Evaluación preliminar del efecto de plasma rico en plaquetas sobre el tiempo de cicatrización posqui by Medicina Veterinaria JDC

EVALUACIÓN PRELIMINAR DEL EFECTO DE PLASMA RICO EN PLAQUETAS SOBRE EL TIEMPO DE CICATRIZACIÓN POSQUIRÚRGICA EN CANINOS CRIOLLOS, CLÍNICA VETERINARIA FRANCISCO DE ASÍS - FUNDACIÓN UNIVERSITARIA JUAN DE CASTELLANOS (SORACÁ- BOYACÁ)

LEIDY VIVIANA PUENTES TARAZONA

FUNDACIÓN UNIVERSITARIA JUAN DE CASTELLANOS FACULTAD DE CIENCIAS AGRARIAS MEDICINA VETERINARIA TUNJA 2014

LEIDY VIVIANA PUENTES TARAZONA

Trabajo de grado para optar al título de Médico Veterinario

DIRECTOR: WILLIAM SANDOVAL Médico Veterinario y Zootecnista. Esp. Medicina Interna Pequeños Animales

CODIRECTOR IANG RONDÓN BARRAGÁN Médico Veterinario Zootecnista, MSc.

FUNDACIÓN UNIVERSITARIA JUAN DE CASTELLANOS FACULTAD DE CIENCIAS AGRARIAS MEDICINA VETERINARIA TUNJA 2014

NOTA DE ACEPTACIĂ&#x201C;N

Firma del Jurado

DEDICATORIA

Dedico este triunfo primero a Dios a la Virgen del Milagro y a Mis Padres, sin su apoyo, ayuda y comprensión no hubiese sido posible lograr esta meta, este sueño; a Mi Mamá por todas sus palabras, su comprensión y amor, esto es para ti; para toda mi familia por estar a mi lado en este trayecto tan importante de mi vida y a mis amigos por todas sus palabras de ánimo. También dedico este trabajo a todos los pacientes de mi proyecto sin ellos esto no sería una realidad.

AGRADECIMIENTOS

Agradezco a Dios, a Mis Padres, a mi familia, a mis docentes Juana Andrade por todo su apoyo y enseñanzas para mi vida, a mi director William Sandoval por su colaboración, a mi codirector Iang Rondón por regalarme un poquito de su conocimiento y finalmente a la Doctora Consuelo González, a la Doctora Ludy Villamil y al Doctor Mauricio Boyacá por todo su apoyo; a mis amigos Stefania Tenorio, Andrés González, Nancy Bohórquez, Johana López, Juan Carlos C e Iván Mesa, también agradezco a mis compañeros de noveno semestres por toda su colaboración en el desarrollo de este proyecto y a mis perritas que llegaron como angelitos de cuatro patas.

CONTENIDO

Pág.

GLOSARIO………………………………………………………………........... 10 RESUMEN……………………………………………………………………… 15 ABSTRACT……………………………………………………………………. 16 INTRODUCCIÓN………………………………………………………………. 17

PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA…………………………………. 19

PREGUNTA DE INVESTIGACIÓN……………………………………… 21

JUSTIFICACIÓN………………………………………………………….. 22

OBJETIVOS……………………………………………………………….. 24

MARCO DE REFERENCIA……………………………………………… 25

5.1 ESTADO DEL ARTE……………………………………………………... 25 5.2 MARCO TEÓRICO………………………………………………….……. 27 5.2.1

LA PIEL……………………………………………………………...…. 27

5.2.1.1 Epidermis……………………………………………………………… 28 5.2.1.2 Dermis…………………………………………………………………. 29 5.2.1.3 Hipodermis………………………………………….………………… 30 5.2.2

PLASMA RICO EN PLAQUETAS…..………….………………….. 30

5.2.2.1 Plaquetas………………………….………………………….………. 31 5.2.2.2 Gránulos α de las plaquetas………………………………………. 33 5.2.2.3 Activación plaquetaria……………………………………..……….. 35 5.2.2.4 Factores de crecimiento………………………………………….… 37 5.2.2.5 Obtención y preparación de plasma rico en plaquetas………. 39 5.2.3

CICATRIZACIÓN……………………………………………………… 40

5. 3 MARCO GEOGRÁFICO Y CLIMÁTICO……………………………….. 44 5. 4 MARCO LEGAL…………………………………………………………… 45

METODOLOGÍA……………………………………………………….….. 47

6.1 TIPO DE ESTUDIO………………………………………….…………… 47 6.2 VARIABLES DE ESTUDIO………………………………………….….. 48 6.3 UNIVERSO………………………………………………………………... 49 6.4 POBLACIÓN Y MUESTRA…………………………..…………………. 49 6.5 FORMULACIÓN DE HIPOTESIS………………………………………. 50 6.6 OBTENCIÓN DEL PLASMA RICO EN PLAQUETAS……………….. 51 6.7 DETERMINACIÓN DEL TIEMPO DE CICATRIZACIÓN…………….. 51 7.

ANALISIS Y DISCUSIÓN DE RESULTADOS………………………… 53

7.1 RESULTADOS.................................................................................... 53 7.1.1 Valoración de los indicadores de cicatrización…………………... 63 7.2 ANALISIS Y DISCUSIÓN……………………………………………….. 68 8. CONCLUSION……………………………………………………..………. 72 9. IMPACTO………………………………………………………………….… 73

RECOMENDACIONES……………………………………………………….. 74 BIBLIOGRAFÍA……………………………………………………...……….....75 ANEXOS………………………………………………………………………… 84

LISTA DE FIGURAS

Pág.

Figura 1.

Estructura microscópica de la piel

Figura 2.

Estructura de la epidermis y división por estratos.

Figura 3.

Algunos factores de crecimiento y quimiocinas contenidas

en los gránulos α de las plaquetas Figura 4.

Mecanismo mediante el que los factores de

crecimiento influyen en la célula

Figura 5.

Diagrama esquemático del proceso de curación de las heridas en condiciones normales y de su aceleración

cuando se aplica el preparado rico en plaquetas . Figura 6.

Mapa del municipio de Soracá, Boyacá.

Figura 7.

Formato de Evaluación de la cicatrización.

LISTA DE TABLAS

Pág.

Tabla 1. Distribución de las muestras por edad y peso

tomadas en cuenta en el estudio Tabla 2. Promedio en el tiempo de cicatrización

postquirúrgica en OVH. Tabla 3. Análisis de Varianza (ANOVA)

Tabla 4. Test de Tukey

Tabla 5. Valoración de la coloración de la piel

Tabla 6. Valoración del tipo y la cantidad de secreción

Tabla 7. Evaluación del dolor en caninos

Tabla 8. Valoración del edema en la herida

Tabla 9. Determinación del Cierre de la Herida

GLOSARIO

AUTÓLOGO: Es un tejido o célula que proviene del mismo individuo. ATEROTROMBOSIS: Es el fenómeno patológico por el cual se forma un trombo sobre una lesión arteriosclerótica preexistente. Desempeña un papel importante en el desarrollo y evolución de trastornos cardiovasculares que cursan con isquemia que afecta la circulación cerebral, coronaria o arterial periférica. CENTRIFUGACIÓN: Es un método por el cual se pueden separar sólidos de líquidos de diferente densidad mediante la utilización de fuerza centrífuga. Dicha fuerza es provista por una máquina llamada centrifugadora, la cual imprime a la mezcla un movimiento de rotación que origina una fuerza que produce la sedimentación de los sólidos o de las partículas de mayor densidad. CICATRIZACIÓN: Es un proceso mediado por proteínas solubles y células encargadas de la proliferación celular para el restablecimiento del tejido lesionado. Esta células permiten la liberación de factores de crecimiento y citocinas para llevar a cabo la reparación en tres fases: inflamatoria, proliferación celular y reparación. CIRUGÍA: Es la práctica que implica manipulación mecánica de las estructuras anatómicas con un fin médico, bien sea diagnóstico, terapéutico o pronóstico. COÁGULO O TROMBO: Conjunto de fibrina que forma una red tridimensional que contiene entre sus fibras a otras proteínas, agua, sales minerales, plaquetas y células sanguíneas. Los coágulos se forman por la capacidad de coagulación que tiene la sangre. A un coágulo formado en el interior de un vaso sanguíneo se le llama trombo. COAGULACIÓN: Es el sistema por el cual se mantiene la hemostasia, evitando la generación de excesivas cantidades de trombina. Al lesionarse un vaso se forma un coagulo, su formación solo ocurre y se mantiene donde y

cuando sea necesario, protegiendo de esta forma al endotelio, el cual es reemplazado por tejido conectivo. DEHISCENCIA POR HERIDA: Es la separación de las capas de una herida quirúrgica. Las capas de la superficie se separan o se abre la división de la herida por completo. Se puede deber a: Infección en la herida, presión sobre puntos de sutura, suturas demasiado ajustadas, lesión en el área de la herida, tejido o músculo débil en el área de la herida, técnica incorrecta de sutura usada para cerrar el área operatoria, mala técnica de cerrado al momento de la cirugía. DOLOR: Es definido como una experiencia sensorial y emocional desagradable asociada a una lesión tisular real o potencial, siempre subjetiva a cada paciente. El dolor puede clasificarse como agudo o crónico; según la intensidad en leve, moderado, intenso. EDEMA: Es el aumento del volúmen de líquido en el espacio intersticial, la salida de liquido hacia ese espacio se produce por un incremento de la presión hidrostática y un descenso de la presión oncótica intravascular. La valoración del edema empieza por la historia clínica, evaluando el momento de la aparición, intensidad, evolución y localización. ERITEMA: El eritema es un enrojecimiento de la piel debido a procesos inflamatorios o inmunológicos, que normalmente son el resultado de la acumulación de células del sistema inmunitario. Puede haber muchas causas de eritema: exposición al calor, picaduras de insectos, infecciones, alergias. EXUDACIÓN: Es un proceso donde hay aumento en la permeabilidad vascular permitiendo que líquido y proteínas plasmáticas abandonen los vasos sanguíneos; las substancias que salen de los vasos y entran en los tejidos son, denominados, exudados. El exudado se puede dar a partir de incisiones o de áreas de infección o inflamación. FIBRINA: Es una proteína fibrilar con la capacidad de formar redes tridimensionales. Esta proteína desempeña un importante papel en el proceso

de coagulación dadas sus propiedades, tiene la forma de un bastón con tres áreas globulares y la propiedad de formar agregados con otras moléculas de fibrina formando un coágulo blando. HEMOGRAMA: Es el examen que describe el tejido sanguíneo desde el punto de vista cuantitativo y morfológico. Los elementos celulares del tejido sanguíneo son: leucocitos, los eritrocitos y las plaquetas, los cuales circulan suspendidos en un medio coloide denominado plasma. HEMOSTASIA O HEMOSTASIS: Es el fenómeno fisiológico que detiene el sangrado; es un mecanismo de defensa, que junto con la respuesta inflamatoria y de reparación, ayudan a proteger la integridad del sistema vascular después de una lesión tisular. La hemostasia se lleva a cabo en cuatro fases:

vasoconstricción,

hemostasia

primaria

(adhesión

agregación

plaquetaria), coagulación plasmática y fibrinólisis. HERIDA: Es una lesión que se produce en el cuerpo. Es toda pérdida de continuidad en la piel (lo que se denomina "solución de continuidad"), secundaria a un traumatismo. Como consecuencia de la agresión de este tejido existe riesgo de infección y posibilidad de lesiones en órganos o tejidos adyacentes: músculos, nervios, vasos sanguíneos. INFECCIÓN: Es un término clínico que indica la contaminación, con respuesta inmunológica y daño estructural de un hospedero, causada por un microorganismo patógeno, es decir, que existe invasión con lesión tisular por esos mismos gérmenes (hongos, bacterias, protozoos, virus), sus productos (toxinas) o ambos a la vez. Esta infección puede ser local o sistémica. INFLAMACIÓN: Es un proceso tisular constituido por una serie de fenómenos moleculares, celulares y vasculares cuya finalidad es defender al tejido frente a agresiones físicas, químicas o biológicas. Los aspectos básicos que se destacan en el proceso inflamatorio son en primer lugar, localización de la lesión, luego la respuesta inflamatoria, que es inmediata e inespecífica y en tercer lugar, la llegada de células inmunes de los tejidos cercanos.

INTRADÉRMICO: Que se encuentra u ocurre dentro de la piel. PIEL: Es el órgano más grande del cuerpo. La piel y sus derivados: cabello, uñas y glándulas sebáceas y sudoríparas, conforman el sistema tegumentario. Entre las principales funciones de la piel está la protección. Ésta protege al organismo de factores externos como bacterias, sustancias químicas y físicas como la temperatura. PLAQUETAS: Son fragmentos citoplasmáticos pequeños, irregulares y carentes de núcleo, derivados de la fragmentación de sus células precursoras, los megacariocitos. Las plaquetas juegan un papel fundamental en la hemostasia y son una fuente natural de factores de crecimiento. Estas circulan en la sangre de todos los mamíferos y están involucradas en la hemostasia, iniciando la formación de coágulos o trombos. PLASMA SANGUÍNEO: Es la fracción líquida y acelular de la sangre. Está compuesto en gran parte de agua, proteínas, grasa, glucosa, vitaminas, hormonas, oxígeno, gas carbónico y nitrógeno, además de productos de desecho del metabolismo como el ácido úrico. Es el mayor componente de la sangre. PLASMA RICO EN PLAQUETAS (PRP): Es una nueva tecnología que se centra en mejorar la respuesta de curación después de una lesión en diferentes tipos de tejidos. El PRP se obtiene a partir de sangre periférica de los pacientes y se centrifuga para obtener una muestra altamente concentrada de plaquetas, que se someten a la degranulación para liberar factores de crecimiento con propiedades curativas. PROTEÍNAS: Son moléculas formadas por cadenas lineales con más de 50 aminoácidos. Las proteínas son necesarias para la vida, sobre todo por su función plástica, pero también por sus funciones biorreguladoras (forman parte de las enzimas) y de defensa (los anticuerpos son proteínas). Las proteínas desempeñan un papel fundamental para la vida y son las biomoléculas más versátiles y diversas. Son imprescindibles para el crecimiento del organismo y realizan una enorme cantidad de funciones diferentes. 13

QUELOIDES: Son lesiones de la piel formadas por crecimiento exagerado del tejido cicatrizal en el sitio de una lesión cutánea, que puede ser producida por incisiones quirúrgicas, heridas traumáticas, quemaduras, entre otras. REGENERACIÓN TISULAR: Es la sustitución de los tejidos dañados o muertos por otros nuevos con la misma función. Se limita a la sustitución de células

especializadas

estroma,

soporte

vascularización.

regeneración varía en cada tipo de tejido lesionado. SECRECIÓN: Proceso por el que una célula o un ser vivo vierten al medio sustancias de cualquier clase. TEJIDOS ORGÁNICOS: Son aquellos materiales constituidos por un conjunto organizado de células, con sus respectivos organoides iguales (o con pocas desigualdades entre células diferenciadas), con un comportamiento fisiológico coordinado y un origen embrionario común. Se llama histología al estudio de estos tejidos orgánicos.

RESUMEN

En la clínica de pequeños animales se realizan intervenciones quirúrgicas en las cuales existe una manipulación constante del tejido, a través de la realización de incisiones en piel y músculo, dejando heridas quirúrgicas que muchas veces pueden llevar a complicaciones durante el periodo postoperatorio. En éste periodo es frecuente la utilización de cremas cicatrizantes, miel, panela, etc. con el objetivo de reducir el estrés del paciente y lograr una rápida cicatrización de la herida al facilitar la reparación, regeneración y sustitución del tejido, impidiendo de esta forma complicaciones secundarias (infecciones bacterianas, cicatrices hipertróficas, cicatrices queloides) en la etapa inicial del proceso cicatrizal. El plasma rico en plaquetas (PRP) ha sido utilizado en diversas áreas de la cirugía humana, como facilitador en la restauración del tejido gracias a los factores de crecimiento presentes en él, y que son liberados al tejido acelerando el proceso de cicatrización. El presente estudio preliminar, tuvo como objetivo evaluar el efecto de plasma rico en plaquetas, sobre el proceso de cicatrización postquirúrgica en caninos clínicamente sanos de raza criolla, que llegaron a la Clínica Veterinaria Francisco de Asís de la Fundación Universitaria Juan de Castellanos (SoracáBoyacá) para la realización de ovariohisterectomías (OVH). Una vez extraído en el laboratorio, la aplicación del PRP se realizará vía intradérmica, y posteriormente se observo la evolución de la cicatrización del paciente, llevando un registro escrito y fotográfico hasta determinar el final del proceso. PALABRAS CLAVE: Plasma, plaquetas, cicatrización, ovariohisterectomía, posquirúrgico, caninos.

ABSTRACT

In the small animal hospital surgical interventions are performed in which there is a constant tissue manipulation, through incisions in the skin and muscle, leaving surgical wounds that often can lead to complications during postoperative period. In this period healing creams, honey, and brown sugar are often used in order to reduce patient stress and achieve fast wound healing, facilitating replacement and tissue regeneration, and thereby preventing secondary complications (bacterial infections, hypertrophic scars, keloid scars) in the initial stage of the healing process. The platelet-rich plasma (PRP) has been used in various areas of human surgery, as a facilitator in the restoration of tissue due to the growth factors present in it, and they are released to the tissue accelerating the healing process. This preliminary study aimed to evaluate the effect of platelet-rich plasma on the postoperative healing process of clinically healthy mixed dogs, who came to Saint Francis of Assisi hospital part of Juan de Castellanos University (Soracรก-boyaca) for performing ovarianhysterectomy (OVH). Once extracted in the laboratory, application of PRP was done intradermal, and then the evolution of the patient's healing was observed, taking a written and photographic record to determine the end of the process. KEYWORDS: plasma, platelets, healing, ovarian-hysterectomy, postsurgical canine.

INTRODUCCIÓN

En Medicina Veterinaria, el desarrollo de los procedimientos quirúrgicos en las diferentes especialidades médicas, se orienta a reducir al máximo todos aquellos factores de riesgo que puedan conllevar a una complicación durante y después de la realización de estos (Ruiz et al., 2008). Dentro de los objetivos principales de la cirugía se encuentran brindarle al paciente una mayor comodidad durante el procedimiento, una recuperación menos traumática y un rápido retorno a su vida habitual. La respuesta del organismo a una lesión se orienta a la recuperación anatómica y funcional de los tejidos lesionados, la cual es casi completa cuando se está conservado el estroma conectivo; en cambio la pérdida de células permanentes da lugar a sustitución del tejido especializado por tejido fibroso cicatrizal. En las heridas de tejido blando intervienen ambos elementos, el primero en piel y el segundo en músculo y fascia (Gutiérrez et al., 2005). Se habla de cicatrización de un tejido cuando hay restauración de este sin que conserve su estructura original ni tampoco su función (Beca et al, 2007); así el problema con el tejido cicatrizal es que no recupera todas sus propiedades mecánicas ni fisiológicas del tejido u órgano original que ha sido dañado, por lo que el interés en el plasma rico en plaquetas (PRP) radica en la regeneración, reconstrucción y restauración la función del mismo en su mayoría. El descubrimiento de la liberación de los factores de crecimiento por parte de las plaquetas y su estudio ha conducido al desarrollo de un concentrado autólogo de plaquetas útil para estimular la proliferación y la diferenciación celular en aquellos tejidos donde esto es requerido, tal y como sucede en las heridas y procesos de regeneración de los tejidos, o para luchar contra la involución celular que tiene lugar con el envejecimiento (Tam et al., 2007) Por esta razón, el plasma rico en plaquetas lleva a su aplicación clínica de concentrar y activar las plaquetas para la cicatrización de tejidos (Alanís et al., 2010).

El plasma rico en plaquetas fue usado inicialmente en ciertas especialidades quirúrgicas humanas para facilitar la curación de las heridas iatrogénicas y las heridas de evolución compleja. “Pero sus aplicaciones actuales se extienden más allá del uso para la reparación de las heridas quirúrgicas y las regeneración de los tejidos deteriorados” (Rodríguez et al., 2012) por lo cual el PRP se ha extendido a otras ramas de la medicina regenerativa. El PRP se ha convertido en una tecnología relativamente nueva que representa el interés creciente en la ingeniería de tejidos y la terapia celular pese a esto, no está exenta del riesgo de que no se comprenda con exactitud su manipulación y se realice un uso incorrecto (Sánchez et al., 2003). Por esta razón es importante realizar estudios donde se estandarice su obtención, uso y posibles problemas que pueda conllevar una mala utilización de este producto.

1. PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA

Las intervenciones quirúrgicas en el área clínica de pequeños animales involucran la mayor parte del tiempo a la piel, que por su importancia anatómica y fisiológica para el paciente quirúrgico, requiere que la cicatrización se efectúe en el tiempo mínimo posible. El período normal de cicatrización se encuentra entre 8 y 10 días (Sáenz y Sibrian, 2011), y en éste proceso resulta eficaz la aplicación de cualquier cicatrizante comercial, lo cual conlleva costos más elevados durante el postquirúrgico. Pese a que el conocimiento y desarrollo de las intervenciones quirúrgicas es cada vez más sofisticado, muchos clínicos se enfrentan a diario ante heridas de difícil cicatrización, en las que pese a poner en práctica sus mejores técnicas, la cicatrización se prolonga en tiempo o no se alcanza correctamente (Moffatt et al., 2008), generando situaciones de estrés tanto para el Médico Veterinario, como para el paciente y el propietario. El tejido en cicatrización puede producir cambios en la estructura cutánea normal, estableciendo características que lo hacen distinto a la piel adyacente en cuanto a grosor, elasticidad, textura, grado de contracción, entre otros. “La intensidad con que ocurren estos cambios va a depender de la causa de la herida,

profundidad,

tamaño,

localización,

tipo

tratamiento

predisposición genética individual. Así, una cicatriz puede ser prácticamente imperceptible o convertirse en una cicatriz hipertrófica o queloídea” (Andrades et al., 2006). Últimamente ha crecido el interés por el estudio de los procesos biológicos involucrados en la reparación y regeneración de los tejidos, por lo que una mayor comprensión de la biología molecular de la célula y de las diversas funciones de los factores de crecimiento, ha llevado a abrir múltiples líneas de investigación en la reparación y regeneración, bien sea a partir de células pluripotenciales, mediante la potenciación con factores de crecimiento, o con la combinación de ambos (Anitua et al., 2008). En la actualidad, la regeneración

de los tejidos duros y blandos es un proceso biológico aún no caracterizado en su totalidad, pero es sabido que las proteínas de señal actúan como reguladores y las plaquetas juegan un papel esencial y decisivo (Bhanot y Alex, 2002). A nivel local, en la práctica clínica de pequeños animales se han encontrado problemas en el proceso normal de cicatrización de heridas postquirúrgicas, llevando al uso de cremas cicatrizantes, panela, sábila, etc. que pueden resultar tediosos e incómodos no solo para el paciente sino para el propietario, además de no mostrar siempre los resultados esperados. Otra alternativa es evitar que el paciente se moleste la herida utilizando un collar isabelino, el cual resulta molesto e incómodo para el desarrollo normal de las actividades del perro y que para el propietario no siempre es fácil de adquirir. En ausencia del collar, los constantes lamidos causan un retraso en la cicatrización normal, recuperación lenta, infecciones y hasta formación de cicatrices queloides o hipertróficas. Los problemas en el proceso de cicatrización no solo se presentan en la clínica de pequeños animales, si no también en humanos, por lo cual el PRP ha sido utilizado como una alternativa eficaz en la recuperación de tejidos blandos y regeneración ósea a nivel de cirugía maxilofacial, ortopedia y cirugía estética. Por lo anterior, la utilización de plasma rico en plaquetas surge como una opción de fácil obtención, bajo costo y disponibilidad; durante el proceso de cicatrización postquirúrgica para el Médico Veterinario, el paciente y los propietarios, ya que puede ser aplicado a nivel intrahospitalario, no es necesario realizar una aplicación diaria y a su origen autólogo.

2. PREGUNTA DE INVESTIGACIÓN

El plasma rico en plaquetas al ser un producto que proviene del mismo individuo (autólogo), puede contribuir a la reparación y restauración del tejido cicatrizante después de realizar la manipulación requerida durante los procedimientos quirúrgicos, lo cual contribuye a una recuperación más rápida del paciente durante el periodo post operatorio. ¿El uso de plasma rico en plaquetas disminuye el tiempo de cicatrización postquirúrgica en caninos?

3. JUSTIFICACIÓN

Las plaquetas desempeñan un papel fundamental en la cicatrización de las heridas, ya que estas poseen propiedades hemostáticas, pro-inflamatorias, reguladoras y regenerativas, las cuales están medidas por la interacción con células (neutrófilos y células endoteliales) y por la liberación de factores de crecimeinto GFs, quimiocinas y otras moléculas (Anitua et al., 2004); dicha liberación persiste durante varios días luego de la lesión. El plasma rico en plaquetas (PRP) ha sido estudiado desde hace algunos años en Medicina Veterinaria en las distintas especialidades médico-quirúrgicas, en especial en la medicina regenerativa equina, gracias a su disponibilidad, fácil obtención, origen autólogo y bajo costo (Silva et al, 2010); sin embargo, a pesar de su uso creciente en este campo, existen escasos reportes sobre el uso de PRP en caninos (Silva et al, 2011), excepto a nivel de ortopedia en el tratamiento de la rotura de ligamento cruzado, debido a que la inyección intraarticular de PRP reduce el dolor y mejora la función articular durante periodos de tiempo más largos, y con un mejor efecto respecto a la terapia convencional usada en esta técnica (Carmona et al, 2009). Es complicado determinar la magnitud del efecto de PRP sobre el proceso de curación de las heridas debido al manejo del tejido durante la cirugía, variabilidad individual y la influencia de factores propios de cada paciente y de cada herida en particular. Lo que sí está científicamente demostrado en humanos, es la correlación estadísticamente positiva entre la aplicación del mismo y el acortamiento temporal del proceso, gracias a su riqueza en factores de crecimiento, y a sus propiedades mitogénicas y quimiotácticas (Arora et al., 2009 y Nikolidakis et al., 2008). La obtención del PRP se realiza mediante la centrifugación de sangre periférica, ya que ésta es la principal fuente de plaquetas. En el laboratorio, aún no es clara la concentración de plaquetas obtenidas por microlitro de sangre en caninos, ya que la estandarización del método y el anticoagulante adecuado no

han sido determinados y varían entre técnicas. Una vez obtenido, el PRP es aplicado vía intradérmica y su mecanismo de acción se basa en el reemplazo de un coágulo de sangre fisiológico por un coágulo de plaquetas solamente, que una vez activadas mediante el uso de cloruro de calcio, pueden secretar factores de crecimiento que conduzcan al tejido circundante a la reparación y regeneración (Schmidmaier et al., 2006). En medicina canina la evaluación del efecto del uso de medicamentos o sustancias de origen natural sobre el proceso de cicatrización, se ha basado en la

apreciación

personal

del

Médico

del

investigador,

evaluando

subjetivamente el tiempo y las características de la cicatrización, en especial cuando esta es de segunda intención debido a los distintos procedimientos quirúrgicos, entre ellos la ovariohisterectomía (Gutiérrez et al., 2002). Considerando lo anterior, el presente estudio tiene como objetivo evaluar el uso del PRP sobre el tiempo de cicatrización en caninos sometidos a OVH, ya que hasta el momento no se ha evaluado su calidad biológica en el proceso de cicatrización en éste y otros procedimientos quirúrgicos.

4. OBJETIVOS

OBJETIVO GENERAL

Evaluar el efecto del plasma rico en plaquetas sobre el tiempo de cicatrización posquirúrgica en caninos criollos sometidos a OVH, en la Clínica Veterinaria Francisco de Asís de la Fundación Universitaria Juan de Castellanos ubicada en el municipio de Soracá, Boyacá, durante los meses de abril y mayo de 2014.

OBJETIVOS ESPECIFICOS



Aplicar un método manual usado previamente en equinos, para concentrar plaquetas caninas (plasma rico en plaquetas) con la intención de poder usarlas a nivel clínico en la recuperación de heridas quirúrgicas.



Comparar el tiempo de cicatrización de heridas quirúrgicas por OVH entre tres tratamientos post-operatorios: plasma rico en plaquetas, crema cicatrizante comercial y un tratamiento control.



Construir un esquema de valoración objetiva de las características del proceso de cicatrización en hembras caninas sometidas a OVH.

5. MARCO DE REFERENCIA

5.1. ESTADO DEL ARTE

El estudio del plasma rico en plaquetas (PRP) capto el interés inicialmente en el campo de la medicina humana donde comenzaron a realizar estudios en los años 90 utilizando preparados plasmáticos autólogos notando diferencias significativas con respecto al proceso natural de curación de una herida. “Así la composición natural en el lugar de la lesión supone 95% de células rojas, 4% de plaquetas y un 1% de serie blanca, en cambio en los preparados autólogos de plaquetas, el 95% son plaquetas, 4% células rojas y 1% de serie blanca” (Arpornmaeklong et al., 2004). Cabe señalar, que el precursor del uso de PRP fue el Dr. Eduardo Anitúa, en el campo de la cirugía oral en humanos con el fin de regenerar tejido óseo alrededor de los implantes dentales, reducir su tiempo de consolidación o tras una extracción dentaria para así lograr una cicatrización más rápida y predecible. “Poco después su aplicación transcendió a distintas áreas de la medicina, que abarcan la traumatología, cirugía vascular, la neurocirugía, la oftalmología y la regeneración de dermis y epidermis en pacientes quemados” (Escobar, 2012). Por lo cual, el plasma rico en plaquetas es una fuente autóloga de diversos factores de crecimiento (GFs) entre los que se destaca el factor de crecimiento transformante β (TGFβ), factor de crecimiento derivado de las plaquetas (PDGF), factor de crecimiento insulinico tipo1 (IGF 1) entre otras “moléculas que modulan la inflamación y la cicatrización” (Anitua et al, 2004). Al igual, el PRP ha sido valorado a nivel experimental y se utilizado clínicamente en diferentes campos de la medicina humana y ahora de la Medicina Veterinaria, con el fin de “disminuir la inflamación, dolor y otras

afecciones durante los postoperatorios, al igual para estimular la cicatrización y producir la regeneración de tejidos” (Silva et al, 2011). Aunque estos estudios no se han realizado en todas las especies, faltando mayor investigación en este tema. En Medicina Veterinaria se ha reportado la utilización clínica de plasma rico en plaquetas especialmente en equinos para tratar lesiones de tejido blando del aparato locomotor, enfermedades crónicas del sistema musculoesquelético y heridas de las extremidades, entre otras (Monteiro et al., 2009).Especie donde se han llevado a cabo gran variedad de estudios, pero faltan ser extrapolarizados a otros campos y áreas de la Medicina Veterinaria. Hasta el momento no se ha informado acerca de efecto secundarios de la aplicación de plasma rico en plaquetas en pacientes equinos, por medio del método de tubo, realizándose cerca de mil aplicaciones en distintas afecciones en caballos; actualmente, Álvarez et al, 2010, demostraron que el PRP obtenido mediante el método del tubo no sufren contaminación bacteriana, siempre y cuando se realice un adecuado protocolo de desinfección del sitio de la venopunción y que estos sean preparados en un cuarto cerrado y sin corrientes de aire. Muchos de los problemas que se han presentado en caninos son la falta de estandarización y disimilitud metodológica a la hora de elegir un anticoagulante ideal y los parámetros de centrifugación que “permitan concentrar un adecuado número de plaquetas por microlitro de sangre en esta especie” (Silva et al, 2011) y su aplicación con fines terapéuticos; por esta razón es importante que se continúen realizando estudios en el área de pequeños animales. Se encontró solamente un método para concentrar plaquetas caninas descrito por Silva y col en el 2011, donde la muestra sanguínea fue depositada en tubos de 10 ml con 1.5 ml de solución ACD, citrato de trisodio (22 g/L), ácido cítrico (8 g/L) y dextrosa (24,5 g/L); luego fue centrifugada a 191 g durante 6 minutos, Posteriormente, con la ayuda de una micropipeta de volumen fijo de 1000 μL se recolectaron (aproximadamente) los primeros 100 μL de la porción roja y los

primeros 900 μL de plasma, por debajo y por encima de la interfaz eritrocitosplasma, respectivamente concentrando una cantidad importante de plaquetas; pero no se probo su actividad a nivel de tejido por lo tanto se desconoce sus efectos terapéutico. Los felinos pueden desarrollar diversas afecciones del aparato locomotor al igual de sufrir heridas las cuales puedan llegar a ser tratadas con PRP, como se sabe la curación de heridas es diferente en los gatos a las otras especies siendo más complejo lograr su recuperación; encontrándose únicamente un protocolo de obtención de plasma para los mismos reportado por Silva et al; 2011. Tampoco se reportan estudios o son escasos en bovinos y no existen trabajos publicados sobre la obtención y uso clínico del PRP, existiendo un amplio campo de trabajo para ser aprovechado a través de experimentos en esta especie como lo son en “afecciones del aparato locomotor, heridas o lesiones de compleja curación e incluso en infecciones como la mastitis” (López et al, 2012).

5.2. MARCO TEÓRICO

5.2.1 LA PIEL La importancia de la piel en los animales domésticos no solo es a nivel de su aspecto estético, como es el caso de los animales de compañía (perros y gatos) o caballos. Es uno de los órganos más grandes del organismo y que más funciones realiza, ya que “interviene de un modo preciso en complejas interacciones celulares y moleculares de respuesta a estímulos del medio ambiente” (Trigo, 1998). La piel desempeña funciones importantes como son: 

Barrera física contra microorganismos y lesiones.



Regulación de la temperatura corporal.



Recepción de sensaciones continúas del ambiente (tacto, temperatura, dolor, etc.).



Excreción por parte de las glándulas sebáceas y sudoríparas.



Absorción de la radiación solar para la síntesis de vitamina D (Gartner y Hiatt, 2008).

La piel está dividida en tres capas de tejido principales las cuales son: una capa exterior llamada epidermis, una interna denominada epidermis y la subcutis o hipodermis; también se consideran parte de la piel órganos anexos como son pelo, uñas y diversas glándulas (Figura 1). La piel entonces “facilita la percepción y localización de estímulos que llegan del entorno” (Ortega, 2010) protegiendo al organismo de daños químicos, biológicos y mecánicos.

Figura 1. Estructura microscópica de la piel

Fuente: Thibodeau y Patton, 2000. 5.2.1.1 Epidermis La epidermis es un epitelio plano poliestratificado y queratinizado que cubre la totalidad de la superficie corporal. Es la capa de la piel con mayor número de células y una dinámica de recambio constante, protegiendo al cuerpo de las agresiones del medio ambiente. “En ella podemos encontrar varios tipos de

células como: queratinocitos, melanocitos, células de Langerhans, células de Merkel, células indeterminadas y células de Torkel” (Whittle y Baldassare, 2004 y Pérez y Noriega, 2013). Los queratinocitos son las células más abundantes en la epidermis de la piel. Son mitóticamente activas en la capa basal de la misma, lo que hace que los “recién formados desplacen a los otros queratinocitos hacia la superficie, generando así cinco estratos” (Velázquez et al., 2008) que son: 

Estrato basal o germinativo.



Estrato espinoso.



Estrato Granuloso.



Estrato lucido.



Estrato córneo o queratinizado (Figura 2). Figura 2. Estructura de la epidermis y división por estratos.

Fuente: Velásquez, 2008.

5.2.1.2 Dermis La dermis está compuesta por un tejido conjuntivo, el cual contiene fibras de colágeno de tipo I y fibras elásticas. Las células de la dermis incluyen “fibroblastos, macrófagos, mastocitos y adipocitos y en ella se encuentran vasos sanguíneos, nervios, glándulas subcutáneas y folículos pilosos” (Reiriz, 2009). La dermis está formada por dos capas que son:



Capa papilar.



Capa reticular.

La capa reticular está formada por haces de colágeno tipo I, que se disponen en conjuntos de fibras paralelas que se entrecruzan, y por fibras elásticas que “soportan tensiones, evitan desgarros y dotan a la piel de distensibilidad” (García, 2005 y Velásquez et al, 2008). La capa papilar está compuesta por tejido conectivo laxo con tipos celulares como fibroblastos, macrófagos y mastocitos; y “se encuentra constituida por las papilas dérmicas que son profusiones cónicas, a modo de relieves, que se unen con la epidermis (Horch et al., 2005) Los fibroblastos son un componente esencial de la piel, son los encargados de la producción y organización de la matriz extracelular de la dermis y, además, se comunican unos con otros, llevando a cabo un papel crucial en la regulación fisiológica de la piel. “Son los encargados de liberar factores de crecimiento y citoquinas en los procesos de reparación para modular la actividad de los queratinocitos” (Vélez y Moreno, 2005). 5.2.1.3 Hipodermis Es la capa situada por debajo de la dermis. Está formada por tejido conjuntivo laxo, con fibras colágenas y elásticas orientadas de forma paralela a la superficie de la piel. Esta capa tiene células adiposas y está recorrida por grandes vasos sanguíneos y troncos nerviosos conteniendo

muchas

terminaciones nerviosas. “Está separada de los tejidos más profundos por fascias o aponeurosis. Debajo están los músculos y los huesos” (Caicedo et al., 2011), es la capa más profunda de la piel. 5.2.2 PLASMA RICO EN PLAQUETAS El plasma rico en plaquetas es un volumen de plasma autólogo que posee una concentración de plaquetas superior a los valores basales normales. “El valor medio de plaquetas plasmáticas es de 200.000/μl aproximadamente. Se ha considerado que la concentración de 1.000.000 plaquetas por μl” (Carrasco et

al., 2009).es el valor ideal para asegurar un aporte de factores de crecimiento óptimo para potenciar la consolidación de huesos y tejidos blandos. Por otro lado se ha demostrado que concentraciones superiores no tienen efecto o pueden tener un efecto negativo. El PRP es considerado un concentrado de plaquetas que se obtiene generalmente por centrifugación de la sangre del propio paciente a quien se le va aplicar (autólogo). Este compuesto es portador de “factores de crecimiento (Gfs) naturales tanto en el plasma sin activar como en el activado con cloruro de Calcio o Trombina” (Sánchez et al., 2003 y Anitua et al., 2005); el resultado es un coagulo que contiene fibrina, moléculas de adhesión celular y Gfs, que participan en el proceso de coagulación, cicatrización y regeneración tisular. El PRP contiene no solo un alto nivel de plaquetas, sino también de factores de crecimiento que son secretados activamente por las mismas. Además, también es rico en proteínas que actúan a nivel de la adhesión celular (fibrina, fibronectina, y vitronectina), contribuyendo a la proliferación y crecimiento tridimensional de los tejidos sobre los que actúa. El PRP tiene efectos no solo directamente sobre las células diana para los factores de crecimiento, sino “también como matriz extracelular para la estimulación de la reparación y/o regeneración del tejido de un modo global” (Mehta y Watson, 2008). 5.2.2.1. Plaquetas Las plaquetas se desarrollan a partir de células progenitoras mieloides multipotenciales llamadas megacariocitos CD34+ que residen en el tejido hemopoyetico y el torrente sanguíneo. Los megacariocitos representan aproximadamente “el 0,1-0,5% de las células nucleadas de la medula ósea y emiten prolongaciones citoplasmáticas (proplaquetas)” (Hartwig e Italiano, 2003) que están en contacto con la sangre dando origen a las plaquetas que son liberadas al torrente sanguíneo. Las plaquetas se forman y liberan de forma continua hacia la sangre y su ciclo vital en el torrente sanguíneo es de “9 a 10 días, las plaquetas son discos biconvexos, redondos u ovales, cuyo tamaño oscila entre 1,5 y 2,5 µm de

diámetro” (Hernández, 2011). Contienen la mayoría de los organelos citoplasmáticas que se observan en otras células, pese a carecer de núcleo, son capaces de realizar muchas de las actividades de las células nucleadas. Las plaquetas tienen funciones esenciales para la hemostasia las cuales son: En primer lugar forman tapones en los sitios lesionados de los vasos, el colágeno en los márgenes de la herida más tarde serán remplazados por fibrina; en segundo lugar favorecen la coagulación al aportar una superficie en la que se reúnen los elementos encargados de la coagulación para la génesis de la trombina y en tercer lugar “secretan factores de crecimiento que se relacionan con la reparación tisular” (Nurden et al., 2008). En condiciones fisiológicas, las plaquetas circulan en forma no activa y expresan en su superficie un número relativamente pequeño de muchas de las moléculas que, en estado activado, van a facilitar su interacción con otras plaquetas y otras células de su entorno. Además, las plaquetas contienen diferentes tipos de gránulos (fundamentalmente gránulos densos, gránulos α y lisosomas) los que al ser “activados liberan diferentes factores almacenados en ellos y que a su vez estimulan más la actividad de la propia plaqueta” (López y Macaya, 2013). La membrana de las plaquetas se compone de tres capas: glicocalix, capa fosfolipídica y submembranosa. El glicocalix es la capa exterior implicada en la activación y adhesión de las plaquetas, las glicoproteínas constituyen los antígenos de membrana de las plaquetas, que se dividen en tres familias: integrinas, proteínas ricas en leucina y selectinas. Una bicapa fosfolipídica asimétrica con propiedades anticoagulantes constituye la capa central con proteínas periféricas y transmembranales que actúan como receptores de membrana y la capa submembranosa que actúa como el esqueleto que da la forma discal a la plaqueta en reposo. “Esta capa interviene activamente en los procesos de señalización plaquetaria” (Carmona et al, 2011 y Tablin 2000). La principal molécula de adhesión de las plaquetas y los megacariocito es la Pselectina, esta glicoproteína está presente en la superficie de los gránulos α

que interactúan con el fibrinógeno, factor von Willebrand (vWF), fibronectina y vitronectina. “La externalización de la P-selectina está relacionada con la activación de las plaquetas equinas” (Segura et al., 2006, Gentry 2000 y Pelagalli et al., 2003).

5.2.2.2 Gránulos α de las plaquetas Los gránulos α de las plaquetas contienen numerosas proteínas secretoras, dentro de los cuales están los factores de crecimiento, citoquinas y quimiocinas que influyen poderosamente en la cicatrización de las heridas. Entre ellas encontramos el factor de crecimiento derivado de las plaquetas (PDGF), el factor de crecimiento transformante (TGF)-β, el factor plaquetario 4 (PF4), la interleuquina (IL)-1, el factor angiogénico derivado de las plaquetas (PDAF), el factor de crecimiento endotelial (VEGF), el factor de crecimiento epidérmico (EGF), el factor de crecimiento endotelial derivado de las plaquetas (PDEGF), el factor de crecimiento de células epiteliales (ECGF), el factor de crecimiento insulinalike (IGF), la osteocalcina, la osteoconectina, el fibrinógeno, la vitronectina, la fibronectina y la trombospondina (TSP)-1 como se muestra en la Figura 3 (Marx, 2004 y Welsh, 2000).

Figura 3. Algunos factores de crecimiento y quimiocinas contenidas en los gránulos α de las plaquetas

Fuente: Carmona et al, 2011. Las proteínas secretadas por los gránulos α juegan un papel importante en la defensa celular ante agentes exógenos en el lugar de la herida, mediante la producción de proteínas de señal que atraen a los macrófagos. Además, el PRP contiene un pequeño número de células leucocitarias que “contribuyen a la defensa celular mediante la síntesis de interleuquinas que intervienen en la respuesta inmune inespecífica” (Rodríguez, 2012) pero de ser mayor la concentración leucocitaria podría traer problemas en la cicatrización de la herida.

Las plaquetas empiezan a secretar activamente estas proteínas en los 10 minutos siguientes a la formación del coágulo, “completando la secreción de más del 95% de los factores de crecimiento presintetizados en el plazo de 1 hora” (Marx, 2004). Tras esta descarga inicial de proteínas liberadas, las plaquetas sintetizan y secretan proteínas adicionales mientras se mantienen vivas (entre 5 y 10 días). Por lo cual su uso en la recuperación de tejido cicatrizal requiere de una sola aplicación y seguirá liberándose en el tejido a través del tiempo. Cuando empieza a disminuir la influencia directa de las plaquetas sobre el tejido, los macrófagos que llegan arrastrados por el torrente sanguíneo “estimulados por las plaquetas asumen la responsabilidad de la regulación de la cicatrización secretando sus propios factores” (Zimmermann et al., 2003). De esta forma, las plaquetas, son las encargadas de establecer la pauta en el lugar de reparación de la herida. 5.2.2.3 Activación plaquetaria La activación plaquetaria es la respuesta al daño tisular y vascular, la cual provoca la formación de un tapón plaquetario y un coágulo hemático cuyas funciones son conseguir la hemostasia, y la secreción de proteínas biológicamente activas involucradas en el proceso de regeneración tisular. Estas proteínas, son denominadas factores de crecimiento siendo secretadas básicamente por las plaquetas, pero no de manera exclusiva, “pudiendo ser producidas también por células varias como es el caso del fibroblasto” (Rodríguez et al., 2012). El proceso de degranulación plaquetario se inicia dentro de 10 minutos luego de la formación del coagulo de plaquetas y el 95% de los factores son lierados durante la primera hora. La vida media de las plaquetas puede llegar de 5 a 10 dias, siendo reemplazadas por macrófagos los cuales continúan con la liberación de factores de crecimiento y tomaran el papel durante el proceso de cicatrización (Figueroa et al, 2013).

Para que ocurra el proceso de activación de las plaquetas durante la aterotrombosis, se requiere que se cumpla con una serie de condiciones las cuales son: la existencia de daño endotelial; alteraciones en el metabolismo de lípidos y lipoproteínas; inflamación crónica, quimiocinas, moléculas de adhesión y factores de crecimiento que modifican la funcionalidad de la pared vascular, “el estrés oxidativo que cambia la estructura y la actividad de lipoproteínas y promueve la activación de células, incluidas las plaquetas,” (López y Macaya, 2013). Cuando se produce una lesión tisular, se dispara una fuerte interacción celular produciéndose respuestas plaquetarias independientes, tales como el cambio de forma, transformación interna, secreción de gránulos α, formación del tapón hemostático y retracción del coágulo. Moléculas de la superficie plaquetaria, como las integrinas, “regulan la capacidad de comunicación intercelular durante la formación del tapón hemostático, la respuesta inflamatoria y los procesos de reparación de tejidos” (Paes-Leme et al., 2006 y Gentry 2000). Las plaquetas y sus distintas proteínas secretadas, principalmente factores de crecimiento y quimiocinas, disparan el inicio del proceso inflamatorio y secuencialmente coordinan el incremento o la disminución del efecto de muchas células y moléculas implicadas en la cicatrización de las heridas. “Estos procesos aún no son bien comprendidos” (Carmona et al., 2011). Por lo cual realizar estudios es este campo es importante para conocer cómo actúa el PRP a nivel del tejido. Marx en el 2004 señaló que la clave del efecto regenerativo del plasma rico en plaquetas está asociada con el uso de plaquetas vivas, por lo cual las plaquetas deberían ser manipuladas con el mayor cuidado y asepsia desde su extracción venosa, durante su obtención e inyección del mismo en el tejido La inyección de una dosis superior a lo normal de plaquetas vivas en tejidos lesionados podría dar lugar a una respuesta similar a la inducida por estos fragmentos citoplasmáticos cuando ocurre una lesión tisular. Aunque Marx declaró que el número de plaquetas concentradas en un PRP debería ser

mayor que 1 millón de fragmentos citoplasmáticos por µL”, otros autores como Anitua y col (2004) “han observado que concentraciones hasta de 300.000 plaquetas por µL pueden inducir un efecto terapéutico similar”. 5.2.2.4 Factores de crecimiento Los factores de crecimiento (FC) son mediadores biológicos naturales que regulan la “proliferación, diferenciación y quimiotaxia celular, así como la síntesis de matriz extracelular” (Moreno et al, 2004), los cuales son liberados por la activación plaquetaria ante una lesión. Estas propiedades, han llevado a proponer que tales factores desempeñan un papel importante en la regeneración de tejidos blandos y duros Los Gfs son proteínas que sirven de agentes señalizadores entre células, cuya función es modular la migración, diferenciación y proliferación celular, en la superficie para que se unan a receptores que posteriormente crearan una señal intracelular que activa un segundo mensajero; este segundo mensajero inducirá una determinada “respuesta en el núcleo, que tendrá como consecuencia la síntesis de una proteína concreta o la modulación de la producción celular de dicha proteína” (Hernández, 2011), como se muestra en la Figura 4. Figura 4. Mecanismo mediante el que los factores de crecimiento influyen en la celula

Fuente: Hernández, 2011 37

Los factores de crecimiento actúan de manera local, para esto necesita una estimulación celular que se realiza bien por un sistema autocrino en el que las células producen y responden al mediador biológico una lesión vascular, o por un sistema paracrino en el que la célula que produce el factor se encuentra en las proximidades de las células a las que afecta, cerca a una herida (Peñarrocha et al., 2001). En cuanto a su clasificación, los factores de crecimiento se pueden clasificar según sea su especificidad amplia o reducida. Los de especificidad amplia como el factor de crecimiento derivado de las plaquetas (PDGF) y el factor de crecimiento epidérmico (EGF) actúan sobre muchas clases de células, entre las cuales tenemos: fibroblastos, fibras musculares lisas, células neurogliales, y el EGF, además, sobre células epiteliales y no epiteliales (Rodríguez et al., 2012). Cada vez se hace más necesaria la utilización de una serie de sustancias promotoras del crecimiento en las zonas donde haya una lesión del sistema músculo-esquelético, con un importante papel en la reparación ósea por parte de los factores de crecimiento “Así el factor ß transformador del crecimiento, las proteínas óseas morfogenéticas, los factores de crecimiento de fibroblastos, los factores de crecimiento tipo insulina y los factores de crecimiento derivados de plaquetas” (Hernández, 2011), son los tipos más usuales de sustancias utilizados, cuando son separados de forma individual. Los factores de crecimiento tienen un elevado costo económico al ser separados de forma individual, y son necesarias dosis repetidas para conseguir un efecto terapéutico clínicamente evidente Por este motivo, la hipótesis que ha conducido al desarrollo del plasma rico en plaquetas al ser un producto con mayor concentración de plaquetas, “los niveles de factor de crecimiento aumentarían en relación lineal con el número de plaquetas” (Zechner et al., 2003, Fennis et al., 2002 y Sánchez et al., 2009). Además se ser necesaria una aplicación única logrando los mismos resultados a nivel de recuperación de los tejidos.

5.2.2.4 Obtención y preparación de plasma rico en plaquetas El PRP es obtenido de la sangre periférica de un paciente para ser aplicado en el mismo (autógeno) a través de un proceso de obtención que” utiliza el principio de la separación celular por centrifugación, en el cual se extrae sangre del donante, se separan las distintas fases y se obtiene aquellas de mayor interés” (Marx, 1999), en este caso la de plasma rico en plaquetas. Todas las técnicas utilizadas para preparar autólogos de plaquetas presentan ventajas e inconvenientes ya que no se ha desarrollado un método o dispositivo ideal para concentrar plaquetas y factores de crecimiento en ninguna especie, tomándose de forma experimental por el investigador. “El sistema automatizado en humanos de aféresis requiere alta tecnología y personal experimentado y un gran volumen de sangre (> 450 mL)” (Weibrich et al., 2002). Los métodos manuales (tubo) son sencillos y baratos; sin embargo, requieren de un estricto manejo aséptico para evitar la contaminación bacteriana Dentro de las ventajas del método del tubo incluyen su simplicidad, bajo costo y disponibilidad, “mientras que los métodos semiautomatizados son costolimitantes, ya que requieren kits y centrífugas especializadas” (Weibrich et al., 2005, Tamimi et al., 2007, Álvarez et al., 2010). En estudios realizados por Carmona en 2009, en equinos reporta que la muestra fue depositada en tubos de citrato de sodio con capacidad para 5 ml. Los tubos con sangre fueron centrifugados a 120 g durante cinco minutos. La primera fracción supernadante (50%) del plasma, adyacente a la capa leucoplaquetaria, fue obtenida bajo estricta asepsia en una cámara de flujo laminar horizontal. Esta fracción fue depositada en tubos sin aditivo y centrifugada a 240 g durante cinco minutos. Luego se extrajo el 25% del plasma del fondo de cada tubo. “Esta última fracción fue depositada dentro de jeringas estériles y activada con cloruro de calcio (4,5 mEq/5 ml), a razón de 50 μl por ml de APC” (Argüelles, et al., 2006).

El anticoagulante utilizado en la mayoría de procesos es citrato sódico, aunque otros autores han visto que la adición de dextrosa mejora la estabilidad de los preparados así como la reducción de volumen para obtener los mismos resultados La mayoría de procesos de activación del PRF se basan en la “adición de trombina exógena (Torrella, 2003 y Carrasco et al., 2009), aunque algunos autores lo realizan con Cloruro de Calcio solamente. Landesberg en el 2000 demostró que la activación de las plaquetas se ve afectada por muchos factores como son la liberación de los factores del crecimiento, el tipo de coagulante utilizado, la velocidad de centrifugación y su duración, así como la preparación del plasma para ser aplicado “La utilización de trombina en conjunto con CaCl2 está cada vez más recomendado” (López et al., 2003 y Eppley, 2006). Pero actualmente se está buscando usar únicamente Cloruro de calcio debido a que la trombina bovina puede llevar a reacciones de hipersensibilidad por parte del tejido. Gamradt en 2007 afirma que la falta de trombina en el proceso de preparación del PRP previene la activación prematura de las plaquetas y la degranulación. Y observa que la adición de trombina produce la liberación inmediata de citoquinas. “Un exceso de trombina genera la degranulación irreversible de las plaquetas con la perdida de integridad de las plaquetas y la consecuente liberación de factores de crecimiento de forma inmediata” (Carrasco et al., 2009), por lo cual el uso de Cloruro de calcio se ha popularizado para lograr revertir la cascada de la coagulación y formar de esta manera un coágulo de plasma rico en plaquetas. 5.2.3 CICATRIZACIÓN La cicatrización es un proceso dinámico del organismo ante una herida, es mediado por proteínas solubles (citocinas y factores de crecimiento) y células encargadas de la proliferación celular para el restablecimiento del tejido lesionado. “La función de la cicatrización es devolver la integridad anatómica y funcional del tejido” (Valencia, 2010).

Hay dos tipos de cicatrización, de primera intención, que ocurre durante las primeras 12 a 24 horas después de haber sido cerrada la herida, el segundo tipo, de segunda intención, el cual no se alcanza a regenerar la arquitectura normal de la piel, “debido a la pérdida extensiva de tejido por un trauma severo o una quemadura, y cuyo tiempo de resolución dependerá de la extensión de la herida” (Enoch y Leaper, 2007). En la cicatrización intervienen factores de crecimiento entre los que se destacan por su actividad el Factor de Crecimiento Transformante beta (TGFβ), Factor de Crecimiento Derivado de las Plaquetas (PDGF), Factor Estimulante de Colonias de Granulocitos (G-CSF), Factor de Crecimiento Epidermal (EGF), Factor de Crecimiento de los Queratinocitos (KGF), Factor de Crecimiento de los Fibroblastos básico (bFGF), Factor de Necrosis Tumoral (TNF), Factor de Crecimiento Endotelial Vascular (VEGF), Factor de Crecimiento Nervioso (NGF) e IGF (Factor de Crecimiento Insulínico), Factor de Crecimiento de los Hepatocitos (HGF), KGF, EGF, bFGF, TGFβ y PDGF (Bates y Jones, 2003 y Gurtner et al., 2008), cada uno interviene en las tres etapas del proceso. La cicatrización es un mecanismo que depende de la hemostasis y de un estado inflamatorio inicial, el cual es desencadenado por la lesión, esta etapa es conocida como fase aguda. Posteriormente entra en una “fase proliferativa” (Wilgus y Traci, 2008) de células epidermales, endoteliales y de fibroblastos, que generarán un tejido de granulación inicial finalmente sobreviene una fase inflamatoria tardía, caracterizada por “neovascularización y dependiente de factores de crecimiento” (Botchkare et al., 2006 y Gurtner, 2008 y Diegelmann y Evans, 2004). Finalmente, se forma una costra y se produce una remodelación del tejido de granulación, con la generación de nuevas fibras de colágeno y la diferenciación de los fibroblastos en miofibroblastos, aumentando la “fuerza de tensión y permitiendo la aproximación de los bordes de la lesión” (Kumar et al., 2004). Un elemento estructural importante de la matriz extracelular son los proteoglicanos (PGs), los cuales además de cumplir una función estructural, al absorber agua y llenar los espacios entre el colágeno y las fibras de elastina, tiene funciones 41

“regulatorias al inﬂuenciar la proliferación, la migración y la adhesión celular” (Prathiba y Gupta, 2000). La inflamación es la respuesta inicial a una lesión tisular, de ahí que el objetivo inicial sea proporcionar una rápida hemostasia y comenzar la cascada de reacciones que lleven a la regeneración del tejido. Una vez la sangre sale de los vasos lesionados se forma un hematoma el cual llena el espacio tisular con plaquetas que liberan factores de crecimiento y citoquinas junto con otras células para dar lugar a la migración, proliferación y diferenciación celular, y a la síntesis de la matriz extracelular. “La red de fibrina del hematoma funciona como una matriz provisional para mantener un andamiaje del espacio regenerativo y permitir la migración y proliferación celular (Rodríguez et al, 2012). La segunda fase, o fase de proliferación, es la fase de cicatrización propiamente dicha. El tejido necrótico es eliminado y reemplazado por tejido vivo, de acuerdo a cada tipo de región tisular afectada (hueso, cartílago, tejido fibroso). Las células madre mesenquimales llevan a cabo la diferenciación a osteoblastos, fibroblastos, condrocitos y otros tipos de células en función del tipo de tejido a regenerar. “Los factores locales como el perfil de factores de crecimiento y citoquinas, las hormonas, los nutrientes, el pH, la presión parcial de oxígeno y el entorno eléctrico y mecánico condicionan la diferenciación adecuada” (Bhanot y Alex, 2012). La fase final del proceso cicatrizal es la de reparación, y se caracteriza por la reorganización y adaptación del nuevo tejido generado, para recuperar así sus funciones anatómicas y fisiológicas los más parecido posible al tejido original. En general, deben repararse las lesiones producidos en los dos componentes tisulares: las células parenquimatosas y el tejido conjuntivo; la reparación de las células parenquimatosas es posible en la mayor parte de los tejidos. “La forma habitual de reparación del tejido conjuntivo es la fibrogenesis, formándose una cicatriz” (Pérez, 2006). Esta etapa final de la cicatrización puede requerir años para completarse

En la Figura 3 se observa un diagrama donde se compara la respuesta fisiológica en cuanto a tiempo de la curación de una herida en su proceso natural desde su inicio y en cada una de las etapas de cicatrización respecto a el uso de plasma rico en plaquetas (PRP), donde se observa una disminución en el tiempo de recuperación con la aplicación de PRP.

Figura 5. Diagrama esquemático del proceso de curación de las heridas en condiciones normales y de su aceleración cuando se aplica el preparado plasmático rico en plaquetas.

Fuente: Rodríguez, 2012.

Existen tres condiciones que son importantes a la hora de la curación de las heridas que son: Ambiental, la herida debe estar cerrada correctamente, bien vascularizada y libre de infección; celular, las células reparadoras deben ser capaces de migrar a los bordes de las heridas una vez se haya identificado la lesión y Bioquímica donde los factores de crecimiento y otras citoquinas deben estar presentes en concentración suficiente para estimular los mecanismos de reparación tisular (López et al., 2003).

5.3 MARCO GEOGRÁFICO Y CLIMÁTICO

El estudio, se realizará en la Clínica Veterinaria Francisco de Asís de la Fundación Universitaria Juan de Castellanos ubicada en el municipio de Soracá, Boyacá. Está localizado en la zona centro del departamento de Boyacá a 5º 30´ de latitud Norte y 73º de longitud Oeste de Grenwich. Cuenta con un área total de extensión de 57 Km², dista de Tunja 7 Km. por la carretera del progreso y a 4.5 Km. por la avenida de los patriotas. Se encuentra entre los pisos térmicos frío y páramo, cuya temperatura oscila entre 7 y 12°C. Su temperatura promedio es de trece grados centígrados, tiene pisos térmicos de frío 55 Km² y páramo 3 Km².

Figura 5. Mapa municipio de Soracá, Boyacá.

Fuente: https://www.google.es/maps/place/Soracá,+Boyacá/..

5.4 MARCO LEGAL

El Congreso Nacional de la Republica de Colombia, ley 576 del 15 de febrero del año 2000, por la cual se expide el código de ética para el ejercicio profesional de la Medicina Veterinaria, la Medicina Veterinaria y Zootecnia y la Zootecnia en su artículo 15 decreta que cualquier actividad (salud, docencia, investigación) deben esta enmarcadas dentro de un trato humanitario que implica el respeto por todos los seres vivos de la naturaleza (Comvezcol, 2006). LEYES PARA EL USO Y LA EXPERIMENTACIÓN ANIMAL EN INVESTIGACIÓN LEY 576 del 2000, CAPITULO 6: Se habla del uso de animales para la investigación, docencia y recreación estipula en el ARTÍCULO 83: El Médico Veterinario, el Médico Veterinario Zootecnista y el Zootecnista, están obligados al cumplimiento de las prescripciones legales que sobre el uso de animales para la investigación, la docencia y la recreación que se encuentren contenidas en la Ley 84 de 1989 y demás disposiciones aplicables sobre protección de animales, su incumplimiento se constituye en falta de ética. LEY 84 DE 1989: Por la cual se adopta el Estatuto Nacional de Protección de los Animales y se crean unas contravenciones y se regula lo referente a su procedimiento y competencia en el capítulo VI acerca del uso de animales vivos en experimento e investigación estipula en sus artículos:  ARTÍCULO 23: Los experimentos que se lleven a cabo con animales vivos, se realizarán únicamente con autorización previa del Ministerio de Salud Pública y solo cuando tales actos sean imprescindibles para el estudio y avance de la ciencia, siempre y cuando este demostrado: a. Que los resultados experimentales no puedan obtenerse por otros procedimientos o alternativas.

b. Que las experiencias son necesarias para el control, prevención, el diagnostico o el tratamiento de enfermedades que afecten al hombre o animal. c. Que los experimentos no puedan ser sustituidos por cultivo de tejidos modos computarizados, dibujos, películas, fotografías, video u otros procedimientos análogos.  ARTÍCULO 24: El animal usado en cualquier experimento deberá ser puesto bajo los efectos de anestesia lo suficientemente fuerte para evitar que sufra dolor. Si sus heridas son de consideración o implica mutilación grave, serán sacrificados inmediatamente al término del experimento.  ARTÍCULO 25: Se prohíbe realizar experimentos con animales vivos, como medio de ilustración de conferencia en facultades de medicina veterinaria, zootecnia, hospitales o laboratorios o en cualquier otro sitio dedicado al aprendizaje, o con el propósito de obtener destreza manual. Los experimentos de investigación se llevaran a cabo únicamente en los laboratorios autorizados previamente por la autoridades del Ministerio de Salud Publica y el decreto 1608 de 1978 en lo pertinente. También se prohíbe el uso de animales vivos en los siguientes casos expresamente: a. Cuando los resultados del experimento son conocidos con anterioridad. b. Cuando el experimento no tiene un fin científico y especialmente cuando está orientado hacia una actividad comercial. c. Realizar experimentos con animales vivos de grado superior en la escala zoológica al indispensable, según la naturaleza de la experiencia. (Comvezcol, 2006).

6. METODOLOGÍA

6.1 TIPO DE ESTUDIO Este trabajo se plantea como un estudio preliminar, debido a la falta de información y conocimiento sobre la utilización de plasma rico en plaquetas en la especie canina como coadyuvante en el proceso de cicatrización posquirúrgica de ovariohisterectomías en la Clínica Veterinaria Francisco de Asís de la Fundación Universitaria Juan de Castellanos. Así mismo, por ser una investigación pionera en el área, es preciso poder establecer datos importantes sobre la herida como son: color, secreción, dolor, edema, infección y el cierre de la misma; ya que éstos pueden indican la evolución del proceso de cicatrización posquirúrgica y ayudan a evaluar en forma más objetiva el tiempo de duración del proceso. Éste es un estudio de tipo experimental, descriptivo y comparativo. Se considera experimental ya que el investigador interviene o manipula las condiciones de la investigación, dentro de un ambiente controlado para la realización de las pruebas y con la mayor homogeneidad posible entre los pacientes de los grupos a tratar (García, 2004). El factor a manipular es el tratamiento post-quirúrgico de la herida una vez finalizado el procedimiento de OVH en condiciones homogéneas de ambiente, cirujano, técnica, medicación y limpieza. En los estudios descriptivos se selecciona una serie de cuestiones y se mide cada una de ellas independientemente, para así describir lo que se investiga, centrándose en medir con la mayor precisión posible (Hernández et al, 2003). La investigación aquí planteada es un estudio descriptivo ya que mediante la observación del proceso de cicatrización en las pacientes, se busca construir tablas valorativas de los indicadores o características del proceso, para que en investigaciones futuras puedan ser tenidas en cuenta y se determine de manera cada vez más objetiva el efecto del uso del PRP.

Este estudio permite comparar el efecto del plasma rico en plaquetas sobre el tiempo de cicatrización postquirúrgica en ovariohisterectomías, en hembras caninas de tres grupos experimentales que reciben diferentes tratamientos en la herida. Dado que es un estudio preliminar, el tamaño de la muestra no se estima con criterios estadísticos, y está restringido al número de pacientes hembras criollas clínicamente sanas que lleguen para procedimientos de OVH en la clínica durante el periodo de estudio. Con la muestra a emplear se busca confirmar o negar la hipótesis alterna, la cual indica si el tratamiento con plasma rico en plaquetas ayuda a la recuperación postquirúrgica de los animales en este estudio. Si se comprueba la hipótesis, éste trabajo de investigación se utilizara como punto de referencia para futuros estudios en la Clínica Veterinaria Francisco de Asís de la Fundación Universitaria Juan de Castellanos.

6.2 VARIABLES DEL ESTUDIO La variable a evaluar en este estudio es el tiempo de cicatrización, la cual es cuantitativa y continúa. Se considera terminado el proceso de cicatrización al no encontrar la presencia de ninguno de los siguientes indicadores, los cuales se clasificarán en la presencia o ausencia de los mismos; los cuales son:  Color: Se clasifico de acuerdo al color presentado. Los colores evaluados son: eritematoso, rojo, amarillo y necrótico. El color que se busca es rosa, que nos indica un proceso cicatrización finalizado.  Secreción: Si existe o no la presencia de secreciones de que tipo, serosa, purulenta, sanguinolenta, turbia y la cantidad si es ausente, escaso, moderado o abundante.  Dolor: Se evaluó de acuerdo a unos signos que manifiesto el paciente durante el pos operatorio.



Edema: Es el exceso de líquido en tejidos subyacentes a la herida, se mide a través de la presión dactilar; donde se valoró su presencia o ausencia.



Infección: Para determinar si hay infección o no, se evaluará calor local, dolor, edema, eritema, perdida de la función, no hay un cierre de la herida y secreción purulenta; se considerará que hay infección cuando haya la presencia de todos los signos.



Piel Circundante: Si hay presencia de prurito, eritema, descamación, excoriación, pústulas, vesículas, la piel no debe de presentar ninguna de estas lesiones alrededor de la herida para considerar concluido el proceso.



Cierre de la Herida: Se determinará el cierre de la herida cuando se encuentre alrededor de un 90% de la incisión realizada, se evaluará desde el primer día del post operatorio hasta el retiro de los puntos. Se evaluara en una escala del 0 al 100%,

6.3 UNIVERSO El proyecto se realizó en la Clínica Veterinaria Francisco de Asís de la Fundación Universitaria Juan de Castellanos en el municipio de Soracá, Boyacá.

6.4 POBLACIÓN Y MUESTRA Fueron tomados 18 caninos de forma aleatoria, los cuales llegaron a la Clínica Veterinaria Francisco de Asís, durante los meses de Abril y Mayo para la realización de ovariohisterectomía OVH a nivel abdominal (línea alba), los cuales fueron divididos en tres grupos iguales; un grupo control al cual no se le realizó ningún tratamiento se mantuvo el proceso habitual de recuperación, al segundo grupo se le aplico el plasma rico en plaquetas y al tercer grupo una crema cicatrizante comercial.

Al grupo control se le realizo la aplicación de antibiótico Ampicilina cada 12 horas durante 3 días, analgesia con Tramadol a dosis de 1 mg/kg durante 3 días, al grupo dos de la misma forma más el plasma rico en plaquetas y al grupo tres igual mas la aplicación de la crema cicatrizante comercial. A todos los grupos se les realizo, limpiezas diarias una vez al día con una gasa húmeda con clorhexidina. De igual manera a todos se les manejo el mismo protocolo anestésico y quirúrgico, la misma alimentación y condiciones de alojamiento. Se mantuvo una homogeneidad entre pacientes para los tres tratamiento los cuales fueron: caninos de raza criolla, genero hembra, edad entre 6 meses y 3 años, peso de 10 a 25 kg, con buena condición corporal y que al examen clínico se encontraron sanos, al igual que no presenten ninguna alteración a nivel hematológico hemograma completo y de química sanguínea (GPT y Creatinina); los cuales serán tomados únicamente antes de la cirugía.

6.5 FORMULACIÓN DE HIPOTESIS

HIPÓTESIS NULA: El tiempo de cicatrización postquirúrgica no varía con la aplicación de plasma rico en plaquetas en relación a la crema cicatrizante comercial y el tratamiento control en hembras caninas sometidas a ovariohisterectomía. HIPÓTESIS ALTERNA: Existe una reducción significativa en el tiempo de cicatrización de la herida postquirúrgica de ovariohisterectomía con la utilización de plasma rico en plaquetas, respecto al obtenido con la crema cicatrizante comercial y el control, lo cual soporta su uso como coadyuvante en el proceso de cicatrización.

6.6 MÉTODO DE OBTENCIÓN DE PLASMA RICO EN PLAQUETAS Una vez tuvimos los exámenes del grupo a tratar con plasma rico en plaquetas se procedió a realizarse una punción con aguja vacutainer para extracción de sangre de la vena yugular, la muestra fue depositada en tubos tapa azul de 4.5 c.c que contienen como anticoagulante citrato de sodio. Los dos tubos con la muestra fueron llevados al laboratorio donde se realizó el proceso de centrifugación para así obtener la máxima concentración de plaquetas por unidad de sangre. La sangre es depositada en tubos de 10 ml con 1.5 ml de solución ACD (citrato de sodio (22 gr/Lt), acido cítrico (8gr/Lt), y dextrosa (24,5 gr/Lt), se llevo hasta 10 cm con la sangre obtenida previamente; la muestra fue centrifugada usando el método de tubo con doble centrifugación propuesto por Arguelles y colaboradores en 2006, en equinos el cual fue a 120 g durante cinco minutos, luego se extraerá el plasma y parte de la porción roja 5 ml y esta fracción se centrifuga una vez mas a 240 g durante cinco minutos. La activación del plasma rico en plaquetas, se realizo mediante el uso de cloruro de calcio para revertir la cascada de coagulación y se añade en una proporción de 50 µl de cloruro de calcio por cada ml de plasma rico en plaquetas, de este modo dentro de 5 a 10 minutos observaremos un coágulo estable, el cual actúa como vehículo de las plaquetas y factores de crecimiento. Cuando se obtuvo el plasma rico en plaquetas, este se aplico en la zona de incisión quirúrgica, vía intradérmica a una dosis de 1ml de PRP; una vez se haya suturado la piel.

6.7 DETERMINACION DEL TIEMPO DE CICATRIZACIÓN El tiempo de cicatrización se determinará concluido cuando no se encuentre la presencia de ninguno de los indicadores color, secreción, dolor, edema, infección, piel circundante y cierre de la herida; estos fueron valorados de acuerdo a la presencia o ausencia en su presentación, estos datos fueron

registrados

formato

evaluación

cicatrización,

para

posteriormente realizar cuadros valorativos de cada uno de los indicadores

Figura 6. Formato de Evaluación de la cicatrización.

FUNDACIÓN UNIVERSITARIA JUAN DE CASTELLANOS FACULTAD DE CIENCIAS AGRARIAS CLINICA VETERINARIA FRANCISCO DE ASIS MEDICINA VETERINARIA

FECHA INGRESO PACIENTE ESPECIE PESO HORA INGRESO

EVALUACIÓN

DÍA 1 SI NO

DÍA 2 SI NO

FECHA DE SALIDA EDAD SEXO CIRUGÍA HORA DE SALIDA

DÍA 3 SI NO

DÍA 4 SI NO

Color Secreción Dolor Edema Sangrado Infección Prurito Cierre de la Herida

OBSERVACIONES:

DÍA 5 SI NO

DÍA 6 SI NO

DÍA 7 SI NO

7. ANALISIS Y DISCUSIÓN DE RESULTADOS

7.1 RESULTADOS

Se analizó el proceso de cicatrización en un total de 18 hembras caninas de raza criolla, que llegaron a la Clínica Veterinaria Francisco de Asís entre los meses de Abril y Mayo, para la realización de ovariohisterectomía y fueron distribuidas en tres grupos experimentales para el tratamiento post-quirúrgico de la herida: tratamiento control, crema cicatrizante comercial y Plasma Rico en Plaquetas. Las hembras sometidas al procedimiento quirúrgico tenían edades entre 6 meses y 3 años, y peso de10 a 25 kg (Tabla 1).

Tabla 1. Distribución de las muestras por edad y peso tomadas en cuenta en el estudio

PACIENTE

EDAD

PESO

6 meses

10 kg

6 meses

10 kg

1 año

20 kg

2 años

18 kg

3 años

15 kg

2 años

21 kg

1 año

10 kg

3 años

25 kg

2 años

13 kg

2 años

25 kg

2 años

20 kg

3 años

13 kg

3 años

20 kg

2 años

20 kg

3 años

12 kg

2 años

20 kg

3 años

25 kg

3 años

10 kg

Una vez realizada las pruebas de campo con los distintos tratamientos se observo un promedio en cuanto al tiempo de cicatrización para el grupo control de 15 días, para el grupo de crema cicatrizante16 días y para el grupo de plasma rico en plaquetas de 10 días (Tabla 2).

Tabla 2. Promedio en el tiempo de cicatrización postquirúrgica en OVH. PACIENTE 1 2 3 4 5 6

CONTROL 13 15 16 14 15 16 14,83333333

CREMA 15 20 15 15 15 16 16

PRP 10 10 9 10 9 9 9,5

Para comparar el tiempo de cicatrización promedio observado entre los tratamientos se realizó un análisis de varianza (ANOVA) utilizando el software PAST 2.12 (Hammer y Harper, 2011). Este software verificó que los datos cumplen el supuesto de homogeneidad de varianzas (homocedasticidad) usando el test de Levene. Una vez realizado el ANOVA (Tabla 3) se encontraron diferencias estadísticamente significativas en el tiempo de cicatrización promedio entre los tratamientos (F=38.15; p=0,000016). Se realizó un análisis posterior de comparaciones pareadas entre los tratamientos usando el test de Tukey (Tabla 4), cuyo resultado indica que no hay diferencias estadísticamente significativas (p>0,05) en el tiempo de cicatrización promedio

entre el tratamiento control y con el uso de la crema cicatrizante comercial; pero estos tiempos promedio sí son estadísticamente distintos (p<0,05) si se compararan con el tratamiento del plasma rico en plaquetas (PRP).

Tabla 3. Análisis de Varianza (ANOVA). Suma de

Grados de

Cuadrado

Libertad

Medio

(FISHER)

144,111

72,0556

38.15

28.3333

1,88889

s Entre los

1,31 E-06

grupos Dentro de los grupos

Tabla 4. Test de Tukey Control

Crema Comercial

PRP

0,3324

0,0001888

Control Crema

2,079

0,0001783

Comercial PRP

9,505

11,58

Una vez realizado el procedimiento quirúrgico de ovariohisterectomía se valoró la evolución postquirúrgica de la cicatrización considerando que el proceso llegaba a su fin cuando no había presencia de color, secreción, dolor, infección, edema, y cierre de la herida. Como producto de la observación de cada una de las características anteriormente mencionadas, fueron realizados unos cuadros que indican su valoración.

Se observo la evolución del proceso de cicatrización postquirúrgica de los pacientes; en condiciones normales, sin la aplicación de crema cicatrizante comercial ni PRP, el día 1 se vio la presencia de secreción sanguinolenta, inflamación, dolor, color rojo y cierre de la herida del 0% (Foto 1); en el día 3 se observo color rojo, irritación, dolor, sin presencia de secreciones, ni edema, cierre de la herida 20% (Foto 2), el día 5 color rojo, dolor, irritación, ausencia de secreciones y edema, cierre de la herida del 30% (Foto 3), el día 7 se vio la presencia de secreción serosa, color rojo, irritación y la herida tenía un cierre del 50% (Foto 4), el día 9 continua el color rojo, disminución en la presencia de secreción serosa y una menor irritación, cierre de la herida del 70% (Foto 5); hasta el día 9 el manejo se realizo intrahospitalario y luego los pacientes continuaron su post-operatorio en casa durante 5 días, regresaban a la clínica para el retiro de puntos, donde se observo un cierre de la herida del 100%, sin irritación, color rosa, ausencia de edema y de infección, completando un periodo de 15 días (Foto 6).

Foto 1: Día 1

Fuente: Puentes, 2014.

Foto 2: Día 3

Fuente: Puentes, 2014.

Foto 3: Día 5

Fuente: Puentes, 2014.

Foto 4: Día 7

Fuente: Puentes, 2014.

Foto 5: Día 9

Fuente: Puentes, 2014.

FOTO 6: Día 15

Fuente: Puentes, 2014

En el tratamiento con la crema cicatrizante comercial se presento el caso de un paciente con infección de la herida quirúrgica, el día 1 se vio la presencia de secreción sanguinolenta, irritación, dolor e inflamación y un cierre de la herida del 0% (Foto 7), el día 3 le herida presentaba una irritación, color rojo, dolor, inflamación, secreción sanguinolenta y un cierre del 10% (Foto 8), entre el día 5 y 9, se vio la presencia de una secreción purulenta, inflamación, color rojo, caliente al tacto y dolor, se realizan limpiezas y aplicación de la crema comercial ya que dentro de sus componentes tiene lidocaína de acción anestésica y neomicina como antibiótico (Foto 9 y 10), el día 11 continua sin evolucionar, por lo cual se le retira los puntos de naylon viéndose un cierre de la herida del 20%, nuevamente es suturada con poliglicano (sutura absorbible)

(Foto 10), medicación antibiótica con Ampicilina vía oral durante 7 días y manejo de dolor y la inflamación con Meloxicam durante tres días y collar isabelino, se retira la aplicación de la crema cicatrizante; es dada de alta y continua su posquirúrgico en casa, regresa a los ocho días, donde se evidencia un cierre de la herida del 90 %, ausencia de secreción, irritación, edema no hay dolor, culminando su recuperación en un periodo de 20 días.

Foto 7: Día 1

Fuente: Puentes: 2014

Foto 8: Día 3

Fuente: Puentes, 2014.

Foto 9: Día 5

Fuente: Puentes, 2014

Foto 10: Día 9

Fuente: Puentes, 2014

Foto 11: Día 11

Fuente: Puentes, 2014

Foto 12: Día 20

Fuente: Puente, 2014

El grupo plasma rico en plaquetas, el día 1 se vio la presencia de secreción sanguinolenta, inflamación, dolor, color rojo y cierre de la herida del 0% (Foto 13); en el día 3 se observo color rojo, dolor, sin secreciones y edema, cierre de la herida 30% (Foto 14), el día 5 color rojo, sin dolor, ausencia de secreciones y edema, cierre de la herida del 50% (Foto 15), el día 9 color rosado, se retiran los puntos, irritación leve, cierre de la herida del 70% (Foto 16); el día 11 se observo un cierre de la herida del 100%, sin irritación, color rosa, ausencia de edema y de infección, completando un periodo de 11 días (Foto 17).

Foto 13: Día 1

Fuente: Puentes, 2014

Foto 14: Día 3

Fuente: Puentes, 2014

Foto 15: Día 5

Fuente: Puentes, 2014

Foto 16: Día 9

Fuente: Puentes, 2014

Foto 17: Día 11

Fuente: Puentes, 2014

7.1.1 VALORACIÓN DE LOS INDICADORES DE CICATRIZACIÓN

De acuerdo a lo observado durante el proceso de cicatrización en las hembras caninas sometidas a OVH durante el estudio, se proponen una serie de cuadros valorativos de los indicadores evaluados. Se asignaron puntajes de 0 a 4, donde 4 es el valor asignado al problema más grave y 0 es la ausencia o condición normal en la presentación de alguno. Al sumar los puntajes obtenidos en cada indicador se obtiene una escala cuantitativa y objetiva de la cicatrización. Donde la suma de todos los indicadores nos dará un puntaje de valoración; de 0–5 se considera terminado el proceso de cicatrización, si el puntaje se encuentra entre 5 y 15 se debe continuar evaluando el proceso de cicatrización, de 15 a 20 el proceso de cicatrización no ha concluido.

1. Color: El color rosado se considera como el color normal en el proceso de cicatrización y señala la finalización del mismo. El color negro corresponde a una necrosis del tejido, el rojo a una irritación y el color amarillo es debido a la presencia de exudados.

Tabla 5. Valoración de la coloración de la piel COLORACIÓN

VALORACIÓN

NEGRO

ROJO

VIOLACEO

AMARILLO

ROSA

Fuente: Puentes, 2014

2. Secreción: Se observo a nivel macroscópico, la presencia de secreciones o su ausencia, se considero terminado el proceso de cicatrización cuando no hubo la presencia de ningún tipo de secreción, la secreción turbia es de color chocolate, olor fuerte y una cantidad abundante, la secreción sanguinolenta es de color rojo, presencia de sangre y la cantidad abundante, la secreción purulenta tiene una coloración que va del verde al amarillo y textura densa, y la secreción serosa es viscosa y de color transparente.

Tabla 6. Valoración del tipo y la cantidad de secreción TIPO DE SECRECIÓN

VALORACIÓN

Sin Secreción

Seroso

Sanguinolento

Puro sanguinolento

Purulento

Fuente: Puentes, 2014.

3. Dolor: Se evaluaron unos parámetros de comportamiento para dolor los cuales se muestran en la Tabla 3 y se valoraron de 0 a 4.

Tabla 7. Evaluación del Dolor en caninos PARÁMETROS Sin presencia de dolor

VALORACIÓN 0

 Disminución del movimiento o actividad.  Actitud de letargo, disminución del apetito, retención de orina.  Es difícil evaluar en el hospital.  Eliminación de heces en forma inadecuada.  Vocalización, agresión o disminución de la interacción con otros animales domésticos o familiares.  Expresión facial alterada (inmóvil, orejas hacia atrás, mirada fija), postura alterada, inquietud.

 Incremento de la tención muscular.  Aumento de sensibilidad a la palpación suave de la zona lesionada.  Agresión al acercarse

 Frecuencia cardíaca y respiratoria aumentadas  Temperatura corporal y presión arterial aumentadas  Dilatación de las pupilas.

Fuente: Adaptado de Torrente, 2007.

4. Edema: Se evaluó en su ausencia o su presencia de acuerdo a la presión dactilar realizada, donde 4 es la presencia debido a que la tensión de la piel es menor y se hara una invaginación de un tamaño de 8 mm, en la valoracion 1 la tensión de la piel es mayor por lo cual impide una invaginación de la piel. Tabla 8. Valoración del Edema en la Herida EDEMA

VALORACIÓN

Ausencia de Edema

0 1

Fuente: Adaptado de Chumillas et al, 2002.

5. Cierre de la Herida: Se determino el cierre de la herida cuando se encuentro alrededor de un 90% de la incisión realizada, esta se evaluó desde el primer día del post operatorio hasta el retiro de los puntos. Se valorara en una escala del 0 al 100%, marcando la reducción que presente cada día. Tabla 9. Determinación del Cierre de la Herida LONGITUD

Día Día Día Día Día Día Día Día Día Día Día 1

100 % 90 % 80 % 70 % 60 % 50 % 40 % 30 % 20 % 10 % 5% 0% Fuente: Puentes, 2014

7.2 ANÁLISIS Y DISCUSIÓN

El plasma rico en plaquetas (PRP), ha sido utilizado en medicina humana como complemento en la cicatrización de cirugías de tejidos blandos o heridas de origen iatrogénico (Rodríguez et al, 2012), en el área de la Medicina Veterinaria son pocos los estudios reportados sobre animales y específicamente en pequeñas especies, el presente estudio evaluó el efecto del PRP sobre el tiempo de cicatrización postquirúrgica de hembras caninas de raza criolla a las cuales se les realizó el procedimiento de ovariohisterectomía (OVH) en comparación con el proceso habitual de regeneración tisular y el uso de una crema cicatrizante comercial. Los resultados del presente estudio evidenciaron un mejor tiempo de cicatrización en los pacientes a los cuales se les fue inyectado 1 ml vía intradérmica el PRP, con una respuesta de 10 días en promedio del proceso cicatrizal, los pacientes que fueron tratados con la crema cicatrizante comercial les tomo 15 días su proceso de reparación tisular y los pacientes que cumplieron con su cicatrización habitual alrededor de los 16 días; existiendo una diferencia significativa entre los tiempo de cicatrización como se muestra en el análisis de varianza ANNOVA (Tabla 2). Según Sáenz y Sibrian, 2010 el tiempo de cicatrización quirúrgica se encuentra alrededor de los 10 días, en el estudio el tiempo de cicatrización se encontró en un promedio de 15 días por lo cual este se puede ver afectado de acuerdo a características individuales de cada paciente, técnica quirúrgica, cirujano y factores como: edad, peso, reacción a la sutura, lamido e infección; como se hizo evidente en una paciente del estudio, las cual tardo más de 20 días en cicatrizar. El tiempo de cicatrización entre los pacientes con postoperatorio habitual y el uso de la crema cicatrizante fue muy cercano entre ambos, por lo cual no se encontró una evidencia significativa que demuestre que las cremas

cicatrizantes comerciales contribuyan a una rápida cicatrización o modifiquen el tiempo de recuperación tisular del paciente. El PRP permite acelerar y mejorar el proceso de cicatrización y regeneración tisular como lo han planteado diversos investigadores, esto gracias a los factores de crecimiento que están presentes en las plaquetas y son liberados al tejido durante la activación de las mismas como lo indica Anitua y Andia, 2000 y Marx, 2004. Además de ser un producto de origen autólogo hace más segura su aplicación evitando la transmisión de enfermedades al igual de producir reacciones de hipersensibilidad. Otro punto a favor que se encuentra al comparar el PRP y la administración de la crema cicatrizante comercial, se halla en la aplicación única de plasma rico en plaquetas el cual es inyectado al momento del procedimiento quirúrgico solamente, por el contrario el producto cicatrizante comercial cuya presentación es en forma de crema requiere de repetitivas aplicaciones, muchas veces debido al lamido constante del paciente y la falta de uso de un collar isabelino. La utilización de PRP resulta en una mayor comodidad al ser de fácil obtención, bajo costo y disponibilidad en relación a tratamientos naturales como son sábila, panela, miel entre otros los cuales pueden resultar incómodos y molestos no solo para el Médico Veterinario sino también para el propietario y el paciente. Las cremas cicatrizantes dentro de sus componentes tambien pueden traer ingredientes como son neomicina, alantoína, lidocaína y óxido de Zinc por lo cual su uso no es solo como cicatrizante sino por su acción antimicrobiana y anestésica. Por otra parte, hay diversos métodos utilizados para obtener PRP, produce concentrados autólogos de diferente calidad y cantidad a nivel tanto celular como molecular. La técnica evaluada en este trabajo para la obtención de plasma rico en plaquetas permitió concentrar las mismas con fines terapéuticos para la cicatrización postquirúrgica en ovariohisterectomías. Así mismo, según reportes de hechos por Silva et al, 2011 el anticoagulante utilizado durante el proceso está relacionado con la calidad del PRP, por lo cual

los concentrados de plaquetas elaborados con ACD (citrato de sodio, ácido cítrico y dextrosa) son de calidad superior respecto a los obtenidos con citrato de sodio únicamente, por lo cual plantea una ventaja del método descrito en este trabajo. Por esta razón, los resultados de este trabajo permiten concluir que el método empleado para concentrar plaquetas puede ser aceptado para la obtención de PRP en caninos y su uso en el campo de la medicina regenerativa de tejidos, pero es importante continuar con estudios posteriores para obtener un protocolo estándar para la elaboración del mismo. No se encontraron investigaciones sobre la obtención de plasma rico en plaquetas con fines de regeneración tisular en caninos, al igual es muy poca la información de su aplicación en medicina regenerativa por lo cual realizar comparaciones con otros estudios no fue posible. En el trabajo se propusieron unos cuadros valorativos de la cicatrización los cuales permitieran realizar una valoración más objetiva del proceso cicatrizal en OVH, en paciente entre los 6 meses y 3 años, y un peso entre 10 y 25 kg; pese a esto sigue siendo algo muy subjetivo del investigador, del Médico Veterinario y del cirujano. También es importante realizar un examen clínico general, cuadro hemático y bioquímicas sanguíneas para conocer el estado de salud del paciente, ya que alteraciones en las funciones normales del organismo puede conllevar a problemas en el proceso de cicatrización. La mayor parte de los trabajos sobre cicatrización con informes de casos o estudios clínicos no controlados, en los que no existen variables objetivas susceptibles de medir, por lo que estudios comparativos, analíticos son poco frecuentes, aunque la falta de variables de fácil medición, reproductibles y confiables también se observa en los estudios clínicos controlados y en los experimentales (White, et al, 1998, Harlan, 2001). Según Gutiérrez et al, 2005, la cicatrización de las heridas superficiales se evalúa por el tiempo que tardan en epitelizar, por el grado de reducción de su tamaño en diferentes lapsos, lo que conlleva la dificultad para medir con

exactitud la superficie de las heridas, por lo cual es difícil de comparar cuantitativamente la cicatrización en diferentes grupos de estudio La valoración macroscópica de la cicatrización de segunda intención se realiza mediante la observación y apreciación empírica, las fotografías seriadas permiten tener un registro para revisiones posteriores, contar con opiniones de terceros y realizar nuevas evaluaciones. La medición de la reducción del tamaño de la herida tampoco es fácil, por la forma irregular que adquiere, al respecto algunos investigadores toman moldes de la herida y miden su superficie mediante un cuadriculado fino o planimetría (Gutiérrez-Samperio et al, 2002 y Gutiérrez et al, 1995).

8. CONCLUSIONES

Los resultados de este trabajo permiten concluir que el método empleado para conseguir plaquetas puede ser aceptado para la obtención de PRP en caninos y su uso en el campo de la medicina regenerativa de tejidos blandos, pero es importante continuar con estudios posteriores para obtener un protocolo estándar para la elaboración del mismo. El plasma rico en plaquetas constituye una opción terapéutica real para el manejo de la cicatrización postquirúrgica en ovariohisterectomías por línea alba en caninos. El uso de concentrados autólogos también llamado plasma rico en plaquetas en Medicina Veterinaria se ha focalizado principalmente en equinos para el tratamiento de afecciones a nivel locomotor, siendo pocos o nulos los estudios en otras especies. Las plaquetas liberan cantidades importantes de factores de crecimiento (GFs), las cuales se encargan de modular el proceso de inflamación y recuperación tisular, por lo cual se ha difundido su uso como concentrados autólogos o plasma rico en plaquetas en Medicina Humana y Veterinaria. El método manual de tubo representa una opción simple, fácil y económica para preparar y concentrar plaquetas viables con fines terapéuticos para la regeneración tisular. El proceso de cicatrización continua siendo muy subjetiva a la hora de su evaluación, debido a la falta de estandarización en indicadores o características medibles de forma cuantitativa y no solamente cualitativa.

9. IMPACTO

Una de las metas de la Medicina Regenerativa es lograr aplicar el conocimiento obtenido durante años de investigación y de aplicaciones en la clínica enfocadas a la reparación y regeneración de tejidos y órganos para logar restaurar su función inicial, después de daños o lesiones causadas por diversas razones. En Medicina Veterinaria y Humana se ha venido trabajando en fuentes celulares endógenas que faciliten la recuperación del tejido, pero donde este no pierda sus funciones originales, es por esto que el uso de plasma rico en plaquetas surge como una opción que facilite y active este proceso, mediante la utilización de suero autólogo. El plasma rico en plaquetas es un método económico y de fácil obtención en la clínica de pequeños animales, permite una recuperación y regeneración rápida del tejido, un menor uso de medicamentos y de inversión en cremas cicatrizantes, las cuales tienen un elevado costo; bridándole un mayor bienestar al paciente y una módica inversión por parte del médico y el propietario. El PRP, ha sido ampliamente descrito en equinos mostrando sus efectos positivos en el tratamiento a nivel locomotor y recuperación de ligamentos y tendones; por lo cual continúan realizándose distintos estudios en esta especie, caso contrario sucede en caninos donde es muy poca la información que existe acerca de la utilización de PRP y de protocolos estandarizados para la obtención del mismo; por eso este trabajo contribuirá con la investigación en esta especie y así se pueda seguir llevando a cabo en distintas áreas de la medicina veterinaria de pequeñas especies.

10. RECOMENDACIONES

Es importante al igual realizar este tipo de estudio en gatos en los cuales el proceso de curación y cicatrización de las heridas es diferente con respecto a los caninos, con el fin de observar el comportamiento de PRP a nivel biológico en los mismos. Es necesario seguir estudiando sobre el efecto del plasma rico en plaquetas a nivel de cicatrización en los cuales se incluyan un mayor número de pacientes y donde cada vez la evaluación sea de forma más objetiva. Realizar estudios en otros campos de la Medicina Veterinaria de pequeños animales, como lo es el área de ortopedia, oftalmología, odontología para el tratamiento de ulceras, queratoconjuntivitis, recuperación de tejido, entre otras.

BIBLIOGRAFÍA

Alanis J, Zamora P, Cruz A. 2010. Uso de plasma rico en plaquetas en el tratamiento de lesiones meniscales. Reporte de dos casos. An Med (Mex); 55 (3): 147-153. Álvarez ME, CE Giraldo, JU Carmona. Contaminación bacteriana en concentrados de plaquetas de caballos. Arch Med Vet 42, 49-56. 2010. Andrades P, Benítez S, Prado A. 2006. Recomendaciones para el manejo de cicatrices hipertróficas y queloides. Rev. Chilena de Cirugía. Vol 58 - Nº 2, págs. 78-88. Anitua E, Sánchez M, Orive G. 2010. Potential of endogenous regenerative technology for in situ regenerative medicine. Adv Drug Deliv Rev; 62 (7-8):52741. Anitua E, Sánchez M, Orive G, Andia I. 2007. The potential impact of the preparation rich in growth factors (PRGF) in different medical fields. Biomaterials; 28 (31): 60-4551. Anitua E, Sánchez M, Orive G, Andia I. 2008. Delivering growth factors for therapeutics. Trends in pharmacological sciences; 29 (1) : 37-41. Anitua E, I Andia, B Ardanza, P Nurden, AT Nurden. 2004. Autologous platelets as a source of proteins for healing and tissue regeneration. Thromb Haemost 91, 4-15. Anitua E, Andia I, Sanchez M, Azofra R, Zalduendo M, de la Fuente M. 2005. Autologous preparations rich in growth factors promotes proliferation and induce VEGF and HGF production by human tendon cells in culture. J Orthop Res; 23: 281-286. Anitua E. 2000.Un nuevo enfoque en la regeneración ósea. Plasma rico en factores de crecimiento. (PRGF). Vitoria: En Puesta al día S.L. 75

Anitua E. 1999. Plasma rich in growth factors: Preliminary results of use in the preparation of future sites for implants. Int J Oral Maxillofac Implants;14:429535. Arora NS, Ramanayake T, Ren YF, Romanos GE. 2009. Platelet-rich plasma: a literature review. Implant Dent;18:303–10. Argüelles D, JU Carmona, J Pastor, A Iborra, L Viñals, P Martínez, E Bach, M Prades. 2006. Evaluation of single and double centrifugation tube methods for concentrating equine platelets. Res Vet Scien 81, 237-245. Bates, D.O; Jones, R.O.P. 2003. The Role of Vascular Endotelial Growth Factor in Wound Healing. Int. J. Low. Extrem. Wounds; 2: 107 – 120. Bhanot S, Alex JC. 2002. Current aplications of platelet gels in facial plastic surgery. Facial Plast Surg;18:27–33. Botchkarev, VA; Yaar, M; Peters, EMJ; Raychaudhuri, SP; Botchkareva, NV; Marconi, A; Raychaudhuri, SK; Paus, R and Pincelli, C. 2006. Neurotrophins in Skin Biology and Pathology. J. Invest. Dermatol.; 126: 1719. Caicedo R, Castañeda C, Cossio F, Delgado A et al., 2011. Prevención y cuidados locales de las heridas crónicas. Servicio Cántabro de Salud. Ed 1. Carmona JU, López C, Giraldo CE. 2011. Uso de concentrados autologos de plaquetas como terapia regenerativa de enfermedades crónicas del aparato muculoesquelético equino. Arch Med Vet 43, 1-10. Carmona JU, M Prades, D Argüelles. 2009. Autologous platelet concentrates as a treatment for soft tissue musculoskeletal lesions in horses. Arch Med Vet 4. Pág. 77-82. Carrasco J, Bonete D, Gomar F. 2009. Plama rico en plaquetas vs plama rico en factores de crecimiento. Revista Española de Cirugía Osteoarticular. N.º 239. Vol. 46.

Diegelmann, R.F; Evans, M.C. 2004. Wound Healing: An Overview of Acute, Fibrotic and Delayed Healing. Front. Biosci; 9: 283 – 289. Escobar HM. 2012. Terapia de bioestimulación con plasma rico en plaquetas para el envejecimiento cutáneo Rev. argent. dermatol. vol.93 no.1. Enoch S y Leaper, DJ. 2007. Basic Science of Wound Healing. Surgery; 26: 3137. Eppley BL, Pietrzak WS, Blanton M. 2006. Platelet rich plasma: a review of biology and applications in plstic surgery. Plast Reconstr Surg; 11:147-59. Eppley B, Woodell JE, Higgins J. 2004. Platelet quantification and grow factor analysis from platelet-rich plasma: Implications for wound healing. Plast Rec Surg; 114 (6): 1502-1508. Fennis JPM, Stoelinga PJW, Jansen JA. 2002. Mandibular reconstruction: a clinical and radiographical animal study on the use of autogenous scaffolds and platelet rich plasma. Int J Oral Maxillofac Surg; 31:281-6. Figueroa D, Figueroa F, Ahumada X, Calvo R y Vaisman A. Uso de plasma rico en plaquetas en cirugía ligamentosa de rodilla.

Rev Med Chile 2013; 141:

1315-1320 Gamradt Seth C, Rodeo Scott A, Warren Russell F. 2007Platelet rich plasma in rotator Cuff Repair. Technics in Orthopedics; 22:126-33. Gartner L, Hiatt J. 2008.Texto Atlas de Histología, 3ª Ed, México, Mc. Graw Hill – Interamericana. Gentry PA. 2000. Platelet biology. Schalman’s Veterinary Hematology. Lippincott Williams and Wilkins, Philadelphia, USA, Pp 459 466. Gil Albarova J, Garrido Lahiguera R, Gil Albarova R, Melgosa Gil M. Materiales para la reparación y sustitución ósea; Factores de crecimiento y terapia genética en Cirugía Ortopédica y Traumatología. Mapfre Medicina 2003; 14:5165. 77

Gurtner, GC; Werner, S; Barrandon, Y and Longaker, MT. 2008. Wound Repair and Regeneration. Nature; 453: 314 – 321. Gutiérrez C, Vera FJ, Figueroa JD, Gallegos MA. 2002. Bioprótesis de pericardio bovino tratado con glutaraldehído (PBTG) en la reconstrucción de la pared abdominal. Cir Cir; 70: 257-66. Gutiérrez C, Catañón C, Güitrón A, Vega J. 2005. Modelo para la valoración cuantitativa de la cicatrización. Estudio piloto con miel de abeja. Cir Cir 27: 114119. Hammer O, Harper D Y Ryan, P. PAST: Palenotological Statistics software package for education and data analysis. Paleontologia Electronica 4(1):9 pp. 2011. Harlan WR Jr. Research on complementary and alternative medicine using randomized controlled trials. J Altern Complement Med; 7 Suppl. 1: S45-52. 2001. Hartwig J, J Italiano. 2003. The birth of the platelet. J Thromb Haemost 1, 15801586. Hernández A. 2011. Efecto del plasma rico en plaquetas en la osteogénesis a distracción. Tesis Doctoral. Universidad Autónoma de Barcelona. España. Horch R.E., Kopp J., Kneser U., Beier J., Bach A.D. 2005.Tissue engineering of cultured skin substitutes. Journal of Cellular and Molecular Medicine, 9(3), 592608. Kumar, S; Wong, P.F; Leaper, D.J. 2004. What is New in Wound Healing?. Turk J Med Sci; 34: 147-160. Lane JM, Tomin E, Bostrom MPG. Byosynthetic bone grafting. Clin Orthop 1999; 367S:107-17. Lind M. 1998. Growth factor stimulation of bone healing. Effects on osteoblast, oteomies, and implants fixation. Acta Orthop Scand Suppl. Oct; 283: 2-37. 78

López A, Macaya C. 2013. Plaqueta: fisiología de la activación y la inhibición Rev Esp Cardiol Supl;13(B):2-7. López-Oliva Muñoz F, Vicario Espinosa C, Almoguera Villacañas IR. 2003. Plasma rico en plaquetas. Análisis comparativo de cuatro presentaciones comerciales. Patología del Aparato Locomotor; 1:59-66. Marx RE. 2004. Platelet-rich plasma: evidence to support its use. J Oral Maxillofac Surg; 62:489-96. Marx R E.1999. Platelet–Rich Plasma: A source of multiple autologous growth factors for bone grafts. Tissue Engeneering: Aplicationns in Maxillofacial Surgery and Periodontics. Editorial: Quintessense Books. Estados Unidos. Mehta S, Watson JT. 2008. Platelet rich concentrate: basic science and current clinical applications. J Orthop Trauma;22:432–8. Moffatt C, Vowden P, Soldevilla J. 2008. Heridas de difícil cicatrización: un enfoque integral. Documento de posicionamiento. Medical education. En línea: [http://www.woundsinternational.com/pdf/content_9886.pdf]. Monteiro SO, O M Lepage, CL Theoret. 2009. Effects of platelet-rich plasma on the repair of wounds on the distal aspect of the forelimb in horses. Am J Vet Res 70, 277-282. Nikolidakis D, Jansen JA. 2008.The biology of platelet-rich plasma and its application in oral surgery: literature review. Tissue Eng Part B Rev;14:249–58. Nurden A, Nurden P, Sanchez M, Andia I, Anitua E. 2008. Platelets and wound healing. Frontiers in Bioscience; 13:3525-48. Paes-Leme FO, LJ Wurzinger, AC Vasconcelos, GES Alves. 2006. Ativação de plaquetas de eqüinos com laminite induzida e tratados com ketoprofeno, fenilbutazona e flunixin meglumina. Arq Bras Med Vet Zootec 58, 149-157.

Pelagalli A, MA Belisario, S Tafuri, P Lombardi, D d’Angelo, L Avallone, N Staiano. 2003. Adhesive properties from different animal species. J Comp Pathol 128, 127-131. Pelagalli A, P Lombardi, D d’Angelo, R Della Morte, L Avallone, N Staiano. 2002. Species variability in platelet aggregation response to different agonists. J Comp Pathol 127, 126-132. Peñarrocha M, Sanchís JM, Martínez JM. 2001. Factores de crecimiento y proteínas que influyen en el crecimiento óseo: aplicaciones en implantología oral. Periodoncia;11: 205–16. Pérez J y Noriega M. La piel: estructura y funciones. Fisiología General. En línea:

[http://ocw.unican.es/ciencias-de-la-salud/fisiologia-general/materiales-

de-clase-1/bloque-ii/Tema%2011-Bloque%20II-Estrucura%20y%20Funciones] Pietzark WS, Eppley B. 2005. Platelet rich plasma: Biology and new technology. J Craniofacial Surg; 16 (6): 1043-1054. Prathiba, V and Gupta, PD. 2000. Cutaneous wound healing: Signiﬁcance of proteoglycans in scar formation. Curr. Sci.; 78: 1 – 5. Reiriz, J. 2009. Tejidos. Membranas. Piel. Derivados de la piel. En línea: [http://www.infermeravirtual.com/files/media/file/95/Tejidos,%20membranas,%2 0piel%20y%20derivados.pdf?1358605323]. Rodríguez J, Palomar M, Torres J. 2012. Plasma rico en plaquetas: fundamentos biológicos y aplicaciones en cirugía maxilofacial y estética facial. Rev Esp Cir oral maxilofac;34(1):8–17. Ruiz I, Acevedo C, Rodríguez M. 2008. Descripción y evaluación de una técnica de ovariohisterectomía laparoscópica en perras sanas. Revista Colombiana de Ciencias Pecuarias, vol. 21, núm. 4, pp. 546-558.

Sáenz R, Sibrian L. 2011. Implementación de sucralfato como tratamiento coadyudante en el postoperatorio de procesos quirúrgicos que involucren piel en caninos. Tesis universitaria. Universidad de el Salvador. Honduras. Sanchéz AR, Sheridan PJ, Kupp LI. 2003. Is platelet rich plasma the enhancement factor? A current review. Int J Oral Maxillofac Implants; 18: 93103. Sanchez M, Anitua E, Cugant R, Azofra J, Guadilla J, Seijas R, y cols. 2009. Nonunions treated with autologous preparation Rich in growth factors. J Orthop Trauma; 23:68-71. Santa, E. 2011. La actualidad del plasma rico en plaquetas en traumatología del deporte. Revista de la Asociación Argentina de Traumatología. Pág. 30. Segura D, L Monreal, S Pérez-Pujol, M Pino, A Ordinas, R Brugués, JG White, G Escolar. 2006. Assessment of platelet function in horses: ultrastructure, flow cytometry and perfusion techniques. J Vet Intern Med 20, 581-588. Schmaidmaier G, Herrmann S, Green J, Weber T, Scharfenberger A, Hass N, Wildemann B. 2006. Quantitative assessment of growth factors in reaming aspirate, iliac crest, and platelet preparation. Bone; 39(5) 62 -1156. Sontas B, Gürbulak K, Ekici H. 2007. Ovarian remnant syndrome in the bitch: a literature review. Arch. med. vet. v.39 n.2. Silva R, Rezende C, Paes-Leme FO, Carmona JU. Evaluación del Método de tubo para concentrar plaquetas felinas: estudio celular. Arch Med Vet 43, 187190. 2011. Silva R, Rezende C, Paes-Leme FO, Carmona JU. Evaluación del Método de tubo para concentrar plaquetas caninas: estudio celular. Arch Med Vet 43 9598. 2011. Silva R, Rezende C, Carmona JU. Uso de concentrados autólogos de plaquetas intraarticulares como coadyuvantes en el tratamiento quirúrgico de la

rotura del ligamento cruzado anterior en una perra. Arch Med Vet 43, 313-316. 2011. Tablin F. 2000. Platelet structure and function. Schalman’s Veterinary Hematology. Lippincott Williams and Wilkins, Philadelphia, USA, Pp 448-452. Tam WL, Ang YS, Lim B. 2007. The molecular basis of ageing in stem cells. Mech Ageing Dev;128:137–48. Tamimi FM, S Montalvo, I Tresguerres, L Blanco-Jerez. 2007. A comparative study of 2 methods for obtaining platelet-rich plasma. J Oral Maxillofac Surg 65, 1084-1093. Torres J. 2006. Influencia del plasma rico en plaquetas en la regeneración ósea:

Estudio

densitométrico

morfométrico

calota

conejas

osteoporóticas. Tesis Doctoral. Universidad Rey Juan Carlos. España. Theoret CL. 2005. The pathophysiology of wound repair. Vet Clin Equine 21, 113. Torrella A, Toledo R, Hondares M, Calañas L. 2003. Evaluación del Anticoagulante citrate dextrose fosfato. Rev Mex Patol Clin; 50:77-81. Valencia C. 2010. Cicatrización: Proceso de reparación tisular. Aproximaciones terapéuticas. Investigaciones Andina, vol. 12, núm. 20, pp. 85-98. Velásquez D, Pineda C, Cardona M, Gómez N, Gartz G, Úsuga I, Tróchez D, Londoño C. 2008. Soluciones terapéuticas para la reconstrucción de la dermis y la epidermis. Oportunidades en el medio antioqueño. Revista Ingeniería Biomédica. VoL 2, número 3, págs. 77-83. Vélez L. M., Moreno J.A. 2005. Balance de la campaña de prevención de accidentes por pólvora en Antioquia 1986- 2005: aún son muchas las personas quemadas. Boletín Información para la Acción-BIA-.Dirección Seccional de Salud de Antioquia, Dirección de Salud Pública. Medellín.

Weibrich G, WK Kleis, WE Hitzler, G Hafner. 2005. Comparison of the platelet concentrate collection system with the plasma-rich-ingrowth-factors kit to produce platelet rich plasma: a technical report. Int J Oral Maxillofac Implants 29, 118-123. Weibrich G, RS Buch, WK Kleis, G Hafner, WE Hitzler, W Wagner. 2002. Quantification of thrombocyte growth factors in platelet concentrates produced by discontinous cell separation. Growth factors 20, 93-97. Welsh WJ. 2000. Autologous platelet gel: clinical function and usage in plastic surgery. Cosmetic Derm;11:13. Wilgus, Traci A. Immune Cells in the healing skin wound: Inﬂuential players at each stage of repair. Pharmacol. Res. 2008; 58: 112 – 116. Whitman DH, Berry RL. Green DM. 1997. Platelet gel: an autologous alternative to fibrin glue with applications in oral and maxillofacial surgery. J Oral Maxillofac Surg; 55:1294-8. Whittle C, Baldassare G. 2004. Ultrasonografía de piel y anexos. Rev. chil. radiol. v.10 n.2. 81-88. White AR, Resch KL, Ernst E. Randomized trial acupuncture for nicotine withdrawal. Symptoms. Arch Intern Med; 158: 2251-5. 1998. Zimmermann R, Arnold D, Strasser E, Ringwald J, Schlegel A, Wiltfang J, et al. 2003. Sample preparation technique and white cell content influence the detectable levels of growth factors in platelet concentrates. Vox Sang;85:283–9. Zechner W, Tangl S, Tepper G, Furst G, Bernhart T, Haas R, et al. 2003. Influence of platelet rich plasma on osseous healing of dental implants: a histologic and histomorphometric study in minipigs. Int J Oral Maxillofac Implants; 18:15-22.

ANEXOS Anexo 1. Tubos con plasma rico en plaquetas

Fuente: http://www.medicinaestetica-peru.com/web/tratamientos/medicinaestetica-2/plasma-rico-en-plaquetas/ Anexo 2. Obtenci贸n Plasma Rico en Plaquetas

Fuente: http://marielasmartinez.blogspot.com/2013/10/plasma-rico-enplaquetas.html

GRUPO CONTROL PACIENTE: Lilipooh Foto 1: Día 1

Fuente: Puente, 2014. Foto 2: Día 3

Fuente: Puentes, 2014 Foto 3: Día 5

Fuente: Puentes, 2014

Foto 9: Día 9

Fuente: Puentes, 2014 Foto 10: Día 12

Fuente: Puentes, 2014 PACIENTE: Colombina Foto 11. Día 1

Fuente: Puentes, 2014

Foto 12: Día 3

Fuente: Puentes, 2014

Foto 13: Día 5

Fuente: Puentes, 2014 Foto 14: Día 9

Fuente: Puentes, 2014

PACIENTE: Condesa Foto 15: DĂa 1

Fuente: Puentes, 2014 Foto 16:Dia 3

Fuente: Puentes, 2014

Foto 17: Dia 5

Fuente: Puentes, 2014

Foto 18: Dia 9

Fuente: Puentes, 2014

PACIENTE: Paloma 2 Foto 19: Día 1

Fuente: Puentes: 2014

Foto 20: Día 3

Fuente: Puentes, 2014.

Foto 21: Día 5

Fuente: Puentes, 2014 Foto 22: Día 9

Fuente: Puentes, 2014

PACIENTE: Laika 2 Foto 23: Día 1

Fuente: Puentes, 2014

Foto 24: Día 3

Fuente: Puentes, 2014. Foto 25: Día 5

Fuente: Puentes, 2014 Foto 26: Día 9

Fuente: Puentes, 2014

GRUPO CREMA CICATRIZANTE COMERCIAL PACIENTE: Luna Foto 27: Día 1

Fuente: Puentes, 2014 Foto 28: Día 3

Fuente: Puentes, 2014

Foto 29: Día 5

Fuente: Puentes, 2014

Foto 30: Día 9

Fuente: Puentes, 2014 Foto 31: Día 12

Fuente: Puentes, 2014 Foto 32: Día 15

Fuente: Puentes, 2014

PACIENTE: Pija Foto 33: Día 1

Fuente: Puentes, 2014 Foto 34: Día 3

Fuente: Puentes, 2014 Foto 35: Día 5

Fuente: Puentes, 2014

Foto 36: Día 9

Fuente: Puentes, 2014 PACIENTE: Kira Foto 41: Día 1

Fuente: Puentes, 2014 Foto 42: Día 3

Fuente: Puentes, 2014

Foto 43: Día 5

Fuente: Puentes, 2014 Foto 44: Día 9

Fuente: Puentes, 2014

PACIENTE: Sacha 1 Foto 45: Día 1

Fuente: Puentes, 2014

Foto 46: Día 3

Fuente: Puentes, 2014 Foto 47: Día 5

Fuente: Puentes, 2014 Foto 48: Día 9

Fuente: Puentes, 2014

GRUPO PLASMA RICO EN PLAQUETAS PACIENTE: Idy Foto 54: Día 1

Fuente: Puentes, 2014

Foto 55: Día 3

Fuente: Puentes, 2014

Foto 56: Día 5

Fuente: Puentes, 2014

Foto 57: Día 9

Fuente: Puentes, 2014

Foto 58: Día 11

Fuente: Puentes, 2014

PACIENTE: Sachita Foto 59: Día 1

Fuente: Puentes, 2014

Foto 60: Día 3

Fuente: Puentes, 2014

Foto 61: Día 5

Fuente: Puentes, 2014

Foto 62: Día 9

Fuente. Puentes, 2014

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PACIENTE: Yayis Foto 63: Día 1

Fuente: Puentes, 2014 Foto 64: Día 3

Fuente: Puentes, 2014

Foto 65: Día 5

Fuente: Puentes, 2014

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PACIENTE: Luna 3 Foto 66: Día 1

Fuente: Puentes, 2014

Foto 67: Día 3

Fuente: Puentes, 2014

Foto 68: Día 5

Fuente: Puentes, 2014

102

PACIENTE: Luna 2 Foto 69: Día 1

Fuente: Puentes, 2014

Foto 70: Día 3

Fuente: Puentes, 2014

Foto 69: Día 5

Fuente: Puentes, 2014

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Foto 70: DĂa 9

Fuente: Puentes, 2014

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