10/09/2017 11/09/2017 12/09/2017 13/09/2017 14/09/2017 15/09/2017

30,03 30,63 // 30,58 30,68 30,70 30,63 31,90 31,58 // 30,70 31,00 31,08 31,40 31,40 31,03 // 30,78 30,58 30,53 30,28 30,60 30,68 // 30,53 30,78 29,93 28,93 30,18 30,73 // 30,58 30,78 31,60 30,85 30,70 30,83 // 30,58 30,58 30,68 30,63 30,75 30,68 // 30,78 30,88 30,98 30,95 30,83

30,63 30,10 // 30,48 30,35 30,78 30,65 30,50 30,53 // 30,40 30,58 30,50 30,85 30,63 30,55 // 30,35 30,20 30,43 30,53 30,73 30,50 // 30,73 30,75 30,65 30,50 30,68 30,40 // 30,50 30,35 30,25 30,25 30,65 30,13 // 30,50 30,55 30,65 30,93 30,75 30,83 // 31,63 31,43 31,48 31,05 30,95

29,85 29,43 // 29,70 29,68 29,65 29,90 30,03 30,55 // 30,20 30,60 30,53 30,30 30,28 30,88 // 30,00 30,13 30,45 30,38 30,35 30,38 // 29,90 30,25 30,10 30,18 30,13 30,13 // 30,03 29,85 29,98 30,13 30,40 30,28 // 30,23 30,38 30,85 30,70 30,63 31,40 // 31,55 31,05 31,30 31,03 31,03

30,75 30,53 // 30,85 30,78 30,73 30,63 30,75 30,68 // 30,70 30,70 30,60 30,78 30,75 30,93 // 30,65 30,58 30,50 30,40 30,30 30,23 // 30,30 30,50 30,30 30,50 30,70 30,68 // 30,75 30,58 30,65 30,90 30,80 30,95 // 30,93 31,00 30,90 30,90 31,13 30,90 // 31,00 31,10 31,25 31,10 30,88

16/09/2017 17/09/2017 18/09/2017 19/09/2017 20/09/2017 21/09/2017

30,85 // 30,98 30,90 30,83 30,70

31,25 // 30,55 30,30 30,53 30,78

31,18 // 30,63 30,28 30,50 30,90

30,78 // 30,63 30,28 30,50 30,90

Annexe II : Paramètres biologiques Tableau I : Poids moyen des individus pendant l’élevage Âge des larves 1j 29 j 45 j 60 j 75 j 90 j 104 j 119 j 134 j 150 j 164 j 180 j

Témoin 0,01 0,25 0,70 2,14 4,14 6,87 8,21 11,57 41,82 76,64 117,89 158,08

Poids moyen des individus (g) Lot 1 Lot 2 0,01 0,01 0,16 0,07 0,77 0,45 1,67 0,95 4,80 2,91 10,34 7,29 22,06 13,04 40,24 38,34 62,98 69,16 85,10 93,61 146,15 152,61 208,97 209,51

Lot 3 0,01 0,11 0,64 1,39 4,60 10,45 20,01 33,79 57,16 75,34 128,85 200,05

Tableau II : Mortalité des larves de tilapia

Âge des larves 1j 10 j 12 j 13 j 14 j 15 j 16 j 18 j 19 j 22 j

Témoin 0 71 0 0 10

Nombre d'individus morts Lot 1 Lot 2 0 0 0 0 33 58 138 49 185 67 122 23 90 19 20 59 5 26 0 18

Lot 3 0 0 24 109 124 91 80 68 9 8

Annexe III : SchĂŠmas du dosage ELISA

SERMENT DES VÉTÉRINAIRES DIPLÔMÉS DE DAKAR

« Fidèlement attaché aux directives de Claude BOURGELAT, fondateur de l’enseignement vétérinaire dans le monde, je promets et je jure devant mes maîtres et mes aînés :  d’avoir en tous moments et en tous lieux le souci de la dignité et de l’honneur de la profession vétérinaire ;  d’observer en toutes circonstances les principes de correction et de droiture fixés par le code de déontologie de mon pays ;  de prouver par ma conduite, ma conviction, que la fortune consiste moins dans le bien que l’on a, que dans celui l’on peut faire ;  de ne point mettre à trop haut prix le savoir que je dois à la générosité de ma patrie et à la sollicitude de tous ceux qui m’ont permis de réaliser ma vocation. Que toute confiance me soit retirée s’il advient que je me parjure »

Impacts de l’utilisation de l’hormone 17 α méthyltestostérone dans l’élevage du tilapia (Oreochromis niloticus L.1758), sur le poisson de taille marchande et l’environnement. RESUME La présente étude a été conçue pour analyser le sort de l’hormone 17 α méthyltestostérone dans la chair et dans l’eau d’élevage des tilapias (Oreochromis niloticus), traités pendant 28 jours avec différentes doses de cette hormone (30, 60 et 90 mg de MT/kg d’aliment), suivi d’une phase de grossissement de cinq (5) mois. Au 60ième jour post-traitement, le pourcentage de mâle a été évalué dans chaque lot et les échantillons de chair ont été analysés au laboratoire Grant Vandenberg du Québec-Canada par ELISA et ceux de l’eau d’élevage au laboratoire LACOMEV de l’EISMV de Dakar par HPLC. Il ressort des résultats que les moyennes du sex-ratio dans les différents lots traités (98% ; 100% et 96% de mâles respectivement avec les doses de 30 ; 60 et 90 mg de MT/kg d’aliment) étaient significativement différentes (P<0,05) de celle du lot non traité (52% de mâles et 48% de femelles). Quant aux résidus d’hormone dans la chair et dans l’eau d’élevage des poissons, les concentrations de la MT dans la chair étaient très élevées dès le premier prélèvement. Mais ces concentrations ont diminué significativement (P<0,05) et sont passées en dessous du seuil de détection après 60 jours de posttraitement. Les concentrations de MT dans les échantillons d'eau étaient inférieures au seuil de détection (1,3 ug/mL) et étaient insignifiants. Ainsi, à partir des données recueillies, il peut être suggéré que le traitement à la MT des alevins de tilapia ne comporte aucun risque pour la santé humaine et l’environnement. En vue d’améliorer les pratiques piscicoles au Sénégal, des recommandations adressées aux chercheurs, aux pisciculteurs et aux manipulateurs ont été faites . Mots clé : Oreochromis niloticus, 17 α méthyltestostérone, résidues, ELISA, HPLC Auteur : Marie Louise Sira SENGHOR E-mail : marielouisesenghor@yahoo.fr Téléphone : 00 221 77 323 12 67 (Sénégal) Adresse : Point E, Rue B