Folleto tecnicas monitoreo by Christian Santiago Pucha Vinueza

TÉCNICAS DE MONITOREO BIOLÓGICO

CONOCE MÁS SOBRE LAS TÉCNICAS DE INVESTIGACIÓN DE LA VIDA SILVESTRE

Este folleto resume las principales técnicas de investigación de distintos grupos taxonómicos.

Índice

Técnicas de investigación de la vida silvestre en ecosistemas terrestres y dulceacuícolas 1. Descripción del hábitat de la vida silvestre 2. Inventario florístico y muestreo de cobertura vegetal 2.1 Técnicas para el estudio de flora 2.2 ¿Qué datos se registran en los estudios de flora silvestre? 2.3 Procesamiento y análisis de los datos de campo 3. Inventario y muestreo de peces 3.1 Técnicas para realizar inventarios y muestreos de peces 3.2 ¿Qué datos se registran en los muestreos de peces? 3.3 Procesamiento y análisis de los datos de campo 4. Muestreos de anfibios y reptiles 4.1 Técnicas para muestreo de herpetofauna 4.2 ¿Qué datos se registran en los muestreos de herpetofauna? 4.3 Procesamiento y análisis de los datos de campo 5. Técnicas de muestreo de aves y mamíferos 5.1 Técnicas de muestreo y censo de aves y mamíferos 5.1.1 Método de Transectos lineales 5.2 Método de Trampas Fotográficas 5.4 Monitoreo de aves migratorias

2 2 5 5 7 12 15 15 17 20 24 24 26 28 31 31 32 40 42

Técnicas de investigación de la vida silvestre en ecosistemas marino costeros 1. Los ecosistemas marino costeros 2. Muestreo y monitoreo de corales 2.1 Estudio de cobertura de coral (“Manta Tow”) 2.2 Monitoreo de colonias de corales blanqueados 3. Censo de Peces 3.1 Técnica de nado al azar 4. M onitoreo d e B allenas Jorobadas 4.1 Técnicas de muestreo de ballenas jorobadas 1.2 Registro de datos 4.3 Procesamiento y análisis básicos 2. Monitoreo de Tortugas Marinas 5.1 Técnicas de muestreo de tortugas marinas 5.2 Equipo básico para monitoreo 5.3 Procesamiento y análisis básicos

46 46 48 49 51 54 55 56 56 59 60 62 62 84 84

Bibliografía

Anexos

Técnicas de investigación de la vida silvestre en ecosistemas terrestres y dulceacuícolas Temas 1. Descripción del hábitat de la vida silvestre 2. Inventario florístico y muestreo de cobertura vegetal 3. Inventario y muestreo de peces 4. Muestreos de anfibios y reptiles 5. Técnicas de muestreo de aves y mamíferos

1. Descripción del hábitat de la vida silvestre Debido a que la estructura del hábitat, particularmente la vegetación, es una variable importante que afecta la diversidad animal (Rabinowitz 2003), esta descripción debe formar parte de toda investigación. Es por ello que toda investigación de la vida silvestre necesita tener un registro de información del hábitat de muestreo. El término hábitat designa el lugar donde vive un organismo, y se describe por su geografía, características físicas, de suelo y biótica (seres vivos). Es así que el personal de guardaparques de las áreas protegidas debe conocer algunas de las técnicas básicas que se usan para examinar los principales componentes de las comunidades de plantas, los tipos de hábitats y la información más relevante que sirve para describir el área de estudio. El registro de datos del hábitat de muestreo debe permitir la caracterización adecuada del tipo de ecosistema y sus particularidades específicas. Veamos un ejemplo de una ficha tipo para la caracterización de hábitat con una explicación del tipo de información que se requiere llenar.

Ficha Tipo de Caracterización de Hábitat Área Protegida: Estudio: Responsables:

Fecha:

Persona encargada del registro de los datos.

Fecha en la que se realiza el registro de los datos

Lugar o Zona de estudio:

Ecosistema/Formación Vegetal:

Nombre del lugar y ubicación donde se realiza el estudio.

Se puede recurrir a los mapas de formación vegetal o colocar el nombre del ecosistema conocido de forma local. Posteriormente, en el procesamiento, se puede buscar información y juntar los dos conocimientos.

Temperatura:

Precipitación promedio:

Temperatura medida en campo, y si hay otros registros anteriores se puede anexar una temperatura media.

Este dato es necesario consultarlo en registros anteriores realizados por el Instituto de Meteorología e Hidrología del Ecuador (INAMHI) o por estaciones meteorológicas locales.

Altitud:

Coordenadas:

Registrar la altitud del sitio de muestreo.

Anotar las coordenadas geográficas del sitio de muestreo.

Topografía e Hidrografía: Detallar la presencia de quebradas, colinas, esteros, lagunas, pantanos, etc. Vegetación representativa: Anotar las especies de plantas que predominan en la zona, de igual manera las especies que se encuentren en floración y/o fructificación y aquellas que sean importantes para la fauna. Anotar los estratos vegetacionales presentes, herbáceos, arbustivos, subdosel, dosel, árboles emergentes, presencia de epífitas, lianas, bejucos. Alteraciones Humanas: Colocar las actividades humanas que se realizan en la zona, presencia de infraestructura, actividades productivas, de remediación ambiental, enriquecimiento ambiental, etc. Alteraciones Naturales: Anotar alteraciones causados por fenómenos naturales como inundaciones, tormentas, vientos, movimientos sísmicos, erupciones volcánicas, etc. Otros Datos: De acuerdo al tipo de estudio es posible requerir otros datos adicionales como tipo de suelos, historia de uso del área, etc.

Veamos dos ejemplos de llenado de esta ficha. BOSQUE PROTECTOR COLONSO Estudio de los Mamíferos del Bosque Protector “Cuenca de los ríos Colonso, Tena, Shiti, e Inchillaqui”, Napo, Ecuador. Responsables: Juan Pérez

Fecha: febrero 2010

Lugar o Zona de estudio: parte baja de la microcuenca del río Colonso.

Ecosistema/Formación Vegetal: bosque pluvial amazónico de los Andes del Norte.

Temperatura: 19 ºC. – 24 ºC.

Precipitación promedio: 3635,39 mm/año

Altitud: 1441 m.s.n.m

Coordenadas:

Topografía e Hidrografía: Terreno colinado, con quebradas pronunciadas. Numerosos esteros de aguas blancas que descargan al río Colonso. Vegetación representativa: Helecho árbol (Cyathea caracasana), Aguacatillo (Nectandra sp.); Platanillo (Heliconia sp.); Joyapa (Thibaudia sp.) Pushigua (Iriarthea deltoidea); Shungujiwa (Parakoheleria sp.); Caña agria (Monolena primulaeflora); Duco (Clusia dixonil); Dunda (Arundinalia patula); Kikuyo (Pennicetum clandestinum). Abundancia de plantas arbustivas, presencia de todos los estratos. Alteraciones Humanas: Potreros para ganadería. Alteraciones Naturales: Ninguna Otros Datos: Fuente: datos adaptados de Valle-Tambo 2012, Fundación Bosques para la Conservación y Ministerio del Ambiente 2011, Lozano 2012.

REFUGIO DE VIDA SILVESTRE EL PAMBILAR Estudio de los Mamíferos no voladores del Refugio de Vida Silvestre El Pambilar, Chocó Biogeográfico de Ecuador. Responsables: Juan Pérez

Fecha: junio 2011 – septiembre 2012

Lugar o Zona de estudio: Refugio de vida Silvestre el Pambilar.

Ecosistema/Formación Vegetal: bosque húmedo tropical, región biogeográfica del Chocó.

Temperatura: 25 ºC. – 26 ºC.

Precipitación mm/año

Altitud: 455 – 140 m.s.n.m

Coordenadas:

promedio:

3000

5000

Topografía e Hidrografía: Terreno plano, con ligeras elevaciones. Ríos principales Onzole, Río la Desgracia y Río Hoja Blanca. Vegetación representativa: Palma (Socratea exorrhiza), Tagua (Phytelephas aequatorialis), Palma real (Attalea colenda), Copal (Protium ecuadorense), Cauchillo (Pseudolmedia rigida), Calade (Ocotea sp.). Arboles de dosel y emergentes. Alteraciones Humanas: avance de la franja agrícola y de ganadería, extracción ilegal de madera. Alteraciones Naturales: vientos fuertes han producido caída de árboles emergentes. Otros Datos: Fuente: datos adaptados de Tacuri et.al 2013, Ministerio del Ambiente 2011.

2. Inventario florístico y muestreo de cobertura vegetal El inventario florístico es un procedimiento habitual de los estudios de la flora, junto con la recolección de muestras vegetales, que debidamente preparadas y desecadas se conservan en los herbarios. Estos son testimonio de localidades de taxones y de material básico para la realización de estudios de biosistemática vegetal (http://jardibotanic.org/investigacio_floristica.php?idioma=_sp). Los inventarios florísticos permiten conocer y documentar la vegetación de un área, así como también registrar información ecológica adicional sobre especies de plantas importantes, por ejemplo: abundancia relativa de la planta, época del año de floración y fructificación. Los muestreos de cobertura vegetal, por su parte, permiten evaluar o monitorear de manera rápida cambios que ocurren en la proporción de suelo cubierto por vegetación de un área. 2.1 Técnicas para el estudio de flora Para este tipo de estudios de flora se aplican distintas metodologías de acuerdo al tipo de vegetación que conforma el lugar de muestreo. Entre las técnicas más utilizadas tenemos: transectos lineales, parcelas permanentes y cuadrantes. 2.1.1 Transectos lineales Es un rectángulo de vegetación de 100 m² (50 m. de largo por 2 m. de ancho). ¿Para qué sirve? Permite evaluar de una forma rápida la diversidad vegetal, la composición florística, la abundancia y rareza de las especies vegetales de un ecosistema, además de facilitar la recopilación de la información etnobotánica y ecológica de los bosques (Vacacela, et.al. 2005). ¿Cómo se realiza? Se requiere una cuerda de color brillante que se extenderá sobre el suelo a una altura de 1,30 m. Es necesario contar con una brújula para procurar que los transectos sigan una dirección correcta. Para estudiar la vegetación en un bosque húmedo tropical se recomienda establecer 10 transectos; con este número se muestrea una superficie de 0.1 Ha. En Bosques secos espinosos y transiciones a nublados es suficiente 5 transectos de 50 x 2 m. En bosques alto andinos se han utilizado transectos de 50 x 4m. Las especies que se incluyen dentro del muestreo son todas aquellas que tengan un Diámetro a la Altura dl Pecho (DAP) igual o mayor a 2,5cm. o Perímetro de Circunferencia del Tronco (PCT) igual o mayor a 5

7,85 cm. El DAP o PCT se miden a una altura de 1.3 del suelo. Se registrarán todos los árboles que cumplan estas características dentro de la franja de vegetación de 50 m de largo por 2m (1 m a cada lado de la cuerda). Recomendaciones: Los transectos deben ser aplicados en áreas de bosque homogéneas o similares en cuanto a relieve, suelo y tipo de vegetación. La disposición de los transectos puede variar de acuerdo a la disposición del terreno o al interés en analizar varios micro hábitats del lugar elegido. Pueden disponerse uno a continuación de otro y de esta manera abarcar una mayor superficie de un ecosistema o se fija un árbol central y se proyectan los transectos alrededor de éste si lo que queremos es analizar la vegetación característica de un sitio en particular (Vacacela, et.al. 2005). Aunque los árboles adopten formas diversas y sus ramas salgan del rectángulo, hay que verificar que las raíces se encuentren dentro del transecto para registrar al individuo. 2.1.2 Parcelas Permanentes Son generalmente de 1 Ha (10.000 m.). En el país se han utilizado parcelas de 100 x 100 metros, divididas en 25 subparcelas de 20 x 20 m. ¿Para qué sirve? Permite la realización de estudios de dinámica de bosques, estudios ecológicos como dispersión de semillas, polinización, forrajeo, etc. (Cerón 1993). ¿Cómo se realiza? Para su instalación se debe determinar un área de vegetación homogénea y representativa de la zona de estudio. Para que la parcela quede bien orientada se debe utilizar una brújula. Se delimita la parcela con cuerdas de color brillante y postes de color rojo y/o anaranjado en las 25 subparcelas. Se recopilan los datos de todos los árboles con un DAP igual o mayor a 10 cm. o el PCT igual o mayor a 31,42 cm. Los árboles que ingresan en este rango son registrados y marcados con placas numeradas de preferencia de metal, para garantizar su monitoreo futuro. 2.1.3 Método de Cuadrantes Es un método similar al de parcela permanente, solamente que este es utilizado para zonas de páramos en los Andes. ¿Cómo se realiza? Para su aplicación el área de estudio debe ser lo más homogénea posible. De acuerdo a la vegetación presente, los cuadrantes varían de tamaño de 2 x 2m a 4 x 4m. En el último tiempo, investigadores botánicos han utilizado en los páramos ecuatorianos parcelas de 20 x 20m. El área se delimita y se registra cada individuo presente en el cuadrante (Cerón 1993). 6

Equipos y materiales básicos: GPS, brújula, cámara fotográfica, al menos 50 m. de cuerda plástica, cinta diamétrica (DAP), machetes, flexómetros de 3 m o 5m, cintas plásticas para marcar, marcadores indelebles de color negro o azul, lápiz, esferográfico, libreta de campo, fichas estandarizadas de registro de datos. Equipos opcionales: binoculares; en caso de requerir muestras para catalogación y registro de herbario es necesario tener podadoras de mano, podadoras aéreas, papel periódico suficiente (al menos 40 lb), fundas de papel para frutos , alcohol industrial (20 l.) para preservación de muestras hasta su secado, fundas de basura, piola plástica fina, masking.

2.2 ¿Qué datos se registran en los estudios de flora silvestre? El diseño de las fichas de registro de datos está relacionado con el tipo de estudio que vayamos a realizar, los objetivos y el grupo de flora en investigación. Sin embargo hay datos que son comunes a todo tipo de estudio y que deben registrarse adecuadamente para evitar errores y confusiones al momento del procesamiento y análisis de la información. Entre estos datos tenemos: •

• •

Datos generales: Nombre del Área Protegida, Proyecto o Estudio en ejecución Nombre del Lugar o Zona de estudio Formación Vegetal , Ecosistema/ Hábitat

• • • • • • •

Número de Ficha/Muestreo Altitud Coordenadas Temperatura Clima Responsables Fecha

Luego se elabora el cuerpo de la ficha en el que irán los datos específicos que se van a registrar. En el caso del muestreo de flora, la información específica que usualmente se registra es la siguiente: • • • • •

Número de registro Hábito Nombre común Nombre botánico o científico DAP o PCT

• • • • •

Altura a la primera rama Altura total Características dendrológicas Floración y fructificación Otros datos

A continuación se presenta ejemplos de fichas de registro de datos de un inventario florístico por transectos o parcelas permanentes, así como un ejemplo de un inventario florístico de herbáceas por cuadrantes. Estas fichas tipo son un modelo que puede ser variado dependiendo de las necesidades de la investigación. Es así que se pueden integrar más casillas con otros datos o eliminar información que para el estudio no es necesaria. 7

Ficha Tipo para el Registro de Datos de Inventario Florístico por Transectos /Parcela Permanente Encabezado: Colocar el nombre del Área Protegida y del Estudio o Investigación que está efectuando el muestreo/inventario Lugar de Muestreo: Nombre del sitio en donde se realiza el muestreo

Ecosistema: Detallar el ecosistema / hábitat que conforma el sitio de estudio.

Nº de Transecto /Cuadrante/Subparcela: Colocar el número de orden correspondiente

Coordenadas geográficas: Colocar coordenadas de ubicación del punto de muestreo, pueden ser de latitud y longitud o coordenadas UTM (GPS).

Altitud: Altura del sitio de estudio en metros sobre el nivel del mar (m.s.n.m)

Responsables: Nombres y apellidos de las personas que realizan el muestreo.

Fecha: Día, mes y año del muestreo recogido en la ficha, colocarla claramente ya sea en letras o en números.

Nº

Hábito

Nombre Común

Nombre Botánico

DAP o PCT

Altura a la primera rama

Altura Total

Características dendrológicas

Floración Fructificación

Otros Datos

Número de individuo registrado.

Colocar si el individu o es árbol, arbusto, liana, bejuco, palma, etc.

El nombre con el que se conoce al individuo localment e, ya sea en castellano o en lengua ancestral (Kichwa, Shuar, etc.)

Nombre Taxonómico , si se conoce poner el nombre completo si no solo género o familia, o dejarlo en blanco, hasta identificarlo.

El diámetro a la altura del pecho o el perímetro de la circunfere ncia total registrada por el individuo, medida en cm.

Se registra la altura medida desde la raíz hasta el nacimiento de la primera rama en metros.

Registra da en metros.

Especificar datos de olor, color, textura de corteza, resinas, látex, flores y frutos (si están presentes)

Si se encuentran en este estadio registrarlo o si sabemos de fuente certera las épocas producción de la especie.

Se colocan datos variados principa l- mente de uso tanto para el ser humano como de la fauna.

Debe ir en orden descende nte partiendo de 001…….

Ejemplo de Llenado de datos en la ficha Tipo para el Inventario Florístico por Transectos /Parcela Permanente Inventarios de Bosque en Parcelas Permanentes de Una Hectárea en la Cordillera del Cóndor, Ecuador Parcela “Kuankus” Lugar de Muestreo: Centro Shuar Kuankus, en la cuenca baja del Río Coangos.

Ecosistema: Bosque colinado, 500m por debajo del Tepui de arenisca del Cerro Chuank Naint

Nº de Subparcela: 01

Coordenadas geográficas: 03°02’55”S 78°13’41”W

Altitud: 670 m.s.n.m

Responsables: David A. Neill, Jardín Botánico de Missouri y colaboradores. Nº

Hábito

Nombre Común

Nombre Botánico

Fecha: Septiembre 2005

DAP o PCT

Altura a la primera rama

Altura Total

Características dendrológicas

Floración

Otros Datos

Fructificación

001

Palma

Wettinia maynensis

19.9

002

Árbol

Otoba glycycarpa

107.8

30m

Corteza aromática

Maderable

003

Árbol

Dacryodes peruviana

68.7

25m

Resina amarilla

Maderable,

Grias neuberthii

28.4

15 m

Flores amarillas carnosas

113.5

10m

40m

Látex blanco

Copal

004

Árbol

Pitún

005

Árbol

Sande - Brosimum utile Llanchama

Artesanal Agosto

Alimenticio Maderable Artesanal Medicinal

Fuente: datos adaptados de Neill, D. 2007. Inventario Botánico de la Región de la Cordillera del Cóndor, Ecuador y Perú.

Ficha Tipo para el Registro de Datos de Inventario Florístico por Cuadrante (Herbáceas). Encabezado: Colocar el nombre del Área Protegida y del Estudio o Investigación que está efectuando el muestreo/inventario. Lugar de Muestreo: Nombre del sitio en donde se realiza el muestreo

Ecosistema: Detallar el ecosistema / hábitat que conforma el sitio de estudio.

Nº Cuadrante: Colocar el número de orden correspondiente

Coordenadas geográficas: Colocar coordenadas de ubicación del punto de muestreo, pueden ser de latitud y longitud o coordenadas UTM (GPS).

Altitud: Altura del sitio de estudio en metros sobre el nivel del mar (m.s.n.m)

Responsables: Nombres y apellidos de las personas que realizan el muestreo.

Fecha: Día, mes y año del muestreo recogido en la ficha, colocarla claramente ya sea en letras o en números.

Nº

Nombre Común

Nombre Botánico

Altura Total

Número de individuo registrado.

El nombre con el que se conoce al individuo localmente, ya sea en castellano o en lengua ancestral (Kichwa, etc.)

Nombre Taxonómico, si se conoce poner el nombre completo si no solo género o familia, o dejarlo en blanco, hasta identificarlo.

Registrada en centímetros

Debe ir en orden descendente partiendo de 001…….

Características Botánicas Registrar aspectos importantes del individuo, presencia de espinas, flores, frutos, tipo de hojas, etc.

Otros Datos Se colocan datos variados principalmente de uso tanto para el ser humano como de la fauna.

Ejemplo de llenado de la Ficha Tipo para el Registro de Datos de Inventario Florístico por Cuadrante (Herbáceas). RESERVA ECOLÓGICA EL ANGEL EVALUACIÓN ECOLÓGICA RÁPIDA DE LA VEGETACIÓN HERBÁCEA DEL PÁRAMO DE LAS LAGUNAS DEL VOLADERO Lugar de Muestreo: Lagunas de El Voladero

Ecosistema: Páramo herbáceo y Herbazal lacustre montano.

Nº Cuadrante: 02

Coordenadas geográficas: 0179876 , 0075127

Altitud: 3800 m.sn.m

Responsables: Silvia Salgado

Fecha: 21/09/2007

Nº

Nombre Común

Nombre Botánico

Altura Total

001

Paja

Calamagrostris intermedia

50 cm

Forraje, Artesanal

002

Paja

Calamagrostris intermedia

30 cm

Igual a 001

003

Pasuchaca

Geranium ayavacense

15 cm

Flores con vellosidades

004

Sikse

Cortaderia nitida

150 cm

Con flor

005

Paja

Calamagrostris intermedia

35 cm

006

Washilla Valeriana

Valeriana mycrophylla

60 cm

Características Botánicas

Otros Datos

Medicinal gingivitis. Diabetes Artesanal, Medicinal, Ritual Igual a 001

Con flor rosada

Medicinal, Forraje

Fuente: Datos adaptados de Salgado 2008. En Boada, C. y J. Campaña (Eds.). 2008

2.3 Procesamiento y análisis de los datos de campo Los datos recolectados en el campo sobre cada árbol que fue muestreada en los transectos, cuadrantes o parcelas permiten obtener valores para estimar variables como la frecuencia y la densidad relativa. Veamos un ejemplo del procesamiento y análisis de datos obtenidos en un inventario de árboles en una comunidad Kichwa por el método de transectos. Datos de campo del inventario de la investigación de la comunidad Área de estudio: Muriti Turu de la escuela antigua de Yana Yaku Transecto No. 01 Fecha: 19 de octubre de 2000 Responsable: Jorge Dahua, Cristóbal Dahua, Túpac Viteri y Juan Gualinga # Hábito Nombre PCT Dendrología Usos Árbol Kichwa 1 palma Muriti 35 Sin frutos, joven La pepa se come 2 Árbol Turu Huapa 28 Flores rojas Buena madera 3 palma Muriti 46 4 Árbol Shiringa 25 Leche blanca La leche se usa como goma 5 palma Shiltipu Pacai 10 Con flores Comen los monos 6 palma Shiona 26 Con flores Come el atún sicuanga 7 Árbol Shigua 37 Con flores Aceite para el pelo 8 Árbol Ruyac Shilquillu 8 Leche tomate Se usa en cerámica 9 Árbol Yacu Caspi 15 Leche blanca Madera suave 10 palma Shigua 40 Come la lumucha 11 palma Muriti 68 Con flores Come la huangana 12 Liana Huiqui Angu 25 Agua en tallo Se toma el agua para la sed 13 palma Muriti 59 Con flores 14 Árbol Tambal 14 Hoja anca 15 Árbol Angu lla 8 Leche crema 16 palma Muriti 55 Con flores 17 Árbol Lichi Muy 60 Leche blanca Leche desparasitante 18 palma Shiona 27 Se come el palmito 19 palma Shigua 45 Con frutos 20 palma Shiona 19

Con este registro de datos de campo se puede observar que en el transecto No. 1 se registró un total de 20 árboles. A partir de estos datos se puede construir una nueva ficha para registrar la frecuencia de cada especie, es decir, el número de árboles registrados para cada especie. Se recomienda listar las especies comenzando por la especie de mayor número de individuos hasta terminar con la especie que tenga menor número de individuos. Con esta nueva tabla se puede observar que hay un total de 12 especies de plantas registradas, siendo la más frecuente la planta conocida comúnmente como Muriti, con 5 de los 20 individuos registrados. 12

Ficha de ordenamiento de los datos de la vegetación obtenidos en campo No. Especie 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12

Nombre de la especie Muriti Shiona Shigua Turu Huapa Shiringa Shiltipu Pacai Ruyac Shilquillu Yacu Caspi Huiqui Angu Tambal Lichi Muy Angu lla TOTAL

Frecuencia 5 3 3 1 1 1 1 1 1 1 1 1 20

En Excel, estos datos permiten elaborar gráficos de barras sencillos.

A partir de esta información se puede calcular la densidad relativa de cada especie, es decir, el número de individuos de cada especie en relación al total de individuos de todas las unidades de muestreo usando. Para ello se utiliza la siguiente fórmula: DR = Número de individuos de una especie x 100 Número total de individuos en los transectos Por ejemplo, el valor de DR de la primera especie Muriti sería: DR = 5/20 = 25 Ficha de ordenamiento de los datos de la vegetación obtenidos en campo No. Especie 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12

Nombre de la especie Muriti Shiona Shigua Turu Huapa Shiringa Shiltipu Pacai Ruyac Shilquillu Yacu Caspi Huiqui Angu Tambal Lichi Muy Angu lla TOTAL

Frecuencia 5 3 3 1 1 1 1 1 1 1 1 1 20

Densidad relativa 25 15 15 5 5 5 5 5 5 5 5 5 100%

Por lo tanto, en este ejemplo la planta denominada Muriti tiene una densidad relativa del 25%.

3. Inventario y muestreo de peces Los peces pertenecen al grupo de los vertebrados. Son acuáticos, respiran por branquias o agallas y están provistos de aletas. La presencia de aletas diferencian a los peces de cualquier vertebrado. Los peces entre sí, varían en cuanto a forma y tamaño, desde unos pocos milímetros, hasta 10 metros de largo. Tienen un cuerpo cubierto por escamas, cuero o placas duras y se reproducen mediante huevos que ponen en el agua. Este grupo ocupa una gran variedad de hábitats, porque han desarrollado muchas adaptaciones al medio donde viven. Son utilizados como indicadores generales de la salud de los ambientes, lo que es muy útil al momento de evaluar impactos negativos como contaminación en los ríos, lagos, o cuencas. A su vez, este grupo de animales tiene un valor alto para la alimentación de otros animales y también de los seres humanos (Fuentes 2008). 3.1 Técnicas para realizar inventarios y muestreos de peces Dentro del muestreo de la ictiofauna no existe un método único para el muestreo de los diferentes cuerpos de agua, sino que se utilizan diferentes técnicas que juntas nos permiten obtener con mayor objetividad y precisión los datos sobre la riqueza y composición de las especies de peces de los diferentes ecosistemas acuáticos. Entre las técnicas utilizadas en ecosistemas acuáticos amazónicos se encuentran las siguientes: APAREJO DE PESCA

ECOSISTEMA

Redes agalleras de 2½’, 3’ y 4’. Las redes se extienden sujetando cada extremo a ramas, troncos o varas cortadas para este fin. Los peces se enganchan en el nylon o hilo.

Lagunas, Ríos Secundarios (Bocanas), Río Primario (Pozas).

Redes de arrastre de 15 m de largo x 3 m de alto (1 cm.) y de 10 m de largo x 1.5 m de alto (larva). La red debe arrastrarse de un extremo de la orilla al otro formando un semicírculo procurando que el fondo no se levante para evitar que los peces salgan.

Río Primario, Ríos Secundarios (Orillas , Playas)

Atarrayas. Se trata de una red en forma de cono con plomos en su parte más ancha. Se utiliza en aguas poco profundas sin troncos o muchas rocas. El pescador la arroja cuidando que se abra adecuadamente y luego la recoge, los peces quedan atrapados entre la red fina.

Lagunas, Ríos Secundarios y Río Primario (Orillas, Playas).

Redes de mano. Utilizada en pequeños curso de agua para peces pequeños y para peces que utilizan los tallos y raíces de plantas acuáticas como escondite.

Esteros.

Líneas de anzuelos (Calandras). Las líneas de anzuelos se utilizan para peces medianos a grandes principalmente bagres y se colocan en lugares profundos de ríos y lagunas.

Lagunas, Ríos Secundarios y Río Primario.

Anzuelos individuales. La forma más usual utilizada para peces omnívoros y carnívoros. Se utilizan distintos tamaños de anzuelos con nylon solo o en cañas de pescar.

Lagunas, Ríos Secundarios y Río Primario.

Fuente: Guarderas, 2009. Módulo de capacitación en metodologías para el diagnóstico participativo de la ictiofauna.

Para que los estudios sean iguales y se eviten errores en el muestreo cada aparejo de pesca debe ser usado con un tiempo determinado, a lo que se denomina como unidad de esfuerzo de pesca. Por ejemplo, si utilizamos una red agallera y la dejamos por una hora en el sitio de muestreo 1, en el sitio de muestreo 2 deberá dejarse exactamente una hora. Durante las actividades de inventariación es necesario que se separen muestras de los peces capturados para su identificación taxonómica en laboratorios especializados o por comparación con guías de identificación de peces.

Para preservar las muestras se utiliza formol, se inyecta a los peces a través de la cloaca con una cantidad suficiente de formol de acuerdo al tamaño de la muestra, luego se los envuelve en gasa y se baña con un poco más de formol para luego ser guardados en fundas plásticas. Las muestras deben ser almacenadas en recipientes herméticos en un lugar seco y protegido. Así tratadas, las muestras pueden mantenerse por 2 meses antes de ser conservadas en alcohol industrial al 80% ya en el sitio de manejo y de almacenamiento. Equipos y Materiales básicos: GPS, cámara fotográfica, termómetro de agua, pHmetro, equipos de pesca adecuados a los ecosistemas en estudio: redes agalleras, atarraya, redes de arrastre, anzuelos, etc. Cinta métrica, regla plástica de 30 cm. balanza, machetes, flexómetros de 3 m o 5m. , marcadores indelebles de color negro o azul, lápiz, esferográfico, libreta de campo, fichas estandarizadas de registro de datos. Opcionales: Estereomicroscopio, oxigenómetro o equipo de medición de oxígeno disuelto, en caso de requerir muestras para catalogación y análisis en laboratorio es necesario tener formol (al menos 1 l.), rollo de gasa, alcohol industrial, jeringuillas de 10cc, frascos herméticos, fundas con cierre, kabetas, fundas de basura.

3.2 ¿Qué datos se registran en los muestreos de peces? Antes de iniciar las actividades de pesca, es necesario llenar en una ficha los datos generales para el sitio de muestreo: • • • • • • • •

Ecosistema en el que se realiza el monitoreo Micro hábitat donde se realiza el muestreo Fecha de muestreo Coordenadas geográficas Hora de inicio Temperatura ambiente y del agua pH del agua Responsables

Durante el proceso de pesca se recomienda registrar datos específicos: • • • • • • • • • •

Número de captura Nombre común del pez Nombre científico Largo total del pez (mm) Largo estándar del pez (mm) Altura del cuerpo del pez (mm) Peso del pez (gr) Contenido estomacal Profundidad aproximada de captura Aparejo de pesca

A continuación se presenta un ejemplo de ficha para el registro de datos de muestreo o inventario de peces.

Ficha Tipo para el Registro de Datos de Muestreo/Inventario de Peces Encabezado: Colocar el nombre del Área Protegida y del Estudio o Investigación que está efectuando el muestreo/inventario. Lugar de Muestreo: Nombre del sitio en donde se realiza el muestreo. Nº de Ficha/punto de muestreo: Colocar el número de orden correspondiente.

Temperatura del agua: Colocar el valor en ªC.

Ecosistema/Microhábitat: Detallar el ecosistema / microhábitat que conforma el sitio de estudio. Altitud: Altura del sitio de estudio en metros Coordenadas geográficas: Colocar sobre el nivel del mar (m.s.n.m). coordenadas de ubicación del punto de muestreo, pueden ser de latitud y longitud o coordenadas UTM (GPS). Temperatura ambiente: pH del agua: Valor de grado Hora de inicio y finalización: Colocar el valor en ªC. de acidez o basicidad del hora y minutos. agua.

Responsables: Nombres y apellidos de las personas que realizan el muestreo. N. cap. Número de individuo

Nombre Común

Nombre Taxonómico

El nombre con el que se conoce al individuo localmente, ya sea en castellano o en lengua ancestral (Kichwa, Shuar, etc.)

Nombre Taxonómico, si se conoce poner el nombre completo si no solo género o familia, o dejarlo en blanco, hasta identificarlo.

Medidas en cm LT Largo Total. Punta de la boca, final de la aleta caudal

LE Largo Estándar de la punta de la boca hasta el inicio de los radios de la aleta caudal

AC Altura del Cuerpo desde el inicio de la aleta dorsal hacia las aletas ventrales

Peso g Peso del pez en gramos

Fecha: Día, mes y año del muestreo recogido en la ficha, colocarla claramente ya sea en letras o en números. Profundidad de Aparejo de Otras Observaciones Captura (m) pesca Profundidad en el cuerpo de agua en el que fue capturado el pez en metros.

Anotar el sistema de pesca, anzuelo, red, atarraya, trampa, etc.

Puede anotarse alguna utilidad en particular, una característica morfológica importante, parásitos, daños o mutilaciones, etc.

Ejemplo de Ficha Tipo para el Registro de Datos de Muestreo/Inventario de Peces Estudio de Diagnóstico de la Diversidad, Etnozología y Ecología de la Ictiofauna de la Comunidad Quichua de Nina Amarun-Pastaza Lugar de Muestreo: Warmi Nitamu Yaku Nº de Ficha: 05 Altitud: 220 m.s.n.m.

Ecosistema/Microhábitat: Río Secundario, Bocana Coordenadas geográficas: 18M 9819879

Temperatura del agua: 24.4

pH del agua: 6.10

Temperatura ambiente: 21.7

Responsables: Lida Guarderas, René Inmunda y César Mayancha N. cap.

Nombre Común

Nombre Taxonómico

0361702

Hora de inicio y finalización: 7:35 – 8:35

Fecha: 16/06/2004

Medidas en cm LT LE AC

Peso g

Chulla Shimi

Sorubim lima

35.5

5.0

240

Profundidad de Captura (m) 1.80

Wapusa Sardina

Thoracocharax sp.

10.1

7.7

5.8

1.80

Sapa Mama

Triphorteus elongatus

25.8

20.5

6.2

150

Cucha Chambirima

Hydrolicus scomberoides

27.6

24.5

7.3

200

1.80

Sauli Chambirima

Raphiodon vulpinus

37.2

6.7

250

1.80

Quindi Challua

Bourengerella sp.

54.3

45.3

6.5

750

Aparejo de pesca

Otras Observaciones

Red agallera 3” Red agallera 3”

Alimenticio

Red agallera 3” Red agallera 3”

Sin quilla pronunciada.

Red agallera 3” Red agallera 3”

Contenido estomacal: wapusa

Dorso dorado, marca azulada huesos cabeza por arriba

Corte en derecha.

aleta

pectoral

Cola roja, pedúnculo caudal con punto negro, hocico largo 14cm. Fuente: Datos adaptados de registros de campo Guarderas et.al. 2004. Estudio de Diagnóstico de la Diversidad, Etnozología y Ecología de la Ictiofauna de la Comunidad Quichua de Nina Amarun-Pastaza

3.3 Procesamiento y análisis de los datos de campo Como parte de los estudios de poblaciones de ictiofauna se puede determinar el índice de diversidad, el cual describe lo diverso que puede ser un determinado lugar, considerando el número de especies (riqueza) y el número de individuos de cada especie. Uno de estos índices es el Índice de Simpson, también conocido como el índice de la diversidad de las especies o índice de dominancia. Este parámetro permite medir la riqueza de organismos en un determinado hábitat, de manera que se puede hacer comparaciones de diversidad de especies entre dos o más hábitats. El índice de Simpson representa la probabilidad de que dos individuos, dentro de un hábitat, seleccionados al azar pertenezcan a la misma especie. Para calcular el índice de Simpson se aplica la siguiente fórmula:

Donde: D = Índice de Simpson Pi = Abundancia relativa de una especie El valor de la abundancia relativa (Pi) de cada especie se calcula dividiendo el número de peces colectados de cada especie para el número total de especies colectadas en el muestreo. Pi =

Número de individuos de una especie Número total de individuos en los transectos

Por lo tanto, para calcular el índice de Simpson es necesario sumar la abundancia relativa de cada especie y aplicar la fórmula. Veamos un ejemplo en muestreos de ictiofauna. Ejemplo: Se realizaron dos estudios de monitoreo de la ictiofauna en 4 ríos secundarios de una comunidad amazónica utilizando aparejos de pesca anzuelos, atarraya y redes agalladeras de 2 y 3 pulgadas. El procesamiento de los datos para obtener las frecuencias en el primero y segundo monitoreo son los siguientes:

No. 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13

Datos procesados del monitoreo 1 Nombre Kichwa Especie Cucha Challua Potomortina latior Chuya Tanla Leporinus sp. Challua Tanla Leporinus trimaculatus Lisa Shizodon fasciatum Shangatima Brycon melanopterus Sapa Mama Triportheus elogatus Sapa Mama Triportheus albus Kapawari Mylossoma duriventris Cucha Paña Serrasalmus sp. Muru Paña Serrasalmus striolatus Wapusa Thoracocharax secures Cucha Chamnirima Hydrolicus scomberoides Cucha Sara Challua Curimatella albuma Total de individuos Total de especies

Frecuencia 9 9 8 7 6 5 5 4 3 1 1 1 1 60 13

Datos procesados del monitoreo 2 No. 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16

Nombre Kichwa Shangatima Sapa Mama Sapa Mama Cara sapa

Especie Frecuencia Brycom melanopterus 8 Triportheus elongatus 7 Triportheus albus 5 Tetragonopterus 5 argenteus Cucha Chambirima Hydrolicus scomperoides 4 Kawapari Mylossoma duriventris 3 Muru Buluquiqui Pimelodus albofasciatus 3 Chulla Shimi Hemisorubim 2 platyrhynchos Avispa Bagre Sorubim lima 2 Muru paña Serrasalmus striolatus 2 Wapusa Thoracocharax secures 2 Quindi Challua Boulengerella sp. af. 1 Xyrekes Ticsa Charax gibbosus 1 Wapusa Thoracocharax secures 1 Lisa Shizodon fasciatum 1 Cucha Sara Challua Curimatella albuma 1 Total de individuos 48 Total de especies 16

Con estos datos se puede apreciar que el número de especies de peces es mayor para el segundo monitoreo, con un total de 16 especies, que para el primer monitoreo, con un total de 13 especies. Esto a pesar de que en el primer monitoreo se registró un total de 60 individuos y en el segundo un total de 48 individuos. Ahora vamos a calcular la abundancia relativa de cada especie en el primero y segundo muestreo, aplicando la siguiente fórmula: Pi =

Número de individuos de una especie Número total de individuos en los transectos

Por ejemplo, el valor de Pi de la primera especie Potomortina latior sería: Pi = 9/60 = 0,15 Pi2 = 0,15 x 0,15 = 0,0225 Este mismo procedimiento se realiza para cada una de las especies registradas en el primero y segundo monitoreo, y se colocan los valores obtenidos en una nueva tabla, para finalmente hacer la sumatoria de la abundancia relativa (ΣPi) y obtener ΣPi2. Hasta aquí las tablas de los dos monitoreos deberían quedar así: Monitoreo 1 No. 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13

Especie

Frecuencia

Potomortina latior Leporinus sp. Leporinus trimaculatus Shizodon fasciatum Brycon melanopterus Triportheus elogatus Triportheus albus Mylossoma duriventris Serrasalmus sp. Serrasalmus striolatus Thoracocharax secures Hydrolicus scomberoides Curimatella albuma Total de individuos Total de especies

9 9 8 7 6 5 5 4 3 1 1 1 1 60 13

Abundancia relativa (Pi) 0.15 0.15 0.13 0.11 0.1 0.083 0.083 0.066 0.05 0.016 0.016 0.016 0.016 ΣPi = 0,986

Pi2 0,0225 0,0225 0,0169 0,0121 0,01 0,006889 0,006889 0,004356 0,0025 0,000256 0,000256 0,000256 0,000256 ΣPi2 = 0,105658

Monitoreo 2 No. 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16

Especie

Frecuencia

Brycom melanopterus Triportheus elongatus Triportheus albus Tetragonopterus argenteus Hydrolicus scomperoides Mylossoma duriventris Pimelodus albofasciatus Hemisorubim platyrhynchos Sorubim lima Serrasalmus striolatus Thoracocharax secures Boulengerella sp. af. Xyrekes Charax gibbosus Thoracocharax secures Shizodon fasciatum Curimatella albuma Total de individuos Total de especies

8 7 5 5

Abundancia relativa (Pi) 0,17 0,15 0,10

0,0278 0,0213 0,0109

0,10

0,0109

0,08 0,06 0,06

0,0069 0,0039 0,0039

0,04 0,04 0,04 0,04

0,0017 0,0017 0,0017 0,0017

0,02 0,02 0,02 0,02 0,02

0,0004 0,0004 0,0004 0,0004 0,0004

ΣPi = 1

ΣPi2 = 0.0946

Pi2

4 3 3 2 2 2 2 1 1 1 1 1 48 16

Finalmente, calculamos el índice de Diversidad de Simpson (D) con la fórmula D = 1/ΣPi2. Se remplazan los valores tanto para el monitoreo 1 y 2:

ΣPi2

Monitoreo 1 0,105658

Monitoreo 2 0.0946

D = 1/ΣPi2. 1/0,105658

1/0.0946

10,71

9,51

Si comparamos los valores de los índices de diversidad obtenidos para los dos monitoreos se puede concluir que la diversidad de los ríos del segundo monitoreo fue mayor.

4. Muestreos de anfibios y reptiles El nombre de anfibios se debe al tipo de vida ¨doble¨ que tienen éstos animales, teniendo una primera etapa acuática y posteriormente una terrestre. En términos de evolución ocupan un lugar intermedio entre los peces y los reptiles. Los anfibios pueden agruparse en: anuros (ranas y sapos), caudados (salamandras) y ápodos (cecílidos), se caracterizan por tener el cuerpo sin escamas ni aletas, piel sin pelos y rica en glándulas, por lo que siempre está húmeda. El nombre de reptiles hace mención a la forma que tienen estos animales de moverse, pues por tener unas patas cortas e incluso algunos no las tienen, arrastran su cuerpo sobre el suelo o sea reptan. Los reptiles (serpientes u ofidios, lagartijas, lagartos y tortugas) son animales de cuerpo generalmente alargado, con piel dura (escamas, escudos). Constituyen un grupo de animales muy diverso en cuanto a forma y tamaño, siendo las más conocidas las lagartijas y las serpientes. 4.1 Técnicas para muestreo de herpetofauna Algunas de las técnicas para realizar muestreos de la herpetofauna y medir la riqueza y abundancia de anfibios y reptiles en un sitio particular son: inventario completo de especies, muestreos de parcelas o cuadrantes, y muestreos por transectos de banda estrecha. 1.1.1 Inventarios completos de especies ¿Para qué sirve? Tiene como objetivo registrar el mayor número de especies posibles y realizar comparaciones entre hábitats en un solo lugar, puesto que las comparaciones entre lugares diferentes son inapropiadas debido a diferencias ambientales. ¿Cómo se realiza? El trabajo puede ser realizado en un sitio en un corto tiempo, de forma rápida o puede ser mediante acumulación de datos a largo plazo. Antes de realizar el estudio es necesario tomar en cuenta varios aspectos como: las características del sito, tiempo del muestreo, clima, estacionalidad, fenología de las especies, experiencia del investigador, esfuerzo a emplear por tipo de bosque, etc. Las actividades a desarrollar consisten en la búsqueda intensiva de anfibios y reptiles, en todos los microhábitats posibles (troncos, ramas de árboles, charcos, lagunas, rocas, etc.) durante caminatas realizadas en el día y la noche (Montaño 2008 en Hesse 2008), sin que existan mayores reglas para la búsqueda (excepto revisar minuciosamente 24

todos los miro hábitats).

Recomendaciones. Se recomienda cuantificar el período de tiempo gastado para registrar la riqueza de especies, el número de observadores y el número de horas muestreadas. 1.1.2 Muestreo de parcelas o cuadrantes ¿Para qué sirve? Esta técnica es muy útil para especies que viven sobre la hojarasca dentro de un área relativamente homogénea. ¿Cómo se realiza? Consiste en buscar de manera intensiva los anfibios en polígonos de forma y tamaños diversos. Se puede usar cuadrantes de hojarasca de 25 m², en los que se hará un muestreo desde los extremos hacia el centro levantando troncos y rocas y examinando hasta 10 cm de profundidad de la hojarasca. También se puede emplear parcelas cuadrangulares de 8 x 8 m, en lugares seleccionados de manera aleatoria dentro de un hábitat, y se inspecciona exhaustivamente en busca de anfibios y reptiles. Recomendaciones. Se recomienda no cambiar a los observadores a lo largo del estudio, así como repetir los muestreos bajo las mismas condiciones climáticas y en el mismo período de tiempo. Un mínimo de 50 cuadrantes brinda datos suficientes para realizar análisis estadísticos. 1.1.3 Muestreo de transectos ¿Para qué sirve? Sirve para hacer muestreo sistemáticos y estimar la abundancia relativa a partir de conteos directos de los animales, monitorear cambios en un área determinada a lo largo del tiempo, o evaluar diferencias faunísticas entre áreas en un tiempo dado. ¿Cómo realizar muestreos de anfibios y reptiles terrestres? En los bosques tropicales se realizan transectos de 100m de longitud por 6 m. de ancho (3m a cada lado) divididos en sub secciones de 10m. No se debe ubicar los transectos a lo largo de caminos o senderos. A continuación se realizan recorridos a lo largo de la línea recta predeterminada para registrar visualmente la presencia de individuos de anfibios o reptiles, ya sea sobre la hojarasca o al levantar troncos y hojarasca. El rango de observación en estos transectos va desde el nivel del suelo hasta los 3 m. de altitud. Los horarios recomendados de observación de anfibios y reptiles son en la mañana de 09H00 a 11H00 y en la noche desde las 20H00 a 23H00. Sirve para trabajar con especies no muy móviles, que no huyen durante el período de muestreo.

¿Cómo realizar muestreos de tortugas acuáticas en márgenes de ríos? Se puede establecer a lo largo de cada río 12 transectos de 3 km de longitud cada uno, con una separación de 500 m entre ellos. Los transectos se recorren dos veces por mes, iniciando a las 10h00. El ancho de la banda de observación no debería ser mayor a 100 m; las aguas deben ser lenticas o de corriente moderada; la velocidad de desplazamiento de la embarcación (bote o canoa) debe ser de entre 10 a 12 km/h y debe ser constante; se requieren de dos observadores ubicados en la parte delantera de la embarcación, con la finalidad de confirmar los avistamientos (número de individuos); las características geográficas del área deben permitir un contacto visual con las orillas del sistema hidrográfico; los desplazamientos deben realizarse por la mitad de la banda de observación; y los muestreos deben realizarse durante las épocas en que los ríos presentan niveles medios de profundidad, o al inicio de la estación seca durante días soleados (cueva et al. 2010). Equipos y Materiales básicos: GPS, brújula, cámara fotográfica, linterna de cabeza y de mano, cuerda plástica al menos 50 m., machetes, flexómetros de 3 m o 5m, cintas plásticas para marcar, canoa, marcadores indelebles de color negro o azul, lápiz, esferográfico, libreta de campo, fichas estandarizadas de registro de datos. Opcionales: lupa, alcohol industrial, formol, frascos pequeños y medianos, fundas plásticas con cierre.

4.2 ¿Qué datos se registran en los muestreos de herpetofauna? Durante estos estudios es importante registrar una serie de datos que servirán para el análisis posterior. Algunos de estos datos son geográficos, otros brindan información sobre el hábitat y algunos son datos específicos. Los datos geográficos suelen incluir: • • • • • • •

Lugar específico Tipo de ecosistema Coordenadas geográficas Altitud Fecha Hora del día Nombre de los observadores

Los datos sobre el hábitat incluyen: • • • • •

Tipo de hábitat Distancia de una fuente de agua Temperatura ambiental (a la sombra y a una altura del piso de 2 m), así como la temperatura mínima y máxima. Tiempo (lluvia, aguacero, niebla) Dirección y velocidad del viento 26

• • •

Presión atmosférica Humedad relativa Precipitación

En ausencia de equipos de precisión, como un termómetro, barómetro, pluviómetro e higrómetro, se puede anotar los datos de clima que sean perceptibles, como frío, calor, viento, cala, lluvia, llovizna, etc. Los datos específicos incluyen los siguientes: • • • • • • • • •

Nombre común del individuo Nombre científico Medidas corporales (tamaño y peso) Sexo Características físicas Características comportamentales o actividad que realiza Sustrato sobre el que se encuentra Ubicación Hora

A continuación se presenta un ejemplo de ficha de registro del muestreo de anfibios en un transecto. Ficha Tipo para Registro de anfibios y reptiles en transectos lineales Localidad: Fecha:

Hora de inicio:

Ubicación del transecto: Hora final: No. observadores:

Nombre de observadores: Condiciones meteorológicas Cielo: Cubierto Nuboso Neblina Despejado Temperatura del aire (a 1m): Precipitación (mm): Precipitación ayer: Seco Tipo de transecto: Longitud (m):

Viento (Kph): 0

Humedad relativa:

Poca lluvia Ancho (m):

5-20

>20 %

Hora: Mañana Tarde Noche Mucha lluvia Nivel de agua (si transecto acuático):

Descripción general del hábitat: Observaciones: Especie

Sexo

Tamaño (mm)

Peso (g)

Actividad

Sustrato

Ubicación

Hora

Tomado y adaptado de Lips et al. 2001

4.3 Procesamiento y análisis de los datos de campo Los datos recolectados en el campo pueden servir para obtener información como la abundancia de acuerdo a la tasa de encuentro. Veamos un ejemplo para un muestreo de tortugas acuáticas en el margen de un río. Ejemplo 1: En un estudio que tuvo como objetivo determinar la composición de anfibios y reptiles en un bosque húmedo tropical se utilizó el método estandarizado para el monitoreo de anfibios y reptiles denominado Relevamiento por Encuentros Visuales. Este método consiste en caminar libremente buscando todos los individuos que se encuentren en el camino y removiendo hojas, plantas, troncos, palos, etc. Las unidades de muestreo correspondieron a 1 hectárea cada una, con un total de 103,5 hectáreas, muestreadas durante 3 horas en el día y 3 en la noche, en 3 ciclos de muestreo de seis días cada uno, durante los meses de abril, mayo y junio. Para la búsqueda se consideró 2 m a la derecha y 2 m a la izquierda a lo largo del recorrido. Para el procesamiento de la información se elaboró una base de datos como la siguiente, donde se registra un total de 110 individuos, de los cuales 99 son anfibios y 11 reptiles, en tres diferentes tipos de hábitat (bosque, agropastoril y quebrada).

Fuente: Armijos y Patiño, 2009.

Al sistematizar esta información se tiene como resultado un total de 14 especies de anfibios y 11 especies de reptiles en los tres diferentes tipos de hábitat. 28

Ejemplo de cálculo de abundancia de las especies de anfibios y reptiles encontrados en diferentes hábitats del Bosque Húmedo Tropical del CEDAMAZ, 2009.

Fuente: Armijos y Patiño, 2009.

Abundancia Para calcular la abundancia de cada especie, es decir, la relación de cada especie en relación al total de especies encontradas, se aplica la fórmula Pi =

Número de individuos de una especie Número total de individuos

Por ejemplo, para la especie Pristimantis skydmainos, la abundancia de la especies es igual a Pi = 16/110 Pi = 0.1455 Las especies más abundantes son Rhinella margaritifera, Noblella lochites y Pristimantis skydmainos. 29

Ejemplo de cálculo de abundancia de especies de anfibios y reptiles encontrados en diferentes hábitats del Bosque Húmedo Tropical del CEDAMAZ, 2009.

Fuente: Armijos y Patiño, 2009.

Riqueza de especies La riqueza de especies es el indicador de la diversidad herpetológica que existe en relación al área de estudio (103,5 ha). En este ejemplo la riqueza de especies es de 25/103.5 ha, es decir, 0,24 especies/ha. 30

5. Técnicas de muestreo de aves y mamíferos Como muchos otros animales las aves pueden ser excelentes indicadores de calidad ambiental y sobre todo de cambios ambientales en determinado lugar. Así, la simple presencia de determinada especie de ave característica de un cierto tipo de hábitat puede indicar si esta zona está muy intervenida o no por las actividades del ser humano. Existen muchos estudios ornitológicos que miden el deterioro ambiental a través de investigaciones sobre riqueza de especies. Por ejemplo, si sospechamos que un tipo de bosque se está deteriorando, ya sea por tala de árboles, erosión de suelos, contaminación de agua, cacería u otros factores, una herramienta para averiguarlo es realizar un estudio de riqueza de especies de aves en este bosque, comparando muestreos entre partes muy dañadas y zonas de control que no están dañadas. Los mamíferos son animales muy importantes para el ser humano, ya que son la primera fuente de proteína animal utilizada. Es importante realizar estudios de este grupo de animales porque: •

Mientras más podamos conocer y/o entender la vida de los mamíferos en su hábitat, podremos tomar decisiones adecuadas para que nuestras actividades afecten lo menos posible el equilibrio en el que también vivimos.

•

El conocimiento de la fauna nos permitirá establecer mejores formas para su aprovechamiento sostenible.

•

Permite tomar decisiones adecuadas al momento de realizar planes de manejo.

•

Permite definir estrategias que permitan resolver los conflictos que puedan existir entre los productores y los animales del monte.

5.1 Técnicas de muestreo y censo de aves y mamíferos Los datos sobre el tamaño de las poblaciones de mamíferos, especialmente, son críticas para el manejo y la conservación de la fauna silvestre en las áreas protegidas. Sin embargo, contar animales en forma precisa es, por lo general, difícil, y requiere técnicas especializadas. Es raro que se pueda observar el número total de animales por conteos directos, por lo que usualmente, el número de animales, o la densidad, deben ser calculados observando porciones de una población, o cuantificando las señas que los animales dejan. Dependiendo de los objetivos que se busque, se debe seleccionar la metodología que se va a utilizar para la recolección de los datos. Estos objetivos pueden ser para determinar: la presencia/ausencia de una especie en un sitio determinado; la abundancia de los animales y saber cuántos hay; y, la abundancia relativa o patrones de distribución. 31

Las metodologías empleadas para cada objetivo son: Objetivos (1) Presencia / ausencia

(2) Abundancia de animales

Posibles metodologías a.

Observación

Rastreo/pistas-fosas para rastros/estaciones de olor

Caza/investigación de carne de monte

Vocalización

Uso de reflector por la noche

Señas de animales

Trampas cámara

Captura

a. Captura Captura de muestra: marca-recaptura b. Conteos directos Conteo de bloques: conteos por batida conteos por batida lineales conteos entrecruzados Transectos: transectos de ancho fijo transectos lineales c. Estimaciones directas Telemetría Deposiciones fecales Conteo de nidos

(3) Abundancia a. Conteos en el camino: N de relativa/patrones de manejados distribución (índices b. Señas de animales/km caminados de conteo) Adaptación de Rabinowicks, 2003.

animales/km

5.1.1 Método de Transectos lineales Consiste en hacer un conteo de los animales observados a lo largo de un camino, fijando previamente un horario, distancia a recorrerse y metodología de registro. Se recomienda un mínimo de 80 a 100 kilómetros recorridos para tener una muestra representativa de la fauna del lugar (Painter, 1999 en Jácome 2009). ¿Para qué sirve? Es un método muy usado en bosques tropicales para registrar fauna silvestre. Permite registrar simultáneamente aves y mamíferos dentro de los ecosistemas boscosos y proporciona datos valiosos sobre la situación actual de la fauna de un sitio en corto tiempo. La aplicación de este método facilita la obtención de datos necesarios para realizar cálculos de abundancia relativa, riqueza y diversidad. Los valores obtenidos son importantes para definir estrategias de manejo. 32

Jácome, I. 2009.

Los transectos lineales pueden ser de un ancho fijo o no. Cuando se realiza un transecto de ancho fijo, el ancho del transecto es determinado antes del censo. Pero para que este método sea válido, el observador debe estar seguro de que encontrará cada individuo o señal de animal, dentro de esa faja predeterminada, y que, su presencia a lo largo del transecto, no afecta la presencia o ausencia del animal. Puede realizarse por tierra, mar o desde el aire. ¿Cómo se realiza? a) Se seleccionan los sitios de muestreo para aplicación del método de transectos. Los sitios de muestreo deben ser escogidos de acuerdo a los objetivos del estudio. En caso de que se quiera evaluar la biodiversidad de un ecosistema, los sitios de muestreo deben ser representativos del ecosistema a evaluar. En caso de que se quiera evaluar el efecto de actividades de cacería, lo ideal es monitorear áreas donde ocurre cacería y áreas que no son visitadas, de modo que se pueda establecer comparaciones. b) Se determina la extensión de los transectos y el número de los transectos, de acuerdo a los objetivos del estudio. El número de transectos puede variar, pero es recomendable realizar por lo menos 5 transectos de muestreo. c) Una vez definidos los sitios de muestreo y planificada la logística necesaria para acceder a estos sitios, un equipo conformado por un mínimo de dos personas y máximo de 3 se traslada al sitio de muestreo elegido y empieza el recorrido del transecto a partir de las 06h00 de la mañana a una velocidad media de caminata de 1,5 km. / hora. La distancia a recorrerse dependerá del objetivo del estudio. 33

d) Durante el recorrido por la línea del transecto el observador debe registrar cada animal o vestigio (huella, heces fecales, pelo, madriguera, etc.), a cada lado del transecto. Además debe registrar datos como la actividad del animal, y la distancia perpendicular al transecto (DPAT), esto es la distancia entre el observador y el animal, en caso de que el animal no se encuentre sobre la línea del transecto. e) En caso de que se detecte la presencia del animal por medio de rastros o signos, y no por observación directa, se registrará si se trata de huellas, cantos, excrementos, madrigueras, bañaderos o despojos alimenticios y se calculará el número de animales que han dejado el rastro o signo. Se registran por igual a las aves y mamíferos o puede hacerse de forma selectiva dependiendo del objetivo del estudio. A continuación se presentan algunos ejemplo de huellas de los mamíferos latinoamericanos más comunes (Rabinowitz, 2003).

Equipos y Materiales básicos: GPS, binoculares, brújula, cámara fotográfica, linterna de cabeza y de mano, cuerda plástica al menos 50 m., machetes, flexómetros de 3 m o 5m, marcadores indelebles de color negro o azul, lápiz, esferográfico, libreta de campo, fichas estandarizadas de registro de datos, regla de 30 cm, cinta métrica Opcionales: grabadora, micrófono, fundas plásticas con cierre. 34

5.1.2 ¿Qué datos se registran en los censos de aves y mamíferos? Antes de iniciar el recorrido por los transectos se debe registrar los siguientes datos generales: sitio exacto donde se encuentra el transecto, número del transecto, fecha, altitud inicial, estado del clima (nublado, despejado, lluvia, seco, con viento, sin viento), temperatura, hora de inicio y responsables. Posteriormente, los registros de aves y mamíferos detectados durante el recorrido deben incluir la siguiente información: •

Número de observación

•

Nombre común

•

Nombre científico

•

Número de animales detectados

•

Forma de detección del animal: si fue visto directamente (registro directo), o si se observó una huella, si se encontró excremento del animal, si se trata de una madriguera o algún rastro de alimentación (registro indirecto). Cuando se colecta información sobre huellas y signos de mamíferos a lo largo de senderos previamente establecidos en el interior del bosque o por la orilla de un río, para cada observación se debe registrar la especie, el número de individuos, el tipo de signo y el sustrato.

•

Distancia del transecto recorrida para la observación contada en metros, pasos o minutos recorridos

•

Distancia animal-observador

•

Ángulo formado entre el transecto y la distancia animal observador

•

Distancia perpendicular del animal-transecto (DPTA): esta se mide en el número de pasos calibrados que existan desde el transecto hasta el sitio donde estaba el animal en sentido perpendicular al transecto.

•

Estrato de ubicación del animal, es decir, el nivel vertical del bosque en donde se haya visto el animal, puede ser en el suelo, en el sotobosque (10-20 cm de alto), y en el dosel (25m en adelante).

•

Altura de ubicación del animal

•

Sexo del animal

•

Edad clase del animal: cría, juvenil, adulto o viejo.

•

Hora de observación del animal

•

Actividad del animal al momento de la observación 35

Ficha Tipo para el Registro de Datos de Inventario de Aves y Mamíferos por Transectos /Puntos de Conteo Encabezado: Colocar el nombre del Área Protegida y del Estudio o Investigación que está efectuando el muestreo/inventario. Lugar de Muestreo: Nombre del sitio en donde se realiza el muestreo.

Ecosistema: Detallar el ecosistema / hábitat que conforma el sitio de estudio.

Nº de Transecto /punto de conteo: Colocar el número de orden correspondiente

Altitud: Altura del sitio de estudio en metros sobre el nivel del mar (m.s.n.m). Tomar la altura inicial y final en el caso de transectos.

Temperatura

Fin

Inicio

Clima: Poner x en una de las opciones

Registrar la temperatura ambiental en ºC. Hora de inicio: Colocar la hora exacta.

Sol

Coordenadas geográficas: Colocar coordenadas de ubicación del punto de muestreo, pueden ser de latitud y longitud o coordenadas UTM (GPS). De preferencia tomar coordenadas del punto de inicio y de finalización en transectos.

Lluvia

Nublado

Noche

Hora final:

Nombre Común El nombre con el que se conoce al individuo localmente , ya sea en castellano o en lengua ancestral (Kichwa, etc.)

Nombre Taxonómico

# In

Nombre Taxonómic o, si se conoce poner el nombre completo si no solo género o familia, o dejarlo en blanco, hasta identificarlo

# de animales observados

Detección

Oscura

Longitud transecto: en Km.

Responsables: Nombres y apellidos de las personas que realizan el muestreo.

Clara

Pasos

Estrato

DPAT

visual

huella

Indicio

Distancia perpendicular animal Transecto

suelo

Fecha: Día, mes y año del muestreo recogido en la ficha, colocarla claramente ya sea en letras o en números.

Alt ura sb do

Subdos el

dosel

Sexo m Del animal

Edad

Dis Tran

Hembra

Macho

cría

juvenil

Adulto

Hora

Activida d

Hora de observa ción

Colocar lo que está haciendo el animal: comer, descansar, acicalado, pelea, movilización, etc.

Pasos Distancia recorrida del transecto en pasos o metros

Ejemplo de llenado de la Ficha Tipo para el Registro de Datos de Inventario de Aves y Mamíferos por Transectos /Puntos de Conteo Incentivos para la Conservación de la Gran Reserva Chachi – Esmeraldas Lugar de Muestreo: El Capulí. Zona de Reserva Nº de Transecto : Temperatura

Ecosistema: Bosque húmedo tropical bio región del Chocó.

T 01

Altitud: I. 40 m.sn.m

Inicio 18 ºC

Fin 20ºC

Hora de inicio: 06:00

F. 45 m.s.n.m

Clima:

Coordenadas geográficas: E 713739 N 79797

Sol X

Lluvia

Nublado

Hora final: 08:30

Clara

Oscura

Longitud transecto: 2 km

Responsables: N

Noche

Fecha: 19 septiembre 2005

Nombre

Común

Taxonómico

# In

Detección vi

Pas os In

Estrato

DPAT

150

Altu -ra do