Aqua cultura 113

EDICIÓN 113

Julio Julio -- Agosto Agosto 2016 2016 ISSN ISSN 1390-6372 1390-6372

MUESTREO DE POBLACIÓN IMPORTANTE HERRAMIENTA DE MANEJO

ENTREVISTA AL NUEVO DIRECTOR DEL INSTITUTO NACIONAL DE PESCA LA ACUACULTURA ES LA MANERA MÁS SOSTENIBLE DE PRODUCIR PROTEÍNAS ANIMALES

PRODUCTOS DE LA BIOMASA BACTERIANA SUSTITUYEN A LA HARINA DE PESCADO PREVALENCIA DE ENFERMEDADES BACTERIANAS EN MÉXICO (2014-2015)

índice

Presidente Ejecutivo

José Antonio Camposano

Editora "AQUA Cultura"

Laurence Massaut lmassaut@cna-ecuador.com

Consejo Editorial Roberto Boloña Attilio Cástano Heinz Grunauer Yahira Piedrahita

Correctora de estilo Silvia Idrovo

Comercialización

Niza Cely ncely@cna-ecuador.com El contenido de esta revista es de propiedad intelectual de la Cámara Nacional de Acuacultura. Es prohibida su reproducción total o parcial, sin autorización previa. ISSN 1390-6372

Edición #113 Julio - Agosto 2016 Coyuntura Entrevista al nuevo Director del Instituto Nacional de Pesca

Págs. 10-12

Las últimas reformas laborales ¿Realmente se ajustan a la realidad camaronera?

Págs. 14-15

Acuacultura sostenible Una gráfica demuestra que la acuacultura es la manera más sostenible de producir proteína

Pág. 18

Artículos técnicos

Oficina Guayaquil

Centro Empresarial Las Cámaras Torre B, 3er piso, Oficina 301 Av. Fco. de Orellana y Miguel H. Alcívar Cdla. Kennedy Norte Guayaquil - ECUADOR Telefax: (+593) 4 268 3017 cna@cna-ecuador.com

Oficina Machala

Calle 25 de junio 501-507 y Buenavista, Edificio Smart Building, 4to Piso, Oficina 401 Machala - ECUADOR Telefax: (+593) 7 296 7677 machala@cna-ecuador.com

Oficina Salinas

Uso de productos provenientes de la biomasa bacteriana para sustituir a la harina de pescado en dietas para el camarón Penaeus monodon

Págs. 20-33

Optimización de la supervivencia y respuesta inmune del camarón alimentado con dietas ricas en carotenos e infectado con el WSSV

Págs. 34-39

Muestreo de población en camaroneras - Una importante herramienta de manejo

Págs. 40-47

Prevalencia de enfermedades infecciosas bacterianas en juveniles y postlarvas del camarón en el noroeste de México

Págs. 48-50

Noticias y Estadísticas Estadísticas de exportación y reporte de mercado de Urner Barry

Págs. 52-53

Ecos del “AQUAEXPO El Oro 2016”

Págs. 54-57

Mar Bravo Km 5.5 Cdla. Miramar (Lab. Aquatropical) Salinas - ECUADOR Telefax: (+593) 4 303 4208 peninsula@cna-ecuador.com

Oficina Bahía de Caráquez

Bolívar y Matheus (diagonal al Hotel Italia) Bahía de Caráquez - ECUADOR Telefax: (+593) 5 269 2463 cna-bahia@cna-ecuador.com

Oficina Pedernales

Av. Plaza Acosta y Efraín Robles (Bajos del Hotel Arena) Pedernales - ECUADOR Telefax: (+593) 5 268 0030 cooprodunort@hotmail.com

Foto de portada

Muestreo de población en una camaronera de Manabí.

Imprenta

GRAFINPREN S.A.

PULSO CAMARONERO CNA impulsa aclaración del Código Orgánico de Organización Territorial, Autonomía y Descentralización (COOTAD) en la Asamblea Nacional, que exime del pago de patente municipal a los camaroneros La falta de una tarifa eléctrica acorde a los costos de producción hace poco atractivo el cambio de fuente de energía en las fincas camaroneras

Presidente del Directorio

editorial

Ing. Carlos Sánchez

Primer Vicepresidente

Para producir y exportar se necesita importar

Econ. Carlos Miranda

Segundo Vicepresidente Ing. Jorge Redrovan

Vocales Principales Econ. Sandro Coglitore Ing. Oswin Crespo Sr. Leonardo de Wind Sra. Verónica Dueñas Ing. Alex Elghoul Ing. César Estupiñán Sr. Isauro Fajardo Ing. Christian Fontaine Arq. John Galarza Ing. Paulo Gutiérrez Ing. Rodrigo Laniado Ing. Ori Nadan Ing. Alex Olsen Ing. Diego Puente Ing. Víctor Ramos Sr. Vinicio Rosado Ing. Ricardo Solá Dr. Marcos Tello Ing. Humberto Trujillo Ing. Marcelo Vélez Ing. Rodrigo Vélez

Vocales Suplentes

Dr. Alejandro Aguayo Sr. Roberto Aguirre Blgo. Luis Alvarado Econ. Freddy Arévalo Ing. Ronald Baque Blgo. Roger Bazurto Ing. Roberto Boloña Ing. Edison Brito Ing. Luis Francisco Burgos Ing. Attilio Cástano Sr. Roberto Coronel Ing. Humberto Dieguez Ing. David Eguiguren Sr. Wilson Gómez Econ. Heinz Grunauer Ing. José Antonio Lince Dr. Robespierre Páez Ing. Francisco Pons Ing. Miguel Uscocovich Ing. Luis Villacís Ing. Marco Wilches

A lo largo del último año y medio hemos recibido mensajes de parte de las autoridades del frente económico respecto de lo necesario que es controlar la salida de divisas generada por la importación. A primera vista toda importación es negativa según quienes definen las políticas económicas que rigen la actividad productiva en el país. Pese a esta postura, diversos representantes gremiales, de un sinnúmero de sectores productivos e industriales, han resaltado la necesidad de importaciones que no tienen como fin el consumo sino mas bien la transformación en bienes intermedios o finales. En este sentido se ha indicado, en otras palabras, que se requiere importar para poder producir bienes y servicios tanto para el comercio local como para la exportación. Por ello es sustancial señalar que hay importaciones de materias primas y bienes de capital que sirven como insumos a la actividad productiva y que no son susceptibles a ser reemplazados por productos locales. No es posible pensar, en plena era de la globalización, que podemos sustituir el cien por ciento de nuestras importaciones, como de forma fallida ya lo intentó Brasil hace más de 30 años. Un caso particular es el del sector productor de alimento balanceado para la cría de animales acuáticos y terrestres. Por un lado, esta industria está obligada a comprar maíz local treinta por ciento más caro que el precio internacional, lo que hace que este sobreprecio sea un subsidio al productor de maíz pagado directamente por el fabricante de alimento. Por otro lado, la importación de soya, de la cual tenemos producción interna para dos semanas de consumo nacional, está supeditada a la compra de la totalidad de la producción local a una serie de trámites engorrosos para lograr la aprobación de cupos de importación y con la incertidumbre de la aplicación de aranceles y de un injustificado Sistema Andino de Franjas de Precio (SAFP) diseñado para productos agrícolas. En la misma línea, se grava con aranceles y el SAFP a derivados de productos agrícolas como el maíz que forman parte de formulaciones para alimentos para camarón argumentando la defensa de la producción local agrícola. Lo expuesto nos lleva a concluir que una exagerada aplicación de controles sobre la balanza comercial ha derivado en trabas a la producción y exportación con el correspondiente encarecimiento de nuestros insumos. Por ello, seguimos insistiendo en que todas estas posturas se revisen para no cargar de más costos a la actividad exportadora que enfrenta competencia que sí cuenta con facilidades de adquisición de materia prima y costos mucho más competitivos. Es hora de reconocer que el problema de balanza de pagos, de la cual forma parte la balanza comercial, no comienza porque salgan más dólares año a año, sino porque no ha habido un correcto incentivo a la actividad agro exportadoraque trae divisas, lo que ha derivado en que no explotemos todo nuestro potencial y nuestras exportaciones se encuentren, en el mejor de los casos, estancadas o con preocupantes tendencias a la baja.

José Antonio Camposano C. Presidente Ejecutivo

Instituto Nacional de Pesca

Entrevista al nuevo Director del Instituto Nacional de Pesca DESDE EL 23 DE MAYO, WILLAN REVELO ES EL DIRECTOR GENERAL ENCARGADO DEL INSTITUTO NACIONAL DE PESCA. AL SER CONSULTADO POR REVISTA "AQUA CULTURA" SOBRE LAS CIRCUNSTANCIAS BAJO LAS CUALES RECIBIÓ ESTA DESIGNACIÓN, NOS INDICÓ QUE HA ASUMIDO EL RETO DE LA DIRECCIÓN “CON MUCHA RESPONSABILIDAD Y CON EL OBJETIVO PRIMORDIAL DE QUE EL INSTITUTO MANTENGA EL PRESTIGIO NACIONAL E INTERNACIONAL QUE HA IDO GANANDO CON EL TRANSCURSO DEL TIEMPO”.

n días pasados la Cámara Nacional de Acuacultura realizó una entrevista al nuevo Director General encargado del Instituto Nacional de Pesca (INP), el Señor Willan Revelo, M.Sc. A continuación presentamos un resumen de la misma.

Proyectos en ejecución dentro del INP

En el campo de la acuacultura continental se realizó en el 2016 una experiencia denominada “diseño e implementación de un sistema de agua en recirculación, para la producción de juveniles de Paiche (Arapaima gigas)”. Esta iniciativa beneficiaría a pequeños y medianos productores, ya que su diseño está considerado como una instalación casera, sencilla y de bajo costo. Los resultados obtenidos hasta la fecha indican un buen crecimiento y nivel de supervivencia de la especie en el tipo de sistema propuesto. El objetivo macro está enmarcado en comercializar el paiche en el mercado nacional. Actualmente se propone investigar el efecto de tres

tipos de alimentación en el crecimiento de juveniles de paiche, para evaluar si existen diferencias entre las principales dietas comerciales existentes en Ecuador. Adicionalmente se está trabajando en un Convenio de Cooperación Técnica junto a la Subsecretaría de Acuacultura y la empresa Ocean Farm S.A., para la ejecución de un proyecto experimental y desarrollo de un protocolo de reproducción y engorde del pez Dorado (Coryphaena hippurus), que se aspira sea firmado próximamente. El objetivo del proyecto, de poder concretarse el convenio, sería evaluar la adaptabilidad de esta especie de interés comercial al cautiverio.

Cumplimiento con el Plan Nacional de Control

Al consultar a Revelo sobre los avances para lograr que todos los establecimientos de la cadena de producción de camarón se registren en el Plan Nacional de Control (PNC) y cumplan con los requerimientos de la normativa, toda vez

que desde el 1 de septiembre del 2015 el PNC es de cumplimiento general y obligatorio, el funcionario indicó que inicialmente se realizó una socialización de la normativa con todo el sector pesquero y acuícola involucrado, mediante capacitaciones sin costo a los usuarios en las zonas involucradas con la actividad, las mismas que se realizaron con la colaboración de todos los gremios y asociaciones del país. Posteriormente se continuó con las actividades de verificación de cumplimiento, a lo largo de toda la cadena productiva, para garantizar las certificaciones sanitarias de los productos que exportamos a los diferentes mercados. Es importante destacar que en este ámbito se debe redoblar esfuerzos para lograr que el 100% de los establecimientos se encuentren en la lista del INP. Esto con el fin de evitar cualquier tipo de observación en las auditorías de cualquier Autoridad Competente que venga a evaluar el sistema de aseguramiento de la calidad e inocuidad que mantiene el Instituto. Julio - Agosto 2016

Instituto Nacional de Pesca Visita de la DG SANCO a Ecuador

La Unión Europea, a través de su Oficina Veterinaria y Alimentaria (FVO) de la Dirección General de Salud y Consumidores (DG SANCO), ha anunciado una auditoría sanitaria a los productos de Ecuador durante este año, por lo que se consultó al Director qué acciones ha implementado el INP con miras a superar satisfactoriamente esta auditoría. El funcionario nos indicó que el INP recibe un promedio de ocho auditorías al año, de las diferentes autoridades homólogas de los países con los que mantenemos relación comercial, y de forma constante están mejorando los procesos, en base a las observaciones que reciben de cada una de ellas. Sin duda, la Autoridad Competente más exigente es la de la Unión Europea, y luego de la última auditoría realizada en diciembre del 2013, se envió los argumentos para levantar los hallazgos encontrados, mismos que fueron aceptados. Del mismo modo, se ha realizado el seguimiento y los controles correspondientes en los establecimientos para verificar el nivel de cumplimiento de las acciones implementadas.

Monitoreo sanitario en los cultivos de camarón

Sobre la presencia de enfermedades en los cultivos de camarón, Revelo indicó que, aunque la Organización Mundial de Sanidad Animal (OIE) tiene dentro de su listado siete enfermedades de reporte obligatorio en crustáceos, en nuestro país, solo se presentan la enfermedad del síndrome de la mancha blanca (WSSD) y la necrosis hipodérmica y hematopoyética infecciosa (IHHN). Pese a que en Ecuador tuvimos presencia del virus de Taura (TSV), desde hace varios años no se lo ha detectado en las muestras analizadas por el INP. El funcionario acotó que los datos de prevalencia o de incidencia de monitoreos de años anteriores, con que cuenta el INP, son valores numéricos que representan las muestras analizadas. Los verdaderos índices deben ser calculados en base a un plan de vigilancia a nivel nacional, con zonas de muestreo y cantidad de muestras en base al número de esJulio - Agosto 2016

Willan Revelo, M.Sc., Director General (e) del Instituto Nacional de Pesca. tablecimientos existentes en cada zona. El INP ha elaborado una propuesta para conformar un “Departamento de Vigilancia Sanitaria en Animales Acuáticos” para que ejecute de forma sistemática el plan de vigilancia, el plan de muestreo, la capacitación al sector, recomendaciones en caso de presencia de enfermedades exóticas, simulacros de plan de contingencia, así como controles de bioseguridad y de cuarentenas de organismos importados. Los datos que genera el INP por monitoreo de enfermedades son enviados periódicamente a la Agencia Ecuatoriana de Aseguramiento de la Calidad del Agro (AGROCALIDAD), punto focal en Ecuador de la OIE, la cual envía de forma semestral los informes zoosanitarios del país, incluyendo el sector de la acuacultura a la agencia internacional. El monitoreo del INP consiste en recolectar aleatoriamente muestras, que se toman para cumplir con el Programa de Monitoreo de Residuos (PMR), así como los controles para exportaciones de postlarvas, reproductores y otros productos terminados, que son analizados en el laboratorio de la entidad, con la ayuda de técnicas acreditadas por el Servicio de Acreditación Ecuatoriano (SAE) bajo estándares ISO. Es importante recordar que Ecuador mantiene una barrera sanitaria para im-

pedir el ingreso de enfermedades, en particular el EMS, por lo que consultamos al Director del INP si considera que la medida ha sido efectiva y si considera conveniente mantenerla o debería ser levantada. Al respecto Revelo indicó que la acción de poner ciertas restricciones al ingreso de productos que provengan de las zonas afectadas por el EMS, tomada en su momento por Ecuador, fue efectiva y oportuna ya que disminuyó el riesgo de introducción de la enfermedad a nuestro territorio. Acotó que se debería mantener la restricción, ya que la enfermedad en dichas zonas aún es de alta infección y mortalidad, y, hasta que esta sea controlada o reducida, no debemos arriesgar nuestra industria. Resaltó conocer de pruebas efectuadas en las zonas infectadas por el EMS, a postlarvas de camarón de diferentes orígenes, y haber escuchado que la que tiene mayor sobrevivencia es la de origen ecuatoriano, lo que habla del gran trabajo genético de las empresas dedicadas a la producción de nauplios de camarón.

El monitoreo de residuos, un tema en constante vigilancia

Al ser consultado sobre las conclusiones generales del Plan de Monitoreo de Residuos (PMR) que ejecuta el INP,

Instituto Nacional de Pesca el Director indicó que los resultados obtenidos han sido satisfactorios en relación a los requisitos de cumplimiento de Ecuador dentro del PNC, puesto que la entidad ha superado el número de análisis requerido por la Unión Europea, gracias a todos los establecimientos que han colaborado de buena manera, tanto en los muestreos de control como en los ejercicios de trazabilidad. El informe del PMR correspondiente al 2015 fue remitido a la autoridad europea dentro de los plazos establecidos para el efecto. Desde hace muchos años, la industria camaronera ecuatoriana viene trabajando con más fuerza en controlar que todos los productos que se utilizan durante el ciclo de cultivo cuenten con autorización de la autoridad competente (INP), por medio del Registro Sanitario Unificado, que debe estar impreso en la etiqueta o envase. Las plantas procesadoras son responsables de realizar controles en los diferentes lotes de materia prima que reciben de las granjas. Revelo considera que las antiguas prácticas de medicar sin diagnosticar han quedado atrás y el uso de probióticos ha aumentado, lo que nos ha dado un doble beneficio, tanto al productor como al INP. Recomienda mantener la forma de trabajo que se viene realizando respecto a los controles de la trazabilidad de los productos e insumos usados, evitando el uso de antibióticos, aunque sean aquellos permitidos con ciertos niveles máximos residuales, y en especial de todos aquellos antibióticos y productos no autorizados o prohibidos.

Nuevas regulaciones vigentes

Mediante memorando MAGAP-SUBACUA-DSA2016-0438-M, del 24 de junio del 2016, el Subsecretario de Acuacultura, Jorge Romero Correa, comunica que con base legal en los artículos de la Constitución de la República del Ecuador vigente sobre patrimonio genético, a la nómina de productos de prohibida exportación y/o sujetos a autorización previa provenientes de la fauna y flora silvestre según Acuerdo 001 del año 1997, y para asegurar el crecimiento de la producción camaronera ecuatoriana, queda prohibida la exportación de reproductores y nauplios de camarón a partir de esa fecha, exceptuando las postlarvas para uso exclusivo en criaderos. Ante nuestra consulta sobre su criterio respecto a esta disposición, Revelo informó que el INP, dentro de sus competencias, no emitirá certificados sanitarios para ninguna exportación que esté enmarcada en la resolución mencionada. Adicionalmente, existe una nueva normativa, el Acuerdo 188-2016, que regula las actividades conexas a la acuacultura y sus disposiciones deben ser implementadas por el INP. El documento legal define las actividades conexas directas e indirectas de la siguiente manera: a. Actividades conexas directas son aquellas que se complementan directamente con la actividad acuícola desde la producción, fabricación, importación, transformación, almacenamiento, transporte o distribución y comercialización de alimentos balanceados complementarios y suplementarios, productos medicados, aditivos, químicos, vitaminas, minerales, probióticos, prebióticos, fertilizantes y demás insumos orgánicos e inorgánicos de uso y

aplicación específicos en la acuacultura. b. Actividades conexas indirectas son aquellas de uso genérico, es decir que pueden también ser aplicadas a la acuacultura, como actividades privadas de investigación y experimentación en la cadena productiva acuícola, actividades de formación, capacitación, extensionismo acuícola, fabricación de grupos de bombeo, tanques, aireadores, redes y mallas de uso acuícola, entre otros.

Dicho Acuerdo establece que las actividades conexas requieren autorización de la Subsecretaría de Acuacultura y registro ante el INP, y menciona los requisitos para obtener la autorización en cada uno de los casos. Adicionalmente, ratifica la competencia del INP para la emisión de los certificados y registros sanitarios, tal como lo ha venido realizando para todas las exportaciones.

El INP suscribe convenio de cooperación con SANIPES de Perú El Instituto Nacional de Pesca (INP) suscribió un convenio de cooperación interinstitucional con el Organismo Nacional de Sanidad Pesquera del Perú (SANIPES), con el objetivo de fortalecer los lazos de cooperación mutua para beneficiar directamente a las exportaciones de Ecuador y Perú. Los compromisos asumidos por ambas entidades son los siguientes: a. Desarrollar investigaciones conjuntas en sanidad e inocuidad pesquera y acuícola, para obtener bases científicas que establezcan programas sanitarios que permitan reforzar la vigilancia y control sanitario; b. Intercambiar información científico-tecnológica; c. Brindar facilidades para el uso de equipamiento e infraestructura para los análisis de muestras; d. Elaborar un cronograma de reuniones de seguimiento de los compromisos establecidos en el convenio; e. Coordinar entrega y recepción de muestras observando los protocolos técnicos adecuados; f. Ejecutar otras actividades de interés común de ambas partes. El convenio permitirá a ambas entidades estatales brindar las facilidades para el uso de equipamiento e infraestructura para los análisis correspondientes a las muestras del control oficial en el programa de residuos de antibióticos, sustancias prohibidas, metales pesados y plaguicidas en el músculo de peces y crustáceos provenientes de la acuacultura.

Julio - Agosto 2016

Reformas laborales

Las últimas reformas laborales ¿ Realmente se ajustan a la realidad camaronera? EN LOS ÚLTIMOS MESES, EL MINISTERIO DEL TRABAJO HA EMITIDO NUEVAS REGULACIONES PARA LA ACTIVIDAD ACUÍCOLA Y CONTRATACIÓN DE PERSONAL JOVEN QUE NO TERMINAN DE CONVENCER AL EMPRESARIADO. AL PARECER PERSISTE UNA FALTA DE DIÁLOGO PROFUNDO RESPECTO DE CÓMO MEJORAR LA RELACIÓN TRABAJADOR – EMPLEADOR QUE PROMUEVA LA COMPETITIVIDAD DE LOS NEGOCIOS.

on fecha febrero 24 del presente año, se publicó en el Registro Oficial el Acuerdo Ministerial No. 55 del Ministerio del Trabajo, mismo que contiene normas que regulan la relación de trabajo en el sector de procesamiento de productos acuícolas y pesqueros. El documento tiene como intención facilitar un modelo de contratación acorde a la realidad productiva de cada actividad, haciendo especial énfasis en aquellas que se organizan por vedas o situaciones exógenas como los aguajes. A continuación, algunas observaciones realizadas por el Ab. Vincent Durin, Director Jurídico de la Cámara Nacional de Acuacultura (CNA): 1. El Acuerdo solo es aplicable a las relaciones de trabajo que surjan entre las plantas procesadoras y sus trabajadores, no es aplicable para las relaciones que mantengan los productores camaroneros con sus trabaja-

dores. 2. El Acuerdo reconoce que entre las plantas procesadoras y sus trabajadores podrán acordarse cualquiera de las modalidades de contratación previstas en la legislación laboral, con lo cual se da plena libertad a las partes que pacten la modalidad que mejor se adapte a su actividad. 3. El Acuerdo regula la modalidad de contratación denominada de "temporada" - en caso que las partes decidan pactarla - respecto de lo cual destaca lo siguiente: 3.1. El contrato debe contar por escrito y evidenciar de manera expresa que es de temporada. 3.2. Se reconoce que las temporadas quedan separadas por vedas, fenómenos naturales, variabilidad de la captura y

cualquier otra eventualidad propia especificada de la actividad. 3.3. Durante el lapso - fuera de las temporadas - en las que no haya actividad y no se requiera la prestación de los servicios por parte del trabajador, el empleador no deberá pagar remuneración alguna, pero se mantendrán las aportaciones al IESS. 3.4. Se deberá garantizar, por lo menos, 180 días de trabajo por año con intervalos no mayores a tres meses de inactividad entre cada temporada. Si el intervalo de inactividad supera los tres meses o el trabajador labora menos de 180 días se considerará como despido intempestivo. Sin embargo, la disposición indicada en el apartado anterior será aplicable solo a partir del año 2018.

Julio - Agosto 2016

Reformas laborales

Conferencia del Ministro del Trabajo, Leonardo Berrezueta Carrión, con el sector empresarial de Guayaquil, el 28 de junio pasado, para dialogar sobre las reformas laborales implementadas por esta cartera de estado (Foto cortesía del Ministerio del Trabajo).

3.5. Puesto que el contrato de temporada da estabilidad al trabajador, cada vez que concluya la misma, el empleador deberá llamarlo antes del inicio de la nueva temporada por medios de prensa escrita o radio o a su dirección de correo electrónico registrada en el Ministerio de Trabajo. En caso que el trabajador no concurra al llamado luego del tercer día, el empleador quedará liberado de volverlo a llamar y el contrato quedará legalmente terminado. Un aspecto importante a relevar respecto de la modalidad de contratación por temporada es que durante los intervalos de inactividad en los cuales se suspende la relación laboral, será obligatorio realizar los aportes al IESS lo cual tornará costosa esta contratación puesto que se estará asumiendo

Julio - Agosto 2016

una carga sin que exista la prestación del servicio por parte del trabajador, sobre todo si los intervalos de inactividad son prolongados.

Acuerdo Ministerial Trabajo juvenil

158

–

Si bien, la intención fue de promover la contratación de jóvenes para impulsar su inserción en el sector empleador formal, el Acuerdo Ministerial 158 trajo más inquietudes que certidumbres al momento de establecer reglas claras para este formato de contrato. Entre las varias interrogantes generadas por esta regulación, la misma a la que el Ministro del Trabajo se refirió como "no estar escrita en piedra", podemos resaltar que existen contradicciones relacionadas a la duración mínima de los contratos, así como los procedimientos relacionados con los pagos y devoluciones de las subvenciones estatales a los aportes del empleador. De la misma manera, el sector

camaronero ha hecho notar que los porcentajes obligatorios para la contratación de pasantes que propone la norma, es decir el 2% de la nómina de trabajadores estables que cumpla funciones para las que sea necesario un título otorgado por una institución de Educación Superior, es inaplicable y generaría complicaciones que podrían derivar en sanciones.

El diálogo debe continuar para aterrizar los conceptos

El sector privado siempre calificará de positiva toda intención de acercar las normativas a la realidad empresarial, sin embargo, estos esfuerzos deben ser el resultado de un constante diálogo para que las buenas intenciones no culminen con regulaciones complicadas e irrealizables. La CNA insistirá ante el Ministerio del Trabajo para corregir estas iniciativas y procurar que la actividad productiva no se vea agobiada por restricciones que comprometen su competitividad.

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Sostenibilidad

Factor de conversión alimenticia (x)

Una gráfica demuestra que la acuacultura es la manera más sostenible de producir proteína 12 10 8 6 4 2 0

1.1

2.2

3.0

4-10

(1)

Retención de energia

27%

10%

14%

27%

Retención protéica

24%

21%

18%

15%

Rendimiento comestible

68%

46%

52%

41%

Porción comestible por 100 kg de alimento

61 kg

21 kg

17 kg

4-10 kg

(1)

El factor de conversión alimenticia para el ganado varía entre 4.2 y 9.8 dependiendo del alimento (alimentado al final con cereales o pasto).

a industria de la acuacultura tiene a su alcance uno de los casos más convincentes para promover el consumo de mariscos. Es el último argumento - por lo menos para las personas que tienen una mente científica. El gráfico, cortesía del Manual del Marine Harvest’s Salmon Industry, no es nuevo, aunque cambia todo el tiempo. Recientes avances en la tecnología de la alimentación indican que el cultivo de salmón será un productor neto de proteína en un futuro muy próximo. Este logro es muy importante ya que la agricultura está cada vez más reconocida como una actividad negativa para el medio ambiente y los consumidores deben conocer alternativas sostenibles probadas - a saber, la acuacultura. Hay un creciente cuerpo de evidencia científica que muestra que la cría de ganado y pollo no se está llevando a cabo de una manera que tenga sentido para nuestro planeta, y el problema es que las mejoras que deben realizarse, en la mayoría de los casos, dependen de un incremento en el uso de suelo. El factor de conversión alimenticia (FCA) puede ayudar a llevar la imagen en relieve. Este factor demuestra el re-

sultado de la aplicación exitosa de un método científico e indica que se necesitan 100 kilogramos de alimento para obtener tan sólo 4 kilogramos de carne de vaca. El índice es moderadamente mejor cuando se trata de la carne de cerdo y de pollo. Sin embargo, la gráfica enseña que el salmón es mucho más eficiente y, a pesar de que no aparecen aquí, la tilapia y el camarón se encuentran en niveles similares. La acuacultura moderna tiene sólo unas pocas décadas de vida y uno se maravilla con lo que ha logrado en tan corto tiempo. La agricultura ha progresado y continua haciéndolo, pero se podría argumentar que la mayor parte de esos avances han sido centrados en encontrar maneras más baratas de producir mientras aumentan los impactos sobre el medio ambiente. Sin embargo, la producción de animales terrestres disfruta de una imagen de libro de cuentos. Los términos “granja familiar” y “cooperativa de agricultores” pueden aplicarse a un sinnúmero de tipos de explotaciones agrícolas, pero podríamos apostar que todos más o menos los asocian con la misma imagen idílica - y la industria no quiere que eso cambie.

El FCA es un índice sencillo - la cantidad de carne producida en relación con la cantidad de alimento utilizado. Si uno compara los 5.5 kilogramos de alimento para ganado con un filete de 225 gramos, es muy fácil reconocer que esta relación no es buena para el medio ambiente. Por lo tanto, para poder convencer a los escépticos del beneficio de la acuacultura, tenemos que difundir la gráfica presentada aquí. Además, se debe presentar a los productos provenientes de la acuacultura como una sustitución sostenible para las otras fuentes de proteínas. Las personas no necesitan cambiar por completo sus hábitos alimenticios, pero basta con sustituir el pollo con salmón, tilapia o camarón, un par de noches al mes. Uno puede compararlo con el reciclaje - no va a salvar el planeta, pero es una pequeña contribución. La industria de la acuacultura no es perfecta, pero para aquellos escépticos que buscan el menor de los males, se encuentra muy adelante en comparación con las otras industrias productoras de proteína animal. Fuente: Intrafish.com Julio - Agosto 2016

Biomasa bacteriana

Uso de productos provenientes de la biomasa bacteriana para sustituir a la harina de pescado en dietas para el camarón Penaeus monodon B. Glencrossa,b, S. Irvina,c, S. Arnolda,c, D. Blytha,c, N. Bournea,b, N. Prestona,b CSIRO Food Futures Flagship, Dutton Park; bCSIRO Marine and Atmospheric Research, Brisbane; cCSIRO Marine and Atmospheric Research, Woorim - Australia

Introducción

Ha habido una cantidad considerable de investigaciones en las últimas décadas para mejorar la capacidad de utilizar materia prima alternativa en las dietas de muchas especies acuícolas, incluyendo al camarón. Los recientes avances en el uso de materia prima alternativa en las dietas para camarón han dado lugar a avances significativos en la capacidad de sustituir a la harina y aceite de pescado con materias vegetales y animales de origen terrestre. Sin embargo, la mayoría de estos estudios todavía utilizan una cierta cantidad de aceite o harina de pescado en la dieta, rara vez menor al 10% en el caso de la harina. La sustitución del aceite de pescado, en muchos casos, ha demostrado ser más difícil, con pocas fuentes alternativas de lípidos capaces de proporcionar los ácidos grasos poli-insaturados de cadena larga (LC-PUFA) o los ácidos grasos poli-insaturados de cadena corta (SC-PUFA) necesarios para los animales en cultivo. La reciente invención de un promotor de crecimiento basado en la biomasa microbiana (bioactivo microbiano), NovacqTM, ha dado lugar a la capacidad de estimular el crecimiento del camarón un 50% por encima de una dieta estándar con las mismas especificaciones nutricionales. Por lo tanto, este producto ofrece algunas posibilidades

para compensar los rendimientos más bajos generalmente observados con cambios en la formulación de los alimentos, incluyendo la sustitución completa de los recursos pesqueros en la dieta para camarones. Dos estudios han reportado el uso de productos bacterianos similares, logrando mejoras significativas en el rendimiento del camarón Litopenaeus vannamei. Sin embargo, no existe reportes de una reducción exitosa de la inclusión de harina de pescado en dietas para el camarón Penaeus monodon, una especie más carnívora. En el presente estudio, se llevó a cabo una serie de experimentos con el camarón P. monodon, en un intento para definir los límites críticos de inclusión de harina y aceite de pescado en su dieta. Además se examinó también el uso de un bioactivo microbiano por su capacidad de estimular el crecimiento y poder ayudar potencialmente con la sustitución completa de la harina y aceite de pescado. El trabajo se llevó a cabo tanto en sistemas de “agua clara” en el laboratorio, como en sistemas de “agua verde” en el exterior. Este trabajo de investigación tuvo como objetivo evaluar la hipótesis de que en un umbral crítico de inclusión de harina y aceite de pescado, la tasa de ingestión y el crecimiento del camarón se ven reducidos, pero que el uso de un bio-

activo microbiano mitigaría esos descensos.

Materiales y Métodos Diseño experimental:

Se realizó tres experimentos para definir: 1) el nivel crítico de la sustitución de harina de pescado en tanques de “agua clara”; 2) la capacidad de un bioactivo microbiano para ayudar con la sustitución completa de la harina y aceite de pescado en tanques de “agua clara”; y 3) la capacidad de un bioactivo microbiano para ayudar con la sustitución completa de la harina y aceite de pescado en tanques de “agua verde”.

Elaboración de las dietas: La elaboración de cada dieta experimental se basó sobre la composición proximal de un alimento comercial de referencia y uso común en la industria camaronera australiana, que contiene 42% de proteína y 7% de lípidos. Las dietas experimentales se prepararon con varios niveles de inclusión de harina de pollo y harina de grano de lupino. Un detalle de la composición de los ingredientes utilizados en la elaboración de estas dietas se presenta en la Tabla 1.

Experimento 1: Se formuló una serie de dietas con las mismas especificaciones que el alimento comercial (Tabla 2), pero disminuyendo la concentración de harina de pescado por porciones de 5% (su concentración pasó de 20% a 0%). Además, se preparó dos dietas con 5% y 0% de harina de pescado, suplementadas cada una con 10% de un bioactivo microbiano (NovacqTM) en reemplazo del trigo. Finalmente, se elaboró dos dietas con alto nivel de harina de pescado (45%) y dos niveles de incluJulio - Agosto 2016

Biomasa bacteriana Tabla 1: Composición de los principales ingredientes utilizados en la elaboración de las dietas experimentales. Todos los valores son expresados en g/kg de materia seca, a menos que se especifique lo contrario. Harina de pescado

Gluten

Trigo

Lupino

Harina de pollo

Bioactivo microbiano

Materia seca

912

904

900

921

906

917

Proteína

753

807

129

418

680

Lípidos

102

182

Ceniza

159

839

151

269

Carbohidratos

163

497

683

Energía (kJ/g)

21.5

22.1

18.4

20.0

21.3

13.0

Alanina

Arginina

Ácido aspártico

Cistina

Glutamato

299

Glicina

Histidina

Isoleucina

Leucina

Lisina

Metionina

Fenilalanina

Prolina

115

Serina

Taurina

Treonina

Tirosina

Valina

sión del bioactivo microbiano, 5 y 10%. Los camarones P. monodon utilizados en el experimento provinieron de la camaronera Truloff (Woolgoolga, QLD, Australia) y tenían un peso promedio de 8.19 ± 0.72 gramos. Después de siete días de aclimatación en el laboratorio, los animales fueron asignados aleatoriamente a 50 tanques de 100 litros cada uno, a razón de seis camarones por tanque. Los tanques estaban dentro del laboratorio y tenían una temperatura del agua de 29.2 ± 0.3°C y una concentración del oxígeno disuelto de 6.4 ± 0.14 mg/L. Los camarones fueron pesados individualmente los días 0, 14, 28 y 42 del cultivo. Se determinó el peso promedio de cada tanque y se calculó el peso promedio de cada tratamiento (n = 5 por tratamiento). Durante la prueba, los camarones fueron alimentados manualmente con las dietas experimentales dos veces al día y la cantidad de alimento sobrante removida al día siguiente para poder ajustar la ración alimenticia (aumento o disminución). De esta manera se pudo estimar con

Tabla 2: Composición de las dietas utilizadas en el Experimento 1. Todos los valores son expresados en %, a menos que se especifique lo contrario. F = Harina de pescado; M = Bioactivo microbiano. F15:M0

F10:M0

F5:M0

F0:M0

F5:M10

F0:M10

Materia seca

F45:M0 92.6

F45:M5 93.0

F45:M10 92.0

F20:M0 92.9

93.3

93.5

92.7

92.1

92.2

93.0

Proteína

44.1

43.8

44.5

45.0

44.5

44.0

43.9

44.0

Lípidos

7.0

7.1

7.9

7.7

7.6

7.5

7.6

7.5

Ceniza

7.2

8.4

9.5

6.7

6.1

5.6

5.1

4.6

7.4

6.9

Carbohidratos

41.9

40.9

38.9

40.5

41.7

42.8

43.3

44.0

40.9

41.5

Energía (kJ/g)

20.3

20.1

19.9

20.6

20.7

20.8

20.4

20.5

Tabla 3: Composición de las dietas utilizadas en los Experimentos 2 y 3. Todos los valores son expresados en %, con la excepción de la energía total (kJ/g) y los ácidos grasos poli-insaturados (% del total de los ácidos grasos). F = Harina de pescado; O = Aceite de pescado, M = Bioactivo microbiano. F50:O2:M0

F50:O2:M10

F10:O2:M0

F0:O2:M0

F10:O0:M0

F0:O0:M0

Materia seca

95.21

94.75

94.79

94.84

93.69

95.37

F10:O0:M10

95.8

F0:O0:M10

95.06

F10:O2:M10

96.1

F0:O2:M10

95.98

Proteína

47.26

45.05

47.61

47.45

45.76

48.17

44.62

46.62

43.70

44.54

Lípidos

9.87

8.42

10.04

8.58

8.36

10.56

9.52

10.16

10.19

10.38

Ceniza

10.18

17.47

6.88

5.88

6.92

5.77

13.82

12.60

13.78

12.93

Carbohidratos

32.69

29.06

35.47

38.09

38.96

35.51

32.03

30.63

32.33

32.15

Energía (kJ/g)

20.4

18.6

20.8

21.9

21.3

21.5

19.6

20.3

19.8

20.1

Total PUFA

16.2

14.4

25.0

27.1

39.7

41.6

40.1

40.4

24.7

26.1

Total LC-PUFA

28.4

28.6

10.0

7.1

3.1

0.3

3.1

0.0

10.2

7.3

Total n-3

30.2

29.9

12.0

9.2

17.7

15.4

18.4

15.2

12.2

9.3

Total n-6

14.5

13.0

23.1

25.0

25.1

26.6

24.8

25.3

22.7

24.1

Julio - Agosto 2016

Biomasa bacteriana precisión, el consumo diario de alimento en cada tanque.

Experimento 2: Se formuló una serie de dietas con las mismas especificaciones que el alimento comercial (Tabla 3), pero disminuyendo la concentración de la harina de pescado a 10% o 0%. Se preparó también dietas con 10% y 0% de harina de pescado, incluyendo aceite de linaza como sustitución para el aceite de pescado utilizado generalmente como fuente de lípidos. Además, se elaboró dietas bajas en harina de pescado (10% o 0%), que fueron suplementadas cada una con 10% de un bioactivo microbiano (NovacqTM) en reemplazo del trigo. Finalmente, se preparó dietas con aceite de linaza en lugar del aceite de pescado, que fueron suplementadas con el bioactivo microbiano. Los camarones P. monodon utilizados en el experimento provinieron de piscinas de engorde ubicadas en el centro de investigación de la isla Bribie (Woorim, QLD, Australia) y tenían un peso promedio de 4.35 ± 0.04 gramos. Después de siete días de aclimatación en el laboratorio, los animales fueron asignados aleatoriamente a 40 tanques de 100 litros cada uno, a razón de seis camarones por tanque. Los tanques estaban dentro del laboratorio y tenían una temperatura del agua de 28.9 ± 0.15°C y una concentración del oxígeno disuelto de 5.3 ± 0.11 mg/L. Los camarones fueron pesados individualmente los días 0, 14, 28 y 42 del cultivo. Se determinó el peso promedio de cada tanque y se calculó el peso promedio de cada tratamiento (n = 4 por tratamiento). Durante la prueba, los camarones fueron alimentados manualmente con las dietas experimentales dos veces al día, de la misma manera que en el Experimento 1. Experimento 3: Las mismas dietas que las utilizadas en el Experimento 2 (Tabla 3), ésta vez, fueron alimentadas a camarones mantenidos en tanques Julio - Agosto 2016

con agua verde. El agua verde fue preparada unos siete días antes del inicio de la prueba, llenando los 30 tanques (2,400 litros de capacidad cada uno) con agua de mar filtrada (malla de 100 micras) y fertilizando con 70 gramos de AquasolTM. Durante este período de preparación, el agua de los tanques fue recirculada a través de un colector común para asegurar homogeneidad en las condiciones de cultivo. Después de los siete días, cada tanque presentaba una floración estable y consistente de microalgas. Los camarones P. monodon utilizados en el experimento provinieron de la camaronera Reef Farms Pty Ltd. (Ayr, QLD, Australia) y tenían un peso promedio de 3.89 ± 0.07 gramos. Los animales fueron asignados aleatoriamente a los 30 tanques, a razón de 30 camarones por tanque. Los tanques se encontraban en un invernadero y tenían una temperatura del agua de 28.1 ± 1.8°C, una concentración del oxígeno disuelto de 7.1 ± 0.25 mg/L, una salinidad de 38.1 ± 1.01 g/L y un pH de 8.1 ± 0.11. La profundidad promedio del disco Secchi fue de 75 ± 10.6 cm. Los tanques fueron mantenidos sin recambio de agua durante el ensayo de alimentación, solamente reponiendo agua de mar para mantener el nivel de salinidad y compensar las pérdidas por evaporación. Los camarones fueron pesados individualmente los días 21, 42 y 63 del cultivo. Se determinó el peso promedio de cada tanque y se calculó el peso promedio de cada tratamiento (n = 3 por tratamiento). Durante la prueba, los camarones fueron alimentados manualmente con las dietas experimentales dos veces al día, colocando el alimento en dos comederos instalados en cada tanque. La cantidad de alimento sobrante fue removida al día siguiente para poder ajustar la ración alimenticia (aumento o disminución). De esta manera se pudo estimar con precisión, el consumo diario de alimento en cada tanque.

Análisis químicos: Las muestras de ingredientes fueron analizadas para materia seca, ceniza, nitrógeno, aminoácidos, lípidos totales, carbohidratos y energía. Mientras tanto, las muestras de alimentos terminados y camarones fueron también analizadas para su composición en ácidos grasos. La materia seca se estimó por gravimetría de una muestra molida y secada en un horno a 105°C durante 24 horas. Se calculó los niveles de proteína a partir de la determinación del nitrógeno total por un auto-analizador CHNOS, multiplicando con un factor de 6.25. Para el análisis de los aminoácidos, las muestras fueron hidrolizadas a 110°C durante 24 horas, con una solución de HCl (6 M) y fenol (0.05%). La cistina fue transformada durante la hidrólisis con la adición de ácido 3-3-ditio-propiónico (0.005%). La hidrólisis ácida destruyó el triptófano, por lo que no fue posible determinarlo. La separación de los diferentes aminoácidos se realizó mediante HPLC. El contenido en ceniza se determinó por gravimetría después de la combustión de las muestras en una mufla a 550°C durante 12 horas. La concentración de lípidos totales en las dietas se determinó por gravimetría después de la extracción de los lípidos con una solución de cloroformo:metanol (2:1). Los ácidos grasos fueron analizados como derivados del éster de metilo, por cromatografía de gases con detección por ionización de llama. Se identificó a los varios picos, comparando los tiempos de retención relativos con estándares. Se estimó la concentración en carbohidratos de los alimentos, sustrayendo las concentraciones de los lípidos, cenizas y proteínas del valor de la materia seca. Se determinó la energía por calorimetría.

Análisis estadísticos:

Todos los valores se presentan como promedio ± desviación estándar, a menos que se especifique lo contrario. Se determinó las diferencias significativas entre tra-

Biomasa bacteriana

Resultados

Experimento 1: Hubo un efecto significativo de la reducción del nivel de inclusión de harina de pescado, sobre el crecimiento del camarón (Tabla 4). El crecimiento (estimado a través del peso final, ganancia en peso y tasa de crecimiento) de los camarones alimentados con la dieta de referencia (F45:M0) fue similar a lo que generalmente se obtiene con esta especie en tanques de agua clara sobre un período de seis semanas (0.91 ± 0.11 g/semana por camarón). La sustitución progresiva de la harina de pescado con una mezcla de harina de pollo y harina de lupino resultó en una disminución significativa en el crecimiento (p=0.026; Fig. 1), generando el rendimiento más bajo para el tratamiento con 10% de inclusión de harina de pescado (F10:M0), aunque esto no fue significativamente diferente al crecimiento obtenido con las dietas que tenían 5% y 0% de harina de pescado (F5:M0 y F0:M0, respectivamente). El análisis de ANOVA indica que el nivel de inclusión crítico en el cual el crecimiento obtenido fue más bajo que el de la dieta referencial, fue con el alimento que contenía 10% de harina de pescado (F10:M0).

1.1 Tasa de crecimiento (g/semana)

tamientos (p<0.05), usando un ANOVA seguido de la prueba HSD de Tukey. Se llevó un análisis de regresión lineal y ajuste de línea para las relaciones encontradas, utilizando las herramientas de análisis de datos y elementos gráficos de Microsoft Excel.

1.0 0.9 0.8 0.7 0.6 0.5

Tasa de inclusión de la harina de pescado (%) Figura 1: Efecto de la reducción de la concentración de harina de pescado en la dieta, sobre la tasa de crecimiento del camarón P. monodon, durante el Experimento 1. La adición de un bioactivo microbiano resultó en un mejoramiento numérico, pero no significativo (p=0.063), del crecimiento de los camarones. La adición del producto microbiano a dietas con bajo nivel de inclusión (F5:M10) o sin inclusión (F0:M10) de harina de pescado resultó en indicadores de producción similares a los obtenidos con la dieta referencial (F45:M0). El factor de conversión alimenticia varió entre 3.92 y 6.42, sin presentar diferencia significativa (p=0.116) entre los niveles de inclusión de la harina de pescado.

Experimento 2: En tanques con agua clara y mantenidos en el laborato-

rio, la sustitución completa de la harina y aceite de pescado resultó en una disminución progresiva en el crecimiento del camarón (Tabla 5). El crecimiento (estimado a través del peso final, ganancia en peso y tasa de crecimiento) de los camarones alimentados con la dieta sin inclusión de harina y aceite de pescado (F0:O0:M0) fue significativamente (p<0.001) más bajo que para los camarones alimentados con la dieta referencial (F50:O2:M0). Se obtuvo este resultado a pesar de que los camarones que recibieron la dieta sin harina y aceite de pescado exhibieron la ingesta de alimento más alta por camarón (Tabla 5). La adición de un bioactivo

Tabla 4: Tasa de crecimiento y consumo del camarón P. monodon alimentado durante 42 días con dietas experimentales que contenían varios niveles de harina de pescado y de un bioactivo microbiano (Experimento 1; agua clara). Promedios en una misma línea con distintas letras son significativamente diferentes (p<0.05). Peso inicial (g)

F45:M0 8.23

F45:M5 8.32

F45:M10 8.17

F20:M0 8.20

F15:M0 8.17

F10:M0 8.15

F5:M0 8.07

F0:M0 8.22

F5:M10 8.16

F0:M10 8.08

Peso final (g)

13.68b

14.36ab

14.62a

13.38b

13.14bc

12.4c

12.65c

12.68c

14.59a

Peso ganado (g) Tasa de crecimiento (g/semana) Alimento suministrado (g/camarón)

5.45

6.04

6.45

5.18

4.97

4.28

4.58

4.46

6.42

6.51a

0.91b

1.01ab

1.08a

0.86b

0.83bc

0.71c

0.76c

0.74c

1.07a

1.09a

20.4c

25.6b

28.1ab

31.8a

28.0ab

27.2ab

26.0b

24.0bc

33.8a

31.7a

FCA

3.92a

4.26a

4.44ab

6.23cd

5.72c

6.42d

5.69c

5.46bc

5.27bc

4.87b

Supervivencia (%)

76.0b

100a

92.0a

96.0a

100.0a

84.0ab

100.0a

96.0a

Julio - Agosto 2016

Biomasa bacteriana Tabla 5: Tasa de crecimiento y consumo del camarón P. monodon alimentado durante 42 días con dietas experimentales que contenían varios niveles de harina de pescado, aceite de pescado y de un bioactivo microbiano (Experimento 2; agua clara). Promedios en una misma línea con distintas letras son significativamente diferentes (p<0.05). F50:O2:M0

F50:O2:M10

F10:O2:M0

F0:O2:M0

F10:O0:M0

F0:O0:M0

F10:O0:M10

F0:O0:M10

F10:O2:M10

Peso inicial (g)

4.36

4.25

4.41

4.38

4.36

4.37

4.35

4.33

4.36

4.33

Peso final (g)

9.57b

12.05d

8.39a

8.16a

8.53ab

7.35a

12.17d

10.51c

12.79d

12.07d

Peso ganado (g)

5.21b

7.80d

3.98a

3.78a

4.18ab

2.98a

7.82d

6.18c

8.43d

7.73d

0.87b

1.30d

0.66a

0.63a

0.70ab

0.50a

1.30d

1.03c

1.41d

1.29d

16.72a

19.89b

17.51a

19.43b

19.08b

21.26c

29.24d

19.19b

28.25d

28.46d

3.21b

2.55a

4.40c

5.14d

4.57c

7.12e

3.74a

3.11ab

3.35b

3.68b

91.7bc

Tasa de crecimiento (g/semana) Alimento suministrado (g/camarón) FCA Supervivencia (%)

93.3

100.0

87.5

83.3

91.7

70.8

91.7

95.8

F0:O2:M10

Tabla 6: Tasa de crecimiento y consumo del camarón P. monodon alimentado durante 63 días con dietas experimentales que contenían varios niveles de harina de pescado, aceite de pescado y de un bioactivo microbiano (Experimento 3; agua verde). Promedios en una misma línea con distintas letras son significativamente diferentes (p<0.05). F50:O2:M0

F50:O2:M10

F10:O2:M0

F0:O2:M0

F10:O0:M0

F0:O0:M0

F10:O0:M10

F0:O0:M10

F10:O2:M10

Peso inicial (g)

3.84

3.94

3.86

3.94

3.88

3.82

3.90

3.86

3.95

3.88

Peso final (g)

9.02a

11.67b

9.67a

9.32a

10.33ab

9.78a

12.24bc

11.08b

13.20cd

13.40d

Peso ganado (g)

5.18a

7.73b

5.81a

5.38a

6.45ab

5.96a

8.34bc

7.23b

9.25cd

9.52d

0.58a

0.86b

0.65a

0.60a

0.72ab

0.66a

0.93bc

0.80b

1.03cd

1.06d

24.44a

29.49b

24.22a

26.79ab

27.83ab

27.67ab

32.20bc

27.89ab

34.24c

30.37bc

4.74bc 96.7

4.16b 97.8

4.25b 82.2

4.97c 96.7

4.45bc 94.4

4.70bc 96.7

3.86ab 98.9

3.89ab 98.9

3.68a 94.4

3.18a 94.4

Tasa de crecimiento (g/semana) Alimento suministrado (g/camarón) FCA Supervivencia (%)

Julio - Agosto 2016

F0:O2:M10

Biomasa bacteriana microbiano (F50:O2:M10) resultó en un aumento significativo del crecimiento (p<0.001) y del consumo de alimento (p=0.034). Cuando el producto microbiano se añadió a las dietas con baja inclusión o sin inclusión de harina y/o aceite de pescado (dietas F10:O0:M10, F0:O0:M10, F10:O2:M10 y F0:O2:M10), el aumento en el crecimiento observado superó las pérdidas generadas por la sustitución completa de la harina y aceite de pescado. El factor de conversión alimenticia no fue significativamente afectado por los diferentes tratamientos, en gran parte debido a la variabilidad inherente asociada con este parámetro. Hubo una serie de efectos de las varias dietas experimentales sobre la composición de los camarones (Tabla 7). Los cambios más notables fueron una disminución en la concentración de los LC-PUFA a medida que disminuía la concentración de harina y/o aceite de pescado en la dieta. Esto se debió principalmente a una disminución en el porcentaje de C20:5n-3, C22:5n-3 y C22:6n-3. Esta disminución en la concentración de LC-PUFA y, en particular en la concentración total de los ácidos grasos tipo n-3, resultó en un cambio significativo en la relación n-3:n-6 de los ácidos grasos de los camarones, que se agravó aún más con un aumento en la concentración total de los ácidos grasos tipo n-6.

Experimento 3: En tanques con agua verde y sin recambio de agua, mantenidos bajo un invernadero, la sustitución completa de la harina y aceite de pescado no tuvo efecto significativo (p=0.994) sobre el crecimiento del camarón (estimado a través del peso final, ganancia en peso y tasa de crecimiento) (Tabla 6). Sin embargo, la adición de un bioactivo microbiano en las dietas resultó en un incremento significativo (p=0.005) en el crecimiento y consumo de alimento por parte del camarón. Cuando el producto microbiano se añadió a las dietas con baja

inclusión o sin inclusión de harina y/o aceite de pescado (dietas F10:O0:M10, F0:O0:M10, F10:O2:M10 y F0:O2:M10), el aumento observado en el crecimiento fue mayor que cuando fue adicionado a la dieta que tenía altos niveles de harina y aceite de pescado (F50:O2:M10). Al igual que en el Experimento 2, se observó una serie de efectos de las varias dietas experimentales sobre la composición de los camarones (Tabla 8). Sin embargo, en este caso no se notó una diferencia significativa entre tratamientos en el porcentaje de los LC-PUFA totales, sino mas bien se detectó algo de variabilidad en los porcentajes de los ácidos grasos C20:5n-3 y C33:6n-3. El aumento sustancial en los niveles de los ácidos grasos C20:4n-6 fue el responsable de la ausencia de una diferencia significativa en la concentración total de los LC-PUFA.

Discusión

El uso de harina de pescado en los alimentos para camarón ha sido identificado como uno de los temas críticos que afectan a la sostenibilidad de este sector de la acuacultura. Sin embargo, a pesar de ésta dependencia aparente en el uso de harina de pescado, hay pocos datos en la literatura científica sobre las consecuencias de la disminución de sus niveles de inclusión a través de la sustitución con otras fuentes de proteínas. Además de tratar de definir los niveles críticos de inclusión de harina de pescado en dietas para el camarón, el desarrollo de un bioactivo microbiano, NovacqTM, ofrece la posibilidad de ayudar con la sustitución completa de las fuentes marinas de proteína y lípido. Por lo tanto, este estudio tuvo como objetivo evaluar una serie de hipótesis. En primer lugar, que bajo un umbral crítico de inclusión de harina de pescado, la ingesta de alimento y la tasa de crecimiento del camarón se verán reducidas. En segundo lugar, que el uso de un bioactivo microbiano mitigaría estas disminuciones y que ayudaría también

con el reemplazo total del aceite de pescado. Finalmente, se planteó la hipótesis de que estos efectos se observaran en condiciones, tanto de “agua clara” como de “agua verde”.

El nivel crítico de inclusión de la harina de pescado: Los resultados del Experimento 1 demuestran claramente que la reducción en el nivel de inclusión de harina de pescado en la dieta para el camarón P. monodon tiene un efecto negativo sobre su rendimiento. El análisis de regresión indica una disminución en el crecimiento del camarón para cada nivel de reducción en la concentración de harina de pescado. Sin embargo, el análisis ANOVA indica una diferencia significativa solamente con un 10% de harina de pescado y niveles inferiores (5% y 0%). Esta observación apoya el hecho de que aunque el análisis de regresión presenta una disminución en el rendimiento para cualquier nivel de sustitución de la harina de pescado, en la práctica este cambio se convierte en un problema sólo una vez que la harina de pescado esté en 10% o más bajo. Estos resultados concuerdan con los varios estudios que han demostrado la importancia del uso de harina de pescado en dietas para camarón. Un estudio, publicado en 1990 y realizado con el camarón L. vannamei, sustituyó a la harina de pescado (mezclada con harina de calamar y harina de camarón) con harina de soya, logrando dietas con cero gramo de harina de pescado. Los autores observaron que por debajo de 21.3% de harina de pescado, el crecimiento del camarón comienza a verse afectado negativamente. Otros estudios que utilizaron harinas co-extrusadas de pollo y soya como sustitutos demostraron que pueden lograr los mismos rendimientos sin inclusión de harina de pescado y, de manera interesante, los índices productivos del camarón parecían mejorar con el incremento en los niveles de sustitución de la harina de pescado, Julio - Agosto 2016

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Biomasa bacteriana Tabla 7: Composición del camarón P. monodon alimentado durante 42 días con dietas experimentales que contenían varios niveles de harina de pescado, aceite de pescado y de un bioactivo microbiano (Experimento 2; agua clara). Promedios en una misma línea con distintas letras son significativamente diferentes (p<0.05). . F50:O2:M0

F50:O2:M10

F10:O2:M0

F0:O2:M0

F10:O0:M0

F0:O0:M0

F10:O0:M10

F0:O0:M10

F10:O2:M10

Materia seca (%)

25.5

24.9

25.4

25.0

25.2

25.1

25.9

24.7

26.0

26.1

Proteína (%)

20.3

19.7

19.0

21.6

19.4

22.0

21.4

21.3

21.5

22.7

Lípidos (%)

2.1ab

1.8ab

2.1ab

2.0ab

1.9ab

1.6a

1.7a

2.0ab

2.2b

Ceniza (%)

3.1

Energía (kJ/g) Total SFA

3.0

3.2

2.9

3.1

3.3

3.4

3.7

F0:O2:M10

3.2ab

5.0

4.8

5.0

4.8

4.9

4.8

5.0

36.9c

36.3bc

30.2b

25.9a

31.9b

31.4b

28.3ab

28.8ab

28.7ab

24.8a

C14:1

0.0

0.1

0.2

0.0

0.1

0.0

C16:1

2.3c

2.1c

1.9c

1.6bc

1.0b

0.5a

1.1b

1.0b

1.7bc

1.6bc

C18:1

16.0a

19.2a

30.1b

36.0cd

28.5b

27.7b

30.2bc

30.4bc

32.8c

42.8d

0.5b

0.8c

0.2ab

0.0a

0.4b

0.2ab

0.0a

0.2ab

0.0a

Total MUFA

20.1a

23.1a

33.3bc

39.0c

31.8b

29.2b

32.1b

32.3b

35.7bc

44.9d

C18:2n-6

12.0a

16.3ab

17.4ab

18.4b

22.1b

21.8b

21.4b

15.7ab

16.3ab

C20:1

C18:3n-3

0.2

Total PUFA

12.2

0.3

12.4

0.2

16.6

0.0

17.4

4.1

22.7

4.7

26.8

6.7

28.6

5.9

27.2

0.0

0.8a

17.1ab

15.7

C20:4n-6

2.5b

2.3b

2.2ab

2.3ab

1.4a

3.1c

2.4b

2.3b

1.7a

C20:5n-3

12.7c

12.1c

8.5b

8.3b

5.3ab

4.3a

3.9a

4.3a

9.4b

6.5ab

C22:5n-3

1.2b

1.1b

0.3a

0.0a

5.0a

C22:6n-3

14.4

Total LC-PUFA

30.8

12.9

c c

28.4

7.6

19.9

6.4

17.7

5.4

13.5

4.6

12.6

4.5

11.0

4.8

8.8

11.7

19.9

13.1ab

Total n-6

14.5a

14.3a

18.7ab

19.7b

20.8b

25.9c

24.5c

23.9bc

17.4ab

18.0ab

Total n-3

28.5c

26.5c

17.8b

15.4ab

15.5ab

13.6a

15.1ab

15.0a

18.3b

12.2a

0.68a

n-3:n-6

1.96

1.85

0.95

0.78

0.75

0.52

0.62

0.63

1.05

Tabla 8: Composición del camarón P. monodon alimentado durante 63 días con dietas experimentales que contenían varios niveles de harina de pescado, aceite de pescado y de un bioactivo microbiano (Experimento 3; agua verde). Promedios en una misma línea con distintas letras son significativamente diferentes (p<0.05). . F50:O2:M0

F50:O2:M10

F10:O2:M0

F0:O2:M0

F10:O0:M0

F0:O0:M0

F10:O0:M10

F0:O0:M10

F10:O2:M10

Materia seca (%)

22.2a

23.9ab

25.1ab

25.0ab

24.2ab

24.7ab

26.6b

25.4b

26.2b

25.7b

Proteína (%)

16.4a

18.8ab

18.1ab

19.1ab

17.2ab

17.9ab

20.6b

19.5ab

19.4ab

19.9ab

Lípidos (%)

1.0a

1.1a

1.5b

1.3ab

1.4ab

1.3ab

1.6b

1.3ab

1.5b

1.4ab

3.9

4.0

3.7ab

4.4

5.0

4.7ab 20.3

Ceniza (%)

3.3

ab a

3.6

4.5

3.4

4.5

3.6

4.6

3.1

3.6

4.5

3.6

4.8

F0:O2:M10

Energía (kJ/g)

3.8

Total SFA

22.8

23.0

21.3

20.9

19.3

19.4

18.8

19.2

20.8

C14:1

0.2

0.3

0.2

0.1

0.2

0.1

C16:1

0.5b

0.4ab

0.2a

0.3ab

0.2a

0.1a

0.2a

C18:1

9.8a

10.6ab

13.6b

13.0ab

13.5b

13.4ab

13.8b

13.5b

13.7b

13.6b

C20:1

0.7ab

0.8b

0.5ab

0.4a

0.5ab

0.4a

0.3a

0.5ab

0.4a

Total MUFA C18:2n-6 C18:3n-3

20.1

23.1

6.0

0.2

0.3

33.3 8.3

0.4

39.0 8.5

0.5

4.6

31.8 10.0 2.5

29.2 10.8 2.5

32.1

10.1 3.0

32.3

35.7

44.9d

8.6ab

2.7

0.4

0.4a

10.7

8.0

6.2a

6.3a

8.7ab

9.0ab

12.5b

13.3b

13.1b

13.5b

8.4ab

9.1ab

C20:4n-6

10.1ab

8.8a

8.7a

9.5ab

11.1ab

13.1b

11.3ab

13.1b

8.1a

9.1a

C20:5n-3

Total PUFA

18.0

15.8

18.2

20.3

14.2

15.7

13.0

15.1

18.2

19.7a

C22:5n-3

1.6

1.8

2.1

1.6

1.9

1.7

2.0

2.1

2.2

C22:6n-3

24.7bc

27.0c

22.2b

19.5ab

21.2b

15.9a

21.4b

16.2a

23.1b

28.0ab

Total LC-PUFA

56.4

55.7

53.0

51.0

49.6

50.4

49.3

53.2

Total n-6

17.9ab

16.8a

18.5ab

19.5ab

23.2ab

26.2b

23.4b

25.9b

17.6a

19.2ab

Total n-3

44.8a

45.2a

43.1a

42.5a

40.3a

36.7a

40.1a

36.9a

44.0a

43.2a

n-3:n-6

2.5b

2.7b

2.3ab

2.2ab

1.7ab

1.4a

1.7ab

1.4a

2.5b

2.3ab

Julio - Agosto 2016

Biomasa bacteriana

sin poder explicar estos resultados de manera racional. Además, se detectó que la adición de 1% de harina de krill mejoró notablemente los rendimientos de la dieta libre de harina de pescado. En otros estudios, se demostró que el uso de harina de colza y harina de soya puede ser efectivo en dietas que contienen tan sólo 6% de inclusión de harina de pescado. Es importante notar que la mayoría de estos estudios han utilizado un suplemento de harina de krill o harina de calamar para lograr resultados iguales o ligeramente más bajos que los obtenidos con dietas que contienen harina de pescado.

La estimulación del crecimiento con la inclusión de un bioactivo microbiano: En el Experimento 1, la adición del bioactivo microbiano a la dieta mejoró el crecimiento de los camarones (tanto en dietas con alto nivel de inclusión de harina de pescado, como en las de bajo nivel). En efecto, si se compara el rendimiento de los

camarones alimentados con las dietas F5:M10 y F0:M10 (con 5% y 0% de harina de pescado, respectivamente) con los animales que recibieron sus dietas análogas (F5:M0 y F0:M0, sin el bioactivo microbiano), se observa que su rendimiento es 40% y 46% más alto, respectivamente. Al contrario, la suplementación con el bioactivo microbiano de las dietas altas en harina de pescado (F45:M5 y F45:M10) mejoró el crecimiento en sólo un 11% y 18%, respectivamente, en comparación con la dieta referencial (F45:M0). Sin embargo, en el Experimento 2, la inclusión de 10% del bioactivo microbiano a la dieta con altos niveles de harina de pescado incrementó la tasa de crecimiento de los camarones de 0.87 g/ semana a 1.30 g/semana; un aumento del 50%. Postulamos que esta diferencia en las respuestas observadas entre experimentos puede ser un efecto de las diferentes poblaciones de camarón utilizadas en cada bioensayo. Recientemente, otros investigado-

res también han reportado sobre el uso de productos derivados de la biomasa microbiana en alimentos para camarón, con diferentes grados de éxito. En un trabajo publicado en el 2008 y realizado en un laboratorio, se incluyó biomasa microbiana a un nivel del 20% y se observó un incremento en la tasa de crecimiento de L. vannamei, de 0.85 g/semana a 1.03 g/semana; un aumento del 21%. Estos autores separaron químicamente el producto microbiano en varias fracciones e identificaron que el potencial componente bioactivo se encuentra en la fracción soluble en acetona (posiblemente algún tipo de carotenoide), aunque ninguna de las fracciones obtenidas produjo una tasa de crecimiento significativamente diferente.

La sustitución completa de la harina y aceite de pescado en “agua clara” utilizando un bioactivo microbiano: El uso de sistemas experimentales con “agua clara” ofrece

Julio - Agosto 2016

Biomasa bacteriana el método más riguroso para evaluar el impacto de un alimento en el rendimiento del camarón, ya que aisla otros factores exógenos distintos a lo de la alimentación. De manera similar a lo observado en el primer experimento, en el segundo hubo una disminución constante en el crecimiento de los camarones a medida que se redujo el nivel de inclusión de la harina de pescado en la dieta. Sin embargo, se observó una mejora significativa con la adición del bioactivo microbiano a las dietas bajas en harina de pescado, F10:O2:M0 versus F10:O2:M10 y F0:O2:M0 versus F0:O2:M10. En ambos casos, la ganancia relativa en biomasa fue cerca o superior al 100%. La sustitución del aceite de pescado con aceite de linaza obtuvo sin duda más éxito. Estos resultados son coherentes con observaciones anteriores y el conocimiento adquirido sobre el manejo de los requerimientos en ácidos grasos esenciales de esta especie de camarón. En estudios anteriores, se ha demostrado que si se mantiene la relación “de equilibrio” entre los ácidos grasos n-3 y n-6, el camarón tiene la capacidad de sintetizar su propios LC-PUFA. Además, se ha demostrado que si se mantiene este equilibrio y se suministra pequeñas cantidades de LC-PUFA, se logra estimular el crecimiento del camarón. Estas observaciones fueron confirmadas en nuestro experimento, donde se pudo observar que la sustitución del aceite de pescado con aceite de linaza (F10:O0:M0) en la dieta con 10% de harina de pescado (que introduce pequeñas cantidades de LC-PUFA) generó un mejor crecimiento que la dieta equivalente que tenía aceite de pescado (F10:O2:M0).

La sustitución completa de la harina y aceite de pescado en “agua verde” utilizando un bioactivo microbiano: Se ha sugerido que el sistema de cultivo utilizado en la experimentación con el camarón puede tener un impacto significativo sobre los Julio - Agosto 2016

resultados obtenidos. En el 2004, un equipo de investigadores propuso que era más apropiado llevar a cabo los ensayos en tanques con agua verde mantenidos al aire libre, lo que imita mejor las condiciones encontradas en las piscinas de cultivo. En el presente estudio, hay algunos indicios que apoyan esta recomendación, ya que no se observó una reducción en el crecimiento de los camarones alimentados con dietas libres de harina y aceite de pescado en los tanques con agua verde, mientras que si se notó en los tanques con agua clara. Esto sugiere que el camarón obtenía un cierto nivel de nutrición del sistema de agua verde, lo que ayudó a compensar las reducciones en la tasa de crecimiento observadas en los primeros dos experimentos. Sin embargo, el efecto positivo del bioactivo microbiano sobre el crecimiento fue evidente en ambos sistemas experimentales. Además, el uso del bioactivo microbiano y la sustitución completa de la harina y aceite de pescado no tuvo un impacto significativo sobre el contenido total de LC-PUFA en los camarones mantenidos en el sistema de agua verde. Existen pocos estudios donde se ha realizado el reemplazo total de la harina y/o aceite de pescado, en agua verde o piscinas de cultivo. Uno de estos estudios fue publicado en el 2007, donde se alimentó al camarón L. vannamei en piscinas experimentales, con dietas a base de harina de pollo y harina de soya, y donde los niveles de harina de pescado estuvieron entre 90 y 0 g/ kg. Después de 81 días de cultivo, los autores no encontraron diferencia significativa (p=0.072) en el crecimiento de los camarones alimentados con las varias dietas, a pesar de que el grupo alimentado con la dieta libre de harina de pescado presentó el valor más bajo. En este mismo estudio, se utilizó una dieta comercial como referencia y todas las dietas experimentales obtuvieron resultados más bajos, aunque no

significativamente. En el ensayo de agua verde en el presente estudio, el crecimiento del camarón fue igual o superior cuando fue alimentado con dietas libres de harina o aceite de pescado. Además, la inclusión de un bioactivo microbiano resultó en un rendimiento superior para todas las dietas ensayadas. Por lo tanto, afirmamos que el presente estudio es el primero en reportar la sustitución completa en dietas de todos los productos y derivados de la pesca, logrando un rendimiento igual o superior. Estos resultados representan un gran paso adelante, en términos de completa independencia hacia la harina y aceite de pescado (y otros productos pesqueros) para la producción de camarón.

Conclusiones

Los resultados de este estudio demuestran que mediante el uso de un producto bioactivo microbiano que contiene propiedades estimuladoras para el crecimiento, es posible compensar completamente el uso de harina y aceite de pescado y producir dietas para el camarón que no dependan de los productos de la pesca. Mientras tanto, otros estudios han logrado sustituir a la harina o aceite de pescado, en la mayoría de los casos, sólo mediante el uso de otros recursos pesqueros como la harina de calamar o harina de crustáceos. Los resultados del presente estudio son un paso importante para la sostenibilidad de la industria del cultivo de camarón, ya que demuestra el claro potencial de independizarse completamente de los recursos pesqueros. Este paso aún no se logra con otras especies marinas.

Este artículo aparece en la revista científica Aquaculture (Volumen 431, Julio 2014) y es reproducido con autorización de los autores. Para recibir una copia del artículo original, escriba al siguiente correo: revista@cna-ecuador.com

Carotenos e inmunidad

Optimización de la supervivencia y respuesta inmune del camarón alimentado con dietas ricas en carotenos e infectado con el WSSV J.A. López-Elíasa, D. Medina-Félixb, A.I. Campa-Córdovab, L.R. Martínez-Córdovaa, J. Hernández-Lópezc, J.F. Mendoza-Canoc, M.E. Rivas-Vegad a d

Universidad de Sonora, Hermosillo; bCIBNOR, La Paz; cCIBNOR, Hermosillo; Universidad Estatal de Sonora, Hermosillo - México

dfelix@pg.cibnor.mx

Introducción

El virus del síndrome de la mancha blanca o WSSV (por sus siglas en inglés) es el virus de mayor virulencia reportado en la industria camaronera. Los organismos infectados presentan manchas blancas de 0.5-3 mm de diámetro en el exoesqueleto, letargo, coloración rojiza en urópodos, telson, pereiópodos y pleópodos, con mortalidades masivas en los primeros 30 días de cultivo. El WSSV fue reportado por primera vez en México en 1999, afectando al estado de Sonora donde ocasionó grandes pérdidas económicas en el 2010. El WSSV posee la capacidad para infectar al menos 93 especies, en su mayoría crustáceos decápodos. Además, es difícil de controlar ya que se transmite de manera horizontal y vertical. Los camarones peneidos poseen un sistema inmune innato que los protege de microorganismos dañinos y que presenta dos tipos de respuesta (celular y humoral), actuando en conjunto para eliminar los agentes patógenos. Este sistema inmune sin capacidad de memoria está mediado por los hemocitos que poseen capacidad citotóxica y comunicación intercelular que le facilita las funciones de: reconocimiento, coagulación, fagocitosis, melanización, formación de nódulos y encapsulación. Así mismo, los camarones cuentan también con la presencia de varios componentes plasmáticos, como un sistema profenoloxidasa y la cascada de coa-

gulación que favorece la destrucción de agentes patógenos. Actualmente, el interés en la prevención de enfermedades a través de la inmunoestimulación ha aumentado para hacer frente a los problemas virales, ya que los compuestos inmunoestimulantes alertan al sistema inmune innato de los organismos provocando una respuesta. La ventaja de los inmunoestimulantes radica en que no generan resistencias ni habituación, por lo que no retardan el crecimiento y pueden usarse en forma continua, facilitando su dosificación en las dietas. En crustáceos, los carotenoides actúan como antioxidantes y precursores de la vitamina A, además incrementan la resistencia a enfermedades, mejoran su tasa de reproducción y aumentan la ganancia de peso. Dentro de los carotenoides, los β-carotenos son los de mayor importancia por encontrarse en mayor cantidad y son utilizados en la acuacultura como pigmentos, antioxidantes y fuentes de vitamina A. Los β-carotenos son acumulados y almacenados dentro de los cloroplastos en la microalga Dunaliella sp. cuando es cultivada en medio con deficiencia de nitrógeno, y le imparten su coloración típica. El uso de β-carotenos en la dieta incrementa la resistencia del camarón blanco del Pacífico Litopenaeus vannamei a infecciones experimentales con WSSV. Además, la adición de carotenos a la dieta mejora los parámetros de

producción y la pigmentación de L. vannamei y del camarón azul Litopenaeus stylirostris. El objetivo del presente estudio fue evaluar la respuesta del sistema inmune de L. vannamei alimentado con dietas ricas en Dunaliella sp. con altas concentraciones de β-caroteno, frente a una infección con el WSSV.

Materiales y Métodos

Fuente de β-carotenos y dietas experimentales: Se obtuvo Dunalie-

lla sp. del cepario del Departamento de Investigaciones Científicas y Tecnológicas de la Universidad de Sonora, donde se utilizó el medio F/8 para su cultivo que contiene una reducción en la cantidad de nitratos. La microalga fue cultivada en un sistema escalonado, empezando con un tubo de ensayo de 10 mL, pasando a matraz de 250 mL, posteriormente a matraz de 1 L y finalmente a recipientes de 20 L. Una vez obtenida la concentración celular máxima se cosechó el cultivo para su floculación con 0.15 g/L de sulfato de aluminio. El concentrado de Dunaliella sp. fue congelado a -80°C para su liofilización con el Telstar LyoQuest ® y así obtener una harina de Dunaliella sp. Se evaluó la concentración de β-carotenos en Dunaliella sp., tomando una muestra de 30 mg de harina y añadiendo 10 mL de acetona al 90%. Esta mezcla se mantuvo por 24 h en la oscuridad y se midió la concentración por espectrofotometría a 453 nm, utilizando una curva de β-caroteno como estándar (5.3 mg de β-caroteno en 25 mL). Con este procedimiento se ajustó la concentración del β-caroteno a 0.42 mg/mL en la microalga. Se elaboró dietas experimentales, una dieta control y dos dietas suplementadas con harina de Dunaliella sp. (1 y 2%), de acuerdo a la composición presentada en la Tabla 1. Julio - Agosto 2016

Carotenos e inmunidad Camarones: Se utilizó juveniles del camarón L. vannamei con un peso promedio de 6 g, provenientes de la granja acuícola Ojai, ubicada en Bahía de Kino, Sonora, México. Para confirmar la ausencia del virus de la mancha blanca en estos camarones previo a su uso en el bioensayo, se efectuó un análisis por qPCR, utilizando la sonda VP28 del WSSV, mediante el kit iQ™ SYBER® GREEN Supermix. Diseño experimental: Se evaluaron

los siguientes cuatro tratamientos por triplicado: 1) 1% de biomasa de Dunaliella sp. en el alimento para camarones infectados con WSSV; 2) 2% de Dunaliella sp. en el alimento para camarones infectados con WSSV; 3) alimento control sin suplementación con Dunaliella sp. y camarones infectados con WSSV (Control positivo); 4) alimento control sin suplementación con Dunaliella sp. y camarones no infectados (Control negativo). Se colocó 40 camarones por acuario con 20 L de agua de mar (salinidad de 35 g/L), manteniendo la temperatura en 28-29°C, aireación continua y recambio del 60% de agua cada tres días. Los animales fueron alimentados con las dietas experimentales (5% de su biomasa) en dos raciones diarias durante 30 días previo a la infección con WSSV. Se infectó a los camarones por alimentación forzada utilizando una jeringa y una sonda, administrando 100 µL de un inóculo con WSSV. Se colectó muestras de hemolinfa en el quinto par de pereiópodos a las 0, 24, 48, 72, 120 y 144 horas post-infección (hpi).

Determinación de la actividad del sistema inmune: Se evaluó la ac-

tividad de la lisozima, aglutinación de los hemocitos (aglutinina/mg de proteína), actividad de la α-2-macroglobulina (A2M), actividad específica de la fenoloxidasa (FO), y la actividad específica de la profenoloxidasa (PFO). Todos los resultados de la actividad del sistema inmune fueron normalizados con los resultados de proteína. Para detectar diferencias entre los tratamientos, los promedios obtenidos fueron sometidos a un análisis de ANO-

Tabla 1: Composición de las tres dietas experimentales. Todos los valores son expresados en g/kg de materia seca. Ingrediente

Dieta control

Harina integral de trigo Pasta de soya Harina de sardina Harina de Dunaliella sp. Aceite de pescado Lecitina de soya Alginato de sodio Premezcla de vitaminas Fosfato bibásico de sodio Colesterol Premezcla de minerales Cloruro de colina 62% Vitamina C 35% Butilhidroxitolueno (BHT)

423 199 260 0 40 15 20 18 12 5 5 2 0.9 0.04

VA de dos vías y pruebas de Tukey.

Resultados

Se encontró la tasa de supervivencia más alta en los camarones alimentados con la dieta que tenía 1% de harina de Dunaliella sp., seguido de los camarones alimentados con la dieta que tenía 2% de harina de la microalga (Tabla 2). En ambos casos la tasa de supervivencia fue mayor al 80%; mientras que el tratamiento control positivo (con infección) presentó un 56% de supervivencia. No se registró mortalidad en el control negativo (sin infección). No se detectó diferencia significativa en la actividad de la lisozima entre tratamientos (Tabla 3). Sin embargo, se observó que los camarones alimentados con 1% de Dunaliella sp. incrementaron significativamente la actividad de la lisozima en el plasma a las 24 y 72 horas post-infección (hpi) (Fig. 1). Se encontró variaciones en el tiempo después de

Dieta 1% Dunaliella sp. 423 194 255 10 40 15 20 18 12 5 5 2 0.9 0.04

Dieta 2% Dunaliella sp. 423 189 250 20 40 15 20 18 12 5 5 2 0.9 0.04

la infección, observándose fluctuaciones hasta las 120 hpi, tiempo después del cual ya no se detectó actividad de la lisozima en ninguno de los tratamientos. No se detectó diferencia significativa entre tratamientos, en la aglutinación de los hemocitos del camarón, a pesar de observar valores ligeramente mayores en el tratamiento con 1% de harina de Dunaliella sp. (Tabla 3). La Figura 1 registra tres picos en la actividad de la aglutinina, a las 0, 24 y 144 hpi, en los camarones alimentados previamente con 1% de Dunaliella sp. Mientras tanto, los camarones alimentados con 2% de Dunaliella sp. presentaron un pico en la actividad aglutinante a las 0, 24 y 48 hpi y los camarones del control negativo a las 0 y 48 hpi. Se observó un incremento en la actividad específica de la α-2macroglobulina (A2M) a las 24 y 120 hpi en el tratamiento con 2% de Dunaliella sp. en el alimento, mientras que para el

Tabla 2: Porcentaje de supervivencia en junveniles del camarón L. vannamei alimentados durante 30 días con varias dietas experimentales y expuestos a una infección con WSSV (114 horas post-infección). Tratamiento Dieta con 1% de Dunaliella sp. Dieta con 2% de Dunaliella sp. Dieta control, camarones infectados (control positivo) Dieta control, camarones no infectados (control negativo)

Supervivencia (%) 83 81 56 100

Julio - Agosto 2016

Carotenos e inmunidad

U (mg/mL de proteína)

U (min/mg de proteína)

Lisozimas

0.0040

0.009

0.0030

0.007

0.0025 0.0020

0.005

0.0015

0.003

0.0010

0.001

0.0005 0.0000

Aglutinina

0.011

0.0035

-0.001

120

Horas post-infección (hpi)

0.014

120

144

120

144

Horas post-infección (hpi)

Fenoloxidasa

U (mg/mL de proteína)

α-2-macroglobulina

U (mg/mL de proteína)

0.0020

0.012

0.0015

0.010 0.008

0.0010

0.006 0.0005

0.004 0.002 0.000

Horas post-infección (hpi)

U (105 min/mg de proteína) 13.000

120

0.0000

144

Horas post-infección (hpi)

Profenoloxidasa

11.000 9.000

1% Dunaliella sp.

7.000

2% Dunaliella sp.

5.000

Control positivo

3.000

Control negativo

1.000 -1.000

Horas post-infección (hpi)

120

144

Figura 1: Comportamiento de la respuesta inmune de juveniles del camarón L. vannamei después de 30 días de alimentación con varias dietas experimentales y una infección con WSSV.

Tabla 3: Actividad específica y desviación estándar de componentes del sistema inmune, en junveniles del camarón L. vannamei alimentados durante 30 días con varias dietas experimentales y expuestos a una infección con WSSV. Tratamiento

1% de Dunaliella sp. 2% de Dunaliella sp. Control positivo Control negativo

Julio - Agosto 2016

α-2-

Aglutinina

Fenoloxidasa

Profenoloxidasa

Tripsina

0.00534

0.00086

0.07209

0.00744

0.00527

0.00125

(± 0.00081) 0.00487

(± 0.00011) 0.00096

(± 0.01338) 0.08350

(± 0.00084) 0.00974

(± 0.00061) 0.00723

(± 0.00022) 0.0077

(± 0.00077) 0.00391

(± 0.00011) 0.00071

(± 0.01359) 0.06592

(± 0.00080) 0.00792

(± 00059) 0.00554

(±0.00023) 0.00140

(± 0.00097) 0.00365

(± 0.00014) 0.00074

(± 0.01458) 0.09687

(± 0.00101) 0.00638

(± 0.00074) 0.00444

(± 0.00021) 0.00079

(± 0.00132)

(± 0.00019)

(± 0.01765)

(± 0.00138)

(± 0.00102)

(± 0.00027)

Macroglobulina

Lisozima

Carotenos e inmunidad tratamiento con 1% de la microalga en el alimento, el incremento se observó a las 72 hpi. Todos los tratamientos regresaron a las 144 hpi, a los niveles mínimos de la actividad de la A2M. La actividad de la fenoloxidasa (FO) se incrementó significativamente en los juveniles alimentados con 2% de Dunaliella sp. a las 24 y 48 hpi, regresando a los valores iniciales a las 144 hpi (Fig. 1). Los camarones alimentados con 1% de harina de la microalga registraron un ligero incremento en esta actividad a las 72 hpi. En el control positivo (con infección), se observó un incremento en la actividad específica de la FO a las 24 y 72 hpi. Finalmente, la actividad específica de la profenoloxidasa incrementó a las 120 hpi en los camarones alimentados con la dieta que contenía 2% de Dunaliella sp. y en los camarones del control negativo (Fig. 1). Así mismo, los camarones infectados y alimentados con la dieta control presentaron valores elevados en comparación con los otros tratamientos a las 24, 48 y 120 hpi.

Discusión

En base a los resultados obtenidos en el presente estudio, es evidente que la administración de una dieta rica en carotenoides tiene un efecto protector en los camarones, mejora su crecimiento y rendimiento, y reduce la tasa de mortalidad. Por lo tanto, la administración de carotenoides es esencial para el bienestar del cultivo. En un estudio publicado en el 2014, se encontró que cuando se aplica una dieta rica en antioxidantes se obtiene una respuesta favorable por parte del camarón L. vannamei, aumentando su supervivencia en un 80%. En los crustáceos, la lisozima es un componente fundamental para el sistema inmune, ya que actúa en la respuesta de defensa contra una amplia variedad de patógenos. Aunque no se encontró diferencias significativas entre tratamientos en el presente estudio para este parámetro inmunitario, se observó fluctuaciones constantes en la actividad de las lisozimas a lo largo de la infección con el WSSV. En un estudio publicado en el 2010 y realizado para determinar

CH3 CH3

CH3

H3C CH3

CH3

CH3 Molécula de β-caroteno la acción de las lisozimas en el sistema inmune innato del camarón L. stylirostris, los autores encontraron que cuando se inyecta intra-muscularmente 8 μg de lisozima a camarones infectados con WSSV, aumenta la supervivencia al virus del 70 al 80%. La aglutinina, conocida como la proteína de unión a los lipopolisacáridos (o LPSBP por sus siglas en inglés), es una proteína cuya importancia radica en su capacidad de aglutinar bacterias y unirse a los hemocitos para estimular la fagocitosis. Además tiene la capacidad de lisar a los hemocitos, activando el sistema profenoloxidasa y la coagulación. En un estudio publicado en 1999, investigadores infectaron a hemocitos del camarón Penaeus monodon con el virus de la cabeza amarilla (YHV) y detectaron una disminución de la actividad de aglutinación en los hemocitos durante la infección, siendo concordante con lo encontrado en el presente trabajo. La α-2-macroglobulina (A2M) funciona como inhibidor de proteasas, al actuar como opsonina para marcar y unirse a las proteasas, formando un complejo llamado α-2-macroglobulinaproteasa, de tal manera que permite su endocitosis y degradación proteolítica. Estas proteasas participan en el sistema profenoloxidasa, que ayuda a regular la producción de especies reactivas de oxígeno que se generan por la oxidación de fenoles. Por lo tanto, cuando la A2M disminuye, produce un desbalance en el sistema profenoloxidasa, provocando una producción excesiva de radicales libres. Estas características permiten a la A2M jugar un papel importante en la defensa inmune de los camarones, ya que es una proteína capaz de unirse y neutralizar diversas gamas de proteasas que funcionan como factores de virulencia. Además, juega un pa-

pel esencial en el sistema profenoloxidasa, ya que al ser activada a su forma fenoloxidasa por la serina proteasa, la A2M y los inhibidores de tripsina que se encuentran fuera de los hemocitos en el plasma eliminan a la serina, activando el sistema profenoloxidasa. En un estudio publicado en el 2013, se reportó para el camarón L. vannamei infectado con la bacteria responsable de la necrosis hepatopancreática (NHP) una disminución en los valores de la A2M conforme avanzó la infección, lo cual fue similar a lo encontrado en esta investigación. La fenoloxidasa (FO) se encuentra inactiva en el interior de los gránulos de los hemocitos en forma de profenoloxidasa (PFO) y es liberada en presencia de un antígeno para ser activada con la ayuda de calcio, siendo esta la enzima terminal del sistema profenoloxidasa. Sin embargo, el mecanismo de activación del sistema profenoloxidasa aún se desconoce. En un estudio publicado en el 2012, se evaluó la eficiencia de una bacteria del género Vibrio sp. como inmunoestimulante en el camarón Marsupenaeus japonicus, en contra del WSSV, y se encontró mayor actividad de la PFO en los tratamientos con la bacteria en comparación con el tratamiento control, lo que indicó la acción de la PFO en presencia del virus. En otro estudio publicado en el 2007, donde se infectó con WSSV al camarón Fenneropenaeus indicus, se observó un aumento en la actividad de la PFO en las primeras 48 hpi, mientras que en el grupo control el incremento se vio a las 72 hpi. En este trabajo, el aumento en la PFO podría atribuirse a la estimulación de parte de los carotenos suministrados a través de la dieta. La fenoloxidasa (FO) es la enzima más importante y reconocida en el proceso de melanización que se da en los Julio - Agosto 2016

camarones como un sistema de defensa. En un estudio publicado en el 2013, se encontró que los camarones infectados con NHP tienen menor actividad de la FO que el control negativo; además en los días después de la infección esta actividad empieza a disminuir. La FO produce hidroxilación de los fenoles y oxidación a quinonas, procesos que son necesarios para la melanización. Un estudio publicado en el 2007 reporta que la estimulación del sistema inmune a través del uso de la bacteria Vibrio alginolyticus provoca un aumento en la actividad de la fenoloxidasa. Los niveles elevados de FO surgen como un ineficiente mecanismo de compensación por mantener la resistencia a la infección. Esta podría ser la razón por la cual aumentó la concentración de la FO en el presente trabajo.

Conclusión

La inclusión de Dunaliella sp. a la dieta del camarón L. vannamei tiene un efecto positivo en su tasa de supervivencia después de 30 días de alimentación y una infección con el virus del síndrome de la mancha blanca; logrando 83% de supervivencia con 1% de inclusión de la microalga, 81% de supervivencia con 2% de inclusión en comparación con 56% de supervivencia en el grupo control (camarones no alimentados con la microalga y sometidos a la infección). Además, la actividad del sistema inmune del camarón fue estimulada por los dos niveles de inclusión de Dunaliella sp. en el alimento, obteniendo incrementos significativos previo a la infección en la actividad enzimática de la lisozima, aglutinina y fenoloxidasa. Durante la infección, se incrementó significativamente respecto al control negativo (no tratado, ni infectado), la actividad de la lisozima, aglutinina, α-2-macroglobulina y fenoloxidasa, en los camarones alimentados con 1% de inclusión de la microalga. Los juveniles alimentados con 2% de Dunaliella sp. registraron incrementos significativos respecto al control positivo, en la actividad de la lisozima, aglutinina, fenoloxidasa y profenoloxidasa. El presente estudio demostró que la inclusión de Dunaliella sp. en el alimento mejora la respuesta del sistema inmune y la resistencia a infecciones experimentales con WSSV, en juveniles del camarón blanco del Pacífico.

Este artículo aparece en la revista Latin American Journal of Aquatic Research (Volumen 44, Mayo 2016). Para recibir una copia del artículo original, escriba al siguiente correo: revista@cna-ecuador.com

Julio - Agosto 2016

593.9.9616.5720

Muestreo de población

Muestreo de población en camaroneras Una importante herramienta de manejo Durwood M. Duggera, Darryl Joryb BioCepts International, Inc., Vero Beach, Florida; bGlobal Aquaculture Alliance, Portsmouth, New Hampshire - Estados Unidos

ddugger@biocepts.com / darryl.jory@gaalliance.org

Introducción

El muestreo periódico de la población de animales en cultivo es una importante herramienta de manejo durante el ciclo de producción. En acuacultura, el proceso de toma de muestras tiene el objetivo de generar información sobre el grupo de animales en producción, a través de la observación de un pequeño número de individuos. El muestreo de rutina es común en la mayoría de las granjas, ya sea para monitorear las poblaciones, determinar el tamaño y peso individual o promedio, evaluar el estado físico y apariencia de los animales, estimar el estado de salud general, o revisar la población para la posible presencia de patógenos o enfermedades conocidas. Por lo general, el muestreo de la población para el camarón se realiza cada semana o pasando una semana, utilizando atarrayas lanzadas desde una canoa o desde los muros de la piscina. Las estimaciones resultantes del tamaño de la población y tasa de supervivencia pueden ser muy precisas si el muestreo se lleva a cabo correctamente o, al contrario, inexactas por varias razones, incluyendo la actividad del camarón (muda, ciclo lunar o marea), el error humano y/o negligencia. Para mejorar la precisión de un muestreo de camarones, se debe bajar el nivel de la columna de agua en la piscina, utilizar personal experimentado, usar una atarraya grande y pesada, y tener el número de puntos de muestreo y la frecuen-

cia de muestreo tan altos como sea posible. Es importante establecer métodos adecuados de muestreo en cada granja, que reflejen adecuadamente sus necesidades y capacidades. Al tener en cuenta y eliminar, o al menos estabilizar, los sesgos más importantes en su técnica de muestreo, se puede producir datos confiables. En general, los sesgos son relativamente consistentes y con experiencia se puede desarrollar “factores de corrección” para compensarlos y obtener buenas aproximaciones del peso y tamaño de la población de camarones en cultivo, para las condiciones particulares de la finca. Las muestras tomadas con atarraya están sesgadas por varios factores, que deben ser reconocidos y controlados en la medida posible.

Factores que muestreos

afectan

los

La especies de camarón: La distri-

bución y el comportamiento del camarón varían considerablemente según la especie. Clifford, en un artículo publicado en 1998 sobre el cultivo del camarón azul del Pacífico (Litopenaeus stylirostris), presentó un buen ejemplo de comportamiento específico de la especie que afecta el muestreo e hizo algunas recomendaciones pertinentes. Durante la descripción de los patrones de distribución de esta especie en las piscinas, Clifford reportó que el camarón azul tiene una tendencia a distribuirse de ma-

nera no homogénea y con frecuencia se congrega en grupos, sobre todo en piscinas de poca profundidad. El experto mencionó que “la distribución no uniforme de los camarones produce grandes variaciones en su captura durante el muestreo de la población, lo que complica la obtención de estimaciones precisas del nivel de supervivencia”. Con el fin de reducir las variaciones en la captura de camarón durante el muestreo de población, se recomienda tomar las siguientes medidas: 1) Todas las piscinas con más de 30 días de cultivo deben ser muestreadas cada semana, considerando de 3 a 4 puntos de muestreos fijos por hectárea; 2) Se debe utilizar atarrayas de nylon con un mínimo de 3 kilogramos de pesas de plomo y de hasta 4 a 6 kilogramos de plomo si las piscinas son transparentes o tienen poca profundidad; 3) Se debe muestrear durante las primeras horas de la madrugada, o si es necesario, por la noche; 4) Cuando se utiliza un barco con motor para desplazarse en la piscina, se debe apagar el motor antes de llegar al punto de muestreo; 5) No se debe alimentar, tampoco recambiar agua, justo antes o durante el muestreo de población; 6) Se debe evitar cambiar el personal que realiza los muestreos, así como el material a utilizar y la rutina de ejecución. Con un muestreo semanal se puede generar un promedio de las últimas tres o cuatro muestras semanales, lo que reduce la variabilidad entre las muestras y conduce a una estimación más precisa de la tasa de supervivencia. Un promedio móvil de cuatro semanas también incluirá todas las fases de la luna en el período de muestreo.

Densidad y talla del camarón:

Una variación significativa en el tamaño y/o distribución en una población de camarones puede afectar los resultados Julio - Agosto 2016

Muestreo de población

Muestreo de población realizado mediante lanzadas de atarraya en una piscina camaronera de Manabí, Ecuador. del muestreo. En general, los camarones más pequeños tienden a permanecer en las zonas poco profundas de las piscinas, por lo que es importante muestrear uniformemente la piscina tanto como sea práctico. Además, los camarones más grandes son más rápidos que los camarones pequeños, escapan más fácilmente de la atarraya, lo que genera un sesgo constante hacia la captura de camarones con tamaño más pequeño. La precisión del muestreo se incrementará con el aumento del peso de los animales.

Fondos de las piscinas: La textura

y los contornos del fondo de la piscina deben ser suaves y lisos. Las piscinas que no tienen fondos llanos no deberían ser muestreadas con atarraya, ya que este tipo de red no logrará retener a los camarones cuando se asienta en el fondo, dejando espacio para que se escapen por la parte inferior. De la misma manera, piscinas con una gran cantidad de raíces de mangle y otros desechos tienden a dificultar el uso de atarrayas. Finalmente, las piscinas con suelos arenosos permiten que más camarones se

Julio - Agosto 2016

entierren en el fondo y por ende escapen de la red, requiriendo del uso de un factor de corrección más alto para su muestreo.

Calidad del agua: Las característi-

cas del agua de la piscina varían con la estación del año, la hora del día, y varios fenómenos climáticos tales como El Niño, los monzones, etc… Las variaciones en la calidad del agua en una piscina producen sesgos en el muestreo con atarraya, por lo tanto se debe realizar los muestreos cuando las piscinas han sido estáticas durante varias horas. Los camarones tienden a distribuirse de forma no homogénea cuando hay un flujo de agua, por ejemplo, durante el recambio de agua cuando es común ver a los camarones congregados cerca de las compuertas de entrada de agua. En áreas sujetas a amplias variaciones en la magnitud de las mareas debido a los ciclos lunares, generalmente los camarones se comportan de manera diferente durante las mareas vivas (de sizigia) y muertas (de cuadratura). A veces los muestreos realizados durante las horas de luz (durante el día)

parecen funcionar mejor, supuestamente porque los camarones son menos activos y se distribuyen de manera más uniforme que durante la noche. Estos muestreos de día tienden a favorecer la visión de los técnicos, por lo tanto son más uniformes y fácil de “supervisar”. Además las tempranas horas en la madrugada y los bajos niveles de oxígeno disuelto en los fondos pueden causar que el camarón se distribuya de manera desigual, ya que busca concentraciones más altas de oxígeno disuelto en la superficie y en los lugares de poco profundidad de la piscina. El agua mas fría tiende a bajar la actividad del camarón y puede empujarlo hacia la parte superior de la columna de agua, en comparación con poblaciones que son muestreadas cuando la temperatura del agua es más cercana a los niveles óptimos para la especie en cultivo. Finalmente, la profundidad de la columna de agua afecta el tiempo que la atarraya tarda en alcanzar el fondo de la piscina; si más tiempo se demora la atarraya para hundirse, más alta será la cantidad de camarones capaces de escapar de la red. Muestrear en la no-

Muestreo de población che o en la madrugada podría ser mejor bajo ciertas condiciones, por ejemplo, en piscinas con alta transparencia de la columna de agua. Si es posible, las piscinas deben ser muestreadas una vez a la semana y se debe calcular una media móvil para los últimos tres o cuatro muestreos. Un promedio sobre cuatro semanas incluirá todas las fases del ciclo lunar y reducirá al mínimo los posibles efectos de la muda y marea sobre la distribución de la población de camarón en cultivo. Se debe tener en cuenta que el camarón tiende a ser mucho más activo durante ciertos períodos lunares, lo que afecta a las estimaciones de población.

Tipos de atarrayas utilizadas para tomar las muestras: Si se debe

comparar los resultados, las atarrayas utilizadas en los muestreos deben ser consistentes entre piscinas o entre ciclos de cultivo a lo largo del tiempo. Además de diversos tamaños, hay al menos dos tipos de atarrayas; el primer tipo tiene cordones estáticos que cierran sólo parcialmente la bolsa, mientras que el otro modelo tiene cordones que pasan por el centro de la red para cerrarla completamente cuando se los tira. Si es posible, se debe utilizar el segundo tipo de atarraya, ya que se cierra completamente. Se debe utilizar un ojo de malla que permita retener a los camarones más pequeños presentes en la piscina. En general, se debe utilizar la atarraya más grande y pesada con la cual los técnicos encargados del muestreo se sientan cómodos, y que tenga un ojo de malla de entre 1/4 y 1/8 de pulgada (0.6 a 0.3 centímetros) para el muestreo de pequeños juveniles, y de 3/8 de pulgada (1 centímetro) para muestrear camarones más grandes. Sin embargo, se debe tener en cuenta que cuando se cambia el tamaño de la malla, también se cambia la dinámica de la velocidad de sedimentación de la atarraya y por ende la cantidad potencial de camarones que se capturan. Por lo tanto, se debe evaluar si es conveniente cambiar el tamaño del ojo de malla de la atarraya Julio - Agosto 2016

durante el ciclo de cultivo. Para poder comparar dos piscinas o dos ciclos de cultivo, el diámetro de las atarrayas utilizadas en cada muestreo debe ser el mismo. A medida que el diámetro de la atarraya incrementa se vuelve más difícil lanzarla y lograr una forma circular con la red, ya que se vuelve más pesada y el lanzador requiere de más esfuerzo. La consistencia entre lanzadas se verá afectada si hay muchos puntos de muestreo. Se debe tratar de determinar el área efectiva de cada atarraya, haciendo que los técnicos responsables de los muestreos la lancen varias veces en una piscina con una columna de agua clara y de entre 50 y 100 centímetros, y midan el área real cubierta por la red. Este ejercicio también permite la estimación de los factores de corrección para diferentes tamaños de atarraya, en base a las diferencias observadas entre la población estimada por muestreo y la población cosechada al final del cultivo. Estos factores de corrección se generan en cada finca, a través de la experiencia y la observación, y pueden llegar a ser bastante exactos cuando se disponga de datos suficientes, a pesar de que por lo general requieren un pequeño ajuste continuo. El material utilizado para la fabricación de la atarraya es otro factor importante para su desempeño. Para un mismo ojo de malla, peso y diámetro, las mallas de mono-filamento se hunden más rápido que las de hilo tejido. Cada material tiene diferentes tasas de resistencia a la fricción durante el hundimiento. La velocidad de sedimentación también es controlada por el número de pesas de plomo usadas en la atarraya, por lo que si tienen diferentes atarrayas, todas deben ser idénticas. Una vez más, ser coherente hace que cualquier sesgo sea manejable.

Puntos de muestreo: Se debe es-

tablecer y utilizar puntos fijos de muestreo, marcados con estacas de madera, boyas u otros tipos de señales. La mayoría de los puntos de muestreo deben establecerse en áreas fuera de los ca-

nales internos de drenaje o de los prestamos de la piscina. Un número adecuado de puntos de muestreos es entre 2 y 5 por hectárea, dependiendo de los recursos disponibles y necesidades del equipo técnico. En general, al aumentar el número de puntos se debería reducir los errores de muestreo.

Personal para muestreos: Se debe utilizar a las mismas personas para lanzar las atarrayas durante los muestreos. La variación que existe en la forma en que cada persona lanza una atarraya es sorprendente. Algunos lanzadores no pueden hacer que la atarraya se abra completamente en forma circular, y terminan con una figura en tipo de riñón (u otras figuras). Si utilizan a dos personas para lanzar una misma atarraya es muy probable que obtengan dos resultados muy diferentes para una misma piscina. Además, debe haber un número máximo predeterminado de lanzadas por día para cada técnico, ya que independientemente de la habilidad, los brazos se cansan y esto afecta a la toma de muestras. El nuevo personal asignado al muestreo debe ser supervisado de cerca al principio, ya que tiende a capturar a los animales más grandes en vez de obtener una muestra representativa de los camarones presentes en la piscina.

“Altas tecnologías” muestrear camarón

para

Uno de los autores manejó piscinas comerciales, realizando muestreos semanales y obteniendo en una de ellas un peso promedio de 18 gramos un día antes de la cosecha. Sin embargo, el peso promedio del camarón cosechado fue de 20-21 gramos, lo que indica que los muestreos fueron sesgados hacia los camarones más pequeños presentes en la piscina. Con una densidad de 10 camarones por metro cuadrado, parece que el equipo técnico subestimó la población presente de manera consistente, en un 10%. Por lo tanto, desarrollaron un factor de corrección para compensar las estimaciones de la tasa de alimentación.

Muestreo de población camarón. Afecta directamente la rentabilidad del cultivo, a través del control del factor de conversión alimenticia, de la calidad del agua y del bombeo. Además, se obtiene un inventario exacto de la población en producción.

Uso de los muestreos de población para evaluar el estado de salud de los animales en cultivo

Técnicos entrenados que utilizan herramientas adecuadas generarán datos más precisos durante los muestreos periódicos de población. Les habían recomendado muestrear al menos el 5% del área de la piscina para obtener resultados estadísticamente significativos, lo que era simplemente imposible en las piscinas grandes que manejaban (entre 2 y 55 hectáreas). Decidieron tener entre 7 y 12 puntos fijos de muestreo por hectárea (dependiendo del tamaño de la piscina) para cubrir la piscina de manera uniforme, donde realizaban dos lanzadas en direcciones opuestas desde una canoa. A pesar de los sesgos y gracias a la aplicación de una técnica uniforme y constante para la toma de muestras, se pudo lograr resultados consistentes y obtener, por ejemplo, factores de conversión alimenticia de entre 1.5 y 1.8. Para mejorar el proceso de la toma de muestras, uno de los autores ha experimentado con equipos de “alta tecnología” en los últimos años. Por ejemplo, probó un sonar de barrido lateral, que logró identificar a los camarones y contarlos, pero que al mismo tiempo identificaba otros “objetos” que no eran camarones (pequeñas rocas, conchas de almejas, etc.). Ese equipo generó tantos errores y sesgos como el uso de la atarraya y fue abandonado por no ser

fiable, además de ser más caro y más difícil de interpretar los resultados. Otra técnica utilizaba un sistema de video de alta tecnología para contar “piezas” (diseñado para contar objetos que se mueven sobre una cinta transportadora). En este caso se contaba y medía los camarones que estaban siendo bombeados durante la transferencia entre dos fases del engorde y a la cosecha. Como se trataba de un sistema trifásico de cultivo, se podía contar y medir el camarón cuando se sembraba la primera fase, entre cada fase del engorde y al momento de la cosecha, con una precisión casi absoluta. Además, se podía grabar el vídeo para un posterior análisis y verificación. Sin embargo, el financiamiento para este proyecto se agotó después de las primeras pruebas y antes de que sea totalmente afinado. En base a nuestra experiencia, pensamos que este sistema de conteo por video es la forma más adecuada para estimar las poblaciones entre varias fases en un sistema intensivo de engorde de camarón. Obviamente, la cuantificación exacta de la población es una herramienta de manejo esencial para lograr éxito en el cultivo intensivo de

El correcto manejo de la salud del camarón en granjas es un parámetro crítico. Se debe implementar estrategias de manejo para prevenir la propagación de agentes patógenos y disminuir el impacto económico de los problemas relacionados con enfermedades. Una forma de manejar los posibles problemas relacionados con la presencia de una enfermedad es a través de la implementación de un programa de manejo sanitario que está basado en el monitoreo del estado de la salud de las poblaciones presentes en cada piscina. Esto implica la constitución de un historial de la población (es decir, recopilación de información histórica sobre los reproductores y las larvas) y su seguimiento desde la siembra hasta la cosecha. Se debe llevar a cabo exámenes clínicos de rutina para cada lote de larvas recibido en la granja, así como durante la aclimatación y siembra en piscinas. Se debe colocar “jaulas testigos” en las piscinas al momento de la siembra y mantenerlas durante 48 horas para evaluar el número de larvas supervivientes. Cada semana, se debe muestrar las poblaciones en cultivo (y en caso necesario se podría tomar muestras cada día) y revisar los animales para la presencia de lesiones, manchas, deformaciones, necrosis bacteriana, colas y apéndices de color rojo, así como su comportamiento alimenticio. Si se observa anomalías, se debe implementar procedimientos para lograr un diagnóstico preciso del problema; esto incluye exámenes clínicos, exámenes histológicos y, si es posible, el uso de sondas moleculares específicas para pruebas de hibridación in situ. El objetivo de Julio - Agosto 2016

Muestreo de población Table 1: Número de camarón a examinar para detectar un nivel dado de prevalencia de un patógeno o enfermedad. Nivel de prevalencia del patógeno o enfermedad en la población

Número de camarones a analizar

1% o más alto

300

2% o más alto

160

5% o más alto

10 % o más alto

este seguimiento continuo es detectar los problemas o enfermedades en su inicio, determinar el tiempo y punto de entrada, e implementar de inmediato los procedimientos establecidos para su manejo y control.

Selección de muestras para la evaluación de la salud: Un progra-

ma costo-efectivo para el manejo de la salud y bioseguridad requiere de herramientas fiables de diagnóstico, que los productores de camarón puedan utilizar para tomar decisiones adecuadas y oportunas sobre procedimientos para controlar o excluir los patógenos. Los virus pueden producir mortalidades catastróficas muy rápidamente y los productores necesitan de un diagnóstico rápido con el fin de responder de manera efectiva. Existen métodos de diagnóstico que son prácticos, precisos, sensibles, rápidos y económicos, incluyendo el PCR, sondas para pruebas dot blot, y varios métodos para la fijación y tinción rápida de muestras. Existen dos métodos para muestrear los animales que serán evaluados, el método aleatorio y el método sesgado. En el proceso de muestreo aleatorio, los animales son recogidos de forma no selectiva, a menudo usando una atarraya o un balde. Este tipo de muestreo se utiliza para evaluar una población con el fin de tener una idea del nivel de prevalencia de una enfermedad en la piscina. El muestreo no aleatorio o sesgado se basa sobre una cuidadosa selección de los animales, de acuerdo a su apariencia o comportamiento. Los camarones que presentan un comportamiento anormal, tal como no comer, nadar de forma errática, pasar la mayor cantidad

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de tiempo en la superficie o alrededor de los bordes de la piscina, o aquellos individuos que están descoloridos o tienen un aspecto moteado o anormal, son los animales ideales para ser evaluados. Se debe llevar a cabo un muestreo no aleatorio cuando se quiere diagnosticar una enfermedad. En ningún caso se debe tomar animales muertos para este tipo de diagnóstico; en su lugar, se debe tomar camarones moribundos o enfermos. Cuando se muestrea camarones para evaluar la presencia de un patógeno o enfermedad, se deben seguir algunas directrices. En un manual publicado en 1994, Brock y Main recomiendan recoger entre 5 y 10 animales sintomáticos, como un número suficiente de muestras para un diagnóstico, pero si el objetivo es evaluar la presencia de un portador o de una infección latente (por ejemplo, un portador de uno de los virus más comunes en el cultivo de camarón, tales como IHHNV, TSV, WSSV), se deben seguir criterios estadísticos. El tamaño requerido de la muestra dependerá del nivel de confianza deseado para la prueba (por lo general 95% es aceptable), del nivel de prevalencia del patógeno o enfermedad en la población, y del número de camarones presentes en la población. La Tabla 1 muestra el número de camarones a examinar para detectar un nivel dado de prevalencia de un patógeno o enfermedad. Se debe tener en cuenta que el número de animales necesarios para la detección de la presencia de un patógeno o enfermedad, para un determinado nivel de confianza y prevalencia, no cambia de manera significativa para las poblaciones de más de 1,000 indi-

Un examen adecuado de las muestras tomadas de camarón debe llevarse a cabo con prontidud y por parte de un personal capacitado. viduos.

Conclusión

En la actualidad, lanzar la atarraya es la única herramienta disponible que sea eficaz y ampliamente utilizada para el muestreo de camarones cultivados en piscinas. Sin embargo, si uno busca un nivel de precisión más alto, el uso de la atarraya puede dejar mucho que desear dadas las variaciones típicamente asociadas con esta herramienta y mencionadas anteriormente. No obstante, con la práctica y el uso del sentido común, la atarraya puede generar datos útiles para lograr un manejo exitoso de las piscinas camaroneras. Desde un punto de vista práctico, es importante que las técnicas de muestreo estén adaptadas al sitio, al personal técnico y a los recursos disponibles.

Este artículo es un resumen de dos publicaciones realizadas en el “Advocate” de la Global Aquaculture Alliance. Las personas interesadas pueden revisar las publicaciones originales en la siguiente página web: advocate.gaalliance.org

Estado sanitario México

Prevalencia de enfermedades infecciosas bacterianas en juveniles y postlarvas del camarón en el noroeste de México T. Enríquez-Espinoza, F. Mendoza-Cano, T. Encinas-García, A. Sánchez-Paz Laboratorio de Referencias, Análisis y Diagnóstico en Sanidad Acuícola, CIBNOR, Hermosillo, Sonora - México asanchez04@cibnor.mx

Introducción

En las últimas décadas, la industria del cultivo de camarón se ha caracterizado por su rápida expansión, especialmente en Asia y Sudamérica. En el 2000, la producción de camarón de cultivo representó el 27.3% de la producción total, aumentando año a año, para en el 2014 superar por primera vez a la producción de camarón por captura. Desgraciadamente, este crecimiento impresionante de la industria ha ido acompañado por prácticas que promueven condiciones de estrés en los cultivos contribuyendo con la aparición de patógenos oportunistas. En la actualidad, las enfermedades bacterianas son una de las principales causas del retraso en el crecimiento de la industria y son responsables de muertes masivas en los cultivos. Hoy en día, las principales enfermedades bacterianas que afectan los cultivos de camarón son las vibriosis y la Bacteria de la Hepatopancreatitis Necrotizante (BHPN). La Necrosis Aguda del Hepatopáncreas (AHPN), también conocida como EMS, es una enfermedad emergente causada por una cepa de la bacteria Vibrio parahaemolyticus, la cual es responsable de pérdidas catastróficas en los cultivos de camarón en los últimos años. Por mucho tiempo el estado de Sonora ha sido el productor líder de camarón en México, tanto por cultivo como por captura, sin embargo, en los

últimos años la producción se ha visto afectada por la presencia del virus del síndrome de la mancha blanca (WSSV) y posteriormente, en el 2013, por la presencia del vibrio causante del AHPND (VPAHPND), el cual fue asociado a las mortalidades atípicas que sufrieron las granjas de la región pocos días después de la siembra. Actualmente su prevalencia es una incertidumbre entre los camaronicultores.

Evaluación de la prevalencia de BHPN, V. parahaemolyticus y VPAHPND

El presente estudio estimó la prevalencia de BHPN, V. parahaemolyticus y VPAHPND en juveniles de Penaeus vannamei de diferentes granjas acuícolas en la costa noroeste de México durante la temporada de cultivo del 2014-2015. A partir de 5 especímenes de cada granja se formaron muestras compuestas. En total se obtuvo 54 muestras compuestas. Adicionalmente, se analizó la prevalencia de estos patógenos en 192 postlarvas (PL), las cuales fueron recolectadas de 16 laboratorios comerciales distintos de diferentes estados del país (12 PL por cada laboratorio). El genoma de ADN de las PL fue aislado individualmente, mientras que para los juveniles se realizó una agrupación por granja de los hepatopáncreas cuidadosamente disecados de los organismos recolectados. Para la detección de BHPN, V. parahaemolyticus y VPAHPND

se siguieron los métodos de reacción en cadena de polimerasa (PCR) descritos por Nunan, Pantoja y Lightner (2008), Ward y Bej (2006) y Sirikharin et al. (2014), respectivamente. Los amplicones de PCR de cada prueba de diagnóstico se secuenciaron con un secuenciador automático (Applied Biosystems 2130XL) en las instalaciones del Instituto de Biotecnología de la UNAM. Las secuencias obtenidas se compararon con la base de datos del GenBank, utilizando el programa BLAST. En las muestras de hepatopáncreas y PL se detectaron productos de amplificación de 379, 450 y 336 pb para BHPN, V. parahaemolyticus y VPAHPND, respectivamente (Fig. 1), lo cual concuerda con datos reportados previamente por Ward y Baj (2006), Nunan et al. (2014) y Sirikharin et al. (2014). El análisis BLAST mostró una identidad del 96% con el BHPN y del 100% con las secuencias correspondientes a V. parahaemolyticus y VPAHPND.

Resultados de la evaluación de la prevalencia de las enfermedades bacterianas

La prevalencia de cada enfermedad en las PL se estimó utilizando la calculadora epidemiológica en línea EpiTools. Las 192 muestras de PL resultaron negativas (100%) a las pruebas realizadas para detectar BHPN y VPAHPND. Sólo 7 muestras (3.64%) de uno de los laboratorios resultaron positivas a V. parahaemolyticus a partir de PCR convencionales. Para la prevalencia en las muestras de hepatopáncreas de los juveniles, se utilizó el método 4 de la calculadora en línea EpiTools para prevalencia compuesta de un tamaño fijo de muestras compuestas con sensibilidad y especificidad conocida. Con base en los PCR obtenidos, se detectó BHPN en 12 muestras (22.2%), resultando en una Julio - Agosto 2016

Estado Sanitario México

Figura 1: Electroforesis en gel de agarosa (1.2%) de los productos de PCR de la amplificación de los patógenos bacterianos detectados en muestras de camarón del noroeste de México. Columna 1: Marcadores de baja masa. Columna 2: VPAHPND detectado por el método AP3 (Sirikharin et al. 2014). Columna 3: BHPN detectado por el método de Nunan et al. (2008). Columna 4: V. parahaemolyticus detectado por el métdo de Ward y Bej (2006). Columna 5: VPAHPND detectado por el método de Nunan et al. (2014). Columna 6: VPAHPND detectado por el método de Soto-Rodríguez et al. (2015). Columna 7: Marcadores de baja masa. prevalencia estimada del 4.16% (Tabla 1). Contrariamente, Morales-Covarrubias et al. reportaron en el 2011 tasas de prevalencia más altas para este patógeno en el noroeste de México (8.8-11.3%). Esto se puede atribuir a la aplicación reciente de medidas de bioseguridad más eficaces y estrictas en las granjas. Para el caso del V. parahaemolyticus, de las 54 muestras analizadas, 19 resultaron positivas (35.2%), llevando a una prevalencia del 7.85% para este patógeno. En la actualidad son pocos los estudios que han evaluado la prevalencia de esta bacteria en las piscinas de camarón debido a que se sabe que este es un habitante común de la flora natural de esta especie. En el 2014, Yingkajorn et al. reportaron una alta prevalencia de V. parahaemolyticus (100%) en muestras de reproductores y huevos de P. vannamei en el inicio del ciclo de incu-

bación en Tailandia. Posteriormente, se observó una reducción significativa en la prevalencia en las etapas posteriores de larvas y postlarvas, lo que se atribuye a que los nauplios incubados fueron transferidos a tanques con flujo continuo de agua. Por lo tanto, la prevalencia estimada en el presente estudio para las camaroneras del noroeste de México es menor a la reportada en otros países productores de camarón. Adicionalmente, podemos decir que la prevalencia de este patógeno en los laboratorios de larvas es mínima, ya que solo el 3.6% de las PL recolectadas de uno de los laboratorios resultó positivo. En 11 de las 54 muestras (20.4%) del hepatopáncreas de juveniles de camarón se detectó VPAHPND, arrojando una prevalencia baja del 3.68% de casos sospechosos. Pero la aparición de VPAHPND permite concluir que el co-

nocimiento epidemiológico actual de la enfermedad es limitado. Las autoridades mexicanas establecen que un caso es sospechoso por VPAHPND con base a los resultados positivos de PCR. Pese a que algunos estudios previos han supuesto la presencia de VPAHPND en México, la tasa de prevalencia de esta enfermedad sigue siendo desconocida. Es necesario realizar más estudios alrededor de esta enfermedad, pero es tentador especular que la baja prevalencia observada en los juveniles ilustra la rápida progresión fatal de la enfermedad.

Evaluación de métodos de detección de VPAHPND

Debido a que el conocimiento de esta enfermedad es limitado y los métodos de detección son relativamente nuevos, se realizó una evaluación de dos pruebas de diagnóstico para estimar la prevalencia de VPAHPND. Para ello, todas las muestras que resultaron con PCR positivo o PCR negativo, según el método de Sirikharin et al. (2014), se asignaron como verdaderos positivos y verdaderos negativos, respectivamente, para la prueba de diagnóstico de VPAHPND. Posteriormente, estas muestras fueron examinadas para detectar VPAHPND siguiendo las metodologías de PCR descritas por Nunan et al. (2014) y Soto-Rodríguez et al. (2015). La sensibilidad diagnóstica y la especificidad diagnóstica (DSE y DSP, respectivamente) para cada ensayo de diagnóstico se calculó utilizando los valores verdaderos positivos y negativos de la prueba de referencia. Las evaluaciones se llevaron a cabo utilizando el

Tabla 1: Prevalencia compuesta estimada de ciertas enfermedades bacterianas en el cultivo de camarón en el noroeste de México. (*)Método descrito por Ward y Bej (2006). (**)Método descrito por Nunan et al. (2008). (***)Método descrito por Sirikharin et al. (2014). V. paraheamolyticus*

BHPN**

Grupos positivos

Grupos negativos

VPAHPND**

Todas las pruebas

Grupos analizados (de 5)

Prevalencia estimada (%)

7.85%

4.16%

3.68%

14.43%

4.28 - 12.70

1.62 - 7.97

1.28 - 7.34

9.25 - 21.04

2.00

1.49

1.41

Intervalo de confianza (2.5 - 97.5%) Error estándar

Julio - Agosto 2016

Estado sanitario México Tabla 2: Comparación entre los resultados de dos pruebas de diagnóstico para la evaluación estimada de VPAHPND en muestras de camarón de cultivo del noroeste de México. (*)Método descrito por Sirikharin et al. (2014). (**)Método descrito por Nunan et al. (2008). (***)Método descrito por Soto-Rodríguez et al. (2015). Prueba de referencia* Prueba 1** Prueba 2*** No. de grupos positivos

No. de grupos falso-positivos

No. de grupos negativos

No. de grupos falso-negativos

No. de grupos analizados (de 5)

95% - 95%

92% - 81%

95% - 91%

3.68%

0.37%

2.73%

1.28 - 7.34

0 - 4.35

0.31 - 6.43

1.41

1.53

1.43

DSE - DSP (%) Prevalencia estimada (%) Intervalo de confianza (2.5 - 97.5%) Error estándar software EpiTools “Prueba de evaluación contra un estándar de oro”. Los métodos de Soto-Rodríguez et al. (2015) y Nunan et al. (2014) produjeron amplicones de 495 y 470 pb, respectivamente. Además, el análsis de BLAST de los amplicones reveló una fuerte identidad (99% para ambas secuencias) en comparación con las secuencias de VPAHPND descritas anteriormente. Se propuso el método de Sirikharin et al. (2014) como una prueba de referencia válida por su buen comportamiento al azar y su correcta clasificación de una porción de muestras. Once muestras (20.4%) fueron asignadas como verdaderos positivos, mientras que 43 (79.6%) como verdaderos negativos (Tabla 2). Por otro lado, el método descrito por Soto-Rodríguez et al. (2015) amplificó positivamente 100% de las muestras verdaderas positivas (11/11) y no se observó amplificación en 90.7% (39/43) de las muestras verdaderas negativas, lo que implica que cuatro falso positivos (9.3%) se obtuvieron de los controles negativos. De igual forma, la metodología de PCR desarrollada por Nunan et al. (2014) detectó 100% (11/11) de las muestras verdaderas positivas y 34/43 (79%) de las muestras resultaron negativas, lo que significa que este método de PCR mostró 9 resultados falso positivos (21%). Al comparar los resultados con la prueba de referencia, los DSE y DSP de cada método fueron altos: 95% y 91%, respectivamente por el método de

Soto-Rodríguez et al., y de 92% y 81% por la prueba de Nunan et al. Las diferencias observadas en los valores de DSE y DSP provienen del número de resultados falso positivos que surgieron en cada uno de los ensayos de diagnóstico. La prevalencia de VPAHPND en juveniles de camarón de granjas de la costa noroeste de México se estimó utilizando la calculadora en línea para prevanlencia compuesta para un tamaño fijo de muestras compuestas con una prueba de sensibilidad y especificidad conocida. La prevalencia estimada de VPAHPND en los juveniles fue de 3.68%, 0.37% y 2.73% de acuerdo a los resultados obtenidos utilizando los métodos de Sirikharin et al. (2014), Nunan et al. (2014) y Soto-Rodríguez et al. (2015), respectivamente (Tabla 2). Se realizó el diagnóstico de VPAHPND para los PL recolectados de los laboratorios comerciales según la metodología descrita en la prueba de referencia (Sirikharin et al., 2014), para posteriormente realizar análisis PCR según las metodologías a evaluar. La prevalencia de VPAHPND por cada diagnóstico fue estimada utilizando la calculadora epidemiológica EpiTools. Curiosamente, las 192 PL recolectadas de laboratorios comerciales resultaron negativas para VPAHPND con los métodos aplicados, dando como resultado una prevalencia estimada para VPAHPND en las PL muestreadas de 0%.

Conclusiones

Los resultados obtenidos demostra-

ron que, en comparación con la prueba de referencia, el uso de cebadores diseñados por Nunan et al. (2014) y SotoRodríguez et al. (2015) dieron resultados positivos falsos (8/54 y 4/54, respectivamente). Además, un solo resultado falso negativo (1/54) fue encontrado por el método descrito por Nunan et al. (2014). Es importante tomar en cuenta los resultados falsos negativos y falsos positivos que se presentaron en ambas pruebas, ya que estos pueden llevar a diagnósticos erróneos o a un manejo inadecuado de la enfermedad en las unidades de producción. También es crucial perfeccionar las metodologías de detección de esta enfermedad. Debido a la prevalencia, tanto en piscinas como en laboratorios de larvas, es necesario reconocer al V. parahaemolyticus como un problema potencial para las granjas de camarón en México. Adicionalmente, el riesgo que representa la presencia de VPAHPND y su capacidad reconocida de transducción de material genético puede perjudicar la situación significativamente. Es necesario realizar estudios adicionales para obtener la prevalencia estimada de V. parahaemolyticus, el BHPN y VPAHPND en poblaciones naturales.

Este artículo aparece orginalmente en la revista científica Journal of Fish Diseases (Marzo 2016) y su resumen en español en la revista Panorama Acuícola (Julio/Agsoto 2016).

Julio - Agosto 2016

Estadísticas

Exportaciones ecuatorianas de tilapia a los EE.UU. 20

$50

$40.6

$34.6 $34.7 $28.3

$20.6 $17.9

$10.7

$2.2 $1.4 1

$3.9

$36.0 14

$31.4

$40

$34.3 12

$28.5 $27.6 $27.7 10

$20

$30

$23.9

$7.9 $9.4 $6.3 $10

Dólares (millones)

Libras exportadas (millones)

Acumuladas entre enero y junio - desde 1997 hasta 2016

3 $0

1997 1998 1999 2000 2001 2002 2003 2004 2005 2006 2007 2008 2009 2010 2011 2012 2013 2014 2015 2016

Fuente: Estadísticas Cia. Ltda.

Exportaciones ecuatorianas de camarón 600

$1,348

$1,345

$1,414 $1,500

500

$1,250

400

$683

300 200 100 0

$1,000

$845

$473

$555

$750

$574 $453 $191

127 153

154 52

$194 $170 $183 $207 65

$273 122

$345 $339 149

$399

160 177

$353 $400 174

185

353 226

271

406

466

270

$500 $250

1997 1998 1999 2000 2001 2002 2003 2004 2005 2006 2007 2008 2009 2010 2011 2012 2013 2014 2015 2016

Dólares (millones)

Libras exportadas (millones)

Acumuladas entre enero y julio - desde 1997 hasta 2016

Fuente: Estadísticas Cia. Ltda.

Evolución del precio promedio del camarón (USD/lbs) $4.50 $4.00 $3.50 $3.00 $2.50 $2.00 $1.50

2005

2006

Fuente: Estadísticas Cia. Ltda.

2007

2008

2009

2010

2011

2012

2013

2014

2015

2016

Julio - Agosto 2016

Urner Barry

Reporte del mercado de camarón en los EE.UU. Agosto del 2016

Por Angel D. Rubio Urner Barry

Importaciones de camarón a cocido subieron un 15.7% en el mismo los EE.UU. mes.

En junio del 2016, las importaciones de camarón a los EE.UU. bajaron un 4% en comparación con el 2015, dejando el volumen total importado durante los primeros seis meses del año 1.5% más bajo que para el mismo período del año anterior (alrededor de nueve millones de libras menos). Sin embargo, cabe señalar que las importaciones de junio están muy por encima del promedio de los últimos cinco años, debido principalmente a la llegada de grandes cargamentos desde India, Indonesia y Tailandia. Los volúmenes de junio del 2016 están sólo ligeramente por debajo de este promedio. Las importaciones provenientes de India y Ecuador bajaron drásticamente en junio del 2016 en comparación con el año anterior. Eso hace que las importaciones totales para los primeros seis meses del año desde India son ligeramente más bajas que en el 2015 y desde Ecuador mucho más bajas. Mientras tanto, las importaciones provenientes de Indonesia incrementaron significativamente. Las importaciones desde Vietnam han disminuido por primera vez en mucho tiempo, mientras que los volúmenes importados desde México son generalmente bajos en esta época del año. Las importaciones de camarón sin cabeza y con cáscara (HLSO) subieron un 2.8% en junio, principalmente desde Indonesia (un 46.7% más que para el 2015) de donde es probable que fue bajo la presentación “easy peel”. Mientras tanto, las importaciones de camarón HLSO desde India bajaron 29.9% en este mismo mes. Para junio del 2016, las importaciones de camarón HLSO en las tallas 26-30 y 3140 fueron más bajas, mientras que las de las otras tallas fueron más altas. Las importaciones de camarón pelado bajaron un 9.8% en junio de este año, con la mayoría de los países exportando volúmenes más bajos a la excepción de Tailandia. Las importaciones de camarón Julio - Agosto 2016

Tendencias del mercado en los EE.UU.

Aunque las importaciones desde India bajaron en junio, el volumen importado en junio del 2015 fue muy alto, lo que puede sesgar la comparación. Sin embargo, como se mencionó anteriormente, las importaciones de camarón HLSO bajaron con fuerza y las de camarón pelado fueron más bajas desde ese país asiático, lo que podría haber contribuido a tener un mercado más estable con tendencia a subir. Se dice que los exportadores de la India tienen muchos pedidos y que los precios de la materia prima a nivel de granjas han ido en aumento. Como resultado, las ofertas de reemplazo han incrementado, a pesar de tener un inventario a costo más bajo; los importadores norteamericanos han comenzado a proteger sus inventarios con cotizaciones ligeramente más fuertes. Dicho esto, nos acercamos a lo que muchos consideran una caída en el mercado para finales de agosto - inicios de septiembre, cuando los gastos del regreso a clases tienen prioridad sobre las vacaciones de verano y las salidas a comer fuera de casa. Por lo tanto el mercado está inestable, ya que las condiciones siguen desarrollándose, pero con un tono más fuerte basado en la oferta. Indonesia, Tailandia y Vietnam generalmente reúnen las mismas condiciones de la demanda de los EE.UU. que las descritas anteriormente. Ecuador continúa enviando un volumen muy grande de camarón a los mercados asiáticos, lo que ha dejado un suministro limitado para el mercado de los EE.UU. Esta situación ha mantenido el mercado del camarón de América Latina en una posición estable desde hace algún tiempo, especialmente para las tallas más grandes. En comparación con el mercado asiático los diferenciales para las tallas

21-25, 26-30 y 31-35 son extremos. Según informes, la temporada de producción en México ha estado plagada por problemas de enfermedades y muchos anticipan que estará un 30% más bajo que el año pasado. Además, el mercado interno mexicano ha sido muy fuerte. Las pequeñas tallas provenientes de pre-cosechas, que generalmente se mueven en el mercado de la costa oeste de los EE.UU., se han quedado en su mayoría en el mercado nacional donde los precios han sido más altos. La producción estacional de las tallas más grandes debería estar disponible a finales de agosto-septiembre. Una mayor disponibilidad, por ejemplo de la talla 2630 desde México y posiblemente América Central, puede influir en el gran diferencial que se observa por el momento entre el camarón asiático y el de América Latina. La diferencia actual es de USD 0.90, mientras que el 1 de septiembre del 2015 fue de USD 0.20.

La situación del camarón doméstico del Golfo en los EE.UU.

Los valores del mercado han ido en aumento, a pesar de que el Servicio de Pesca de la NOAA para la Región Sureste (NMFS por sus siglas en inglés) ha reportado un incremento en los desembarques entre enero y junio. Un renovado interés de compra, preocupaciones crecientes por el suministro y un constante aumento de los precios en barco están apoyando a los precios. Los vendedores son generalmente firmes con sus ofertas, y donde existe escasez en los inventarios, hay negociación. El NMFS reporta 11.66 millones de libras de camarón (todas las especies, sin cabeza) de desembarques para junio del 2016, en comparación con 9.75 millones en junio del 2015. Esa cifra lleva a un total de desembarques para el 2016 de 32.22 millones de libras o aproximadamente 7.9% por encima del mismo período del 2015.

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AQUAEXPO El Oro 2016

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