Examen ortopédico preventivo (y III

Figura 12. Distintas partes del sistema de DVP en una radiografía L-L posoperatoria del mismo Chihuahua macho de 11 meses de la figura 5. Flecha blanca: catéter ventricular. Flecha roja: válvula. Flecha amarilla: catéter peritoneal. Figura 13. (A) RM de un corte transversal en T2 a la altura del mesencéfalo de un Labrador macho de 8 años en el que se observa hiperintensidad en la corona radiata del lado izquierdo cerca del sitio de entrada del catéter ventricular (flecha blanca). (B) Vista intraoperatoria del mismo paciente en la que se aprecia LCR xantocrómico saliendo del catéter ventricular (flecha roja). En este caso, el cultivo resultó en crecimiento de Staphylococcus pseudointermedius.

Figura 14. Radiografía L-L tomada a un Golden Retriever macho de 10 años después de empeorar a los 8 días de la implantación de una DVP. Se puede ver cómo la punta del catéter ventricular ha salido del ventrículo y se sitúa en el tejido subcutáneo (flecha blanca). La válvula se encuentra bien conectada al catéter ventricular y al peritoneal (flecha azul).

El omeprazol oral, inhibidor de la bomba de protones, a 1,2 mg/kg/24 h durante 14 días en 15 Beagles sanos tampoco fue eficaz en la reducción de la producción de LCR (Girod 2016).

La furosemida, un diurético de asa, demostró disminuir la producción de LCR y de la presión intracraneal (PIC) en conejos. En perros se ha postulado a 0,75-1 mg/kg IV antes del manitol en traumatismo craneoencefálico pero, según conocimiento del autor, no hay estudios de eficacia en perro para el tratamiento de la hidrocefalia.

El manitol, un diurético osmótico, reduce la viscosidad de la sangre provocando una vasoconstricción refleja. Además, tiene la capacidad de crear un gradiente osmótico desde el parénquima cerebral hacia el espacio vascular. Dichos efectos pueden lograr una disminución de la PIC en casos con signos agudos de hidrocefalia (0,5-2 g/kg en 15-30’).

Otro tratamiento paliativo y temporal puede ser la ventriculocentesis ecoguiada en casos de fontanelas persistentes y con signos agudos previa a la DVP (figura 10).

Derivación ventriculoperitoneal (DVP)

La implantación de una DVP estará indicada cuando hay evidencia de empeoramiento del estado neurológico del paciente o cuando no hay mejoría con el tratamiento médico. También hay que plantear la cirugía cuando existe un aumento progresivo del sistema ventricular con el tiempo, a menos que este se produzca por atrofia cortical. En particular, estará indicada en casos de hidrocefalia obstructiva e hipertensiva. Recientemente se ha publicado un artículo sobre un estudio realizado con 4 perros con tumores del tercer ventrículo en los que se aplicó la DVP como tratamiento paliativo para aliviar la hipertensión provocada por la obstrucción de los agujeros interventriculares (Orlandi et al. 2020) (figura 11). Las contraindicaciones para este tipo de cirugía son la presencia de infecciones cutáneas en el sitio de la cirugía, infección sistémica, peritonitis, otras malformaciones cerebrales y los casos en los que el acúmulo de LCR sea exvacuo. También se puede colocar una derivación del ventrículo al atrio derecho pero es más complicado técnicamente, sobre todo en razas pequeñas.

El sistema de DVP consta de diferentes partes: el catéter ventricular con su fiador, la válvula y el catéter peritoneal (figura 12). Además se puede adicionar una cámara de reservorio en el catéter ventricular.

Las válvulas son unidireccionales y de presión diferencial; se abren solo cuando la presión intraventricular excede a la predeterminada por la válvula. Existen válvulas de baja, media y alta presión. Los valores de apertura de dichas válvulas varían según el fabricante, pero pueden variar entre 0-5 cm de H2O las de baja presión, entre 4-10 cm H2O las presión media y entre 8-15 cm H2O, las de alta presión. La elección del tipo de válvula no es fácil porque depende de la presión intraventricular del paciente y en veterinaria no es posible medirla siempre. No obstante, hay descritos algunos artículos en los que los autores usan sensores para medir la presión intraventricular intraoperatoria para así escoger el tipo de válvula (Kolecka 2019 y Orlandi 2020). También existen válvulas programables externamente y de forma no invasiva. En caso de no poder medirla se aconseja una válvula de apertura a alta presión para evitar un drenaje ventricular excesivo y, consecuentemente, hemorragias subdurales e higromas. Para la inserción del catéter en el ventrículo lateral se realiza un agujero en el cráneo a nivel parietal o temporal, normalmente en el lado donde el ventrículo se encuentra más dilatado. Para ello se utiliza un abordaje rostrotentorial mucho menor que para una craneotomía. Se hace otro agujero de menor diámetro para pasar sutura no absorbible con un patrón tipo sandalia romana y asegurar el catéter. La válvula se conecta en el extremo caudal del catéter ventricular en la dirección indicada en la misma. Se realiza una tunelización por el tejido subcutáneo desde la cabeza hasta el flanco para pasar

Figura 15. Mismo paciente que en la figura 14. Se colocó un tornillo (flecha azul) para asegurar el catéter ventricular al cráneo y evitar su migración. En este momento podría haber cierto grado de retorcimiento de la parte más craneal del catéter peritoneal (flecha amarilla). el catéter. Para la inserción de catéter peritoneal se hace un abordaje por el flanco a la altura de la última costilla, se diseccionan los músculos abdominales según la dirección de sus fibras y se asegura el catéter mediante sutura no absorbible a la última costilla. La piel en esta zona se sutura con patrón de bolsa de tabaco (ver vídeo a través del QR de esta misma página).

El seguimiento de los pacientes con DVP se realiza mediante la revisión de los signos clínicos, la mejoría de los cuales se ha asociado a la reducción del tamaño ventricular (Schmidt et al. 2019).

Las complicaciones más comunes asociadas a este procedimiento son: obstrucción del sistema, infección normalmente por Staphylococcus spp. (figura 13), desconexión/migración tanto del extremo ventricular (figura 14) como del peritoneal y, drenaje excesivo. Una revisión sistemática de 60 casos tratados con DVP mostró obstrucción en un 10 %, dolor en un 5,5 %, infección en un 4 %, desconexión en un 4 %, drenaje excesivo en un 2,7 % y kinking o retorcimiento del catéter en un 1,6 %. En los 13 gatos de este mismo estudio se observó el enrollamiento del catéter en el tejido subcutáneo en un 15 %, kinking o retorcimiento en un 7,7 % y obstrucción también en un 7,7 % (Gradner et al. 2019). En nuestra experiencia, los puntos críticos en este procedimiento son la elección del tipo de válvula y la sujeción del catéter ventricular al cráneo en razas grandes que se puede lograr mediante la inserción de un tornillo (figura 15).

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Bibliografía:

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Seis errores comunes en la toma de muestras para citología y cómo evitarlos

Mejorar la calidad de las extensiones citológicas es fundamental para evitar errores y garantizar que esta técnica aporta todas sus ventajas diagnósticas.

Sofía García López

Veterinaria responsable de Citopet, Servicio veterinario de Citología y Oncología Imágenes cedidas por la autora.

La citología es una técnica poco invasiva y económica que nos aporta mucha información útil sobre nuestros pacientes. Además, no requiere una formación específica para su uso ni, en la mayoría de las ocasiones, una sedación del paciente. No obstante, se necesitan unos conocimientos mínimos para realizar un procedimiento adecuado y obtener resultados que sean de utilidad para nuestro abordaje clínico.

En este artículo vamos a tratar los errores más comunes en la técnica de toma de muestras para citología. Si los evitamos, mejorará considerablemente la calidad de nuestras extensiones y, por lo tanto, la utilidad de este procedimiento. que empleamos para la toma de nuestras citológicas.

Información sobre el paciente

Otro factor importante, según los artículos referidos, y también en la experiencia de la autora, es la información sobre el paciente que se envía al laboratorio ya que en algunas ocasiones, cuando varios diagnósticos son posibles, es fundamental para inclinarnos hacia el correcto.

Conocimiento de su verdadera utilidad diagnóstica

Por otro lado, existe un factor muy común, no relacionado con la técnica empleada, que hace que los veterinarios clínicos la utilicen con menor frecuencia de la que deberían: la creencia de que su resultado es el final de nuestro abordaje clínico. La citología nos proporciona información muy valiosa para tomar decisiones acertadas con nuestro paciente pero, al no ser una prueba concluyente en la mayoría

Hay pocos estudios que abordan qué factores son los que determinan que una muestra sea relevante para el laboratorio y, los que hay, nos hablan de la importancia de la apariencia externa de la extensión citológica, así como de mayor probabilidad de éxito en lesiones superficiales.

Queremos muchas células diagnósticas y poca contaminación sanguínea. Por este motivo, cuanto más fina sea la aguja, mejor para lograr nuestros objetivos. Lo ideal es introducir la aguja dentro de la lesión u órgano que queremos puncionar, realizar movimientos rápidos y cortos y sacar la aguja rápidamente, antes de que comience el sangrado para evitar contaminar nuestra muestra (técnica del pájaro carpintero).

Consideraciones previas sobre la citología

Relevancia de la muestra

Hay pocos estudios que abordan qué factores son los que determinan que una muestra sea relevante para el laboratorio y, los que hay, nos hablan de la importancia de la apariencia externa de la extensión citológica, así como de mayor probabilidad de éxito en lesiones superficiales. Estos dos factores están íntimamente relacionados con la técnica de las ocasiones, lo que nos dice es cuál va a ser el siguiente paso a dar en el diagnóstico de la enfermedad: ésa es su verdadera utilidad.

Puntos críticos para evitar errores comunes

Tipo de aguja

Cuando vamos a realizar una citología en nuestra clínica, lo primero que debemos hacer es preparar el material, que es sencillo: solo necesitamos agujas adecuadas, portas y una jeringuilla para la expulsión del contenido de la aguja.

El primer factor que nos puede llevar a obtener una muestra no representativa es el tipo de agujas que utilizamos. En este punto hay opiniones para todos los gustos, pero hay que tener en cuenta una máxima: queremos muchas células diagnósticas y poca contaminación sanguínea. Por este motivo, cuanto más fina sea la aguja, mejor para lograr nuestros objetivos. Las más utilizadas son las del calibre 27G (color gris) y 25G (color naranja), y hay que tener en cuenta un detalle importante: lo ideal es usar las agujas de longitud larga (40 mm) para acceder adecuadamente al punto donde nos interesa tomar la muestra.

¿Quiere decir esto que no se pueden utilizar otro tipo de agujas? Por supuesto que no si los resultados son buenos. Pero, si un problema frecuente en nuestras citologías es la contaminación sanguínea, este es uno de los factores clave para evitarla.

Técnica de toma de muestras

Un segundo aspecto donde solemos cometer errores y, casi el más importante de todos, es la técnica con la que tomamos la muestra. Lo ideal es introducir la aguja dentro de la lesión u órgano que queremos puncionar, realizar movimientos rápidos y cortos y sacar la aguja rápidamente, antes de que comience el sangrado para evitar contaminar nuestra muestra (técnica del pájaro carpintero).

Todo esto lo realizaremos solo con la aguja que hemos elegido, sin aspirar, ya que el aspirado favorece la contaminación sanguínea pero no mejora la cantidad de células que obtenemos (salvo en aisladas ocasiones de tumores mesenquimales muy poco exfoliativos, en los que puede que sea necesario aspirar para obtener células representativas).

Una vez realizado este movimiento rápido, sacaremos la aguja y la conectaremos a nuestra jeringuilla de 5 ml que tendremos cargada de aire previamente.

Colocación de la muestra sobre el porta

Otro error que hace que las muestras puedan ser de menor calidad es la expulsión de la muestra sobre el porta. Es verdad que hay que hacer fuerza para que salga correctamente el contenido de la aguja, pero esta debe estar cerca del portaobjetos para que su contenido no se disperse en aerosol por toda la superficie del porta, provocando que no podamos extenderlo de manera adecuada. Lo ideal es hacerlo en una sola gota o, por lo menos, que toda la muestra esté en