Industria Acuícola Edición 3.4 by Aqua Negocios S.A. de C.V.

Artículos

Producción

Biología, ecología y producción de Rotíferos

Investigación

Contaminación por hidrocarburos poliaromáticos en el Estero de Urías, Mazatlán, Sinaloa y sus efectos en camarones

Producción

Proceso productivo de jaiba suave (Callinectes sapidus)

Investigación

Bioensayos de desafío al virus de la Mancha Blanca en camarones juveniles usando Yeso Acuícola y adición de Enviro S-21 como medida preventiva.

Mercado

Reporte de Mercado de la Harina de Pescado, abril 2007

Producción

Larvicultura de American Red Fish Sciaenops ocellatus bajo un régimen foto-halino controlado en Ecuador

Sanidad

Necrosis Hepatopancreatica Séptica NHS en camarones de cultivo

Mercado

Reporte de Mercado de Camarón, abril 2007

Mercado

El Sector de la Tilapia en México

Seciones ﬁjas 3

Editorial

Noticias Nacionales

Noticias Internacionales

Congresos y Eventos

Directorio de Publicidad

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Editorial

DIRECTOR / EDITOR Biol. Manuel Reyes Fierro manuel.reyes@industriaacuicola.com

Urgen cambios en la industria

a acuacultura a nivel internacional está sufriendo grandes pérdidas económicas debido a graves problemas sanitarios y de mercado principalmente, especíﬁcamente aquí en nuestro país no es la excepción, la industria está agonizando y todos los que integramos la cadena productiva de esta industria como los laboratorios, granjeros, proveedores, entre otros realmente están pasando por la etapa mas crítica de la historia por tal motivo es necesario tomar medidas al respecto.

SUSCRIPCIONES Y CIRCULACIÓN Silvia Jazmín Bejarano Rivera suscripciones@industriaacuicola.com VENTAS Verónica Sánchez Díaz ventas@industriaacuicola.com CONTABILIDAD Y FINANZAS C.P. Jorge René López Vega administracion@industriaacuicola.com

Editorial

Se deben de tomar acciones de inmediato, urge crear un consejo consultivo nacional conformado por especialistas de las diferentes áreas de la industria como lo son la sanidad, comercialización y genética principalmente, esto con la ﬁnalidad de rediseñar una nueva política a nivel nacional que nos conduzca al éxito a mediano plazo. En segundo sentido, es importante crear un centro de reproductores a nivel nacional manejado con alta tecnología y que en él se inicie un programa de mejoramiento genético y de sanidad para tener un control absoluto sobre estos dos parámetros que son vitales para logar un sano desarrollo, debemos de profesionalizar la acuacultura en todas las áreas y caminar juntos si queremos sobrevivir.

ARTE Y DISEÑO L.D.C.G. Ana Gabriela Villalobos Vázquez diseno@industriaacuicola.com

Otro punto importante es conscientizar a nuestras autoridades que representan a la actividad del nivel de las inversiones presentes en la industria y el potencial enorme que aun existe y del conjunto de problemáticas que existe actualmente para tratar de resolverlas. Es necesario regular las importaciones de camarón aplicando aranceles y deﬁnir volúmenes de importación de acuerdo a los volúmenes de camarón nacional presentes en los mercados para no afectar el precio, es importante también pignorar nuestras cosechas y buscar un solo canal de comercialización a nivel nacional para no causar una sobreoferta que afecte el precio, en ﬁn ocupamos estrategias y lideres de tiempo completo para buscar soluciones inmediatas que nos permitan seguir con esta apasionante actividad.

OFICINA MATRIZ Olas Altas Sur no. 71- 5A Centro C.P. 82000 Tel./Fax: (669) 981 85 71 Ventas: (669) 669 50 80 Mazatlán, Sinaloa, México

SUCURSAL Coahuila no. 155-A entre Hidalgo y Allende C.P. 85000 Tel./Fax: (664) 413 73 74 Cd. Obregón, Sonora, México

COMENTARIOS Y SUGERENCIAS manuel.reyes@industriaacuicola.com

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La publicidad y promociones de las marcas aquí anunciadas son responsabilidad de las propias empresas. INDUSTRIA ACUÍCOLA. La información, opinión y análisis de los contenidos en esta publicación son responsabilidad de los autores y no refleja, necesariamente, el criterio de esta editorial. Publicado por AQUA NEGOCIOS S.A. de C.V. Certificado de Reserva de derecho de uso exclusivo del Título en trámite. Registro Postal en trámite. Certificado de Licitud que otorga la Comisión Calificadora de Publicaciones y Revistas Ilustradas de Secretaría de Gobernación en trámite. Impreso en: Preprensa Digital, S.A. de C.V.

producción

Biología , ecología y producción de

Rotíferos CLASIFICACIÓN SISTEMÁTICA

l rotífero más importante (hasta ahora) para propósitos de acuacultura es el Brachionus plicatilis. Las siguientes secciones se referirán mayormente a esta especies en particular. PHYLUM: Nemathelminthes o Aschelminthes CLASE: Rotatoria ORDEN: Monogononta FAMILIA: Brachionidae GÉNERO:Brachionus

juegan un papel importante la regulación osmótica. El órgano genital es impar (Monogononta) o pareado en los ordenes Seisonidea y Bdelloidea. La apertura del conjunto externo de la vesícula y el oviducto se llama cloaca. El pie de una estructura anillada retractil sin segmentación que termina en uno o cuatro dedos poseyendo glándulas pedales que segregan una sustancia adhesiva en rotíferos reptantes y sésiles.

MORFOLOGÍA Rotatoria (=Rotifera) pertenecen a los más pequeños metazoarios. Ellos raramente alcanzan 2 mm en la longitud del cuerpo. Los machos tienen un tamaño reducido y son menos desarrollados que las hembras; algunos miden tan solo 60 um. El cuerpo de todas las especies consiste de un numero constante de células, las diferentes especies de Brachionus contienen aproximadamente 1000 células las que ni deben considerarse como identidades únicas sino como un área de plasma. El crecimiento del animal es asegurado por el aumento de plasma y no por la división de la célula. La epidermis contiene una cala densamente empaquetada de proteínas similar a la queratina denominada la loriga. El cuerpo del rotífero se diferencia en tres partes distintas que consisten en la cabeza, el tronco y pie. La cabeza lleva el órgano rotatorio o corona que es reconocido fácilmente por sus cilios anulares. La corona retractil asegura la locomoción y un movimiento del agua en forma de remolino que facilita la captación de pequeñas partículas alimentarías (principalmente algas y detrito). El tronco contiene el tracto digestivo, consistiendo de un mastax que muele las partículas ingeridas, el esófago, el estomago con glándulas gástricas y el intestino. El sistema excretorio consiste de un par de protonefridios con células terminales ( cyrtocitos), el conducto y la vesícula. Los protonefridios expulsa liquido excretorio y

Morfología de los Rotíferos

Tipos de cepas ( L y S) Existen dos tipos diferentes morfotipos de rotíferos: el tipo pequeño (S) y el tipo grande (L). ellos diﬁeren en la longitud de la loriga: 130-340 um (promedio 239 um) para el tipo L y 100-210 um (promedio 160 um) para el tipo S. existen también diferencias en el peso, forma de las espinas occipitales y de las temperaturas optimas de crecimiento (el tipo L tiene un rango de temperatura mas amplio, mientras el tipo S posee mayor resistencia a temperaturas mas alta).

CICLO DE VIDA Y DESARROLLO El ciclo de la vida de Brachionus plicatilis presenta dos modos de reproducción. Durante la partenogénesis las hembras amícticas producen huevos amícticos (diploide, cromosomas 2 n) los que se desarrollan nuevamente en hembras amícticas. Esta es la manera mas rápida de reproduc-

ción y por lo tanto la más importante para la producción intensiva de rotíferos. Sin embargo, el ciclo de vida puede volverse en producción sexual mas complicada por condiciones ambientales desfavorables. Durante la reproducción sexual las hembras mícticas y amícticas son producidas. Aunque ambas no son morfológicamente diferentes, las hembras mícticas producen huevos haploides (n cromosomas). Las larvas que son incubadas fuera míctica producen huevos haploides (n cromosomas). Las larvas que son incubadas fuera de estos huevos mícticos infértiles se desarrollan en diminutos machos haploides. Estos machos son aproximadamente un cuarto del tamaño de la hembra ; ellos no poseen tracto digestivo ni vesícula, pero tienen un sobredimensionado testículo que se llena de esperma maduro. Los huevos micticos que eclosionaran en machos son signiﬁcativamente menores en tamaño, mientras que los hue-

vos micticos fertilizados son mas grandes y consisten de una capa externa gruesa y débilmente granulada. Estos son los huevos latentes y únicamente eclosionaran hembras amícticas bajo cambios repentinos en las condiciones ambientales. Estos pueden ser originados por cambios en las condiciones climatologicas eventualmente provocando variaciones en la temperatura, salinidad o en las condiciones alimenticias. Se debe enfatizar que la densidad de la población del rotífero juega también un papel importante en la estrategia del modo de reproducción. Aunque el mecanismo no es entendido completamente se acepta generalmente que el sentido biológico de producir huevos latentes, por causa de condiciones ambientales desfavorables como sequía o frió, permite asegurar la supervivencia de la población. El lapso de vida de los rotíferos depende de la temperatura del cultivo, pero en un ambiente controlado (25ºC) el periodo de vida se ha estimado en 3.4 a 4.4 días. Generalmente, las larvas llegan a ser adul-

tas después de 0.5 a 1.5 días por lo cual las hembras comienzan a poner huevos aproximadamente cada cuatro horas. Se cree que las hembras pueden producir diez generaciones de progenie antes que ellas eventualmente mueran. La actividad de reproducción de Brachionus depende de la temperatura del ambiente.

ALIMENTO

•Tamaño intermedio Por su tamaño de ± 180 – 250 µm, siendo intermedio entre algas (< 20 µm) y nauplios de Artemia (± 500 µm), el rotífero es una presa adecuada para los estadios de zoea 1 – mysis 3: a partir de la muda zoea 1 – zoea 2 la larva es capaz de capturar e ingerir rotíferos.

Los rotíferos del genero Brachionus como ﬁltrador no selectivo, puede ingerir partículas de alimento de 20-30 um. En la naturaleza consumen microalgas, bacterias, levaduras y protozoarios. Los animales cultivados se alimentan mayormente con algas unicelulares y/o levaduras. Nannochloropsis es una de las microalgas utilizadas usualmente como alimento del rotífero. Tiene un tamaño de 2-3 um. Sin embargo también Tetraselmis e Isochrysis son de alta calidad nutricional. Las levaduras de pan ha sido también empleada párale cultivo de rotíferos, pero el valor nutritivo resultante de los rotíferos es muy pobre. Desde hace algunos años, existen dietas artiﬁciales y de enriquecimiento en el mercado, las cuales son nutricionalmente completas y pueden reemplazar totalmente el uso de algas y / o

•Biología de la alimentación Debido a la alimentación por ﬁltración no – selectiva de los rotíferos al igual que la Artemia son presas excelentes para ser

levadura.

enriquecidas

APLICACIÓN DE ROTÍFEROS EN LA LARVICULTURA DE CAMARÓN

Sin duda el área más importante para el uso de rotíferos en la acuacultura se sitúa en la larvicultura de peces marinos. Para la mayoría de las especies, el rotífero es indispensable como primer alimento vivo debido al hecho que el nauplio de Artemia es inaccesible para las larvas. En la larvicultura del camarón el rotífero no es muy utilizado. Sin embargo, su uso se justiﬁca por varias razones:

•Movimiento lento Larvas que se encuentran en fases críticas de su desarrollo ó que por varias razones están débiles pueden tener diﬁcultad para capturar nauplios de Artemia; proporcionando rotíferos durante esas etapas se ayuda a la larva a conseguir mas fácil su paquete nutritivo.

•Tasa metabólica El metabolismo muy acelerado del rotífero da la ventaja al larvicultor de poder reaccionar muy rápido en condiciones críticas: para enriquecer rotíferos con sustancias proﬁlácticas se necesita solamente unas pocas horas (comparado con

las 24 de eclosión + 12/24 horas de enriquecimiento de los nauplios de Artemia)

PRODUCCION DE ROTÍFEROS Cultivo de rotíferos En el proceso de cultivo de rotíferos se observa dos fases distintas: el mantenimiento de un stock (cultivo en volúmenes pequeños) y el cultivo masivo (cultivo en gran volumen) Mantenimiento del stock de rotíferos Para este propósito se inocula volúmenes pequeños (p. ej. Tubos de ensayo de 20 ml) con unos 20 rotíferos (densidad de no mas de 1 rotífero por ml – R. ml -1). Alimentando con algas unicelulares (Tetraselmis maculata o Nannochloropsis oculata) estos cultivos llegan a densidades de 10 R.m1-1 dentro de un periodo de 2 o 3 semanas. Posteriormente se filtra la suspensión del cultivo utilizando una malla de 60 μm. Se enjuagan los rotíferos y se los transfieren a fiolas de 1 litro diluyéndolos hasta 1 R.m1-1 en agua de mar conteniendo las mismas algas. Cuando se estimula una vez mas una densidad de 10 R.m1-1 en las fiolas se cosechan y se utiliza la cantidad requerida de rotíferos previamente limpios para re-inocular tubos de ensayos y el ciclo empieza nuevamente. Para el mantenimiento de los stock de rotíferos se debe utilizar agua de mar normal (35 ppt), filtrada y esterilizada. Se alimenta los cultivos solamente una vez (al inicio). Los recipientes están almacenados en un área termostatizada donde se observa muy estrictamente las medidas para el riesgo de contaminación sea mínimo. Cultivo masivo de rotíferos Utilizando los rotíferos remanentes de las fiolas se inocula tanques de 50 litros, se alimenta con algas hasta conseguir después de 4 días una densidad de 150 R.ml-1. Luego serán transferidas a tanques de 200 litros, 500 litros hasta llegar a 5,000 litros, por un lapso de 4 días en cada fase. El alimento a utilizar varia de

con una variedad de componentes activos. El componente activo debe ser presentado en forma accesible lo que significa en el caso del rotífero: partículas con tamaño inferior a 20 µm o gotas de aceite emulsificada en el agua (diámetro alrededor de 1 µm). Las condiciones de enriquecimiento son similares a las mencionadas para la Artemia. Se puede ejecutar el proceso al final de un cultivo masivo (en el medio del cultivo mismo) o en un medio fresco después de la cosecha del cultivo masivo. Por lo tanto el tanque de enriquecimiento, la calidad del agua, la acreacion y la temperatura son identicos a los del cultivo masivo.

acuerdo a las necesidades, pudiendo ser éste algas, levaduras, combinación de los mencionados o levadura manipulada. De acuerdo al alimento se obtienen diferentes densidades de rotíferos (150 – 800 R.m1-1. proporcionando algas y levadura manipulada respectivamente: la levadura de pan, posiblemente complementado con algas da resultados intermediarios). La técnica implantada de producción de rotíferos, se basa en el tipo de cultivo de recolección completa (cultivo “batch”). Consiste en inocular el cultivo y una vez que se ha alcanzado densidad máxima se realiza la cosecha completa. Para alimentar con algas, inicialmente se realiza un bloom ﬁtoplanctónico en agua de mar (35 ppt), se pone dichas algas en los tanques de producción de rotíferos y se inocula los animales a una densidad de 10 – 30 R.m1-1, para alimentar las larvas y remanente 20% sirve como inoculo de un nuevo tanque. Cuando se administra levadura de pan o levadura manipulada se trabaja con salinidad de ± 20 ppt, salinidad en que se observa mayor reproducción de los rotíferos. La densidad inoculada es de alrededor de 200 R.m1-1 y la ración diaria usualmente utilizada de levadura de pan es de 1 g.10 -6 de rotíferos mientras que de la levadura manipulada se utiliza 300 – 550 mg.10-6 de rotíferos. Esta técnica de cultivo tienen dos variantes: una consiste en el mantenimiento de un volumen constante de cultivo con un incremento en la densidad de rotíferos o el mantenimiento de una densidad constante de rotíferos con un incremento en el volumen de cultivo.

Enriquecimiento de rotíferos Igual que en la Artemia, donde la técnica es ampliamente conocida, se puede enriquecer el rotífero

-Tanque de enriquecimiento Tanques cilindro-cónicos (de preferencia) ó con fondo plano -Calidad del agua Agua desinfectada (clorinada y consecutivamente neutralizada con tiosulfato de sodio) el agua puede ser agua de mar normal (± 35 ppt) o diluida con agua dulce hasta 18 – 22 ppt) -Densidad de rotíferos 400 – 600 rotíferos.m1-1 -Aireación Moderada, sin embargo evitando que la concentración de oxigeno bajo hasta 5 ppm - Temperatura 25 -30 ºC - Preparación del alimento Bien licuado con agua de manera que el producto de enriquecimiento se presenta en forma de partículas individualizadas con un tamaño máximo de 20 µm o en forma de glóbulos aceitosos emulsiﬁcados de ± 1 µm - Alimentación Se agrega el producto de enriquecimiento en 2 raciones iguales de 150 ppm (0.15 g.1-1) -primera ración: 6 horas antes de la cosecha -segunda ración: 3 horas antes de la cosecha Fuente: Manual para la producción y uso de organismos zooplantónicos. www.cenaim.espol.edu.ec

investigación

Contaminación por

Hidrocarburos poliaromáticos

en el Estero de Urias, Mazatlán, Sinaloa

y sus efectos en camarones NTRODUCCIÓN

os contaminantes agrupados como Hidrocarburos poliaromáticos (HPAs), son un grupo de compuestos conformados por varios anillos bencénicos unidos entre si. Son producidos por la combustión incompleta de combustibles fósiles (gasolina, diesel, combustoleo, carbón, etc.) y otros procesos como la quema de basura, de desechos agrícolas, incendios forestales, combustión en plantas termoeléctricas, etc. Los residuos de todos estos contaminantes entran a los ecosistemas costeros vía aguas continentales, efluentes municipales e industriales y por derrame directo. Debido a su baja solubilidad en el agua, estos compuestos tienden a acumularse en diversas partes de los ecosistemas y de tejidos y órganos de animales. Varios de estos compuestos son muy tóxicos y otros son reportados como cancerígenos para los organismos vivos, particularmente el Benzo(a) pireno. El estudio científico de los HAPs y sus efectos biológicos comenzó en 1775, al atribuirse el cáncer escrotal padecido por los limpiadores de chimeneas a la exposición al hollín y ceniza. Investigaciones posteriores sugirieron que los agentes causantes del cáncer eran los HAPs contenidos en el hollín. A lo largo de los años se demostró que algunos de los HAPs presentaban un fuerte potencial cancerígeno., Entre estas sustancias también se encuentran el Benzo(b) fluoranteno, el Benzo (g,h,i) perileno,el Benzo (k)fluoranteno el Fluoranteno y otros congéneres que son muy persistentes y tóxicos para los organismos acuáticos y para el ser humano con diversos efectos sobre los sistemas hormonal, inmunológico, etc. Para estas sustancias no puede predecirse con com-

Los HAPs pueden ingresar a los organismos acuáticos por ingestión, respiración y absorción dérmica. pleta certidumbre los riesgos a largo plazo y sus efectos perjudiciales en el entorno marino. Tales sustancias pueden llegar a diferentes organismos marinos a través de las cadenas alimentarias, y también hasta el ser humano particularmente por el consumo de peces y mariscos. Los HAPs pueden ingresar a los organismo acuáticos por ingestión, respiración y absorción dérmica .Como consecuencia de su baja solubilidad en agua y elevada en sustancias lipídicas se acumulan en los tejidos grasos y en la materia orgánica de los sedimentos, pudiendo permanecer así largos periodos de tiempo garantizando su biodisponibilidad. Por otro lado, la lentitud con que son degradados estos compuestos contribuye a su acumulación en plantas, peces e invertebrados. Así por ejemplo se ha observado que en los sistemas acuáticos el benzo(a)pireno presenta una vida media superior a 300 semanas. El proceso de inducción de cáncer en mamíferos y otros organismos producido por los HAPs involucra un grupo de enzimas que son capaces de convertir los compuestos xenobióticos lipofílicos (in-

Fig. 1 Estero de Urias. Mazatlán, Sin., México

METODOLOGÍA Trabajos de campo El estero de Urías es un cuerpo de agua costero localizado a un costado del puerto de Mazatlán. Este ecosistema recibe descargas de aguas municipales y de diversas industrias tales como la Termoeléctrica José Aceves Pozos de la CFE, de diversas plantas enlatadoras de atún, de congeladores de camarón, de las instalaciones de PEMEX y otras, así como desechos sólidos de diverso tipo. Durante un año se tomaron muestras de agua, sedimentos y camarones en cuatro lugares (estaciones) en el Estero de Urías Fig. 1. Las muestras se tomaron durante los meses de Febrero, Mayo, Septiembre y Diciembre que corresponden a los periodos de lluvias y sequía en la región. Las muestras de agua se tomaron utilizando botellas de 4 L previamente lavadas escrupulosamente. Las muestras de sedimentos se tomaron empleando una draga tipo Van Venn de 1 L de capacidad. Los camarones fueron colectados con una red camaronera tipo Atarraya en un solo sitio durante los meses arriba señalados. Las muestras se transportaron al laboratorio para la extracción y análisis de los HPAs presentes en ellas. Los residuos de los HPAs en las muestras de agua (4 L.) fueron extraidos con alícuotas de 100ml. de n-hexano, utilizando un embudo de separación de 1-L. Las muestras de sedimentos fueron homogeneizadas y secadas hasta peso constante en una estufa de convección a 45 – 50 ºC. Los residuos de HPAs fueron extraídos reﬂujando la muestra seca (35 g) con n-hexano durante 8 hr empleando un aparato de extracción sólido-liquido tipo Soxhlet.

cluidos los HAP) en productos solubles en agua. Este tipo de enzimas son las “Mixes Function Oxidasas” (MFO) que pertenecen al grupo citocromo P450. Este sistema enzimático es estimulado dentro de un organismo por exposición a estos compuestos lipofílicos persistentes. Repetidas exposiciones a estos compuestos dan como resultado la inducción de cantidades incrementadas de esas enzimas. La capacidad de inducción de esos enzimas depende de cada organismo. Los mamíferos por ejemplo, tienen una gran capacidad inductiva y como resultado una buena capacidad de degradación de compuestos lipofílicos persistentes. Sin embargo otros organismos, como los peces tienen una capacidad muy limitada de inducción de MFO y por tanto una capacidad limitada de degradación.

Los extractos de las muestras tanto de agua como de sedimentos fueron concentrados en un rota vapor y limpiados (cleaned-up) eluyendo las muestras a través de columnas empacadas con Silica-gel/Alumina/ Fluorisil/Sulfato de sodio anhidro (4+4+1+4 g). Los sulfuros en las muestras de sedimentos fueron removidos agitando los extractos con polvo de cobre activado, ya que éstos pueden interferir en el análisis cromatográﬁco posterior. Seguidamente los extractos son concentrados a sequedad, y re-disueltos con 2 ml de iso-octano. Los residuos de HPAs presentes en los extractos fueron analizados por cromatografía de líquidos de alta resolución (HPLC), utilizando un equipo

Shimadzu LC-10 equipado con una columna Vidac 25 cm X 4.6 mm i.d. de fase reversa acoplada a un detector de fluorescencia Shimadzu RF-551. Trabajo de laboratorio Varios experimentos de laboratorio se realizaron para determinar algunos efectos tóxicos de HPAs en el desarrollo de camarones blancos Litopenaeus vannamei. Entre estos se determinó el contenido de proteínas, la cantidad de ADN y la tasa de crecimiento de camarones expuestos a estos contaminantes. Para ello, los camarones fueron expuestos durante 75 días a concentraciones subletales de los siguientes hidrocarburos poliaromáticos: Fenantreno, Naftaleno y Criseno. Así como también a Creosota (que es una mezcla de diversos HPAs). Aun cuando estos HPAs no fueron los mayormente encontrados en el Estero de Urías, fueron los escogidos para ser utilizados en estas pruebas toxicológicas ya que es difícil obtener en el mercado estas substancias debido a su alta toxicidad y restricciones arancelarias, pues son substancias importadas. Para llevar a cabo estas pruebas, se obtuvieron camarones sanos de las instalaciones acuícolas de la Facultad de Ciencias del Mar de la Universidad Autónoma de Sinaloa, y se procedió bajo el siguiente protocolo metodológico: •Se acondicionaron 7 peceras de 20 litros con 5 camarones juveniles de 1 a 1.5 g. de peso en cada una. •Se expusieron los camarones durante 75 días a c/u de las siguientes concentraciones de HPAs:125 y 250 µg/L de Fenantreno, 125 y 250 µg/L de Naftaleno, 225 y 450 µg/L de Criseno, así como 0.75 y 1.5 mg/L de Creosota, que como ya se señaló, es una mezcla de hidrocarburos poli-aromáticos que se usa ampliamente en la conservación de la madera en muelles y embarcaciones menores. Como tratamiento control fue usada agua de mar filtrada adicionada con una pequeña cantidad de acetona (el solvente usado para disolver los HPAs) en una proporción final de 0.001% en volumen. Los camarones expuestos y el control fueron mantenidos a temperatura ambiente durante el periodo de experimentación, con aireación constante y alimentados diariamente con alimento comercial (aproximadamente 5% su peso) hasta que alcanzaron el momento de sacrificio. •Durante este periodo se mantuvieron los camarones en observación y se cambió el agua cada 2 días. También se adiciono nuevamente los HPAs. •Al término de los 75 días se pesaron, y se sacrificaron los organismos.

•Se determinó la tasa de crecimiento (incremento en peso por día) en los camarones expuestos a los HPAs y se comparó contra un control. •Se diseccionaron los pleópodos (estructuras del camarón para su desplazamiento) y de éstos se procedió a la extracción de ADN (material genético) por el método del fenol-cloroformo, y se cuantificó por espectrofotometría ultravioleta (260nm de longitud de onda). •También se cuantificó el contenido de proteína del músculo dorsal de los camarones por el método de Lowry modificado (Enzimology 1990).

RESULTADOS Las concentraciones encontradas de Fenantreno, Naftaleno y Criseno, se muestran en las Figs. 2, 3, 4, 5, 6 y 7. De estas se puede observar que el Fenantreno fue el compuesto de mayor concentración tanto en las muestras de agua como de sedimentos y camarón. Los valores inferiores correspondieron a la estación No. 4 en el mes de Septiembre y los valores más altos a la estación No. 2 durante el mes de Febrero. El siguiente HPAs más abundante fue Criseno principalmente en muestras de sedimentos y camarón. También los valores menores se encontraron en la estación 4 y los mayores en la estación 3 durante el mes de Febrero. El Naftaleno fue el HPA menos abundante oscilando su concentración 31 a 53 ng/g en el músculo dorsal del camarón. Los valores mayores se registraron en Mayo y los menores en Septiembre De los experimentos realizados con camarones expuestos a Fenantreno Criseno, y Naftaleno se observaron más estresados (con nado errático y sin reposo) mientras que los controles permanecían bastante tranquilos. Como se puede observar en la Fig. 8, la tasa de crecimiento (g/día) fue significativamente menor en los camarones expuestos a Fenantreno, Criseno y Naftaleno comparados con los control. Esto también se observo el los camarones después de un proceso de desintoxicación, Fig. 9. Igualmente la cantidad de proteína fue menor en los camarones expuestos que en los control (Fig. 10) lo cual es otra forma de registrar el desarrollo de los camarones. La cantidad de ADN se muestra Fig. 11. En esta figura se observa que en los camarones control la cantidad de ADN fue significativamente menor que en los expuestos a HPAs. La mayor concentración se presentó en los camarones expuestos a 0.225 µg/L de Criseno (C225), y la menor en los expuestos a 125 µg/L de Naftaleno (N125). Resultados semejantes se presentaron en los camarones expuestos a Creosota (Fig.12).

DISCUSIÓN Y CONCLUSIÓN De los resultados obtenidos de las muestras de campo es posible decir que el Estero de Urías se encuentra moderadamente contaminado por HPAs, ya que las concentraciones encontradas son menores a aquellas reportadas en otros estuarios (Verschueren 1996, Eadie et al. 1982). Un trabajo sobre esteros del Reino Unido (Woodhead and Matthiessen, 1999) reportan concentraciones de algunos HPAs en un intervalo del orden de 100 a 1000 ng/g (22100 para el Pireno), mientras que en algunos estuarios de los Estados Unidos de América, como Long Island Sound, Salem Harbor y Boston Harbor, se reportan valores por arriba de 10,000 ng/g de concentración total de HPAs (O’Connor, 1991). Esto muestra claramente que el nivel de contaminación en el Estero de Urías está por debajo del de otros cuerpos de agua costeros como los anteriormente referidos. La concentración más alta de HPAs encontrada en el Estero de Urías, fue durante Febrero; esto puede deberse al bajo índice de degradación de estos compuestos por la actividad metabólica de bacterias, poliquetos y otros organismos bentónicos, debido a que por cada 10ºC menos de temperatura, el metabolismo decrece de dos a tres veces (Varanasi 1985). La temperatura del agua en Febrero es alrededor de 18ºC, mientras que en Septiembre está alrededor de 33ºC. Quizás, también esto se deba a un mayor tráﬁco de embarcaciones en el puerto durante los primeros meses del año, lo que incrementa la cantidad de HPAs. Espacialmente las mayores concentraciones de HPAs, se registraron en las estaciones E2 y E3 (Fig. 1) las cuales corresponden a los lugares más cercanos a la planta termoeléctrica, la cual quema combustoleo, consecuentemente, la pirolisis de petróleo debe ser la principal fuente de contaminación de HPAs en este estero. Otros autores reportan que la pirolisis de combustibles fósiles es la fuente principal de hidrocarburos en sedimentos de ecosistemas acuáticos (Hites et al. 1980, Wakeham & Farrington 1980, Gschwend & Hite 1981). Los métodos analíticos utilizados en este trabajo solo permitieron determinar algunos HPAs, no la totalidad; sin embargo entre los detectados se encontraron

Fenantreno, Criseno, Naftalen, Pireno, Fluoreno y otros los cuales son muy persistentes y difíciles de degradar por hongos y bacterias del sedimento. El Pireno tiene una vida media de 37 semanas y el Fluoreno de 17 (Lee and Ryan 1983, Heitkamp and Cerniglia 1987). La tasa de degradación de los HPAs está determinada por diversos factores ambientales y las propiedades fisicoquímicas de cada uno de ellos, pero entre los más importantes son la temperatura, el potencial red-ox, el tamaño molecular y el número de anillos bencénicos. El Estero de Urías tiene un amplio rango de temperatura (de 18ºC en Febrero a 33ºC en Septiembre) por lo que esto puede ser el factor ambiental más importante. Por otro lado el número de anillos bencénicos en la molécula (3 en el Fenantreno, 4 en el Criseno) puede ser un factor fisicoquímico importante para su degradación. Aun cuando los niveles de contaminación por HPAs encontrados en el Estero de Urías no son muy altos, las pruebas de toxicidad efectuadas indican que estas concentraciones pueden ser peligrosas para los organismos acuáticos, particularmente durante los primeros estadios de desarrollo como larvas y juveniles, debido a que algunos HPAs han sido reportados como cancerígenos y clasificados como mutagénicos tanto para organismos acuáticos como para humanos (Hall and Glower, 1990; Marvin et al., 1995). Otro factor de riesgo es la capacidad de los organismos bentónicos para metabolizar estos compuestos. Algunos invertebrados acuáticos, por ejemplo los poliquetos son capaces de degradar HPAs (Forbes et al. 1996), pero muchos otros no lo son, tales como los moluscos bivalvos (Eertman et al., 1995). Los HPAs son metabolizados en la fase 1 del sistema de enzimas oxigenasas del citocromo P450, y excretadas como metabolitos hidroxilados (Hellou et al., 1994; Livingston et al., 1993). Sin embargo el sistema del citocromo P450, aún cuando metaboliza HPAs a compuestos más fácilmente excretables, produce compuestos carcinogénicos y mutagénicos tales como los diol epoxidos, los cuales conducen la inducción de carcinomas, vía la formación de aductos de HPAs-ADN (Van Der Oost et al., 1994; Van Schooten et al.,1995). En otros trabajos se ha reportado que aun bajas concentraciones de HPAs en los sedimentos (2-3 ng/g) son capaces de in-

ducir a las enzimas del citocromo P450 en peces (Förling et al., 1996), aún cuando parece probable que otras sustancias (por ejemplo compuestos organoclorados) contribuyan también a estas respuestas. También hay evidencias de enfermedades neoplásicas y pre-neoplásicas en hígado de peces bentónicos inducidos por sedimentos contaminados por HPAs (Collied et al., 1992; Baumann and Harshbarger, 1995). Sin embargo la concentración de HPAs en sedimentos que han sido asociadas a cáncer de hígado en peces y otros organismos acuáticos es variable, debido a presencia simultánea de otros contaminantes tales como bifenilos policlorados (BPCs), y algunos plaguicidas los cuales también inducen el sistema del citocrómo P450, lo cual complica el panorama.

En relación al daño en el ADN de los camarones expuestos a HPAs, los resultados sugieren que estas sustancias son potencialmente cancerígenos en camarones, ya que es posible la formación de aductos y/o rupturas de la molécula de ADN, y la formación de aductos y/o rupturas en la molécula de ADN puede ser el inicio de un proceso carcinogénico. Sin embargo en otros trabajos se ha reportado que diversos factores pueden estar involucrados en la formación de aductos y/o rupturas en el ADN tales como el estadio de desarrollo, su condición nutricional y de salud, etc., así como también la concentración del xenobiótico y la duración de la exposición (Galindo 2002).

Facultad de Ciencias del Mar Universidad Autónoma de Sinaloa Paseo Claussen s/n, Col. Los Pinos Mazatlán, Sinaloa.México Tel. (669) 982 86 56 guillermo_galindo_reyes@hotmail.com

producción

Jaiba suave Proceso productivo de

(Callinectes sapidus)

ANTECEDENTES

n México no existe una cultura dirigida al consumo de jaiba de concha suave por la poca o nula difusión que tiene este producto a nivel nacional e internacional, los productores de jaiba suave a nivel nacional son escasos, la mayor parte de la producción de jaiba suave que se produce en nuestro país se exporta al mercado de Estados Unidos por el gran valor económico que se paga por este crustáceo.

Tecnológicos del Mar No. 29 y debido al éxito que se obtuvo se reinicia como proyecto productivo de jaiba suave en un sistema de ciclo cerrado y actualmente es operado por alumnos y personal de dicha institución. La tecnología de producción se basa en la ﬁsiología de la jaiba, durante el proceso de ecdisis o muda se realizan tres procesos bien deﬁnidos:

1.- Crecimiento: Todos lo crustáceos para incrementar sus dimensiones corporales es necesario el proceso de muda. La En el año de 1985 tasa de crecimiento se instaló la primera La jaiba suave representa un en cada muda esplanta de jaiba suave pecíﬁcamente en en el Puerto de Vejaiba, varía de un recurso con un gran potencial racruz lo que marcó 20 a 50% con respara el desarrollo acuícola y pecto a la anterior, el inicio de este producto en el litoral del observando que en pesquero en nuestro o país. Golfo de México, posjuveniles la frecuenteriormente se desacia de muda es en rrollaron otras plantas periodos cortos; sin en los estados de Tamaulipas y Campeche embargo el índice de crecimiento disminuye donde el aprovechamiento de este producto conforme el organismo aumenta. se ha mantenido hasta la actualidad. 2.- Reproducción: En las jaibas para En el Estado de Campeche y especíﬁca- poder pasar de etapa juvenil a madura y reamente en Ciudad del Carmen, el aprovecha- lizar su reproducción la hembra libera una miento de este recurso se inicia en el año feromona para atraer al macho, en presende 1993 cuando se cia de él la heminstala la primera planbra inicia su muda ta procesadora ubicapara ser liberada da en el Km.18 de la de su caparazón y carretera Carmen-Isla ser poseída por el Aguada el personal macho, para realique operaba esta planzar la cópula. Este ta fueron capacitados proceso dura 24 por técnicos especialihoras, posteriorzados procedentes de mente la hembra Louisiana, Nuevo Ores regresada a su leáns, USA sin embarposición normal, go esta planta cerró aunque el macho sus instalaciones por continúa proteproblemas administragiéndola hasta Fig. 1 :: Sistema cerrado tivos en al año 2004. que se endurece Durante este mismo año se inicia un pro- el exoesqueleto. yecto de investigación piloto de jaiba suave en las instalaciones del Centro de Estudios 3.- Autotomía: Es la capacidad de los

crustáceos para la regeneración de sus apéndices o extremidades, esto es con la ﬁnalidad de poder recuperar algún apéndice mutilado, este proceso es realizado mediante la muda, para cuando esta se realice, la extremidad es renovada nuevamente pero mas pequeña que la anterior. En Cd. Del Carmen, Campeche existe una planta de producción destinada a la producción de jaiba suave (Callinectes sapidus) y se encuentra ubicada en el CET-MAR No 29, la cual es operada mediante las siguientes condiciones:

2.Extraer el excremento y partículas de pescado en descomposición que se puedan encontrar en los estanques. 3.Sacar los organismos muertos. 4.Mantener constante la oxigenación 5.Monitorear las concentraciones de nitritos. 6.En caso de ser necesario hacer recambios parciales de agua. 7.No administrar alimentación durante todo el proceso productivo.

SISTEMA CERRADO Para este tipo de sistema lo fundamental es el manejo de filtros que permite reciclar el volumen de agua hasta por dos años si el control es el adecuado. Este sistema consiste en manejar un volumen de agua constante, que es suministrada por tubería de PVC con un diámetro de una pulgada, mismos que reciclan el agua al filtro biológico por un drenaje colocado en la parte inferior (Fig 1). El agua utilizada es procedente de pozo con una salinidad de 12 ppm, aunque la salinidad no es un factor determinante para la jaiba, ya que en general este recurso es de condición eurihalina. Para mantener la calidad del agua se le hace pasar a través de un sistema de filtrado biológico y mecánico. La importancia del filtrado estriba en el hecho de que las jaibas liberan gran cantidad de amoniaco al expulsar sus excretas, y al concentrarse puede ser altamente toxico para ellas mismas; este filtro permite la oxigenación de este (NH4) reduciéndolo a nitritos y agua (NO2 + H2O) que es igualmente toxico y, finalmente, la misma oxigenación permite que los nitritos se transformen en nitratos y agua (NO3 + H2O) que ya resulta inocua para las jaibas. Para mantener en óptimas condiciones la calidad del agua se realizan las siguientes actividades: 1. Lavar los organismos antes de ser colocados en las tinas.

Fig. 2 y 3 :: Infraestructura

INFRAESTRUCTURA En infraestructura se cuenta con dos pilas rectangulares de concreto con dimensiones de 9.5 x 1.5 x 1.2 m (Fig. 2). Cinco tinas rectangulares de ﬁbra de vidrio de 3.0 x 0.9 x 0.2 m (Fig 3). El sistema hidráulico es suministrado con bombas eléctricas de 1hp y 2 hp, además se cuenta con un blower de 2 hp, un ﬁltro de arena sílica y uno biológico. Materia prima: Es el producto vivo es cuando las jaibas están en etapa de premuda. Su adquisición se realiza en un campo pesquero a las orillas de la laguna de Términos a 50 Km de la planta de producción (Fig 4). Al adquirir cada pieza es examinada con el objetivo de asegurarse que están en condiciones adecuadas para su posterior

muda, las cuales deben presentar las siguientes características: Dos líneas o posmuda (Estadio B): Es la etapa posterior a la ecdisis donde la cutícula inicia el proceso de clasificación, esta característica se observa por presentar dos líneas en la parte de la aleta natatoria (Fig 4). Línea rosada o intermuda (Estadio C): Se caracteriza por presentar una coloración rosada en la parte de la aleta natatoria. Línea roja o premuda (Estadio D): Esta etapa se determina por la presencia de la línea de color rojo en la aleta natatoria, unas horas antes de que se realice la muda este color se intensifica (Fig. 5). El traslado de estos organismos a la planta es en taras de plástico, seleccionadas de acuerdo a las características de su premuda, estos contenedores deben de ir previstos con ramas de mangle colocadas en cada cama de jaibas, con la finalidad de protegerlas del sol y la agresividad que se muestran entre ellas mismas, así mismo que lleguen en perfecto estado y completas de sus extremidades.

PROCESO PRODUCTIVO La cantidad de producto adquirido es de acuerdo a la capacidad de la planta, en este caso se adquieren cada tercer día aproximadamente 1000 jaibas variando la cantidad de acuerdo a la temporada a un costo de $ 3.00 pesos la pieza. Al llegar los organismos a la planta estos son colocados en los estanques de concreto y tinas de acuerdo al estadio que presenten (Fig 6); “dos líneas” son destinadas en los estanques de concreto a una densidad aproximada de 35 org/m2, manteniendo una observación cada 48 horas de haber ingresado a los tanques, con la ﬁnalidad de seleccionar las de mayor avance en su muda y ser colocadas con organismos de la misma características; “línea rosada” son colocadas en un mismo tanque de concreto con la misma densidad o de acuerdo a la cantidad que se presenten, observando el avance cada 24 horas, ya que estas presenten las características de “línea roja” son trasladados al sistema de ciclo cerrado a una densidad de 180 org/tina. En esta etapa se mantienen con ﬂujo de agua continuo, a una salinidad de 12 pmm. y a una temperatura promedio de 29.0 °C, realizando una revisión de ellas cada seis horas, para observar si presentan el capa

razón roto de la parte interior de la espina lateral en la región llamada “sutura epimeral” palpando con los dedos la parte mencionada asegurando su ruptura, siendo positiva esta característica son separadas en una tina especial para esta característica, en la cual la observación se realiza cada dos horas, cuando están apunto de liberarse de la cutícula vieja son aislados en el interior del estanque por medio de un separador de tela provisto de alambre galvanizado forrado de polivinilo. Cuando se liberan de su totalidad del exoesqueleto, es necesario esperar unos minutos para su hidratación y posteriormente extraerlas para su empaque.

Fig. 5 :: Premuda ( Estadio D)

Fig. 4 :: Posmuda ( Estadio B)

Fig. 6 :: Proceso productivo

EMPAQUE

Cada pieza entera inmediatamente después que ser extraída de la tina es envuelta individualmente con una película plástica (vitaﬁlm) (Fig 7). Colocándolas dentro de una caja acerada para su congelación a una temperatura de -17 ºC.

PRESENTACIÓN La presentación del producto es en cajas de cartón aceradas tipo marquetas, de uno a dos kilos, según el requerimiento (Fig 8). Los tamaños que se manejan son de acuerdo al peso individual y son seleccionadas de acuerdo a la Tabla 1.

Fig. 7 :: Empaque

MERCADO El producto en el mercado incluye la característica de la calidad de la jaiba en función de que conserve todos sus apéndices, la talla y el peso Fig. 8 :: Presentación del producto

E. Maya de la Cruz ², T.A. Chan-Vadillo¹, G. Gómez-Mendoza y J.F Arzola-Gonzáles² 1Centro de Estudios Tecnológicos del Mar N° 29, Avenida Central Oriente s/n Playa Norte, Cd del Carmen, Campeche. tomas4714@hotmail.com., (9383) 84 23 78. 2Laboratorio de Invertebrados y Ecología del Bentos, Facultad de Ciencias del Mar, Universidad Autónoma de Sinaloa. lymmulus_maya@hotmail.com (6691) 49 15 98.

investigación

Prueba de desafío a la

Mancha Blanca

con camarones juveniles usando yeso acuícola y adición de Enviro S-21 como medida preventiva

arios estudios han demostrado la inﬂuencia que pueden tener los factores estresantes del camarón en el desarrollo de la Enfermedad de la Mancha Blanca, como son la alcalinidad, el pH, el amonio no ionizado, la temperatura, la ﬂora bacteriana etc. pero aunque no son concluyentes los resultados sobre el papel que juegan estos factores estresantes en los brotes de mancha blanca, si apoyan la importancia de la calidad del agua en el establecimiento de la enfermedad.

OBJETIVOS

• Evaluar la sobrevivencia del camarón blanco (Litopenaeus vannamei), infectado experimentalmente con el virus de mancha blanca y sometido a tratamientos con cal, yeso y yeso más bactericida. • Evaluar la inﬂuencia de los productos empleados para mejorar la calidad del agua y sobrevivencia.

METODOLOGÍA

Se realizaron tres replicas de cada tratamiento, el bioensayo consistió en infectar experimentalmente mediante el suministro de una papilla contaminada con virus de Mancha Blanca los camarones, excepto el tratamiento 1 ( control) se mantuvieron las peceras 1,2 y 3 del bionesayo con camarones no infectados a las mismas temperaturas ( 24° ) para explorar la hipótesis de que el sometimiento del camarón a bajas temperaturas inﬂuye en su salud y por consecuencia en el desarrollo de la enfermedad.

RESULTADOS Mortalidad

En total se contó con 5 tratamientos ( 2 control) y se asignaron 9 camarones por pecera de cada tratamiento. La aplicación de los tratamientos se hizo en forma de lechada (diluyendo la mezcla con un poco de agua de la pecera), conservando la proporción correspondiente para cada ingrediente. Las aplicaciones se hicieron por tres días consecutivos previa alimentación con camarón infectado un día antes, el 22 y 29 de noviembre.

TRATAMIENTOS ● Control 1.- peceras 1,2 y 3 ● Control 2.- Peceras 4,5,y 6, sin aplicación ● Tratamiento 1.- Pecera 7,8,9, con aplicación del equivalente a 100kg/ha de oxical ● Tratamiento 2.- Pecera 10,11,12, con aplicación del equivalente a 100kg/ha de yeso ● Tratamiento 3.- Pecera 13,14,15, con aplicación del equivalente a 100kg/ha de yeso + bactericida

Sobreviviencia

Los resultados de supervivencia de camarones infectados y no infectados con virus de Mancha Blanca del bioensayo se presentan en forma esquemática en las ﬁguras 1 y 2, respectivamente.

CONCLUSIONES ● Los parámetros ﬁsicoquímicos del agua indicaron que el bioensayo se llevó a cabo dentro de los límites adecuados para el crecimiento de los camarones. Las diferencias en sobrevivencia entre el tratamiento sin aplicación (2), y el tratamiento con aplicación de yeso más bactericida (5), no se deben al azar, sino al efecto que el yeso y bactericida causan sobre la calidad del agua y el control bacteriano.

La sobrevivencia en las peceras que recibieron sólo cal o yeso fue mayor que la que no recibió tratamiento, pero fueron iguales entre sí. La que presento mayor sobrevivencia fue la que recibió un bactericida mezclado con yeso.

● El efecto ﬂoculante del yeso adicionado al efecto del bactericida en el tratamiento 5 permitió una sobrevivencia prácticamente igual a la del testigo sin infectar, al controlar las poblaciones bacterianas (y por lo tanto la calidad del agua), que por efecto directo o indirecto provocaron la muerte de los camarones que no recibieron tratamiento y muestra que efectivamente hay una diferencia debida a la aplicación de yeso mas bactericida.

A los datos de sobrevivencia se les realizó un ANOVA ( de una vía ) y una prueba de Duncan de comparación múltiple de medias. Se utilizó un nivel de signiﬁcancia Igual a 0.05. Se utilizó el software STATGRAPHICS plus 4.0 Statical Graphics Corp. 1999.

● Se comprobó que existe una variación natural en el número de bacterias de la columna de agua ● Quedó demostrada una vez más el efecto ﬂoculante del yeso sobre las bacterias que ﬂotan en la columna de agua y al mismo tiempo se observa la tendencia a la baja del yeso con bactericida.

Instituto Tecnológico de Sonora Dirección de Área de Recursos Naturales Departamento de Ciencias Agronómicas y Veterinarias 5 de Febrero 818 Sur, Cd. Obregón, Sonora. 85000 Dr. Fernando Lares Villa ﬂares@itson.mx Dr. Ramón Casillas Hernández rcasilla@itson.mx Dr. José Cuauhtémoc Ibarra Gámez jibarra@itson.mx Laboratorio de Sanidad Acuícola Ing. Biotecnologo Guadalupe Chavez Ontiveros gpechavezontiveros@gmail.com Biol. Alberto Morales Rodriguez biologoalberto@gmail.com Biol. Cecilia Luna Badillo Biol. Edgar Vázquez Félix

Noticiasnacionales La Asociación Nacional de Productores de Larva de Camarón A.C. (ANPLAC) elige nueva directiva La Asociación Nacional de Productores de Larva de Camarón A.C. (ANPLAC) informó que con fecha 11 de mayo de 2007 se celebró la Asamblea General Ordinaria de la ANPLAC, donde uno de los puntos del orden del día fue la elección del Consejo Directivo, motivo por el cual a partir de ese día la nueva mesa directiva quedó integrada de la siguiente manera: Presidente: Lic. Carlos Alberto Pineda Mahr Secretario: Ing. Cesáreo Cabrera Villela Tesorero: Lic. Miguel Guerrero Díaz Director Ejecutivo: Lic. Gerardo Arturo Alvarado Gra nados Para cualquier información al respecto dirigirse a la siguiente dirección: ASOCIACION NACIONAL DE PRODUCTORES DE LARVAS DE CAMARON, A.C. Ave. Ejercito Mexicano No. 2004 Local 222 Col. Insurgentes. C.P. 82018 Mazatlán, Sinaloa. Tel: (669)990-38-84 y Tel. y Fax 990-38-86 correo: anplac@anplac.com

El Comité Estatal de Sanidad Acuícola del Estado de Nayarit, A.C. elige nuevo Consejo Directivo En Asamblea general extraordinaria celebrada el pasado 27 de abril del 2007 se llevó a cabo la elección del nuevo consejo directivo del Comité Estatal de Sanidad Acuícola del Estado de Nayarit, A.C., quedando integrada de la siguiente manera: Presidente: Sr. José Roberto Elías García Secretario: Sr. Nicolás Sillas Pardo. Tesorero: Sr. Rafael Yáñez Rivera. 1er. Vocal: Sr. Tito Ceja Garay. 2do. Vocal: Anastacio Sánchez Flores. Mismos que a partir del 7 de Mayo del presente, recibieron en forma oﬁcial el acta entrega-recepcion de la directiva saliente.

Mensaje del nuevo presidente de la Asociación Nacional de Productores de Larva de Camarón A.C. México (ANPLAC) Los productores de la industria del camarón estamos viviendo momentos difíciles. Actualmente los laboratorios productores de larvas libramos una crisis generalizada por falta de liquidez derivada de otorgamientos de créditos desmedidos, retrasos en cuentas por cobrar y baja del precio de la postlarva. Asimismo, estamos conscientes que los productores de camarón en granja también luchan sus batallas contra las enfermedades y los precios bajos, reduciendo significativamente sus márgenes ganancia. La industria tiene que cambiar, evolucionar. Es tiempo de ser más productivos, garantizar la calidad de nuestras materias primas, actuar con mayor profesionalismo, adoptar una actitud empresarial y promover verdaderas uniones que defiendan los intereses de todos los productores de camarón en sus diferentes fases de desarrollo y protejan un sector que sin duda es de gran importancia para nuestro país y cuenta con un enorme potencial de desarrollo. En ese sentido, en la ANPLAC sabemos también que necesitamos cambiar, abrir nuestra puerta y buscar acuerdos hacia fuera dirigidos a promover y lograr alianzas estratégicas eficientes con los actores de la industria camaronícola, para que de manera conjunta y organizada, enfrentemos problemas que nos afectan a todos de igual manera. Sabemos que no será fácil. Buscaremos la objetividad, tocaremos puertas, convocaremos a quién sea necesario y pondremos todo nuestro empeño y dedicación en ello. A este respecto, agradecemos y aprovechamos el espacio brindado, para exhortar a nuestros colegas productores de camarón en granja, a que sumemos esfuerzos dirigidos a consolidar la industria camaronícola.

Carlos Alberto Pineda Mahr Presidente ANPLAC

AQUAFEN® es un antibiótico sintético de amplio espectro bactericida y liposoluble, lo cual le transﬁere capacidades, ventajas y mayores beneﬁcios sobre cualquier otro medicamento utilizado en acuacultura.

Schering Plough impartió seminarios técnicos sobre los “avances sobre el tratamiento de la necrosis del hepatopáncreas bacteriano (nhp-b); con aquafen®

AQUAFEN® se encuentra disponible comercialmente en bolsas láminadas individuales de 500g

Schering Plough División - Salud Animal a través de su Unidad de Negocio Acuacultura, realizó recientemente 8 Seminarios Técnicos en las 5 regiones productoras más importantes en nuestro país. Los seminarios se efectuaron en coordinación y colaboración directa con los Gerentes y Coordinadores Técnicos de cada Comité de Sanidad Acuicola Estatal que fueron involucrados en la ronda, siendo los siguientes los Comités y lugares en donde se llevaron a cabo los mismos: 22 de Marzo, San Blas, Nay. , 28 de Marzo, Mazatlán, Sin. ,18 de Abril, Culiacán, 19 de Abril, Los Mochis, Sin., 26 de Abril, Tecomán, Col., 7 de Mayo, La Paz, BCS., 8 de Mayo Cd. Obregón, 9 de Mayo, Hermosillo, Son. En todos estos seminarios técnicos se logró conjuntar a los productores líderes, técnicos en producción y asesores los cuales se mostraron muy interesados. Las ponencia magistral sobre la etiología, factores desencadenantes, principales síntomas y patología águda y crónica del NHP-b fue ofrecida por la Dra. Maria Soledad Morales Covarrubias, Investigadora titular del CIAD - Unidad Mazatlán, y quién es sin duda la persona que más ha logrado avances en la identificación de la bacteria intra-celular que la origina (una alfa-proteo-bacteria, Gram negativa, pleomórfica del tipo ricktesia); así como ha logrado su reproducción en laboratorio bajo condiciones controladas. Igualmente, el Dr. Juan Manuel Palacios, Gerente Técnico de la División Salud Animal de Schering Plough impartió los Nuevos Avances en el Tratamiento y Control del NHP-b así como explicó las características, ventajas y beneficios de AQUAFEN® (antibiótico en premezcla al 50%); el único capaz de controlar a fondo esta grave enfermedad así como explicó el bio-ensayo realizado y los resultados obtenidos en el control del NHP-b con AQUAFEN® Vs. el antibiótico de uso tradicional que hoy en día no resulta eficaz por su alto nivel de resistencias y necesidad de altas dosis en detrimento del consumo de alimento por parte del camarón (oxitetraciclina). Por último el Dr. Javier Gómez Zúñiga, Gerente del Negocio Acuacultura de

La dosis sugerida de AQUAFEN® para camarón es de 5mg/k/biomasa y la cantidad por tonelada de alimento es de 400g/ tonelada de alimento. Para mayor detalle revisar la ficha técnica y tabla de medicación ya que varia dependiendo del peso vivo – etapa en que se vaya a medicar). Schering Plough – Salud Animal, presentó los Costos comparativos y ventajas de AQUAFEN® sobre la oxitetraciclina. Cabe destacar que después de 20 años sin autorizaciones de nuevas drogas antibacterianas por la FDA (Food and Drog Administration); en los Estados Unidos, AQUAFEN® fue recientemente aprobado y autorizado (Noviembre 2005); para su uso EXCLUSIVO ACUICOLA siendo esto una gran aportación ya que los dos únicos antibióticos autorizados años atrás (Oxitetraciclina y Sulfonamida); ya no representan hoy en día la mejor alternativa de uso por los altos reportes de resistencia. Además la FDA a través de su capítulo MUMS (Minor Use in Minor Species); ha dado su aprobación a AQUAFEN® para su utilización en todas las especies menores como es el caso de los crustáceos (camarón entre otros). Previamente la EMEA (European Medicines Agency); en la Unión Europea ya había otorgado su total aprobación para el uso de AQUAFEN® en toda actividad acuícola. En el caso de México, AQUAFEN® cuenta con el registro y aprobación para uso acuícola (DGOPA-ANT-26-2004); y el cual ha sido validado a través de pruebas y estudios en los Centros de Investigación más reconocidos en el país (CIAD, CIBNOR, CINVESTAV, UNAM y la UANL). AQUAFEN® es una pre-mezcla de florfenicol al 50% (polvo fino que además contiene un vehículo adicionado con Lactosa y Povidona); el cual le brinda mayor uniformidad y facilita su dispersión durante la mezcla con el alimento. Schering Plough desarrolló y patento la molécula de florfenicol (molécula de tercera generación); hace 10 años, por lo que ofrece el mayor control de calidad, la más alta pureza y eficacia en el mercado.

Está indicado igualmente para cualquier tipo de Peces, la dosis de AQUAFEN® es de 10mg/k/biomasa siendo la cantidad por tonelada de alimento a razón de 800g (revisar ficha técnica y tabla de medicación ya que varia dependiendo los kilos de peces a medicar). Próximamente Schering Plough estará entregando a los más de 650 productores y técnicos asistentes a los 8 seminarios en coordinación con los Comités de Sanidad Acuicola las herramientas necesarias para lograr el Diagnóstico más preciso en Fresco y determinar así con mayor exactitud el Grado de Lesión. Para iniciar el Tratamiento con AQUAFEN® de manera más oportuna y eficaz. Cabe recordar que la clave para obtener la mayor eficacia y control es le diagnóstico oportuno, esto reducirá el grado de infestación, los niveles de mortalidad y evitando mayores perdidas económicas. El Uso Racional de cualquier Antibiótico le conferirá siempre una mayor eficacia en el control de cualquier enfermedad bacteriana. Siga las recomendaciones de la SENASICA y CONAPESCA, por favor lea la etiqueta de cualquier producto antes de usarlo. La Enrofloxacina esta prohibida para su uso en todas las especies pecuarias en México y el mundo. Siempre utilice AQUAFEN® adicionado desde la planta de alimento de su preferencia para obtener así la más alta eficacia garantizada. Schering Plough NO recomienda tratamientos “preventivos” por ningún motivo, antes de iniciar cualquier medicación realice diagnóstico previo en fresco y si es posible una prueba de sensibilidad bacteriana.

Noticiasinternacionales Detectan el virus Litopenaeus vannamei nodavirus (LvNV) en camarón cultivado en Ecuador

para IMNV, utilizando branquias como tejido objetivo. Por otro lado, 19 camarones individuales fueron examinados por histología. Al igual que en el caso anterior, todos los animales fueron negativos La Fundación CENAIM – ESPOL in- para IMNV por RT – PCR, mientras que forma al sector camaronero que el virus 8 de 19 camarones presentaron necrosis denominado Litopenaeus vannamei noda- muscular. virus (LvNV) ha sido detectado en camaronera de la Provincia del Guayas. El LvNV es un agente causal de necrosis muscular, recientemente identiﬁcado en camarones penaeus (Litopenaeus) vannamei cultivado en Belice (Tang et al., 2007). El hallazgo de este virus a nivel local se produce como resultado de un programa iniciado por el CENAIM hace varios meses atrás para la implantación y evaluación de protocolos de diagnostico con el objetivo de buscar localmente posible virus exóticos reportados en cultivos de L. vannamei desarrollados en otros países. El programa contempla la implantación de protocolos para la detección molecular de patógenos virales mediante la técnica de Reverse Transcriptase Polymerase Chain Reaction (RT – PCR). Dentro de este contexto, el CENAIM recibió en Febrero del 2007 un lote de 9 camarones de una camaronera de la Provincia de Guayas con necrosis del tejido muscular (cola) muy semejante a la observada en camarones infectados con el virus de la necrosis muscular infecciosa (infectious myonecrosis virus IMNV), el cual es un virus originario de Brasil (Poulos et al., 2006). Se analizaron 5 camarones por RT – PCR para el IMNV y 4 camarones por histología. Todas las muestras examinadas resultaron ser negativas para IMNV por la técnica de RT – PCR utilizando el kit IQ2000. Sin embargo, las 4 muestras analizadas por histología mostraron necrosis muscular. Debido a la particularidad de las lesiones observadas. El CENAIM realizó a ﬁnes de febrero un muestreo en la misma camaronera. Las muestras fueron conformadas por camarones adultos individuales (16 g.) tomados durante la cosecha de 2 piscinas.

Para corroborar la naturaleza del agente involucrado en la aparición de la necrosis muscular identiﬁcada en camarones cultivados localmente, 3 muestras ciegas individuales correspondientes a branquias de 3 camarones adultos de diferente origen fueron enviadas al Laboratorio de Patología Acuática de la Universidad de Arizona, EU de Norteamérica, para su análisis por RT – PCR para los siguientes virus: IMNV, Yellow Head Virus (YHV), Taura Síndrome Virus (TSV) y LvNV. Los resultados de los análisis practicados a las 3 muestras determinaron que 2 de ellas fueron negativas a todos los virus examinados, mientras que la muestra correspondiente al lote de animales obtenidos a ﬁnes de febrero de la camaronera referida. Resulto positiva a LvNV. El camarón del cual provino la muestra analizada presentó necrosis muscular.

En la literatura especializada se han señalado al menos 3 virus que causan Un total de 10 camarones individuales necrosis muscular en camarón: el Macrofueron examinados mediante RT – PCR brachium rosenbergii nodavirus (MrNV),

el cual fue aislado en camarón de agua dulce cultivado (Arcier et al., 1999), el IMNV, identiﬁcado en L. vannamei cultivado en Brasil y el LvNV, identiﬁcado en L. vannamei cultivado en Belice. El IMNV y LvNV son virus de ARN, que causan lesiones muy similares en tejido muscular de L. vannamei, sin embargo por sus características moleculares han sido ubicados en dos familias diferentes: Toliviridae y Nodaviridae, respectivamente. Conclusiones Varios camarones analizados por histología, han presentado necrosis del tejido muscular (cola) muy similar a las causadas por el virus IMNV. Sin embargo, este virus no ha sido detectado por RT – PCR en muestra alguna de camarón analizado por el CENAIM hasta el momento. La detección molecular de LvNV en una muestra local de camarón por parte del Laboratorio de Patología Acuática de la Universidad de Arizona, explicaría la etiología responsable de la necrosis muscular observada en varias muestras locales. El CENAIM no posee información sobre la prevalencia del virus LvNV en las camaroneras del país, para lo cual se requería de la ejecución de un plan de monitoreo sistemático y estadísticamente validado. El CENAIM no posee información o evidencia alguna que permita asociar la presencia de este virus con mortalidades en cultivos de camarón en el Ecuador. Las producciones alcanzadas en el 2006 sugieren que este virus no ha presentado un impacto en la industria camaronera Ecuatoriana hasta el momento. Fuente: CENAIM INFORMA / Boletín informativo 140 3 de Abril del 2007 José Melena, Ph. D. Investigador Virología jmelena@cenaim.espol.edu.ec

EE.UU. – Es posible criar cobia en agua dulce Una compañía de los EE.UU. está empleando una tecnología patentada para producir cobia criada en agua fresca. La compañía planea producir finalmente hasta 200 millones de libras de cobia al año. La tecnología usada para criar el pescado patentado por MariCal, una firma de biotecnología de crianza y salud animal que descubrió una forma de criar especies de agua salada en agua fresca con baja salinidad, sin comprometer el sabor, textura o contenido nutricional. Pero no existe proceso mágico, insiste el Dr. William Harris, co-fundador, presidente y oficial científico en jefe de MariCal. Apunta que muchas especies marinas se adaptan naturalmente a las variaciones de salinidad y que algunas especies, incluyendo el salmón, pasan parte de su vida en agua fresca. La tecnología patentada de MariCal comprende una proteína que sirve como receptor sensitivo al calcio (CaSR), mismo que Harris describe como “termostato molecular.” “No le hacemos nada al pez. No hay modificaciones genéticas, antibióticos u hormonas. Simplemente estamos señalando este sensor natural. Es como poner la mano sobre un termostato para aumentar la lectura de la temperatura. Usted no le hace nada al termostato. Simplemente está provocando una respuesta.”

Fuente: www.aquafeed.com

JAPÓN – Los científicos cultivarán algas para obtener etanol Los planes están ya encaminados para construir una granja de cultivo de algas de 3,860 millas cuadradas en medio del Mar de Japón. Una granja de ese tamaño podría producir 5.3 mil millones de galones de bio-etanol al año, declararon los científicos, cantidad suficiente para satisfacer los requerimientos de gasolina de Japón por un año. El objetivo es usar el alga Sargasso y los bio-reactores flotantes que usan las enzimas para convertir el alga en azúcar y luego en etanol; se usarán tanques para traer el producto a tierra. Un efecto ambiental secundario de este proceso sería la limpieza del Mar de Japón: El alga ayudaría a eliminar las grandes cantidades de sales nutritivas que salen de las costas de Japón y de Asia continental. Fuente: www.aquafeed.com

mercados

Reporte de Mercado

Harinade Pescado abril, 2007

Los altos precios de harina de pescado resultaron buenos negocios

a producción de harina de pescado en 2006 fue baja, habiendo una reducción de 32% en la producción peruana. Los precios se incrementaron constantemente durante el año, y esta tendencia probablemente se mantenga en 2007. Todos los grandes países productores registraron ingresos de estables o mayores por exportaciones como consecuencia de esa alza de precios. China sigue siendo el principal mercado para los productos de harina de pescado, con una demanda ﬁrme e incluso creciente.

que provocó un suave fenómeno de El Niño. La menor producción redujo las exportaciones en términos de volumen; sin embargo los precios altos mantuvieron estables los ingresos totales en US$ 1,200 millones de dólares.

China sigue siendo el principal importador de Perú, aunque los volúmenes disminuyeron bruscamente en 2006 a la sólo mitad de lo de 2005. Alemania es el segundo mayor importador, reexportando enormes cantidades de harina de pescado a otros países europeos. El valor unitario Menor Producción de la harina exportada de Perú Producción Mundial de Harina de Pescado (1000 toneladas) varía según el 2001 2002 2003 2004 2005 2006 país de destino, siendo el más Perú 1844 1929 1219 1983 2126 1456 bajo el de ChiChile 698 834 667 935 815 776 na (US$ 800 de Dinamarca 299 311 246 259 222 213 dólares/tonelaNoruega 216 227 196 212 154 176 da métrica) Islandia 283 300 271 204 179 162 y el más alto Total 3970 4376 3388 3593 3496 2783 para Australia (US$ 1074 Fuente: IFFO *excluyendo solubles ** estimados de dólares / toneladas métricas). Durante los años de baja oferta, como La producción de harina de pescado en 2006 fue inferior que el año pasado, Perú exporta más harina a los en 2005, con una caída en los volúmenes producidos en todos países que están dispuestos a pagar un mayor los grandes países productores. Estos países produjeron 2.8 precio por el producto. Por consiguiente, las exmillones de toneladas métricas en 2006, por debajo de las 3.5 portaciones a Japón y Australia crecieron en 2006. millones de toneladas métricas del 2005. Los desembarques toLa producción chilena en el 2006 fue un tales de pelágicos menores en los seis principales productores se redujeron 20%. Perú fue el principal responsable de esta 4 % inferior a la de 2005. Como resultado, reducción, con una producción de 6 millones de toneladas métricas, en comparación con los 8,8 millones de toneladas métricas de 2005. Por su parte, los desembarques en Chile, Dinamarca e Islandia bajaron apenas un poco con respecto a los de 2005. Sólo Noruega registró un aumento ( de 10%) en las capturas de pelágicos menores con ﬁnes a la producción. Los precios de harina de pescado eran ﬁrmes en los primeros meses de 2007, después del alza generalizada en todo 2006. Drásticamente bajaron los stocks sin vender en Perú, debido a los desembarques relativamente bajos durante el período de diciembre de 2006. Los precios de la harina de pescado alcanzaron los US$ 1000 de dólares por tonelada. La producción peruana de harina en 2006 fue de 1.45 millones de toneladas métricas, en comparación con las 1.9 millones de toneladas métricas en 2005. Esta aguda caída fue causada por menores capturas de pequeños pelágicos

totalizaron 520 000 toneladas métricas en 2006, en comparación con las 710 000 toneladas métricas del año anterior. Sin embargo, como en caso de Perú, , los ingresos por exportaciones fueron positivos. Alcanzaron US$ 515 millones de dólares , 12 % por encima de 2005. El valor unitario de aumentó fuertemente,+ 53 %. China es el principal comprador de harina de pescado en el mundo y en un intento para aprovechar este poder de mercado, Pacíﬁc Andes, una de las principales comerciantes con China, compró una de las procesadoras peruanas líderes de harina de pescado, Alexandra SAC. Pacíﬁc Andes ven la situación de la harina como muy positiva, y la adquisición redituará resultados provechosos en el muy corto plazo. En cuanto a E.U. , es interesante notar que ahora depende de México para el suministro de harina, mientras Perú y Canadá pierden participación. Aproximadamente el 80 % de las importaciones alemanas provienen de Perú, mientras que la participación de proveedores europeos disminuye.

Nuevos aumentos de precios son probables

Chile: Exportaciones de Harina de Pescado (1000 toneladas) 2001

2002

2003

2004

2005

2006

China

158

123

264

169

Japón

128

118

100

Taiwan

103

Corea del Sur

España

Italia

Alemania

121

Otros

110

176

209

124

154

100

Total

500

506

609

481

709

519

Fuente: GLOBEFISH AN 11625

E.U.: Importaciones de Harina de Pescado (1000 toneladas) 2001

2002

2003

2004

2005

2006

17.1

18.2

7.7

11.1

169

Perú

10.9

4.2

3.9

28.4

14.3

11.2

Canadá

8.1

9.4

6.9

10.8

8.7

7.4

Chile

1.5

2.1

1.6

2.3

6.5

5.9

4.1

3.9

0.2

0.8

1.6

México

Panamá Islandia

27.8

17.6

15.3

13.9

0.6

Otros

5.9

2.4

2.8

6.2

5.2

4.4

Total

51.4

67.1

54.9

70.9

60.5

58.7

Fuente: GLOBEFISH AN 11630

Reino Unido: Importaciones de Harina de Pescado (1000 toneladas) 2001

2002

2003

2004

2005

2006

Islandia

54.5

64.2

49.1

42.5

33.3

13.6

Perú

54.7

28.9

19.4

23.2

37.6

Dinamarca

9.6

17.8

14.3

24.7

16.1

25.3

Chile

18.9

11.6

21.4

6.5

12.6

10.9

Islas Faroe

11.7

14.2

9.7

11.5

10.9

2.3

Noruega

35.6

16.5

9.5

3.7

7.9

Alemania

8.2

15.7

30.8

Irlanda

15.1

11.6

Otros

55.6

25.4

5.1

9.8

Total

233

192.3

183.4

142.5

136.9

139.4

Fuente: GLOBEFISH AN 11632

* incluido en “Otros”

Todos los indicadores son favorables para un nuevo aumento de los precios de la harina de pescado, ya que es probable que los desembarques y la producción se mantengan en el nivel bajo de 2006, o que caiga aún más. Es probable que la demanda de harina de pescado se mantenga fuerte por parte de China y de otros países asiáticos . Helga Josupeit © FAO GLOBEFISH 2007 Fuente: www.globeﬁsh.com

producción

Larvicultura del

Sciaenops ocellatus

bajo un régimen foto-halino controlado en Ecuador INTRODUCCIÓN

l american Red Fish, Sciaenops ocellatus, (Pisces: Sciaenidae) es una especie de la que se tiene un buen conocimiento sobre su biología, existe una técnica deﬁnida para su cultivo y, es una especie que admite cierta tolerancia durante su cultivo, en particular durante la larvicultura. Esta característica permite aplicar y ensayar varios conceptos de piscicultura en etapas de larvicultura, destete y post-destete, que por lo general presentan altos porcentajes de mortalidad en numerosas especies de peces sometidas a cultivo. El Red ﬁsh es una especie quasi-catadromous lo que permite cultivarla en aguas de salinidad normal o en aguas salobres. En el presente trabajo se analizan los primeros 71 días del ciclo de producción, cuyos aspectos mas sobresalientes son: el manejo gradual de la salinidad y del fotoperíodo y la utilización de la técnica de “aguas verdes” en condiciones de temperatura ambiental. El cultivo se inicia con 51,700 larvas vitelinas que arriban al Centro de Producción de Alevines (C. P. A.) Seriola m. en su tercer día posterior a la eclosión. Presentan ojos pigmentados y boca funcional. Tras una breve aclimatación son sembradas en dos tanques de 4.0 m³ c/u, junto con las larvas se siembran 5 rotíferos por mililitro (ml) enriquecidos con productos Selco ® Este cultivo de una duración de 71 días, se divide en tres etapas, tomando en cuenta la evolución de los ejemplares

y la aplicación de técnicas de cultivo de la siguiente forma: Etapa 1 LARVICULTURA: Tiene una duración de 18 días. Se caracteriza por sucesivos periodos de alta mortalidad, que debe atravesar la larva; metamorfosis, inicio de alimentación exógena, cambios en la alimentación, inflado de la vejiga natatoria y otros. Etapa 2 DESTETE o Weaning: Con una duración aproximada de 20 días, donde se realiza, en forma gradual, el reemplazo del alimento vivo por el alimento inerte. Es una fase crítica, frecuentemente con alta mortalidad. Al final de esta etapa los ejemplares aceptan el alimento inerte y las poblaciones en los tanques se han estabilizado. Etapa 3 POST-DESTETE o Nursey: Tiene una duración de 34 días. Al final de esta última etapa los ejemplares alcanzan los 4,00 gr y se alimentan normalmente de balanceados tipo industrial.

ETAPA I – LARVICULTURA

PARÁMETROS Equipamiento Las larvas se siembran en dos tanques

circulares de 2,5m de diámetro y 4,0 m³ de volumen de trabajo cada uno. Se usan mallas de 200 micras en los filtros de salida. Temperatura Se trabajó con temperatura ambiente, que presentó mínima y gradual variación, desde los 23.0ºC en el momento de la siembra a los 23.8ºC al final de la etapa. Aireación En cada tanque de 4,0m³ se utilizan dos piedras difusoras de burbuja fina. Durante los primeros cuatro días el burbujeo es “mínimo”, luego, se aumenta en forma gradual tomando en cuenta la actividad de las larvas, durante los siete días siguientes la aireación es “suave” y finalmente “normal”. El burbujeo incide sobre el movimiento de todo el cuerpo de agua y sobre el nivel de oxigeno en el tanque. El burbujeo mínimo de los primeros días sirve para evitar en lo posible el impacto de las burbujas sobre las larvas, que en estos estadios conservan un comportamiento planctónico, son arrastradas por el movimiento del agua. En este estadio son extremadamente delicadas al carácter todavía, de su principal estructura de protección externa, las escamas. El nivel de oxigeno disuelto se mantuvo durante toda esta etapa cerca de los 6,0 mg/litro. Aguas verdes Se utilizan la misma especie de fitoplancton con que se cultivan los Rotíferos, Tetraselmis spp. la concentración aplicada en el tanque de larvas varia entre 10.000 a 15.000 células por ml. Su uso se extiende a lo largo de esta etapa, y sus principales

ventajas son; mejora la calidad del agua, sirve como “fondo” para la visualización y captura de las presas vivas por parte de las larvas y, también sirve de alimento para Rotíferos y Artemias que permanecen vivos en el tanque. Renovación Al inicio de esta etapa es del 20% por día del volumen total del tanque, luego se incrementa en forma gradual hasta llegar al 60% diario, un 30% durante la mañana y un 30% durante la noche, al final de la presente etapa. Compuestos Nitrogenados Amonio y nitritos fueron monitoreados como mínimo una vez al día. En ningún momento, durante el tiempo que duro esta etapa, presentaron valores por encima de los mínimos aceptables. Salinidad Las larvas se sembraron en una salinidad de 32 partes por mil (ppt), gradualmente se la llevo a 25 ppt al tercer día de iniciada la corrida (sexto día de vida) y se la mantuvo así por cuatro días, para posteriormente iniciar en forma gradual, su aumento hasta las 32ppt al finalizar la etapa. Al rodar a las larvas de un medio mas isotónico respecto de sus fluidos interiores, se persigue un ahorro energético y una menor demanda de PUFA (Pure Unsaturated Fatty Acid) por la menor actividad osmoreguladora de las membranas en las cuales estos ácidos grasos tienen gran importancia (Álvarez-Lajonchére, 1998) (Figura 1) Fotoperiodo Desde su arribo las larvas fueron sometidas a un fotoperíodo artificial de 24 horas (h) de luz continua, esto se mantuvo por cuatro días. Los siguientes cuatro días el fotoperiodo fue de 20h. Posteriormente fue de 16h por cuatro días más. Por dos días más fue de 14h de luz. A partir del día 15º se establece el fotoperíodo natural de 12h luz y 12h oscuridad. Al utilizar un régimen de luz continua (24h) en los primeros días a partir de contar las larvas con ojos y boca funcional, se busca optimizar el establecimiento de la alimentación exógena, toda vez que el inicio de esta alimentación coincide con el agotamiento de las reservas vitelinas. Luego de estos días de iluminación continua, cuando se observa que el 80 – 90 % de la población se alimenta en forma regular, se inicia la disminución de las horas de luz / día. Gradualmente se lleva un régimen de fotoperíodo natural (en Ecuador con muy poca variación a lo largo del año es de 12h luz y 12h oscuridad) (Figura 1) Alimentación Los tanques de cultivo, se sembraron a la densidad de 6,5 larvas/L y fueron alimentadas desde el principio con 5 rotíferos/ ml enriquecidos con producto Selco ® Esta cantidad de rotíferos fue un aumento hasta el 10º día con un máximo de 18 rotíferos/ml, para luego declinar hasta desaparecer en el 18º día. Desde el 6º día se aplica a los tanques la concentración de 0.5 nauplio de Artemia por ml (n/ml). A partir del día 11º se mantiene en cada tanque una concentración de 1.0 n/ml de Artemia y a partir del 16º día se aumenta a 2.0 n/ml. Antes de finalizar esta etapa también se empieza a utilizar alimentos inertes. Desde el día 12º se incorpora 40gr/m3 y por día de LANSY ® A2 (INVE) y desde el día 16º se agregan en los tanques 40 gr/m3 de LANZY ® A2 mas 40 gr/m3 de LANZY ® W3 (INVE) por día.

RESULTADOS Con la aplicación de este protocolo se observaron los siguientes resultados a lo largo de esta ETAPA DE LARVICULTURA: Al 5º día (8 días posteriores a la eclosión) el 90% de los ejemplares presentan vejiga natatoria inﬂada; muestran un comportamiento gregario agrupándose en varios cardúmenes en distintas partes del tanque; también se observa un buen numero de ejemplares con un comportamiento bentónico, aparentemente alimentándose de lo que esta creciendo adherido o sobre las paredes de los tanques. Un 90% de la población se alimenta normalmente y ya

al inicio de la alimentación exógena y también con dificultades o imposibilidad para inflar la vejiga rotatoria. Los resúmenes de Mortalidad y Supervivencia de todo el ciclo se expresan en la Tabla 1 y figura 2.

ETAPA II – DESTETE

PARÁMETROS Temperatura Ambiente, relativamente estable al iniciar la etapa II es de 23,8 ºC y al ﬁnalizar de 23,7 grados C. Fotoperíodo Natural, 12 h luz y 12 h oscuridad

Renovación Al inicio de esta etapa es del 30% por la mañana y 30% por la noche, un 60%/ día del volumen total del tanque. A partir del día 22º se cambia a un flujo continuo durante las 24 horas, representando una renovación de 150% por día del volumen total del tanque. Este aumento es directamente proporcional al uso del alimento artificial. También se incrementa el manejo general del tanque, realizando uno o dos sifones en el día y limpieza o reemplazo de las mallas filtrantes. Todo esto es necesario para mantener la calidad del agua en condiciones ideales de cultivo, para una densidad de 1,7larvas/litro.

Tabla 1. :: Mortalidad- Supervivencia por Etapas y Totales ETAPAS

Población Inicial

Mortalidad No. Ejemplo

Mortalidad Porcentaje

Mortalidad Acumulad

Población Final

Superviv. Final

51.744

7.524

14.54%

44.220

85.46%

44.220

18.020

49.37%

25.546

50.63%

III

25.546

3.364

13.17%

55.87%

22.181

44.13%

al 5º día se aprecia claramente una diferencia en tallas; el LT promedio es de 4,5 mm y las larvas se muestran muy activas. Todas estas características se mantienen pero la diferencia en tallas se acentúa, y en etapas posteriores es una de las principales causa del canibalismo. Al 11º día el LT promedio es de 4,8 mm pero ya un 10% de la población solo mide 2,0mm. Al 15º día el LT es de 8,1mm y al 18º día el LT alcanza 10,2 mm. El conteo de la población a través de muestras volumétricas, solo se pudo llevar hasta el 7º día, debido a la mayor eﬁcacia natatoria de las larvas y a la imposibilidad de incrementar la aireación para homogeneizar su distribución en todo el tanque por riesgo de afectarlas. Por lo tanto a continuación se realiza a diario una apreciación visual de la población en los tanques. El día 18º las larvas son transferidas a tanques de mayor capacidad y se las puede contar individualmente, dando un 14,54% de mortalidad durante esta primer etapa. Las causas de esta mortalidad son difíciles de establecer con certeza, debido a lo delicadas y pequeñas que son, salvo que haya una masiva pérdida, no se observan larvas muertas en los tanques. A pesar de esta situación se podría aﬁrmar que el mayor porcentaje de mortalidad se da en los primeros 7–8 días de vida de las larvas. En estos días la mortalidad se relaciona con deformaciones al eclosionar o

Salinidad Agua marina costera de 32 ppt Aireación Normal, con piedras difusoras de burbuja fina. Calidad de Aguas Se usa la técnica de Aguas Verdes durante la primera semana y luego la técnica de Aguas Claras. Equipamiento 3 tanques circulares de 8,0 m3 de volumen de trabajo con mallas de 400 micras para prevenir la salida de larvas con el flujo de agua. Alimentación: Antes de finalizar la etapa I y al iniciar la presente, se practica una co-alimentación que consiste en combinar el alimento vivo con el alimento inerte. Por lo tanto al iniciar esta etapa de destete o weaning las larvas ya están recibiendo 80 gr/m³ de Lansy ® A2 mas 80 gr/m³ de Lansy® w3 por día y se va reduciendo gradualmente las cantidades de metanauplii de Artemia en función de una tabla de alimentación teórica corregida por la actividad alimenticia observada, se ajusta diariamente la ración; finalizando la etapa con 600 gr/m³ de Lanzy ® 5/8 el día 36º sin mas alimentos vivos.

RESULTADOS Lo más destacado de esta etapa que va desde el día 18º al 36º es la mortalidad por debilitamiento y canibalismo, provocada por el reemplazo del alimento vivo (Artemia) por el alimento inerte y también favorecida por la diferencia en talla entre los ejemplares de la población. Este comportamiento comienza a manifestarse casi inmediatamente después de la siembra de las larvas, provenientes de la etapa anterior, en tanques de mayor capacidad. Debido al progresivo aumento de las cantidades del balanceado, este se asienta en el fondo haciendo necesaria su limpieza por medio del sifón e incrementando la renovación discontinua del agua en un ﬂujo mayor y continuo. Las muertes por canibalismo comienzan de manera abrupta y exponencial. Normalmente se observa una gran cantidad de ejemplares que nadan con diﬁcultad, producto de los ataques que han sufrido de otros ejemplares. En general el 80% - 90% de las victimas, son ejemplares pequeños, victimas del acoso de los demás alevines. Las mortalidades más altas se presentan al inicio de este comportamiento agresivo. Durante los 4–6 primeros días las mortalidades superan los 2.000 ejemplares por tanque y por día, lu-

ego en forma gradual pero de una manera notoria, el número de ejemplares muertos a diario comienza a disminuir. Cuando la mortalidad observada por tanque a diario es de un digito se ha superado la etapa crítica. La mortalidad por canibalismo no desaparece por completo, siempre esta presente pero en mínimos porcentajes y depende del tratamiento y manejo que se le dé a los tanques para que no se dispare nuevamente. En general en esta etapa el manejo se intensifica, sobre todo por el alimento balanceado que es necesario proporcionarle en exceso a los tanques. La cantidad que no es consumida se deposita en el fondo, enturbia el agua y es peligrosa la proliferación de hongos y bacterias que genera este exceso de balanceado en los tanques. Las condiciones ideales del agua para el cultivo se las mantiene por medio del sifón y el flujo o renovación permanente del agua en los tanques. Al finalizar esta etapa la mortalidad durante la misma representa el 40,75% de la población que inicia la etapa y el acumulado de 49,37% de la población que inicio el ciclo. Las larvas miden un promedio de 29,0 mm LS y pesan 0,46 gr.

ETAPA III – POST- DESTETE

PARÁMETROS Temperatura: Ambiente, entre 23,6 ºC al inicio de la etapa hasta 25,5 ºC al ﬁnalizar la misma. Fotoperiodo Natural. Salinidad Natural de aguas costeras. Burbujeo Normal con piedras difusoras de burbuja ﬁna. Aguas verdes No. Equipamiento 2 tanques de 4,0 m³; 3 tanques de 9,0 m³ y 2 tanques de 20 m³. Alimentación

Se utilizan en esta etapa los siguientes productos: Lansy ® w3, Epac alfa 3, Epac alfa 4 e Iniciador 3, todos productos INVE. Al inicio se les suministra el 10% de la biomasa por día dividido en 12 raciones. Este porcentaje y el número de raciones por día se va reduciendo gradualmente hasta concluir con el 6,3 % diario de la biomasa distribuido en 4 raciones. Con este régimen alimenticio los alevines es-

tán ya en condiciones de ser transferidos a las jaulas en el mar o a piscinas tipo camaroneras, para iniciar la etapa de preengorde. Renovación Es de ﬂujo continuo y a partir del día 57º cuando las larvas alcanzan una talla suﬁciente, se quita la malla de 600 micras para dejar solamente el soporte: un tubo de pvc con varias perforaciones de 10mm de diámetro. Desde esta etapa se hace necesaria la aplicación de tratamiento preventivo y curativo algunas veces, principalmente para controlar los niveles de ectoparásitos. Estos tratamientos se aplican con formol a 50 ppm durante 30 minutos, para repetirlos es necesario dejar pasar por lo menos una semana.

RESULTADOS Las larvas permanecerán en el CPA por aproximadamente un mes más hasta que alcance un peso promedio de 4,0 gr y se estén alimentando exclusivamente de alimentos balanceados tipo industrial. En esta etapa se debe tener muy en cuenta la densidad de la población en cada tanque. Tanto el crecimiento en largo como el aumento del peso son exponenciales, esto obliga a realizar cosechas parciales de los tanques y a sembrar en nuevos tanques para evitar una alta presión poblacional, que rápidamente se maniﬁesta en un au-

mento de la mortalidad por canibalismo. También en esta etapa se modifica gradualmente el régimen alimenticio, cantidad de raciones por día, para adaptarlo al régimen que tendrán en la siguiente. Al inicio de esta etapa se alimenta cada 2 horas y al finalizar la misma, 30 días después el régimen es de 3 raciones en el día y una en la noche. Estos cambios, si bien se realizan en forma gradual, por lo general provocan estrés y el canibalismo siempre aumenta. Hasta el día 50º en que se alimenta cada dos horas la mortalidad es tan baja como el 0,07 % diario. Desde que se inicia la modificación de ese régimen, aumentando las horas entre cada ración, la mortalidad diaria se incrementa al 0,31 % diario. Una vez adaptados al nuevo régimen alimenticio (3 raciones en el día y 1 en la noche) la mortalidad disminuye nuevamente en 0,21 % diario. Este porcentaje de mortalidad diaria es relativamente alto y se atribuye a la alta densidad en los tanques días antes de realizar la transferencia a las jaulas en el mar o a piscinas donde se recupera una menor densidad. Al 71º día, finaliza esta tercer etapa y concluye el ciclo de laboratorio, el peso promedio de cada alevín es de 3,99 gramos con un LS de 60,07 mm; la supervivencia global es del 44,13 %. Los alevines se alimentan 3 veces en el día y una vez en la noche de balanceado y están listos para ser transferidos e iniciar la etapa de pre-engorde y engorde.

Agradecimientos El autor del presente trabajo desea expresar su especial agradecimiento a la empresa TUNLO S. A. en la persona del Lic. Héctor Villegas, Gerente General de la misma. De igual manera a los Biólogos Acuicultores David Garriquez y Neil Gervais. También hacer extensivo este reconocimiento a la empresa INVE del Ecuador, en la persona del Biólogo Eric Pinon.

Carlos R. Rajoy crajoy@mispeces.com TUNLO S.A.- C. P. A. Seriola M. Monteverde, Guayas, ECUADOR tunlo@tunlo.com

sanidad

Necrosis Hepatopancreática Séptica en camarones de cultivo

El NHS es una enfermedad de la cual, a la fecha, se sabe poco y su grado de conocimiento se encuentra en un nivel empírico, por así decirlo. El NHS fue registrado por primera vez en el año 2002 en una granja de Sinaloa cuando el equipo técnico de NASSA® realizaba un monitoreo sanitario de rutina. A partir de ahí, comenzó a mostrarse interés por conocer mas sobre esta enfermedad, donde se han involucrado especialistas en patología de camarón como el Dr. Carlos Pantoja de la universidad de Texas A&M, sin embargo, aun no se tiene conclusiones al respecto. En los últimos dos años se ha reportado un aumento de brotes de dicha patología en todos los sitios donde se cultiva camarón en el noroeste de México y en los cultivos de agua dulce en Colima. El NHS presenta una singular característica que es la presencia de heces fecales blancas en el tracto digestivo de los camarones, y cuando la incidencia es alta se pueden observar las heces ﬂotando en las orillas del estanque. No obstante, hay otros síntomas que pueden ser observados con facilidad que pueden darnos un resultado presuntivo como lo son: •

Flacidez

•

Coloración café

•

Comportamiento letárgico

•

Hepatopáncreas reducido, acuoso y de coloración blanca

•

Intestinos vacíos y/o con presencia de heces blancas

•

Presencia de Aves en los alrededores de los estanques

•

Mortalidad paulatina pero constante, particularmente durante la muda

•

La infección es gradual en la población

Las bacterias aisladas del hepatopáncreas y sembradas en agar TCBS pertenecen al género Vibrio spp., que son bacilos gram negativo, halofilos facultativos, que se encuentran como flora natural en medios marinos y en el intestino del camarón. Cuando el camarón se encuentra estresado estas bacterias no pierden oportunidad de atacarlo provocando una septicemia general que lleva al organismo a un desgaste interno; deja de consumir alimento, enflaca, se vuelve letárgico, defeca heces blancas a consecuencia de una lisis celular en el tejido que recubre el intestino (Dr. Chalor Limsuwan, com. pers.) todo esto lo vuelve presa fácil para otros camarones lo que ocasiona que la bacteria se disemine mas rápidamente en la población.

Fuente: www.engormix.com IBA. Maria Elena Franco, Laboratorio de Patología Acuícola. NASSA®

mercados

Reporte de Mercado

amarón abril, 2007

Las importaciones japonesas de camarón de valor agregado aumentaron a costa del producto congelado crudo

toneladas métricas); sus provisiones aumentaron durante los últimos cinco años . El uso del camarón vannamei en productos de valor agregado ha sido sustancial, particularmente en Tailandia y China. El camarón precocinado de sushi es uno de los artículos más populares importados a Japón y utilizado en gran parte por los numerosos lugares Keiten de sushi en todo el país. Más del 60 % de las exportaciones tailandesas de camarón a Japón consistieron

Los informes de importación del año pasado, revelaron que la tendencia del mercado permaneció positiva con respecto a los productos de valor agregado en Japón mientras que para el tradicional camarón crudo congelado se debilitó. En conjunto las importaciones de camarón fueron de 301,078 toneladas métricas, valuadas en ¥ 290.87 billones de yenes (US$ 2.49 billones de dólares). La depreciación del yen generalmente causa el comercio restrictivo en Japón y en los países productores aun cuando la existencia es baja. La demanda nacional mantiene el precio suceptible así que los consumidores optan por camarón más barato y de menor talla. Importaciones de Camarón a Japón ( en Toneladas Métricas) Por otra parte, la generación de jóvenes consumidores preﬁere productos de conveniencia como camarón cocinado y/o preparado. En respuesta a esta tendencia, las importaciones de tales productos aumentaron un 15 % en 2006 comparado con 2005.

Forma del Producto

2003

2004

2005

2006

233 195

241 445

232 443

229 952

Seco / Salado / En Salmuera

1 977

2 351

2 008

2 035

Congelado cocinado

13 927

16 745

17 051

18 269

Congelado crudo

Cocinado y Ahumado 453 618 422 414 Los precios del camarón tigre negro Preparado / Conserva 33 361 39 692 42 181 50 013 permanecieron ﬁrmes en la segunda miSushi ( con Arroz ) 92 341 263 204 tad del año. Pero para el camarón de 283 318 301 608 294 658 301 078 de menor talla, el vannamei más barato Total incluyendo Otros cultivado ha sido la alternativa preferida, en particular por el sector de venta al menudeo. Subsecuentemente, la demanda de vannamei en productos de valor agregado el año pasado. ha aumentado para las ventas de primavera (abril -mayo). Sin embargo, el mercado tiene una fuerte Importaciones anuales: Las Importaciones japonesas de prefe rencia por el camarón tigre negro, en particcamarón se reavivaron durante el 2006 y en gran parte podría ular por las “cáscaras crudas” y nobashi (camarón ser atribuído a la creciente demanda de los productos de valor pelado con cola) ; su disponibilidad de tallas grandes, agregado que mostraron tendencias positivas durante los últi- es uno de los factores favorables del camarón tigre mos 6 - 7 años . Comparado con el 2005, hubo un crecimiento negro. Así mismo, para los productos de valor del 2 % en las todas las importaciones de camarón alcanzando agregado de alta calidad incluyendo 301,078 de toneladas métricas en un valor de ¥ 290.87 billones tempura y sushi, éste sigue de yenes (US$ 2.49 billones de dólares). siendo el princip a l material crudo base Importaciones de productos con valor agregado: El preferido por el mermercado sigue apoyando a las grandes importaciones de cado. Vietnam es uno productos preparados. El año pasado, hubo un aumento del de los principales pro15 % en las importaciones de camarón congelado con valor ductores y exportadores agregado comparado con 2005; éstos fueron: camarón co- de productos de valor agrcinado congelado, diferentes tipos de camarón preparado, y egado innovadores y de alta el camarón sushi con arroz que sumó 68,486 toneladas mé- calidad. tricas con un valor de US$ 522 millones de dólares en 2006. Las importaciones japonesas Tailandia fue el principal exportador de productos de cama- de camarón congelado crudo en 2006 rón cocinado y preparado (31,176 de toneladas métricas) segui- fueron bajas en un registro de 6 años con da por Vietnam (13,892 toneladas métricas) y China (13,658 229,952 toneladas métricas que incluían produc-

tos con cáscara y pelados. Las importaciones de camarón con cáscara siguen siendo dominadas por las especies del camarón tigre negro suministradas en gran parte por Indonesia, Vietnam, Las Filipinas, India, Bangladesh y Brimania. En 2006 hubo mayor abastecimiento de camarón crudo congelado de las tres últimas fuentes, pero disminuyeron de Indonesia y Vietnam. Hubo menores importaciones de camarón crudo congelado (pelado y con cáscara) de los dos mayores proveedores - Vietnam e Indonesia durante la segunda mitad de 2006 debido al temor por el antibiótico usado en el camarón de cultivo y a las rigurosas inspecciones de residuos en la entrada de embarques en Japón. El suministro también disminuyó en Filipinas, China y Australia. Sin embargo, las importaciones se incrementaron en la India, Birmania y Bangladesh donde la extensa agricultura tradicional es predominante.

El Consumo nacional japonés de Camarón Fresco/congelado fue menor en 2006 Según el informe publicado por el gobierno , el consumo promedio de camarón fresco y congelado,

tuó entre 1-2 kilogramos. Sólo en dos lugares,Toyama y Tsu, el consumo de camarón fue de 2.8kg/per cápita. La compra nacional directa de pescado entero en Japón está siendo menos importante y está siendo sustituido por el reemplazo de comida casera (HMP) o nakashoku. Esta categoría consiste en varios tipos de camarón “listo para comer “, “listo para calentar, listo para cocinar y“ listo para preparar” Además,el “comer fuera” ha ido en aumento, particularmente entre los jóvenes japoneses. Como fue mencionado anteriormente, Japón importó más de 18000 MT de camarón cocinado y otros 50000 MT de otros tipos de camarón listo y procesado en 2006 con un valor de US$ 522 millones. Las importaciones de camarón fresco y congelado crudo analizado en la revisión, fueron bajas,aproximadamente de 230000 MT.

El Mercado de Camarón fue fuerte en Asia durante el Año nuevo chino El Año nuevo Lunar (el 18-19 de febrero) la celebradoen China, Hong Kong, Taiwan, Singapur y Malasia creó una fuerte demanda del camarón en los mercados nacionales y regionales donde el camarón generalmente es negociado vivo y fresco a precios más altos. Las exportaciones de camarón vivo y fresco/congelado de Indonesia y Tailandia a Singapur y Malasia ,así como también de Malasia al mercado de Singapur fueron enérgicas durante el mes mucho tiempo la celebración en febrero/marzo.

Enero - Diciembre Origen

2006

Enero - Diciembre 2005

Origen

Vietnam

51133

54511 Ecuador

Indonesia

43665

45574 Brasil

2006

2005 761

852

1027

1068

China

22810

24092 México

528

437

India

28546

26309 Mozambique

1217

1335

Tailandia

20097

18398 Madagascar

1106

1386

Birmania

8847

7519 Rusia

9518

10384

Filipinas

5332

6237 Canadá

8665

8055

Australia

3154

3587 Groenlandia

6788

7527

Bangladesh

4001

3194 Noruega

144

860

Malasia

3145

3113 Dinamarca

422

474

Sri Lanka

1329

1227 Islandia

203

350

Pakistán

437

402 Argentina

3366

619

Papua N.G.

307

494 Otros

3404

4389

42 Total

229952

Irán ya fuera con cabezas, cáscaras y/o pelado , a nivel nacional, fue bajo registrando 2.01 kilogramos en comparación con los 3 kilogramos de1993. La revisión, que abarcó 49 ciudades, mostró que sólo en 24 , el nivel de consumo estaba alrededor de los 2 kilogramos; en otras partes ﬂuc-

232435

mercados

Sector Tilapia El

de la

e n

M é x i c o

n este artículo se presenta la producción de tilapia en México, sus principales estados productores, las especies que se producen, los precios históricos, los consumos y las tendencias de precios del mercado, así como los apoyos a los proyectos productivos que ha realizado la Secretaría de Agricultura Ganadería Desarrollo Rural Pesca y Alimentación a los productores de nuestro país por medio de la Comisión Nacional de Pesca y Acuacultura.

Producción total histórica

Producciónde Tilapia en peso vivo Producción de Tilapia en peso vivo por regiones (toneladas) Region geograﬁca

1999

2000

2001

2002

2003

2004*

2005**

Litoral del pacíﬁco

25,299

28,896

27,604

28,237

34,007

35,677

43,843

Litoral del golfo y caribe

31,982

33,403

34,252

27,271

25,591

24,077

21,882

Entidades sin litoral

9,050

9,403

6,615

6,245

7,147

8,085

9,783

Total

66,331

71,702

68,476

61,747

66,745

67,839

73,886

* Cifras deﬁnitivas no oﬁciales

** Cifras estimadas

Principales estado productores

Centros Acuícolas del Gobierno Federal Productores de Crías de Tilapia en México 1. Pabellón de Hidalgo, Aguascalientes 2. La Boquilla, Chihuahua 3. Benito Juárez, Chiapas 4. El Pataste, Chihuahua 5. La Rosa, Coahuila 6. Jala, Colima 7. El Saucito, Colima 8. Potrero Grande, Colima 9. Valle de Guadiana, Durango 10. Jaral de Berrio, Guanajuato 11. Aguas Blancas, Guanajuato 12. Tezontepec de Aldama, Hidalgo 13. Tizapán el Alto, Jalisco 14. El Rodeo, Morelos 15. Zacatepec, Morelos 16. San Cayetano, Nayarit 17. Temascal, Oaxaca 18. Calamanda, Queretaro 19. Chametla, Sinaloa 20. El Varejonal, Sinaloa 21. Puerto Ceiba, Tabasco 22. Tancol, Tamaulipas 23. La Tortuga, Veracruz 24. Los Amates, Veracruz 25. Sontecomapán, Veracruz 26. Tebanca, Veracruz 27. Julián Adame, Zacatecas La producción promedio anual de estos Centros de Producción a nivel nacional es la siguiente: Tilapias: 57.5 millones de Crías Mojarras nativas: 480 mil de Crías Las especies que se producen se detallan a continuación: Tilapias • Orechromis aureus • O. niloticus Variedad Rocky Mountain • O. niloticus Variedad Stirling • O. niloticus Variedad Egipcia • O. mossambicus Mojarras nativas • Cichlasoma macrocantum • C. trimaculatum

Impacto socioeconómico 31 Entidades Federativas, siendo los mejores sitios para su desarrollo las zonas tropicales de los estados de Chiapas, Jalisco, Michoacán, Nayarit, Oaxaca, Sinaloa, Tabasco y Veracruz. 73,886 Toneladas de producción anual en 2005* 129 Productores miembros en los Comités Estatales y representantes de diversos grupos. 659 Millones de pesos valor de la producción 2005* 3er. Lugar en importancia de las especies acuícolas y pesqueras en valor económico, solo después del atún y el camarón. *Cifras estimadas Fuente: CONAPESCA

Utilización de sistemas de cultivo de Tilapia Utilización de sistemas de cultivo de tilapia 2003

2004

2005

2010 *

Producción en Sistemas Extensivos (Embalses y Presas)

60,954

65,784

65,938

71,240

81,056

Producción en Sistemas Intensivos (Jaulas y estanques)

793

961

1,901

3,233

38,144

Total

61,747

66,745

67,839

73,886

119,200

Participación Sistemas Extensivos

Participación Sistemas Intensivos

Total

100

* Cifras estimadas

Comportamiento histórico de precios de Tilapia por kilogramo

Consumo nacional estimado Consumo nacional estimado (toneladas) 2000

2001

2002

2003

2004*

2005**

78,005

75,042

67,783

69,942

73,426

79,971

Nota: Cifras del Anuario Estadístico de Pesca y el National Marine Fisheries Service. *Cifras deﬁnitivas no oﬁciales ** Cifras estimadas

Diágnostico del sistema producto tilapia A pesar de una buena aceptación en el mercado, existe una fuerte incursión de productos a bajo costo provenientes de Asia. * Altos costos de los insumos. * Carencia de solvencia económica y dependientes de ﬁnanciamientos, el cual no es fácil de obtener por los costos. * La mayoría de las plantas trabajan con productos marinos y no dulceacuícolas.

Programa de acuacultura y pesca Alianza para el campo

Durante el período 2003-2005 se recibieron un total de 1,865 proyectos, de los cuales fueron atendidos 454, con un monto total autorizado de $651, 079,707 de pesos.

Especies atendidas Camarón (31.98%), Tilapia (23.18%), Escama (14.04%) fueron las especies más apoyadas por el Programa en el período 2003-2005, representando el 69.20% del total de proyectos apoyados. El rubro otras incluye las especies: Algas, Caballito de Mar, Cangrejo, Corvina, Dorado, Espada, Lenguado, Lisa, Macarela, Sardina, Spirulina, Artemia, Botete, Diana, Caracol, Carpa, Langostino, Rana Toro, Abulón, Almeja, Atún, Lobina, Mantarraya y Mojarra de Agallas Azules Nota: El número de Proyectos representados en esta gráﬁca es superior a la suma de proyectos atendidos, debido a que varios Proyectos atienden a más de una especie.

Especies dulceacuícolas prioritarias

Tendencias de mercado de Estados Unidos EUA importó 19,480 toneladas de filete fresco en el 2004. En marzo de 2005, el filete congelado diminuyo 1.9 dólares/libra, mientras el filete fresco mantiene estabilidad en 3.85 dólares/libra. América latina es el principal proveedor de filete fresco a los EUA, (Honduras, Costa Rica y Ecuador) lógicamente por la ventaja geográfica sobre los productores asiáticos. En EUA se consumen 68 mil toneladas de tilapia anualmente, de 1992 a 1999 se incrementó el consumo per cápita de 30 a 250 grs. y se estimó un aumento del 20% anual. La producción de EUA aumentó un 10% durante los últimos años, mientras que las importaciones en un 54%. En 2004 fueron importadas a los EUA 113,000 toneladas de tilapia. La preferencia del consumidor por productos de importación se perfilan hacia el filete fresco.

Tendencia de precios de Tilapia en Estados Unidos

Este artículo es parte de la presentación realizada en San José, Costa Rica el 29 de Agosto

.::Abril EUROPEAN SEAFOOD EXPOSITION

24 al 26 de abril :: Bruselas, Bélgica Información: Diversiﬁed Businnes Comunications P.O. Box 7437, Portland, Maine 04112-7437, EEUU Tel.: 1 2078425500 / Fax: 1 2078425503 e-mail:food@divcom www.euroseafood.com

:::Mayo

SEAFOOD RUSSIA

5 al 7 de junio :: Moscú, Rusia Información: ExpoMedia International Sales, Ground Floor Flat, Woodoock House, Gibbard Mews, 37/38 High Street, Wimblendon Village, Londres SW19 5BY Tel.: 44 2089462850 / Fax: 44 2089464790 e-mail: jon.irwin@expomediagroup.com

:::Agosto

ALIMENTARIA LISBOA

27 al 30 de mayo :: Lisboa, Portugal Información: Rebeca Johnson Tel.: 34 93 5520655 / Fax: 34 93 4521801 e-mail: rjohnson@alimentaria.com

ASIAN – PACIFIC AQUACULTURE

5 al 8 de agosto :: Melia Hotel, Hanoi, Vietnam Información: World Aquaculture Society www.was.org

TILAPIA – MALASIA 2007

GLOBAL TRADE CONFERENCE ON AQUACULTURE

Del 23 al 25 de agosto :: Malasia Tel.: 603 26914466, Fax: 603 26916804; e-mail: infish@po.jaring.my / infish@tm.net.my www.infofish.org

29 al 31 de mayo :: Qingdao, China Información: globeﬁsh@fao.org

.::Junio

.::Septiembre

CATFISH VIETNAM

12 al 14 de junio :: Ho Chi Minh City, Vietnam Información: Infofish, Tel.: 603 26914466 / Fax: 603 26916804 e-mail: infish@po.jaring.my , www.infofish.org

FERIA NACIONAL DEL CAMARÓN – FENACAM 12 al 15 de junio :: Natal, Brasil Información: Tel.: 558432020054, e-mail: fenacam@fenacam.com.br www.fenacam.com.br

24 al 28 de septiembre :: Vigo, Pontevedra, España Información: Secretaría XI Congreso Nacional de Acuicultura, Centro de Investigaciones Mariñas de Corón, Apartado 13, 36620 Vilanova de Arousa (Pontevedra) Tel.: 986500161/986500155 / Fax: 986506788

:::Octubre

AQUACULTURE EUROPE

24 al 27 de octubre :: Estambul, Turquía e-mail: ae2007@aquaculture.cc www.easonline.org

GLOBAL AQUACULTURE OUTLOOK 30 de octubre al 2 de noviembre :: Madrid, España e-mail: homeofﬁce@gaalliace.org www.gaalliance.org

LAFS LATIN AMERICAN FOOD SHOW

:::Noviembre

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6 al 9 de noviembre :: Condado Plaza Hotel, San

19 al 21 de septiembre :: Cancún Center, México. Información: Irene Salazar, irene@feriasalimen- CARIBBEAN & LATIN AMERICAN tarias.com, AQUACULTURE Juan, Puerto Rico

INTERPESCAS – Sea, Fish & Acuacultura www.was.org Exhibition AQUAMAR INTERNACIONAL Del 20 al 23 de septiembre, Aveiro, Portugal Información: VI Feria Internacional de Acuacultura y e-mail: geral@esposan.pt Pesca www.interpescas.com www.exposan.com

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20 al 22 de junio :: Buenos Aires, Argentina e-mail: aquamind@arnet.com.ar raulceconi@mc-congresos.com.ar

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