Manual de Procedimientos SEPAR, 21.

21

Manual de Procedimientos en T茅cnicas de Estudio Etiol贸gico en Alergia Respiratoria NP4:1104010985

Acreditado por el

Coordinadores: Antonio Valero Santiago Montserrat Torrej贸n L谩zaro

Manual

21

Separ de Procedimientos

Manual de Procedimientos en T茅cnicas de Estudio Etiol贸gico en Alergia Respiratoria

Manual SEPAR de Procedimientos Coordinación:

Antonio Valero Santiago.

Montserrat Torrejón Lázaro.

Participantes:

Joan Bartra.

María Jesús Cruz.

Teresa Dordal.

Juan Fraj.

Carmen Granel.

Rosa Mª Muñoz-Cano.

Montserrat Torrejón.

Antonio Valero.

Edición realizada para: Novartis Farmacéutica S.A. Gran Vía de les Corts Catalanes, 764 08013 Barcelona ISBN Obra completa: 84-7989-152-1 ISBN Módulo 21: 978-84-938706-2-1 Dep. Legal: B-XXXXXXXX Ref.: Copyright 2010. SEPAR Editado y coordinado por RESPIRA-FUNDACIÓN ESPAÑOLA DEL PULMÓN-SEPAR para Novartis Farmacéutica S.A. Reservado todos los derechos. Ninguna parte de esta publicación puede ser reproducida ni transmitida en ninguna forma o medio alguno, electrónico o mecánico, incluyendo las fotocopias, grabaciones o cualquier sistema de recuperación de almacenaje de información, sin el permiso escrito del titular del copyright.

Índice Capítulo 1 Introducción: enfermedad alérgica respiratoria.

Antonio Valero. Montserrat Torrejón.

7

Capítulo 2 Pruebas cutáneas: intraepidérmicas (prick-test), intradérmicas y epicutáneas.

Montserrat Torrejón. Carmen Granel.

10

Capítulo 3 Pruebas de provocación específica.

3.1 Provocación bronquial con alérgenos.

Juan Fraj.

3.2 Provocación nasal con alérgenos.

Teresa Dordal.

3.3 Provocación conjuntival con alérgenos.

Joan Bartra.Rosa Mª Muñoz-Cano.

21

Capítulo 4 Determinaciones in vitro.

María Jesús Cruz.

32

ABREVIATURAS

ABPA - Aspergilosis broncopulmonar alérgica.

AINES - Antiinflamatorios no esteroideos.

ATM - Área transversa mínima.

ECP - Proteína catiónica del eosinófilo.

ELISA - Análisis de inmunoabsorción ligada a enzimas.

EPOC - Enfermedad Pulmonar Obstructiva Crónica.

FENO - Fracción de óxido nítrico exhalado.

FEV1 - Volumen espiratorio forzado en el primer segundo.

HPLC - Cromatografía en fase líquida de alta resolución.

IgE - Inmunoglobulina E. IV - Vía endovenosa.

KU/L - Kilo unidades por litro.

ONn - Óxido nítrico nasal.

OMS - Organización Mundial de la Salud.

P/V - Peso volumen.

PAGE - Electroforesis en gel de poliacrilamida.

PCE - Provocación conjuntival específica.

PFIN - Peak flow inspiratorio nasal.

PNE - Provocación Nasal Específica.

PNU/ml - Unidades de nitrógeno proteico por mililitro.

RAST - Prueba de radioalergoabsorción.

RIA - Radioinmunoanálisis.

SSF - Solución salina fisiológica.

SDS - Dodecil-sulfato-sódico.

UB - Unidades biológicas.

EVA - Escala visual analógica.

INTRODUCCIÓN: ENFERMEDAD ALÉRGICA RESPIRATORIA

Dr. Antonio Valero Santiago Servicio de Neumología y Alergia Respiratoria.

Hospital Clínic. Barcelona.

DUE Montserrat Torrejón Lázaro Servicio de Neumología.

Hospital Santa Creu i Sant Pau. Barcelona.

La prevalencia de las enfermedades alérgicas tiende a aumentar y se prevé que en el año 2015 más del 50% de la población presente alguna de ellas1. La alergia respiratoria es la patología alérgica más frecuente, considerándose una prevalencia del 20-25% en la rinitis y del 4-7% en el asma2, 3.

Las mucosa nasal, conjuntival y bronquial, presentan similitudes en su respuesta fisiopatológica a los alérgenos en sujetos alérgicos, lo que se explica considerando que la alergia respiratoria es una enfermedad inmunológica sistémica que se manifiesta en diferentes órganos diana. Los estudios epidemiológicos han demostrado claramente que la rinitis/conjuntivitis y el asma coexisten frecuentemente. La prevalencia de la rinitis alérgica es al menos tres veces más frecuente que la del asma. Varios estudios han reportado que la rinitis alérgica es un factor de riesgo importante para el desarrollo de asma. El asma puede afectar al 20-50% de los sujetos con rinitis alérgica. La mayor parte de los pacientes con asma tienen rinitis (80-95%). Todos estos hechos han desarrollado el concepto de “una vía respiratoria, una enfermedad”4, 5.

7

La relación entre la sensibilización alérgica y el desarrollo de alergia respiratoria (rinitis, conjuntivitis y asma) está bien documentada en la literatura médica.

Numerosos estudios han puesto en evidencia la relación causal entre la sensibilización alérgica y la aparición de rinitis/conjuntivitis y/o asma y, pese a que otros factores influyen en su desarrollo, la exposición a alérgenos se ha propuesto como uno de los más determinantes 6, 7.

Es básico conocer el/los alérgeno/os responsables de la reacción inmunológica antígeno-anticuerpo que desencadena la inflamación de la mucosa respiratoria y las manifestaciones clínicas a nivel nasal y/o ocular y/o bronquial. Para ello debemos de conocer los aeroalérgenos más prevalentes de nuestra zona. En general se testan los ácaros del polvo doméstico (D.pteronyssinus, D. farinae), pólenes (gramíneas, olivo, plátano de sombra, ciprés y parietaria entre otros), epitelios (perro y gato) y mohos (Alternaria, Cladosporium, Penicilium, Aspergillus).

Para realizar el diagnóstico etiológico de las enfermedades alérgicas disponemos de pruebas cutáneas, pruebas de laboratorio in vitro y pruebas de provocación en mucosa nasal, conjuntival y bronquial. Las pruebas cutáneas y las pruebas de laboratorio demuestran sensibilización al alérgeno positivo, pero debemos recordar que los resultados de las pruebas cutáneas o las IgE específicas positivas a algunos alérgenos pueden ser irrelevantes desde el punto de vista clínico, es decir podemos tener pruebas positivas a ciertos alérgenos y estos no ser responsables de las manifestaciones clínicas que refiere el paciente.

Entre las pruebas cutáneas, las pruebas cutáneas intraepidérmicas (prick-test) son las que se realizan de forma rutinaria en el estudio de la alergia respiratoria.

Tienen una mejor relación coste/eficacia8-10 con respecto a la determinación de IgE específica. Para tener una buena reproducibilidad se deben realizar con extractos estandarizados11. Diversos estudios han evaluado la sensibilización cutánea a aeroalérgenos ambientales en diferentes poblaciones, publicándose recientemente una revisión de estos estudios en Europa12.

Es importante tener presente que las pruebas cutáneas y la determinación de IgE específica frente a aeroalérgenos solo demuestran sensibilización, y que las pruebas de provocación demuestran la relevancia clínica de estos aeroalérgenos.

Cuando no existe correlación entre lo que el paciente refiere y los resultados de las pruebas cutáneas e in vitro o en sujetos polisensibilizados, podemos utilizar las pruebas de provocación para poder determinar de forma experimental la relación entre exposición y manifestación clínica con el alérgeno sospechoso.

8

La identificación de el/los alérgeno/s responsable/s de los síntomas nos permite tratar de forma integral la enfermedad alérgica respiratoria, a través de la formación sobre el alérgeno responsable de los síntomas, la evitación del agente o agentes alergénicos responsables, y el uso cuando está indicado de la inmunoterapia específica como tratamiento etiológico de la alergia respiratoria.

Esperamos que este Manual de Procedimientos en Técnicas de Estudio Etiológico en Alergia Respiratoria pueda ser útil para mejorar el diagnóstico etiológico, el manejo y el tratamiento de una enfermedad tan prevalente con la enfermedad alérgica respiratoria.

Por último agradecer a todos los autores su participación y a SEPAR la confianza depositada en nosotros para coordinar esta publicación.

BIBLIOGRAFíA 1. Dahl R, Andersen PS, Chivato T, Valovirta E, de Monchy J. National Prevalence of Respiratory Allergic Disorders. Respir Med. 2004;98:398-403.

2. Bauchau V, Durham SR. Prevalence and rate of diagnosis of allergic rhinitis in Europe. Eur Respir J. 2004;24:758-64.

3. Bousquet J, Khaltaev N, Cruz AA, Denburg J, Fokkens WJ, Togias A, et al.

ARIA Update. Allergy. 2008;63(Suppl 86):8-160.

4. Leynaert B, Neukirch F, Demoly P, Bousquet J. Epidemiologic evidence for asthma and rhinitis comorbidity. J Allergy Clin Immunol. 2000;106:201-215.

5. Togias A. Rhinitis and asthma: evidence for respiratory system integration.

J Allergy Clin Immunol. 2003;111:1171-1183.

6. Nelson HS. The importance of allergens in the development of asthma and the persistence of symptoms. J Allergy Clin Immunol. 2000;105:S628-632.

7. Peat JK, Tovey ER, Toelle BG, Haby MM, Gray EJ, Mahmic A et al. House dust mite allergens-a major risk factor for childhood asthma in Australia. Am J Respir Crit Care Med. 1996;153:141-144.

9

8. Crobach MJ, Hermans J, Kaptein AA, Ridderikhoff J, Petri H, Mulder JD. The diagnosis of allergic rhinitis: how to combine the medical history with the results of radioallergosorbent tests and skin prick tests. Scand J Prim Health Care 1998;16: 30-6.

9. Oppenheimer J, Nelson HS. Skintesting. Ann Allergy Asthma Immunol.

2006;96:S6-12.

10. Choi IS, Koh YI, Koh JS, Lee MG. Sensitivity of the skin prick test and specificity of the serum-specific IgE test for airway responsiveness to house dust mites in asthma. J Asthma 2005;42:197-202.

11. Dreborg S, Frew A. EAACI Position Paper: Allergen standardization and skin tests. Allergy 1993;48 (S14):1-82.

12. Heinzerling L, Frew AJ, Bindslev-Jensen C, Bonini S, Bousquet J, Bresciani M, et al. Standard skin prick testing and sensitisation to inhalant allergens across Europe – a survey from the GALEN network. Allergy 2005;60:1287-1300.

10

PRUEBAS CUTÁNEAS: INTRAEPIDÉRMICAS (PRICK-TEST), INTRADÉRMICAS Y EPICUTÁNEAS.

DUE Montserrat Torrejón Lázaro.

Dra. Carmen Granel Tena.

Hospital Santa Creu i Sant Pau de Barcelona.

Introducción En el diagnóstico de alergia la anamnesis sigue siendo imprescindible y nos sugiere si los síntomas pueden ser de origen alérgico o no. El siguiente paso es identificar esas posibles sensibilizaciones con pruebas in vivo mediante la realización de pruebas cutáneas y/o in vitro con pruebas de laboratorio.

Pruebas cutáneas La prueba cutánea es la herramienta diagnóstica in vivo más utilizada para diagnosticar las enfermedades alérgicas por su fiabilidad (sensibilidad, especificidad, valor predictivo), rapidez, reproductibilidad y alto rendimiento, con un aceptable coste económico1. El objetivo es detectar la presencia de IgE específica frente a un determinado alérgeno.

11

El primero en realizarlas, en 1865, fue Blackley, que observó una reacción cutánea, eritema y habón, tras hacer una escarificación en su antebrazo y esparcir sobre ella polen de gramíneas. Desde 1911 se han venido utilizando los extractos alergénicos expresados de varias maneras, P/V, PNU/ml, y desde 1978 se utiliza la estandarización biológica, basada en la potencia alergénica en la que se determina la actividad biológica del extracto y se expresa en UB. En 1924 Lewis y Grant realizaron la prueba cutánea intraepidérmica o de punción (prick test). Pero no fue hasta que en 1970 que Pepys, tras realizar una serie de modificaciones, describe el método tal y como se utiliza en la actualidad2.

Con las pruebas cutáneas se pone de manifiesto el tipo de reacción según la clasificación de GELL y COOMBS. Con la prueba intraepidérmica detectamos la reacción tipo I inmediata, con la intradérmica reacciones inmediatas y tardías, y con las pruebas epicútaneas (pacht-test) se detecta la hipersensibilidad tipo IV o de tipo tardío mediadas por células.

Los objetivos básicos de la realización de las pruebas diagnósticas en alergia son: •

Determinar el alérgeno relevante, estableciendo la causa específica de los síntomas y el grado de sensibilización del individuo.

•

Descubrir posibles alergias previamente no sospechadas.

•

Establecer un diagnóstico diferencial con enfermedades no alérgicas.

•

Direccionar el tratamiento para reducir o evitar la exposición e indicar una posible desensibilización.

Tipos de pruebas cutáneas En la actualidad existen diferentes técnicas para realizar las pruebas cutáneas:

12

•

La intraepidérmica (prick test) detecta respuestas inmediatas mediadas por la IgE específica (Tipo I) unida a receptores celulares en la superficie de los mastocitos cutáneos.

•

La intradérmica detecta respuestas inmediatas IgE mediadas y respuestas de hipersensibilidad retardada tipo IV. Prácticamente no tiene utilidad con aeroalérgenos.

•

La epicutánea detecta respuestas de hipersensibilidad retardada mediadas (Tipo IV).

Indicaciones de las pruebas cutáneas •

Diagnóstico etiológico: rinitis, asma, ABPA, dermatitis atópica, urticaria, alergia a himenópteros 3-4 y para el estudio de determinados medicamentos.

•

Valoración de la evolución del tratamiento.

•

Estudios epidemiológicos.

Limitaciones de las pruebas cutáneas •

La positividad de una prueba, indica únicamente sensibilización sin que esto determine relevancia clínica.

•

Imposibilidad de suspensión de medicaciones que interfieran en el resultado de las pruebas.

•

Lesiones cutáneas que imposibiliten o dificulten su realización.

•

Ante la positividad de las pruebas es necesario correlacionarlo con la historia clínica y ocasionalmente, completarlas con pruebas de exposición en los diferentes órganos diana (conjuntiva ocular, nasal o bronquial).

•

Hasta un 10% de la población presentan pruebas cutáneas positivas frente a aeroalergénos, sin que se acompañe de sintomatología en ese momento.

No obstante con el tiempo pueden llegar a ser sintomáticas5.

•

Pueden obtenerse falsos positivos o negativos debido a:

La calidad de los extractos o fuentes alergénicas (falta de estandarización).

La zona donde se realizan (más reactivas).

La técnica realizada (sangrado).

El propio paciente (falta de preparación, dermatitis atópica, neoplasias, tras anafilaxia, dermografismo…).

13

El personal que las ejecuta (sin experiencia o adiestramiento).

Contraindicaciones de las pruebas cutáneas Las pruebas cutáneas están contraindicadas en: síntomas severos de alergia o ante un shock anafiláctico, reacciones severas previas a un prick test, asma aguda, angina inestable, dermatitis atópica severa, dermografismo severo, quemaduras solares, uso de medicamentos que interfieren en la prueba cutánea6, y las contraindicaciones relativas serian: asma inestable, embarazo, uso de betabloqueantes.

Material para la realización de pruebas cutáneas •

Alérgenos

Control negativo (glicerosalino)

Control positivo (histamina 10 mg/ml).

•

Guantes

•

Algodón o celulosa

•

Alcohol 70º

•

Regla milimetrada

•

Reloj

•

Marcador o bolígrafo para la piel

•

Hojas de registro

•

Equipo de emergencia para una posible reacción adversa

Pruebas Intraepidérmicas (prick-test) El método intraepidérmico es considerado el más seguro y con menor riesgo de provocar efectos colaterales, pudiendo realizarse desde una edad temprana, sin embargo la reactividad en menores de 6 meses y mayores de 65 años, el tamaño del habón o pápula puede disminuir7. No hay descritas en la literatura reacciones mortales originadas por esta prueba y las reacciones sistémicas son muy infrecuentes. Estudios retrospectivos con series amplias, sitúan la probabilidad de

14

reacción sistémica tras pruebas cutáneas con alérgenos inhalantes entre un 0,010,02%, ninguna de ellas severa 8-9.

A pesar de ser una técnica sencilla requiere de un entrenamiento por parte del profesional que la realice. Su fiabilidad va a depender de varios factores, pero de forma fundamental de la calidad de los extractos empleados, que deben estar estandarizados y contener los principales determinantes alergénicos con suficiente actividad biológica, de forma constante y reproducible de un lote a otro10. Su almacenamiento debe realizarse a una temperatura de entre 4-8 Cº y observar periódicamente su caducidad.

Metodología (Resumen de la técnica Tabla II).

•

Informar al paciente del procedimiento que se va a llevar a cabo.

•

Realizar la prueba en la cara anterior del antebrazo, a 5 cm. de la muñeca y a 3 cm. de la flexión del codo.

•

Comprobar que la superficie de la piel del antebrazo, donde se va a realizar la prueba, no presenta alteraciones cutáneas.

•

Asegurar que el paciente no esté recibiendo medicación que pueda interferir con los resultados (Tabla I).

•

Limpiar la zona de piel con alcohol.

•

Realizar unas marcas con un bolígrafo en la zona donde se aplicarán las gotas de los extractos, separándolas entre sí de 2 a 3 cm. para evitar una posible contaminación o la superposición de las reacciones.

•

Depositar una gota de los extractos sobre la piel.

•

Utilizar dos controles: el negativo (glicerosalino) y el positivo (histamina de 10 mg/ml.) Un resultado positivo del control negativo indica dermografismo o reacción traumática, y un resultado negativo del control positivo indica alguna interferencia medicamentosa o errores en la ejecución de la técnica.

•

El número de extractos a testar variará según la historia clínica individual y es importante conocer la aerobiología del hábitat del paciente para poder determinar los extractos a utilizar.

15

•

Técnica de la punción:

Utilizar una lanceta estandarizada para cada extracto11. Se recomienda utilizar lancetas con punta de 1 mm. de longitud, aunque los estudios disponibles no demuestran diferencias en relación al tipo de lanceta utilizada12.

Realizar una punción con un ángulo de 90º respecto a la piel, a través de la gota, para que el extracto pueda penetrar en la epidermis, poniendo especial atención en no provocar sangrado para ello es importante ejercer siempre la misma presión con la lanceta.

Retirar el sobrante del extracto con un papel absorbente, sin friccionar la piel.

•

La lectura de la reacción se realiza a los 15 minutos, aunque el control positivo alcanza su máxima reacción a los 10 minutos13.

•

Medir, en milímetros, el diámetro mayor y su perpendicular de la pápula aparecida. También se puede medir la superficie total de la pápula a través de planimetría, ecografía14 y por escáner15. Se valorará la presencia de seudópodos.

•

Se considera una respuesta positiva cuando el diámetro mayor de la pápula sea superior a 3 mm1.

pruebas Intraepidérmicas con extractos alergénicos sin preparación previa (técnica de prick by prick) Método alternativo y complementario que utiliza extractos alergénicos sin preparación previa o “frescos” para comprobar la etiología. Es usado en casos de sospecha de alergia alimentaria, tiene una alta sensibilidad, pero también está más relacionado a efectos adversos graves, por lo que debe ser realizado bajo supervisión médica.

Metodología Consiste en puncionar con la lanceta el alimento fresco a estudiar y posteriormente, con la misma lanceta, la piel del paciente. El resultado se valorará con los mismos criterios y controles negativo y positivo que el prick test. Siempre que se pueda, el prick by prick, debe estar precedido de una prueba cutánea con el extracto comercial. Está indicado cuando el proceso de elaboración del extracto

16

inactiva las proteínas potencialmente alergénicas, por ejemplo, en el caso de las frutas, verduras o frutos secos, lo que puede provocar falsos negativos en las pruebas cutáneas convencionales16. En estos casos el prick by prick tiene mayor concordancia que las pruebas cutáneas realizadas con extractos comerciales17.

Prueba intradérmica o intracutánea Fueron descritas por Mantoux en 1908 y adaptada por Schloss en 1912 para el diagnóstico de las enfermedades alérgicas, aunque en la actualidad su utilización queda relegada al diagnóstico de alergia a fármacos e himenópteros. Consiste en la introducción del antígeno en la dermis por medio de una inyección.

Metodología •

Administrar a través de una inyección intradérmica el extracto alergénico, con una jeringa de 1ml., tipo insulina, y aguja con calibre entre 26-27 G, de un solo uso, sobre la capa superficial de la dermis en la zona anterior del antebrazo.

•

Mantener una separación de al menos 3-5 cm. entre cada una de las sustancias utilizadas.

•

Insertar la aguja con un ángulo de 45º respecto a la piel, con el bisel hacia arriba.

•

Inyectar un volumen entre 0,01 y 0,05 ml de la sustancia a testar, hasta conseguir un habón de unos 2-3 mm. de diámetro.

•

Valorar la reacción inmediata a los 15 minutos aunque en ocasiones puede haber una reacción retardada hasta las 24 horas siguientes que deberá ser valorada.

•

Se considera positiva una pápula de al menos 5 mm. de diámetro.

En la actualidad su uso se restringe en general a los estudios con hongos, medicamentos18 y veneno de himenópteros19. Tiene menor correlación con la historia clínica que las pruebas del prick test20 y origina más falsos positivos. Es más sensible y reproducible, pero tiene una tasa de reacciones sistémicas algo mayores que se estiman en un 0.03-0.49%, por ello se aconseja que sea precedida de un prick test21.

17

Falsos positivos Se pueden liberar mediadores de la respuesta alérgica no dependiendo de la IgE con la aplicación intradérmica de extractos con concentración de glicerina superior al 10%, y pacientes con dermografismo.

Falsos negativos Pueden deberse a: la administración de extractos de baja potencia o no estandarizados, la toma de medicamentos que inhiben la liberación de los mediadores o que impiden el acoplamiento a los receptores, una técnica inadecuada, la edad, en mayores de 65 años y menores de 6 meses, una crisis aguda de la enfermedad alérgica.

La Tabla III muestra las diferencias existentes entre la prueba intraepidérmica y la intradérmica, para el estudio de hipersensibilidad inmediata.

Prueba epicutánea La prueba epicutánea (patch test) se usa para el estudio de reacciones alérgicas tipo IV mediada por linfocitos T y macrófagos. Sirve para el diagnóstico de dermatitis de contacto y en ocasiones para el estudio de alergia a inhalantes, como por ejemplo en la patología ocupacional.

Fue desarrollada en 1910, Bruno Bloch y a partir de 1916, Cooke la empezó a utilizar como diagnóstico. Es la herramienta básica del diagnóstico de las enfermedades cutáneas alérgicas por sensibilización a contactantes22. Existen diferentes maneras de realizar la prueba de contacto. La más utilizada consiste en un pequeño disco de polietileno, que contiene el producto que se va a probar, y se adhiere en la espalda del paciente con una cinta adhesiva de 10mm. La lectura se realiza a las 48 y 96 horas de su aplicación.

Actualmente también se dispone del thin layer rapid use epicutaneos test (True Test) que se presenta con diferentes sustancias a testar en una misma cinta adhesiva, para su uso sólo hay que pegarlo en la espalda del paciente23.

Metodología

18

•

Establecer una batería patrón enumerada.

•

El área de la aplicación es la superficie de piel sana de la espalda y sin vello.

•

Instruir al paciente en no mojar el área de la prueba, evitar rascar, no practicar ejercicios bruscos que puedan despegar la cinta, no tomar medicamentos como corticosteroides ya que bloquean la prueba.

•

Retirar el parche a las 48 horas y proceder a la lectura.

•

Repetir la lectura a las 96 horas.

Interpretación de la prueba (Tabla IV) Falsos negativos Pueden producirse por: baja concentración del alérgeno, disolvente de la sustancia equivocado, oclusión mal realizada, lectura efectuada antes de las 48 horas, uso de corticosteroides tópicos en los 8 días anteriores en la zona donde se ha realizado la prueba, uso de corticosteroides orales o parenterales.

Falsos positivos Las reacciones positivas pueden ser falsas por: la sustancia probada está en concentración muy alta, la prueba se colocó en una área de la piel con eczema o irritación, el disolvente que utiliza puede ser irritante para determinados pacientes, reacciones producidas por la cinta adhesiva, pruebas con sustancias sólidas en pacientes con dermografismo24.

Personal Para la realización e interpretación de estas técnicas se requiere personal técnicamente entrenado y capacitado. Varios estudios25-26 ponen en evidencia que, a pesar de ser una técnica útil y sencilla, requiere de una adecuada ejecución e interpretación que complemente el resto del estudio y así llegar a un diagnóstico etiológico y en especial poder atender una posible reacción adversa, por ello se requiere de una titulación de Diplomado Universitario en Enfermería o superior y la presencia de un médico.

Espacio y Seguridad Es necesario disponer de un espacio amplio y cómodo dotado de una adecuada iluminación para una lectura correcta de las pruebas. Es imprescindible disponer de un equipo de emergencia y con medicación suficiente para el tratamiento de

19

las posibles reacciones, principalmente: adrenalina 1:1000, antihistamínicos, corticoides y agonista adrenérgicos β2.

Tabla I. Medicamentos que pueden interferir con las pruebas cutáneas (intraepidérmicas e intradérmicas) y tiempo de supresión Fármaco Antihistamínicos Difenhidramina, clorfeniramina: Cetiricina, levocetirizina, ebastina, fexofenadina, hidroxicina, loratadina, desloratadina, mizolastina, rupatadina: Ketotifeno: Betadrenérgicos (oral o parenteral):

Antidepresivos: Doxepina, imipraminas, fenotiazinas:

Corticoide tópico: Corticoide sistémico: Hasta dosis equivalentes a 30 mg prednisona/día durante 7 días o dosis bajas (<10mg/día) Teofilinas: Montelukast, cromoglicato, nedocromil:

20

Suprimir durante

1 a 3 días

3 a 10 días 1 a 2 meses 24 a 48 horas

>10 días

2 a 3 semanas

No es necesario

12 horas

No es necesario

Tabla II. Resumen de la técnica intraepidérmica (prick-test).

Preparación previa: •

Informar a la persona de la técnica a realizar, asegurar que no esté tomando fármacos que interfieran su realización, preparar todo el material necesario y disponer de equipo de reanimación.

Realización de la técnica: • •

Colocar al paciente cómodamente sentado y con el antebrazo apoyado y descubierto.

Limpiar la piel de cara anterior del antebrazo con alcohol y dejar secar.

•

Realizar unas marcas con un bolígrafo separadas entre sí 2-3 cm en la zona de piel donde se colocará cada alérgeno.

•

Depositar las gotas de los extractos a testar de manera ordenada incluyendo el control negativo y positivo.

•

Puncionar la piel atravesando cada gota con una lanceta, de manera perpendicular a la piel (90º) sin inducir sangrado.

•

Retirar los restos del extracto por absorción, sin fricción con un absorbente.

•

Leer el resultado a los 15 minutos, midiendo con una regla milimetrada la pápula y expresando el resultado del diámetro mayor y su perpendicular, en mm.

•

Registrar el resultado.

21

Tabla III. Diferencias entre la prueba intraepidérmica y la intradérmica.

Intraepidérmica

Intradérmica

Técnica sencilla

Sí

Sí

Rapidez

Sí

-

Molesta

No

Sí

Falsos positivos

Raro

Posible

Falsos negativos

Posible

Raro

Seguridad

Sí

±

Detecta IgE

Sí

Sí

Tabla IV. Interpretación de la prueba epicutánea

22

(-)

No reacción.

(?)

Eritema pálido, reacción dudosa.

(+)

Eritema leve.

(++)

Pápula con eritema, edema y vesículas, reacción fuerte.

(+++)

Pápula con edema, vesículas grandes o agrupadas, reacción muy fuerte.

BibliografĂ­a 1. The European Academy of Allergology and Clinical Immunology.Posicion paper. Allergen standardization and skin tests. Allergy 1993;48(Suppl14):48-82.

2. Pepys J.Skin testing. Br. J Hosp Med. 1975;412-7.

3. Nelson HS. Variables in allergy skin testing. Allergy Proc. 1994;15:256-258.

4. Nelson HS, Lahr J, Buchmeir A, McCormick D. Evaluation of devices for skin prick testing. J Allergy Clin Immunol. 1998;101:153-156.

5. Hagy GW, Settipane GA. Prognosis of positive allergy skin tests in an asymtomatic population. A three year follow-up of college students. J Allergy Clin.

Immunol. 1971;48:200-11.

6. Ten RM, Klein JS, Friggs E. Allergy skin testing. May Clin Proc. 1995;70:783784.

7. Menardo JL, Bousquet J, Rodiere M, Astruc J, Michel FB. Skin test reactivity in infancy Clin Immunol. 1985; 75;646-51.

8. Valyasevi M, Maddox DE, Li J. Systemic reactions to allergy skin test. Ann Allergy Asthma Immunol. 1999;83:132-6.

9. Devenney I, Falth-Magnusson K. Skin prick test may give generalized allergic reactions in infants. Ann Allergy Asthma Immunol. 2000;85:457-60.

10. Dreborg S, Einarsson R. The major allergen content of allergenic preparations reflect their biological activity. Allergy 1992;47(4pt2):418-23.

11. Rizzo MC, Naspitz CK, SolĂŠ D. Comparative performance for immediate hypersensitivity skin testing using two skin prick test devices. J Investig Allergol Clin Immunol. 1995;5:354-6.

12. Nelson HS, Rosloniec DM, McCall LI, Ikle D. Comparative performance of five commercial prick skin test devices. J Allergy Clin Immunol. 1993;92:750-6.

23

13. Adkinson NF Jr. YJW, Busse WW, Bochner BS, Holgate ST, Middlenton’s Allergy Principles & Practice 6th edition. Philadelphia: Simons F.E.R. 2003.

14. Di Nardo A, Seidenari S. Echographic evaluation whith image análisis of histamine-induced wheals. Skin Pharmacol. 1994;7:285-90.

15. Pijnenborg H, Nilsson I., Dreborg S. Estimation of skin prick test reactions with a scanning program. Allergy 1996; 51:782-8.

16. Dreborg S. Food allergy in pollen-sensitive patients. Ann Allergy 1988; 61:41-6.

17. Rance F, Juchet A, Bremont F, Dutau G. Correlations between skin prick tests using commercial extracts and fresh foods, specific IgE, and food challenges.

Allergy 1997;52:1031-5.

18. Romano A, Quaratino D, Di Fonso M, Papa G, Venuti A, Gasbarrini G. A diagnostic protocol for evaluating nonimmediate reactions to aminopenicillins. J Allergy Clin Immunol. 1999;103:1186-90.

19. Bousquet J, Muller UR, Dreborg S, Jarisch R, Malling HJ et al. Immunotherapy with Hymenoptera venoms. Position paper of the Working Group on Immunotherapy of the European Academy of Allergy and Clinical Immunology.

Allergy 1987,42:401-13.

20. Stenius B. Skin and provocation tests with Dermatophagoides pteronyssinus in allergic rhinitis. Comparison of prick and intracutaneous skin test methods and correlation with specific IgE. Acta Allergol. 1973;28:81-100.

21. Vanarsdel PP Jr., Sherman WB. The risk of inducing constitutional reacyions in allergic patients. J Allergy 1957; 28:251-61.

22. Amed AS. Testes epicutaneos. Testes de contato ou patch tests. Por que usar e como usar. Rev Bra Allerg Inmunol. 1993;16:192-197.

23. Gober MD, DeCapite TJ, Gaspari AA. Contact dermatitis. In: Adkinson NF Jr, ed. Middleton’s Allergy: Principles and Practice. 7th ed. Philadelphia, Pa: Mosby Elsevier; 2008:chap 63.

24. Bernstein IL, Li JT, Bernstein DI, Hamilton R, et al. American Academy of Allergy, Asthma and Immunology; American College of Allergy, Asthma and Immunology. Allergy diagnostic testing: an updated practice parameter. Ann Allergy Asthma Immunol. 2008;100 (Suppl3):S1-148.

24

25. Sibbald B, Barnes G, Durham SR. Skin prick testing in general practice: a pilot study. J Adv Nurs. 1997;26:537-42.

26. Olsen OF. Skin prick tests with allergens in general practice. Ugeskr Laeger 1996;158:6771-4.

25

PRUEBAS DE PROVOCACIÓN ESPECÍFICA: Provocación bronquial con alérgenos.

Dr. Juan Fraj Lázaro Servicio de Alergología.

Hospital Clínico Universitario Lozano Blesa. Zaragoza.

Introducción La demostración de que los alérgenos son los causantes de la rinitis y el asma se remonta al trabajo clásico de Blackley de finales del siglo XIX1. Utilizando tests de provocación con polen de gramíneas, Blackley demostró que este agente fue la causa de la rinitis y el asma que él mismo sufría. La inflamación bronquial, tan característica del asma alérgica, se inicia y se mantiene por la exposición a proteínas alergénicas específicas, representando, esta última, el factor más importante en la patogénesis de la enfermedad2. Los alérgenos irrumpen en el pulmón por vía inhalatoria, actuando sobre células inmunoefectoras sensibilizadas de la mucosa respiratoria a través de un mecanismo inmunológico de hipersensibilidad inmediata, IgE-mediado. Las pruebas de provocación bronquial con alérgenos pretenden cuantificar el grado de obstrucción bronquial obtenido tras la inhalación del alérgeno, así como los modelos de respuesta bronquial. Además, nos permite medir otros parámetros como el número y tipo de células inflamatorias y ciertos marcadores de inflamación que pueden obtenerse a través del esputo inducido.

26

Indicaciones Desde un punto de vista exclusivamente clínico las exposiciones bronquiales a alérgenos tienen escasa utilidad en el manejo rutinario del asma o en su seguimiento evolutivo.

En cierto momento se propuso que la provocación bronquial con alérgenos podría tener algún valor a la hora de determinar la relevancia clínica de los mismos3.

Sin embargo, existen varios argumentos en contra. En primer lugar, es improbable que las provocaciones bronquiales, realizadas, normalmente, con los mismos extractos alergénicos que los tests cutáneos, aporten algún tipo de información adicional. En segundo lugar, el tipo de paciente en quien podría interesar valorar la relevancia clínica de cada uno de los alérgenos sensibilizantes, es decir, pacientes polisensibilizados y poliexpuestos, frecuentemente con asma persistente moderado-grave, es improbable que se encuentre lo bastante bien, clínica y funcionalmente, para experimentar un test de provocación con alérgenos sin el uso concomitante de fármacos que, a su vez, podrían inhibir las respuestas bronquiales. Finalmente, puesto que es posible predecir exitosamente la respuesta asmática al alérgeno (al menos la inmediata) mediante procedimientos más seguros y menos invasivos (provocación bronquial con metacolina, titulación a punto final de las pruebas cutáneas)4, la provocación bronquial con el alérgeno no aportaría nada adicional a lo ya sabido. Por último, podría argüirse que la prueba de provocación bronquial con alérgenos consumen demasiado tiempo para utilizarse como método clínico de rutina.

No obstante, en algunos pacientes convendría demostrar una relación sólida de causa efecto con un alérgeno específico, en general una mascota muy querida, confirmada mediante una prueba de provocación bronquial específico, antes de retirar el animal del domicilio5.

Otras indicaciones potenciales, más teóricas que prácticas, incluirían aquellos raros casos en los que las pruebas cutáneas no pudieran ser realizados, y la evaluación/confirmación de un alérgeno nuevo, no descrito.

Las provocaciones bronquiales con alérgenos representan, esencialmente, una herramienta de investigación en estudios sobre mecanismos celulares y humorales involucrados en la patogénesis del asma alérgica. El modelo de provocación bronquial con alérgenos se ha utilizado, también, para la evaluación de la eficacia terapéutica de fármacos antiasmáticos.

En base a nuestros conocimientos actuales, es sabido que aquellos fármacos que inhiben la respuesta asmática tardía tras la inhalación del alérgeno, deberían

27

ser eficaces como tratamiento antiinflamatorio en el control del asma, mientras que aquellos incapaces de inhibir estas secuelas tardías no deberían ser indicados como monoterapia.

Contraindicaciones Las contraindicaciones absolutas de la prueba de provocación bronquial con alérgenos son: •

Embarazo.

•

Descenso del FEV1 ≥ 10 % del valor basal con la inhalación del diluyente.

•

Asma exacerbada.

•

FEV1 basal ≤70 % del teórico o ≤1500 ml.

•

Infecciones respiratorias intercurrentes.

•

Cardiopatía isquémica u otras enfermedades sistémicas graves.

Medicación a evitar •

Broncodilatadores: Agonistas ß2 de acción corta, suspender 8 horas antes.

Agonistas ß2 de acción prolongada, suspender 12 horas antes. Anticolinérgicos de corta duración, suspender 6 horas antes y, de larga duración, 48 horas antes. Teofilinas, suspender 24 horas antes.

•

Cromonas: Suspender 12 horas antes.

Dotación

28

•

Las pruebas de provocación bronquial con alérgenos deben realizarse en centros especializados y por personal entrenado.

•

Se debe disponer de todo el material necesario para una resucitación cardiopulmonar, así como de medicación para tratamiento de una crisis asmática aguda.

•

Toma de oxígeno y vacío.

•

Espirómetro, aparatos de pico flujo (mejor si son computerizados e incluyen determinación del FEV1) y nebulizadores.

Personal y cualificación personal Las pruebas pueden ser realizadas por Diplomados Universitarios de Enfermería especializados, pero siempre bajo la supervisión de un médico especialista con experiencia en este tipo de técnicas.

Espacio y seguridad ambiental Durante la realización de las pruebas de provocación bronquial debe asegurarse que el personal sanitario no inhale los alérgenos con los que se efectúen las pruebas. Para evitar posibles sensibilizaciones.

Métodos de exposición bronquial con alérgenos y monitorización de la respuesta Se han publicado diversos protocolos estandarizados de provocación bronquial con alérgenos6, 7, 8. Algunos autores recomiendan comenzar, el primer día, por una inhalación control con el diluyente, comprobando la espirometría inmediatamente antes y después de inhalación9. Si no existe ninguna variación espirométrica significativa (no variación del FEV1 o variación < 10 % con respecto al basal), se administra el extracto alergénico acuoso diluido, a intervalos de 15 minutos, mediante inhalación con nebulizador (p.e. Hudson 1720®, De Vilbiss 646® o Wright®), con un flujo de activación de 7-7.5 L/min y un débito de 0.15-0.3 ml/ min.

Después de inhalar cada una de las diluciones del extracto alergénico acuoso se procede a realizar la espirometría hasta obtener una respuesta positiva o llegar a la máxima concentración del alérgeno. Posteriormente conviene seguir realizando espirometrías cada hora durante 7-8 horas para detectar una posible respuesta asmática tardía.

Las soluciones alergénicas pueden diluirse a la mitad, a 1/5, 1/10, etc., según convenga, desde una solución “madre”, de máxima concentración. La concentración del alérgeno por la que deberíamos empezar a realizar la prueba de provocación bronquial viene determinada, muy aproximadamente, por la titulación a punto final de los tests cutáneos en intraepidérmicas y la PC-20 metacolina previa10.

El test de provocación bronquial con alérgenos no es un procedimiento inocuo y puede acarrear complicaciones, fundamentalmente respuestas asmáticas intensas y prolongadas y, muy rara vez, reacciones sistémicas. Por lo tanto, es esencial que sea realizado por personal sanitario cualificado, en medio hospitalario y con

29

el material a su alcance para tratar reacciones potencialmente graves (carro de parada, broncodilatadores en aerosol, adrenalina, corticoides para administración I.V. etc.).

El extracto alergénico puede ser inhalado mediante respiración a volumen corriente o mediante dosímetro. Como se ha dicho anteriormente, la espirometría se determina basalmente, después de inhalar el diluyente y después de inhalar cada una de las concentraciones progresivamente crecientes del alérgeno hasta obtener una caída ≥ 20 % del FEV1 con respecto al FEV1 conseguido tras inhalar el diluyente. Posteriormente, se monitorizará este parámetro funcional a intervalos de 5-10 minutos durante 30 minutos y luego cada hora durante las 7-8 horas posteriores.

Actualmente, algunos protocolos de provocación bronquial con alérgenos incorporan determinaciones directas (eosinófilos en esputo) e indirectas (hiperreactividad bronquial inespecífica, FeNO) de inflamación bronquial 11, 12. Estas determinaciones se realizan, habitualmente, 24 horas antes y 24 horas después del test de provocación. A este respecto, en 1985, de Monchy13 demostró, mediante broncoscopia y lavado broncoalveolar, una marcada eosinofilia bronquial tras la provocación inhalativa con alérgenos. Esta eosinofilia se observó, únicamente, en aquellos individuos que mostraron una respuesta asmática dual pero no en otros con respuesta asmática inmediata aislada. Actualmente los eosinófilos pueden ser monitorizados, de forma no invasiva, mediante examen de esputo tras la inducción estandarizada de éste con suero salino. De esta manera, esta técnica posee un gran valor a la hora de evaluar los cambios en los perfiles celulares inflamatorios de las vías respiratorias inducidos por la inhalación del alérgeno14.

La respuesta asmática tardía acarrea no sólo un incremento en el número de eosinófilos en esputo, sino, también, un aumento de la hiperreactividad bronquial inespecífica. Ambos fenómenos, pues, aparecen simultáneamente y ambos pueden ser inhibidos por los corticoides, de forma que la inflamación bronquial eosinofílica podría considerarse una consecuencia de la respuesta asmática tardía y, a su vez, causa del incremento de la reactividad bronquial a la metacolina o similares. En 1977, Cockcroft et al. ya demostraron un incremento significativo en la respuesta bronquial a la histamina y metacolina siguiendo a la provocación inhalativa con el alérgeno15, existiendo una clara relación con la presencia de respuesta asmática tardía. En nuestra experiencia, este fenómeno hemos podido constatarlo en numerosas ocasiones (Figura 1). Efectivamente, la hiperractividad bronquial inespecífica aparece entre 2-4 horas después de la respuesta asmática tardía al alérgeno y puede persistir durante varios días 16.

30

Figura 1. Incremento de la hiperreactividad bronquial inespecífica a la metacolina inducido por la inhalación de un alérgeno.

Este paciente inhaló, en el día 0, un extracto acuoso de harina de trigo, mostrando una respuesta asmática dual. La PC-20 metacolina cayó bruscamente al día siguiente (día 1) y no volvió a sus valores basales hasta pasados 10 días.

Modelos de respuesta bronquial al alérgeno Respuesta asmática inmediata La Figura 2 muestra una respuesta asmática inmediata típica inducida por un alérgeno inhalado. La obstrucción al flujo aéreo aparece inmediatamente después de la provocación bronquial con el alérgeno, es máxima en 10-30 minutos y se resuelve espontáneamente en 1-3 horas. Esta respuesta asmática inmediata se acompaña de la aparición de los típicos síntomas (tos, disnea, sibilancias y tirantez torácica) y se correlaciona muy bien con lo que acontece, inmediatamente y de forma natural, después de la exposición a ciertas fuentes alergénicas tales como los epitelios de gato o caballo.

31

Figura 2. Respuesta asmática inmediata aislada.

Respuesta asmática tardía La Figura 3 muestra una respuesta asmática dual inducida por un aeroalérgeno. La respuesta asmática tardía constituye un episodio de obstrucción bronquial que aparece tras la resolución espontánea de la respuesta asmática inmediata17.

En general, aparece al cabo de 4-5 horas después de la provocación bronquial con el alérgeno y puede persistir durante 7-12 horas más. La inhibición de esta respuesta tardía por la administración previa de un anticuerpo monoclonal antiIgE ha demostrado que se trata de una reacción IgE-mediada18. Generalmente, no revierte, o sólo lo hace parcialmente, después de la inhalación de ß2-agonistas, lo que sugiere un protagonismo principal a los fenómenos inflamatorios que acompañan a las respuestas asmáticas tardías, más que a la broncoconstricción del músculo liso bronquial.

32

Figura 3. Respuesta asmática dual.

Fármacos inhibidores de las respuestas asmáticas al alÉrgeno inhalado En la Tabla I se muestra la capacidad inhibidora de los fármacos antiasmáticos convencionales sobre las respuestas asmáticas inmediata/tardía y sobre la eosinofilia bronquial causada por la inhalación de alérgenos.

Tabla I. Bloqueo farmacológico de las respuestas bronquiales inducidas por la inhalación de alérgenos.

Fármaco SAßA LAßA Anticolinérgicos Corticoides inhalados Cromonas Anti-LT Anti-H1 Anti-lgE

R.A.I.

R.A.T.

Eosinofilia Bronquial

+++ +++ + 0 ++ ++ 0 +++

0 0 + +++ ++ ++ 0 +++

0 0 0 +++ ? ++ 0 +++

R.A.I.: Respuesta asmática inmediata. /R.A.T.: Respuesta asmática tardía.

SAßA: ß2-agonistas de acción inmediata. / LAßA: ß2-agonistas de acción prolongada.

33

La inhalación de ß2 agonistas, previa a la provocación bronquial con el alérgeno, inhibe la respuesta asmática precoz, probablemente a través de un efecto antagónico funcional19 y de una inhibición sobre la liberación de mediadores mastocitarios20. Estos fármacos no impiden, sin embargo, la aparición de respuestas asmáticas tardías. Tras la inhalación de un ß2 agonista sería posible administrar una gran dosis de alérgeno inhalado sin que se produjera respuesta asmática inmediata. Sin embargo, es muy posible que pudiera aparecer una respuesta asmática tardía intensa y duradera. En el plano estrictamente clínico esto podría explicar, al menos en parte, el mal control de muchos pacientes asmáticos, expuestos constantemente al alérgeno de forma natural y tratados únicamente con ß2 agonistas de acción inmediata.

Los corticoides inhalados en dosis única, administrados antes o después de la respuesta asmática precoz, bloquean la respuesta tardía21, no así la respuesta inmediata. No obstante, el uso pautado de corticoides inhalados puede aportar una modesta mejoría de esta última respuesta22.

La inhalación de cromonas, previa a la provocación bronquial con el alérgeno, inhibe ambas respuestas, si bien la inhibición de la respuesta asmática inmediata es menor que la conseguida con los agonistas ß2 inhalados, y la de la respuesta tardía es menor que la obtenida con los corticoides inhalados.

Los antagonistas de los receptores de los cisteinil-leucotrienos inhiben significativamente todos los aspectos de la respuesta alérgica bronquial23.

Los anticuerpos monoclonales anti-IgE ocasionan un importante bloqueo tanto de las respuestas asmáticas inmediata y dual como de la eosinofilia bronquial inducidas por la inhalación del alérgeno24.

Finalmente, los antihistamínicos no bloquean, o lo hacen de forma irrelevante, las respuestas inmediata y tardía25.

34

Bibliografía 1. Blackley CH. Experimental researches on the cause and nature of catharrus aestivus (hay-fever or hay-asthma). London: Bailliere Tindall & Cox, 1873; reprinted by Dawson´s of Pall Mall, 1959-80.

2. Dottorini ML, Bruni B, Peccini F, Bottini P, Pini L, Donato F et al. Skin-prick tests reactivity to aeroallergens and allergic symptoms in an urban population of central Italy: a longitudinal study. Clin Exp Allergy 2007;37:188-96.

3. Higenbottan T, Godden D. Inhalation challenge testing for asthma. Role of bronchial provocation tests in clinical practice. Postgrad Med. 1984;76:169-74.

4. Cockcroft DW, Davis BE, Boulet LP, Deschesnes F, Gauvreau GM, O´Byrne PM et al. The links between allergen skin test sensitivity, airway responsiveness and airway response to allergen. Allergy 2005; 60:56-59.

5. Spector SL, Farr RS. Bronchial inhalation procedures in asthmatics. Med Clin North Am. 1974;58:71-84.

6. Cockcroft DW, Hargreave FE, O´Byrne PM, Boulet LP. Understanding allergic asthma from allergen inhalation tests. Can Respir J. 2007;14:414-8.

7. Sterk PJ, Fabbri LM, Quanjer PH, Cockcroft DW, O´Byrne PM, Anderson SD et al. Airway responsiveness. Standardized challenge testing with pharmacological, physical and sensitizing stimuli in adults. Report Working Party Standardization of Lung Function Tests, European Community for Steel and Coal.

Official Statement of the European Respiratory Society. Eur Respir J. (suppl) 1993;16:53-83.

8. Hendeles L, Harman E. Use of allergen bronchoprovocation to screen drugs for anti-asthma activity. Pharmacotherapy 1997;17:39S-49S. 9. Pelikan Z, Pelikan-Felipek M. Late asthmatic response to allergen challenge (LAR), its clinical feature and pharmacological modulation. Agents Actions 1989;26:57-59.

10. Agarwal A, Rishi JP, Hussain SA, Bhandari VM. Prediction of airway re-

35

sponsiveness to allergen from skin sensitivity to allergen, airway responsiveness to histamine and serum IgE levels. J Assoc Physicians India 1991;39:246-48.

11. Quirce S, Lemiere C, de Blay F, del Pozo V, Gerth van Wijk R, Maestrelli P et al. Noninvasive methods for assessment of airway inflammation in occupational settings. Allergy 2009;65:445-58.

12. Lemiere C. Induced sputum and exhaled nitric oxide as noninvasive markers of airway inflammation from work exposures. Curr Opin Allergy Clin Immunol. 2007;7:133-7.

13. De Monchy JG, Kauffman HF, Venge P, Köeter GH, Jansen HM, Sluiter HJ et al. Bronchoalveolar eosinophilia during allergen-induced late asthmatic reactions. Am Rev Respir Dis. 1985;131:373-6.

14. Pin I, Freitag AP, O´Byrne PM, Girgis-Gabardo A, Watson RM, Dolovich J et al. Changes in the cellular profile of induced sputum after allergen-induced asthmatic responses. Am Rev Respir Dis. 1992;145:1265-9.

15. Cockcroft DW, Riffin RE, Dolovich J, Hargreave FE. Allergen-induced increase in non-allergic bronchial reactivity. Clin Allergy 1977;7:503-13.

16. Cockcroft DW, Murdock KY. Changes in bronchial responsiveness to histamine at intervals after allergen challenge. Thorax 1987;42:302-8.

17. O´Byrne PM. Allergen-induced airway inflammation and its therapeutic intervention. Allergy Asthma Immunol Res. 2009;1:3-9.

18. Fahy JV, Fleming HE, Wong HH, Liu JT, Su JQ, Reimann J et al. The effect of an anti-IgE monoclonal antibody on the early and late phase responses to allergen inhalation in asthmatic subjects. Am J Respir Crit Care Med. 1997;155:182834.

19. Cockcroft DW, Murdock KY. Comparative effects of inhaled salbutamol, sodium cromoglycate, and beclomethasone dipropionate on allergen-induced aerly asthmatics responses, late asthmatic responses, and increased bronchial responsiveness to histamine. J Allergy Clin Immunol. 1987;79:734-40.

20. Wang XS, Lau HY. Beta-adrenoceptor-mediated inhibition of mediator release from human peripheral blood-derived mast cells. Clin Exp Pharmacol Physiol 2006; 33:746-50.

36

21. Kidney JC, Boulet LP, Hargreave FE, Deschesnes F, Swystun VA, O´Byrne PM et al. Evaluation of single-doses inhaled corticosteroid activity with an allergen challenge model. J Allergy Clin Immunol. 1997;100:65-70.

22. Swystun VA, Bhagat R, Kalra S, Jennings B, Cockcroft DW. Comparison of 3 different doses of budesonide and placebo on the early asthmatic response to inhaled allergen. J Allergy Clin Immunol. 1998;102:363-7.

23. Diamant Z, Grootendorst DC, Veselio-Charvat M, Timmers MC, De Smet M, Leff JA et al. The effect of montelukast (MK-0476), a cysteinyl leukotriene receptor antagonist, on allergen-induced airway responses and sputum cell counts in asthma. Clin Exp Allergy 1999; 29:42-51.

24. Milgrom H, Fick RB, Su JQ, Reimann JD, Bush RK, Watrous ML et al.

Treatment of allergic asthma with monoclonal anti-IgE antibody. rhuMAb-E25 Study Group. N Engl J Med. 1999; 341:1966-73.

25. de Bruin-Weller MS, Rijssenbeek-Nouwens LH, de Monchy JG. Lack of effect of cetirizine on early and late asthmatic response after allergen challenge. J Allergy Clin Immunol. 1994;94:231-9.

37

PRUEBAS DE PROVOCACIÓN ESPECÍFICA: PROVOCACIÓN NASAL CON ALÉRGENOS.

Dra. Mª Teresa Dordal Culla Servei d’Al.lèrgia.

Sant Pere Claver Fundació Sanitària. Barcelona.

Introducción La provocación nasal específica (PNE) consiste en reproducir de forma controlada la respuesta de la mucosa nasal a la exposición a alérgenos, caracterizada clínicamente por estornudos en salvas, rinorrea, edema de la mucosa nasal y un aumento de la resistencia al paso del aire.

Indicaciones

38

•

Confirmación diagnóstica de la rinitis alérgica, sobretodo en pacientes polisensibilizados, para valorar la significación clínica de los distintos alérgenos.

•

Cuando existen discrepancias o dificultades en la valoración de la historia clínica y las pruebas cutáneas y/o serológicas.

•

Valoración del grado de sensibilidad del paciente frente al alérgeno (estudio de la respuesta nasal en función de la dosis de alérgeno).

•

Estudio etiológico de enfermedades respiratorias de origen laboral.

•

Valoración del papel de un nuevo alérgeno no estandarizado en el órgano diana.

•

Seguimiento y monitorización de la respuesta clínica a la inmunoterapia específica en pacientes con rinitis alérgica.

•

Estudios de investigación de los mecanismos fisiopatológicos implicados en la respuesta nasal a alérgenos: células implicadas, mediadores, respuesta a fármacos…

Metodología Existen diversas publicaciones y guías sobre la provocación nasal específica con alérgeno1-5, cuyo procedimiento se detalla a continuación.

Consideraciones previas a la realización de la prueba Por parte del paciente: •

Consentimiento por escrito, previa información, para la realización de la prueba.

•

Fase asintomática de la enfermedad: fuera de la estación polínica o, en el caso de alérgenos perennes, con síntomas leves que no puedan interferir con los resultados de la prueba. Al menos transcurridas 2-4 semanas desde una agudización de la rinitis alérgica3,6.

•

Retirar previamente aquellos fármacos que puedan modificar la respuesta nasal (Tabla I).

•

Evitar el consumo de tabaco y alcohol 24-48h antes.

•

Evitar su realización en las 4 semanas posteriores a una infección vírica o bacteriana de las vías respiratorias.

•

Evitar su realización en las 6-8 semanas posteriores a cirugía nasal.

39

•

Evitar su realización durante el embarazo.

•

Evitar su realización en pacientes con asma no controlada / EPOC grave / enfermedad cardiopulmonar que contraindique la administración de adrenalina.

Tabla I. Fármacos que pueden afectar la respuesta de la mucosa nasal.

FÁRMACO

RETIRAR

Antihistamínicos orales

48h / 1-2 semanas según el fármaco

Antihistamínicos tópicos

4-5 días

Corticoides tópicos

3 días / 1-2 semanas

Corticoides orales

2-3 semanas

Cromoglicato sódico

1-3 semanas

Descongestionantes nasales Antidepresivos tricíclicos

2 días 2-3 semanas

AINES

1 semana

Antihipertensivos del tipo reserpina o clonidina

3 semanas

AINES = antiinflamatorios no esteroideo

Habitáculo

40

•

Debe mantenerse una temperatura y humedad constantes, que oscile entre 20-22ºC y un 40-60% de humedad. Temperaturas superiores a los 35ºC y un grado de humedad elevado (80-90%) pueden reducir la respuesta inmediata por una disminución en la liberación de histamina y de la respuesta vascular y neural.

•

El paciente debe permanecer unos 20-30 minutos en la habitación para aclimatarse, a efectos de evitar reacciones inespecíficas por las condiciones ambientales.

•

Preferiblemente por la mañana para evitar el efecto irritante de los estímulos diarios habituales: tabaco, humo, contaminación, alimentos picantes, café, ejercicio físico, etc.

Personal que realiza la prueba •

Conocimiento adecuado de la metodología de la prueba y de la técnica que se usará para valorar los resultados: rinomanometría, rinometría acústica, óxido nítrico nasal, etc.

•

Conocimiento y acceso a las medidas terapéuticas necesarias en caso de que la prueba sea positiva.

Características del extracto •

Preferiblemente extractos estandarizados.

•

Puede usarse un extracto liofilizado que se diluye el día de la prueba para asegurar igualdad de potencia entre lotes o bien tenerlo ya diluido en solución salina tamponada con o sin seroalbúmina humana. Deben evitarse los extractos glicerinados que se utilizan para la realización de pruebas cutáneas.

•

En el caso de alérgenos laborales, debe tenerse en cuenta la concentración límite irritante para cada sustancia.

•

La concentración inicial dependerá de la sensibilidad de cada paciente, de la presión ambiental de cada zona, y de las características y potencia del propio extracto. En general, para alérgenos estandarizados se iniciará la prueba con una concentración 1:1.000, y se incrementará la concentración en base a factor 10 (en estudios de investigación se recomienda incrementar la concentración en base a factor 3)7. En el caso de alérgenos no bien conocidos y alérgenos laborales, se realizará titulación a punto final para identificar la dosis de inicio, en la que partiendo de un extracto comercial, se realizan diluciones seriadas (1:3; 1:10….) hasta obtener la concentración mínima que da un resultado positivo (pápula de 3mm de diámetro).

Aplicación •

Aplicación en polvo micronizado, encapsulado con lactosa, aplicándolo mediante un insuflador. Especialmente en el caso de alérgenos no solubles en disolventes orgánicos.

•

Aplicación en solución, habitualmente más empleada:

41

42

Pulverización con válvulas atomizadoras (0,1 ml/pulverización).

Método de fácil realización y reproducible. Aunque aceptable, existe cierta variabilidad en la dosis dispensada.

Aplicación de discos de pequeño tamaño impregnados con una cantidad prefijada del alérgeno, en la zona del cornete inferior y medio. Permite la recogida de secreciones para el estudio de células y mediadores.

Nebulización del alérgeno: muy utilizada durante años, conlleva el riesgo del posible depósito del alérgeno en la vía aérea inferior. Requiere más aparataje y la participación activa del paciente (realizando una espiración mantenida durante la nebulización).

Instilación en el cornete inferior con jeringas, pipetas y cuentagotas: existe el riesgo de que se deposite el alérgeno en la faringe y parte superior de la vía aérea. Es preferible el uso de micropipetas y cantidades pequeñas de solución (0.1 ml).

•

La aplicación puede hacerse de forma unilateral o bilateral; se considera que esta segunda opción es más fisiológica, reservándose la primera para estudios de investigación. En cualquier caso, la valoración de la respuesta nasal debe hacerse siempre de forma bilateral, puesto que debe tenerse en cuenta el mecanismo reflejo parasimpático de la fosa nasal opuesta.

•

La prueba debe iniciarse con la aplicación de una sustancia inerte (el mismo diluyente que se ha utilizado para preparar las diluciones: SSF con fenol 0.4%, solución Ringer-lactato, etc.).

•

Quince minutos después se valorará la respuesta nasal (puntuación de síntomas, rinoscopia, rinometría, etc.); si ésta no supera los valores pre-establecidos de reproducibilidad (habitualmente 15-20%) se procederá a la realización de la prueba, mediante la aplicación seriada de diferentes concentraciones a intervalos de 15 a 60 minutos (según el alérgeno y el grado de sensibilidad del paciente).

•

El paciente permanecerá sentado y realizará una apnea durante la aplicación para evitar el depósito del alérgeno en la laringe y en las vías respiratorias inferiores.

•

La valoración de la respuesta nasal puede realizarse cada 15-30 minutos tras la aplicación de cada dosis, pero asimismo debe tenerse en cuenta

la posible existencia de una reacción tardía, con la aparición de nuevos síntomas horas después de finalizar la prueba. Deberá mantenerse al paciente en observación durante 2 horas, informarle de la posibilidad de que aparezcan síntomas en el domicilio, así como asegurarse de que dispone de tratamiento para controlarlos.

•

Se aconseja realizar una espirometría basal forzada al inicio y al final de la prueba, incluso en pacientes no asmáticos.

•

Para evitar el efecto “priming”, entre diferentes pruebas de provocación nasal debe existir como mínimo una semana de intervalo entre ellas. Se aconseja probar un alérgeno por día.

Interpretación de la prueba Aunque son muchos los estudios publicados en los que la positividad de la prueba se establece únicamente por la puntuación de síntomas, es preferible combinarlo con alguna otra técnica que permita una medida más objetiva de los cambios que se producen tras la provocación nasal.

Exploración clínica •

Rinoscopia anterior: observando el aspecto de la mucosa tras la provocación nasal y sus variaciones respecto a la exploración previa (aspecto, edema, rinorrea, etc.).

•

Cuantificación del peso y volumen de las secreciones nasales: en la práctica clínica la interpretación puede resultar difícil si el fluido es muy viscoso o resulta parcialmente deglutido, o si el volumen de secreciones es escaso6.

Puntuación de síntomas clínicos: Mediante escala visual analógica (EVA) o puntuación de estornudos, rinorrea, prurito a distintos niveles (nasal, ocular, velopalatino) y obstrucción nasal. Respecto a estas escalas de puntuación, existen varias publicadas. Una de las más utilizadas es la escala de Lebel8: se considera positivo si la suma de puntos es > 5 (total posible 11) (Tabla II).

43

Tabla II. Escala de valoración de síntomas de Lebel.

SÍNTOMAS

GRAVEDAD

SCORE (puntos)

ESTORNUDOS

de 0 a 2

0

de 3 a 4

1

≥5

3

nariz

1

otico o palatino

1

RINORREA

anterior

1

posterior

1

dificultad para respirar

1

una FN

2

dos FN

3

1

PRURITO

OBSTRUCCIÓN NASAL

SÍNTOMAS OCULARES

Se considera positivo >de 5 puntos, sobre un total de 11.

Valoración del flujo nasal: Medición del flujo máximo inspiratorio nasal (PFIN) •

Método económico, fácil y reproducible. Tiene buena correlación con la sensación de obstrucción nasal medida por cuestionarios9.

•

Buena sensibilidad, semejante a rinometría acústica y rinomanometría10.

•

Como desventajas, es dependiente de la función pulmonar11 y mide ambas fosas nasales a la vez. Además tiene una gran variabilidad diurna.

•

Se considera positiva una reducción del 20-40% tras la provocación12.

Valoración de las resistencias nasales: rinomanometría

44

•

Técnica sensible y muy específica pero que no se puede realizar en pacientes muy obstruidos y/o con un gran componente secretor.

•

Se necesita la colaboración del paciente, lo cual puede resultar complicado en determinados grupos de edad.

•

Criterio de positividad: no existe uniformidad de criterio al respecto. En general se acepta un incremento del 100% en las resistencias13.

Valoración de las modificaciones en la geometría de las fosas nasales: rinometría acústica •

Técnica rápida, reproducible y que no requiere la colaboración activa de los pacientes, por lo que puede utilizarse incluso en pediatría. Además, a diferencia de la rinomanometría anterior activa, puede realizarse en pacientes con un alto grado de obstrucción nasal.

•

Criterio de positividad: existe gran discrepancia según los autores, pero en general se acepta un descenso del Área Transversa Mínima (ATM) del 25%-30% o bien una reducción del Volumen Nasal (2-5 cm) del 25%30%14.

Valoración de la respuesta inflamatoria •

Obtención de muestras nasales para evaluar la respuesta celular15: lavados nasales, frotis, raspado de la mucosa, biopsia…

•

Obtención de muestras nasales para estudio de mediadores16,17: lavados nasales, recogida de secreciones…

•

Valoración del Óxido Nítrico nasal (ONn): Prometedora herramienta no invasiva, aunque en la actualidad no está totalmente estandarizada (diferentes métodos de medición). Durante la provocación se observa inicialmente una disminución en los valores de ONn (dificultad para difundir debido al edema de los cornetes) con un incremento posterior (24h)18.

Tratamiento en caso de positividad En caso de que la provocación nasal sea positiva, se procederá a realizar abundantes lavados nasales. Se administrará un descongestionante tópico nasal y un antihistamínico tópico o sistémico según la intensidad de los síntomas. En caso de reacción sistémica se procederá a su tratamiento según normas habituales.

Finalmente, la reaparición de síntomas nasales, especialmente la obstrucción, entre 3 y 12 horas tras la provocación debe interpretarse como una reacción tardía. Deberá advertirse al paciente de dicha posibilidad y confirmar que dispone en su domicilio del tratamiento adecuado para controlar los síntomas. Es aconsejable monitorizar las resistencias nasales mediante PFIN10.

45

BibliografĂ­a 1. Druce HM, Schumacher MJ. Nasal Provocation Challenge. Report of the Committee on Upper Airway Allergy. J Allergy Clin Immunol. 1990;86:261-264.

2. Lund VJ. International Rhinitis Management Working Group. Consensus Report on the Diagnosis and Management of Rhinitis. Allergy 1994; suppl. 19:134.

3. Melillo G, Bonini S, Cocco G, Davies RJ, de Monchy JGR, Frolund L, Pelikan Z. Standardisation of nasal provocation tests. Allergy 1997; suppl. 35,52:26-32.

4. Malm L, Gerth Van Wijk R, Bachert C. Guidelines for nasal provocations with aspects on nasal patency, airflow, and airflow resistance. International Committee on Objective Assessment of the Nasal Airways, International Rhinologic Society. Rhinology 2000; 38:1-6.

5. Gosepath J, Amedee RG, Mann WJ. Nasal provocation testing as an international standard for evaluation of allergic and nonallergic rhinitis. Laryngoscope 2005;115:512-6.

6. Litvyakova L, Baraniuk J. Human Nasal Allergen Provocation for Determination of True Allergic Rhinitis: Methods for Clinicians. Curr Allergy Asthma Resp. 2002;2:194-202.

7. Solomon WR. Nasal provocation testing. In: Spector SL, ed. Provocation testing in clinical practice, vol 5. New York; Marcel Dekker, 1995:647-692.

8. Lebel B, Bousquet J, Morel A, Chanal I, Godard P, Michel FB. Correlation between symptoms and the threshold for release of mediators in nasal secretions during nasal challenge with grass-pollen grains. J Allergy Clin Immunol. 1988;82 (5 Pt 1):869-877.

9. Fairley JW, Durham LH, Ell SR. Correlation of subjective sensation of nasal patency with nasal inspiratory peak flow rate. Clin Otolaryngol. 1993;18:19-22.

10. HolmstrĂśm M; Scadding GK, Lund VJ, Darby YC. Assessment of nasal obstruction. A comparison between rhinomanometry and nasal inspiratory peak flow. Rhinology 1990;28:191-6.

46

11. Wihl JA, Malm L. Rhinomanometry and nasal peak expiratory and inspiratory flow rate. Ann Allergy 1988;61:50-5.

12. Terrien MH, Rahm F, Fellrath JM, Spertini F. Comparison of the effects of terfenadine with fexofenadine on nasal provocation tests with allergen. J Allergy Clin Immunol. 1999;103:1025-30.

13. Cimarra M, Robledo T. Aplicación en provocación nasal específica. En: Valero A, Fabra JM, Márquez F, Orús C, Picado C, Sastre J, Sierra JI. Manual de Rinomanometría acústica. MRA Médica. 2001:55-63.

14. Valero AL, Fabra JM, Márquez F, Orús C, Picado C, Sastre J, Sierra JI. Pruebas de provocación nasal específicas. Manual de Rinometría acústica. MRA Médica. Barcelona 2000:53-74.

15. Kochetova IuI, Mokronosova MA, Liaporova TV. Changes in the cytological analysis of nasal secretions during a nasal secretion. Klin Lab Diagn.

2002;11;4-12.

16. Howarth PH, Persson CGA, Metlzer EO, Jacobson MR, Durham SR, Silkoff PE. Objective monitoring of nasal airway inflammation in rhinitis. J Allergy Clin Immunol. 2005;115:S414-41.

17. Naclerio RM, Meier HL, Kagey-Sobotka A, Adkinson NF Jr, Meyers DA, Norman PS, Lichtenstein LM. Mediator release after nasal airway challenge with allergen. Am Rev Respir Dis. 1983;128 97-602.

18. Boot JD, De Kam ML, Mascelli MA, Miller B, van Wijk RG, de Groot H, Cohen AF, Diamant Z. Nasal nitric oxide: longitudinal reproducibility and the effects of a nasal allergen challenge in patients with allergic rhinitis. Allergy 2007:62:378-384.

47

PRUEBAS DE PROVOCACIÓN ESPECÍFICA: PROVOCACIÓN CONJUNTIVAL CON ALÉRGENOS.

Dr. Joan Bartra Dra. Rosa Mª Muñoz-Cano Unidad de Alergia. Servicio de Neumología y Alergia Respiratoria.

ICT. Hospital Clínic. Universitat de Barcelona.

Concepto La provocación conjuntival específica (PCE) es un modelo “in vivo” que consiste en reproducir de forma controlada la respuesta de la mucosa conjuntival a la exposición de alérgenos, caracterizada clínicamente por prurito ocular, lagrimeo y enrojecimiento conjuntival. La conjuntivitis alérgica muy frecuentemente se asocia a rinitis y tras una PCE también pueden aparecer síntomas propios de una rinitis alérgica (rinorrea, estornudos, obstrucción nasal y prurito nasal).

Indicaciones La prueba de provocación ocular se puede utilizar con varios objetivos:

48

•

Confirmación diagnóstica de la conjuntivitis o rinoconjuntivitis alérgica.

•

Confirmar la relevancia clínica del alérgeno al que el paciente está sensibilizado.

•

Valoración del grado de sensibilidad del paciente frente al alérgeno.

•

Contribuir a la investigación farmacológica de nuevas moléculas.

•

Seguimiento y control de eficacia de la inmunoterapia específica.

•

Estudio de los mecanismos fisiopatológicos de la conjuntivitis y rinoconjuntivitis alérgica.

Contraindicaciones •

Conjuntivitis o rinoconjuntivitis aguda.

•

Post-cirugía ocular inmediata (4 semanas).

•

Asma inestable.

•

Procesos de la superficie ocular que contraindiquen una PCE.

•

Pacientes con contraindicación del uso de adrenalina.

•

Embarazo.

Metodología Existen diferentes guías de PCE1-4. La técnica de referencia para la realización de la prueba de provocación conjuntival, fue descrita por Abelson en 19904.

Posteriormente, han sido descritos protocolos de la PCE que son variaciones del modelo descrito por Abelson en un esfuerzo por adecuar el protocolo a las necesidades de la indicación de la PCE. Consideraciones previas a la PCE •

Consentimiento por escrito, previa información, para la realización de la prueba.

•

Retirar previamente aquellos fármacos que puedan modificar la respuesta de la PCE.

49

FÁRMACO Antihistamínicos orales Antihistamínicos oculares Corticoides oculares Corticoides orales Cromoglicato sódico

RETIRAR 72h /1-2 semanas según el fármaco 3 días 3 días / 1-2 semanas 2-3 semanas 1-3 semanas

Antidepresivos tricíclicos, reserpina, clonidina

3 semanas

•

El paciente debe permanecer unos 20-30 minutos en la habitación para aclimatarse. Debe mantenerse una temperatura y humedad constantes, que oscile entre 20-22ºC y un 40-60% de humedad a efectos de evitar reacciones inespecíficas por las condiciones ambientales.

•

Debe existir una semana de intervalo entre dos provocaciones oculares.

•

No se considera válido realizar en una misma sesión dos provocaciones con distintos alérgenos.

Equipamiento y material necesario •

Conocimiento adecuado de la metodología de la prueba y de la técnica que se usará para valorar los resultados.

•

Conocimiento y acceso a las medidas terapéuticas necesarias en caso de que la prueba sea positiva.

•

Utilizar extractos estandarizados biológicamente y liofilizados. Reconstituir el extracto antes de la provocación. Deben evitarse los extractos glicerinados o que contengan otros preservantes por su efecto irritante de la superficie ocular.

•

Equipo sanitario adiestrado para solventar cualquier situación de emergencia, con medicación de adrenalina, antihistamínicos, broncodilatadores, corticoides…

Procedimiento •

50

Instilar 20-30 µl del extracto alergénico4-6, en la parte externa del saco conjuntival del párpado inferior de uno de los ojos. Como control se administrará el diluyente en el ojo contralateral.

•

La concentración mínima y máxima de la sustancia depositada a nivel ocular y la progresión de las diluciones varía según los autores5. Generalmente, se realiza según un factor dilucional de 2, 5 o 10 respecto a la concentración máxima dependiendo de la indicación de la PCE y de las características del paciente. La concentración máxima puede establecerse mediante una prueba intraepidérmica a punto final con el extracto a testar en la PCE tal y como se realiza en la prueba de provocación bronquial específica (corresponde a la dilución del extracto alergénico que haya provocado una pápula en la prueba cutánea de 3 mm mayor a la del control negativo).

Interpretación de la prueba Siguiendo el modelo de Abelson4, los criterios clínicos para valorar el resultado de una provocación ocular son: Prurito ocular: La valoración de su intensidad es por parte del paciente según una escala de 0 a 4. 0: nulo; 1: leve (sensación intermitente de picor); 2: moderado (sensación permanente de picor, sin necesidad de frotarse los ojos); 3: intensa (sensación permanente de picor, con necesidad de frotarse los ojos); 4: muy intensa (sensación insoportable con necesidad imperiosa de frotarse los ojos).

Enrojecimiento o hiperemia conjuntival: Valorada por el médico con una puntuación de 0 a 3 según la intensidad de enrojecimiento de la conjuntiva que tapiza la superficie escleral anterior que es la conjuntiva bulbar. Se clasifica 0: nulo; 1: leve (localizado en uno de los cuadrantes de la conjuntiva bulbar); 2: moderado (enrojecimiento más marcado afectando a diferentes cuadrantes de la conjuntiva bulbar); 3: intenso (enrojecimiento muy marcado y difuso en todos los cuadrantes de la conjuntiva bulbar).

Edema o quemosis: Valorada por el médico con una puntuación de 0 a 3. Se clasifica en 0 si es ausente; 1: leve (mínima separación de la conjuntiva bulbar con la escleral); 2: moderada (existe una sobre elevación de la conjuntiva bulbar a nivel limbar); 3: intensa (hay un manifiesto abombamiento de la conjuntiva bulbar que protuye prominentemente).

51

Lagrimeo: Valorado por el médico con una puntuación de 0 a 3. 0: ausente; 1: ojo levemente húmedo; 2: lagrimeo franco; 3: lagrimeo intenso con secreción de mucus.

Se realizará una valoración antes de iniciar la provocación, y a los 10-15 minutos de la administración de cada dosis. La prueba se considera positiva cuando la suma de los valores de cada criterio es igual o superior a 5. Si la suma de los criterios es menor que 5, se considera que la provocación ha sido negativa y se continua con la dosis siguiente (en el mismo ojo), y así sucesivamente, hasta conseguir una respuesta positiva o llegar a la dosis máxima5.

La principal limitación del modelo de Abelson es la subjetividad en la valoración de la respuesta a la PCE. Se han propugnado algunos métodos para hacer una valoración objetiva de la hiperemia conjuntival o de la quemosis7,8. La espectroradiometría es un método para cuantificar la intensidad del eritema. Para la medición de la quemosis y/o el edema palpebral se propugna la medición con un retículo milimétrico fraccionado o un scanner tridimensional a color. Para la medición del prurito, aunque también basado en datos subjetivos de “sensación” aportados por el paciente, estaría indicado utilizar un aestesiómetro para poder graduar de forma indirecta la aestesia secundaria a la estimulación de los receptores de las terminaciones nerviosas, de forma que si la multiplicamos por la duración del prurito se obtendría un “índice” con el que tabularlo de forma “menos” subjetiva.

Valoración de la respuesta inflamatoria Se puede obtener secreción conjuntival (lágrima, mucus) y/o realizar un frotis de la conjuntiva para medir marcadores inflamatorios propios de una respuesta alérgica que pueden modificarse tras una PCE (histamina, triptasa, leucotrienos, proteína catiónica eosinofílica, interleucinas), así como para el estudio celular (eosinófilos, población linfocitaria, mastocitos, …). La determinación de dichos marcadores y células inflamatorias no se utiliza para el diagnóstico, pero sí son útiles en los estudios de fisiopatología y en los estudios de evaluación de la respuesta de una determinada intervención terapéutica9,10.

Tratamiento en caso de positividad En caso de que la PCE sea positiva, se procederá a realizar lavados oculares con suero fisiológico o lágrima artificial. Se administrará un colirio de antihistamínico o antihistamínico H1 oral de segunda generación sistémico según la intensidad de

52

los síntomas. Frecuentemente, tras una PCE positiva aparecen síntomas nasales propios de una rinitis por lo que se aconseja administrar un antihistamínico oral.

En caso de reacción sistémica (excepcional) se procederá a su tratamiento según normas habituales.

Finalmente, la reaparición de síntomas oculares, entre 3 y 12 horas tras la provocación debe interpretarse como una reacción tardía. Deberá advertirse al paciente de dicha posibilidad y confirmar que dispone en su domicilio del tratamiento adecuado para controlar los síntomas.

Bibliografía 1. Mortemousque B, Fauquert JL, Chiambaretta F, Demoly P, Helleboid L, Creuzot-Garcher C, Brémond-Gignac D, Groupe d’Ophtalmo-Allergologie. Conjunctival provocation test: recommendations J. Fr. Ophtalmol. 2006;29(7):837-846.

2. Leonardi A, Abelseon MB. Double-masked, randomized, placebo-controlled clinical study of the mast cell-stabilizing effects with olopatadine in the conjunctival allergen challenge model in humans. Clin. Ther. 2003;10:2539-2552.

3. Abelson MB, Loeffler O. Conjunctival allergen challenge: models in the investigation of ocular allergy. Curr Allergy Asthma Rep. 2003;3:363-368.

4. Abelson MB, Chambers WA, and Smith LM. Conjunctival allergen chanllenge: a clinical approach to studying allergic conjunctivitis. Arch. Ophtamlol.

1990;108;84-88.

5. Fauquert JL, Mortemousque B, Bremond-Gignac D, C. Creuzot-Garcher, L Helleboid, F. Chiambaretta, P Demoly. Conjunctival allergen challenge: practical recommendations for the diagnosis of allergic conjunctivitis. Report (proceedings) of the meeting of the Group Ophthalmo Allergo (Journées parisiennes d’allergie, January 10, 2004). Rev Fr Allergol. 2004;44:689-699.

53

6. Van Ooteghem LM. The influence of the drop size on the elimination of an ophthalmic solution from the precorneal area of huma eyes. Pharm Acta Helv.

1987;62:56-60.

7. Friedlaender MH. Objective measurement of allergic reactions in the eye.

Curr Opin Allergy clin Immunol. 2004;4:447-453.

8. Abelson MB, Pratt S, Mussoline JE, Townsend D.One-visit, randomized, placebo-controlled, conjunctival allergen challenge study of scanning and imaging technology for objective quantification of eyelid swelling in the allergic reaction with contralateral use of olopatadine and artificial tears. Clin Ther.

2003;25(7):2070-84.

9. Loenardi A. In vivo diagnostic measurements of ocular inflammation. Curr Opin Allergy Clin Immunol. 2005; 5:464-472.

10. Leonardi A, Motterle L, Bortolotti M. Allergy and the eye. Clin Exp Immunol. 2008;153:17-21.

54

DETERMINACIONES IN VITRO

Dra. María Jesús Cruz Carmona Servicio de Pneumología.

Hospital Vall d´Hebron. Barcelona.

Introducción Los métodos de diagnóstico in vitro en alergia, suponen un complemento diagnóstico a la historia clínica y a las pruebas realizadas in vivo. Estos métodos son de ayuda para establecer un correcto diagnóstico y para la monitorización del enfermo alérgico y de su respuesta al tratamiento. Podríamos clasificar las técnicas in vitro en dos grandes grupos: las que estudian la reacción antígeno-anticuerpo, como serían la IgE, la IgE específica y la inmunotransferencia de proteínas; y las que permiten determinar la liberación de mediadores, tales como el test de liberación de histamina, el test de activación de basófilos, la ECP, etc. Finalmente, la determinación de antígenos ambientales nos permite conocer la carga antigénica a la que el paciente está expuesto.

55

Cuantificación de inmunoglobulinas séricas (IgE, IgE específica, IgG4).

La IgE constituye un marcador general de las enfermedades atópicas. Sin embargo, algunos pacientes alérgicos muestran valores normales de IgE sérica total, mientras que la IgE específica, permite identificar en numerosas ocasiones el alérgeno causante de una reacción mediada por IgE. Existen actualmente más de 450 alérgenos frente a los que podemos medir la presencia en el suero del paciente de IgE específica, entre ellos, ácaros, pólenes, alimentos o medicamentos. La especificidad y sensibilidad de la determinación de IgE específica varía ampliamente, además, dependiendo del tipo de alérgeno.

La determinación de IgG4 antígeno-específica puede resultar útil en dos situaciones: para el diagnóstico de patologías que no están mediadas por anticuerpos de tipo IgE (algunas enfermedades pulmonares como la alveolitis, etc) y como seguimiento en la inmunoterapia, ya que puede servir de indicador de la respuesta a la vacuna, especialmente con veneno de himenópteros.

Fundamentos de la técnica Para la cuantificación de IgE total, IgE específica e IgG4 en suero se han desarrollado distintos métodos de inmunoanálisis. La mayoría de ellos son técnicas tipo sándwich, siendo las más utilizadas en la actualidad las técnicas de ELISA. En general, se dispone de alérgeno que se presenta en fase sólida y se expone al suero del paciente. Si este tiene anticuerpos específicos frente a dicho alérgeno se produce una unión de dicho anticuerpo con el alérgeno. Esta unión se pone de manifiesto añadiendo un anticuerpo poli o monoclonal anti-Ig marcado, que se une al complejo alérgeno-Ig formado previamente, dando lugar a un nuevo complejo que, al estar marcado, emite una señal cuantificable.

Para el desarrollo de la técnica se utilizan indistintamente antisueros anti-IgE o anti-IgG4 policlonales y/o monoclonales. Los marcajes radiactivos de los anticuerpos secundarios han sido sustituidos en general por marcadores enzimáticos.

Los valores se obtienen mediante interpolación de los resultados de la lectura en una curva de calibración que se realiza respecto a un patrón estándar de la OMS. Valores normales e interpretación de resultados Al valorar los resultados de la cuantificación de IgE hay que tener en cuenta que se modifican con la edad, el sexo, los antecedentes familiares de patología alérgica y el propio proceso alérgico. En general, los adultos sanos tienen unos

56

valores medios alrededor de 20 KU/L1-2, sin embargo, hay gran variabilidad de forma que el valor límite superior puede llegar a 135 kU/L2. La IgE total puede estar también elevada en enfermedades no alérgicas, como pueden ser las parasitosis y algunos síndromes como los síndromes de Nezelof, de Job, de Wiskott-Aldrich o de Di George. Además un buen porcentaje de enfermos atópicos con IgE específicas elevadas tienen la IgE total normal.

Un título elevado de anticuerpos IgE específicos indica la presencia de una hipersensibilidad de tipo inmediato. La importancia clínica de los valores de IgE específica debe interpretarse conjuntamente con la historia del paciente.

La presencia de IgG4 no parece útil como indicador diagnóstico de alergia.

En general se considera que un nivel elevado de anticuerpos IgG4 específicos son biomarcadores de la exposición antigénica y es posible que puedan tener un papel relevante en la modulación inmune y el desarrollo de la tolerancia.

Inmunotransferencia de proteínas Una de las técnicas de inmunotransferencia más utilizada es el western-blott, que combina la resolución de la electroforesis en gel con la especificidad de la detección inmunoquímica. En el western-blott, las proteínas de un extracto antigénico sospechoso de causar patología alérgica se separan mediante electroforesis (lo que permite un fraccionamiento proteico en base a características físicas de las proteínas tales como el tamaño) y, posteriormente, se transfieren a una membrana donde se fijan por adsorción. La membrana es incubada con el suero del paciente lo que permite obtener la “huella” o patrón de proteínas frente a las cuales reacciona el individuo.

Fundamentos de la técnica Electroforesis: La técnica de PAGE con la adición de SDS tiene una alta reproducibilidad. El extracto antigénico se carga en el gel y se aplica un campo eléctrico a la muestra que esta inmersa en un tampón de carga. Las proteínas migran hacia el polo positivo y se separarán según su tamaño. Los polipéptidos de menor peso molecular, migran más rápido, mientras que los de alto peso lo hacen más lentamente. Las proteínas separadas en el gel pueden ser visualizadas a través de métodos de tinción.

Western-blott: Las proteínas separadas mediante electroforesis son posteriormente transferidas a una membrana (generalmente de nitrocelulosa) y se incuban con el suero del paciente. Los anticuerpos se detectan añadiendo un anticuerpo secundario marcado con una enzima que produce una banda coloreada al añadir un sustrato.

57

Interpretación de resultados La interpretación de los resultados consiste en identificar las bandas proteicas a las que el paciente ha reaccionado y de las cuales es posible conocer el peso molecular. Esta identificación puede ser visual o utilizando softwares específicos.

Los resultados permiten conocer la sensibilización del individuo a una o varias proteínas así como la reactividad cruzada frente a otros alérgenos, si enfrentamos el suero del paciente con diferentes extractos antigénicos.

Mediadores de la reacción alérgica La alergia es un proceso inflamatorio en el que participan diferentes tipos de células que liberan multitud de mediadores inflamatorios3. Los mastocitos actúan como células efectoras liberando mediadores como histamina y triptasa entre otros. Durante la activación celular, los eosinófilos secretan proteína catiónica de los eosinófilos (ECP), mientras que los basófilos liberan el contenido de sus gránulos tras un proceso de activación dependiente del estímulo antigénico.

Test de liberación de histamina La cuantificación de la liberación de histamina es un método útil en el estudio in vitro de las reacciones alérgicas. Permite evaluar la magnitud de la sensibilización frente a un antígeno, monitorizar dicha sensibilización en el curso del tiempo y el efecto del tratamiento con inmunoterapia4.

Fundamentos de la técnica En general existe una primera fase de estimulación en la cual se incuban las células del paciente con los diferentes alérgenos a testar. Posteriormente se cuantifica la histamina liberada para lo cual disponemos de diferentes métodos de cuantificación: RIA, HPLC, ELISA, fluoroinmunoensayo, etc. Existen en el mercado diversos kits comerciales para cuantificar histamina en fluidos.

Interpretación de resultados: Se considera que el resultado es positivo si se constata un incremento de histamina en la muestra de más de un 10% respecto a la muestra control. El principal problema de la técnica es que la histamina liberada se encuentra en niveles muy bajos (del orden de picogramos), por lo que para su determinación son necesarios métodos con sensibilidades mínimas de este orden.

58

Triptasa La triptasa es una proteasa de los mastocitos humanos, considerada un marcador de reacciones mastocitarias, que se libera después de un estímulo de tipo inflamatorio junto con la histamina. En un individuo normal la triptasa en suero es indetectable. La determinación de triptasa hoy en día está indicada en las reacciones anafilácticas5, aunque también algunos autores la utilizan en la monitorización de pruebas de provocación antígeno-específica.

Fundamentos de la técnica La triptasa se cuantifica en general mediante inmunoensayos tipo sándwich. Se han descrito dos formas de triptasa, las llamadas α y ß-triptasa. La α-triptasa es la forma predominante en la circulación periférica tanto en condiciones basales en sujetos normales como en pacientes con mastocitosis sistémica, encontrándose muy elevada en estos últimos. Sin embargo, la forma que se eleva predominantemente cuando hay una reacción alérgica es la ß-triptasa. Actualmente existen métodos comerciales y anticuerpos monoclonales para la estandarización del inmunoensayo en el laboratorio.

Interpretación de resultados Los niveles de triptasa se encuentran elevados en reacciones anafilácticas y en mastocitosis sistémicas. La triptasa se incrementa a partir de los 15-30 minutos posteriores al inicio de los síntomas, alcanza su máximo nivel a partir de 60-120 minutos y vuelve a los valores basales entre 12-24 horas tras la reacción6. Los rangos normales son los especificados por el fabricante, en el caso de utilizar un kit comercial, o deben ser establecidos por cada laboratorio en el caso de utilizar anticuerpos monoclonales.

Test de activación de basófilos La técnica se basa en la medición del porcentaje de basófilos que se activan en contacto con el alérgeno. Los basófilos llevan unidos anticuerpos de tipo IgE en su membrana. Si el paciente tiene IgE específica frente a un alérgeno, los basófilos se activan al contacto con el mismo. Durante la activación, los basófilos expresan en superficie la molécula CD63. La expresión de este marcador se correlaciona con la degranulación, lo que hace que sea un marcador adecuado para medir la activación del basófilo.

59

Fundamentos de la técnica En primer lugar se separan los leucocitos mediante un gradiente, con el fin de tener un número suficiente de basófilos. Se preparan diluciones del alérgeno/s y se incuban leucocitos concentrados con las diluciones de los alérgenos. Posteriormente se mide la expresión del marcador CD63 mediante citometría de flujo utilizando anticuerpos monoclonales7.

Interpretación de resultados El análisis de los resultados se realiza en un software específico de cada equipo de citometría. Los basófilos activados expresarán más marcador CD63 en su superficie, siendo necesario establecer en cada laboratorio los puntos de corte del porcentaje de basófilos activados que se considera patológico.

Proteína catiónica eosinofílica (ECP) La ECP es una proteína que se encuentra en los gránulos de los eosinófilos8.

Los pacientes que padecen procesos alérgicos como el asma bronquial desencadenan en su proceso inflamatorio la aparición de la ECP, que se libera de los eosinófilos en el suero, fluido alveolar bronquial, secreciones nasales y esputos9.

La determinación de la ECP puede ser un indicador del grado de inflamación así como un indicador de la eficacia de la terapia anti-inflamatoria instaurada.

Fundamentos de la técnica La ECP puede ser medida tanto en suero como en plasma. Sin embargo, los niveles de la ECP son mucho más altos y consistentes en el suero.

•

Toma de la muestra sanguínea: Las muestras de sangre deben ser tomadas en tubos con gel separador y la coagulación será llevada a cabo por espacio de una hora a 22 °C antes de la centrifugación y posterior separación del suero. Pueden ser utilizados tanto tubos de cristal como de plástico, sin embargo las diferencias en los materiales a utilizar y la inclusión de los activadores de la coagulación en los tubos pueden afectar los niveles de la ECP10.

•

Cuantificación de ECP: La ECP se cuantifica mediante inmunoensayos específicos, existiendo diferentes alternativas en cuanto a métodos comerciales.

Interpretación de resultados Debido a la importancia de una correcta obtención de la muestra, los rangos

60

normales para medir la proteína tienen que ser establecidos de acuerdo a las condiciones de cada laboratorio y no siguiendo específicamente las recomendaciones del fabricante.

El aumento de la ECP se relaciona bien con el aumento de eosinófilos; por otra parte, la disminución de la ECP guarda relación con la disminución de las crisis de asma y la mejoría de la función pulmonar. Es un marcador de inflamación que nos sirve para evaluar la eficacia del tratamiento; no obstante, la elevación de la ECP se puede producir también en otras patologías en las que interviene la activación de los eosinófilos, tales como dermatitis atópica, enfermedades parasitarias, etc.

Determinación de antígenos ambientales Un aspecto importante en el manejo y diagnóstico de las enfermedades alérgicas es el conocimiento de la carga antigénica ambiental, entendiendo por ambiente no solo el entorno externo, sino también el interior de las casas o áreas de trabajo. La cuantificación de sustancias en el medioambiente tiene diversas aplicaciones que pueden ser de ayuda complementaria en el diagnóstico de la patología alérgica.

Los avances en los sistemas de muestreo y en los métodos de laboratorio para la cuantificación de estas sustancias han hecho posible determinar la concentración ambiental de numerosos alérgenos11.

Fundamentos de la técnica Muestreo El muestreo, en el caso de los alérgenos, se realizará haciendo pasar un volumen de aire conocido a través de un filtro mediante una bomba de aspiración.

Los filtros pueden ser de varios tipos (fibra de vidrio, teflón, etc). Es importante estandarizar las características de muestreo como tiempo y flujo de aire. Existen diferentes tipos de muestreadores que se adaptan a los diferentes ambientes.

Extracción de los alérgenos La segunda etapa consiste en la extracción de los alérgenos solubles del filtro con soluciones acuosas tamponadas. Condiciones como tampón de elución utilizado, agitación de la muestra, temperatura y tiempo de elución deben ser optimizadas.

61

Técnicas analíticas Para medir la concentración ambiental de los aeroalérgenos se utilizan diversas técnicas. La cuantificación de algunos pólenes en el aire, que presentan una morfología característica, puede realizarse mediante técnicas de microscopía óptica utilizando criterios morfológicos. Estas técnicas, junto con las de cultivo, son las utilizadas también para la cuantificación ambiental de microorganismos11. En mezclas complejas que contienen, entre otras sustancias, proteínas alergénicas que no pueden ser identificadas morfológicamente, se debe recurrir a inmunoensayos específicos (técnicas de RIA o ELISA) que pueden ser de captura (métodos en sándwich), o competitivos (ELISA-inhibición y RAST-inhibición).

Interpretación de resultados La interpretación de los resultados obtenidos es difícil ya que la patología alérgica viene desencadenada por un mecanismo de sensibilización que depende de la susceptibilidad individual y existe una elevada heterogeneidad en las propiedades inmunogénicas de los alérgenos. A esta diversidad se le suma el hecho de que la concentración necesaria para sensibilizar a un individuo es mayor que la que provoca síntomas a un individuo ya sensibilizado12. Por ello, las valoraciones ambientales son útiles para demostrar la exposición, valorar la eficacia de las intervenciones encaminadas a reducir esta exposición y establecer relaciones dosisrespuesta, sin que existan unos valores límite generales para todos los individuos alérgicos.

62

Bibliografía 1. Barbee RA, Halonen M, Lehowitz M, Burrows B. Distribution of IgE in a community population sample: correlation with age, sex and allergen skin test reactivity. J Allergy Clin Immunol. 1981;68:106–111.

2. Stein R, Evans S, Milner R, Rand C, Dolovich J. Isotopic and enzymatic IgE assays in non-allergic subjects. Allergy 1983;38(6):389-98.

3. Stone KD, Prussin C, Metcalfe DD. IgE, mast cells, basophils, and eosinophils. J Allergy Clin Immunol. 2010;125(2 Suppl 2):S73-80.

4. Jutel M, Akdis M, Akdis CA. Histamine, histamine receptors and their role in immune pathology. Clin Exp Allergy 2009;39(12):1786-800.

5. Simons FE. Anaphylaxis. J Allergy Clin Immunol. 2010;125(2 Suppl 2):S16181.

6. Schwartz LB, Yunginger JW, Miller J, Bokhari R, Dull D. Time course of appearance and disappearance of human mast cell tryptase in the circulation after anaphylaxis. J Clin Invest. 1989;83(5):1551-5.

7. Ebo DG, Bridts CH, Hagendorens MM, Aerts NE, De Clerck LS, Stevens WJ. Basophil activation test by flow cytometry: present and future applications in allergology. Cytometry B Clin Cytom. 2008;74(4):201-10.

8. Venge P, Byström J, Carlson M, Hâkansson L, Karawacjzyk M, Peterson C, Sevéus L, Trulson A. Eosinophil cationic protein (ECP): molecular and biological properties and the use of ECP as a marker of eosinophil activation in disease. Clin Exp Allergy 1999;29(9):1172-86.

9. Wever AM, Wever-Hess J, Hensgens HE, Hermans J. Serum eosinophil cationic protein (ECP) in chronic asthma. Relationship to spirometry, flow-volume curves, PC20, and exacerbations. Respir Med. 1994;88(8):613-21.

10. Rubira N, Rodrigo MJ, Pena M, Nogueiras C, Cruz MJ, Cadahia A. Blood sample processing effect on eosinophil cationic protein concentration. Ann Allergy Asthma Immunol. 1997;78(4):394-8.

63

11. Reed CE, Swanson MC, Li JT. Environmental monitoring of protein aeroallergens. En: Asthma in the Workplace. Eds: Bersntein IL, Chang-Yeung M, Malo JL, Bernstein DJ. Ed: Marcel Dekker, Inc, 2th ed., 1999:235-55.

12. Baur X. Are closer to developing threshold limit values for allergens in the workplace?. Ann Allergy Asthma Immunol. 2003;90(suppl):11-8.vos.

64

preguntas de evaluación 1.- ¿Quién debe someterse a una prueba intraepidérmica o de prick test? a. b. c. d. e.

Toda persona a pesar de no tener síntomas.

Las personas de edad avanzada con tos persistente.

Los adultos y niños con síntomas que sugieran un proceso alérgico.

En el embarazo como prevención.

Siempre que haya un habito tabáquico.

2.- ¿Para que sirven las pruebas cutáneas de alergia? a. b. c. d. e.

Para identificar el alérgeno responsable de los síntomas.

Para poder tratar y controlar los síntomas de la alergia.

Para prevenir posibles alergias futuras.

Para demostrar el diagnóstico etiológico.

La única falsa es la c.

3.- ¿Es necesaria la preparación del paciente para las pruebas? a. b. c. d. e.

Requiere estar en ayunas 6h.

No fumar antes de la prueba.

No tomar antihistamínicos unos días antes de la prueba.

Se pueden realizar a pesar de presentar afectación dérmica severa.

No precisan ninguna preparación.

4.- ¿Cuánto tiempo se precisa para la lectura de la prueba intraepidérmica o de prick test? a. b. c. d. e.

De 12 a 24h. tras la aplicación.

Es de interpretación inmediata.

15 minutos de espera para su lectura.

El profesional decide cuando debe hacer la lectura.

Cuando empiece a aparecer el eritema.

65

5.- ¿En la prueba intraepidérmica o prick test, es necesario aplicar los controles glicerosalino e histamina? a. b. c. d. e.

No, depende de los alérgenos testados.

Es imprescindible.

Se valorará en función de cada paciente.

Es molesto y no aporta información a la prueba.

Depende de la concentración de los extractos.

6.- Señale la respuesta falsa con respecto a la prueba de provocación bronquial específica con alérgenos: a. Resulta absolutamente necesario en el manejo rutinario del asma y en su seguimiento evolutivo. b. Representa una herramienta de investigación en la fisiopatología del asma. c. Pretende cuantificar el grado de obstrucción bronquial tras la inhalación del alérgeno. d. Permite medir parámetros de inflamación a través del esputo inducido. e. Los modelos de respuesta bronquial son, hoy, bien conocidos gracias al test de provocación bronquial con alérgenos.

7- Sólo en una de las siguientes situaciones clínicas podría contemplarse el uso del test de provocación bronquial con alérgenos: a. En estaciones con intensa polinización para objetivar la influencia de esta sobre la hiperreactividad bronquial específica del paciente. b. Para demostrar una relación sólida de causa efecto entre el asma del paciente y la exposición a una mascota muy apreciada, antes de retirar el animal del domicilio. c. En pacientes alérgicos a ácaros cuando viajen del litoral al interior. d. En pacientes alérgicos a Alternaria spp al ser un factor de riesgo potencial para futuras exacerbaciones asmáticas. e. En ninguna situación se contempla el uso del test de provocación bronquial con alérgenos en la práctica clínica rutinaria.

66

8- La concentración del extracto alergénico acuoso por la que se inicia la prueba de provocación bronquial viene determinada, esencialmente, por: a. El FEV1 de la espirometría basal. b. El grado de hiperreactividad bronquial inespecífica a la metacolina. c. La titulación a punto final de la prueba intraepidérmica o de pricktest y la PC-20 metacolina previa. d. El grado de exposición alergénica ambiental. e. El tipo de respuesta previa al test de provocación nasal con el mismo alérgeno.

9- La respuesta asmática tardía a la provocación bronquial con el alérgeno viene acompañada de: a. Un incremento en el número de neutrófilos en esputo. b. Una disminución en la concentración de óxido nítrico en el aire exhalado. c. Una predisposición al remodelado bronquial. d. Un aumento de la hiperreactividad bronquial inespecífica a la metacolina. e. Todo lo anterior es cierto.

10.- Es bien sabido que los fármacos antiasmáticos convencionales pueden modificar la respuesta bronquial al alérgeno inhalado. Señale la respuesta falsa: a. Los agonistas b2 adrenérgicos inhalados inhiben, preferentemente, la respuesta asmática inmediata. b. Los corticoides, tanto inhalados como sistémicos, inhiben, preferentemente, la respuesta asmática tardía. c. Los antileucotrienos inhiben tanto la respuesta asmática inmediata como la tardía. d. Los anticolinérgicos inhalados son débiles inhibidores de las respuestas asmáticas inmediata y tardía. e. Omalizumab sólo inhibe la respuesta asmática tardía.

11.- ¿Cuál de las siguientes no es una indicación de la prueba de provocación nasal con alérgenos? a. Cuando existen discrepancias en la valoración de la historia clínica y las pruebas cutáneas y/o serológicas. b. En el estudio etiológico de enfermedades respiratorias de origen laboral.

67

c. En el seguimiento y monitorización de la respuesta clínica a la inmunoterapia específica en pacientes con rinitis alérgica. d. En estudios de investigación de los mecanismos fisiopatológicos implicados en la respuesta nasal a alérgenos. e. Todas ellas son indicaciones de la provocación nasal con alérgenos.

12.- La concentración inicial para la prueba de provocación nasal con alérgenos depende de varios factores. ¿Cuál de los siguientes no es correcto? a. b. c. d. e.

La sensibilidad de cada paciente.

La potencia del propio extracto.

La fecha de caducidad del extracto.

La presión ambiental de cada zona.

Las características del extracto.

13.- En cuanto a la aplicación del extracto, señala la respuesta correcta: a. b. c. d. e.

La aplicación puede ser unilateral o bilateral.

La aplicación unilateral es más fisiológica.

La aplicación bilateral se reserva para estudios de investigación.

La valoración de la prueba debe ser siempre unilateral.

La valoración de la prueba será bilateral sólo en casos con gran componente secretor.

14.- La valoración del flujo nasal mediante pico flujo inspiratorio nasal: a. Su realización es muy dificultosa. b. Es dependiente de la función pulmonar. c. Su sensibilidad es muy inferior a la de la rinometría acústica y la rinomanometría. d. Presenta una mala correlación con la sensación de obstrucción nasal medida por cuestionarios. e. Permite medir cada fosa nasal por separado.

15.- Uno de los siguientes no es un criterio de positividad de la prueba de provocación nasal específica con alérgenos: a. Un descenso del ATM del 25%-30% en rinometría acústica. b. Una reducción del volumen nasal (2-5 cm) del 25%-30% en rinometría acústica. c. Un incremento del 100% de las resistencias nasales en la rinomanometría.

d. Una reducción del pico flujo inspiratorio nasal del 20%-40% tras la provocación. e. Una disminución en la puntuación de síntomas clínicos.

16.- La prueba de provocación ocular específica se puede utilizar con varios objetivos (señale la incorrecta): a. Confirmación diagnóstica de la conjuntivitis o rinoconjuntivitis alérgica. b. Confirmar la relevancia clínica del alérgeno al que el paciente está sensibilizado. c. Valoración del grado de sensibilidad del paciente frente al alérgeno . d. Contribuir a la investigación farmacológica de nuevas moléculas. e. Valoración del grado de hiperreactividad conjuntival a estímulos inespecíficos.

17.- La prueba de provocación ocular con alérgenos para uso diagnóstico está contraindicada en (señale la correcta): a. b. c. d. e.

Pacientes asmáticos.

Pacientes con retinitis pigmentosa.

Pacientes con dermatitis atópica grave.

Pacientes con rinoconjuntivitis sintomática.

Pacientes con antecedente de anafilaxia.

18.- Según el modelo de provocación conjuntival específica descrito por Abelson los síntomas a valorar son (señale la incorrecta): a. b. c. d. e.

Enrojecimiento palpebral.

Prurito nasal.

Lagrimeo.

Quemosis.

Prurito ocular.

19.- Siguiendo el modelo de provocación conjuntival específica de Abelson, el score de síntomas (señale la correcta): a. b. c. d. e.

Quemosis: puntuación de 0 a 4.

Prurito conjuntival: puntuación de 0 a 3.

Prurito conjuntiva: puntuación de 0 a 4.

Lagrimeo: puntuación de 0 a 4.

Enrojecimiento conjuntival: puntuación de 0 a 4.

20. La provocación conjuntival específica precisa de (señalar la correcta): a. b. c. d. e.

Extractos alergénicos tamponados con glicerol a pH 7.4.

Extractos alergénicos en solución hidrosoluble.

Extractos alergénicos tamponados con glicerol a pH 7.8.

Extractos alergénicos tamponados en DMSO. Extractos alergénicos microencapsulados en polidocanol.

21.- Un valor de IgE total inferior a 135 kU/L se puede interpretar como: a. El paciente no es atópico. b. No se puede descartar la atopía. c. Baja sensibilidad: Las técnicas actualmente disponibles son poco sensibles. d. Baja especificidad: Las técnicas actualmente disponibles son poco específicas. e. Todas las anteriores.

22.- La inmunotransferencia de proteínas permite: a. b. c. d. e.

Obtener el patrón de proteínas frente al cual reacciona el individuo.

Cuantificar IgE específica.

Secuenciar proteínas.

Cuantificar histamina.

Valorar la actividad de los linfocitos.

23.- En las reacciones anafilácticas, los niveles de triptasa alcanzan su máximo nivel en: a. b. c. d. e.

Los siguientes 15-30 minutos.

Tras 24 horas.

A partir de los 60-120 minutos.

A partir de las 48 horas.

En las reacciones anafilácticas los niveles de triptasa no se incrementan.

24.- La disminución de los niveles de ECP esta relacionada con: a. b. c. d. e.

La disminución de las crisis de asma.

La mejoría de la función pulmonar.

La eficacia del tratamiento. a, b y c son ciertas.

Ninguna de las anteriores.

25.- Para cuantificar mezclas complejas de: a. b. c. d. e.

Espectrofotometría.

Inmunoensayos específicos.

Métodos gravimétricos.

Comatografía de gases.

No es posible cuantificar mezclas complejas de proteínas alergénicas en el ambiente.

21

Manual de Procedimientos en Técnicas de Estudio Etiológico en Alergia Respiratoria NP4:1104010985

Solicitada la Acreditación al

Coordinadores: Antonio Valero Santiago Montserrat Torrejón Lázaro