Fertilizantes

COMPARACIÓN DE LOS FERTILIZANTES MÁS VENDIDOS EN LA REGIÓN DE MURCIA SOBRE CULTIVOS DE AGROSTIS STOLONJIKARPFERA.

Trabajo realizado por: León Muñoz Pérez y David Martínez Madrid.

INDICE:

Abstract………………………………………………………………………………………………2 Introducción …………………………………………………………………………………………3 1.Composición de los abonos………………………………………………………………………..4 2.Diario de Campo del experimento…………………………………………………………………9 -Procedimiento………………………………………………………………………………….....9 -Factores alternos a los abonos.…………………………………………………………….....11 -Interpretación de los datos……………………………………………………………………...12 - Documentación Fotográfica…………………………………………………………………...20 3.Conclusiones………………………………………………………………………………………25 Agradecimientos…………………………………………………………………………………...28

Bibliografía………………………………………………………………………………………….29

ABSTRAC: En nuestro trabajo de investigación nos planteamos la pregunta de ¿Qué abono resulta de mayor eficacia para el crecimiento del césped? Para esto decidimos experimentar realizando varios cultivos con diferentes abonos, diferenciando entre orgánicos y fertilizantes, intentando averiguar a partir de la relación de sus componentes químicos y los factores externos cuál de estos cumple mejor función de potenciador del crecimiento.

Principalmente quisimos tener un plan teórico antes de cultivar para consultarlo con docentes del centro y otros a los cuales conocemos por otros medios, para esto decidimos plantar en los mismos tipos de macetas el mismo número de semillas para observar cualquier diferencia manteniendo las mismas condiciones.

Conseguimos gracias al departamento de química de nuestro instituto los materiales necesarios para llevar a cabo las mediciones en el trabajo de campo.

El desarrollo práctico del experimento duró casi tres meses, en los que se realizaron dos plantaciones distintas siendo la primera de cinco semanas y la segunda de otras cinco semanas y media. Durante este tiempo se ha cuidado de los cultivos y se han hecho mediciones de la especie (Agrostis stolonjikarpfera comúnmente conocido como césped), los datos que hemos ido tomando a lo largo del trabajo de campo han sido reducidos a valores medios (ya que medir filamento por filamento de cada maceta nos habría supuesto un tiempo del cual no disponíamos).

In our research work we asked ourselves the question of: Which fertilizer is the most effective for grass growth? We decided to cultivate with different fertilizers, differentiating between organic and fertilizer, trying to find out through a relation of chemical components and external factors which of them best meets the function of growth enhancer.

We mainly wanted to have a theoretical plan before planting to consult it with the teachers of the high school and others whom we have met by other means. To do this we decided to plant in the same type of pots the same number of seeds to observe any difference, having the same conditions. We got, thanks to the Chemistry Department of our High School, the necessary materials to carry out the measurements for our research work.

The practical development of the experiment lasted nearly three months, in which two different plantations were carried out, the first lasted nearly five weeks and the second one five weeks and a half. During that time there has been crop care and measurement of the species (Agrostis stolonjikarpfera commonly known as grass). The data that we have been calculating during the fieldwork, have been reduced by half because to measure all filaments one by one in each pot, would have needed a time that we didn't have.

INTRODUCCIÓN: Hoy en día el crecimiento de plantas, como la mayoría de actividades, se ha transformado en un negocio. Los abonos y fertilizantes se han especializado hasta llegar a existir multitudes de estos específico a cada una de las especies, ambiente, y época del año en la que queramos plantar esta. Y cada marca se muestra ante el público como el Santo Grial que hará que tus plantas germinen y crezcan de la manera más eficaz.

Por esto nos encontramos ante la duda de “¿Qué fertilizante es el más eficaz?”, todo esto para averiguar hasta qué punto se puede confiar en la publicidad y la palabra de las empresas. Seguidos de la selección de los abonos con mayor influencia en los mercados domésticos, sin acercarnos al mundo industrial.

Al hacer el estudio de mercado y buscar en múltiples páginas en varias se nos presentó la cuestión que más debates ha generado últimamente en los consumidores de cultivos “¿Es mejor el mundo natural o artificial?” Y decimos añadir a nuestro cultivo dos fertilizante totalmente orgánicos que compitieron con los otros fertilizantes.

El verdadero sentido de nuestra investigación era conseguir desenmascarar determinados mitos sobre los abonos y sobre todo comprobar la verdadera eficacia de estos.

Para organizar nuestro trabajo primero nos dispusimos a decidir que planta sería la adecuada para nuestra investigación, pasando por las opciones de crisantemo, margarita, y césped nos decantamos finalmente por el Agrostis stolonjikarpfera (césped). Nuestra elección de la especie para el cultivo se rigió por las características de la especia. En un principio sopesamos la posibilidad del crisantemo por su facilidad para crecer a temperaturas bajas y soportar fuertes heladas, pero quedó descartado por esta misma característica. No habría sido adecuado investigar una planta que de por sí puede soportar las bajas temperaturas, si no podríamos haber observado como los abonos han afectado al crecimiento y resistencia de estas. Aunque el tiempo de la investigación estuviese limitado por la duración del curso escolar el espécimen que escogiéramos necesitaba poder crecer rápidamente, y si hubiéramos elegido una planta cuya anatomía fuese demasiado compleja la medición de la planta, y la inclusión de elementos como pétalos o sépalos habrían alargado el análisis del cultivo. Debidas a estas razones las margaritas también quedaron descartadas y optamos por cultivar césped, pues esta especie se puede denominar de “neutra” pues solo consiste en filamentos y el gran número de hojas que caben en las macetas nos permiten observar en más cantidad de semillas como afecta la alteración de los componentes.

Una vez decidida la especie que iba a ser plantada necesitábamos seleccionar los distintos fertilizantes que iban a afectar a la especia. Los dos abonos artificiales que se iban a utilizar son dos de los más comunes, y económicos, que se pueden encontrar en la mayoría de ambientes domésticos en los que se cultiva césped. Estos son el fertilizante sólido ”Universal Azul” y el fertilizante líquido: Abono universal (MASSO GARDEN). Estos fertilizantes son ricos en nitrógeno y potasio, estos datos nos tienen que servir para realizar la hipótesis final en el caso de que algunos de estos dé los mejores resultados. Los otros dos fertilizantes fueron seleccionados tras una investigación de mercado en la que el principal inconveniente fue la escasa venta de estos fertilizantes , por lo cual decidimos optar por los más económicos ya que nuestra investigación apoya a todos los tipos de situaciones económicas, haber optado por fertilizante con un coste elevado habría supuesto una restricción de público al que le pudiera servir de utilidad esta información, y éticamente no consideramos que el componente económico tenga que suponer un factor necesario para la compresión de este trabajo.

Los dos fertilizante orgánicos son: Humus de Lombriz Universal (Lombrimur) y un compuesto a base de madera incinerada y H2O. La utilización del humus de lombriz se puede remontar hasta civilizaciones antiguas, así como el uso de la ceniza para incrementar la productividad de los cultivos, que es originario de los romanos. Estos fertilizante alejados de su uso en la antigüedad, hoy en día tenemos que ver su utilidad y como es posible que estos sean reconocidos como potenciadores del crecimiento de las plantas.

La razón por la que estos elementos son potenciadores del crecimiento por su composición en fósforo que a pesar de ser pequeña es una medida que funciona como estimulador del proceso de crecimiento de los cultivos.

1.COMPOSICIÓN DE LOS ABONOS:

Para comprender bien nuestras hipótesis y los caminos que hemos seguido para llegar a ellas y desarrollarlas hay que comprender bien como afectan cada uno de los componentes de los abonos y los fertilizantes a los cultivos. Por eso procedemos a mostrar una guía de los elementos químicos que interactúan con los cultivos, y de cómo su déficit o toxicidad puede afectar a la plantación.

En la sección 2 de la investigación se pueden encontrar la composición de cada uno de los fertilizantes.

Nitrógeno (N) dividido en: N2O nitrógeno nítrico NH3 nitrógeno amoniacal -nitrógeno ureico (que se transforma en amoniacal) El nitrógeno amoniacal, también conocido como amoniaco, suele aparecer en el agua como ión amonio NH4+. Es un componente transitorio de la planta, y aparece como forma de absorción del ciclo del nitrógeno. Su influencia radica en el cambio del pH del suelo donde se encuentra la planta, tratando de modificar dicho pH hasta ser neutro y facilitar de este modo el crecimiento de la planta hasta el nivel óptimo.

El pH del suelo puede ser básico o ácido, siendo el básico un suelo con un pH superior a 7’5. Este tipo de suelo presenta una serie de desventajas como: la dificultad de asimilar compuestos como el hierro (Fe), el manganeso (Mn) y el fosfato de calcio (Ca3(PO4)), y problemas de impermeabilidad y compactación del medio sólido, visto en el ejemplar 2.1.

El pH ácido es menor a 6’5 y presenta dificultades en el desarrollo radicular, y se presenta carencia en el magnesio (Mg) y en el potasio (K), aparte de que la asimilación del fósforo es menor a la de los suelos básicos. Esta reducción del fósforo absorbido provoca la generación de oligoelementos como el manganeso, el hierro, y el aluminio en formas insolubles, que pueden resultar la principal razón de una intoxicación en la muestra.

El nitrógeno atmosférico se absorbe por medio de iones independientes, pero se presenta en forma de amonio (NH4+) y nitrato (NO3-) lo cual provoca un proceso intermediario entre la absorción y la fijación de nitrógeno en el suelo. Este proceso puede desarrollarse de distinta manera dependiendo de factores como la temperatura, la acidez y la humedad.

Los cultivos necesitan de nitrógeno para llevar a cabo la nutrición, por lo cual cuando aplicamos fertilización con nitrógeno tenemos que ser muy cautos y seleccionar de antemano la clase de propósito que queremos para nuestros cultivos. En nuestro caso es la experimentación, por lo cual la aportación de fertilizante se llevará a cabo siguiendo las indicaciones del paquete del fertilizante.

Para tener en cuenta la aportación de nitrógeno a los cultivos la primera idea que nos viene a la cabeza es calcular el nitrógeno total, este concepto comprende el nitrógeno en todas sus formas sean asimilables o no.

El cálculo del nitrógeno asimilable por las plantas es realizado mediante los factores edafoclimáticos, a saber, altitud, temperatura, viento, luminosidad. La complejidad del cálculo del nitrógeno asimilable, recae en los numerosos procesos por los que se pierde, tales como desnitrificación, lixiviación, y volatilización, así como por la ambigüedad del proceso de disposición atmosférica (proceso de absorción del nitrógeno). El proceso principal de absorción del nitrógeno es la mineralización, existen tantos otros que se producen de forma complementaria al ya mencionado que no son tan significativos como este.

La mineralización: Para nuestro caso nos interesa pensar en suelos áridos y semiáridos, ya que la temperatura a la que se desarrollan este tipo de suelos son las mismas que en nuestros cultivos. Se reconoce a este elemento como un limitante del crecimiento y la productividad de la planta.

Como hemos mencionado antes, las formas de absorción del nitrógeno son el NO3- y el NH4+, estas moléculas se absorben con el objetivo de que las plantas puedan sintetizarlas por medio de bacterias nitrificantes (nitrosococcus, nitrosomonas eutropha y nitrospina). La función de estas bacterias tiene dos estados, el primero es la actuación de las bacterias nitrosomas para transformar el amonio en nitrito. Posteriormente, una vez el nitrógeno se presenta en forma de nitrito, las bacterias nitrobacter oxidan el nitrito en nitrato.

La mineralización se desarrolla en forma de parches, es decir, en islas fértiles, como en el caso de los árboles y arbustos. Estas islas fértiles se sitúan en las zonas inferiores, que conectan directamente con el sistema radicular, se encuentran en posesión de más nutrientes.

Pentóxido de fósforo (P2O5): El pentóxido de fósforo es un compuesto que reacciona de forma corrosiva, ya que al diluirse en agua se vuelve un ácido potente. Además, reacciona con los metales y puede llegar a producir oxidaciones.

El fósforo, en general, es introducido en las plantas por las capas externas de las células de los pelos radiculares. Por tanto, el pentóxido de fósforo es un elemento que desarrolla el sistema radicular. Está comprobado que el P2O5 es un elemento que incrementa la resistencia estructural de la anatomía de la planta, lo que en nuestro caso es de vital importancia ya que le permite soportar el temporal bajo el que ha crecido, a aparte de facilitar la descomposición de la materia orgánica y la absorción del nitrógeno atmosférico.

El fósforo se absorbe en forma de H2PO4- y de (HPO4)2, ambos compuestos son muy escasos en el suelo, y con el hecho de que forman parte del conjunto de elementos necesarios, reduce su capacidad de aparición en el ambiente. La planta por sí sola desarrolla adaptaciones para adquirir más fósforo y de forma más eficiente.

Al ser el pentóxido de fósforo, el compuesto encargado de la formación radicular es importante que su introducción sea al comienzo del cultivo, ya que aportará la principal base de la nutrición de la planta. Si la cantidad de fósforo es la adecuada podremos ver como la planta crece sin problemas y tiene dotes como el color de las hojas; en el caso de que sean verdes la cantidad será adecuada y violeta si no hay una disminución. El color se adquiere debido al fallo en el proceso de la fotosíntesis, este cambio cromático no debe ser confundido con el que se produce debido a las antocianinas (pigmentos hidrosolubles que actúan respecto al cambio del pH ambiental).

La deficiencia de fósforo se puede identificar visualmente de forma sencilla, en cambio el verdadero problema transcurre en el interior de la propia planta, a nivel molecular y estructural. Como primer síntoma notaremos un cambio de color en las hojas, generalmente colores como el azul y verde extremadamente oscuro (casi asemejándose al marrón), en cambio como hemos mencionado antes las antocianinas también provocan un cambio de color en las hojas por eso es importante diferenciar los colores que estas producen. El segundo síntoma más inmediato es el tamaño de las hojas, mientras que los filamentos más antiguos habrán cambiado el color, los más nuevos no mostrarán un cambio de color, pero sí un cambio significativo en el tamaño. El tercer síntoma es más difícil de observar, y consiste en la relación tallo raíz, es decir, que el tamaño del tallo será menor respecto al crecimiento del sistema radicular. Ante la deficiencia de fósforo es aconsejable esperar, ya que de por sí mismas, las plantas han desarrollado distintas adaptaciones como la respuesta hormonal o el cierre de los poros del sistema radicular, de modo que las células del sistema radicular morirán reduciendo así el volumen superficial de este y aumentando la relación tallo raíz.

Quelato de Hierro (Fe) y Magnesio (Mg): Para comprender la composición, primero tenemos que saber que es un quelato. Un quelato consiste en la unión por varios puntos, entre un metal pesado y un ligando. El ligando (molécula orgánica) rodea al ión metálico, se dice que se coordina cuando se enlaza con este. Un ligando consiste en una molécula o ión que rodea al metal (ión central) implicado en el proceso de quelación. Los ligandos que forman un solo enlace con el ión central son llamados monodentados, aquellos que forman más de un enlace con el ion central son llamados bidentados, tridentados… (su nombre varía según la cantidad de enlaces que forme con el ión central). Esta combinación puede hacer que ciertos compuestos que no sean solubles, se conviertan en compuestos solubles fácilmente asimilables por las plantas.

En nuestra investigación los fertilizantes están compuestos por quelato de hierro y quelato de manganeso. El quelato de hierro Un quelato de hierro o hierro quelatado, consiste en la unión entre una molécula orgánica e hierro.

En ocasiones las plantas presentan problemas para asimilar el hierro del suelo. Esto ocurre porque a veces al introducir el hierro en el suelo, se forman sales de hierro que al ponerse en contacto con el oxígeno del aire o al combinarse con el ph del suelo, forman compuestos altamente insolubles y por lo tanto difícilmente asimilable por las plantas. Por lo que se utilizan los quelatos de hierro, que es una forma del hierro fácilmente asimilable por las plantas.

El hierro es un microelemento esencial para las plantas. El déficit de este puede provocar:

-Clorólisis: Falta de hierro en las plantas que provoca un color amarillo.

-Puede provocar una pérdida de la planta, ya que el hierro interviene en procesos como la fotosíntesis, respiración por transpiración y se encuentra presente en la clorofila. Por lo que si la planta no puede realizar estas funciones, la planta muere.

-La falta de hierro puede estar provocada por unas altas cantidades de pH en el suelo o que el suelo sea excesivamente calizo o con altas cantidades de fósforo.

El quelato de manganeso también formaba parte de la composición y se define como: Un quelato de manganeso se obtiene de la unión entre un ión de manganeso y una molécula orgánica. En ocasiones debido al pH del suelo el manganeso se encuentra como dióxido de manganeso (MnO2), una forma del manganeso que resulta insoluble para las plantas.

Al combinarse con una molécula orgánica y convertirse en un quelato o en ión manganeso (Mn 2+) las plantas tienen mayor facilidad para absorberlo.

Los quelatos son metales pesados que se combinan con una molécula orgánica (ligando). Existen varios ligandos (moléculas orgánicas) que pueden unirse a los metales pesados para formar un quelato.

Unos son más eficaces que otros, según la eficacia del quelato para resistir factores externos como el pH del suelo, la degradación de las moléculas orgánicas, bicarbonatos, competencia por otros metales pesados. Los ligandos se pueden clasificar según su eficacia ante estos factores externos.

General: Quelato

Resistencia ante factores externos

EDTA

Muy fuerte

DTPA

Muy fuerte

NTA

Fuerte

TPPA

Medio

Ácido Glucónico

Medio

Ácido Cítrico

Medio

Ácido Tartárico

Medio

Ácido Málico

Débil

Ácido Láctico

Débil

ácido acético

Débil

Hierro:

La molécula orgánica más eficaz para la asimilación del hierro es la molécula de EDDHA (etilendiamina-N, N'-bis (ácido 2-hidroxifenilacético).

La molécula de EDDHA se puede encontrar en diferentes disposiciones (Isómeros). (orto-orto, orto-para y para-para). No todas tienen la misma efectividad porque tienen diferentes estabilidades al unirse al hierro.

Factores que miden la efectividad del quelato de hierro (con molécula de EDDHA) 1- Aumenta la solubilidad del hierro, para que sea fácilmente absorbido por las raíces.

2- Facilitar el transporte del hierro hasta la raíz.

3- Ceder con facilidad el átomo de hierro.

4- Capacidad para solubilizar el hierro (una vez cedido). *De acuerdo con estos factores, la forma más estable es la de orto-orto, la cual mantiene soluble el hierro de una manera más eficaz que los otros isómeros.

Manganeso: La molécula orgánica más eficaz para la asimilación de manganeso es la molécula EDTA(ácido etilendiaminotetraacético) Óxido de Potasio (K2O) El potasio se encuentra en la conocida “santa trinidad” de los nutrientes vegetales (formándose por nitrógeno, fósforo, y potasio). En el caso del potasio, la función principal se da en la hidratación de la planta

, gracias al ión K+ los estomas se abren y se cierran permitiendo el paso del agua a las partes superficiales de las hojas y raíces. Esta apertura de estomas permite resistencia al estrés hídrico (demanda de agua que supera a la cantidad disponible).

A la hora de tener en cuenta la temperatura a la que se van a ver expuestos nuestros cultivos, el potasio puede ser un componente muy interesante ya que gracias a él se llevan a cabo la mayoría de respuestas a las bajas temperaturas y las heladas. Permite que las células vegetales resistan a los cristales de hielo por medio de la aclimatización, proceso por el cual las células que forman parte en la ósmosis, como son el potasio y la glucosa, actúen como un anticongelante que elimina estos cristales.

También gracias al control de los estomas de las plantas, el potasio evita que la planta “muera de sed” debido a las heladas y la evaporación excesiva. En este caso el potasio tiene un parecido con el fósforo, el potasio también potencia el crecimiento del sistema radicular, permitiendo la resistencia al desgarro de las raíces (producido por la variación de volumen del agua en el suelo, esta ocurre en el caso de que haya heladas parciales como las de primavera, en las que el agua se congela en el suelo de los cultivos, luego se deshiela y el volumen de este aumenta estirando las raíces y rompiéndolas). Gracias al potasio las raíces se mantienen consistentes.

En la fisiología de la planta el potasio también forma parte, como en procesos metabólicos tipo síntesis, translocación, y almacenamiento de carbohidratos.

La deficiencia del potasio se manifiesta de forma visual sencilla, cuando los bordes de las hojas se ven con un color marrón grisáceo y se continúan con un tono amarillento siguiendo el recorrido de los nervios. Aunque en todos los casos no podemos fiarnos en que la razón de este cambio de la coloración de los filamentos, sea una cantidad de potasio menor a la demandada, podemos asociar dicho cambio de color a la propia falta de hidratación en la planta, en este caso notaremos los filamentos secos.

-Molibdeno: Es un micronutriente que supone una parte muy muy pequeña de la composición del abono, el principal motivo es porque el molibdeno es un oligoelemento necesario en la nutrición de la planta. Esta molécula es necesaria para la transformación del nitrato a nitrito y después a amoniaco, por medio de dos enzimas. El amoniaco que se genera por este proceso se utiliza sintetizar los aminoácidos de la planta, a parte de las bacterias simbiontes fijadoras del nitrógeno atmosférico.

Cuando pensamos en el molibdeno su relación con el nitrógeno es más que evidente, por lo cual la deficiencia de molibdeno será muy similar respecto a los síntomas, mostrándose en filamentos con cambios de color y distintas tonalidades en los extremos. Aunque como síntoma característico el cambio de los bordes de los filamentos de verde oscuro a dorado.

El déficit de molibdeno puede significar la esterilidad del suelo en el que crecen los cultivos, por lo cual cumple su función de oligoelemento, a pesar de tener una demanda muy baja la importancia que este tiene es muy grande.

Siempre se ha dicho que los extremos son malos, por lo cual tanto el déficit como el exceso de molibdeno es casi imposible que se presenten efectos, en el caso de las plantas ni siquiera se ha podido encontrar, incluso en plantaciones cuyo suelo estaba situado en minas y se había registrado una cantidad de 200 mg por cada kilogramo de materia seca en hoja nunca se llegaron a detectar síntomas en las plantas. En cambio el ganado puede sufrir un exceso de molibdeno al comer plantas con alta cantidad de este que desembocara en fuertes trastornos intestinales.

Quelato de Zinc: El Zinc es un oligoelemento, por lo cual la pequeña cantidad que encontramos en el abono es acorde a la necesidad de la planta, y principalmente podemos encontrarlo en el tejido foliar. Tanto su déficit como su exceso no son comunes, pero en el hipotético caso de que hubiera una cantidad inadecuada de zinc esta se tendría que corregir antes de que los síntomas fueran irreversibles.

La importancia del zinc recae en su aporte a la síntesis de determinadas proteínas, en la formación de clorofila y carbohidratos, y en su función como conversor de almidón en azúcares. La formación de las auxinas también está condicionada por la cantidad de zinc de la que disponga la planta, gracias a estas hay un crecimiento del tallo regulado. Sin las auxinas encontraríamos un crecimiento menor del necesario de los filamentos que provocaría fallos en el funcionamiento de la planta. También podemos observar que el zinc participa en el mantenimiento de las membranas celulares a parte del aporte en la resistencia de agente patógenos.

La deficiencia se manifiesta en los nuevos filamentos, y puede ser un factor cómplice de la clorólisis. De modo macroscópico las plantas presentan filamentos cada vez más pequeños y torcidos hacia arriba o enrollados, con manchas necróticas (manchas concéntricas producidas por el patógeno septoria lycopersici) que van desde un color marrón en el centro hasta un amarillo claro en los bordes). Debido a la falta de zinc

también se produce la falta de auxinas, y el resultado son tallos con entrenudos muy cortos que aportan a la planta un aspecto de escarapela. Es característico que las hojas adquieran una textura aceitosa.

La toxicidad del Zinc se presenta pasados los 200 ppm (partes por millón / los miligramos que hay en un kilogramo) y sus síntomas son muy similares a los que podemos encontrar en el déficit de las hojas.

Se conoce que la toxicidad actúa reprimiendo la fijación del CO2 y el transporte de los hidratos de carbono por el floema. Las diferencias más notables son la localización de las manchas necrosadas y el déficit de hierro, manganeso, y fósforo. Las manchas necrosadas se encuentran en la punta de los filamentos en vez de en el centro de la hoja, haciendo que el extremo del filamento se seque y que los alrededores adquieran un color amarillento. El déficit de manganeso, de hierro, y de fósforo se da debido a que la abundancia de fósforo compite con el resto de metales que se mueven por el floema, por eso los oligoelementos se encuentran en un delicado equilibrio que mantiene a estos en las cantidades adecuadas.

Síntomas más difíciles de observar en la toxicidad son: la variación en la impermeabilidad de la membrana celular, y perturbación de los movimientos estomáticos.

- Trióxido de Azufre (SO3): El trióxido de azufre es un sólido incoloro, en condiciones estándar (25ºC y 1 atmósfera) se manifiesta como gas que adquiere un color blanco opaco. A nivel vegetal no se considera un macroelemento, sino que se considera un elemento secundario a pesar de ser tan importante como el nitrógeno.

La interacción del azufre en los organismos se mantiene en un rango molecular, desde pequeñas hasta grandes como polímeros y proteínas. Las propias enzimas dependen de la presencia de grupos sulfhídricos (SH) para llevar a cabo las acciones catalíticas, estos grupos son la forma de añadir a la molécula metales fisiológicamente importantes.

La asimilación de las plantas del azufre se da de dos maneras: a nivel atmosférico y a nivel radicular. La absorción atmosférica se encarga de incorporar a la planta el dióxido de azufre, y la absorción radicular (y foliar) aporta sulfato (localizado en los tejidos fotosintéticos, debido a que la asimilación por reducción del SO4 -2 es un proceso del cual se encargan los cloroplastos). La relación entre el nitrógeno y el azufre es muy estrecha ya que la incorporación del S y N se dan en las proteínas cuando las cantidades de estos elementos son las adecuadas. Cuando el sulfato es absorbido por medio del sistema radicular se lleva a cabo un proceso metabólico liderado por proteínas acarreadoras (proteínas con función de transporte situadas en la membrana celular que forman una red de canales y bombas) que se sujetan a un control negativo de su actividad mediante el control de la presencia de sulfato en las células. Este mecanismo de control es simplemente observativo, es decir, que no lleva a cabo ningún tipo de actividad en contra del exceso de SO 4 -2 en las células, así que las plantas desarrollan sistemas de regulación alternos, como el ciclo intracelular del azufre. Toda esta asimilación del dióxido de azufre y de sulfato se resume en que como objetivo es la obtención de SO3.

El SO3 se utiliza principalmente para constituir moléculas orgánicas, proteínas y hormonas vegetales.

La deficiencia de azufre se presenta con síntomas muy similares a los del nitrógeno, debido a su estrecha relación. La diferencia de presenta cuando los filamentos afectados son tanto los más nuevos como los antiguos, ya que el azufre es un elemento movible en los vasos de la planta y al carecer la planta empezará a distribuir de forma uniforme la cantidad de la que disponga. Se mostrarán cambios de color como el el déficit de nitrógeno, se producirá una clorosis ya que los procesos fotosintéticos al depender en parte del azufre no se llevarán a cabo en su totalidad.

2.DIARIO DE CAMPO DEL EXPERIMENTO: -Proceso Práctico:

Materiales utilizados: -Fertilizante sólido: Universal AZUL. -Ceniza (madera incinerada) -Humus de Lombriz Universal (Lombrimur) -Fertilizante Líquido: Abono universal (MASSO GARDEN) -Semillas de césped (geolia) -Tierra fértil (COMPO SANA semilleros) -4 macetas iguales (para aplicar los 4 tipos de abonos) y otra diferente (utilizada como control)

Procedimiento: Tras la adquisición de todos los materiales necesarios, comenzamos la plantación, en primer lugar, todas las macetas (incluida el control) se lavaron con agua a presión para eliminar todo tipo de sustancias y obtener un material limpio para facilitar su manipulación. En segundo lugar, se colocó una piedra plana en la maceta tapando el agujero del fondo para que actúe como filtro. Luego se echó la tierra fértil (COMPO SANA semilleros) dejando dos o tres dedos sin tierra. A continuación, se esparce por la superficie de todas las macetas una capa de semillas, y luego añadimos una fina capa de Tierra fértil tapando las semillas para impedir el enfriamiento de estas y facilitar así su crecimiento. Luego añadimos 500 ml de agua en cada planta. Se enumera cada maceta y se etiqueta con el tipo de abono que se le añade. Cada 2-3 días se fotografía cada una de las macetas para observar el tiempo que han tardado en crecer cada una de las semillas de las macetas y poder comparar fácilmente lo rápido que crece cada una.

1º Plantación -En la maceta 1 (Fertilizante sólido) Se introducen 30 gramos (recomendados) en la maceta y se entierran en la maceta.

-En la maceta 2 (ceniza): Se mezcla 30 gramos de ceniza (obtenida a partir de la combustión de madera) con un poco de agua para diluir la ceniza y se echa en la superficie de la maceta.

-En la maceta 3 (Humus de lombriz): La maceta se llena hasta la mitad con tierra fértil (COMPO SANA semilleros) y se añade una cantidad determinada de humus de lombriz, luego se añade una capa de tierra fértil y se mezcla todo. (Para abonar días después se añadirán 15 gramos de humus de lombriz diluidos en agua sobre la superficie de la maceta) -En la maceta 4 (fertilizante líquido): Se mezcla un cuarto de tapón (cantidad determinada) con 500 ml de agua y se añade a la planta.

-Control: Consiste en una maceta diferente que recibe la mismas cantidades de agua que las demás, pero no recibe ningún tipo de abono.

Tabla de recogida de datos: Todos los días se recogen datos, cada día se riegan las plantas entre 200-300 ml de agua (depende del día), los abonos se aplican en días determinados (no todos se añades al mismo tiempo). Por la noche las macetas se refugian en un cobertizo para aislarlas del frío y evitar su congelamiento, lo cual ralentizaría el crecimiento de estas. También se anota la cantidad de horas directas de luz solar que reciben las plantas, la temperatura ambiental y una observación directa del día. Tras pasar unos días después de haber brotado y crecido lo suficiente se realizará una cierta recogida de datos: Una media de la longitud de los filamentos y una estimación de la cantidad de filamentos que se encuentran en la planta.

2º plantación

Decidimos realizar una segunda plantación porque la primera plantación se perdió, algunas partes de la maceta sufría clorosis y la mayoría de filamentos estaban caídos.

Pensamos que podría ser por diferentes causas: - invierno (frío) -exceso de fertilizantes en ciertas macetas (ceniza), ya que compactaba el suelo

-exceso de fertilizantes en ciertas macetas (ceniza), ya que compactaba el suelo impidiendo la filtración de agua y el propio crecimiento (salida de la tierra) de los filamentos de césped.

-exceso de agua.

Para resolver los problemas primero intentamos exponer las macetas a más horas de sol. Disminuimos la cantidad de agua aplicada a cada planta, regandola dia si dia no con la misma cantidad de agua (300 ml). La maceta abonada con ceniza; se reducio la cantidad de abono a la mitad (más o menos) y esta vez no se disolvía en agua para evitar que la superficie se compactase. El periodo de crecimiento de las macetas de la segunda platación se realizó en un periodo cercano a la primavera donde las temperaturas aumentaron e incluso muchas flores y árboles de primavera ya empezaron a florecer en ese momento. La manera de recoger las temperaturas varió, al poseer un termómetro las temperaturas dejaron de recopilarse de internet (eran menos fiables, ya que la zona donde se ha realizado el trabajo de campo era más húmeda y fría), se empezaron a recoger tres temperaturas al día, uno por la mañana (8:00 Aprox), otro por la tarde (15:00 aprox) y otro aún más por la tarde sobre las 18:30. En la tabla se apunta la temperatura más baja y más alta y entre paréntesis la media de las tres. En cada maceta ( a excepción del humus) me anotó la cantidad exacta de tierra y semillas, cada maceta contenía 945g de tierra y 20 g de semillas (primero se introdujo 900 g en cada maceta, luego se aplicaron los 20 gramos de semillas, posteriormente se volvió a aplicar una fina capa de tierra de 30 g, y finalmente después de ser regadas se aplicaron 15 g de tierra para enterrar las semillas superficiales que se escapaban de debajo de la tierra al ser removidas por el agua). En la maceta de humus, las cantidades cambian debido a que la tierra de humus se combina con la tierra (COMPO SANA semilleros), se aplicaron 510 g de humus y luego 435 g de tierra. Primero se aplicaron 400 g de tierra fértil, luego se aplicaron 500 g de humus y se mezclaron bien en la maceta, luego se pusieron los 20 g de semillas se taparon con 35 g de tierra y por último se le aplicó una última capa de 10 g de humus para enterrar las semillas superficiales desenterradas por el agua al ser regadas.

Composición de los fertilizantes: Fertilizante Líquido: -Nitrógeno 6% (1’7% nitrógeno nítrico, 3% nitrógeno amoniacal, 1’3% nitrógeno ureico) -Pentóxido de fósforo(P2O5) 3% -Óxido de potasio (K2O) 6% -Hierro (Fe) Quelatado por EDTA 0,1% -Manganeso (Mn) Quelatado por EDTA 0,02% -Molibdeno (Mo) 0,002% -Zinc (Zn) Quelatado por EDTA Fertilizante Sólido: -Nitrógeno amoniacal 7% -Nitrógeno Ureico 5% -Pentóxido de fósforo(P2O5) 6% -Óxido de potasio (K2O) 12% -Trióxido de azufre (SO3) 12% Humus: -Nitrógeno (N) 2,31% -Fósforo (P) 1,46% -Potasio (K) 2,37% -Calcio (Ca) 9,70% -Magnesio (Mg) 1,42% -Azufre (S) 0,81% -Sodio (Na) 0,45% El compuesto de ceniza no podemos controlar la cantidad exacta de los elementos que lo componen ya que al ser un compuesto generado por un proceso casero las cantidades de los elementos no pueden ser medidos con precisión. Aunque el compuesto de la ceniza en el ámbito general es de: -Cal 48% -Carbonato de Sodio (Na2CO3)13% - Potasa (NaOH) 13% -Óxido de metales como el hierro, magnesia y, manganeso 9%

3.FACTORES ALTERNOS: AGUA: El agua constituye una parte fundamental para los seres vivos. Realiza muchos procesos metabólicos y sin su presencia el planeta Tierra carecería de la vida que conocemos. En las plantas (herbáceas) el agua compone entre un 80 y un 90%, participa en procesos de crecimiento y procesos metabólicos de las plantas, garantizando la supervivencia de estas.

Las plantas utilizan el agua en la fotosíntesis para el transporte de sustancias, a través de las raíces son capaces de hacer ascender por el tallo hasta las hojas sales minerales que requieren para este proceso, una vez allí la planta ya puede realizar el proceso de fotosíntesis, el cual le permitirá obtener su “alimento”, materia inorgánica (las plantas toman el hidrógeno de una molécula de agua y descartan el oxígeno, proveyendo a la atmósfera de este gas esencial para la vida).

La carencia de agua puede afectar al crecimiento de las plantas. Podemos observar que en zonas de abundantes precipitaciones encontramos mucha más cantidad de vegetación, y de mayor diversidad, que en zonas donde las precipitaciones son escasas. Gracias a este hecho podemos demostrar que hay una relación directa entre la vegetación y el agua.

El exceso de agua también puede tener consecuencias sobre el crecimiento de las plantas. Normalmente el exceso de agua es expulsado por transpiración a través de los ostiolos de las hojas, pero aun así puede ocurrir que el exceso de agua afecte negativamente sobre el crecimiento de la planta, haciendo que esta muera por ahogo.

Para ver más claro ésta relación directa entre la vegetación y el agua, se pone de ejemplo un pequeño experimento: Dos plantas iguales disponen de las mismas condiciones, a excepción de la cantidad de agua. Una maceta recibirá el agua necesaria para que esta pueda crecer con normalidad y otra recibirá lo justo para poder sobrevivir. A lo largo de un corto periodo de tiempo podremos observar como la planta que ha recibido más cantidad de agua ha crecido más que la que ha recibido menos, ya que esta limita el agua que tiene a funciones básicas.

HUMEDAD: Como ya hemos mencionado, el agua es una parte fundamental de las plantas y su ausencia puede provocar problemas en el crecimiento de estas. La humedad puede afectar también al crecimiento de la planta, éstas pueden absorber vapor de agua (humedad) a través de la absorción foliar, aunque las cantidades de agua que las plantas puede obtener a través de este método resulta algo insignificante en comparación con la cantidad de agua que pueden absorber a través de las raíces.

LUZ SOLAR: La luz solar constituye una parte fundamental de la fotosíntesis ya que esta es utilizada como fuente de energía, la reacción de la fotosíntesis es más alta a medida que aumenta la radiación fotosintéticamente activa. Una vez que la planta ha recibido las suficientes horas de luz solar, esta pasa a utilizar la luz solar en el proceso de transpiración, facilitando la evaporación del agua sobrante eliminada por los ostiolos de las hojas.

La luz solar afecta a las auxinas. (Las auxinas son un grupo de fitohormonas que actúan como reguladoras del crecimiento vegetal. Esencialmente provocan la elongación de las células. Se sintetizan en las regiones meristemáticas del ápice de los tallos y se desplazan desde allí hacia otras zonas de la planta, principalmente hacia la base, estableciéndose así un gradiente de concentración. Este movimiento se realiza a través del parénquima que rodea a los haces vasculares. Las auxinas reaccionan con la luz solar, cuando se ven expuestas directamente a la luz solar, estas se dirigen a otras partes de la planta donde la cantidad de luz solar sea menor o inexistente, esto puede provocar el llamado fototropismo, que consiste en el movimiento de la planta producido por la luz solar (el estímulo); las auxinas, al desplazarse a otras regiones de la planta, hacen que solo en la parte en la que se encuentran crezca, provocando en algunas ocasiones que la planta se doble hacia el lado.

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La falta de luz solar provoca un descenso en la fotosíntesis y en la producción de clorofila, pudiendo

y con aspecto enfermizo. También puede ocurrir que la planta padezca clorosis debido a la falta de luz solar.

También, esta falta de luz solar puede ocasionar que la planta entre en un estado de inactividad (una especie de hibernación) donde ni produce materia inorgánica, ni crece; ocasionando la muerte de la planta.

Esto se puede evitar proporcionando a la planta luz solar suficiente, durante un tiempo, el suficiente para que esta se active, también sería apropiado para este proceso de activación proporcionar a la planta nutrición (algún tipo de abono) y condiciones húmedas.

TEMPERATURA: Para entender cómo puede la temperatura afectar al crecimiento de las plantas, primero debemos diferenciar entre la temperatura de la planta y la temperatura ambiental. Las plantas pueden enfriarse (por evaporación) o calentarse (por irradiación), buscando alcanzar su temperatura óptima. Para conseguir alcanzar este equilibrio de temperatura óptimo la planta se enfriará o calentará.

La temperatura puede afectar directamente a la velocidad de crecimiento de las plantas. Existe una relación entre la temperatura y la velocidad de crecimiento, la integral térmica (unidades de calor) modeliza esta influencia. También participa en el proceso de germinación de la planta: por debajo de 0ºC La falta de calor (frío) puede tener consecuencias negativas sobre el crecimiento de la planta. Cuando las temperaturas comienzan a descender, el crecimiento se ralentiza, hasta el punto de que estas se pueden helar, produciendo daños en los tejidos de las plantas jóvenes. Normalmente las plantas pueden soportar temperaturas cercanas a los 0ºC sin helarse, pero si esas temperaturas se mantienen puede ocurrir que se hielen, según el tipo de planta esto puede ocurrir antes (por encima de 0ºC) o puede darse el caso de que la planta sea resistente ante las bajas temperaturas y se hiele por debajo de los 0ºC. El exceso de calor también puede tener consecuencias negativas sobre el crecimiento de las plantas, en este caso las plantas necesitarán disponer de más cantidad de nutrientes, agua y radiación solar. También el exceso de calor puede producir estrés hídrico (El estrés hídrico ocurre cuando la demanda de agua es más alta que la cantidad disponible durante un periodo determinado o cuando su uso se ve restringido por su baja calidad). Las altas temperaturas con falta de agua en las plantas puede provocar la muerte de las hojas de la planta reduciendo la superficie de absorción de luz solar, haciendo que disminuya el proceso de fotosíntesis. Si las plantas disponen de suficiente agua estás (dependiendo de la especie) podrán aguantar los 40ºC, sin embargo, con insuficientes cantidades de agua las hojas morirían.

La temperatura también puede afectar a otros procesos de la planta aparte del crecimiento. La germinación, transpiración, respiración, fotosíntesis, absorción de agua y nutrientes, son procesos que se pueden ver alterados por el aumento o disminución de las temperaturas.

Para ver más fácilmente la relación entre la temperatura y el crecimiento de las plantas, podemos fijarnos en que lugares donde las temperaturas son más altas (como en una región tropical), donde nos encontramos con más tipo de vegetación. En zonas donde las temperaturas son más bajas nos encontraremos con menos vegetación. Las plantas tienen un rango de temperaturas donde pueden vivir, si las temperaturas son extremas, tanto frías (como una región polar) como calientes (un desierto), la vegetación tendrá más dificultades para sobrevivir y crecer.

5.INTERPRETACIÓN DE LOS DATOS: Control (1ª y 2ª plantación)

Al observar el gráfico del primer control veremos como el crecimiento de los filamentos sufren de una crecida exponencial hasta los 7cm casi 8cm, y cuatro días después sufre una caída. Este fenómeno se puede dar porque los filamentos de la primera plantación comenzaron a morir tras alcanzar los 7cm.

Desde este punto podemos ramificarnos y sopesar distintos casos. El primero y más lógico sería un efecto de los factores ambientales, tales como las bajas temperaturas y las pocas horas de sol que recibió.

El segundo caso (y menos probable) sería barajar la posibilidad de un déficit o toxicidad de algún componente, al ser el control no hay ningún tipo de potenciador del crecimiento que haya podido alterar su estructura interna.

Para observar cualquier síntoma de déficit o toxicidad iremos al apartado 1.1 de la sección de documentación fotográfica.

El color de esta plantación, a finales de enero, se mostraba de colores distintos al verde oscuro característico de la especie, mostrándose en tonos verdes mezclado con amarillo. Este es un síntoma de la falta de nitrógeno y/o azufre. Registrando la tabla de datos las medias de temperatura de la última semana son especialmente bajas, y si a esto se le añade la falta de sol y las seguidas precipitaciones se puede comprender la bajada en el crecimiento de los filamentos. Incluso las horas de sol se aumentaron durante el tiempo que la planta comenzó a parar su crecimiento.

Durante el tiempo que el crecimiento se redujo los filamentos presentes comenzaron a agruparse en círculos, así como la tierra comenzó a mostrarse de forma menos uniforme, pareciendo que la fuerza de los filamentos la había dispersado y hubiese roto la capa superficial de la maceta.

La segunda plantación sin usar ningún tipo de fertilizante significó un gran cambio en los datos que hasta ahora habíamos conseguido, los filamentos de este cultivo casi alcanzaron los 15 centímetros. Las hojas no mostraban ningún síntoma de déficit o toxicidad de ningún elemento químico.

En nuestras estudio tendremos en cuenta que el aumento de horas de sol y el cambio de temperatura (aumento de estas debido al cambio de estación y fin del invierno). El resto de factores se mantuvieron constantes. A excepción del martes 13 de febrero en el que se regó la planta con 500 ml de agua el resto de días se mantuvo la cantidad de 300 ml. Hubo 2 épocas de lluvias y poco sol, estas fueron los días del 27 de febrero al 4 de marzo, y del sábado 17 al martes 20 de marzo, creemos que estos días de lluvia incrementaron el crecimiento de los filamentos aportando agua que se demandaba por las temperaturas más cálidas.

En este gráfico de la segunda plantación podemos observar como los días de medición cambian, van de 6 a 7. Esto se debe a que el último día segunda plantación oficialmente era el 23 de marzo, pero el día 30 de marzo se hizo una medición final para contemplar cambios que se pudieran haber dado tras los fuertes vientos de esos días y la bajada de las temperaturas. Finalmente pudimos ver que no había cambios notables más allá del crecimiento que había habido hasta el momento.

Leyenda de la gráfica: -Azul = 1ª Plantación -Rojo = 2ª Plantación La gráfica compara el crecimiento de ambas plantaciones

Ceniza (1ª y 2ª plantación)

El crecimiento del primer cultivo de ceniza resultó bastante confuso y difícil de analizar debido a la irregularidad mostrada en la gráfica.

Tardó varios días hasta que empezaran a brotar las semillas y salieran de la superficie, el 24 de enero se registraron las primeras semillas que habían germinado. Y en apenas 5 días los filamentos alcanzaron los 6 centímetros de altitud. Al tercer día de medición se observaron apenas crecimiento, tres días después de la medición tan sorprendente se registraron 0,03 cm de diferencia. La cuarta medición otros tres días después se presentó una bajada en el crecimiento de 0’4 centímetros. Y las dos últimas mediciones volvieron a mostrar otra variación del crecimiento, subiendo en la quinta y bajando por segunda vez en la sexta.

Una vez registrados los datos nos basamos en una revisión visual para diagnosticar cualquier problema, en el apartado 1.2 de la documentación fotográfica observamos como

la tierra de los cultivos se muestra agrietada, pero el dato más curioso es como las semillas que han germinado se encuentran atravesando la superficie que no está cubierta con ceniza.

Las hojas del cultivo no mostraban síntomas de deficiencia ni toxicidad de ningún compuesto que pudiera verse afectada, únicamente el crecimiento de la propia planta, lo cual podría considerarse como un síntoma de falta de fósforo, pero al no sufrir de cambio de color descartaremos la deficiencia de SO 3 en el cultivo. Sólo nos podemos quedar con los factores alternos, las bajas temperaturas y las horas de sol que ha sufrido.

La segunda plantación mostró resultados más factibles para la investigación, ya que la curva de crecimiento que obtenemos es exponencial al tiempo y podemos comprobar un cambio constante en la longitud, y con esto comprender mejor como ha afectado el fertilizante.

El crecimiento de los filamentos fue un poco más lento, pero avanzó de forma uniforme y persistente hasta alcanzar los 17 centímetros de longitud. El primer día de medición los datos fueron de 0’83 cm, incluso más bajos que los del primer cultivo, lo cual marcó un mal comienzo. La segunda medición fue un pequeño dato esperanzador ya que había unos 0,80 cm de diferencia con la primera, tras cinco días en la tercera medición de los se incrementó de 1’65 cm a 5’42cm, casi 4cm completos en menos de una semana.

La cuarta medición siguió con el ritmo de los incrementos y no supuso un gran aumento de la media, pero la quinta y la sexta alcanzaron ya los 9 y 12 centímetros de longitud, mostrando así la eficacia que había tenido el uso de ceniza como abono.

Si revisamos la documentación fotográfica vemos unas hojas de color verde oscuro, y podremos percibir un patrón en la germinación de los filamentos. Este patrón sigue al mismo que el anterior, las semillas germinan en las zonas que apenas han sido cubiertas con la ceniza, y el resto de semillas levantan la tierra compactada por la ceniza para salir, mientras que en la primera plantación las semillas que germinaron se limitaron a las zonas descubiertas de ceniza.

Podemos ver respecto a la tabla de datos de la plantación (segunda) que durante los primeros días el cultivo recibió la dosis más alta de luz solar, una de nueve horas y media, tras esto se cambió a dosis menores nunca superando las cuatro horas y media, hasta la última semana de plantación en la que se le proporcionó un total de 17 horas, dejando dos días en los que no recibían ningún estímulo solar.

Leyenda de la gráfica: -Azul = 1ª Plantación -Rojo = 2ª Plantación La gráfica compara el crecimiento de ambas plantaciones

Fertilizante Sólido (1ª y 2ª Plantación)

El fertilizante sólido mostró en la gráfica un tope de centímetros que se dio en el cuarto día de medición, con 8’12 centímetros de longitud.

El avance del cultivo fue lento, iniciando con una media de los filamentos de 1’39 centímetros, y rápidamente en 5 días alcanzó casi los seis centímetros unos 5’9 centímetros. La tercera medición siguió siendo mayor y alcanzó los 7’74 centímetros, hasta que en la cuarta pasó a los 8’33 centímetros. Pero a continuación en la quinta medición bajó a 7’45 centímetros, y siguió bajando hasta 6’18 centímetros.

Las hojas mostraban un color amarillento en vez de verde oscuro como es lo corriente en el tipo, por lo cual podemos identificar un síntoma de deficiencia de potasio. Y si comparamos los datos de factores alternos de la tabla de datos vemos como durante la época de disminución las temperaturas fueron mayores y en la observación directa del día podemos ver como el cielo se mostraba soleado. Al faltar el potasio las estomas presentarían anomalías en su ritmo por lo cual el agua del interior de la planta se evaporaría y por consecuente el funcionamiento interno de la planta.

El fertilizante sólido se repartió de forma uniforma por la superficie del cultivo y al comienzo de la germinación de las semillas no se observó ningún tipo de patrón. Pasados los días se observaba que el centro de la maceta las semillas no habían germinado correctamente, y que a principios de febrero la zona en la que no habían germinado las semillas se había mostrado en pequeños grumos separados del resto de la superficie.

La segunda plantación se presentó con un crecimiento constante de los filamentos, y nos dio los resultados correctos para observar como afectaba el fertilizante sólido al crecimiento.

Comenzó con 0’5 centímetros de altura trece días después de la plantación. Dos días después nos encontramos con un crecimiento de 0’89 centímetros, esta cantidad seguía siendo un poco baja comparada con los resultados que habíamos encontrado en las otras dos plantaciones. La tercera medición mostró una media de 5’6 centímetros, siendo menor que el resto de crecimientos en los otros cultivos. A los 25 días de la plantación los filamentos habían llegado a los 9 centímetros (específicamente 9’45 centímetros), cinco días después los filamentos habían crecido hasta llegar a los 10’37 centímetros. Una vez pasada la semana durante la que testeamos la resistencia de los cultivos respecto al viento pudimos ver como los filamentos habían llegado hasta los 13’17 centímetros.

Los filamentos de la planta germinaron catorce días después de la plantación, no siguieron ningún patrón. Pero cuando las plantas crecieron hasta una longitud considerables vimos como una parte de la superficie no había permitido el crecimiento normal de ciertas semillas, en esta zona la tierra se había fragmentado y mostrado superior al nivel normal, como si el crecimiento de los otros filamentos hubiese causado un exceso de raíces que hubiesen levantado la tierra a su alrededor.

A finales del periodo del cultivo parte de los filamentos se encontraron muertos, secos y caídos. Estos filamentos se encontraban en uno de los extremos de la maceta, y se abrían camino hacía el centro.

Si vamos al apartado 1.3 de la documentación fotográfica vemos como la maceta en la que se plantó el cultivo se aprecian manchas de marrón claro. Se puede identificar esta presencia como un hongo que puede haber afectado a la planta, y puede ser como visto como un causante de la muerte de parte de los filamentos.

Leyenda de la gráfica: -Azul = 1ª Plantación -Rojo = 2ª Plantación La gráfica compara el crecimiento de ambas plantaciones

Fertilizante Líquido (1ª y 2ª Plantación)

En la primera plantación esta maceta no es una de las que más haya crecido, si observamos la tabla “recopilación de datos de los filamentos de cada maceta” podemos observar que en ningún momento destaca sobre las demás, vemos que desde que las semillas fueron plantadas hasta la primera medición (donde transcurren 13 días) los filamentos de césped, no crecen de los más rápido; de la primera a la segunda medición observamos que ocurre los mismo (transcurren 5 días) , por lo que podemos deducir que a las semillas les cuesta crecer si son abonadas químicamente desde su plantación, pero después crecen más rápidamente que otras macetas. En la gráfica observamos que el momento más alto de los filamentos (en el que más han crecido) ocurre el jueves 1 de febrero (cuando ya han pasado23 días desde que fueron plantadas) y a partir de entonces la planta decae, teniendo un pequeño momento de crecimiento el miércoles 7 de febrero y terminando al final decayendo. Esto puede ocurrir por varias razones:

La primera teoría que se propone es debido a la estación meteorológica, las semillas fueron plantadas en invierno y eso pudo haber afectado al crecimiento de estas y haber ocasionado la caída de los filamentos. Si observamos las tablas de recopilación de datos podemos observar que la planta recibió poca luz, debido a que anochecía antes (ocasionado por la estación meteorológica) y que las temperaturas fueron algo bajas sobre todo la última semana que fue cuando más cayeron los filamentos (las temperaturas más bajas registradas no alcanzan los 10ºC).

La segunda teoría que se propone es la cantidad de agua que recibe la maceta, pensamos que a lo mejor un riego constante de agua durante todos los días podría haber “molestado” el crecimiento de la planta y haberlas ahogado, pudiendo haber producido la caída de los filamento, que se pueden observar en las fotos de la última semana (sobre todo en la foto del día 12 de febrero), donde se observa claramente la caída de los filamentos y su color pálido y amarillento producido probablemente por un exceso de agua.

Otra teoría (menos probable). Pensamos que, a lo mejor, como el fertilizante era líquido y se disolvía en agua al abonar la maceta, la mayoría del abono se perdía, siendo arrastrado por el agua.

En la segunda plantación podemos observar grandes diferencias. Esta vez la planta ha ido creciendo poco a poco y no ha tenido un crecimiento exponencial hasta alcanzar un tope y mantenerse (como en la anterior plantación). En 13 días la primera plantación llegó hasta su momento más alto y más tarde empezó a decaer, en esta segunda plantación podemos observar como no decae en ningún momento sino que cada vez va creciendo más. Esto puede haber ocurrido por varias razones: La primera porque las temperaturas aumentaron debido a que se acababa la época de inverno. Los días pasaron a ser más largos por lo que la planta recibió muchas más horas de luz que la primera plantación.

Otra posible razón se puede deducir en el cambio de cantidades de agua. Como ya hemos dicho en la primera plantación es posible (aunque algo improbable) que la mayoría de abono se perdiera por el agua.

Esta vez la planta era regada día si y día no, y además el día que era abonada como era regada (ya que el abono se diluía en agua) al día siguiente no era regada, y esto pudo haber facilitado al fertilizante a instalarse durante más tiempo en la tierra de la maceta y por otro lado la planta pudo haber tenido más tiempo para absorber más cantidad de abono.

También podemos observar en la parte de “observación directa del día” de la tabla de recopilación de datos, que había más días lluviosos (en los que la planta recibió agua natural). Estas cantidades adicionales de agua pudieron haber aumentado el crecimiento de la planta.

Leyenda de la gráfica: -Azul = 1ª Plantación -Rojo = 2ª Plantación La gráfica compara el crecimiento de ambas plantaciones

Humus (1º y 2º plantación)

En esta gráfica podemos observar el crecimiento del césped de la primera plantación, la cual duró unas 5 semanas. Al igual que las demás macetas en la primera plantación tiene un crecimiento exponencial hasta alcanzar un máximo, se mantiene unos pocos días y los filamentos empiezan a caer. Al principio pensamos que pudo ser simple gravedad ya que llegaban a medir alrededor de 7 cm los filamentos más largos, pero esa teoría quedó totalmente descartada tras realizar la segunda plantación, en la cual los filamentos llegaron hasta los 16,65 cm (los más largos) y no se encontraban decaídos por gravedad. La segunda teoría que pensamos y seguramente sea la más acertada sería por la estación meteorológica y las temperaturas que se registraron. En la gráfica, el césped tiene una primera caída del jueves 1 de febrero al domingo 4 de febrero, pasaron 4 días y los filamentos de césped (algunos empezaron a decaer) registrando una diferencia de 0,45cm. También pensamos esto pudo haberse provocado al realizar la medición (no siempre se median los mismos filamentos). Pero si observamos las fotografías, podemos observar que el día 4 de febrero algunos filamentos se encuentran decaídos. También podemos observar en la tabla de recogida de datos que durante esos cuatro días la planta recibe muy pocas horas de luz, solamente 1h directa de luz, mientras que los días siguientes hasta el dia 7, recibe una cantidad de luz solar mucho mayor, unas 14 horas y media (esta pudo haber sido la razón por la cual los filamentos se registraron unos 0,29 cm más largos. En la tabla “recopilación definitiva de datos de cada maceta” podemos observar que nunca destaca (a excepción de una vez, la segunda medición) sobre las demás macetas, esto es debido a que el humus de lombriz utilizado como abono contenía un menor porcentaje de elementos químicos en comparación con los fertilizantes.

Durante la segunda plantación las condiciones meteorológicas cambiaron a mejor y algunos “fallos” fueron corregidos. En la parte de temperaturas podemos observar que hacía más calor, más luz (por lo que las plantas dispusieron de mayor tiempo de luz solar). Por otro lado, se añadió más humus de lombriz a la tierra (más de la mitad de la tierra utilizada para esta maceta era humus de lombriz). Las cantidades de agua se cambiaron, se utilizaba menos agua para evitar que las plantas se ahogasen, esta decisión fue pura teoría, pensamos que quizás disminuyendo los días de riego a la mitad, la planta tendría más tiempo para respirar.

Todos estos factores hicieron que los filamentos llegaron a doblar en longitud a los de la primera plantación, como podemos observar en la gráfica los filamentos de césped crecen rápidamente (sobre todo las primeras semanas). Durante las dos primeras mediciones esta maceta destaca bastante, aunque durante las siguientes mediciones es superada por la mayoría de macetas sobre todo por las abonadas con fertilizantes químicos, ya que estos tardan en reaccionar en la planta pero luego la hacen crecer mucho más rápido que las demás.

Leyenda de la gráfica:

-Azul = 1ª Plantación -Rojo = 2ª Plantación La gráfica compara el crecimiento de ambas plantaciones

6.DOCUMENTACIÓN FOTOGRÁFICA: 1.1-Control: 1ª Plantación:

14-1-18

22-1-18

23-1-18

27-1-18

28-1-18

29-1-18

7-2-18 2-2-18 4-2-18

12-2-18

2ª Plantación:

21-2-18 23-2-18

26-2-18

27-2-18

08-3-18

09-3-18

14-3-18

20-3-18

23-3-18

14-1-18

27-1-18

29-1-18

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8-2-18

1.2 Ceniza: 1ª Plantación:

2ªPlantación:

27-2-18

4-3-18

21-2-18

8-3-18

14-3-18

20-3-18

1.3 Fertilizante Sólido: 1ª Plantación:

24-1-18

31-1-18

22-1-18

4-2-18

12-2-18 7-2-18

2ª Plantación:

26-2-18

14-3-18

8-3-18

Presencia de hongos.

20-3-18

23-03-18

1.4 Fertilizante Líquido: 1ªPlantación:

24-1-18

27-1-18

29-1-18

31-1-18 5-2-18

12-2-18

2ªPlantación:

26-2-18

27-2-18

4-3-18

9-3-18

12-3-18

23-3-18

28-1-18

31-1-18

1.5 Humus: 1ª Plantación:

24-1-18

2-2-18

5-2-18

12-2-18

2ªPlantación:

26-2-18

4-3-18

8-3-18

9-3-18

14-3-18

23-3-18

7.CONCLUSIONES: Una vez finalizado el trabajo práctico el resultado final de las mediciones fue este: Días de la recopilación CTL

M3 H M4 FL

Clasificación

0,89 cm

1,27 cm

1,32 cm

1º

Lunes 29 de 6,89 enero cm 5,9 cm

6,14 cm

6,31 cm

6,15 cm

2º

Jueves 1 de 6,91 febrero cm

7, 74 cm

6,2 cm

6,99 cm

7,24 cm

3º

Domingo 4 7,28 de febrero cm

8,33 cm

5,87 cm

6,54 cm

6,91 cm

4º

6,54 cm

6,83 cm

7,08 cm

5º

6,07 cm

6,65 cm

Miércoles 24 2,92 de enero cm

M1 FS

1º Plantación M2 CZ

1,39 cm

Miércoles 7 7,45 de febrero 7,7 cm cm Sábado 10 6,837 6,1833 de marzo 5 cm cm 1 cm 0,5 Domingo 25 (aprox (aprox de febrero ) ) Martes 27 de 2,26 febrero cm

1,39 cm

6,08 cm 2º Plantación

0,83 cm

1 cm (aprox 0,6 cm ) (aprox)

1,65 cm

1,65 cm

1,59 cm

5,42 cm

5,03 cm

5,56 cm

6,83 cm

6,9 cm

7,52 cm

9,71 cm

8,91 cm

9,42 cm

Martes 20 de 10,48 10,31 marzo cm cm

12,06 cm

11,03 cm

12,41 cm

Viernes 30 13,17 de marzo 14 cm cm

17,05 cm

16,65 cm

17,22 cm

Domingo 4 5,55 de marzo cm 5,6 cm

Viernes 9 de 6,39 marzo cm

8,12 cm

Miércoles 14 8,77 de marzo cm

9,45 cm

Posicionando al fertilizante líquido en primer lugar y a la ceniza en el segundo. Si tenemos en cuenta la posibilidad de un margen de error el crecimiento de los cultivos que han sido plantados con el fertilizante líquido y los que han sido plantados con ceniza son aquellos que han favorecido más al crecimiento de los filamentos.

Por lo cual como conclusión general planteamos el siguiente enunciado: “El césped cultivado como el fertilizante líquido: abono universal crece más favorablemente que el césped cultivado con el fertilizante sólido: universal azul, que el césped cultivado con el fertilizante humus de lombriz universal, y el césped fertilizado con ceniza” Esta conclusión se ha extraído tras el procedimiento práctico del experimento y podemos afirmar, al menos en estas condiciones, el fertilizante líquido es el más efectivo de todos.

A pesar de que la medición de los cultivos se haya dividido en dos plantaciones consideramos que las mediciones que se utilizarían como referencia son las de la segunda. Esta decisión se debe a que a los cultivos en el primer intervalo de tiempo mostró unos resultado que no coincidían con el crecimiento lógico de la planta. Y aunque nos mostramos bastante firmes ante nuestro pensamiento decidimos llevar a cabo otra vez el experimento. La segunda plantación nos demostró que como habíamos supuesto el crecimiento de la planta no se había llevado a cabo de forma correcta, sino que el crecimiento de los filamento se había

afectado por los factores alternos a la nutrición como el frío y posiblemente los vientos.

Una vez comparadas las gráficas de crecimiento de ambas plantaciones se eligió la segunda plantación como la que se representaría los datos de la investigación. Manteniendo un margen de error que se puede presentar debido a los distintos instrumentos que se utilizaban, tanto para las mediciones de los filamentos como para medir las cantidades de la propia maceta y del agua con la que se regaba el cultivo, la plantación cultivada con el fertilizante líquido mostró los mejores resultados incluso después de mantenerse una semana con altos vientos y con temperaturas muy variadas.

En la plantación de fertilizante líquido se mezclaron 25 mililitros de fertilizante líquido abono universal de la marca Masso Garden, y se plantaron 30 gramos de semillas de césped (semillas de la marca geolia). Con estas cantidades se mostró un crecimiento de los filamentos de forma exponencial y que daba a entender que el fertilizante causaba efecto, y aunque el resto de plantaciones también mostraban un buen crecimiento, y aunque la diferencia de centímetros fuese pequeña seguimos considerando que la media realizada no mantenía un margen de error tan grande como para abarcar más de 0’15 centímetros.

Para decidir cual de las plantaciones había sido la más efectiva, y por lo tanto, cual de los fertilizantes es de mayor eficacia creamos una tabla en la que se mostraban las mediciones y se clasificaban con un código de colores. El código de colores se basa en identificar cada uno de las mediciones con un color para identificar su posición en el ranking de longitud de filamentos. Siendo verde los filamentos más largos, el azul los segundos filamentos más largos, y así progresivamente con el amarillo, naranja y rojo.

Nuestra conclusión respecto al tema podría mantenerse en la que hemos redactado en la página anterior, pero si queremos ser correctos y dotar a los lectores del trabajo de una conclusión final que sea valida tendremos que especificar más. Pero no podemos negar que esta investigación ha resultado dar más de una única conclusión, ni tampoco podemos negar que la cantidad de estas expandiría la extensión de nuestras conclusiones y las haría tediosamente largas y poco concisas.

En los distintos aspectos que hemos estudiado se han podido clasificar a las plantas de más eficientes a menos. En el aspecto de crecimiento no solo podemos diferenciar la longitud de los filamentos, podemos observar su resistencia ante factores como las altas y bajas temperaturas, a los vientos, y a las precipitaciones.

-Comencemos por la longitud de los filamentos. Podemos concluir que: “El fertilizante líquido universal masso garden en la cantidad de 25 mililitros en tierra de la marca compo sana afectan de la forma más efectiva en el campo de longitud de filamentos respecto al resto de abonos más comprados en la región de Murcia” -En el campo de la resistencia podemos concluir que: “El fertilizante orgánico de ceniza en cantidad de 30 gramos diluidos en agua, en tierra de la marca compo sana, y en un cultivo de césped, muestra los filamentos más fuertes y resistentes en comparación con el resto de abonos más comprados en la región de Murcia” Comprendemos que la posición del fertilizante de ceniza en el ranking de resistencia de los fertilizantes se debe a que aunque varias zonas de la maceta se encontraran con carencia de filamentos y con ciertas “calvas” podemos decir que los filamentos mostraban más grosor y mejor color que el resto de los cultivos y habían crecido de forma más uniforme durante los periodos de precipitaciones y variación de temperaturas. Por lo cual podemos concluir que la ceniza es mejor si queremos que la plantación en vez de crecer filamentos largos y abundantes, crezcan filamentos fuertes y resistentes a temporales variables.

Estas dos conclusiones son las principales y más importantes que consideramos que son de mayor utilidad para la comunidad de agricultores y de jardineros amateur que pueden utilizar nuestra investigación.

AGRADECIMIENTOS:

Queremos agradecer al departamento de física y química por facilitarnos los instrumentos de medición necesarios, especialmente a Doña María Dolores Gálvez Sánchez por revisar nuestro desarrollo del tema. También queríamos agradecer a José Chen López por ser la mayor fuente de información y brindarnos de su sabiduría. Agradecemos a María Teresa Sebastià por dotarnos de un trabajo del que tomar indicaciones, también agradecemos a Juana María Madrid Marín por sus indicaciones sobre la redacción de las conclusiones. Respecto a la redacción le damos las gracias a Virginia Verdú Tortosa por corregir nuestros mundanos errores.

En la parte práctica nuestros agradecimientos tienden a Fernando Muñoz Ubiña por financiar el proyecto y aconsejar sobre el marco práctico del proyecto.

En este apartado especial queremos agradecer a José Altozano por hacer más amenas las horas de redacción y de documentación.

Páginas web:

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