Evaluación de la calidad seminal de ovinos criollos by Medicina Veterinaria JDC

EVALUACIÓN DE LA CALIDAD SEMINAL DE OVINOS CRIOLLOS OBTENIDO POR ELECTROEYACULADOR BAJO DOS RANGOS DE VOLTAJE

GUILLERMO CÁRDENAS RIAÑO

FUNDACIÓN UNIVERSITARIA JUAN DE CASTELLANOS FACULTAD DE CIENCIAS AGRARIAS PROGRAMA DE MEDICINA VETERINARIA TUNJA 2011 1

EVALUACIÓN DE LA CALIDAD SEMINAL DE OVINOS CRIOLLOS OBTENIDO POR ELECTROEYACULADOR BAJO DOS RANGOS DE VOLTAJE

GUILLERMO CÁRDENAS RIAÑO

Trabajo de grado para optar el título de Médico Veterinario Director DANIEL FERNANDO GONZALEZ MENDOZA Mvz. Esp. Producción animal

FUNDACIÓN UNIVERSITARIA JUAN DE CASTELLANOS FACULTAD DE CIENCIAS AGRARIAS PROGRAMA DE MEDICINA VETERINARIA TUNJA 2011 2

NOTA DE ACEPTACIĂ&#x201C;N

_________________________________________

_________________________________________ Presidente del Jurado

_________________________________________ Jurado

Tunja, 5 de Agosto de 2011 3

Al señor JESUCRISTO, por permitirme culminar uno de los triunfos más anhelados de mi vida profesional y poder disfrutarlos junto a los seres queridos; a los cuales amo. A mis padres GUILLERMO Y OLGA YANETH; por brindarme el don de la vida, los consejos y enseñanzas de cómo vivirla y poder salir triunfante les doy gracias de corazón. A mi hermana SANDRA YANETH y mi sobrino ESTEBAN, por ser motores en mi vida para alcanzar triunfos y metas propuestas. A mis familiares, gracias por cada uno de sus consejos y enseñanzas ya que siempre han estado conmigo apoyándome. A ti NIDIA NEITA SALAMANCA, por tu apoyo, confianza y amor incondicional haciendo realidad este anhelo. GUILLERMO

AGRADECIMIENTOS

A DIOS todo poderoso por haberme brindado la oportunidad de realizar este trabajo. Por su apoyo, guía y fortaleza recibida durante todos estos años de estudio, por el privilegio de poder realizar este trabajo bajo su dirección. A mis padres Olga Yaneth, Guillermo por el apoyo y la confianza incondicional brindado en el transcurso de la carrera profesional, resaltándolos como artífices en mi vida personal y profesional. A mi hermana Sandra Yaneth por la fortaleza brindada durante mis estudios. A mi novia Nidia Neita Salamanca por su amor y apoyo incondicional. Al doctor Daniel Fernando González Mendoza MVZ UPTC. Especialista en Producción Animal. Por su labor en la dirección del proyecto investigativo. Su ayuda y aliento en los momentos difíciles, pero sobre todo por ofrecerme su amistad. A la Profesora Ruth Mariela Castillo Morales Bióloga- Entomóloga UPTC. Por su ayuda, asesoría y paciencia; para ampliar conocimiento en el análisis del estudio estadístico. Al doctor Yefer Mauricio Boyacá Quintana MVZ UPTC. Esp. Laboratorio Clínico, director de laboratorio Microzoo®, por su inestimable colaboración en todo lo referente las pruebas de laboratorio realizadas. Al doctor Luis Alberto Chaparro Rojas MV UDCA. Por las valiosas enseñanzas y estímulo recibidos. Por su confianza y apoyo brindado para iniciarme en la investigación. A la doctora María Del Carmen Rodríguez. Vicerrectora Administrativa. Fundación Universitaria Juan De Castellanos, por la colaboración recibida. Al señor Carlos Huertas, Administrador Granja Experimental FUJDC. Por la paciencia y colaboración brindada en la parte logística. A la ingeniera Yomar Huertas, por la colaboración y aportes en el área de sistemas. A mis compañeros Néstor, Iván, Victor, Fabio, Wilson, Edgar; por su apoyo y colaboración en lo necesario. 5

CONTENIDO

Pág.

GLOSARIO

RESUMEN

ABSTRACT

INTRODUCCIÓN

1. PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA

1.1 FORMULACION DEL PROBLEMA

1.2 SISTEMATIZACION DEL PROBLEMA

2. JUSTIFICACION

3. HIPÓTESIS

4. OBJETIVOS

4.1 OBJETIVO GENERAL

4.2 OBJETIVOS ESPECIFICOS

5. MARCO DE REFERENCIA

5.1 ESTADO DEL ARTE

5.2 MARCO TEÓRICO

5.2.1 Raza

5.2.2 Edad del macho

5.2.3 Características morfológicas del reproductor

5.2.4 Anatomía del aparato reproductor

5.2.5 Testículos

5.2.6 Escroto

5.2.7 Epidídimo

5.2.8 Cordón espermático

5.2.9 Conducto deferente

34 6

5.2.10 Uretra

5.2.11 Glándulas seminales

5.2.12 Glándulas bulbouretrales

5.2.13 Pene

5.2.14 Espermatogénesis

5.2.15 Espermiogénesis

5.3 CARACTERÍSTICAS ESPERMÁTICAS Y SEMINALES

5.3.1 Espermáticas

5.3.2 Morfología del espermatozoide

5.3.3 Seminales

5.4 MÉTODOS DE RECOLECCIÓN DE SEMEN

5.4.1 Vagina artificial

5.4.2 El electroeyaculador

5.5 ANÁLISIS DE SEMEN

5.5.1 Características del semen

5.5.2 Examen macroscópico

5.5.3 Examen microscópico.

5.5.4 TEST KYT IRYS (Espermiograma).

5.6 TIPO DE TINCIONES

5.6.1 Preparación del extendido de semen

5.7 TIPOS DE ANORMALIDADES ESPERMÁTICAS

5.7.1 Cabezas piriformes y angostas

5.7.2 Microcefalia y macrocefalia

5.7.3 Vacuolas nucleares

5.7.4. Condensación anormal del DNA

5.7.5 Formas teratoides

5.7.6. Defectos en el acrosoma

5.7.7 Cabezas sueltas

5.7.8 Espermatozoides decapitados

5.7.9 Síndrome de cabeza plegada-cresta nuclear-cabeza gigante

5.7.10. Pieza Media distal plegada

5.7.11 Aplasia segmentaria de la pieza Intermedia y defectos en la vaina mitocondrial

5.7.12 Colas abaxiales, accesorias y múltiples

5.7.13. Defecto “Dag”

5.7.14 Espermatozoides de cola corta o “Stump tail deffect”

5.7.15 Pieza Principal doblada

5.7.16 Piezas intermedias arqueadas

5.7.17 Shock hipotónico

5.7.18 Gota citoplasmática proximal

5.7.19 Gota citoplasmática distal

5.7.20 Células medusas

5.7.21 Leucocitos

5.8 MARCO GEOGRAFICO Y CLIMATICO

5.8.1 Descripción Física

5.9 MARCO LEGAL

6. METODOLOGIA

6.1 TIPO DE ESTUDIO

6.2 DISEÑO EXPERIMENTAL

6.3 MATERIALES

6.3.1 Población

6.3.2 Muestra

6.3.3 Instalaciones

6.4 DISEÑO METODOLOGICO

6.4.1. Fase I. Examen clínico y examen andrológico

6.4.2 Fase II. Toma de material seminal método Vagina artificial (Grupo control).

6.4.3 Fase III. Toma de muestras material seminal método Electroeyaculador.

6.4.4 Fase IV. Valoración del material seminal

6.4.5 Recolección de información

6.4.6 Análisis estadístico

7. RESULTADOS

7.1 CARACTERISITICAS MACROSCOPICAS

7.2 CARACTERISITCAS MICROSCOPICAS

7.2.1 Volumen

7.2.2 Motilidad Masal

7.2.3 Motilidad Individual

7.2.4 Vitalidad

7.2.5 Anormalidades Espermáticas

7.2.6 Correlación de las variables

8. DISCUSION DE RESULTADOS

8.1 PARÁMETROS MACROSCÓPICOS

8.2 PARÁMETROS MICROSCÓPICOS

9. CONCLUSIONES

10. IMPACTO

11. RECOMENDACIONES

100

BIBLIOGRAFIA

101

ANEXOS

110

LISTA DE TABLAS

Pág.

Tabla 1. Materiales utilizados

Tabla 2. Descripción de los aspectos macroscópicos evaluados para cada uno de los métodos de eyaculación evaluados para la totalidad de la población.

Tabla 3. Correlación entre Vitalidad/Concentración espermática

Tabla 4. Correlación entre Volumen/Concentración espermática

Tabla 5. Promedios y desviación estándar para cada una de las características seminales obtenidas en cada uno de los ejemplares (20 en cada caso) y para cada uno de los métodos de eyaculación evaluados.

Tabla 6. Promedios y desviación estándar para cada una de las anormalidades espermáticas encontradas en el semen obtenido con diferentes métodos de eyaculación.

LISTA DE GRÁFICOS

Pág.

Gráfico 1. Correlación entre variables Volumen y Concentración

Gráfico 2. Correlación entre variables Motilidad Masal y Motilidad individual

Gráfico 3. Correlación variable Vitalidad espermática

Gráfico 4. Correlación entre variables Malformaciones espermáticas Primarias y Malformaciones espermáticas secundarias.

LISTA DE FIGURAS Pág.

Figura 1. Secuencia celular típica de la espermatogénesis en mamíferos (Senger, 1997).

Figura 2. Esquema de la espermiogénesis 38 Figura 3. Esquema de las regiones (a) y ultraestructura (b) del espermatozoide de mamífero (Modificado de Fawcett, DW. Tratado de Histología. Interamericana McGraw-Hill, 1989).

LISTA DE IMÁGENES Y ANEXOS Pág. Imagen 1. Equipamiento básico empleado para recolección de semen con vagina artificial

Imagen 2. Localización municipio de Soracá - Boyacá

Imagen 3. Animal raza criolla genero macho.

110

Imagen 4. Electroeyaculador empleado para obtener las muestras seminales.

110

Imagen 5. Instalaciones del aprisco.

111

Imagen 6. Examen clínico y andrológico de los individuos.

111

Imagen 7. Colecta de material seminal con el método de Vagina artificial.

111

Imagen 8. Colecta electroeyaculador.

112

material

seminal

por

método

Imagen 9. Cava para transporte de las muestras seminales en baño maría.

113

Imagen 10. Montaje de las laminas para evaluación microscópica Motilidad masal, Motilidad individual y Vitalidad del material seminal.

113

Imagen 11. Evaluación Motilidad masal.

114

Imagen 12. Evaluación Motilidad individual.

114

Imagen 13. Evaluación Vitalidad espermática.

115

Imagen 14. Evaluación Concentración espermática.

115

Imagen 15. Montaje de las placas para evaluar morfología espermática.

116

Imagen 16. Anormalidad de tipo primario (Cola enrollada).

117

Imagen 17. Anormalidad de tipo primario (Microcabeza).

117

Imagen 18. Anormalidad de tipo secundario (Cabezas sueltas).

118

Imagen 19. Anormalidad de tipo secundario (Colas dobladas).

118

GLOSARIO

ACROSOMA: Pequeño depósito situado en el extremo apical de la cabeza del espermatozoide que contiene enzimas hidrolíticas, principalmente la hialuronidasa, cuya misión es la separación progresiva por efecto colaborativo de varios espermatozoides- de las células del cúmulo que rodean al ovocito, mediante la hidrólisis el acido hialurónico que las mantiene unidas. ANIMALES DONANTES: Es aquel que por su condición zootécnica y sanitaria está destinado a proporcionar material genético. ANORMALIDADES ESPERMÁTICAS: Forma que poseen los espermatozoides, se clasifican en primarias, secundarias. Las primarias se relacionan con las cabezas espermáticas y el acrosoma; las secundarias con la presencia de gota en la porción media de la cola. BIENESTAR ANIMAL: Es el completo estado de bienestar físico; es la realidad que considera al animal en un estado de armonía en su ambiente y la forma por la cual reacciona frente a los problemas del medio, tomando en cuenta su confort, su alojamiento, trato, cuidado, nutrición, prevención de enfermedades, cuidado responsable. BIOSEGURIDAD: Conjunto de prácticas o medidas sanitarias orientadas a prevenir el contacto de los animales con microorganismos patógenos y que utilizadas en forma permanente buscan evitar la entrada y salida de agentes infectocontagiosos. BUENAS PRÁCTICAS DE BIOSEGURIDAD (BPB): Son los principios básicos y prácticas generales preventivas de higiene y sanidad en la producción, almacenamiento, transporte y comercialización de material genético, con el objeto de garantizar su condición sanitaria y disminuir cualquier riesgo inherente a su producción. CONTROL DE CALIDAD DE MATERIAL SEMINAL: Pruebas que garanticen la calidad del producto y que incluyen: cuadro espermático (movilidad, morfología y vitalidad) y análisis microbiológico. CUARENTENA: Es la acción de aislar o apartar a personas o animales durante un período, para evitar o limitar el riesgo de que extiendan una determinada enfermedad contagiosa. 15

ELECTRODO: Es una placa de membrana rugosa de metal, conductor utilizado para hacer contacto con una parte no metálica de un circuito ELECTROEYACULADOR: Aparato que genera impulsos eléctricos, los cuales sirven para estimular las glándulas sexuales accesorias vía rectal. ESPECTROFOTÓMETRO: Instrumento usado en la física óptica que sirve para medir, en función de la longitud de onda, la relación entre valores de una misma magnitud fotométrica relativos a dos haces de radiación. También es utilizado en los laboratorios de química para la cuantificación de microorganismos. ESPERMATOZOIDE: Célula reproductora que se produce en el testículo y contiene la mitad de las unidades hereditarias necesarias para producir un hijo. ESPERMIOGRAMA: Es el examen de diagnóstico más importante y sencillo para iniciar el estudio de la fertilidad masculina. En él se evalúan los aspectos físicos del semen, como el volumen, pH, mucólisis, viscosidad, color y olor y los aspectos celulares que estudia el espermatozoide en relación con el número, movilidad, morfología y vitalidad. También ofrece información valiosa sobre la presencia de otras células como macrófagos, linfocitos, leucocitos, bacterias y hongos. ESTERILIDAD: Es la pérdida total de la capacidad reproductora del macho o la hembra. ESTÍMULO: Es un factor externo o interno capaz de provocar una reacción positiva o negativa en una célula u organismo. FOTOPERIODO: Conjunto de procesos de las especies vegetal y animal mediante los cuales regulan sus funciones biológicas como su reproducción y crecimiento usando como parámetros la alternancia de los días y las noches del año y su duración según las estaciones y el ciclo solar. GONOCITO: Célula sexual masculina inmadura. HORMONAS: Sustancias producidas por las glándulas endocrinas o por células epiteliales e intersticiales, que actuando como mensajeros hacen activar mecanismos para que el organismo se adapte a las diversas alteraciones que se producen en el ambiente externo e interno. INFERTILIDAD: Es la incapacidad temporal para reproducirse. INSUMO VETERINARIO: Todo producto natural, sintético, biológico o de origen biotecnológico, utilizado para promover la producción pecuaria, así como para el diagnóstico, prevención, control, erradicación y tratamiento de las enfermedades, 16

plagas y otros agentes nocivos que afecten a las especies animales o a sus productos. MADUREZ SEXUAL: Es la edad o el momento en el cual un organismo animal obtiene la capacidad para llevar a cabo la reproducción. MATERIAL GENETICO: Se designa a las muestras colectadas de gametos (semen y ovocitos) y embriones, así como los producidos por fertilización in vitro. MOTILIDAD: Movimiento de los espermatozoides que denota vida. RUMIANTE: Grupo de mamíferos artiodáctilos que se caracterizan por su dentadura en la que faltan los incisivos superiores; patas con dos dedos funcionales y estómago dividido en tres o cuatro cámaras. SEMEN: Liquido blanquecino espeso secretado por los testículos y la próstata el cual contiene los espermatozoides. TESTÍCULOS: Son las gónadas masculinas, coproductoras de los espermatozoides y de las hormonas sexuales (testosterona). Son los órganos glandulares que forman la parte más importante del aparato reproductor masculino. TESTOSTERONA: Hormona androgénica producida por los testículos. TRANSDUCTOR: Es un dispositivo capaz de transformar o convertir un determinado tipo de energía de entrada, en otra de diferente a la salida. URETRA: Conducto común del aparato reproductor y el aparato urinario, por este conducto es por donde los espermatozoides son expulsados hacia el exterior. VOLTAJE: Es el trabajo por unidad de carga ejercido por el campo eléctrico sobre una partícula para que ésta se mueva de un lugar a otro. En el Sistema Internacional de Unidades, dicha diferencia de potencial se mide en voltios (V).

RESUMEN

EVALUACIÓN CALIDAD SEMINAL OBTENIDO POR ELECTROEYACULADOR BAJO DOS RANGOS DE VOLTAJE EN OVINOS CRIOLLOS

Actualmente la producción ovina implementa biotecnología; gran parte de los criadores en la región altoandina tienen animales de raza criolla, sin valorar su eficiencia reproductiva, pudiéndose evaluar implementando técnicas de estandarización espermática determinando su valor genético (Amann y Picket, 1987). Tecnologías como colecta manual, vagina artificial y electroeyaculador (Macías y col, 2003, Aisen, 2004), son implementadas para obtener material seminal. Hasta el momento se desconoce si al implementar el electroeyaculador altera la calidad seminal colectada. El estudio pretende evaluar la calidad seminal obtenida por electroeyaculador bajo dos rangos de voltaje en ovinos criollos. Se utilizaron 20 ovinos machos, entre 8 y 12 meses de edad, se tomaron muestras seminales con vagina artificial (V.A)cada tres días durante dos semanas al total de animales (grupo control), Seguido se conformaron dos grupos aleatoriamente (10 animales/grupo), se implemento el electroeyaculador (E.E)rango establecido (8 y 14 voltios/grupo), una semana después se colectaron nuevamente intercambiando los animales al rango implementado inicialmente. Las muestras se evaluaron con elespermiograma TEST KYT IRYS,los datos se consignaron en formatos para evaluación de semen en rumiantes (modificado). Los resultados macroscópicos fueron: Aspecto 70% cremoso y 30 % nuboso, Color: 80% lechoso y 20% acuoso, Olor 100% sui generis, Volumen: promedio (1.2ml) E.E a 8v; (0.7 ml) E.E 14v y (0,7ml) con V.A. Los parámetros microscópicos en promedio fueron: motilidad masal (%): 82.9% E.E 14v, 66.8% E.E 8v y 61.3% V.A; motilidad individual (%): 78.2% E.E 14V, 67.1% V.A y 58.9% E.E 8v; vitalidad (%): 73.7% E.E 14v, 58.2% V.A y 54,7% E.E 8v; concentración: 2668 X106 E.E 14v, 2348 X 106 E.E 8v y 1839 X106 V.A; (%) anormalidades primarias: 5.8% E.E 8v,10.1% E.E 14v y 4.9% V.A, (%) anormalidades secundarias: 16.4% E.E 14v, 13.1% E.E 8v y 12.8% V.A. PALABRAS CLAVE: Biotecnología, producción ovina, Electroeyaculador, material seminal, TEST KYT IRYS.

ABSTRACT

SEMINAL QUALITY ASSESSMENT OBTAINED BY ELECTROJACULATOR UNDER TWO VOLTAGE RANGE IN NATIVE SHEEP

Currently the sheep production implemented biotechnology, much of breeders in the tropics high Andean landrace have animals, without assessing their reproductive efficiency, being able to determine techniques to standardized sperm implementing determining it genetic values (Amann and Picket, 1987). Technologies such as manual collection, artificial vagina and electroejaculator (MacĂas et al, 2003, Aisen, 2004) are implemented for obtained seminal material. So far it is unknown whether to implement the electroejaculator, altered the semen quality collected. The study aims to evaluate the quality of semen obtained by electroejaculator in two voltage ranges in native sheep. were used 20 male sheep, between 8 and 12 months of age, were take sampled seminal by artificial vagina (VA) every three days for two weeks all animals (control group), followed were randomly divided into two groups (10 animals / group), was implemented electroejaculator (EE) set range (8 and 14 volts / group) were collected one week after switching the animals back to the level initially implemented. The samples were evaluated with the semen TEST IRYS KIT; data were recorded in formats for semen evaluation in ruminants (modified). The macroscopic results were: Appearance 70% and 30% creamy cloud, Color: milky 80% and 20% aqueous, 100% odor sui generis, Volume mean: (1.2ml) EE 8v; (0.7 ml) EE 14v and (0, 7ml) with VA. The microscopic parameters in average were: mass motility (%): 82.9% with E.E (14v), 66.8% with E.E (8v) y 61.3% with V.A; Individual motility (%): 78.2% with E.E (14V), 67.1% with V.A y 58.9% with E.E (8v); vitality (%): 73.7% with E.E (14v), 58.2% with V.A y 54,7% with E.E (8v); concentration: 2668 X10 6 with E.E (14v), 2348 X 106 with E.E (8v) y 1839 X106 with V.A; (%) primary anormalities: 5.8% with E.E (8v),10.1% with E.E (14v) y 4.9%, (%) secondary anormalities: 16.4% with E.E (14v), 13.1% with E.E (8v) y 12.8% with V.A. KEYWORDS: Biotechnology, material, TEST IRYS KYT.

sheep

production,

electroejaculator,

seminal

INTRODUCCIÓN La implementación de biotecnología en el sector agropecuario busca brindar mayor efectividad en productividad intensiva de ovinos; para esto se utilizan diversos métodos de colecta de material seminal tales como colecta manual, vagina artificial y electroeyaculador, este último con mayor implementación en el sector pecuario (Macías y col, 2003, Aisen, 2004). Por ende surgió la necesidad de evaluar su efectividad implementando diferentes rangos de voltaje, para así determinar las posibles alteraciones del material seminal por medio de la evaluación morfológica del material seminal de ovinos de raza criolla en el municipio de Soracá. Se fundamenta en gran parte por el bajo interés que existe en la región en cuanto a la implementación de biotecnología; el no conocimiento por parte de los productores acerca de los avances tecnológicos que buscan un mejor rendimiento, además de rentabilidad que puedan tener sus granjas; y el más común de los factores que afectan el avance del sector agropecuario es elevado costo de estos estudios lo cual imposibilita su realización. En cuanto a la evaluación reproductiva del macho ovino, es de vital importancia e indicador eficiente de la fertilidad que este o estos puedan tener; muchos de los problemas reproductivos comunes observados en los ovinos no se asumen como importantes, pero una vez se observan efectos negativos de tipo reproductivo es allí donde se ven las consecuencias de dichos parámetros no deseados, acarreando incrementos y pérdidas económicas. Es por esto que surge la incógnita de cómo se pueden identificar ovinos fértiles para garantizar éxitos en la temporada reproductiva; donde al implementar la evaluación andrologíca que consiste en un proceso metodológico que puede ser empleada para la identificación de la fertilidad de los ovinos para de tal manera conocer el estado en el que se encuentra el reproductor (Galina, et al. 2006). Teniendo en cuenta que la explotación intensiva ovina en el municipio de Soracá es mínima, lo cual representa a la comunidad una alternativa económica viable, buscando minimizar aspectos que puedan afectar en forma considerable la implementación de esta alternativa económica; tales como machos infértiles, descendencia no apta para producción; lo que genera deserción por parte de nuestros campesinos. Con el proceso de evaluación morfológica del material seminal en ovinos criollos en el municipio de Soracá (Boyacá), se pretende poner en práctica la ideología de la Fundación Universitaria Juan De Castellanos, la cual busca formar profesionales del sector pecuario con mente abierta, visión y decisión de brindar soluciones ante los problemas que se presentan a diario en las granjas de nuestro departamento. 20

1. PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA

En la actualidad la producción ovina está incorporando biotecnología siendo la electroeyaculación la más utilizada por parte de los productores (Macías y col, 2003, Aisen, 2004) para la obtención del material seminal; esto con el fin de optimizar la producción intensiva de dicha especie, implementando las muestras seminales en programas de inseminación artificial con semen fresco o semen congelado; es por esto que surge la necesidad de evaluar la calidad seminal y el rango de estimulo que genere una mejor calidad seminal y por ende aumente la eficiencia reproductiva del ovino criollo, poniendo en práctica la implementación de un electroeyaculador. Por ello, debido a la falta de estudio e investigación en la región sobre las principales anormalidades espermáticas a nivel macroscópico (aspecto, volumen, color, y olor (Evans y Maxwell, 1990; Villena, 2002);y motilidad masal, motilidad individual, vitalidad, concentración y morfología (Nunes y Fernández (2001), Villena, 2002), que se pueden presentar en los ovinos empleando la técnica de electroeyaculador bajo dos rangos de voltaje (8 y 14 voltios). Se pretende conocer la posible influencia, que de manera directa genere esta técnica sobre la calidad seminal de los ovinos con que cuenta la región cundiboyacense dado que se hay antecedentes que al emplear el electroeyacualdor de la manera tradicional (automático), (Mejia, O. 2003); contribuye en incrementar las anormalidades espermáticas a nivel macroscópico y microscópico.

1.1 FORMULACION DEL PROBLEMA

¿Es posible determinar cuál rango de voltaje genera mejor calidad seminal a nivel macroscópico y microscópico en material seminal de ovinos criollos?

1.2 SISTEMATIZACION DEL PROBLEMA

Se pueden manifestar alteraciones de la calidad seminal macroscópicas y microscópicas al implementar un electroeyaculador con un rango de 8 voltios? Es posible si al implementar el electroeyaculador a un rango de 14 voltios contribuya a manifestar alteraciones de la calidad del material seminal ovino? 21

Se podrán establecer en qué proporción se manifiestan las anormalidades espermáticas implementando el electroeyaculador con rangos establecidos? Existe alguna diferencia entre los métodos de colecta de material seminal, vagina artificial y electroeyaculador en manifestar mayor cantidad de alteraciones espermáticas del material seminal ovino?

2. JUSTIFICACION

Actualmente el sector agropecuario viene incorporando biotecnologías en pro de buscar mayor eficacia y rentabilidad en cada una de sus granjas. La región altoandina cuenta con una mínima población de ovinos para explotación intensiva, y los pocos que se encuentran no son valorados en cuanto a su eficiencia reproductiva lo cual en ocasiones acarrea alteraciones de tipo genético e infertilidad. El manejo reproductivo empleado en la región se efectúa principalmente mediante monta directa, llevando a posibles problemas de consanguinidad, enfermedades de transmisión sexual; además factor importante es el estar sujetos al fotoperiodo para inducir los procesos fisiológicos involucrados en la reproducción (Pandora, 2008), reduciendo su potencial reproductivo. Frente a esta problemática, se han venido desarrollando diferentes técnicas biotecnológicas que contribuyen de manera significativa a la disminución de potenciales problemas genéticos, seleccionando animales de perfil reproductivo superior valorándolo por medio de espermiograma con muestras seminales obtenidas por, colecta con vagina artificial, estimulo manual y electroeyaculador (Macías y col, 2003, Aisen, 2004). Esta última técnica ha contado con una amplia aceptación por parte de los productores de ganado ovino por su alta eficiencia en la recolección de material seminal y su alto nivel de bioseguridad. Sin embargo, no se ha evaluado la calidad seminal obtenida mediante este método a un rango establecido, especialmente teniendo en cuenta que en otros países andinos se ha reportado una alta incidencia de alteraciones relacionadas con la implementación del electroeyaculador. De esta manera, este proyecto busca evaluar la calidad del material seminal de los ovinos de la presentes en la granja experimental de la F.U.J.D.C el municipio de Soracá, mediante la técnica de electroeyaculación, a dos rangos de voltaje (8 y 14 voltios), y así conocer las posibles alteraciones macroscópicas y microscópicas que se puedan presentar con esta técnica.

3. HIPÓTESIS

Hi: Es posible determinar el rango de voltaje para la obtención de material seminal por electroeyaculador que contribuye obtener mejor calidad seminal en los ovinos criollos. Ho: No es posible determinar el rango de voltaje para la obtención de material seminal por electroeyaculador que contribuye obtener mejor calidad seminal en los ovinos criollos.

4. OBJETIVOS

4.1 OBJETIVO GENERAL

Evaluar la calidad seminal obtenida mediante el empleo de electroeyaculador bajo dos rangos de voltaje en ovinos de raza criolla en el municipio de Soracá (Boyacá).

4.2 OBJETIVOS ESPECIFICOS 

Describir las principales características macroscópicas (aspecto, volumen, color, y olor) y microscópicas (motilidad masal, motilidad individual, vitalidad, concentración y morfología) del material seminal proveniente de ovinos mediante un electroeyaculador en un rango de 8 voltios.



Determinar las principales características macroscópicas (aspecto, volumen, color, y olor) y microscópicas (motilidad masal, motilidad individual, vitalidad, concentración y morfología) del material seminal proveniente de ovinos mediante un electroeyaculador en un rango de 14 voltios.



Cuantificar y clasificar las principales anormalidades macroscópicas y microscópicas encontradas en el material seminal de ovinos, obtenido mediante proceso de electroeyaculación empleado a diferente rango de voltaje (8 y 14 voltios).



Comparar las posibles diferencias macroscópicas (aspecto, volumen, color, y olor) y microscópicas (motilidad masal, motilidad individual, vitalidad, concentración y morfología) encontradas en el material seminal proveniente de ovinos mediante un electroeyaculador en los rangos de 8 y de 14 voltios, con el método de colecta por vagina artificial (grupo control).

5. MARCO DE REFERENCIA

5.1 ESTADO DEL ARTE

En el año 2001, Acosta, realiza un estudio sobre vesiculoseminitis y ampulitis por (actinobacillus seminis) en carneros pelibuey en el laboratorio de microbiología del CENID, área de pequeños rumiantes de la facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia de la Universidad Nacional Autónoma de México, ubicado en el Km 15.5 carretera Toluca – México colonia palo alto, donde utilizo 12 carneros pelibuey de un año de edad, se les realizo un examen clínico andrologico, se les extrajo semen por electroeyaculación colocando a los animales en decúbito lateral y exteriorizando el pene durante ocho semanas; para así determinar volumen de eyaculado, concentración (con hemocitometro), y alteraciones espermáticas por medio de un frotis con Giemsa (Hafez, 1993). Obtuvo resultados en cuanto a el volumen del eyaculado resulto variable 1.6 ± 0.9 ml, la concentración espermática 2.1 X 109 espermatozoide/ml; y en las anormalidades espermáticas 19.8 ± 5.0, fueron en su mayoría secundarias, colas dobladas y colas sueltas. La presencia de estas anormalidades seguramente condicionaba las condiciones reproductivas de los animales y pudieron pasar desapercibidos si no se hubieran realizado los exámenes a las muestras de semen. En el año 2005, Valencia, et al, realizan un estudio sobre la pubertad en corderos pelibuey nacidos de ovejas con reproducción estacional o continua en el Centro de Enseñanza Práctica e Investigación en Producción y Salud Animal (CEPIPSA) de la Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia de la Universidad Nacional Autónoma de México. Este centro se encuentra ubicado en el Km 28,5 de la Carretera Federal México Cuernavaca, a 2760 msnm y a 19° 13’ de latitud norte y 99° 3’ longitud oeste. El clima de la zona es de tipo semifrío-semihúmedo, con lluvias en verano y una precipitación pluvial de 800 a 1200 mm y temperatura media de 10°C, allí utilizaron 14 corderos Pelibuey (7 por grupo), a los cuales se les tomaron muestras semanales de material seminal con un electroeyaculador (7,5 volts), para determinar la motilidad espermática (ME), la concentración y porcentaje de anormalidades en los espermatozoides, empleando tinción de frotis con eosina-negrosina; donde se obtuvieron resultados en cuanto a la concentración espermática fue de menos 50 × 106 espermatozoides/ml; motilidad espermática de (144,07 ± 8,43 días) y el porcentaje de anormalidades espermáticas (18,33 ± 15,57%), este porcentaje es menor al reportado en otros trabajos, aunque el porcentaje de anormalidades en este estudio fue bajo, la variabilidad fue muy alta, lo que tal vez se deba a que las condiciones fisiológicas que desencadenan la pubertad, como la secreción de gonadotrofinas, son aún 26

irregulares en el cordero. El porcentaje de anomalías en eyaculados de corderos disminuye conforme avanzan los muestreos semanales. En este mismo año, Pimentel, et al, realizan otro estudio sobre la caracterización reproductiva integral de morueco en el ganado lanar de Chiapas, se realizo en las instalaciones del Centro Ovino Teopisca, de la Universidad Autónoma de Chiapas (UNACH), México. Utilizaron 182 ovinos machos de distintas edades y de las tres razas locales (Chiapas blanco, Chamula negro y Chamula café) de ganado lanar de Chiapas, las muestras seminales para examen macroscópico y microscópico se toman por medio de electroeyaculación. Los resultados obtenidos por el estándar de semen mostro un color cremoso, volumen de 1.2 +/- 0.8 ml, motilidad individual de 63.4 +/- 9.7 p.100 y concentración de 1212+/- 680 millones de células por mililitro, con pH ligeramente alcalino de 7.2 +/- 0.2. De igual forma en el mismo año Hernández, et al, realizan un trabajo acerca de la capacitación y reacción acrosomal in vitro de espermatozoides postdescongelados de ovino, se realizó en el laboratorio “Manejo de la Reproducción” de la Universidad Autónoma Metropolitana, Unidad Xochimilco, Coyoacán 04960. México, D.F. **Clínica privada**. Se obtuvieron 45 eyaculados de ovino mediante electroeyaculación. Los resultados fueron en cuanto a volumen (0.78± 0.22ml), motilidad progresiva (73.56 ± 15.91%), concentración (1745.1X106 por ml ±87.82), % de espermatozoides vivos 65.8 ± 11.35 %, morfología normal de 83.0 ± 7.62% y % Acrosoma normal de 85.60± 7.15 %. En el 2006, Martínez, et al, publican un estudio sobre caracterización de la respuesta a crioprevención y evaluación por prueba de reacción acrosómica in vitro de la fertilidad del semen ovino en el banco de germoplasma ovino del Centro de Investigación San Jorge (ICA), ubicado en el municipio de Soacha (Cundinamarca), donde utilizaron76 reproductores de 6 razas ovinas Criolla, Mora, Merino Rambouillet, Corriedale, BlackFace, Romney Marsh, los dividieron en dos grupos de edad (Edad 1. Mayores de 24 meses y edad 2. 18 meses). De los cuales tomaron dos muestras de semen con la técnica de electroeyaculación; con base en lo anterior los resultados en cuanto a volumen de eyaculado la criolla Colombiana con 1.97 +/- 0.7-1, ml es la de mayor volumen, la concentración espermática tuvo resultado de 2.547.25 +/- 1038.31x 10 ml, los valores se encuentran dentro del rango expuesto por (Evans y Maxwell 1990), los porcentajes de viabilidad para la raza Colombiana se encuentran en (68.4) +/- 5.63), motilidad de 86.79 +/- 4.09, y morfología donde la raza Criolla tuvo una alta proporción de anormalidades de piezas medias (7.43 +/- 3.33). Este trabajo ha permitido obtener información acerca del potencial reproductivo de las razas criollas. En el mismo corderos en Investigación entre 2800 y

año, publican otro estudio sobre determinación de la pubertad en el trópico alto colombiano; se llevo a cabo en el Centro de San Jorge, ubicado en el municipio de Soacha (Cundinamarca), 3100 m.s.n.m., con temperatura promedio de 13ºC y precipitación 27

anual de 769 mm, dispone de 867 has. Aproximadamente, allí utilizaron 8 corderos de las razas Criolla, Hampshire, Mora Colombiana y Romney Marsh para un total de 32 individuos experimentales, utilizaron la técnica de electroeyaculador para pequeños rumiantes con un electrodo bipolar de 0 a 15 voltios para obtener la muestra de semen donde buscaron determinar las características corporales y calidad del eyaculado, obtuvieron resultados para la raza Criolla la cual alcanza la pubertad a las 33 semanas siento la de mayor tiempo,(peso vivo 26.9 Kg y circunferencia escrotal 20.8 cm), partiendo del concepto emitido por Senger (1999);volumen del eyaculado (0.51ml +/- 0.12ml), morfología espermática (61% +/-3.3), motilidad (59.3% +/- 6.1), (61%+/- 6.56) y concentración espermática de 1467 X106 Spzs/ml; todos estos resultados aceptables (Avellaneda, et al, 2006). Igualmente Enciso, et al,plantean un estudio preliminar de colección de semen en oso de anteojos (tremarctos ornatus),Se utilizó un ejemplar de oso de anteojos adulto del Parque Zoológico Huachipa de Lima, Perú. Implementaron un electroeyaculador portátil diseñado para ovinos y caprinos (Bailey Ejaculator®, Western Instrument Company) de 6v. El transductor se introdujo 15 cm por vía rectal con ayuda de un gel lubricante; aplicaron descargas eléctricas. El procedimiento consistió en cuatro series consecutivas, con intervalos de 2 minutos entre la 1a y 2a y entre la 2a y 3a serie, y de 10 min entre la 3a y 4a serie. En todas las series se aplicaron secuencialmente estímulos de 6, 5 y 4 segundos con descansos de 5 segundos para la 1a serie, de 3 segundos para la 2a y 3a serie y de 2 segundos para la 4a serie. Los resultados fueron motilidad progresiva del 50%, la cantidad fue insuficiente para una evaluación completa de semen; esto puede depender del tipo de equipo (voltaje, tamaño del transductor, etc.), del tiempo utilizado en y entre descargas, de allí que haya que realizar estudios adicionales. Este es el primer reporte de colección de semen en el Oso de Anteojos (Tremarctos ornatos) en el país. En 2007, Trejo, et al, publican un estudio sobre el efecto de la suplementación de minerales sobre la producción hormonal y las características seminales en cabritos criollos, se realizó en el laboratorio de Reproducción y Genética en Ovinos y Caprinos de la Facultad de Estudios Superiores de Cuautitlán de la Universidad Nacional Autónoma de México; cuya ubicación geográfica es 19°14’ de latitud norte y 99°14’ de longitud poniente y a 2250 msnm, utilizaron 6 machos criollos de 7 meses de edad divididos en dos grupos divididos al azar (grupo tratado y grupo control); la toma de muestras de semen se obtuvieron por electroeyaculación una vez por semana, se obtuvieron 4 muestras; los parámetros evaluados fueron: Concentración espermática 753.6 ± 189.0 x 106/ml, La motilidad progresiva 51.6 ± 3.73 (%) y morfología espermática normal 66 ± 1.9 (%). De igual forma en el mismo año, se publica un estudio acerca de las Características del eyaculado obtenido por electroeyaculación en corderos postpuberales nacidos de hembras expuestas a un exceso de testosterona durante la preñez, en el Laboratorio de Reproducción Animal del Departamento de Ciencias 28

Pecuarias y galpones de guarda de animales de la Facultad de Ciencias Veterinarias, Campus Chillán; Se utilizaron 12 individuos de los cuales 6 fueron el grupo control y 6 del grupo expuesto prenatalmente a testosterona de raza Suffolk Down, La colección de semen se realizó con un electroeyaculador portátil para rumiantes pequeños (Bailey Ejaculator® Western Instrument Company) y con una sonda rectal de 17.5 centímetros de largo y 2 centímetro de diámetro con un voltaje fijo de 6 volt. Obtuvo resultados en cuanto a: Volumen en μl (Prom. ± EE) 698,3 ± 75,4; Concentración en mill/ml (Prom. ± EE) 160,4 ± 24,8; Supervivencia espermática en % (Prom. ± EE) 60,8 ± 6,2; Linealidad en % (Prom. ± EE) 53 ± 3,1; VCL en μm/s (Prom. ± EE) 169,6 ± 14,2; VAP en μm/s (Prom. ± EE) 125,2 ± 4,6; VSL en μm/s (Prom. ± EE) 87 ± 7,4. Se puede concluir que la exposición prenatal a testosterona influye sobre la Concentración Espermática de los corderos (Aranguiz, F. 2007). En 2008, Ferrari, et al, publican una investigación sobre estudios preliminares del núcleo espermático de ciervo colorado (Cervus elaphus), en el laboratorio del area física Biológica. Facultad de Ciencias Veterinarias, Universidad de Buenos Aires, Argentina, utilizaron un macho adulto con fertilidad comprobada, la muestra de semen se obtuvo por electroeyaculación, usando un electroeyaculador PTElectronic, obteniendo resultados descritos a continuación el contenido medio haploide de ADN (3,88+0,58 pg), la relación absorbencia máxima/absorbencia media (3,01+0,08) y la absorbencia máxima, que se encontró en la base del núcleo espermático; además hicieron determinaciones morfométricas sobre imágenes digitalizadas de núcleos espermáticos, también coloreados con la Reacción de Feulgen. Los siguientes caracteres se midieron sobre el plano principal: área (26,12+0,20 ì m2), perímetro (20,01+0,07 ì m), diagonal máxima (7,82+0,03 ì m), diagonal mínima (4,25+0,03 ì m) y se establecieron las relaciones diagonal máxima/diagonal mínima (1,85+0,01) y forma (0,81+0,01). Tanto las mediciones de absorbencia como las determinaciones morfométricas mostraron coeficientes de variación bajos (< 0,15). En el mismo año, se publica otro estudio basado en la caracterización de medidas testiculares y semen de pudú (pudúpudú) obtenido con un protocolo combinado de masaje digital transrectal y electroeyaculación durante su época reproductiva, en el Centro de Rehabilitación de Fauna Silvestre de la Universidad Austral de Chile (CEREFAS), Valdivia. Centro autorizado por la entidad gubernamental fiscalizadora, el Servicio Agrícola y Ganadero (SAG); utilizaron 5 pudúes machos adultos, mayores a 2 años. Se utilizó un estimulador eléctrico GRASS S44 Stimulator con una sonda lubricada con vaselina líquida de 12 cm de largo y 1 cm de diámetro con electrodos longitudinales, se introdujo de 7 a 9 cm en el recto con los electrodos dirigidos centralmente. Se utilizó el siguiente protocolo de estimulación eléctrica. 1. 10 pulsos de 2 voltios, de 1 segundo cada uno.2. Reposo de 5 segundos 3. 10 pulsos de 3 voltios, de 1 segundo cada uno. 4. Reposo de 5 segundos 5. 10 pulsos de 4 voltios, de 1 segundo cada uno. El promedio ± DE de las variables estudiadas en el semen fueron: 0,073 ± 0,009 ml para volumen, 5,35 29

x 109 ± 642 x 106 espermatozoides/ml para concentración, 50 ± 8,7 % de motilidad progresiva, 61,7 ± 7,59 % de espermatozoides vivos,81,3 % ± 4,5 % de espermatozoides morfológicamente normales, 12,2 ± 1,2 % de anormalidades primarias y 6,2 ± 2,4 % de anormalidades secundarias. El protocolo de estimulación utilizado logró inducir eyaculación con un 95,4 % de efectividad sin observarse ninguna reacción adversa al procedimiento (Aleuy, O. 2008). En 2008, Rodríguez, et al, publican otro estudio basado en la estandarización de la prueba para espectrofotometría en la medición de concentración de semen bovino, equino, porcino, ovino y canino, el proceso de evaluación seminal se llevó a cabo en el laboratorio de andrología y gineco-obstetricia de la clínica de la reproducción de la FMVZ de la universidad nacional. Allí utilizaron un total de 22 ovinos aptos para la reproducción con 17 muestras de machos diferentes y 5 generadas por dilución, la obtención de las muestras fue realizada de forma higiénica, por medio de electroeyaculación; arrojando valores equivalentes por densidad y conteo celular con una alta correlación(r = 0,97; 0,97; 0,96; 0,92; 0,99). De esta manera se demuestra que la medición de concentración espermática por medio de espectrofotometría es un método rápido y preciso. En 2009, Polo, et al, publican otra investigación acerca Evaluación del semen obtenido por electroeyaculación en primates no humano Babuíno Anubis (Papio anubis) mantenidos en el parque zoológico nacional de Cuba, lo realizaron en los laboratorios de reproducción del centro de inseminación y mejora animal (CIMA). del zoológico, el universo de trabajo estuvo constituido por tres individuos adultos de la especie babuino anubis (Papio anubis), identificados con los nombres de: Joel, un macho de 6 años de edad el cual se encontraba aislado de la manada, el Bala macho de 7 años que estaba con tres hembras y Perucho de 12 años el cual estaba con una hembra; para la obtención del material seminal se empleo electroeyaculación, esta es una técnica que ha sido empleada por diferentes autores, mediante la cual se ha podido obtener muestras de semen y determinar su calidad en una gran variabilidad de primates no humanos (Bornman et al, 1988) y (Sandor et al, 2000). Empleando un electroeyaculador del tipo longitudinal, marca Medata Ram Ejaculator, Medata System +d, the parade, Pagham. West Sussex PO21 4 tw. 110 Volt AC, En cada animal fue empleado 3 - 5 secciones de 2 a 3 segundo de estimulación y con 3 a 4 segundos de descanso aproximadamente, el voltaje fue constante (10 volt), siendo los primeros 5 a 7 estímulos donde se logra la erección del pene, se obtuvieron resultados con valores promedios ± DS: volumen parte líquida (0,3 ± 0,8 ml), volumen parte sólida (0,3 ± 0,1 ml), motilidad (46 ± 22,3 %) y concentración (184 000 000 ±139000 000). En las estructuras morfológicas de los espermatozoides se obtuvo los siguientes valores: cabeza: largo (1,9 ± 0,06 μm) y ancho (1 μm), cuello: largo (0,5 μm), aspectos que coincide con lo obtenido por Sandor et al, 2000, en la electroeyaculación para mono babuino (Papio anubis).

5.2 MARCO TEÓRICO

5.2.1 Raza. La producción ovina en Colombia se desarrolla con un nivel tecnológico bajo, lo que se refleja en una reducida aplicación de nuevas técnicas en cada una de las áreas productivas enfatizando en el área de la genética; la investigación se ha limitado al conocimiento de la capacidad productiva de las razas, sus orígenes y su utilización en cruzamiento (Pastrana, R, Calderón, O. 1996; Vásquez y Prada, 1979; Prada y Vásquez, 1992)). La evaluación de estas razas se ha basado en estándares fenotípicos originados a partir de datos foráneos, olvidando que esas razas han tenido un proceso de adaptación a nuestro medio, el cual no se ha cuantificado mediante procedimientos estadísticos para evaluación genética, fenotípica y ambiental, que sirvan de base para hacer una selección más eficiente y poder predecir el cambio genético a través del tiempo en las razas ovinas. La estimación fiable de parámetros fenotípicos y genéticos es esencial para la planificación y ejecución de cualquier programa de selección, independientemente de la estrategia de mejoramiento a aplicar. Igualmente es indispensable disponer de valores de heredabilidad y de correlaciones genéticas entre los caracteres a seleccionar para construir índices de selección, para predecir las respuestas correlacionadas (Telo da Gama, 2002). Diversos métodos pueden ser aplicados para estimar parámetros genéticos y fenotípicos en una población, pero en general todos tienen en común el hecho de estudiar y cuantificar el grado de semejanza entre individuos emparentados. Dentro de los métodos desarrollados más recientemente, se pueden citar los métodos bayesianos usando el muestreo de Gibbs, que es una técnica de integración numérica que puede ser usada para la estimación de los componentes de varianza y valores genéticos (Magnabosco et al., 1998, 1999).

5.2.2 Edad del macho. En el ovino la pubertad se asocia a un notable incremento en la secreción de testosterona, la espermatogénesis y conducta de apareamiento. El tamaño testicular aumenta cuando los corderos tienen de 8 a 10 semanas de edad y peso corporal de 16 a 20 kg. Esto coincide con la aparición de espermatocitos primarios y el crecimiento de los túbulos seminíferos, la cópula con eyaculación de espermatozoides viables ocurre entre los 4 y 6 meses de edad, con un peso corporal de 40 a 60 % del equivalente al peso de un animal maduro (Jainudeen et al., 2002).

5.2.3 Características morfológicas del reproductor      

Cabeza bien modelada. Orejas pequeñas y delgadas. Ojos grandes y vivos. Dorso fuerte con extremidades delgadas y largas de extremidades resistentes. Cola larga y bien implantada. Testículos en parte inguinales, con inserción pendicular.

5.2.4 Anatomía del aparato reproductor. Un macho, para que sea fértil debe tener su aparato reproductor en perfecto funcionamiento, tanto en la producción de hormonas como en la formación de espermas. En los mamíferos los testículos deben abandonar la cavidad abdominal ya que el proceso de formación de espermas se ve afectado por la temperatura corporal. El semen de un macho debe tener ciertas características que hacen que éste sea capaz de fertilizar a una hembra (Fertilidad en los machos, 1993). Es de vital importancia previo a realizar la colecta, realizar un riguroso examen andrologico donde se pueden determinar aspectos de gran importancia en el área reproductiva como lo reporta (Martínez, R. Vásquez, R. Cerquera, A. Espinosa, O. 2006). El tamaño testicular es importante en virtud de la correlación que guarda con el potencial de producción de espermatozoides, dicho tamaño aumenta con rapidez a medida que se aproxima la pubertad y hacia el año de edad han alcanzado aproximadamente el 50% del potencial de madurez.

5.2.5 Testículos

a. Tamaño de los testículos

Algunos autores han observado mayor producción de semen en relación a un tamaño mayor de los testículos. Los testículos pequeños son casi siempre índice de infertilidad (Agraz, 1984). El tamaño de los testículos ha demostrado ser un buen indicador de la capacidad espermatogénica de un semental, como lo atestiguan numerosos trabajos realizados en diferentes especies, principalmente la bovina. La medida más práctica para evaluar el tamaño de los testículos es la circunferencia escrotal, la cual tiene una alta correlación con el peso y el volumen. A su vez, el peso testicular está en función directa con la cantidad de tejido parenquimatoso productor de esperma y, por lo tanto, con el volumen y la concentración espermática del eyaculado (De la Vega et al., 2001). 32

El testículo tiene una función dual que es la gametogénesis y la biosíntesis de hormonas esteroidales y otros péptidos de carácter endocrino. El testículo es también un órgano paracrino producto que se han identificado numerosos mensajeros en el tejido testicular afectando a todos los tipos celulares del testículo. En el testículo hay cientos de tubos seminíferos individuales que se unen entre si hasta que eventualmente algunas docenas de tubos salen del testículo hacia la cabeza del epidídimo. Además del vaso deferente, el cordón espermático incluye los vasos sanguíneos, los nervios que inervan a los testículos y los músculos que soportan el tejido conectivo. Puede esterilizarse a los machos por medio de una operación llamada vasectomía, en la cual se corta el vaso deferente, de manera tal que el esperma no pueda salir. Si solamente se corta el vaso deferente, los testículos continúan funcionando normalmente, produciendo esperma y hormonas, pero si se seccionan o se bloquean los vasos sanguíneos del cordón espermático, cortando la irrigación, los testículos dejarán de funcionar y se atrofiarán (Olivares, R.; Urdaneta, R. 1985).

5.2.6 Escroto. Es un saco de piel que cubre a los testículos, puede estar o no cubierto de lana, ayuda a regular la temperatura testicular, ya que estos deben estar algunos grados debajo de la temperatura del resto del cuerpo (Olivares, R.; Urdaneta, R. 1985).

5.2.7 Epidídimo. Es el conducto que sale de los testículos, forma una pequeña prominencia debajo de los testículos (cola del epidídimo) dentro del escroto. Sus funciones son las de transporte, concentración, almacenamiento y maduración de los espermatozoides. Está formado por 3 partes que son: la cabeza, el cuerpo y la cola del epidídimo. El epidídimo es una estructura larga, compacta y plana, íntimamente unida a un lado del testículo. Se requieren de 45 a 50 días para que se formen los espermatozoides en los tubos seminíferos y se muevan a través del epidídimo, donde maduran para la eyaculación. El esperma, cuando está en los testículos, es mucho más sensible a daños por calor que aquella que ya está formado y almacenado en el epidídimo. (Bermúdez, V. 2004, Dyce, KM.; Sack, WO.; Wensing, CJG. 1999). El epidídimo es el tubo que sirve de salida a todo el esperma que se produce en los testículos, éste sale por movimientos del epitelio ciliar mantenido por las contracciones de la musculatura de la pared del ducto. Una vez que los animales de granja llegan a la madurez, la producción de esperma continúa a lo largo de su vida reproductiva. Durante los períodos de descanso sexual, los espermatozoides viejos que quedan en el epidídimo mueren, se degeneran y son absorbidos. Por esta razón, la primera muestra que se obtiene después de un largo período de inactividad sexual puede contener un alto porcentaje de espermatozoides muertos 33

y anormales, por lo tanto la evaluación del semen no debe hacerse con una única colecta. Cada vez es más frecuente hacer una evaluación del semen, pero hay que tener en cuenta que su principal valor reside en la detección de machos que tengan deficiencias bien determinadas, tales como ausencia total de espermatozoides, cuenta muy reducida, poca motilidad, gran cantidad de espermatozoides anormales, gran porcentaje de espermatozoides muertos o la presencia de grandes cantidades de pus. Los machos que presenten semen con estas características generalmente son estériles o de muy baja fertilidad. Hay un amplio rango de calidad del semen en los machos de fertilidad normal y resulta difícil predecir su nivel de fertilidad si no se presenta un semen extremadamente deficiente. (Fertilidad en los machos. 1999).

5.2.8 Cordón espermático. Conecta a los testículos con su sistema de nutrición (arteria y venas) y los troncos nerviosos (Bermúdez, V. 2004).

5.2.9 Conducto deferente. Es el tubo que sale del extremo de la cola de cada epidídimo, es por donde los espermatozoides pasan del epidídimo a la uretra. Los dos vasos deferentes se unen eventualmente formando un solo tubo (la uretra), que es un canal que corre a lo largo del pene. Dos de las glándulas accesorias se encuentran en la región donde se unen los vasos deferentes para formar la uretra (Bermúdez, V. 2004).

5.2.10 Uretra. Es el conducto común del aparato reproductor y el aparato urinario, por este conducto es por donde los espermatozoides son expulsados hacia el exterior (Bermúdez, V. 2004).

5.2.11 Glándulas seminales. Su función es la de producir compuestos orgánicos que sirven de fuente de energía para los espermatozoides y evitan el cambio de acidez del semen. Estas glándulas producen las secreciones que componen la mayor parte de la porción líquida del semen. Además, estas secreciones activan la motilidad de los espermatozoides. La más grande de estas glándulas y la que produce la mayor fracción del fluido seminal es la vesícula seminal, que consisten en dos lóbulos, de unos 10 a 12 centímetros de largo, conectados a la uretra por un ducto. Otra glándula accesoria de esta región es la próstata, localizada en el cuello de la vejiga urinaria y que se vacía en la uretra. La próstata está poco desarrollada en los ovinos y no produce una secreción abundante (Dyce, KM.; Sack, WO.; Wensing, CJG. 1999).

5.2.12 Glándulas bulbouretrales. Producen una secreción, que después de la eyaculación, evita que el semen regrese del cérvix de la hembra. Las glándulas de Cowper, son dos glándulas pequeñas y firmes, situadas a ambos lados de la uretra. Se cree que una de las funciones principales de su secreción es la limpieza de la uretra de los residuos de orina que pudieran dañar a los espermatozoides. La secreción transparente que suele gotear el pene durante la excitación sexual, antes del servicio, es producida principalmente por estas glándulas. Alguna de estas glándulas accesorias se pueden infectar ocasionalmente, dando como resultado un semen amarillento y viscoso, que contienen muchas células de pus. No es raro que las vesículas seminales estén afectadas de esta manera (vesiculitis seminal) (Bermúdez, V. 2004).

5.2.13 Pene. Es el órgano copulador de los machos; presenta una flexura sigmoidea, la que permite que se retraiga dentro del cuerpo y no se observe por fuera el pene de un macho durante el descanso. El pene está formado por: Cuerpo del pene, el glande y el proceso uretral. El glande es el extremo externo del pene, está formado por tejido fibroelástico, una pequeña cantidad de tejido eréctil y un gran número de terminaciones nerviosas. El proceso uretral es una extensión de la uretra, enforma de una pequeña manguera, que permite que el eyaculado del macho llegue al fondo de la vagina a modo de aspersión (Dyce, KM.; Sack, WO.; Wensing, CJG. 1999).

5.2.14 Espermatogénesis. La espermatogénesis es el proceso por el cual las espermatogonias o células madre se transforman en espermatozoides. Durante las primeras fases del desarrollo embrionario y antes de la diferenciación sexual, las células germinales primordiales migran desde el saco vitelino a las gónadas del embrión, donde se dividen y forman los gonocitos. A partir del periodo fetal, estos se localizan en el interior de los túbulos seminíferos, y poco antes de la pubertad se dividen y diferencian dando lugar a las espermatogonias o células madre. La espermatogénesis comprende una serie de fenómenos de división y diferenciación celular, mediante el cual las espermatogonias ubicadas en la base de los túbulos seminíferos se dividen por mitosis para producir cíclicamente espermatocitos, que por meiosis producirán espermátidas haploides, las cuales se diferenciaran en espermatozoides que se liberan hacia la luz tubular. Se trata de un proceso cíclico que en los pequeños rumiantes tiene una duración aproximada de 49 días (Franca y col., 1999; Folch, 2000). Este proceso requiere la intervención de la testosterona secretada por las células de Leydi bajo el estímulo de la LH (Hormona Luteinizante), y de la FSH (Hormona Folículo Estimulante), que actúan a nivel de los túbulos seminíferos uniéndose a los receptores específicos de las células de Sertoli, que a su vez sintetizan una proteína fijadora de andrógenos (Jegou y Legac-Jegou, 1978) que mantiene la concentración de 35

testosterona en epitelio de los túbulos seminíferos para poder completar el proceso. Las células de Sertoli presentan otras funciones como la de fagocitar los residuos resultantes del proceso espermatogénico así como eliminar las células germinales degeneradas. La espermatogénesis ocurre en el epitelio de los túbulos seminíferos, y dependede una compleja comunicación paracrina con las células de Sertoli (Kimmins et al, 2004). La espermatogénesis sufre dos fases a). La espermatocitogenesis en la cual las espermatogonias sufren un proceso de división hasta transformen en espermatides y b) la espermiogenesis en que las espermatides sufren cambios morfológicos progresivos y se transforman en espermatozoides completamente formados (Barrios 2002; Hafez, 1986.) y diferenciación por el cual se producen los espermatozoides en los túbulos seminíferos como se indica en la Figura 1. Una medida de eficacia de la espermatogénesis es el número estimado de espermatozoides producidos en un día por gramo de parénquima del testículo. Esta medida está influenciada por las diferencias en la densidad numérica de células germinales y en los periodos de vida de estas células (Courot and Ortavant, 1981, Johnson, 2000).

Figura 1. Secuencia celular típica de la espermatogénesis en mamíferos (Senger, 1997).

Fuente:http://www.bibliodigital.udec.cl/sdx/UDEC4/tesis/2007/aranguiz_f/doc/aranguiz_f.pdf.

Los túbulos seminíferos están compuestos de células somáticas y células germinativas (espermatogonia, espermatocitos y espermátidas). La actividad de estas tres células germinativas divide la espermatogénesis hacia la espermatocitogénesis, meiosis, y espermiogénesis respectivamente (Johnson, 2000). La producción de espermatozoides ocurre en los túbulos seminíferos dentro deltestículo. La adquisición de movimiento y capacidad de fertilizar de los espermatozoides ocurre después de la maduración sexual del macho (pubertad). La espermatogénesis es regulada por la estacionalidad en algunos animales, tales el caso de los ovinos en que su periodo reproductivo es durante otoño e invierno. La degeneración celular durante la meiosis y la modulación estacional del número de espermatogonias son mecanismos que estacionalmente regulan la espermatogénesis (Johnson, 2000). Los machos de especies que son reproductoras estacionales entran a un periodo de completa quietud sexual una parte del año. Sin embargo, los ovinos pueden producir espermatozoides todo el año en el clima de latitudes cálidas. La secreción de esteroides testiculares entonces disminuye a un punto bajo, provocando un alto en la espermatogénesis yla libido (Ruckebush y col, 1994).

5.2.15 Espermiogénesis. La espermiogénesis se define como la suma de cambios en el núcleo y citoplasma entre la espermátida y el espermatozoide. Es una fase esencial que regula, en gran parte, la calidad del gameto final. Como se indica en la Figura 2, estos cambios son: A) formación del acrosoma, que se extiende sobre la mitad de la superficie nuclear y que contiene enzimas que ayudan a la penetración del ovocito y las capas que lo rodean durante la fecundación; B) condensación del núcleo; C) formación del cuello, pieza intermedia y cola y D) eliminación de la mayor parte del citoplasma. Cuando el desarrollo celular está completo, los espermatozoides maduros se sueltan de las células de Sertoli en el lumen del túbulo seminífero, y proceden a través del sistema de conducto excurrente, conocido como la retetestis, hasta que ellos entran en el epidídimo vía los conductos eferentes. Duranteel pasaje a través del epidídimo, los espermatozoides sufren una serie de cambiosbioquímicos para volverse los espermatozoides motiles capaces para lafertilización (O´Donnell et al, 2001). La duración de la espermatogénesis es aproximadamente 49 - 61 días enrumiantes (Wrobel y Dellman, 1994). Los espermatozoides llegan a la luz de lostúbulos seminíferos, desde donde son empujados hacia el epidídimo por loselementos contráctiles que se encuentran en la pared de los túbulos. Aunque enun principio son poco móviles, los espermatozoides alcanzan su potencial de movimiento en la cola del epidídimo (Sadler. 2002; Amman, R. Schanbacher, B. 1983; Courot, M. Ortavant, R. 1981). 37

Figura 2. Esquema de la espermiogénesis

Fuente:http://www.bibliodigital.udec.cl/sdx/UDEC4/tesis/2007/aranguiz_f/doc/aranguiz_f.pdf.

5.3 CARACTERÍSTICAS ESPERMÁTICAS Y SEMINALES

5.3.1 Espermáticas. La función primordial del espermatozoide es proveer de la cromatina masculina para la fertilización del ovocito para la creación de un nuevo individuo diploide. El éxito de esta función es dependiente del resultado de una serie de procesos secundarios, por ejemplo los espermatozoides deben conservar su ADN, deben transportarlo al sitio de fecundación exhibiendo patrones específicos de movimiento y deben poder reconocer y fundirse con el ovocito receptivo (Curry y Watson, 1995). Los espermatozoides varían de tamaño según la especie, 75 μm de largo en rumiantes. Al microscopio óptico, el espermatozoide consta de dos porciones esenciales: la cabeza y la cola. Al microscopio electrónico se observa, además que la cola está subdividida en cuello, pieza media, pieza principal y pieza terminal (Wrobel y Dellmann, 1994). Los espermatozoides que salen del testículo son, a la vez, inmóviles e infértiles. Durante su paso por el conducto del epidídimo, los espermatozoides sufren una serie de cambios morfológicos y funcionales que les llevan a adquirir una completa capacidad fertilizante cuando alcanzan la cola epididimaria (Wrobel y Dellman, 1994).

5.3.2 Morfología del espermatozoide

Figura 3. Esquema de las regiones (a) y ultraestructura (b) del espermatozoide de mamífero (Modificado de Fawcett, DW. Tratado de Histología. Interamericana McGraw-Hill, 1989).

Fuente: HIDALGO PRIETO, Manuel

5.3.3 Seminales. El semen está constituido por dos partes: el plasma seminal y los espermatozoides. El plasma seminal: es una mezcla compleja de substancias orgánicas e inorgánicas, con muchas propiedades, incluida la activación demotilidad de los espermatozoides y protección de espermatozoides (Love et al, 2005). El plasma seminal es producto de la secreción de las glándulas vesiculares y una contribución menor de las glándulas bulbo-uretrales en carneros y machos cabríos, en toros hay que agregar la secreción de la próstata. Las funciones del plasma seminal son: la protección de la integridad y funcionalidad de la membrana plasmática de los espermatozoides, además de activar a los espermatozoides inicialmente inmóviles en la cola epididimaria, sirve de medio nutritivo y ser vehículo de los espermatozoides durante la eyaculación y poseer características “buffer” para ayudar en la supervivencia de éstos, después de ser depositados dentro del tracto de la hembra (Evans y Maxwell, 1990).

5.4 MÉTODOS DE RECOLECCIÓN DE SEMEN

El volumen de semen varía de acuerdo con el método de recolección. Se obtiene mayores volúmenes de semen en respuesta a la electroeyaculación en comparación con la colectada con vagina artificial. La edad y estado del cordero, las estaciones del año, la habilidad del recolector y la frecuencia de obtención demuestras influyen en el volumen del eyaculado (Macías y col, 2003). Ya que, de acuerdo a la edad, mientras más joven, menor va a ser la cantidad de semen al momento de la recolección. También depende de la estación del año, ya que son animales con un fotoperiodo marcado. La habilidad y frecuencia del recolector ya que estos animales se estresan con mucha facilidad y el volumen de semen disminuye.

5.4.1 Vagina artificial. La primera vagina artificial que se usó fue para colectar semen de perros y la diseñó Amantea, un profesor de fisiología humana de la Universidad de Roma. Amantea empezó sus investigaciones en semen de perro en 1914. Después los científicos rusos diseñaron vaginas artificiales para garañones, toros y borregos. Es un método rápido y simple, que puede ser colectado varias veces en el día (Aisen, 2004), no es estresante para el macho y el resultado es un eyaculado de características similares al que el individuo está normalmente produciendo. En rumiantes es necesario un periodo de acostumbramiento que varía en el tiempo y su éxito va a depender de la edad del animal, su experiencia sexual previa y de la habilidad y constancia del operador. Una de las desventajas del método es que se necesita de una hembra celadora para que el macho monte, o en su defecto se emplean maniquíes (Gomes, 1984). 

Colecta de semen por vagina artificial

La vagina artificial es una imitación de la vagina de la oveja, que proporciona el estimulo térmico y mecánico para la erección del pene del macho y que son, igualmente, necesarios para producir la eyaculación. La vagina artificial utilizada para carneros es similar a la usada para toros. Consiste de una caperuza externa (de 20 x 5,5 cm. para el carnero y 15 x 5,5 cm. para el macho cabrío) fabricada con goma fuerte, plástico u otro material sintético que tenga propiedades aislantes, y un conducto interno fabricado de goma o material sintético apropiado. El tamaño de la vagina artificial está en relación con la longitud del pene, el del macho cabrío es más corto. El conducto interno suele tener unos 2-3 cm. más que la caperuza externa con el fin de poderse plegar sobre ésta, sujetándolo con sendas bandas de goma, para formar una especie de depósito para el agua. 40

La vagina deberá estar limpia, seca y estéril, una misma vagina, sin limpiar, no se debe utilizar para distintas recogidas de semen. Después de cada uso se debe lavar, enjuagar con agua destilada y secarla profundamente; si se pasa, por el interior, una delgada película de alcohol al 70% en agua destilada, se secará, luego, mejor. A continuación se llena la mitad del depósito con agua a 48-50°C, a través del tampón colocado en el lateral y con la ayuda de un embudo o jeringa de 100 ml (el calor del agua contribuirá a evaporar el alcohol). Si se llena demasiado de agua, se saldrá, cuando se deje la vagina en posición vertical. Evitar, en todo momento, que el agua penetre en el tubo interno ya que puede ser la causa de mortalidad de los espermatozoides (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990; Arthur et al., 1991; Chemineau et al., 1991; Wallance, 1992; Cambell et al., 1996; Ishwar y Momon, 1996). Uno de los extremos del conducto interno se debe lubricar ligeramente con vaselina, en una extensión de no más de 3 cm. utilizando una varilla de plástico o de vidrio. En el otro extremo se debe colocar el tubo de vidrio estéril y calibrado, para recoger el semen, insertándolo 1,5-2,0 cm. Mientras se coloca el tubo se debe insuflar aire, por el extremo abierto, y luego se cierra, todo ello con el fin de que el tubo quede perfectamente acoplado. La insuflación debe ser de tal magnitud que ejerza presión pero que permita una fácil penetración del pene. La presión óptima para algunos machos solo puede conocerse a través de la experiencia (Salamón, 1990). La temperatura de la vagina artificial, inmediatamente antes de recoger el semen, deberá ser de 42-45 °C, lo que se puede controlar mediante la inserción de un termómetro limpio. Si la vagina se encuentra demasiado fría, se debe rellenar con agua más caliente, que la que se utilizo con anterioridad. Con el fin de evitar el shock por frió, de los espermatozoides, los vidrios de recogida se deben calentar a 30-37 °C. En los climas fríos, donde sea difícil mantener la temperatura de la vagina a 42-45°C, puede calentarse, durante un corto tiempo, en una estufa de cultivo a 37 ° C antes de añadir al agua. Sin embargo, la exposición prolongada, a estas temperaturas, producirá cierto deterioro del tubo interior (Rishen y Rise, 1999). El semen se debe recoger en un ambiente libre de polvo. Antes de la recogida de semen, se debe limpiar, cuidadosamente, el prepucio del macho, para evitar cualquier contaminación de aquel. Los movimientos vigorosos hacia arriba y hacia delante significan que se ha producido la eyaculación. Se debe dejar que el macho retire el pene de la vagina antes de intentar retirar esta (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990).Inmediatamente después de la recogida la vagina se cambia de posición, quedando el tubo de vidrio en la parte inferior, a la vez que se sujeta este con la mano. Se quita la presión al abrir la espita, teniendo la precaución de que no salpique agua cerca del tubo de recogida de semen. Luego se quita el polvo, se etiqueta, se tapa y se coloca en un baño a 30 °C (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990). 41



Preparación de los machos para colecta con vagina artificial

Los machos pueden mostrar esterilidad transitoria como consecuencia de condiciones estresantes, por ejemplo, altas temperaturas o humedad, cambio de ambiente o de dieta, molestias por las moscas, enfermedades y otros factores. Por ello, se recomiendan tratamientos adecuados, unas 6-8 semanas antes del comienzo de los programas de colecta. Adviértase que muchos de los manejos rutinarios que reciben los machos pueden causar estrés como: el recortar las pezuñas, administrar purgantes, esquileo y baño. Se ha demostrado que las raciones con alto contenido en proteína pueden incrementar la producción de espermatozoides por el testículo y al no ser que se trate de machos en óptimas condiciones, se aconseja mejorar las raciones unas 68 semanas antes de comenzar la colección del semen. Los suplementos nutritivos se suelen administrar en el campo, aunque si se les administra en los cobijos puede que se familiaricen con otros ambientes, buenos desde el punto de vista de la adaptación para recoger el semen (Salamón, 1990). Por ello, se aconseja planear los programas de colecta coincidiendo con la estación reproductora natural. Si se precisa utilizar semen fuera de estación y conservarlo congelado hasta precisarlo. Se han realizado varios intentos de manipular la estación reproductora de los machos utilizando luz artificial. Estos métodos han obtenido algunos éxitos, pero en la práctica son impredecibles y no se logra mantener un alto nivel de calidad del semen, a lo largo del año (BonDurant, 1979; De Alba, 1985; Salamón, 1990; Haibel, 1990). 

Entrenamiento de los machos para la colecta de semen

El método de recoger el semen mediante la vagina artificial. Los carneros, seleccionados, deben de ser entrenados para eyacular dentro de la vagina artificial. El entrenamiento es mejor hacerlo durante la estación reproductora, cuando el deseo sexual es mas manifiesto y cuando se dispone de hembras en estro que sirven como maniquíes. Una vez entrenados a eyacular, en la vagina artificial, los machos reaprenden rápidamente cuando son requeridos en el futuro para recolectar semen de nuevo (Salamón, 1990; Bearden y Fuquay, 1982; De Alba, 1985; BonDurant, 1979; Chemineau et al., 1991). El entrenamiento consiste en desarrollar y reforzar los reflejos condicionados del semental para servir a una hembra, en un recinto cerrado y en presencia de una persona. Al mismo tiempo esta persona llegara a familiarizarse con el temperamento y conducta de los sementales. A menudo la recogida de semen se suele hacer en el cobertizo de esquileo, aunque cualquier lugar cubierto puede ser bueno para realizarla. El cobertizo debe 42

tener espacio suficiente y lugar para situar la hembra maniquí y que el personal pueda desenvolverse cómodamente. La visión así como el olfato, son muy importantes en el estimulo sexual, con lo que es importante que el entrenamiento de los machos se haga de tal forma que puedan ver a la hembra e incluso que vean como la montan otros machos. Para los propósitos del entrenamiento se precisa una hembra en estro. Alternativamente, el estro se puede inducir en hembras por la inyección intramuscular de 50 mg. de benzoato de estradiol en 1-2 ml. Las hembras tratadas mostraran síntomas de estro a los 1-2 días, pero el tratamiento no debe persistir más de 5 días. Una vez los carneros y machos cabríos estén entrenados, las hembras maniquís no necesitan estar en estro, ya que los sementales están condicionados a montar a cualquier hembra que este colocada en el aparato sujetador del cobertizo. Es aconsejable seleccionar hembras maniquís apacibles, ya que los machos pueden distraerse por aquellas hembras que no se estén completamente quietas (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990; Arthur et al., 1991; Chemineau et al., 1991; Wallance, 1992; Cambell et al., 1996; Ishwar y Momon, 1996).

Imagen 1. Equipamiento básico empleado para recolección de semen con vagina artificial

Fuente: implegan.com

5.4.2 El electroeyaculador. Fue utilizado primeramente por Gunn (1936) en Australia. Está basada en la aplicación rítmica de un estímulo eléctrico por vía transrrectal estimulando el sistema nervioso autónomo y somático, que conduce a la obtención de secreciones de las glándulas accesorias y finalmente a la eyaculación. Es ventajoso en el sentido que el macho no necesita de un entrenamiento previo y la calidad del eyaculado, la mayoría de las veces, es útil para una evaluación seminal. Una de las desventajas es que produce un grado de estrés y desconfort al animal y algunos machos no responden a la estimulación, además el semen no puede ser colectado con la frecuencia deseada y el eyaculado puede ser contaminado con orina durante la colección. El semen colectado por electroeyaculador generalmente es de mayor volumen, pero de menor concentración, de pH más bajo, pero el número total de espermatozoides finalmente puede ser similar al compararlo con el que se obtiene con vagina artificial. Sin embargo el electroeyaculador es muy útil cuando es necesario examinar un número importante de machos, para examen de fertilidad potencial (Aisen, 2004). 

Colecta de semen por electroeyaculador

Existen diferentes tipos de estimuladores eléctricos, los más corrientes son los que tienen un electrodo bipolar para el recto. El aparato más comúnmente utilizado, en Australia y Nueva Zelanda, es el Ruakura Ram Probe. Se trata de un estimulador accionado por baterías que proporciona una salida de 10 ó 15 voltios. Cuando el recto del macho está seco se recomienda utilizar los 15 voltios. Experimentalmente se ha utilizado estimuladores más automáticos (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990; Mejía y Hernández, 1996). Para la colección de semen, el macho se debe colocar en decúbito lateral, sobre una mesa o en el suelo, siempre que esté limpio. Se deben cortar el pelo o lana que bordee la vaina y el prepucio se debe limpiar correctamente. La sonda se humedece o lubrica con vaselina y se inserta en el recto a una profundidad de 1520 cm. procurando no lesionar la mucosa (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990; Mejía y Hernández, 1996).El pene se debe extender por enderezamiento de la flexura sigmoidea de tal forma que el glande del pené se pueda sujetar con la mano, limpia, y liberar el pené del prepucio. Por detrás del glande se coloca una pieza de gasa y se introduce el glande y el proceso uretral en un tubo de ensayo estéril. Lo mejor es sujetar el pené y el tubo de ensayo con la misma mano dejando la otra libre para dar masaje en el pene en dirección hacia delante entre para cada estimulo eléctrico (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990; Mejía y Hernández, 1996). Un ayudante debe presionar sobre la sonda hacia el suelo de la pelvis, aplicándose luego cortos estímulos (3-8 segundos) a intervalos de 15-20 44

segundos. Después de unos cuantos estímulos fluirá la secreción de las glándulas accesorias y luego el semen. Cuando se obtenga inicialmente grandes cantidades de liquido claro, se deben desechar para evitar diluciones innecesarias del semen (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990; Mejía y Hernández, 1996). El proceso de emisión está controlado por los nervios simpáticos lumbares (hipogástrico), localizados en la parte anterior de la pelvis, mientras que los nervios que provocan la erección y eyaculación están localizados posteriormente y se originan en los nervios sacros, dependientes del pudendo interno (Durán, 1980). Existe una amplia variedad entre los estímulos que necesitan los diferentes sementales hasta producir un eyaculado satisfactorio. Sin embargo, si se exceptúa lo poco confortable que debe resultar y las contracciones musculares que aparecen al aplicar la corriente, no existen efectos nocivos achacables a esta técnica (Bearden y Fuquay 1982; Salamón, 1990; Mejía y Hernández, 1996).

5.5 ANÁLISIS DE SEMEN

El estudio ideal debería ser completo, simple, rápido y objetivo y se debe relacionar en forma directa con la fertilidad (Hafez, 1987). En general, las pruebas espermáticas ideales deberían ser sencillas, rápidas de interpretar, confiables, repetibles y debieran aportar información relevante. Las pruebas espermáticas de laboratorio para evaluar semen pueden ser clasificadas en pruebas convencionales y de funcionalidad espermática. Las pruebas convencionales incluyen: El método estándar para evaluar la fertilidad de machos reproductores, aparte de la evaluación directa de su capacidad para causar preñez, es el examen de semen (Ax et al., 2002) por lo que Villena (2002) menciona que las pruebas de valoración del semen se agrupan en tres tipos de exámenes: macroscópicas (volumen, color, olor, consistencia, viscosidad, peso específico); microscópicas (motilidad, concentración, morfología) y bioquímicas (pH y pruebas metabólicas).

5.5.1 Características del semen: (Colenbrander, 2003):   

Color Volumen Motilidad Masal

Blanco cremoso-nacarado. 0.8 – 1.5 ml (1ml) 0 – 4 (3) 45

  

Progresivo Concentración Morfología

60 – 80% (70%) 1 – 6 X109 (4 X109) No más del 20% de anormalidades.

5.5.2 Examen macroscópico 

Volumen. El volumen se mide en forma directa dentro de un tubo de recolección (Sorensen, 1986) y varía de .5 a 2 ml (Nunes y Fernández, 2001), correspondiendo 74 % del mismo a líquido seminal y 26 % restante a espermatozoides (Durán, 1980). Las variaciones en el volumen de semen obedecen principalmente a factores como edad y condición del animal, frecuencia de recolección y destreza del operario (Evans y Maxwell, 1990; Villena, 2002) además incluye estado fisiológico del macho, raza, factores higiénicos y alimentarios.



Color. Debe ser blanco en ovinos, desechándose el semen con coloración rojiza o color chocolate, indicando presencia de sangre o pus, respectivamente. Su aspecto varía de lechoso a cremoso, despreciándose el semen acuoso o turbio, indicativo de un pequeño número de espermatozoides (Nunes y Fernández, 2001).



Aspecto: El semen debe tener aspecto opaco y relativamente uniforme, indicativo de alta concentración de células espermáticas. La muestra debe estar libre de pelo, suciedad y otros contaminantes (Nunes y Fernández, 2001).



Olor: El semen en buenas condiciones presenta un olor similar a la leche fresca. El olor a orina nos indica que el semen está contaminado con ésta. Cuando el olor es muy desagradable, se sospecha alguna enfermedad en los testículos o en otra parte del aparato reproductivo (Olivares, R.; Urdaneta, R. 1985).



pH: Se determina mediante el empleo de una cinta calorimétrica, su valor varía entre 6.4 a 6.9; valores por encima de 6.9 son indicativos de semen de baja calidad. (Olivares, R.; Urdaneta, R. 1985).

5.5.3 Examen microscópico. 

Movilidad: La movilidad se valora mediante el porcentaje de células móviles o vivas. Dichas células pueden moverse en cualquier dirección sin importar la velocidad con la que lo hagan (Sorensen, 1986). Sin embargo Evans y Maxwell 46

(1990) mencionan que existen varios parámetros de motilidad entre los que se incluyen motilidad masal (M M) y motilidad progresiva (M P). 

Motilidad masal: La estimación de motilidad de los espermatozoides se hace sobre la base del vigor o potencia de la onda según sí está presente o no dicho movimiento, y con una escala de 0 a 5 (Evans y Maxwell, 1990),

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Motilidad individual: Se define como la capacidad con que el espermatozoide se mueve hacia delante y en línea recta y se determina al examinar una gota de semen diluida hasta el grado en que se observen las células de manera individual (Evans y Maxwell, 1990).

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Concentración: Determinada en el microscopio o a través de espectrofotometría y significa la cantidad de espermatozoides en cada ml de semen, la concentración media en carneros es de 3,500 a 4,000 mil espermatozoides por ml (Nunes y Fernández, 2001). Por otra parte Villena (2002) menciona que la producción espermática testicular diaria en el ovino es de 10,900 mill de espermatozoides, en otra investigación, De Alba (1985) demostró que 1 g de tejido testicular de carnero es capaz de manufacturar un promedio de 12,200 mill de espermatozoides por día o sea 8,472 espermatozoides por minuto, de donde se deduce que a mayor volumen testicular, corresponderá también mayor producción de espermatozoides. (Sorensen, 1986); menciona que es necesario determinar el número de espermatozoides por unidad de volumen, ya que esto multiplicado por el volumen, permite conocer el número total de espermatozoides por eyaculado.



Morfología: Se realiza mediante preparaciones coloreadas las cuales se observan a grandes aumentos; las anomalías morfológicas que pueden afectar son anormalidades primarias, es decir, las relacionadas con la estructura, como serán las cabezas grandes, pequeñas o irregulares y las dobles cabezas o colas enrolladas; y las secundaria son de pieza intermedia ocurren durante el tránsito de los espermatozoides por el epidídimo, por lo que pueden presentarse en machos sobre trabajados, siendo la más común la presencia de gotas citoplasmáticas o de cabezas desprendidas(Villena, 2002). El examen morfológico del semen es una prueba de control de calidad. Cada eyaculado contiene una serie de espermatozoides anormales, pero si la proporción de éstos es muy alta entonces nos encontraremos ante un semen de baja fertilidad (Evans y Maxwell, 1990). (Nunes y Fernández, 2001) mencionan que la proporción de espermatozoides patológicos (sin cola, con doble cola, con doble cabeza) dentro de la población espermática, no debe sobrepasar 15 %, y las muestras que presenten estas características no se deben de utilizar para congelar o para inseminar.

5.5.4 TEST KYT IRYS (Espermiograma). 

Preparación del paciente. El animal debe tener abstinencia sexual por mínimo tres días, la muestra seminal no debe ser colectada post coito ya que una parte de la muestra seminal se puede perder. Siempre que se colecte la muestra seminal debe ser en un frasco estéril, no se recomienda otro tipo de envase (Instituto Nacional De Salud. Manual de procedimientos, 1987).

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Procesamiento. Antes de iniciar el procesamiento de la muestra de material seminal, este debe permanecer en un recipiente o incubadora a 37°C.



Examen físico. Se debe registrar el aspecto, color, olor, pH, licuefacción total o parcial y viscosidad.

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Examen microscópico.

 Movilidad y motilidad. Coloque un porta objetos sobre la gradilla metálica del baño serológico para precalentarla a 37°C. En un lado del porta objetos precalentado, deposite una gota de semen, una vez perdida su viscosidad inicial (Aprox 30 min) y coloque un cubre objeto sobre la gota. En el otro lado del porta objetos, coloque una gota de semen y sobre ella una gota de colorante “Moviesperma Irys” mezcle con un palillo delicadamente, coloque un cubre objetos y presiónelo. Se observa a 40X. En el primer montaje (movilidad) observar aproximadamente unos 200 espermas entre móviles y no móviles, sacar porcentajes. Si se agitan activamente hacia adelante se consideran móviles, diferenciar entre móviles progresivos y pendulantes. La vitalidad se observa en el segundo montaje. Contar unos 200 espermas en total. Los muertos se colorean de rosa amarillento y los vivos no toma ningún color, así estén en reposo. Reportar porcentajes de vitalidad frente a los 200 contados. Valores de referencia: 63% +/-. Límite inferior de normalidad:40% en la primera hora.  Conteo de espermatozoides. En un tubo limpio y seco deposite 380 ul del reactivo “Cuenta esperma Irys”, agregue 20 ul de semen y mezcle bien para disolver. Esta dilución corresponde a 1:20. Llene la cámara de neubawer y cuente los espermatozoide en los 5 cuadritos (1-25 mm2) del cuadro de rojos ver contar cabezas dentro tangentes y secantes del lado superior e izquierdo 48

de cada cuadrito. Realizar el conteo en las dos cámaras para sacar el promedio.  Cálculo: Número de espermatozoides /ml: 1 millón X N° de espermatozoides en los 5 cuadros.  Valores Normales: 60- 130 millones / ml.  Límite inferior de normalidad: 10 millones / ml. Es recomendable hacer pruebas de movilidad y contajes seriados para mayor confiabilidad. 

Morfología. Tomar 5 gotas de semen y mezclar con 5 gotas del colorante “Cuenta esperma Irys”Y agite. Tome una gota de esta mezcla y colóquela sobre un porta objetos. Haga el frotis lo más uniformemente posible si presiona demasiado placa con placa para no motilar la cola de los espermatozoides. Seque la lámina al aire. Si no se ve uniforme el extendido repítalo. Cubra el frotis con el fijador “Morfo esperma Irys” y déjelo actuar por 5 minutos. Deseche el fijador y lavar con agua suavemente. Cubra la placa con el colorante “Morfo esperma II Irys” y déjelo de 2 a 5 minutos. Lave con agua. Seque al aire y observe con objetivo de inmersión 100X.

Macroscópicamente la lámina se ve desteñida. Microscópicamente diferenciar morfología normal y anormal. 

Valores Normales: del 80 al 85% deben ser normales acompañados del 0.5 al 2% de células anormales. Límite inferior de normalidad 60% de formas normales.

5.6 TIPO DE TINCIONES

El estudio de la morfología espermática es muy importante en la valoración de la fertilidad de los animales, a los fines de establecer porcentajes de espermatozoides normales y poder clasificar las anormalidades. Tiene un valor definido en el estudio de las patologías testiculares (degeneración testicular, orquitis, hipoplasia, etc.) y en el estudio de los defectos hereditarios de los espermatozoides. Existe una alta correlación entre los defectos espermáticos e infertilidad. Básicamente, se considera tolerable hasta un 30 % de anormalidades, con una gran gama de formas anormales y criterios de clasificación que serán revisados posteriormente.

5.6.1 Preparación del extendido de semen. Los espermatozoides son traslúcidos y virtualmente invisibles al microscopio de luz directa (Barth A. 2003), Por lo tanto, se requiere del uso de colorantes o la provisión de un fondo oscuro para visualizarlos. La técnica de tinción en un solo pasó, en donde se mezcla el colorante con los espermatozoides directamente en el portaobjeto es la más recomendable, porque todo lo que se encuentra en el semen puede ser observado. Por ejemplo, con la tinción Rosa de Bengala, todos los espermatozoides se ven rosas sobre un fondo limpio, mientras que con la Tinta China el fondo es oscuro, los espermatozoides permanecen sin teñirse y aparecen blancos. Las tinciones que requieren varios pasos, incluyendo lavados, son más perjudiciales para los espermatozoides y probablemente más inexactas dado que pueden lavar algunos elementos del semen y cambiar el resultado final. Son múltiples los métodos de coloraciones para observar la morfología de los espermatozoides y la relación vivos: muertos. A continuación se describirán los métodos más comunes: 

Coloración Vital con eosina-negrosina:

Este método es el más comúnmente utilizado para determinar la relación vivos: muertos en un eyaculado. Cuando el semen se ha manejado correctamente y la tinción es llevada a cabo en forma apropiada, el porcentaje de espermatozoides vivos está altamente correlacionado con la motilidad progresiva individual. Por lo tanto, esta técnica es útil para corroborar las estimaciones hechas en las técnicas anteriores de motilidad. Vale la pena recordar que todos los elementos deben estar a 35-37 grados centígrados. La técnica es la siguiente:  Colocar una gota de semen en un portaobjetos  Colocar dos gotas de Eosina al 5% en agua destilada y revolver la mezcla con el ángulo de un porta o con un palillo durante no más de 30 segundos.  Colocar una gota del doble volumen que el anterior (por lo tanto, el cuádruple volumen del semen) de una solución de Nigrosina al 10 % en agua destilada.  Se toma una gota de la mezcla y se realiza el frotis. Secar al aire y observar con objetivo de inmersión de aceite a 1000-1250 aumentos. Para la valoración de vivos y muertos se deben contar 200 espermatozoides en promedio (100 a 300, dependiendo si encontramos pocas o muchas anormalidades respectivamente), recorriendo el preparado en forma de guarda griega. Los contadores manuales facilitan mucho la técnica pero son aún muy costosos. Interpretación: Los espermatozoides sin teñir (blancos) se consideran vivos y los teñidos (rosa) total o parcialmente se consideran muertos. Esto es así porque la Eosina penetra la membrana de las células dañadas tiñendo las lesiones y por 50

ende a los espermatozoides no viables; en cambio, células en perfecto estado repelen a la eosina, por lo que aparecen sin teñir. Es importante no esperar más de 30 segundos en la acción del colorante, porque se corre el riesgo de que los espermatozoides vivos comiencen a colorearse. La nigrosina actúa como colorante de contraste, ya que brinda un fondo oscuro. Se recomienda no conservar mezcladas las soluciones de eosina y nigrosina, excepto en el momento de su empleo. Estos colorantes, por separado, se mantienen estables durante un año o más sin refrigeración. Otra variante en esta técnica es el uso de Eosina con Azul de Anilina. Vale la pena aclarar que existen en el mercado Colorantes Vitales ya preparados que simplifican mucho la técnica (Barth A. 2003). 

Coloración con Rosa de Bengala al 3%: la técnica es la siguiente:

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Colocar una gota de semen en el portaobjetos Realizar un frotis Secar al aire Fijar el frotis pasándolo 3 o 4 veces por la llama de un mechero o con alcohol metílico durante un minuto. Cubrir el porta objetos con solución de Rosa de Bengala al 3% durante 5 minutos. Lavar con agua destilada Escurrir y dejar secar al aire o con estufa a 37 grados centígrados Observar con objetivo de inmersión y aceite de cedro El frotis debe ser delgado y realizado suavemente con el borde de un cubreobjetos que se inclinará a 45 grados centígrados. Si el semen es demasiado concentrado es recomendable realizar una dilución previa a realizar el frotis.

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Para la preparación de la solución de colorante los reactivos a emplear son los siguientes: 1. Rosa de Bengala: 0.3 mg 2. Formol al 40 %: 0.1 ml 3. Agua Destilada: 9.9 ml Se deben contar por lo menos 200 espermatozoides y anotarse las anormalidades espermáticas (Barth A. 2003).

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Coloración con Tinta China:

Es un método de coloración muy sencillo, práctico y rápido. Se realiza con tinta china comercial de alta concentración, siguiendo los pasos a continuación:     

Colocar una gota de semen en un portaobjetos Colocar 5 gotas de tinta china y mezclar con varilla de vidrio Hacer el frotis y secar al aire Observar al microscopio con objetivo de inmersión y aceite de cedro Este método consiste en una coloración negativa, es decir, en ella aparecen los espermatozoides sin teñir o en tono claro sobre un fondo gris negruzco, poniéndose de manifiesto la forma de la cabeza y la existencia de la gota protoplasmática.

5.7 TIPOS DE ANORMALIDADES ESPERMÁTICAS

La evaluación de la morfología espermática es un importante componente del espermiograma, cuya desviación de la normalidad indica la presencia de patologías testiculares y/o epididimarias (Rodríguez – Martínez, 2000). Las desviaciones morfológicas de la estructura normal del espermatozoide son consideradas anormales, las anomalías espermáticas se han clasificado en primarias y secundarias (Spitzer, 2000) según las estructura anatómica que las generan. Las anormalidades espermáticas primarias se originan dentro del testículo y se deben a fallas en la espermatogénesis (Hafez, 1989; Chenoweth, 1997). Estas anomalías incluyen espermatozoides con escaso desarrollo, espermatozoides dobles y defectos de cabeza, entre ellos: protuberancia acrosómica, cabeza periforme, cabeza estrecha o delegada, contorno rugoso de la cabeza, espermatozoides microcefálicos y cabezas libres. La mayoría de los defectos de la cola del espermatozoide también son considerados anomalías primarias, entre ellas están el defecto en la pieza media, “defecto dag”, presencia de gota citoplasmática proximal, cola fuertemente enrrollada y colas accesorias (Chenoweth, 1997). Las anomalías espermáticas secundarias son aquellas originadas dentro del epidídimo. Entre ellas se encuentran: cabeza ancha, cabezas normales libres, membrana del acrosoma separadas y dobladas, implantación abaxil de la cola, gota citoplasmática distal, colas con curvas suaves, colas enrolladas en la porción terminal (Chenoweth, 1997, Spitzer, 2000). 52

La presencia, en la muestra de semen, de células epiteliales, eritrocitos, formación de medusas, células precursoras de espermatozoides, también se consideran anomalías secundarias (Spitzer, 2000). Algunos defectos espermáticos no se pueden definir exactamente como primarios o secundarios (Spitzer, 2000). cPor ejemplo la gota citoplasmática proximal y las cabezas sueltas pueden ser defectos originados durante la espermatogénesis (primarios), o un disturbio en la función epididimaria (secundarios) (Chenoweth, 1997). Se considera que al menos el 70%de los espermatozoides evaluados deben ser normales (Chenoweth, 1997). El nivel de tolerancia máximos para los defectos d la cabeza es de 15-20%, mientras que el nivel de tolerancia para los defectos del acrosoma y cola es de 25% (Chenoweth, 1997). Por otro lado, es importante señalar, que una posible diferenciar en la morfología de los espermatozoides de la cola del epidídimo pudiera estudiarse por estudios preliminares en la especie ovina, que demostraron que la supervivencia de embriones resultantes de espermatozoides provenientes de la porción distal del cuerpo del epidídimo, tenían menor supervivencia que los embriones resultantes de espermatozoides provenientes de la cola del epidídimo (Fournier-Delpech et al., citado por Amann y Schanbacher, 1983).

5.7.1 Cabezas piriformes y angostas. Presentan la zona post acrosomal más estrecha. Los espermatozoides con formas piriformes evidentes son anormales. En la mayoría de los casos se encuentran estas anomalías junto con otras e indican defectos en la espermatogénesis. No obstante, se conocen casos en los que la mayoría de los espermatozoides eran de este tipo y aún así la fertilidad de los animales fue normal.

5.7.2 Microcefalia y macrocefalia. Existe una gran variación de tamaño entre espermatozoides con macro y microcefalia. Aunque las cabezas demasiado grandes son comunes, generalmente se encuentran en una proporción muy pequeña en el eyaculado. Aparentemente estos defectos estarían ocasionados por una distribución desigual de los cromosomas durante la meiosis y generalmente la mayoría de las células mueren o son fagocitadas por las células de Sertoli antes de llegar al estadio de espermátide. Esta es la razón por la que no se encuentran en altos porcentajes en los frotis de semen, con excepción del síndrome conocido con “Cabeza plegada-Cresta nuclear-Cabeza gigante” (Chenoweth, 1997, Spitzer, 2000).

5.7.3 Vacuolas nucleares. Se encuentran primariamente como una línea en la región ecuatorial de la cabeza del espermatozoides (defecto “diadema”), o bien como una o dos vacuolas en el ápex del núcleo. Estas vacuolas se asemejan a cráteres. Con una tinción conocida con el nombre de Feulgen brillan como diamantes (de aquí el nombre de diadema). Aparentemente los espermatozoides con este defecto pueden ser transportados normalmente hacia el oviducto, son capaces de penetrar la zona pelúcida y producir el bloqueo de la polispermia. Sin embargo, esta alteración es incompatible con el desarrollo embrionario. La importancia de las vacuolas en la región apical está todavía en estudio. Se han encontrado animales que producen altos porcentajes de vacuolas grandes y confluentes. Aunque la incidencia de este defecto es muy baja, tiene alta correlación con porcentajes bajos de fertilidad (Spitzer, 2000).

5.7.4. Condensación anormal del DNA. Este tipo de alteración es únicamente detectada con la Tinción de Feulgen. La cromatina aparece como granular y no homogénea como en los espermatozoides normales. Las células afectadas pueden verse también extendidas y pálidas. Este defecto puede estar relacionado con otros en respuesta a problemas en la espermatogénesis. No obstante, en la mayoría de los casos los porcentajes de espermatozoides con esta alteración son bajos. Se han encontrado casos raros de animales con defectos en la condensación de DNA sin otro signo que indique un disturbio en la espermatogénesis. En estos casos la fertilidad se ve severamente afectada.

5.7.5 Formas teratoides. Estas formas anormales producidas por disturbios en la espermatogénesis no deben ser confundidas con células inflamatorias o detritus celulares. Los espermatozoides con estos defectos tienen generalmente una condensación de DNA anormal, un núcleo pequeño y deforme y en la mayoría de los casos la pieza principal está arrollada alrededor del núcleo. Las formas teratoides son generalmente encontradas con una incidencia de hasta 2% en el semen normal. En muestras de animales con disturbios graves en la espermatogénesis su incidencia aumenta entre un 5 a 10 %. Se encontró una alta incidencia de este defecto en dos animales de la raza Charolais emparentados y un Aberdeen Angus. Estos animales tenían testículos bien desarrollados y firmes, y presentaban un eyaculado de apariencia macroscópica normal. Sin embargo, en el análisis microscópico se encontró una gran cantidad de formas teratoides y muy pocas células se parecían en realidad a los espermatozoides. Ninguno de estos animales recuperó su fertilidad con el tiempo, y fueron observados durante un período de dos años (Spitzer, 2000).

5.7.6. Defectos en el acrosoma. En este tipo de alteraciones nos encontramos con un acrosoma aumentado de tamaño (generalmente conteniendo un quiste y un cuerpo de inclusión) que se pliega en la región apical de la cabeza del espermatozoide. Con la tinción de Eosina-Nigrosina se observa que la mayoría de los espermatozoides tiene la región apical chata o una pequeña invaginación. Si realizamos tinciones especiales se puede ver el cuerpo de inclusión dentro del pliegue del ápex. Este defecto ha sido observado en animales Frisios y fue vinculado a un gen recesivo, por lo tanto es aparentemente heredable en esta raza y tal vez en otras. Es bastante común en toros Charoláis. Se ha demostrado que los espermatozoides afectados no pueden atravesar la zona pelúcida (Chenoweth, 1997, Spitzer, 2000).

5.7.7 Cabezas sueltas. Se pueden hallar espermatozoides decapitados en un pequeño número en el semen normal. Ese defecto puede ser producido por un envejecimiento o por una alteración en la implantación de la cola en la placa basal. Cuando se encuentran en mayor cantidad, están asociados con defectos en la termorregulación del testículo (animales gordos) y en estos casos es producido, aparentemente, por un defecto en la espermiogénesis. En los casos de individuos demasiado gordos esta alteración se encuentra asociada con otros defectos espermáticos, Ej. Cabezas piriformes sueltas. Las cabezas sueltas y muchos espermatozoides muertos se encuentran en animales con una acumulación de semen en la cola del epidídimo (fenómeno conocido como rusty load). Normalmente los espermatozoides envejecidos son eliminados de la cola del epidídimo a través de un movimiento peristáltico hacia la uretra. Los animales con alteraciones en este mecanismo tienen una gran acumulación de espermatozoides muertos y viejos en la cola del epidídimo”.

5.7.8 Espermatozoides decapitados. Se ha descripto este fenómeno como hereditario en doce toros Guersney y dos Hereford en Dinamarca e Inglaterra; en ambos casos la mayoría de los espermatozoides se encontraban decapitados. También se ha descripto esta alteración en animales de las razas Simmental y Chianina (Chenoweth, 1997, Spitzer, 2000).

5.7.9 Síndrome de cabeza plegada-cresta nuclear-cabeza gigante. Defecto de origen genético, raro, reportado originalmente en Europa y diagnosticado en algunos animales Holstein y Jersey, hijos de toros cuyo semen fue importado desde Europa. Las cabezas gigantes pueden ser diploides o poliploides, y pueden poseer una cresta central o estar plegadas con un alto porcentaje de colas dobles. Además de estos espermatozoides defectuosos, se pueden observar también una 55

gran variedad de otras alteraciones en el mismo eyaculado de los animales afectados por este síndrome (Chenoweth, 1997, Spitzer, 2000).

5.7.10. Pieza Media distal plegada. Suele combinarse con pieza principal doblada. Estos defectos se producen en la cola del epidídimo o en los últimos pasos de la espematogénesis. No obstante, son generalmente encontrados junto con otros defectos originados en el epidídimo. Son frecuentes de hallar en toros estresados. La mayoría de los animales se recuperan rápidamente quitadas las causas que los llevaron al estrés. Sin embargo, hay algunos toros que evidencian este defecto de acuerdo a la estación del año; por ejemplo, en Canadá se encontraron individuos que mostraban esta alteración en el invierno, y la situación se normalizaba cuando llegaba el verano. En la raza Jersey se han visto animales con más de un 90 % de espermatozoides con este defecto y se piensa que esta condición permanente es heredable en estos animales (Chenoweth, 1997).

5.7.11 Aplasia segmentaria de la pieza Intermedia y defectos en la vaina mitocondrial. Estos pequeños defectos en las mitocondrias no afectan notablemente la motilidad espermática, pero representan una zona frágil que puede terminar en la fractura de la pieza media. Se pueden llegar a encontrar algunos espermatozoides con este defecto en animales con fertilidad normal. Rara vez se hallan en alta incidencia. Un defecto aún menos común es la falta de la porción de la vaina mitocondrial a nivel del anillo.

5.7.12 Colas abaxiales, accesorias y múltiples. Estas anormalidades están usualmente asociadas entre sí. Sin embargo, las colas abaxiales son las más comunes. La fosa de implantación vacía está casi siempre presente. Se han visto animales que producen hasta un 100% de colas abaxiales sin presentar reducción de la fertilidad. En el defecto de colas accesorias se nota un pequeño muñón, y esta anomalía es poco común pero aparentemente hereditaria. Las colas accesorias están generalmente presentes junto con las abaxiales y las dobles. No se sabe si estos espermatozoides tienen reducida su capacidad de fertilizar el óvulo. La cola es un cilio especializado que se desarrolla del centriolo proximal y distal. De hecho, este defecto se produce cuando se forman más de un cilio a partir de una replicación de los centriolos” (Chenoweth, 1997, Spitzer, 2000). 5.7.13. Defecto “Dag”. Es una interferencia diferencial donde se observa la separación de la cubierta y de las fibras de axonema en la región de la pieza 56

media. La pérdida de la cubierta que recubre a estas fibras resulta en la fractura, explosión, corte y torsión de la pieza media, típica del defecto Dag. Esta alteración puede ser hallada en algunos espermatozoides debido a disturbios en la espermatogénesis. No obstante, es heredable debido a un gen recesivo en animales de la raza Jersey y posiblemente en la Hereford. Cuando los toros presentan los dos genes recesivos para esta condición producen un 60-100% de los espermatozoides con este defecto (Chenoweth, 1997). 5.7.14 Espermatozoides de cola corta o “Stump tail deffect”: Esta alteración no es común, pero ha sido reportada en varias especies de animales domésticos. Es aparentemente heredable y asociado con un gen recesivo. Se presenta en un 50 % de los espermatozoides que poseen una cola rudimentaria y asociada a una gota proximal. Los otros espermatozoides de esa misma muestra suelen tener también la pieza intermedia afectada.

5.7.15 Pieza Principal doblada. En este defecto se observa que la pieza principal se encuentra doblada describiendo un rulo o espiral (loop) inmediatamente hacia distal del anillo. Se presenta generalmente asociada con la presencia de espermatozoides con las piezas medias dobladas. En la mayoría de los casos, se observa también una gota citoplasmática distal en el centro del rulo. Este defecto aparentemente se origina en el epidídimo y no hay que confundirlo con el efecto producido por el shock hipotónico o estés por frío de los espermatozoides. 5.7.16 Piezas intermedias arqueadas. Tienen forma de arco iris o de “U”. Este defecto es generalmente producido por la tinción, aunque pueden hallarse algunos raros casos en donde los animales presentan esta alteración. Cuando se evalúa la motilidad individual se aprecia una gran cantidad de espermatozoides con movimientos en círculos. Para sacarse la duda, siempre se deben comparar las observaciones en la motilidad individual con lo observado en el frotis teñido” (Chenoweth, 1997, Spitzer, 2000).

5.7.17 Shock hipotónico. Este fenómeno ocurre cuando se exponen los espermatozoides por demasiado tiempo al efecto de la tinción con EosinaNigrosina, aunque se produce también cuando los cubreobjetos están fríos, o cuando la muestra se contamina con orina. La patología se manifiesta con una curva pronunciada en la pieza principal y, en algunos casos más severos, puede llegar a afectar la pieza media. La diferencia con el defecto de pieza principal doblada es que en el shock hipotónico no se observa una gota citoplasmática en el medio. 57

Si tenemos una alta incidencia de esta alteración y no estamos seguros de su causa, sería aconsejable realizar un segundo extendido.

5.7.18 Gota citoplasmática proximal. Casi todos los espermatozoides que se encuentran en la cabeza del epidídimo tienen una gota citoplasmática en esta posición. Luego, a medida que van descendiendo hacia la cola del mismo, la gota se va desplazando hacia distal, al menos en el 90 % de los casos. Una alta incidencia de gotas proximales puede verse con relativa frecuencia en animales jóvenes, quienes aún no han atravesado en forma completa el período de la pubertad. En ejemplares adultos, las gotas proximales en el eyaculado son indicio de disturbios en la función epididimaria o testicular. Se pueden observar aumentos agudos en el número de gotas proximales 7 a 10 días luego de una situación estresante en animales adultos, lo que indica que han sido afectados los espermatozoides que transitaban por el epidídimo. No obstante, problemas de mayor gravedad en la espermatogénesis pueden también ser causa de esta patología. Por otro lado, algunas anomalías primarias como cabezas piriformes están aparentemente predispuestas a retener la gota proximal. Las gotas suelen ser grandes y redondas en la zona más proximal o haber migrado parcialmente hacia distal, aunque esto último es muy raro. A pesar de que los espermatozoides con estas alteraciones son considerados anormales, no se ha comprobado aún si la gota proximal por sí misma afecta la capacidad de fertilización del espermatozoide (Chenoweth, 1997).

5.7.19 Gota citoplasmática distal. Entre el 65 y el 95 % de los espermatozoides almacenados en la cola del epidídimo tienen la gota citoplasmática en esta posición. Este citoplasma residual es liberado cuando los espermatozoides se mezclan con los fluidos seminales en la eyaculación. Existe un factor hemolítico en las vesículas seminales que induce la liberación de esta gota distal. Aparentemente este defecto no afecta la fertilidad, y por lo tanto, si el resto de los espermatozoides es normal el eyaculado en sí se considera no patológico” (Chenoweth, 1997, Spitzer, 2000).

5.7.20 Células medusas. Con este nombre se designan a las células epiteliales ciliadas provenientes del conducto deferente, y se pueden encontrar en bajas cantidades en muestras de semen de animales con defectos graves en la función testicular. Generalmente la muestra de semen está diluida por lo que puede ser necesario centrifugarla para concentrar los espermatozoides. En algunos casos raros puede llegar a verse hasta un 5-10 % de células medusas. La presencia de éstas denota daño testicular grave (Spitzer, 2000).

5.7.21 Leucocitos. Se asocian con procesos inflamatorios en la ampolla, glándulas accesorias o epidídimo. También puede deberse a infecciones de pene o prepucio. Los leucocitos que poseen la membrana celular intacta no se colorean con la eosina, por lo que se los ve como formaciones blancas algo irregulares, y de un diámetro mayor a la cabeza de los espermatozoides. Aquellos con su membrana rota aparecen como cuerpos rosados en desintegración. En caso de sospecharse la presencia de estas células es conveniente realizar tinciones como Wright-Giemsa u otras específicas para tal fin (Spitzer, 2000).

5.8 MARCO GEOGRAFICO Y CLIMATICO

Soracá pertenece a la cordillera central de los andes y se encuentra en las estribaciones de la meseta cundiboyacense; la zona urbana se esconde en una meseta entre los cerros Arzobispo, los chorros y Tibará, en donde contrastan tierras erosionadas, frías y de barrancos amarillos. Soracá es una región apta para la producción de papa, trigo, frutales y pastos para la ganadería. Está localizado en la zona centro del departamento de Boyacá a 5º 30´ de latitud Norte y 73º de longitud Oeste de Greenwich. El territorio de Soracá está dividido por 11 veredas: Alto Negro, Chaine, Cruz Blanca, El Salitre, Faitoque, Otro Lado, Puente Hamaca, Quebrada Grande, Quebrada Vieja, Rominguira, Rosal.

5.8.1 Descripción Física. El municipio de Soracá cuenta con un gran número de nacederos principalmente en las veredas de El Rosal, Faitoque, Chaine, Quebrada Vieja y Quebrada Grande, los cuales forman las Micro cuencas de las Quebradas El Muerto, El Arzobispo, Puente Hamaca y Quebrada Vieja. 

Extensión total: 2974 Km2

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Extensión área urbana: 27 Km2

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Extensión área rural: 2947 Km2

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Altitud de la cabecera municipal: 2.942 msnm

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Temperatura media: 11 a 14º C.

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Distancia de referencia:7 km de Tunja (Capital del departamento de Boyacá)

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Límites del municipio:

 Norte: con el Municipio de Chivata.  Oriente: con Municipios de Siachoque, Viracacha y Ramiriqui.  Sur: con el Municipio de Boyacá- Boyacá.  Occidente: con el municipio de Tunja.

Imagen 2. Localización municipio de Soracá - Boyacá

Fuente:http://www.soraca-boyaca.gov.co/nuestromunicipio.shtml?apc=mmxx-1-&x=2639868.

5.9 MARCO LEGAL

RESOLUCIÓN () Por medio de la cual se establecen las condiciones sanitarias y de bioseguridad en la importación, procesamiento y comercialización de material genético de especies de interés zootécnico. EL GERENTE GENERAL DEL INSTITUTO COLOMBIANO AGROPECUARIO (ICA) En ejercicio de sus atribuciones legales y en especial las conferidas por el artículo 4 del Decreto 3761 de 2009 y el artículo 6 del Decreto 1840 de 1994, y CONSIDERANDO El Instituto Colombiano Agropecuario (ICA) es el responsable de prevenir, controlar y erradicar las enfermedades que afectan a la ganadería nacional tanto en la producción como en la calidad de sus productos, para ello debe establecer las medidas básicas de bioseguridad y sanitarias que deben implementar las personas naturales y jurídicas que se dediquen a la recolección y procesamiento de material genético de especies de interés zootécnico. A través del material genético se pueden transmitir enfermedades que ocasionan grandes pérdidas económicas en el sector pecuario nacional, por lo que es necesario establecer un control sobre este material para elevar la producción y mejorar la calidad sanitaria. En el marco de la producción pecuaria, la actividad de comercializar material genético ocupa un lugar predominante y por tanto su manejo en condiciones sanitarias inadecuadas constituye un riesgo para la salud de los animales. En virtud de lo anterior, R E S U E L V E: ARTÍCULO 1. OBJETO. La presente Resolución establece los requisitos sanitarios y de bioseguridad que deben cumplir las personas naturales y jurídicas que importen, recolecten, procesen y comercialicen material genético de especies de interés zootécnico. ARTÍCULO 2. CAMPO DE APLICACIÓN. Las disposiciones contenidas en la presente Resolución serán aplicables a las personas naturales o jurídicas 61

dedicadas a la importación, recolección y procesamiento de material genético de especies de interés zootécnico con destino a la comercialización o al autoconsumo. ARTÍCULO 3. DEFINICIONES. Para la aplicación de la presente Resolución, se utilizaran las siguientes definiciones: 1. BIOSEGURIDAD: Conjunto de prácticas o medidas sanitarias orientadas a prevenir el contacto de los animales con microorganismos patógenos y que utilizadas en forma permanente buscan evitar la entrada y salida de agentes infectocontagiosos. 2. CENTRAL DE RECOLECCION Y PROCESAMIENTO DE MATERIAL GENETICO: Establecimiento con las condiciones para el alojamiento de donantes, la recolección, procesamiento y almacenamiento de material genético. 3. ESPECIES DE INTERES ZOOTECNICO: Son aquellas especies animales que a través de cambios genéticos, se han adaptado a vivir en cautiverio y junto al ser humano, para esta norma se consideran: los bovinos, equinos, porcinos, ovinos y caprinos. 4. LOTE: Cantidad definida de material genético producida por un solo donante en un solo día y bajo condiciones que son consideradas uniformes para propósitos de muestreo. 5. MATERIAL GENETICO: Se designa a las muestras colectadas de gametos (semen y ovocitos) y embriones, así como los producidos por fertilización in vitro. 6. RIESGO: Es la probabilidad de que un peligro se presente. 7. UNIDAD DE PROCESAMIENTO DE MATERIAL GENETICO: Establecimiento con las condiciones para el procesamiento y almacenamiento de material genético que incluye fertilización In vitro y micro manipulación. 8. UNIDADES DE RECOLECCION DE MATERIAL GENETICO: Persona naturalo jurídica que se dedica a la recolección de material genético en predios, para ser utilizado en fresco o remitido a una unidad de procesamiento registrada. 9. UNIDADES DE RECOLECCION Y PROCESAMIENTO DE MATERIAL GENETICO: Establecimiento con las condicionesnecesarias para el procesamiento y almacenamiento de materialgenético y que realiza la recolección del mismo en predio. 62

ARTÍCULO 4. REGISTRO. Las personas naturales o jurídicas interesadas en obtener el registro como importador, central o unidad de recolección y procesamiento de Material Genético, laboratorio de procesamiento y unidad de recolección de Material Genético para autoconsumo o comercialización en el territorio nacional, deben registrarse ante la Dirección Técnica de Inocuidad e Insumos Veterinarios del ICA o la dependencia que haga sus veces previa solicitud, cumpliendo los siguientes requisitos. 1. Nombre o razón social del solicitante. 2. Dirección del domicilio principal, de la central o unidad de recolección y procesamiento, del laboratorio de procesamiento y de almacenamiento para los importadores. Adicionalmente se debe presentar el documento que acredite la propiedad, tenencia o uso de las instalaciones. 3. Certificado de existencia y representación legal de la sociedad si se trata de persona jurídica o certificado de la matrícula mercantil si es persona natural, expedido con fecha no mayor a noventa (90) días calendario al momento de presentación de la solicitud. 4. Indicar la especie, el procedimiento y el tipo de material genético que va a importar, desarrollar, recolectar o procesar según el caso.

5. Contrato suscrito con un Médico Veterinario o Médico Veterinario Zootecnista que ejerce como director técnico de la central o unidad y fotocopia de la Tarjeta profesional. 6. Contrato con un laboratorio de control de calidad registrado ante el ICA para realizar un muestreo del material procesado por lo menos dos (2) veces al año. Este requisito no aplica a las unidades de recolección e importadores. 7. Contrato suscrito con una Unidad Procesadora de material Genético que se encuentre registrada ante el ICA. Este requisito solo aplica para unidad recolectora de material genético. 8. Comprobante de pago de acuerdo a la tarifa establecida por el ICA para el registro. ARTÍCULO 5. TRÁMITE DEL REGISTRO. El ICA en un plazo máximo de veinte (20) días hábiles contados a partir de la fecha de presentación de la solicitud, revisará la información y documentos relacionados en el artículo 4, pudiendo exigir por escrito al peticionario completar la documentación o aclarar la información, 63

para lo cual concederá un plazo máximo hasta de sesenta (60) días hábiles contados a partir de la fecha de recibo de la comunicación. Vencido éste término si el interesado no ha completado o aclarado la información requerida, se considerará que desiste de la solicitud y se procederá a la devolución de la solicitud con sus respectivos soportes dentro de los quince (15) días hábiles siguientes al interesado, sin perjuicio de que pueda presentar una nueva solicitud cumpliendo los requisitos. ARTÍCULO 6. VISITA TÉCNICA. El ICA dispondrá hasta de treinta (30) días hábiles a partir de la radicación completa de la solicitud del registro, para realizar la visita técnica de verificación de los datos allí consignados y de los requerimientos señalados en el Anexo 1 de la presente Resolución. Como resultado de la visita se elaborará un acta que será firmada por las partes en la cual constará el correspondiente concepto técnico emitido por el ICA, el cual puede ser: 1. Favorable: Cuando se cumple con la totalidad de los requisitos. 2. Aplazado: Cuando el establecimiento no cumple los requerimientos. En este caso el ICA podrá conceder un plazo máximo de noventa (90) días calendario a partir de la visita, para que el interesado realice las acciones correctivas a que haya lugar, para lo cual en el acta de visita se dejará señalada la nueva fecha de verificación. Si realizada la visita de verificación por parte del ICA, el solicitante no ha dado cumplimiento al o los ajustes respectivos dentro del término mencionado, se considerará desistida la solicitud, procediendo mediante oficio a la devolución de la misma dentro de los quince (15) días hábiles siguientes con sus anexos sin perjuicio que pueda realizar una nueva solicitud. 3. Desfavorable: cuando se considere que no cumple los requisitos para que se expida el registro, se procederá a la devolución de la solicitud de la forma señalada en el numeral anterior. ARTÍCULO 7. EXPEDICIÓN. Cuando el concepto sea favorable el ICA dentro de los veinte (20) días hábiles siguientes expedirá el registro según el caso, con la siguiente vigencia: 1. Central de recolección y procesamiento de material seminal: cinco (5) años. 2. Unidad de procesamiento y unidad de recolección y procesamiento de material seminal: tres (3) años. 64

3. Unidad recolectora: tres (3) años PARAGRAFO.- Las Centrales de Recolección y Procesamiento de Material Seminal o de Embriones registrados ante el ICA, podrán operar como Unidades de Recolección y/o Procesamiento de acuerdo a lo establecido en la presente resolución y estarán autorizadas para exportar material genético. ARTÍCULO 8. MODIFICACIÓN DEL REGISTRO. 1. El titular del registro debe solicitar previamente al ICA la modificación del mismo por las siguientes causales: 1.1 Cambio de dirección comercial, de almacenamiento, de la central de Recolección y Procesamiento según el caso. 1.2 Modificación de las especies animales y la línea de importación de semen a embriones. 1.3 Modificación desarrollo de otros procesos de producción de semen o embriones. Estas modificaciones requieren visita de verificación por parte del ICA. 2. El titular del registro deberá solicitar la modificación del mismo dentro de los diez 10) días siguientes a cambio de la razón social. La solicitud de modificación del registro deberá acompañarse con la actualización de los correspondientes documentos de conformidad con lo establecido en el artículo 4 de la presente resolución, según lo solicitado. ARTÍCULO 9. RENOVACIÓN DEL REGISTRO. El titular del registro debe solicitar la renovación tres (3) meses antes de la fecha de vencimiento, siguiendo el procedimiento descrito en el Artículo 4 de la presente Resolución. ARTÍCULO 10. OBLIGACIONES. 1. El titular del registro debe:

1.1 Informar el cambio del director técnico. 1.2 Comunicar al ICA cualquier modificación de la información aportada inicialmente para su registro.

1.3 Cumplir con los requerimientos que contempla el Manual de Buenas Prácticas de Bioseguridad para Centrales y/o Unidades de Recolección y /o Procesamiento de Material Genético. 1.4 Supervisar y controlar todos los procedimientos, incluyendo los de control de calidad 1.5 Tomar las muestras para diagnostico de los donantes en la pre-cuarentena, cuarentena y residencia y remitidas a laboratorios particulares registrados o a los autorizados por el ICA, o a la red de diagnostico de la entidad. 1.6 Informar de forma inmediata la presentación de alguna enfermedad de notificación oficial. 1.7 Certificar que se han seguido los protocolos sanitarios para la obtención del material cuando se busque registrar animales producto del material genético por parte de las asociaciones de razas puras. 1.8 Comunicar a la oficina del ICA más cercana dentro de las 48 horas siguientes, la presentación de efectos indeseables asociados al uso de un insumo veterinario. PARAGRAFO.- Los directores técnicos de la central o unidad de recolección y procesamiento y unidad de recolección de material genético, son responsables por el incumplimiento en el ejercicio de sus funciones de acuerdo a lo señalado en la Ley 576 de 2000 o aquella que la modifique o sustituya. ARTÍCULO 11. ROTULADO. Todo material procesado y congelado debe contener como mínimo la siguiente información: 1. Código de la central, Unidad recolectora y procesadora o Unidad recolectora y Unidad procesadora. 2. Identificación del donante 3. Identificación de la raza 4. Identificación por lote y fecha de colecta de los embriones o material seminal. Estas modificaciones requieren visita de verificación por parte del ICA. ARTÍCULO 12. DOCUMENTOS. Hace parte integral de la presente Resolución el Anexo 1 denominado: “Manual de Buenas prácticas de bioseguridad para centrales y/o unidades de recolección y/o procesamiento de material genético”. ARTÍCULOS 13. CONTROL OFICIAL. Los funcionarios del ICA en el ejercicio de las funciones de inspección, vigilancia y control que realicen en virtud de la presente Resolución, tendrán el carácter de Inspectores de Policía Sanitaria, 66

gozarán del apoyo y protección de las autoridades civiles y militares para el cumplimiento de sus funciones. De todas las actividades relacionadas con el control oficial se levantarán actas que deberán ser firmadas por las partes que intervienen en ellas y de las cuales se dejará una copia en el lugar. Los titulares de los registros y/o administradores de los lugares que se supervisen, están en la obligación de permitir la entrada de los funcionarios del ICA para el cumplimiento de sus funciones. ARTÍCULO 14. SANCIONES. El incumplimiento a la presente Resolución y a las demás normas que regulan el control sanitario del material genético, será sancionada por el ICA de conformidad con lo establecido en el Capitulo X del Decreto 1840 de 1994 o la norma que modifique o adicione. ARTÍCULO 15. TRANSITORIO. Se concede plazo de doce (12) meses contados a partir de la fecha de publicación de la presente Resolución, para que las personas registradas ante el ICA con anterioridad a la misma soliciten visita técnica de verificación de los requisitos señalados en la norma con el fin de continuar con su actividad. A los titulares de los registros que no cumplan con lo señalado en la presente resolución en el tiempo establecido, el ICA procederá a suspender el registro en forma inmediata por motivos sanitarios. La suspensión sanitaria del registro no podrá superar los 3 meses, tiempo durante el cual deberá cumplir con los requerimientos efectuados por el ICA, de lo contrario se procederá a la cancelación del registro. ARTÍCULO 16. VIGENCIA. Esta Resolución rige a partir de la fecha de su publicación y deroga las Resoluciones ICA 1426 de 2002 y la 2820 de 2001 excepto los artículos 15, 16,17 y 18 relacionados con el registro de los laboratorios de material genético.

PUBLÍQUESE Y CUMPLASE Dada en Bogotá,

LUIS FERNANDO CAICEDO LINCE Gerente General 67

ANEXO 1 MANUAL DE BUENAS PRACTICAS DE BIOSEGURIDAD (BPB) PARA CENTRALES Y UNIDADES DE RECOLECCIÓN Y /O PROCESAMIENTO DE MATERIAL GENÉTICO. 1. DEFINICIONES 1.1 ANIMALES DONANTES: Es aquel que por su condición zootécnica y sanitaria está destinado a proporcionar material genético. 1.2 BUENAS PRÁCTICAS DE BIOSEGURIDAD (BPB): Son los principios básicos y prácticas generales preventivas de higiene y sanidad en la producción, almacenamiento, transporte y comercialización de material genético, con el objeto de garantizar su condición sanitaria y disminuir cualquier riesgo inherente a su producción. 1.3 CONTROL DE CALIDAD DE MATERIAL SEMINAL: Pruebas que garanticen la calidad del producto y que incluyen: cuadro espermático (movilidad, morfología y vitalidad) y análisis microbiológico. 1.4 FILTRO SANITARIO: Sitio al ingreso de las áreas diseñado y ubicado de tal forma que obligue al personal a hacer uso de este y que cuente con un sistema para el lavado y desinfección de botas y en las áreas donde se requiera lavamanos provisto con agua potable, jabón y solución desinfectante y un sistema de secado. (vehículos). 1.5 INSUMO VETERINARIO: Todo producto natural, sintético, biológico o de origen biotecnológico, utilizado para promover la producción pecuaria, así como para el diagnóstico, prevención, control, erradicación y tratamiento de las enfermedades, plagas y otros agentes nocivos que afecten a las especies animales o a sus productos. 1.6 MONITOREO: Secuencia planificada de observaciones o mediciones relacionadas con el cumplimiento de una buena práctica en particular. 1.7 PELIGRO: Agente biológico, químico o físico que pueda comprometer la seguridad y/o la salud de las animales o la integridad del material genético 1.8 POE: Procedimiento Operacional Estandarizado: Procedimiento que debe ser documentado, implementado y mantenido. 1.9 TRAZABILIDAD: Aptitud para rastrear o seguir la historia, la aplicación o la localización de un producto por medio de identificaciones registradas. 68

2. CENTRAL DE RECOLECCION Y PROCESAMIENTO DE MATERIAL GENETICO 2.1 LOCALIZACIÓN E INSTALACIONES 2.1.1 La central debe tener los servicios públicos generales para su funcionamiento y estar aislado de cualquier otro tipo de explotación animal, foco de insalubridad o contaminación. 2.1.2 Contar con estacionamiento de los vehículos de manera que impida la posibilidad de contacto de los mismos que ingresen con las diferentes áreas y con los animales. 2.1.3 Se debe contar con una zona administrativa donde repose toda la documentación correspondiente a la central y los donantes 2.1.4 Contar con un sistema que garantice la desinfección al ingreso de los vehículos. 2.1.5 Tener zona de cargue y descargue de los diferentes insumos, la cual debe estar alejada de los animales y las áreas de producción. 2.1.6 Tener filtros sanitarios en todas las zonas de acceso a las diferentes áreas, para garantizar la limpieza y desinfección de las mismas. 2.1.7 Los accesos deben estar limpios, en buen estado y contar con drenajes para prevenir empozamientos. 2.1.8 En sus alrededores y dentro de las instalaciones no deben permanecer objetos en desuso para evitar que se conviertan en focos de contaminación. 2.1.9 Tener cerco perimetral que impida el libre acceso de animales o personas y un corredor de aislamiento interno o de seguridad de mínimo 4 hilos y estar separados entre sí por lo menos por 5 metros de distancia. 2.1.10 Las construcciones e instalaciones eléctricas deben estar protegidas de manera que se minimice el riesgo de incendio o cualquier tipo de accidente derivado las operaciones normales que se ejecuten en la central. 2.1.11 Los sifones deben contar con rejillas que faciliten la evacuación de las aguas de lavado y servidas y al mismo tiempo impidan el ingreso de plagas. 2.1.12 Los pisos, paredes y techos deben ser hechos en un material de fácil lavado y desinfección, mantenerse limpios y en buen estado. 69

2.1.13 Los pisos deben contar con pendiente para facilitar el drenaje, evitando empozamientos. 2.1.14 La distancia entre puertas y pisos no debe permitir el ingreso de plagas. 2.1.15 No debe haber fugas originadas de las tuberías, válvulas y ensambles. 2.1.16 El suministro de agua debe ser de uso agropecuario, se debe tener condiciones para almacenarla, mantener la calidad, presión y distribución hacia todas las áreas de manera que se garantice el suministro de la misma para el consumo de los animales y las operaciones de la central. 2.1.17 Contar con servicios sanitarios y vistieres en cantidad suficiente acorde con el número de operarios, ventilados y en perfecto estado de funcionamiento. 2.1.18 Colocar avisos en las proximidades de los lavamanos para recordar al personal sobre la necesidad de lavarse las manos luego de usar los servicios sanitarios, después de cualquier cambio de actividad, antes de iniciar las labores o cada vez que se considere necesario. 2.1.19 Los equipos y utensilios deben ser de acabados lisos, no porosos, no absorbentes, para evitar que representen riesgo por liberación de sustancias o permitir el alojamiento de contaminación microbiana. 2.1.20 Los residuos sólidos deben ser almacenados en un lugar específico dentro de la central, para ello se debe disponer de recipientes para la recolección y almacenamiento cerca al sitio donde son generados. Los mismos deben ser removidos de manera que se elimine la generación de malos olores, que no constituya refugio y alimento de animales y plagas, ni que se contribuya al deterioro ambiental. 2.1.21 Los recipientes utilizados para almacenar desechos deben ser a prueba de fugas, debidamente identificados, de material impermeable, resistentes a la corrosión y de fácil limpieza. 2.1.22 Tener avisos alusivos a las buenas prácticas de bioseguridad. 2.2 AREAS: El establecimiento debe contar con áreas separadas físicamente, claramente señalizada e identificadas así: 2.2.1 CUARENTENA. Esta área debe contar con: 2.2.1.1 Desembarcadero.

2.2.1.2 Bodegas de almacenamiento de alimentos, medicamentos y otros insumos veterinarios. 2.2.1.3 Potreros o corrales de alojamiento. 2.2.1.4 Cerco doble de mínimo 4 hilos, separados entre sí por lo menos por 5 metros de distancia. 2.2.2 COLECTA DE MATERIAL SEMINAL Y/O EMBRIONES. 2.2.2.1 Debe encontrarse alejada de cualquier foco de contaminación y estar en buen estado para evitar que los animales donantes se lastimen. 2.2.2.2 La temperatura ambiental y ventilación de las áreas de manejo y alojamiento de los animales deben permitir el confort de los operarios y animales donantes. 2.2.2.3 Disponer de corral, corredor de conducción y brete con el objeto de garantizar la seguridad de los operarios y animales. 2.2.2.4 Tener un sistema de higienización con agua y presión suficiente para el cumplimiento de los objetivos establecidos en cada etapa del proceso. 2.2.3 LABORATORIO DE PROCESAMIENTO 2.2.3.1 Los pisos y mesones deben ser de color claro, lisos y la unión entre paredes, pisos y mesones deben ser redondeadas. 2.2.3.2 Contar con ventilación e iluminación que permita garantizar la calidad del material genético. 2.2.3.3 Los gabinetes del laboratorio deben ser en cantidad suficiente para garantizar el almacenamiento de la totalidad de los reactivos, medios y otros insumos y estar elaborados de material lavable y liso. 2.2.3.4 Contar con un sitio exclusivo para almacenamiento de equipos, termos y repuestos. 2.2.3.5 El área de proceso del material genético debe estar físicamente separado de la sala de colecta y a este sector sólo ingresará el personal debidamente autorizado. 2.2.3.6 El área de lavado, desinfección y esterilización de material debe estar completamente separada del área de procesamiento de material genético y debe 71

disponer de los instrumentos necesarios para las labores de limpieza y desinfección de los equipos y utensilios de esta zona. 2.2.4 ALMACENAMIENTO DE TERMOS CRIOGÉNICOS. 2.2.4.1 Usar gafas o máscaras, toda vez que el nitrógeno debe ser manipulado con cuidado porque el contacto de este con la piel puede causar heridas de consideración producto de la congelación de los tejidos epiteliales. Se debe evitar que objetos congelados con nitrógeno líquido entren en contacto directo con la piel 2.2.4.2 Utilizar siempre pinzas y guantes aislantes para retirar cualquier objeto de los termos. 2.2.4.3 Tener condiciones de luz y ventilación que garanticen la operatividad y salida de los gases. 2.2.4.4 Los termos de almacenamiento no deben estar en contacto directo con el piso, con el fin de permitir las acciones de inspección, limpieza y desinfección. 2.2.4.5 Transportar el material genético congelado bajo las condiciones iníciales de producción y conservación dentro del nitrógeno líquido, si el transporte de los termos se hace dentro de la cabina de vehículos las ventanillas deben permanecer siempre abiertas para evitar la posible asfixia de los ocupantes. 2.2.4.6 No deberán transportar en un mismo vehículo material genético con animales y/o sustancias tóxicas o peligrosas. 2.2.5 ALOJAMIENTO DE DONANTES. El área puede estar conformada por potreros o corrales. 2.2.5.1 Realizar inspección por lo menos una vez al día a los animales que se encuentran en el potrero. 2.2.5.2 Los corrales y/o establos deben: 1. Estar construidos en un material que permita su fácil limpieza y desinfección. 2. Brindar condiciones ambientales adecuadas de luz y temperatura. 3. Tener espacio suficiente para que los animales se muevan con facilidad, contar con bebederos, comederos y saladeros. 4. Cuando se utilizan camas estas deben estar siempre limpias y secas para prevenir la contaminación con desechos. 72

2.2.5.3 Lavar a diario los bebederos y comederos de los animales. 2.2.6 DE ENFERMERÍA O AISLAMIENTO Cuando haya animales enfermos se deben llevar a esta área, la cual debe contar con condiciones de aislamiento y alojamiento que garanticen la no diseminación de enfermedades. 2.2.7 ALMACENAMIENTO DE INSUMOS AGROPECUARIOS 2.2.7.1 Los insumos utilizados para los animales donantes de embriones y material seminal deben tener registro ICA. 2.2.7.2 Cuando el alimento se almacene y se distribuya a través de silos o tolvas estas deben ser de material de fácil limpieza y desinfección. 2.2.7.3 Todos los insumos utilizados deben encontrarse dentro de su período de vida útil. 2.2.7.4 Debe existir una bodega exclusiva para el almacenamiento de insumos veterinarios, en donde los mismos se almacenen bajo condiciones adecuadas de humedad y temperatura y estar separados de los medicamentos y plaguicidas. Adicionalmente no deben encontrarse directamente sobre el piso ni en contacto directo con las paredes. 2.2.7.5 Los medicamentos y biológicos veterinarios deben: 1. Almacenarse de acuerdo con las instrucciones proporcionadas por su productor siguiendo las instrucciones consignadas en el rotulado. 2. Estar clasificados por grupos de acuerdo con su uso e indicación y estar almacenarlos bajo condiciones de seguridad. 3. Almacenarse en sus envases originales. 4. Los envases vacíos no deben ser reutilizados, deben ubicarse en un sitio exclusivo y debidamente señalizado. La disposición final de envases se realizará conforme a lo establecido por el Ministerio de Ambiente, Vivienda y Desarrollo Territorial. 5. Los insumos no utilizados y cuya fecha de vencimiento haya expirado, deben ser eliminados de acuerdo con las instrucciones del Director Técnico de la central o la recomendación del productor.

6. Los equipos para la administración de los medicamentos deben estar limpios, desinfectados y calibrados. 7. Se debe garantizar a los productos que requieran refrigeración, las condiciones de temperatura, humedad y circulación del aire y contar con los dispositivos de medición al igual que los registros de monitoreo. 2.2.8 HERRAMIENTAS Y ELEMENTOS DE MANTENIMIENTO. Los equipos y herramientas deben contar con un sitio para su almacenamiento. 3. BUENAS PRÁCTICAS PARA EL USO DE MEDICAMENTOS VETERINARIOS (BPUMV) deberán cumplirse con los siguientes requisitos: 3.1 Utilizar únicamente productos veterinarios con registro ICA. 3.2 Conservar las prescripciones de los medicamentos por un periodo mínimo de dos (2) años. 3.3 El instrumental desechable usado para la administración de medicamentos y biológicos veterinarios debe ser dispuesto de acuerdo con el correcto procedimiento de disposición establecido por el proveedor, médico veterinario responsable y por lo establecido en la reglamentación vigente para este tipo de casos. 3.4 Administrar los medicamentos veterinarios siguiendo todas las instrucciones del Médico Veterinario. 4. PERSONAL 4.1 El personal debe evitar el contacto con animales ajenos al centro, con el fin de evitar la posibilidad de transmitir enfermedades. 4.2 Contar con la dotación de ropa de trabajo y calzado, el cual debe ser de uso exclusivo para el personal que labora en el centro, la misma debe ser diferente de acuerdo al área de trabajo. 4.3 Contar con dotación para los visitantes. 4.4 La ropa de dotación debe ser lavada dentro de la central. 4.5 Los visitantes deben cumplir con todas las normas de bioseguridad establecidas. 4.6 Todo el personal debe recibir capacitación continúa con relación a normas de higiene y manejo de los animales. 74

5. CONTROLES SANITARIOS 5.1 PRE-CUARENTENA Los animales seleccionados como posibles donantes, deben cumplir con los siguientes requisitos: 5.1.1 Tener un sistema de identificación. 5.1.2 Contar con el plan de vacunación establecido por el ICA para las enfermedades de control oficial. 5.1.3 Aplicar los biológicos quince (15) días antes del ingreso a la central. 5.1.4 Someterse a una evaluación reproductiva y sanitaria que incluya pruebas diagnósticas negativas en un laboratorio oficial, registrado o autorizado, de las siguientes enfermedades: 5.1.4.1 Bovinos: Brucelosis, Tuberculosis, Diarrea Viral Bovina (detección de antígeno) y Rinotraqueitis Infecciosa bovina. 5.1.4.2 Caprinos y Ovinos: Brucelosis, Tuberculosis, Artritis/ encefalitis caprina y Paratuberculosis. 5.1.4.3 Porcinos: Brucelosis, Tuberculosis y Peste Porcina Clásica 5.2 CUARENTENA. En este tiempo los animales deben: 5.2.1 Estar clínicamente sano y libre de enfermedades infecto contagiosas. 5.2.2 Ingresar con guía sanitaria de movilización y ubicarse en el área de cuarentena. 5.2.3 Todos los donantes deberán cumplir un periodo de aislamiento de 30 días antes de ser incorporados con los donantes residentes. 5.2.4 Ser sometidos a las pruebas de diagnóstico como mínimo 21 días después de haber ingresado en el área de cuarentena, para las siguientes enfermedades: 5.2.4.1 Bovinos. 1. Brucelosis, Rinotraqueitis Infecciosa Bovina y tuberculosis. 2. Para el caso de Diarrea Viral Bovina (detección de anfígeno) y 21 días después prueba serológica para anticuerpos específicos.

3. Tricomoniasis y Campilobacteriosis. Donantes de menos de 6 meses o que desde esa edad hayan permanecido siempre en un grupo del mismo sexo antes de la cuarentena, deberán dar resultado negativo en una prueba de diagnóstico realizada a partir de una muestra prepucial. De de más de 6 meses que hayan podido estar en contacto con hembras antes de la cuarentena deberán dar resultado negativo en tres pruebas de diagnóstico realizadas con una semana de intervalo a partir de una muestra prepucial. 4. Historial de vacunación que debe incluir: tipo de vacuna, lote, fecha de aplicación y nombre comercial. 5.2.4.2 Caprinos y Ovinos: Brucelosis, Tuberculosis, Artritis/ encefalitis caprina y Paratuberculosis. 5.2.4.3 Porcinos: Brucelosis y Tuberculosis 5.3 CONTROL DURANTE LA RESIDENCIA 5.3.1 Los donantes deberán tener un plan de vacunación que incluya las enfermedades de control oficial y ser sometidos cada año a las siguientes pruebas diagnosticas con resultados negativo. 5.3.1.1 Bovinos: Tuberculosis, Brucelosis, Diarrea Viral Bovina (detección de antígeno) y 21 días después prueba serológica para anticuerpos específicos, Rinotraqueitis Infecciosa Bovina. 1. Historial de vacunación que deberá incluir: tipo de vacuna, lote, fecha de aplicación y nombre comercial. 2. Tricomoniasis y Campilobacteriosis: Sólo serán sometidos a la prueba de diagnóstico los toros destinados a la producción de semen o en contacto con toros destinados a la producción de semen. Los toros que vuelvan a ser seleccionados para tomas de semen después de un período de interrupción de más de 6 meses serán sometidos a la prueba de diagnóstico no más de 30 días antes de la toma de semen. 5.3.1.2 Ovinos y Caprinos: 1. Brucelosis 2. Tuberculosis 3. Artritis/ encefalitis caprina 4. Paratuberculosis

5.3.1.3 Porcinos 1. Brucelosis 2. Tuberculosis Cuando un reproductor sea dado de baja por hallarse afectado por una enfermedad transmisible vía semen, las partidas de dicho material en existencia, obtenidas a partir de la fecha del último certificado sanitario de aptitud, no podrán ser utilizadas y deberá ser eliminado. 6. BIENESTAR ANIMAL Las condiciones en que se mantengan los animales, deben ser de acuerdo a su especie, grado de desarrollo, adaptación y domesticación, así como a sus necesidades fisiológicas y etológicas para esto se debe tener en cuenta que se cumpla con los siguientes parámetros: 6.1 Contar con personal capacitado y suficiente para el cuidado de los animales. 6.2 El diseño de las instalaciones debe tener en cuenta los riesgos de perturbación ocasionados por el medio externo, como el ruido, la luz, las vibraciones, las condiciones atmosféricas y la contaminación, así como los riesgos de incendios e inundaciones. 6.3 Deberán tomarse las disposiciones necesarias para desalojar y evacuar los animales en caso de emergencia. 6.4 Las cercas deben impedir que se escapen los animales, estar levantadas de forma conveniente y conservada para evitar riesgos de heridas. Cuando se utilice cualquier tipo de enrejado o alambrada en particular para especies pequeñas, deberá garantizarse que estén bien tensionadas y revisarse periódicamente para evitar accidentes en los ejemplares. 6.5 A los animales se les debe proveer de una alimentación sana, acorde a su edad y especie, en cantidad suficiente con el fin de mantener su buen estado de salud y de satisfacer sus correctas necesidades de nutrición. 6.6 La superficie total disponible para todos los animales y la dimensión del grupo deberán calcularse en función de la edad, del tamaño y de otras características biológicas de la especie.

7. UNIDADES DE RECOLECCION Y PROCESAMIENTO Y UNIDADES DE PROCESAMIENTO DE MATERIAL GENETICO: 7.1 Debe contar con las siguientes dependencias básicas: 7.1.1 Área administrativa. 7.1.2 Laboratorios para procesamiento del material genético. 7.1.3 Área de almacenamiento de termos criogénicos. 7.1.4 Área de almacenamiento de insumos veterinarios. 7.1.5 Instalaciones sanitarias 7.2 Las unidades de recolección y procesamiento para la selección de los donantes, deben garantizar que los mismos cumplan con los siguientes requisitos: 7.2.1 Estar aislados de los demás animales del predio hasta finalizar la recolección del material genético. Si los animales son retirados de esta zona deberán cumplir nuevamente con los requerimientos citados. 7.2.2 Tener un sistema de identificación. 7.2.3 Contar con el plan de vacunación establecido por el ICA para las enfermedades de control oficial. 7.2.4 Aplicar los biológicos quince (15) días antes del ingreso a la central. 7.2.5 Someterse a una evaluación reproductiva y sanitaria según lo señalado en el ítem de cuarentena. 8. UNIDADES DE RECOLECCION DE MATERIAL GENETICO: Para su funcionamiento requiere: 8.1 Contrato con una unidad procesadora de material genético registrada ante el ICA. 8.2 Los animales seleccionados como posibles donantes, deben cumplir con los requisitos señalados en el numeral 7.2 del presente manual. 9. IMPORTADOR: Deberá cumplir con lo establecido en el numeral 2.2.4. 10. DOCUMENTOS. Se debe contar con los siguientes procedimientos operativos estandarizados: 78

10.1 Para el manejo del inventario del material genético (ingreso y destino final). 10.2 Para el monitoreo del nivel de nitrógeno líquido, donde se determinen los parámetros límite para su renovación y la frecuencia de monitoreo. 10.3 De calidad de agua, definiendo los criterios de aceptación con un análisis fisicoquímico y microbiológico anual. 10.4 Para el manejo de los animales que ingresen a enfermería, donde se describa claramente las medidas de bioseguridad para este sitio. 10.5 De limpieza y desinfección donde se detallen las labores que se realicen en las instalaciones, equipos, utensilios y operarios; que incluya: las fichas técnicas, concentraciónes y cronograma de rotación de los mismos 10.6 De calibración de equipos e instrumentos de medición. 10.7 De reparación y mantenimiento preventivo de equipos e instalaciones, que incluya una descripción general del procedimiento, periodicidad y responsable de cada uno de los tipos de mantenimiento que se van a realizar. Los registros deben contener las acciones correctivas tomadas y su verificación. 10.8 De residuos sólidos en el que se incluya el destino final de la posible mortalidad de animales donantes que se presente y el material de riesgo biológico, tratamiento de basuras y desperdicios generados en el establecimiento. 10.9 De residuos líquidos donde se describa el manejo, colección y disposición final de las aguas residuales. 10.10 Del control de plagas, que contenga el diagnóstico de las posibles especies de animales indeseables, biología general de las plagas a controlar, medidas radicales y complementarias de prevención y control. Adicionalmente debe contener un mapa con los puntos de control de plagas. 10.11 De capacitación que incluya: cronograma y los temas de labor específica, bioseguridad, programas de limpieza y desinfección, manejo de animales, solución de los posibles problemas derivados de las actividades diarias y las acciones correctivas que se deben adoptar. 10.12 Para el control de calidad que incluya lo siguiente: 10.12.1 Del producto donde se señalen los parámetros de calidad y se especifiquen criterios de aceptación y rechazo de producción, deben prevenir las no conformidades evitables y reducir las no conformidades naturales o inevitables que son inherente a la producción, a niveles tales que no representen riesgo para el producto. 79

10.12.2 De autoevaluación de los procedimientos 10.13 De producción de los embriones y el material seminal, para garantizar la trazabilidad e historial de cada lote. 10.14 De ingreso de los visitantes y vehículos. Donde se incluya el proceso de limpieza y desinfección de los vehículos. Todos los documentos deben conservarse por un término de dos (2) años.

6. METODOLOGIA

6.1 TIPO DE ESTUDIO

El tipo de estudio que se realizo es de tipo explicativo comparativo.

6.2 DISEÑO EXPERIMENTAL 

Bloques completos al azar. Consiste en conformar grupos de manera aleatoria.



Variable dependiente: Porcentajes de anormalidades espermáticas.



Variable independiente: El rango de voltaje empleado para la obtención del material seminal.



Cuantitativas: (volumen eyaculado, motilidad masal, motilidad individual, vitalidad, concentración y porcentaje de anormalidades espermáticas).



Cualitativas: (color, olor, aspecto)

6.3 MATERIALES

6.3.1 Población. El trabajo se realizo en el rebaño conformado por 70 ovinos presentes en la Clínica Veterinaria Francisco De Asís; ubicado en la granja experimental de la Fundación Universitaria Juan De Castellanos, Kilómetro 5 vía Tunja – Soracá (Boyacá) vereda otro lado.

6.3.2 Muestra. Se utilizaron eyaculados provenientes de 20 ovinos criollos machos entre 8 y 12 meses de edad, presentes en el aprisco de la Clínica Veterinaria Francisco De Asís; ubicado en la granja experimental de la Fundación Universitaria Juan De Castellanos, Kilómetro 5 vía Tunja–Soracá (Boyacá) vereda otro lado; se les suministro alimento a base de forraje maralfalfa (pennissetum sp) y kikuyo (pennissetum clandestinum), concentrado comercial (150 gr/día/animal), sal mineralizada y agua a voluntad.

6.3.3 Instalaciones. Los animales se encontraban ubicados en el aprisco de la granja experimental de la F.U.J.D.C, construido para la cría y ceba de ovinos en régimen intensivo; los machos estaban separados de las hembras y se encontraban estabulados encorrales de 9 m 2 (3m x 3m), y contiguo al corral de manejo y colecta de material seminal. El material seminal obtenido se proceso en el Laboratorio de Reproducción animal, ubicado en las instalaciones la Clínica Veterinaria Francisco De Asís, de la Fundación Universitaria Juan De Castellanos, en la Granja experimental de la institución Km 5 vía Tunja- Soracá. Tabla 1. Materiales utilizados MATERIAL

UNIDAD MATERIAL LAVADO PREPUCIAL Cateter Unidad Solución cloruro de sodio 500 ml Venoclisis Unidades Guantes Pares MATERIALES COLECTA VAGINA ARTIFICIAL Vagina artificial Unidad Guantes Pares Jeringas 50 ml Unidad Calentador eléctrico Unidad Termómetro Unidad Bolsas de colecta estériles Unidad Tubos de colecta estériles Unidad Estradiol ® x 20 ml Unidad Jeringas x 2 ml Unidad MATERIALES COLECTA ELECTROEYACULADOR Electrojac ® 5 Unidad Guantes Pares Bolsa de colecta estériles Unidad Tubos de colecta estériles Unidad TRANSPORTE MATERIAL SEMINAL Cava icopor Unidad Termos de transporte Unidad Termómetro Unidad MATERIALES LABORATORIO Láminas portaobjetos Unidad Láminas cubreobjetos Unidad Test kit irys Unidad Micropipetas Unidad Incubadora Unidad Microscopio óptico Unidad Espectrofotómetro Unidad Citrato de sodio al 5% Ml Tubo de ensayo Unidad Fuente. El autor 2011 82

CANTIDAD 60 20 10 50 3 50 50 1 1 60 60 1 10 1 50 40 40 1 3 1 100 100 1 2 1 1 1 50 60

6.4 DISEÑO METODOLOGICO

6.4.1. Fase I. Examen clínico y examen andrológico. A los machos escogidos se les realizo un completo examen clínico inicial con el fin de determinar el adecuado estado fisiológico de cada ejemplar; posterior a esto se sometieron a un intenso examen andrológico, para así determinar su aptitud reproductiva. Se proporciono cuarentena por 15 días a la población total, donde en el día 1 se realizo una jornada de desparasitaron y 10 días después aplicación de vitaminas y complejo B.

6.4.2 Fase II. Toma de material seminal método Vagina artificial (Grupo control). Seguido a esto se sometió cada individuo a colecta por medio de vagina artificial cada tres días por un periodo de dos semanas, para conocer de antemano las características macroscópicas y microscopias del semen recolectado (grupo control).La vagina se compone de un cuerpo de PVC, una camisa de látex y una válvula sellomatic. Una vez montada, en la parte interior de la vagina se introdujo agua (60ml) a 45ºC, regulando su presión insuflando aire a través de la válvula. En un extremo de la vagina, mediante un adaptador de látex, se fijo una bolsa de colecta estéril y a su vez el tubo de colecta de plástico graduado en ml, protegido de la luz directa; el otro extremo, entrada de la vagina, se lubricó con vaselina. Las colectas del material seminal se realizaron en el corral de manejo, utilizando como señuelo una hembra estrogenizada (Estradiol® 2ml Laboratorio Over) para brindar al macho estímulo sexual. Se introducía un macho a la vez al corral para la colecta, cada animal se mantuvo unos minutos en contacto visual con la hembra, a 2 metros de distancia, seguido se permitía contacto directo (olfateo de la vulva), al observarse la intensión de monta y una ligera erección se les permitía el salto y se les colectaba con la vagina artificial, guiando el pene en la misma hasta que terminaran los movimientos pélvicos y realizaban golpe de riñón.

6.4.3 Fase III. Toma de muestras material seminal método Electroeyaculador. Una vez conocidas preliminarmente las características del material seminal de grupo control, se conformaron dos grupos de estudio de manera aleatoria: 10 ejemplares por grupo. En cada uno de ellos se empleo el electroeyaculador al rango establecido (8 y 14 voltios por grupo) respectivamente. Luego de una semana, se realizo una nueva colecta, intercambiando los ejemplares al rango empleado en la primera colecta. Se utilizo un electroeyaculador (Electrojac® 5), el cual emitía los impulsos eléctricos a un rango fijo con un tiempo de estimulo de 5 segundos con intervalo de 4 segundos de descanso entre uno y otro estimulo, se empleo una sonda de teflón en barra, elaborada especialmente para pequeños rumiantes con las 83

siguientes especificaciones: diámetro una pulgada, largo 15 cm, se implantaron tres electrodos de cobre. Cada animal se coloco en posición decúbito lateral derecho sobre un soporte de madera, se procedió a evacuar la materia fecal por palpación rectal; posteriormente se fijaba el rango de voltaje de forma manual, se introducía la bala vía rectal previamente lubricada con aceite mineral y se colocaba en funcionamiento; para la colecta del material seminal se utilizo bolsas de colecta estériles adaptando un tubo de colecta de plástico graduado en ml. Una vez obtenida la muestra seminal, se transportaba desde el corral de colecta hasta las instalaciones del Laboratorio de reproducción animal del la Clínica Veterinaria Francisco De Asís; aproximadamente a unos 600 metros de distancia. Las muestras de semen se incorporaron en un recipiente a baño maría a 35°C y a su vez en una cava de icopor para evitar contacto con luz directa y mantener la temperatura. Entre una y otra colecta se intercambiaron los tubos y bolsas de colecta, los demás elementos se limpiaban cuidadosamente con agua destilada entre cada colecta.

6.4.4 Fase IV. Valoración del material seminal. Una vez el material seminal estuvo presente en el laboratorio se procedió a valorar las características macroscópica y microscópica de acuerdo a los criterios establecidos por el Instituto Nacional de Salud: 

Evaluación macroscópica: aspecto, volumen, color, y olor: Se evaluó con el semen fresco directamente en el tubo de colecta graduado.



Evaluación microscópica: motilidad masal, motilidad individual, vitalidad, concentración y morfología.

Para la evaluación de motilidad masal y la motilidad individual se deposito una gota semen en un extremo de una lámina portaobjetos precalentada a 35°C. Después de cinco minutos se coloco una lámina cubreobjetos sobre la gota de semen. Para determinar la vitalidad; en el otro extremo de la lamina porta objetos, se coloco una gota de semen y sobre esta una gota de colorante “Moviesperma Irys” se mezclo delicadamente, seguido se coloco una lamina cubre objetos y se observo con objetivo 40X. Para determinar la concentración espermática se utilizo un espectrofotómetro (Spectronic 20® Bausch & Lomb). Al semen puro de cada animal muestreado se 84

le realizó una dilución en citrato de sodio al 2,9%, 1:100 (0,05 ml de semen en 5 ml del citrato al 2,9%), Para ovinos se recomienda la longitud de onda de 550nm (Knox RV, Rodríguez-Zas, 2004) y (Gutiérrez CJP, Rodríguez ROL, 1987) Para determinar la morfología se tomaron 5 gotas de semen y 5 gotas del colorante “Cuenta esperma Irys” en un tubo de ensayo estéril donde se agitaron para generar una solución homogénea. Se Tomo una gota de esta mezcla y se coloco sobre una lamina porta objetos. Se hizo un frotis lo más uniformemente posible, se seco la lámina al aire. Se cubrió el frotis con el fijador “Morfo esperma Irys” y se dejó actuar por 5 minutos. Se desecho el fijador con agua suavemente. Seguido se cubrió la placa con el colorante “Morfo esperma II Irys” y se dejó de 2 a 5 minutos. Se Lavo con agua. Se dejo secar al aire y se observo con objetivo de inmersión 100X.

6.4.5 Recolección de información. Para la consignación de datos, se adecuaron los formatos establecidos en el protocolo de evaluación de semen en rumiantes (modificado).

6.4.6 Análisis estadístico. Se realizo un análisis descriptivo de los datos obtenidos en cada una de las colectas, teniendo en cuenta la caracterización macroscópica y microscópica del material seminal. Los datos obtenidos para cada variable fueron promediados y se les calculo la desviación estándar utilizando el programa estadístico SPSS 17.0. Para conocer la relación entre las variables se empleo un análisis de varianza simple (ANOVA). Adicionalmente se correlacionaron cuatro variables por medio del estadístico de PEARSON, y se realizaron graficas de ejes dobles. Se empleo un análisis multivariado para comparar el grado de alteraciones macroscópicas y anormalidades morfológicas presentes en las colectas realizadas con el electroeyaculador con diferentes rangos voltajes (8 y 14 voltios) y conocer las posibles diferencias entre ellos.

7. RESULTADOS

Con el fin de evaluar la calidad seminal de ovinos criollos se emplearon parámetros tanto macroscópicos, como microscópicos. Los parámetros microscópicos incluyen observaciones de aspecto, volumen, color y olor; mientras que en las microscópicas se tiene en cuenta la motilidad masal, motilidad individual, vitalidad, concentración y morfología.

7.1 CARACTERISITICAS MACROSCOPICAS

Los resultados que se obtuvieron en cuanto a características macroscópicas con el método de Vagina artificial fueron: 70% de las muestras presentaron un aspecto cremoso y el 30 % restante tenían un aspecto nuboso. Con respecto al color, el 70% de muestras poseían un color lechoso y el 30% restante acuoso; y olor 100% sui generis. Con el método de electroeyaculación a rango de 8 voltios se obtuvieron resultados en cuanto al aspecto 80% cremoso y el 20% restante aspecto nuboso, color 70% de las muestras lechoso y el 30% restante acuoso y el olor 100% sui generis. En cuanto al aspecto macroscópico con el método de electroeyaculador a rango de 14 voltios el aspecto fue: 90% cremoso y nuboso el 10% restante, el color fue 90% lechoso y 10% restante acuoso, su olor fue 100% sui generis (Tabla 1).

Tabla 2. Descripción de los aspectos macroscópicos evaluados para cada uno de los métodos de eyaculación evaluados para la totalidad de la población.

V. A. 8 VOL 14 VOL

ASPECTOS MACROSCOPICOS (%) ASPECTO COLOR CREMOSO NUBOSO LECHOSO ACUOSO 70% 30% 70% 30% 80% 20% 70% 30% 90% 10% 90% 10%

Fuente. El autor 2011

OLOR 100% Sui generis 100% Sui generis 100% Sui generis

7.2 CARACTERISITCAS MICROSCOPICAS

7.2.1 Volumen. Los valores de volumen de material seminal obtenidos en el presente estudio fueron en promedio para Vagina artificial 0.7ml, para electroeyaculador a rango de 8 voltios 1.2 ml y electroeyaculador a rango de 14 voltios 0.7 ml. El método de electroeyaculador a rango de 8 voltios presento menor varianza entre cada uno de los valores obtenidos al ser comparado con los otros métodos (0.14).Adicionalmente no se observaron diferencias estadísticas significativas (p > 0.05) entre los tres métodos de eyaculación para esta variable (Tabla 5).

7.2.2 Motilidad Masal. El promedio del porcentaje de motilidad masal para el método de vagina artificial fue de 61.3%, para electroeyaculador con rango de 8 voltios 66.8% y electroeyaculador a rango de 14 voltios 82.9%. No se encontraron diferencias estadísticas significativas (P > 0.05), para el método de electroeyaculador a rango de 8 voltios presento una menor varianza (122.81) para la variable motilidad masal (Tabla 5).

7.2.3 Motilidad Individual. Al emplear el método de vagina artificial se obtuvieron porcentajes promedio de 67.1%, para electroeyaculador a rango de 8 voltios 58.9% y electroeyaculador a rango de 14 voltios 78.2%. No se observan diferencias significativas entre los promedios de porcentajes de motilidad individual (p˃ 0,05), aunque al observar la varianza de los datos, con vagina artificial los volúmenes obtenidos presentaron mayor variación (389.77) (Tabla 5).

7.2.4 Vitalidad. Al emplear los métodos de eyaculación, el promedio de porcentaje para vagina artificial fue 58.2%, electroeyaculador a rango de 8 voltios 54.7% y electroeyaculador a rango de 14 voltios 73.7%. No se observan diferencias significativas entre los promedios de porcentaje de vitalidad de espermatozoides observado (p˃ 0,05), aunque al observar la varianza de los datos, con el electroeyaculador a rango de 8 voltios se presentó una menor variación de los datos (204.09), mientras que con vagina artificial los valores de varianza fueron mayores (586.70) (Tabla 5).

7.2.5 Anormalidades Espermáticas. El promedio de porcentajes de anormalidades espermáticas fue de 16.0% con el método de vagina, con electroeyaculador a rango de 8 voltios fue 17.8% y electroeyaculador con rango de 14 voltios fue 21.4%. No se observan diferencias significativas entre los porcentajes de Anormalidades de espermatozoides (p˃ 0,05), aunque al analizar 87

la varianza de los datos, con el mรฉtodo de electroeyaculador a rango de 8 voltios presento una menor variaciรณn de los datos (26.58), mientras que con el mรฉtodo de vagina artificial los valores de varianza presentaron mayor variabilidad (122.79) (Tabla 5).

7.2.6 Correlaciรณn de las variables. Con el fin de conocer el grado de relaciรณn entre dos variables microscรณpicas, se realizo una correlaciรณn de Pearson. De esta manera, al contrastar las variables Vitalidad/Concentraciรณn, se obtuvo una relaciรณn del 45% (Tabla 3), mientras que al contrastar Volumen/Concentraciรณn se obtuvo una relaciรณn del 30% (Tabla 4).

Tabla 3. Correlaciรณn entre Vitalidad/Concentraciรณn espermรกtica Correlaciones Vitalidad

Concentraciรณn

.451**

Sig. (bilateral) N Correlaciรณn de Pearson

57 .451**

,000 57 1

Sig. (bilateral) N

,000 57

Correlaciรณn de Pearson Vitalidad

Concentraciรณn Fuente. El autor 2011

Tabla 4. Correlaciรณn entre Volumen/Concentraciรณn espermรกtica Correlaciones Volumen Correlaciรณn de Pearson Volumen Sig. (bilateral) N Correlaciรณn de Pearson Concentraciรณn Sig. (bilateral) N Fuente. El autor 2011 88

Concentraciรณn 1

.303*

57 .303*

,022 57 1

,022 57

Motilidad masal %

Motilidad indiv %

Concentración (ml)

Vitalidad %

%Malformaciones

TTO. Promedio

Promedio

GRUPO CONTROL.

0,7

0,5

61,3

21,2

67,1

19,2

1839279

1502506,0

58,2

23,6

16,0

10,8

GRUPO 8 Vol.

1,2

0,4

66,8

10,8

58,9

11,5

2348089

873971,3

54,7

13,9

17,8

5,0

GRUPO 14 Vol.

0,7

0,4

82,9

12,9

78,2

14,3

2668316

977138,4

73,7

14,0

21,4

9,0

TOTAL GENERAL

0,9

0,4

70,4

15,0

68,1

15,0

2285228

1117871,9

62,2

17,2

18,4

8,3

Fuente. El autor 2011

Tabla 6. Promedios y desviación estándar para cada una de las anormalidades espermáticas encontradas en el semen obtenido con diferentes métodos de eyaculación. TTO.

Cola enroscada

Microcabezas

Cola doblada

Cabeza suelta

GRUPO CONTROL.

4,9

3,7

0,0

6,3

3,6

6,5

GRUPO 8 Vol.

5,8

1,5

0,0

5,4

2,4

7,7

3,2

GRUPO 14 Vol.

4,6

3,0

3,5

2,5

6,8

3,5

9,6

5,9

TOTAL GENERAL

5,1

2,7

1,2

0,8

6,1

3,2

7,9

5,2

Fuente. El autor 2011

Al graficar los promedios de los valores obtenidos para cada variable y al contrastarlos entre ellas, observamos que en el caso de las variables Volumen y Concentración, se obtuvo un volumen mayor de eyaculado con el electroeyaculador a 8 voltios (Gráfico 1, Barras azules), sin embrago, el método que presento mayor concentración fue el electroeyaculador a 14 voltios (Gráfico 1, línea verde).

Gráfico 1. Correlación entre variables Volumen y Concentración

Fuente: El autor 2011 90

Comparando los promedios de los valores obtenidos para cada variable y al contrastarlos entre ellas, observamos que en el caso de las variables Motilidad Masal y Motilidad individual, se obtuvo mayor Motilidad Masal con el electroeyaculador a 14 voltios (Grafico N°2, Barras Verdes), de igual forma la variable Motilidad individual con el electroeyaculador a 14 voltios fue superior (Gráfico 2, línea Naranja). Gráfico 2. Correlación entre variables Motilidad Masal y Motilidad individual

Fuente: El autor 2011. 91

Confrontando los promedios de los valores obtenidos para la variable Vitalidad espermática, observamos que, se obtuvo mayor Vitalidad con el electroeyaculador a 14 voltios (Gráfico 3, Barra Morada), seguido por el método de Vagina artificial (Gráfico 3, Barra Morada) y menor Vitalidad con el electroeyaculador a 8 voltios (Gráfico 3, Barra Morada).

Gráfico 3. Correlación variable Vitalidad espermática

Fuente: El autor 2011. 92

Observando los promedios de los valores obtenidos para cada variable y al contrastarlos entre ellas, observamos que en el caso de las variables de Malformaciones primarias y Malformaciones secundarias, se obtuvo mayor porcentaje de Malformaciones primarias con el electroeyaculador a 8 voltios (Gráfico 4, Barras Negras), sin embrago, el método que presento menor porcentaje de Malformaciones secundarias fue el método de Vagina artificial (Gráfico 4, línea Roja). Gráfico 4. Correlación entre variables Malformaciones espermáticas Primarias y Malformaciones espermáticas secundarias.

Fuente: El autor 2011. 93

8. DISCUSION DE RESULTADOS

8.1 PARÁMETROS MACROSCÓPICOS

Al comparar los aspectos observados para cada uno de los métodos de eyaculación, no se observaron diferencias marcadas en cuanto al olor de las muestras, en relación al aspecto y al color de las mismas, cabe mencionar que la mayoría de ellas presento un aspecto cremoso y lechoso respectivamente en cada uno de los métodos empleados. Si bien estos aspectos dan una descripción general de las muestras obtenidas, no constituyen una observación totalmente confiable de la calidad del semen obtenido.

8.2 PARÁMETROS MICROSCÓPICOS

En la presente investigación se determinó que para la mayoría de los parámetros reproductivos evaluados, cuando se emplea el electroeyaculador a rango de 8 voltios se observa un mejor comportamiento de calidad seminal, al ser comparado con el método de vagina artificial y electroeyaculador a rango de 14 voltios. Esta diferencia puede estar relacionada con el estímulo eléctrico que se genera sobre las glándulas sexuales accesorias, inervadas por el sistema nervioso autónomo, debido a que en ese voltaje se genera una estimulación confortable para el animal, favoreciendo la eyaculación de un material seminal de mejor calidad, sin influir en el estado general del animal con un exceso de estímulo, o la carencia de este. En la bibliografía citada se encuentran muy poco referenciado el voltaje que se emplea para obtener material seminal ovino y de qué forma este contribuye a obtener muestras con calidad óptima para implementar dichas muestras en programas de inseminación artificial en fresco o con semen congelado. Al implementar dicho método de obtención de material seminal con rango de voltaje fijo (Valencia et al. 2005), obtuvo resultados en cuanto a concentración espermática fue de menos 50 × 106 espermatozoides/ml; motilidad espermática de (144,07 ± 8,43 días) y el porcentaje de anormalidades espermáticas (18,33 ± 15,57%); además (Aránguiz, 2007), obtuvo resultados en cuanto a volumen en μl (Prom. ± EE) 698,3 ± 75,4; Concentración en mill/ml (Prom. ± EE) 160,4 ± 24,8; Supervivencia espermática en % (Prom. ± EE) 60,8 ± 6,2; Linealidad en % (Prom. ± EE) 53 ± 3,1; VCL en μm/s (Prom. ± EE) 169,6 ± 14,2; VAP en μm/s (Prom. ± 94

EE) 125,2 ± 4,6; VSL en μm/s (Prom. ± EE) 87 ± 7,4 suministrando en este último testosterona. Se obtuvieron mejores resultados en cuanto a calidad seminal implementando los dos rangos de voltaje (8v y 14v) para cada uno de los parámetros reproductivos evaluados como: volumen: promedio (1.2ml) E.E a 8v; (0.7 ml) E.E 14v, motilidad masal (%): 82.9% E.E 14v, 66.8% E.E 8v; motilidad individual (%): 78.2% E.E 14V, y 58.9% E.E 8v; vitalidad (%): 73.7% E.E 14v, y 54,7% E.E 8v; concentración: 2668 X106 E.E 14v, 2348 X 106 E.E 8v; (%) anormalidades primarias: 5.8% E.E 8v,10.1% E.E 14v; (%) anormalidades secundarias: 16.4% E.E 14v, 13.1% E.E 8v. En cuanto a los porcentajes de anormalidades encontrados en el presente estudio, los resultados obtenidos se encuentran dentro de los parámetros reportados y aceptados por Obando H. (1995), quién afirma que las anormalidades primarias, se generan en el epitelio de los túbulos seminíferos, manifestándose en formas anormales de la cabeza, piezas medias y cola, además son las más significativas y no deben ser superiores a 18 o 20%, pues compromete la fertilidad1. Se reporta además que un individuo (5%) de la población, no obtuvo eyaculación con ninguno de los métodos implementados, se asocia a causas etnológicas como estrés, ansiedad, depresión, o interacciones sociales; sin descartar alteraciones anatómicas y fisiológicas o deficiencias nutricionales; recordando que previo al inicio de la investigación se realizó completo examen clínico y andrológico los cuales no son indicativo de establecer variación fisiológica o déficit mineral (Combellas, J.B. 1993). El presente trabajo actualiza y genera un soporte en cuanto a la valoración del potencial reproductivo que poseen los animales de raza criolla y al rango de voltaje que se debe emplear en el electroeyaculador para obtener material seminal ovino. Martínez et al. (2006) publican la caracterización de la respuesta a crioprevención y evaluación por prueba de reacción acrosómica in vitro de la fertilidad del semen ovino obteniendo resultados similares a la presente investigación empleando animales de raza Criolla, Mora, Merino Rambouillet, Corriedale, BlackFace, Romney Marsh, además Avellaneda et al. (2006) dan a conocer la determinación de la pubertad en corderos en el trópico alto colombiano por características corporales, calidad del eyaculado y valoración de testosterona empleando corderos de las razas Mora Colombiana, Romney Marsh, Criolla y Hampshire. En estos estudios se evaluaron cada uno de los parámetros desarrollados en la presente investigación, donde además implementaron la técnica de electroeyaculador para la obtención del material seminal pero no reportan el voltaje empleado.

http://www.corpoica.org.co/sitioweb/Archivos/oferta/CARACTERZACINDELARESPUESTAACRIOPREVENCINY EVALUCACINPORPRUEBADEREACCINAGROSMICAIN.pdf 95

Áreas geográficas de estudios reportados, están regidas a soportar estaciones climáticas, de ahí surge la variación tan notoria en cuanto a los resultados ya que se afecta directamente la calidad seminal de los machos siendo factor influyente el fotoperiodo.

9. CONCLUSIONES

Este estudio constituye el primer acercamiento en la región altoandina relacionado con la calidad seminal obtenida por electro eyaculador bajo dos rangos de voltaje en ovinos criollos. Se obtuvieron resultados confiables para cada uno de los parámetros evaluados a nivel macroscópico de las muestras seminales, a ser comparados con parámetros obtenidos en estudios similares realizados a nivel internacional. No se observaron diferencias significativas entre los porcentajes de cada uno de los parámetros microscópicos evaluados, sin embargo, al observar la varianza de los métodos para cada variable, se pueden apreciar algunas diferencias entre los valores obtenidos. Se establece que el rango de voltaje que contribuye de manera significativa en mejorar la calidad seminal es el rango de 8 voltios, donde la varianza de datos fue menor pudiéndose implementar en programas de biotecnología como criopreservación e inseminación artificial. Con el método de electroeyaculador a rango de 14 voltios se obtuvieron mejores resultados en los parámetros reproductivos evaluados, pero existió mayor varianza de datos comparado con el rango de voltaje a 14 voltios; convirtiéndose también como opción viable para implementar las muestras seminales obtenidas en programas de inseminación artificial en fresco y criopreservación. Se obtuvieron muestras seminales con menor varianza de datos para el rango de 8 voltios para volumen (0.14) motilidad masal (122.81), motilidad individual (140.50), vitalidad (204.09). En cuanto a concentración espermática se obtuvo una varianza mayor (8.06) siendo este el único parámetro indeseado, y anormalidades espermáticas (26.58) abordando así cada uno de los parámetros reproductivos. Con el método de electroeyaculador a rango de 14 voltios se obtuvieron mejores resultados en los parámetros evaluados como: Motilidad masal 82.9%; Motilidad individual 78.2%; Vitalidad espermática 73.7%, Concentración espermática 2668 X106; pero en cuanto a volumen el valor fue 0.7ml y porcentaje de anormalidades 21.4% los resultados son indeseados dentro de los parámetros reproductivos. Al comparar los resultados con los rangos de voltaje empleados (8 y 14 voltios) con el método de vagina artificial es notoria la diferencia en cuanto a los promedios obtenidos y la varianza de datos para este método: volumen 0.7ml, varianza (0.26); motilidad masal 61.3%, varianza (474.56); motilidad individual 97

67.1%, varianza (389.77.9; vitalidad espermática 58.2%, varianza (586.70); concentración espermática 1839 X106 , varianza (2.38); (%) anormalidades espermáticas 16.0% varianza (122.79); siendo este el menos aconsejable por su temperamento para el adiestramiento al que se deben someter los animales para obtener las muestra. Se concluye que el método más efectivo para la obtención de material seminal es con electroeyaculador al ser comparado con el método de vagina artificial, este último estando en desventaja por el periodo de acostumbramiento al que se deben someter los individuos y la dificultad para obtener las muestras.

10. IMPACTO

En el ámbito científico ya que brinda la opción de elegir el rango de voltaje que contribuye en obtener material seminal de mejor calidad, favoreciendo así la optimización del método de electroeyaculación. Se establece además mejores resultados en cada uno de los parámetros reproductivos evaluados, comparados con el método tradicional de implementación del elecrtroeyacualdor de forma automática realizado en otras investigaciones. Para la comunidad ya que contribuye de manera eficaz con los productores de la región, dado al avance que la ovinocultura ha venido obteniendo en los últimos años, donde se busca optimizar la producción buscando obtener animales de calidad genética superior; con el fin de optimizar los sistemas de producción, brindando la mejor opción en cuanto a rango de voltaje que deben emplear al momento de utilizar el electroeyaculador como método de colecta de material seminal.

11. RECOMENDACIONES

Realizar nuevas investigaciones donde se pueda evaluar otros rangos de voltaje, que permitan un conocimiento de la respuesta de ovinos criollos a procesos de colecta por medio de electro eyaculación Continuar realizando nuevos estudios incorporando otras razas destinadas para la explotación ya sea de tipo cárnico o lanar, con el fin de optimizar la efectividad que posean nuestros animales y aprovechar al máximo su perfil reproductivo. Implementar programas que promuevan la utilización de Biotecnología, como la colecta por medio de electroeyaculación; donde se pueda evaluar la eficiencia reproductiva de los animales estudiados y la aplicación de técnicas de inseminación artificial con semen fresco y crio preservado por medio de estas. Al destinar las muestras seminales a programas de inseminación artificial en fresco se aconseja obtener dicha muestra con electroeyaculador a rango de 8 voltios, donde genera menor volumen de eyaculado, motilidad masal e individual promedio (60%), vitalidad promedio (50%), y menor proporción de anormalidades espermáticas Para implementar la muestra en programas de inseminación artificial con semen congelado se sugiere obtener la muestra seminal con electroeyaculador a rango de 14 voltios; donde se logran resultados en cuanto volumen muy bajos pudiéndolo aumentar agregando diluyentes; con parámetros como motilidad masal e individual, vitalidad se obtienen resultados superior a (75%), con mayor concentración espermática; donde durante el proceso de congelación se reducen estos valores alrededor de un 50% obteniendo resultados finales aceptables para la inseminación artificial con semen congelado. Estudios realizados en el 2005, recomiendan tener siempre presente la importancia de implementar un óptimo plan sanitario y manejo nutricional; se aconseja para investigaciones futuras este parámetro, ya que por ende estos contribuyen de manera significativa a obtener resultados satisfactorios brindando bienestar animal (Perezgrovas y Castro; Fourie et al).

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109

ANEXOS

Imagen 3. Animal raza criolla genero macho.

Fuente: El Autor 2011.

Imagen 4. Electroeyaculador empleado para obtener las muestras seminales.

Fuente: El Autor 2011.

110

Imagen 5. Instalaciones del aprisco.

Fuente: El Autor 2011.

Imagen 6. Examen clínico y andrológico de los individuos.

Fuente: El Autor 2011.

Imagen 7. Colecta de material seminal con el método de Vagina artificial.

Fuente: El Autor 2011.

111

Imagen 8. Colecta de material seminal por el mĂŠtodo de electroeyaculador.

Fuente: El Autor 2011

Fuente: El Autor 2011.

Fuente: El Autor 2011

Fuente: El Autor 2011.

112

Imagen 9. Cava para transporte de las muestras seminales en ba帽o mar铆a.

Fuente: El Autor 2011.

Imagen 10. Montaje de las laminas para evaluaci贸n microsc贸pica Motilidad masal, Motilidad individual y Vitalidad del material seminal.

Fuente: El Autor 2011

Fuente: El Autor 2011.

Fuente: El Autor 2011

Fuente: El Autor 2011. 113

Fuente: El Autor, 2011.

Imagen 11. Evaluaci贸n Motilidad masal.

Fuente: El Autor, 2011.

Imagen 12. Evaluaci贸n Motilidad individual.

Fuente: El Autor, 2011.

114

Imagen 13. Evaluaciรณn Vitalidad espermรกtica.

Fuente: El Autor, 2011.

Imagen 14. Evaluaciรณn Concentraciรณn espermรกtica.

Fuente: El Autor, 2011.

115

Imagen 15. Montaje de las placas para evaluar morfología espermática.

Fuente: El Autor, 2011.

116

Imagen 16. Anormalidad de tipo primario (Cola enrollada).

Fuente: El Autor, 2011.

Imagen 17. Anormalidad de tipo primario (Microcabeza).

Fuente: El Autor, 2011.

117

Imagen 18. Anormalidad de tipo secundario (Cabezas sueltas).

Fuente: El Autor, 2011.

Imagen 19. Anormalidad de tipo secundario (Colas dobladas).

Fuente: El Autor, 2011.

118