DETERMINACIÓN DEL HEMOGRAMA EN ASNOS (Equus asinus) SOBRE LOS 2500-3000 msnm EN EL MUNICIPIO DE VIRACACHÁ, BOYACÁ
NANCY AGUILAR RODRIGUEZ
FUNDACIÓN UNIVERSITARIA JUAN DE CASTELLANOS FACULTAD DE CIENCIAS AGRARIAS MEDICINA VETERINARIA 2013 1
DETERMINACIÓN DEL HEMOGRAMA EN ASNOS (Equus asinus) SOBRE LOS 2500-3000 msnm EN EL MUNICIPIO DE VIRACACHÁ BOYACÁ
NANCY AGUILAR RODRIGUEZ
Trabajo de grado para optar al título de médico veterinario
ASESOR:
Dr. MAURICIO BOYACA QUINTANA M.V.Z, Esp.
FUNDACIÓN UNIVERSITARIA JUAN DE CASTELLANOS FACULTAD DE CIENCIAS AGRARIAS MEDICINA VETERINARIA 2013
2
NOTA DE ACEPTACIĂ“N
____________________________________________ ____________________________________________ ____________________________________________ ____________________________________________
___________________________________________ Firma del presidente del jurado
___________________________________________ Firma del jurado
__________________________________________ Firma del jurado Tunja, 7 de junio.
3
DEDICATORIA
A Dios, a nuestros padres, hermanos, compa帽eros, profesores y familiares quienes han sido mi apoyo incondicional y que gracias a su ayuda he podido concluir esta etapa de formaci贸n.
4
AGRADECIMIENTOS
Al Dr. Mauricio Boyacá Quintana, médico veterinario zootecnista, Esp. En laboratorio clínico veterinario, docente de la fundación universitaria Juan de Castellanos, director del trabajo de investigación.
A la Dr. Claudia Torres, médico veterinario, y Dr. Adriana Galindo médico veterinario, docentes de la Fundación Universitaria Juan de Castellanos, jurados del proyecto.
A la Dr. Viviana, médico veterinario, Esp en silvestres docente de la facultad de ciencias agrarias de la fundación universitaria Juan de Castellanos, docente de la materia trabajo de grado.
A los propietarios de los animales objeto de estudio, por permitir el desarrollo de esta investigación.
Al médico veterinario Albert Osma Fonseca, quien me facilito la información con respecto a la población y lugar de la población de los asnos del municipio de Viracachá Boyacá.
A mi familia, quienes me acompañaron en todos de los muestreos realizados en el municipio de Viracachá.
5
TABLA CONTENIDO RESUMEN..........................................................................................................................................8 ABSTRACT ......................................................................................................................................... 14 INTRODUCCIÓN ................................................................................................................................ 16 JUSTIFICACIÓN .................................................................................................................................. 18 PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA ................................................................................................... 20 FORMULACIÓN DEL ROBLEMA ........................................................................................................ 21 OBJETIVOS .................................................................................................................................... 22 OBJETIVO GENERAL............................................................................................................... 23 OBJETIVOS ESPECÍFICOS .................................................................................................... 23 HIPÓTESIS ......................................................................................................................................... 23 I.
MARCO REFERENCIAL .............................................................................................................. 24
1.1.
ESTADO DEL ARTE................................................................................................................. 25
1.2.
MARCO TEÓRICO .................................................................................................................. 26
1.2.1. 1.2.2.
SANGRE COMO TEJIDO..................................................................................................... 26 FUNCIONES DE LA SANGRE ................................................................................ 27
1.2.2.1.
Transporte ............................................................................................................ 27
1.2.2.2.
Temperatura ......................................................................................................... 27
1.2.2.3.
Defensa ................................................................................................................. 27
1.2.3.
COMPONENTES DE LA SANGRE ................................................................................... 27
1.2.3.1.
Plasma sanguíneo. ................................................................................................ 28
1.2.3.2.
Electrolitos. ........................................................................................................... 28
1.2.3.3.
Proteínas. .............................................................................................................. 28
1.2.3.4.
Nitrógeno no proteico. (NPN) .............................................................................. 28
1.2.3.5.
Productos de desecho .......................................................................................... 29
1.2.3.6.
Nutrientes ............................................................................................................. 29
1.2.3.8.
Gases. .................................................................................................................... 29
1.2.3.9.
Hidratos de carbono ............................................................................................. 30
1.2.4.
EL HEMOGRAMA. ......................................................................................................... 30
1.2.4.1.
Línea roja o eritrocitaria ...................................................................................... 31 6
1.2.4.2.
Línea blanca o leucocitaria. .................................................................................. 32
1.2.4.3.
Las plaquetas ........................................................................................................ 35
1.2.5.
Utilidad Del Hemograma.......................................................................................... 36
1.2.5.1.
Factores que interfieren en los resultados .......................................................... 37
1.2.5.2.
Consideraciones Fisiológicas ................................................................................ 39
1.2.6.
HEMATOPOYESIS .......................................................................................................... 40
1.2.6.1.
Células hematopoyéticas ...................................................................................... 41
1.2.6.2.
ÓRGANOS DEL SITEMA LINFOIDE ...................................................................... 45
1.2.6.3.
Órganos Linfoides Primarios ................................................................................ 46
1.2.6.4.
Órganos Linfoides Secundarios ............................................................................ 47
1.2.6.5.
Alteraciones En El Paquete Celular ...................................................................... 48
1.2.3.
HISTORIA DEL ASNO ..................................................................................................... 54
1.2.3.1.
Taxonomia ......................................................................................................... 54
1.2.3.2.
Origen Del Asno ............................................................................................... 55
1.2.3.3.
Animales con los que está emparentado el asno doméstico .............. 57
1.2.3.4.
Otros Datos Interesantes Acerca De Los Asnos ..................................... 58
1.2.3.5.
Alimentación Del Asno ................................................................................... 59
1.2.3.6.
Reproducción del asno .................................................................................. 59
1.2.3.7.
Gestación y parto en los asnos.................................................................... 60
1.2.3.8.
Razas de asnos................................................................................................. 60
1.2.3.9.
Enfermedades presentan en asnos. ........................................................... 62
MARCO GEOGRÁFICO Y CLÍMATICO ........................................................................ 64
1.3.
1.3.1. DESCRIPCIÓN ................................................................................................................ 64 1.3.2. Historia............................................................................................................................. 64 1.3.1.
Geografía .................................................................................................................... 65
1.3.2.
ECOLOGÍA ................................................................................................................. 66
1.5. II.
MARCO LEGAL .................................................................................................................. 67
METODOLOGÍA ......................................................................................................................... 70 2.1.
2.2.
TIPO DE ESTUDIO .............................................................................................................. 70 DISEÑO EXPERIMENTAL ....................................................................................................... 72
2.2.1.
Caracterización de los animales ................................................................................... 72 7
2.3.1.
DETERMINACIÓN DEL HEMATOCRITO (HTO) ................................................. 73
2.3.2.
Determinación de la concentración de eritrcitos ................................................... 74
2.3.2.
DETERMINACIÓN DE PROTEINAS TOTALES ................................................. 75
2.3.3.
DETERMINACIÓN DE LA HEMOGLOBINA ....................................................... 76
2.3.4.
CÁLCULO DE CONCENTRACION DE LEUCOCITOS ........................................................ 78
2.3.5.
DIFERENCIACIÓN DE LEUCOCITOS .................................................................. 79
2.3.6.
RECUENTO DE PLAQUETAS .......................................................................................... 80
2.4.
POBLACIÓN, MUESTRA Y UNIDADES EXPERIMENTALES................................................. 82
2.5.1.
PROCEDIMIENTODE RECOLECCIÓN DE LA MUESTRA: ................................................ 83
2.5.2.
PROCEDIMIENTO VENOPUNCIÓN ................................................................................ 85
III.
ANÁLISIS DE RESULTADOS ................................................................................................... 87
3.1.
RESULTADOS..................................................................................................................... 87
3.2.
ANÁLISIS Y DISCUSIÓN................................................................................................ 104
IV.
CONCLUSIONES................................................................................................................... 109
V.
IMPACTO................................................................................................................................. 110
VI.
RECOMENDACIONES .......................................................................................................... 111
VII.
BIBLIOGRAFÍA ................................................................................................................ 112
8
LISTADO DE FIGURAS Pág.
Figura 1.
Hematopoyesis
39
Figura 2.
Órganos linfoides
43
Figura 3.
Ubicación geográfica del municipio de Viracachá
52
Figura 4.
Cámara de Neubauer
64
Figura 5.
Animal de estudio
79
Figura 6.
Animal de estudio
82
Figura 7.
Aplicación de vermífugo
83
Figura 8.
Aplicación de vitaminas
75
9
LISTADO DE TABLAS
Tabla 1.
Clasificaci贸n taxon贸mica de los asnares
43
Tabla 2.
Quartiles de toda la muestra
77
Tabla 3.
Resultados del cuadro hem谩tico en Asnos
95
10
LISTADO DE GRÁFICAS Pág. Gráfica 1. Gráfica 2. Gráfica 3. Gráfica 4. Gráfica 5. Gráfica 6. Gráfica 7. Gráfica 8. Gráfica 9. Gráfica 10. Gráfica 11. Gráfica 12. Gráfica 13. Gráfica 14. Gráfica 15. Gráfica 16. Gráfica 17. Gráfica 18. Gráfica 19. Gráfica 20. Gráfica 21. Gráfica 22. Gráfica 23. Gráfica 24. Gráfica 25. Gráfica 26. Gráfica 27. Gráfica 28. Gráfica 29. Gráfica 30.
Quartiles en el hematocrito en los seis meses Intervalo del hematocrito Quartiles de la hemoglobina en los seis meses Intervalo de la hemoglobina Quartiles de los eritrocitos en los seis meses Intervalo de los eritrocitos Quartiles del VCM en los seis meses Intervalo del VCM Quartiles del HCM en los seis meses Intervalo del HCM Quartiles del CHCM Intervalo del CHCM Quartiles de las Proteínas en los seis meses Intervalo de las Proteínas Quartiles de las Plaquetas en los seis meses Intervalo de las Plaquetas Quartiles de los leucocitos en los seis meses Intervalo de los Leucicitos Quartiles de los neutrófilos en los seis Intervalo de los Neutrófilos Quartiles de bandas en los seis meses Intervalo de Bandas Quartiles de Eosinófilos en los seis meses Intervalo de Eosinófilos Quartiles de basófilos en los seis meses Intervalo de Basófilos Quartiles de linfocitos en los seis meses Intervalo de Linfocitos Quartiles de los monocitos en los seis meses Intervalo de Monocitos
11
77 77 77 78 78 79 79 80 80 81 81 82 82 83 84 84 85 85 86 86 87 87 88 88 89 89 90 91 92 92
LISTADO DE ABREVIATURAS
CHCM: concentración de hemoglobina corpuscular media. EDTA: ácido etilendiaminotetracético. Hb: hemoglobina. HCM: hemoglobina corpuscular media. Hto: hematocrito. PPT: proteínas plasmáticas totales PMN: Polimorfonucleares, VITAMINA B 12: Cianocobalamina VCM: Volumen corpuscular medio. C: Cuadro de la cámara de Neubauer E: Eritrocitos P: Plaquetas L: leucocitos
12
RESUMEN
El objetivo de este trabajo consistió en evaluar y establecer cuantitativamente los valores celulares hematológicos en asnos que viven en alturas entre los 2500 y 3200 metros sobre el nivel del mar (msnm) en el municipio de Viracachá Boyacá, ubicado en la provincia geográfica de Márquez,
región centro oriente del
departamento, área urbana ubicada a los 05’ 26’ y 20’’ de latitud norte y 73o 18’ 03’’ de latitud oeste, con una temperatura media de 15°c, precipitación media anual de 824 mm, distancia de la ciudad capital del departamento 22 Km (alcaldía de Viracachá, gobernación de Boyacá2013).
Existe una población mayor de asnos en comparación con los municipios vecinos, los asnos son alimentados en pastoreo, con kikuyo, trébol y otros pastos nativos, presentan buena condición corporal, con una edad promedio de 5-10 años, determinada por cronometría dentaria.
Para llevar a cabo esta investigación se utilizó una muestra de 30 Asnos, de una población total de 80 asnos (Equus asinus), clínicamente sanos, se les realizó examen clínico antes de tomar las muestras, de esta manera se descartaron los animales con signos clínicos de enfermedad, los animales clínicamente sanos se incluyeron para la extracción de la muestra, se extrajeron 2 ml de sangre de la vena yugular por medio de venopunción, la cual se depositó en tubos tapa lila y se envió al laboratorio clínico veterinario Micro zoo de la ciudad de Tunja para su análisis.
Los parámetros hematológicos que se determinaron fueron, hematocrito 37 a 42 %, hemoglobina 88 a 113 gr/dl, eritrocitos 4.74 a 6.44 X 1012/L, volumen corpuscular medio de 63 a 79 fl, concentración
media de hemoglobina
corpuscular media 23 a 27.7 gr/dl, hemoglobina corpuscular media de 16.4 a 19.8 13
Pg, reticulocitos 13 a 54,0 X109/L, proteínas plasmáticas totales de 64 a 73 gr/L, plaquetas 220 a 300 X103 /mcl, leucocitos 8.8 a 12.65 X 109/L, neutrófilos 4.43 a 7.64 x 109/L, bandas 0.0 a 0.0X109/L, eosinófilos 0.0 a 0.44X109/L, basófilos 0.0 a 0.5 X109/L, linfocitos 0.0 a 0.0X109/L, monocitos 0.0 a 0.0X109/L.
PALABRAS
CLAVE:
Hemograma,
eritrocitos,
Viracachá, proteínas plasmáticas totales, asnos.
ABSTRACT
14
leucocitos,
plaquetas,
The aim of this work is to evaluate and quantitatively establish hematological cell values in donkeys living at altitudes between 2500 and 3200 meters above sea level (masl) in the Boyacá Viracachá municipality located in the province's geographic Marquez department central-eastern region, urban area located at the 05 '26' and 20'' north latitude and 73o 18 '03'' west longitude, with an average temperature of 15 ° C, average annual rainfall of 824 mm, capital city department 22 Km (mayor of Viracachá, Boyacá2013 governorate).
There is a greater donkey population compared with neighboring municipalities, donkeys are fed on pasture, with kikuyu, clover and other native grasses, have good body condition, with an average age of 5-10 years, determined by timing tooth.
To carry out this research, a sample of 30 Asses, of a total population of 80 donkeys (Equus asinus), clinically healthy, underwent clinical examination before taking the samples, so were discarded animals with clinical signs disease, clinically healthy animals were included for extracting the sample, 2 ml of blood drawn from the jugular vein by venipuncture, which was deposited lilac cap tubes and sent to the clinical laboratory in the veterinary Micro zoo Tunja for analysis.
The hematological parameters that were determined were, hematocrit 37-42%, hemoglobin 88-113 g / dl, RBC 4.74 to 6.44 x 1012 / L, mean corpuscular volume 63-79 fl, mean corpuscular hemoglobin concentration average 23 to 27.7 gr / dl, mean corpuscular hemoglobin 16.4 to 19.8 Pg, reticulocytes 13 to 54.0 X109 / L, total plasma proteins of 64-73 g / L, platelets 220-300 X103 / mcl, leukocytes 8.8 to 12.65 X 109 / L, neutrophils 4.43 to 7.64 x 109 / L, 0.0 to 0.0X109 bands /L. eosinophils 0.0 to 0.44X109 / L, basophils 0.0 to 0.5 x109 / L, 0.0 to 0.0X109 cells / L, 0.0 to 0.0X109 monocytes / L
15
KEYWORDS: CBC, erythrocytes, leukocytes, Viracachรก, total plasma protein, donkeys
INTRODUCCIร N
16
En medicina veterinaria las enfermedades se manifiestan por medio de distintos signos y síntomas que orientan hacia el diagnóstico de la enfermedad. Sin embargo, para diagnosticar las causas de las patologías, se deben conocer los parámetros fisiológicos normales que permiten identificar el control temprano de las afecciones que afligen la calidad de vida los animales (Guitón, 2001). Ante un agente nocivo el paquete celular hemático sufre cambios significativos, luego de la lesión en el tejido o en primer lugar si el patógeno afecta directamente alguna de las células sanguíneas, en el caso de enfermedades como babesiosis, anaplasmosis, tripanosoma, etc., que no pueden ser detectadas mediante exploración clínica, a diferencia de otros cambios perceptibles que pueden surgir por procesos como, deshidratación, ejercicio, disminución de peso que se pueden observar a simple vista, que en contraste con los primeros es necesario interpretar los cambios que ellos generan en la cantidad y dinámica de las células sanguíneas mediante el uso de técnicas del laboratorio clínico como neutrofilia, eosinofilia, basofolia etc. En consecuencia con solo el examen clínico, no se puede diagnosticar la causa de la enfermedad, por esta razón se han utilizado con gran éxito los exámenes de laboratorio, el cual es una ayuda paraclínica, como guía para poder acceder o dar un diagnóstico definitivo. Para tal efecto el hemograma, un examen de rutina, el cual analiza las variaciones en la composición celular y química de la sangre, generando datos valiosos para el trabajo del médico veterinario, como criterio en la formulación de un diagnóstico; por esta razón si la línea roja está afectada permite la observación de cuadros como son anemia, policitemia, deshidratación, si la línea afectada es la blanca el análisis puede dirigirse a procesos infecciosos, inflamatorios o inmunitarios; si el proceso es infeccioso puede ser bacteriano, viral o parasitario y adicionalmente puede evaluarse la línea plaquetaria lo que puede
indicar, cambios en la
coagulación de la sangre del paciente, en efecto, este tipo de ayudas paraclínicas 17
junto con un buen examen clínico ayuda a orientar el diagnóstico definitivo al clínico, (Meyer y Harvey, 2002).
Por tal razón se han establecido los valores hematológicos de referencia en asnos del municipio de Viracachá-Boyacá, en base a la carencia de ellos en la zona de estudio y como una herramienta para poder llegar a un diagnóstico.
JUSTIFICACIÓN
18
En las poblaciones rurales de casi todos los países del mundo, en particular en zonas donde se practica la agricultura y la ganadería en pequeña escala, donde la pobreza es evidente, las labores agrícolas son desarrolladas, prácticamente con ausencia de mecanización motorizada, los ciudadanos están obligados a utilizar mecanización por tracción animal, situación a la cual se encuentran la mayoría de los propietarios de asnos del municipio de Viracachá-Boyacá, Colombia. En consecuencia las patologías de estos animales pueden generar pérdidas económicas graves (teniendo en cuenta la economía de la familia), ya sea por bajo rendimiento laboral del asno, o por muerte del mismo, razones que han llevado a establecer parámetros hematológicos con el fin de ofrecerlos como referencia y así evitar diagnósticos sesgados o equivocados por utilizar parámetros de referencia de animales de otro género.
De otra parte, en la mayoría de las especies animales existen reportes literarios que
proporcionan
una
información
importante
de
los
valores
celulares
hematológicos, los cuales sirven como referencia para hacer una interpretación correcta del hemograma de determinada especie. En el caso de los asnos no hay evidencia de referencias con los valores celulares hematológicos normales, es decir no se conoce ningún informe bibliográfico que contenga información precisa que sirva de referencia para la interpretación del hemograma en estos animales, en consecuencia, el hemograma utilizado en el laboratorio clínico como referencia es el de los caballos, lo cual disminuye las probabilidades de ayudar a diagnosticar las causas que afectan la salud del animal, los resultados varían porque las condiciones de manejo, temperamento alimentación son diferentes (Archer, 2004).
También se constituye en la búsqueda de un aporte a la medicina veterinaria, la cual abarca diversas áreas de investigación que son fundamentales para la exploración clínica del paciente cuando las circunstancias patológicas lo ameritan. El desarrollo de un buen examen clínico nos facilita un acercamiento a la causa, por medio de una sintomatología que nos puede orientar a un diagnóstico 19
aproximado y de esta manera instaurar un tratamiento (Sarmiento, 2004). Pero existen otros métodos auxiliares de mayor precisión que permiten llegar a un diagnóstico más seguro, entre ellos las técnicas de laboratorio clínico como la química sanguínea, hematología celular, además de los métodos físicos como la radiografía, ecografía, entre otros, pero que necesitan de valores de referencia para que tenga la utilidad necesaria, razón por la que se ha realizado este trabajo.
PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA
20
Es importante establecer con la mayor exactitud posible, información relacionada con los valores normales de las células sanguíneas de asnos en condiciones alto andinas, ya que estos brindan valiosa información para conocer el estado de salud del paciente, conocer la evolución de una enfermedad, o establecer el pronóstico de un paciente del género estudiado con determinada enfermedad, en base a datos como saturación e intercambio gaseoso, inmunidad, coagulación, anemias, procesos infecciosos entre otros, esto permite evaluar el estado fisiológico del organismo del animal (Guitón, 2001).
Teniendo en cuenta lo anterior, sumado a la ausencia de estos datos en la literatura en las condiciones medioambientales de trópico alto andino para esta especie, se hace difícil para el médico veterinario poder establecer un diagnóstico acertado en aquellas patologías en las cuales se ve comprometida la salud del animal y así poder elegir un tratamiento adecuado.
De igual manera es importante identificar cuáles son realmente los valores celulares hematológicos fisiológicos de la población objeto de estudio, porque permite ampliar e identificar algunas particularidades de la fisiología hematológica de la especie (García et al., 2011).
En el municipio de Viracachá hay una población alta de asnos, se ven afectados por diferentes enfermedades, con solo el examen clínico es difícil identificar la patología, por lo cual es necesario determinar los valores de cada uno de los componentes del hemograma para poder dar a un diagnóstico definitivo, con mayor precisión, en beneficio de la salud de estos animales.
FORMULACIÓN DEL PROBLEMA
21
¿Cuáles son los rangos celulares hematológicos normales en asnos sobre los 2500 y 3200msnm en el municipio de Viracachá-Boyacá?
OBJETIVOS
22
OBJETIVO GENERAL
Determinar los valores celulares hematológicos en asnos (Equss asinus) sobre los 2500 a 3200msnm del municipio de Viracachá-Boyacá.
OBJETIVOS ESPECÍFICOS
Calcular los índices eritrocitarios, valores de hemoglobina, volumen corpuscular medio y concentración de hemoglobina corpuscular media de los asnos.
Determinar los valores de trombocitos en asnos del municipio de Viracachá.
Determinar los valores leucocitarios, granulocitos y agranulocitos en asnos ubicados en el municipio de Viracachá.
HIPÓTESIS
23
Ho. Los valores celulares hematológicos en asnos sobre los 2500 a 3200 msnm en el municipio de Viracachá Boyacá presentan grandes diferencias con los datos de equinos. H1. Los valores celulares hematológicos en asnos en alturas entre los 2500 a 3200 msnm en el municipio de Viracachá Boyacá no presentan grandes diferencias con los datos de equinos.
I.
MARCO REFERENCIAL 24
1.1.
ESTADO DEL ARTE
De acuerdo a la recopilación bibliográfica obtenida acerca del tema objeto de estudio, son escasos los datos referenciados que dan un acercamiento concreto a estos valores; mundialmente solo se conocen dos estudios realizados en España por la Universidad Autónoma de Barcelona a cargo de la doctora Elisabeth García Martínez (2006), para optar al grado de doctora en Medicina Veterinaria, pero básicamente este proyecto está más encaminado al estudio de la morfología y caracterización de sus razas propias de la península Ibérica donde principalmente busca es su conservación, además de recopilar un compendio de datos que sirvan como referencia de la especie (García, 2006). También, se encuentra otro estudio realizado en la Universidad Autónoma de Barcelona, el cual consistió en determinar
la caracterización hematológica,
bioquímica y morfológica de cinco razas asnales españolas en peligro de extinción pero fundamentalmente habla sobre la morfología y sobre la caracterización de cinco razas, estudio relevante porque la población asnal española ha ido disminuyendo, debido a diferentes causas como intensa mecanización del campo, despoblamiento de zonas rurales (García et al.,2011). En la universidad autónoma de México se realizo otro estudio sobre los valores hematológicos y bioquímicos en alturas entre 2200 y 2600 msnm en asnos, algunos resultados varían un poco; pero en otro estudio realizado en la universidad de Veracruzana en México sobre la relación observada entre condición corporal, grado de parasitismo y constantes hemáticas en burros en alturas sobre los 40 msnm en este trabajo no se encuentra los valores de referencia para plaquetas, varían los resultados por la altitud. En Colombia, solo se consiguen datos básicos como la clasificación taxonómica y datos fenotípicos acerca de la especie que fundamentalmente son útiles como
25
referencia histórica pero en sí, no son muy específicos o relacionados con este proyecto.
Fonseca y Wilches (2011), en el municipio de Viracachá realizaron un estudio, el cual consistió en la determinación del hemograma en la población asnal en un periodo de seis meses, este es el único trabajo que reporta los valores de referencia
en los asnos del este municipio, los parámetros evaluados son;
Hematocrito 39% a 52 %, la hemoglobina es de 94 a 121 gr/dl, eritrocitos 5.0 a 6.0x 1012/L VCM 60 a 80 fl, HCM 12,9 a 20 Pg, CHCM 20,2 a 26,2 gr/dl, reticulocitos 0.0 a 10.0x 109/L proteínas plasmáticas totales (PPT) 60 a 80 gr/L, plaquetas 201 a 250x 10 3/mcl, leucocitos 9.0 a 14.0 x 109/L, neutrófilos 2.0 a 6.0 x 109/L bandas 0.0 a 0.2 x 109/L, eosinófilos 0.2 a 2.0 x 109/L, basófilos 0.0 a 0.4 x 109/L, linfocitos 4.0 a 6.0 x 109/L monocitos 0.0 a 0.2 x 109/L. resultados similares a los hallados en este estudio.
1.2.
MARCO TEÓRICO
1.2.1. SANGRE COMO TEJIDO La sangre es un tejido líquido que recorre el organismo transportando células, y todos los elementos necesarios para realizar sus funciones vitales, al igual es un tejido fluido que circula por capilares, venas y arterias de todos los vertebrados e invertebrados. Su color rojo característico es debido a la presencia del pigmento hemoglobínico contenido en los eritrocitos (Englhart, 2005). Es un tipo de tejido conjuntivo especializado, con una matriz coloidal líquida y una constitución compleja. Tiene una fase sólida (elementos formes, que incluye a los glóbulo blancos, los glóbulos rojos y las plaquetas) y una fase líquida, representada por el plasma sanguíneo (Guiton, 2000). 26
1.2.2. FUNCIONES DE LA SANGRE
1.2.2.1.
Transporte
La sangre es la responsable de la distribución equilibrada del agua entre el sistema circulatorio, las células (espacio intracelular) y el espacio extracelular, el equilibrio acido-base es regulado por la sangre en conjunción con los pulmones, el hígado y los riñones (Koolman-R, 2004).
1.2.2.2.
Temperatura
La sangre ayuda a la regulación de la temperatura corporal que depende del transporte calórico sanguíneo.
1.2.2.3.
Defensa
El organismo dispone de mecanismos de defensa tanto específicos como inespecíficos contra los agentes que producen enfermedades, entre los sistemas de defensa pueden citarse las células del sistema inmune y ciertas proteínas plasmáticas (Koolman-R 2004).
1.2.2.4.
Autoprotección
Para evitar pérdidas sanguíneas segundarias a algún daño vascular la sangre posee un sistema efectivo para la detección fisiológica de dichas pérdidas y para la coagulación sanguínea. La disolución de la sangre coagulada también es controlada por la sangre (Koolman-R, 2004).
1.2.3. COMPONENTES DE LA SANGRE
27
La sangre está formada por una parte liquida, el plasma (aproximadamente el 60%) y una parte solida el 40%, formada por los eritrocitos,
leucocitos y
plaquetas.
1.2.3.1.
Plasma sanguíneo.
Si al obtener una muestra de sangre se impide que se coagule guardando la muestra en un tubo tapa lila el cual tiene EDTA, se puede separar el componente líquido de la sangre, es decir el plasma sanguíneo, de sus componentes celulares. Si por el contrario, se deja que la sangre se coagule, se consumen los coagulantes y se desprende el suero del coágulo. Es decir, el suero sanguíneo equivale a la fracción plasmática sin los factores coagulantes. El plasma es un líquido que contiene cerca de un 0,8% de NaCL, otros electrolitos inorgánicos, proteínas, nitrógeno no proteico (NPN), hidratos de carbono y lípidos (Englhart, 2005).
1.2.3.2.
Electrolitos.
De ella se deduce que Na+ Cl- son los iones cuantitativamente más importantes del plasma. Además también tienen importancia K+, Ca2+, Mg2+, HCO3-. Los electrolitos inorgánicos son los principales responsables de la presión osmótica del plasma sanguíneo. Gracias a que tiene una masa molecular (peso molecular) baja y el número de moléculas de iones inorgánicos por unidad es alto, por lo tanto la influencia de estos iones sobre la presión osmótica también lo es (Englhart, 2005).
1.2.3.3.
Proteínas.
Las proteínas plasmáticas son la albúmina, el fibrinógeno y diversas globulinas. La albumina constituye una fracción homogénea de proteína pura, Las globulinas son una de las fracciones sumamente heterogénea, que suele estar compuesta de glicoproteínas, lipoproteínas y metaloproteínas (Englhart, 2005).
1.2.3.4.
Nitrógeno no proteico. (NPN) 28
Los compuestos no proteicos que contienen nitrógeno se agrupan bajo denominación común de NPN. El nitrógeno contiene en la fracción NPN alcanza una medida de 500 mg/L de plasma. Cuantitativamente la urea constituye la fracción más importante, pues el producto final del metabolismo proteico. En el caso de los herbívoros, a continuación viene el ácido hipúrico, seguido de la creatinina, aminoácidos, y derivados de la purina y pirimidina, alantoína, y el ácido úrico en las aves. La creatinina en la orina indica los procesos de descomposición muscular (Englhart, 2005).
1.2.3.5.
Productos de desecho
El cuerpo tiene constates procesos de fabricación y degradación de sustancias como proteínas, los productos de la degradación son transportados hacia los órganos encargados de su expulsión o transformación en el caso de las proteínas se llama procesos nitrogenados y destacan urea, ácido úrico, creatinina, bilirrubina y sales de amonio.
1.2.3.6.
Nutrientes
El sistema digestivo descompone y absorbe de los alimentos todos los elementos indispensables para la vida, la sangre se encarga de llevarlos a las células para nutrirse, repararse y obtener energía etc (Mery, 2005).
1.2.3.7.
Sustancias reguladoras
Destacamos las hormonas que
regulan el desarrollo y controlan procesos de
nuestro organismo, (temperatura, frecuencia cardiaca y respiratoria, ciclo reproductivo) y las enzimas que aceleran la velocidad de la reacción química (Mery, 2005).
1.2.3.8.
Gases. 29
Destacamos el oxígeno, el cual es esencial para que todas las células produzcan energía aerobia y el dióxido de carbono que es un residuo obtenido por la producción de energía y ha de ser expulsado, los podemos encontrar principalmente unidos a una proteína (hemoglobina) que los transporta (Mery, 2005).
1.2.3.9.
Hidratos de carbono
En la vena porta pueden encontrarse diversos monosacáridos, que van variando dependiendo de la composición de la reacción; pero la sangre de la vena hepática contiene exclusivamente glucosa, que es impredecible sobre todo para la función del SNC. La concentración de la glucosa en el plasma varía mucho en las distintas especies animales. La concentración de glucosa experimenta una elevación postprandial, que pueden ser muy intensa dependiendo de la composición de la reacción (Englhart, 2005)
1.2.4. EL HEMOGRAMA.
Es un estudio hematológico de rutina, que representa uno de los elementos básicos de diagnóstico para la medicina, de cuyos resultados se desprende el estado de salud general y puntual (Diez, 2000)
El hemograma es el análisis de sangre que mide en global y en porcentaje los tres tipos básicos de células que contienen la sangre, las denominadas tres series celulares sanguíneas:
a) Serie eritrocitaria o serie roja b) Serie leucocitaria o serie blanca c) Serie plaquetaria
30
Cada una de estas series tiene unas funciones determinadas, y estas funciones se verán perturbadas si existe alguna alteración o un agente extraño que en la cantidad o en las características de las células que las componen.
1.2.4.1.
Línea roja o eritrocitaria
Está constituida por hematíes, eritrocitos o glóbulos rojos. Su función consiste primordialmente en transportar el oxígeno desde los pulmones a todos los tejidos y células del organismo. En el hemograma se cuantifica:
a. Número de hematíes. b. Hematocrito: mide el porcentaje de hematíes en el volumen total de la sangre. c. hemoglobina: mide su concentración en sangre y se expresa en gr/dl. Es una molécula proteica compleja del hematíe que transporta oxígeno y dióxido de carbono. d. Índices eritrocitarios: proporcionan información sobre:
Volumen corpuscular medio (VCM). Mide el tamaño de los hematíes. Concentración corpuscular media de la hemoglobina (CHCM). Mide la concentración de hemoglobina por hematíe.
Hemoglobina corpuscular media (HCM). Mide la cantidad de hemoglobina por eritrocito, los valores varían dentro de la normalidad según la edad y el sexo (García, 2009).
Un parámetro fundamental para evaluar si la cantidad de eritrocitos es adecuada para el organismo, es determinar si pueden cumplir su función: llevar oxígeno a la periferia del organismo, actividad llevada a cabo por la hemoglobina del glóbulo rojo. Ésta, es una molécula que se compone de una proteína, globina, y un compuesto formado por cuatro anillos pirrolicos unido a una molécula de hierro, que le da la coloración roja a la sangre. De esta forma algunos eritrocitos pueden 31
tener un mayor contenido de hemoglobina que otros, permitiéndoles cumplir su función a pesar de poder estar levemente disminuidos en cantidad. La disminución de hemoglobina (Hb) también origina anemia, cuya clasificación será discutida junto con la disminución del número eritrocitario y hematocrito (HTO).
A menudo, inmediatamente después de una hemorragia la medición del HTO o Hb no permiten evaluar la proporción de ésta, lo que no permite su evaluación real, pues, la proporción glóbulos rojos en la sangre, sigue siendo la misma, a pesar de que hay una menor cantidad de sangre. Sin embargo la pérdida se hace evidente a medida que se recupera la volemia, pues los eritrocitos se diluyen en mayor cantidad de sangre (García, 2009).
Los reticulocitos son glóbulos rojos que no han alcanzado la madurez. Para evaluar si la capacidad regenerativa de los eritrocitos por parte de la médula ósea es adecuada, existe un examen llamado recuento reticulocitario en el cual se requiere de una tinción especifica que permite observar y diferenciar el recuento de glóbulos rojos, la tinción utilizada es el azul de crecil brillante y que además permite distinguir anemias causadas por falla medular, ésta prueba indica el porcentaje que los reticulocitos, precursores directos de los glóbulos rojos, en la sangre periférica (Lobos, 2005).
Para la maduración final de los eritrocitos se necesita en particular dos vitaminas la vitamina B 12 (cianocobalamina) y el ácido fólico, son requeridos para la síntesis de ADN, las dos resultan necesarias para la formación de trifosfatos de timidina uno de los componentes esenciales del ADN.
1.2.4.2.
Línea blanca o leucocitaria.
Está formada por los leucocitos o glóbulos blancos. Su función principal es la defensa del organismo ante infecciones y la relación frente a sustancias extrañas. 32
El recuento tiene dos componentes. Uno es la cifra total de leucocitos en 1mm 3 de sangre venosa; el otro es la fórmula leucocitaria, mide el porcentaje de cada tipo de leucocitos, que son: segmentados o neutrófilos, monocitos, linfocitos, eosinófilos y basófilos (Diez, 2000).
Se divide en tres grupos:
a) Polimorfonucleares (PMN): son los granulocitos o neutrófilos los cuales se encargan de fagocitar sustancias extrañas como bacterias que entran al organismo, eosinófilos estos aumentan en enfermedades producidas por parásitos o cuando existe la presencia de alérgenos, y basófilos los cuales segregan sustancias como la heparina de propiedades anticoagulantes, y la histamina que contribuyen con el proceso de inflamación (Chinski H.2002).
Los PMN tienen núcleo segmentado condensado, son referidos como granulocitos
porque
contienen
grandes
cantidades
de
gránulos
citoplasmáticos (meyer y harvey 2002).
b) Mononucleares: estos se elevan en infecciones originadas por virus o parásitos, también en algunos tumores o leucemias.
c) Linfocitos: T reconocen a las células infectadas por virus y las destruyen con ayuda de los macrófagos, y los linfocitos B están encargados de la inmunidad humoral esto es la secreción de anticuerpos, sustancias que reconocen las bacterias y se unen a ellas y permiten su fagocitosis y su destrucción. Su número aumenta sobre todo en infecciones virales, aunque también en enfermedades neoplásicas como el cáncer y puede disminuir en inmunodeficiencias.
33
El recuento total o parcial puede arrojar resultados sobre normales o subnormales, en consecuencia cada situación, recibe un nombre: Leucocitosis, número de leucocitos mayores al valor de referencia para la especie, la cual puede ser:
Fisiológica: ejercicio se desprenden los granulocitos del pool marginal, stress, embarazo, recién nacido.
Patológica: Eninfecciones Bacterianas aumentan los neutrófilos y se conoce como neutrofilia, en afecciones parasitarias los eosinófilos son los encargados de responder y se genera una eosinofilia, cuando un agente viral afecta la células los linfocitos responden y se presenta una linfocitosis.
Leucopenia cantidad subnormal de leucocitos, hace referencia a la disminución del número de leucocitos. Siempre es patológica y se puede presentar en: Aplasia medular: radiaciones, Fármacos (cloranfenicol, antineoplásicos, dipirona) estos se expresan en células por micro - litro de sangre.
El recuento de cada especie leucocitaria, según Chinski (2002), se da de dos maneras.
1. Fórmula leucocitaria relativa: se expresa en porcentaje para cada especie con respecto al total de leucocitos. Aproximadamente el 60% de los leucocitos son neutrófilos.
2. Fórmula leucocitaria absoluta: con la cual se obtiene el recuento de cada especie por mm3 de sangre. La Fórmula absoluta reviste mayor importancia clínica que la relativa, otorgando una mejor herramienta diagnóstica.
34
1.2.4.3.
Las plaquetas
Las plaquetas son células minúsculas de la sangre que son producidas por los megacariocitos en la médula ósea gracias al proceso de fragmentación citoplasmática, y el bazo participa en su liberación, y la función de las plaquetas es participar en el proceso de coagulación, (hemostasia), contribuyen a la formación de los coágulos, así son responsables del cierre de heridas vasculares. Para ello, forman nudos en la red de fibrina, liberan substancias que son importantes para acelerarla, acrecientan la retracción del coágulo sanguíneo generando la trombostenina, algo parecido a la actomiosina del músculo (López, J. 2004).
Físicamente las plaquetas son considerablemente frágiles, y posee la capacidad de adherirse a otros cuerpos cercanos, como son los linfocitos, eritrocitos, y otros, o se agrupan entre ellas formando un coágulo, para luego deformarse ágilmente y desintegrase prontamente. Asimismo, hay anticoagulantes que son artificiales y otros que están anexados a la sangre afín de que se conserven en su mejor estado. Las plaquetas que se encuentran en un óptimo estado de conservación son lanceoladas y no nucleadas.
Las plaquetas son poco densas y emergen en el plasma. En cuanto a su masa seca, el 60% está compuesto por material proteico y el 15% de lípidos. Otra característica importante es que decoloran el azul de metileno y que consumen oxígeno; no obstante su metabolismo no es del todo conocido (López, J. 2004).
En el interior de una plaqueta se puede observar un granulómero o zona central que está formada por agrupaciones de gránulos, y un hialómero o zona periférica transparente y homogénea que rodea el interior (López, J. 2004). El recuento de plaquetas
Su finalidad es medir la cantidad de plaquetas por milímetro cúbico. Evaluando la eficiencia de la producción de estas células a partir de la medula ósea; vigilar los 35
efectos producidos por las distintas terapias como radioterapia; y ofrecer datos para el diagnóstico de enfermedades como trombocitopenia y trombocitosis.
Medicamentos que alteran los valores de las plaquetas. Los valores normales de plaquetas en equinos son de 100 a 270 x 10 3 mcl, ya que los asnos pertenecen a los solípedos a igual que los caballos.
Fármacos que causan trombocitopenia. Acetazolamida, Furosemida, Ácido etacrinico, Sulfonamidas.
Factores fisiológicos que pueden alterar los resultados de las plaquetas. Ejercicio físico intenso, Altitud elevada, temperaturas extremadamente bajas (Capilla, 2006).
1.2.5. Utilidad Del Hemograma.
El hemograma es uno de los exámenes de rutina solicitado por los facultativos. Examina las células de la sangre: Hematíes o Glóbulos Rojos, Leucocitos, Linfocitos y Plaquetas.
El Hemograma incluye el recuento de las diferentes células sanguíneas y la morfología vistas al microscopio, donde el Médico debe distinguir e informar las anormalidades de cada uno de estas células, siendo vital el conocimiento del profesional para distinguir una célula normal de una anormal.
La muestra utilizada es de sangre venosa la cual se mezcla con un anticoagulante denominado EDTA, el cual permite que la sangre no se coagule (Lobos H José 2005). Un hemograma requiere de un ojo experto que lo lea y otra mirada competente que lo interprete; así el médico es protagonista clave en evaluar de acuerdo a su etapa todos los antecedentes que requiere esta atención. 36
Antecedentes como la anamnesis del paciente, recuentos sanguíneos y características morfológicas, factores epidemiológicos, niveles plasmáticos, hallazgo molecular, estudios de inmunofenotipificación y citogenéticas, llevan finalmente a una atención de calidad para obtener diagnóstico precoz, pronóstico conocido y satisfacción de la necesidad de salud del paciente (Becker, 2001).
La heparina no es el anticoagulante de elección en hematología por que produce alteraciones como degeneración nuclear de los neutrófilos, ésta degeneración no es apta para estudios hematología, Si no se mezcla rápido y uniformemente con la sangre luego de extraída, se pueden formar micro coágulos, no es recomendable su empleo para la confección de frotis sanguíneo, debe conservarse en heladera y tiene alto costo (scribd, 2012).
El conocimiento hoy día no sólo nos permite cuantificar los elementos como los glóbulos rojos, los glóbulos blancos y las plaquetas, además su coloración, forma, textura, variedad, presencia o ausencia permite establecer un algoritmo de apoyo con variables que no se pueden marginar de un todo (Becker 2001).
1.2.5.1.
Factores que interfieren en los resultados
a) Serie roja:
1. Alteración en el tamaño de los hematíes y este interfiere en el (VCM) 2. Un número muy alto de eritrocitos, este puede influir en el recuento total. 3. Hemodilución: aumento de la cantidad proporcional de agua en la sangre por ejemplo embarazo. 4. Deshidratación: pérdida de agua del organismo, que se refleja en la sangre.
37
5. Residencia a gran altitud: por ejemplo, animales que vive en el altiplano andino este resultado influye en el porcentaje de hematocrito. 6. Hemorragia inmediatamente previa a la prueba interviene en los niveles de plasma sanguíneo.
b) Serie blanca:
1. La ingestión de algunos alimentos como la avena, la cebada y el trigo, la actividad física y el estrés pueden aumentar el número de leucocitos. 2. El ejercicio muy intenso puede aumentar el número de leucocitos por la respuesta fisiológica como consecuencia del incremento de los niveles de epinefrina, con lo cual hay aumento del volumen de flujo que arrastra a los linfocitos marginales a la circulación (Diez C, 2000). 3. Durante el último mes de gestación y en el parto, puede aumentar la cifra de leucocitos. 4. Medicamentos, que pueden disminuir los niveles son el cloranfenicol, antineoplásicos, dipirona, fenilbutazona, cefalosporinas, sulfadiazina, y los medicamentos
que
pueden
aumentar
son
la
epinefrina,
los
glucocorticoides.
c) Serie plaquetaria:
1. La residencia a gran altitud puede aumentar los niveles de plaquetas, porque el animal sufre de hipoxia, entonces la medula ósea y los pulmones responden produciendo más plaquetas. 2. Medicamentos. Algunos fármacos pueden causar trombocitopenia como Acetazolamida,
Furosemida,
Ácido
etacrínico,
Sulfonamidas
y
por
consiguiente los tiempos de protrombina se van a ver alterados generando un retardo en la coagulación. 38
1.2.5.2.
Consideraciones Fisiológicas
Edad. Los resultados seleccionados del laboratorio que son normales para los animales inmaduros están fuera del rango de referencia para los animales maduros. El incremento en la concentración de hormona del crecimiento es, al menos, responsable por la elevación de fósforo sérico y la reducción de las concentraciones séricas del nitrógeno ureico en animales en desarrollo. En la etapa adulta la mayor parte de los valores hematológicos y bioquímicos son relativamente constantes, aunque para algunos analíticos se aprecian tendencias cambiantes (Meyer y Harvey, 2000).
Respuesta al estrés y a la epinefrina El estrés pueden ocasionar modificaciones en el leucograma y analitos de la bioquímica sérica que simulan las alteraciones vinculadas con la inflamación y la enfermedad. La “respuesta al estrés” se relaciona con la liberación de los glucocorticoides endógenos o la administración de corticoides exógenos, es variable en muchas especies. La excitación o liberación de epinefrina inducida por la actividad ocasionan la desmarginación de los neutrófilos con la resultante leucocitosis fisiológica. La hiperglucemia transitoria con o sin glucosuria temporal puede ocurrir por la glucogenólisis hepática estimulada por la epinefrina e insulino resistencia inducida por los corticoides (Meyer, y Harvey, 2000).
Hidratación y dieta: El estado de hidratación afectará la concentración o actividad expresada de un analito debido a la reducción del contenido de agua en el plasma. Esto por lo regular carece de importancia clínica debido al amplio rango de referencia. Sin embargo, los cambios dilucionales se presentaran en las mediciones de control seriado durante la hidratación. Una aplicación práctica de este concepto es la 39
valoración del estado de hidratación empleando determinaciones secuenciales de volumen celular aglomerado y la proteína plasmática. La hemoconcentración secundaria a la deshidratación redunda en una proporción citrato/sangre inadecuada, la cual prolongará el tiempo de tromboplastina parcial activa.
La dieta puede alterar a varias mediciones bioquímicas. Una dieta abundante en proteínas puede incrementar la concentración sérica del nitrógeno ureico. El empleo prolongado de una dieta pobre en proteínas puede reducir las concentraciones séricas de la albumina y el nitrógeno ureico e incrementar los niveles de ácidos biliares y actividades FA y alaninaaminotransferasa (ALT) (Meyer y Harcey, 2000).
1.2.6. HEMATOPOYESIS El sistema hematopoyético está compuesto por diferentes tipos celulares que derivan de la diferenciación y expansión de progenitores inmaduros. Su funcionamiento correcto asegura la producción de las células responsables del transporte de oxígeno, la coagulación sanguínea y la inmunidad. Se organiza como una jerarquía en la que las relaciones entre los diferentes tipos celulares se basan en la capacidad de proliferación y de diferenciación celular. El funcionamiento normal de la hematopoyesis (Figura 1) resulta de la interacción entre mecanismos intracelulares y la influencia del microambiente donde se desarrollan las células hematopoyéticas (Ayala, 2001).
La hematopoyesis es la formación de las células sanguíneas. En condiciones normales existe una coordinación entre su formación y su destrucción. Los hematíes viven una edad media de 120 días, los granulocitos 6 a 8 horas, y las plaquetas 7 a 10 días en promedio, mientras que los linfocitos pueden tener una vida muy prolongada, algunos sobreviven años. Para mantener unas cifras
40
normales de células sanguíneas es necesario que se estén produciendo constantemente células nuevas (Ramírez, et al 2001).
Figura 1. Hematopoyesis
Fuente: Wittwer, 2006.
1.2.6.1.
Células hematopoyéticas
En el sistema hematopoyético se reconocen diversos tipos celulares, que podemos agrupar en: células madre, células progenitoras y células maduras. El inicio del proceso de diferenciación hematopoyética se encuentra en la hematopoyesis o hemopoyesis es el proceso de formación, desarrollo y maduración de los elementos formes de la sangre (eritrocitos, leucocitos y plaquetas) a partir de un precursor celular común e indiferenciado conocido como célula madre hematopoyética pluripotencial o stemcell (Mera. Claudia, et al ,2007).
41
Las células madre que en el adulto se encuentran en la médula ósea son las responsables de formar todas las células y derivados celulares que circulan por la sangre (Ramírez, 2001), durante las primeras semanas embrionarias se encuentran células madres en el saco vitelino, las cuales van diferenciándose en células eritroides, provistas de hemoglobina embrionaria.
Desde el tercer mes hasta el séptimo de gestación, las células madre migran, primero al hígado fetal, y después al bazo fetal, donde sigue la hematopoyesis.
Desde el séptimo mes, va disminuyendo la hematopoyesis en el hígado y bazo, hasta que desaparece para la época del nacimiento, y va adquiriendo preeminencia el papel de la médula ósea (Mera, 2007). En la fase embrionaria las células hematopoyéticas derivan del mesénquima primitivo (saco vitelino) y de la región aorta-gonadal-mesonefros (AGM). A partir de la sexta semana de vida intrauterina, la hematopoyesis tiene lugar en el hígado, bazo y timo, persistiendo hasta el décimo mes, aunque a lo largo de toda la vida existe una pequeña capacidad hematopoyética, que en circunstancias patológicas es capaz de expresarse, como en la metaplasia mieloide hepatoesplénica (Rellana, 2009).
Líneas celulares hematopoyéticas en función de la diferenciación de las células madre.
Las células madre pueden comprometerse hacia las líneas hematopoyéticas eritroide, granulo-monocíticas, megacariocítica o linfoide. A partir de la célula madre surgen dos posibles líneas de células con un primer grado de diferenciación y compromiso, la linfoide que dará lugar a los linfocitos y la mieloide que dará lugar al resto de las células sanguíneas.
42
La línea hematopoyética eritroide está formada por todas aquellas células hematopoyéticas más o menos diferenciadas y reconocibles mediante diferentes técnicas que a lo largo de su proceso de división y maduración van a llegar a producir glóbulos rojos (Mayani y Fernández, 2008.) La línea granulo-monocítica está formada por todas aquellas células que tras sufrir un proceso de división y maduración darán lugar a los leucocitos polimorfonucleares (también llamados granulocitos) y monocitos. Estas dos células tienen unas células progenitoras comprometidas inicialmente comunes, de ahí el nombre (Querol y García, 2000). La línea megacariocítica está formada por todas aquellas células que finalmente darán lugar a la célula productora de plaquetas, llamada megacariocito. La plaqueta no es una célula, es un fragmento del megacariocito, del cual se separa (Querol y García, 2008).
Forma como se produce el paso de células madre hasta células sanguínea maduras
La diferenciación de las células hemáticas se produce progresivamente. De tal forma en la medida en que se van adquiriendo propiedades adicionales y se asemejan más a las células sanguíneas maduras finales. Ello ocurre de forma dinámica y lo dividimos en varios pasos o escalones para su comprensión:
a) Células madre progenitoras totipotenciales o verdaderas stem. b) Células progenitoras pluripotenciales, dirigidas hacia la línea linfoide o mieloide. c) Células progenitoras monopotenciales son progenitores comprometidos a una línea celular específica, solo reconocibles en cultivos de laboratorio como unidades formadoras de colonia de una línea específica. d) Células precursoras corresponden a los precursores morfológicamente reconocibles: mieloblastos, eritroblastos y megacariocitos. e) Células maduras, no tienen capacidad de división pero son funcionalmente activas (Reina, 2010). 43
Células sanguíneas maduras que se observan al final del proceso de la hematopoyesis en la sangre.
Los glóbulos rojos, también llamados hematíes o eritrocitos, son el resultado de la maduración desde célula pluripotencial mieloide pasando por los diferentes progenitores eritroides por acción de la eritropoyetina (Reina, 2010).
Los granulocitos, también llamados segmentados o polimorfonucleares, es el resultado de la maduración de la célula pluripotencial mieloide pasando por varios estadios madurativos y diferenciación final por acción de un factor específico de crecimiento de granulocitos.
Los monocitos de forma similar son el resultado de la maduración desde la célula madre y pasando por varias etapas hasta diferenciarse finalmente por la acción de un factor especifico de crecimiento de monocitos. Existe un precursor común a granulocitos y monocitos, que solo podría dividirse y madurar hacia monocitos o granulocitos según el estímulo recibido.
Las plaquetas se desprenden de los megacariocitos, que proceden de la célula pluripotencial mieloide ya comprometida por la acción de un factor conocido como trombopoyetina (Reina, 2010).
Los linfocitos maduros aparecen por un proceso de maduración complejo. La célula madre da lugar a la célula comprometida linfoide, que si pasa por la medula ósea para madurar dará lugar a un tipo de linfocitos llamado B, y si pasa por el timo da lugar a un tipo de linfocitos llamado T (López, 2004).
44
1.2.6.2.
ÓRGANOS
DEL SITEMA LINFOIDE
Los linfocitos son células pequeñas redondas que constituyen el sistema celular más predominante en órganos como bazo, ganglios linfáticos y timo, los linfocitos tienen receptores para antígenos y, por tanto, pueden reconocer al agente al que se les presenta y reaccionar a él (Figura 2). Los linfocitos se encargan de la producción
de anticuerpos
y de la destrucción de células anormales. Estas
respuesta ocurren al interior de los órganos linfoides, los órganos linfoides primarios son el timo, piel, placas de peyer, médula ósea y glándulas linfoepiteliales, los órganos linfoides segundarios son ganglios linfáticos, ganglios linfáticos hemolinfáticos, bazo (Tizard, 2002).
Figura 2. Órganos linfoides
. FUENTE: Wittwer, 2006.
45
1.2.6.3.
Órganos Linfoides Primarios
Los órganos linfoides primarios son los lugares en los que se produce mayoritariamente la linfopoyesis. En ellos, los linfocitos se diferencian a partir de las células madre linfoides, proliferan y dan lugar, finalmente, a células maduras funcionales. En los mamíferos, las células T maduran en el timo, mientras que las células B maduran en el hígado del feto y en la médula ósea.
Los órganos linfoides primarios son las células del sistema inmune se diferencian a partir de células madre, proliferan y maduran hacia células con capacidad eféctora. En estos órganos linfoides adquieren sus receptores antigénicos específicos, y también aprenden a discriminar entre autoantígenos, que serán tolerados y antígenos extraños que serán atacados.
En los órganos linfoides primarios, dichas células migran hacia los tejidos. Periféricos secundarios. El bazo responde ante los antígenos transportados por la sangre, mientras que los ganglios linfáticos protegen al organismo frente a los antígenos que transporta el sistema linfático, procedentes de la piel o de superficies internas. En ambos casos, las respuestas frente a los antígenos consisten en la secreción de anticuerpos hacia la circulación y en respuestas locales mediadas por células (Tizard, 2002). La médula ósea es un órgano linfoide primario o central, es un órgano encargado de la hematopoyesis y de la linfopoyesis, en el adulto, función que desempeñaban el hígado y el bazo, en etapas tempranas del desarrollo, se encuentrará alojada en la cavidad medular, está constituida por células pluripotenciales, que por explosión o estallido forman colonias granulociticas y linfociticas, que se originan los elementos formes de la sangre, los Linfocitos B se originan en la médula ósea y representan un 30%, los linfocitos T se originan en el timo, a partir de células inmaduras procedentes de la médula ósea, es decir de las células madre hematopoyéticas y representan el 70% restante (Tizard, 2002). 46
1.2.6.4.
Órganos Linfoides Secundarios
Los órganos linfoides secundarios son el bazo, los ganglios linfáticos y los tejidos Asociados a mucosas, entre los que se encuentran las amígdalas y las placas de Peyer del íleon. Los órganos linfoides secundarios proporcionan a los linfocitos un entorno en el que éstos pueden interaccionar entre sí, con las células accesorias y con los antígenos. Una vez concluido el desarrollo de los linfocitos.
El sistema de mucosas ejerce una protección frente a los antígenos que penetran directamente en el organismo a través de los epitelios mucosos y en él se produce el primer encuentro (iniciación) entre el antígeno que penetra por las superficies mucosas y las células inmunes. Así, se suelen encontrar tejidos linfoides asociados a las superficies que recubren el tracto intestinal (tejido linfoide asociado al intestino, o TLAI), el tracto respiratorio (tejido linfoide asociado a los bronquios, o TLAB) o el tracto genitourinario. En estos casos, el principal mecanismo efector es la secreción directa de IgA (IgAs) sobre la superficie del epitelio mucoso en cuestión (Reina, 2010).
FUNCIÓN DE LAS CÉLULAS SANGUÍNEAS MADURAS.
1. Los hematíes transportan el oxígeno desde los pulmones hasta los tejidos, gracias a la presencia de una proteína en su interior llamada hemoglobina. la hemoglobina es capaz de fijar el oxígeno a nivel pulmonar y liberarlo a nivel de los tejidos del organismo.
2. Los granulocitos y monocitos son células con capacidad de ingerir y destruir agentes infecciosos como bacterias.
3. Las plaquetas tienen un papel muy importante en la detención del sangrado mediante la formación del tapón plaquetario.
47
4. Los linfocitos B son los encargados de la fabricación de proteínas que se unen a agentes infecciosos fuera de las células del organismo y permiten su eliminación, conocidas como anticuerpos.
5. Los linfocitos T reconocen las estructuras de otras células. Por ello están encargadas de la destrucción de células infectadas mediante el reconocimiento en la superficie de las mismas de estructuras relacionadas con el agente infeccioso (López, 2004).
1.2.6.5.
Alteraciones En El Paquete Celular
Conteo eritrocítico (Eri): Es la cantidad total de eritrocitos circulantes por microlitro de sangre. Cambios que inciden directamente en la circulación de eritrocitos: Valor disminuido: Se denomina anemia, los tres parámetros disminuyen aunque este decremento puede ser desproporcionado cuando existen cambios en el tamaño eritrocítico y/o la cantidad de hemoglobina contenida en ellos, por lo que el cálculo e interpretación de los índices de la formula roja son de ayuda en estos casos. Tipos de anemia
La anemia absoluta se define como la disminución de la cantidad de eritrocitos circulantes resultado de la pérdida de los mismos con hidratación normal, la anemia en ocasiones puede estar en mascarada por una deshidratación concomitante; La anemia relativa: es la disminución de la masa eritrocitaria por sobrehidratación sanguínea o por retención de agua.
48
Valor aumentado: Denominado policitemia, donde aumente el número de eritrocitos circulantes denominado policitemia absoluta, también puede darse un aumento transitorio en los eritrocitos circulantes denominado policitemia relativa .
Tipos de policitemia Policitemia absoluta es el aumento en la cantidad de eritrocitos con hidratación normal, puede ser segundaria a la hiperproducción de eritropoyetina
Policitemia relativa es el aumento en la cantidad de eritrocitos por la disminución del plasma, por deshidratación, y segundaria a hipoventilación. El vivir en las grandes alturas, significa someterse a un medio donde predomina una baja presión de oxígeno, ante esta situación el organismo responde de diversas formas para obtener una adaptación metabólica a este medio hipóxico. Estas respuestas pueden ser diferentes de acuerdo a la magnitud de la hipoxia. Policitemia. La hipoxia es el estímulo principal del aumento de la producción de eritrocitos, habitualmente en una aclimatación completa a la escasez de oxígeno, el hematocrito se eleva desde un valor normal, el cual presenta entre un 40 – 45% de eritrocitos, a una media de 60, con un incremento medio de la hemoglobina desde 15g/dL a unos 20g/dL. Además el volumen sanguíneo aumenta, con frecuencia en un 20 o 30%, lo que resulta en un ascenso total de la hemoglobina circulante del 50% o más. Este aumento de la hemoglobina y del volumen sanguíneo es lento y apenas se manifiesta hasta transcurridas dos semanas; alcanzará la mitad de su valor al mes y sólo se desarrolla por completo una vez transcurridos varios meses. Este aumento de la concentración de hemoglobina y por tanto de la capacidad de transporte de oxígeno significa que, aun cuando la presión parcial de oxígeno arterial y la saturación estén disminuidas, la concentración de oxígeno en la sangre arterial puede ser la normal e incluso mayor de lo normal. Por lo general esto reduciría mucho la concentración arterial o contenido arterial de oxígeno, pero comoresultado de la policitemia la 49
concentración de hemoglobina aumenta de 15 a 19,8g/100mL, de forma que la concentración de oxígeno llega a 22,4 mL/100mL, es decir, más del valor fisiológico a nivel del mar. La policitemia, además, también tiende a mantener la presión parcial de oxígeno de la sangre venosa mixta, y es característico que en los habitantes de altura se halle sólo en 7 mmHg por debajo de lo normal. La capacidad normal de difusión del oxígeno a través de la membrana pulmonar es de aproximadamente 21 mL/Mg./minuto, la cual puede incluso triplicarse durante el ejercicio. En las grandes alturas se produce un aumento similar de la capacidad de difusión, parte del mismo se debe al gran incremento del volumen sanguíneo capilar del pulmón, que expande los capilares y amplía la superficie a partir de la cual el oxígeno La hipoxemia induce la liberación de eritropoyetina en los riñones, la cual a su vez estimula a la médula ósea. También se observa policitemia en muchos pacientes con hipoxemia crónica causada por enfermedades pulmonares o cardíacas. Aunque la policitemia de las grandes alturas aumenta la capacidad de la sangre para transportar oxígeno, también produce un aumento de su viscosidad, lo cual resulta nocivo. ÍNDICES ERITROCITARIOS Cambios en el volumen plasmático: Valor aumentado: Se presenta en estados de deshidratación. Valor disminuido: Se presentan en sobrehidratación con fluidos administrados parenteralmente dando una lectura que simula anemia. Índices eritrocíticos: Determinados mediante cálculos matemáticos.
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Volumen Globular Medio (VGM): (Ht. / Eri x 10), Es el tamaño eritrocítico expresado en femolitros y se comporta de la siguiente forma: Valor aumentado: Se presenta en anemia macrocítica en la que la interferencia en la síntesis del ADN causa inhibición de la división celular y la resultante es la aparición de eritrocitos de gran tamaño (como ocurre en los casos de deficiencia de vitamina B12 y ácido fólico), también aumenta transitoriamente en los casos de reticulocitosis (anemia regenerativa). Valor disminuido: Rara vez disminuye más de 6 fl aunque se puede presentar en casos de deficiencia de hierro Hemoglobina Globular Media (HGM): (Hb. / Eri x 10.), Se refiere a la cantidad de hemoglobina depositada en el eritrocitos expresada en picogramos. Valor aumentado: En los casos de hemolisis tanto in vivo como in Vitro; la hemoglobina extracelular también está implícita, aunque el índice asume que toda la hemoglobina es intracelular por lo que se debe interpretar con reservas. Durante la reticulocitosis permanece normal o ligeramente elevado. Valor disminuido: En los casos de deficiencia de hierro. Concentración de Hemoglobina Globular Media (CHGM): (Hb / Ht x 100) Es la cantidad de hemoglobina que está relacionada directamente con el eritrocito. Es el índice más preciso, ya que no requiere del conteo total de eritrocitos circulantes. Valor aumentado: En los casos de hemolisis tanto in vivo como in Vitro, así mismo puede incrementarse en los casos de esferocitosis marcada. Valor disminuido: En los casos de reticulocitosis y deficiencias de hierro. (Meyer yHarvey, 2006).
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Reticulocitos Los reticulocitos son células eritroides inmaduras que en su citoplasma cuentan con remanentes nucleares de ARN, en el canino, felino y suino, representan aproximadamente el 1% en la circulación sanguínea en condiciones normales, presentan un incremento en los casos de anemias de tipo regenerativo. En algunos laboratorios el conteo de reticulocitos se hace por medio del uso de tinciones como Giemsa en un frotis sanguíneo ordinario, aunque la determinación más exacta se realiza por medio de tinciones supravitales específicas como la de azul de cresil o la de nuevo azul de metileno, su valoración se realiza en base a los siguientes parámetros (Meyer y Harvey, 2000). Porcentaje relativo de reticulocitos (PRR): Se obtiene al realizar varios conteos de 100 células eritroides, obteniendo el porcentaje correspondiente a aquéllas que son compatibles con reticulocitos, en la mayoría de las ocasiones expresa un valor que no es real, dando una falsa impresión diagnóstica debido a lo siguiente: En la sangre de animales anémicos existe menor número de eritrocitos maduros circulantes que se mezclan con reticulocitos recién liberados de la médula ósea y una relativa reticulocitosis es observada. Dentro de los mismos reticulocitos existen varios estadios de maduración y en respuesta a un estado anémico los reticulocitos más inmaduros son liberados, células que persisten como reticulocitos por periodos más prolongados en la sangre antes de convertirse en eritrocitos maduros. Para lograr una corrección del porcentaje relativo de reticulocitos cuando se presentan los problemas descritos anteriormente se determina lo siguiente:
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Interpretación de los parámetros reticulocitarios: Un incremento absoluto de reticulocitos indica una respuesta de la médula ósea, es común en anemias hemorrágicas o hemolíticas, aunque la reticulocitosis es más marcada en la anemia de tipo hemolítico debido a que en esta no hay pérdida de hierro y es fácilmente reciclable durante el proceso eritropoyetico. La reticulocitosis no se hace evidente hasta después de 72 horas de que ocurre la anemia y puede alcanzar su máximo hasta los 7 días posteriores a su presentación. Un índice de producción de reticulocitos mayor de 1 sugiere una anemia de tipo regenerativo. Índices entre 1 y 3 sugieren pérdida sanguínea. Índices mayores de 3 son indicativos de un proceso hemolítico. Determinación de plaquetas: Son estructuras producidas por los megacariocitos en la médula ósea mediante el proceso de fragmentación citoplasmática, juegan un papel muy importante en la hemostasis, su variación puede ser: Trombocitopenia: Disminución en el número de plaquetas circulantes, es el trastorno más común en los animales, generalmente acompañada con severos problemas de coagulación, se puede deber a: Destrucción plaquetaria que excede la producción ocurrida en trombocitopenias inmunomediadas (autoinmunes, isoinmunes o inducidas por drogas), Lupus Eritematoso, hiperestrogenismo, Afecciones por Ehrlichia, enfermedad causada por
rickettsias,
o
secuestro
esplénico,
hemangiosarcoma.
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así
como
neoplasias
como
Fallas en la producción plaquetaria que ocurre en anemias aplásicas, enfermedad de la médula ósea y quimioterapia citotóxica. Además la trombocitopenia puede dar un cuadro de coagulación intravascular diseminada, un síndrome que casi siempre acompaña a una enfermedad sistémica. Trombocitosis: Incremento del número plaquetario. Ocurre en procesos parasitarios donde intervienen parásitos succionadores de sangre y en casos de neoplasia. Usualmente acompaña a anemias por deficiencias de hierro. Siempre que existan trastornos en la cuenta plaquetaria se debe considerar la determinación de parámetros que intervienen en la coagulación sanguínea. Enfermedades hemorrágicas en los animales están asociadas con la disminución en el número plaquetario, así mismo las alteraciones en la morfología del trombocito se observa en anemias regenerativas, desordenes mieloproliferativos y otros trastornos en la médula ósea. 1.2.3. HISTORIA DEL ASNO 1.2.3.1.
Taxonomia
Tabla 1. Clasificación taxonómica de los asnares TAXONOMIA Reino
Animal
Phylum
Chordata;
Clase
Mammalia
Familia
Los Équidae
Orden:
Perissodactyla
Género:
Equus
Especie: Nombre Científico
E. africanus Equus africanus
Fuente: modificado de Archer 2000 54
1.2.3.2.
Origen Del Asno
En términos generales, la conformación del asno se acerca a la del caballo, difiere en algunas características constantes. Por ejemplo, el caballo tiene seis vértebras lumbares, mientras que el asno es más pequeño de complexión, ya que solo tiene cinco; la cabeza del asno es relativamente más voluminosa, con una frente más ancha, los ollares menos dilatados, las orejas largas y la crin erecta. Son dóciles hasta límites insospechados; poseen una capacidad de aguante incuestionable; son rudos y delicados; toscos y tiernos e inteligentes y agradecidos (Archer, 2009). Las facultades intelectivas de este équido no son tan pobres como generalmente se cree, de hecho tiene una memoria excelente y sabe encontrar cualquier sendero. El asno doméstico se originó a partir del asno africano salvaje (Equus asinus). Su domesticación se remonta 5.000 años atrás. El asno es el animal que ha sido domesticado más recientemente del grupo de animales domésticos. Contrariamente a la mayoría de animales domésticos que fueron domesticados, hace unos 11.000 años, en Asia, en la zona del Próximo Oriente (cuna de la agricultura, la ganadería y la civilización en general, Aunque puede parecer increíble, el tapir o, incluso, el rinoceronte son animales que están emparentados con el asno, ambos también son ungulados (mamíferos con los dedos acabados en pezuña) (Meyer y Harve, 2002). El asno tiene la ventaja sobre el caballo de ser un animal más resistente a las enfermedades, lesiones, a la sequía, además de que tienen una esperanza superior (el asno puede superar los 40 años de vida, frente a treintena de años que llega a vivir un caballo bien cuidado). Por otra parte, el asno es ideal para transitar por caminos difíciles con zonas escarpadas y de mala conservación del pavimento gracias a su fuerza y, aunque no lo parezca, agilidad (Archer, 2009). 55
Hay distintas razas de asnos según la altura, el tamaño, el color del pelaje, etc. Cada país tiene sus propias razas; ejemplo, en España existen el zamoranoleonés, el burro catalán, el burro mallorquín y el asno andaluz. Asno de Normandía, de pelaje marrón y cuerpo robusto, con un talla de 1.20 cm. Asno de los Pirineos. Mide 1'3 m de altura media, aunque existen 2 tipos según la altura. Su pelaje muy corto, es negro normalmente, aunque también puede ser castaño oscuro. El contorno de los ojos, hocico y vientre de esta raza de asno es de color más claro, ligeramente blanquecino. En Estados Unidos, es muy popular la raza de gran tamaño llamada Mammoth Jack Stock. Es la raza asnal de mayor tamaño del mundo. La altura a la cruz de debe ser superior a los 1,45 cm de altura a la cruz. El color original del pelaje de Mammoth Jack Stock es el negro. Fue desarrollada, a finales del siglo XVIII, principalmente, a partir de ejemplares procedentes de España. El rasgo más característico de los asnos o burros son sus grandes orejas, que le servían para perder calor (estos animales Vivian de forma salvaje en los desiertos). Sin embargo, no dejan de recordarnos mucho a los caballos. De hecho pertenecen a la misma familia, la de los équidos. Como los caballos, los asnos tienen una bonita crin. El colorido del pelaje del asno es gris ceniza, aunque existen variaciones. Así pues, también se pueden ver negro, como el burro catalán; completamente blanco, como el asno de Egipto, gris con una pequeña banda más oscura en la zona de la cruz conocida como cruz de San Andrés, como el asno de Provenza, etc (Archer, 2009). Los asnos domésticos guardan un gran parecido con sus parientes salvajes, sin embargo, sus cascos son más anchos y cortos que los individuos salvajes.
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El asno doméstico es un animal pacífico y rudo, sin embargo, es poco resistente al frio y a la humedad. Este mamífero tiene bien desarrollados los sentidos, sobre todo los del olfato y de la vista. Además, el asno tiene una gran memoria que le permite orientarse por zonas que durante algún momento de su vida recorrió. El burro doméstico tiene la fama de ser un animal tozudo, pero está equivocada interpretación de su carácter se debe a que es un animal muy cauto que nunca realizará una acción que le pueda resultar peligrosa. 1.2.3.3.
Animales con los que está emparentado el asno doméstico
El asno doméstico se originó a partir del asno africano salvaje (Equus asinus). Su domesticación se remonta 5.000 años atrás. El asno es el animal que ha sido domesticado
más
recientemente
del
grupo
de
animales
domésticos.
Contrariamente a la mayoría de animales domésticos que fueron domesticados, hace unos 11.000 años, en Asia, en la zona del Próxima a Oriente (cuna de la agricultura, la ganadería y la civilización en general, siendo la zona de Mesopotamia el mayor exponente), el asno se doméstico en el continente africano, en la región nororiental. Aunque puede parecer increíble, el tapiro, incluso, el rinoceronte son animales que están emparentados con el asno, ambos también son ungulados (mamíferos con los dedos acabados en pezuña). Sin embargo, existen muchos o ungulados, como la jirafa, el ciervo o el camello son animales ungulados, pero están más alejados del asno que los tapires y los rinocerontes. Todos ellos pertenecen al grupo de los artiodáctilos o ungulado con dedos impares, mientras que el asno es un perisodáctilo (tiene un numero de dedos par)
57
1.2.3.4.
Otros Datos Interesantes Acerca De Los Asnos
Miles de años antes este animal era utilizado en muchas partes del mundo, por los pueblos de Asia, África y Europa del Sur para el transporte de personas y como animal de carga. Con la industrialización de muchos países, la maquinaria agrícola y la llegad del tren de vapor, a mitades del siglo XIX en los Estados Unidos, supuso temporalmente la pérdida de valor de esta especie, porque se consiguió un medio de transporte que transportaba los mismos materiales que el asno con mucha más eficiencia. El burro ha perdido las funciones en los países industrializados. Sin embargo, todavía hoy en día, el asno es empleado en muchos pueblos del mundo para el transporte de cargas, que corresponden a países en vías de desarrollo. En los países industrializados el asno ha perdido sus funciones iniciales, sin embargo, podríamos decir que se han sustituido por otras especies. Ahora ha pasado a tener una función más de recreo y es empleado como reclamo turístico, con los llamados paseos en burro (Correa et al., 1995). Estos preciosos animales también son utilizados como animales de compañía, como los burros miniatura, de menos de 1 m de altura a la cruz y un peso inferior a los 200 kg. Por otra parte, la leche de burra parece ser que tiene propiedades medicinales, actuando como factor de protección del envejecimiento celular (gracias al retinol), lo que algunas industrias quieren aprovechar con el desarrollo de cosmeticos elaborados a partir de los componentes de esta materia prima. Además, la leche de este mamífero es muy rica en nutrientes, como proteínas y vitaminas. Otra característica muy favorable de este alimento es la compatibilidad con la leche humana (cuanto mayor compatibilidad existe, los problemas de alergias se 58
reducen y el aprovechamiento de sus componentes nutritivos es mayor). Francia es un país donde el consumo de esta leche tiene mucha importancia. No obstante, desde tiempos inmemoriales el ser humano ha tomado leche de burra, sobre todo en los pueblos mediterráneos (Correa et al., 1995). 1.2.3.5.
Alimentación Del Asno
Como la inmensa mayoría de ungulados, el asno es un animal herbívoro, que come hierba, arbustos y hasta plantas espinosas llega a comer el asno salvaje. Como adaptación a la vida en el desierto. Además de comer vegetales poco comestibles para la mayoría de especies animales, el asno aprovecha muy bien el agua de los alimentos (Correa et al., 1995). El asno doméstico también es muy rústico en relación a su dieta y puede ser alimentado con cualquier materia vegetal, aunque, naturalmente, prefiere la hierba y el heno a los arbustos leñosos o los cardos. No obstante, el burro sí que presenta muchos miramientos con el agua de beber, hasta el punto de que existe una leyenda que dice que han habido asnos que han llegado a morirse de sed por negarse a beber de aguas que no eran suficientemente limpias para ellos (en cualquier caso, nosotros mismos también dudamos de la calidad del agua suministrada al pobre animal). 1.2.3.6.
Reproducción del asno
El asno domestico se puede reproducir durante todo el ano, a diferencia del salvaje que su periodo de cría se reduce a las estaciones húmedas. La gestación dura 12 meses, tiempo tras el cual la hembra pare una sola cría de 40 kg de peso. Permanece al lado de la madre, que lo amamanta durante unos 2 meses. Y las crías estarán listas para reproducirse al cabo de unos 2 años tras su nacimiento, pero a la práctica se usan como animales reproductores cuando tienen una edad superior a los 3 asnos (Correa F. et al. 1995) 59
1.2.3.7.
Gestación y parto en los asnos
La gestación dura alrededor de un año, de 360 a 370 días. Esta variación puede estar en función de la clase de asno, de los individuos y también de las condiciones meteorológicas. La gestación es aquel proceso en el cual se desarrolla el embrión; durante este periodo, el feto permanecerá protegido por tres envoltorios que forman una bolsa: El amnios: contiene un líquido en el cual permanece el feto. El alantoides: es una especie de bolsa alargada que recibe los desechos de vida del embrión y que será la primera en romperse en el parto. El corión: es aquel que queda fijado a la pared uterina por los cotiledones y formara los anejos fetales. Precisamente a través de estos cotiledones, el organismo de la madre proporciona al embrión todo lo necesario para su desarrollo, el tipo de placentación de esta especie es difusa. Cuando se acerca el momento del parto se dan en la hembra algunos signos que anticipan el acontecimiento. Las mamas se hinchan, se llenan, se presionan los pezones y se observa la aparición de un líquido viscoso, el cual se denomina calostro (Correa et al., 1995) 1.2.3.8.
Razas de asnos
Hay distintas razas de asnos según la altura, el tamaño, el color del pelaje, etc. Cada país tiene sus propias razas. Así, por ejemplo, en España existen el zamorano-leones, el burro catalán, el burro mallorquín y el asno andaluz. El burro catalán: Es uno de los más robustos que existen junto con el zamoranoleones, muy resistente. Los asnos catalanes; individuos de temperamento 60
sanguíneo, vitales y nobles, de porte orgulloso y cabeza elevada, orejas erectas y mirada expresiva, han contribuido, a lo largo de los siglos, a la formación y mejora de otras muchas razas. El burro mallorquín: Desciende del burro catalán, aunque es más pequeño que este. Es un asno bien conformado y corpulento que da sensación de gran solides. Se caracteriza por el color oscuro de su capa (negra mal tenida o sucia), su voluminosa cabeza, abundante pelaje en frente, ojos, contorno de las orejas y la parte inferior del vientre. Su perfil recto y las orbitas de los ojos muy marcadas. Tiene gran abundancia de pelo, lo que da al animal una especial presencia (Copyright®, 1999-2011). El asno andaluz: Como el burro catalán o el zamorano-leones, también es de gran tamaño. Puede llegar a medir 1.60 cm de altura a la cruz. De conformación armónica y robusta, el andaluz tiene un perfil su convexo, cuello musculoso, la cruz alta y enjuta, tronco cilíndrico y grupa redondeada. Su temperamento es tranquilo y dispone de una envidiable energía y resistencia. El color de su capa es tordo rodado, más conocida en el sector como rucio, de ahí que se les llamen también ruchos, y el pelo es corto y fino. La cabeza tiene la frente ancha, orbitas salientes y orejas de proporciones normales. Son robustos y de gran alzada, tanto los machos como las hembras, llegándose hasta 1,60 metros a la cruz los machos y a 1,50 metros las hembras. Poseen rodillas amplias y un carácter tranquilo. Soportan muy bien el calor y la escasez de agua (Copyright®, 1999-2011). Asno de Poitou: Burro de gran tamaño, con 1.50 cm de altura, de pelaje marrón oscuro casi negro por el cuerpo, mientras que el contorno de los ojos, el hocico y el vientre son de color gris claro.
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Asno majorero: Los individuos son de plástica brevilinea con tendencia medialínea, formato elipometrico y perfil craneal su cóncavo. Su alzada oscila entre 100 y 1.20 cm a la cruz, con pesos comprendidos entre 125 y 175 Kg. La apariencia es proporcionada y equilibrada, resultando en su conjunto muy armónicos, y aunque puedan parecer frágiles son animales muy rústicos, longevos y sobrios. Perfectamente adaptados a los suelos semidesérticos y volcánicos, se han integrado completamente al ecosistema de las islas. Vivaces, enérgicos y resistentes a las privaciones, han reportado, desde siempre, útiles servicios a la población isleña (Copyright®, 1999-2011). Asno de los Pirineos: Mide 1.30 m de altura de media, aunque existen 2 tipos según la altura. Su pelaje, de pelo muy corto, es negro normalmente, aunque también puede ser Castaño oscuro. El contorno de los ojos, hocico y vientre de esta raza de asno es de color más claro, ligeramente blanquecino. En los Estados Unidos, es muy popular la raza de gran tamaño llamada Mammoth Jack Stock. Es la raza asnal mayor del mundo. La altura a la cruz debe ser superior a los 1,45 cm de altura a la cruz. El color original del pelaje de Mammoth Jack Stock es el negro. Fue desarrollada, a finales del siglo XVIII, principalmente, a partir de ejemplares procedentes de España (Copyright®, 19992011). 1.2.3.9.
Enfermedades presentan en asnos.
Utilizado tradicionalmente como un animal de carga por la resistencia física que tiene, el asno no está libre de padecer alguna patología que afecte su organismo, si no recibe el cuidado necesario. Las enfermedades que más atacan al animal, comúnmente llamado burro, son las parasitaria, reproductivas y la desnutrición, las cuales se desarrollan por una mala alimentación y un inadecuado manejo zootécnico (Rizo, 2004). 62
Enfermedades parasitarias que afectan a los asnos. Algunos de los parásitos que afectan al asno causan problemas pulmonares, entre ellos el conocido como Dictyocaulus viviparus, que afecta más a los bovinos pero que también se presenta en los asnos. Los ectoparásitos como las garrapatas también causan molestias al animal, al punto que si se reproducen en gran número puede facilitar la transmisión de enfermedades, como la Babesiosis, y la Anaplasmosis, esta última destruye los glóbulos rojos y al final puede causar la muerte del animal (Rizo, 2004).
63
1.3.
MARCO GEOGRÁFICO Y CLÍMATICO
1.3.1. DESCRIPCIÓN El Municipio está dividido territorialmente en diez veredas, las cuales son: Centro, Naranjos, Pirguata, Galindos, Parras, La Isla, Caros, Pueblo Viejo, Chen e Icarina. Figura 3.
Ubicación geográfica del municipio de Viracachá
Fuente. Alcaldia de Viracachá, 2013. 1.3.2. Historia Fecha de fundación: 15 de febrero de 1556 Nombre del/el fundador (es): Hermanos Dominicos 64
1.3.1. Geografía Descripción Física: El Municipio de Viracachá se encuentra ubicado en la provincia geográfica de Márquez, región centro oriente del departamento de Boyacá, su cabecera está localizada a los 05 grados 26 min. 20 seg, de latitud norte y 73 grados, 18 min, 03 seg de longitud oeste. Altura sobre el nivel del mar 2500 m. Temperatura media de 15 grados centígrados. Precipitación medio anual 824 mm Distancia de la ciudad capital del departamento Tunja, 22 kilómetros. El área Municipal es de 64 kilómetros cuadrados y limita por el norte con Socará y Siachoque, por el este con Siachoque y Rondón, por el sur con Ciénaga y por el oeste con Boyacá y Socará. El territorio hace parte de la cordillera oriental y en su mayor extensión es montañoso, con alturas hasta de 3200 metros sobre el nivel del mar. Entre los accidentes orográficos se destacan los altos del pueblo como son: Gachapeca, Gavilan y Quemba. Se tiene buenas fuentes hidrográficas como el rio Viracachá, las quebradas Agua regada, Centenario, Colorada, Guartoque, Honda, Icarina, Laja, Los cucharos, Los ladrillos, Ruma, el Chuscal entre otras. Las tierras se distribuyen en piso térmico frio y piso bioclimatico paramo. (Municipio de Viracacha, Gobernación de Boyacá) Límites del municipio: Limita al norte y oriente con los Municipios de Siachoque, Rondón y Soracá; por el sur con el municipio de Ciénaga y por el occidente con los Municipios de Ciénaga, Soraca y Ramiriquí. Extensión total: 68 Km, Extensión area Urbana: 1 Km2, Extensión área rural: 67 Km2, Altitud de la cabecera municipal (metros sobre el nivel del mar): 2520 m.s.n.m, Temperatura media: 15°C y distancia de referencia: 22 Km a la Ciudad de Tunja 65
1.3.2. ECOLOGÍA En Municipio de Viracachá, se encuentra gran parte del páramo del Vijagual, de allí nace el rio Juyacia, la principal fuente hídrica que abastece la represa de la esmeralda, existen otras micro cuencas hidrográficas como la quebrada Honda, quebrada del Chuscal, quebrada del Centenario. Se cuenta con gran variedad de especies animales como Venado, Oso Hormiguero, Armadillo, Tinajos, Conejos, Zorro, Colibri, Perdices, Loros y gran cantidad de aves, los animales domésticos más destacados es el Bovino, Caprino, Ovino, Equino, y aves de corral. El municipio posee un parque natural de aproximadamente 25 hectáreas denominado peña negra, ubicado en la parte alta de la vereda de Pueblo Viejo, sitio donde nace quebrada del Chuscal. Y reserva hídrica del llano del chorro de aproximadamente 250 hectáreas Sitio de nacimiento del rio Juyacia. Se destacan otros sitios como la Loma gorda, Las lagunas arrebiatadas, Laguna negra, reserva hídrica y natural del alto del Gavilán, la piedra respondona, sitio el morro, el mortiño, pozo negro, Fuente Toscano. Quebrada de Ruma, chorro de la vieja. En el municipio de Viracachá afloran formaciones geológicas de edad cretácea al igual que depósitos recientes de tipo aluvial y coluvial. Estas formaciones son una secuencia de rocas duras y blandas que en la mayoría del sector se encuentran bien definidas e identificadas al igual que los depósitos recientes que generalmente se ubican en zonas de muy baja pendiente (Municipio de Viracachá, Gobernación de Boyacá)
66
1.5.
MARCO LEGAL ESTATUTO NACIONAL DE PROTECCIÓN ANIMAL Ley 84 de 1989 – Colombia
Por la cual se adopta el Estatuto Nacional de Protección de los Animales y se crean unas contravenciones y se regula lo referente a su procedimiento y competencia.
EL CONGRESO DE COLOMBIA
DECRETA:
CAPÍTULO I
Artículo 1: A partir de la promulgación de la presente Ley, los animales tendrán en todo el Territorio Nacional especial protección contra el sufrimiento y dolor, causados directa o indirectamente por el hombre.
Parágrafo: La expresión "animal" utilizada genéricamente en este Estatuto, comprende los silvestres, bravíos o salvajes, y los domésticos o domesticados, cualquiera sea el medio donde se encuentren o vivan en libertad o en cautividad.
Artículo 2: Las disposiciones de la presente Ley tienen por objeto: • Prevenir y tratar el dolor y sufrimiento de los animales. • Promover la salud y el bienestar de los animales, asegurándoles higiene, sanidad y condiciones apropiadas de existencia. • Erradicar y sancionar el maltrato y los actos de crueldad para con los animales. 67
• Desarrollar programas educativos a través de medios de comunicación del estado y de los establecimientos de educación oficiales y privados que promuevan el respeto y cuidado de los animales. • Desarrollar medidas efectivas para la preservación de la fauna silvestre.
Artículo 3: La violación de las disposiciones contenidas en el presente Estatuto son contravenciones cuyo conocimiento compete a los funcionarios descritos en el capítulo décimo de esta Ley.
NORMAS DE BIOSEGURIDAD EN CAMPO
Utilizar guantes, tapabocas y gorro, si la muestra a estudiar así lo requiere.
No poner ningún elemento de trabajo en contacto con el cuerpo.
Evitar al máximo el transitar por el laboratorio.
Descartar el material contaminado en las bolsas y recipientes destinados para tal fin.
Antes de utilizar un compuesto hay que fijarse en la etiqueta para asegurarse de que es el que se necesita y de los posibles riesgos de su manipulación.
Evitar el uso de joyas durante el trabajo práctico.
Informar
inmediatamente
cualquier
accidente
como:
cortaduras,
quemaduras o derrame de medios de cultivo.
No tocar con las manos compuestos químicos sin ser autorizado.
No gustar las sustancias sin autorización puede ser peligroso.
Utilizar las pinzas para tubo de ensayo cuando estos han sido calentados. 68
Cualquier material de vidrio no debe enfriarse bruscamente justo después de haberlos calentado con el fin de evitar roturas.
En caso de trabajar con muestras biológicas, animales o similares es indispensable el huso de guantes desechables para evitar infecciones o contaminaciones de cualquier índole.
Los sólidos desechables, fósforos, etc., arrojar al cajón de la basura y no al desaguadero.
Emplear únicamente la cantidad de reactivito necesario para evitar desperdicio.
Evitar el derrame de sustancias. Si alguna cae, limpie inmediatamente.
Colocar ordenadamente en su lugar materiales, equipos y equipos utilizados luego de haber terminado su trabajo.
Ante cualquier peligro tratar siempre de conservar la calma.
No usar la boca para llenar o succionar las pipetas.
Especialmente para las damas es necesario recogerse el cabello largo se trabaja en el laboratorio.
No use la vidriería del laboratorio para tomar líquidos o para guardar combustibles.
Antes de encender un mechero este seguro de que no existen vapores inflamables dentro del área.
Recordar que los venenos penetran al organismo humano en cantidades toxicas (Rocha, 2005).
69
1.4.
1.5.
METODOLOGÍA
TIPO DE ESTUDIO
Este proyecto de investigación esta categorizado como un estudio longitudinal descriptivo, debido a que estudia varios factores, como hematocrito, hemoglobina entre otros presentes en fenómenos y hechos que ocurren en forma natural, en la fisiología de los asnos, en un periodo de tiempo (Lerma, 2009).
Se selecciona una serie de fenómenos y se mide o recolecta información sobre cada una de ellas, Pretenden medir o recoger información de manera independiente o conjunta sobre conceptos o las variables a los que se refieren (Hernández, 2003) desde el punto de vista científico, describir es recolectar datos (para los investigadores cuantitativos medir; y para los cualitativos, recolectar información (Hernández, 2003).
Cuantifica la magnitud del fenómeno. En ocasiones la determinación de una variable puede contribuir con el objetivo central de un estudio.
Identifica las diferencias que existan entre dos o más grupos de una población objeto de estudio.
Describir las partes, categorías o clases que componen el objeto de estudio. Es la tarea por definición de la descripción.
Describir el desarrollo o evolución del objeto de estudio.
Describir las relaciones del objeto de estudio con otros objetos. Tal objetivo consiste en buscar asociaciones o correlaciones entre variables (Lerma, 2009) En consecuencia este trabajo
tiene la tarea de medir la cantidad de células
presentes en la sangre de asnos clínicamente sanos que viven en el municipio de 70
Viracachรก
departamento
de
Boyacรก,
una
zona
rural
con
condiciones
agroecolรณgicas particulares, es un trabajo que se ha desarrollado durante 6 meses, tomando muestras de sangre en intervalos de un mes.
71
1.6.
DISEÑO EXPERIMENTAL
1.6.1. Características de los animales
Los animales objeto de estudio se caracterizaron por ser animales de gran rusticidad, de tamaño mediano y un peso aproximado de 180kg, además poseen muy buena cantidad de pelo para soportar las inclemencias del clima.
Estos animales son obtenidos de cruces entre diferentes razas de asnos que en muchas ocasiones no están caracterizados, su género de servicio es trabajo de apoyo a la producción agrícola y ganadera, trasportando pequeñas cargas, que no superan los 80 kg.
Su alimentación no es exigente, es a base de forrajes como kikuyo, falsa poa, y trébol, residuos de cultivos y desperdicios de cocina de calidad regular. En cuanto a la salud, a estos animales no se les prescribe ningún plan sanitario (vermifugación, vacunas, suplementos alimenticios, etc.), por lo tanto es un animal bastante resistente a condiciones adversas.
En el municipio de Viracachá existe una población promedio de 80 asnos, estos datos fueron proporcionados por el Instituto Educativo Técnico Agropecuario de Viracachá Boyacá, los cuales están soportados en censos realizados por la institución en el municipio.
La población total fue de 80, la muestra correspondió a 30 asnos, los cuales se muestrearon cada mes hasta completar seis muestreos a todos los en seis meses
72
1.7.
MATERIALES Y METODO DE INVESTIGACIÓN, PROCESO Y PROCEDIMIENTOS APLICADOS
1.7.1. DETERMINACIÓN DEL HEMATOCRITO (HTO) Materiales.
Micro centrifuga
lector de microhematocrito.
Gradilla para tubos de ensayo
Tubos capilares
Sangre completa
Plastilina adherente
El hematocrito se refiere a la relación porcentual entre el Volumen Globular y el Volumen Sanguíneo. Quiere decir: cuanto corresponde el volumen de glóbulos rojos con respecto al total de sangre. Método.
Llenar sangre el capilar hasta ¾ partes
Limpiar la sangre fuera del capilar.
Sellarlo por un extremó con la plastilina adherente.
Llevarlo al micro centrifuga, centrifugarlo por 5 minutos.
Realizar el cálculo inmediatamente la microcentrifuga se detenga.
Cálculo. Medir las columnas formadas en el interior de cada tubo con el lector de microhematocrito, la lectura corresponde a la columna de eritrocitos. El resultado se expresa en porcentaje. 73
1.7.2. Determinación de la concentración de eritrocitos Materiales
Tubo de ensayo 10 X 50
Sangre completa
Reactivo hayem.
Micropipeta de 20 ul.
Pipeta de 5 ml.
Cámara de neubauer.
Laminilla de cuarzo
Método 1. Homogenizar suavemente la muestra de sangre. 2. Depositar 4 ml (exactos) de reactivo de hayem en un tubo de ensayo. 3. Extraer 20 mcl de reactivo de Hayem. 4. Depositar 20 mcl de sangre completa EDTA, queda dilución 1:200. 5. Mezclar con fortaleza durante un minuto. 6. Esperar 5 minutos. 7. Medir 20 mcl de la dilución; previamente homogenizada. 8. Preparar la cámara de recuento, (colocar la láminilla de cuarzo). 9. Depositar entre la superficie de la cámara y bajo la laminilla los 20 mcl de solución. 10. Dejar reposar por 5 minutos. 11. Contar los eritrocitos presentes en la cuadricula del centro, (en 5 cuadros de la cuadricula central. Cálculo. C1+C2+C3+C4+C5= Ct.
74
E=Ct x 10000. E= cel./mcl de sangre. Figura 4. Camará de Neubauer
Fuente: PLONAIT, H 2.3.2. DETERMINACIÓN DE PROTEINAS TOTALES Se trata de un método físico, en el que por medio del refractómetro, instrumento óptico manual, modificable para valorar también el peso específico de la orina, se mide la refracción de la luz al atravesar el líquido. MATERIALES -Microhematocrito -Refractómetro -Sangre capilar
75
Método
Una vez medido el hematocrito, se rompe el tubo de manera que se pueda depositar sobre la cámara del refractómetro una gota del plasma. Se cierra la ventana de la cámara del refractómetro y se observa a través del ocular para determinar el nivel de proteínas plasmáticas totales.
Luego se realizan las mediciones obteniendo el valor de las proteínas totales en g/100ml, al observar los valores de la escala que registra. Al final se limpia el paño de lectura con paño suave. 1.7.3. DETERMINACIÓN DE LA HEMOGLOBINA
Se basa en la transformación de la hemoglobina en cianmetahemoglobina mediante los siguientes pasos: En primer lugar el hierro FeO3+ de la hemoglobina en presencia de ferricianuro potásico, se oxida a FeO2, dando lugar a la metahemoglobina, posteriormente y en
presencia
de
cianuro
potásico
la
metahemoglobina
pasa
a
cianmetahemoglobina.(Los glóbulos rojos se rompen y la hemoglobina se va a unir con ferricianuro de potasio para formar cianohemoglobina, pigmento que se lee en espectofotómetro) Este es un compuesto estable, de color rojo con un pico máximo de 540nm de absorbancia cuya concentración puede ser determinada por métodos colorimétricos empleando un patrón de concentración conocida.
Materiales
-Tubo de ensayo -Pipeta de vidrio de 5 ml -Espectofotómetro -Reactivo de Drabkin -Muestra de sangre con EDTA 20 microlitros 76
Método
Medir 5 ml de la solución de Drabkin (dilución 1:200) con una pipeta de vidrio y depositarlos en un tubo de ensayo.
Medir 0.2 ml de la muestra de la sangre y agregarla al tubo con la solución de drabkin y agitar, esperar 15 minutos.
Antes de utilizar el espectofotómetro se debe cerciorar de que la absorbancia este en cero.
De inmediato se obtendrá el valor de la absorbancia y se hace la lectura correspondiente.
Cálculo. Reporte: valor de la lectura de la absorbancia X 36.77 g/dl, se multiplica por 10 y se expresa en g/L A partir de los parámetros; hematocrito, hemoglobina y número de hematíes pueden calcularse los demás parámetros.
VGM = VOLUMEN CORPUSCULAR MEDIO Hematocrito% x 10 ----------------------------------------------------- = VGM (Fl) Eritrocitos (millones)/ ul CMHG = CONCENTRACIÓN MEDIA DE HEMOGLOBINA CORPUSCULAR Hemoglobina (g/dl) x 100 ------------------------------------------------------- =CMHG (gl) Hematocrito 77
1.7.4. CÁLCULO DE CONCENTRACION DE LEUCOCITOS Materiales.
Cámara de Neubauer
Pipetas
Microscopio
Reactivo Turk
Tuvo de enasayo 10 X 15.
Método La sangre se deposita en el líquido para diluir leucocitos de nombre solución de Turk, que destruye los eritrocitos por hemolisis y deja intacto los glóbulos blancos, se realiza la dilución de la siguiente forma.
Mezclar bien la muestra de sangre obtenida con EDTA.
Medir 1 ml de reactivo Turk en un tubo de ensayo.
Extraer 50 microlitros de la muestra, dilución de 1: 20.
Agregar al reactivo Turk 50 microlitros de la muestra de sangre.
Agitar bien la mezcla solución y esperar 5 minutos.
Transcurido esté tiempo
Llene la cámara de Neubauer.
Coloque la cámara en el microscopio.
Realice el conteo en cuatro cuadros de la cámara.
Calculo C1+C2+C3+C4 = Ct. 78
L=Ct x 50. L= cel/ microlitro de sangre.
1.7.5. DIFERENCIACIÓN DE LEUCOCITOS Materiales
Porta objetos.
Reactivo wrigth.
Solución Buffer
Método La cuenta leucocitaria diferencial es el conteo del número de los distintos tipos de leucocitos. Identifica a los individuos con una mayor susceptibilidad a la infección Tinción de Wrigth
Realizar un extendido en una lámina.
Dejar secar el extendido.
Colocar reactivo Wright sobre el extendido y esperar cinco minutos.
Sin lavar agregar 25 gotas de solución Buffer, esperar 10 minutos.
Lavar con agua y esperar a que el extendido esté seco.
Levar al microscopio y realizar el conteo.
Cálculo:
Se divide en 5 tipos de leucocitos:
79
Neutrófilos (en banda y segmentados). Su citoplasma es incoloro y tiene múltiples granos color gris; o puede ser multilobulado, que posee cuatro lóbulos nucleares.
Eosinófilos: es redondo u ovalado, el núcleo posee no más de tres lóbulos y en el citoplasma se observa no más de 20 granos color naranja.
Basófilos: se caracterizan por sus grandes granulaciones azul oscuro.
Linfocitos: Su citoplasma es azul pálido y la cromatina nuclear color púrpura azulado oscuro; casi no posee citoplasma.
Monocitos: su núcleo suele ser arriñonado. Contiene una red de cromatina. El citoplasma se tiñe de un color azul grisáceo y contiene finas granulaciones color rosa. 1.7.6. RECUENTO DE PLAQUETAS
Materiales:
Cámara de Neubauer. Reactivo Ress Ecker. Pipetas automáticas de 100 a 1000mL y 0 a 100mL, Cámara húmeda. Tubos de plástico de 12 x 75Microscopio.
Método: El recuento de plaquetas se realiza directamente en un microscopio de contraste o convencional, causando lisis de los hematíes por la utlilización de líquido hipotónico, dejando las plaquetas intactas.
Agite bien la muestra de sangre obtenida con EDTA.
Mida 2 ml de reactivo Ress Ecker en un tubo de ensayo.
extraiga 0.02 ml de reactivo, para preparar una dilución de 1:100.
agregue al reactivo Ress Ecrer 0.02 ml de sangre. 80
Mezcle bien y esperar 10 minutos.
Transcurrido este tiempo
Llene la cámara de Neubauer.
Colocar la cámara en el microscopio. Enfoque con objetivo de 40X
Realizar el conteo en dos cuadros de la cámara.
Cálculo C1+C2 = Ct. P=Ct/2 x 1000. P= cel/ microlitro de sangre.
81
1.8.
POBLACIÓN, MUESTRA Y UNIDADES EXPERIMENTALES
En el presente estudio se utilizaron 30 asnos adultos (figura 5 y 6) ubicados entre 2500 y 3200 msnm, clínicamente sanos, entre los 5 y 10 años de edad, con un peso promedio de 200-250 kg, clínicamente sanos, machos y hembras, con una condición corporal de 3 y 4 en un sistema de calificación de 1 a 5, siendo 1 muy malo y 5 excelente, los asnos están ubicados entre los 2500 y 3000 msnm en el municipio de Viracachá. Figura 5. Animal sometido a estudio
Fuente: Fonseca, 2011 Figura 6. Asno sometido a estudio
Fuente: Aguilar, 2012. 82
La selección de la muestra se realizó con el programa Winepiscope2.0, tomando como base la población general de asnos que hallados en Viracachá en el año 2012, con distribución homogénea en todo el municipio, en consecuencia, en base a la población total (80 animales), se obtuvieron los siguientes datos:
Tamaño de la población 80. Error absoluto 5% Nivel de confianza 95%. Tamaño de la muestra 30 animales.
En consecuencia se recolectaros 30 muestras de sangre cada mes, 6 veces es decir 180 muestras.
2.5.1. PROCEDIMIENTO DE RECOLECCIÓN DE LA MUESTRA:
1. Examen clínico 2. Sujeción física del animal. 3. Desinfección del área de venopunción 4. Venopunción de la vena yugular 5. Marcar el tubo tapa lila con los datos del animal 6. Guardar la muestra tomada en una cava de hicopor la cual debe tener un gel refrigerante. 7. Envió de las muestras al laboratorio.
Para realizar la toma de las muestras se estableció el anterior un protocolo para evitar estrés en el animal, evitando cualquier alteración al momento de tomar y analizar la muestra, lo cual puede conllevar a errores en su interpretación, posteriormente es de especial cuidado el embalaje de las muestras puesto que existe un sistema de transporte que evita cualquier alteración, de igual manera se debe almacenar en tubos Vacutainer preferiblemente tapa lila, ya que este tubo 83
contiene anticoagulante (EDTA), estos se rotularon con el nombre y el número de la historia clínica correspondiente del asno al cual se le ha tomado la muestra. Adicionalmente se diligencio una historia clínica para cada uno de los animales, el contiene la información básica de los asnos que se les realizó la venopunción. Para efectos de aumentar la idoneidad de los resultados, un mes antes de la recolección de las muestras se realizó un examen clínico a la totalidad de animales, con la finalidad de obtener 30 animales clínicamente sanos, se tomaron seis muestras con un intervalo de tiempo de un mes, las muestras se tomaron sin la aplicación de ningún tipo de medicamento, al finaliazar los seis muestreos se le aplico 10 ml de iverhorse® y 12 ml de belamyl® a los 30 asnos.
Figura 7. Aplicación De vermífugo
Fuente: Aguilar 2012
84
Figura 8. Aplicación de vitaminas
Fuente: Aguilar, 2012.
2.5.2. PROCEDIMIENTO VENOPUNCIÓN
Técnica
Inicialmente se realiza un examen general de los 30 asnos a muestrear, de manera que reconozca al clínico, no haya estrés (ocasionando una modificación en el leucograma), sin olvidar que todos los animales tienen cambios de comportamiento impredecibles y pueden ser potencialmente peligrosos.
Se quitó el capuchón que protege la aguja y se ubicó el bisel hacia arriba.
Se ubicó la vena yugular externa la cual se localizó fácilmente en el canal yugular, a lo largo del área ventral del cuello.
85
La vena se puncionó sin riesgo en la mitad craneal del cuello, donde existe tejido muscular (músculo homohioideo), que se interpone entre la vena y la vaina que contiene la arteria carótida.
La vena se distiende con rapidez cuando se aplica presión firme cerca de su entrada en el tórax.
Frotando con la mano la vena en dirección distal, se producen pulsos ondulatorios por encima, lo que resulto útil cuando la vena distendida no se detectaba fácilmente en algunos animales de temperamento nervioso.
Se efectúo el respectivo embrocado pasando una torunda de algodón humedecida con alcohol por el punto de la venopunción, seguido del mismo procedimiento con yodo alternando el producto (alcohol, yodo) y repitiendo el procedimiento por tres veces.
El embalaje de las muestras se realizó en tubos tapa lila con 3-4 ml de sangre, se identificaron las muestras, luego se guardaron en una cava de icopor, la cual tenía un gel refrigerante, enzima del gel refrigerante se colocó una gradilla en cual se colocaban las muestras, terminado el muestreo se llevaron al laboratorio micro zoo en la cual se realizó el análisis por cada muestra.
86
II.
2.1.
ANÁLISIS DE RESULTADOS
RESULTADOS
Posterior a la recolección análisis e interpretación de cada uno de los parámetros que componen el cuadro hemático, y mediante la aplicación de un método de estadística descriptiva, se obtuvieron los resultados que se muestran en esta sección. La tabla 1 muestra tres Quartiles del total de la muestra hecha durante esta investigación.
Tabla 1. Quartiles de toda la muestra. NOMBRE QUARTILES
QUARTILES
NÚMERO (n) Quartil
Q1
¼
40
Q2
2/4
90
Q3
¾
135
87
Hematocrito (%) El rango de hematocrito de mayor frecuencia fue de 37 a 42% en los 30 animales muestreados durante los meses de enero, febrero, marzo, abril, mayo y junio (Grรกfica 1 y Tabla 2).
Tabla 2. Quartiles en el hematocrito en los seis meses muestreados
18
58 % 37
39
42
Grรกfica 2. Intervalo del hematocrito en los seis meses muestreados
PROMEDIOS DE HEMATOCRITO 41
Hematocrito (%)
40,5 40 39,5 39 38,5 38 ENERO
FEBRERO
MARZO
ABRIL
Meses muestreados
88
MAYO
JUNIO
Hemoglobina El rango obtenido para la hemoglobina fue de 88-110 gr/dl en los 30 animales muestreados durante los meses de enero, febrero, marzo, abril, mayo y junio (Grรกfica 3 y 4).
Grรกfica 3. Quartiles de la hemoglobina en los seis meses muestreados 33
162 gr/dl 88
96
110
Grรกfica 4. Intervalo de la hemoglobina
PROMEDIOS DE HEMOGLOBINA 140 120
gr/dl
100 80 60 40 20 0 ENERO
FEBRERO
MARZO
ABRIL
Meses Muestreados
89
MAYO
JUNIO
Eritrocitos El rango obtenido para los eritrocitos es de 4.69-6.39 x1012 celulas/litro en los 30 animales muestreados durante los meses de enero, febrero, marzo, abril, mayo y junio (Grรกfica 5 y 6).
Grรกfica 5. Quartiles de los eritrocitos en los seis meses muestreados 8.72 x1012 celulas/litro
3.40 4.69
5.34
6.39
Grรกfica 6. Intervalo de los eritrocitos.
PROMEDIOS DE ERITROCITOS 7,00 6,00 x 10 12
5,00 4,00 3,00 2,00 1,00 0,00 ENERO
FEBRERO
MARZO
ABRIL
Meses Muestreados
90
MAYO
JUNIO
VCM Los parámetros obtenidos para él volumen corpuscular medio fue de 69-79 FL en los 30 animales muestreados durante los meses de enero, febrero, marzo, abril, mayo y junio (Gráfica 7 y 8).
Gráfica 7. Quartiles del VCM en los seis meses muestreados 44
10.9 FL 69
64.8
79
Gráfica 8. Intervalo del VCM
Fl
PROMEDIOS DE VCM 90,00 80,00 70,00 60,00 50,00 40,00 30,00 20,00 10,00 0,00 ENERO
FEBRERO
MARZO
ABRIL
Meses Muestredos
91
MAYO
JUNIO
HCM Los parรกmetros obtenidos para el HCM fue de 16.3-19.7 Pg. en los 30 animales muestreados durante los meses de enero, febrero, marzo, abril, mayo y junio; En los seis muestreos no hay diferencia significativa (Grรกfica 9 y 10).
Grรกfica 9. Quartiles del HCM en los seis meses muestreados
5.90
24.40 Pg 16.30
18.3
19.70
Grรกfica 10. Intervalo del HCM
PROMEDIOS DE HCM 25,0 20,0
Pg
15,0 10,0 5,0 0,0 ENERO
FEBRERO
MARZO
ABRIL
Meses Muestreados
92
MAYO
JUNIO
CHCM La concentraciรณn de hemoglobina corpuscular media determinada en este estudio nos da como resultado un valor de 23-27.7 gr/dl, en los 30 animales muestreados durante los meses de enero, febrero, marzo, abril, mayo y junio (Grรกfica 11 y 12).
Grรกfica 11. Quartiles del CHCM en los seis meses muestreados 7.7
46.2 gr/dl 23
24.8
27.7
Grรกfica 11. Intervalo del CHCM
PROMEDIOS DE CHCM 35 30
gr/dl
25 20 15 10 5 0 ENERO
FEBRERO
MARZO ABRIL Meses Muestreados
93
MAYO
JUNIO
Reticulocitos Los Reticulocitos hallados en este estudio, fue de 9.30-21.24 x 109x/Ll. FL en los 30 animales muestreados durante los meses de enero, febrero, marzo, abril, mayo y junio (Grรกfica 12 y 13).
Grรกfica 12. Quartiles de reticulocitos en los seis meses muestreados 88X109g/Ll
9.6 9.32
14.34
21.24
Grรกfica 13. Intervalo de reticulocitos
PROMEDIOS DE RETICULOCITOS 30,00 25,00 10x 9/Ll
20,00 15,00 10,00 5,00 0,00 ENERO
FEBRERO
MARZO
ABRIL
Meses Muestreados
94
MAYO
JUNIO
Proteínas las proteínas halladas en este estudio, fue de 64-73gr/L en los 30 animales muestreados durante los meses de enero, febrero, marzo, abril, mayo y junio (Gráfica 14 y 15).
Gráfica 14. Quartiles de las Proteínas en los seis meses muestreados 98109x/Ll
40 64
68
72
Gráfica 15. Intervalo de las Proteínas.
PROMEDIOS DE PROTEÍNAS 72 70
gr/Lit
68 66 64 62 60 58 ENERO
FEBRERO
MARZO
ABRIL
Meses Muestrados
95
MAYO
JUNIO
Plaquetas Las plaquetas halladas en este estudio, fue de 220 – 300 X 103X /l en los 30 animales muestreados durante los meses de enero, febrero, marzo, abril, mayo y junio (Gráfica 16 y 17).
Gráfica 16. Quartiles de las Plaquetas en los seis meses muestreados 480109x/Ll
200 220
260
300
Gráfica 17. Intervalo de las Plaquetas.
PROMEDIOS DE PLAQUETAS 400 350 X 103 /Ll
300 250 200 150 100 50 0 ENERO
FEBRERO
MARZO
ABRIL
Meses Muestreados
96
MAYO
JUNIO
Leucocitos Los leucocitos hallados en este estudio fue de 8.8 – 12.65109x/Ll en los 30 animales muestreados durante los meses de enero, febrero, marzo, abril, mayo y junio (Gráfica 18 y 19).
Gráfica 18. Quartiles de los Leucocitos en los seis meses muestreados 17.25 109x/Ll
5.5 8.8
11.15
12.65
Gráfica 19. Intervalo de los Leucicitos.
PROMEDIOS DE LEUCOCITOS 14 12
109x/Ll
10 8 6
Series1
4 2 0 ENERO FEBRERO MARZO
ABRIL
MAYO
Meses Muestreados
97
JUNIO
Neutrófilos Los Neutrófilos hallados en este estudio fueron de 4.73-7.64 109 x/Ll en los 30 animales muestreados durante los meses de enero, febrero, marzo, abril, mayo y junio (Gráfica 20 y 21).
Gráfica 20. Quartiles de los Neutrófilos en los seis meses muestreados
12.88109x/Ll
1,24 4.73
5.91
7.64
Gráfica 21. Intervalo de los Neutrófilos.
PROMEDIOS DE NEUTROFILOS 8 7
109x/Ll
6 5 4 3
Series1
2 1 0 ENERO FEBRERO MARZO
ABRIL
MAYO
Meses Muestreados
98
JUNIO
Bandas Las bandas encontradas en este estudio fueron de 0.0-0.0 109 x/Ll en los 30 animales muestreados durante los meses de enero, febrero, marzo, abril, mayo y junio (Grรกfica 22 y Tabla 23).
Grรกfica 22. Quartiles de Bandas en los seis meses muestreados
0.7 109x/Ll
0 0
0
0
Grรกfica 23. Intervalo de Bandas
PROMEDIOS DE BANDAS 0,07 0,06
109x/Ll
0,05 0,04 0,03
Series1
0,02 0,01 0 ENERO FEBRERO MARZO
ABRIL
MAYO
Meses Muestrados
99
JUNIO
Eosinófilos El rango de Eosinófilos encontrados fue de 0.0 a 0.44 109 x/Ll en los 30 animales muestreados durante los meses de enero, febrero, marzo, abril, mayo y junio (Gráfica 24 y 25). Gráfica 24. Quartiles de Eosinófilos en los seis meses muestreados
2.08109x/Ll
0.0 0.0
0.0
0.44
Gráfica 25. Intervalo de Eosinófilos
PROMEDIOS DE EOSINÓFILOS 0,8 0,7
109x/Ll
0,6 0,5 0,4 0,3
Series1
0,2 0,1 0 ENERO FEBRERO MARZO
ABRIL
MAYO
Meses Muestreados
100
JUNIO
Basófilos El rango obtenido de Basófilos fue de 0.0 a 0.5X109/Ll en los 30 animales muestreados durante los meses de enero, febrero, marzo, abril, mayo y junio (Gráfica 26 y 27).
Gráfica 26. Quartiles de Basófilos en los seis meses muestreados
1.9X109g/L
0.0 0.0
0.0
0.5
Gráfica 27. Intervalo de Basófilos
PROMEDIOS DE BASÓFILOS 0,8 0,7
109x/Ll
0,6 0,5 0,4 0,3
Series1
0,2 0,1 0 ENERO FEBRERO MARZO
ABRIL
MAYO
Meses Muestreados
101
JUNIO
Linfocitos El rango obtenido de linfocitos es de 2,7 a 4,9X109/Ll en los 30 animales muestreados durante los meses de enero, febrero, marzo, abril, mayo y junio (Grรกfica 28 y 29).
Grรกfica 28. Quartiles de Linfocitos en los seis meses muestreados
9.0X109/Ll
1.0 2.7
3.5
4.9
Grรกfica 29. Intervalo de Linfocitos
PROMEDIOS DE LINFOCITOS 6.000
109x/Ll
5.000 4.000 3.000 2.000 Series1
1.000 0
Meses Muestreados
102
Monocitos El rango obtenido de monocitos es de 0.0 a 0.3 109x/Ll en los 30 animales muestreados durante los meses de enero, febrero, marzo, abril, mayo y junio (Grรกfica 30 y 31). Grรกfica 30. Quartiles de Monocitos en los seis meses muestreados
1.4 109x/L
0.0 0.0
0.1
0.3
Grรกfica 31. Intervalo de Monocitos
109x/Ll
PROMEDIOS DE MONOCITOS 0,5 0,45 0,4 0,35 0,3 0,25 0,2 0,15 0,1 0,05 0 ENERO
FEBRERO
MARZO
ABRIL
Meses muestreados
103
MAYO
JUNIO
2.2.
ANÁLISIS Y DISCUSIÓN
A continuación se pueden observar los rangos de referencia de los parámetros evaluados por Fonseca en asnos que habitan las mismas condiciones, los datos reportados por Smith para los caballos, junto con los encontrados durante la realización del estudio para los asnos, los cuales fueron obtenidos posteriores a la toma, análisis e interpretación de los resultados durante 6 meses que duro el estudio.
Hematocrito: El hematocrito Identificado en el estudio de ejemplares asnales mostró una fluctuación 37-42%, rango no concordante con el reportado por Smith en equinos y fonseca en asnos, el reportado para equinos que corresponde a 32 a 53 % y en asnos de
39 – 52, lo cual puede ser efecto de deficiencia de
cobalamina o procesos de mala absorción intestinal, o carencia alimentaria.
Hemoglobina: los resultados obtenidos, nos muestran un valor inferior al estandarizado para el de los caballos, pero similar al de los asnos reportados por Fonseca, esta diferencia puede estar dada por algunas características fenotípicas y ambientales, tales como la condición corporal de los animales, el lugar donde viven, el sistema de alimentación, su género de servicio entre otros. Estas son algunas de las razones por las cuales el rango establecido para los caballos corresponde a 110 a 119 gr/dl, que en comparación con el obtenido en el estudio para los asnos
es de 88-113 y el reportado por Fonseca es 94 a 121 gr/dl.
Situación que hace pensar que el valor que debe ser utilizado es el obtenido en el estudio.
Eritrocitos y VCM: Estos parámetros fueron los que mostraron mayor variación comparándolos con el de los caballos, siendo los eritrocitos en menor cantidad pero de mayor tamaño en los asnos. Lo que sería compensatorio para trasporte de oxígeno. 104
HCM: La hemoglobina corpuscular media registrada en el estudio de ejemplares asnales mostró un rango de 16.4-19.8 Pg y para Fonseca es de 12,9 a 20Pg, siendo estos similares con el reportado por Smith, en equinos correspondiente a 12,3 a 19,7, situación que hace pensar que este valor puede ser utilizado como referencia en la interpretación del cuadro hematocrito de los asnos.
CHCM: La concentración de hemoglobina corpuscular media determinada en este estudio nos da como resultado un valor de 23-27.7 gr/dl, la cual es similar a la reportada por Fonseca 20,2 a 26,2 gr/dl, lo cual confirma la concentración por eritrocito. Comparándola con la de los equinos este valor se encuentra en menor proporción, el rango reportado para estos animales se encuentra entre 31 a 38,6 gr/dl.
Reticulocitos: Los reticulocitos hallados en este estudio, fue de 13 -54 x 109x/Ll, el cual se encuentra por encima con respecto al reporte por Fonseca 0.0 a 10.0 x 109x/Ll y al de los caballos el cual es 0.0, lo que podría estar relacionado con factores fisiológicos, por ejemplo una anemia fisiológica en la cual el sistema hematopoyético se ve obligado a regenerar los glóbulos rojos que naturalmente son eliminados al finalizar su vida útil y con el aumento de estas células inmaduras, también puede ser por deficiencia de acido fólico y vitamina b 12
Proteínas: Este parámetro no mostró un cambio significativo entre el obtenido en el estudio 64-74 gr/L, comparándolo con el reportado por Fonseca el cual fue de 60 a 80 gr/L y el de los caballos reportado por Smith que se encuentra entre 52 a 79 gr/L se podría inferir que no hay una diferencia representativa, lo que indica que cualquiera de los dos rangos puede ser utilizado como referencia para el análisis de un hemograma.
105
Plaquetas: En el análisis de este parámetro durante el estudio fue de 220-300 x mcl, mostro un aumento significativo en comparación el resultado reportado por Fonseca 201 a 250 103 x mcl y el reportado por Smith en equinos 100-270 x mcl, este aumento puede ser por factores fisiologicos como Ejercicio físico o Altitud elevada.
Tabla 3. Resultados del cuadro hemático en Asnos CUADRO HEMÁTICO. Parámetros evaluados
Unidades
Valores encontrados en el estudio
Valores encontrados Según Fonseca 2012
Valores de referencia en equinos
Hematocrito.
%
37-42
39 – 52
32 – 53
Hemoglobina.
gr/dl
88-113
94 – 121
110 – 190
4.74-6.44
5.0 – 6.0
6,7 - 12.9
Eritrocitos.
x 10
12
VCM
Fl
63-79
60 – 80
37 - 58.5
HCM.
Pg.
16.4-19.8
12,9 – 20
12.3 - 19.7
CHCM.
gr/dl
23-27.7
20,2 – 26.2
31 - 38.6
Reticulocitos.
10x /Ll.
13-54
0,0 – 10.0
0.0
Proteínas
gr/Lit.
64-73
60 – 80
52 – 79
Plaquetas
X 10 /Ll
220-300
201 – 250
100 – 270
Leucocitos
10 x/Ll.
9
8.8-12.65
9.0 – 14.0
5.4 - 14.3
Neutrófilos
10 x/Ll.
9
4.73-7.64
2.0 – 6.0
2.3 - 8.6
Bandas
10 x/Ll.
9
0.0-0.0
0.0 – 0.2
0.0 - 1
Eosinófilos
10 x/Ll.
9
0.0-0.44
0.2 – 2.0
0.0 - 1
Basófilos
10 x/Ll.
9
0.0-0.5
0,0 – 0.4
0.0 - 0.29
Linfocitos
10 x/Ll.
9
0.0-0.0
4.0 – 6.0
1.5 - 7.7
monocitos
10 x/Ll.
9
0.0-0.0
0,0 – 0.2
0.0 - 1
9
3
106
Leucocitos: los leucocitos hallados se encuentran dentro de un rango de 8.812.65 x 109/L el cual no muestra una diferencia significativa con el reportado por Fonseca 9.0 a 14.0 x 109/L y el reportado por Smith5.4 - 14.3x 109/L.
Neutrófilos: Los neutrófilos hallados durante el trascurso de los 6 meses de duración del estudio, reportaron un valor de 4.73-7.64x 109/L, que al ser comparando por el reportado por Fonseca 2.0 a 6.0 x 109/L y Smith 2.3 a 8.6x 109/L presenta una gran similitud. Sin mostrar una variación significativa en comparación con los obtenidos en el estudio realizado para evaluar los valores celulares hematológicos de los asnos
Bandas: el intervalo de bandas halladas durante el transcurso de los seis meses muestreados fue de 0.0-0.0 x/109Ll, pero el valor minimo es de 0.0 y el dato máximo del estudio es de 0.7 x/109Ll, en el estudio realizado por Fonseca el resultado fue de 0.0-0.2 x109/Ll y por Smith 0.0-0.1 x109/Ll.
Eosinófilos: Este otro parámetro no presentó mayores variaciones con los resultados reportados por Fonseca 0.2-2.0 x/Ll y Smith 0.0 – 1x109x/Ll.se puede deducir que la variación no es significativa ya que el rango reportados en el estudio 0.0-0.44x109x/Ll,
Basófilos: De acuerdo a los resultados obtenidos, los basófilos tampoco mostraron alteraciones durante el transcurso del proyecto de investigación dejando como resultado un rango de 0.0 a 0.5 x109/Ll el cual no presentó mayor variación con respecto al reportado para los caballos que es de 0.0 a 0.29 x 10 9y el reportado por Fonseca que es de 0,0-0,4 x 109x/Ll en asnos. Linfocitos: Este parámetro presenta una gran diferencia con el reportado por Smith para caballos 1.5-7.7x109x/Ll y por Fonseca para asnos 4.0-6.0x109x/Ll dado que el del estudio reporto 0.0-0.0 x109x/Ll, las variaciones pueden ser por la 107
ingestión de algunos alimentos como la avena, la cebada y el trigo, la actividad física, el ejercicio y el estrés pueden aumentar el número de leucocitos en los estudios anteriores, mediante el mecanismo de paso de linfocitos a la sangre desde la linfa o procesos de demarginacion o marginación de neutrofilos, sin embargo en el presente estudio no se encontraron aumentados, pues no cumplen con ninguna de las condiciones para tal efecto.
Monocitos: Estos no mostraron ninguna variación con los valores de referencia reportados por Smith en equinos 0.0-1 x109x/Ll y por los valores reportados por Fonseca 0.0-0.2 x109x/Ll, dado que el estudio mostro resultados de 0.0-0.0 x109x/Ll.
108
III.
CONCLUSIONES
Con la recolección, análisis e interpretación de las muestras, los valores obtenidos pueden ser utilizados como referencia para la interpretación del cuadro hemático cuando se requiera, como ayuda diagnóstica en las diferentes patologías que alteran los valores celulares hematológicos en estos animales.
Normalmente en asnos clínicamente sanos no se encuentran bandas, es decir que nos indicaría cambios en la dinámica de la célula
Posterior a la a la evaluación de los parámetros eritrocitarios como son: hematocrito, hemoglobina e índices eritrocitarios (VCM, HCM y CHCM) podemos concluir que estos valores son representativos para la interpretación del cuadro hemático de los asnos.
Teniendo en cuenta los valores obtenidos de los leucocitos, estos no mostraron variaciones significativas, y se obtuvieron unos valores muy similares a los reportados para los caballos; lo que nos indica que cualquiera de los dos valores reportados pueden ser utilizados como referencia en el análisis e interpretación del hemograma.
Los basófilos, bandas y eosinófilos en los meses de enero, febrero, marzo y parte de abril tuvieron un aumento significativo con respecto a los meses de mayo y junio que los intervalos están en cero, esta diferencia puede ser por el cambio de clima o la alimentación.
109
IV.
IMPACTO
La determinación de los valores normales del hemograma asnal es una herramienta diagnóstica que sirve como ayuda al médico veterinario para determinar con más exactitud la causa principal las patologías, asi puede dar un tratamiento más eficaz y económico.
Además la estandarización de los valores hematológicos de referencia en el municipio de Viracachá y en Boyacá, son de gran interés porque en esta región existe una población asnal alta, predispuesta a sufrir de patologías que no se pueden diferenciar clínicamente, sino que se necesitan ayudas como el hemograma para llegar un buen diagnóstico definitivo.
Con este estudio, se puede terminar la estandarización de los valores hematológicos de los asnos beneficiando a los profesionales involucrados en el área y por consiguiente a los propietarios de los animales.
110
V.
RECOMENDACIONES
Utilizar los valores obtenidos en este estudio, para la interpretación del CH cuadro hemático de los asnos.
Realizar la estandarización de los valores de referencia de estos animales
Realizar estudios de bioquímica sanguínea en estos animales ya que hay carencia de tal información, la cual es complementaria a los resultados de la hematología celular.
Se recomienda utilizar la tabla n° 3 como guía para la interpretación del examen obtenido de animales que viven en condiciones similares a las de este estudio.
111
VI.
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115
RESULTADOS OBTENIDOS DE CADA UNO DE LOS PARÁMETROS DURANTE LOS SEIS MESES DE DURACIÓN DEL MUESTREO Resultados cuadros hemáticos de asnos para el mes de Enero ITEM IDENTIFICACION HEMATOCRITO HEMOGLOBINA ERITROCITOS % g/dl 10exp12/L 1 1 43 99 4.84 2 2 49 118 5.23 3 3 39 66 4.58 4 4 36 55 4.40 5 5 44 62 5.40 6 6 54 74 5.97 7 7 39 88 4.61 8 8 42 55 5.08 9 9 43 33 5.54 10 10 46 63 6.05 11 11 39 140 6.74 12 12 47 70 6.16 13 13 38 74 5.38 14 14 40 70 6.90 15 15 37 37 6.06 16 16 35 162 5.91 17 17 39 96 6.29 18 18 40 88 6.79 19 19 40 88 6.34 20 20 38 81 5.87 21 21 39 88 6.06 22 22 38 103 5.94 23 23 42 99 6.99 24 24 41 110 6.70 25 25 40 77 6.74 26 26 37 92 5.72 27 27 39 110 6.08 28 28 35 99 5.76 29 29 39 125 6.45 30 30 43 90 7.08
VCM fl 88.8 93.6 85.1 81.8 81.4 90.4 84.5 82.6 77.6 76.0 57.8 76.2 70.6 57.9 61.0 59.2 62.0 58.9 63.0 64.7 64.3 63.9 60.0 61.1 59.3 62.5 64.1 60.7 60.4 60.7
HCM pg 20.4 22.5 14.4 12.5 11.4 12.3 19.0 10.8 5.9 10.4 20.7 11.3 13.7 10.1 6.10 27.4 15.2 12.9 13.8 13.7 14.5 17.3 14.1 16.4 11.4 16.0 18.0 17.1 19.3 12.7
CHCM RETICULOCITOS % x1oexp3/mcl 23.0 19.360 24.0 10.460 17.0 4.580 15.0 8.800 14.0 21.600 14.0 23.880 23.0 27.660 13.0 10.160 7.7 5.540 14.0 5.200 36.0 87.620 15.0 104.720 19.0 16.140 17.5 13.800 10.0 30.300 46.2 53.190 25.0 6.290 18.0 27.160 18.0 6.340 21.3 9.979 17.0 36.360 27.0 7.120 24.0 13.281 27.0 13.400 18.0 40.440 25.0 40.040 28.0 18.240 28.0 9.900 32.0 38.700 21.0 21.240
116
PPT g/dl 72 68 64 68 69 68 70 68 67 70 67 67 78 74 72 66 72 72 72 64 65 69 74 70 58 60 75 69 70 77
PLAQUETAS LEUCOCITOS NEUTROFILOS BANDAS EOSINOFILOS BASOFILOS LINFOCITOS MONOCITOS x10exp3/mcl 10exp9/L 10exp9/L 10exp9/L 10exp9/L 10exp9/L 10exp9/L 10exp9/L 230 9.950 4.676 0.100 0.100 0.0 4.875 0.199 290 10.000 4.400 0.0 0.700 0.0 4.800 0.100 210 8.100 4.860 0.081 0.081 0.0 2.673 0.405 220 9.200 1.288 0.0 0.276 0.0 7.452 0.184 260 11.750 7.637 0.0 0.470 0.0 3.290 0.353 295 11.200 3.696 0.0 0.336 0.0 7.168 0.0 240 11.200 4.256 0.112 1.120 0.0 5.600 0.112 250 11.250 5.625 0.0 0.338 0.0 5.283 0.0 310 12.500 6.750 0.0 0.250 0.0 5.500 0.125 260 11.450 6.058 0.0 0.458 0.0 4.695 0.229 220 12.350 6.669 0.124 0.988 0.0 4.199 0.370 280 12.250 7.962 0.0 0.490 0.0 3.798 0.0 225 13.500 7.650 0.0 1.350 0.0 4.455 0.135 270 12.900 6.579 0.0 1.419 0.0 4.902 0.0 220 17.250 10.177 0.0 2.243 0.0 4.647 0.173 210 12.700 6.477 0.0 0.508 0.0 5.334 0.254 260 12.800 6.656 0.128 0.640 0.0 4.608 0.768 295 14.300 8.866 0.0 0.286 0.0 5.005 0.143 260 13.650 6.415 0.0 1.092 0.0 5.876 0.273 240 12.600 5.544 0.0 0.126 0.0 6.300 0.630 208 12.450 5.602 0.0 0.872 0.0 5.976 0.0 210 13.550 8.130 0.136 0.813 0.0 4.471 0.0 280 13.500 7.425 0.135 0.270 0.0 5.670 0.0 270 13.200 5.016 0.132 0.264 0.0 7.656 0.132 230 15.800 9.322 0.0 2.504 0.0 3.792 0.632 220 13.850 7.063 0.0 1.524 0.0 5.263 0.0 230 14.550 8.584 0.146 0.582 0.0 5.092 0.146 230 13.050 6.655 0.0 0.522 0.0 5.220 0.653 250 13.250 7.022 0.0 0.265 0.0 5.698 0.265 280 14.500 7.395 0.0 0.580 0.0 6.235 0.290
Resultados cuadros hemรกticos de asnos para el mes de Febrero ITEM 1 1 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 26 27 28 29 30
IDENTIFICACION HEMATOCRITO HEMOGLOBINA ERITROCITOS % g/dl 10exp12/L 1 35 85 5.40 2 34 74 5.06 3 35 92 5.22 4 36 88 5.16 5 37 96 5.28 6 35 110 5.12 7 49 99 6.95 8 36 96 5.37 9 41 99 5.34 10 53 129 6.05 11 40 107 5.53 12 38 85 5.24 13 38 88 5.19 14 37 88 5.11 15 41 96 5.56 16 39 88 5.19 17 41 92 5.39 18 38 92 5.12 19 38 88 5.27 20 51 121 6.16 21 42 70 5.43 22 38 99 5.27 23 42 99 5.43 24 39 88 5.18 25 38 99 5.35 26 37 107 5.19 27 41 96 5.86 28 36 92 5.09 29 42 96 5.28 30 40 85 5.26
VCM fl 64.8 67.1 67.0 69.7 70.0 68.3 70.5 67.0 76.7 87.6 72.3 72.5 73.2 72.4 73.7 75.1 76.0 74.2 72.1 82.7 77.3 72.1 77.3 75.2 71.0 71.2 69.9 70.7 79.5 76.0
HCM pg 15.7 14.6 17.6 17.0 18.1 21.4 14.2 17.0 18.5 21.3 19.3 16.2 16.9 17.2 17.2 16.9 17.0 17.9 16.6 19.6 12.8 18.7 18.2 16.9 18.5 20.6 16.3 18.0 18.1 16.1
CHCM % 24.2 21.7 26.2 24.4 25.9 31.4 20.2 26.6 24.1 24.7 26.7 22.3 23.1 23.7 23.4 22.5 22.4 24.2 23.1 23.7 16.6 26.0 23.5 22.5 26.0 28.9 23.4 25.5 22.8 21.2
RETICULOCITOS x1oexp3/mcl 5.400 20.240 15.660 5.160 15.840 20.480 27.800 16.110 10.680 18.150 16.590 26.200 10.380 10.220 16.680 15.570 10.780 10.240 10.540 12.320 16.290 15.810 16.290 10.360 10.700 15.570 11.720 10.180 15.840 5.260
117
PPT g/dl 62 74 76 66 66 74 74 62 68 68 70 62 60 65 72 70 70 63 70 65 65 60 66 74 65 66 74 65 66 64
PLAQUETAS LEUCOCITOS NEUTROFILOS BANDAS x10exp3/mcl 10exp9/L 10exp9/L 10exp9/L 220 10.100 5.252 0.101 250 13.100 2.489 0.0 220 14.300 7.865 0.0 250 16.100 3.381 0.161 230 10.050 4.221 0.0 250 9.950 1.194 0.0 280 14.350 12.197 0.0 250 11.850 6.636 0.119 270 10.900 5.450 0.109 290 14.050 7.025 0.0 250 11.150 5.129 0.0 240 10.350 5.796 0.0 230 10.250 4.817 0.103 230 11.500 3.680 0.115 260 10.400 5.304 0.104 265 10.400 4.368 0.0 250 10.950 5.365 0.0 260 10.150 5.684 0.0 260 10.750 4.945 0.0 295 11.250 5.288 0.0 260 10.800 4.752 0.0 260 11.850 6.399 0.0 250 12.050 5.302 0.0 260 14.500 7.685 0.0 265 12.000 6.120 0.0 270 13.450 9.280 0.0 280 11.900 6.069 0.0 230 9.750 4.777 0.0 295 11.350 7.264 0.794 265 11.150 7.247 0.112
EOSINOFILOS BASOFILOS LINFOCITOS MONOCITOS 10exp9/L 10exp9/L 10exp9/L 10exp9/L 0.303 0.0 4.444 0.0 0.524 0.0 9.956 0.131 1.001 0.0 5.005 0.429 0.966 0.0 11.592 0.0 0.402 0.0 5.427 0.0 0.299 0.0 8.457 0.0 0.0 0.0 2.009 0.144 2.725 0.0 2.251 0.119 0.109 0.0 5.232 0.0 0.281 0.0 6.603 0.141 0.446 0.0 5.240 0.335 0.621 0.0 3.933 0.0 0.103 0.0 5.227 0.0 0.345 0.0 7.130 0.230 0.0 0.0 4.992 0.0 1.040 0.0 4.576 0.416 0.110 0.0 4.818 0.657 0.914 0.0 3.045 0.507 0.108 0.0 5.590 0.107 0.225 0.0 5.512 0.225 0.432 0.0 4.860 0.756 0.0 0.0 4.977 0.474 0.121 0.0 6.627 0.0 0.580 0.0 6.235 0.0 0.0 0.0 5.520 0.360 0.269 0.0 3.901 0.0 0.357 0.0 5.355 0.119 0.0 0.0 4.875 0.098 0.0 0.0 3.178 0.114 0.446 0.0 3.122 0.223
Resultados cuadros hemรกticos de asnos para el mes de Marzo ITEM 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 26 27 28 29 30
IDENTIFICACION HEMATOCRITO HEMOGLOBINA ERITROCITOS % g/dl 10exp12/L 1 37 85 4.42 2 54 103 4.91 3 36 81 5.27 4 35 81 5.06 5 37 92 4.34 6 41 107 5.75 7 39 103 4.11 8 36 92 5.19 9 36 96 3.97 10 46 114 5.87 11 47 114 4.74 12 37 99 4.09 13 44 88 4,09 14 43 114 5.21 15 49 125 6.29 16 39 110 4.24 17 38 110 4.34 18 39 96 4.87 19 45 99 6,04 20 50 129 6.40 21 38 103 5.19 22 38 92 4.56 23 35 92 3.45 24 41 96 5.31 25 40 107 5.65 26 36 107 4.12 27 32 85 3.40 28 41 107 5.64 29 37 88 4.42 30 48 110 6.58
VCM fl 83 109 68 69 85 71.3 94.8 69.3 90.6 78.3 99.1 90.4 90 82.5 77.9 91.9 87.5 80.0 81 78 73.2 83.3 101 77.2 70.7 87.3 94.1 72.6 83.7 72.9
HCM pg 19.2 20.9 15.3 16.0 21.1 18.6 25.0 17.7 24.1 19.4 24.0 24.2 19,3 21.8 19.8 25.9 25.3 19.7 14,6 20.1 19.8 20.1 26.6 18.0 18.9 25.9 25.0 18.9 19.9 16.7
CHCM % 22.9 19.0 22.5 23.1 24.8 26.0 26.4 25.5 26.6 24.7 24.2 26.7 28,7 26.5 25.5 28.2 28.9 24.6 24,3 25.8 27.1 24.2 26.2 23.4 26.7 29.7 26.5 26.0 23.7 22.9
RETICULOCITOS x1oexp3/mcl 4.420 9.820 15.810 10.120 8.680 5.750 12.330 10.380 11.910 11.740 4.740 16.360 45,4 10.420 31.450 12.720 21.700 9.740 40,44 12.800 31.140 18.240 20.700 10.620 5.650 16.480 10.200 16.920 4.420 13.160
118
PPT g/dl 66 80 72 70 62 76 72 62 74 66 70 48 49 40 60 66 68 50 50 58 54 68 68 70 50 48 60 78 74 62
PLAQUETAS LEUCOCITOS NEUTROFILOS BANDAS EOSINOFILOS BASOFILOS LINFOCITOS MONOCITOS x10exp3/mcl 10exp9/L 10exp9/L 10exp9/L 10exp9/L 10exp9/L 10exp9/L 10exp9/L 200 9.500 4.180 0.0 0.380 0.0 4.940 0.0 210 12.250 3.062 0.0 0.980 0.0 8.085 0.123 200 13.700 8.220 0.0 0.822 0.0 4.110 0.548 230 16.250 4.875 0.163 0.650 0.0 10.562 0.0 220 10.100 5.050 0.0 0.606 0.0 4.040 0.404 210 14.400 2.160 0.0 0.720 0.0 11.520 0.0 230 6.600 2.640 0.0 0.462 0.0 3.300 0.198 220 13.000 7.800 0.0 2.080 0.0 2.600 0.520 200 6.400 4.480 0.0 0.320 0.0 1.600 0.0 240 11.100 6.660 0.0 0.0 0.0 4.440 0.0 200 9.550 5.252 0.0 0.955 0.0 2.865 0.478 210 11.050 5.525 0.332 0.663 0.221 3.315 0.994 210 5,95 5,525 0.0 0.0 0,178 2.865 0.0 210 12.100 8.470 0.0 0.847 0.0 2.420 0.363 200 12.300 7.380 0.0 0.738 0.0 3.690 0.492 220 5.500 2.475 0.0 0.275 0.0 2.750 0.0 200 5.750 2.300 0.0 0.345 0.0 2.875 0.230 220 6.100 3.965 0.0 0.244 0.0 1.830 0.061 225 9,75 3,965 0.0 0.0 0,195 2.875 0.0 230 8.800 6.160 0.0 0.440 0.0 2.200 0.0 240 10.050 4.020 0.0 0.703 0.0 5.025 0.302 250 8.600 5.160 0.0 0.430 0.0 2.924 0.086 210 7.650 3.060 0.0 0.382 0.0 3.825 0.383 260 7.400 4.070 0.074 0.444 0.148 2.294 0.370 270 10.250 6.355 0.0 0.512 0.0 3.075 0.308 240 7.650 4.972 0.0 0.230 0.0 2.448 0.0 210 8.450 2.535 0.0 0.845 0.0 4.225 0.845 200 8.200 4.920 0.0 0.246 0.0 2.788 0.246 280 8.600 4.730 0.172 0.258 0.0 3.354 0.086 200 10.350 4.968 0.104 0.621 0.0 4.450
Resultados cuadros hemรกticos de asnos para el mes de Abril ITEM 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 26 27 28 29 30
IDENTIFICACION HEMATOCRITO HEMOGLOBINA ERITROCITOS % g/dl 10exp12/L 1 36 80 4,35 2 36 88 4,65 3 39 92 4,78 4 42 99 5,40 5 37 88 4,61 6 41 103 5,20 7 37 92 4,46 8 36 88 4,86 9 34 81 3,84 10 38 92 4,81 11 38 88 4,69 12 46 114 6,84 13 37 88 4,54 14 39 99 5,61 15 47 117 6,98 16 36 88 4,69 17 37 88 4,62 18 37 88 4,71 19 45 99 6,74 20 49 121 6,78 21 47 118 7,30 22 39 80 4,68 23 37 85 4,48 24 39 92 4,69 25 39 99 4,59 26 44 81 6,59 27 38 85 4,81 28 38 96 4,91 29 49 80 7,25 30 38 107 4,97
VCM fl 82,7 77,4 81,5 77,7 80,2 78,8 82,9 74,0 89,4 79,0 81,0 6,7 81,4 69,5 67,3 76,7 80,0 78,5 66,7 72,2 64,3 83,3 82,5 83,9 84,9 66,7 79,0 77,3 67,5 76,4
HCM pg 18,3 18,9 19,2 18,3 19,0 19,8 20,6 18,1 21,0 19,1 18,7 16,6 19,3 17,6 16,7 18,7 19,0 18,6 14,6 17,8 16,1 17,0 18,9 19,6 21,5 12,2 17,6 19,5 11,0 21,5
CHCM % 22,2 24,4 23,5 23,5 23,7 25,1 24,8 24,4 23,8 24,2 23,1 24,7 23,9 25,3 24,8 24,4 23,7 23,7 22 24,6 25,1 20,5 22,9 23,5 25,3 18,4 22,3 25,2 16,3 28,1
RETICULOCITOS x1oexp3/mcl 8.700 13.950 14.340 10.800 4.610 26.000 4.460 14.580 11.520 4.810 14.070 6.840 4.540 28.050 6.980 4.690 27.720 9.420 40.440 27.120 14.600 4.680 17.920 4.690 4.590 19.770 28.860 9.820 14.500 4.970
119
PPT g/dl 68 58 64 62 64 68 66 64 74 58 70 68 66 68 64 64 66 68 72 62 80 72 68 68 66 66 74 68 68 64
PLAQUETAS LEUCOCITOS NEUTROFILOS BANDAS x10exp3/mcl 10exp9/L 10exp9/L 10exp9/L 360 9.850 3.743 0 240 11.200 7.280 0 280 11.150 7.805 0 250 9.250 6.012 0 260 11.600 6.960 0 260 8.050 2.012 0 220 9.900 5.148 0 210 15.600 9.984 0 220 7.150 4.719 0 240 8.850 5.221 0 280 5.500 3.850 0 240 7.550 4.983 0 300 5.950 3.986 0 280 9.700 5.820 0 260 7.150 4.433 0 210 6.700 3.819 0 220 6.600 4.224 0 240 10.700 7.062 0 260 9.750 6.825 0 200 11.200 5.824 0 220 9.650 6.272 0 240 9.500 6.365 0 210 8.200 5.740 0,164 220 9.400 5.828 0 240 11.150 5.798 0 210 12.200 7.320 0 240 8.300 4.980 0 250 7.850 4.710 0 210 6.700 4.422 0 220 9.000 4.860 0
EOSINOFILOS BASOFILOS LINFOCITOS MONOCITOS 10exp9/L 10exp9/L 10exp9/L 10exp9/L 0,296 0,492 5.319 0 0,224 0,672 2.912 0,112 0,223 0,223 2.889 0 0,093 0,462 2.590 0,093 0,116 0,696 3.712 0,116 0,161 0,161 5.635 0,081 0 0,792 3.960 0 0 1560 3.120 0,936 0 0,286 2.002 143 0,266 0,531 2.655 0,177 0 0,220 1.375 0,055 0,226 0,604 1.510 0,227 0,06 0,178 1.666 0,06 0,194 0,194 3.395 0,097 0,143 0,429 2.145 0 0,201 0,134 2.546 0 0,264 0,396 1.650 0,066 0,107 0,321 3.210 0 0,39 0,195 1.950 0,39 0,224 1,12 3.472 0,56 0,097 0,772 2.412 0,097 0,19 0,38 2.280 0,285 0,328 0,246 1.640 0,082 0,282 0,47 1.880 0,94 0,446 0,669 3.345 0,892 0,122 0,366 3.782 0,61 0,332 0,332 1.992 0,664 0,236 0,471 1.962 0,471 0,201 0,536 1.541 0 0,63 0,9 2.610 0
Resultados cuadros hemรกticos de asnos para el mes de Mayo ITEM 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 26 27 28 29 30
IDENTIFICACION HEMATOCRITO HEMOGLOBINA ERITROCITOS % g/dl 10exp12/L 1 58 161 7,54 2 44 128 6,39 3 34 91 4,49 4 47 132 6,70 5 37 91 4,93 6 38 95 5,05 7 37 91 4,84 8 39 91 5,20 9 35 80 4,44 10 37 88 5,22 11 53 154 7,43 12 33 73 4,47 13 37 91 4,68 14 37 91 4,66 15 35 84 4,43 16 39 99 4,88 17 42 125 6,29 18 31 73 4,16 19 22 55 3,77 20 37 95 5,01 21 41 110 6,69 22 40 110 6,45 23 43 113 7,11 24 40 106 6,24 25 39 91 4,91 26 35 84 4,49 27 44 117 6,77 28 50 147 7,99 29 37 95 5,03 30 45 125 7,20
VCM fl 76 69 76 70 75 75 76 75 79 71 71 73 79 79 79 80 67 75 58 74 61 62 60 64 79 78 65 63 74 62,50
HCM pg 21,3 20,0 20,2 19,7 18,4 18,8 18,8 17,0 18,0 16,8 21,6 16,3 19,4 19,5 18,9 20,2 19,8 17,5 14,5 18,9 16,4 17,0 15,8 16,9 18,5 18,7 17,2 18,3 18,8 17,30
CHCM % 27,7 29 26,7 28 24,5 28 24,5 23,3 22,8 23,7 29 22,1 24,5 24,5 24 25,3 29,7 23,5 25 25,6 26,8 27,5 26,2 26,5 23,3 24 26,5 29,4 25,6 27,7
RETICULOCITOS x1oexp3/mcl 15.080 12.780 22.450 67.000 19.720 20.200 19.360 10.400 8.880 20.880 44.580 17.880 23.400 9.320 13.290 14.640 6.290 12.480 15.081 25.050 40.140 12.900 7.110 24.960 14.730 22.450 13.540 7.990 10.060 28.800
120
PPT g/dl 72 78 76 70 62 64 60 70 70 68 68 76 72 74 70 70 70 66 76 68 76 70 70 60 62 70 66 78 68 76
PLAQUETAS LEUCOCITOS NEUTROFILOS BANDAS EOSINOFILOS BASOFILOS LINFOCITOS MONOCITOS x10exp3/mcl 10exp9/L 10exp9/L 10exp9/L 10exp9/L 10exp9/L 10exp9/L 10exp9/L 280 13.450 1.242 0 0 0,538 7.935 0,135 340 8.350 4.509 0 0 0,585 3.089 0 300 7.450 4.768 0 0 0,745 1.937 0 310 13.550 5.826 0 0 1,897 5.827 0 280 8.800 5.192 0 0 0,792 2.728 0,088 210 6.200 4.340 0 0 0,372 1.488 0 400 13.900 7.645 0 0 0,695 5.560 0 240 7.900 4.108 0 0 1,106 2.686 0 300 8.550 6.156 0 0 0,428 1.966 0 310 10.750 5.912 0 0 0,538 4.300 0 280 8.800 5.280 0 0 0,176 3.344 0 330 8.800 4.400 0 0 0,704 3.520 0,176 410 15.250 12.200 0 0 0,762 1.525 0,763 300 11.150 4.237 0 0 1,115 5.575 0,223 220 12.050 8.194 0 0 0,482 3.133 0,241 380 14.050 10.116 0 0 1124 2.810 0 380 12.650 7.716 0 0 0,886 4.048 0 450 12.750 7.267 0 0 1,530 3.953 0 400 12.000 7.920 0 0 0,120 3.960 0 380 14.350 8.610 0 0 0,718 5.022 0 380 12.600 8.820 0 0 0,630 3.150 0 240 10.550 8.229 0 0 0,317 2.004 0 300 8.850 5.664 0 0 0,531 2.389 0,266 340 11.950 5.975 0 0 1,195 4.780 0 280 8.450 5.999 0 0 0,761 1.690 0 380 13.050 10.440 0 0 0 2.610 0 290 10.650 7.774 0 0 0,426 2.450 0 300 12.850 7.581 0 0 0,643 3.983 0,643 400 10.550 6.857 0 0 0,106 3.587 0 320 14.900 11.324 0 0 0,596 2.980 0
Resultados cuadros hemรกticos de asnos para el mes de Junio ITEM 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 26 27 28 29 30
IDENTIFICACION HEMATOCRITO HEMOGLOBINA ERITROCITOS % g/dl 10exp12/L 1 39 128 6,96 2 36 110 5,18 3 40 100 7,24 4 35 110 5,01 5 30 106 4,91 6 42 136 7,53 7 44 139 7,58 8 53 147 8,72 9 38 117 6,44 10 19 55 4,32 11 38 113 6,05 12 41 132 7,16 13 44 136 7,40 14 48 139 7,19 15 37 117 5,63 16 41 132 7,12 17 45 139 7,61 18 18 44 3,89 19 32 110 5,73 20 43 128 7,10 21 42 125 6,65 22 41 121 6,62 23 37 110 6,62 24 39 117 5,72 25 39 113 5,82 26 39 92 5,82 27 48 143 7,09 28 41 132 6,73 29 37 117 5,67 30 50 143 8,06
VCM fl 56 69 55 70 61 56 58 61 59 44 63 57 59 67 66 58 59 46 56 61 63 62 56 68 67 68 68 61 65 62
HCM pg 18,3 21,2 13,8 21,9 21,5 18,0 18,3 16,8 18,1 12,7 18,6 18,4 18,3 19,3 20,7 23,0 18,2 11,3 19,1 18,0 18,7 18,2 16,6 20,4 19,4 16,00 20,1 21,6 20,6 17,7
CHCM % 32,8 30,5 25 31,4 35,3 32,3 31,5 27,7 30,7 28,9 29,7 32,1 30,9 28,9 31,6 32,1 30,8 24,4 34,3 29,7 29,7 29,5 29,7 30 28,9 27,3 29,7 32,1 31,6 28,6
RETICULOCITOS x1oexp3/mcl 27.840 15.540 43.440 40.080 9.820 7.530 7.580 8.720 12.880 38.880 60.500 35.800 14.800 14.380 5.630 7.120 7.610 11.670 17.190 14200 13.300 19.860 19.860 45.760 40.740 40,04 35.450 40.380 45.360 40.300
121
PPT g/dl 66 67 79 78 74 66 60 69 60 70 70 60 72 66 70 98 60 66 67 72 88 66 70 84 76 78 66 50 76 68
PLAQUETAS LEUCOCITOS NEUTROFILOS BANDAS EOSINOFILOS BASOFILOS LINFOCITOS MONOCITOS x10exp3/mcl 10exp9/L 10exp9/L 10exp9/L 10exp9/L 10exp9/L 10exp9/L 10exp9/L 320 14.400 8.640 0 0 0,720 4.752 0,288 300 15.450 10.660 0 0 0,773 3.708 0,309 360 15.400 8.162 0 0 0,924 5.698 0,616 400 16.450 8.225 0 0 0,329 7.896 0,000 480 14.300 8.008 0 0 1,144 4.433 0,715 310 7.200 5.040 0 0 0,432 1.440 0,288 300 8.650 6.401 0 0 0,259 1.903 0,087 360 9.650 5.790 0 0 0,965 2.509 0,386 410 6.900 5.520 0 0 0,345 1.035 0,000 370 13.500 9.450 0 0 0,270 3.105 0,675 410 12.450 6.847 0 0 0,872 4.108 0,623 450 11.000 7.700 0 0 0,550 1.650 1.100 280 9.500 7.695 0 0 0 1.615 0,190 350 11.650 8.038 0 0 0,117 2.912 0,583 470 12.550 9.412 0 0 0,502 2.259 0,377 360 8.950 5.459 0 0 0,806 2.184 0,537 420 7.950 3.259 0 0 0,477 3.975 0,239 200 8.400 6.048 0 0 0,420 1.680 0,252 370 12.050 7.712 0 0 0,241 3.615 0,482 270 10.450 5.225 0 0 1,045 3.657 0,523 460 11.700 9.594 0 0 0,468 1.053 0,585 370 11.450 7.557 0 0 0,687 2.633 0,573 400 11.450 8.244 0 0 0,458 2.061 0,687 390 9.350 5.236 0 0 0,654 3.179 0,281 320 10.400 8.216 0 0 0,520 1.456 0,208 310 13,85 8,216 0 0 0 1.456 0,281 330 11.750 6.227 0 0 0,940 3.878 0,705 420 8.250 5.775 0 0 0,413 1.897 0,165 370 11.550 7.623 0 0 0,462 2.772 0,693 430 12.800 9.472 0 0 0,64 1.920 0,768
122